biosíntesis de jasmonatos y participación en procesos del...

SAFV, Temas de Fisiología Vegetal

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Biosíntesis de jasmonatos y participación en procesos del

desarrollo vegetal

Guillermina Abdala y Ana Cenzano

Departamento de Ciencias Naturales. Facultad de Ciencias Exactas, Físico-

Químicas y Naturales. Universidad Nacional de Río Cuarto. Ruta 36-Km 601.

Río Cuarto, Córdoba.

E-mail: [email protected]

En adición a las auxinas, giberelinas, citocininas, ácido abscísico y etileno, otras

hormonas vegetales fueron identificadas y caracterizadas en las dos últimas décadas,

entre ellas, los brasinoesteroides y los jasmonatos (JAs).

Los JAs conforman un grupo de numerosos compuestos precursores o derivados del

ácido jasmónico (JA) que ocurren naturalmente en el Reino Plantae, poseen actividad

biológica, y por ser derivados de ácidos grasos poliinsaturados forman parte del grupo de

oxilipinas. Entre ellos cabe mencionar: el éster metílico del ácido jasmónico (MeJA),

derivados hidroxilados 11-hidroxi-JA (11-OH-JA) y 12-hidroxi-JA (12-OH-JA), JA

conjugado con aminoácidos tales como valina, leucina, tirosina e isoleucina (JA-Ile), JA

conjugado con amidas como dopa, dopamina y tiramina, JA conjugado con glucosa (JA-

Glu), O-glucósido de 12-OH-JA, y el 12-hidroxijasmonato sulfato (12-OH-JA-SO3)

(Wasternack y Hause, 2002; Gidda y col., 2003; Kramell y col., 2005; Schaller y col.,

2005). Asimismo, constituyen el grupo de octadecanoicos por ser derivados del ácido 12-

oxo-fitodienoico (OPDA). Estos compuestos han sido detectados gracias al

perfeccionamiento de técnicas analíticas como cromatografía gaseosa-espectrometría de

masa (GC-MS).

OPDA se encuentra también en su forma metilada (OPDAMe) y es activo per se en

diversos procesos fisiológicos y en respuestas de defensa contra herbívoros (Stelmach y

col., 2001; Stintzi y col., 2002). Inclusive es más activo que MeJA en inducir

enrollamiento de zarcillos (Stelmach y col., 1998). OPDAMe fue detectado en hojas de

cebada (Kramell y col., 2000) y en raíces transformadas de tomate (Abdala y col., 2003).

El contenido endógeno de JAs y octadecanoicos varía entre las diferentes especies de

plantas dependiendo del tejido y tipo celular, estadío de desarrollo de la planta, y en

respuesta a diferentes estímulos del medio ambiente (Creelman y Mullet, 1997). Los JAs


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generalmente están en el rango picomolar por gramo de peso fresco en tejido de hojas y

pueden aumentar rápidamente bajo estímulos externos. Algunos órganos y tejidos

exhiben por encima de 10 veces el nivel encontrado en hojas, sugiriendo que estos

niveles elevados presentan funciones diferentes en la regulación de determinados

procesos de desarrollo (Wasternack y Hause, 2002).

Los hongos son también productores de JA, específicamente la presencia de derivados

hidroxilados de este compuesto fue informada en Botryodiplodia theobromae (Miersch y

col., 1991) y en Gibberella fujijuroi (Miersch y col., 1992). Posteriormente, JA fue

detectado también in diversas especies de hongos, tales como Collybia confluens,

Collybia dryophila, Coprinus alkalinus, Coprinus cinereus, Mycena tintinabulum,

Phellinus laevigatus y Trametes versicolor (Miersch y col., 1993), Fusarium oxysporum

(Miersch y col., 1999a). Por otra parte se demostró que Aspergillus niger es capaz de

hidroxilar la cadena pentenil de JA (Miersch y col., 1999b). En adición, Escherichia coli

y Sacharomices cerevisiae también son capaces de producir JA (Abdala y col., 1999).

Entre los JAs, MeJA fue identificado por primera vez en 1962 como principal

constituyente del aceite etérico del jasmín (Demole y col., 1962), y su ácido libre, JA, fue

identificado en cultivos del hongo Botryodiploidia theobromae (Aldridge y col., 1971) y

en Gibberella fujikuroi (Miersch y col., 1992). En la década del 80, se comenzaron a

describir numerosos efectos fisiológicos de los JAs, tales como la inhibición del

crecimiento de la raíz (Staswick y col., 1992) y la promoción de la senescencia (Parthier,

1991), así como la vía de síntesis de estos compuestos (Vick y Zimmerman, 1983). En la

década pasada, los JAs fueron propuestos como señales que participan en respuestas de

las plantas a una gran variedad de factores bióticos y abióticos, así como en diversos

procesos del desarrollo (Creelman y Mullet, 1995; Wasternack y Hause, 2002).

Diferentes señales podrían inducir la síntesis de JA a partir del ácido linolénico presente

en las membranas celulares, especialmente en las las membranas cloroplásticas, y regular

de este modo diversos procesos fisiológicos (Fig. 1).


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Fig. 1. Participación de JAs en respuesta a señales del desarrollo y del medio ambiente.

Los JAs son requeridos para la deshiscencia de la antera y el desarrollo del polen

(McConn y Browse, 1996; Sanders y col., 2000; Stintzi y Browse, 2000). Su

participación en respuesta al ataque de herbívoros (Ryan, 1992; Farmer y Ryan, 1992;

Howe, 2005), daño mecánico (Reymond y col., 2000), estrés osmótico (Lehmann y col.,

1995; Kramell y col., 2000), estrés salino (Pedranzani y col., 2003) elicitación (Gundlach

y col., 1992; Mueller y col., 1993), ozono (Rao y col., 2000), y en respuesta a patógenos

(Penninckx y col., 1996; Pozo y col., 2005) permitió dilucidar sus funciones.

Además, desempeñan un rol clave en el establecimiento de micorrizas arbusculares

durante la asociación con hongos (Isayenkov y col., 2005). Incremento en los niveles

endógenos de JAs se correlacionan con la micorrización de Hordeum vulgare y Medicago

truncatula (Hause y col., 2002; Stumpe y col., 2005).

Numerosas respuestas de las plantas a distintos tipos de estrés conducen al aumento

en los niveles de JAs y de su precursor OPDA, seguido por cambios en la expresión de

genes. Inclusive, algunos de ellos codifican para enzimas de su propia biosíntesis, (Heitz

y col., 1997; Laudert y Weiler, 1998; Mussig y col., 2000; Ishiguro y col., 2001; Seo y

col., 2001), indicando de este modo un control positivo de la biosíntesis de JAs. Entre los

genes regulados por estos compuestos se mencionan los que codifican para proteínas tales

como: inhibidor de proteasa (pin2) acumulada en respuesta a herbivoría (Schaller y Ryan,

1996); proteínas de reserva vegetativa (VSPs) como napina y cruciferina (Staswick,

1990; Creelman y Mullet, 1995), proteínas de pared celular (Creelman y col., 1992),


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enzimas de la síntesis de fitoalexinas (Gundlach y col., 1992; Mueller y col., 1993;

Blechert y col., 1995), proteínas relacionadas a patogénesis como tioninas (Andresen y

col., 1992; Ellard-Ivey y Douglas, 1996), y otras que participan bajo estrés osmótico

(Lehmann y col., 1995) e hídrico (Bartels y col., 1990).

Componentes de la vía de señal de transducción de JA han podido dilucidarse debido

al análisis y caracterización de mutantes de la biosíntesis de JA (deficientes) o de señal

(insensibles a JAs exógenos), los cuales han permitido inferir la función de estos

compuestos en diversos procesos (Berger, 2002).

BIOSÍNTESIS DE JASMONATOS

Los JAs son compuestos que poseen homología estructural- funcional con esteroides y

prostaglandinas originados en animales a partir del ácido araquidónico (Creelman y

Mullet, 1997; Blée, 2002; Howe, 2004). JA es una ciclopentanona que posee una cadena

pentenilo y una cadena carboxílica. Entre los cuatro isómeros posibles, el enantiómero

(-)-JA tiene la configuración absoluta (3R, 7R), la forma (+)-7-iso-JA (3R, 7S) es nativa y

fisiológicamente activa (Fig. 2).

Fig. 2. Estructura del ácido jasmónico (Wasternack y Parthier, 1997)

Las membranas celulares son fuente de ácidos grasos de los que derivan algunos

compuestos señales (Weber, 2002), tal el caso de JA que se origina a partir del ácido

graso poliinsaturado alfa–ácido linolénico (LA), 18:3. Una vía posible de provisión de

LA involucra la desaturación de los ácidos grasos poliinsaturados produciendo LA a

partir del 18:2 (ácido linoleico) (León y Sánchez-Serrano, 1999). Modelos actuales

postulan que diversas señales inducen la activación de fosfolipasas, las cuales liberarían

el LA. Pero el hecho de que las primeras enzimas de la biosíntesis de JAs se localizan en


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cloroplastos (Blée y Joyard, 1996) sugiere que deben existir mecanismos que liberen LA

de la membrana cloroplástica, o alternativamente la señal percibida en la membrana

plasmática debe ser transmitida a los cloroplastos para la liberación de LA en esta

organela (Creelman y Mullet, 1997). A continuación se muestra un esquema de la

biosíntesis y metabolismo de estos compuestos (Fig. 3).

En plantas, especialmente las membranas cloroplásticas, constituyen una fuente muy

rica de LA esterificado en glicerolípidos y fosfolípidos. La liberación de LA puede

ocurrir por acción de acilhidrolasas o fosfolipasas. Actualmente se postula que la

fosfolipasa A (PLA) participa en la reacción inicial para la generación de metabolitos de

la vía lipoxigenasa (LOX). Incrementos en actividad PLA han sido encontrados previo al

aumento de JAs luego de la elicitación de cultivos de células en suspensión (Royo y col.,

1996; Göbel y col., 2001), bajo daño mecánico a hojas de tomate (Narváez-Vásquez y

col., 1999), y en hojas de tabaco infectadas con el virus del mosaico de tabaco (Dhondt y

col., 2000). Dada la localización cloroplástica de las enzimas que participan en los

primeros pasos de la biosíntesis de JA, LA sería liberado dentro del cloroplasto por una

PLA1 (hidroliza los fosfolípidos en la posición sn-1 del esqueleto glicerol) y no en la

membrana plasmática, donde se asume que se localiza una fosfolipasa A2 (PLA2). Otra

enzima que podría liberar LA podría ser una fosfolipasa D (PLD), la cual genera ácido

fosfatídico, el cual a su vez es activador de PLA (Lee y col., 1997). Una PLD inducida

por daño mecánico y que interviene en la activación sistémica de la 13-LOX AtLOX2 y

de una óxido de aleno sintasa en A. thaliana fue clonada por Wang y col. (2000).


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Fig. 3. Biosíntesis de jasmonatos y metabolismo . Texto y flechas en color sólido

provienen de evidencias experimentales y las vías hipotéticas se muestran en color gris.

El transporte de metabolitos entre compartimentos se indica en flechas discontinuas y es

hipotético. Las abreviaturas se encuentran en el texto. Adaptada de Schaller y col.

(2005).

En Arabidopsis thaliana (planta "16:3", sintetiza parte de sus ácidos grasos vía

procariota, y contiene ácido hexadecatrienoico en sus galactolípidos cloroplásticos), la

fuente de ácidos grasos para la biosíntesis de JAs proviene de dos vías: una

hexadecanoica (16:3) a partir del galactolípido monogalactosildiacilglicerol (MGDG) que

conduce a la formación de dinor-OPDA (dnOPDA) (Weber y col., 1997; Stelmach y col.,


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2001), y otra octadecanoica (18:3) a partir del fosfolípido fosfatidilcolina, el cual es

sustrato de la lipasa DAD1 (Ishiguro y col., 2001). La proteína cloroplástica DAD1 es

una PLA1. El mutante dad1, defectuoso en esta enzima, carece de JA, lo cual confirmaría

la liberación de LA cloroplástico por la PLA1 para biosínt. JA (Ishiguro y col., 2001).

Un hallazgo interesante fue el descubrimiento de OPDA y/o dnOPDA esterificados a

lípidos de cloroplastos. Aproximadamente el 80% de OPDA se encuentra estertificado en

posición sn-1 del MGDG-O y en posición sn-2 posee 16:3 indicando que la síntesis es vía

procariota. Stelmach y col. (2001) demostraron que lipasas específicas que actúan en

posición sn-1 de lípidos presentes en hojas de Arabidopsis liberan OPDA bajo hidrólisis

alcalina. De este modo, OPDA esterificado al MGDG-O podría funcionar como

compuesto de reserva, proporcionando una fuente importante de OPDA que puede

liberarse rápidamente y transportarse al peroxisoma durante la transducción de la señal.

Sin embargo, aún se desconoce el mecanismo de transporte. (Wasternack y Hause, 2002).

Se sugiere que MGDG-O podría ser generado a partir de enzimas similares a LOX,

AOS y AOC que actuarían sobre los galactolípidos (Stelmach y col., 2001). Además

éstos lípidos podrían suministrar otra fuente de LA para la biosíntesis de JA (Simpson y

Gardner, 1995).

Vía LOX

La enzima lipoxigenasa (LOX) cataliza la inserción de oxígeno en el átomo de C-9

(9-LOX) ó C-13 (13-LOX) del LA, resultando la formación de hidroperóxidos de ácidos

grasos. El 13-hidroperóxido de ácido linolénico (13-HPOT) formado puede ser

convertido a octadecanoicos por acción de la enzima óxido de aleno sintasa (AOS), a

aldehídos como hexenal por la hidroperóxido liasa (HPL), o a divinil éter por la divinil

éter sintasa (DES) (Howe y Schilmiller, 2002). Los aldehídos son compuestos volátiles

que desempeñan funciones en la defensa contra insectos y patógenos (Blée, 1998; Bate y

Rothstein, 1998; Vancanneyt y col. 2001).

En la vía 9-LOX, el metabolismo de 9-HPOT por AOS, HPL y DES origina un grupo

de oxilipinas estructuralmente relacionadas pero algo diferentes a las derivadas de la vía

13-LOX. Diversos estudios indican que la vía 9-LOX es esencial en la defensa de la

planta contra patógenos. Weber y col. (1999) demostraron que los divinil éteres se

acumulan en hojas de papa infectadas con Phytophthora infestans e inhiben el


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crecimiento del hongo. Los productos de esta vía también se hallan involucrados en la

respuesta hipersensible inducida por elicitores fúngicos (Rusterucci y col. 1999).

La rama AOS de la vía LOX conduce a la formación de jasmonatos

JA es sintetizado a través de la rama AOS de la vía 13-LOX (Fig. 4). La oxigenación

en el C-13 del LA por la 13-LOX conduce a 13-HPOT, el cual es convertido por la

acción una óxido de aleno sintasa (AOS) a un óxido de aleno altamente inestable (ácido

12, 13-epoxi-octadecatrienoico), el cual en presencia de una óxido de aleno ciclasa

(AOC) origina 12-OPDA. 12-OPDA, primer compuesto cíclico producido, es reducido

por OPDA reductasas (OPRs) al ácido 3-oxo-pentenilo-ciclopentano-octanoico (OPC-

8:0), el cual luego de tres ciclos de beta–oxidación origina (+)-7-iso-ácido jasmónico

(Fig. 4). JA es posteriormente metabolizado dando origen a diferentes jasmonatos

(Feussner y Wasternack, 2002; Wasternack y Hause, 2002).


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Fig. 4. Biosíntesis del ácido jasmónico y derivados más comunes.

Por otra parte, la rama AOS de la vía 9-LOX produce el ácido 10-oxo-fitodienoico

(10-OPDA) encontrado en estolones y jóvenes tubérculos por Hamberg (2000). Este

compuesto es un regioisómero del 12-OPDA y su función en el crecimiento del tubérculo

aún no ha sido comprobada.


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Excepto los pasos de beta–oxidación, que tienen lugar en peroxisomas (Strassner y

col., 2002), las enzimas específicas para la biosíntesis de JA (13-LOX, AOS y AOC) han

sido clonadas y poseen en su secuencia un péptido de tránsito cloroplástico por lo cual

tienen localización cloroplástica (Schaller y col., 2005). Diversas 13-LOXs fueron

aisladas de papa, tomate, soja, Arabidopsis, cebada, trigo y arroz. Entre ellas, sólo LOXs

tipo 2 presenta en su secuencia un péptido de tránsito cloroplástico y su RNAm se

modifica por MeJA exógeno (Vörös y col., 1998). Si bien existen más de 50 formas

diferentes de LOX clonadas de diversas plantas (Feussner y Wasternack, 2002), hasta el

momento no se conoce cuál de ellas es la responsable de la biosíntesis de JAs. En

Arabidopsis entre los seis cDNAs que codifican para LOXs sólo la 13-LOX tipo 2 parece

estar involucrada en la síntesis de JA (Bell y col., 1995). AOS fue purificada y clonada a

partir de semillas de lino (Song y Brash, 1991), Arabidopsis (Laudert y col., 1996),

tomate (Howe y col., 2000) y cebada (Maucher y col., 2000). En Arabidopsis esta enzima

es codificada por un único gen y plantas deficientes de AOS son macho estériles y no

acumulan JA luego de ser sometidas a daño mecánico (Park y col., 2002). AOS es una

citocromo P450 de la familia CYP74 (Laudert y col., 1996) y a sido localizada en la

membrana interna cloroplástica en plantas de tomate y espinaca (Blée y Joyard, 1996;

Froehlich y col., 2001). AOC es la enzima esencial en la producción de JA debido a que

produce el primer intermediario de los JAs con anillo pentacíclico y cuya estructura

enantiomérica es de ocurrencia natural. AOC ha sido clonada como un gen de copia única

en tomate (Ziegler y col., 2000), cebada (Maucher y col., 2004) y Arabidopsis (Stenzel y

col., 2003). En tomate AOC se ha encontrado en óvulos y haces vasculares (Hause y col.,

2000), pecíolos y pedúnculos florales, específicamente en células acompañantes y

miembros de tubos cribosos (Hause y col., 2003a).

La beta–oxidación es catalizada por tres proteínas: acil-CoA oxidasa (ACX), la

proteína multifuncional (MFP), y la L-3-ketoacil-CoA tiolasa (KAT). Posiblemente la

actividad de una tioesterasa adicional estaría involucrada en la liberación de JA del JA-

CoA, producto final de la beta–oxidación (Li y col., 2005).

Por lo tanto, la biosíntesis de JA y el metabolismo ocurre en tres compartimentos

celulares: el cloroplasto donde OPDA y dnOPDA son sintetizados, el peroxisoma donde

tiene lugar la reducción de OPDA por la OPDA reductasa3 (OPR3) y los pasos de

beta–oxidación, y el citoplasma donde ocurren diferentes modificaciones de JA:

metilación, hidroxilación y conjugación (Schaller y col, 2005).


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Metabolitos del JA

El isómero (+)-7-iso-JA se convierte en (-)-JA que es termodinámicamente estable y

la forma predominante en los tejidos vegetales, encontrándose además una amplia

variedad de metabolitos (Fig. 3 y 4) debido a la reducción de la función carbonilo en el

C6 e hidroxilaciones en el C11 y C12. Derivados O-glicosilados de 11-OH-JA y 12-OH-

JA fueron detectados en extractos vegetales así como metil, glucosil y gentobiosil ésteres

y conjugados con aminoácidos en el carboxilo del C1. Entre los conjugados predomina

JA conjugado con isoleucina (JA-Ile) (Kramell y col., 2000). Recientemente, se ha

encontrado que la enzima JA-amino sintetasa (JAR1) forma JA conjugado con diversos

tipos de aminoácidos, tales como leucina (JA-Leu), isoleucina (JA-Ile), fenilalanina (JA-

Phe) y valina (JA-Val). La conjugación de JA con aminoácidos es necesaria para una

señalización óptima de algunas respuestas en Arabidopsis (Staswick y Tiryaki, 2004).

Además, estos autores encontraron un nuevo conjugado de JA con el ácido 1-

aminociclopropano-1-carboxílico (ACC), precursor del etileno, sugiriendo que la

hidrólisis de JA-ACC podría suministrar el precursor para la formación del etileno y

activar la vía de señal de JA.

La forma volátil de JA, MeJA, participa en la señalización sistémica debido a su

capacidad de difundir a partes distales de la planta (Karban y col., 2000) o mediante

migración intercelular, posiblemente a través de floema (Ruiz-Medrano y col., 2001). La

enzima JA carboxil metiltransferasa (JMT) que conduce a la formación de MeJA fue

clonada en A. thaliana y se expresa en casi todas las partes de la planta, incluyendo

flores, y en respuesta a diferentes tipos de estrés (Seo y col., 2001). Recientemente,

Stuhlfelder y col. (2004) informaron que JA podría provenir de la des-esterificación de

MeJA aplicado exógenamente por la enzima metiljasmonato esterasa (MJE), clonada en

tomate (Fig. 3).

Birkett y col. (2000) identificaron otro compuesto volátil denominado cis-jasmone, en

Jaminun grandiflorum y Artemisia vulgaris que actúa en mecanismos de defensa,

principalmente contra insectos. Este compuesto es producido por degradación de la

cadena del ácido carboxílico de JA via 1,2-didehidro-JA como intermediario (Fig. 3). A

diferencia de JA, estos compuestos no fueron activos en la producción de volatiles en

diversas plantas. Por lo tanto, se ha sugerido que la formación de cis-jasmone es una

manera eficiente para la inactivación de JA (Koch y col., 1997).


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El glucósido del 12-OH-JA (TA, ácido tuberónico), aislado de plantas de papa induce

tuberización en esta especie (Yoshihara y col., 1989).

En Arabidopsis fue sugerido que la sulfonación del 11-OH-JA y 12-OH-JA por la

enzima hidroxijasmonato sulfotransferasa (S2a) podría ser una vía que inactiva el exceso

de JA y que regula el nivel y actividad del ácido tuberónico (Gidda y col., 2003).

JASMONATOS EN LA FORMACIÓN DEL TUBÉRCULO

La formación del tubérculo en papa es un proceso complejo que resulta de la

diferenciación de un tallo modificado, el “estolón”, en un órgano de reserva, el

“tubérculo”. La tuberización se inicia por división celular y expansión celular de la región

subapical del estolón (Takahashi y col., 1994; Xu y col., 1998), y requiere de la

interacción de factores ambientales, bioquímicos y genéticos (Jackson, 1999; Fernie y

Willmitzer, 2001). Entre los reguladores del crecimiento que promueven la tuberización

se encuentran los JAs (Nojiri y col., 1992; Abdala y col., 2002; Cenzano y col., 2003;

2005).

La existencia de un estímulo inductor de la formación del tubérculo fue sugerida ya

por Gregory en 1956. Posteriormente, Koda y Okazawa (1988) demostraron la presencia

en hojas de dos compuestos con actividad inductora de tuberización bajo condiciones de

días cortos. Uno de ellos fue aislado por Koda y col. (1988), e identificado como

glucósido del ácido tuberónico (TAG) en hojas de Solanum tuberosum L. (Yoshihara y

col., 1989). Su forma no glucosilada es el 12-OH-JA y fue denominada ácido tuberónico

(TA). Más tarde, JA y MeJA mostraron inducir la formación del tubérculo en papa (Koda

y col., 1991; Pelacho y Mingo-Castel, 1991).

La presencia de 11-OH-JA como sustancia nativa de plantas superiores fue informada

por primera vez en hojas de Solanum demissum L por Helder y col. (1993). Estudios

realizados por Matssura y col. (2001) estimaron por primera vez el contenido endógeno

del glucósido de 11-OH-JA en pequeñas hojas de Solanum tuberosum L. cv. Irish

Cobbler.

Se conoce que el fotoperíodo afecta la hidroxilación de JA. Bajo días cortos tanto 11-

OH-JA como 12-OH-JA se encontraron en hojas de plantas de papa que habían formado

tubérculos; la concentración de 11-OH-JA fue superior a la de 12-OH-JA. Por el

contrario, bajo días largos no se detectaron ninguno de estos compuestos, y no ocurrió


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tuberización. Sin embargo, independientemente de la longitud del día, TAG es sintetizado

en hojas y transportado a los demás órganos de la planta (Yoshihara y col., 1996). Estos

autores informaron que aplicaciones exógenas de [2-14C]-JA a hojas de Solanum

tuberosum L. bajo condiciones de días cortos produjeron la conversión de JA a TAG,

encontrándose este último compuesto preferentemente en estolones; mientras que en

flores TAG se acumuló bajo días largos. Por lo tanto, las formas hidroxiladas de JA

promueven tuberización, mientras que TAG conjuntamente con el TA, altamente solubles

en agua, representarían formas de transporte (Koda, 1992).

Por otra parte, en Solanum tuberosum L. cv. Spunta la presencia de JA en estolones y

raíces, además de follaje, fue informada por Abdala y col. (1996), y Castro y col. (1999)

cuantificaron JA en yemas u ojos de

tubérculos. El nivel endógeno de JAs sufrió

modificaciones según los estadíos

ontogénicos de las plantas de papa. En hojas

detectaron un nivel elevado de JA al inicio

del crecimiento de la planta, mientras que en

raíces el máximo contenido se observó al

inicio de la formación de los tubérculos, y

en estolones que comenzaban a tuberizar un

contenido importante de JA fue registrado.

El contenido total de JAs en la planta de

papa al momento de tuberizar fue el más

alto respecto a los anteriores estadíos

ontogénicos (Abdala y col., 2002).

A pesar de que los derivados

hidroxilados de JA habían sido previamente

identificados en hojas de Solanum,

recientemente Cenzano y col. (2005)

aislaron y cuantificaron por primera vez 11-

OH-JA y 12-OH-JA en estolones y

tubérculos. Estos autores informaron

cambios en los niveles endógenos de JA y

formas hidroxiladas en dos regiones

estadío 1 estadío 2 estadío 3 estadío 40

100

200

300

400

500

600

c

bb

bbb

b*a

JA (p

mol

. g-1 P

F)


100

200

300

400

500

600 ápice estolón

c

d

b

bb

aaa

11-O

H-J

A (p

mol

. g-1

PF)


100

200

300

400

500

600

b

b

bb

b

a

b

a

12-O

H-J

A (p

mol

. g-1

PF)

Fig. 6. Contenido endógeno de jasmonatos en ápices y estolones de los estadíos ontogénicos de tuberización. n=3 (+/-) SE. Letras diferentes indican diferencias significativas a p < 0.05. *no denota diferencias significativas respecto al ápice.


69

definidas: ápice y estolón (propiamente dicho) durante la transición de los estolones a

tubérculos (Fig. 6). En ápices el contenido de JA fue disminuyendo desde el 1er al 4to

estadío, mientras que los estolones mantuvieron un nivel elevado y constante de este

compuesto en todos los estadíos. 12-OH-JA disminuyó en ápices del 3er y 4to estadío,

mientras que en estolones no se produjeron modificaciones durante la ontogenia. Por otra

parte, 11-OH-JA mostró en ápices una dinámica diferente a 12-OH-JA a lo largo del

proceso de tuberización. El aumento de

11-OH-JA en ápices del 4to estadío

respecto a los restantes estadíos, fue

paralelo a la disminución de 12-OH-JA;

en estolones 11-OH-JA se incrementó

en el 4to estadío comportándose de la

misma manera en ambas regiones. El

contenido de 11-OH-JA en estolones fue

más bajo que en ápices en todos los

estadíos analizados. La cuantificación

de MeJA reveló un bajo contenido de

este compuesto en los estadíos

analizados; no registrándose diferencias

significativas entre ápices y estolones

durante la ontogenia (dato no mostrado).

En síntesis los ápices mostraron como

formas mayoritarias 12-OH-JA y JA, y

como formas minoritarias 11-OH-JA y

Me-JA en los tres primeros estadíos ya

que en el 4to estadío 11-OH-JA

predominó sobre JA. En estolones JA

fue el más abundante. En base a estos

resultados, los autores sugirieron que los

ápices podrían ser los sitios donde

ocurriría mayoritariamente la

hidroxilación o bien sitios de utilización

o metabolismo, y los estolones actuarían

Fig. 7. Localización de la proteína AOC en estolones del estadío 1. Secciones longitudinales (2 µm espesor) se utilizaron para el análisis inmunohistoquímico usando anticuerpos contra AOC (a1-d1) y el respectivo suero pre-inmune (a2-d2) seguido por el anticuerpo secundario conjugado a fosfatasa alcalina. Se muestran las diferentes regiones del estolón: a1, a2 : meristema apical; b1, b2: meristema subapical; c1, c2: curvatura del estolón; d1, d2: epidermis. La escala representa 20 µm para todas las microfotografías (Cenzano y col., 2006, enviado).


70

como vías de suministro de JAs a la región apical donde ocurre la expansión celular que

conduce a la formación del tubérculo (Cenzano y col., 2003). Una vía de conversión de

12-OH-JA a 11-OH-JA o bien una hidroxilación preferencial en el C-11 respecto al C-12

podría ocurrir durante la tuberización tal como lo revela el aumento de 11-OH-JA y la

concordante disminución de 12-OH-JA en ápices (Cenzano y col., 2005).

Mas allá de su rol en la tuberización poco se conoce sobre la acción fisiológica de los

derivados hidroxilados de JA en otros procesos; sin embargo la presencia de 12-OH-JA

fue informada en flores de tomate (Miersch y col., 1998) y de Arabidopsis thaliana

(Gidda y col., 2003), como así también en semillas de tomate (Andrade y col., 2005) y

girasol (Vigliocco y col., 2006, enviado), indicando que la distribución de este compuesto

no se restringe sólo a plantas que forman tubérculos, sugiriendo funciones en otros

procesos fisiológicos; por ejemplo, niveles disminuídos de 12-OH-JA retrasaron el inicio

de floración (Gidda y col., 2003).

En síntesis, la participación de los JAs en el desarrollo del tubérculo de papa fue

demostrada por la presencia de éstos compuestos en estolones y tubérculos, así como un

activo metabolismo de los mismos en estos órganos (Cenzano y col., 2005), e inducción

de la expansión celular por efecto de JA (Cenzano y col., 2003). El reciente hallazgo

inmunocitoquímico de enzimas de la biosíntesis de JA en estolones de papa,

particularmente de LOX y AOC (Fig. 7), sugiere que estolones y tubérculos son capaces

de sintetizar y metabolizar JAs in situ. AOC fue visualizada como pequeñas manchas

púrpuras producto de la inmunomarcación con el anticuerpo secundario conjugado con

fosfatasa alcalina (Fig. 7a1-d1) y utilizando como control el respectivo suero pre- inmune

(Fig. 7a2-d2). AOC se encontró en plástidos de células del cuerpo del meristema

subapical (Fig. 7a1), en células parenquimáticas adyascentes al tejido vascular (Fig. 7b1)

exhibiendo una intensa señal, en la región de la curvatura del estolón (Fig. 7c1) y en

células epidérmicas (Fig. 7d1) (Cenzano y col., 2006, enviado).

Estudios previos, informaron acumulación de transcriptos LOX1 en la región apical y

subapical del tubérculo al inicio y durante el proceso de tuberización, específicamente en

el tejido vascular de la región perimedular, sitio de mayor crecimiento celular. Además,

mutantes de LOX1 exhibieron menor actividad de esta enzima con la consiguiente

reducción del número y tamaño de tubérculos (Kolomiets y col., 2001). Los resultados de

estos autores señalan la participación de algunos metabolitos derivados de LOX en la

inducción y agrandamiento del tubérculo.


71

Mecanismo de inducción de tuberización mediado por JAs

El efecto de los JAs sobre la disposición de los microtúbulos (MTs) y por

consiguiente su participación en el control de la dirección de la expansión celular fue

observado en células en suspensión de papa tratadas con MeJA, las cuales exhibieron una

desorganización de los MTs (Matsuki y col., 1992). Takahashi y col. (1995) encontraron

que inhibidores de la organización del citoesqueleto inhiben la expansión celular inducida

por JA en discos de papa. Posteriormente, Shibaoka (1994) y Koda (1997) observaron

una disposición transversal de los MTs en células de la región subapical del estolón (Fig.

8A); cuando tuvo lugar el

ensanchamiento característico

de las primeras etapas de

tuberización los MTs se

ubicaron longitudinalmente

respecto al eje del estolón (Fig.

8B), y más tarde cuando se

produjo el crecimiento

isodiamétrico del tubérculo los

MTs se ubicaron al azar (Fig.

8C).

Si bien la acción de JA

sobre la expansión celular fue

informada en discos de

tubérculos de papa maduros

(Takahashi y col., 1994) y en

yemas de tubérculos (Castro y col., 1999), el efecto de JA sobre estolones de papa fue

informado por primera vez por Cenzano y col. (2003). Estos autores observaron que JA

aplicado exógenamente a estolones produjo un incremento en el área celular,

engrosamiento de las regiones meristemáticas, reducción en la longitud de los primordios

foliares y una temprana diferenciación de tejidos vasculares determinando el crecimiento

del tubérculo (Fig. 9). La aparición de elementos traqueales del xilema por efecto de JA

se visualiza en la Fig. 9D-F.

Fig. 8. Cambios en la orientación de los microtúbulos

corticales durante la tuberización, y expansión celular inducida por JA. A, estolón; B, estolón ensanchado; C, tubérculo; D, disco de tejido ensanchado por JA (Koda, 1997).


72

CONTROL JA

Fig. 9. Fotomicrografías del meristema apical y subapical de estolones correspondientes a

los estadíos 1 y 2. Control: izquierda; Tratamiento con JA exógeno : derecha. A, B : estadío

1; C-F: estadío 2. Abreviaturas: ac, ápice caulinar; p, procambium; pf, primordio foliar; tv,

tejido vascular. La escala corresponde a 250 um para A y B; 25 um para C y D; 10 um para E

y F.

C D

E F

tv

pf

ac

p

B región

subapical

ac

pf

- tv -

región apical

A curvatura


73

JASMONATOS EN EL DESARROLLO FLORAL

Durante largo tiempo se pensó que JA podría desempeñar alguna función en el

desarrollo floral, debido al nivel relativamente elevado en tejidos reproductivos

(Creelman y Mullet, 1997), al hallazgo de JAs en polen (Miersch y col., 1998) y al hecho

que en el desarrollo floral de Arabidopsis son esenciales para el desarrollo del gametofito

masculino (Feys y col., 1994). En flores de tomate, OPDA, JA, conjugados con

aminoácidos y ésteres metílicos se acumulan en elevados niveles, inclusive excediendo al

encontrado en hojas, y se encuentran en proporciones características en los diferentes

órganos de la flor. Las diferentes proporciones de cada jasmonato presentes en tejidos,

órgans y estadíos ontogénicos se conoce con el nombre de “sello oxilipina” (Weber y

col., 1997). En la Fig. 10 se observa que en pistilo existe una ocurrencia preferencial de

OPDA (color azul); mientras que en pedúnculos florales JA es mayoritario (color verde)

(Hause y col., 2000; Wasternack y Hause, 2002). Por lo tanto, los niveles característicos

de JAs y octadecanoicos en diversos órganos florales sugiere que ellos podrían regular

independientemente la formación de estos compuestos.

El requerimiento de JA

en la fertilidad masculina

fue establecido por la

caracterización de mutantes

de Arabidopsis thaliana.

Mutantes deficientes en JA

tales como: el triple

mutante fad3-2fad7-2fad8,

(McConn y Browse, 1996),

dad1 (Ishiguro y col.,

2001), aos (Park y col.,

2002), opr3 (Stintzi y

Browse, 2000) y dde1

(Sanders y col., 2000),

presentan alteraciones en el

desarrollo del polen y son macho estériles debido a que muestran las siguientes

características: 1. los filamentos de la antera no se elongan suficientemente durante la

Fig. 10. Jamonatos y octadecanoicos en yemas florales y

en diferentes órganos de la flor de tomate . El porcentaje de

cada compuesto se indica en color. Adaptada de Hause y col.

(2000) y Wasternack y Hause (2002).


74

antesis, 2. las anteras no logran la deshiscencia en el momento de la apertura floral y el

polen no puede liberarse de los lóculos, y 3. el polen a pesar de que es viable, es

producido en pequeña cantidad comparado con el de plantas silvestres, y más aún no

germina. En consecuencia, estos mutantes demuestran el requerimiento crítico de JA en

la fertilidad masculina. Además, el mutante coi1, insensible a JA exógeno y que no

produce polen viable (Feys y col., 1994) es también macho estéril, pero a diferencia de

los demás mutantes su fertilidad no se restablece por tratamiento con JA. Por lo tanto, JA

podría funcionar como señal en la elongación de los filamentos de la antera, maduración

de polen viable y control del momento de dehiscencia de la antera (Wasternack y Hause,

2002).

Ishiguro y col. (2001) identificaron el gen DAD1, requerido para la biosíntesis de JA

y para la fertilidad masculina, y propusieron que JA regula el transporte de agua dentro

de los tejidos florales necesario para promover la maduración del polen, la dehiscencia de

la antera y la apertura floral. Además, JA controlaría la expresión de genes requeridos

para el desarrollo normal de la antera y la maduración de polen (Mandaokar y col., 2003).

Todas las enzimas de biosíntesis de JA clonadas se expresan dentro de los órganos

femeninos de la flor de varias plantas. LOX se ha asociado con el desarrollo del carpelo

en poroto (Rodríguez-Concepción y Beltrán, 1995) y rosa (Fukuchi-Mizutani y col.,

2000). AOS se expresa en estadíos tempranos del desarrollo carpelar en Arabidopsis

(Kubigsteltig y col., 1999). AOC se acumula en flores de tomate, principalmente en

óvulos y estilo (Hause y col., 2000), y en Arabidopsis en sépalos, pétalos, filamentos y

ovario (Hause y col., 2003b). Paralelamente a la ocurrencia de AOC, OPR3 se encuentra

en todos los órganos de la flor de Arabidopsis (Sanders y col., 2000). En adición, una

elevada expresión de la enzima JMT en flores de Arabidopsis se encontró durante la

apertura floral (Seo y col., 2001). Estos hallazgos sugieren que los JAs sintetizados en los

tejidos florales podrían regular el desarrollo del polen.

Otro efecto de los JAs sobre el desarrollo floral se observa durante la floración, cuyo

inicio se ve retrasado por una disminución en los niveles de 12-OH-JA. Se observó que el

tratamiento con JA, 12-OPDA, MeJA o JA-Ile a plantas de Arabidopsis condujo a un

incremento del RNAm AtST2a, y particularmente MeJA incrementó 12-OH-JA y 12-

OH-JA-SO3 . Posiblemente el metabolismo de JA a 12-OH-JA-SO3 podría ser una manera

de inactivar JA o bien de controlar la actividad biológica de 12-OH-JA (Gidda y col.,

2003).


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