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CUADRO HEMATICO_primeras artes.indd 1 13/05/2010 02:23:51 p.m.

Reporte gráfico del cuadro hemático automatizado.

Relación con el frotis de sangre periférica

Aura Rosa Manascero Gómez, Msc.


Reporte gráfico del cuadro hemático automatizado.

Relación con el frotis de sangre periférica

Aura Rosa Manascero Gómez, Msc.

Salvador Alcántara, María Franci Sussan Álvarez, Brigitte Luis Guillermo Baptiste, Hortensia Caballero Arias,

Olga Lucía Castillo Ospina, Luciano Concheiro Bórquez, María Cecilia Conci, Paulo Dabdab Waquil, Andrés Etter,

Darío Fajardo Montaña, Juan Guillermo Ferro M., Jaime Forero Álvarez, Ana Camila García López,

Sergio Grajales Ventura, Laura Milena Guerrero Cardozo, José Álvaro Hernández Flores, Heitor Marcos Kirsch,

Gisela Landázuri Benítez, Pilar Lizárraga, Luis Llambí, Liliana López Levi, Fabio Lozano, Bernardo Mançano Fernandes,

Sahirine Martínez Landaeta, María Carolina Martínez Rodríguez, Luciano Martínez Valle, Yolanda Cristina Massieu Trigo,

Flor Edilma Osorio Pérez, Cledis Peccoud, Javier Ramírez Juárez, Nitya Rao, Sofía Rincón, Naxhelli Ruiz Rivera, Armando Sarmiento, Sergio Schneider, José Absalón Suárez Solís, Jean-Christian Tulet,

Carlos Vacaflores, Mireya Eugenia Valencia Perafán, Ezequiel Vitonás Talaga, Raúl Zibechi


Reservados todos los derechos© Pontificia Universidad Javeriana© Colciencias© Aura Rosa Manascero Gómez, Msc.

Primera edición: mayo de 2010, Bogotá, D.C.ISBN: 978-XXX-XXX-XXX-XNúmero de ejemplares: XXXXImpreso y hecho en ColombiaPrinted and made in Colombia

Editorial Pontificia Universidad JaverianaTransversal 4a Núm. 42-00, primer pisoEdificio José Rafael Arboleda, S.J.Teléfono: 3208320 ext. 4752www.javeriana.edu.co/editorialBogotá, D.C.

Corrección de estilo:_______________

Diagramación:María del Pilar Palacio Cardona

Diseño y montaje de cubierta:________________

Impresión:Javegraf

Facultad de Estudios Ambientales y Rurales

Prohibida la reproducción total o parcial de este material, sin autorización por escrito de la Pontificia Universidad Javeriana.


A mi familia, en especial a mis hijas, fuente inagotable de mi inspiración.Por la necesidad del mismo, a mis colegas bacteriólogas, a mis estudiantes de hoy y las del futuro; a quienes invito a hacer un alto en el camino para seguir creciendo, creando y aportando conocimientos. De igual forma, a todos los profesionales del área de la salud para quienes este libro ha sido de gran ayuda en la comprensión de los nuevos reportes del servicio de hematología.


Agradecimientos

A todas aquellas personas que contribuyeron con mi formación profesional.

A la Universidad Javeriana, por la gran oportunidad que me ha brindado para hacer de mi profesión una vocación y una

oportunidad para el crecimiento personal.A mis estudiantes de siempre, por la posibilidad

de aprender con ellos y de ellos.A Dios por su regalo de amor y vida, por poner en mi camino

seres maravillosos que han llenado mi vida de amor.En particular en esta segunda edición agradezco al Laboratorio

Clínico Colsanitas SA por su colaboración con los casos aportados.


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Introducción

Tres siglos después de que Antón Van Leeuwenhoek realizó la primera aproxi-mación a la descripción de la morfología de los glóbulos rojos, gracias al inven-to del microscopio,1 los investigadores continúan desarrollando tecnologías que permiten ampliar el conocimiento de las células sanguíneas. Los avances en esta dirección se han caracterizado por una tendencia permanente hacia el aumento en la exactitud del análisis, mayor número de parámetros de interés clínico repor-tados y la disminución de los riegos biológicos, para quien manipula muestras de origen biológico.

Estos desarrollos tuvieron su mayor auge a partir la década de los años se-tenta del siglo pasado; no obstante, el primer equipo automatizado llegó a nuestro país hasta 1983. Por lo tanto, muchos de los profesionales del área de la salud, que hoy ejercen, no tuvieron en su formación universitaria la oportunidad de tener acceso a información sobre las tecnologías automatizadas, y sin embargo, ahora se han convertido en parte de su rutina.

Como consecuencia del desconocimiento de los alcances de estos equipos, se han subutilizado parámetros valiosos en la clínica como los índices eritrocita-rios, reticulocitarios y plaquetarios.

Por otro lado, no se le ha dado el manejo correcto a los reportes gráficos y su relación con los hallazgos del Frotis de Sangre Periférica (FSP). Esta relación constituye una herramienta más en el control de calidad interno, que permite de-tectar problemas de exactitud y corregirlos en forma oportuna.

1 Biblioteca Encarta: http://encarta.msn.com/encyclopedia_761566325/anton_van_leeuwenhoek.html entahar, A; Izasa, S.A.


Reporte gráfico del cuadro hemático automatizado

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Este libro está organizado en cuatro capítulos: en el primer capítulo en-contrará la guía del reporte del cuadro hemático automatizado, parámetros, uni-dades de reporte, y la interpretación de los reportes gráficos. El segundo capítulo hace referencia al reporte del Frotis de Sangre Periférica (FSP) y su relación con el reporte gráfico. El tercer capítulo muestra algunos ejemplos de las principales alteraciones de histogramas y dispersogramas, y en el cuarto se presentan 52 casos de reporte del cuadro hemático con fotos del FSP.

En esta segunda edición se presentan los últimos desarrollos tecnológicos en equipos, cada vez más exactos y con los cuales es posible reportar un número mayor de parámetros de interés clínico.


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Capítulo i Cuadro hemátiCo automatizado

ANTECEDENTES DEL DESARROLLO TECNOLÓGICO EN HEMATOLOGÍA

El siglo XX se caracterizó por los aportes hechos a la fundamentación de la auto-matización y la estandarización de procesos, que son la base de lo que disponemos actualmente en los laboratorios para el recuento y caracterización de las células sanguíneas.

El primer reporte sobre un modelo para contar células de forma automá-tica fue publicado en 1934 por Andrew Moldavan,1 consistía en un tubo capilar montado sobre un microscopio óptico con un objetivo y un detector fotoeléctrico que registraba el paso de las células como un cambio en la intensidad de luz que recibía. Por diferentes circunstancias el sistema no pudo ser comercializado.

En las siguientes dos décadas, investigadores e inventores como Wallace Coulter y Crosland-Taylor desarrollaron los principios de las tecnologías que son la base de los equipos utilizados hoy.

Por su parte, en 1949 Coulter describió el principio que lleva su nombre y que patentó en octubre de 1953.2 A partir de 1958 se empezó a comercializar el primer contador de partículas Coulter Modelo A.3

1 Moldavan, A. “Photo-Electric Technique for the Counting of Microscopical Cells”. Science 1934. 24:80 188-189.2 Coulter, WH. “Hight speed automatic blood cell counter and cell size analyzer”. Proc Natl Electronics Conf. 1956; 12: 1034-1042.3 El prototipo se puede observar en: http://www.whcf.org/WHCF_WallaceHCoulter.htm consultada en diciembre 3 de 2007.



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Coulter define así el equipo con el que dio inicio a la era de los contadores automatizados:

El instrumento emplea un sistema de medición no óptico que provee un rango de medición que excede las 6.000 células individuales por segundo con un intervalo de conteo de 15 segundos. Una suspensión de células sanguíneas es pasada a través de un pequeño orificio simultáneamente con una corriente eléctrica. Las células sanguíneas individuales pasando a través del orificio producen un cambio de impedancia (resistencia) en el orificio el cual está determinado por el tamaño de la célula. El siste-ma cuenta las células individuales y provee distribución de tamaños. El número de células contadas por muestra es aproximadamente 100 veces mayor que los recuentos microscópicos, reduciendo el error estadístico aproximadamente 10 veces.

Simultáneamente, en Londres en 1953 Crosland y colaboradores4 inventa-ron una cámara de flujo basada en la inyección de la muestra a través de un capilar que se hacía cada vez más estrecho, y que conduce y centra el flujo de la muestra por medio de un fluido de arrastre. Este descubrimiento constituyó un aporte bá-sico para el desarrollo de la citometría de flujo. En esta misma dirección, en 1965 Katmentsky introdujo dos nuevos avances: el principio de la luz absorbida con el uso de la espectrofotometría y el de la medida multiparamétrica de luz dispersada. Fue el primero en emplear histogramas biparamétricos para la representación de los resultados. Posteriormente, Fulwyler5 describió el proceso de sorter electros-tático basándose en la tecnología de las impresoras por chorro de tinta. El primer citómetro de flujo con configuración ortogonal fue descrito por Van Dilla6 en el período 1967-1969, utilizando el modelo de la cámara descrita por Crosland-Taylor en la década anterior.

En los siguientes años se produjeron avances en el desarrollo de aplica-ciones, tanto en investigación básica como clínica, se hizo especial énfasis en el

4 Crosland-Taylor P.J. “A Device for Counting Small Particles suspended in a Fluid through a Tube”. Nat 1953; 3; 171: 37-38.5 Cram, LS. Arndt_Jovin, D. Mack NET Fulwyler, pioneer of flor cytometry and flor sorting (1936-2001) Cytometry A. 2005. 67:2; 53-54.6 Van Dilla, MA. Trujillo, TT. Mullaney. “PF and Ocultes, JR Cell Microfluorometry: A Method for Rapad Fluorescente Measurement”. Siente 1969. 163:3872; 1213-1214.


Aura Rosa Manascero Gómez

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estudio y desarrollo de técnicas para identificar el fenotipo de las células hemato-poyéticas y el análisis del ciclo celular.

En lo transcurrido del siglo XXI se ha producido un perfeccionamiento en el desarrollo del software basado en algoritmos,7 los equipos son de gran compleji-dad tecnológica y se ha ampliado su utilización diagnóstica, tanto en los laborato-rios con el aporte de nuevos parámetros de utilidad clínica, como en los bancos de sangre para el seguimiento de los donantes repetitivos y en el control de calidad de los derivados sanguíneos.

En el área clínica, la criometría de flujo ha permitido un mejor conoci-miento de las células tumorales de origen hematopoyético. Es así como la Orga-nización Mundial de la Salud (OMS) en el 2001 propuso una nueva clasificación de los tumores del tejido hematopoyético y linfoide basados especialmente en las características de inmunofenotipo y citogenética del clon tumoral.8

GENERALIDADES

Al hablar del tipo de tecnología empleada para realizar el cuadro hemático, es usual manejar el término “generación”, utilizándolo para agruparlos de acuerdo con el grado de automatización, el número de tecnologías empleadas para el aná-lisis celular, la cantidad de parámetros que analiza y el tipo de registro gráfico que realiza. Para mayor claridad, a continuación mencionamos la clasificación vigente, ventajas y desventajas de cada una.

Primera generación: cuadro hemático manual con el que se analizan cuatro pará-metros básicos: hematocrito, hemoglobina, recuento total y diferencial de leuco-citos. De acuerdo con la orden médica puede incluir un quinto parámetro con la lectura de la velocidad de sedimentación globular. El CHCM es el único índice eritrocitario secundario que se calcula de forma confiable con este método. Este índice es la única relación numérica que existe entre la hemoglobina y el hemato-crito, el cálculo debe estar entre 32 y 35%; cifras diferentes deben ser correlacio-nadas con anormalidades eritroides halladas en el (FSP), esta observación debe

7 Lehner, J. Greve, B. and Cassens, U. Automation in Hematology. Transfusion medicine and Hemotherapy. 2007; 34: 328-339.8 World Health Organization Classification of Tumours. Pathology and Genetics of Tumours of Haemato-poietic and Lymphoid Tisúes. IARC Press. Lyon, 2001.



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hacer parte de los criterios de calidad en el momento de revisar los resultados antes de entregar el reporte.

La exactitud de los resultados reportados en un hemograma manual, co-mo en todos los análisis de laboratorio, depende del cumplimiento estricto de los parámetros de calidad establecidos en los Procedimientos Operativos Estándar (POEs).9

Este método es incompatible con un volumen de muestras medio o alto; ya que la presión del volumen trae consigo variaciones en los POEs, lo cual propicia errores analíticos. Adicionalmente, con frecuencia se presentan errores posanalí-ticos en el reporte de los resultados que se deben adquirir de un libro de registro para pasarlo a un formato de reporte.

De igual forma, no se recomienda la práctica manual para laboratorios, que teniendo volúmenes bajos de muestras (que es una de las condiciones) atiende pacientes con enfermedades crónicas. Es importante tener la posibilidad de de-tectar, de forma temprana cualquier tipo de alteración celular en estos pacientes, esta probabilidad se aumenta al incrementar el número de parámetros de interés clínico, como los reportados con los equipos automatizados.

Como ya se mencionó, el único índice eritrocitario que se puede calcular cuando se realiza un cuadro hemático manual es el CHCM. Se incurre en graves errores cuando se informan índices eritrocitarios a partir de un recuento de gló-bulos rojos realizado en cámara. El factor de error en este recuento es superior al 40%, por lo tanto, no hay circunstancia que amerite hacerlo, y menos si es para calcular índices eritrocitarios secundarios. En este caso, la única aproximación sobre alteraciones morfológicas de los eritrocitos se podrá lograr haciendo la ob-servación directa del FSP como se recomienda en el segundo capítulo.

Segunda generación: cuadro hemático semiautomatizado, actualmente está en desuso, implicaba un trabajo de predilución, que produce errores de precisión y exactitud en los recuentos.

Tercera generación: cuadro hemático automatizado realizado por equipos que uti-lizan la impedancia eléctrica como principio para el recuento de células y la medi-ción de su tamaño. Presenta gráficos que representan la frecuencia de distribución de tamaños en histogramas uniparamétricos de glóbulos rojos, plaquetas y un

9 Manascero, A.R. Prácticas de hematología. En proceso de publicación.



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diferencial de glóbulos blancos en tres partes. Reporta 18 parámetros, es el equipo ideal para trabajar en laboratorios de baja a media complejidad.

Cuarta generación: estos equipos utilizan los principios del sistema óptico que opera con luz láser, el cual permite estimar la complejidad de las células además de contarlas y medir su tamaño. Esta variable adicional aumenta el número de pa-rámetros que son medidos en forma directa como la Hemoglobina Corpuscular Media (HCM) y mejora el sistema de discriminación de glóbulos blancos para su recuento diferencial, los agrupa en cinco tipos de células, que representa gráfica-mente en un dispersograma; adicionalmente su software incluye la presentación de los histogramas de distribución de tamaños para glóbulos rojos y plaquetas. Reporta de 22 a 24 parámetros, ya que algunos están acondicionados con un mó-dulo para recuento de reticulocitos.

Así como los equipos de tercera y cuarta generación están indicados para laboratorios que manejan volúmenes bajos o medianos de cuadros hemáticos y para laboratorios que operan en niveles de complejidad I o II. Los equipos de quinta y sexta generación están diseñados para laboratorios especializados, de mayor complejidad y con un volumen alto de muestras, por lo general en niveles de complejidad III o IV.

Quinta generación: se caracterizan porque utilizan un sistema hidrodinámico de flujo de partículas, emplean sistemas de lisis diferencial, manejan más de una tecnología para contar y cualificar células. Usan, de forma combinada, princi-pios eléctricos, de radio frecuencia, polarización de luz, y los ópticos. Realizan un análisis multiparamétrico para obtener características de tamaño y complejidad, algunos incluyen actividad enzimática de peroxidasa, otros utilizan la relación RNA/DNA y fluorescencia. Esta mezcla de variables aumenta la exactitud en el recuento diferencial pasando de cinco a siete tipos celulares reportados, que in-cluye granulocitos inmaduros y blastos. Reportan un promedio de 28 parámetros, al utilizar colorantes fluorescentes, incluyen el recuento de reticulocitos, volumen reticulocitario medio (VRM) índice de maduración reticulocitaria (IMR) y nue-vos índices de interés clínico como la hemoglobina reticulocitaria (Hbr). Como registro gráfico realiza uno o dos dispersogramas de glóbulos blancos; histograma de glóbulos rojos y plaquetas, adicionalmente, algunos presentan histograma de distribución de hemoglobina.



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Sexta generación: surgen de forma paralela con los de quinta generación, se dife-rencian por el uso de anticuerpos monoclonales marcados con fluorocromos, lo cual permite añadir, de forma diferenciada, nuevas posibilidades de reporte de subpoblaciones como la fracción de linfocitos CD4/CD8 y otros parámetros de interés clínico que veremos adelante.

En este momento, la tendencia es aumentar la sensibilidad en la detección de las características de las células, con un claro impacto sobre la precisión y exac-titud del reporte. Como es de suponer, dadas las características de las dos últimas generaciones de equipos, su implementación implica un aumento en el número de reactivos utilizados, un diseño en hardware y software cada vez más complejos; que en consecuencia, aumentan el costo del cuadro hemático. El reto para los in-vestigadores será lograr minimizar el costo sin sacrificar el número de parámetros reportados ni su calidad.

Propiedades de las células que son utilizadas para su conteo

Todos los equipos automatizados, sin importar la generación han sido diseñados teniendo en cuenta una o varias de las propiedades de las células, entre otras:

• Son malas conductoras de la electricidad.• Tienen diferencias caracterizadas en cuanto a:

• El tamaño.• La densidad o complejidad.• La composición citoquímica.• La capacidad de polarizar la luz. • La relación núcleo citoplasma. • El contenido de RNA.• La relación DNA/RNA• El inmunofenotipo.

A continuación presentaremos algunas recomendaciones generales, que deben ser tenidas en cuenta al tomar la decisión de automatizar el servicio de hematología. Posteriormente, haremos una presentación de las diferentes tecno-logías, haciendo notar sus ventajas, desventajas y limitantes tecnológicas.



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CONSIDERACIONES INÍCIALES PARA EL ANÁLISIS AUTOMATIZADO

Cuando un profesional del laboratorio clínico opta por la automatización, la decisión debe ser motivada enmarcada en el mejoramiento de la calidad del ser-vicio que presta. La causa más apremiante la observamos cuando se produce un aumento del volumen de trabajo, en tal magnitud que atenta contra su calidad, ya que se empiezan a introducir modificaciones a los procesos operativos es-tándar (POEs), con lo cual se disminuye la precisión y exactitud del análisis. O en otro caso, sin un volumen de trabajo alto, donde la práctica manual todavía puede manejarse dentro de los estándares de calidad, pero la demanda del clínico exige el reporte de índices eritrocitarios secundarios. En este caso también es necesario automatizar dado que, sin importar la experticia de quien cuenta los glóbulos rojos en cámara de neubauer, existe un factor de error superior al 40% inherente al método, por lo tanto calcular índices a partir de este recuento tendrá este mismo error.

En cualquier caso la intención de automatizar apunta a mejorar la calidad del cuadro hemático reportado. No obstante, para lograr el impacto deseado en la calidad no basta con adquirir el equipo, es necesario tener en cuenta algunas con-sideraciones que en muchas circunstancias implican compra de nuevos insumos que generan una modificación en el presupuesto del laboratorio.

• El criterio de selección de una u otra tecnología debe estar centrado en dar respuesta a la necesidad sentida del laboratorio. Ésta se genera en el tipo de pacientes que atiende y el volumen diario de trabajo, con algún tipo de proyección a futuro por lo menos de uno o dos años.

• Una vez seleccionada la generación tecnológica con la que se va a tra-bajar, se debe pasar a estudiar las diferentes posibilidades que ofrece el mercado. Si bien el costo del equipo puede constituirse en un factor importante en la decisión de compra, es necesario tener en cuenta que no siempre el equipo más costoso es el mejor para las necesidades del laboratorio, y que el más económico tampoco suele ser la mejor opción. Observe el tipo de alarmas que genera, el formato de reporte del equi-po y especialmente el tipo de gráficas que entrega y si son claras en su lectura o tan ilegibles que no tienen la utilidad para la que están dise-ñadas y sólo hacen parte de las estrategias de venta de la casa comercial, quienes utilizan esta frase: “el equipo entrega gráficas…”. El equipo



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debe ser un aliado más en el desarrollo eficiente, exacto y oportuno de los análisis del laboratorio.

• En esta misma dirección, es muy importante asegurarse de que la casa comercial tenga una buena representación técnica en el país, así mismo se recomienda la compra de equipos de dilución interna; los equipos de predilución tienen un coeficiente de variación muy grande, intro-ducido por la manipulación de la muestra, el uso de copillas que por economía no se desechan y el sistema de limpieza que se utiliza entre muestras; adicionalmente, estos equipos aumentan el riesgo biológico para el trabajador quien se ve expuesto a contaminación por manipu-lación innecesaria.

• Al escoger la casa comercial existe otro factor determinante, el tipo de capacitación que ellos tengan programada para los profesionales que van a operar el equipo y para quienes interpretan los resultados. Para una óptima utilización del equipo asegúrese de que en esta capacita-ción van a hacer énfasis en la utilidad de los parámetros reportados y la aplicación de los reportes gráficos en el control interno del laboratorio. De igual forma, cerciórese de que el manual de procedimientos esté escrito en un lenguaje claro. Recuerde que parte de los errores en exac-titud que no se corrigen a tiempo derivan de un pobre entendimiento del sistema operativo.

• Antes de comprar el equipo diseñe un programa de control de calidad que incluya los métodos para control interno y externo, consúltelo con la persona de la empresa que toma las decisiones económicas y llegue a acuerdos que le aseguren poder trabajar con los lineamientos de garan-tía de calidad. Es necesario tener en cuenta esta recomendación, ya que al pasar al manejo automatizado del servicio de hematología el control de calidad interno diario es de carácter obligatorio y debe incluir el uso de controles comerciales altos, bajos y normales.

• Dentro de los lineamientos de calidad tenga en cuenta que la sangre debe extraerse utilizando el sistema de tubos al vacío. Mientras más sensible sea el método, mayor es la exigencia en la calidad de las mues-tras. Con el sistema al vacio se evita la formación de microcoagulos de fibrina, estos no son visibles al ojo humano, pero se forman cuando se toma la muestra con jeringa o aguja en el intervalo de tiempo que pasa mientras la sangre es alicuotada en los tubos y mezclada con el anti-coagulante. La fibrina formada interfiere con los volúmenes celulares,



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lo que produce errores en los parámetros reportados, especialmente en aquellos que se calculan teniendo en cuenta el tamaño de las células analizadas; como el caso de los índices eritrocitarios, plaquetarios y el diferencial de leucocitos.10

• En esta misma dirección, partiendo de la importancia de guardar la relación muestra-anticoagulante, en el mercado hay disponibles tu-bos al vacío especiales para volúmenes pequeños de sangre, utilizados especialmente para la toma de muestras de pacientes pediátricos o geriátricos.

• Se recomienda realizar el extendido de sangre cuando se toma de la muestra, es posible que sea necesario observar la morfología celular, teniendo listo el extendido solamente debe proceder a colorear la lámi-na. Adicionalmente, dado que los tubos con sangre se descartan antes de 12 horas, este extendido es lo único que le queda al laboratorio en caso de necesitar reconfirmar algún dato. Por lo tanto, este extendido de sangre debe ser marcado tatuándolo en su cabeza con los datos de identificación del paciente y la fecha de realización. Igualmente, es ideal guardar las láminas coloreadas y sin colorear un mínimo de tres meses. Tenga en cuenta que si realiza el extendido después de pasar los hemogramas por el equipo va a observar alteraciones en la morfología celular producidas por el efecto tóxico del anticoagulante.

• Como parte del control diario de los equipos del servicio de hemato-logía, debe tener en cuenta el mantenimiento y control de los equipos para la práctica manual. La microcentrífuga debe permanecer en el laboratorio en condiciones confiables. De igual forma, debe mantener reactivos y materiales, propios de la práctica manual, como la cámara de Neubauer, los líquidos de Turk y Drabkin. En algún momento va a tener que utilizarlos, como alternativa tecnológica en caso de detectar errores puntuales de exactitud en los recuentos, ya sea por alguna con-dición particular del paciente, por el limitante tecnológico del equipo o en caso de detección de algún error sistemático o aleatorio, que se hace visible gracias a los controles de calidad.

• Si trabaja en un centro de salud donde se atienden urgencias y tiene un equipo de tercera generación, debe ser precavido y esperar un tiempo

10 Ward, P.C. “The CBC at the turn of the millennium: an overview”. Clin Chem 2000; 46: 1215-20.



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de, por lo menos 30 minutos después de tomada la muestra, para que el tamaño de las células se estabilice. En caso de necesitar pasar la mues-tra inmediatamente, se recomienda realizar el recuento diferencial de forma manual.

• Finalmente, cuando el número de células es tan alto que se sale de la linealidad del equipo, y está trabajando con un equipo que no corrige con segunda dilución, tenga cuidado con el líquido que va a utilizar para diluir la muestra. Debe ser el mismo líquido isotónico que pro-vee la casa comercial, pero uno diferente al que está en ese momento conectado al equipo, no manipule el contenedor de ninguna manera para sacarle líquido, puede ser fuente de contaminación futura de todo el reactivo y una de las características que debe tener este líquido es que permanezca hasta su consumo final como una solución des parti-cularizada. Lo ideal es dejar uno de los estuches exclusivamente para diluciones y conservarlo en nevera para evitar su contaminación.

Causas de falsos aumentos o disminuciones en los recuentos celulares automatizados

Los recuentos celulares pueden estar falsamente disminuidos o aumentados por diversas razones, dentro de estas están las de origen preanalítico, las inherentes al método de recuento utilizado y otras independientes del método, que tienen que ver con estados patológicos puntuales del paciente.

En este momento se revisarán las causas de falsos conteos, independientes del método utilizado. Las causas inherentes a cada tecnología se presentan más adelante.

Los errores preanalíticos tienen que ver con las muestras. Por un lado, te-nemos los errores que son generados por una toma de muestra inadecuada ya sea por dilución, por trauma o los casos de sobre llenado de los tubos. Una muestra se puede diluir cuando no se respeta su relación con el anticoagulante, en este caso se disminuyen todos los recuentos celulares, igualmente ocasiona dilución las mues-tras tomadas en el mismo brazo que el paciente tiene una venoclisis.

También se considera que una muestra es inadecuada y fuente de errores analíticos cuando el proceso es traumático o por una mezcla deficiente que puede generar formación de microcoagulos o agregación plaquetaria.



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El otro grupo lo constituyen las muestras, que al ser tomadas de forma correcta presentan diferentes tipos de alteraciones al entrar en contacto con el anticoagulante, lo cual genera distintos tipos de pseudocitopenias.

Dentro de éstas está la pseudotrombocitopenia que se presenta cuando hay agregación plaquetaria secundaria a la anticoagulación con EDTA11 y con otros como el oxalato de amonio y el citrato de sodio en menor grado, la dismi-nución de plaquetas es dependiente del tiempo; a mayor tiempo de recolectada la muestra, menor el número de plaquetas.12 Está definido como un fenómeno que se presenta in vitro, donde, la acción quelante del anticoagulante provoca diso-ciación de las glicoproteínas plaquetarias GpIIb/IIIa, esta conformación de las Gp son reconocidas por auto anticuerpos generando su aglutinación.13,14,15 Este fenómeno se ha observado en el 0.1% de los individuos sanos16, el número se in-crementa en pacientes hospitalizados hasta en 1.9%, se encuentran reportes de asociación con diferentes tipos de patologías, especialmente crónicas y de carácter autoinmune.17,18 De igual forma, se ha presentado en un 3.7% de los pacientes tratados con abciximab19 y en 0.2% de los donantes de plaquetas por aféresis.20

11 Van der Meer, W., Allebes, W., Simon, A., & de Keijzer, M. H. “Pseudothrombocytopenia: A Report of a New Method to Count Platelets in a Person With EDTA -and Temperature-Independent Antibod-ies of the IgM Type”. European Journal of Haematology. 2002. 69: 243-247.12 Pegels, J.G. Bruynes, E.C. Engelfriet C.P. and von dem Borne, A.E. “Pseudothrombocytopenia: an immunologic study on platelet antibodies dependent on ethylene diamine tetra-acetate”. Blood 1982 59:157-161.13 Christopoulos C.G. and Machin, S.J. “A New Type of Pseudothrombocytopenia: EDTA-mediated Agglutination of Platelets Bearing Fab Fragments of a Chimeric Antibody. British Journal of Haematol-ogy. 1994, 87: 650-652.14 F. Fiorin, A. Steffan, P. Pradella, N. Bizzaro, R. Potenza and V. “De Angelis, IgG platelet antibodies in EDTA-dependent pseudothrombocytopenia bind to platelet membrane glycoprotein IIb”. American Journal of Clinical Pathology 1998, 110:178-183.15 Herishanu, Y and Berliner, S. “Electronic Blood Cell Counters are by no Means Perfect”. IMAJ 2002; 4:1082-1083.16 García Suárez J., Merino J.L., Rodríguez M., Velasco A., Moreno M.C., “Pseudothrombocytopenia: Incidence, Causes and Methods of Detection”. Sangre. 1991 36(3):197-200.17 Matarazzo, M., Conturso, V., Di Martino, M., Chiurazzi, F., Guida, G., & Morante, R. “EDTA-De-pendent Pseudothrombocytopenia in a case of Liver Cirrhosis”. Panminerva Médica, 2000, 42, 155-157.18 Dalamangas, L. C., & Slaughter, T. F. “Ethylenediaminetetraacetic Acid-Dependent Pseudothrombo-cytopenia in a Cardiac Patient”. Anesth Analg, 1998, 86, 1210-1211.19 David C. Sane, MD, Lakshmi V. Damaraju, PHD, Eric J. Topol, MD, FACC; Catherine F. Cabot, MD; Mary Ann Mascelli, PHD, Robert A. Harrington, MD, Maarten L. Simoons, MD, Robert M. Ca-liff, MD. Occurrence and Clinical Significance of Pseudothrombocytopenia During Abciximab Therapy. Journal of the American College of Cardiology. 2000 36:75-83.20 Sweeney.



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Otro caso de pseudotrombocitopenia es generado por satelitismo pla-quetario, este fenómeno también se presenta in vitro y está relacionado con la adherencia de las plaquetas a los leucocitos especialmente a neutrófilos.21 En este proceso, además de la disminución en el número de plaquetas, se altera el volu-men del leucocito sobre el cual se está realizando el satelitismo, modifica su ta-maño y por lo tanto, afecta la exactitud en el recuento diferencial de leucocitos.

De igual forma, secundario a la anticoagulación con EDTA, se han repor-tado casos tanto de falsas leucocitosis con linfocitosis como de pseudoleucopenia, esta falsa disminución puede estar relacionada con la presencia de agregados de neutrófilos asociados con plaquetas la cual muestra falsas trombocitopenia, neu-tropenia y linfocitosis. A diferencia de la pseudotrombocitopenia, la pseudoleu-copenia no se ha reportado con anticoagulantes diferentes al EDTA.2223

Por otro lado, se ha observado pseudoleucocitosis y pseudotrombocitosis en pacientes con crioglobulinemia, el fenómeno es debido a la presencia de pre-cipitados de la crioglobulina, las cuales por su tamaño pueden ser contadas como leucocitos o como plaquetas. Cuando las muestras de estos pacientes son calenta-das a 37°C, se corrige el error en el recuento.24,25,26

Otros casos de pseudotrombocitosis han sido asociados con la presencia de microorganismos, fragmentos de leucocitos, microcitosis marcada y la presencia de células fragmentadas muy pequeñas como los esquistocitos y los dacriocitos.27

21 Bizarro N. “Platelet Satellitosis To Polymorphonuclears: Cytochemical, Immunological and Structural Characterization of Eight Cases”. Ameican Journal of Hematology. 1991 36: 195-201.22 Saigo K, Sakota Y, Masuda Y. “EDTA-dependent Pseudothrombocytopenia: Clinical Aspects and Laboratory Tests”. Rinsho Byori. 2005 Jul; 53(7): 646-53.23 Zandecki, M. Genevieve, F. Gerard, J. Godon, A. “Spurious counts and Spurious Results on Hae-matology Analysers: a Review. Part II: White Blood Cells, Red Blood Cells, Haemoglobin, Red Cell Indices and Reticulocytes”. International Journal of Laboratory Hematology. 2007. 29: 21-41.24 Abela, M. McArdle, B. Quereshi, M. Pseudoleucocytosis Due to Cryoglobulinaemia J Clin Pathol. 1980 33(8): 796. 25 Patel, K Hikgesh, C. Pseudoleucocytosis and Pseudothrombocytosis due To Cryoglobulinaemia J Clin Pathol. 1987 40(1): 120-121.26 Henry Hambley and John M. Vetters Artefacts Associated With a Cryoglobulin. Postgraduate Medical Journal (1989) 65, 241-243.27 Herishanu, Y and Berliner, S. “Electronic Blood Cell Counters are by no Means Perfect”. IMAJ 2002; 4:1082-1083.



25

Adicionalmente, las crioglobulinas falsean el recuento de eritrocitos y su volumen por lo tanto, todos los parámetros primarios y secundarios que de ellos se derivan están falsamente aumentados..28,29, 30

Por su parte, las crioaglutininas, al igual que las crioglobulinas, producen alteración de los recuentos eritrocitarios, pero no han sido reportadas como cau-santes de pseudoleucocitosis.31

Con algunas excepciones que se revisarán posteriormente, las hipertrigli-ceridemias y las hiperbilirrubinemias producen interferencias en la lectura de la hemoglobina, lo cual genera un falso aumento de ésta y del CHCM.32 Adicio-nalmente, dado el alto índice de refracción de los lípidos, pueden generar señales anormales que por tamaño son contadas como plaquetas o como leucocitos, de acuerdo con la cantidad y composición de los lípidos presentes en la muestra.33

Otro problema que aumenta falsamente el recuento de leucocitos se pre-senta con glóbulos rojos de difícil hemólisis, como en el caso de la resistencia fisiológica que presentan los eritrocitos de los neonatos o la observada especial-mente en pacientes con hemoglobinopatías.34

CONTADORES ELECTRÓNICOS

Impedancia eléctricaSe basa en la ley de OHM y utiliza la propiedad de las células de ser malas con-ductoras de la electricidad.

28 Dammacco, F. Miglietta, A. Lobreglio, G. and Bonomo, L. Cryoglobulins and Pyroglobulins: an Over-view International Journal of Clinical Laboratory Research. 1986. 16: 247-267.29 H. Hambley and J. M. “Vetters Artefacts Associated With a Cryoglobulin”. Postgrad Med J. 1989 April;

65(762): 241-243.30 Fohlen, W. Jacob, C. Lecompte, T. Lesesve, JF. “Laboratory Identification of Cryoglobulinemia from Automated Blood Cell Counts, Fresh Blood Samples and Blood Films”. Am J Clin Pathol 2002; 117: 606-14.31 Solanki, DL. Blackburn, BC. “Spurious Red Blood Cell Parameters Due To Serum Cold Agglutinins: Observations On Ortho Elt-8 Cell Counter”. American Journal of Clinical Pathology. 1985. 83(2):218-22.32 Ward P. “The CBC at the Turn of the Millennium: An Overview”. Clinical Chemistry. 2000. 46:8; 1215-1220.33 Cantero, M., Conejo, J.R. y Jiménez, A. “Interference From Lipemia In Cell Count By Hematology Analysers”. Clinical Chemistry. 1996. 42: 987-988. 34 Mellors I. y McArdle B. “Improved Cell Counting In Osmotically Resistant Erythrocytes”. Clinical and Laboratory Haematology. 1995. 17:23-70.



26

Ley de OHM: U= RI

Si la corriente continua (I) es constante, entonces el voltaje (U) tendrá va-riaciones proporcionales a la variación de la resistencia (R). Lo que significa que si se establece una corriente continua entre dos electrodos y al hacer vacío se hace pasar a través de esta corriente una célula que se encuentra diluida en una solución isotónica, conductora y desparticularizada, entonces, la célula, que no conduce la electricidad, produce un aumento en R, el cual genera un pulso que se traduce en un cambio en el voltaje; de igual forma, desplaza su propio volumen; por lo tanto, el tamaño del pulso generado es proporcional al tamaño de la célula y el número total de pulsos contados es igual al número de células en la dilución.

Composición del sistema (gráfica 1):

• Electrodos interno y externo, cámara de reacción y orificio o poro de apertura (gráfica 1).

• Sistema de vacío y dilutor. • Sistema transductor. Discriminadores, lectores e impresora.• Haz de luz monocromática 550 nm., con la que realiza la lectura es-

pectrofotométrica de la cianometahemoglobina para reportar la he-moglobina (Hb) en gr/dl.

Las soluciones que utilizan estos equipos son las siguientes:

• Agente lisante (fe(cn) + kcn)• Líquido dilutor isotónico, conductor de electricidad y desparticulari-

zado.• Agente limpiador.



27

Gráfica 1. Componentes del Sistema de Impedancia Eléctrica

Fuente: Gráfica desarrollada por el autor.

Con esta tecnología la información obtenida es una señal eléctrica propor-cional al tamaño de la célula; por lo tanto, solamente se obtienen dos variables en forma directa: el número y el tamaño de señales que se traducen en número y tamaño celular (gráfica 2). El recuento es calculado utilizando la programación del software teniendo en cuenta la dilución programada y los límites de tamaño estandarizados, que son utilizados como método de discriminación celular.

Una vez realizada dicha discriminación reporta el recuento de glóbulos blancos 103/µ, rojos 106/0 y plaquetas 103/0, las unidades mencionadas co-rresponden a Unidades Internacionales en el Sistema Americano. De igual for-ma, los tamaños de las señales son directamente proporcionales al volumen que cada célula desplazó en la apertura. Estos volúmenes son graficados en un histo-grama de frecuencias, a partir del cual se obtiene el volumen corpuscular medio (VCM) en femtolitos (fL), volumen plaquetario medio (VPM) en fL y recuento diferencial de glóbulos blancos en tres partes: linfocitos, mononucleares o de ce-lularidad mixta o fracción media y granulocitos.



28

Gráfica 2. Medidas directas en el sistema de impedancia eléctrica deltamaño y número. Representación gráfica en un histograma de frecuencias

120fL 110fL100fL90fL80fL70fL60fL50fL40fL30fL 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150

Tamaño- fL

Nú

mero

rela

tivo120fL

110fL100fL90fL80fL70fL60fL50fL40fL30fL

120fL 110fL100fL90fL80fL70fL60fL50fL40fL30fL 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 130 140 150

Tamaño- fL

Nú

mero

rela

tivo

Fuente: desarrollada por el autor.

Dado que el sistema caracteriza las células de acuerdo con su tamaño, la discriminación entre los eritrocitos, leucocitos y plaquetas se realiza a partir de la curva de distribución de frecuencias, haciendo un corte hacia los 35 fL, e identi-fica como plaquetas todas aquellas partículas que tengan tamaños inferiores a 35 fL; superiores a este tamaño podrían ser leucocitos o eritrocitos. En estas con-diciones se genera un histograma bifásico que separa los dos grupos celulares, ya sean plaquetas y leucocitos o plaquetas y eritrocitos (gráfica 3).

Gráfica 3. Histograma bifásico

0 50 100 150 fL

Gráf ica número 3. Histograma bifásico

Para hacer la discriminación entre eritrocitos y leucocitos realiza dos di-luciones (gráfica 4). Una primera dilución 1:300 y otra 1:12.000; en la primera dilución agrega un reactivo hemolizante, de tal suerte que aquí ya sólo quedarían leucocitos como partículas superiores a 35 fL.



29

Gráfica 4. Sistema de discriminación celular con impedancia. Diluciones y tamaños

DOS DILUCIONES

S. TOTAL HEMOLIZADODIL: 1:12.000 DIL: 1:300GL. ROJOS GL. BLANCOSPLAQUETAS PLAQUETASGL. BLANCOS

0 30 50 100 150 200 fL

0 30 50 100 150 200 250 300 350 400 fL

�

Gráfica número 4. Sistema de discriminación celular con impedancia. Diluciones y tamaños

El criterio que define la segunda dilución, es el hecho de que en condicio-nes de normalidad hay un leucocito por cada mil glóbulos rojos, y que el recuento total de leucocitos es inferior a 10.000/mm3. De esta forma, la dilución 1:12.000 es mayor al límite superior de leucocitos de un individuo “sano”; por lo tanto, diluye su número y se asume que sólo quedan eritrocitos para ser contados y los pocos leucocitos que eventualmente quedan no afectan de forma sustancial los resultados (tabla 1).

Tabla 1. Método de discriminación entre eritrocitos, leucocitos y plaquetas. Sistema impedancia eléctrica

Leucocitos Eritrocitos Plaquetas

Leucocitos HemólisisTamaño

superior a 30 fL

EritrocitosDilución1:12.000

Tamaño superior a 30 fL

PlaquetasTamaño

inferior a 30 fLTamaño

inferior a 30 fL

En términos generales, cada casa comercial establece las dos diluciones teniendo en cuenta tres criterios. Por un lado, que permita la discriminación entre



30

leucocitos y eritrocitos; que evite el error de coincidencia35 propiciando que pa-se una sola célula a la vez por la apertura y finalmente, que el recuento se pueda realizar sin errores en un rango de células aceptable. Usualmente la linealidad es de 1.0 a 99.9 x 103/µ9 para leucocitos, hematíes hasta 7.0 x 106/µL y plaquetas hasta 999 x 103/µL.

El error de coincidencia se presenta cuando en la apertura coinciden dos o más células y son contadas como una sola, en este caso se disminuye el número y se aumenta el volumen corpuscular de las células contadas. Con el fin de evitar este error para el recuento de plaquetas utiliza la dilución 1:12.000, el recuento que realiza en la otra dilución no es tenido en cuenta.

La solución de lisis (fe(cn) + kcn) además de provocar la lisis de los eri-trocitos y permitir el recuento de leucocitos, tiene acción estromalizante sobre las membranas de los leucocitos propiciando la concentración de sus elementos formes y por lo tanto, la reducción del volumen de las mismas, de acuerdo con su complejidad, a partir de este tamaño se organizan en los tres grupos celulares mencionados para reportar un diferencial en tres partes (gráfico 5.) En el primer grupo están ubicados los linfocitos, presentan una curva cónica de distribución normal con células de tamaños entre 40 y 100 fL; luego, se encuentra una curva que puede ser plana o ligeramente cóncava llamada fracción media, curva de mo-nonucleares o de celularidad mixta, donde quedan registradas células de tama-ño entre 100 y 180 fL que normalmente podría estar conformada por linfocitos grandes, NK, linfocitos reactivos, monocitos, eosinófilos, basófilos, o bandas. Por último encontramos una tercera curva de granulocitos que no sobrepasa los 400 fL. Está conformada en su mayoría por neutrófilos con diferente número de lobu-laciones que le da una amplia distribución en el eje X, de igual forma, al comienzo de la curva podrían quedar registrados eosinófilos, basófilos, o bandas de un ta-maño un poco mayor a las que quedan registradas en la curva de mononucleares.

35 S M Lewis, J M England and F Kubota. “Coincidence Correction In Red Blood Cell Counting”. Phys. Med. Biol. 1989. 34: 1239-1246.



31

Gráfica 5. Curvas de distribución de los leucocitos en tres partes

Tamaño fL

Núm

ero

rela

tivo Linfocitos

Mononucleares

Granulocitos

Por otro lado, el sistema mide hemoglobina en forma directa por el método de cianometahemoglobina g/dl. El resto de los índices eritrocitarios los obtiene de forma indirecta, mediante cálculos programados en el software del equipo.

En conclusión calcula: hematocrito (Hto) en porcentaje a partir del nú-mero y el tamaño de los eritrocitos, hemoglobina corpuscular media (HCM) en pg a partir de la Hb y el número de eritrocitos, concentración de hemoglobina corpuscular media (CHCM) en porcentaje a partir de la Hb y el Hto, el ancho de distribución tanto de eritrocitos (ADE) como de plaquetas (ADP) son medidas de dispersión o de variación de tamaños que obtiene del histograma de frecuen-cias, calculando el coeficiente de variación (CV) a partir de la media (VCM) y la desviación estándar (DE).

Los cálculos anteriores los realiza mediante las siguientes fórmulas:

Hto. = # G.R. * VCM % 10

HCM= Hb * 10 pg # G.R.

CHCM= Hb * 100 % Hto

ADE-CV = DE x 100 % VCM

ADE-MD: Es la medida directa de la dispersión del tamaño de los eritrocitos, se reporta en fL y se realiza en forma directa sobre la curva. Este ancho se mide sobre



32

el 20% de la línea base de la altura relativa que es donde se ha observado que la curva presenta la mayor variación de tamaños de las células. Es importante recor-dar que esta variación en tamaño la proporcionan las diferentes anormalidades de los glóbulos rojos relacionadas con anisocitosis, poiquilocitosis, anisocromía y la presencia de normoblastos. (Gráfica 6)

Gráfica 6. Medida directa del ancho de distribución eritrocitaria (ADE-MD)

A B

50 100 150 200 fL 50 100 150 200 fL

20%

A: ADE-MD: 50 fL B: ADE-MD: 110 fL

Ventajas de la tecnología de impedancia eléctrica

Es el equipo ideal para laboratorios que procesan un volumen de muestras bajo o mediano, en primer o segundo nivel de complejidad. De igual forma para los que se dedican a la salud ocupacional y otras áreas similares donde más del 80% de los reportes del día se puedan considerar como “normales”.

Se trata de un método poco complejo, bien desarrollado y estandarizado que técnicamente molesta poco, utiliza el menor número de reactivos de todos los sistemas automatizados y por lo tanto los costos son los mínimos posibles para quien quiere automatizar y aumentar la eficiencia del laboratorio.

Con un buen margen de confiabilidad se obtienen índices eritrocitarios de gran utilidad clínica; la interpretación del histograma de eritrocitos permite correlacionar sus alteraciones con las encontradas al observar la morfología en el extendido sanguíneo.

Dado que, tanto en la curva de mononucleares como en la de granuloci-tos encontramos mezcla de células, lo ideal es realizar de forma manual, a todos los pacientes el recuento diferencial, para poder particularizar el porcentaje de



33

los subgrupos leucocitarios.36 No obstante, se ha demostrado que con volúmenes medios y altos de muestras el recuento diferencial manual pierde precisión y que estos equipos funcionan bien como filtro en la selección de los hemogramas que requieren revisión microscópica.37,38,39,40

Por otro lado, los histogramas han mostrado una buena sensibilidad en la detección de anormalidades tanto benignas como malignas de los leucocitos.41 Se puede decir que se acepta el diferencial que entrega el equipo siempre y cuando se parta de un histograma de leucocitos cuyas curvas estén dentro de los límites establecidos y con el recuento total y diferencial de leucocitos entre los valores de referencia. Adicionalmente, esta opción es válida si cumple con dos requisitos; el primero es no transcribir los datos simulando un diferencial manual y el segundo requisito, es divulgar entre los médicos y demás usuarios del servicio, como están constituidas cada una de las tres poblaciones y cuál es el criterio del laboratorio para no realizar el diferencial en lámina.

De todas formas, se recomienda que como parte del control de calidad in-terno diario, se establezca el protocolo para observar la morfología celular y con-firmar el recuento diferencial en lámina de por lo menos el 20% de los pacientes a los que se les aceptó el recuento del equipo.

Desventajas de la tecnología de impedancia eléctrica

No se recomiendan estos equipos para laboratorios que atiendan hospitalización, o consulta externa en tercer o cuarto nivel de atención o en niveles de atención inferiores pero que el grupo poblacional de influencia en su mayoría sean de ge-riatría, pediatría o pacientes que asistan para control de enfermedades crónicas.

36 Campuzano, G. ¿Cómo tener un extendido de sangre periférica de óptima calidad? Medicina y Laboratorio. 2008. 14: 18.37 Pierre, R.V. “Peripheral blood film review. The demise of the eyecount leukocyte differential”. Clinical Laboratory Medicine. 2002. 22(1):279-97.38 Briggs, C. Longair, I. Slavik, M, Thwaite, K. Mills, R. Thavaraja, V. Foster, A. Romanin, D. Machin, SJ. Can automated blood film analysis replace the manual differential? An evaluation of the CellaVision DM96 automated image analysis system. International Journal of Laboratory Hematology. 2009. 31(1) 48-6039 Rimarenko, S. Castella, A. Salzberg, MR y Strand CL.Evaluation of the automated leukocyte dif-ferential count in emergency department patients. American Journal of Emergency Medicine. 1987. 5(3): 187-9.40 Hudson M J and Green A E. Visual versus mechanised leucocyte Journal of Clinical Pathology. 1980;33;1114-1117.41 Morse, EE. Nashed, A y Spilove, L. Automated differential leukocyte counts. Annals Clinical Labora-tory Science. 1989. 19(3): 155-60.



34

La mayoría de los equipos de impedancia no utilizan la tecnología de “en-foque hidrodinámico” o conducción celular por flujo, cuyo propósito es que las cé-lulas sigan una trayectoria uniforme por el centro de la región sensible o detector en el poro de apertura. Esto acarrea errores en la detección del tamaño y número de las células, por esa razón, algunas veces los hallazgos no se corresponden con anormalidades en la morfología.

Por otro lado, se debe tener cuidado al interpretar resultados en pacientes con recuentos elevados de leucocitos y de plaquetas, ya que los sistemas de dis-criminación de este método no siempre permiten identificar contaminación con otro tipo de células, por lo cual se generan errores de exactitud en los recuentos y en los índices que dependen del tamaño y número de células contadas como el hematocrito, VCM, HCM, CHCM, ADE; que estarían calculados teniendo en cuenta una población de células no eritroides (gráficas 4 y 7).

Gráfica 7. Causas de errores en los recuentos

DOS DILUCIONES

S. TOTAL HEMOLIZADODIL: 1:12.000 DIL: 1:300GL. ROJOS GL. BLANCOSPLAQUETAS PLAQUETAS

GL. BLANCOS

0 30 50 100 150 fL

Aumento número célulasAumento o disminuciónde tamaño

A continuación veremos los principales casos donde se pueden presentar estos errores, cómo se detectan y cómo se solucionan; aunque en términos gene-rales, estos errores deben ser corregidos por medio de métodos estandarizados manuales.

Plaquetas: cuando los eritrocitos presentan tamaños inferiores a 35 fL, co-mo sucede con los esquistocitos, drepanocitos, anulocitos, leptocitos y dacriocitos, estos interfieren con el recuento plaquetario aumentándolo. Adicionalmente, en estos casos el número de eritrocitos se disminuye y afecta todos los índices eritro-citarios que se calculan a partir de este número.



35

Al comparar este sistema con los otros, se puede afirmar que éste ha mos-trado mayor interferencia en el recuento de plaquetas con la presencia de parási-tos como el plasmodium falcíparum.42

Por el contrario, el número de plaquetas se puede disminuir falsamente produciendo pseudotrombocitopenia cuando hay macroplaquetas y en presencia de agregados plaquetarios; estos dos eventos tienen un volumen superior a 35 fL y son contados como leucocitos e incluso si están muy aumentados podrían afectar los parámetros eritrocitarios al aumentar su número.

Eritrocitos: resultados inexactos pueden ser generados por un aumento de plaquetas con presencia de macroplaquetas al quedar registradas con valores por encima de 35 fL, como consecuencia se aumenta el número de eritrocitos y se disminuye su VCM. Recordamos que el aumento en el recuento de eritrocitos afecta el resultado de todos los índices primarios y secundarios que dependen de este recuento. Por otro lado, si el número de leucocitos está muy elevado, no se podrían discriminar por la dilución y entran a ser parte importante de las células contadas como eritrocitos aumentando falsamente su volumen y su número; de igual forma en este caso se afectan todos los índices primarios y secundarios que dependen de este recuento y del VCM.

Leucocitos: El recuento total de leucocitos podría aumentarse falsamente por la presencia de cualquier célula o resto celular denominados como no blancos. Este es el caso de las macroplaquetas y los agregados plaquetarios; de igual forma, en este hemolizado podrían interferir los núcleos de los normoblastos, las formas gametocíticas de parásitos intracelulares cuando están aumentadas y algunos gló-bulos rojos de difícil hemólisis como los que se observan en algunas hemoglobi-nopatías o en caso de resistencia fisiológica de los eritrocitos en recién nacidos.43

En relación con el recuento diferencial en tres partes, todas las interferen-cias por no blancos producen una falsa linfocitosis.

¿Cómo detectar y solucionar los problemas de exactitud en el sistema de impedancia?

Para detectar y solucionar estos problemas de exactitud es imprescindible partir de un buen conocimiento del sistema operativo.

42 Crabbe, G. Van Poucke, M. Cantinieaux, B.Artefactually-normal automated platelet counts due to malaria-infected RBC Clinical Laboratory Haematology. 2002, 24, 179–18243 Mellors I. & McArdle B. Improved Cell Counting In Osmotically Resistant Erythrocytes. Interna-tional Journal of Laboratory Hematology.1995 17, 23-30.



36

Acorde con las recomendaciones dadas sobre el uso de esta tecnología en niveles de complejidad bajo y medio, los resultados que se deben confirmar no serán más del 1% de los hemogramas que realiza, así visto, el sistema le permite una entrega oportuna de lo “normal” y le permite tener el tiempo suficiente para ver la morfología, hacer las pruebas alternativas y corregir los resultados de los que presentaron algún tipo de alteración numérica o gráfica.

Una herramienta altamente sensible en la detección de estos errores, se en-cuentra en los histogramas, de allí la importancia de saberlos interpretar y de que el equipo tenga un registro gráfico con un trazo que permita su análisis.

En la gráfica 4 se observa como las dos poblaciones analizadas se separan por tamaños, en caso de que se dé alguno de los problemas mencionados las gráfi-cas presentan una alteración denominada arranque extenso en Y, donde se puede observar cómo una población modifica su tamaño y se encuentra en el sitio de recuento de la otro (gráfica 8).

Gráfica 8. Representación gráfica del arranque extenso en Y

0 50 100 150 fL

Arranque extenso en Y. Hematies muy pequeños contaminan el área de recuento de

plaquetas

Hay errores de exactitud que no se detectan con los histogramas como en el caso de la contaminación del recuento de eritrocitos con leucocitos. Por lo tanto, se recomienda que siempre que tenga recuentos de leucocitos superiores a 20.000/mm3, considere realizar un hematocrito manual para su confirmación y la observación objetiva de la morfología celular, para descartar una falsa macrocito-sis que se podría generar en este caso.

Una vez detectados los errores, se procede a su corrección, realizando prue-bas estandarizadas manuales como el microhematocrito, recuento de leucocitos en cámara, recuento de plaquetas en lámina, recuento diferencial en lámina y la observación de la morfología celular.



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Si la interferencia la tenemos en el recuento de eritrocitos y plaquetas, es necesario contar las plaquetas en lámina y recurrir a la microcentrífuga y una buena lupa para leer el hematocrito. En este caso, por supuesto, sólo se reportarán los parámetros corroborados, de ninguna manera se puede re calcular los índices eritrocitarios secundarios ya que en estas condiciones estos no tienen ninguna validez, en su reemplazo se hace la observación microscópica para identificar las posibles alteraciones de la morfología eritroide.

Si la interferencia es en el recuento de leucocitos, se debe identificar en la lámina que es lo que está interfiriendo, si son núcleos de normoblastos se hace la corrección al recuento total utilizando la fórmula para este fin.44 Si se trata de células de difícil hemólisis o plaquetas, se hace recuento en cámara de Neubauer, en este caso se debe realizar hemólisis química y mecánica para facilitar la lectu-ra. Siempre que se observe interferencia de cualquier tipo el recuento diferencial pierde confiabilidad; por esa razón se debe realizar en lámina.

Como vimos, todas estas posibles discrepancias se detectan con el análisis de los histogramas; se corroboran con la observación juiciosa del frotis de sangre periférica (FSP) y se corrigen utilizando los métodos manuales tradicionales. Por lo tanto, es necesario que los equipos, materiales y reactivos necesarios para la rea-lización del cuadro hemático manual no sean archivados y por el contrario, estén siempre disponibles y mantenidos con un control de calidad diario.

CONTADORES ÓPTICOS

Dispersión y absorción de luz

El principio de los contadores ópticos se fundamenta en la medición de la absor-ción de la luz transmitida y la difracción lumínica producida por la dispersión de la luz incidente, en diferentes direcciones de acuerdo con un patrón simétrico y característico para cada una de las células sanguíneas. Para utilizar estos princi-pios en el análisis de células sanguíneas, éstas deben ser sometidas a un tratamien-to que las convierte en formas esféricas, o tratadas con un diluyente que optimice su forma para que puedan ser analizadas.45

44 Manascero, AR. Prácticas de hematología. En proceso de publicación. 45 Lehner, J. Greve, B. and Cassens, U. Automation in Hematology. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 2007; 34:328-339.



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Estos contadores han sido desarrollados con diferentes grados de comple-jidad. Los primeros que salieron al mercado fueron los equipos de cuarta genera-ción con un sistema sencillo que tiene dos canales de lectura, no hace hemólisis diferencial y la mayoría no cuentan con el método de conducción de células por sistema de flujo o hidráulico. Constan de un sistema de iluminación, sistema óp-tico, sistema de vacío, sistema de detección y sistema informático, realizan tres mediciones directas de las células: volumen, complejidad y número.

Hay otros equipos más complejos que aumentan, tanto el número de pa-rámetros de interés clínico como la exactitud y precisión del análisis, tienen múl-tiples canales de lectura, hacen hemólisis diferencial y aumentan el número de variables celulares analizadas a partir de la mezcla de tecnologías y la utilización de colorantes y anticuerpos marcados con fluorescencia. Están compuestos por seis sistemas principales que son los que observamos en los equipos de quinta y sexta generación: sistema de iluminación, sistema hidráulico, sistema óptico, sis-tema de vacío, sistema de detectores y sistema electrónico e informático.

Como fuente lumínica utilizan la luz láser que tiene la característica de ser monocromática, estable y de intensidad conocida. Dependiendo el número de parámetros a leer y si utiliza o no fluorocromos en la misma proporción utilizará uno o más rayos láser con diferentes longitudes de onda del rango visible que van desde fuentes de Argón a 488 nm hasta los de Helio-Neón a 633 nm.

El sistema hidráulico les proporciona a estos equipos la característica de “flujo” que fue mencionada al describir los equipos de quinta y sexta generación. Consiste en una cámara por donde circula un fluido en régimen laminar, encar-gado de conducir la suspensión de células moviéndola a una velocidad constante para permitir el su paso individual frente al haz de luz y evitar su recirculación, las mezclas y errores en la medición de los volúmenes celulares.

La función del sistema óptico es orientar la luz dispersada por las células hacia los sistemas de detección para su posterior análisis. Está conformado por filtros que seleccionan las longitudes de onda y espejos dicroicos que orientan la luz hacia los detectores.

El sistema de detectores es el responsable de detectar y amplificar las seña-les producidas por la absorción, la dispersión y la fluorescencia. Está constituido por fotomultiplicadores, fotodetectores de la luz absorbida y la incidente y de la emisión de fluorescencia. Los sensores están ubicados a diferentes ángulos, uno a 90° para medir la dispersión ortogonal, lateral o “side scatter” (SSC) y el otro de 0 a 10° o ángulo estrecho que mide la dispersión hacia adelante llamada también



39

dispersión frontal o “forward scatter” (FSC). De igual forma tendrá los detectores de emisión de fluorescencia acorde con el fluorocromo utilizado.

La dispersión frontal es directamente proporcional al tamaño de la célula. La dispersión lateral es producida por las diferencias en los índices de refracción de la estructura interna de la célula y la rugosidad de la membrana citoplasmática, por lo tanto su lectura da información directa sobre la complejidad de la célula. Algunos equipos usan un sensor de dispersión en un ángulo intermedio “inter-médiate Angle Scatter” (IAS) entre los 7 y 15° para detectar la concentración intracelular de hemoglobina y la complejidad de los leucocitos.

Gráfica 9. Sistema óptico

La adquisición y análisis de datos es realizado mediante un sistema elec-trónico el cual convierte la luz dispersa en señales eléctricas; estos pulsos pasan a un amplificador como una señal análoga para ser convertida en digital. Estas señales son procesadas y analizadas acorde con la programación del software que procesa la información sobre medidas directas y realiza cálculos matemáticos y estadísticos para los parámetros que no mide directamente. A partir de este aná-lisis se reportan los datos numéricos que incluyen recuentos relativos, absolutos y análisis estadístico de la distribución de las características celulares. De igual forma, se procesan gráficas monoparamétricas con los histogramas y bi o multi-paramétricas con los dispersogramas.



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En los equipos de cuarta generación el sistema realiza la discriminación celular teniendo en cuenta las diluciones de la muestra, el tamaño de las células y su complejidad. En los de quinta y sexta además de utilizar el tamaño y la com-plejidad celular analizan otros parámetros que cada casa comercial ha ido inclu-yendo en sus sistemas. Dentro de estas están, el conteo de núcleos que compara con el recuento total de leucocitos, la capacidad de polarizar la luz que tienen los eosinófilos, lecturas de leucocitos a partir de lisis en medio alcalino y ácido, relación RNA/DNA, intensidad de fluorescencia del RNA, uso de anticuerpos monoclonales marcados con fluorocromos y la intensidad de reacción de la mie-loperoxidasa entre los más utilizados. Estas variables son cruzadas de diferentes formas y los resultados ganan en exactitud dado que se convierte en un análisis multiparamétrico que realiza una discriminación cada vez más fina. Como ejem-plo podemos mencionar los cruces que se realizan acorde con el volumen y la complejidad; volumen y conductividad, volumen y fluorescencia, complejidad y fluorescencia. (Gráfica 10)

Gráfica 10. Cruce de variables en el sistema óptico

Fluo

resc

enci

a

Restos celulares Plaquetas agregadas

Tamaño

Granulocitosinmaduros:

promielocitos, mielocitos,

metamielocitos

Normoblastos

Linfocitos

Monocitos

BlastosL. reactivos

Neutrófilos

Eosinófilos

A

En la gráfica A analiza las variables volumen y complejidad. En la B se analiza el tamaño y la fluorescencia distribuyendo los leucocitos en seis grupos celulares. En la C se clasifican las células acorde con su tamaño y contenido de peroxidasa

C

Complejidad

Volu

men

B

NEU

TRO

FILO

S



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Fluo

resc

enci

a

Restos celulares Plaquetas agregadas

Tamaño

Granulocitosinmaduros:

promielocitos, mielocitos,

metamielocitos

Normoblastos

Linfocitos

Monocitos

BlastosL. reactivos

Neutrófilos

Eosinófilos

A

En la gráfica A analiza las variables volumen y complejidad. En la B se analiza el tamaño y la fluorescencia distribuyendo los leucocitos en seis grupos celulares. En la C se clasifican las células acorde con su tamaño y contenido de peroxidasa

C

Complejidad

Volu

men

B

NEU

TRO

FILO

S

En la gráfica A analiza las variables volumen y complejidad. En la B se analiza el tamaño y la fluorescencia distribuyendo los leucocitos en seis grupos celulares. En la C se clasifican las células acorde con su tamaño y contenido de peroxidasa.

En conclusión, el número de leucocitos, eritrocitos y plaquetas que reporta el sistema es directamente proporcional al número de interferencias que se suce-den al hacer pasar las células por el haz de luz. Así mismo, mide el tamaño de la célula que acorde con el principio, es directamente proporcional a la difracción frontal de la luz y la cual es reportada como una medida directa de los volúmenes celulares. De igual forma la complejidad de las células es medida directamente lo que permite hacer lectura directa de parámetros que en los otros sistemas se calculaban como es el caso de la HCM, esto aumenta la sensibilidad, precisión y exactitud del sistema frente a aquellos que hacen menos lecturas directas.

El mayor reto para los desarrolladores de estos equipos ha sido incrementar la confiabilidad en el recuento diferencial leucocitario. Con cada generación se ha ido ganado precisión y exactitud en la detección del subgrupo leucocitario presen-te en la muestra. Como mencionamos, los equipos de cuarta generación analizan los datos de complejidad y volumen para realizar un diferencial en cinco partes: neutrófilos, eosinófilos, basófilos, linfocitos, monocitos. Estos recuentos pueden presentar errores de exactitud especialmente en la diferenciación de eosinófilos, basófilos y con la presencia de células inmaduras de cualquier linaje. Estos errores se minimizan cuando se utilizan otras variables par el análisis con las alternativas



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de diferenciación que utilizan los equipos de quinta o sexta generación,46 como el índice de actividad de peroxidasa para granulocitos inmaduros, la lisis diferencial en medio acido para la detección de basófilos (Gráfica 11), la polarización de luz de los gránulos de los eosinófilos para el recuento diferencial de los mismos, la detección del índice de DNA/RNA en la detección de blastos. Adicionalmente, algunos de los equipos de última tecnología incluyen avances en la identificación del fenotipo de linfocitos B, NK, T y sus subpoblaciones CD4 y CD8.47

Gráfica 11. Discriminación de basófilos

Complejidad

Tamaño

Basóf ilos

Basófilos leidos por lisis diferencial en medio ácido

Otros leucocitos

Basófilos leídos por lisis diferencial en medio ácido

El recuento de plaquetas por el método óptico es más exacto frente a otros automatizados, incluso cuando se maneja análisis unidimensional teniendo en cuenta únicamente el volumen celular. Pero generalmente estos sistemas tienen en cuenta para discriminarlas un análisis bidimensional con el tamaño, entre 1 y 30 fL y su complejidad dada por el índice de refracción que está entre 1.35 y 1.40; adicionalmente, aumentan la confiabilidad en el recuento al utilizar métodos inmunológicos identificándolas mediante sus marcadores de inmunofenotipo, utilizando anticuerpos monoclonales anti-CD61marcados con fluorocromos.48

46 Kelly G, Nigro, MD Performance of an Automated Immature Granulocyte Count as a Predictor of Neonatal Sepsis. Am J Clin Pathol. 2005 123 (4):618-62447 Machin SJ, Pollard Y, Grant D, Chavda N. CD4+ and CD8+ lymphocyte immunophenotyping using antibody-bound microspheres on Coulter STKS analyzer. Lab Hematol. 1997;3:60-548 Johannessen B, Roemer B, Flatmoen L, Just T, Aarsand AK, Scott CS. Implementation of monoclonal antibody fluorescence on the Abbott CELL-DYN Sapphire haematology analyser: evaluation of lym-phoid, myeloid and platelet markers. Clin Lab Haem. 2006;28:84-96



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Otras casas comerciales utilizan colorantes fluorescentes para teñir el RNA y aportar nuevos parámetros de las plaquetas que han demostrado tener relevancia clínica.49

Resumiendo lo que venimos hablando podemos decir que las mediciones directas que se realizan con un equipo de cuarta generación son: recuento total de eritrocitos, VCM, concentración de hemoglobina, HCM, ADE-MD, recuento total de leucocitos, recuento diferencial de leucocitos 5 partes, recuento total de plaquetas, VPM. Y que calcula: hematocrito, CHCM, ADE-CV, ADP y el re-cuento absoluto de leucocitos.

Por su parte, las mediciones directas que se realizan con un equipo de quin-ta o sexta generación varían acorde con las técnicas de discriminación incorpora-das al equipo, pero en términos generales podemos encontrar: recuento total de eritrocitos, VCM, HCM, ADE-MD, dCHCM índice de anisocromía y otros más de eritrocitos que describimos a continuación. Recuento total de leucocitos, recuento diferencial de leucocitos absoluto y relativo identificando entre 6 y 8 tipos diferentes de subpoblaciones; recuento total de plaquetas, VPM, índice de plaquetas fluorescentes o reticulares; recuento de reticulocitos, hemoglobina re-ticulocitaria, IMR, IFR. Y calculan: hematocrito, CHCM, ADE-CV, ADH y el recuento absoluto de leucocitos.

En estos equipos la hemoglobina es medida utilizando el método de la cia-nometahemoglobina o mediante la técnica de lauril sulfato de sodio. Este último es un método que se correlaciona muy bien con el de cianometahemoglobina, adicionalmente tiene varias ventajas como que el reactivo que utiliza es libre de cianuro por lo tanto no causa daño al medio ambiente,50 por otro lado, muestra menor interferencia en muestras lipémicas o ictéricas y con recuentos altos de leucocitos o con la presencia anormal de proteínas.

Interferencias en los recuentos de los contadores ópticos

En términos generales, en la medida que se aumentan los criterios de discrimi-nación se disminuyen los errores en los recuentos y la cualificación de las células.

49 Pankraz, A. Ledieu,D. Pralet,D Provencher-Bolliger, A. Detection of reticulated platelets in whole blood of rats using flow cytometry Experimental and Toxicologic Pathology . 2008; 60:443–44850 Lewis SM, Garvey B, Manning R, Sharp SA, Wardle J. Lauryl sulphate haemoglobin: a non-haz-ardous substitute for HiCN in haemoglobinometry. Clinical laboratory haematolgy 1991;13(3):279-90



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No obstante, como mencionamos anteriormente hay que tener en cuenta que existen condiciones que afectan los recuentos sin importar el método utiliza-do. Lo importante es que el profesional logre interpretar tanto las alarmas como los histogramas y dispersogramas que se generan a partir del análisis bi o multi-paramétrico.

Adicional a las interferencias que ya se analizaron, en el sistema óptico se ha observado que la hipertrigliceridemias produce errores en los recuentos de pla-quetas.51

Por otro lado, a pesar de la ganancia en exactitud en el recuento automa-tizado de reticulocitos, este puede verse falsamente aumentado por la presencia de macroplaquetas, fragmentos de leucocitos y normoblastos. Por otro lado, se han reportado falsas disminuciones en este recuento en casos de aglutinación por aglutininas frías.52

A pesar de los grandes avances para lograr mayor exactitud en la cualifica-ción de las células para el recuento diferencial, se siguen observando discrepancias entre los reportes automatizados y los recuentos manuales, especialmente en ca-sos de neutrófilos displásicos que por su menor complejidad y volumen son con-tados como basófilos y en el caso de células plasmáticas que han sido reportadas o como monocitos o como basófilos53. De igual forma los diferentes equipos han mostrado sensibilidad en la exclusión de muestras que no presentan blastos, sin embargo se han reportado un número importante de falsos positivos en la detec-ción de estos blastos54.

Ventajas de los contadores ópticos

Como mencionamos, en este sistema se cuentan y analizan un número mayor de células que con otros métodos lo cual le permite disminuir el error estadístico

51 Cantero M., Conejo JR. Jimenez A., Creer MH. Ladenson J. Analytical error due to Iipemia can spuriously increase el MCHC but can not alter MCV and MCH and also hypercholesterolemia can not significant affects on red cell indices. Laboratory Medicine 1983; 14:351-5.52 Riley RS, Ben-Ezra JM, Goel R and Tid-Well A. Reticulocytes and reticulocytes enumeration. Journal of Clinical Laboratory Analysis. 2001. 15:267-29453 Hur M., Lee Y. K. Lee K. Kim H. Cho H. I Pseudobasophilia as an erroneous white blood cell dif-ferential count with a discrepancy between automated cell counters: report of two cases. Clinical and Laboratory Haematology. 2004, 26, 287–29054 Shelat, S. G. Canfield W. Shibutani S. Differences in detecting blasts between ADVIA 2120 and Beckman-Coulter LH750 hematology analyzers International Journal of Laboratory Hematology. 2009 in press



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de recuento, dependiendo la casa comercial está programado el conteo de entre 10.000 y 50.000 eventos55. Adicionalmente, el análisis multiparamétrico propor-ciona mayor exactitud en el reporte y permite emitir alarmas de las discrepancias identificadas en el cruce de variables.56

Las falsas leucopenias con neutropenia secundarias a agregados de PMN son corregidas en los equipos de quinta o sexta generación que utilizan lisis drás-tica de las membranas de leucocitos y estos núcleos son contados en un canal independiente, la lisis destruye los agregados y se pueden contar los núcleos en forma independiente57.

Otra ventaja en el cruce de variables se presenta en los analizadores que comparan el MCHC calculado, con la dCHCM que es medida en forma directa, las discrepancias encontradas entre estas dos mediciones dan alarmas sobre in-terferencias en la medición de la hemoglobina como en el caso de las hiperlipide-mias58, hiperproteinemias59, presencia de crioglobulinas60 y leucocitosis.

Los falsos aumentos de leucocitos por “no blancos” son detectados en los dispersogramas. En esta dirección, algunos analizadores de última tecnología identifican y cuentan el número de normoblastos61 lo que permite que estas célu-las ya no interfieran en el recuento total de leucocitos, evitando las correcciones al recuento que se deben hacer en los otros sistemas.

Por otro lado, disminuyen el número de remisiones a laboratorios espe-cializados al aumentar el espectro de uso rutinario con el recuento diferencial de subpoblaciones de linfocitos que tradicionalmente se realizan utilizando los citómetros de flujo.

55 Lehner, J. Greve, B. and Cassens, U. Automation in Hematology. Transfusion medicine and Hemo-Transfusion medicine and Hemo-therapy. 2007; 34:328-33956 Hirishi K. Takahisa Y. Casos Clínicos. SYSMEX CORPORATION. Productos ROCHE SA en Colombia.57 Galifi M., Schinella M., Nicoli M.and Lippi G. Instrumental reports and effect of anticoagulants in a case of neutrophil agglutination in vitro. Haematologica. 1993. 78, 364–370.58 Gagne C, Auger PL, Moorjani S, Brun D, and Lupien PJ. Effect of hyperchilomicronamia on the measurement of hemoglobin. American Journal of Clinical Phatology. 1977. 68: 584-586.59 Roberts WL, Fontenot JD, and Lehman CM. Overstimation of hemoglobin in a patient with an IgA-kappa monoclonal gammopathy. Archives of Pathology and Laboratory Medicine. 2000. 124: 616-618.60 Fohlen-Walter A. Jacob C, Lecompte T and Lesesve JF. Laboratory identification of cryoglobulinemia from automated blood cell counts, fresh blood samples and blood films. American Journal of Clinical Phatology. 2002. 117: 606-61461 Wang FS, Itose Y, Tsuji T, Hamagushi Y, Hirai K and Sakata T. Development and clinical applica-tion of nucleated red blood cell counting and staging on the automated haematology analyser XE-2100. Clinical and Laboratory Haematology. 2003. 25: 17-23



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Otros Métodos Utilizados en el Análisis Celular

En los últimos años se han venido implementando métodos complementarios a los mencionados, especialmente dirigidos a aumentar la exactitud en los recuen-tos diferenciales al tener nuevos criterios de discriminación celular. Por lo tanto no se utilizan como métodos únicos, sino combinados con impedancia eléctrica y óptica, los más utilizados son los métodos de radiofrecuencia (RF) y una nueva aplicación de la óptica con la medición de la luz polarizada.

RF es un método que permite medir la densidad del interior de las células, la cual depende de la morfología nuclear, la densidad de la cromatina, la comple-jidad del citoplasma, el número de gránulos y la consistencia de los mismos. Con estos datos el software especializado construye un dispersograma bidimensional, donde son apareados los tamaños contra la complejidad celular, permite identi-ficar células en diferentes estadios de maduración, por esto ha sido utilizado para identificar con gran precisión la presencia de granulocitos inmaduros.62

Como mencionamos, la dispersión de luz ortogonal polarizada es otra aplicación de la óptica, el análisis del grado de polarización de la luz se realiza directamente sobre la población de granulocitos y separa las células en neutrófilos y eosinófilos. Estos últimos, dada la composición de sus gránulos birrefringentes, actúan sobre la luz dispersada despolarizándola de forma característicamente alta frente a la poca despolarización que producen los neutrófilos 63.

Descripción de los nuevos parámetros hematológicos

Los distintos analizadores hematológicos han ido incorporado a su reporte nue-vos parámetros para las tres líneas celulares que dan información clínica relevan-te. De los glóbulos rojos tenemos nuevos índices secundarios como el ancho de distribución de la hemoglobina (HDW o ADH), índice de anisocromía, % de hematíes hipocromicos e hipercrómicos y el porcentaje de la hemoglobina de baja densidad (%LHD). Adicional al recuento de reticulocitos, se dispone de índices reticulocitarios como el volumen corpuscular medio reticulocitario o volumen reticulocitario medio (VCMr o VRM), ancho de distribución de reticulocitos

62 Hirishi K. Takahisa Y. Casos Clínicos. SYSMEX CORPORATION. Productos ROCHE SA en Colombia.63 Terstappen, B.G. de Grooth, K. Visscher, F.A. van Kouterik, and J. Grew Four-Parameter White Blood Cell Differential Counting Based on Light Scattering Measurements. Cytometry 1988 939-43



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(ADR), hemoglobina reticulocitaria (Hbr), Ret-Y, hemoglobina equivalente de reticulocitos (RET-He), ancho de distribución de la hemoglobina reticular (ADHr) y los indicadores de madurez de los reticulocitos como la fracción de reticulocitos inmaduros (IRF), índice de reticulocitos maduros (IMR), el conte-nido de RNA y el índice de fluorescencia que se relaciona directamente con una concentración baja, media y alta de RNA.

El ADH es una medida estadística que se calcula a partir de la desviación estándar de la distribución de las concentraciones de hemoglobina. El índice de anisocromía o índice de dispersión de hemoglobina (IDHgb) mide la dispersión en el grado de hemoglobinización de los eritrocitos, se relaciona directamente con el ADH. A partir de la distribución del citograma de eritrocitos el equipo calcula el porcentaje de hematíes hipercrómicos, hipocromicos y el % de hemoglobina de baja densidad.

El citograma de eritrocitos se realiza mediante la combinación de las lecturas de la HCM y el VCM, proporciona la distribución de eritrocitos en 9 poblaciones. Los límites de los nueve cuadrantes se fijan a partir de límites de normalidad, se grafica el VCM en el eje Y y la HCM en el eje X. A partir de esta distribución se calcula el % de cada una de las 9 poblaciones: microcíticos normo, hipo o hiper crómicos; normocíticos normo, hipo o hiper crómicos y macrocíticos normo, hipo o hiper crómicos. (Gráfica 12)

Gráfica 12. Citograma de glóbulos rojos

Macrocíticos Normocíticos Microcí ticos

Volumen (VCM)

HCM

Hipercrómicos

Normocrómicos

Hipocrómicos



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Respecto al recuento de reticulocitos, es innegable la ganancia en precisión y exactitud frente al método manual64, 65, 66, 67, 68 de igual forma sus índices han mostrado gran sensibilidad en el diagnóstico de algunas patologías. Dentro de estos tenemos el VRM, definido como el tamaño promedio del volumen de los reticulocitos. El ADR, es una medida de la distribución del tamaño de los reti-culocitos que se calcula de igual forma que el ancho de distribución eritrocitario (ADE). La Hbr mide el contenido de hemoglobina de los reticulocitos, a partir de este valor algunos equipos calculan el CHr, otros la miden en forma directa, en cualquier caso se define como una medida de la concentración de hemoglobina en el reticulocito promedio que se expresa en pg, se consideran normales valores entre 28 y 32 pg.69 Otro parámetro que se calcula es el ADHr el cual indica la dispersión en la concentración de hemoglobina de los reticulocitos.

El índice RET-Y70 es el valor promedio de la complejidad de las células en la población de reticulocitos, la RET-He se calcula a partir de RET-Y y se expresa en pg, tiene la misma aplicación diagnóstica de CHr.71

Hay otros índices de los reticulocitos de interés clínico que son calculados o medidos directamente y que se asocian con el índice de producción de reticu-locitos (IPR), que se calcula cuando se cuentan reticulocitos en forma manual, se calcula a partir de un recuento corregido y teniendo en cuenta el hematocrito del paciente para inferir el número de días en que disminuye la estancia del reticulo-

64 Van Den Bossche, J., Devreese, K., Malfait, R., Van De Vyvere M, De Schouwer P. Comparison of the reticulocyte mode of the Abx Pentra 120 Retic, Coulter® General-Stm, Sysmex® SE 9500, Abbott CD 4000 and Bayer Advia® 120 haematology analyzer in a simultaneous evaluation. Clinical Laboratory Haematology 2001;23:355-360.65 Rudensky B. Comparison of a semi-automated new Coulter methylene blue method with fluorescence flow cytometry in reticulocyte counting. Scand Journal of Clinical Laboratory Invest 1997; 57: 291-29666 D’Onofrio G, Kim YR, Schulze S, Lorentz T, Dörner K, Goossens W, et al. Evaluation of the Abbott Cell Dyn 4000 automated fluorescent reticulocyte measurements: comparison with manual, FACScan and Sysmex R1000 methods. Clinical Laboratory Haematology 1997; 19 (4): 253-6067 Kessler C, Machin SJ, Pollard Y, Grant D, Sheridan B, Charles C, Kramer K, Pierre RV. reticulocyte performance on the Coulter® GEN.Stm system. Laboratory Haematology 1997;3:41-47.68 Dumar, S. Manascero, AR. Nuevos índices celulares utilizados en la medición de la respuesta medular post trasplante de médula ósea y/o células progenitoras hematopoyéticas. 2008. Trabajo de Grado. Carre-ra de Bacteriología. Pontificia Universidad Javeriana.69 Ullrich C, Wu A, Armsby C, Rieber S, Wingerter S, Brugnara C, Shapiro D, Bernstein H. Screening Healthy Infants for Iron Deficiency Using Reticulocyte Hemoglobin Content JAMA. 2005;294:924-930.70 Buttarello M, Temporin V, Ceravolo M, Farina G, Bulian P. The new reticulocyte parameter (RET-Y) of the Sysmex XE 2100. American Journal of Clinical Patholology 2004;121:489–95.71 Franck S, Linssen J, Messinger M, and Thomas L. Potential Utility of Ret-Y in the Diagnosis of Iron-Restricted Erythropoiesis, Clinical Chemistry. 2004;50:1240-1242.



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cito en médula que implica un tiempo mayor de maduración en periferia y que se relaciona con el tipo de respuesta eritropoyética que esté dando la médula ósea. Cuando hay una respuesta ineficiente el IPR es menor de 2, un IPR mayor de 3 indica una eritropoyesis acelerada.

En esta dirección están los parámetros automatizados que evalúan el con-tenido de RNA el cual es inversamente proporcional a la madurez del reticulocito, a mayor contenido de RNA menor madurez. Los equipos hacen tres cortes para lectura en bajo, o LRNA, medio o MRNA y alto o HRNA. De igual forma, el ín-dice de madurez reticulocitaria IMR es informado teniendo en cuenta la intensi-dad de fluorescencia de cada célula, esta intensidad es directamente proporcional al contenido de RNA, a mayor intensidad mayor RNA y a mayor RNA menor es el grado de madurez del reticulocito. Estas células son distribuidas en un cito-grama de reticulocitos a partir del cual se diferencian tres poblaciones con baja, media y alta fluorescencia. Teniendo en cuenta este análisis citométrico se reporta el IRF que es producto de la sumatoria de la fluorescencia media y alta.

De los glóbulos blancos podemos decir que se ha logrado una mejor di-ferenciación de los granulocitos, algunos equipos están realizando curvas de dispersión de los neutrófilos que se reporta como volumen medio de neutró-filos (VNM o MNV) o como el ancho de distribución de neutrófilos (ADN o NDW). Este NDW ha mostrado buena correlación en pacientes con procesos infecciosos de origen bacteriano, con leucocitos normales o ligeramente aumen-tados y con o sin neutrofilia, por lo tanto puede ser utilizado como indicador temprano del proceso infeccioso. 72

De igual forma algunos equipos han ido más allá incorporando métodos inmunológicos que utilizan anticuerpos monoclonales marcados con fluorocro-mos para la detección del inmunofenotipo de los linfocitos y su posterior diferen-ciación en NK, T y B73 o subpoblaciones de T CD4 y CD874.

72 Chaves F, Tierno B and Xu, D. Neutrophil Volume Distribution Width: A New Automated Hema-tologic Parameter for Acute Infection Archives of Pathology & Laboratory Medicine; 2006; 130, 379-38073 Molero T, Roemer B, Perera Álvarez M del Mar, Lemes A, De la Iglesia Iñigo S, Palacios G, et al. Analysis and enumeration of T cells, B cells and NK cells using the monoclonal antibody fluorescence capability of a routine haematology analyser (Cell-Dyn CD4000). Clinical and Laboratory Haemato-logy. 2005;27:224-3474 Marshall P, Hung D, Yuan J, Kim YR. Rapid, automated, closed tube quantitation of CD4+ and CD8+ T-cell populations on the Cell-Dyn 4000 hematology analyzer. Laboratory Hematology. 2000; 6:137-43.



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Por otro lado, en este momento hay mayor precisión respecto a la detec-ción de blastos y de progenitores hematopoyéticos que se relacionan con células CD34+.

Respecto a las plaquetas, además de ganar exactitud con los recuentos por métodos ópticos y con el uso de marcadores de inmunofenotipo, se están repor-tando plaquetas reticulares como un índice de plaquetas inmaduras, las cuales son de utilidad para diferenciar las trombocitopenias de origen medular de las perifé-ricas y como indicadores de respuesta de recuperación medular en el seguimiento pos trasplante o posterior a un tratamiento de quimioterapia75.

INTERPRETACIÓN GENERAL DEL CUADRO HEMÁTICO

Respecto al reporte numérico por lo general el software del equipo trae la infor-mación utilizando abreviaturas por lo general en ingles, en las siguientes tablas se mostrará las abreviaturas utilizadas y las unidades de reporte para cada uno de los parámetros de los equipos que funcionan por impedancia y por dispersión de luz.

Tabla 2 Parámetros del Cuadro Hemático Automatizado - Tercera Generación

PARÁMETRO Abreviatura Unidades Tipo de mediciónRecuento total de glóbulos blancos WBC X103/uL DIRECTAPorcentaje de linfocitos LY% % CALCULOPorcentaje de mononucleares MO% % CALCULOPorcentaje de granulocitos GR% % CALCULONúmero absoluto de linfocitos LY# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de mononucleares MO# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de granulocitos GR# X103/uL DIRECTARecuento total de glóbulos rojos RBC X106/uL DIRECTAHemoglobina HBG g/dL DIRECTAHematocrito Hct % CALCULOVolumen corpuscular medio MCV fL DIRECTAHemoglobina corpuscular media MCH pg CALCULOConcentración de hemoglobina corpuscular media MCHC g/dL CALCULOAncho de distribución eritrocitaria RDW % CALCULORecuento total de plaquetas Plt X103/uL DIRECTAVolumen plaquetario medio MPV fL DIRECTAPlaquetocrito Pct % CALCULOAncho de distribución plaquetaria PDW % CALCULO

75 Wang C, Smith BR., Ault KA., and Rinder HM. Reticulated platelets predict platelet count recovery following chemotherapy Transfusion 2002;42:368-374



51

Tabla 3 Parámetros del Cuadro Hemático Automatizado – Cuarta Generación

PARAMETRO Abreviatura Unidades Tipo de mediciónRecuento toral de glóbulos blancos WBC X103/uL DIRECTAPorcentaje de linfocitos LY% % CALCULOPorcentaje de monocitos MO% % CALCULOPorcentaje de neutrófilos NE% % CALCULOPorcentaje de eosinófilos EO% % CALCULOPorcentaje de basófilos BA% % CALCULONúmero absoluto de linfocitos LY# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de monocitos MO# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de neutrófilos NE# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de eosinófilos EO# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de basófilos BA# X103/uL DIRECTARecuento total de glóbulos rojos RBC X106/uL DIRECTAHemoglobina HBG g/dL DIRECTAHematocrito Hct % CALCULOVolumen corpuscular medio MCV fL DIRECTAHemoglobina corpuscular media MCH pg DIRECTAConcentración de hemoglobina corpuscular media MCHC g/dL CALCULOAncho de distribución eritrocitaria RDW % DIRECTARecuento total de plaquetas Plt X103/uL DIRECTAVolumen plaquetario medio MPV fL DIRECTAPlaquetocrito Pct % CALCULOAncho de distribución plaquetaria PDW % CALCULOReticulocitos #* RET # # DIRECTAReticulocitos %* RET% % CALCULO

*no es característico del reporte de un hemograma de cuarta generación, sin embargo algunos equipos los reportan.

Tabla 4 Parámetros del Cuadro Hemático Automatizado – Quinta y sexta Generación

PARAMETRO Abreviatura UnidadesTipo de

mediciónRecuento toral de glóbulos blancos WBC X103/uL DIRECTAPorcentaje de linfocitos LY% % CALCULOPorcentaje de monocitos MO% % CALCULOPorcentaje de neutrófilos NE% % CALCULOPorcentaje de eosinófilos EO% % CALCULOPorcentaje de basófilos BA% % CALCULONúmero absoluto de linfocitos LY# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de monocitos MO# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de neutrófilos NE# X103/uL DIRECTANúmero absoluto de eosinófilos EO# X103/uL DIRECTA



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Número absoluto de basófilos BA# X103/uL DIRECTAAncho de distribución de neutrófilos NDW % CALCULOCélulas inmaduras* GI, IMI, LUC % DIRECTARecuento total de glóbulos rojos RBC X106/uL DIRECTAHemoglobina HBG g/dL DIRECTAHematocrito Hct % CALCULOVolumen corpuscular medio MCV fL DIRECTAHemoglobina corpuscular media MCH pg DIRECTAConcentración de hemoglobina corpuscular media MCHC g/dL CALCULOAncho de distribución eritrocitaria RDW-CV % CALCULOAncho de la curva de glóbulos rojos RDW-MD fL CALCULOPorcentaje de hematíes hipocrómicos HIPO % DIRECTAPorcentaje de hematíes microcíticos MICRO % DIRECTACociente HIPO/MICRO CHM % CALCULOPorcentaje de hematíes macrocíticos MACRO % DIRECTAPorcentaje de hematíes hipercrómicos HIPER % CALCULOPorcentaje de hematíes macrocíticos e hipocrómicos MACROHIPO % CALCULOPorcentaje de hematíes macrocíticos y normocrómicos MACRONCR % CALCULOPorcentaje de hematíes macrocíticos e hipercrómicos MACROHIPE % CALCULOPorcentaje de hematíes normocíticos e hipocrómicos NORMOHIPO % CALCULOPorcentaje de hematíes normocíticos y normocrómicos NORMONCR % CALCULOPorcentaje de hematíes normocíticos e hipercrómicos NORMOHIPE % CALCULOPorcentaje de hematíes microcíticos e hipocrómicos MICROHIPO % CALCULOPorcentaje de hematíes microcíticos y normocrómicos MICRONCR % CALCULOPorcentaje de hematíes microcíticos e hipercrómicos MICROHIPE % CALCULORecuento total de plaquetas Plt X103/uL DIRECTAVolumen plaquetario medio MPV fL DIRECTAPlaquetocrito Pct % CALCULOAncho de distribución plaquetaria PDW % CALCULOÍndice de plaquetas fluorescentes IPI DIRECTAPorcentaje de plaquetas reticulares %RP % CALCULOReticulocitos # RET # # DIRECTAReticulocitos % RET% % CALCULOÍndice de fluorescencia de reticulocitos IFR CALCULOÍndice de reticulocitos inmaduros IRM CALCULO

*Acorde con las posibilidades técnicas cada casa comercial identifica estas células inmaduras dentro de un grupo celular ya sea como granulocitos inmaduros, leucocitos no teñidos (LUC), Clasificación de blastos y granulocitos inmaduros acorde con el patrón de tinción a la mieloperoxidasa y la complejidad del núcleo (PANDA), (IMI)

Se recomienda encontrar los valores de referencia propios para cada po-blación, en nuestro caso puede consultar los obtenidos por el grupo de trabajo de Hematología de la Universidad Javeriana76.

76 Garces, M. Cubillos, M. Manascero, A R. “Garantía de calidad en hematología: comparación de pa-



53

Para lograr la correcta interpretación del cuadro hemático es necesario re-cordar la definición de cada uno de los parámetros y en qué casos los podemos encontrar alterados.

Los índices eritrocitarios primarios y secundarios clásicos y los derivados de los análisis de los equipos automatizados son utilizados para aproximar el diag-nóstico y realizar el seguimiento de patologías como la anemia y la poliglobulia.

El hemograma cada vez da mayor información sobre el posible origen de la anemia, por un lado está la nueva clasificación acorde con el valor del ADE y el VCM a partir del aporte realizado por Bessman77, la confiablidad en el recuento de reticulocitos y sus índices de maduración que clasifican el proceso como res-pondedor o no respondedor.

Acorde con el VCM y el ADE las anemias están divididas en seis grupos como se presentan en la tabla 5. No han sido reportadas patologías asociadas con un ADE disminuido.

Tabla 5. Clasificación de las anemias teniendo en cuenta el ADE y el VCM

Clasificación ADE VCM Anemias

NORMOCITICAS HOMOGÉNEAS

Normal Normal

Anemia secundaria a enfermedades crónicas. Hemoglobinopatía sin anemia.Secundaria a neoplasias y quimioterapia. Hemorragias. Esferocitosis hereditaria.Deficiencias enzimáticas sin anemia. Anemias hemolíticas sin crisis hemolíticas

MICROCITICAS HOMOGÉNEAS

Normal DisminuidoTalasemia menor. Anemia secundaria a enfermedades crónicas.

MACROCITICAS HOMOGÉNEAS

Normal AumentadoSíndrome de DiGuglielmoAnemia aplásica. Sindrome mielodisplásico.

MACROCITICAS HETEROGÉNEAS

Aumentado AumentadoAnemias megaloblásticas de origen caren-cial. Anemia hemolítica en crisis hemolítica. Aglutininas frías

rámetros manual y automatizado del cuadro hemático en adultos asintomáticos de Bogotá” Trabajo de grado pregrado de Bacteriología .199177 Bessman JD, Gilmer PR, Gardner FH. Improved classification of anemias by MCV and RDW. Amer-ican Journal of Clinical Pathology 1983; 80: 322-9.



54

MICROCITICAS HETEROGÉNEAS

Aumentado Disminuido

Anemia ferropénica.Anemia hemolítica inmune.Talasemia mayor.Hemoglobinopatías.Fragmentación de eritrocitos.

NORMOCITICAS HETEROGÉNEAS

Aumentado Normal

Anemia secundaria a enfermedades crónicas.Deficiencia incipiente de hierro, vitamina B12 o folatos. Mielofibrosis. Anemia Sideroblástica.Hemoglobinopatías con anemia.Esferocitosis Hereditaria (crisis hemolítica)Anemia dimorfa.Anemia carencial mixta.

Una anemia puede estar en un grupo o en otro ya que depende de variables propias de cada paciente, por ejemplo que esté en crisis hemolítica y el grado de fragmentación celular que tenga en el momento que se toma la muestra, de igual forma influye el tipo de respuesta que esté presentando la médula ósea, y otras variables más que como dijimos no tienen un patrón común de comportamiento. Esta movilidad entre los grupos se presenta dado que el VCM se aumenta o se disminuye a expensas de la mayor o menor cantidad de formas y tamaños que lo afectan como se presenta en la tabla 9, de igual forma el ADE oscila dependiendo de esta misma condición. Adicionalmente, notamos como en algunas anemias con respuesta medular eficiente, a pesar de tener una morfología alterada con microcitosis o poiquilocitosis el VCM no se altera por el promedio logrado entre los glóbulos pequeños y los grandes de la policromatofilia; es el caso de la anemia sideroblástica.

Es necesario recordar que los esferocitos de la Esferocitosis Hereditaria, a pesar de perder superficie no disminuyen su volumen, por esto se clasifican dentro de los normocíticos a pesar que en el FSP los observemos más pequeños que un discocito.

Otro caso en el que el ADE está muy aumentado lo podemos encontrar cuando se transfunde a un paciente en crisis hemolítica severa, si a este paciente se le realiza un cuadro hemático el histograma de rojos va a mostrar las dos pobla-ciones celulares en una curva denominada como bimodal, en este tipo de curvas por lo general el cálculo del VCM es normal con un ADE muy aumentado.



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Utilidad clínica de los nuevos índices celulares

Adicional a la utilidad del ADE en la clasificación de las anemias propuesta por Bessman, diferentes estudios han demostrado que este índice se comporta como un predictor independiente de la morbilidad y de la mortalidad en pacientes con infarto del miocardio,78 paro cardíaco,79 en la etapa terminal de la enfermedad renal,80 recientemente ha sido asociado con la evolución de los derrames81 y como predictor de mortalidad por diferentes causas en la población general mayor de 45 años.82 Hasta el momento no hay claridad sobre la fisiopatología en torno a esta observación, sin embargo se cree que la situación puede ser resultado de un estado inflamatorio subyacente, que conduce a una maduración anormal de los eritrocitos.

De igual forma, se ha demostrado la importancia clínica del recuento au-tomatizado de esquistocitos83 como evidencia de hemólisis microangiopática en los pacientes sometidos a trasplante de médula ósea, en el diagnóstico temprano de la trombopatía microangiopática secundaria al trasplante.84

Así mismo, los otros índices eritrocitarios disponibles hoy en día han de-mostrado ser una herramienta útil para la aproximación en el diagnóstico di-ferencial y en el seguimiento de los pacientes anémicos85. Los índices que han demostrado más utilidad han sido el porcentaje de glóbulo rojos hipercrómicos

78 Felker G.M., Allen L.A., Pocock S.J., Shaw L.K., McMurray J.J. and Pfeffer M.A. et al. “Red Cell Distribution Width as a Novel Prognostic Marker In Heart Failure: Data From The CHARM Program and the Duke Databank, Journal of American College of Cardiology 2007 50: 40-47.79 Tonelli M., Sacks F., Arnold M., Moye L., Davis B. and Pfeffer M., “Relation Between Red Blood Cell Distribution Width and Cardiovascular Event Rate in People With Coronary Disease”, Circulation 117: 163-168 .80 Cantaro S. and Piva E., Hematological and iron parameters to predict mortality in ESRD, G Ital Nefrol 22 135–139.81 Chizobam, A and Ovbiagele B. Elevated red blood cell distribution width predicts mortality in persons with known stroke Journal of the Neurological Sciences. 2009 277: 103-10882 Kushang V. P, Ferrucci L, Ershler W B, Longo DL, Guralnik JM. Red Blood Cell Distribution Width and the Risk of Death in Middle-aged and older adults. Archives of Internal Medicine. 2009; 169(5):515-52383 Lesesve JF, Salignac S, Lecompte T, Borgigoni P. “Comparative evaluation of schistocyte counting by an automated method and by microscopic determination”. American Journal of Clinical Pathology 2004; 121 (5): 739-45.84 Lesesve J-F , Salignac S, Lecompte T and Bordigoni P. Automated measurement of schistocytes after bone marrow transplantation Bone Marrow Transplantation (2004) 34, 357–362. 85 D’Onofrio G, Zini G, Ricerca BM. Automated measurement of red blood cell microcytosis and hy-Automated measurement of red blood cell microcytosis and hy-pochromia in iron deficiency and a-thalasemia trait. Archives of Pathology and Laboratory Medicin 1992; 116: 84-9.



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en el diagnóstico de esferocitosis86,87 el porcentaje de microcíticos hipocrómicos, la relación microcíticos/hipocrómicos M/H y la anisocromía para el diagnóstico diferencial entre talasemias y ferropenia.88

Respecto a los índices reticulocitarios, se ha señalado la utilidad de la Hbr y la CHr en el diagnóstico precoz de las anemias ferropénicas89,90 y su tratamiento en diversos grupos poblacionales91,92,93 y con diferentes patologías. Se considera que un valor inferior a 27.5 pg es un indicador temprano de deficiencia de hie-rro.94 También se ha demostrado su gran utilidad en el diagnóstico95,96,97,98 y se-guimiento99 de la anemia por enfermedad crónica. En esta misma dirección, se

86 Gilsanz F, Ricard MP, Millan I. Diagnosis of hereditary spherocytosis with dual-angle differential ligth scatering. American Journal of Clinical Pathology 1993; 100: 119-22.87 Kutter D, Dragana M, Thoma J, Kutter P. Erytrocyet Hyperchromia Measures by Flow Cytometry: a Marker for Iron Overload? Laboratoriums Medizin 2003. 27: 1-2, 67-72.88 Han P, Fung KP. Discriminant analysis of iron deficiency anaemia and heterozygous thalasemia traits: a 3-dimensional selection of red cell indices. Clinical Laboratory of Haematology 1991;13: 351-62.89 Brugnara C.. Use of reticulocyte cellular índices in the diagnosis and treatment of hematological dis-orders. Internal Journal of Clinical Laboratroy Research 1998 28:1-11.90 Brugnara C, Zurakowsky D., DiCanzio J., Boyd T., Platt O. Reticulocyte hemoglobin content to diagnose iron deficiency in children. JAMA, 1999 281: 23.91 Brugnara C, Laufer MR, Friedman AJ, Bridges K, Blast O. Reticulocyte hemoglobin content (CHr): early indicator of iron deficiency and response to therapy. Blood 1994; 83 (10):3100-1.92 Gonzalez, M. E., Cepeda, J., Gonzalez, A. J. et al. Infradiagnóstico del déficit de hierro en pacientes ambulatorios debido al mal uso y a las limitaciones de los marcadores bioquímicos: utilidad del contenido de hemoglobina del reticulocito. Anales de Medicina Interna (Madrid). 2008, vol. 25, nro. 293 Brugnara C, Zurakowsky D, DiCanzio J, Boyd T, Platt O. Reticulocyte hemoglobin content to diag-nose iron deficiency in children. JAMA 1999; 281 (23): 2225-30.94 Ullrich C., Wu A., Armsby C., Rieber S., Wingerter S., Brugnara C., Shapiro D., and Bernstein H.. Screening Healthy Infants for Iron Deficiency Using Reticulocyte Hemoglobin Content. JAMA, 2005; 294(8): 924 - 930.95 Mast AE, Blinder MA, Lu Q, Flax S. Clinical utility of the reticulocyte hemoglobin content in the diagnosis of iron deficiency. Blood 2002; 99 (4): 1489-91.96 Thomas C, Thomas L. Biochemical markers and hematologic indices in the diagnosis of functional iron deficiency. Clinical Chemistry 2002; 48 (7): 1066-76.97 Tilman H. Steinmetz , A Tsamaloukas G, n Schmitz S, Wiegand J, Rohrberg R, Eggert J, Eustermann H, and Thomas L. Analysis of Hypochromic Reticulocytes and Ferritin Index as a Rationale for An Effective Therapy of Cancer- and Chemotherapy-Associated Anemia. Blood 2008 112: 4578 - 4578.98 Fishbane S, Shapiro W, Dutka P, Venezuela OF, Faubert J.A randomized trial of iron deficiency testing strategies in hemodialysis patients. Kidney International 2001; 60 (6): 2406-11.99 Rodrigues A, Ortega C, Santos L, Teixeira A, Dinis MJ, Vasconcelos I, et al. Clinical utility of Beck-Clinical utility of Beck-man-Coulter Gen’s re ticulocyte analysis in the study of anemia of chronic disease (ACD). Laboratory Hematology 2007; 13 (3): 85-92.



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ha visto que el ADR y el ADHr pueden utilizarse como un detector temprano y marcador de recuperación en la deficiencia de hierro.100

Respecto al contenido bajo (LRNA), medio (MRA) y alto de RNA (HR-NA), el IMR y el IRF, son indicadores estables y altamente sensibles respecto al tipo de respuesta que esté presentando la médula ósea. Cuando la eritropoyesis es acelerada como en el caso de un proceso hemolítico severo, el LRNA se dismi-nuye y el MRNA y HRNA se aumentan.101,102 De igual forma, dada su sensibi-lidad se están utilizando como indicadores tempranos del implante medular de los progenitores hematopoyéticos pos trasplante.103,104,105,106,107 La dispersión en estos índices aumenta el ADR y el VRM, por lo tanto, variaciones en estos índices también indican respuesta medular eficiente.

Algunas tecnologías permiten medir el ancho de distribución de los neu-trófilos (NDW o ADN), este parámetro ha demostrado tener utilizad clínica en el diagnóstico de infecciones agudas108.

100 Sowade O, Sowade B, Gross J, Brilla K, Ziemer S, Franke W, Stephan P, Scigalla P, Warnke H. Evalu-ation of Erythropoietic Activity on the Basis of the Red Cell and Reticulocyte Distribution Widths during Epoetin Beta Therapy in Patients Undergoing Cardiac Surgery Acta Haematologica 1998;99:1-7101 Dalal BI, Stockford GR, Naiman SC, Spinelli JJ, Phillips GI. Criteria for marrow engraftment: com-parison of reticulocyte maturity index with conventional parameters. Bone Marrow Transplant 1996; 17: 91-2. 102 Kanold J, Bezou MJ, Coulet M, et al. Evaluation of erythropoietic/hematopoietic reconstitution after BMT by highly fluorescent reticulocyte counts compares favorably with traditional blood cell counting. Bone Marrow Transplant 1993; 11: 313-8.103 Torres, A; Sanchez, J; Lakomsky, D; Serrano, J; Alvarez, M; Martin, C; Valls, C; Nevado, L; Rodriguez, A; Casaño, J; Martinez, F; Gomez, P. Assessment of hematologic progenitor engraftment by complete reticulocyte maturation parameters after autologous and allogeneic hematopoietic stem cell transplanta-tion. Haematologica. 2001. 86; 24-29.104 Dubner, D; Perez, M. Barboza, M; Sorrentino, M; Robinson, A; Gisone, P. Indicadores evolutivos y de recuperación medular en transplante de medula ósea después de irradiación corporal total. Medicina. 2002. 62; 555-561. 105 Huisman A, Stokwielder R, Kendall R, Krokenberger M, Roche J. A feasibility study of simultaneous optical /fluorescence erythrocyte analysis using the Abbott CELL-DYN Sapphire. Internal Journal of Laboratory Hematology 2008; 30 (Suppl 1): 66-7. 106 Grotto, H. Vigoritto, A. Noronha, J.Lima, G. Immature reticulocyte fraction as a criterion for marrow engraftment. Evaluation of a semi – automated reticulocyte counting method. Clinical lab. Haematology. 1999. 21; 285-287.107 Idris F. and Jayaranee S. Selection of immature reticulocyte fraction (IRF) threshold value as an indi-cator of haemopoietic engraftment using Cell Dyn 4000 and Sysmex XE-2100 International Journal of Laboratory Hematology 2008, 30 (Suppl. 1), 58–147108 Chaves F, Tierno B and Xu, D. Neutrophil Volume Distribution Width: A New Automated Hemato-logic Parameter for Acute Infection Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 2006; 130-133



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El reporte de plaquetas reticuladas se obtiene a partir de instrumentos que manejan técnicas de fluorescencia utilizando colorantes que detectan el conte-nido de RNA el cual es indicador de trobopoyesis reciente109. Este parámetro es utilizado como indicador de respuesta medular trombopoyética eficiente y en el diagnóstico para diferenciar una trombocitopenia de origen medular de una que no lo sea.110

Estas son algunas de las principales aplicaciones clínicas de los índices que se reportan en los equipos de quinta y sexta generación, todas han sido reportadas como producto de la observación retrospectiva y prospectiva y correlacional reali-zada en diferentes grupos poblacionales y con diversas patologías.

INTERPRETACIÓN DEL REPORTE GRÁFICO DEL HEMOGRAMA AUTOMATIZADO

Histogramas

Como se mencionó anteriormente, son representaciones de frecuencias de vo-lúmenes celulares representados en el eje X graficado contra un número relativo representado en el eje Y, por ser relativo no tiene un equivalente numérico real, el eje X se expresa en fL.

En condiciones normales en el reporte se observan curvas cónicas, planas o cóncavas que en su mayoría son modales.

Histograma de glóbulos rojos

La curva normal de glóbulos rojos es cónica, modal y se encuentra representada en tamaños de 60 a 110 fL, con un pico anexo o curva secundaria modal de pla-na a ligeramente cóncava con muy poca altura que llega a 200 fL y en la cual se ubican las células no nucleadas que están saliendo de la médula ósea a terminar su proceso de maduración y cuyo tamaño es un poco más grande, corresponden a

109 Joutsi-Korhonen L, Sainio S, Riikonen S, Javela K, Teramo K and KekomaÈki R. Detection of reticu-lated platelets: estimating the degree of fluorescence of platelets stained with thiazole orange. European Journal of Haematology. 2000: 65: 66-71110 Koike Y,Yoneyama A, Shirai J, et al. Evaluation of thrombopoiesis in thrombocytopenic disorders by simultaneous measurement of reticulated platelets of whole blood and serum thrombopoietin concentra-tions. Thromb Haemost 1998;79:1106-1110.



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células policromáticas en la coloración de Wright y a reticulocitos revelados con colorantes supravitales.

Gráfica 13. Histograma Normal de Glóbulos Rojos

RBC HISTOGRAM

50 100 150 250 300200

# 001

Algunas de las alteraciones más frecuentes de la curva de eritrocitos son:

• Desplazada a la izquierda• Abierta a la izquierda• Desplazada a la derecha• Abierta a la derecha• Curva bimodal• ADE aumentado• Arranque extenso en Y• Aumento de pico secundario

Histograma de glóbulos blancos

La arquitectura normal del histograma de leucocitos muestra tres subgrupos po-blacionales claramente definidos formando las tres curvas características del he-mograma de tercera generación.

• Curva de linfocitos: es cónica comprendida entre 50 y 100 fL.• Curva de mononucleares o de celularidad mixta: es plana a ligeramen-

te cóncava extendida entre 100 y 150 fL.• Curva de granulocitos: es cóncava se extiende entre los 150 y 380 fL.



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Gráfica 14. Histograma normal de glóbulos blancos

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 001

Algunas de las alteraciones más frecuentes en la curva de linfocitos son:

• Arranque extenso en y• Perdida de altura• Distribución no normal a la derecha

Las alteraciones más frecuentes de la curva de mononucleares son:

• Unión con linfocitos• Unión con granulocitos• Aumento cónico sin perder arquitectura.• Aumento cónico con pérdida de arquitectura.

La curva de granulocitos se altera cuando:

• Unión con mononucleares• Curva cónica modal• Curva cónica extendida a mononucleares• Curva cónica extendida a 450 fL

Cuando se presenta perdida de la arquitectura en el histograma de glóbu-los blancos y si está acompañado de alteraciones en glóbulos rojos y plaquetas, por lo general obedece a una respuesta medular compatible con algún tipo de leucemia o mielodisplasia.

• Extendida entre 30 y 450 fL• Extendida entre 60 a 180 fL• Extendida entre 50 a 120 fL



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Histograma de plaquetas

La curva normal de plaquetas es cónica sin distribución normal con una represen-tación amplia en tamaños que va de 2 a 20 fL, el pico máximo normalmente está entre 4 y 6 fL. Dado que el recuento de plaquetas se realiza en la dilución mayor, la misma de glóbulos rojos, el equipo realiza un doble recuento disminuyendo de esta forma el coeficiente de variación. Algunos equipos grafican el doble recuento donde muestran si ha existido o no coincidencia en los mismos, los otros realizan un solo trazo con el promedio de las dos lecturas.

Gráfica 15. Histograma normal de plaquetas

PLT HISTOGRAM

2 5 10 15 20 25 30

# 001

Las alteraciones que se presentan en el recuento de plaquetas son:

• No arranque en X• Pérdida de altura• Conformación de bloques• Extendida por encima de 20 fL• Aumento celular en la terminación• Tope recto

Ejemplos de las principales alteraciones de estos histogramas se verán en el capítulo 3.

Dispersogramas

Los dispersogramas son otro tipo de gráficas bi o multiparamétricas utilizadas especialmente para representar la diferenciación de subpoblaciones de leucocitos.



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Se trata, de un análisis tridimensional de las células para el cual utiliza un mínimo de dos parámetros que hacen coincidir con las propiedades celula-res específicas permitiendo de esta forma su clasificación en cinco o más grupos celulares. Se identifican neutrófilos, eosinófilos basófilos, linfocitos y monocitos. Así mismo permite sospechar con un alto grado de certeza la presencia de células inmaduras diferenciadas y no diferenciadas.

El gráfico tridimensional es un cubo, dada la imposibilidad de presentarlo en esta forma existen diferentes cortes para su presentación plana, cada casa co-mercial presenta uno o dos gráficos, los que a su juicio sean los más representati-vos para la tecnología empleada, el más utilizado consiste en graficar volumen en el eje Y del plano cartesiano y la complejidad en el eje X (gráfico 16). Cuando los equipos utilizan parámetros de diferenciación adicionales como la actividad en-zimática de peroxidasa o los diferentes tipos de fluorescencia, el análisis es multi-paramétrico o multivariado teniendo en cuenta todas las variables analizadas para dar el reporte. El grado de confiabilidad aumenta en la medida que se analizan un mayor número de variables, ver gráfica 10.

Gráfica 16. Dispersograma normal (volumen vs. complejidad y fluorescencia vs. tamaño)

WBCWBC

DF 1DF 1

VOLUMEN

VOLUMEN

COMPLEJIDAD

VOLUMEN

Gráfico número 16. Dispersograma normal (Volumen Vs Complejidady Fluorescencia Vs Tamaño)

Nótese que en ambos casos de pacientes con diferenciales normales es cla-ra la separación de las poblaciones celulares y la densidad de puntos de cada una es la esperada para dicha población.

Las alteraciones de este dispersograma se relacionan con aumento o dis-minución de los cinco tipos de leucocitos que reporta o con la aparición de células que obedecen a diferentes patologías sean malignas o no. El aumento o dismi-nución es revelado por la densidad de los puntos. La sospecha de granulocitos



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inmaduros se produce por la aparición de puntos continuos al área de los neu-trófilos (gráfica 10) hacia zonas de mayor fluorescencia o la de mayor volumen dependiendo la tecnología y el contraste utilizado por la casa comercial. De igual forma los blastos se empiezan a sospechar por la pérdida en la separación de las poblaciones, por la aparición de puntos en zonas de mayor volumen y menor complejidad o de mayor fluorescencia y menor volumen. Las principales anor-malidades reportadas son:

• Aumento o disminución de neutrófilos, eosinófilos• Aumento o disminución de sospecha de granulocitos inmaduros• Sospecha de blastos • Presencia de granulocitos inmaduros• Aumento o disminución de linfocitos• Sospecha de linfocitos reactivos• Aumento o disminución de monocitos • Presencia de células envejecidas.

Adicionalmente, dependiendo si el equipo es de cuarta o quinta y sexta ge-neración se detecta el tipo de interferencia que puede estar afectando el recuento total y diferencial de leucocitos.

• Sospecha de núcleos de normoblastos• Sospecha de gametocitos de Plasmodium• Sospecha de macroplaquetas


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Capítulo iiFrotis de sangre periférica

En éste capítulo se presentará a grandes rasgos los principales hallazgos del frotis de sangre periférica (FSP), y en especial como se relaciona con el reporte numérico y gráfico del cuadro hemático automatizado. Para una información más detallada sobre el reporte del FSP se sugiere leer el manual de prácticas de hematología.1

El reporte del FSP se realiza en un extendido de sangre teñido con alguno de los colorantes de Romanowsky. Comprende la observación en 100X de glóbu-los rojos, glóbulos blancos y plaquetas.

Nota: no se recomienda la observación en 45x, si bien las células blancas podrían ser “diferenciadas” es probable

cometer el error de dejar pasar detalles muy importantes de la morfología que únicamente se observan en 100x.

MORFOLOGÍA DE GLÓBULOS ROJOS

Los glóbulos rojos que no presentan anormalidades se informan como normales en morfología. Anteriormente, se informaba este frotis como “normocítico nor-mocrómico”, término que en realidad obedece más a un concepto y clasificación clínico de la anemia, que al informe de una observación microscópica. De esta forma, se pueden encontrar FSP donde no exista anormalidad en tamaño o conte-nido de hemoglobina, acompañado de poiquilocitosis, o policromatofilia, o en los casos en que se encuentran inclusiones como único hallazgo patológico. En estos

1 Manascero, AR. Prácticas de hematología. En proceso de publicación.



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casos se hace mención únicamente de las anormalidades. Se informan normales en morfología aquellos eritrocitos a los que no se les encuentren anormalidades.

Anisocitosis

Recordemos que el término anisocitosis implica presencia de células de diferente tamaño. Para evaluarla se tiene en cuenta el número de éstas en el promedio de diez campos y se reporta en relación con la valoración de la tabla 6.

Como se mencionó en el capítulo anterior, el ADE mayor de 15 podría asociarse con anisocitosis, si está acompañado de VCM disminuido se puede pensar en anisocitosis con microcitosis, si está aumentado este VCM se relacio-naría con macrocitosis.

Tabla 6. Valoración de la anisocitosisNormal Ligera Moderada Marcada

0 - 5 6 - 15 16 - 30 Mayor 30ADE Hasta 15 15.1 - 18 18.1 - 20 Mayor 20.1

No obstante, se debe tener cuidado con estas apreciaciones, ya que en la práctica se puede observar el ADE aumentado por causas diferentes a la aniso-citosis, como el caso de poiquilocitosis con microesferocitos, esquistocitos, anu-locitos, leptocitos, ya que estas células son de menor tamaño y pueden tener un registro en volumen menor que un discocito. O encontrar un VCM aumentado por el diámetro de ovalocitos y eliptocitos, sin necesidad de hablar de células ma-crocíticas, el mismo efecto pueden generar las células policromáticas. Así mismo se puede detectar el ADE aumentado con un VCM normal en pacientes con anemias dimorfas en los que se encuentran poblaciones tanto micro como macro en el FSP.

Lo importante es no confiarse y siempre corroborar los resultados que arrojan los equipos con la observación minuciosa del FSP.

La microcitosis y macrocitosis se informan por cruces dependiendo la can-tidad de cada uno en un promedio de diez campos. Para valorar la intensidad de micro y macrocitosis y relacionarlas con el VCM se tienen en cuenta los paráme-tros de la tabla 7.



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Tabla 7. Valoración de la micro y macrocitosis

NúmeroLigera

(+)Moderada

(++)Marcada

(+++)normal 0 – 5

VCM 80-99 fL6 - 15 16 - 30 Mayor 30

Micro VCM fL 79-70 69-60 Menor 60Macro VCM fL 100-108 109-120 Mayor 120

Poiquilocitosis

Se habla de poiquilocitosis cuando hay variaciones en la forma de los eritrocitos.Se informa como ligera, moderada o marcada acorde con la valoración de

la tabla 8 y se aclara con presencia de qué tipo de formas está dada y en que inten-sidad cada una en el promedio de 10 campos.

Tabla 8. Valoración de la poiquilocitosisNúmero Ligera (+) Moderada (++) Marcada (+++)

normal 0- 5 6-15 16-30 Mayor 30

Ejemplo: Moderada poiquilocitosis con presencia de codocitos ++ y eliptocitos +.

Recordemos que según el tamaño detectado por el analizador, las células entran a formar parte del histograma de rojos o de plaquetas, en el caso de las for-mas de tamaño menor de 35 fL como los microesferocitos, eliptocitos, anulocitos y leptocitos, no entran en el histograma de rojos sino en el de plaquetas, esto se reconoce cuando dicha curva tiene arranque extenso en Y dando la impresión que terminara en el cuadrante -X, así mismo al observar la curva de plaquetas vemos que registra células de tamaño superior a los 20 fL o presentan un aumento celu-lar en la terminación.

En la tabla 9 se presentan diferentes formas con la nomenclatura estanda-rizada y su relación con el VCM.



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Tabla 9. Células Poiquilocíticas y su relación con el VCMForma anormal Normal Ligera (+) Moderada (++) Marcada (+++) Relación con el VCMEs ferocito 0 1-5 6-15 Mayor de 15 No afectaAcantocito 0 1-5 6-15 Mayor de 15 No afectaDrepanocito 0 1-5 6-15 Mayor de 15 DisminuyeQueratocito 0 1-5 6-15 Mayor de 15 No afectaEccentrocito 0 1-5 6-15 Mayor de 15 DisminuyeCodocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 DisminuyeLeptocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 DisminuyeEliptocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 AumentaEquinocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 No afectaEsquistocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 DisminuyeOvalocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 AumentaAnulocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 DisminuyeEstomatocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 DisminuyeDacriocitos 1 2-5 6-15 Mayor de 15 Disminuye

Hipocromía

Se consideran los glóbulos rojos hipocrómicos, cuando su contenido de hemog-lobina es inferior al normal. La carencia de hemoglobina severa o marcada, por lo general trae como consecuencia que los glóbulos se deformen, produciendo formas anormales y carentes de hemoglobina como los codocitos, anulocitos y leptocitos entre otros.

Para evaluar la hipocromía se deben contar diez campos, sacar el promedio de glóbulos rojos hipocrómicos y valorarla acorde con los rangos de la tabla 10.

Tabla 10. Valoración de la hipocromíaNúmero Ligera (+) Moderada (++) Marcada (+++)normal 0 – 5 6 - 15 16 - 30 Mayor 30HCM (pg) 29-33 27-28.9 24-26.9 Menor de 24

Como ya se revisó, en los equipos automatizados que utilizan impedan-cia la HCM se calcula a partir del dato de Hb y del recuento directo de eritrocitos, en los que operan por métodos ópticos se mide en forma directa. Por lo tanto, en el primer caso podremos encontrar una disminución de la HCM sin hipocromía en FSP, en el caso en que se aumente el recuento de glóbulos rojos por fragmen-



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tación periférica de los mismos, así mismo en caso de hemoglobinemia el equipo podría arrojar valores de HCM aumentada.

Policromatofilia

Un aumento en la policromatofilia es reflejo de una médula ósea en stress que está respondiendo a la hipoxia generada por la no disposición de oxigeno en los tejidos, por lo tanto su aumento se asocia con respuesta medular eficiente. La intensidad de la policromatofilia se relaciona directamente con el porcentaje de reticulocitos revelados con la coloración supravital. Estos glóbulos rojos policro-máticos del stress tienen un tamaño superior a los policromáticos de respuesta medular normal.

Se observa policromatofilia en anemias hemolíticas congénitas o adquiri-das y dependiendo si la crisis hemolítica es severa y la médula está en capacidad de responder, así mismo será marcada la policromatofilia. Igualmente se encuentra aumentada en anemias deficitarias en tratamiento, en este caso es indicativa de que el paciente está respondiendo favorablemente al tratamiento administrado.

Generalmente, en los equipos automatizados la policromatofilia se registra en la curva anexa pasándola de plan a cóncava, en ocasiones cónica y se une con la principal, lo cual produce una curva bimodal. En otros casos donde el tamaño de estos glóbulos rojos no es tan grande, se incorporan a la curva principal y au-mentan ligeramente su terminación perdiendo la caída a 110 fL. El aumento de la policromatofilia aumentan el VCM y el ADE.

Para informar la policromatofilia se deben contar diez campos, sacar un promedio y valorarla de acuerdo con los valores de la tabla 11.

Tabla 11. Valoración de la policromatofiliaNúmero Ligera (+) Moderada (++) Marcada (+++)

normal 0-1.5 1.6-2.5 2.6-3,5 Mayor de 3,6Reticulocitos (%) Normal: 0.5-2.0

1.6-4.0 4.1-6.0 Mayor de 6

Normoblastos

Sin importar el estado de maduración, su informe se realiza en % en 100 células blancas contadas. En el hemograma automatizado se registran en el histograma



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de glóbulos rojos como células macrocíticas, en el histograma de glóbulos blan-cos con arranque extenso en Y, y en los dispersogramas de cuarta generación se ubican en la zona de no blancos. Los núcleos de estos normoblastos falsean los recuentos total y diferencial de leucocitos. Únicamente los equipos de quinta o sexta generación que tienen implementada fluorescencia pueden discriminar los normoblastos de los leucocitos.

Inclusiones eritrocitarias

Punteado basófilo: Corresponde a una acumulación de gránulos basófilos que se tiñen con el azul de metileno de los colorantes de Romanowsky. Están compues-tos de agregados ribosómicos. Estos gránulos muestran variación de tamaño y número.

El punteado basófilo fino se observa generalmente en trastornos caracteri-zados por la alteración en la biosíntesis de la hemoglobina, como en los síndromes diseritropoyéticos, hemoglobinopatias. El punteado basófilo grueso se observa en procesos tóxicos como en intoxicaciones por plomo, no obstante cualquiera de los dos fino o grueso se puede encontrar indiscriminadamente en cualquiera de los casos mencionados.

Dado su tamaño no se registran en ninguno de los histogramas ni disper-sogramas.

Cuerpos de Howell-Jolly: Aparecen como inclusiones esféricas y excéntri-cas de tamaño entre 1 y 2 µ 2 No es común encontrar más de una inclusión en cada glóbulo, su hallazgo es típico de procesos diseritropoyéticos. Son basófilos y se tiñen intensamente con las coloraciones de Romanowsky. Están compuestos por cromatina nuclear picnótica.

Los observamos en todas las anemias hemolíticas graves, anemias dise-ritropoyéticas. Un pequeño número de estas inclusiones aparece tras la esple-nectomía, la asplenia congénita, así como en la mielofibrosis avanzada y en la eritroblastosis fetal.

Dado su tamaño no se registran en los histogramas ni dispersogramas, no obstante se ha observado que cuando están muy aumentados pueden interferir con el recuento de plaquetas.

Anillos de Cabot: Constituyen unas finas fibras basófilas que se tiñen con el azul de metileno de las coloraciones de Romanowsky y que algunas veces se disponen concéntricamente a la membrana eritrocitaria otras aparecen con forma de “ocho”. El anillo por lo general se encuentra asociado a otras inclusiones como



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el punteado basófilo. No existe un acuerdo definitivo sobre los mecanismos por los cuales se induce la formación de estos.

Dado su tamaño no se registran en ninguno de los histogramas ni disper-sogramas.

Cuerpos de Pappenheimer: Son inclusiones intraeritrocitarias que contie-nen gránulos de hierro en asociación con mitocondrias y restos ribosomales. Con los colorantes de Romanowsky se observan como inclusiones basófilas redondea-das de tamaño regular, por lo general asociadas en grupos de dos, cuatro y peque-ños agregados que tienden a ubicarse hacia la periferia de la célula.

Son indicativos de alteraciones en la eritropoyesis, especialmente la obser-vada en las anemias sideroblásticas, talasemias, alcoholismo grave y otros procesos diseritropoyéticos. Lo podemos observar también en los síndromes post-esple-nectomía.

Dado su tamaño no se registran en los histogramas ni en el dispersograma.Las otras inclusiones eritrocitarias deben ser informadas individualmente

por cruces y valoradas acorde con los valores de la tabla 12.

Tabla 12. Valoración de las inclusiones eritrocitariasInclusión Normal + ++ +++

C. Howell-jolly 0 1-2 3-5 Mayor de 6C. Pappenheimer 0 1-2 3-5 Mayor de 6Punteado basófilo 0 1-2 3-5 Mayor de 6Anillos de Cabot 0 1-2 3-5 Mayor de 6

Parásitos intracelulares: En nuestro medio hablamos específicamente de Plasmodium vivax y falcíparum.

Los esquizontes maduros se registran en el histograma de glóbulos blan-cos y pueden afectar tanto el recuento total como el diferencial y el recuento de plaquetas en caso de encontrarse aumentados. Las formas de trofozoito no se registran dado su tamaño.

Se informan como positivo en lo posible dejando explícita la especie del plasmodium. Se puede informar la parasitemia en % por 100 glóbulos blancos contados.



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Fenómeno de rouleaux

El fenómeno de rouleaux o pilas de monedas se observa frecuentemente en hi-perproteinemias (mieloma múltiple) y macroglobulinemias; igualmente se pue-de observar en enfermedades inflamatorias crónicas y como un artefacto en las partes gruesas del extendido sanguíneo. Por lo anterior le recordamos realizar su observación cuidadosamente en los campos recomendados anteriormente y valorarlo acorde con la tabla 13.

Tabla 13. Valoración del fenómeno de rouleauxNúmero Normal Ligera (+) Moderada (++) Marcada (+++)Intensidad 0 1-5 6-15 Mayor 15

Dependiendo el tamaño de la columna los equipos automatizados, los cuentan como células grandes o cuando son mayores a 360 fL no son contados ya que quedan por fuera del histograma. Sean o no contados se produce disminución del total de células y aumento del VCM si son contados, si no lo son no afectan el VCM.

Autoaglutinación

La autoaglutinación especialmente la provocada por autoanticuerpos tipo crioa-glutininas se detecta desde el momento de realizar el extendido, ya que presenta algún grado de dificultad al extender la sangre y en los bordes hay evidencia clara de aglutinación.

En el FSP se observa la aglutinación a lo largo de todo el extendido y hace muy difícil realizar la observación de las células. Se informa como paciente autoa-glutinando sin tener en cuenta la intensidad.

En los equipos automatizados los acúmulos de células aglutinadas pasan como una sola célula muy grande trayendo con sigo dos consecuencias, la primera es que disminuye el número total de glóbulos rojos y por lo tanto como conse-cuencia el hematocrito por este método estará falsamente disminuido, por otro lado estos acúmulos aparecerán como células con un VCM muy elevado semejan-do una anemia macrocítica, en estos pacientes se pierde la relación hematocrito - hemoglobina dada por el CHCM, ya que la hemoglobina no se disminuye, así mismo la HCM está falsamente aumentada. Por otro lado, si los acúmulos son muy grandes, mayor de 360 fL quedan por fuera del histograma y del recuen-



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to produciendo una falsa disminución de número de células pero sin afectar el VCM. Morfología de glóbulos blancos

Hay tres datos importantes para informar de los glóbulos blancos en un FSP: cuantos (número), de cuales (recuento diferencial) y como son (forma). Por ejem-plo, se puede tener un FSP con glóbulos blancos aumentados, un diferencial con aumento de neutrófilos y forma normal. Otro con glóbulos blancos aumentados, un diferencial con aumento de neutrófilos, bandas; metamielocitos y mielocitos presentes y con forma normal. Y otro con glóbulos blancos aumentados, un dife-rencial con aumento de neutrófilos bandas; metamielocitos y mielocitos presentes y con granulaciones tóxicas, vacuolas tóxicas y cuerpos de Dohle en PMN. Los tres casos obedecen a interpretaciones clínicas diferentes.

Número

Para realizar la apreciación del número se realiza una observación en 10X, en tres a cinco campos donde los glóbulos rojos apenas de toquen entre sí, aproxi-madamente 3 mm arriba de la cola del extendido, se obtiene un promedio de los campos contados el cual debe estar entre 15 y 35 células nucleadas para decir que los leucocitos están normales en número, por el contrario si está menor o mayor los mencionamos como disminuidos o como aumentados. Esta observación en 10X le sirve como parte de su control de calidad ya que la apreciación de número disminuida, aumentada o normal se debe relacionar directamente con el recuento reportado por el equipo.

Forma

A medida que realiza el recuento diferencial observe la forma de las células en-contradas y anote cualquier tipo de alteración. Dentro de las principales anorma-lidades tenemos:

Fenómeno de Pelger-Huet o Pseudo Pelguer-Huet: En este caso los PMN han te-nido un proceso de maduración anormal o displásico, las células se presentan hiposegmentación. Pueden observarse con 1 o 2 lóbulos, cuando son dos lóbu-los se considera que el uno es imagen especular del otro, se caracteriza como la



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expresión heterocigótica del fenómeno. La no lobulación obedece a la expresión homocigótica. Hablamos de Pelger cuando todos los PMN son hiposegmentados y de pseudo Pelger cuando los observamos mezclados con otros que presentan lobulación normal.

Puede encontrarse en forma congénita o adquirida y en este caso se con-sidera indicador de displasia mieloide. Aunque en algunos casos se ha encontra-do como precursor de un proceso mieloide agudo. Es muy importante tener en cuenta esta anormalidad ya que se puede prestar para una confusión con células inmaduras como metamielocitos y bandas, ayuda a definir la anormalidad, el que la cromatina de todas las células es más condensada de lo normal y la relación núcleo-citoplasma está perdida y no corresponde a la de una célula inmadura.

En el histograma de leucocitos se registran en la zona del valle entre mo-nocitos y granulocitos. En el dispersograma queda con el grupo de neutrófilos, ubicándose hacia el límite inferior de su área de reporte.

Macropolicitos: Son PMN hipersegmentados y de mayor tamaño. Los macropo-licitos obedecen a un proceso megaloblástico.

Al igual que el Pelguer en el histograma de leucocitos se registran en la zona del valle entre monocitos y granulocitos. En el dispersograma quedan en el límite inferior del cuadrante de neutrófilos.

Hipersegmentación de PMN: Cuando los neutrófilos con normal tamaño pre-senten más de cinco lóbulos o cuando el total de la población tiene más de cuatro lóbulos, eosinófilos y basófilos con más de dos lobulaciones se consideran como hipersegmentados.

Tienen el mismo registro en el histograma y dispersograma que en el caso anterior.

Granulaciones tóxicas, vacuolas tóxicas y cuerpos de Dohle: Las granulaciones tóxicas de los PMN son gránulos hipertrofiados que le dan un aspecto hiper-granular a los citoplasmas especialmente de los neutrófilos. Las vacuolas tóxicas se encuentran en neutrófilos y monocitos entre otras y se observan como espacios redondeados y no coloreados en los citoplasmas. Los cuerpos de Dohle no son ex-clusivos de PMN, igualmente se pueden encontrar en los citoplasmas de los mo-nocitos, se observan como inclusiones redondeadas basófilas que se depositan en la periferia de las células, por lo tanto es más factible observarlos en el citoplasma



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de los neutrófilos que es acidófilo, en los citoplasmas basófilos de los eosinófilos y los monocitos pueden pasar desapercibidas.

La presencia de estas inclusiones indica hiperactividad celular. Se encuen-tran en condiciones tóxicas y en infecciones severas como en caso de septicemia, neumonía, quemaduras y exposiciones a drogas citotóxicas.

Las células con este tipo de inclusiones no presentan un registro especial ni en histogramas ni en dispersogramas.

Neutrófilos hipogranulares y agranulares: Se observan cuando hay un proceso de maduración anormal o displasia granulocítica. En los equipos automatizados son detectados como células de menor complejidad y se pueden pasar al grupo de mononucleares generando una falsa granulocitopenia.

Anomalía de Alder-Reilly: es una característica autosómica recesiva que se ma-nifiesta en los leucocitos con la presencia de gránulos azurófilos agrupados en racimos comúnmente se observa en granulocitos, monocitos y linfocitos, en neu-trófilos se podrían confundir con granulaciones tóxicas, sin embargo la existencias en otras células diferentes de PMN y la ausencia de vacuolas tóxicas y de cuerpos de Dohle ayudan a hacer la diferenciación. Esta anomalía se ha asociado con el síndrome de Hunter, síndrome de Hurler (Gargolismo), y el enanismo polidis-trófico; todas estas asociadas con un desorden de los mucopolisacáridos caracte-rizado por opacidad de la cornea, defectos en el crecimiento, silla turca en forma de zapato, deformidad de la columna vertebral y muerte en la primera década de la vida.

Anomalía de May-Heglin: Es un rasgo autosómico dominante raro, asociado con hemorragias leves, macroplaquetas con escasos gránulos y trombocitopenia. Se caracteriza por la aparición en PMN de unos cuerpos de inclusión muy similares a los cuerpos de Dohle; se observan coloreados de azul pálido, con la diferencia que por lo general no están hacia la periferia de la célula sino distribuidos indis-tintamente en el citoplasma, están constituidos por RNA derivado del retículo endoplásmico, son peroxidasa y PAS negativos.

Anomalía de Chediak-Higashi: Es un desorden autosómico raro que se carac-teriza por la presencia de PMN carentes de gránulos azurófilos primarios, en su lugar se forman gránulos pleomórficos anormales y no funcionales que pue-den medir hasta 4 cm de diámetro. Son Peroxidasa positivos y se encuentran



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principalmente en los PMN y monocitos. La ausencia de gránulos normales pre-dispone a las infecciones recurrentes que en general es lo que ocasiona la muerte del paciente. Esta anomalía se observa en niños con infecciones crónicas graves. Frecuentemente se asocia con albinismo.

Ninguna de estas anormalidades afecta el tamaño de los leucocitos por lo tanto no afectan la distribución del histograma de glóbulos blancos. La excepción se presenta con el Pelguer Huet, los macropolicitos y los hipersegmentados.

Linfocitos reactivos: Conocidos también como linfocitos atípicos. Se debe ano-tar su presencia en porcentaje del total de linfocitos contados en el recuento diferencial.

Por ejemplo, el recuento diferencial de un paciente es: Neutrófilos: 25%, Linfocitos: 70%, Monocitos: 5%. Al contar los 70 linfocitos 56 eran reactivos, en este caso se calcula el % de reactivos y se informa así: De los linfocitos contados el 80% son reactivos.

De esta forma, se considera normal encontrar hasta un 30% de linfocitos reactivos en la población de adultos. Se sugiere que cifras menores a un 30% no se informen. Este dato fue logrado gracias a un trabajo de investigación realzado por una estudiante del posgrado de Hematología y Banco de la Universidad Jave-riana cuyo propósito fue el de estandarizar hasta que valor de linfocitos reactivos podemos considerar como normal en una población de adultos sanos en nuestro medio.2

Como característica común en los linfocitos reactivos observamos hi-perbasofilia citoplasmática. Las diferentes formas no son patoneumónicas de alguna enfermedad en especial, por lo tanto consideramos que no se justifica di-ferenciarlos por morfología.

En el histograma los linfocitos reactivos se pueden ubicar en la curva de mononucleares o en el valle de unión de linfocitos y mononucleares, depende de su tamaño. En el dispersograma son graficados en el cuadrante de linfocitos en sus extremos de la base y/o el tope y saca la alarma de su detección con diferentes mensajes como: “variantes de linfocitos”.

Linfocitos NK: Son linfocitos cuyos gránulos azurófilos son de mayor tama-ño de lo normal. Su aumento se asocia con procesos reumáticos o con procesos

2 Trabajo de grado Especialización Hematología y Banco de Sangre Universidad Javeriana. 1996



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neoplásicos, sin embargo no tenemos referencias que nos indiquen que valores debemos considerar como normales. En el histograma, por su tamaño, quedan registrados en la curva de mononucleares.

Células de Sézary: Son linfocitos con núcleo cerebriforme, encontrados caracte-rísticamente en el Síndrome de Sézary.

En el histograma quedan registrados dentro de la curva de linfocitos.

Sombras nucleares: Son restos nucleares en forma de cesta o canasta. Los obser-vamos principalmente en leucemias agudas en las cuales la destrucción celular está aumentada. En el histograma de leucocitos causan arranque extenso en Y.

Sombra de Gumprecht: Resto nuclear dejado por un linfocito leucémico de la LLC, estos son muy frágiles y se rompen fácilmente. En el histograma de leuco-citos causan arranque extenso en Y.

Blastos vacuolados: Se observan por lo general en pacientes con tratamiento de quimioterapia, o como característica morfológica de los blastos tipo Burkit en la leucemia linfoide aguda LLA L3.

Cuerpos de Auer: Son inclusiones intracitoplasmáticas en forma de varilla o bastón que observamos en los mieloblastos, promielocitos y monoblastos. Se cree que son gránulos azurófilos que se fusionan. Tienen afinidad por la eosina. Constituyen el único marcador morfológico de linaje ya que solamente se en-cuentran en leucemias de origen mieloide.

Si no encuentra las anormalidades descritas anteriormente o alguna otra que no se haya incluido, informe los leucocitos como normales en morfología.

Las anormalidades que no tienen anotación respecto al reporte gráfico del cuadro hemático es porque no alteran en ninguna mediada dicho reporte.

Recuento diferencial

Debe hacerse en cien células blancas sin importar su grado de madurez, y diferen-ciando las células diferenciadas, teniendo en cuenta organizar el reporte en orden de madurez arrancando desde la más inmadura.

No se deben diferenciar los blastos por líneas, ya que en la mayoría de los casos, la morfología no nos permite clasificarlos correctamente.



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Ejemplo: Blastos: 5% Mielocitos: 5% Bandas: 5% Neutrófilos: 35% Linfo-citos: 45% Monocitos: 5%

PLAQUETAS

De las plaquetas se realiza la apreciación de número y forma.Respecto al número, a pesar de haber insistido en la inexactitud de los

recuentos indirectos, en el caso de plaquetas este recuento en la mayoría de los casos constituye un recuento más exacto que la observación directa en cámara de neubauer.

Para el caso del FSP no se informa el número sino que se realiza una apre-ciación en para concluir si las plaquetas están aumentadas, disminuidas o norma-les en número. Se considera normal encontrar un promedio de 7 a 21 plaquetas por campo donde los glóbulos rojos apenas se toquen entre sí.

Al hablar de forma de las plaquetas existen dos tendencias las dos viables: una es dentro de este informe incluir agregación, gránulos y tamaño. La otra es dejar aparte la agregación y en forma tener en cuenta únicamente tamaño y pre-sencia de gránulos.

Para observar si están agregadas o por el contrario se observan dispersas, es importante tener en cuenta que la muestra del extendido no provenga de sangre anticoagulada.

Las plaquetas normalmente tienen un tamaño que oscila entre 0.5 y 4 µ.5. Al encontrar más del 30% de la población plaquetaria con un tamaño superior a 6 µ (del tamaño de un glóbulo rojo) se debe informar como: presencia de macro-plaquetas; si el número de plaquetas de tamaño superior a lo normal, es inferior al 30% y superior al 5% de la población, (recuerde que es normal encontrar una ligera anisocitosis plaquetaria) y se acompaña además de aumento en el número de plaquetas, se debe informar como: anisocitosis plaquetaria. Es importante dife-renciarlos, ya que el predominio de macroplaquetas se relaciona con enfermeda-des hereditarias, como el síndrome de Bernard Soulier; y la presencia esporádica de macroplaquetas se relaciona con respuesta medular a una trombocitopenia, por ejemplo por coagulopatia.

Si observa las plaquetas agregadas, con gránulos y de tamaño normal, in-forme como: normales en morfología.

En el cuarto capítulo y en el manual de procedimientos de hematología encontrarán ejemplos del reporte del FSP.


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Capítulo 3prinCipales alteraCiones en

histogramas y dispersogramas

En este capítulo se presentarán algunas de las alteraciones de los histogramas y dispersogramas y su significado.

ALTERACIONES EN HISTOGRAMAS

Histograma de glóbulos rojos

El histograma de glóbulos rojos puede presentar diferentes alteraciones, dentro de que tenemos:

• Curva desplazada a la izquierda: se observa cuando se presentan cé-lulas con un registro de tamaño pequeño, esto puede deberse, tanto a la presencia de glóbulos rojos microcíticos (A), como a la de células poiquilocíticas con un registro menor de 60 fL, como el caso de es-quistocitos, leptocitos, dacriocitos, drepanocitos, que incluso, pueden producir arranque extenso en Y (B).



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Gráfica 17. Curva desplazada a la izquierdaGráfico Nro.17 Curva desplazada a la izquierda

50 100150 200 250300RBC HISTOGRAM

B

50 100 150 250 300200RBC HISTOGRAM

A

• Curva desplazada a la derecha: en este tipo de curvas pueden estar implicadas las células que producen un registro superior a los 100 fL. Dentro de estas están las macrocíticas y los ovalocitos (A) igualmen-te, podría ser producido por eliptocitos, y por células policromáticas y normoblastos, como en el caso de la curva B. También, el aumento de leucocitos, que produce una falsa macrocitosis puede ser responsable de este tipo de desplazamiento.

Gráfica 18. Curva desplazada a la derechaGráfico Nro.18 Curva desplazada a la derecha

RBC HISTOGRAM50 100 150 200 250 300

B

50 100 150 200 250 300RBC HISTOGRAM

A

• Curva bimodal: Se presenta cuando existen dos poblaciones celulares, cada una hace su media y se interceptan en las coincidencias de ta-maños. Un ejemplo de este caso se observa en pacientes con un pro-ceso hemolítico severo, que necesitan ser transfundidos con glóbulos rojos, el registro del histograma del cuadro de control postransfusión muestra claramente las dos poblaciones la recién transfundida y la del problema del paciente (A). Igualmente la podemos observar en ane-mias carenciales una vez iniciado el tratamiento con la consecuente respuesta medular (B).



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Gráfica 19. Curva bimodalGráfico Nro.19 Curva bimodal

50 100 150 200 250 300

RBC HISTOGRAM

A B

• ADE aumentado: Anteriormente explicamos que el ADE es el coefi-ciente de variación del registro en fL de los hematíes en el eje X. Un aumento en el ADE se observa en diferentes casos donde se presenta variedad en tamaños y/o en formas, que implican un registro de pul-sos con una gran dispersión en tamaños, en algunos casos incluyendo pulsos menores de 35 fL que no quedan registrados en el histograma de rojos, sino en el de plaquetas y que además estarían mostrando un arranque extenso en Y.

Gráfica 20. ADE aumentadoGráfico Nro.20 ADE aumentado

50 100 150 200 250 300

RBC HISTOGRAM

B

RBC HISTOGRAM

50 100 150 250 300200

A

• Arranque extenso en Y: Recordemos que el recuento de plaquetas y de glóbulos rojos se realiza en la misma dilución y que los pulsos re-gistrados son discriminados únicamente por tamaño, dejando para el histograma y recuento de rojos los pulsos de tamaño superior a 35 fL y los de tamaño inferior, quedan registrados como plaquetas. De esta forma, si la muestra presenta glóbulos rojos muy pequeños, como en el caso de los esquistocitos, drepanocitos y leptocitos, éstos quedarán contados como plaquetas, aumentando este recuento y disminuyendo



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el de rojos (B). Igualmente, podemos tener este tipo de curva cuando las plaquetas estén muy aumentadas y su tamaño sea mayor de 35 fL, o cuando con tamaños normales se presentan agregados plaquetarios, que son contados como una sola célula de mayor tamaño. (A).

Gráfica 21. Arranque extenso en YGráfico Nro.21 Arranque extenso en Y

50 100 150 200 250 300

RBC HISTOGRAM

B

RBC HISTOGRAM

50 100 150 250 300200

A

• Aumento de pico secundario: Se relaciona con el reporte de policromatofi-lia que puede ir desde ligera con una leve elevación de este pico (B) has-ta marcada con una prolongación a 250- 300 fL y en algunos casos, se alcanza a interceptar con la curva principal aumentando el ADE. (A).

Gráfica 22. Aumento de pico secundarioGráfico Nro.22 Aumento de pico secundario

B

50 100 150 200 250 300

RBC HISTOGRAM

A

• Pseudomacrocitosis: Se presenta cuando el número de leucocitos está muy aumentado y el de rojos disminuido, en estos casos el equipo re-porta la sumatoria de partículas contadas entre blancos y rojos que quedan en la dilución y el software los traduce como eritrocitos con un VCM alto.



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Gráfica 23. PseudomacrocitosisGráfico 23. Pseudomacrocitosis

Histograma de leucocitos

Algunas de las alteraciones más frecuentes en la curva de linfocitos son:

• Arranque extenso en Y: Se presenta cuando en la muestra existen células o restos celulares de menor tamaño que un linfocito pequeño.

Gráfica 24. Arranque extenso en YGráfica Nro. 24 Arranque extenso en Y

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

A

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

B

50 100 200 300 400

WBC HISTOGRAM

C

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

D

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

E

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

F



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Dentro de este grupo de células se encuentran macroplaquetas (A), ga-metocitos de plasmodium (B) agregados plaquetarios (C), sombras nucleares y restos celulares en una leucemia aguda (D), núcleos de normoblastos (E), células de difícil hemólisis, en este caso drepanocitos (F).

• Perdida de altura: Se presenta cuando hay disminución del número de linfocitos acompañado de aumento de otra de las curvas, por ejemplo linfopenia con neutrofilia. (A y B).

Gráfica 25. Pérdida de alturaGráfica Nro.25 Perdida de altura

50 100 200 300 400WBC HISTOGRAM

B

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

A

• Distribución no normal a derecha: se presenta por la presencia de linfocitos reactivos, aumento de monocitos o de linfocitos grandes como los NK.

Gráfica 26. Distribución no normal a la derechaGráfica Nro. 26 Distribución no normal a derecha

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

Las alteraciones más frecuentes de la curva de mononucleares son:

• Unión con granulocitos: Con frecuencia, esta curva de mononucleares es llamada curva de celularidad mixta, debido a que en su segunda mitad y en la interface con granulocitos se pueden encontrar granulocitos pequeños como eosinófilos (A), basófilos, bandas (B), macropolicitos,



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neutrófilos hipogranulares o agranulares y fenómeno de Pelguer Huet, la unión de mononucleares con granulocitos deja como resultado un histograma con dos curvas. La pérdida del valle entre mononucleares y granulocitos puede deberse al aumento de cualquiera de las células mencionadas anteriormente.

Gráfica 27. Unión con granulocitosGráfica Nro.27 Unión con granulocitos

50 100 200 300 400

WBC HISTOGRAM

B

50 100 200 300 400

WBC HISTOGRAM

A

• Aumento cónico sin pérdida de arquitectura: Por lo general, obedece a procesos benignos. Podrían encontrarse involucradas en este tipo de curvas una mezcla de dos o más células aumentadas, como eosinófi-los, basófilos, bandas, macropolicitos y fenómeno de Pelguer Huet o con mononucleares tipo monocitos o linfocitos reactivos y linfocitos grandes. Regularmente se acompaña de histogramas de plaquetas y eritrocitos normales.

Gráfica 28. Aumento cónico sin pérdida de arquitecturaGráfico Nro.28 Aumento cónico sin pérdida de arquitectura

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

• Aumento cónico con pérdida de arquitectura. Acompañado con histogra-mas de rojos y plaquetas alterados, allí podemos encontrar blastos y/o promielocitos.



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Gráfica 29. Aumento cónico con pérdida de arquitectura

50 100 200 300 400WBC HISTOGRAM

A

Gráfico Nro. 29 Aumento cónico con perdida de arquitectura

B

La curva de granulocitos se altera cuando:

• Unión con mononucleares: Recordemos que la cola de mononucleares y el inicio de granulocitos pueden estar conformados por las mismas células, con una diferencia muy pequeña en tamaños, estas células son eosinófilos, basófilos, bandas, PMN hiposegmentados (Pelguer Huet), hipersegmentados y macropolicitos, al igual que los neutrófilos hipo-granulares o agranulares. Por lo tanto, una unión ente en estas dos cur-vas implica un aumento o presencia de alguna de estas células.

Gráfica 30. Unión con mononuclearesGráfico Nro.30 Unión con mononucleares

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 01

• Curva plana o no existente: Obedece a granulocitopenias, por lo general acompañada de linfocitosis.



87

Gráfica 31. Curva plana o no existenteGráfica Nro.31 Curva plana o no existente

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 10

• Curva cónica modal: implica un aumento de la media de granulocitos, hacia los 250 fL, producida por neutrófilos de un tamaño mediano con 3 a 4 lóbulos. Se correlaciona con neutrofilia en el FSP.

• Curva cónica extendida a mononucleares: Por ser cónica sospechamos neutrofilia y cayendo sobre mononucleares, lo más probable es que se trate de bandas que acompañan el aumento de neutrófilos.

Gráfica 33. Curva cónica extendida a mononuclearesGráfica Nro.33 Curva cónica extendida a mononucleares

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 245

50 100 200 300 400

WBC HISTOGRAM

# 241

Gráfica 32. Curva cónica modalGráfico Nro.32 Curva cónica modal

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 271



88

• Curva cónica prolongada a 400 fL con extensión a mononucleares. Sin pérdida de arquitectura, aquí se registra neutrofilia, acompañada de bandas y otras células de la serie más inmaduras como mielocitos y metamielocitos, que son las células que tienen el registro más grande en este histograma.

Gráfica 34. Curva cónica prolongada a 400 fL con extensión a mononucleares

Gráfica Nro.34 Curva cónica prolongada a 400 fL con extensión a mononucleares

50 100 200 300 400

WBC HISTOGRAM

# 236c

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 148

• Presencia de bloques: los bloques en la distribución del histograma se presentan cuando el número de células está disminuido y se hace ne-cesario aumentar los intervalos de frecuencia de los tamaños.

Gráfica 35. Presencia de BloquesGráfica Nro.35 Presencia de Bloques

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 003

Cuando se presenta perdida de la arquitectura en el histograma de glóbu-los blancos y si está acompañado de alteraciones de eritrocitos y plaquetas. Por lo general, obedece a un proceso neoplásico de la médula ósea, los siguientes son algunos casos de curvas con pérdida de arquitectura.



89

• Curva con pérdida de arquitectura extendida de 30 a 450 fL.: Con una ele-vación entre 200 a 250 fL. Algunas veces incluso con arranque extenso en Y por la presencia de núcleos de normoblastos. Podemos encontrar este tipo de curvas en patologías como la leucemia mieloide crónica, donde salen de la médula ósea a la periferia todas las células granulocí-ticas con una dispersión en tamaños muy variada y con una representa-ción alta de neutrófilos, eosinófilos, basófilos, bandas, metamielocitos, mielocitos, promielocitos y en menor cantidad blastos mieloides.

Gráfica 36. Curva con pérdida de arquitectura extendida de 30 a 450 fLGráfica Nro.36 Curva con pérdida de arquitectura extendida de 30 a 450 fL

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 2256

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 753

• Curva con pérdida de arquitectura extendida de 60 a 180 fL. Con un pico hacia los 150 fL representada por una gran cantidad de blastos, corres-ponde a un proceso agudo sea mieloide o linfoide.

Gráfica 37. Curva con pérdida de arquitectura extendida de 60 a 180 fLGráfica Nro.37 Curva con pérdida de arquitecturaextendida de 60 a 180 fL

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 41

50 100 200 300 400

WBC HISTOGRAM

# 030

• Curva con pérdida de arquitectura centrada de 50 a 120 fL. Constituida por una población de linfocitos pequeños con o sin presencia de blas-tos, es la curva que se puede observar en una leucemia linfoide crónica, puede estar acompañada de alteraciones en rojos y plaquetas.



90

Gráfica 38. Curva con pérdida de arquitectura centrada de 50 a 120 fLGráfica Nro.38 Curva con pérdida de arquitectura centrada de 50 a 120 fL.

WBC HISTOGRAM

50 100 200 300 400

# 190

• Ausencia de reporte gráfico: Por lo general, se presenta cuando el número de células sobrepasa la linearidad del equipo.

Gráfica 39. Ausencia de reporte gráficoGráfico Nro.39 Ausencia de reporte gráfico

Histograma de plaquetas

Es una curva cónica no normal, su distribución en tamaños va de 2 a 20 fL. Dada la dilución tan alta donde se está realizando el recuento, para disminuir el error los equipos realizan un doble recuento, algunos lo registran con un doble trazo, otros sólo grafican el promedio.

Las principales alteraciones que se encuentran en la curva de plaquetas son:

• No arranque en X: se presenta cuando el número de plaquetas está dis-minuido.



91

Gráfica 40. No arranque en X

• Pérdida de altura: indica disminución de plaquetas.• Presencia de bloques: Se da cuando hay un aumento en el tamaño de los

intervalos de frecuencia, en este caso las plaquetas están disminuidas y se refleja con un registro con líneas que marcan esta distancia.

Gráfica 41. Presencia de BloquesGráfica Nro.41 Presencia de Bloques

2 5 10 15 20 25 30

PLT HISTOGRAM

# 185

• Extendida 25-30 fL: Por lo general cuando existe aumento en el tama-ño de plaquetas y están aumentadas, este registro se observa también con un arranque extenso en Y en el histograma de leucocitos y algunas veces en el de eritrocitos.



92

Gráfica 42. Extendida 25-30 fLGráfica Nro.42 Extendida 25-30 fL

PLT HISTOGRAM

2 5 10 15 20 25 30

# 6899

• Aumento celular en la terminación: Se presenta cuando existen células pequeñas diferentes a plaquetas como en el caso de esquistocitos o dre-panocitos, se relaciona con un arranque extenso en Y en el histograma de glóbulos rojos.

Gráfica 43. Aumento celular en la terminaciónGráfica Nro.43 Aumento celular en la terminación

2 5 10 15 20 25 30

PLT HISTOGRAM

# 266

• Tope recto: Se presenta cuando las plaquetas están muy aumentadas.

Gráfica 44. Tope rectoGráfica Nro.44 Tope recto

2 5 10 15 20 25 30

PLT HISTOGRAM

# 111



93

ALTERACIONES EN DISPERSOGRAMAS

Las alteraciones de los dispersogramas se relacionan tanto con aumento o dismi-nución como con la aparición de células inmaduras o de formas anormales de los glóbulos blancos, las cuales se ubican acorde con el gráfico anterior de normalidad el cual ya explicamos que depende de los cortes o presentación que realice cada casa comercial (ver capítulo I), a continuación presentamos las principales anor-malidades acordes con el tipo de reporte presentado como normal anteriormente, escogimos éste modelo de reporte pues consideramos que es el que mejor se ajusta para fines pedagógicos.

En el cuadrante 1 (gráfica 45) encontramos todas las células clasificadas anteriormente como no blancos, es el caso de los núcleos de normoblastos, agre-gados plaquetarios, macroplaquetas, formas adultas de plasmodium, sombras nu-cleares y células de difícil hemólisis como los drepanocitos.

En la región central del cuadrante 2 se registran los linfocitos, la presencia de células en la región superior e inferior derecha hacen sospechar la presencia de linfocitos reactivos. El registro en la zona superior central de éste cuadrante podría indicar la presencia de blastos.

En la región central derecha del cuadrante 3 se encuentra el registro de monocitos, la presencia de células en la región central superior hace sospechar la presencia de blastos.

En relación con el cuadrante 4, en la zona central encontramos el registro de neutrófilos, la presencia de células inmaduras de esta serie se registra en la re-gión superior de dicho cuadrante. La presencia de neutrófilos de registro peque-ño, como en el caso del fenómeno de Pelguer Huet, neutrófilos hipo o agranulares y los macropolicitos, se registran en la parte inferior del mismo cuadrante.

El cuadrante 5 normalmente no presenta células, cuando allí encontramos registro celular por lo general, obedece a células dañadas de sangre envejecida.

Finalmente, en la región central del cuadrante 6 encontramos el registro de eosinófilos. Así mismo, por la densidad de los puntos registrados podemos sospe-char el aumento de éste tipo de células.

A continuación, presentamos algunos ejemplos de representación de éstos registros anormales. Para una mejor comprensión se recomienda observar prime-ro o comparar contra el registro presentado como normal en el capítulo I.



94

Gráfica 46. Sospecha de células no blancos, neutropenia, linfocitos, linf. reactivos?Gráfica Nro. 46 Sospecha de células no blancos, neutropenia,

linfocitosis, linf. reactivos?

WBCWBC

DF 1DF 1

VOLUMEN

VOLUMEN

Gráfica 47. Sospecha de granulocitos inmadurosGráfica Nro. 47 Sospecha de granulocitos inmaduros

WBCWBC

DF 1DF 1

VOLUMEN

VOLUMEN



95

Gráfica 48. Sospecha de células no blancos, eosinofilia linfocitos reactivos?Gráfica Nro. 48 Sospecha de células no blancos, eosinofilia

linfocitos reactivos?

Gráfica 49. Neutropenia, linfocitos, sospecha de linfocitos reactivosGráfica Nro. 49 Neutropenia, linfocitosis, Sospecha de

linfocitos reactivos

WBCWBC

DF 1DF 1

VOLUMEN

VOLUMEN



96

Gráfica 50. Sospecha de linfocitos reactivosGráfica Nro. 50 Sospecha de linfocitos reactivos

WBCWBC

DF 1DF 1

VOLUMEN

VOLUMEN

Gráfica 52. Sospecha de granulocitos inmaduros? Blastos?Gráfica Nro. 52 Sospecha de granulocitos inmaduros?

Blastos?

WBCWBC

DF 1DF 1

VOLUMEN

VOLUMEN

Gráfica 51. EosinofiliaGráfica Nro. 51 Eosinofilia

WBCWBC

DF 1DF 1

VOLUMEN

VOLUMEN



97

Gráfica 53. Sospecha de Blastos pequeños

Gráfica Nro. 53 Sospecha de Blastos pequeños

Gráfica 54. Sospecha de Blastos y granulocitos inmaduros, linfocitos reactivosGráfica Nro. 54 Sospecha de Blastos y granulocitos inmaduros, linfocitos reactivos

Gráfica 56. Aumento de reticulocitos y del IRFGráfica Nro. 56 Aumento de reticulocitos y del IRF



98

Gráfica 55. Aumento de basófilosGráfica Nro. 55 Aumento de basófilos

Gráfica 57. Presencia de normoblastosGráfica Nro. 57 Presencia de normoblastos


99

Casos Caso número 16: Datos del paciente: Adulto hombre ID entrada: 048

Reporte numéricoWBC 6.6 RBC 3.07 Plt 120.LY% 41.9 Hgb 9.4 MPV 8.6

MO% 12.3 Hct 28.7 Pct .103GR% 45.8 MCV 93.5 PDW 17.9LY # 2.8 MCH 30.8

MO # 0.6 MCHC 32.9GR # 3.0 RDW 23.1

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 048

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 048

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 048

hallazgos del fsp

Foto Nro. 16 Blasto, eosinófilo, esquistocitos, microcitos, hipocromía



100

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos macrocíticos +, microcíticos +.Moderada poiquilocitosis con presencia de esquistocitos +, eliptocitos +, leptocitos +.Ligera hipocromía. Ligera policromatofilia.

Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Blastos: 18 %, neutrófilos: 38 %, eosinófilos: 22%, linfocitos: 22 %.Plaquetas: Disminuidas, normales en morfología.

Comentarios: A pesar de no detectar disminución de HCM, en el FSP, se observa una ligera hipocromía. La curva de glóbulos rojos presenta una gran dispersión en tamaños, que se ve reflejada en un aumento en el ADE, representado, tanto por la anisocitosis como por la poiquilocitosis y la policromatofilia vista en el FSP. En el histograma de leucocitos se presenta una curva con pérdida de arquitectura, que elimina los valles de mononucleares y granulocitos. En este caso, acompañada de alteraciones en el histograma de rojos y de plaquetas, se sospecha la presencia de blastos, que se corrobora en FSP, adicionalmente, el aumento de eosinófilos, que no se sospechaba, se registra en el mismo espacio, lo cual da la imagen de un gran aumento en mononucleares. Asimismo, se corrobora la disminución en el número de plaquetas.



101

Caso número 17: Datos del paciente: Adulto hombre. ID entrada: 49

reporte numériCo

WBC 74.8 RBC 4.12 Plt 629.LY% 11.3 Hgb 13.4 MPV 8.4

MO% ....... Hct 43.0 Pct .526GR% ....... MCV 104.5 PDW 15.6LY # 8.5 MCH 32.5

MO # ....... MCHC 31.1GR # ....... RDW 23.0

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 49

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 49

50 100 200 300 400 WBC HISTOGRAM

# 49 WBCWBC

DFDF

VOLUMEN

VOLUMEN

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 49

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 49

50 100 200 300 400 WBC HISTOGRAM

# 49 WBCWBC

DFDF

VOLUMEN

VOLUMEN



102

hallazgos del fsp

Foto Nro. 17 Promielocito, mielocitos, esferocitos, microcitos

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +.Ligera poiquilocitosis con presencia de eliptocitos +, esferocitos +.Ligera policromatofilia.

Glóbulos blancos: Aumentados, normales en morfología.Blastos 5%, promielocitos 13%, mielocitos 15%, metamielocitos 7%, bandas 7%, neutrófilos 30%, eosinófilos 13%, basófilos 7%, linfocitos 3%.

Plaquetas: Aumentadas, se observa anisocitosis plaquetaria.Comentarios: El histograma de glóbulos blancos presenta pérdida de arquitectura, una curva de 30 a 450 fL representada por células de la línea granulocítica en diferentes estadios de maduración, con un pico en 200 fL ocasionado por células maduras de la misma línea, donde se incluye un aumento de eosinófilos y basó-filos. Los mielocitos y metamielocitos producen el registro superior a 400 fL. En el dispersograma se observa la presencia de células inmaduras de la línea granu-locítica en el cuadrante de neutrófilos es claro como el registro se extiende hacia el margen superior de este cuadrante. El histograma de glóbulos rojos muestra un aumento en el registro de células con tamaño superior a 100 fL; no obstante, en el FSP sólo se observa policromatofilia, se llega entonces a la conclusión de que se trata de una pseudomacrocitosis. En este caso, es necesario confirmar el resultado del hematocrito y la CHCM.



103

Caso número 18: Datos del paciente: Adulto ID entrada: 0065

reporte numériCo


MO% ........ Hct 28.1 Pct .034GR% ........ MCV 99.4 PDW 16.7LY # 0.3 MCH 30.3

MO # ........ MCHC 30.5GR # ........ RDW 16.0

reporte gráfiCo

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 0065

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 0065

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 0065

hallazgos del fsp

Foto Nro. 18 Policromatofilia

Glóbulos rojos: Moderada policromatofilia.Glóbulos blancos: Disminuidos. Normales en morfología.Neutrófilos: 78%, bandas: 9%, linfocitos: 13%.Plaquetas: Muy disminuidas.



104

Comentarios: Observamos que los histogramas de glóbulos blancos y plaquetas se presentan en bloques, lo cual implica disminución de células el cual es corrobo-rado en el FSP, la curva de granulocitos es cónica con distribución no normal y un pico a 200 fL, esto nos hace sospechar neutrofilia con aumento de bandas, la sospecha se confirma en el FSP.

Es preciso aclarar que en la imagen se observan una serie de artefactos y anormalidades en los glóbulos rojos, producto de un extendido de difícil realiza-ción, dada la densidad de la muestra.



105

Caso número 19: Datos del paciente: Adulto mujer ID entrada: 66

reporte numériCo

WBC ....... RBC 4.66 Plt 225.LY% ....... Hgb 13.8 MPV 7.2

MO% ....... Hct 40.4 Pct .162GR% ....... MCV 86.7 PDW 17.2LY # ....... MCH 29.6

MO # ....... MCHC 34.2GR # ....... RDW 23.5

reporte gráfiCo

2 2 5 5 10 10 15 15 20 20 25 25 30 30 PLT HISTOGRAM PLT HISTOGRAM

# 66

50 50 100 100 150 150 200 200 250 250 300 300 RBC HISTOGRAM RBC HISTOGRAM

# 66

WBC HISTOGRAM WBC HISTOGRAM 50 50 100 100 200 200 300 300 400 400

# 66

hallazgos del fsp

Foto Nro. 19 Blastos, cuerpo de AUER (Blasto central)

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos ++.Ligera hipocromía.Ligera poiquilocitosis con presencia de eliptocitos +, esferocitos +.Ligera policromatofilia.



106

Glóbulos blancos: Aumentados, se observan cuerpos de AUER en algunos blastos.blastos 83%, promielocitos: 12%, mielocitos 2%, neutrófilos 3%.Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: Observamos una curva única de glóbulos blancos de 30 a 450 fL con un pico en 150 fL. Se sospecha la presencia de células mieloides con una repre-sentación mayor de blastos y promielocitos, que tienen su registro en el intervalo mencionado del pico de este caso. Esto se corrobora con los hallazgos del FSP. El histograma de glóbulos rojos muestra una curva con una dispersión amplia en el eje X, producida por la poiquilocitosis, la anisocitosis y la policromatofilia re-portada en el FSP. No obstante, el registro de células de tamaño aumentado no se correlaciona con la ligera policromatofilia, en este caso es debido a la leucocitosis que no produce falsa macrocitosis. Aunque, la gráfica de plaquetas no presenta un registro normal y esperábamos encontrar alguna anormalidad, en periferia se observaron normales en número y morfología.



107


reporte numériCo

WBC +++++ RBC 4.84 Plt 370.LY% ......... Hgb 13.7 MPV 9.7

MO% ......... Hct 40.2 Pct .359GR% ......... MCV 83.0 PDW 15.7LY # ......... MCH 28.3

MO # ......... MCHC 34.1GR # RDW 17.4

reporte gráfiCo

2 5 10

15

20

25

30 PLT

HISTOGRA

# 74

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 74

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 74 WBCWBC

DFDF

VOLUMEN

VOLUMEN

2 5 10

15

20

25

30 PLT

HISTOGRA

# 74

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 74

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 74 WBCWBC

DFDF

VOLUMEN

VOLUMEN

hallazgos del fsp

Foto Nro. 20 Blastos, promielocitos, mielocitos, metamielocitos, bandas, eosinófilos, neutrófilos.



108

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +. Ligera poiqui-locitosis con eliptocitos+. Ligera hipocromía.Ligera policromatofilia normoblastos 15%

Glóbulos blancos: Aumentados, se observan vacuolas tóxicas.blastos 5%, promielocitos 3%, mielocitos 15%, metamielocitos 12%, bandas 9%, neutrófilos 21%, basófilos 15%, eosinófilos 20%.Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: Se observa el histograma de glóbulos blancos con pérdida de ar-quitectura, una curva de 30 a mayor de 450 fL, representada por células de la línea granulocítica en diferentes estadios de maduración, con un pico en 200 fL ocasionado por células maduras de la misma línea y en el registro superior a 400 fL se registran los mielocitos y metamielocitos. El histograma de glóbulos rojos con una distribución en tamaños de 40 a 200 fL representados en el FSP por el hallazgo, tanto la de anisocitosis, como de la policromatofilia, que se observa en éste caso, con la extensión de la curva anexa a 200 fL. Aunque no se observan mayores alteraciones en esta curva, dada la leucocitosis, es necesario corroborar el hematocrito por métodos tradicionales.



109


reporte numériCo

WBC ++++++ RBC 2.70 Plt 276.LY% .......... Hgb 7.2 MPV 8.2

MO% ......... Hct 21.9 Pct .226GR% ......... MCV 81.2 PDW 16.9LY # ......... MCH 26.6

MO # ......... MCHC 32.8GR # ......... RDW 30.4

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 100

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 100

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 100

hallazgos del fsp

Foto Nro.21 Drepanocito, codocitos, dacriocitos, esquistocitos, normoblastos, policromatofilia

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +. Moderada hipocromía. Marcada poiquilocitosis con presencia de drepanocitos ++, codocitos ++, esquistocitos +, dacriocitos +.



110

Marcada policromatofilia. Punteado basófilo ++, cuerpos de Howell Jolly +. nor-moblastos 260%.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos 65%, linfocitos 30%, monocitos 5%Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: Tanto la representación gráfica, como los recuentos total y diferen-cial de leucocitos se encuentran falseados por la presencia de diferentes tipos de células consideradas como no blancos. En éste caso, núcleos de normoblastos y los drepanocitos, ya que comentábamos que éstos últimos son de difícil hemóli-sis. El histograma de glóbulos rojos presenta arranque extenso en Y, del cual son responsables drepanocitos y esquistocitos, estas células tan pequeñas provocan contaminación de la curva de plaquetas, donde se observa un aumento en al celu-laridad en su terminación.



111


reporte numériCo



MO # 0.4 MCHC 31.8GR # 4.5 RDW 17.1

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 108

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 108

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 108

hallazgos del fsp

Foto Nro. 22 Microcitosis, esquistocitos, codocitos, anulocitos, policromatofilia

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos ++Moderada poiquilocitosis con presencia de codocitos +, esquistocitos +, leptocitos +, anulocitos +Ligera policromatofilia.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.



112

Neutrófilos: 67%, eosinófilos 3%, linfocitos 28%, monocitos 2%.

Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: Observamos el histograma de glóbulos rojos desplazado hacia la izquierda, por el registro de pulsos muy pequeños, provocados tanto por los gló-bulos rojos microcíticos como por la poiquilocitosis presente especialmente en los esquistocitos, leptocitos y anulocitos. El histograma de glóbulos blancos es normal, el de plaquetas muestra discrepancia en los dos recuentos. En este caso, se puede deber a la presencia de esquistocitos de registro inferior a 20 fL; no obs-tante, esta contaminación, se corrobora un número normal de plaquetas en el FSP.



113

Caso número 23: Datos del paciente: Adulto mujer ID entrada: 111A

reporte numériCo



MO # 0.3 MCHC 29.2GR # 3.3 RDW 21.4

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM

# 11111A111A

RBC HISTOGRAM

# 111A

WBC HISTOGRAM

# 111A

hallazgos del fsp

Foto Nro. 23 Microcitosis, hipocromía.

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos ++.Ligera hipocromía.Ligera poiquilocitosis con presencia de esquistocitos +.

Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos 60%, linfocitos 37%, monocitos 3%



114

Plaquetas: Aumentadas, normales en morfología.

Comentarios: En la curva de glóbulos rojos, el registro de células microcíticas y los esquistocitos provocan su desplazamiento a la izquierda. El histograma de glóbulos blancos y plaquetas presentan registro normal.



115

Caso número 24: Datos del paciente: Adulto hombre ID entrada: 111

reporte numériCo

WBC 43.0 RBC 3.34 Plt ++++LY% ----- Hgb 8.6 MPV 9.2

MO% ----- Hct 29.0 Pct ++++GR% ----- MCV 86.8 PDW 17.9LY # ----- MCH 25.8

MO # ----- MCHC 29.8GR # ----- RDW 20.6

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 111

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 111

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 111

hallazgos del fsp

Foto Nro. 24 Plaquetas muy aumentadas, macroplaquetas, agregados plaquetarios.

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +, macrocíticos +.Moderada hipocromía.Ligera poiquilocitosis con esquistocitos +, acantocitos +.Moderada policromatofilia. Normoblastos 3%Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.



116

Blastos 1%, mielocitos 6%, bandas 3%, neutrófilos 34%, basófilos 22%, eosinófilos 20%, linfocitos 14%.Plaquetas: Muy aumentadas. Se observa anisocitosis plaquetaria y múltiples agregados.

Comentarios: El número tan aumentado de plaquetas (2.600.000 /mm3 en el re-cuento en cámara) produce su agregación, esto sumado a la presencia de ma-croplaquetas hace que se falseen los recuentos de blancos, de rojos, y los índices derivados de éstos. En el reporte gráfico se detecta el problema con el arranque extenso en Y de los histogramas de rojos y blancos y el registro mayor a 20fL en el de plaquetas. Adicionalmente, el número tan alto de plaquetas provoca un his-tograma con tope recto. Se deben corregir los recuentos falseados.



117


reporte numériCo



MO # 0.4 MCHC 33.1GR # 0.8 RDW 24.2

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 119

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 119

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 119

hallazgos del fsp

Foto Nro. 25 Macrocitos, microcitos, policromatofilia, ovalocitos, esferocitos

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos ++, macro-cíticos +.Moderada poiquilocitosis con presencia de ovalocitos+, eliptocitos+, dacriocitos+, esquistocitos + y esferocitos+.Moderada policromatofilia. Normoblastos 18%.



118

Glóbulos blancos: Disminuidos, normales en morfología.Neutrófilos 58%, eosinófilos 4%, linfocitos 37%, monocitos 1%.


Comentarios: La curva de linfocitos con arranque extenso en Y ha sido provocada por la presencia de núcleos de normoblastos, lo cual ha provocado un falso au-mento de linfocitos, que es corregido en el FSP. La curva de glóbulos rojos con un ADE aumentado, arranque extenso en Y y una prolongación a 200 fL provocada por la diversidad de células, tanto en tamaños como en formas, observadas en el FSP.



119


reporte numériCo

WBC 11.5 RBC 4.40 Plt 43.LY% 46.2 Hgb 13.7 MPV 10.5.

MO% 3.2 Hct 38.4 Pct 046 GR% 50.6 MCV 87.2 PDW 16.3LY # 5.3 MCH 31.2

MO # 0.4 MCHC 35.8GR # 5.8 RDW 12.9

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM

# 123

RBC HISTOGRAM

# 123

WBC HISTOGRAM

# 123

hallazgos del fsp

Foto Nro. 26 Agregado plaquetario post anticoagulación con EDTA

Glóbulos rojos: Normales en morfología.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos 60%, eosinófilos 2%, linfocitos 35%, monocitos 3%.Plaquetas: Normales en número y morfología.



120

Nota: Se observan grandes agregados plaquetarios en extendido, realizado a par-tir de la sangre anticoagulada con EDTA.

Comentarios: En este paciente se presenta una pseudotrombocitopenia posan-ticoagulación con EDTA. Adicionalmente, los agregados plaquetarios generan un falso aumento de leucocitos con linfocitosis, que se registra con un arranque extenso en Y. En nuestra experiencia este tipo de problema produce el arranque extenso en Y más llamativo.



121


reporte numériCo



MO # 1.8 MCHC 31.5GR # 39.7 RDW 16.7

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 148

RBC HISTOGRAM 50 100 150 200 250 300

# 148

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 148

hallazgos del fsp

Foto Nro. 27 Metamielocito, banda, microcitos, hipocromía.

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +.Moderada hipocromía.Ligera poiquilocitosis con presencia de esquistocitos +Ligera policromatofilia.



122

Glóbulos blancos: Aumentados, normales en morfología.Blastos 5%, promielocitos 3%, mielocitos 12%, metamielocitos 9%, bandas 9%, neutrófilos 32%, basófilos 10%, eosinófilos 20%.


Comentarios: Se observa el histograma de glóbulos blancos con pérdida de arqui-tectura, una curva de 30 a 450 fL representada por células de la línea granulocítica en diferentes estadios de maduración, con un pico entre 200 y 250 fL ocasionado por células maduras de la misma línea, y registro superior a 400 fL provocado por mielocitos y metamielocitos. El histograma de glóbulos rojos, con una dis-tribución en tamaños de 30 a 200 fL representados en el FSP por el hallazgo de anisocitosis y de los esquistocitos, además de la policromatofilia, que en éste caso se observa con la ligera elevación y extensión de la curva anexa a 200 fL.



123


reporte numériCo



MO # 0.5 MCHC 33.8GR # 4.0 RDW 20.3

reporte gráfiCo

50 100 200 300 400 WBC HISTOGRAM

# 173

50 100 150 250 300 200 RBC HISTOGRAM

# 173

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 173

hallazgos del fsp

Foto Nro. 28 Hipocromía, microcitosis, leptocitos.

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos ++Moderada poiquilocitosis con presencia de esquistocitos+, eliptocitos+, leptoci-tos+, anulocitos+.Moderada hipocromía. Ligera policromatofilia.



124

Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos: 65%, eosinófilos 3%, linfocitos 28%, monocitos 2%.


Comentarios: La curva de glóbulos rojos está desplazada a la izquierda, en este caso provocado por el registro de pulsos muy pequeños, generados tanto por los gló-bulos rojos microcíticos como por la poiquilocitosis presente. Los histogramas de glóbulos blancos y plaquetas se observan normales, acorde con el hallazgo del FSP.



125


reporte numériCo



MO # 0.4 MCHC 35.5GR # 2.5 RDW 16.2

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 179

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 179

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 179

hallazgos del fsp

Foto Nro.29 Pelguer Huet, policromatofilia, cuerpos de Papenheimer, Punteado basófilo.

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos macrocíticos +.Moderada poiquilocitosis con presencia de ovalocitos+, eliptocitos+, esferocitos+.Moderada policromatofilia. Normoblastos 5%.cuerpo de papenheimer++, punteado basófilo+, cuerpos de howell jolly +.

Glóbulos blancos: Normales en número, se observa fenómeno de Pelguer Huet.



126

Neutrófilos 48%, eosinófilos 2%, linfocitos 47%, monocitos 3%.


Comentarios: La curva de glóbulos rojos está desplazada a la derecha como con-secuencia de los macrocitos, eliptocitos, ovalocitos y la policromatofilia. El his-tograma de glóbulos blancos presenta unión de la curva de mononucleares con granulocitos. Adicionalmente, observamos que la curva de granulocitos es corta, llega a 300 fL, ambos cambios son generados por el Pelguer Huet.



127


reporte numériCo



MO # 2.8 MCHC 33.1GR # 20.8 RDW 18.5

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 220

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 220

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 220

hallazgos del fsp

NO HAY IMAGEN

Foto Nro. 30 Macropolicito, macrocitos, eliptocitos, plaquetas aumentadas

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos macrocíticos +.Ligera poiquilocitosis con presencia de eliptocitos +, ovalocitos +.Ligera policromatofilia. Punteado basófilo +.

Glóbulos blancos: Aumentados, Se observan macropolicitos.Neutrófilos 75%, eosinófilos 18%, linfocitos 7%




128

Comentarios: La curva de glóbulos rojos se encuentra desplazada a la derecha, debido a los pulsos generados por los macrocitos, eliptocitos, ovalocitos y la poli-cromatofilia. En el histograma de leucocitos observamos pérdida de altura en la curva de linfocitos, acompañada de una curva de granulocitos cónica, que se une a mononucleares. Lo anterior se relaciona con los hallazgos del FSP linfopenia, neutrofilia, y en la unión de mononucleares y granulocitos aumento de eosinófilos y la presencia de macropolicitos.



129


reporte numériCo

WBC ....... RBC 2.84 Plt 108.LY% ....... Hgb 8.5 MPV 9.6

MO% ........ Hct 23.1 Pct .104GR% ....... MCV 81.5 PDW 17.1LY # ....... MCH 29.8

MO # ----- MCHC 36.6GR # ----- RDW 18.5

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 229

RBC HISTOGRAM 50 100 150 250 300 200

# 229

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 229

hallazgos del fsp

Foto Nro.31 Blasto, mielocitos, metamielocito, hipocromía, microcitos, acantocitos

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +.Ligera poiquilocitosis con presencia de eliptocitos+, acantocitos +.Ligera hipocromía. Ligera policromatofilia. Normoblastos 2%



130

Glóbulos blancos: Aumentados. Normales en morfología.Blastos: 2%, promielocitos: 2%, mielocitos: 15%, metamielocitos: 8%, bandas: 18%, neutrófilos: 30%, eosinófilos 7%, linfocitos: 18%.

Plaquetas: Disminuidas, se observa anisocitosis plaquetaria.

Comentarios: A pesar de no observar una clara pérdida de arquitectura en el histo-grama de glóbulos blancos, podemos notar como la curva de mononucleares tiene un aumento cónico y unión con granulocitos, en éste caso sospechamos la presen-cia de células inmaduras especialmente por la extensión de ésta curva a mayor de 450 fL. La curva de glóbulos rojos presenta un ADE aumentado generado por la presencia, tanto de microcitos como de eliptocitos, leptocitos y la policromatofi-lia. Se confirma la disminución de plaquetas.



131


reporte numériCo



MO # 0.1 MCHC 34.9GR # 0.7 RDW 16.5

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 231

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 231

50 100 200 300 400 WBC HISTOGRAM

# 231

hallazgos del fsp

Foto Nro. 32 Macrocitos, microcitos, Eliptocitos, policromatofilia

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +, macrocíticos +.Ligera poiquilocitosis con presencia de eliptocitos ++, ovalocitos +, esquistocitos +.Moderada policromatofiliaGlóbulos blancos: Disminuidos, normales en morfología.Neutrófilos 27%, linfocitos 73%



132


Comentarios: En el histograma de glóbulos blancos observamos una curva plana de granulocitos, que obedece a la neutropenia observada en el FSP. En la curva de glóbulos rojos se presenta un ADE aumentado por la presencia, tanto de micro-citos y macrocitos como de eliptocitos, ovalocitos y la policromatofilia.



133

Caso número 33: Datos del paciente: Niño 7 años. ID entrada: 233

reporte numériCo

WBC ----- RBC 2.52 Plt 58.LY% 83.3 Hgb 8.1 MPV 7.1

MO% 16.7 Hct 22.9 Pct .041GR% ........ MCV 90.5 PDW 16.5LY # ----- MCH 32.3

MO # ----- MCHC 35.6GR # ----- RDW 17.3

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 233

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 233

RBC HISTOGRAM 50 100 150 250 300 200

# 233

hallazgos del fsp

Foto Nro. 33 Blastos, acantocitos, esferocitos.

Glóbulos rojos: Ligera poiquilocitosis con presencia de acantocitos +, esferocitos +.Glóbulos blancos Muy aumentados. Normales en morfología.Blastos 98%, linfocitos 2%Plaquetas: Disminuidas se observa anisocitosis plaquetaria.



134

Comentarios: El histograma de leucocitos no presenta registro dado el número tan elevado de células. De igual forma, la leucocitosis afecta el recuento de eritrocitos y todos los índices eritrocitarios dependientes de número y tamaño celular. Por lo tanto, en la curva de glóbulos rojos, la desviación, tanto a la izquierda como a la derecha obedece a la poiquilocitosis observada en el FSP y a los leucocitos presentes es esta dilución. Se deben confirmar mediante métodos tradicionales los índices eritrocitarios primarios. En el FSP se corrobora la disminución de plaquetas.



135

Caso número 34: Datos del paciente: Adulto hombre ID entrada: 236 B

reporte numériCo



MO # 0.1 MCHC 36.1GR # 14.9 RDW 13.1

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 236B

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 236B

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 236B

hallazgos del fsp

Foto Nro.34 Neutrófilo, microcitosis.

Glóbulos rojos: Glóbulos rojos microcíticos +.Glóbulos blancos: Aumentados, normales en morfología.Neutrófilos: 92%, linfocitos: 6%, Monocitos: 2%.Plaquetas: Ligera disminución, normales en morfología.



136

Comentarios: En el histograma de glóbulos blancos observamos una curva de lin-focitos con pérdida de altura, y la de granulocitos cónica con distribución normal y sin unión a granulocitos, sospechamos una neutrofilia sin bandas. La curva de rojos, discretamente corrida a la izquierda, concuerda con el hallazgo de una ligera microcitosis. Tanto la gráfica como la observación del FSP corroboran una ligera disminución en el recuento de plaquetas.



137


reporte numériCo



MO # 0.3 MCHC 35.5GR # 5.3 RDW 19.7

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 236

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 236

50 100 200 300 400 WBC HISTOGRAM

# 236

hallazgos del fsp

Foto Nro. 35 Normoblasto, macrocitos, ovalocitos, eliptocitos.

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +, macrocíticos +.Ligera poiquilocitosis con presencia de eliptocitos+, ovalocitos+.Moderada policromatofilia. Normoblastos 23%Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos 58%, eosinófilos 12%, linfocitos 28%, monocitos 2%.



138

Plaquetas: normales en número se observa anisocitosis plaquetaria.

Comentarios: El arranque extenso en Y del histograma de leucocitos es provo-cado por los núcleos de normoblastos y por las macroplaquetas observadas en el FSP. La unión de mononucleares con granulocitos es ocasionada por el aumento de eosinófilos. La curva de glóbulos rojos presenta un ADE aumentado con un desplazamiento de la curva hacia la derecha generado por la anisocitosis, poiqui-locitosis, policromatofilia y los normoblastos.



139

Caso número 36: Datos del paciente: Adulto mujer ID entrada: 236 C

reporte numériCo



MO # 1.1 MCHC 35.6GR # 26.1 RDW 13.3

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

236C

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 236C

50 100 200 300 400 WBC HISTOGRAM

# 236C

hallazgos del fsp

Foto Nro. 36 Neutrófilos con granulaciones tóxicas, policromatofilia, anisocitosis plaquetaria.

Glóbulos rojos: Ligera policromatofilia.Glóbulos blancos: Aumentados, se observan granulaciones tóxicas en algunos PMN.Neutrófilos 78%, bandas 15%, linfocitos 7%. Plaquetas: Normales en número se observa anisocitosis plaquetaria.



140

Comentarios: En el FSP el único hallazgo anormal de la morfología de glóbulos rojos es una ligera policromatofilia, que se hace evidente en la ligera elevación del inicio de la curva anexa. En el histograma de glóbulos blancos observamos pér-dida de altura en la curva de linfocitos, acompañada de una curva de granulocitos cónica con distribución no normal, que se une a la curva de mononucleares. Se sospecha neutrofilia con aumento en el recuento de bandas la cual se corrobora en el FSP.



141


reporte numériCo



MO # 0.3 MCHC 35.1GR # 11.5 RDW 14.8

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM

# 241

RBC HISTOGRAM

# 241

WBC HISTOGRAM

# 241 WBCWBC

DFDF

VOLUMEN

VOLUMEN

PLT HISTOGRAM

# 241

RBC HISTOGRAM

# 241

WBC HISTOGRAM

# 241 WBCWBC

DFDF

VOLUMEN

VOLUMEN



142

hallazgos del fsp

Foto Nro. 37 Neutrófilos con granulaciones y vacuolas tóxicas

Glóbulos rojos: Glóbulos rojos microcíticos +Glóbulos blancos: Aumentados, se observan granulaciones y vacuolas tóxicas en P.M.N.Neutrófilos 70%, bandas 18%, linfocitos 10%, monocitos 2%.Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: Curva de glóbulos rojos discretamente desplazada a la izquierda, se correlaciona con la ligera microcitosis observada en el FSP. En el histograma de glóbulos blancos observamos pérdida de altura en la curva de linfocitos, acompa-ñada de una curva de granulocitos cónica con distribución no normal, que se une a la curva de mononucleares, sospechamos neutrofilia con aumento en el recuento de bandas. En el dispersograma es clara la linfopenia con neutrofilia y la presencia de sus precursores; en este caso, de bandas. Histograma de plaquetas normal.



143


reporte numériCo



MO # 0.1 MCHC 33.8GR # 3.9 RDW 15.3

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM

# 248

RBC HISTOGRAM

# 248

WBC HISTOGRAM

# 248

hallazgos del fsp

Foto Nro.38 Microcitosis, hipocromía, codocitos, eliptocitos.

Glóbulos rojos: Ligera hipocromía. Glóbulos rojos microcíticos ++Ligera poiquilocitosis con presencia de codocitos +, eliptocitos +.Moderada hipocromía.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos 57%, eosinófilos 3%, linfocitos 40%.Plaquetas: Normales en número se observa anisocitosis plaquetaria.



144

Comentarios: El ligero arranque extenso en Y de la curva de linfocitos ha sido provocado por la presencia de algunas macroplaquetas. La curva de glóbulos rojos desplazada a la izquierda concuerda con la presencia en periferia de microcitos, codocitos y los eliptocitos que en este caso no han mostrado registro superior a 90 fL, como sería lo esperado, pensamos que esto se debe a la hipocromía que presentan, lo cual posiblemente les hace perder volumen.



145


reporte numériCo



MO # 0.3 MCHC 33.8GR # 5.2 RDW 26.1

reporte gráfiCo

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 262

RBC HISTOGRAM 50 100 150 200 250 300

# 262

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 262

hallazgos del fsp

Foto Nro. 39 Policromatofilia, Cuerpos de Pappenheimer, Cuerpos de Howell Jolly, Normoblasto con cariorrexis.

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos macrocíticos +, microcíticos +.Moderada poiquilocitosis con presencia de codocitos ++, eliptocitos +, ovalocitos +.Moderada policromatofilia. Normoblastos 180%, se observan normoblastos con cariorrexis. Cuerpos de Pappenheimer ++, Howell Jolly +, punteado basófilo +.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos 65%, eosinófilos 3%, linfocitos 28%, monocitos 4%.



146


Comentarios: En el histograma de glóbulos blancos observamos un arranque ex-tenso en Y, que provoca una falsa curva de linfocitos, generada por los núcleos de normoblastos, los cuales además producen un falso aumento del recuento total de glóbulos blancos. La curva de glóbulos rojos está abierta hacia la izquierda y la derecha lo que produce un aumento del ADE en ésta han influido la gran variedad de células observadas tanto en tamaño como en forma y la presencia de normoblastos y células policromáticas.



147


reporte numériCo



MO # 0.3 MCHC 34.3GR # 5.8 RDW 35.2

reporte gráfiCo

2 5 10 15 20 25 30 PLT HISTOGRAM

# 266

50 100 150 200 250 300 RBC HISTOGRAM

# 266

50 100 200 300 400 WBC HISTOGRAM

# 266

hallazgos del fsp

Foto Nro. 40 Esquistocitos, leptocitos, anulocitos, dacriocitos, hipocromía, microcitosis

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos ++. Marcada poiquilocitosis con presencia de esquistocitos ++, leptocitos ++, anulocitos +, da-criocitos +.Marcada hipocromía.



148

Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Bandas 2%, neutrófilos 83%, linfocitos 15%, monocitos 5%.Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: En el histograma de glóbulos blancos, se observa una curva de lin-focitos con pérdida de altura, y la de granulocitos cónica con distribución normal y sin unión a granulocitos, sospechamos una neutrofilia sin bandas. La curva de rojos desplazada a la izquierda es provocada por la microcitosis y las diferen-tes formas de registro menor de 60 fL observadas en el FSP y reportadas en la poiquilocitosis. Asimismo, los leptocitos y esquistocitos responsables del arran-que extenso en Y tienen un registro menor de 30 fL quedan graficados en la curva de plaquetas, donde vemos un aumento celular en su terminación. En este caso, es necesario tener en cuenta el error en el recuento de rojos, ya que se disminuye y el de plaquetas que se aumenta.



149


reporte numériCo



MO # 7.0 MCHC 34.4GR # 66.2 RDW 31.5

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 753

RBC HISTOGRAM 50 100 150 250 300 200

# 753

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 753

hallazgos del fsp

Foto Nro. 41 Blasto, Mielocito, microcitos, eliptocitos, leptocitos, policromatofilia

Glóbulos rojos: Marcada anisocitosis. Glóbulos rojos macrocíticos +, microcíticos +.Ligera hipocromía. Moderada poiquilocitosis con presencia de esquistocitos ++, eliptocitos +, dacrio-citos +.Moderada policromatofilia. Normoblastos 45%.



150

Glóbulos blancos: Aumentados, normales en morfología.Blastos: 2%, promielocitos: 2%, mielocitos: 15%, metamielocitos: 8%, bandas: 18%, neutrófilos: 27%, eosinófilos: 10%, basófilos: 15%, linfocitos: 3%.Plaquetas: Aumentadas, se observa anisocitosis plaquetaria.

Comentarios: Observamos pérdida de arquitectura en el histograma de glóbulos blancos con una distribución de pulsos de tamaño muy variado de menos de 30 a más de 450 fL, representados por la variedad de células de la línea granulocítica. En el de glóbulos rojos, tenemos una curva claramente bimodal, producida por la presencia de células de tamaños y formas que representan variedad de pulsos entre menor de 30 y 220 fL, las cuales a su vez están distribuidas en dos poblacio-nes celulares: una que incluye células normales y las de menor tamaño como los microcitos, dacriocitos y esquistocitos, y otra conformada por macrocitos, elipto-citos, células policromáticas, normoblastos y leucocitos.



151

Caso número 42: Identificación del paciente: Adulto mujer ID entrada: 1213

reporte numériCo

WBC ......... RBC ....... Plt .......LY% ......... Hgb ....... MPV .......

MO% ......... Hct ....... Pct .......GR% ......... MCV ....... PDW .......LY # ......... MCH ++++

MO # ......... MCHC ++++GR # ......... RDW .........

Observaciones: Paciente autoaglutinando.

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM

2 5 10 15 20 25 30

# 1213

RBC HISTOGRAM 50 100 150 250 300 200

# 1213

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 1213

hallazgos del fsp

Foto Nro.42 Autoaglutinación (foto de la muestra a temperatura ambiente

Observaciones: Se presenta autoaglutinación, que corrige a 37°C. La lectura final del FSP se realiza con muestra precalentada.



152

Glóbulos rojos: Normales en morfología.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos: 63%, linfocitos: 34%, monocitos: 3%.Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: Con el equipo no se logra obtener lectura de ningún parámetro, ya que todos se afectan por la autoaglutinación, que aunque corrige a 37°C, la impo-sibilidad de manipular los reactivos hace que se sigan manejando a temperatura ambiente, y en el momento de la dilución, se produce la aglutinación. Es necesario realizar análisis utilizando métodos tradicionales.



153

Caso número 43: Identificación del paciente: Adulto hombre ID entrada: 2256

reporte numériCo

WBC ++++ RBC 2.99 Plt 449.LY% ....... Hgb 10.2 MPV 6.6

MO% ....... Hct 26.5 Pct .295GR% ....... MCV 88.7 PDW 17.3LY # ....... MCH 34.2

MO # ....... MCHC 38.5GR # ....... RDW 23.6

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM

2 5 10 15 20 25 30

# 2256

RBC HISTOGRAM 50 100 150 250 300 200

# 2256

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 2256

hallazgos del fsp

Foto Nro. 43 Blasto, promielocito, mielocitos, metamielocitos, bandas, normoblasto con cariorrexis

Glóbulos rojos: Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos +.Ligera policromatofilia. Normoblastos 5%, se observan normoblastos con cariorrexis.Glóbulos blancos: Aumentados, normales en morfología.



154

Blastos: 5%, promielocitos: 10%, mielocitos: 25%, metamielocitos: 10%, ban-das:14%, neutrófilos: 20%, eosinófilos: 9%, basófilos: 7%.Plaquetas: Aumentadas, normales en morfología.

Comentarios: Histograma de leucocitos con pérdida de arquitectura, la curva está extendida de 30 a mayor de 450 fL, queda allí registrada la diversidad de tamaños de las células de la línea. La curva de eritrocitos presenta registro de células pe-queñas, que para este caso, son los microcitos. De igual forma, hay un registro de células de mayor tamaño representadas por la policromatofilia, los normoblastos y los leucocitos que contaminan la dilución por la leucocitosis presente.



155

Caso número 44: Identificación del paciente: Adulto mujer ID entrada: 3329

reporte numériCo



MO # 0.1 MCHC 33.8GR # 3.3 RDW 20.9

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 3329

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 3329

RBC HISTOGRAM 50 100 150 200 250 300

# 3329

hallazgos del fsp

Foto Nro.44 Microcitos, macrocitos, esquistocitos

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos macrocíticos +, microcí-ticos +.Moderada poiquilocitosis con presencia de esquistocitos +, dacriocitos +, ovalo-citos +.Ligera policromatofilia. Normoblastos 12%



156

Glóbulos blancos: Ligera disminución. Normales en morfología.Neutrófilos: 59%, eosinófilos: 2%, linfocitos: 39%.

Plaquetas: Ligera disminución, normales en morfología.

Comentarios: Histograma de leucocitos normal. La curva de glóbulos rojos pre-senta un registro de células de gran tamaño, en este caso encontramos en el FSP macrocitos, ovalocitos, policromatofilia y normoblastos; de igual forma, se identi-ficaron esquistocitos que están provocando arranque extenso en Y y un aumento en la terminación de plaquetas, lo cual hace necesario confirmar su número.



157


reporte numériCo



MO # 0.3 MCHC 30.0GR # 5.4 RDW 30.9

reporte gráfiCo

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 6899

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 6899

RBC HISTOGRAM 50 100 150 200 250 300

# 6899

hallazgos del fsp

Foto Nro. 45 Microcitos, eliptocitos, esquistocitos, macroplaquetas

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos ++.Moderada poiquilocitosis con presencia de esquistocitos ++, leptocitos +, elipto-citos +.Ligera hipocromía.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos: 68%, eosinófilos: 5%, linfocitos: 27%.



158

Plaquetas: Normales en número se observan macroplaquetas.

Comentarios: En el histograma de glóbulos blancos se presenta arranque extenso en Y, generado por las macroplaquetas observadas. El histograma de glóbulos rojos también presenta arranque extenso en Y; en este caso, están involucradas las macroplaquetas y los esquistocitos y leptocitos; las células microcíticas son las que predominan y por lo tanto, la gráfica se observa desplazada a la izquierda. Los esquistocitos, que no quedaron graficados en rojos pasan a contaminar plaquetas, por eso el registro de esta gráfica no es uniforme a pesar de tener un número normal.



159


reporte numériCo



MO # 1.2 MCHC 35.7GR # 1.2 RDW 22.2

reporte gráfiCo

WBC HISTOGRAM 50 100 200 300 400

# 702

RBC HISTOGRAM 50 100 150 250 300 200

# 702

PLT HISTOGRAM 2 5 10 15 20 25 30

# 702

hallazgos del fsp

Foto Nro. 46 Blastos, microcitos, macrocitos, eliptocitos.

Glóbulos rojos: Moderada anisocitosis. Glóbulos rojos microcíticos++, macrocíticos+.Ligera poiquilocitosis con presencia de eliptocitos+, leptocitos+, esferocitos+.Moderada policromatofilia.



160

Glóbulos blancos: Normales en número, se observan algunos blastos vacuolados.Blastos: 100%.Plaquetas: Normales en número y morfología

Comentarios: Histograma de leucocitos presenta pérdida de arquitectura y en una curva única de 50 a 150 fL, quedan registrados los blastos. El histograma de glóbulos rojos registra una curva bimodal, donde han quedado representados los pulsos generados por las células de registro con mayor tamaño macrocitos, elip-tocitos y policromáticas. La segunda población reúne células normales y las de registro menor; en éste caso, microcitos y leptocitos.



161

Caso número 47: Identificación del paciente: Hombre de 17 años ID entrada: 82513109-22

Reporte gráfico y numérico:



162

hallazgos del fsp

Foto Nro. 47 Normoblastos, policromatofia

Glóbulos rojos: ligera anisocitosis con glóbulos rojos microcíticos. Moderada po-licromatofilia. Normoblastos 470%. Se observan normoblastos con cariorrexis. Cuerpos de Howell Jolly +. Ligera poiquilocitosis con codocitos+ y esquistocitos+.Glóbulos blancos: Normales en número. De los linfocitos contados, el 60% son reactivos.Neutrófilos: 68%, linfocitos: 30%, monocitos: 2%.Plaquetas: Normales en número y morfología.

Comentarios: En el dispersograma DIFF se observan los normoblastos y en NRBC se diferencian este grupo de células de los leucocitos lo que permite por un lado hacer su recuento y no incluirlos en el recuento total de leucocitos. En el dispersograma RET se observa un número alto de reticulocitos con alta intensi-dad de fluorescencia.



163


reporte gráfiCo y numériCo

hallazgos del fsp

Foto Nro. 48 Blasto.



164

Glóbulos rojos: Normales en morfología. Glóbulos blancos: disminuidos. Se observan algunos blastos vacuolados.Blastos: 55% linfocitos: 45%; Plaquetas: Muy disminuidas.

Comentarios: En el dispersograma DIFF se observa un bloque de registro de pun-tos agrupado en las regiones de linfocitos y monocitos sin diferenciación de las dos poblaciones, hecho que hace sospechar la presencia de blastos, se asumen además que son blastos muy pequeños, posiblemente de estirpe linfoide que en este caso no son detectados en el dispersograma IMI. El histograma de plaquetas revela su disminución, que se corrobora con los hallazgos del FSP.



165


Reporte gráfico y numérico

hallazgos del fsp

Foto Nro. 49 Linfocito pequeño con maduración anormal de cromatina y Blasto.



166

Glóbulos rojos: ligera policromatofilia. Ligera anisocitosis. Glóbulos rojos macrociticos+.Glóbulos blancos: Ligero aumento. Se observan linfocitos con núcleos anormales.Blastos: 12%, linfocitos: 73%, neutrófilos: 13%, eosinófilos 2%.

Plaquetas: disminuidas.

Comentarios: En el dispersograma DIF se observa un bloque de registro de pun-tos, agrupado en las regiones de linfocitos y monocitos, que se extiende hacia regiones de mayor fluorescencia lateral. Este patrón hace sospechar la presencia de blastos y de linfocitos de características anormales como las halladas en el FSP.



167

Caso número 50: Identificación del paciente: ID entrada: 80800000-22


hallazgos del fsp

Foto Nro. 50 Morfología normal



168

Glóbulos rojos: Normales en morfología.Glóbulos blancos: Normales en número y morfología.Neutrófilos: 60%, eosinófilos 3%, linfocitos: 32%, monocitos: 5%

Plaquetas: normales en número y morfología.

Comentarios: Se observa coherencia entre el reporte numérico, el gráfico y los hallazgos de normalidad del FSP. Se resalta la claridad en la diferenciación de las poblaciones celulares en el dispersograma DIF.



169



hallazgos del fsp



170

Foto Nro. 51 Blastos.

Glóbulos rojos: ligera policromatofilia normoblastos 16% se observan normo-blastos con cariorrexis. Punteado basófilo+Glóbulos blancos. Normales en número. Se observan blastos grandes con nu-cléolos prominentes. Algunos con núcleos bizarros. De los linfocitos contados el 100% son reactivos. Blastos: 58%, promielocitos: 7%, neutrófilos: 4%, linfocitos 31%.Plaquetas: muy disminuidas.

Comentarios: En el dispersograma DIFF, los puntos se extienden desde el área de linfocitos hacia una zona de mayor fluorescencia lateral, esto hace sospechar la presencia de blastos, que se corrobora con la aparición de una mancha de puntos en el dispersograma IMI en la zona de detección de células con baja radiofre-cuencia. Adicionalmente, en DIFF se observan algunos puntos sobre el área de neutrófilos, que obedecen a los promielocitos observados en el FSP y otros en la zona de mayor fluorescencia que obedecen a los linfocitos reactivos identificados.



171


reporte gráfiCo y numériCo

hallazgos del fsp



172

Foto Nro. 52 neutrófilo con cuerpo de Dohle. Monocito vacuolado, neutrófilo hipogranular. Pelguer Huet.

Glóbulos rojos: ligera policromatofilia.Glóbulos blancos. Normales en número. Se observa monocitos vacuolados, fe-nómeno de pseudo Pelguer Huet, neutrófilos hipogranulares y con cuerpos de Dohle. Monocitos: 33%, neutrófilos: 39%, linfocitos 28%.Plaquetas: Ligera disminución, normales en morfología.

Comentarios: Se observa la mancha neutrófilos de menor complejidad por la hi-polobulación e hipogranularidad. De igual forma se observa el aumento en la densidad de la mancha de los monocitos.


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