la micropropagación de caña de azúcar y sus implicaciones

Micropropagación de caña de azúcar EEZ-CSIC Santander Universitario, agosto de 2004 Jesús Muñoz Rojas

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Título

La micropropagación de caña de azúcar y sus implicaciones.

Autor

Jesús Muñoz-Rojas

Institución Dpto. Bioquímica, Biología Celular y Molecular de Plantas Estación Experimental del Zaidín CSIC Granada, España

Título corto: Micropropagación de caña de azúcar

Palabras clave: Micropropagación, callo, plántula, explante, diferenciación.

Prof. Alvareda No. 1. Granada, España.

Tel. 954 32 58 73

Dirección electrónica: [email protected]


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La micropropagación de caña de azúcar y sus implicaciones. Introducción La caña de azúcar es una planta de gran interés agrícola que se cultiva ampliamente

en los países tropicales con una producción mundial promedio en los últimos cinco años de

1, 291,763,450 MT (millones de toneladas) (Food and Agriculture Organization [FAO],

2003). La mayor parte de la producción mundial es destinada para la obtención de azúcar.

Sin embargo, diversos productos pueden obtenerse a partir de esta planta, entre los que

destaca el alcohol etílico que es usado ampliamente en Brasil como combustible renovable

(Boddey, 1993; Baldani y col., 2002). El alcohol etílico, además, es un combustible que es

degradado completamente a CO2 y H2O; productos que pueden considerarse inocuos para

el medio ambiente.

Uno de los principales problemas en el cultivo de caña de azúcar, es el elevado

nivel de nitrógeno combinado que la planta requiere para su desarrollo, lo cual se traduce

en un elevado costo para la producción de azúcar. Razón por la que actualmente se prefiere

usar jarabe de maíz (con alto contenido de fructosa) como edulcorante (Higley y White,

1991) en lugar del azúcar obtenido a partir de la caña de azúcar. Este jarabe se obtiene a

partir de almidones de de maíz, usando un proceso que involucra una hidrólisis del almidón

hasta glucosa y su conversión a fructosa mediante una enzima llamada glucosa isomerasa

(Vuilleumier, 1993). Aún cuando, el proceso enzimático para la obtención de jarabe de

maíz es económico, el uso de éste jarabe tiene el inconveniente de que puede resultar

perjudicial para la salud de las personas (Bray y Popkin, 1998; Bray y col., 2004),

causando obesidad. Una alternativa para evitar este riesgo innecesario es volver a obtener

azúcar a partir de la caña de azúcar, usando plantas que requieran un bajo nivel de

fertilizante nitrogenado con rendimientos elevados de producción.

En Brasil la caña de azúcar ha sido tradicionalmente fertilizada con bajas cantidades

de nitrógeno debido a su escasez, lográndose rendimientos similares a los obtenidos en

cultivos fertilizados con altas cantidades de nitrógeno (Boddey y col., 1995). Además, en

Brasil no se ha detectado disminución de las reservas de nitrógeno del suelo donde se

cultiva caña de azúcar a pesar de décadas de cultivo. Esto en conjunto sugirió que el

proceso de Fijación Biológica de Nitrógeno (FBN) está ocurriendo en las plantas de caña

de azúcar cultivadas en Brasil (Boddey y col., 1995; Baldani y col., 1997; 2002). En


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diversos trabajos se ha demostrado que la FBN se lleva a cabo en gramíneas (Boddey y

col., 2000) y particularmente en la caña de azúcar (Lima y col., 1987; Urquiaga y col.,

1992; Yoneyama y col., 1997). En estos trabajos se observó que algunas variedades

obtienen hasta el 70% de nitrógeno a través de la FBN pero en otras no se observó

contribución alguna mediante este proceso. A pesar de que se han aislado muchas bacterias

tanto de la rizósfera como endófitas de la caña de azúcar, no se conoce cual de ellas podría

contribuir con la mayor tasa de FBN (Asis y col., 2000; Cavalcante y Döbereiner, 1988;

Olivares y col., 1996; Ruschel, 1981). Se ha sugerido que las bacterias endófitas de la

caña de azúcar contribuyen, de manera más significativa que las rizosféricas en el proceso

de FBN (Döbereiner, 1992), ya que este tipo de bacterias podrían escapar a los efectos

fisicoquímicos adversos del suelo, así como a la competencia con otros microorganismos

en éste ambiente y podrían recibir de una forma más directa los nutrientes necesarios para

su multiplicación y para la expresión de la FBN. Durante mucho tiempo se pensó que la

bacteria Gluconacetobacter diazotrophicus podría ser una de las especies que más

contribuye con la tasa de FBN observada en este cultivo (Cavalcante y Döbereiner, 1988;

Boddey y col., 1995, James, 2000; Sevilla y Kennedy, 2000), ya que bajo condiciones in

vitro, esta bacteria crece y fija nitrógeno óptimamente en condiciones de acidez y

concentraciones de sacarosa similares a las encontradas en el interior de fluidos de la caña

de azúcar. Se sugirió también que G. diazotrophicus podría promover y aumentar el

crecimiento de la caña de azúcar a través de efectos hormonales (Fuentes-Ramírez y col.,

1993) debido a su capacidad de producir ácido indol acético (IAA) y giberelinas (Fuentes-

Ramírez y col., 1993; Bastian y col., 1998).

Usando plantas de caña de azúcar micropropagadas (libres de bacterias) mediante

técnicas de cultivo de tejidos, ha sido posible comprobar que G. diazotrophicus es capaz de

colonizar distintos tejidos de la caña de azúcar, así como también de estimular el

crecimiento de la planta (Muñoz-Rojas y Caballero-Mellado, 2003; Sevilla y col., 2001),

predominantemente a través de mecanismos de tipo hormonal (Sevilla y col., 2001) y en

dependencia del genotipo bacteriano y la variedad de caña de azúcar (Muñoz-Rojas y

Caballero-Mellado, 2003). Aunque el cultivo de tejidos de la caña de azúcar fue propuesto

y desarrollado por Heinz y Mee (1969) con el objetivo de preservar el germoplasma, en la

actualidad la micropropagación vegetativa es una técnica adecuada para la obtención de


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cientos de plántulas con características idénticas y libres de bacterias (axénicas), que sirven

para llevar a cabo experimentos de inoculación bacteriana, evaluar los sitios de

colonización y sus efectos sobre la planta ya sea benéficos o patogénicos.

En éste trabajo describimos la forma detallada de micropropagar, de una forma más

rápida y fácil, a diferentes variedades de caña de azúcar y también mostramos como se

pueden inocular de una forma sencilla a éstas plántulas micropropagadas con la bacteria

endófita de interés agronómico G. diazotrophicus.

Materiales y métodos Variedades de caña de azúcar

En el presente trabajo fueron usadas distintas variedades de caña de azúcar (Tabla

1), obtenidas de sitios geográficos distintos, en años diferentes y con características

fenotípicas distintas.

Tabla 1. Variedad Zona de obtención Año Caracteríastica principal MY 5514 Cuba (MY=Mayari) 1955 Ampliamente distribuida…* MEX 57473 México 1957 Producción alta de azúcara MEX 69290 México 1969 Producción media de azúcara CP 72-2086 Florida (CP=Canal Point) 1972 Alta producción b SP 70-1141 Brasil (SP=Sao Paulo) 1970 ----------------------------- ZMEX 5532 México 1955 Producción baja de azúcara * Ampliamente distribuida en el estado de Morelos, México. a) Gutierrez-Miceli y col., 2002. b) Variedad ampliamente cultivada en Florida con alta producción en condiciones de sequía o en presencia de agua (Glaz y col., 2002). Obtención del meristemo apical

El meristemo apical contiene la célula germinal con la capacidad de diferenciarse.

Plantas adultas de las diferentes variedades de caña de azúcar, entre 5-8 meses de edad,

fueron usadas para obtener el meristemo apical (Heinz y Mee, 1969). Los tallos fueron

cortados y deshojados parcialmente, dejando los entrenudos superiores sin deshojar con un


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extremo de punta (hoja). Estos tallos que contienen el meristemo apical fueron etiquetados

y transportados, con agua en la base de los tallos, hasta el laboratorio.

Una vez en el laboratorio, los tallos son nuevamente deshojados y cortados en

ambos extremos hasta obtener un tallo con hoja de aproximadamente 20 cm de longitud.

Estos pequeños tallos son colocados en botellas pyirex de 1 L de capacidad, y lavados

durante 60 segundos con una solución que contiene etanol al 70% con dos gotas de tween

20, para la desinfección del material. La solución es decantada y se realizan dos lavados

con agua destilada estéril. A continuación los tallos dentro de la botella son sometidos a

esterilización química, llenando la botella con una solución de hipoclorito de sodio al 1.5 %

y agitando suavemente durante 20 minutos. El hipoclorito de sodio es decantado y el

exceso es enjuagado, realizando 5 lavados de 5 minutos cada uno, con agua destilada

estéril, en condiciones de esterilidad. Los tallos esterilizados son manipulados con pinzas y

material estéril en el resto del desarrollo del explante. Cuidando la orientación de los tallos,

estos son deshojados con mucho cuidado usando bisturís estériles, cada vez el tamaño de

los esquejes se va haciendo más pequeño, simulando a una pirámide. Una vez que se ha

observado la ubicación del meristemo apical (cúspide de la pirámide), se procede a cortar

en finas rodajas al delgado tallo, dentro de una solución de citrato de sodio al 1%. El citrato

de sodio impide el proceso de oxidación el cual es una limitante en el proceso de la

obtención de un explante. Debe de tenerse mucho cuidado ya que es muy importante no

perder la dirección correcta de las rodajas, pues células colocadas en dirección incorrecta

no generan callo. Una vez obtenidas las rodajas, estas son colocadas sobre medios de

cultivo MS (Murashigue y Skoog, 1962) suplementado con 10% de agua de coco,

conteniendo además 2 hormonas: 1 mg de cinetina y 3 mg o una cantidad exagerada (15

mg) de ácido 2,4-Diclorofenoxiacético (2,4 D).

Nota: a) Si la dirección de la rodaja fue perdida, entonces ésta se colocará

perpendicularmente al medio. b) El tiempo que transcurre desde que el tallo es esterilizado

y enjuagado hasta que se colocan las rodajas en el medio MS, no debe superar los 15

minutos. Tiempos superiores pueden disminuir la eficiencia de la obtención de callos.


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Obtención de callos

Los frascos conteniendo los explantes realizados fueron cubiertos con papel

aluminio para evitar el paso de luz (la cual genera oxidación en las células) y fueron

colocados en una cámara de incubación que oscilaba entre 25-28oC. Cuando los explantes

fueron colocados en MS con 3 mg de 2,4 D, estos se dejaron en oscuridad hasta la

aparición de los primeros callos. Mientras que los explantes colocados en MS con 15 mg de

2,4-D fueron dejados en oscuridad solamente durante 5 días y pasados a medios MS sin

hormonas hasta la aparición de callos. Es importante resaltar que en el segundo caso los

explantes sufrieron un efecto de oxidación generado posiblemente por la presencia de

hormona en exceso. Los explantes fueron dejados en oscuridad hasta la aparición de los

primeros callos.

Diferenciación a plántulas

Los frascos con brotes de callos fueron pasados cámaras con un fotoperiodo de

luz/oscuridad 16/8, provisto por una lámpara fluorescente fría (50 µmol m-2s-1), entre 25-

28oC, donde las células se diferenciaron a plántulas. Inicialmente se observó la aparición de

puntos verdes de los cuales derivaron cientos de plántulas. Los brotes verdes fueron

transferidos a medios MS nuevos sin hormonas e incubados bajo las mismas condiciones

de fotoperiodo y temperatura.

Individualización

Las plantas diferenciadas, una vez que han enraizado, fueron separadas bajo

condiciones de esterilidad y trasplantadas en tubos gordos, de 2.5 de ancho X 20 cm de

largo tipo pyrex, conteniendo 10 ml de medio MS sin hormonas. Cabe señalar que los tubos

están tapados con algodón estéril, ya que éste permite el paso constante de aire pero

mantiene la esterilidad; lo cual permite una mejor adaptación de las plantas cuando son

transferidas a macetas a condiciones de invernadero. Las plántulas crecieron bajo las

condiciones previamente descritas hasta que alcanzaron el borde superior del tubo (40 días

aproximadamente). Las plántulas obtenidas son clasificadas de acuerdo al tamaño, para

homogenizar los experimentos.


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Evaluación de contaminación de callos y plántulas.

La presencia de contaminación bacteriana en callos y plántulas se evaluó macerando

muestras de callos ó plántulas (dilución 1:9 p/v) y cultivandolas sobre diferentes medios de

cultivo: Rojo Congo (Rodríguez-Cáceres, 1982), MacConkey, LB (Luria Bertani), PY

(peptona de levadura), LGI (Cavalcante y Döbereiner, 1988), y MESMA (Fuentes-

Ramírez y col., 1999). Los callos ó los lotes de plántulas contaminados fueron descartados.

Inoculación de plántulas

Las plántulas de tamaño similar fueron usadas para evaluar la colonización de G.

diazotrophicus en la caña de azúcar. La inoculación de la bacteria se realizó colocando la

raíz de las plántulas micropropagadas en una suspensión bacteriana durante una hora,

posteriormente estas fueron colocadas en vermiculita estéril y regadas con una solución que

contiene las sales necesarias y una proporción basal de nitrato de amonio (10 mg). Las

plantas son colocadas bajo condiciones de invernadero, regadas con agua estéril

periódicamente y evaluadas de acuerdo al experimento realizado en los tiempos requeridos,

días posteriores a la inoculación (dpi) (Muñoz-Rojas y Caballero-Mellado, 2003).

Cepas bacterianas usadas para evaluar la colonización de plántulas micropropagadas

y condiciones de crecimiento.

Las cepas usadas pertenecen a la especie de G. diazotrophicus, una bacteria aislada

como endófita de caña de azúcar y son las siguientes: PAl 3, PAl 5T, UAP 5560

(Caballero-Melaldo y col., 1995) y la UAP 5541 portando el plásmido pRGS561

(Fuentes-Ramírez y col., 1999). Las cepas fueron crecidas durante 48 horas en medio

liquido MESMA a 30oC y fueron inoculados en medio nuevo y crecidas hasta una densidad

óptica 0.8 a 450 nm (108 UFC/ml). Las células fueron centrifugadas y lavadas 2 veces con

una solución de MgSO4 10 mM. Finalmente las células fueron resuspendidas en el mismo

volumen inicial, y la suspensión final fue usada para inocular a las plántulas. A los 30 dpi

se llevó a cabo la evaluación de la colonización


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Colonización

La colonización de la bacteria inoculada fue evaluada mediante microscopia

electrónica, usando muestras de tallos como se ha descrito por Fuentes-Ramírez y col.

(1999) y además contabilizando el número de bacterias presentes en rizósfera o como

endófitas de raíz y tallo (Muñoz-Rojas y Caballero-Mellado, 2003) a los 30 dpi.

Resultados Obtención de callos

Los callos de algunas variedades de caña de azúcar se obtuvieron en un tiempo de

aproximadamente 30 días, usando MS con 3 mg de 2,4-D, no obstante, las variedades MY

5514, CP 72-2086 y la SP 70 1141 sufrieron oxidación en el transcurso de los días y no fue

posible obtener callo (Tabla 2). Sin embargo, cuando se usó una dosis tóxica de 2,4-D (15

mg), se observó que a los 5 días todos los explantes muestran la aparición de zonas cafés

(inicio de oxidación); pero cuando los explantes son transvasados a medios sin hormona las

zonas cafés retornaron a un color normal y comienzan a generar callo entre los 10 a 20 días

posteriores dependiendo de la variedad de caña de azúcar (Tabla 2), ganando tiempo en la

obtención de plántulas. Es importante destacar que usando la segunda metodología fue

posible obtener callo de todas las variedades de caña de azúcar exploradas (Foto A).

Tabla 2. Obtención de callos de diferentes variedades de caña de azúcar. Variedad de caña Aparición de callos (días) de azúcar 5 10 15 20 25 30 35 40 MY 5514 (a) - - - - - - - + MY 5514 (b) - - + + ++ +++ +++ +++ MEX 57 473 (a) - - - - - + + ++ MEX 57 473 (b) - - + + ++ +++ +++ +++ MEX 69 290 (a) - - - - - + + ++ MEX 69 290 (b) - - - + ++ +++ +++ +++ CP 72-2086 (a) - - - - - - - - CP 72-2086 (b) - - - - + + ++ +++ SP 70 1141 (a) - - - - - - - - SP 70 1141 (b) - - - - + + ++ +++ ZMEX 5532 (a) - - - - + + ++ +++ ZMEX 5532 (b) - - + + ++ +++ +++ +++ a) Explantes colocados en MS con 3 mg 2,4-D. b) Explantes colocados en MS con 15 mg 2,4-D. + Significa la aparición de callos y su propagación (++, +++).


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Diferenciación a plántulas

La diferenciación a plántulas desde que los callos son expuestos a la luz hasta la

obtención de una planta individualizada fue de alrededor de 90 días. Una vez que los callos

fueron expuestos a la luz se observó la aparición de zonas verdes desde los 5 días

posteriores a la exposición de la luz. Estas zonas fueron incrementando con el tiempo (Foto

B). Cada punto verde se diferenció hasta formar plántulas pequeñas (Foto C) que fueron

creciendo en forma de macollos (Foto D). Estos macollos fueron periódicamente limpiados

de las zonas de oxidación (zonas negras), bajo condiciones de esterilidad, y divididos en

macollos más pequeños (Foto E). Las plántulas fueron finalmente individualizadas en

tubos independientes en donde crecieron hasta alcanzar el tamaño adecuado (Foto F y G)

para llevar a cabo la inoculación.

Foto A

Callos obtenidos 30 díasdespués del explante de lavariedad MY 5514.

Foto B

Callos al inicio de ladiferenciación a plántula 15días después de exposición ala luz (var. MEX 57 473).Zonas verdes indican elinicio de la fotosíntesis.


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Foto C

Callos en la etapa dediferenciación a plántula 30días después de exposición ala luz.

Macollo de plántulas diferenciadasa partir de callos después de 70días de exposición a la luz.

Foto D

Macollo dividido apartir de otro comoen D y después deeliminar las zonasde oxidación.

Foto E Foto F

Plántula individualizadaa partir de macollo (E)90 días después de laexposición a la luz.


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Inoculación y colonización de G. diazotrophicus en la caña de azúcar

Las plántas micropropagadas, listas para llevar a cabo la inoculación, fueron

obtenidas en un periodo de 4 meses. Todas las plántulas de caña de azúcar evaluadas

estuvieron libres de bacterias. La inoculación de G. diazotrophicus en plantas

micropropagadas, fue efectiva sumergiendo las plántulas durante una hora en la suspensión

bacteriana (Esquema 1; Foto H). Este tiempo fue suficiente para que la bacteria entre a la

planta y se establezca en el interior de la raíz y tallo (Foto J; Tabla 3). El No. UFC/g de

planta de G. diazotrophicus que se establece en raiz a los 30 dpi (Foto I) oscila entre 104 y

105 dependiendo de la variedad de caña de azúcar (Tabla 3).

Foto G

Plántulas individualizadas 120 días después de la exposición a la luz.

Esquema 1. Esquema deinoculación de plántulas de caña deazúcar y transplante posterior enmacetas conteniendo vermiculitaestéril. Las plántulas trasplantadasfueron regadas posteriormente conla solución de MS modificada y unnivel adecuado de nitrógeno. Elexperimento en el invernadero sellevó a cabo bajo condiciones deesterilidad.


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Foto J. Micrografía que muestra como G. diazotrophicus (UAP 5541) está colonizando en interior de los tejidos del tallo de la caña de azúcar. NOTA: Las fotos de éste trabajo derivan del trabajo de Tesis Doctoral de Jesús Muñoz-Rojas (2003).

Foto H. Inoculación de plántulasmicropropagadas de caña de azúcarcon G. diazotrophicus. La raíz fuesumergida durante una hora en unasuspensión bacteriana (1X108

UFC/ml).

Foto I. Plantas de 30 dpi (díasposteriores a la inoculación) en condiciones de invernadero.


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Tabla 3. Colonización de G. diazotrophicus en el interior de raíces de caña de azúcar. Cepa de G. diazotrophicus Variedad de caña de azúcar --------------------------------------------------------------------- MEX 57473 MY 55-14 CP 72 2086 UAP 5560 4.95 (± 0.40) 5.12 (± 0.53) 4.62 (± 0.94) PAl 5T 5.46 (± 0.58) 4.86 (± 0.63) 3.39 (± 0.90) PAl 3 4.61 (± 0.23) 5.09 (± 0.63) 4.72 (± 1.03) Los números de la tabla son el Log (UFC de G. diazotrophicus/g de peso fresco de planta) detectado en el interior de raíces de diferentes variedades de caña de azúcar. Cada valor representa el promedio de 5 determinaciones seguido por la desviación estándar en paréntesis. El número de bacterias que colonizó a la variedad MEX 69290 es similar al de la variedad MY 5514 y el número de bacterias que colonizó a la variedad SP 70 1141 es similar al de la variedad CP 72 2086. Los datos fueron tomados de Muñoz-Rojas y Caballero-Mellado (2003).

Discusión Diferentes han sido las metodologías desarrolladas para micropropagar a la caña de

azúcar (Heinz y Mee, 1969; James y col., 1994; Kaizu y col., 2002). En general ha sido

observado que dependiendo de la variedad de caña de azúcar se requiere de cierta

concentración de hormonas (Cinetina y 2,4-D) para conseguir la obtención de callos

(Lozano-Rojas, 1985). Sin embargo, en este trabajo observamos que usando 15 mg de 2,4-

D, aparentemente los explantes tomaron la proporción de hormona suficiente para su

desarrollo y cuando fueron transferidas a un medio MS sin hormona, la cantidad previa de

hormona tomada fue adecuada para inducir la formación de callo en todas las variedades de

caña de azúcar exploradas.

La diferenciación a plántulas fue muy similar en todas las variedades (alrededor de

90 días) y no fue una limitante en la micropropagación de la caña de azúcar. En acuerdo

con Heinz y Mee (1969) fueron obtenidos cientos de plántulas de tamaño uniforme, que

podrían usarse para una gran diversidad de experimentos u objetivos. Por ejemplo, ha sido

demostrado que la propagación vegetativa tiene beneficios grandes para obtener líneas

estables de plantas altamente heterocigóticas, así como los genotipos de papaya (Drew

1988; 1992), donde la forma tradicional de propagación ha fallado para producirlas. La

micropropagación ha sido usada también para la multiplicación rápida durante la liberación

de una nueva variedad antes de su propagación por métodos convencionales, por ejemplo,


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con la piña (Drew 1980) y la fresa (Damiano y col., 1983). La micropropagación provee

un medio de almacenaje de germoplasma para mantener un stock libre de enfermedades, en

condiciones de medioambiente controladas (Wilkins y Dodds, 1983; Withers, 1989) y a

largo plazo por medio de la cryo-preservación (Kartha, 1985) a temperaturas bajas (-

70oC). Además, las plantas micropropagadas también pueden usarse para evaluar la

colonización de bacterias y la localización de bacterias endófitas (James y col., 1994;

2001), así como los efectos de inoculación bacteriana (Muñoz-Rojas y Caballero-

Mellado, 2003; Sevilla y col., 2001). En el presente trabajo, se evaluó la colonización de

G. diazotrophicus en la caña de azúcar, mostrándose que la bacteria es capaz de colonizar a

las plántulas de caña de azúcar micropropagadas, cuando éstas se sumergen durante una

hora en una suspensión bacteriana. Además, G. diazotrophicus es capaz de establecerse en

el interior de la planta en números similares a los reportados en plantas de caña de azúcar

cultivadas en campo (Fuentes-Ramírez y col., 1993; Reis dos y col., 2000). Por otro lado,

los callos generados en la micropropagación pueden ser usados para la transformación de

células con ADN de interés (Drew, 1995). Algunas ventajas adicionales de contar con

plantas micropropagadas de caña de azúcar han sido puntualizadas en trabajos pasados

como son: A) se cuenta con una mayor proporción de caña destinada como semilla, así el

área destinada para producir plantillas para semilla es reducida y el área destinada para la

producción del cultivo de caña de azúcar es aumentada (Taba y col., 1998). B) La

micropropagación de caña de azúcar es mucho más rápida que la propagación natural, así

que un cultivar nuevo se puede diseminar rápidamente. C) La productividad por unidad de

área es mucho mayor (Teyura y Tokumoto, 1999).

Aún cuando ha sido planteado que podría generarse variación somaclonal en plantas

derivadas de cultivo de tejido (Drew, 1995), los resultados de colonización de G.

diazotrophicus observados, en plantas obtenidas por micropropagación en éste trabajo, son

muy uniformes en cada variedad, mostrando que las plantas tienen características muy

similares dentro de la misma variedad de caña de azúcar y que sus características

principales para realizar una interacción con bacterias benéficas son mantenidas.

Las plántulas de caña de azúcar micropropagadas por cultivo de tejidos pueden

usarse para buscar a la mejor bacteria benéfica o grupos de bacterias benéficas (fijadoras de

nitrógeno, estimuladoras de crecimiento, productoras de sustancias antagonistas de


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patógenos) que se asocian con las plantas. Con esas mejores asociaciones se podría

aumentar la productividad de la caña de azúcar y se pueden disminuir los costos de

producción beneficiando a la industria azucarera y a la producción de biocombistible

(etanol); lo cual a su vez podría tener un impacto positivo en el medioambiente, debido a

que éste tipo de combustibles no contaminan el medio ambiente. Otros esfuerzos también

se están realizando para disminuir los costos de producción de la caña de azúcar, por

ejemplo, se están investigando el mecanismo de acumulación de sacarosa de éste tipo de

plantas (Gutierrez-Miceli y col., 2002), para en un futuro poder contar con linajes de caña

de azúcar que acumulen una mayor proporción de sacarosa y con mayor rentabilidad. La

parte más costosa de la micropropagación de caña de azúcar es la división y transplante de

las plántulas. Sin embargo, Okamoto y col., (1998) diseñaron un sistema robotizado para la

automatización de la división y el transplante de plántulas de caña de azúcar

micropropagadas. La automatización de la micropropagación de la caña de azúcar (Kaizu

y col., 2002), desencadenará sin duda una disminución en los costos de producción de éste

tipo de material biológico.

Agradecimientos

Agradezco la colaboración de la Bióloga Yesenia Castellanos y la M. C. Sandra

Hernández-Bustillos por el trabajo que desempeñaron en la micropropagación de la caña de

azúcar. Al Dr. Jesús Caballero-Mellado por darme la oportunidad de trabajar en su grupo

de investigación en el CIFN-UNAM. Agradezco profundamente al Banco Santander

Central Hispano por darme la oportunidad de continuar mis estudios en España.

Jesús Muñoz-Rojas es actualmente financiado mediante el convenio BSCH-CSIC.

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