aislamiento, identificaciÓn y evaluaciÓn de …
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AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DE ENDOMICORRIZAS
NATIVAS Y OTROS MICROORGANISMOS EN DIFERENTES SUSTRATOS PARA
ALMÁCIGOS DE CAFÉ
MARÍA DEL PILAR ANGARITA DÍAZ
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA
TRABAJO DE GRADO
SANTAFE DE BOGOTÁ, D.C.
2
AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DE ENDOMICORRIZAS
NATIVAS Y OTROS MICROORGANISMOS EN DIFERENTES SUSTRATOS PARA
ALMÁCIGOS DE CAFÉ
MARÍA DEL PILAR ANGARITA DÍAZ
TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial para optar el título de
MICROBIOLOGA AGRÍCOLA Y VETERINARIA
DIRECTOR: CARLOS ALBERTO RIVILLAS O. I.A. M. Sc.
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA
SANTAFE DE BOGOTÁ, D.C.
iii
AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DE ENDOMICORRIZAS
NATIVAS Y OTROS MICROORGANISMOS EN DIFERENTES SUSTRATOS PARA
ALMÁCIGOS DE CAFÉ
MARÍA DEL PILAR ANGARITA DÍAZ
CARLOS ALBERTO RIVILLAS O. Director de tesis
JIMENA SANCHEZ JURADO
CLAUDIA PARRA JURADO
iv
DEDICATORIA:
A Dios por estar a cada instante conmigo.
A la memoria de mi padre por ser ejemplo de vida,
y por todo el amor que me dio.
A mi madre por su amor, dedicación y fortaleza.
A mis hermanos Andrés y Karen por su cariño y
amistad.
A toda mi familia por su interés y apoyo.
Y Carlos Ignacio por cada instante de alegría, amor
y apoyo.
v
AGRADECIMIENTOS
Al Centro Nacional de Investigaciones de Café “CENICAFÉ”, especialmente a su director
doctor GABRIEL CADENA G. por la oportunidad de realizar la tesis en esta institución.
Al doctor Carlos Alberto Rivillas O., el cual me colaboró en la realización de la tesis y de quien
recibí nuevos conocimientos.
Al doctor Bernardo Chavéz por su asesoría estadística.
A la Pontificia Universidad Javeriana, la cual me brindó los conocimientos básicos,
especialmente a la doctora Nelly Susana por su constante apoyo y amistad, al padre Gilberto
Cely por los buenos consejos y a la doctora Aura Rosa Manascero.
A todas las personas de la disciplina de Fitopatología, en especial a los auxiliares Jaime Zapata,
Fernando Galvis y Carlos Zuluaga por su colaboración oportuna.
A todos mis compañeros y amigos, muy especialmente a Carlos Ignacio por su total
colaboración, a Angela María Castro por su orientación, a Masanobu Tsubota por sus
enseñanzas en el laboratorio, a Beatriz Padilla, Paola Chaparro, Mario Cano y Dina Gómez por
su colaboración y amistad.
A todas las secciones de CENICAFE que me colaboraron: a Divulgación en la toma de fotos,
Documentación por su colaboración bibliográfica y a Química agrícola por los análisis.
A todas las personas que de una u otra manera hicieron posible el desarrollo de esta
investigación.
vi
CONTENIDO
RESUMEN XV
INTRODUCCION 17
1 REVISION DE LITERATURA 19
1.1 SISTEMAS DE SIEMBRA EN ALMACIGOS DE CAFÉ 19
1.1.1 FUENTES DE MATERIA ORGANICA UTILIZADAS PARA ALMACIGOS 19
1.2 EL SUELO 21
1.3 LA MATERIA ORGÁNICA 21
1.3.1 PROPIEDADES Y FUNCIONES DE LA MATERIA ORGANICA 21
1.4 LA BIOTA DEL SUELO 23
1.4.1 INTERACCIONES ENTRE LA BIOTA DEL SUELO 24
1.4.2 ASOCIACION DE ORGANISMOS CON LAS RAICES DE PLANTAS 25
1.5 ENDOMICORRIZAS 26
1.5.1 TAXONOMIA 26
1.5.2 LOS EFECTOS DE LAS MICORRIZAS EN LAS PLANTAS (SCHÖNBECK Y DEHNE,
1989) 28
1.5.3 ECOLOGIA DE LA MA NATIVAS EN SISTEMAS DE CULTIVOS 29
1.5.4 LA MA EN LA PRODUCCION DE CAFÉ 32
1.5.5 INTERACCIONES MICORRIZAS VS MICROORGANISMOS 35
2 OBJETIVOS 38
2.1 GENERAL 38
2.2 ESPECIFICOS 38
3 HIPÓTESIS 39
vii
4 MATERIALES Y METODOS 41
4.1 UBICACIÓN DEL EXPERIMENTO 41
4.2 SUELO , TAMAÑO DE BOLSA Y VARIEDAD DE CAFÉ UTILIZADO 41
4.3 DESCRIPCIÓN DE TRATAMIENTOS SUSTRATO DE CRECIMIENTO) 42
4.4 DISEÑO EXPERIMENTAL: 42
4.5 MANEJO AGRONÓMICO 43
4.6 VARIABLES A EVALUAR 43
4.7 ANÁLISIS ESTADÍSTICO: 44
4.8 EVALUACION DE LAS ENDOMICORRIZAS NATIVAS 45
4.9 METODOLOGIA DE AISLAMIENTO Y RECUENTO DE HONGOS Y BACTERIAS
45
4.9.1 IDENTIFICACIÓN DE HONGOS 46
4.9.2 IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS 46
4.10 MUESTREO DESTRUCTIVO 47
4.10.1 DETERMINACIÓN DEL PESO FRESCO Y SECO DE LAS PLANTAS 48
4.10.2 AREA FOLIAR 48
4.10.3 ANÁLISIS FÍSICO-QUÍMICO DEL SUSTRATO 49
4.10.4 ANÁLISIS QUÍMICO DEL TEJIDO FOLIAR 49
5 RESULTADOS 50
5.1 ANÁLISIS DE VARIANZA 50
5.2 ANÁLISIS FÍSICO-QUÍMICO DE LOS SUSTRATOS AL INICIO DEL
EXPERIMENTO 50
5.2.1 CARACTERIZACIÓN FÍSICA DEL SUSTRATO A LOS 6 MESES 50
5.2.2 CARACTERIZACIÓN QUÍMICA DEL SUSTRATO A LOS 6 MESES (CONTRASTES
ORTOGONALES ) 51
5.3 DESARROLLO DE LAS PLANTAS EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS 55
5.3.1 ANÁLISIS DE CORRELACIÓN: 55
5.3.2 VARIABLES DE CRECIMIENTO (CONTRASTES ORTOGONALES) 55
5.3.3 CONTENIDO DE MACRO Y MICRONUTRIMENTOS (PARTE AÉREA DE LAS PLANTAS) 71
5.4 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DEL SUSTRATO 75
5.4.1 EVALUACIÓN AL INICIO DEL EXPERIMENTO (CONTRASTES ORTOGONALES) 75
viii
5.4.2 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE LA RIZOSFERA A LOS SEIS MESES. (CONTRASTES
ORTOGONALES) 80
5.4.3 IDENTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS 86
5.4.4 ANÁLISIS DE CORRELACIÓN ENTRE EL NÚMERO DE MICROORGANISMOS CON EL
DESARROLLO DE LAS PLANTAS, EL CONTENIDO DE NUTRIMENTOS EN EL SUSTRATO Y EL TEJIDO
FOLIAR DE LAS PLANTAS 107
5.5 ENDOMICORRIZAS NATIVAS 107
5.5.1 PRESENCIA DE ESPORAS EN EL SUSTRATO. 107
5.5.2 PRESENCIA DE ESPORAS EN LA RIZOSFERA DE LAS PLANTAS 108
5.5.3 COLONIZACIÓN DE ENDOM ICORRIZAS 114
5.5.4 INTENSIDAD DE COLONIZ ACIÓN 122
5.5.5 ANÁLISIS DE CORRELACIÓN ENTRE EL NÚMERO DE ESPORAS DE ENDOMICORRIZAS Y LOS
NIVELES DE COLONIZACIÓN CON EL DESARROLLO DE LAS PLANTAS, CONTENIDO DE NUTRIM ENTOS
EN EL SUSTRATO Y EN EL TEJIDO FOLIAR DE LAS PLANTAS. 126
5.6 ANÁLISIS DE COMPONENTES PRINCIPALES. 127
6 DISCUSIÓN 132
6.1 CONDICIONES QUÍMICAS DEL SUSTRATO 132
6.2 DESARROLLO VEGETAL 133
6.2.1 ANÁLISIS FOLIAR 136
6.3 PRESENCIA DE BACTERIAS Y DE HONGOS 137
6.4 AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE ENDOMICORRIZAS NATIVAS . 146
7 CONCLUSIONES 154
8 RECOMENDACIONES 157
9 BIBLIOGRAFIA 159
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 Organización de las plantas en casa de malla. ........................................................... 43
Figura 2 Plantas a los seis meses de sembradas....................................................................... 48
Figura 3 Desarrollo de las plantas sembradas en los suelos evaluados..................................... 55
Figura 4 Desarrollo de las plantas sembradas en el suelo Naranjal mezclado con los diferentes
compuestos orgánicos.................................................................................................... 56
Figura 5 Desarrollo de las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con los
diferentes compuestos orgánicos.................................................................................... 57
Figura 6 Desarrollo de las plantas en los diferentes tratamientos............................................ 61
Figura 7 Fitotoxicidad en plántulas de café causada por altas proporciones de gallinaza ......... 70
Figura 8 Síntomas de fitotoxicidad en plantas de café causados por la deficiente
descomposición de la pulpa y el lombricompuesto......................................................... 70
Figura 9 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes
en los suelos evaluados (inicio experimento). ................................................................. 75
Figura 10 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes
en el suelo de Naranjal mezclado con los diferentes compuestos orgánicos (Inicio del
experimento).................................................................................................................. 76
Figura 11 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes
en el suelo de Gigante mezclado con los diferentes compuestos orgánicos (Inicio del
experimento).................................................................................................................. 76
Figura 12 Colonias de hongos y bacterias (UFC/g sustrato) presentes en la rizosfera de las
plantas sembradas en los dos suelos evaluados (final del experimento)........................... 81
Figura 13 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes
en la rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal mezclado con los
diferentes compuestos orgánicos (Final del experimento)............................................... 82
Figura 14 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes
en la rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con los
diferentes compuestos orgánicos (Final del experimento)............................................... 83
x
Figura 15 Colonias de bacterias (Medio MacConkey)............................................................. 87
Figura 16 Medios selectivos para bacterias ............................................................................. 87
Figura 17 Aislamientos de Penicillium obtenidos a partir de diferentes tratamientos................. 89
Figura 18 Aislamientos de Aspergillus obtenidos a partir de diferentes tratamientos................. 90
Figura 19 Aislamientos de Fusarium obtenidos a partir de diferentes tratamientos. ................. 93
Figura 20 Aislamientos de Cylindrocarpon obtenidos a partir de diferentes tratamientos. .......... 94
Figura 21 Aislamientos de Paecilomyces y Verticillium obtenidos a partir de diferentes
tratamientos................................................................................................................... 94
Figura 22 Aislamientos de Trichoderma obtenidos a partir de diferentes tratamientos............... 95
Figura 23 Aislamiento de Pestalotia obtenida a partir del tratamiento 14.................................. 96
Figura 24 Aislamiento de Gliomastix obtenida a partir del tratamiento 13................................ 96
Figura 25 Aislamiento de Peyronella obtenida a partir de los tratamientos preparados con
cenichaza en el sustrato y en la rizosfera......................................................................... 97
Figura 26 Aislamiento de Metarrizium. .................................................................................... 97
Figura 27 Aislamiento de Sepedonium a partir de los tratamientos 5 y 18 en la rizosfera ........... 98
Figura 28 Aislamientos de Mucor obtenido obtenidos a partir de diferentes tratamientos. ..... 99
Figura 29 Aislamientos no identificados, obtenidos en los diferentes tratamientos............... 100
Figura 30 Colonias de bacterias fijadoras de nitrógeno asimbióticas. (medio LG)................. 100
Figura 31 Número de esporas de endomicorrizas nativas en cada uno de los tratamientos, al
inicio y al final del experimento.................................................................................... 108
Figura 32 Esporas observadas en los diferentes tratamientos ............................................... 108
Figura 33 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en los suelos
sin la adición de compuestos orgánicos........................................................................ 114
Figura 34 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en los suelos
con y sin la adición de compuestos orgánicos............................................................... 114
Figura 35 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en el suelo de
Naranjal mezclado con los diferentes compuestos orgánicos........................................ 115
Figura 36 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en el suelo de
Gigante mezclado con los diferentes compuestos orgánicos......................................... 115
Figura 37 Diferentes propágulos de endomicorrizas observados en raíces de las plantas de café.
.................................................................................................................................... 117
Figura 38 Número de esporas y niveles de colonización al inicio y al final del experimento. . 122
xi
Figura 39 Coordenadas de los tratamientos en los dos primeros componentes..................... 128
Figura 40 Coordenadas de los tratamientos en los componentes 1 y 3.................................. 128
xii
LISTA DE TABLAS
Tabla 1 Contrastes ortogonales de los diferentes sustratos sobre las características químicas.. 53
Tabla 2 Contrastes ortogonales entre tratamientos en las variables pesos frescos y secos de las
plantas sembradas. ......................................................................................................... 59
Tabla 3 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable Contenido de macro y
micronutrimentos en el tejido foliar de la planta de café................................................. 73
Tabla 4 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable UFC de hongos y bacterias
presentes en los sustratos (inicio del experimento)......................................................... 78
Tabla 5 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable UFC de hongos y bacterias
presentes en la rizosfera (final del experimento)............................................................. 84
Tabla 6 Microorganismos identificados en los sustratos al inicio del experimento. ............... 101
Tabla 7 Microorganismos identificados en la rizosfera de las plantas al final del experimento.
.................................................................................................................................... 103
Tabla 8 Colonias de bacterias asimbióticas fijadoras de nitrógeno (Azotobacter y Azomonas) .. 105
Tabla 9 Endomicorrizas nativas en los sustratos al inicio y en la rizosfera de las plantas al final
del experimento. .......................................................................................................... 112
Tabla 10 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable niveles de colonización en las
raíces de las plantas de café. ......................................................................................... 119
Tabla 11 Contrastes ortogonales entre tratamientos para la variable intensidad de colonización.
.................................................................................................................................... 124
xiii
LISTA DE ANEXOS
Anexo A. Distribución De Bloques Y Tratamientos............................................................. 174
Anexo B. Metodología Para La Obtención De Esporas De Endomicorrizas........................ 175
Anexo C. Preparación de reactivos para evaluar endomicorrizas nativas .............................. 176
Anexo D. Preparación De Los Cultivos Trampa.................................................................. 177
Anexo E. Conteo De Microorganismos Por Gramo De La Muestra (Lorch et al 1995) ........ 178
Anexo F. Medios Generales Para Bacterias (Schaad, 1988)................................................... 179
Anexo G. Aislamiento De Bacterias Fijadoras De Nitrogeno Aerobias De Vida Libre......... 182
Anexo H. Coloración De Raíces Con Azul De Tripano ....................................................... 183
Anexo I. Determinación Del Porcentaje De Colonización ................................................... 184
Anexo J. Análisis de varianza para las variables microbiológicas........................................... 185
Anexo K. Textura de los diferentes sustratos al inicio y al final del experimento.................. 187
Anexo L. Caracterización química de los sustratos al inicio del experimento........................ 188
Anexo M. Caracterización química de los sustratos a los 6 meses de iniciado el experimento189
Anexo N. Correlación entre las variables de desarrollo de las plantas de café sembradas en los
diferentes sustratos. ..................................................................................................... 190
Anexo O. Pesos frescos y secos de la raíz y parte aérea de plantas de café en cada uno de los
tratamientos evaluados. (6 meses)................................................................................. 191
Anexo P. Variables de crecimiento de las plantas de café en cada uno de los tratamientos ... 192
Anexo Q. Correlación entre el análisis químico de los diferentes sustratos con la evaluación
microbiológica al inicio del experimento. ..................................................................... 193
Anexo R. Correlación entre el análisis químico de los diferentes sustratos con la evaluación
microbiológica al final del experimento. ....................................................................... 194
Anexo S. Correlación entre el contenido de nutrimentos en el tejido foliar de las plantas con la
evaluación microbiológica............................................................................................ 195
Anexo T. Correlación entre las variables de crecimiento con el análisis microbiológico y entre
las variables microbiológicas......................................................................................... 196
xiv
Anexo U. Esporas de endomicorrizas nativas presentes en los sustratos al inicio y a los 6 meses
de iniciado el experimento............................................................................................ 197
Anexo V. Unidades formadoras de colonias de bacterias y de hongos, en los sustratos al inicio
del experimento. .......................................................................................................... 198
Anexo W. Unidades formadoras de colonias de bacterias y de hongos en la rizosfera de cada
uno de los tratamientos (6 meses) ................................................................................ 199
Anexo X. Análisis del contenido de macro y micronutrimentos de la parte aérea de plantas de
café en cada uno de los tratamientos evaluados (6meses) ............................................. 200
Anexo Y. Porcentaje e intensidad de colonización en cada uno de los tratamientos evaluados a
los 6 meses................................................................................................................... 201
Anexo Z. Sistema radical de las plantas desarrolladas en los diferentes sustratos evaluados.. 202
xv
RREESSUUMMEENN
Con el propósito de determinar la presencia y diversidad de microorganismos en diferentes
sustratos para almácigos de café y su posible efecto en el crecimiento de las plántulas, se
realizaron mezclas de suelos contrastantes en su contenido de materia orgánica y contenido
de fósforo, con cuatro compuestos orgánicos (pulpa de café, lombricompuesto, cenichaza y
gallinaza) y en dos proporciones (3:1 y 1:3), con testigos que eran los suelos solos. Se
sembraron plántulas de café variedad Colombia las cuales se tuvieron en una casa de mallas y
fueron dispuestas mediante un diseño de bloques completos al azar.
En cada uno de los sustratos se realizó un análisis microbiológico, en el cual se determinaron
e identificaron las unidades formadoras de colonias de bacterias y hongos, y número y tipo de
esporas de endomicorrizas nativas por gramo de suelo. También se realizó para cada uno de
los sustratos un análisis de caracterización física y química.
A los seis meses de sembradas las plántulas se les evaluó el crecimiento (grosor del tallo,
número de hojas, área foliar, peso fresco y seco de raíces, tallo y hojas) y se tomaron muestras
de raíces a las cuales se les efectuó la coloración con azul de tripano para determinar el nivel
de colonización. También se realizó un análisis microbiológico a la rizosfera de cada plántula
y al sustrato se le realizó la caracterización.
La identificación de las bacterias se realizó mediante el uso de medios selectivos y empleando
el sistema de identificación BBL crystal para enterobacterias. La identificación de hongos y
endomicorrizas se realizó por observación al microscopio.
Se observó una marcada diferencia entre los dos suelos solos y mezclados con el mismo tipo
de compuesto orgánico. Las plántulas sembradas en el suelo solo con el mayor contenido de
materia orgánica (11.29%) presentaron un buen desarrollo en comparación al de bajo
contenido (5.35%). Las plántulas de café sembradas en los sustratos preparados con
cenichaza en la proporción 3:1, mostraron los valores más altos en las variables de
crecimiento evaluadas indicando la eficiencia de este sustrato en el desarrollo de plántulas de
café.
xvi
Se encontró en todos los sustratos, antes y después de sembradas las plántulas, la presencia de
esporas de endomicorrizas, con mayor cantidad en los sustratos preparados con
lombricompuesto en proporción 1:3 (un promedio de 180 esporas/g), y en menor cantidad
en los sustratos preparados con cenichaza. (un promedio de 5 esporas/g). En cuanto a los
niveles de la colonización radical obtenida por efecto de las especies nativas de
endomicorrizas, se obtuvieron en todos los tratamientos altos niveles de colonización,
presentando un rango entre el 23% y 57%, confirmando así, la hipótesis en el sentido que las
plantas en el almácigo estan presentando altos niveles de colonización por endomicorrizas
nativas.
En estos sustratos se encontró una gran diversidad de microorganismos, como bacterias
pertenecientes al género Pseudomonas spp., Xanthomonas spp., Acinetobacter spp., Serratia spp.,
Shigella spp., y Enterobacter spp. entre otras. Hongos como Trichoderma spp., Paecilomyces spp.,
Fusarium spp., Aspergillus spp., Penicillium spp., Pestalotia spp., Cylindrocarpon spp., entre otros. Y
endomicorrizas del género Sclerocystis spp., Glomus spp. y Acaulospora spp. Teniendo en cuenta
que se presentaron diferencias entre sustratos.
IINNTTRROODDUUCCCCIIOONN
La agricultura orgánica se define como el arte y la ciencia empleada para obtener productos
agropecuarios sanos, mediante técnicas que favorezcan las fuentes naturales de fertilidad del
suelo, sin el uso de agroquímicos contaminantes, mediante un programa preestablecido del
manejo ecológico, que pueda ser certificado en todas las fases del proceso y el cual va desde la
selección de semillas hasta la venta del producto (Cantarero, 1993).
La utilización de abonos orgánicos en los cultivos es de gran importancia debido a que
proporcionan nutrimentos a las plantas y mejoran las propiedades físicas, químicas y
microbiológicas del suelo, disminuyendo en parte el uso de fertilizantes químicos y por tanto
los costos de producción en los cultivos (Rodriguez, 1997). La Federación Nacional de
Cafeteros pensando en un manejo orgánico del cultivo de café y con el propósito de evitar la
contaminación del medio ambiente con los subproductos de este cultivo, recomienda para la
preparación de los almácigos la utilización de la mezcla de suelo con un compuesto orgánico
el cual se utiliza de acuerdo a la disponibilidad en la región, con el propósito de producir
plantas sanas y vigorosas. Entre los compuestos comúnmente usados como fuentes de
materia orgánica está la pulpa de café, la gallinaza, la cenichaza y el lombricompuesto
(Valencia, 1972; Mestre, 1973; Salazar y Mestre, 1990; Salazar, 1992), los cuales han mejorado
las condiciones físico-químicas del suelo y han ofrecido efectos positivos en el desarrollo de
las plantas.
Cadena (1983) al estudiar el efecto de la utilización de la pulpa de café para el control de la
mancha de hierro comprobó el efecto benéfico de este compuesto orgánico para obtener
plantas vigorosas y sanas con un índice de infección muy bajo. En este estudio, no hubo
diferencias significativas entre los tratamientos con pulpa con y sin fungicida en el control de
la mancha de hierro, pero si con el tratamiento sin pulpa y sin fungicida.
La adición de materiales orgánicos también está influyendo en la biota del suelo, por ser
fuente de energía y carbono, a la vez que ésta biota mejora la calidad y fertilidad del suelo y
18
contribuye en el desarrollo de las plantas. Entre las funciones de los microorganismos del
suelo está la de promover la agregación y la buena estructura de estos y la de descomponer la
materia orgánica liberando de ésta nutrimentos inorgánicos y produciendo factores de
crecimiento que estimulan el desarrollo de las plantas. Existe un grupo específico de
microorganismos que participan en una serie de asociaciones simbióticas con las raíces de las
plantas, como es el caso de las endomicorrizas, las cuales han sido aisladas e identificadas en
diferentes suelos y zonas cafeteras de Colombia. (Cruz, 1989; Rivillas, 1995; Bolaños, 1996)
En experimentos que se han venido realizando desde 1995 para evaluar especies de
endomicorrizas introducidas en almácigos de café, se ha tenido como testigo de referencia el
sustrato de suelo más pulpa, no solo por permitir un buen desarrollo y vigor de las plantas
sino también porque se ha observado que las plantas de café al cumplir su ciclo en el almácigo
se están transplantando al campo con sus raíces colonizadas por especies nativas de
endomicorrizas.
Rivillas (1996-1997) al evaluar especies de endomicorrizas inoculadas en almácigos de café
observó que las plantas testigo sembradas en el sustrato suelo más pulpa presentaron
similares tasas de crecimiento que las plantas de los tratamientos a los cuales se les había
inoculado especies de endomicorrizas efectivas en el cultivo de café. En estos testigos se
observaron altos niveles de colonización producidos por especies de endomicorrizas nativas.
En estos trabajos se demostró el gran potencial que tiene el sustrato suelo más pulpa, no sólo
como mejorador de las condiciones físico-químicas del suelo, sino también por la presencia
de una gran variedad de microorganismos que seguramente están interactuando entre sí y
están favoreciendo el efecto de las endomicorrizas nativas sobre las plantas de café.
Con el propósito de evaluar las condiciones microbiológicas en sustratos para almácigos de
café, se realizó este estudio el cual tuvo como objetivo: Determinar la presencia de bacterias,
endomicorrizas y hongos en diferentes sustratos para almácigos de café, y su relación en cada
uno de éstos sustratos con el desarrollo de las plantas de café.
11 RREEVVIISSIIOONN DDEE LLIITTEERRAATTUURRAA
1.1 SISTEMAS DE SIEMBRA EN ALMACIGOS DE CAFÉ
Lo tradicional en Colombia como etapa previa a la siembra de café en el campo, es la
construcción de un semillero, donde permanecen las semillas hasta cuando alcanzan el
crecimiento necesario para su transplante al almácigo, lo cual ocurre entre los 60 y 80 días
después de la siembra, cuando se transplantan en estado de fósforo o chapola
respectivamente (Salazar, 1979). Para la preparación de los almácigos se recomienda la
utilización de bolsas de polietileno con capacidad para dos kilogramos de tierra.
1.1.1 FUENTES DE MATERIA ORGANICA UTILIZADAS PARA ALMACIGOS
En la preparación de almácigos de café es indispensable la utilización de materia orgánica y
suelos de buena calidad, para el llenado de bolsas. La materia orgánica proviene de fuentes
vegetales y animales que se usan de acuerdo a la disponibilidad de la región. Entre los
sustratos más usados están: la pulpa de café, la gallinaza, la cenichaza, el estiércol de ganado, y
el lombricompuesto. Las plántulas procedentes de almácigos construidos con estos
materiales, presentan siempre mayor vigor y desarrollo que las que provienen de almácigos
hechos únicamente con suelo (Valencia, 1972; Mestre, 1973; Salazar y Mestre, 1990; Salazar y
Mestre 1991; Salazar, 1992, Salazar y Montesino, 1994).
La pulpa de café es la parte externa del fruto maduro del cafeto y cuando madura tiene
pigmentación roja o amarilla. Técnicamente está constituida por el epicarpio y parte del
mesocarpio del fruto y representa el 40% de su peso total. La pulpa fresca contiene mucha
agua y cantidades variables de nutrimentos como nitrógeno, fósforo, potasio, magnesio,
calcio, azufre, hierro, manganeso y boro (Uribe y Salazar, 1983).
Valencia, (1972) concluyó que la adición de pulpa de café descompuesta, en la preparación de
los almácigos, favorece notablemente el desarrollo de los cafetos.
20
En un estudio realizado con diferentes proporciones de suelo más pulpa, se determinó que a
medida que se aumentan las cantidades de pulpa descompuesta, aumenta el tamaño y el peso
seco de las plántulas, pero la proporción recomendada en este trabajo es mitad pulpa mitad
suelo, en volumen (Mestre, 1973).
En el estudio del control de la mancha de hierro con el uso de pulpa de café, se determinó
que el mejor tratamiento fue el de una parte de pulpa por tres de suelo para obtener plantas
igualmente vigorosas y sanas y un índice de infección muy bajo. Este resultado no presentó
diferencias al tratamiento que se le aplicaba el fungicida (Cadena, 1983).
Salazar y Mestre (1990), al estudiar la gallinaza como sustrato de almácigos de café,
determinaron que la mezcla de suelo y gallinaza en proporción volumétrica de ¾ partes de
suelo y ¼ parte de gallinaza, da los mayores valores en el peso de la parte aérea, el peso seco
de las raíces y la altura de las plantas. En este estudio se confirmó la importancia del uso de la
pulpa de café descompuesta en mezcla con el suelo en proporción 1:1 en volumen, como
sustrato para la construcción de almácigos de café.
La cenichaza, es un compuesto que proviene de la mezcla mecánica no homogénea, con los
subproductos ceniza y cachaza, donde la ceniza resulta de la descomposición del bagazo de
caña y la cachaza constituye la principal impureza del guarapo en la elaboración del azúcar,
siendo separada de los jugos, que resulta en los ingenios azucareros (Arcila et al 1993).
Estudios realizados por Cenicafé mostraron que las proporciones de 3:1, 2:2 y de 1:3 de
cenichaza más suelo, mostraron efectos positivos sobre la altura y el peso seco de las plantas
de café. La combinación de tres partes de suelo más una parte de cenichaza implica el menor
costo (Salazar y Mestre 1991).
El lombricompuesto, es el producto final de la descomposición de la pulpa de café por la
acción de la lombriz roja californiana (Eisenia foetida). Este producto supera la calidad del
abono orgánico obtenido mediante el proceso tradicional de descomposición de la pulpa de
café, porque se enriquece en sus características físicas, químicas y microbiológicas (Arango y
Dávila ,1991; Dávila y Ramírez , 1996).
Salazar, (1992) determinó que cuando la mezcla para el llenado de las bolsas se hace en la
proporción 25% de lombricompuesto más 75% de suelo (en volumen), el peso seco de la
21
parte aérea y de las raíces y la altura de las plantas presentan sus mayores valores. A medida
que se aumentaba la proporción de lombricompuesto se observó una disminución en los
resultados de los tratamientos.
1.2 EL SUELO
Al hablar del suelo, se relaciona con la capa superficial de la tierra explotada por las raíces de
las plantas, donde está compuesto por agua, aire, materia mineral, materia orgánica y una
población viva. La proporción de agua y aire ocupa aproximadamente la mitad del volumen
del suelo y este volumen así ocupado representa el espacio llamado poros del suelo. La
fracción mineral, contribuye generalmente con menos de la mitad del volumen y proviene de
la descomposición de las rocas, y la materia orgánica la cual usualmente se encuentra en una
proporción de 3 a 6% del total de los componentes del suelo. La porción viva del suelo,
incluye pequeños animales y microorganismos los cuales ocupan menos del 1% del total del
volumen, pero que son indudablemente esenciales para la producción de cultivo y fertilidad
del suelo (Alexander, 1961).
1.3 LA MATERIA ORGÁNICA
El término de materia orgánica cubre todos los materiales de origen vegetal, animal y
microbial, creados en el mismo suelo o adicionado a este (Kunc 1988). Según Konova (1961)
citado por Kunc (1988), el suelo es un sistema complejo de sustancias, cuya dinámica está
determinada por el continuo suplemento de restos orgánicos y su continúa transformación
por la acción predominante de los factores biológicos. Por lo tanto la fracción orgánica del
suelo es representada por los restos orgánicos bajo descomposición, los productos
metabólicos de los microorganismos y finalmente productos de síntesis en la forma de plasma
microbial.
1.3.1 PROPIEDADES Y FUNCIONES DE LA MATERIA ORGANICA
Propiedades físicas: La materia orgánica incorporada al suelo provoca cambios que van en
beneficio del desarrollo de la planta ya que mejora la aireación, permeabilidad, retención de
agua estructura y agregación (Valencia y Salazar, 1993).
22
Propiedades químicas: La materia orgánica actúa como buffer en el suelo, proporcionando
capacidad de intercambio catiónico y suministro de diferentes elementos necesarios para las
plantas (Valencia y Salazar, 1993). La materia orgánica del suelo es un recurso de
macronutrimentos (N, P, K) y micronutrimentos de las plantas, los cuales pueden ser
retenidos en componentes unidos covalentemente o estar presentes en los complejos de
intercambio en la materia orgánica del suelo. Los que se encuentran en complejos de los
componentes pueden ser mineralizados a una forma inorgánica por los microorganismos para
que las plantas los puedan tomar (Smith et al, 1993).
La composición química de la materia orgánica del suelo es un complejo de componentes los
cuales un 15% se han identificado como polisacáridos, polipéptidos y fenoles. Esto incluye
20% de carbohidratos, 20% de aminoácidos y aminoazúcares, y 10-20% de ácidos grasos
alifáticos (Paul y Clarck, 1989). El resto de la materia orgánica del suelo es material húmico,
una sustancia amorfa oscura derivada de la transformación de residuos orgánicos (Smith et
al,1993).
Una de las más significantes propiedades químicas de la materia orgánica del suelo, es la alta
capacidad de intercambio catiónico (CIC), ya que es 2 a 30 veces más que los coloides
minerales permitiendo una mayor retención de macronutrimentos en los sitios de intercambio
(Smith et al,1993).
Propiedades biológicas: La materia orgánica por ser la principal fuente de energía, propicia la
multiplicación de microorganismos del suelo, los cuales a la vez provocan la mineralización de
los nutrimentos, que son fácilmente aprovechados por la planta (Fraser, citado por Malaver y
Suarez, 1965).
La interacción biológica entre la materia orgánica del suelo y microorganismos, promueve la
agregación y la buena estructura del suelo (Lynch y Bragg, 1985, citado por Smith et al, 1993).
Esto se debe al hecho que los residuos orgánicos que se producen del metabolismo
microbiológico, son agentes de unión, como los polisacáridos, los cuales pegan partículas
minerales dentro de los agregados (Smith et al,1993).
23
1.4 LA BIOTA DEL SUELO
Entre los componentes de la biota del suelo están las bacterias, actinomicetos, hongos, algas,
virus, protozoos y metazoos; entre los cuales, existe un amplio rango de características
morfológicas y fisiológicas que los agrupan en un gran número de taxas para cada grupo (Paul
and Clark, 1989).
Las bacterias: son los microorganismos más abundantes en el suelo (entre 100 y 1000
millones por gramo) (Hernández E, 1992), y la mayor parte son quimioheterotróficas, las
cuales cumplen una importante función en el ciclaje de energía y nutrimentos. Otras que se
encuentran en menor cantidad pero son también muy importantes son las quimioautotróficas
las cuales obtienen su carbono del CO2 y su energía de la oxidación de elementos y
compuestos inorgánicos (Por ejemplo: Nitrosomonas y Nitrobacter oxidan el nitrógeno y el
Thiobacillus oxida el azufre). Las bacterias del suelo también se pueden considerar de acuerdo a
la necesidad o no de oxígeno para cumplir con sus procesos vitales, característicos que lleva a
catalogarlas como aeróbicas o anaeróbicas.
Las bacterias también difieren en su respuesta a las condiciones del suelo (temperatura,
contenido de humedad, aireación y pH) y a los nutrimentos disponibles (Burbano, 1989).
En el suelo se encuentran diferentes géneros de bacterias, entre los más conocidos están los
miembros del género Artrhobacter, que son las bacterias predominantes del suelo, las cuales se
encuentran entre un 5%-60% del conteo total de la población (según Alexander, 1977 citado
por Bakken 1997).
Otro género de bacterias encontradas en el suelo son las Pseudomonas (entre un 3%-15%,
según Alexander, 1977), en donde algunas especies causan enfermedades en plantas y otras
son benéficas para estas. Entre las benéficas están las fluorescentes, las cuales se han
relacionado en el control biológico de hongos fitopatogénicos como Rhizoctonia, Pythium, y
Fusarium. (Howell y Stipanovic, 1979, 1980 y Scher y Baker, 1982) y se han considerado como
rhizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (Shishido y Chanway 1998).
Entre los miembros del género Bacillus (entre 7%-67%) (Alexander, 1977 citado por Bakken
1997), hay especies fijadoras de nitrógeno como el Bacillus polymixa y hay especies que
producen toxinas que son usadas para el control biológico de larvas (B. thuringiensis) (Paul and
24
Clark, 1989). Clostridium, presenta especies de gran importancia económica pues se usan
comercialmente para la producción de alcoholes, existen especies como C. butyricum y C.
pasteurianum, que fijan nitrógeno (Paul and Clark, 1989).
Entre los fijadores de nitrógeno de forma asimbiótica, está Azotobacter, Azomonas, Beijerinckia,
Derxia, y Azospirillum, y entre los fijadores de nitrógeno simbióticamente están Rhizobium y
Bradyrhizobium. En el suelo también se puede encontrar Agrobacterium, el cual induce la
formación de agallas a las plantas y otras hipertrofias como aumento de los pelos radicales
(Paul and Clark, 1989).
Los hongos, son organismos eucarióticos, los cuales pueden alcanzar cifras alrededor de un
millón por gramo (Hernández, 1992). Los hongos son los microorganismos que contribuyen
en mayor proporción a la biomasa del suelo, constituyendo alrededor del 70 por ciento en
peso, y constituyen grupos de importancia de la población microbial del suelo, ya que hay
desde quítridos hasta agáricos, desde saprófitos hasta parásitos en las raíces. El interés de los
hongos del suelo se debe en parte por la importancia como patógenos y parásitos de raíces,
insectos y otros hongos y por ser de los mayores descomponedores de residuos vegetales y
animales.
Entre las fuentes de carbono que utilizan están los azúcares, ácidos orgánicos, disácaridos,
almidón pectina, celulosa, grasa y la molécula de lignina que es particularmente resistente a la
degradación bacteriana. Aunque algunos pueden fijar nitrógeno, casi todos los hongos
requieren nitrógeno inorgánico u orgánico, que puede provenir del amonio y de los nitratos, y
de las proteínas, ácidos nucleicos y otros compuestos (Burbano, 1989).
Entre los hongos más comunes en el suelo están: Aspergillus, Penicillum, Trichoderma, Fusarium,
Cladosporium, Arthrobotrys, Gliocladium y Helminthosporium, los cuales participan en diversos
procesos del suelo (Paul y Clark, 1989).
1.4.1 INTERACCIONES ENTRE LA BIOTA DEL SUELO
Las interacciones entre microorganismos rizosféricos son de gran importancia porque
influyen en la colonización microbiana de la superficie de la raíz, el rizoplano, y,
consecuentemente, la infección de la raíz, tanto por simbiontes parasíticos, como por los
simbiontes mutualísticos (Azcón y Barea, 1996).
25
Las posibles interacciones que pueden ocurrir entre dos especies son: Neutralismo, en la cual
los dos microorganismos se desenvuelven independientemente.
Simbiosis, que es la interacción que se ejerce entre dos microorganismos de forma benéfica.
Protocooperación, es una relación de sinergismo entre dos grupos microbiales, casual y no
obligatoria para ninguna de las partes, pero mediante la que ambas se benefician. La
asociación no es obligatoria.
Comensalismo, es una relación en la cual el crecimiento de una especie está estimulada por la
presencia de otra que no se afecta.
Competencia, es una condición en donde se presenta la supresión de uno de los organismos,
por la búsqueda de un requerimiento común (espacio, nutrimentos, oxígeno, etc.) el cual es
limitado.
Amensalismo, en donde una de las especies es suprimida por la producción de una sustancia
tóxica, ocasionada por la segunda la cual no es afectada.
Parasitismo y predación, que es el ataque directo de un organismo sobre otro (Alexander M.
1961, Metting, 1993).
1.4.2 ASOCIACION DE ORGANISMOS CON LAS RAICES DE PLANTAS
El término rizosfera se emplea para definir aquella porción del suelo sobre la cual influyen
física, química y biológicamente las raíces de las plantas, y es donde se producen las
interacciones entre los microorganismos y las plantas superiores (Azcón y Barea, 1996a).
Las más importantes interacciones que se llevan a cabo en la rizosfera pueden ser clasificadas
en tres principales grupos:
• La interacción planta-planta que es causada por el sobrelapamiento de las raíces de
diferentes plantas, resultando una competencia por nutrimentos (Azcón y Barea, 1996a).
• Interacción raíz-microorganismos, determinada por la actividad de la planta que estimula
el crecimiento de microorganismos alrededor de las raíces por la liberación de
compuestos orgánicos; como aminoácidos, ácidos orgánicos, azúcares, proteínas,
polisacáridos, sustancias promotoras e inhibidoras de crecimiento (Faster, 1982 citado por
Bolton et al, 1993), y por las actividades microbiales que afectan el desarrollo de la planta,
bien para beneficiar a la planta (fijación de nitrógeno, biocontrol de fitopatógenos,
26
producción de sustancia promotoras de crecimiento) o para inducir efectos detrimentales
(muerte, inmovilización de nutrimentos de las plantas, etc.) (Azcón y Barea, 1996).
• La interacción microbio-microbio, el cual incluye actividad sinérgica y antagónica (Azcón
y Barea, 1996).
1.5 ENDOMICORRIZAS
Micorriza es la asociación mutualista entre algunos hongos del suelo y la raíz de la mayoría de
las plantas, en donde el micelio del hongo infecta la corteza radical a modo de endófito y
proyecta sus hifas tanto al interior como al exterior de la raíz (Guerrero, 1996).
Se distinguen tres tipos de micorrizas: Las ectomicorrizas, en donde el hongo crece
intercelularmente en la corteza de las raíces de las plantas y forman un manto hifal compacto
alrededor de las raíces cortas llamado la red de Harting; la endomicorriza, en la que el hongo
crece intercelularmente e intracelularmente y forma dentro de las células corticales
estructuras fúngicas (arbúsculos, vesículas, e hifas no septadas) y la ectendomicorriza que
constituye una etapa intermedia entre los dos tipos de micorrizas antes mencionados, el
hongo crece en las células corticales de la raíz o en torno a ellas y pueden tener o no un
manto fungoso (Sieverding, 1991).
La planta suministra comúnmente al hongo fuentes de carbono, además de un nicho
ecológico protegido de los fenómenos de antagonismo microbiano en la rizosfera. El hongo a
su vez ayuda a la planta a absorber nutrimentos minerales del suelo (Azcón y Barea, 1996b;
Cruz, 1989).
1.5.1 TAXONOMIA
Las Micorrizas Arbusculares (MA) se forman a partir de hongos bastante localizados
taxonómicamente, puesto que todos pertenecen al orden Glomales de la clase Zygomycetes.
Los Glomales u hongos formadores de micorriza arbuscular conforman un grupo
monofilético caracterizado por la capacidad de desarrollar una simbiosis mutualística y por la
formación de arbúsculos intraradicales en las plantas hospedantes (Morton,1990, citado por
Guerrero, 1996).
27
Orden: Glomales
Suborden: Glomineae
Familia: Glomaceae
Géneros: Glomus y Sclerocystis
Familia: Acaulosporaceae
Géneros: Acaulospora y Entrophospora
Suborden: Gigasporineae
Familia: Gigasporaceae
Géneros: Gigaspora y Scutellospora
GENEROS PERTENECIENTES AL ORDEN DE LOS GLOMALES (Schenck y Pérez,
1990, citado por Gonzales,1993)
GÉNERO NÚMERO DE ESPECIES
Acaulospora 28
Entrophospora 3
Gigaspora 7
Glomus 73
Sclerocystis 13
Scutellospora 23
147
Con base a la morfología de las esporas, existen dos grupos: los géneros azigospóricos y los
géneros que producen clamidosporas (Gonzalez, 1993).
Géneros azigospóricos:
Acaulospora. Esporas relativamente comunes en la fracción de suelos tamizados de 250 a
500µm. Género caracterizado por la formación de cada espora sobre una hifa terminal
dilatada, o también llamada vesícula madre o sáculo esporífero que se colapsa al tiempo que la
espora madura.
28
Gigaspora. Género con hifa sustentora bulbosa característica, que puede ser vertical o lateral,
no forma vesículas intramatricales, el tamaño de la espora va desde 200 hasta 600µm con un
solo grupo de pared.
Scutellospora. Género con características similares al género Gigaspora; hifa sustentora
bulbosa, el tamaño de las esporas va desde 200 hasta 600µm. Este género presenta más de un
grupo de pared y un escudo no siempre visible, por el que se realiza la germinación.
Entrophospora. Esporas cuya dimensión es de 100 a 200µm, formadas dentro de una hifa
dilatada.
Géneros clamidospóricos.
Glomus. Han sido observadas con diferentes tipos de unión de la hifa sustentora. Pueden
encontrarse simples o agrupadas en esporocarpos. Su tamaño varía desde 50 a 300µm
Sclerocystis. Generalmente forman esporocarpos de aproximadamente 100 esporas,
recubiertas o no con una capa de hifas. Las esporas están arregladas radicalmente alrededor
de un plexo central de hifas.
1.5.2 LOS EFECTOS DE LAS MICORRIZAS EN LAS PLANTAS (SCHÖNBECK Y
DEHNE, 1989)
• Absorción de nutrimentos, ya que las MA contribuyen a la absorción de iones que se
difunden lentamente y están presentes en bajas concentraciones en la solución del suelo,
como es el caso del P, amonio, K, Zn y Cu, entre otros. Se ha comprobado que
micronutrimentos como el Zn, Cu, B y Mo son tomados activamente por las hifas de las
MA y transportadas a la planta hospedante. Esta función es importante en suelos de baja
fertilidad, ácidos y con alta capacidad de fijación.
• Las MA incrementan la resistencia de las plantas al ataque de patógenos radicales,
principalmente cuando el hongo micorrizógeno ha colonizado previamente el sistema
radical.
29
• Gran resistencia o tolerancia de las plantas micorrizadas a estrés por causas abióticas tales
como el frío, sequía o salinidad.
1.5.3 ECOLOGIA DE LA MA NATIVAS EN SISTEMAS DE CULTIVOS
El desarrollo y esporulación de las micorrizas son altamente dependientes por factores
abióticos y bióticos (Powell y Bagyaraj, 1984).
• Factores abióticos: propiedades físico-químicas del suelo, variaciones climáticas, intensidad
de la luz, temperatura, fertilización y tipo de sustrato.
• Factores bióticos: tipo de comunidad vegetal, condiciones fisiológicas de la planta
hospedera, interacciones con otros organismos del suelo.
El micosimbionte: Generalmente las MA no están muy limitadas en el rango de
hospedantes ya que pueden colonizar una gran cantidad de especies de plantas; aunque en
algunos casos se presenta una variación, pues difieren en su interacción fisiológica con las
plantas, así como de los factores ambientales (Hayman, 1982).
Jaizme y Azcón (1995) al estudiar los efectos de MA en el crecimiento y nutrición de algunos
cultivos (aguacate, papaya, piña y banana) observaron que Glomus fasciculatum fue el hongo
más efectivo en todos los cultivos, Acaulospora sp. fue inefectiva y Scutellospora sp. solamente
mostró ser efectiva en el cultivo de la banana.
Influencia de la planta: Muchos de los cultivos de mayor importancia son micotróficos, los
cuales pueden ser de tipo obligado, en donde las plantas no pueden crecer sin las micorrizas,
como es el caso de aquellas que presentan un alto requerimiento de fósforo y baja capacidad
de absorción. Y los cultivos micotróficos facultativos, que son los caracterizados porque
pueden sobrevivir y crecer sin la presencia de las micorrizas, pero en presencia de ellas
presentan un mejor desarrollo (Sieverding, 1991).
30
Factores del suelo y actividad de la endomicorriza:
Entre los factores físico-químicos que más influyen en el desarrollo de las MA se han
registrado el contenido de arcillas y el pH. Los MA tienen amplia capacidad de adaptación a
condiciones de pH, estos se han registrado desde valores de 2.7 a 9.2. Con respecto a textura,
se han encontrado porcentajes de infección más bajos en suelos arenosos, aunque existen
especies favorecidas por esta condición (Sánchez, 1999).
Fósforo La respuesta del crecimiento de las plantas colonizadas por endomicorrizas es mayor
en los suelos pobres en fósforo y con una alta capacidad de fijación. Este efecto es
principalmente explicado porque las raíces colonizadas tienen un mayor poder de absorción
que las raíces no colonizadas, y estos hongos pueden acumular y traslocar grandes cantidades
de fósforo ya que poseen la capacidad de obtenerlo dentro de las vacuolas en forma de
polifosfato (Gianinazzi y Pearson, 1989).
En el proceso de aporte de fósforo a la planta por la MA se distinguen tres fases: captación
del fosfato por el micelio externo; translocación al interior y transferencia del fosfato a la
planta hospedera. En esta simbiosis, el consumo de fotosintatos por los hongos
micorrizógenos, en un principio causa un retraso en el crecimiento de la planta, este efecto
negativo se supera una vez se inicia el beneficio de la cooperación (Barea et al, 1982, citado
por Estrada 1994).
Efectos de fertilizantes:
Altos niveles de fertilización química limitan la efectividad de la micorriza, ya que por un lado
se altera la relación costo- beneficio puesto que la planta reduce su dependencia del hongo en
cuanto a la absorción de fósforo y otros nutrimentos, y por otra parte, la fertilización de un
suelo pobre en nutrimentos puede favorecer el desarrollo de hongos con baja capacidad para
el establecimiento de la simbiosis (Guerrero, 1996).
Stremska, (1975) citado por Hayman (1982) y Hayman (1987), observó que el fertilizador
NPK disminuyó la intensidad de la colonización de MA en la raíz de cuatro cereales. Sin
embargo se determinó que los fertilizantes pueden tener un efecto positivo en las MA si la
fertilidad inicial del suelo es muy baja.
31
Efectos de la materia orgánica
En muchos estudios se ha encontrado la evidencia que al adicionar materia orgánica al suelo,
se mejora el desarrollo de las micorrizas (Hayman, 1982).
Reed y Frémont (1935) citado por Hayman (1987), encontraron que la colonización de MA
en cítricos era mayor cuando se le agregaba estiércol al suelo, lo que no pasaba con el
fertilizante mineral.
Howard (1943) citado por Sieverding (1991), reportó el efecto positivo del compost en
diversos cultivos, ya que se incrementó la aireación del suelo, la actividad de la MA, y se
mejoró el desarrollo radical.
Al-Raddad (1995) cuando estudió la interacción de Glomus mosseae y Paecilomyces lilacinus en
Meloidogyne javanica en tomate, al adicionar estiércol de gallina en el tratamiento se observó un
beneficio en el crecimiento de la planta y reducción en la infección por Meloidogyne javanica ,
comparado con otros tratamientos.
Otros factores: Muchos de los fungicidas no distinguen entre hongos patógenos o
benéficos, como es el caso del Benomyl, Captan, PCNB y Triadimefon y otros fungicidas que
son aplicados al suelo, los cuales inhiben o disminuyen el grado de colonización de las MA.
También se ha encontrado que insecticidas como el Aldrín, inhiben la colonización de las
endomicorrizas (Safir, 1987; Larsen et al, 1996).
Otros fungicidas como el Captafol, Cloroneb, Ethazole, Triadimenol, Metalaxyl,
Thiabendazole, Thiram y Photsethyl-Al, incrementan la colonización de la MA en la raíz en
algunos casos (Sieverding, 1991).
Alten et al (1993) mostró que al aplicar fungicidas sistémicos como son Triadimefon y
Pyrazophos promovieron la formación de MA.
Rivillas (1995) estudió el efecto de fungicidas e insecticidas, en donde el oxicloruro de cobre y
el Thiodan aplicados a la planta de café colonizadas por Glomus manihotis (INDO-1), S.
heterogama (ROTH) y A. tuberculata (INDO-32) no presentaron efectos detrimentales en el
crecimiento y desarrollo de las plantas de café. El oxicloruro de cobre, sin embargo, influyó
significativamente en la colonización de la micorriza en las raíces de café comparadas con el
control (aplicaciones de agua).
32
1.5.4 LA MA EN LA PRODUCCION DE CAFÉ
La presencia de la simbiosis MA en café, fue registrada por primera vez en 1897 por Janse
(Lopes et al, 1983).
Cardoso (1978) registró la presencia de la simbiosis de las MA en plantas de Coffea arábica c.v.
Catuai de seis meses de edad observándose un desarrollo sobresaliente
Lópes et al (1983) identificaron un total de 22 especies de MA de muestras de suelo y raíces
recogidas de Coffea arabica L., en 27 regiones localizadas en la región central de Sao Pablo
(Brasil). Especies del género Glomus se presentaron en un 81%, especies del género Gigaspora
en un 60% y especies del género Sclerocystis en un 40%. La colonización de raíces por los
hongos osciló entre 4 y 46%.
Posteriormente, evaluaron el efecto de la inoculación de especies de MA tales como Gigaspora
margarita, G. heterogama, Glomus fasciculatum, G. macrocarpum, y G mosseae en Coffea arábica var.
Mundo Novo. Encontraron un mayor desarrollo en las plántulas con G. fasciculatum, G. mosseae
y G. margarita. De las tres especies de hongos que promovieron aumentos significativos en
café, G. margarita fue la más eficiente, pero el inóculo de G. Macrocarpum no indujo
colonización en café.
Orozco (1989) estudió el efecto de Glomus manihotis, Entrophospora colombiana y Gigaspora
margarita tanto en forma individual como en mezcla de las tres cepas en plántulas de Coffea
arábica var. Colombia. La mezcla de las especies, G. manihotis y E. colombiana aumentaron el
crecimiento, el peso seco de la parte aérea y la absorción de calcio con respecto a las cepas
nativas y el testigo (tratamiento sin micorriza). Gigaspora margarita presentó un efecto negativo
sobre el crecimiento y la absorción de fósforo, respecto a las cepas nativas y el testigo.
Cruz (1989) llevó a cabo un muestreo en 48 lotes donde se encontraron porcentajes de
colonización que oscilaron entre el 7 y el 48%. En los ensayos del invernadero demostró la
importancia de la simbiosis MA en el cultivo de café pues se encontraron diferencias
significativas para todas las variables medidas, a favor de los tratamientos en suelo natural vs
33
los tratamientos en suelos desinfectados y se corroboró una vez más que la planta de café, en
condiciones normales, no responde a fertilización fosfórica.
En el suelo de este estudio y en el inóculo utilizado, las especies predominantes fueron A.
mellea, Glomus sp. y A. myriocarpa.
Parra et al. (1990) estudiaron el efecto de las MA en Coffea arábica L. var. Colombia en la fase
de almácigo, en suelo recolectado en Sevilla (Valle) y con Glomus manihotis, Acaulospora
myriocarpa y Entrophospora colombiana como inóculos. Se encontró que G. manihotis además de
estimular el crecimiento, favorece el desarrollo vegetativo del café, y torna a las plantas más
eficientes en la toma de N, P, Ca y Mg.
Buitrago (1993) en Cenicafé Chinchiná Caldas realizó un ensayo en almácigo con plántulas de
café Coffea arábica L. var. Colombia, para evaluar el efecto de las MA nativas y un inóculo
comercial (Mycofertil) en la toma de 15N y 32P y en el crecimiento de las plantas. Los
tratamientos establecidos eran MA nativa más pulpa, suelo solo, suelo más MA y suelo más
pulpa más MA en presencia de P y N y suelo desinfectado más pulpa más MA en presencia
de P y N. Él determinó que el inóculo comercial no incrementaba el crecimiento ni la
absorción de fósforo y nitrógeno en la planta respecto a los hongos formadores de
endomicorrizas nativas, en presencia o ausencia de pulpa.
Estrada y Sánchez (1995) determinaron el grado de dependencia de la variedad Colombia por
MA con diferentes niveles de fósforo, en donde se mostró que las plantas de café tienen
diferentes grados de dependencia: a los niveles de 20 y 30 ppm de P, se comportan como
dependientes absolutas de la MA, de allí en adelante como facultativas en soluciones
nutritivas.
Rivillas (1995) evaluó el efecto de diferentes especies de hongos formadores de
endomicorrizas tales como: Glomus manihotis (INDO-1), Glomus manihotis (BRASIL),
Acaulospora delicata (EJ-01), G. geosporum (KENT-BEG 11) y la aplicación de fósforo en el
crecimiento y desarrollo de chapolas de café de las variedades de Caturra y Colombia. Las
plantas de las dos variedades tuvieron similares niveles de colonización a los 6.5 meses
después de la inoculación, pero el peso fresco de la parte aérea, altura de la planta y área de la
34
superficie de la hoja se incrementó en plantas de la variedad Colombia. Se observó que la
adición de fósforo no tuvo ningún efecto en los niveles de colonización y que las plantas de
café que no recibieron adición de fósforo tuvieron mayor peso fresco y área foliar que
aquellas con adición de fósforo.
Rivillas, en el mismo estudio, experimentó en condiciones de invernadero el efecto de cuatro
especies de hongos formadores de endomicorrizas (Acaulospora tuberculata, Glomus manihotis,
Glomus mosseae y Scutellospora heterogama) sobre el desarrollo y crecimiento de plantas de café de
las variedades Caturra y Colombia. Encontró que Glomus manihotis fue el hongo más efectivo
asociado a ambas variedades de café, pero las respuestas de cada variedad pareció estar
influenciada por una combinación de niveles de luz y por el estado de bajo nutrimentos en el
sustrato de crecimiento. Scutellospora heterogama fue menos efectiva que Glomus manihotis, pero
significativamente mejor que Acaulospora tuberculata la cual no produjo incremento en el
crecimiento de las plantas.
Rivillas (1996) evaluó plantas de café “in vitro” inoculadas con especies nativas e introducidas
de endomicorrizas, encontrándose que las dos especies introducidas (Glomus fistulosum y
Entrophospora colombiana) permitieron un buen crecimiento de la planta y desarrollo,
comparado con los tratamientos que tenían micorrizas nativas. Además, las plantas de café
sembradas con buenos contenidos de materia orgánica o con abono e interactuando con
especies nativas de endomicorrizas no mostraron en las variables (peso fresco y seco de la
raíz, tallo y hoja) ventajas sobre las plantas de café inoculadas con las dos especies
introducidas. El mayor desarrollo de la planta correspondió a Glomus fistulosum y los más altos
niveles de colonización lo tuvo las plantas colonizadas por E. colombiana.
El mismo autor evaluó en las plantas de café var Caturra y Colombia, un inóculo comercial, el
cual mostró una alta efectividad en el crecimiento de las plantas de café, y quedó demostrado
el gran potencial que tiene el sustrato suelo más pulpa, no solo por su gran valor como
mejorador de las condiciones físico-químicas del suelo, sino también por la presencia de una
gran variedad de microorganismos que seguramente están interactuando entre sí y están
favoreciendo el efecto de las endomicorrizas nativas sobre las plantas de café en condiciones
de almácigos. En el área foliar se mostraron altos valores en los tratamientos que
35
correspondieron a las plantas inoculadas con el inóculo comercial y las colonizadas por
especies nativas.
Bolaños (1996) en un estudio realizado en 28 lotes de café en producción en diez
subestaciones de CENICAFE identificó los hongos formadores de micorrizas arbusculares
asociados a la rizosfera del cafeto. Entre las especies de MA identificó Acaullospora mellea,
Glomus occultum, A. appendiculata, A. tuberculata, A. scrubiculata, A. mellea, Glomus macrocarpum, G.
occultum, Scutellospora y Gigaspora sp., Sclerocystis sinuosa, entre otras especies.
Villareal, (1997) estudió el efecto de Glomus etunicatum y Bradyrhizobium sp. en almácigos de café
(Coffea arabica L. Var. Colombia) solos y en asociación con Arachis pintoi, donde encontró que
la asociación café- y el efecto de la inoculación con los dos microorganismos no favoreció el
crecimiento de las plantas de café. G. etunicatum mostró efectividad en el crecimiento de la
leguminosa independientemente de su asociación con café.
1.5.5 INTERACCIONES MICORRIZAS VS MICROORGANISMOS
El término micorrizosfera se refiere a la zona de influencia de la micorriza en el suelo. La
influencia de las MA sobre la naturaleza y cantidad de exudados de la raíz y su posterior
competencia entre bacterias y otras MA por el recurso de carbono pueden determinar el
tamaño y la composición de la población bacteriana en la rizosfera (Linderman, 1992; Azaizeh
et al, 1995). En la hifosfera, el micelio MA es un importante recurso de carbono para la
microflora (George et al, 1995 citado por Andrade et al, 1997).
Los microorganismos del suelo pueden beneficiar la colonización de la micorriza, mediante la
producción de componentes que incrementan la permeabilidad de las células de la raíz y la
síntesis de hormonas vegetales pueden estar involucradas en la estimulación del micelio de las
MA en la rizosfera y/o en la formación de los puntos de entrada en las raíces susceptibles.
En cuanto a las interacciones de microorganismos benéficos del suelo con las endomicorrizas,
se han realizado varios estudios con importantes resultados, los cuales se han enfocado a la
experimentación de distintas especies de MA con bacterias fijadoras de nitrógeno,
rizobacterias promotoras de crecimiento de la planta y las bacterias solubilizadoras de fósforo
36
(Paulitz y Linderman, 1989; Singh, y Singh, 1993; Kumari y Balasubramanian, 1993; Rivera et
al, 1997; Amora-Lazcano et al 1998).
Alten et al (1993), en experimentos realizados mostraron que los microorganismos
introducidos pueden ser usados para manipular la simbiosis MA, con el fin de promover el
desarrollo micorrizógeno e incrementar los beneficios simbióticos, tal como se observó con la
bacteria Bacillus mycoides en donde se demostró la aceleración de la formación de la MA.
Una de las interacciones más importantes es la relacionada con las bacterias fijadoras de
nitrógeno atmosférico y, más concretamente, con aquellas capaces de fijar nitrógeno en
simbiosis con la planta hospedante. La simbiosis se establece entre bacterias del género
Rhizobium con leguminosas, la formada por el actinomiceto del género Frankia con algunas
angiospermas no leguminosas, y por último la que se forma entre ciertas cianobacterias
(Nostoc y Anabaena) con miembros de las cycadaceas (Azcón y Barea, 1996).
Otro tipo de interacción es la referente con microorganismos fijadores de nitrógeno de vida
libre, como es el caso de Azotobacter, Beijerinckia, Clostridium, Pseudomonas, y Azospirillum, donde
en combinación con MA han mostrado una interacción favorable, en el sentido de mejorar la
colonización micorrícica de la planta y de estimular su crecimiento (Linderman, 1992;
Bagyaraj y Menge citadas por Azcón y Barea 1996).
Jimenez et al (1997) aislaron Acetobacter diazotroficus de tejidos de plantas de café y de la
rizósfera del suelo en donde se relacionó el hallazgo de esta bacteria con la presencia de MA.
Existen otras interacciones con algunos microorganismos solubilizadores de fósforo y las
micorrizas arbusculares. Debido a la mayor capacidad para explorar el suelo a través de las
hifas de la endomicorriza, los microorganismos solubilizadores de fósforo pueden captar
iones fosfato y liberarlos en microhábitats concretos, evitándose así la refijación de este
elemento al suelo (Azcón y Barea, 1996). Singh et al (1993) realizaron un estudio en donde se
aplicó fósforo rocoso, con bacterias solubilizadoras de fósforo (Bacillus polymyxa, Pseudomonas
striata y Aspergillius awamori) en cebada, teniendo como resultado una estimulación en la
colonización de la raíz por la MA nativas.
37
También se han reportado interacciones con rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal
(PGPR), las cuales pueden antagonizar no sólo con patógenos, sino también con los hongos
formadores de micorrizas. Por otro lado, los hongos MA, inducen cambios importantes
sobre las poblaciones de ciertos microorganismos del suelo y, consecuentemente, pueden
también estimular o inhibir la colonización y el establecimiento de los PGPR (Azcón y Barea,
1996).
Gryndler y Vosátka (1996) estudiaron la respuesta de Glomus fistulosum en maíz con
Pseudomonas putida la cual es una bacteria promotora de crecimiento vegetal, en donde el peso
seco de la parte aérea, el área total de las hojas de las plantas y la colonización eran
significativamente altas cuando las plantas eran inoculadas con la micorriza y la bacteria.
Se conocen interacciones con hongos patógenos de plantas, en donde la micorriza y el
patógeno compiten por los sitios de colonización e infección de la raíz, y por las fuentes de
carbono derivadas de la misma (Smith, 1988 citado por Azcón y Barea, 1996).
Tales reducciones de enfermedades se han visto con hongos patógenos como Phytophthora,
Gaeumannomyces, Fusarium, Chalara, Pythium, Rhizoctonia, Sclerotium, Verticillium, Aphanomyces, y
por nemátodos tales como Rotylenchus, Pratylenchus y Meloidogyne (Azcón y Barea, 1996).
38
22 OOBBJJEETTIIVVOOSS
2.1 GENERAL
Determinar la presencia y diversidad de microorganismos en diferentes sustratos para
almácigos de café y su efecto en el crecimiento de las plantas.
2.2 ESPECIFICOS
Determinar la presencia de bacterias, endomicorrizas y otros hongos en diferentes sustratos
para almácigos de café.
Evaluar el sustrato que permita la mayor cantidad de la microflora nativa y su relación con el
desarrollo de la planta de café.
Relacionar la presencia de la microflora nativa con el contenido de macro y microelementos
en el suelo y parte aérea.
39
33 HHIIPPÓÓTTEESSIISS
La población de endomicorrizas nativas y de otros microorganismos benéficos en los
almácigos de café depende del sustrato que se utilice.
El tipo de compuesto orgánico utilizado para la preparación de los almácigos de café, influye
en la diversidad de la microflora nativa y en el desarrollo de la planta.
Los niveles de colonización de las endomicorrizas nativas están asociados con el desarrollo de
la planta.
La microflora nativa tiene efecto en el contenido de macro y microelementos en el suelo y
parte aérea.
41
44 MMAATTEERRIIAALLEESS YY MMEETTOODDOOSS
4.1 UBICACIÓN DEL EXPERIMENTO
El experimento se realizó en una casa de malla, en el Centro Nacional de investigaciones de
Café (Cenicafé), ubicado en el municipio de Chinchiná, Departamento de Caldas, a 5°1’
Latitud Norte, 75°36’ Longitud Oeste, situado a una altitud de 1.425 m.s.n.m, precipitación
total de 3014.4 mm/año, temperatura media de 20.9°C y humedad relativa de 79.1% (Cenicafé,
1996).
4.2 SUELO, TAMAÑO DE BOLSA Y VARIEDAD DE CAFÉ UTILIZADO
Los suelos que se utilizaron para las mezclas fueron contrastantes en el contenido de materia
orgánica y fósforo. Un suelo fue obtenido de la estación central Naranjal el cual tuvo un
contenido de materia orgánica de 13% y de fósforo de 60 ppm. El otro suelo fue traído de la
subestación de Gigante con 4.8% de materia orgánica y 15 ppm. El suelo de Gigante se pasó
por una zaranda antes de realizar la mezcla con los compuestos orgánicos, para retirar los
grumos y piedras. Los compuestos orgánicos utilizados fueron pulpa de café, gallinaza,
cenichaza y el lombricompuesto.
Una vez llenadas las bolsas, se sembraron chapolas de café (Coffea arabica) variedad Colombia,
de 60 días de germinadas. Para este experimento se usaron bolsas para almácigos de café, cuyo
tamaño es de 17 cm x 23 cm, y una capacidad de 2 Kg. de suelo.
42
4.3 DESCRIPCIÓN DE TRATAMIENTOS SUSTRATO DE CRECIMIENTO)
TRATAMIENTO
SUELO
COMPUESTO ORGÁNICO
PROPORCIÓN MEZCLA
(SUELO: C. ORGÁNICO)
1 NARANJAL Pulpa de café 75:25
2 NARANJAL Pulpa de café 25:75
3 NARANJAL Gallinaza 75:25
4 NARANJAL Gallinaza 25:75
5 NARANJAL Cenichaza 75:25
6 NARANJAL Cenichaza 25:75
7 NARANJAL Lombricompuesto 75:25
8 NARANJAL Lombricompuesto 25:75
9 GIGANTE Pulpa de café 75:25
10 GIGANTE Pulpa de café 25:75
11 GIGANTE Gallinaza 75:25
12 GIGANTE Gallinaza 25:75
13 GIGANTE Cenichaza 75:25
14 GIGANTE Cenichaza 25:75
15 GIGANTE Lombricompuesto 75:25
16 GIGANTE Lombricompuesto 25:75
17 NARANJAL ----------- 100: 0
18 GIGANTE ------------ 100: 0
4.4 DISEÑO EXPERIMENTAL:
Se utilizó un diseño experimental de bloques completos al azar, en el cual la unidad
experimental la constituyó la planta de café con el sustrato. El arreglo factorial fue de 2 (tipos
de suelos) x 4 (compuestos orgánicos) x 2 (proporciones de la mezcla) + 2 (testigos absolutos),
para un total de 18 tratamientos, con 10 repeticiones.
La distribución de los tratamientos que correspondió a cada repetición o bloque se realizó
aleatoriamente (Anexo A), donde las plantas se marcaron con el número de tratamiento y
repetición.
43
Figura 1 Organización de las plantas en casa de malla.
4.5 MANEJO AGRONÓMICO
Con el propósito de no interferir en la colonización de las raíces por las endomicorrizas nativas
y en el efecto posterior de éstas o de otros microorganismos en las plantas de café, no se aplicó
ningún plaguicida ni se abonó con fertilizantes químicos. El control de arvenses y de plagas
(escamas y áfidos) se efectuó en forma manual cada vez que fue necesario.
Al inicio del experimento se realizó un riego esporádico (cada dos días con regadera) para no
interferir con el desarrollo de las micorrizas nativas, pero debido a la fitotoxicidad que se
presentó a los tres meses se realizaron riegos todos los días.
4.6 VARIABLES A EVALUAR
Al inicio del experimento las variables evaluadas, fueron:
• Análisis físico del sustrato: Textura
• Análisis químico del sustrato: Contenido de N, P, K; Ca, Mg, Na, AL, P, Fe, Mn, Zn, Cu,
B, CIC, materia orgánica y pH.
44
• Análisis microbiológico del sustrato: UFC de bacterias, UFC de hongos y número de
esporas de Micorrizas Arbusculares (MA) por gramo de suelo.
Al final del experimento (6 meses) las variables que se evaluaron, fueron:
• Análisis físico del sustrato: Textura.
• Análisis químico del sustrato: Contenido de N, P, K; Ca, Mg, Na, AL, P, Fe, Mn, Zn, Cu,
B, CIC, materia orgánica y pH.
• Análisis microbiológico de la rizosfera: UFC de bacterias, UFC de hongos y número de
esporas de MA por gramo de suelo.
• Determinación de macro y micronutrimentos: N, P, K, Ca, Mg, Fe, Cu, B, Zn y Mn en
parte aérea de las plantas.
• Peso (g) fresco y seco de raíces, tallo y hojas (PFR, PFT, PFH, PSR, PST y PSH,
respectivamente.)
• Area foliar.
• Grosor del tallo.
• Altura de la planta.
• Colonización (%) de las raíces de las plantas de café por MA.
4.7 ANÁLISIS ESTADÍSTICO:
Para los análisis estadísticos se utilizó el programa SAS versión 6.12 con el cual se realizaron
los siguientes análisis: Se realizó un análisis de varianza para las siguientes variables:
Colonización de raíces (%), variables de crecimiento (peso fresco y seco de raíces, tallo y hojas,
altura de la planta, grosor del tallo, número y área foliar de hojas), contenido de macro y
micronutrimentos en los sustratos y parte aérea de la planta. Las diferencias entre tratamientos
fueron analizadas mediante contrastes ortogonales. Debido a la heterogeneidad en la varianza
de los datos, de las variables UFC de bacterias y hongos y peso fresco y seco de la parte aérea y
radical de la planta se realizaron transformaciones.
Correlaciones fueron realizadas para establecer grados de asociación entre las variables
microbiológicas (niveles de colonización, número de bacterias y de hongos y número de
esporas de endomicorrizas), con el contenido de nutrimentos en el sustrato y el tejido foliar de
45
las plantas. Además se correlacionaron los niveles de colonización con el desarrollo de las
plantas.
Por último se realizó un análisis multivariado de componentes principales, para establecer las
relaciones entre las variables que mejor explicara el efecto de tratamientos.
4.8 EVALUACION DE LAS ENDOMICORRIZAS NATIVAS
La extracción de esporas de las MA se realizó mediante la técnica de tamizado húmedo y
gradiente de sacarosa (Anexo B). Al inicio se tomó una muestra de los diferentes sustratos y al
final se tomó como muestra la rizosfera de las plantas. Una vez realizada la extracción de las
esporas, se procedió al conteo de estas y a la observación de las características morfológicas. Se
montaron placas de las esporas con el lactoglicerol polivinílico, P.V.L.G. (Anexo C) y se
observaron al microscopio. La identificación de las esporas se realizó mediante el manual de
Schenck y Pérez, 1990.
Con el propósito de incrementar la cantidad de esporas para la identificación, se realizaron
cultivos trampa, al mismo tiempo de la siembra de las chapolas (Anexo D).
4.9 METODOLOGIA DE AISLAMIENTO Y RECUENTO DE HONGOS Y
BACTERIAS
Antes de iniciar el experimento, se tomaron 20 g de la mezcla de cada uno de los sustratos y se
realizaron una serie de diluciones (1:10), las cuales fueron sembradas con 5 repeticiones, en
medios para hongos (PDA) y bacterias (AN) (Anexo E).
A los 6 meses se realizó el análisis microbiológico de una mezcla compuesta por la rizosfera de
cada una de las repeticiones, empleando la misma metodología del inicio del experimento.
La observación de las cajas de los microorganismos, se realizó después de 5 días de incubación,
con el fin de permitir el crecimiento de las colonias que presentaron un desarrollo mas lento.
Para el cálculo de microorganismos por gramo de muestra, se contaron las colonias de las
diluciones que permitieron el conteo (entre 50 y 150 para bacterias y entre 20 y 70 para
hongos, según Mayea et al, 1991), y se multiplicó el valor por el factor de dilución.
46
4.9.1 IDENTIFICACIÓN DE HONGOS
Una vez obtenidas y purificadas las colonias de los hongos, se procedió a la observación
macroscópica y microscópica.
En la observación macroscópica se describieron las características morfológicas de las distintas
colonias, teniendo en cuenta su forma, color, aspecto y particularidades específicas. Las
colonias morfológicamente semejantes se agruparon para ser conservadas en tubos con medio
(PDA) inclinado con y sin la adición de glicerina al 10%, mientras se iniciaba la observación
microscópica.
Una vez iniciada la observación microscópica, se tomó inóculo del tubo respectivo y se sembró
en el mismo medio; ya desarrollada la colonia del hongo, se tomó con la ayuda de una aguja de
jeringa una muestra y con la ayuda de una aguja de disección se extendió sobre una placa
portaobjetos con azul de lactofenol y se le colocó una laminilla cubreobjetos.
Estas placas se observaron al microscopio, en aumento de 40X y 100X. Al encontrar el cuerpo
fructífero se iniciaba con la identificación siguiendo las claves del libro "ILLUSTRATED
GENERA OF IMPERFECT FUNGI de Barnett y Hunter; THE GENERA OF
HYPHOMYCETES FROM SOIL de Barron; ILLUSTRATED GENERA OF
ASCOMYCETES de Hanlin.
Las colonias morfológicamente semejantes y que poseían las mismas estructuras microscópicas
dentro de un mismo tratamiento, fueron agrupadas potencialmente en una sola especie.
4.9.2 IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS
Para la identificación de bacterias, solo se tuvieron en cuenta las Gram negativas, las cuales
fueron obtenidas sembrando las diluciones preparadas con los sustratos al inicio del
experimento y con la rizosfera a los seis meses (10 -1, 10-2, 10-3 y 10-4), en el medio selectivo
MacConkey. Cinco días después de la incubación se procedió a la observación de las colonias.
En la observación se tuvo en cuenta la morfología de la colonia, forma, color, aspecto (liso o
rugoso), contorno y particularidades específicas. Una vez observadas y purificadas (por medio
de la técnica de siembra por agotamiento) se agruparon de acuerdo al tratamiento y a la
observación microscópica y se guardaron en agua destilada y en glicerina al 10%, para
conservarlas hasta la identificación.
47
En la observación microscópica se realizaron láminas, colocando una muestra del inóculo
sobre una gota de agua y se tiñeron con colorante de Gram.
Para iniciar la identificación, se procedió a la siembra de las bacterias conservadas en agua
destilada, en el medio Agar nutritivo y se incubaron a 30°C. Una vez desarrollada la colonia se
sometieron a pruebas bioquímicas primarias como la prueba de oxidasa, motilidad, producción
de indol, licuefacción de gelatina y se sembraron en medios diferenciales para bacterias
fitopatógenas, (Manual de Schaad) (Anexo F). Este procedimiento permitió llegar a algunos
géneros de bacterias específicas para estos medios.
Por último se utilizó un sistema de identificación para bacterias, BBL crystal para
enterobacterias. Los medios diferenciales, el porcentaje de confiabilidad del sistema y las
pruebas anexas, como motilidad y licuefacción de la gelatina, permitieron corroborar la
identificación.
Para el aislamiento de bacterias fijadoras de nitrógeno se utilizaron medios específicos para
Azotobacter y Azomonas (Anexo G).
4.10 MUESTREO DESTRUCTIVO
La toma de la información para el análisis de cada una de las variables, se realizó a través de un
muestreo destructivo por cada unidad experimental, el cual se realizó 6 meses después de la
siembra de las plantas, evaluando 10 repeticiones por tratamiento. Las plantas fueron extraídas
de sus bolsas y se separó el sistema radical y la parte aérea. Las muestras fueron marcadas por
tratamiento y repetición, y posteriormente, se llevaron al laboratorio para su respectivo análisis.
48
Figura 2 Plantas a los seis meses de sembradas
4.10.1 DETERMINACIÓN DEL PESO FRESCO Y SECO DE LAS PLANTAS
Para la toma del peso fresco de cada una de las plantas, se desprendieron las raíces, tallo y
hojas para pesarlos en forma separada. Antes de pesar la raíz ésta fue lavada con el fin de
desprender el suelo adherido a ellas y se tomó una muestra al azar de 2 g para determinar la
colonización por las endomicorrizas nativas (Anexo H, Anexo I). Posteriormente, las muestras
fueron guardadas en bolsas de papel, y colocadas en un horno a 60°C, por tres días. Una vez
listas las muestras se obtuvieron los pesos secos.
4.10.2 AREA FOLIAR
Para el cálculo de esta variable se utilizó la escala desarrollada por Arcila (1991). Esta
determinación se efectuó en todas las hojas de cada unidad experimental.
49
4.10.3 ANÁLISIS FÍSICO-QUÍMICO DEL SUSTRATO
Se tomaron 500 gramos de cada uno de los sustratos de los almácigos al inicio y al final del
experimento y se enviaron al laboratorio de química agrícola para la caracterización físico -
química.
4.10.4 ANÁLISIS QUÍMICO DEL TEJIDO FOLIAR
Una vez obtenidos los pesos secos de las hojas de las plantas de café, se enviaron al
laboratorio de Química Agrícola de Cenicafé para el análisis del contenido de macro y
micronutrimentos.
50
55 RREESSUULLTTAADDOOSS
5.1 ANÁLISIS DE VARIANZA
En el Anexo J se muestra el análisis de varianza de la evaluación microbiológica, este análisis
fue realizado de igual forma para las demás variables. En el análisis de varianza se observó
diferencias entre los tratamientos.
5.2 ANÁLISIS FÍSICO-QUÍMICO DE LOS SUSTRATOS AL INICIO DEL
EXPERIMENTO
Los suelos de Naranjal y de Gigante presentaron una textura franco-arcillosa, los cuales al
adicionarles los compuestos orgánicos esta textura se modificó en la mayoría de los sustratos a
una textura franco-arcillosa-arenosa (Anexo K).
Al comparar las condiciones químicas de los suelos sin la adición de los compuestos orgánicos
se observó que el suelo de Naranjal, tenía altos contenidos de materia orgánica, nitrógeno,
aluminio, fósforo, hierro, zinc y cobre, comparados con el suelo de Gigante. Este suelo
presentó los valores más altos en el contenido de potasio, calcio, magnesio, y manganeso. Una
vez adicionados los compuestos orgánicos a los suelos se observaron aumentos en el pH, en el
contenido de materia orgánica, nitrógeno, potasio, calcio, magnesio, fósforo, y zinc y
disminución en el contenido de algunos elementos como el aluminio en los dos suelos, el
cobre en el suelo de Naranjal y el manganeso en el de Gigante. Al analizar los contenidos de
elementos dentro de las mezclas con los distintos compuestos orgánicos (pulpa,
lombricompuesto, cenichaza y gallinaza), se observó que unos aportan más elementos que
otros, como es el caso de la pulpa y el lombricompuesto que tienen un mayor contenido de
nitrógeno, potasio, magnesio, hierro, sodio y fósforo; la gallinaza de potasio, calcio, fósforo,
manganeso y zinc y la cenichaza de calcio, fósforo, hierro, y manganeso (Anexo L).
5.2.1 CARACTERIZACIÓN FÍSICA DEL SUSTRATO A LOS 6 MESES
La textura de los suelos sin la adición de compuestos orgánicos se modificó a los seis meses,
donde pasó de una textura franco arcillosa a una franco arcilloso arenosa. Lo mismo sucedió
51
con la textura de los sustratos preparados con los compuestos orgánicos los cuales cambiaron
a textura franca, textura franco- arenoso, textura franco-arcilloso, y textura arcilloso-arenoso
entre los distintos tratamientos (Anexo K).
5.2.2 CARACTERIZACIÓN QUÍMICA DEL SUSTRATO A LOS 6 MESES
(CONTRASTES ORTOGONALES )
El suelo Naranjal al final del experimento presentó mayores valores en el contenido de materia
orgánica, nitrógeno, fósforo y sodio que el suelo de Gigante. El pH, y los contenidos de calcio
y magnesio fueron más altos en este último (Tabla 1 A).
Los sustratos preparados con los compuestos orgánicos presentaron valores más altos en el
pH y en los contenidos de fósforo, potasio, calcio, magnesio y sodio. No se observaron
diferencias significativas en el suelo de Naranjal mezclado con la cenichaza en el contenido de
materia orgánica y nitrógeno, y en el sustrato preparado con la gallinaza en el contenido de
materia orgánica en relación con el testigo. Efecto que no se presentó en el suelo de Gigante,
ya que al ser mezclado con los compuestos orgánicos presentó niveles más altos en el
contenido de materia orgánica y nitrógeno al compararlos con el testigo, el cual presentó
niveles muy bajos de estos elementos (Tabla 1 B, C, D, E, F, G, H, I).
Los sustratos preparados con el lombricompuesto presentaron los más altos contenidos de
materia orgánica, nitrógeno y potasio que los sustratos preparados con los otros compuestos
orgánicos (Tabla 1 L, N, O, R, T, U) y los sustratos preparados con la pulpa presentaron
mayores contenidos de estos elementos que los sustratos preparados con la gallinaza y la
cenichaza (Tabla 1 J, K, L, P, Q, R).
En el suelo de Naranjal se observó un mayor pH y contenido de fósforo, magnesio, sodio y
calcio en los sustratos preparados con la gallinaza que en los otros sustratos (Tabla 1 J; M, N).
Los sustratos preparados con la cenichaza presentaron los valores mas altos en el pH,
contenido de fósforo y calcio que la pulpa y el lombricompuesto (Tabla 1 K, O).
En los sustratos preparados con el suelo de Gigante mezclado con la gallinaza se observaron
mayores valores en el pH, P, Mg, y Na que con los demás compuestos orgánicos (Tabla 1 P, S,
T). La cenichaza tuvo mayores contenidos de P y Ca que los sustratos preparados con la pulpa
y el lombricompuesto (Tabla 1 Q, U).
52
En el contenido de materia orgánica, nitrógeno, potasio, calcio y sodio se presentaron
diferencias significativas a favor de los sustratos preparados con el suelo de Naranjal mezclado
con los compuestos orgánicos, en comparación con el suelo de Gigante el cual presentó
valores mas altos en el pH (Tabla 1 V, W, X, Y, Z). En el contenido de fósforo, se observaron
diferencias significativas a favor del suelo Naranjal al compararlo con el suelo de Gigante
mezclados con la pulpa, el lombricompuesto y la gallinaza (Tabla 1 W, X, Z). Al comparar el
contenido de fósforo en los suelos mezclados con la cenichaza se observó un mayor contenido
en el sustrato preparado con el suelo de Gigante (Tabla 1 Y).
Los suelos a los cuales se les adicionó la mayor proporción de compuestos orgánicos,
presentaron los valores mas altos de materia orgánica, nitrógeno, fósforo, calcio y magnesio
que los suelos a los que se les adicionó el menor contenido (Tabla 1 AA, AB).
53
Tabla 1 Contrastes ortogonales de los diferentes sustratos sobre las características químicas
CONTRASTES Ph Materia
orgánica (%)
Nitrógeno
(%)
Fósforo
(ppm)
Potasio
(meq/100g)
Calcio
(meq/100g)
Magnesio
(meq/100g)
Sodio
(meq/100g)
A Testigo Suelo Naranjal
vs
Testigo Suelo Gigante
4.8
**
5.21
11.29
**
5.35
0.51
**
0.22
67
**
3.8
0.10
ns
0.24
0.58
**
2.62
0.18
**
0.82
0.124
**
0.040
B Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
5.78
**
4.8
14.78
**
11.29
0.78
**
0.51
174.65
**
67
11.74
**
0.10
10.12
**
0.58
5.0
**
0.18
0.173
**
0.124
C Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
6.88
**
4.8
11.25
ns
11.29
0.61
**
0.51
1240
**
67
10.57
**
0.10
16.95
**
0.58
8.26
**
0.18
0.497
**
0.124
D Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
6.1
**
4.8
11.96
ns
11.29
0.46
ns
0.51
550
**
67
1.4
ns
0.10
14.70
**
0.58
5.27
**
0.18
0.181
**
0.124
E Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
5.8
**
4.8
16.98
**
11.29
0.92
**
0.51
144.75
**
67
13
**
0.10
9.82
**
0.58
5.13
**
0.18
0.221
**
0.124
F Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
6.1
**
5.21
11.78
**
5.35
0.69
**
0.22
164.4
**
3.8
10.85
**
0.24
10.74
**
2.62
5.15
**
0.82
0.136
**
0.040
G Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
7.31
**
5.21
7.31
**
5.35
0.36
**
0.22
1151
**
3.8
8.14
**
0.24
8.91
**
2.62
7.03
**
0.82
0.537
**
0.040
H Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
6.9
**
5.21
9.35
**
5.35
0.33
**
0.22
657
**
3.8
1.9
*
0.24
15.12
**
2.62
5.58
**
0.82
0.147
**
0.040
I Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
6.2
**
5.21
11.9
**
5.35
0.71
**
0.22
93.05
**
3.8
11.35
**
0.24
10.82
**
2.62
4.95
**
0.82
0.1594
**
0.040
J Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Gallinaza (75:25)
5.78
**
6.8
14.78
**
11.25
0.78
**
0.61
174.65
**
1240
11.74
ns
10.57
10.12
**
16.95
5.0
**
8.26
0.173
**
0.497
K Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
5.78
**
6.1
14.78
**
11.96
0.78
**
0.46
174.65
**
550
11.74
**
1.4
10.12
**
14.70
5.0
ns
5.27
0.173
ns
0.181
L Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
5.78
ns
5.8
14.78
**
16.98
0.78
**
0.92
174.65
**
144.75
11.74
*
13
10.12
ns
9.82
5.0
ns
5.13
0.173
**
0.221
M Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
6.88
**
6.1
11.25
ns
11.96
0.61
**
0.46
1240
**
550
10.57
**
1.4
16.95
**
14.70
8.26
**
5.27
0.497
**
0.181
N Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
6.88
**
5.8
11.25
**
16.98
0.61
**
0.92
1240
**
144.75
10.57
**
13
16.95
**
9.82
8.26
**
5.13
0.497
**
0.221
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo.
54
Tabla 1 Continuación
CONTRASTES Ph Materia
orgánica (%)
Nitrógeno
(%)
Fósforo
(ppm)
Potasio
(meq/100g)
Calcio
(meq/100g)
Magnesio
(meq/100g)
Sodio
(meq/100g)
O Suelo Naranjal+Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
6.1
**
5.8
11.96
**
16.98
0.46
**
0.92
550
**
144.75
1.4
**
13
14.70
**
9.82
5.27
ns
5.13
0.181
**
0.221
P Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25)
6.1
**
7.31
11.78
**
7.31
0.69
**
0.36
164.4
**
1151
10.85
**
8.14
10.74
**
8.91
5.15
**
7.03
0.136
**
0.537
Q Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
6.1
**
6.9
11.78
**
9.35
0.69
**
0.33
164.4
**
657
10.85
**
1.9
10.74
**
15.12
5.15
**
5.58
0.136
ns
0.147
R Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
6.1
*
6.2
11.78
ns
11.9
0.69
**
0.71
164.4
**
93.05
10.85
ns
11.35
10.74
ns
10.82
5.15
ns
4.95
0.136
**
0.159
S Suelo Gigante+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
7.31
**
6.9
7.31
**
9.35
0.36
ns
0.33
1151
**
657
8.14
**
1.9
8.91
**
15.12
7.03
**
5.58
0.537
**
0.147
T Suelo Gigante +Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
7.31
**
6.2
7.31
**
11.9
0.36
**
0.71
1151
**
93.05
8.14
**
11.35
8.91
**
10.82
7.03
**
4.95
0.537
**
0.159
U Suelo Gigante + Cenichaza ( 75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
6.9
**
6.2
9.35
**
11.9
0.33
**
0.71
657
**
93.05
1.9
**
11.35
15.12
**
10.82
5.58
**
4.95
0.147
ns
0.159
V Suelo Naranjal+C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
6.0
**
6.5
14.10
**
10.46
0.70
**
0.54
425.54
ns
425.7
8.98
**
8.05
12.32
**
11.75
5.58
ns
5.48
0.235
**
0.203
W Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
5.78
**
6.12
14.78
**
11.78
0.78
**
0.69
174.65
**
164.4
11.74
ns
10.85
10.12
*
10.74
5.0
ns
5.15
0.173
**
0.136
X Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
6.88
**
7.31
11.25
**
7.31
0.61
**
0.36
1240
**
1151
10.57
**
8.14
16.95
**
8.91
8.26
**
7.03
0.497
**
0.537
Y Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
6.11
**
6.93
11.96
**
9.35
0.46
**
0.33
550
**
657
1.4
ns
1.9
14.70
ns
15.12
5.27
*
5.58
0.181
**
0.147
Z Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
5.82
**
6.2
16.98
**
11.9
0.92
**
0.71
144.75
**
93.05
13
**
11.35
9.82
**
10.82
5.13
ns
4.95
0.221
**
0.1595
AA Suelo Naranjal+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + C. orgánico (25:75)
5.8
**
6.2
12.65
**
16
0.59
**
0.85
409.95
**
446.33
6.0
**
12.89
8.94
**
16.83
3.94
**
7.77
0.235
ns
0.235
AB Suelo Gigante+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (25:75)
6.4
**
6.7
8.5
**
12.97
0.40
**
0.74
391.82
**
470.86
5.6
**
11.25
8.55
**
16.02
4.07
**
7.77
0.2085
*
0.196
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo.
55
5.3 DESARROLLO DE LAS PLANTAS EN LOS DIFERENTES SUSTRATOS
5.3.1 ANÁLISIS DE CORRELACIÓN:
En las variables de crecimiento evaluadas en café, los más altos valores de correlación se
obtuvieron al comparar los pesos frescos y los secos en los diferentes órganos de las plantas
(raíces, tallos y hojas), diámetro del tallo, altura de la planta, número de hojas y área foliar lo
que indica que todas las variables de crecimiento evaluadas permitieron medir el efecto de los
tratamientos (Anexo N).
5.3.2 VARIABLES DE CRECIMIENTO (CONTRASTES ORTOGONALES)
Las plantas testigo que se desarrollaron en el suelo de Naranjal presentaron valores más altos
en el peso de la raíz y en la parte aérea que las plantas testigo desarrolladas en el suelo de
Gigante (Tabla 2A, Figura 3).
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
Pes
o (g
)
Suelo Naranjal Testigo Suelo Gigante testigo
PSR PSA
Figura 3 Desarrollo de las plantas sembradas en los suelos evaluados
Al adicionar los compuestos orgánicos al suelo Naranjal se presentaron diferencias
significativas a favor del testigo en el PSR, mientras que las plantas que fueron sembradas en el
suelo Gigante con los compuestos orgánicos presentaron valores mas altos en el PSA que el
testigo. En el PSR en el suelo de Gigante y en el PSA en el suelo Naranjal no se observaron
56
diferencias significativas al compararlas con las plantas testigo (Tabla 2 B, C). Se observaron
diferencias significativas a favor de las variables de crecimiento de las plantas testigo que se
desarrollaron en el suelo Naranjal en relación con las plantas desarrolladas en el suelo
mezclado con la pulpa y el lombricompuesto (Tabla 2 D, G, Figura 4). No se observaron
diferencias significativas en las variables de crecimiento entre las plantas que se desarrollaron
en los sustratos con gallinaza al compararlas con las plantas testigo (Tabla 2 E, Figura 4).
0
1
2
3
4
5
6
7
8
Pes
o (g
)
Suelo Naranjal +Pulpa
Suelo Naranjal +Gallinaza
Suelo Naranjal +Cenichaza
Suelo Naranjal +Lombricompuesto
Suelo NaranjalTestigo
PSR PSA
Figura 4 Desarrollo de las plantas sembradas en el suelo Naranjal mezclado con los diferentes compuestos orgánicos.
El valor del peso fresco y seco de la parte aérea de las plantas sembradas en el suelo Gigante
mezclado con pulpa, y gallinaza, no presento diferencias significativas al compararlo con las
plantas testigo. El peso de la raíz fue más alto en las plantas testigo (Tabla 2 H, I, Figura 5).
Las plantas sembradas en el sustrato con lombricompuesto presentaron un mayor peso en la
parte aérea, comparadas con las plantas testigo. En el peso de la raíz no se observaron
diferencias significativas (Tabla 2 K, Figura 5).
Las plantas que se desarrollaron en los suelos de Naranjal y de Gigante mezclados con la
cenichaza presentaron diferencias significativas, con mayores valores en las variables de
crecimiento, al ser comparadas con las plantas que se sembraron en los otros sustratos y con
los testigos (Tabla 2 F, J, M, O, Q, Figura 4, Figura 5).
57
0
1
2
3
4
5
6
Pes
o (g
)
Suelo Gigante +Pulpa
Suelo Gigante +Gallinaza
Suelo Gigante +Cenichaza
Suelo Gigante +Lombricompuesto
Suelo Gigantetestigo
PSR PSA
Figura 5 Desarrollo de las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con los diferentes compuestos orgánicos
En los contrastes ortogonales se observaron diferencias significativas en las variables PFR,
PFA, PSR y PSA a favor de las plantas sembradas en los sustratos preparados con el suelo de
Naranjal y la gallinaza al compararlas con las plantas sembradas en los sustratos con este
mismo suelo mezclado con pulpa y lombricompuesto (Tabla 2 L, P). Al comparar el desarrollo
de las plantas en estos últimos sustratos (pulpa y lombricompuesto) no se observaron
diferencias estadísticamente significativas entre ellos (Tabla 2N). Las plantas sembradas en el
suelo de Gigante con lombricompuesto presentaron un mejor desarrollo que las plantas
sembradas en los sustratos preparados con gallinaza y pulpa de café (Tabla 2 T, V). Al
comparar las plantas sembradas en los sustratos con gallinaza y pulpa no se presentaron
diferencias significativas entre ellas (Tabla 2 R).
En la comparación de los suelos de Naranjal y de Gigante mezclados con los compuestos
orgánicos sólo se observaron diferencias significativas en el peso fresco de la raíz a favor del
suelo Naranjal (Tabla 2 X).
Los contrastes de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal con pulpa comparados con las
plantas sembradas en el suelo de Gigante con el mismo compuesto, no presentaron diferencias
significativas en las variables evaluadas (Tabla 2 Y). Se observó un mayor peso en las plantas de
58
café sembradas en el suelo Naranjal mezclado con la gallinaza y la cenichaza, que el peso de las
plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con los compuestos mencionados
anteriormente (Tabla 2 Z, AA). Las plantas sembradas en el suelo de Gigante con
lombricompuesto presentaron un mayor desarrollo que las plantas sembradas en el de Naranjal
(Tabla 2 AB).
Se presentó diferencias significativas en el peso fresco de la raíz de las plantas sembradas en el
suelo de Naranjal con la menor proporción de compuestos orgánicos (Tabla 2 AC). En el
suelo de Gigante se observaron diferencias significativas en los pesos frescos y secos de la raíz
y parte aérea a favor de la menor proporción de compuestos orgánicos (Tabla 2 AD).
59
Tabla 2 Contrastes ortogonales entre tratamientos en las variables pesos frescos y secos de las plantas sembradas.
CONTRASTES
(a) (c)
Peso fresco
raíces (g)
(a) (c)
Peso fresco parte
aérea (g)
(a) (b)
Peso seco
raíz (g)
(a) (c)
Peso seco parte
aérea (g)
A Testigo suelo Naranjal
vs
Testigo suelo Gigante
8.62
*
5.21
13.81
**
7.18
1.64
*
0.91
3.88
**
1.83
B Suelo Naranjal + C. orgánicos
vs
Testigo suelo Naranjal
6.67
**
8.62
14.24
ns
13.81
1.06
**
1.64
3.69
ns
3.88
C Suelo Gigante + C. orgánico
vs
Testigo suelo Gigante
5.45
ns
5.21
12.79
**
7.18
0.99
ns
0.91
3.35
**
1.83
D Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
3.5
**
8.62
7.79
**
13.81
0.5
**
1.64
1.81
**
3.88
E Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
7.19
ns
8.62
3.46
ns
13.81
1.20
ns
1.64
3.42
ns
3.88
F Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
13.13
**
8.62
27.38
**
13.81
2
ns
1.64
7.46
**
3.88
G Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
3.13
**
8.62
7.94
**
13.81
0.45
**
1.64
1.9
**
3.88
H Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
3.56
**
5.21
8.06
ns
7.18
0.59
*
0.91
2.05
ns
1.83
I Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.83
**
5.21
7.8
ns
7.18
0.59
*
0.91
1.94
ns
1.83
J Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
9.66
**
5.21
19.46
**
7.18
1.75
*
0.91
5.82
**
1.83
K Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
4.45
ns
5.21
11.85
*
7.18
0.84
ns
0.91
2.92
*
1.83
L Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Gallinaza (75:25)
3.5
**
7.19
7.79
**
13.46
0.5
**
1.20
1.81
**
3.42
M Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
3.5
**
13.13
7.79
**
27.38
0.5
**
2
1.81
**
7.46
a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. b) Contraste a partir de datos
transformados a log c) Contraste a partir de datos transformados a sqrt *, **: Significativo al nivel de probabilidad del
0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo.
60
Tabla 2 Continuación
CONTRASTES
(a) (c)
Peso fresco
raíces (g)
(a) (c)
Peso fresco parte
aérea (g)
(a) (b)
Peso seco
raíz (g)
(a) (c)
Peso seco parte
aérea (g)
N Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
3.5
ns
3.13
7.79
ns
7.94
0.5
ns
0.45
1.81
ns
1.9
O Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
7.19
**
13.13
13.46
**
27.38
1.20
**
2
3.42
**
7.46
P Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
7.19
**
3.13
13.46
**
7.94
1.20
**
0.45
3.42
**
1.9
Q Suelo Naranjal+Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
13.13
**
3.13
27.38
**
7.94
2
**
0.45
7.46
**
1.9
R Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25)
3.56
ns
2.83
8.06
ns
7.8
0.59
ns
0.59
2.05
ns
1.94
S Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
3.56
**
9.66
8.06
**
19.46
0.59
**
1.75
2.05
**
5.82
T Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
3.56
ns
4.45
8.06
**
11.85
0.59
**
0.84
2.05
**
2.92
U Suelo Gigante+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
2.83
**
9.66
7.8
**
19.46
0.59
**
1.75
1.94
**
5.82
V Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.83
*
4.45
7.8
*
11.85
0.59
*
0.84
1.94
*
2.92
W Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
9.66
**
4.45
19.46
**
11.85
1.75
**
0.84
5.82
**
2.92
X Suelo Naranjal+C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
6.67
**
5.45
14.24
ns
12.79
1
ns
0.99
3.69
ns
3.35
Y Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
3.50
ns
3.56
7.79
ns
8.06
0.5
ns
0.59
1.81
ns
2.02
Z Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
7.19
**
2.83
13.46
*
7.8
1.20
**
0.59
3.42
*
1.94
AA Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 2 5:75)
13.13
**
9.66
27.38
**
20.96
2
ns
1.75
7.49
**
5.82
Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. b) Contraste a partir de datos transformados a log c) Contraste a partir de datos transformados a sqrt *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo.
61
CONTRASTES
(a) (c)
Peso fresco
raíces (g)
(a) (c)
Peso fresco parte
aérea (g)
(a) (b)
Peso seco
raíz (g)
(a) (c)
Peso seco parte
aérea (g)
AB Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
3.13
**
4.45
7.94
*
11.85
0.45
**
0.84
1.9
**
2.92
AC Suelo Naranjal+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + C. orgánico (25:75)
7.59
*
5.44
15.10
ns
13.08
1.15
ns
0.83
3.88
ns
3.43
AD Suelo Gigante+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (25:75)
7.24
**
3.06
17.03
**
7.14
1.24
**
0.66
4.41
**
1.94
Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. b) Contraste a partir de datos transformados a log c)
Contraste a partir de datos transformados a sqrt *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente.
ns: no significativo.
Figura 6 Desarrollo de las plantas en los diferentes tratamientos.
Tratamiento 1
62
Tratamiento 2
Tratamiento 3
63
Tratamiento 5
Tratamiento 6
64
Tratamiento 7
Tratamiento 8
65
Tratamiento 9
Tratamiento 10
66
Tratamiento 11
Tratamiento 13
67
Tratamiento 14
Tratamiento 15
68
Tratamiento 16
Tratamiento 17
69
Tratamiento 18
Las plántulas que se sembraron en los sustratos preparados con gallinaza se marchitaron un día
después de sembradas presentando síntomas de quemazón en las raíces y parte aérea por
problemas de fitotoxicidad (Figura 7). Luego de dejar descomponiendo este sustrato por tres
meses, y de volver a realizar la siembra en el sustrato preparado con la menor proporción, se
observó un mejor desarrollo en las plantas.
Las plantas sembradas en los sustratos preparados con pulpa y lombricompuesto a partir del
tercer mes empezaron a mostrar síntomas de fitotoxicidad especialmente en los sustratos que
se les adicionó la mayor cantidad de esos compuestos orgánicos.
Los síntomas que se observaron fueron los mismos que reportó Cadena en (1979), mostrando
las hojas puntos anaranjados de forma más evidente por el haz. Cuando son numerosos estos
puntos se unen y forman lesiones irregulares de color anaranjado, las cuales son hendidas. Con
el tiempo el tejido se necrosa. Cuando las lesiones se concentran hacia las márgenes o el ápice
de las hojas, éstas se doblan hacia adentro, se necrosan y caen. Cuando los síntomas son
intensos en todo el follaje las plantas se mueren. (Figura 8)
70
Figura 7 Fitotoxicidad en plántulas de café causada por altas proporciones de gallinaza
Figura 8 Síntomas de fitotoxicidad en plantas de café causados por la deficiente descomposición de la pulpa y el lombricompuesto.
71
5.3.3 CONTENIDO DE MACRO Y MICRONUTRIMENTOS (PARTE AÉREA DE
LAS PLANTAS)
El contenido de fósforo, calcio, magnesio, hierro y boro en el tejido foliar de las plantas que
fueron sembradas en el suelo Naranjal comparadas con las plantas sembradas en el suelo de
Gigante, no presentaron diferencias significativas. En el contenido de nitrógeno y manganeso
se observaron diferencias a favor del suelo de Naranjal, y en el contenido de potasio estas
diferencias fueron a favor del suelo de Gigante (Tabla 3 A).
El nitrógeno, fósforo y potasio fueron más altos en las plantas sembradas en los suelos
mezclados con los compuestos orgánicos que las plantas testigo (suelo solo). Estas presentaron
un mayor contenido de manganeso (Tabla 3 B, C, D, E, F, G, H, I).
Los contenidos de hierro y boro, fueron más altos en las plantas sembradas en el suelo de
Naranjal con pulpa que las plantas testigo; mientras que el calcio fue más alto en el testigo
(Tabla 3 B). No se observaron diferencias significativas en el contenido de calcio, magnesio,
hierro y boro entre las plantas sembradas en los sustratos con gallinaza y las sembradas en el
suelo testigo (Tabla 3 C). En las plantas sembradas en los sustratos preparados con cenichaza
los niveles de calcio, hierro y magnesio, fueron más altos que el testigo a diferencia del boro
que fue más bajo (Tabla 3 D). En los contenidos de magnesio, hierro y boro no se presentaron
diferencias significativas entre las plantas sembradas en los sustratos con lombricompuesto y
las plantas testigo, en cambio el contenido de calcio fue más alto en estas últimas (Tabla 3 E).
Los contenidos de nitrógeno, fósforo y boro en la parte aérea de las plantas sembradas en el
suelo de Gigante mezclado con los compuestos orgánicos presentaron valores más altos que
las plantas testigo; en éstas el contenido de manganeso fue más alto (Tabla 3 F, G, H, I).
El contenido de calcio fue mayor en las plantas testigo que en las sembradas en el suelo con
pulpa, gallinaza y lombricompuesto (Tabla 3 F, G, I). En las plantas sembradas en los sustratos
con cenichaza no se observaron diferencias (Tabla 3 H). No se observaron diferencias
significativas en los contenidos de potasio, hierro y magnesio en las hojas de las plantas
sembradas en los sustratos preparados con pulpa, gallinaza y lombricompuesto comparados
con las plantas testigo (Tabla 3 F, G, I). El contenido de potasio en las plantas sembradas en
los sustratos con cenichaza, fue menor que en las plantas testigo. Entre estos no se presentaron
diferencias significativas en el contenido de hierro y boro (Tabla 3 H).
72
No se observaron diferencias significativas en el contenido de magnesio (tejido foliar) entre las
plantas sembradas en el suelo Naranjal con los distintos compuestos orgánicos (Tabla 3 J, K,
L, M, N, O). El contenido de nitrógeno fue mayor en las hojas de las plantas sembradas en los
sustratos preparados con pulpa y lombricompuesto (Tabla 3 L) que en las plantas sembradas
en los sustratos con gallinaza y cenichaza (Tabla 3 J, K, N, O). Las plantas sembradas en los
sustratos con pulpa, lombricompuesto y gallinaza, presentaron similares contenidos de potasio
(Tabla 3 J, L, N), el cual fue más alto que el de las plantas sembradas en los sustratos con
cenichaza (Tabla 3 K, M,O). Los valores de calcio fueron mayores en la parte aérea de las
plantas sembradas en los sustratos preparados con cenichaza (Tabla 3 K, M, O). Estos valores
fueron más bajos en los sustratos con pulpa y lombricompuesto (Tabla 3 J, L, N).
Las hojas de las plantas sembradas en los sustratos preparados con pulpa, presentaron los
valores más altos en el contenido de hierro y de boro que en los otros compuestos (Tabla 3 J,
K, L).
El contenido de manganeso fue similar en la parte aérea de las plantas sembradas en los
sustratos preparados con lombricompuesto, cenichaza y pulpa y menores en las plantas
sembradas en los sustratos preparados con gallinaza (Tabla 3 J, K, L, M, N, O).
Las plantas sembradas en los sustratos preparados con pulpa, gallinaza y lombricompuesto en
el suelo de Gigante, presentaron los más altos valores en el contenido de nitrógeno, potasio,
manganeso y boro que las plantas sembradas en los sustratos preparados con cenichaza (Tabla
3 Q, S, U). En el contenido de fósforo los mayores valores se observaron en las plantas
sembradas en los sustratos con cenichaza, pulpa y lombricompuesto comparados con los
obtenidos con gallinaza (Tabla 3 P, S, T). El calcio y el magnesio tuvieron valores mas altos en
la parte aérea de las plantas sembradas en los sustratos con la cenichaza, que en las plantas
sembradas en los otros sustratos (Tabla 3 Q, S, U). El contenido de hierro en el tejido foliar de
las plantas sembradas en los diferentes sustratos no presentó diferencias significativas (Tabla 3
P, Q, R, S, T, U).
El contenido de nitrógeno y potasio fue mayor en las plantas sembradas en el suelo Naranjal
mezclado con los compuestos orgánicos que en las plantas sembradas en el suelo de Gigante.
En el contenido de magnesio no se observaron diferencias significativas (Tabla 3 V, X, Y, Z,
AA). En el contenido de fósforo y boro las plantas sembradas en el suelo de Gigante con
73
cenichaza tuvieron valores más altos que las sembradas en el suelo de Naranjal (Tabla 3 Z). Las
plantas sembradas en los dos suelos con lombricompuesto, no presentaron diferencias
significativas entre ellas en los contenidos de calcio, hierro, manganeso y boro (Tabla 3 AA).
Tabla 3 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable Contenido de macro y micronutrimentos en el tejido foliar de la planta de café
CONTRASTES Nitrógeno
(%)
Fósforo
(%)
Potasio
(%)
Calcio
(%)
Magnesio
(%)
Hierro
(ppm)
Manganeso
(ppm)
Boro
(ppm)
A Testigo Suelo Naranjal
vs
Testigo Suelo Gigante
2.29
**
1.67
0.11
ns
0.11
1.19
**
2.4
0.48
ns
0.55
0.22
ns
0.18
70.6
ns
85.5
374.2
**
236.8
26.6
ns
23.3
B Suelo Naranjal + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
3.22
**
2.29
0.19
**
0.115
3.53
**
1.19
0.27
**
0.48
0.08
ns
0.22
175.5
**
70.6
77.6
**
374.2
40.3
**
26.6
C Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.79
**
2.29
0.18
**
0.11
3.72
**
1.19
0.46
ns
0.48
0.14
ns
0.22
69.6
ns
70.6
58.55
**
374.2
24
ns
26.6
D Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.47
ns
2.29
0.17
**
0.11
1.84
**
1.19
0.96
**
0.48
0.29
ns
0.22
119
*
70.6
92.05
**
374.2
16
**
26.6
E Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
3.03
**
2.29
0.19
**
0.11
3.36
**
1.19
0.17
**
0.48
0.08
ns
0.22
92.29
ns
70.6
96.8
**
374.2
31.32
ns
26.6
F Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.50
**
1.67
0.20
**
0.11
2.36
ns
2.40
0.16
**
0.55
0.08
ns
0.18
108.56
ns
85.5
108.3
**
236.8
29.22
*
23.3
G Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.71
**
1.67
0.17
**
0.11
2.89
ns
2.40
0.20
**
0.55
0.16
ns
0.18
76.8
ns
85.5
78
**
236.8
30.9
**
23.3
H Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.01
*
1.67
0.21
**
0.11
1.21
**
2.40
0.66
ns
0.55
0.51
*
0.18
117.1
ns
85.5
51.5
**
236.8
23.35
ns
23.3
I Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.55
**
1.67
0.20
**
0.11
2.77
ns
2.40
0.21
**
0.55
0.09
ns
0.18
89.8
ns
85.5
85.55
**
236.8
29.2
*
23.3
J Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Gallinaza (75:25)
3.22
**
2.79
0.19
ns
0.18
3.53
ns
3.72
0.27
**
0.46
0.09
ns
0.14
175.5
**
69.66
77.6
ns
58.55
40.35
**
24
K Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
3.22
**
2.47
0.19
ns
0.17
3.53
**
1.84
0.27
**
0.96
0.09
ns
0.29
175.5
**
119
77.6
ns
92.05
40.35
**
16
L Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
3.22
ns
3.03
0.19
ns
0.19
3.53
ns
3.36
0.27
ns
0.17
0.09
ns
0.08
175.5
**
92.29
77.6
ns
96.8
40.35
**
31.32
Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste..*, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01,
respectivamente. ns: no significativo.
74
Tabla 3 Continuación
CONTRASTES Nitrógeno
(%)
Fósforo
(%)
Potasio
(%)
Calcio
(%)
Magnesio
(%)
Hierro
(ppm)
Manganeso
(ppm)
Boro
(ppm)
M Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
2.79
*
2.47
0.18
ns
0.17
3.72
**
1.84
0.46
**
0.96
0.14
ns
0.29
69.66
*
119
58.55
*
92.05
24
**
16
N Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.79
ns
3.03
0.18
ns
0.19
3.72
ns
3.36
0.46
**
0.17
0.14
ns
0.08
69.66
ns
92.29
58.55
*
96.8
24
**
31.32
O Suelo Naranjal+Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.47
**
3.03
0.17
ns
0.19
1.84
**
3.36
0.96
**
0.17
0.29
ns
0.08
119
ns
92.29
92.05
ns
96.8
16
**
31.32
P Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25)
2.50
ns
2.71
0.20
ns
0.17
2.36
*
2.89
0.16
ns
0.20
0.08
ns
0.16
108.5
ns
76.8
108.3
ns
78
29.22
ns
30.9
Q Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
2.50
**
2.01
0.20
ns
0.215
2.36
*
1.21
0.16
**
0.66
0.08
**
0.51
108.5
ns
117.1
108.3
**
51.5
29.2
*
23.35
R Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.50
ns
2.55
0.20
ns
0.20
2.36
ns
2.77
0.16
ns
0.21
0.08
ns
0.09
108.5
ns
89.89
108.3
ns
85.5
29.2
ns
29.2
S Suelo Gigante+Gallinaza ( 75:25 )
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
2.71
**
2.01
0.17
**
0.215
2.89
**
1.21
0.20
**
0.66
0.16
*
0.51
76.8
ns
117.1
78
ns
51.5
30.9
**
23.35
T Suelo Gigante +Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.71
ns
2.55
0.17
*
0.20
2.89
ns
2.77
0.20
ns
0.21
0.16
ns
0.09
76.8
ns
89.8
78
ns
85.5
30.9
ns
29.2
U Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.01
**
2.55
0.215
ns
0.20
1.21
**
2.77
0.66
**
0.21
0.51
**
0.09
117.1
ns
89.8
51.5
**
85.5
23.35
**
29.2
V Suelo Naranjal+C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
2.89
ns
2.44
0.18
0.20
3.02
**
2.20
0.46
**
0.35
0.15
ns
0.24
120.47
**
99.89
84.49
**
76.73
28.47
ns
27.53
X Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
3.22
**
2.50
0.19
ns
0.20
3.53
**
2.36
0.27
ns
0.16
0.09
ns
0.08
175.55
**
108.56
77.6
*
108.3
40.35
**
29.22
Y Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
2.79
ns
2.71
0.18
ns
0.17
3.72
**
2.89
0.46
**
0.20
0.14
ns
0.16
69.66
ns
76.8
58.55
ns
78
24
*
30.9
Z Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
2.47
**
2.01
0.17
**
0.215
1.84
**
1.21
0.96
**
0.66
0.29
ns
0.51
119
ns
117.1
92.05
**
51.5
16
**
23.35
AA Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
3.03
**
2.55
0.19
ns
0.20
3.36
**
2.77
0.17
ns
0.21
0.08
ns
0.09
92.29
ns
89.89
96.8
ns
85.55
31.32
ns
29.2
Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste..*, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01,
respectivamente. ns: no significativo
75
5.4 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DEL SUSTRATO
5.4.1 EVALUACIÓN AL INICIO DEL EXPERIMENTO (CONTRASTES
ORTOGONALES)
El suelo de Gigante presentó un valor más alto con diferencias estadísticas significativas en las
UFC de hongos, que el suelo de Naranjal, mientras que en el número de bacterias no se
presentaron diferencias significativas (Tabla 4 A).
En el suelo de Naranjal se obtuvieron 4.300.000 UFC de bacterias/g sustrato y 25.400 UFC de
hongos/g de sustrato. Este valor en el suelo de Gigante fue de 3.720.000 UFC de bacterias/g
sustrato y 56.000 UFC de hongos/g sustrato.
Suelo Naranjal Suelo Gigante0
1
2
3
4
5
BA
CT
ER
IAS
(10
6 )
0
1
2
3
4
5
6
HO
NG
OS (10
4)
Bacterias (UFC/ g sustrato) Hongos (UFC/ g sustrato)
*
Figura 9 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes en los suelos evaluados (inicio experimento).
Al adicionar los compuestos orgánicos a los suelos de Naranjal y Gigante, se observaron
aumentos en el número de bacterias y de hongos, con valores más altos que los testigos (Tabla
4 B, C, D, E, F, G, H, I, J, K, Figura 10, Figura 11).
76
SN+PulpaSN+Gallinaza
SN+CenichazaSN+Lombricompuesto
SN Testigo0
20
40
60
80
100
120
140
160
Bact
eria
s (1
06 )
0
50
100
150
200
250
300
Hongos (10
3)
Bacterias (inicio) Hongo (inicio)
Figura 10 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes en el suelo de Naranjal mezclado con los diferentes compuestos orgánicos (Inicio del experimento)
SG + PulpaSG + Gallinaza
SG + CenichazaSG + Lombricompuesto
SG Testigo0
50
100
150
200
Bac
teri
as (1
06 )
0
100
200
300
400
500
600
700
Hongos (10
3)
Bacterias (inicio) Hongo (inicio)
Figura 11 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes en el suelo de Gigante mezclado con los diferentes compuestos orgánicos (Inicio del experimento)
77
Los sustratos preparados con la cenichaza presentaron valores más altos en el número de
microorganismos que los sustratos preparados con los otros compuestos orgánicos (Tabla 4
N, P, R, T, V, X, Figura 10, Figura 11).
Se observaron diferencias significativas en las unidades formadoras de colonias de hongos y
bacterias a favor del suelo de Naranjal mezclado con lombricompuesto y gallinaza al
compararlo con este mismo suelo mezclado con pulpa (Tabla 4 M, O, Q). En las UFC de
hongos también se observaron diferencias a favor del suelo mezclado con la gallinaza al
compararlo con el suelo mezclado con lombricompuesto (Tabla 4 Q).
El suelo de Gigante con lombricompuesto presentó diferencias significativas en el número de
hongos y bacterias comparados con la pulpa y la gallinaza (Tabla 4 U, W). Este suelo mezclado
con gallinaza presentó un número de colonias de bacterias más alto que cuando se mezcló con
pulpa (Tabla 4 S).
Al comparar el número de microorganismos en el suelo de Naranjal y suelo de Gigante
mezclados con los compuestos orgánicos, se encontró que hubo diferencias significativas a
favor del suelo de Gigante (Tabla 4 Y). No se observaron diferencias significativas en el
número de hongos y bacterias al comparar los dos suelos mezclados con la gallinaza (Tabla 4
AA), resultado que también se observó sólo en el número de bacterias presentes en los suelos
mezclados con pulpa (Tabla 4 Z). También fue evidente un mayor número de bacterias y de
hongos en el suelo de Gigante mezclado con la cenichaza y el lombricompuesto que en el suelo
de Naranjal (Tabla 4 AB, AC).
La comparación de las dos proporciones en el mismo suelo presentó diferencias significativas a
favor de la que tuvo mayor cantidad de compuesto orgánico. Esto indica que a medida que se
agrega material orgánico a los suelos, se aumenta el número de microorganismos en éstos
(Tabla 4 AD, AE).
78
Tabla 4 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable UFC de hongos y bacterias presentes en los sustratos (inicio del experimento)
CONTRASTES (a) (b)
BACTERIAS (UFC/g)
(a) (b)
HONGOS (UFC/g)
A Testigo Suelo Naranjal
vs
Testigo Suelo Gigante
4.3 X 106
ns
3.72 X 106
2.54 X 104
**
5.60 X 104
B Suelo Naranjal + C .orgánico
vs
Testigo Suelo Naranjal
5 x 107
**
4.3 X 106
1.73 x 105
**
2.54 X 104
C Suelo Gigante + C. orgánico
vs
Testigo suelo Gigante
7 x 107
**
3.72 X 106
3.67 x 105
**
5.60 X 104
D Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
6.0 X 106
*
4.3 X 106
1.14 X 105
**
2.54 X 104
E Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
1.214 X 107
**
4.3 x 106
2.38 X 105
**
2.54 X 104
F Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
1.51 X 108
**
4.3 X 106
2.72 X 105
**
2.54 X 104
G Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
1.46 X 107
**
4.3 X 106
1.22 X 105
**
2.54 X 104
H Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
7.66 X 106
*
3.72 X 106
1.62 X 105
**
5.60 X 104
I Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
1.596X 107
*
3.72 X 106
1.8 X 105
**
5.60 X 104
J Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
1.62 X 108
**
3.72 X 106
6.77 X 105
**
5.60 X 104
K Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
6.81 X 107
**
3.72 X 106
3.55 X 105
**
5.60 X 104
M Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Gallinaza (75:25)
6.0 X 106
**
1.214 X 107
1.14 X 105
**
2.38 X 105
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. (b) Contrastes a partir de datos transformados a log *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo
79
Tabla 4 Continuación
CONTRASTES (a) (b)
BACTERIAS (UFC/g)
(a) (b)
HONGOS (UFC/g)
N Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
6.0 X 106
**
1.51 X 108
1.14 X 105
**
2.72 X 105
O Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
6.0 X 106
**
1.46 X 107
1.14 X 105
ns
1.22 X 105
P Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
1.214 X 107
**
1.51 X 108
2.38 X 105
*
2.72 X 105
Q Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
1.214 X 107
ns
1.46 X 107
2.38 X 105
**
1.22 X 105
R Suelo Naranjal+Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
1.51 X 108
**
1.46 X 107
2.72 X 105
**
1.22 X 105
S Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25)
7.66 X 106
**
1.596 X 107
1.62 X 105
ns
1.8 X 105
T Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
7.66 X 106
**
1.62 X 107
1.62 X 105
**
6.77 X 105
U Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
7.66 X 106
**
6.81 X 107
1.62 X 105
**
3.55 X 105
V Suelo Gigante+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
1.596 X 107
**
1.62 X 108
1.8 X 105
**
6.77 X 105
W Suelo Gigante +Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
1.596 X 107
**
6.81 X 107
1.8 X 105
**
3.55 X 105
X Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
1.62 X 108
**
6.81 X 107
6.77 X 105
*
3.55 X 105
Y Suelo Naranjal+C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
5 X 107
**
7 X 107
1.73 X 105
**
3.67 X 105
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. (b)Contrastes a partir de datos transformados a log *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo
80
Tabla 4 Continuación
CONTRASTES (a) (b)
BACTERIAS (UFC/g)
(a) (b)
HONGOS (UFC/g)
Z Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
6.0 X 106
ns
7.66 X 106
1.14 X 105
**
1.62 X 105
AA Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
1.214 X 107
ns
1.596 X 107
2.38 X 105
ns
1.8 X 105
AB Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
1.51 X 108
**
1.62 X 108
2.72 X 105
**
6.77 X 105
AC Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
1.46 X 107
**
6.81 X 107
1.22 X 105
*
3.55 X 105
AD Suelo Naranjal+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + C. orgánico (25:75)
1.84 X 107
**
9.43 X 107
1.68 X 105
**
1.94 X 105
AE Suelo Gigante+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (25:75)
5.40 X 107
**
9.18 X 107
4.38 X 105
**
2.71 X 105
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. (b) Contrastes a partir de datos transformados a log *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo
5.4.2 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE LA RIZOSFERA A LOS SEIS MESES.
(CONTRASTES ORTOGONALES)
No se presentaron diferencias significativas en el número de hongos y bacterias presentes en la
rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal y de Gigante a los 6 meses. Este
número de microorganismos fue ligeramente más alto en el testigo de Naranjal (Tabla 5 A,
Figura 12).
81
Suelo Naranjal Suelo Gigante0
5
10
15
20
BA
CT
ER
IAS
(106 )
0
2
4
6
8
10
12
HO
NG
OS (10
4)
Bacterias (UFC/ g sustrato) Hongos (UFC/ g sustrato)
Figura 12 Colonias de hongos y bacterias (UFC/g sustrato) presentes en la rizosfera de las plantas sembradas en los dos suelos evaluados (final del experimento)
Las plantas sembradas en los sustratos preparados con los compuestos orgánicos registraron
en la rizosfera un mayor número de microorganismos que en los testigos (Tabla 5 B, C).
La rizosfera de las plantas que se sembraron en los sustratos preparados con cenichaza tanto
en el suelo de Naranjal como en el suelo de Gigante, presentaron los valores más altos en las
UFC de bacterias y hongos cuando se compararon con el número de microorganismos en la
rizosfera de los demás sustratos (Tabla 5 M, O, Q, S, U W, Figura 13, Figura 14).
En el contraste del número de microorganismos presentes en la rizosfera de las plantas
sembradas en el suelo de Naranjal mezclado con pulpa comparado con la rizosfera de las
plantas sembradas en el suelo mezclado con gallinaza y con lombricompuesto, no se
observaron diferencias significativas (Tabla 5 L, N). El número de microorganismos presentes
en los sustratos preparados con gallinaza y lombricompuesto fue mayor en hongos con el
lombricompuesto y más alto en bacterias en el sustrato preparado con gallinaza (Tabla 5 P).
También se observaron diferencias significativas a favor del número de colonias de hongos de
la rizosfera en las plantas sembradas en el suelo mezclado con cenichaza y con
lombricompuesto al compararlo con el testigo (Tabla 5 F, G, Figura 13). El número de
colonias de bacterias fue mayor en la rizosfera de las plantas sembradas en los sustratos
preparados con gallinaza y cenichaza que en el testigo (Tabla 5 E, F, Figura 13).
82
SN + PulpaSN + Gallinaza
SN + CenichazaSN + Lombricompuesto
SN Testigo0
10
20
30
40
50
60
70
Bac
teria
s (1
06 )
0
100
200
300
400
500
Hongos (10
3)
Bacterias (final) Hongo (final)
Figura 13 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes en la rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal mezclado con los diferentes compuestos orgánicos (Final del experimento)
En la rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con
lombricompuesto se observó un mayor número de colonias de hongos que en la rizosfera de
las plantas sembradas en los sustratos preparados con gallinaza y pulpa (Tabla 5 T, V). En los
sustratos preparados con pulpa, lombricompuesto y gallinaza no se observaron diferencias
significativas entre ellos en el número de bacterias presentes en la rizosfera (Tabla 5 R, T ,V).
El número de bacterias presentes en la rizosfera de las plantas sembradas en los sustratos
preparados con lombricompuesto, gallinaza y cenichaza fue más alto que en las plantas
sembradas en el testigo (Tabla 5 I, J, K, Figura 14). En los sustratos preparados con pulpa no
mostraron diferencias significativas con los testigos en el número de bacterias (Tabla 5 H,
Figura 14). Fueron detectadas diferencias significativas en el número de colonias de hongos a
favor de las plantas sembradas con los compuestos orgánicos comparadas con las plantas
testigo en el suelo de Gigante (Tabla 5 H. I. J. K, Figura 14).
83
SG + PulpaSG + Gallinaza
SG + CenichazaSG + Lombricompuesto
SG Testigo0
10
20
30
40
50B
acte
rias (
106 )
0
50
100
150
200
250
300
Hongos (10
3)
Bacterias (final) Hongo (final)
Figura 14 Unidades Formadoras de Colonias de bacterias y hongos (UFC/g sustrato) presentes en la rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con los diferentes compuestos orgánicos (Final del experimento)
Hubo diferencias significativas en el número de microorganismos presentes en la rizosfera a
favor del suelo de Naranjal comparado con el suelo de Gigante, cuando estos fueron
mezclados con los compuestos orgánicos (Tabla 5 X).
Los contrastes en el número de hongos y bacterias en la rizosfera de las plantas sembradas en
el suelo de Naranjal mezclados con pulpa, gallinaza y lombricompuesto comparados con el
suelo de Gigante, no mostraron diferencias significativas, a excepción del número de bacterias
que fue más alto en el suelo de Naranjal mezclado con pulpa (Tabla 5 Y, Z, AB). Al comparar
el número de microorganismos en los suelos mezclados con cenichaza, se encontraron
diferencias a favor del suelo Naranjal (Tabla 5 AA).
Al comparar las proporciones del compuestos orgánico en el suelo Naranjal se detectaron
diferencias significativas a favor de la mayor proporción; efecto que no se observó en el suelo
de Gigante en el cual no se determinaron diferencias entre las proporciones (Tabla 5 AC, AD).
El número de microorganismos en la rizosfera aumentó al final del experimento en los testigos
y en el suelo de Naranjal mezclado con pulpa. En este suelo aumentó el número de hongos en
plantas sembradas con el lombricompuesto. El número de bacterias aumentó en el suelo de
Naranjal mezclado con gallinaza y lombricompuesto, y en el suelo de Gigante mezclado con
pulpa y gallinaza.
84
Los sustratos preparados con el suelo de Naranjal y de Gigante mezclados con cenichaza, y
con suelo de Gigante mezclado con lombricompuesto presentaron una disminución de los
microorganismos en la rizosfera de las plantas al final del experimento.
Tabla 5 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable UFC de hongos y bacterias presentes en la rizosfera (final del experimento)
CONTRASTES (a) (b)
BACTERIA (UFC/g))
(a) (b)
HONGOS (UFC/g))
A Testigo Suelo Naranjal
vs
Testigo Suelo Gigante
1.84 x 10 7
ns
1.28 x 107
1 x 10 5
ns
8.8 x 104
B Suelo Naranjal + C .orgánico
vs
Testigo Suelo Naranjal
3.74 X 107
**
1.84 x 10 7
2.54 x 105
**
1 x 10 5
C Suelo Gigante + C. orgánico
vs
Testigo suelo Gigante
2.8 X 107
**
1.28 x 107
2 x 105
**
8.8 x 104
D Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
3.03 x 10 7
ns
1.84 x 107
1.67 x 10 5
ns
1 x 105
E Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
3.9 x 10 7
*
1.84 x 10 7
1.16 x 10 5
ns
1 x 10 5
F Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
5.94 x 10 7
**
1.84 x 10 7
4.7 x 10 5
**
1 x 10 5
G Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.17 x 10 7
ns
1.84 x 10 7
1.94 x 10 5
*
1 x 10 5
H Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
1.85 x 107
ns
1.28 x 107
1.43 x 105
*
8.8 x 104
I Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.82 x 10 7
*
1.28 x 107
1.34 x 10 5
*
8.8 x 104
J Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
4.3 x 10 7
**
1.28 x 107
2.52 x 10 5
**
8.8 x 104
K Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
2.25 x 10 7
*
1.28 x 107
2.39 x 10 5
**
8.8 x 104
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. (b) Contraste a partir de los datos transformados a log *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01,
respectivamente. ns: no significativo
85
Tabla 5 Continuación
CONTRASTES
(a) (b)
BACTERIA (UFC/g))
(a) (b)
HONGOS (UFC/g))
L Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Gallinaza (75:25)
3.03 x 10 7
ns
3.9 x 107
1.67 x 10 5
ns
1.16 x 105
M Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
3.03 x 10 7
**
5.94 x 107
1.67 x 10 5
**
4.7 x 105
N Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
Vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
3.03 x 10 7
ns
2.17 x 107
1.67 x 10 5
ns
1.94 x 105
O Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
Vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
3.9 x 107
*
5.94 x 107
1.16 x 10 5
**
4.7 x 105
P Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
3.9 x 10 7
**
2.17 x 107
1.16 x 10 5
*
1.94 x 105
Q Suelo Naranjal+Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
5.94 x 107
**
2.17 x 107
4.7 x 105
**
1.94 x 105
R Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25)
1.85 x 10 7
ns
2.82 x 107
1.43 x 10 5
ns
1.34 x 105
S Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
1.85 x 10 7
**
4.3 x 107
1.43 x 10 5
*
2.52 x 105
T Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
1.85 x 10 7
ns
2.25 x 107
1.43 x 10 5
*
2.39 x 105
U Suelo Gigante+Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
2.82 x 10 7
ns
4.3 x 107
1.34 x 10 5
*
2.52 x 105
V Suelo Gigante +Gallinaza (75:25 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.82 x 10 7
ns
2.25 x 107
1.34 x 10 5
*
2.39 x 105
W Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75 )
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
4.3 x 107
*
2.25 x 107
2.52 x 105
ns
2.39 x 105
X Suelo Naranjal+C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
3.74 x 10 7
**
2.80 x 107
2.54 x 10 5
ns
2 x 105
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. (b) Contraste a partir de los datos transformados a log *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01,
respectivamente. ns: no significativo
86
Tabla 5 Continuación
CONTRASTES
(a) (b)
BACTERIA (UFC/g))
(a) (b)
HONGOS (UFC/g))
Y Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
3.03 x 10 7
*
1.85 x 107
1.67 x 10 5
ns
1.43 x 105
Z Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
3.9 x 10 7
ns
2.82 x 10 7
1.16 x 10 5
ns
1.34 x 10 5
AA Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
5.94 x 10 7
*
4.3 x 10 7
4.7 x 10 5
*
2.52 x 10 5
AB Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
2.17 x 10 7
ns
2.25 x 10 7
1.94 x 10 5
ns
2.39 x 10 5
AC Suelo Naranjal+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Naranjal + C. orgánico (25:75)
2.8 x 10 7
**
4.99 x 107
1.59 x 10 5
**
3.8 x 105
AD Suelo Gigante+ C. orgánico (75:25 )
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (25:75)
2.33 x 10 7
ns
3.42 x 107
1.08 x 10 5
ns
2.26 x 105
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste.. (b) Contraste a partir de los datos transformados a log *, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01,
respectivamente. ns: no significativo
5.4.3 IDENTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS
En la Tabla 6 se observa los microorganismos identificados al inicio del experimento,
encontrando en el suelo de Naranjal, bacterias del género Xanthomonas y Salmonella, Serratia
marcescens y Pantoea agglomerans. En hongos se determinaron 3 especies del género Penicillium, una
de Aspergillus y una de Trichoderma. En el suelo de Gigante se identificaron dos especies del
género Pseudomonas: Pseudomonas putida y Pseudomonas fluorescens, Enterobacter cloacae y Acinetobacter
Iwoffi. Entre el grupo de hongos se identificó una especie de Penicillium, una de Aspergillus, una
de Fusarium, una de Paecilomyces y una de Mucor.
Al mezclar los suelos con los compuestos orgánicos se observaron nuevos microorganismos
situación que ocurrió en el suelo de Gigante mezclado con pulpa donde se encontraron
bacterias como Providencia rettgeri, Flavimonas oryzihabitans, Pseudomonas stutzeri, Stenotrophomonas
maltophilia y Serratia marcescens. En el suelo de Naranjal mezclado con pulpa Stenotrophomonas
maltophilia, Enterobacter cloacae y Pseudomonas putida, y en los suelos con gallinaza Salmonella spp. Al
adicionar cenichaza se observaron nuevas bacterias como Flavobacterium odoratum, Pseudomonas
87
stutzeri, Serratia marcescens y Stenotrophomona maltophilia, Flavimonas orizihabitans y Acinetobacter
Iwoffi.. En los suelos con lombricompuesto Serratia marcescens , Flavimonas oryzihabitans,
Acinetobacter Iwoffi, Stenotrophomonas maltophilia, Pseudomonas stutzeri, Xanthomonas spp.
Figura 15 Colonias de bacterias (Medio MacConkey)
Medio YDC. De izquierda a derecha: Caja 1; (-) Caja 2(+),se observaron colonias de color amarillo fuerte
Medio King B. De izquierda a derecha; Caja 1 (+) se observó fluorescencia, Caja 2(-)
Figura 16 Medios selectivos para bacterias
En los hongos se destacan algunos por ser específicos de los compuestos orgánicos como son
algunas especies del género Aspergillus y Penicillium. En la cenichaza se destaca, Peyronellae spp. y
en la pulpa, el lombricompuesto y gallinaza Cylindrocarpon spp.. También se observó la presencia
específica de hongos de acuerdo al suelo utilizado en la mezcla (Tabla 6, Figura 17, Figura 18).
88
Al final del experimento (Tabla 7) en la rizosfera esta población varió, predominando especies
de bacterias del género Pseudomas y Enterobacter, las cuales se caracterizan por ser estimuladoras
del crecimiento vegetal. Como especies nuevas de bacterias se encontraron Burkholderia cepacia,
Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter aerogenes, Enterobacter sakazakii y
Agrobacterium tumefaciens. Además se observó que algunas bacterias se encontraron de nuevo en
la rizosfera como fueron Stenotrohomonas maltophilia, Pseudomonas putida, Pseudomonas fluorescens, y
Enterobacter cloacae.
En los hongos se observó de nuevo la presencia de algunos que fueron aislados al inicio del
experimento en los sustratos como son Peyronellae en los sustratos preparados con cenichaza,
Cylindrocarpon en pulpa, lombricompuesto y gallinaza y Paecilomyces en el suelo Gigante. Además
se observó la presencia de Penicillium, Aspergillus y Trichoderma en la mayoría de los sustratos
evaluados.
Hongos desarrollados en el medio PDA provenientes de los tratamientos evaluados
De izquierda a derecha arriba: Caja 1(a): al inicio; tto 2, 7, 8 y 17. Al final; tto 1 y 7. Caja 2: al inicio; tto 8 y 15. Al final; tto 2 y 17. Caja 3: al inicio; tto 5 y 6. De izquierda a derecha abajo: Caja 1: al inicio; tto 15 y 17. Caja 2: al inicio; tto 7, 8, 9, 15 y 16. Al final; tto 7, 8, 9, 10 y 15. Caja 3:al inicio; tto 10 y 14. Al final; tto 10.
De izquierda a derecha arriba: Caja 1(b): al inicio; tto 9, 13 y 15. Al final; tto 13 y 15. Caja 2: al inicio; tto 5, 6 y 13. De izquierda a derecha abajo: Caja 1: al inicio; tto 8, 13, 17 y 18. Al final; 17 y 18. Caja 2: al inicio; tto 3, 5, 7, 10 y 13. Al final; tto 3 y 11. Caja 3: al inicio; tto 2 y 6. Al final; tto16.
89
Al inicio: tto 5, 6 y 13. Al final: tto 1, 5, 6, 13 y 14. Al final: Tratamiento 9.
Conidióforo perteneciente a la colonia de
la Caja 1(a) (40X)
Conidióforo y conidias perteneciente a la
colonia de la Caja 1(b) (40X)
Figura 17 Aislamientos de Penicillium obtenidos a partir de diferentes tratamientos.
90
De izquierda a derecha arriba: Caja 1: al inicio; tto3. Caja 2: al inicio, tto3. Caja 3(a): al inicio; tto 5, 6, 13 y 14. Al final: tto 5 y 13. De izquierda a derecha abajo: Caja 1 (b): al inicio; tto 8, 13, 16. Al final: tto 7. Caja 2: al inicio, tto 17. Caja 3 (c): al inicio: tto 15 y tto 18. Caja 4 (d): al inicio; tto 11 y 15. Al final; tto 11 y 15.
De izquierda a derecha arriba: Caja 1: al inicio; tto 11. Caja2(e): al inicio; tto 11. Al final; tto 11. Caja 3 (f): al inicio; tto11. De izquierda a derecha abajo: Caja 1: al inicio; tto 5, 6, 13. Caja 2: al inicio; tto 11. Al final; tto 3 y 11. Caja 3: al inicio; tto 13. Caja 4 (g): al inicio; tto 1, 6, 7 y 17. Al final; 1, 2 y 8.
Conidióforo y conidias de la colonia perteneciente a la Caja 3 (a): (40X).
Conidióforo y conidias de la colonia perteneciente a la Caja 1 (b) (40 X)
Figura 18 Aislamientos de Aspergillus obtenidos a partir de diferentes tratamientos.
91
Conidióforo y conidias pertenecientes a la
Caja 3 (c) (40X)
Conidióforo y conidias pertenecientes a la
Caja 4 (d) (40 X)
Conidióforo y conidias pertenecientes a la
Caja 2 (e) (40 X)
Conidióforo y conidias pertenecientes a la
Caja 3 (f) (40 X) Figura 11. Continuación
92
Conidióforo y conidias pertenecientes a la Caja 4 (g) (40 X)
Cepa de Aspergillus encontrada en los tratamientos 14, 15 y 16 al inicio del experimento.
Conidióforo y conidias (40X)
Figura 11. Continuación
Cepa de Aspergillus encontrada en el tratamiento 8 al inicio del experimento y en los tratamientos 8, 15 y 16 al final del experimento
93
Cepa de Aspergillus encontrada en el tratamiento 9 al final del experimento.
Figura 11. Continuación
De izquierda a derecha arriba: Caja 1: al final; tto 9. Caja 2: al final, tto 1 y 9. De izquierda a derecha abajo: Caja 1: al inicio; tto 18. Al final: tto 18. Caja 2: al final: tto 3. Caja 3: al inicio: tto 1, 3, 5, 6 y 11 al final: tto 3 y 11.
Conidióforo con conidias. (40X).
Figura 19 Aislamientos de Fusarium obtenidos a partir de diferentes tratamientos.
94
Conidióforo con conidias adheridas (40X)
De izquierda a derecha arriba: Caja 1: al inicio: tto 1, 2, 3, 8, 9, 10, 15 y 16. Al final: tto 1, 3, 7, 9, 10, 15 y 16. Caja 2: al inicio, tto 8 y 16. Caja 3: al inicio; tto 2, 9, 10, y 16. Al final: tto 2, 9 y 10. De izquierda a derecha abajo: Caja 1: al final: tto 8. Caja 2: al final: tto 1, 2 y 16. Caja 3: al inicio: tto 8. Al final: tto 8. Caja 4: al inicio: tto 7, 8 y 16.
Figura 20 Aislamientos de Cylindrocarpon obtenidos a partir de diferentes tratamientos.
Imagen de izquierda a derecha: Paecilomyces sp. Caja 1: al final: tto 13 y 18. Caja 2: al inicio: tto 9, 13, 14, 15 y 18. Al final: tto 18. Verticillium Caja 3: al inicio: tto 3.
Figura 21 Aislamientos de Paecilomyces y Verticillium obtenidos a partir de diferentes tratamientos.
95
Conidióforo y conidias de Paecilomyces observada a un aumento de 40 X
Conidióforo y conidias de Verticillium observada a un aumento de 40 X
Figura 15. Continuación
Conidióforo y conidias de Trichoderma (40X)
De izquierda a derecha arriba: Caja 1: al inicio; tto 1, 2, 6 y 17. Al final: tto 17. Caja 2: al inicio, tto 9 y 16. Al final: tto 9, 13 y 15. De izquierda a derecha abajo: Caja 1: al final: tto 6. Caja 2: al inicio: tto 7 y 8. Al final: tto 8 y 18. Caja 3: al inicio: tto 7.
Figura 22 Aislamientos de Trichoderma obtenidos a partir de diferentes tratamientos.
96
Colonia perteneciente al género Pestalotia Conidias y micelio de Pestalotia (40X)
Figura 23 Aislamiento de Pestalotia obtenida a partir del tratamiento 14
Colonia perteneciente al género Gliomastix Conidióforo y colonias de Gliomastix (40X)
Figura 24 Aislamiento de Gliomastix obtenida a partir del tratamiento 13
97
Colonia del género Peyronella. Picnidio y conidias de Peyronella (aumento 40 X)
Figura 25 Aislamiento de Peyronella obtenida a partir de los tratamientos preparados con cenichaza en el sustrato y en la rizosfera.
Al inicio tratamiento 3 y 11. Al final tratamiento 3, 5, 10, 11, 13, 15, 16 y 18
Conidias catenuladas de Metarrizium. (40X)
Figura 26 Aislamiento de Metarrizium.
98
(a) Aleurosporas y micelio de Sepedonium (Observación 40 X)
(b)Conidióforo verticilado y conidias. Este hongo usualmente presenta un estado verticilado.(Observación 40X)
Figura 27 Aislamiento de Sepedonium a partir de los tratamientos 5 y 18 en la rizosfera
99
Colonias observadas en los tratamientos: 2, 5, 7, 9, 10, 13, 14, 15, 16, 18 solo en los sustratos. En la rizosfera se observó en el tratamiento 2.
Columnella de Mucor (40X)
Figura 28 Aislamientos de Mucor obtenido obtenidos a partir de diferentes tratamientos.
De izquierda a derecha arriba: Caja 1 y abajo Caja 1 son bacterias pertenecientes al género Penicillium pertenecientes a los tratamientos 1, 2, 9, 16 al inicio del experimento. Las demás colonias se presentaron en todos los tratamientos en el sustrato y en la rizosfera. No fue identificada
100
Figura 29 Aislamientos no identificados, obtenidos en los diferentes tratamientos.
En el suelo de Naranjal y de Gigante se observó la presencia de dos tipos de colonias en el
medio LG específico para Azotobacter y Azomonas, pero en mayor cantidad en el suelo de
Gigante. Al final del experimento no se observó ninguna colonia presente en la rizosfera de las
plantas sembradas en los suelos. En los sustratos preparados con la cenichaza se observó la
presencia de tres tipos de colonias, especialmente de una cremosa que se expandía por todo el
medio. Al final del experimento se observaron las mismas colonias en la rizosfera. En los
sustratos preparados con el lombricompuesto y la pulpa se observaron dos tipos de colonias
que también fueron comunes en la rizosfera. En los sustratos preparados con la gallinaza no se
observó el desarrollo de ningún tipo de colonias (Tabla 8). Los sustratos preparados con la
cenichaza fueron los que presentaron un mayor número de colonias de bacterias asimbióticas
fijadoras de nitrógeno.
Figura 30 Colonias de bacterias fijadoras de nitrógeno asimbióticas. (medio LG)
101
Tabla 6 Microorganismos identificados en los sustratos al inicio del experimento. TTO Suelo Compuesto
orgánico Propor
ción Bacterias presentes Hongos presentes
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 Stenotrophomonas maltophilia Shigella species
Penicillium sp (2 especies) Fusarium sp ( 1 especie)
Cylindrocarpon sp ( 1 especie) Trichoderma sp ( 1 especie) Aspergillus sp ( 1 especie)
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 Serratia marcescens Providencia rettgeri
Flavimonas oryzihabitans Pseudomonas stutzeri
Penicillium sp (4 especies) Cylindrocarpon sp (2 especies)
Mucor ( 1 especie) Trichoderma sp ( 1 especie)
3 Naranjal Gallinaza 75:25 Stenotrophomonas maltophilia Shigella species
Enterobacter cloacae Pseudomonas putida
Penicillium sp ( 1 especie) Aspergillus sp ( 1 especie)
Cylindrocarpon sp ( 1 especie) Fusarium sp ( 1 especie)
Metarrizium sp ( 1 especie) Verticillium sp ( 1 especie)
5 Naranjal Cenichaza 75:25 Xanthomonas spp Flavobacterium odoratum
Pseudomonas stutzeri Serratia marcescens
Stenotrophomonas maltophilia
Penicillium sp (4 especies) Aspergillus sp (2 especies) Peyronellae sp ( 1 especie) Fusarium sp ( 1 especie)
Mucor sp ( 1 especie) 6 Naranjal Cenichaza 25:75 Serratia marcescens
Flavimonas oryzihabitans Pseudomonas stutzeri
Penicillium sp (4 especies) Aspergillus sp (3 especies) Peyronellae sp ( 1 especie) Fusarium sp. ( 1 especie)
Trichoderma sp ( 1 especie) 7 Naranjal Lombricompuesto 75:25 Serratia marcescens
Acinetobacter Iwoffi Pseudomonas stutzeri
Penicillium sp (4 especies) Trichodema sp (2 especies)
Mucor sp ( 1 especie) Aspergillus sp ( 1 especie)
Cylindrocarpon sp ( 1 especie) 8 Naranjal Lombricompuesto 25:75 Serratia marcescens
Acinetobacter Iwoffi Stenotrophomonas maltophilia
Flavimonas oryzihabitans Pseudomonas putida
Penicillium sp (5 especies) Aspergillus sp (2 especies)
Cylindrocarpon sp (4 especies) Trichoderma sp ( 1 especie)
Mucor sp. ( 1 especie) 9 Gigante Pulpa de café 75:25 Stenotrophomonas maltophilia Penicillium sp (4 especies)
Paecilomyces sp ( 1 especie) Cylindrocarpon sp (2 especies)
Trichoderma sp ( 1 especie) Mucor sp ( 1 especie)
10 Gigante Pulpa de café 25:75 Pseudomonas stutzeri Stenotrophomonas maltophilia
Flavimonas oryzihabitans Serratia marcescens Providencia rettgeri
Penicillium sp (2 especies) Cylindrocarpon sp (2 especies)
Mucor sp ( 1 especie)
11 Gigante Gallinaza 75:25 Stenotrophomona malthophilia Pseudomonas putida
Salmonella spp.
Aspergillus sp (5 especies) Metarrizium sp ( 1 especie)
Fusarium sp ( 1 especie)
102
Tabla 6 Continuación
TTO Suelo Compuesto orgánico
Proporción
Bacterias presentes Hongos presentes
13 Gigante Cenichaza 75:25 Stenotrophomonas maltophilia Pseudomonas putida Enterobacter cloacae Serratia marcescens
Pseudomonas stutzeri Flavobacterium odoratum
Penicillium sp (5 especies) Aspergillus sp (4 especies) Paecilomyces sp ( 1 especie)
Mucor sp ( 1 especie)
14 Gigante Cenichaza 25:75 Pseudomonas stutzeri Acinetobacter Iwoffi
Flavimonas oryzihabitans Xanthomonas spp.
Stenotrophomonas maltophilia Pseudomonas putida Serratia marcescens
Penicillium sp (2 especies) Aspergillus sp (2 especies) Pestalotia sp ( 1 especie)
Paecilomyces sp ( 1 especie) Peyronellae sp ( 1 especie)
Mucor sp ( 1 especie)
15 Gigante Lombricompuesto 75:25 Pseudomonas stutzeri Serratia marcescens Acinetobacter Iwoffi
Penicillium sp (5 especies) Aspergillus sp (4 especies) Paecilomyces sp ( 1 especie)
Cylindrocarpon sp ( 1 especie) Mucor sp ( 1 especie)
16 Gigante Lombricompuesto 25:75 Pseudomonas stutzeri Stenotrophomonas maltophilia
Flavimonas orizihabitans Pseudomonas putida Xanthomonas spp. Serratia marcescens Acinetobacter Iwoffi
Penicillium sp (3 especies) Aspergillus sp (3 especies)
Cylindrocarpon sp (4 especies) Trichoderma sp. ( 1 especie)
Mucor sp ( 1 especie)
17 Naranjal -------- 100 Xanthomonas spp. Serratia marcescens Pantoea agglomerans Salmonella species
Penicillium sp (3 especies) Aspergillus sp. (2 especies) Trichoderma sp ( 1 especie)
18 Gigante ------- 100 Acinetobacter Iwoffi Pseudomonas putida Enterobacter cloacae
Pseudomonas fluorescens
Penicillium sp ( 1 especie) Aspergillus sp ( 1 especie) Fusarium sp ( 1 especie)
Paecilomyces sp ( 1 especie) Mucor sp ( 1 especie)
103
Tabla 7 Microorganismos identificados en la rizosfera de las plantas al final del experimento.
TTO Suelo Compuesto orgánico
Proporción
Bacterias presentes Hongos presentes
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 Enterobacter cloacae Klebsiella pneumoniae Enterobacter aerogenes Enterobacter sakazakii
Pseudomonas putida Burkholderia cepacia
Penicillium sp (3 especies) Cylindrocarpon sp (2 especies)
Fusarium sp (1especie) Aspergillus sp (1 especie)
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 Pseudomonas putida Pseudomonas aeruginosa
Stenotrophomonas maltophilia
Penicillium sp (2 especies) Cylindrocarpon sp (2 especies)
Aspergillus sp (1 especie) Mucor sp (1 especie)
3 Naranjal Gallinaza 75:25 Pseudomonas putida Pseudomonas aeruginosa
Penicillium sp (1 especie) Cylindrocarpon sp (1 especie)
Fusarium sp (2 especies) Aspergillus sp (1 especie) Metarrizium sp (1 especie)
5 Naranjal Cenichaza 75:25 Pseudomonas aeruginosa Pseudomonas putida Enterobacter cloacae
Pseudomonas fluorescens Weeksella virosa/Bergeyella zoohelcum
Aspergillus sp. (1 especie) Penicillium sp (1 especie) Peyronellae sp (1 especie)
Metarrizium sp (1 especie) Sepedonium sp. (1 especies)
6 Naranjal Cenichaza 25:75 Pseudomonas fluorescens Pseudomonas putida
Pseudomonas aeruginosa
Penicillium sp (1 especie) Trichoderma sp (1 especie) Peyronellae sp (1 especie)
7 Naranjal Lombricompuesto 75:25 Pseudomonas fluorescens Pseudomonas aeruginosa
Penicillium sp (2 especies) Cylindrocarpon sp (1 especie)
Aspergillus sp (1 especie) 8 Naranjal Lombricompuesto 25:75 Pseudomonas putida
Penicillium sp (1 especie) Aspergillus sp (2 especies) Trichoderma sp (1 especie)
Cylindrocarpon sp (3 especies) 9 Gigante Pulpa de café 75:25 Pseudomonas putida
Enterobacter aerogenes Enterobacter cloacae
Penicillium sp (2 especies) Aspergillus sp (1 especie)
Cylindrocarpon sp (2 especies) Fusarium sp (2 especies) Trichoderma sp (1 especie)
10 Gigante Pulpa de café 25:75 Pseudomonas putida Pseudomonas aeruginosa Pseudomonas fluorescens
Penicillium sp (2 especies) Cylindrocarpon sp (2 especies)
Metarrizium sp (1 especie) 11 Gigante Gallinaza 75:25 Pseudomonas putida
Pseudomonas aeruginosa Penicillium sp (1 especie) Aspergillus sp (3 especies) Metarrizium sp (1 especie)
Fusarium sp (1 especie) 13 Gigante Cenichaza 75:25 Pseudomonas aeruginosa
Pseudomonas putida Pseudomonas fluorescens
Enterobacter cloacae Agrobacterium tumefaciens
Penicillium sp (2 especies) Metarrizium sp (1 especie) Gliomastix sp (1 especie) Paecilomyces sp (1 especie) Aspergillus sp (1 especie) Trichoderma sp (1 especie)
104
Tabla 7 Continuación
TTO Suelo Compuesto orgánico
Proporción
Bacterias presentes Hongos presentes
14 Gigante Cenichaza 25:75 Pseudomonas putida Pseudomonas fluorescens Pseudomonas aeruginosa
Penicillium sp (2 especies) Fusarium sp (1 especie) Peyronellae sp (1 especie)
15 Gigante Lombricompuesto 75:25 Stenotrophomonas maltophilia Pseudomonas aeruginosa
Penicillium sp (2 especies) Aspergillus sp (2 especies) Metarrizium sp (1 especie) Trichoderma sp (1 especie)
Cylindrocarpon sp (1 especie) 16 Gigante Lombricompuesto 25:75 Pseudomonas putida
Pseudomonas fluorescen Pseudomonas aeruginosa
Penicillium sp (1 especie) Aspergillus sp (1 especie) Metarrizium sp (1 especie)
Cylindrocarpon sp (2 especie) Fusarium sp (1 especie)
17 Naranjal -------------- 100 Burholderia cepacia Xanthomonas spp.
Stenotrophomonas maltophilia Pseudomonas aeruginosa
Penicillium sp (2 especies) Trichoderma sp (2 especies)
18 Gigante -------------- 100 Pseudomonas fluorescens Penicillium sp (1 especie) Fusarium sp (1 especie)
Trichoderma sp (1 especie) Metarrizium sp (1 especie) Paecilomyces sp (2 especies) Sepedonium sp. (1 especie)
105
Tabla 8 Colonias de bacterias asimbióticas fijadoras de nitrógeno (Azotobacter y Azomonas)
TTO Suelo Compuesto
orgánico
Proporción Colonia bacteria (inicio) Colonias bacteria (final)
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 Colonia amarilla transparente
(V)
Colonia grande transparente
acuosa (NV).
Colonia amarilla transparentosa
(V)
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 Colonia pequeña transparente
(NV)
Colonia pequeña transparente
(NV)
3 Naranjal Gallinaza 75:25 No se observó colonia No se observó colonia
5 Naranjal Cenichaza 75:25 Colonia cremosa, de color
amarillo pálido, muy abundante
(V)
Colonias grandes de color
transparente (NV)
Colonia de color transparente
con amarillo (V)
Colonia entre cremosa y aguada de
color amarilla (V)
Colonia cremosa de color amarillo
pálido que creció por todo el
medio (V)
Colonia de pequeña transparente
(NV)
6 Naranjal Cenichaza 25:75 Colonia cremosa, de color
amarillo pálido, muy abundante
(V)
Colonia grande transparente
(NV)
Colonia crema de aspecto
acuoso (V)
Colonia grande cremosa de color
amarillo pálido (V)
Colonia aguada de color blanco
con amarillo. (V)
Colonia pequeña y transparente
(NV)
7 Naranjal Lombricompues
to
75:25 Colonia pequeña acuosa
amarillo y transparente (V)
Colonia transparente pequeña.
(NV)
Colonia transparente pequeña (V)
8 Naranjal Lombricompues
to
25:75 Colonia cremosa de borde
transparente y centro crema,
muy densa. (V)
Colonias transparentes pequeñas
(V)
9 Gigante Pulpa de café 75:25 Colonia transparente pequeñas.
(NV)
Colonia amarillo transparentosa
mediana. (V)
Colonia pequeña transparente
(NV)
V: Medio viró de color. NV: Medio no viró de color.
106
Tabla 8 Continuación
TTO Suelo Compuesto
orgánico
Proporción Colonia bacteria (inicio) Colonias bacteria (final)
10 Gigante Pulpa de café 25:75 Colonia pequeña amarillo
transparentosa (NV)
Colonia pequeña transparente y
amarillas (V)
11 Gigante Gallinaza 75:25 No se observó colonia No se observó colonia
13 Gigante Cenichaza 75:25 Colonia cremosa de color
amarillo claro muy densa(V)
Colonias pequeñas
transparentes (NV)
Colonia cremosa amarilla y
transparente (V)
Colonia cremosa de color amarillo
claro. (V)
Colonia amarilla y transparente (V)
Colonia pequeña transparente
(NV)
14 Gigante Cenichaza 25:75 Colonia cremosa de color
amarillo claro, muy densa (V)
Colonia pequeña transparente
(NV)
Colonia cremosa amarilla y
transparente (V)
Colonia cremosa de color amarillo
crema (V)
Colonia pequeña transparente con
un poco de amarillo (V)
Colonia pequeña transparente
(MV)
Colonia amarilla brillante (V)
15 Gigante Lombricompues
to
75:25 Colonia pequeña transparente
(NV)
Colonia amarilla transparentosa.
(NV)
Colonia pequeña transparente
(NV)
Colonia grande transparente
dispersa en todo el medio.
16 Gigante Lombricompues
to
25:75 Colonia cremosa de color
amarillo y transparente, aguada
(V)
Colonia pequeña transparente
(NV)
No se observó colonia
17 Naranjal -------- 100 Colonias pequeñas
transparentes (V)
Colonias cremosas de color
amarillo claro. (V)
No se observó colonia
18 Gigante ------- 100 Colonias cremosas de color
amarillo claro muy densas(V)
Colonias pequeñas
transparentes (V)
No se observó colonia
V: Medio viró de color. NV: Medio no viró de color.
107
5.4.4 ANÁLISIS DE CORRELACIÓN ENTRE EL NÚMERO DE
MICROORGANISMOS CON EL DESARROLLO DE LAS PLANTAS, EL
CONTENIDO DE NUTRIMENTOS EN EL SUSTRATO Y EL TEJIDO FOLIAR
DE LAS PLANTAS
Se observó una correlación significativa entre el número de bacterias con el pH y el contenido
de calcio en los sustratos preparados con los compuestos orgánicos al inicio del experimento
(Anexo Q). Al fina l se observó una correlación entre el número de bacterias presentes en la
rizosfera de las plantas con el pH, el contenido de calcio y fósforo de los sustratos. El número
de hongos solo correlacionó con el contenido de calcio en los sustratos, al final del
experimento (Anexo R).
En el contenido de nutrimentos en el tejido foliar de las plantas sólo se observó una
correlación altamente significativa entre el magnesio con el número de bacterias en el sustrato y
en la rizosfera de las plantas. Además se observó una correlación inversa entre el contenido de
potasio y boro en el tejido foliar de las plantas con el número de bacterias en el sustrato al
inicio del experimento. En el número de hongos, se observó una correlación inversa con el
contenido de boro al final del experimento (Anexo S).
Se presentó una correlación entre el desarrollo de las plantas con el número de hongos en los
sustratos al inicio del experimento (Anexo T).
5.5 ENDOMICORRIZAS NATIVAS
5.5.1 PRESENCIA DE ESPORAS EN EL SUSTRATO.
El suelo de Naranjal al inicio del experimento presentó 17 esporas/ g sustrato valor que fue
ligeramente superior al del suelo de Gigante el cual tuvo 13 esporas/g sustrato. Al adicionar los
compuestos orgánicos a los suelos se observó que los sustratos preparados con
lombricompuesto y pulpa, especialmente a los suelos que se les adicionó el compuesto
orgánico en la mayor proporción tuvieron un aumento en el número de esporas, mientras que
en los sustratos preparados con gallinaza y cenichaza disminuyó el contenido de esporas
(Anexo U, Figura 31).
108
0
50
100
150
200
250
Nú
mer
o e
spo
ras/
g s
ust
rato
1 2 3 5 6 7 8 9 10 11 13 14 15 16 17 18
Inicio Final (6 meses)
Figura 31 Número de esporas de endomicorrizas nativas en cada uno de los tratamientos, al inicio y al final del experimento.
5.5.2 PRESENCIA DE ESPORAS EN LA RIZOSFERA DE LAS PLANTAS
A los seis meses se observó en la rizosfera de las plantas un efecto similar al presentado en los
sustratos al inicio del experimento, en donde los tratamientos preparados con
lombricompuesto y pulpa presentaron un número más alto de esporas que la cenichaza, la
gallinaza y los testigos. El número de esporas de endomicorrizas presentes en la rizosfera de las
plantas aumentó en los testigos y en los tratamientos preparados con pulpa en ambas
proporciones, los preparados con gallinaza y lombricompuesto en la menor proporción y en la
rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal con cenichaza. Este número de
esporas disminuyó en la rizosfera de las plantas sembradas en los suelos con lombricompuesto
en la mayor proporción y en el suelo de Gigante con la cenichaza (Anexo U, Figura 31).
En la Tabla 9 se observan los diferentes géneros de endomicorrizas observados donde se
destacaron tres: Sclerocystis, Acaulospora y Glomus.
Figura 32 Esporas observadas en los diferentes tratamientos
109
Estructura de Sclerocystis observada en el
tratamiento 17 al final del experimento (40X).
Estructura de Sclerocystis observada en el
tratamiento 2 al final del experimento. (100X)
Espora observada en el tratamiento 11 al inicio
del experimento. (40X)
Espora observada en el tratamiento 9 al final
del experimento. (40X)
Espora observada en el tratamiento 7 al inicio
del experimento. (20X)
Espora observada en el tratamiento 16 al inicio
del experimento. (20X)
Endomicorrizas nativas pertenecientes al género Sclerocystis.
110
Espora observada en el tratamiento 11 al final
del experimento. (40X)
Espora observada en el tratamiento 8 al inicio
del experimento. (40X)
Espora observada en el tratamiento 9 al inicio
del experimento. (40X)
Espora observada en el tratamiento 17 al inicio
del experimento. (40X)
Espora observada en el tratamiento 9 al final
del experimento. (40X)
Espora observada en el tratamiento 5 al inicio
del experimento. (40X)
Endomicorrizas nativas pertenecientes al género Acaulospora.
111
Espora observada al tratamiento 11 al inicio del
experimento. (40X)
Espora observada al tratamiento 6 al inicio del
experimento. (40X)
Espora observada al tratamiento 13 al final del
experimento. (40X)
Endomicorrizas nativas pertenecientes al género Glomus.
112
Tabla 9 Endomicorrizas nativas en los sustratos al inicio y en la rizosfera de las plantas al final del experimento.
Tratamientos Esporas de endomicorrizas
(Inicio)
Esporas de endomicorrizas
(final)
1
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (2 especies)
Sclerocystis (2 especies)
Acaulospora (2 especies)
2
Sclerocystis (2 especies)
Glomus (1 especie)
Sclerocystis (3 especies)
Acaulospora (1 especie)
3
Sclerocystis (2 especie)
Acaulospora (1 especie)
Glomus (1 especie)
Acaulospora (3 especies)
Glomus (1 especie)
5
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (2 especies)
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (3 especies)
6
Sclerocystis (1 especie)
Glomus (1 especie)
Acaulospora (1 especie)
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (1 especie)
7
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (1 especie)
Sclerocystis (2 especies)
Acaulospora (1 especie)
8
Sclerocystis (3 especies)
Sclerocystis (2 especies)
Acaulospora (1 especie)
Glomus (1 especie)
9
Sclerocystis (2 especies)
Acaulospora (2 especies)
Sclerocystis (2 especies)
Acaulospora (3 especies)
Glomus (1 especie)
10
Sclerocystis (2 especies)
Acaulospora (1 especie)
Sclerocystis (2 especies)
Glomus (2 especies)
Acaulospora (4 especies)
11
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (2 especies)
Glomus (1 especie)
Acaulospora (4 especies)
Glomus (1 especie)
13
Acaulospora (2 especies) Sclerocystis (1 especie)
Glomus (1 especie)
Acaulospora (3 especies)
113
Tabla 9 Continuación
Tratamientos Esporas de endomicorrizas
(Inicio)
Esporas de endomicorrizas
(final)
14
Acaulospora (1 especie) Acaulospora (3 especies)
15
Sclerocystis (2 especies)
Glomus (1 especie)
Sclerocystis (2 especies)
Acaulospora (2 especies)
16
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (1 especie)
Sclerocystis (2 especies)
Glomus (2 especies)
Acaulospora (2 especies)
17
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (2 especies)
Glomus (2 especies)
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (3 especies)
Glomus (1 especie)
18
Sclerocystis (1 especie)
Acaulospora (1 especie)
Acaulospora (3 especies)
Glomus (1 especie)
114
5.5.3 COLONIZACIÓN DE ENDOMICORRIZAS
Para la variable colonización en las raíces de café, se observaron diferencias significativas a
favor del testigo en el suelo de Naranjal al compararlo con el testigo en el suelo de Gigante
(Tabla 10, A, Figura 33).
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
Col
oniz
ació
n (%
)
Suelo Naranjal Testigo Suelo Gigante testigo
*
Figura 33 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en los suelos sin la adición de compuestos orgánicos.
Al mezclar los compuestos orgánicos con los suelos se observó que los niveles de colonización
de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal disminuyeron, mientras que en el suelo de
Gigante los porcentajes de colonización aumentaron cuando se adicionaron los compuestos
orgánicos (Tabla 10 B, C, Figura 34).
0 5
1 0 1 5 2 0 2 5 3 0 3 5 4 0 4 5 5 0
Co
lon
iza
ció
n (
%)
S u e l o N a r a n j a l C . o r g á n i c o
S u e l o N a r a n j a l T e s t i g o
S u e l o G i g a n t e C . o r g á n i c o
S u e l o G i g a n t e t e s t i g o
* *
*
Figura 34 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en los suelos con y sin la adición de compuestos orgánicos.
115
Se observaron diferencias significativas a favor de los niveles de colonización en las plantas
sembradas en el suelo de Naranjal sin la adición de compuestos orgánicos comparados con las
plantas sembradas en este suelo mezclado con pulpa, lombricompuesto y gallinaza (Tabla 10
D, E ,G, Figura 35).
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
Col
oniz
ació
n (%
)
Suelo Naranjal +Pulpa
Suelo Naranjal +Gallinaza
Suelo Naranjal +Cenichaza
Suelo Naranjal +Lombricompuesto
Suelo Naranjaltestigo
Figura 35 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en el suelo de Naranjal mezclado con los diferentes compuestos orgánicos.
En el suelo de Gigante la diferencia significativa fue a favor de las plantas sembradas en los
sustratos con cenichaza y lombricompuesto al compararlo con el testigo (Tabla 10 J, K, Figura
36).
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Col
oniz
ació
n (%
)
Suelo Gigante +Pulpa
Suelo Gigante +Gallinaza
Suelo Gigante +Cenichaza
Suelo Gigante +Lombricompuesto
Suelo Gigantetestigo
Figura 36 Niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en el suelo de Gigante mezclado con los diferentes compuestos orgánicos.
116
No se observaron diferencias significativas en la colonización de las plantas sembradas en el
suelo Naranjal con cenichaza y en el suelo Gigante con pulpa y gallinaza comparadas con las
sembradas en los testigos (Tabla 10 F, H, I, Figura 35, Figura 36).
Comparando los suelos de Naranjal y el de Gigante mezclados con los compuestos orgánicos
se observó un nivel de colonización más alto en las plantas sembradas en el suelo de Gigante
(Tabla 8 L).
Las raíces de las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con pulpa,
lombricompuesto y gallinaza mostraron niveles de colonización más altos que los presentados
en las raíces de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal mezclados con esos mismos
compuestos (Tabla 10 M, N, P). Al comparar los dos suelos mezclados con la cenichaza no se
presentaron diferencias significativas (Tabla 10 O).
Se detectaron diferencias a favor de la colonización de raíces de plantas sembradas en el suelo
Naranjal mezclado con cenichaza, comparadas con las sembradas en este mismos suelo
mezclado con pulpa, lombricompuesto y gallinaza (Tabla 10 R, T, V). No se observaron
diferencias significativas entre las plantas sembradas en los sustratos con pulpa,
lombricompuesto y la gallinaza (Tabla 10 Q, S, U).
No hubo diferencias significativas entre tratamientos preparados con el suelo de Gigante
mezclados con cada uno de los compuestos orgánicos (Tabla 10 W, X, Y, Z, AA, AB).
Los niveles de colonización de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal y en el de Gigante
mezclados con la mayor proporción de los compuestos orgánicos presentaron valores más
altos que las sembradas en esos mismos suelos y compuestos orgánicos en la menor
proporción (Tabla 10 AC, AD).
117
Arbúsculo observado en el tratamiento en el
tratamiento 3. (100 X)
Micelio externo observado en el tratamiento 16.
(20X)
Arbúsculos observados en el tratamiento 17 (40x)
Vesículas observadas en el tratamiento 2 (40X)
Abundante colonización con presencia de arbúsculos de endomicorrizas nativas en el
tratamiento 5. (20X)
Baja colonización con presencia de arbúsculos y
vesículas en el tratamiento 9. (10X)
Figura 37 Diferentes propágulos de endomicorrizas observados en raíces de las plantas de café.
118
Estructuras de hongos no pertenecientes al grupo
de las endomicorrizas en tratamiento 3 y 5. (20X)
119
Tabla 10 Contrastes ortogonales entre tratamientos en la variable niveles de colonización en las raíces de las plantas de café.
CONTRASTES COLONIZACIÓN (%)
A Testigo Suelo Naranjal
vs
Testigo Suelo Gigante
48.9
**
29.1
B Suelo Naranjal + C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
29.74
**
48.9
C Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
40.70
*
29.10
D Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
26.06
**
48.9
E Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
20.7
**
48.9
F Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
44.5
ns
48.9
G Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
23.18
**
48.9
H Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
39.45
ns
29.10
I Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
37.4
ns
29.10
J Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
41.8
*
29.10
K Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
42.5
*
29.10
L Suelo Naranjal+C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
29.74
**
40.70
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
120
CONTRASTES COLONIZACIÓN (%)
M Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
26.06
**
39.45
N Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
20.7
*
37.4
O Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
44.5
ns
41.8
P Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
23.18
**
42.5
Q Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Gallinaza (75:25)
26.06
ns
20.7
R Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
26.06
**
44.5
S Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
26.06
ns
23.18
T Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
20.7
**
44.5
U Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
20.7
ns
23.18
V Suelo Naranjal+Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
44.5
**
23.18
W Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25)
39.45
ns
37.4
X Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
39.45
ns
41.8
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
121
CONTRASTES COLONIZACIÓN (%)
Y Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
39.45
ns
42.5
Z Suelo Gigante+Gallinaza (75:25)
Vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
37.4
ns
41.8
AA Suelo Gigante +Gallinaza (75:25)
Vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
37.4
ns
42.5
AB Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
Vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
41.8
ns
42.5
AC Suelo Naranjal+ C. orgánico (75:25)
Vs
Suelo Naranjal + C. orgánico (25:75)
25.35
**
35.59
AD Suelo Gigante+ C. orgánico (75:25)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (25:75)
35.3
**
47.9
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
Al correlacionar el número de esporas presentes en el sustrato al inicio y en la rizosfera de las
plantas al final del experimento con los niveles de colonización en las raíces de las plantas
(Anexo T), se observó que no hubo correlación entre esas dos variables. En los sustratos
preparados con lombricompuesto y pulpa se presentaron los más altos valores de esporas de
endomicorrizas; sin embargo los niveles de colonización fueron menores en éstas condiciones
que en las plantas sembradas en los sustratos preparados con cenichaza el cual presentó el
número más bajo de esporas de endomicorrizas nativas (Figura 38).
122
1 2 3 5 6 7 8 9 10 11 13 14 15 16 17 180
50
100
150
200
250
#
es
po
ra
s/
gr
su
st
ra
to
0
10
20
30
40
50
60
Colonización (%
)
Esporas 6 meses Colonización
Figura 38 Número de esporas y niveles de colonización al inicio y al final del experimento.
5.5.4 INTENSIDAD DE COLONIZACIÓN
Al observar los dos suelos se encontró que en el suelo de Gigante presentó la mayor intensidad
alta y la menor intensidad baja (Tabla 11 A). El anterior efecto también se observó al comparar
los suelos mezclados con los compuestos orgánicos (Tabla 11 B), en ambas proporciones o
comparando las proporciones por separado (Tabla 11 C, D), donde fue mayor la intensidad
alta en el suelo de Gigante y la más baja en intensidad media y baja.
Los contrastes de la colonización en las raíces de las plantas sembradas en los diferentes
sustratos preparados con el suelo Naranjal mezclados con los compuestos orgánicos
comparados con las plantas sembradas en el suelo testigo, no mostraron diferencias
significativas en la intensidad alta, media y baja, a excepción del sustrato preparado con
lombricompuesto, el cual mostró una menor intensidad alta que el testigo (Tabla 11 E, F, G,
H).
En la intensidad alta y media de las plantas sembradas en los sustratos preparados con el suelo
de Gigante con pulpa, lombricompuesto y gallinaza no se observaron diferencias significativas
al compararlos con el testigo (Tabla 11 I, J, L). En la intensidad baja se observaron diferencias
a favor de los sustratos preparados con los compuestos orgánicos en comparación con los
testigos. Se observó una mayor intensidad de colonización alta en el testigo que en la
123
cenichaza, mientras que en la intensidad media no se observaron diferencias significativas
(Tabla 11 L).
Las plantas sembradas en los sustratos preparados con cenichaza presentaron los niveles más
altos de colonización, como también fue alta la intensidad de colonización aunque no se
presentaron diferencias significativas al compararlo con las plantas sembradas en los sustratos
preparados con pulpa y gallinaza (Tabla 11 N, P, T, V). El compuesto orgánico con el que se
obtuvo la menor intensidad de colonización fue el lombricompuesto (Tabla 11 O, Q, R, U,
W, X).
El suelo de Gigante mezclado con pulpa, gallinaza y lombricompuesto presentaron mayores
porcentajes en la intensidad alta que en el suelo de Naranjal (Tabla 11 Y, Z, AB), mientras que
al comparar los suelos con la cenichaza no se presentaron diferencias significativas entre ellos
(Tabla 11 AA).
En la intensidad baja sólo se observaron diferencias significativas al comparar los suelos
mezclados con el lombricompuesto a favor del suelo Naranjal (Tabla 11 AB).
Al comparar las proporciones del suelo Naranjal y el suelo Gigante no se observaron
diferencias entre ellas pero en el suelo de Naranjal tiende a ser mayor el porcentaje de
intensidad alta en la menor proporción de materia orgánica adicionada (Tabla 11 AC, AD).
124
Tabla 11 Contrastes ortogonales entre tratamientos para la variable intensidad de colonización.
CONTRASTES Intensidad
alta
Intensidad
media
Intensidad
baja
A Testigo Suelo Naranjal
vs
Testigo Suelo Gigante
42.13
*
55.68
38.15
ns
37.23
19.71
*
7.07
B Suelo Naranjal+C. orgánico (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25 y 25:75)
35.43
**
44.63
41.37
*
36.53
22.6
ns
18.81
C Suelo Naranjal +C. orgánico (75:25)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (75:25)
37.13
ns
41.84
42.27
ns
38.93
21.33
ns
19.21
D Suelo Naranjal + C. orgánico(25:75)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (25:75)
35.51
**
48.36
40.18
*
33.34
24.29
ns
18.27
E Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
32.25
ns
42.13
42.46
ns
38.15
20.27
ns
19.71
F Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
37
ns
42.13
40.8
ns
38.15
22.20
ns
19.71
G Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
43.36
ns
42.13
39.43
ns
38.15
17.2
ns
19.71
H Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
26.91
**
42.13
42.53
ns
38.15
30.53
ns
19.71
I Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
46.83
ns
55.68
32
ns
37.23
21.15
**
7.07
J Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
45.56
ns
55.68
42.97
ns
37.23
11.45
ns
7.07
K Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
39.2
**
55.68
42.08
ns
37.23
17.2
*
7.07
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste..
*, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo.
125
CONTRASTES Intensidad
alta
Intensidad
media
Intensidad
baja
L Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Testigo
47.42
ns
55.68
32.31
ns
37.23
30.53
**
7.07
M Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Gallinaza (75:25)
32.25
ns
37
42.46
ns
40.8
20.27
ns
22.20
N Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
32.25
ns
43.36
42.46
ns
39.43
20.27
ns
17.2
O Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
32.25
*
26.91
42.46
ns
42.53
20.27
*
30.53
P Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25)
vs
Suelo Naranjal + Cenichaza (75:25 y 25:75)
37
ns
43.36
40.8
ns
39.43
22.20
ns
17.2
Q Suelo Naranjal+Gallinaza (75:25)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
37
ns
26.91
40.8
ns
42.53
20.2
ns
30.53
R Suelo Naranjal+Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Naranjal + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
43.36
**
26.91
39.43
ns
42.53
17.2
**
30.53
S Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25)
46.83
ns
45.56
32
*
42.97
21.15
*
11.45
T Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
46.83
ns
39.2
32
*
42.08
21.15
ns
17.2
U Suelo Gigante+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
46.83
ns
47.42
32
ns
32.31
21.15
ns
30.53
V Suelo Gigante+Gallinaza (75:25)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
45.56
ns
39.2
42.97
ns
42.08
11.45
ns
17.2
W Suelo Gigante +Gallinaza (75:25)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
45.56
ns
47.42
42.97
*
32.31
11.45
ns
30.53
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste..
*, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo.
126
CONTRASTES Intensidad
alta
Intensidad
media
Intensidad
baja
X Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
39.2
ns
47.42
42.08
*
32.31
17.2
ns
30.53
Y Suelo Naranjal+Pulpa de café (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Pulpa de café (75:25 y 25:75)
32.25
*
46.83
42.46
*
32
20.27
ns
21.15
Z Suelo Naranjal +Gallinaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Gallinaza (75:25 y 25:75)
37
ns
45.56
40.8
ns
42.97
22.20
ns
11.45
AA Suelo Naranjal +Cenichaza (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Cenichaza (75:25 y 25:75)
43.36
ns
39.2
39.43
ns
42.08
17.2
ns
18.7
AB Suelo Naranjal +Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
vs
Suelo Gigante + Lombricompuesto (75:25 y 25:75)
26.91
**
47.42
42.53
*
32.31
30.53
**
20.26
AC Suelo Naranjal+ C. orgánico (75:25)
vs
Suelo Naranjal + C. orgánico (25:75)
37.13
ns
35.51
42.27
ns
40.18
21.33
ns
24.29
AD Suelo Gigante+ C. orgánico (75:25)
vs
Suelo Gigante + C. orgánico (25:75)
41.84
ns
48.36
38.93
ns
33.34
18.27
ns
24.29
(a) Valores promedio de los tratamientos agrupados en cada contraste..
*, **: Significativo al nivel de probabilidad del 0.05 y 0.01, respectivamente. ns: no significativo.
5.5.5 ANÁLISIS DE CORRELACIÓN ENTRE EL NÚMERO DE ESPORAS DE
ENDOMICORRIZAS Y LOS NIVELES DE COLONIZACIÓN CON EL
DESARROLLO DE LAS PLANTAS, CONTENIDO DE NUTRIMENTOS EN EL
SUSTRATO Y EN EL TEJIDO FOLIAR DE LAS PLANTAS.
Al correlacionar las características químicas del sustrato con el número de esporas al inicio del
experimento se observó una correlación entre el contenido de materia orgánica, nitrógeno y
potasio con el número de esporas (Anexo Q). Al final del experimento correlacionaron el
127
contenido de materia orgánica y de fósforo con el número de esporas presentes en la rizosfera
de las plantas (Anexo R).
Los niveles de colonización no tuvieron correlación con el contenido de nutrimentos en el
sustrato, pero con el número de bacterias y de hongos de la rizosfera se presentó una
correlación significativa (Anexo R, Anexo T).
Sólo se observó una correlación significativa entre los niveles de colonización con el contenido
de magnesio y una correlación inversa entre la colonización con el contenido de nitrógeno,
potasio y boro del tejido foliar de las plantas. En los demás contenidos de los nutrimentos no
se observó una correlación significativa con los niveles de colonización (Anexo S). No se
observó una correlación entre la colonización y el desarrollo de las plantas (Anexo T).
5.6 ANÁLISIS DE COMPONENTES PRINCIPALES.
Se realizó un estudio de componentes principales, agrupando las variables por su afinidad, así:
1-Análisis químico del sustrato al inicio del experimento. 2-Análisis químico del sustrato al final
del experimento. 3-Análisis de nutrimentos a nivel foliar. 4-Análisis microbiológico de los
sustratos al inicio del experimento y de la rizosfera al final de este. 5- Análisis del crecimiento
de las plantas.
Una vez realizado el análisis de cada grupo de variables, se seleccionaron las variables de mayor
peso o influencia en cada grupo, de acuerdo a las correlaciones realizadas y a la importancia de
cada una de estas como componentes del trabajo. Luego, se realizó un análisis de componentes
principales final, donde se determinó que los tres primeros componentes tenían el mayor peso
sobre las variables seleccionadas.
En el primer componente las variables que tuvieron el mayor peso fueron: materia orgánica,
nitrógeno, potasio, magnesio y capacidad de intercambio catiónico al inicio y al final del
experimento. En el segundo componente las variables fueron el número de hongos y bacterias
en la rizosfera al final del experimento. En el tercer componente, las variables de mayor
influencia fueron peso fresco de raíz, peso fresco aéreo y área foliar.
128
Con los tres componentes se construyeron planos cartesianos en los cuales se representa
gráficamente la distribución de los diferentes tratamientos.
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
5
6
-8 -6 -4 -2 0 2 4 6 8
6
14
3
11
16
2 8
7
1
917
18
5
13
15
MO_IN_IK_IMg_ICIC_IMO_FN_FK_FMg_FCIC_F
Hongo 2Bacteria 2
Co
mp
on
en
te
1
Componente 2
Figura 39 Coordenadas de los tratamientos en los dos primeros componentes
-5
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
-8 -6 -4 -2 0 2 4 6 8
5
13
17
18
9 15
6 216
8
1
147
11
3
AFPFRPFA
MO_IN_IK_I
Mg_ICIC_IMO_F
N_FK_FMg_F
CIC_F
Co
mp
on
ente
1
Componente 3
PS_FNa_FPh_F
Figura 40 Coordenadas de los tratamientos en los componentes 1 y 3
129
El suelo de Naranjal y el suelo de Gigante (tratamientos 17 y 18) presentaron valores por
debajo del promedio general en el contenido de materia orgánica y de nutrimentos, y de
microorganismos en la rizosfera de las plantas (Figura 39), siendo mayor el contenido en el
suelo de Naranjal que en el de Gigante. El desarrollo de las plantas sembradas en el suelo de
Naranjal fue mayor que el desarrollo de las plantas sembradas en el suelo de Gigante (Figura
40).
La rizosfera de las plantas que se desarrollaron en los sustratos preparados con el suelo de
Gigante y el suelo de Naranjal, mezclados con la mayor proporción de cenichaza (tratamientos
6 y 14), mostraron los valores más altos en el número de bacterias y de hongos y en los niveles
de colonización por las endomicorrizas. Estos sustratos también se relacionan por tener un
alto contenido de calcio y por lo tanto altos valores de pH. Las condiciones químicas de estos
sustratos se encuentran ligeramente por encima del promedio del contenido de M.O., N, K,
Mg y la CIC, al inicio y al final del experimento (Figura 39).
El desarrollo de las plantas sembradas en los dos suelos con la mayor proporción de cenichaza
fue distinto, ya que las que crecieron en el sustrato preparado con el suelo de Naranjal,
mostraron valores por encima del promedio de las variables de crecimiento, mientras que las
plantas sembradas en el suelo de Gigante, presentaron valores por debajo del promedio general
(Figura 40 ).
En la rizosfera de los sustratos preparados con el suelo Naranjal y el de Gigante, mezclados
con la cenichaza en menor proporción (tratamientos 5 y 13), mostraron valores sobre el
promedio del número de bacterias, hongos, y en el porcentaje de colonización (Figura 39).
Estos sustratos presentaron valores por debajo del promedio de las condiciones químicas del
sustrato al inicio y a los 6 meses, pero los más altos valores en las variables de crecimiento
(Figura 40).
Los sustratos preparados con los suelos mezclados con lombricompuesto y con pulpa en la
mayor proporción (tratamientos 2, 8 y 16), mostraron los valores más altos en el contenido de
M.O., N, K, y CIC al inicio y al final del experimento, y un valor por debajo del promedio en el
número de bacterias y de hongos en la rizosfera de las plantas y en los niveles de colonización.
130
En relación con la colonización se determinó que fue más baja en los sustratos preparados con
el suelo de Naranjal (Figura 39).
El desarrollo de las plantas que se sembraron en los sustratos preparados con
lombricompuesto y pulpa en mayor cantidad fue bajo, aunque se ubican en el plano cartesiano
sobre el promedio del tercer componente que determina el desarrollo de las plantas. Esto se
debió al hecho que en el componente 3 también está influyendo el contenido de materia
orgánica y la capacidad de intercambio catiónico cuyos valores fueron mas altos que en los
demás sustratos (Figura 40).
En el suelo de Naranjal y de Gigante, la adición de pulpa y lombricompuesto en la menor
proporción (tratamientos 1, 7, 9 y 15), mostró los valores más bajos en el número de bacterias
y hongos en la rizosfera de las plantas sembradas en estos sustratos. A su vez estos sustratos
presentaron un valor ligeramente inferior a los contenidos promedio de M.O., N, K, Mg y
C.I.C. La colonización de las endomicorrizas nativas en las plantas fue más alta en las que se
desarrollaron en los sustratos preparados con el suelo de Gigante (tratamientos 9 y 15) (Figura
39). En cuanto al efecto que tuvo el sustrato preparado con pulpa y lombricompuesto en la
menor proporción en el suelo de Gigante (tratamientos 9 y 15), se encontraron valores sobre el
promedio de las variables de crecimiento; mientras que las plantas que se sembraron en
anteriores compuestos mencionados en el suelo de Naranjal mostraron valores más bajos
(Figura 40).
Los sustratos preparados con gallinaza (tratamientos 3 y 11) presentaron un alto contenido de
magnesio y una alta capacidad de intercambio catiónico, lo que permitió ubicarse en el plano
cartesiano sobre el promedio del componente de las características químicas del sustrato. En el
conteo de microorganismos se observó que las bacterias en este sustrato tuvieron valores más
altos que en los sustratos preparados con pulpa y lombricompuesto. Además que el valor de
pH y el contenido de calcio y fósforo están influyendo en el componente 2, lo que hace que se
ubiquen sobre el promedio de las variables microbiológicas (Figura 39).
Se observó que en el componente determinado como las variables de crecimiento de las
plantas, el fósforo tiene un gran peso en el cuadrante negativo, lo cual hace que los
tratamientos preparados con la gallinaza se ubiquen como compuestos que presentan un alto
contenido de este nutrimento. Esta es la razón por la cual las plantas sembradas en el suelo de
131
Naranjal con la gallinaza a pesar de presentar un mayor desarrollo que las sembradas en los
tratamientos preparados con pulpa y lombricompuesto, se ubican por debajo del promedio en
los valores de crecimiento. Las plantas sembradas en el suelo de Gigante presentaron valores
más bajos en las variables de desarrollo que las sembradas en el suelo de Naranjal (Figura 40).
.
132
66 DDIISSCCUUSSIIÓÓNN
6.1 CONDICIONES QUÍMICAS DEL SUSTRATO
Las funciones de la materia orgánica en el suelo son importantes porque mejoran las
condiciones físicas debido al cambio de color, textura, estructura, circulación de gases y
capacidad de retención de agua y las condiciones químicas porque favorece la disponibilidad de
numerosos elementos esenciales para las plantas y acrecienta la capacidad amortiguadora del
suelo (Parra, 1959). En este estudio al adicionar los diferentes compuestos orgánicos al suelo
de Naranjal y al de Gigante se modificaron las condiciones físicas como fue la textura y las
condiciones químicas al cambiar los contenidos de materia orgánica, pH y contenido de macro
y micronutrimentos (Anexo L). En la medida que se aumentaron los niveles de los compuestos
orgánicos se aumentó el pH, el contenido de materia orgánica y de ciertos nutrimentos,
observándose diferencias entre los compuestos orgánicos. Es obvio entender que cada uno de
estos compuestos presenta unas características diferentes que hace que unos aporten más
elementos que otros (Figura 39, Anexo L).
El efecto que se observó en el alto contenido de materia orgánica, aumento de pH y el gran
aporte de nutrimentos por la pulpa (Anexo L), ha sido observado en varios estudios donde se
encontró que este material es un compuesto rico en materia orgánica, nitrógeno, fósforo,
potasio, calcio, magnesio, azufre, hierro, manganeso y boro (Velásquez, 1977; Cadena, 1983;
Aguilar, 1961).
El lombricompuesto que es un sustrato que proviene de la descomposición de la pulpa con la
lombriz roja californiana (Eisenia foetida) presentó un mayor contenido de nutrimentos que
los de la pulpa descompuesta por el método tradicional (Anexo L), debido al hecho que las
lombrices mejoran las características físicas, químicas (nitrógeno, calcio, magnesio, hierro,
manganeso cobre y zinc) y microbiológicas (Aristizabal y Montoya, 1991; Arango y Dávila,
1991). A los seis meses el contenido de materia orgánica, nitrógeno y potasio fue más alto en
los suelos mezclados con la pulpa y el lombricompuesto que con los demás compuestos
orgánicos (Tabla 1, Anexo M). Varios autores han reportado el aumento de fósforo, potasio,
133
nitrógeno y materia orgánica por parte de la pulpa de café al ser adicionada al suelo (Lopez y
Calle, 1956; Malaver y Suarez, 1965; Parra, 1959).
El alto contenido de calcio y fósforo en los suelos que fueron mezclados con la gallinaza
(Tabla 1 Anexo K) también lo observaron Malaver y Suarez (1965) quienes al adicionar
gallinaza al suelo encontraron que los contenidos de calcio y fósforo fueron más altos al
compararlos con el estiércol vacuno, pulpa de café y ripio de bagazo de caña, resultado que se
explicó no sólo por la cantidad que de estos elementos contiene dicho material, según lo
demuestran los análisis químicos que realizaron, sino por el efecto de este material orgánico
sobre la movilidad de aquellos, en la parte mineral del suelo.
La cenichaza también fue un compuesto que al ser adicionado al suelo presentó al inicio y al
final del experimento un alto contenido de calcio y fósforo (Tabla 1, Anexo L, Anexo M).
Salazar (1991) y Arcila (1993) al evaluar la cenichaza encontraron que este compuesto tiene
altos contenidos de fósforo, potasio, calcio y materia orgánica.
En este experimento se observó que de acuerdo al compuesto orgánico adicionado, los suelos
presentaron condiciones químicas determinadas debido al aporte de nutrimentos de cada uno
de los compuestos orgánicos.
6.2 DESARROLLO VEGETAL
Las plantas que se sembraron en el suelo de Naranjal presentaron un mejor desarrollo que las
sembradas en el suelo de Gigante (Tabla 2, Anexo O, Anexo P), lo cual se relacionó con las
condiciones químicas iniciales que presentaron los suelos los cuales eran contrastantes, donde
el suelo de Naranjal se caracterizó por presentar un alto contenido de materia orgánica y de
fósforo (Anexo L).
La cenichaza fue el compuesto orgánico que más favoreció el desarrollo de las plantas en los
dos suelos evaluados (Tabla 2), con un efecto más notorio cuando el sustrato fue preparado en
la menor proporción (Figura 40, Anexo O, Anexo P). El desarrollo de las plantas sembradas en
los sustratos preparados con la mayor proporción de cenichaza fue menor que las sembradas
en los sustratos con el menor contenido de cenichaza. Este resultado fue diferente a lo
observado por Salazar (1991), quien mostró que para el llenado de las bolsas de los almácigos
de café se puede utilizar la cenichaza en cualquier proporción con efectos similares sobre el
desarrollo de las plantas de café. La diferencia entre este trabajo y el realizado por Salazar
134
(1991) puede ir ligado al tipo de suelo, a las condiciones del sustrato, al riego y a las
condiciones en que se encontraban las plantas de este estudio.
Las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con la cenichaza en la mayor
proporción, presentaron un menor desarrollo que las plantas sembradas en el suelo de Naranjal
(Figura 40, Anexo O, Anexo P), debido a que en éste se presentó un pH muy alto que quizás
ocasionó problemas en el desarrollo de las plantas. Velásquez (1977) determinó que el cafeto se
desarrolla óptimamente en medios con pH entre 5.0 y 6.0. A pH mayores de 6.0 se pueden
presentar problemas nutricionales tales como deficiencias de hierro y manganeso,
principalmente debido a que a éstos pH se insolubilizan.
La gallinaza es un compuesto orgánico que debe ser utilizado después de una adecuada
descomposición y en bajas proporciones para que no se presenten efectos detrimentales en las
plantas. En este trabajo se observó que las plantas sembradas al inicio del experimento en los
sustratos preparados con gallinaza murieron (Figura 7), debido a las altas temperaturas que se
generaron por el inicio de la descomposición de este material orgánico al mezclarlo con suelo y
agua. Una vez se dejó descomponer la gallinaza por 4 meses al sembrar de nuevo las chapolas
en la menor proporción, se observó que las plantas no se marchitaron ni presentaron síntomas
de fitotoxicidad; aunque el desarrollo fue similar al de las plantas sembradas en los suelos
testigos (Tabla 2, Anexo O, Anexo P). Salazar y Mestre (1990), al aplicar gallinaza como
compuesto orgánico en almácigos de café, obtuvieron un mayor desarrollo en las plantas
sembradas en este sustrato que las sembradas en el suelo testigo; además determinaron que la
mezcla de suelo y gallinaza en proporción volumétrica de ¾ partes de suelo y ¼ parte de
gallinaza, presentó los mayores valores en el peso de la parte aérea, el peso seco de las raíces y
la altura de las plantas.
Estudios realizados con la adición de pulpa y lombricompuesto en almácigos de café han
mostrado efectos positivos en el crecimiento y desarrollo de las plantas (Mestre, 1973; Cadena,
1983; Salazar, 1992), situación que no ocurrió en este estudio, en el cual se presentó un efecto
detrimental sobre el desarrollo de las plantas, especialmente cuando el suelo utilizado fue el de
Naranjal (Tabla 2, Anexo O, Anexo P). El efecto que tuvieron la pulpa y el lombricompuesto
sobre las plantas que se desarrollaron en estos sustratos pudo estar relacionado con la
deficiente descomposición de éstos. Cadena (1980) menciona que el mal desarrollo de las
plantas sembradas en sustratos preparados con pulpa sin un grado óptimo de descomposición,
se debe a la toxicidad que se presenta y a la menor contribución nutricional por parte de la
135
pulpa no descompuesta. Las plantas que se sembraron en los sustratos preparados con la
mayor proporción de pulpa y lombricompuesto, murieron a los tres meses de ser sembradas
presentando síntomas de quemazón en las hojas y raíces con una posterior defoliación. Esto
indica que a medida que transcurre el tiempo, si la pulpa no está bien descompuesta, el efecto
tóxico es mayor y entre mayor sea la cantidad de pulpa adicionada al sustrato, mayor es la
toxicidad de las plantas en el almácigo, lo cual fue observado también en el trabajo realizado
por Cadena (1980).
Al sembrar nuevas plantas en los mismos sustratos preparados con el lombricompuesto y la
pulpa en la mayor proporción el desarrollo de las plantas mejoró (Anexo O, Anexo P). Este
efecto también lo observó Cadena (1980) quien luego de sembrar nuevas plantas en sustratos
que a los tres meses habían producido problemas de fitotoxicidad, encontró que el efecto
desapareció en la resiembra.
Las plantas sembradas en el suelo de Gigante mezclado con lombricompuesto y pulpa
tendieron a presentar un mejor desarrollo que las sembradas en el suelo de Naranjal mezclado
con esos mismos compuestos orgánicos y en las mismas proporciones (Tabla 2, Anexo O,
Anexo), a excepción de la mezcla de pulpa en la mayor proporción en el suelo de Gigante,
donde las plantas se murieron. En estos resultados pudieron influir las condiciones iniciales del
suelo, en las cuales el de Naranjal presentó un mayor contenido de materia orgánica y de otros
nutrimentos. Uribe y Salazar (1983) al evaluar en términos de producción la mejor manera de
aplicar la pulpa descompuesta de café, observaron que la pulpa aplicada al hoyo de siembra,
cuando el suelo no carece de materia orgánica, tiene muy poca influencia sobre la producción
de café.
Resultados de trabajos realizados en Cenicafé han concluido que en suelos con bajos
contenidos de materia orgánica, la cantidad de nitrógeno a aplicarse debe ser mayor que en
suelos ricos en aquella (12%-15% de materia orgánica), en los cuales es suficiente una dosis
media (Federación Nacional de Cafeteros 1986, citado por Valencia y Salazar, 1993 y
Federación Nacional de Cafeteros 1977 citado por Valencia, 1999).
Al ser modificada las condiciones del suelo no necesariamente se observa un buen desarrollo
de las plantas ya que esto implica que el compuesto orgánico debe estar en las condiciones
adecuadas para evitar que inicie la descomposición y se genere un efecto detrimental en las
plantas. En este estudio al adicionar, la pulpa, el lombricompuesto y la gallinaza, se observó un
cambio en las características químicas de los suelos, pero las plantas que fueron sembradas no
136
presentaron un buen desarrollo, lo cual se relacionó probablemente con una deficiente
descomposición de estos compuestos.
6.2.1 ANÁLISIS FOLIAR
Las hojas de las plantas sembradas en los sustratos preparados con pulpa y lombricompuesto
presentaron los más altos contenidos de nitrógeno y potasio (Tabla 3), lo cual se relacionó con
el alto contenido de estos nutrimentos en esos sustratos (Tabla 1). En un estudio realizado en
seis lugares de la zona cafetera, evaluando los contenidos adecuados o normales de los cuartos
pares de las hojas de café correspondientes a las producciones máximas, el nitrógeno fue el
elemento que más influyó en la composición mineral de las hojas, encontrando que al
aumentar la cantidad de nitrógeno aplicado al suelo hubo aumento lineal y altamente
significativo de nitrógeno y de manganeso en la hoja en el 89% y en el 60% de los muestreos,
respectivamente. También se encontró que hubo disminución lineal altamente significativa de
fósforo y de boro en el 73% y 60% de los muestreos, respectivamente (Valencia, 1999).
Las plantas sembradas en los sustratos preparados con cenichaza, presentaron en los tejidos
foliares los mas altos contenidos de calcio (Tabla 3), resultado que también se relacionó con el
contenido de este nutrimento en el sustrato, el cual tuvo una efectiva absorción por parte de
las raíces. Las plantas sembradas en los sustratos preparados con pulpa, gallinaza y
lombricompuesto presentaron valores muy bajos en el contenido de calcio del tejido foliar aún
al compararlos con las plantas sembradas en el suelo sin la adición de compuesto orgánico
(testigo) (Tabla 3). Este resultado puede tener su explicación debido a efectos de
desplazamiento por otro elemento lo cual fue observado por Parra (1959) y Huerta (1962)
quienes al evaluar la pulpa de café descompuesta como abono orgánico para la planta de café y
de maíz, respectivamente, observaron un alto contenido de potasio en el sustrato y en las hojas
de las plantas, pero disminuyendo significativamente los contenidos foliares de calcio y de
magnesio. Las plantas sembradas en el suelo de Naranjal mezclado con los diferentes
compuestos orgánicos no mostraron diferencias en el contenido de magnesio y fósforo a pesar
que los sustratos preparados con gallinaza y cenichaza presentaron los mayores valores de
estos elementos (Tabla 3).
El contenido foliar de fósforo fue mayor en los tratamientos preparados con los compuestos
orgánicos que en los testigos. Sin embargo al comparar el fósforo entre los tratamientos a los
137
cuales se les adicionaron los compuestos orgánicos no se observaron diferencias a pesar de los
mayores contenidos de este elemento en los sustratos preparados con la gallinaza (Tabla 3). A
pesar que el suelo de Naranjal presentó una mayor cantidad de fósforo, la cual se incrementó
con la adición de los compuestos orgánicos, en las plantas se observó un menor contenido de
este elemento comparadas con las sembradas en el suelo de Gigante (Tabla 1, Tabla 3). Este
resultado puede deberse al hecho que las raíces son selectivas en la absorción de algunos iones,
y por lo tanto la composición iónica del sistema aéreo frecuentemente es muy distinta a la de la
solución del suelo; además las plantas pueden acumular un nutrimento y rechazar otro en
relación con sus concentraciones en el sustrato (Wild, 1992).
6.3 PRESENCIA DE BACTERIAS Y DE HONGOS
El suelo de Naranjal, se caracterizó por presentar un mayor contenido de materia orgánica y de
otros nutrimentos y un pH más bajo que el suelo de Gigante. En el análisis microbiológico
sólo se observaron diferencias significativas en el número de hongos a favor del suelo de
Gigante el cual presentó los mayores valores (Tabla 4, Figura 9). Este resultado fue diferente a
lo esperado ya que entre más bajo sea el pH (menor de 5) se favorece la reproducción de los
hongos y se produce una mayor acumulación de materia orgánica debido a que se limita la
acción bacteriana y de la macroflora (Fassbender y Bornemisza, 1987). En cuanto a los
microorganismos identificados al inicio del experimento, éstos fueron muy diferentes entre los
dos suelos evaluados (Tabla 6). Esta heterogeneidad de los microorganismos, se debió a las
diferentes condiciones que tuvieron, como fue el valor de pH, contenido de materia orgánica,
las condiciones físicas y los contenidos de nutrimentos presentes, lo que hace que cada
microhabitat tenga un determinado número y tipo de microorganismos (Wild, 1992).
Al correlacionar las características químicas de los sustratos con el número de
microorganismos, en la mayoría de los elementos evaluados no se observó una correlación
estadísticamente significativa, aunque la literatura reporta que las características físicas y
químicas del suelo determinan la naturaleza del medioambiente en el cual los microorganismos
son encontrados (Alexander, 1961). Sólo se observó una correlación significativa entre el pH y
el contenido de Calcio de los sustratos al inicio del experimento con el número de bacterias,
debido a que pH altos favorecen el establecimiento estas.
138
De la misma forma en que se adicionó un compuesto orgánico al suelo, y se aumentó el pH, el
contenido de materia orgánica, y nutrimentos; también se aumentó el número de
microorganismos (Tabla 4, Anexo V), indicando que estos compuestos no sólo cumplen la
función de ser fuente de energía y carbono para los microorganismos que habitan el suelo, sino
también que aportan un alto número de bacterias y de hongos.
Al realizar las mezclas de los suelos con la cenichaza, se observaron los valores mas altos de
microorganismos que los presentados en las mezclas con la pulpa, lombricompuesto y gallinaza
(Tabla 4, Anexo V). Este resultado no coincidió con lo presentado en reportes donde se
determinó que los compuestos que provienen de la descomposición de la pulpa presentan un
mayor número de bacterias y de hongos. Esto lo observó Blandon (1996) quien reportó un
número de aerobios mesófilos de 2 x 1010 y de hongos y levaduras de 2.5 x 105 presentes en la
pulpa descompuesta y de 1.4 x 1011 de aerobios mesófilos y 2.7 x 105 de hongos y levaduras en
el lombricompuesto. Mientras Arcila (1993) reportó un número de 4 x 107 unidades
formadoras de bacterias por gramo de cenichaza de tres meses de descompuesta y un número
de hongos y levaduras de 8 x 105 de unidades formadoras de colonias.
La baja población de microorganismos aportados por la pulpa y el lombricompuesto en este
estudio, pudo estar influida por la poca humedad que presentaban inicialmente los compuestos
los cuales se encontraban almacenados por un largo tiempo sin estar en contacto con agua. Se
ha encontrado que al ser bajo el suministro de agua, la capacidad que tienen los
microorganismos para catalizar reacciones químicas es pobre o cesa y sus poblaciones tienden
a desaparecer (Burbano, 1989). Este efecto quizás influyó en la falta de descomposición que
presentaron estos compuestos orgánicos.
La gallinaza mezclada con el suelo también presentó un número menor de microorganismos al
compararla con la cenichaza, aspecto que está relacionado con la fuente de la cual proviene y
su manipulación (Tabla 4, Anexo V). El estiércol de gallina una vez es obtenido se pone a secar
bajo techo y se le adiciona cal, este compuesto no es sometido a procesos de descomposición.
La observación de los microorganismos después de haber adicionado los compuestos
orgánicos a los suelos determinó la aparición de nuevas poblaciones, indicando que hubo
presencia de otros grupos de microorganismos que entraron a competir con los del suelo por
las fuentes de alimentos que son requeridos por ellos (Tabla 6). En este estudio los suelos
mezclados con la pulpa presentaron bacterias como Providencia rettgeri, Flavimonas oryzihabitans,
Pseudomonas stutzeri, Stenotrophomonas maltophilia, Serratia marcescens y Enterobacter cloacae En los
139
suelos con lombricompuesto se observó Serratia marcescens , Flavimonas oryzihabitans, Pseudomonas
stutzeri, Acinetobacter Iwoffi, Stenotrophomonas maltophilia y Xanthomonas spp. Algunas de estas
bacterias coincidieron con el estudio realizado por Blandon (1996), donde identificó
microorganismos de los productos finales del compostaje y el lombricompuesto de pulpa
donde reporta bacterias pertenecientes al género Providencia, Pseudomonas, Enterobacter,
Actinomadura, Aspergillus, Cladosporium, Xanthomonas, Serratia entre otras.
Esto indica que ciertas poblaciones son estimuladas por estos compuestos, donde están
cumpliendo funciones de descomposición. La exitosa colonización y la utilización de algún
sustrato por los microorganismos depende de la composición química de éste, con lo cual la
naturaleza de la microbiota del suelo puede variar con la composición química del sustrato
adicionado (Shaban, 1996, Alexander, 1961).
También se observaron microorganismos comunes entre los sustratos preparados con los
diferentes compuestos orgánicos en el grupo de las bacterias como son: Serratia marcescens,
Stenotrophomonas maltophilia, Pseudomonas stutzeri, Flavimonas oryzihabitans, Acinetobacter iwoffi y
Flavobacterium odoratum, e igualmente entre el grupo de los hongos pertenecientes al género
Aspergillus, Penicillium, Trichoderma, Fusarium y Mucor. Alexander (1961), reporta que la aplicación
de sustratos orgánicos altera la composición de la flora y la relativa dominancia de grupos
específicos de hongos como son los reportados en este estudio. Entre el grupo de
microorganismos se observaron géneros y especies específicas del compuesto orgánico
utilizado. En los sustratos preparados con gallinaza, pulpa y lombricompuesto se observó un
hongo con características muy similares al Cylindrocarpon. En los sustratos preparados con
cenichaza se aisló e identificó el hongo Peyronellae. Con la adición de gallinaza se estimuló la
presencia de Verticillium en el suelo Naranjal y el aporte de la bacteria Salmonella sp. en el suelo
Gigante (Tabla 6). El hongo Paecilomyces se presentó sólo en el suelo de Gigante y se observó
aún con la adición de compuestos orgánicos.
El alto número de microorganismos presentes en los sustratos preparados con cenichaza
estuvo relacionado con las buenas condiciones del compuesto, las mismas condiciones que
favorecieron el desarrollo de las plantas. Wild (1992) señala que las mismas exigencias de los
microorganismos en cuanto a elementos nutritivos, agua, temperatura adecuada y ausencia de
condiciones nocivas son las mismas de las plantas cultivadas.
Las condiciones del sustrato están determinadas por el tipo de compuesto orgánico el cual
debe de estar bien descompuesto. El tiempo descomposición depende del tipo de material
140
orgánico donde unos requieren de tiempo mas prolongados para su descomposición Tal es el
caso de la pulpa la cual necesita por lo menos 5 meses de descomposición (método tradicional)
y mediante la utilización de la lombriz roja californiana por lo menos 4 meses. En contraste la
cenichaza pasa por un periodo de curado o fermentación a cielo abierto, que ocurre en un
lapso de 20 días mínimo y tres meses máximo. La cenichaza es un compuesto orgánico
relativamente más fácil de manipular que la pulpa debido a que después de cumplir procesos a
los que son sometidos (Arcila, 1993) salen casi listos para su utilización como abono y es
menor el riesgo de fitotoxicidad para las plantas.
EFECTO EN LA RIZOSFERA
Una vez son sembradas las plantas en el suelo o en cualquier tipo de sustrato se generan
profundas modificaciones como el descenso en la concentración de algunos elementos
minerales y de agua y aumento del CO2, de carbonatos, y de materia orgánica (Hernández,
1992), cambios que influyen directamente sobre la flora microbiana.
Este aspecto se observó al determinar los microorganismos de la rizosfera en donde el número
de bacterias y de hongos cambió, con respecto al conteo realizado en los sustratos al inicio del
experimento. Estos cambios fueron en la población de bacterias y hongos presentes en la
rizosfera de las plantas sembradas en los suelos testigos y en el suelo de Naranjal mezclado con
pulpa; en el número de bacterias en el suelo de Naranjal mezclado con gallinaza y
lombricompuesto; en el número de hongos de la rizosfera de las plantas sembradas con
lombricompuesto y en el número de bacterias en el suelo de Gigante mezclado con pulpa y
gallinaza (Tabla 5, Anexo W).
El aumento en el número de los microorganismos en la rizosfera es debido al llamado efecto
rizosférico que se genera por la presencia de exudados que son compuestos solubles e
insolubles que se liberan de las células vivas y muertas de la raíz de las plantas (Burbano, 1989;
Hernández, 1992; Bolton et al, 1993)
Los sustratos preparados con el suelo de Naranjal y de Gigante mezclados con cenichaza y el
suelo Gigante mezclado con lombricompuesto presentaron al inicio del experimento un alto
número de microorganismos, los cuales disminuyeron en la rizosfera 6 meses después de
sembradas las plantas (Tabla 5, Anexo W), como consecuencia del establecimiento de un
equilibrio en la población de microorganismos al producirse interacciones de competencia,
amensalismo, predación entre otras, haciendo que solo ciertas poblaciones se adapten a las
141
nuevas condiciones que se establecen (Alexander, 1961; Trevors y Elsas, 1997). De esta forma
la población de microorganismos del suelo vive en aquello que a menudo se describe como un
equilibrio inestable que es un estado en el cual al mismo tiempo cada individuo se equilibra con
su vecino. Cuando el suelo se mantiene sin disturbar y bajo condiciones constantes, la
variabilidad diaria en el equilibrio es pequeña, principalmente por la escasez de fuentes de
energía (Burbano, 1989).
El número de microorganismos en la rizosfera de las plantas sembradas en el suelo de Naranjal
y en el suelo de Gigante no presentó diferencias significativas (Tabla 5, Figura 12), aunque en
el suelo Naranjal la población tendió a ser más alta. En este caso los exudados radicales de las
plantas sembradas en el suelo de Naranjal favorecieron la población de microorganismos en
una mayor proporción.
Aunque los microorganismos presentes en la rizosfera de las plantas sembradas en los sustratos
preparados con cenichaza fue mas baja que en el sustrato al inicio del experimento, en estos se
presentaron los valores mas altos en relación con los demás sustratos (Tabla 5). Mengel y
Kikby (1987), mencionan que la actividad microbial en la rizosfera es dependiente del
metabolismo de las plantas. Si estas crecen bajo condiciones favorables, por ejemplo si
translocan buenas cantidades de fotosintatos, la actividad metabólica de la raíz es alta y la
rizosfera es bien suplida por componentes carbonados orgánicos, lo cual favorece el desarrollo
de los microorganismos.
Este efecto se observó en el suelo de Naranjal donde el número de microorganismos presentes
en la rizosfera de las plantas sembradas en el suelo testigo, no mostró diferencias significativas
con la población de microorganismos de las plantas sembradas en los sustratos preparados con
pulpa y lombricompuesto en la menor proporción, situación que se relacionó con los
problemas de fitotoxicidad y por lo tanto con el mal desarrollo de esas plantas. Este mismo
efecto también se presentó en el suelo de Gigante mezclado con pulpa en la menor
proporción. Estos resultados indican que a pesar de haber adicionado compuestos orgánicos a
los suelos, no se observó un efecto en el número de microorganismos debido a que la fuente
de energía y carbono se fue agotando, y por lo tanto, los exudados de las plantas no fueron
suficientes para mantener una alta población de la microbiota en la rizosfera. Los sustratos que
presentaron un alto contenido de materia orgánica y de nutrimentos (Figura 39) como fueron
los preparados con pulpa y lombricompuesto, presentaron una baja población de
microorganismos comparada con los demás compuestos. En algunos casos el alto contenido
142
de un nutrimento mineral puede suprimir el crecimiento de una determinada población de
microorganismos, debido a que requieren pequeñas trazas de elementos como el sodio,
magnesio, calcio, potasio, hierro, manganeso, cobre, zinc, boro, molibdeno y cobalto (Stotsky,
G. 1997; Burbano, 1989).
Pero al evaluar cada una de las proporciones se observó que en la rizosfera de las plantas
sembradas en la mayor proporción de compuesto orgánico (25partes de suelo y 75 de materia
orgánica) se presentó un más alto número de microorganismos a pesar de observarse efectos
detrimentales en las plantas tal como ocurrió con los sustratos preparados con pulpa y
lombricompuesto (Figura 39, Anexo W). Se deduce de este resultado, la influencia directa que
ejerce la materia orgánica como fuente de alimento (carbono) tanto para los microorganismos
de la rizosfera como para los microorganismos del resto del sustrato (Kirchner, M. J, et al
1993). Es de esperarse que después de un tiempo más prolongado, en la rizosfera de las plantas
sembradas en esos mismos sustratos, las condiciones para algunos microorganismos serán
diferentes cuando el alimento se agote y la permanencia de la microflora dependerá de los
exudados de la raíz. En este punto se puede observar la influencia directa que ejerce el
desarrollo de la planta y por lo tanto la liberación de componentes que van a favorecer la
población microbiana. El número y la actividad de los microorganismos están controlados
parcialmente por la cantida d de energía que pueda liberarse en la descomposición de materia
orgánica y no interesa cuantas etapas o que tipo de microorganismos intervienen en su
degradación, ya que, solamente se puede obtener una cantidad limitada de energía (Wild, 1992).
Por lo tanto en la rizosfera de las plantas que presentaron un bajo desarrollo y problemas de
fitotoxicidad, se observó una menor cantidad de los microorganismos evaluados que las
sembradas en los sustratos con cenichaza (Tabla 5). Esto indica que así como el sustrato
influyó el desarrollo de las plantas y su metabolismo, también influyó en la población de
microorganismos habitantes de la rizosfera.
El pH, el contenido de calcio y de fósforo favorecieron la presencia de bacterias (Anexo Q,
Anexo R). Se determinó que entre más altos sean estos valores en los sustratos preparados con
los compuestos orgánicos mayor es el número de bacterias. Este efecto se observó en la
rizosfera de las plantas sembradas en los sustratos preparados con cenichaza y gallinaza. En el
caso de la gallinaza, el número de bacterias fue mayor y el número de hongos disminuyó
comparando con los valores en la rizosfera de las plantas sembradas en los sustratos con pulpa
143
y lombricompuesto. El pH del suelo también influye en la presencia y en la actividad de
microorganismos; a valores mayores de 5.5 predominan las bacterias en el suelo y en la
rizosfera (Burbano, 1989).
Así como los microorganismos son influidos por los exudados de las plantas, las plantas que
crecen en el suelo viven a expensas de los productos de la actividad microbiana, ya que los
microorganismos están oxidando continuamente los materiales orgánicos, dejando como
residuo y en forma utilizable una gama de elementos que las plantas necesitan para su
crecimiento. Los microorganismos de la rizosfera, por estar íntimamente relacionados con el
sistema radical, pueden influir favorable o adversamente en el desarrollo de la planta. Cualquier
sustancia benéfica o tóxica producida puede causar una respuesta inmediata y profunda, por
tanto las variaciones en el número o en las proporciones de grupos pueden afectar a las plantas
a través de las reacciones catalizadas microbiológicamente (Burbano,1989; Wild, 1992;
Marschner, 1995).
En la rizosfera de las plantas los microorganismos aislados, en la mayoría de los tratamientos,
fueron distintos a los aislados al inicio del experimento en los sustratos (Tabla 6, Tabla 7).
Algunos microorganismos que son adicionados con los compuestos orgánicos desaparecen
cuando el material es utilizado y descompuesto totalmente, mientras que otras especies pueden
sobrevivir (Beauchamp y Hume, 1997). Así como difiere el número de microorganismos
presentes en la rizosfera con los presentes en la parte del sustrato no afectado por las raíces, la
diferencia también va ligada con cambios cualitativos, debido a los efectos selectivos del
sistema radical en la composición de las comunidades microbiales de la rizosfera. Se debe tener
presente que la calidad y cantidad de los exudados producidos por las raíces de las plantas
dependen de las especies de plantas, condiciones ambientales y tipos de suelo (Vancura, 1988).
La población bacteriana de la rizosfera se diferencia de la del resto del suelo en el hecho que
contiene mayores proporciones de formas Gram negativas (Alexander, 1961). De la misma
manera, las exigencias de nutrimentos que presenta la población de la rizosfera (factores de
crecimiento complejo), son diferentes a las que presenta la población normal del suelo (Wild,
1992.).
En este estudio, entre las bacterias comunes encontradas en la rizosfera fueron las especies que
pertenecen al género Pseudomonas (Pseudomonas fluorescens y Pseudomonas putida, Burkholderia cepacia)
144
las cuales se ha determinado que cumplen funciones en el control biológico de hongos
fitopatógenos como Rhizoctonia, Pythium, y Fusarium, entre otros (Howell y Stipanovic, 1979,
1980; Scher y Baker, 1982; Hebbar et al, 1992) y son considerados como rhizobacterias
promotoras (Shishido y Chanway 1998; Vancura, V 1989) y reguladoras del crecimiento vegetal
(Rasnizina, 1938; Hussain and Vancura, 1970; Prikryl, 1985 citados por Arshad and
Frankenberger, 1993). Las bacterias del género Pseudomonas son frecuentemente colonizadoras
de la rizosfera porque están asociadas con la materia orgánica, es un grupo diverso
nutricionalmente y es un grupo con una gran tasa de crecimiento (Bowen, 1980 citado por
Bolton et al, 1993).
Otro género de bacterias identificadas en la rizosfera es Enterobacter, donde especies como
Enterobacter cloacae ha sido evaluada como controlador biológico de Pythium; solubilizadora de
fósforo y fijadora de nitrógeno (Berge et al, 1991) y la Stenotrophomonas maltophilia que cumple
funciones como fijadora de nitrógeno y solubilizadora de fósforo (Freitas et al, 1997). Otra
bacteria observada pero en menor proporción es Agrobacterium tumefaciens la cual se ha
reportado por ser fijadora de Nitrógeno (Kanvinde y Sastry , 1990; Andrade et al, 1997).
La gran presencia de colonias desarrolladas en el medio LG, en los tratamientos preparados
con cenichaza, determina que es un sustrato óptimo para el desarrollo de bacterias fijadoras de
nitrógeno de vida libre. Este tipo de bacteria está presente en los almácigos de café y está
beneficiando el desarrollo de las plantas. Los posibles mecanismos de la acción de Azotobacter
esta en la fijación de nitrógeno (Karunakar y Rajagopalan, 1936; Uppal et al, 1939, citados por
Arshad y Frankenberger, 1993) y producción de sustancias reguladoras de crecimiento
(Vancura y Macura, 1960; Brakel y Hilger, 1965; Vancura, 1961 citados por Arshad y
Frankenberger, 1993). La diferencia en cuanto a la presencia de estas bacterias en los diferentes
sustratos (Tabla 8) indica que el compuesto orgánico utilizado para la preparación de los
almácigos influye en el establecimiento de la bacteria.
Entre el grupo de hongos presentes en los almácigos de café se observaron controladores
biológicos como Trichoderma, Verticillium, Paecilomyces, Metarrizium, reguladores de crecimiento
vegetal como Fusarium, Aspergillus, y Penicillium (Kampert and Strzelczyk, 1975; Dvornikova et
al, 1968 citados por Arshad y Frankenberger, 1993), Peyronellae spp., Cylindrocarpon spp., Mucor
spp. entre otros, los cuales pueden estar cumpliendo funciones de saprofitismo en los
sustratos.
145
A pesar de no detectarse ninguna correlación entre la población de bacterias en el sustrato y en
la rizosfera, y la población de hongos en la rizosfera, con el desarrollo de las plantas (Anexo T),
se observó que los sustratos que fueron preparados con la cenichaza presentaron altas
poblaciones de microorganismos y permitieron un buen desarrollo de las plantas. Muchos
grupos de microorganismos pueden ser responsables del incremento en el peso de las hojas y
la raíz y en la toma de nitrógeno y fósforo. Estos grupos incluyen bacterias promotoras del
crecimiento vegetal, MA y hongos no micorrícicos como saprófitos o patógenos (Brejda et al,
1998).
Se presentó una alta correlación entre el número de hongos observados en los sustratos al
inicio del experimento con el desarrollo de las plantas (Anexo T), lo que determinó que las
condiciones de los sustratos influyeron tanto en el desarrollo de las plantas como en la
población de hongos presentes en estos.
Al correlacionar el contenido de nutrimentos en el tejido foliar de las plantas con el número de
bacterias determinadas en el sustrato al inicio del experimento y en la rizosfera al final del
mismo, solo se observó una alta correlación con el contenido de magnesio (Anexo S). Además
se determinó una correlación inversa entre el contenido de potasio y boro presentes en el
tejido foliar de las plantas con el número de bacterias presentes en el sustrato al inicio del
experimento (Anexo S). Lo anterior, quizás es debido a las condiciones químicas de los
sustratos donde las plantas que presentaron los niveles mas altos de potasio en el tejido foliar
fueron las sembradas en los sustratos preparados con pulpa y lombricompuesto los cuales
presentaron altos niveles de este nutrimento y bajas poblaciones de bacterias.
Las raíces de las plantas sembradas en los tratamientos preparados con cenichaza en la mayor
proporción, fueron mas gruesas (observación no-medición, Anexo Z) que las de los otros
tratamientos, posiblemente debido a los altos niveles de colonización por las endomicorrizas
nativas y al alto número de microorganismos presentes en la rizosfera de las plantas (Schonwitz
y Ziegler, 1989 citado, por Kothari, et al, 1990). Las plantas sembradas en los sustratos
preparados con la cenichaza en menor proporción presentaron un abundante sistema radical
(Anexo Z). Mientras que las plantas sembradas en la pulpa, lombricompuesto y gallinaza
presentaron un sistema radical deficiente (Anexo Z). Los microorganismos de la rizosfera
pueden estimular o inhibir el crecimiento de la raíz dependiendo del tipo de microorganismos y
las condiciones medioambientales (Marschner, 1995). La inhibición como fue en los
tratamientos preparados con pulpa, lombricompuesto y gallinaza pudo ser causada por la
146
producción de fitotoxinas. La estimulación como en los tratamientos preparados con cenichaza
se pudo generar por la movilización de nutrimentos minerales, fijación de nitrógeno, y o la
producción de fitohormonas (Marschner, 1995).
6.4 AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE ENDOMICORRIZAS NATIVAS.
A pesar de los reportes de la relación entre las propiedades del suelo y la población de las
micorrizas (Vyas y Srivastava, 1987 y Hiremath et al, 1990 citado por Rathore y Singh, 1995) no
se observó una marcada diferencia en el número de esporas entre el suelo de Naranjal con el
de Gigante (Anexo U), aún presentándose características contrastantes. El alto contenido de
esporas en los sustratos preparados con pulpa y lombricompuesto, indica que estos
compuestos orgánicos estimulan la producción de esporas de endomicorrizas, debido al alto
contenido de materia orgánica y de nutrimentos como el nitrógeno y potasio, tal como lo
señaló el análisis de correlación (AnexoQ, Anexo R). Varios autores han determinado que la
función de las partículas orgánicas es proveer un microhabitat para el desarrollo de estos
hongos, los cuales pueden sobrevivir saprofíticamente en la materia orgánica (Warner 1984
citado por Brechelt, 1989; ST John, 1983 citado por Azcón-Aguilar et al 1999, Sylvia y
Williams, 1992.). El anterior efecto no se observó en los sustratos preparados con cenichaza y
gallinaza, los cuales tuvieron menores contenidos de materia orgánica, nitrógeno y potasio.
Las plantas que fueron sembradas en el suelo de Naranjal presentaron mayores niveles de
colonización que las sembradas en el suelo de Gigante, a pesar de la mínima diferencia en estos
suelos en el número de esporas. La diferencia en los niveles de colonización se pudo generar
por el tipo de endomicorrizas presentes en estos suelos (Tabla 9, Figura 32) y por las
condiciones químicas y biológicas que al ser contrastantes hicieron diferente el establecimiento
de la simbiosis. Bolaños (1996) observó que plantas de café de 5 años sembradas en el suelo de
Naranjal tuvieron menores niveles de colonización en relación con el suelo de Gigante, debido
a los niveles de fósforo que influyeron en la presencia de estas endomicorrizas y en su
capacidad de colonizar raíces, contrastando con lo observado en este trabajo donde las plantas
sembradas en el suelo de Naranjal presentaron altos niveles de colonización.
En este estudio el alto contenido de fósforo en el suelo de Naranjal no interfirió en los niveles
de colonización de las endomicorrizas, a pesar de considerarse que la concentración de fósforo
147
en el suelo modula la intensidad y efecto de la colonización micorrícica sobre una planta
hospedante, en la cual a niveles altos de fósforo soluble el grado de dependencia micorrícica
disminuye (Habte y Musoko, 1994). En este suelo las endomicorrizas también presentaron una
tolerancia al contenido de aluminio y a la acidez del suelo. Al respecto se ha especulado que la
adaptación de ciertas especies de endomicorrizas a condiciones de suelo ácido, podría estar
relacionada con la tolerancia de éstas a toxicidad por Aluminio (Arines, 1991, citado por
Guerrero 1996).
Diferentes estudios han considerado que las condiciones físicas (Bethlenfalvay et al, 1982) y el
contenido de nutrimentos (Sieverding, 1991; Sanchez, 1999) de los suelos influyen en la
colonización de las MA en las plantas. Al evaluar el desarrollo de las endomicorrizas cuando se
adicionaron los compuestos orgánicos al suelo de Naranjal el nivel de colonización por las
endomicorrizas disminuyó en todos los tratamientos, a excepción del tratamiento con la
cenichaza en mayor proporción, el cual fue el que mostró el más alto nivel de colonización. En
el suelo de Gigante la adición de los compuestos orgánicos favoreció los niveles de
colonización. Los niveles de colonización en los dos suelos al adicionar los compuestos
orgánicos fue distinto debido a las condiciones contrastantes en la fertilidad básica. De esta
forma, para predecir el efecto de adicionar fertilizantes ya sean minerales u orgánicos en la
población de MA es necesario conocer la fertilidad inicial del suelo ya que la producción de
esporas puede ser limitada por fertilidad final de ese suelo (Hayman, 1982). Este resultado
indica claramente, que los cambios en la fertilidad de los suelos por la adición de materia
orgánica pueden afectar la población de endomicorrizas nativas y su desarrollo.
Cuando se observa un efecto positivo en el establecimiento de las endomicorrizas al adicionar
los compuestos orgánicos, se puede relacionar con la disponibilidad de nutrimentos para la
planta hospedante y con incrementos de comunidades microbianas que favorecen la acción de
las MA (Sanchez 1999). Este resultado se ha observado en estudios donde al adicionar fuentes
orgánicas a los suelos de distintos cultivos, los niveles de colonización aumentan (Howard,
1943 y Sieverding, 1987c citados por Sieverding, 1991; Baby y Maniblushanrao, 1996, Ryan,
1994 citado por Smith y Read, 1997).
Por lo tanto se deduce que las MA pueden adaptarse a bajos y a altos niveles de fertilidad en el
suelo. En este sentido, los efectos de las MA en plantas que crecen bajo condiciones de alta
fertilidad es variable, lo común sería que sean inhibidas por los altos contenidos de
nutrimentos, especialmente de fósforo (Sylvia y Williams, 1992).
148
Altas concentraciones de fósforo eliminan o reducen la colonización de las micorrizas, aunque
la magnitud de los efectos está estrechamente influida por las especies hospedantes y por
factores medioambientales. La baja disponibilidad de fósforo también puede ser un factor
inhibidor de la colonización, de esta forma, solo se requieren bajas adiciones de fósforo que
incrementen el porcentaje de colonización (Smith y Read, 1997)
Los niveles más altos de colonización fueron observados en el suelo de Naranjal y en el de
Gigante, mezclados con la cenichaza en la mayor proporción (53 y 57% respectivamente). En
estos sustratos se presentaron altos contenidos de calcio (22.13 y 19.82 meq/100 g de suelo),
pH alto (6.8 y 7.4) y elevados niveles de fósforo (917 y 1034 ppm). Soedarjo y Habte (1993)
sugieren que el calcio puede jugar un importante rol en permitir la colonización por las MA, ya
que la reducción en la concentración de los iones hidrógeno puede contribuir a la colonización
por MA.
Las especies de endomicorrizas encontradas en el suelo de Naranjal parecen no fueron
afectadas por el aumento de pH al adicionar la cenichaza. Este resultado es diferente al
encontrado por Kucey y Diab (1984) quienes observaron que las endomicorrizas nativas
habitantes de condiciones ácidas, eran inhibidas en suelos con pH neutros. La baja inhibición
de las endomicorrizas nativas de los suelos evaluados se debe a que estas tienen un amplio
rango de adaptación al pH, aunque existen unas que presentan preferencias por pH específicos
para una máxima colonización de la raíz (Habte, 1999).
El suelo de Naranjal y el de Gigante presentaron una textura Franco-arcillosa. Cuando se
adicionaron los compuestos orgánicos esta se modificó en gran parte a una textura Franco-
arcillosa-arenosa (Anexo K). Este cambio físico de textura pudo favorecer la presencia y
desarrollo de las endomicorrizas, ya que estas se relacionan con una más baja retención de
humedad la cual favorece el desarrollo de estos organismos aerobios (Pfleger y Linderman,
1994, citado por Bolaños, 1996;). Esta influencia física de los suelos sobre las endomicorrizas
ha sido demostrada por Bethlenfalvay, et al (1982).
Los niveles de colonización en las raíces de las plantas de café sembradas en los diferentes
sustratos evaluados, estuvieron entre el 21% y 57%, resultado que confirma lo observado por
Rivillas, 1996 quien considera que las plantas de café durante la fase de almácigo están
presentando altos niveles de colonización por las endomicorrizas nativas. Las plantas de este
149
experimento tenían 6 meses lo cual no influyó en los altos niveles de colonización que
presentaron especialmente en las sembradas en los sustratos preparados con la cenichaza pues
se considera que las formaciones vegetales cuando alcanzan su máximo desarrollo tienen
mayor micotrofía. Los niveles observados en este trabajo estuvieron en un nivel intermedio de
lo observado por Bolaños (1996) (14% a 92%) quién realizó un muestreo de endomicorrizas
nativas en el cultivo de café en plantaciones mayores de 5 años y observó niveles de
colonización entre el 14% a 92%.
En este estudio no se observó una correlación estadísticamente significativa entre los niveles
de colonización con las condiciones químicas del sustrato (Anexo R). En este trabajo se
encontró niveles de colonización en sustratos con bajas y altas condiciones de fertilidad,
corroborando así la alta dependencia micorrícica del cafeto.
No se observó una correlación entre el número de esporas con los niveles de colonización
(Anexo T), resultado que permite afirmar que son muchos los factores que influyen en la
actividad y el desarrollo de las endomicorrizas nativas. Los sustratos preparados con cenichaza
a pesar de presentar un menor número de esporas, el nivel de colonización en las plantas
sembradas en estos sustratos fueron los mas altos. En los sustratos preparados con
lombricompuesto y pulpa, aunque tuvieron un número de esporas alto, el nivel de colonización
fue menor. En diferentes estudios se ha reportado la baja asociación entre el número de
esporas y los niveles de colonización radical (Hayman y Stovold, 1979 citado por Hayman,
1982; Daniels y Bloom, 1986; Bolaños, 1996; Baby y Manibhushanrao, 1996). También se ha
determinado que las tasas de esporulación no son necesariamente una función de las tasas de
desarrollo de las micorrizas (Allen y Allen, 1992; Land y Schonbeck, 1991 citado por Baby y
Manibhushanrao, 1996). De esto se deduce que las condiciones que favorecen la producción
de esporas no son las mismas que favorecen la colonización, por cuanto la influencia de ciertas
condiciones como la disponibilidad de nutrimentos puede limitar la producción de esporas de
las micorrizas arbusculares pero no su eficiencia (Daniels y Bloom, 1986).
En el campo generalmente se obtienen mezclas de muchas especies de endomicorrizas, pero la
asociación sólo ocurre cuando la planta y/o las condiciones ambientales son óptimas para
algunas de estas especies. Los grupos de MA con alta capacidad de colonización de plantas
pueden tener preferencias para asociarse con un cultivo específico y probablemente con
150
plantas específicas de ese cultivo (Sieverding, 1991). En los suelos evaluados se observaron
diferentes géneros de endomicorrizas (Tabla 9) y al evaluar las raíces de las plantas se observó
todo tipo de propágulos, como arbúsculos, hifas externas y vesículas de diferentes formas lo
cual indicó la presencia de diferentes especies de endomicorrizas nativas colonizando las raíces
de las plantas de café (Figura 37).
A pesar de observarse un mayor nivel de colonización en las raíces de las plantas sembradas en
el suelo de Naranjal, que en el de Gigante, se presentó una menor intensidad de colonización.
Esto indica que las endomicorrizas nativas que colonizaron las plantas en el suelo de Naranjal
requirieron muchos puntos de entradas pero su expansión en la raíz fue limitada, mientras que
en el suelo de Gigante los puntos de entrada fueron menores pero su capacidad de expansión
en la raíz fue alta, es decir hubo una mayor intensidad. Esta alta intensidad no indica un mayor
efecto en la planta, pero por ocupar mas espacio en las raíces evita que hongos patogénicos
puedan infectarla. Al adicionar los compuestos orgánicos a los suelos se presentó también una
mayor intensidad de colonización en el de Gigante.
Los niveles de colonización no estuvieron correlacionados con el desarrollo de las plantas en
los tratamientos preparados con los diferentes compuestos orgánicos, debido a que se tratan de
endomicorrizas nativas las cuales pueden presentar una alta capacidad para colonizar raíces
pero poca efectividad (Jaizme-Vega y Azcón, 1995). Esto ha sido reportado en estudios donde
no ha existido correlación entre los parámetros de colonización y efectividad en las
endomicorrizas (Sieverding, 1991 citado por Jaizme- Vega y Azcón, 1995).
La efectividad es un resultado de la interacción fisiológica entre los simbiontes (hospedante y
endófito) bajo determinadas condiciones medioambientales. Esta efectividad está relacionada
con múltiples factores tales como el estado nutricional del suelo, la planta hospedante, la
densidad del propágulo de la endomicorriza, y la competencia entre microorganismos
(Sieverding, 1991).
Al comparar las plantas en los suelos testigos, se observó una relación entre los niveles de
colonización con el desarrollo de las plantas. Las plantas sembradas en el suelo Naranjal
presentaron altos porcentajes de colonización y un buen desarrollo. Cuando a este suelo se le
adicionaron los compuestos orgánicos, los efectos fueron diferentes debido al hecho que se
generan interacciones con la materia orgánica y con otras poblaciones de microorganismos. La
151
adición de altas cantidades de material orgánico en un suelo inicialmente limitado en carbono
orgánico, puede causar marcados cambios en la población microbial, con microorganismos que
pueden luego influir en el comportamiento de los propágulos de las micorrizas (Gryndler y
Vosátka, 1996).
Una activa población de microorganismos es uno de los factores importantes para la
estimulación de la colonización por las endomicorrizas, ya que producen sustancias las cuales
son conocidas por influir en el desarrollo de plantas y microorganismos. Entre estas sustancias
están las hormonas y sustancias que incrementan la permeabilidad celular y que por tanto
incrementan la tasa de exudación de las raíces, lo cual estimula el crecimiento de la hifa en la
rizosfera y facilita la penetración a las raíces de las plantas (Azcón et al, 1999). Los exudados de
las plantas pueden influir en los niveles de colonización ya que las Micorrizas Arbusculares son
dependientes de las plantas por el suplemento de fuentes de carbono (Schwab et al, 1983;
Douds y Schenck, 1990).
En este estudio se observó una correlación estadísticamente significativa entre los niveles de
colonización y el número de microorganismos en la rizosfera (Anexo T). Este resultado se
relaciona con la incidencia de las poblaciones microbiales sobre la colonización de las
endomicorrizas y el número de puntos de entradas en las raíces (Azcón et al, 1999). Además
existen microorganismos edáficos que aceleran el ritmo de germinación como son las llamadas
“bacteria helper” que ayudan a superar la inhibición de suelo (Sanchez, 1999). Esta relación se
encontró especialmente en los tratamientos preparados con cenichaza en mayor proporción,
donde se determinó la presencia de un alto número de microorganismos y altos niveles de
colonización (Figura 39).
Entre los microorganismos que favorecen el equilibrio de la simbiosis, están las bacterias
solubilizadores de fósforo, las bacterias fijadoras de nitrógeno de vida libre y los
microorganismos promotores de desarrollo, los cuales generan efectos en torno a la
disponibilidad de nutrimentos, hormonas y factores de crecimiento (Gianinazzi-Pearson y
Azcón, 1991 y Requena et al, 1996, citados por Sanchez, 1999).
En este estudio se observaron Pseudomonas fluorescentes (Pseudomonas putida, Pseudomonas
fluorescens) las cuales han sido reportadas como bacterias que facilitan la colonización
micorrícica debido a que producen diversos metabólitos, incluyendo reguladores de
152
crecimiento vegetal los cuales estimulan el desarrollo de las plantas y de otros microorganismos
del suelo. Además estas bacterias son consideradas como fijadoras de nitrógeno libre y
solubilizadoras de fósforo (Meyer y Linderman, 1986, citado Fitter y Garbaye, 1994; Gryndler
y Vosátka, 1996). Otro grupo de bacterias que se observaron en la rizosfera fueron del género
Enterobacter las cuales son reconocidas por ser solubilizadoras de fósforo y por promover la
colonización de la raíz (Toro et al, 1997).
Las bacterias fijadoras de nitrógeno libre como Azotobacter han mostrado interacciones
positivas con las endomicorrizas (Bagyaraj y Menge, 1978; Brown y Carr, 1984 citados por
Azcón-Aguilar y Barea, 1996b), lo cual parece estar más relacionados con la producción de
hormonas por parte de las bacterias, que con su capacidad para fijar nitrógeno (Azcón et al,
1978, Bagyaraj, 1984 citados por Azcón y Barea, 1996b). Rivera et al (1997) estudiaron el efecto
de la inoculación de endomicorrizas y bacterias rizosféricas sobre el crecimiento de las plantas
de cafeto obteniendo un efecto positivo en el desarrollo de las plantas al coinocular micorrizas
arbusculares y Azotobacter chroococcum.
La exudación de las raíces de las plantas micorrizadas es otro aspecto que pudo explicar la
correlación entre los niveles de colonización con la población de microorganismos, (Azaizeh, et
al 1995; Linderman, 1988) ya que se generan cambios en el medioambiente del suelo afectando
los grupos microbiales (Secilia and Bagyaraj, 1987; citado por Amora-Lazcano et al, 1998;
Paulitz and Linderman, 1989). Estos cambios presumiblemente involucran los mismos tipos de
microorganismos que están en el suelo antes de establecerse la simbiosis, pero con
modificaciones cuantitativas como resultado directo de la interacción metabólica con las hifas
de las endomicorrizas, o en forma indirecta como resultado de los efectos mediados por las
plantas hospedantes (Linderman, 1988).
En este experimento los sustratos preparados con cenichaza presentaron una mayor
colonización por las endomicorrizas nativas y una mayor población de microorganismos y de
bacterias fijadoras de nitrógeno de forma asimbióticas (Azotobacter). Esta relación en la posible
estimulación de los microorganismos por las endomicorrizas fue observado por Bagyaraj y
Menge (1978) citados por Linderman (1988) quienes reportaron un incremento de bacterias y
actinomicetos en la rizosfera cuando las plantas fueron inoculadas con endomicorrizas o con
Azotobacter, o también en combinación de ambos grupos de microorganismos.
153
En varios estudios se ha reportado un mayor contenido de nutrimentos en el tejido foliar de las
plantas cuando están micorrizadas. Entre los nutrimentos mas reportados están el P, Zn y Cu,
entre otros (Dissing Nielsen y Jensen, 1983; Pacovsky, 1986; Kucey y Janzen, 1987; Kothari,
1990; Azaizeh et al 1995; Smith y Read, 1997). En este estudio sólo se observó una correlación
entre los niveles de colonización con el contenido de magnesio en el tejido foliar y una
correlación inversa con el contenido de nitrógeno. El magnesio se ha encontrado en mayores
concentraciones en las plantas micorrizadas que en las no micorrizadas (Sieverding y Toro,
1988 y Cardozo, 1996 citados por Sanchez, 1999). Sin embargo, en otro estudio no se observó
ninguna influencia (Kothari et al, 1990). El efecto del alto contenido de nitrógeno en las hojas
que presentaron bajos niveles de colonización, se relacionó con el alto contenido de este
nutrimento en los sustratos preparados con la pulpa y el lombricompuesto.
La no correlación significativa entre los contenidos de nutrimentos en el tejido foliar con la
colonización de las endomicorrizas se generó debido a la gran variada población de
endomicorrizas nativas que estaban presentes en los sustratos, que como se mencionó
anteriormente no todas las especies de endomicorrizas son efectivas. Jakobsen (1999) dice que
el transporte de fósforo por las endomicorrizas nativas está influido por la composición de la
población de los hongos micorrícicos y la competencia por la colonización de la raíz entre
individuos además por los factores del suelo que influyen en el desarrollo y funcionamiento de
la hifa externa.
154
77 CCOONNCCLLUUSSIIOONNEESS
v Las plantas que se sembraron en el suelo de Naranjal presentaron un mejor desarrollo y
tuvieron niveles de colonización más altos producidos por las micorrizas arbusculares que
las plantas sembradas en el suelo de Gigante, resultado en el que incidieron las
características químicas contrastantes de los suelos.
v De acuerdo a la fertilidad inicial del suelo se debe adicionar una determinada cantidad de
compuesto orgánico. Suelos con buenos contenidos de materia orgánica y nutrimentos
necesitan una menor proporción del compuesto que los suelos con limitaciones por este
concepto, especialmente cuando se utilizan compuestos ricos en nutrimentos como la
pulpa y el lombricompuesto.
v Las condiciones de los suelos influyeron en el desarrollo de las plantas y en los niveles de
colonización luego de la adición de los compuestos orgánicos. Es importante determinar
cuando es necesario adicionar un tipo de compuesto orgánico al suelo, teniendo en cuenta
la fertilidad básica, no solo para evitar efectos detrimentales en las plantas sino también en
los microorganismos nativos que están favoreciendo el desarrollo de las plantas.
v De acuerdo con el compuesto orgánico utilizado se observó una determinada cantidad de
nutrimentos aportados al suelo, donde la pulpa y el lombricompuesto aportaron altos
niveles de nitrógeno y potasio, y la cenichaza y gallinaza de fósforo y calcio.
v No se observó ninguna relación entre el contenido de nutrimentos presentes en el tejido
foliar con el número de microorganismos, ni con los niveles de colonización.
v La adición de compuestos orgánicos al suelo no solo modificó las condiciones físico-
químicas del suelo por el aporte de materia orgánica y nutrimentos, sino también las
155
condiciones microbiológicas, por cuanto estos compuestos actúan como fuente de
alimento para los microorganismos del suelo, y aportan un alto número de bacterias y de
hongos.
v No necesariamente al modificarse las condiciones del suelo por la adición de fuentes
orgánicas se observa un buen desarrollo de las plantas. Es importante que el compuesto
orgánico se encuentre en las condiciones adecuadas de descomposición para evitar que se
presenten problemas de fitotoxicidad en las plantas.
v La cenichaza fue el compuesto orgánico que permitió el mejor desarrollo de las plantas de
café, y el mayor número de microorganismos y los más altos niveles de colonización, por
haberse utilizado en unas condiciones adecuadas de descomposición.
v La pulpa, el lombricompuesto y la gallinaza luego de su adición a los suelos, presentaron
efectos detrimentales en las plantas y una menor población de microorganismos debido a
la deficiente descomposición al momento de su uso.
v Se observó una estrecha relación entre la calidad del sustrato, el desarrollo de las plantas y
la población microbial del suelo. El nivel adecuado de descomposición de un sustrato y su
calidad intrínseca favorecieron el desarrollo de las plantas y la presencia de
microorganismos con lo cual la planta y los microorganismos se favorecen mutuamente.
v Se confirma la hipótesis que las plantas de café en la fase de almácigo, están siendo
colonizadas por diferentes especies de endomicorrizas nativas. En este estudio los niveles
de colonización dependieron del tipo de suelo y del compuesto orgánico adicionado. Se
observó un efecto positivo en la colonización de las plantas al adicionar fuentes orgánicas
al suelo de Gigante, el cual tuvo una fertilidad básica limitada.
v Los hongos mas frecuentes observados en los diferentes tratamientos fueron los
pertenecientes al género Aspergillus, Penicillium, Trichoderma,y Fusarium. Las bacterias de
mayor frecuencia en la rizosfera fueron las pertenecientes al género Pseudomonas, Enterobacter
156
y Stenotrophomonas. Los géneros Sclerocystis, Acaulospora y Glomus fueron las micorrizas
arbusculares frecuentemente encontradas en este trabajo.
157
88 RREECCOOMMEENNDDAACCIIOONNEESS
v Sería interesante determinar el tipo de interacciones que existen entre los microorganismos
aislados en este estudio de manera que se obtengan antagonistas de patógenos radicales,
estimuladores del crecimiento vegetal y otros de influencia en la nutrición de las plantas, de
manera que se puedan evaluar nuevamente en plantas de café en la fase de almácigo.
v Es importante que los caficultores utilicen compuestos orgánicos para la preparación de los
almácigos de café y de esta manera evitar el uso de fertilizantes los cuales serían
innecesarios. Cuando se utilicen fuentes orgánicas, estas deben de estar en las condiciones
adecuadas de descomposición.
v La cenichaza es un excelente compuesto orgánico para la preparación de almácigos de café,
especialmente por no requerir de prolongados tiempos de descomposición. La utilización
de pulpa y lombricompuesto son importantes como fuentes de nutrimentos, pero su
descomposición requiere de procedimientos que toman mucho más tiempo.
v Conviene plantear experimentos de campo en suelos con diferente nivel de fertilidad,
donde el manejo de la fertilidad de los suelos y la respuesta de la planta provengan de la
sola adición de compuestos orgánicos.
v Se debe estudiar el efecto sobre la flora microbiana nativa de las aplicaciones de plaguicidas
y fertilizantes químicos en diferentes sustratos para almácigos de café.
v Conviene que en futuros trabajos con compuestos orgánicos se verifique los niveles de
descomposición antes de su utilización.
159
99 BBIIBBLLIIOOGGRRAAFFIIAA
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174
Anexo A. Distribución De Bloques Y Tratamientos
En este Anexo. se observa como quedaron distribuidas las repeticiones o bloques con sus respectivos
tratamientos
175
Anexo B. Metodología Para La Obtención De Esporas De Endomicorrizas
• Se pesó 25 gramos del sustrato, proveniente de la mezcla compuesta por cada repetición
de los distintos tratamientos.
• La muestra se lavó con agua a presión sobre tamices de 710, 250 y 45 µm, y se recogió lo
que quedó en el tamiz de 45 µm en tubos de centrifugación.
• Posterior a esto, se agregó 25 ml de solución de azúcar (sacarosa) al 80% a cada tubo, con
la ayuda de una jeringa y una manguera adaptada a esta.
• La muestra se centrifugó por espacio de 3 minutos a 3800 r.p.m.
• Después de centrifugar la muestra, las esporas (localizadas en la interfase) se recogieron
con una jeringa conectada a una manguera la cual succionó el contenido de la interfase.
• Las esporas recolectadas se esparcieron sobre el tamiz de 45µm, y se lavaron con agua de
la llave (para remover la sacarosa) para luego depositarlas en una caja de petri, en donde
se realizó el conteo de esporas (# de esporas/g de suelo).
• Una vez contadas las esporas se colocaron de nuevo en el tamiz de 45µm y se
recolectaron en cajas de Petri con agua para conservarlas mientras se iniciaba la
identificación.
176
Anexo C. Preparación de reactivos para evaluar endomicorrizas nativas
Preparación De P.V.L.G.
• A 100 ml de agua destilada se adicionará 100 ml de ácido láctico y 10 ml de glicerol en un
recipiente oscuro.
• Posteriormente, se adicionará 16.6 g de alcohol polivinílico y se dejará de 4 a 6 horas toda
la mezcla en baño de María (80 °C). La solución se almacenará a temperatura ambiente.
Preparación Del Colorante Azul De Tripano (coloración de raíces)
Para un litro:
715 ml de ácido láctico
143 ml de agua destilada
143 ml de Glicerina
0.5 g de azul de Tripano
177
Anexo D. Preparación De Los Cultivos Trampa
• Para los cultivos trampa se usaron vasos desechables de 200 gramos de capacidad, en los
cuales se depositó en medio de dos capas de suelo esterilizado + arena 2:1, una muestra
de los suelos evaluados. Cada uno de los cultivos vienen con diez repeticiones.
• Además en otros vasos se colocó en el medio de las dos capas muestras del suelo Naranjal
y de Gigante mezclados con cenichaza.
• Luego se sembraron dos semillas de Pueraria phaseoloides y al cabo de 6 meses se
evaluaron los cultivos trampa.
178
Anexo E. Conteo De Microorganismos Por Gramo De La Muestra (Lorch et al 1995)
Para la preparación de las diluciones se realizó la siguiente metodología:
• Inicialmente se colocó 20 gramos de la muestra a evaluar (del sustrato o la rizosfera), en
un Beaker con 180 mililitros de agua peptonada esterilizada. Posteriormente se agitó
durante 15 minutos, en un agitador magnético.
• Una vez agitada la muestra, se tomó un mililitro de la solución inicial o solución madre,
en un tubo taparrosca con 9 mililitros de agua peptonada esterilizada, y se mezcló
manualmente con movimientos de arriba hacia abajo, durante un minuto. Este mismo
procedimiento se repitió hasta llegar a la dilución 10 -7.
Para sembrar las diluciones se realizó por la técnica de siembra en placa por vertido:
• Una vez preparadas las diluciones, se colocó un mililitro de cada una de las diluciones, en
las cajas de Petri.
• Posteriormente se sirvió el medio (AN para bacterias y PDA para hongos) a una
temperatura aproximada de 45°C, en las cajas ya inoculadas, y se rotaron para asegurar la
uniformidad del medio. Para el conteo y aislamiento de hongos, se colocó una gota de
ácido láctico antes de servir el medio con el fin de acidificarlo y de esta manera evitar el
crecimiento de bacterias.
• Cuando el agar se solidificó, las cajas se invirtieron e incubaron a 28°C en oscuridad.
179
Anexo F. Medios Generales Para Bacterias (Schaad, 1988)
180
MEDIO YDC Para crecimiento de Xanthomonas y Erwinia. (Colonia amarilla)
Para preparación de 1000ml
Extracto de levadura 10g
Dextrosa 20g
CaCO3 20g
Agar 15g
Medio King's B Para detección de Pseudomonas fluorescentes
Peptona bacteriológica 20g
K2HPO4 1,5g
MgSO4 7H2O 1,5g
Agar 15g
Glicerol 15ml
Medio MS Para separar Erwinia (colonias anaranjadas) de Xanthomonas (inhibición del
crecimiento)
Agar 15g
Mannitol 10g
Acido nicotínico 0,5g
L-asparagina 3g
K2HPO4 2g
MgSO4 7H2O 0,2g
Taurocolato de sodio 2,5g
Tergitol 7 0,1 ml
Acido Nitrilotriacetico 2% 10ml
Azul bromotimol 0,5% Sln acuosa 9ml
Rojo neutro 0,5% Sln acuosa 2,5ml
NaOH 1N 5ml
181
Nitrato tálico 1%Sln acuosa 1,75ml
Cloruro cobalto 14Mm 50 ml
Cicloheximida 1%p/v 5ml
Ajustar Ph a 7,3
Medio CVP Para diferenciar Erwinia de Agrobacterium y Pseudomonas
Cristal violeta 0.075% p/v 2ml
NaOH 1N (8g/200ml) 9 ml
CaCL2 2H2O 10% 12 ml
Agar 8g
NaNO3 2g
Citrato trisódico 5g
Polipectato de sodio 18g
SDS 10% 1ml
Medio D1 Para identificar Agrobacterium (crecimiento anaranjado)
Mannitol 15 g
NaNO3 5g
LiCl 6g
Ca(NaNO3)2 0,02g
K2HPO4 2g
MgSO4 7H2O 0,2g
Azul bromotimol 0,1g
Agar 15g
Ajustar pH a 7,2
182
Anexo G. Aislamiento De Bacterias Fijadoras De Nitrogeno Aerobias De Vida Libre
MEDIO LG Medio para aislamiento de Azotobacter y Azomonas. (Dobereiner, J., 1995)
20.0 g de sucrosa
0.05 g de K2HPO4
0.15 g de KH2PO4
0.01 g de CaCl2
0.20 g de MgSO4.7H2O
2 mg de Na2MoO4.2H2O
0.01 g de FeCl2
2,0 ml de azul de bromotimol (0,5 % de solución en etanol)
0.1 g de CaCO3
15 g Agar
*Se disolvió en 800 ml de agua destilada y se mezcló hasta completar 1000 ml.
*Esto se llevó a ebullición para que los componentes quedaran bien disueltos, y
posteriormente se esterilizó.
183
Anexo H. Coloración De Raíces Con Azul De Tripano
PROCEDIMIENTO:
El porcentaje de colonización fue determinado mediante la técnica de tinción con azul de
tripano (Phillips y Hayman, 1970; modificada por Rivillas, 1995)
• Las raíces procedentes de cada una de las plantas que conformaban los diferentes
tratamientos, se colocaron en tubos de ensayo debidamente rotulados.
• Posteriormente, se adicionó KOH al 2.5% a las raíces hasta que quedaran totalmente
cubiertas, dejándolas al baño María a 90ºC durante una hora, para luego decantar el KOH
sin lavar las raíces. Este paso se repitió hasta 4 veces con estas raíces.
• Luego se adicionó a las raíces, ácido clorhídrico al 2% durante una hora a temperatura
ambiente, para posteriormente lavarlas antes del siguiente paso.
• Se agregó el azul de tripano al 0.05% (Anexo C) y se llevaron las raíces al baño María a
90ºC durante una hora.
• Finalmente se decantó el colorante y se vaciaron las muestras con glicerina al 50% para
remover el exceso de colorante.
184
Anexo I. Determinación Del Porcentaje De Colonización
•Por cada planta se prepararon 3 placas, cada una con 5 trozos de raíz de aproximadamente 2
cm de longitud. Las placas se observaron en el microscopio de luz, con el objetivo de 10X y
se leyó el número de campos colonizados y su intensidad.
•Los campos totales observados (positivos o negativos) y los colonizados (con los propágulos
de la endomicorriza: micelio, arbúsculos, vesículas) al interior de la raíz, se relacionaron de la
siguiente forma:
número de campos colonizados
Colonización (%) = --------------------------------------------X 100
número de campos observados
Al realizar el conteo del número de campos colonizados se determinó la intensidad de la
colonización la cual se clasificó como Alta, Media y Baja.
185
Anexo J. Análisis de varianza para las variables microbiológicas Análisis de varianza para las UFC de bacterias en los sustratos al inicio del experimento
Fuente de variación gl SC CM Fc Pr>F
Bloques 4 3.69 X 1014 9.23 x 1013 0.44 0.7810
Tratamiento 15 4.56 X 1017 3.04 x 1016 143.93 0.0001
Error 60 1.27 X 1016 2.11 x 1014
TOTAL 79 4.69 X 1017
R cuadrado: 0.97
CV: 27.14
Análisis de varianza para las UFC de bacterias en la rizosfera al final del experimento
Fuente de variación gl SC CM Fc Pr>F
Bloques 4 3.14 X 1014 1.03 x 1014 0.54 0.7037
Tratamiento 15 2.80 X 1016 1.86 x 1015 9.81 0.0001
Error 60 1.14 X 1016 1.90 x 1014
TOTAL 79 3.98 X 10 16
R cuadrado: 0.71
CV: 45.14
Análisis de varianza para las UFC de hongos en los sustratos al inicio del experimento
Fuente de variación gl SC CM Fc Pr>F
Bloques 4 4.87 X 1010 1.22 x 1010 1.37 0.2545
Tratamiento 15 5.09 X 1012 3.39 x 1011 38.27 0.0001
Error 60 5.33 X 1011 8.88 x 109
TOTAL 79 5.67 X 10 12
R cuadrado: 0.90
CV: 38.58
186
Análisis de varianza para las UFC de hongos en la rizosfera al final del experimento
Fuente de variación gl SC CM Fc Pr>F
Bloques 4 5 X 1010 1.25 x 1010 1.37 0.2544
Tratamiento 15 1.96 X 1012 1.31 x 1011 14.38 0.0001
Error 60 5.47 X 1011 9.12 x 109
TOTAL 79 2.56 X 10 12
R cuadrado:0.78
CV: 45.36
187
Anexo K. Textura de los diferentes sustratos al inicio y al final del experimento
TTO TEXTURA
(Inicio)
TEXTURA
(Final)
1 FArA FA
2 FArA FArA
3 F FArA
5 FArA F
6 FAr F
7 FArA FArA
8 FArA FA
9 FArA FArA
10 FArA FArA
11 FArA ArA
13 FAr FAr
14 FAr FAr
15 FAr FArA
16 FArA FArA
17 FAr FArA
18 FAr FArA
Clasificación diagrama triangular de U.S.D.A.: Textura: F (Franco), Ar (arcilloso), L (limoso), A (arenoso)
188
Anexo L. Caracterización química de los sustratos al inicio del experimento
M.O. N K Ca Mg Na Al CIC P Fe Mn Zn Cu TTO pH
(%) meq/100 g de suelo ppm
1 5.1 14.6 0.81 10.91 6.5 3.6 0.14 0.3 31 131 1063 41 17 21
2 5.5 14.9 1.53 33.00 13.7 8.2 0.18 0.2 40 219 1339 75 35 14
3 7.4 12.2 0.91 26.10 9.3 6.3 ------ 0.1 40 250 165 140 68 20
5 5.4 11.7 0.45 0.77 6.1 2.3 0.09 0.2 23 145 1344 67 13 24
6 6.7 15.8 0.46 2.07 19.2 7.7 0.13 0.2 25 250 1283 195 30 20
7 4.9 14.9 0.79 12.15 4.8 2.8 0.15 0.3 30 83 877 33 17 21
8 5.3 22.4 1.89 51.80 14.6 8.7 0.25 0.2 42 250 897 67 45 19
9 5.1 10.1 0.55 9.86 6.5 3.1 0.06 0.2 21 125 604 145 12 5
10 5.6 21.8 1.30 44.50 16.8 9.5 0.17 0.2 42 250 1270 99 36 10
11 7.2 16.2 0.70 20.20 6.3 3.5 ------ 0.1 29 250 155 145 61 10
13 6.5 9.9 0.35 2.33 10.7 4.1 0.20 0.2 16 250 950 144 19 8
14 7.0 13.7 0.41 2.25 18.8 7.8 0.14 0.2 26 250 960 218 29 15
15 5.5 12.1 0.83 18.70 8.5 4.2 0.24 0.1 22 222 227 124 18 5
16 5.5 20.5 1.82 60.50 16.9 10.2 0.25 0.2 40 249 388 123 37 10
17 4.3 13 0.50 0.16 0.8 0.3 0.18 1.6 21 60 831 9 7 25
18 5.0 4.8 0.24 0.63 2.7 0.9 0.05 0.7 11 15 660 153 6 4
MÉTODOS DE ANÁLISIS pH: Potenciométrico. Relación Suelo Agua 1:1 N: semimicro Kjeldahl. MO: Walkley-Black. Colorimetría. K Ca Mg Na: Acetato de amonio 1N. pH 7.0 EAA. Al: Yuan. EAA. Fe Mn Zn Cu: E.D.T.A: 0:01 M. Acetato de amonio 1N. pH 7.0 E.A. Atómica. CIC : Acetato de amonio 1N. pH 7.0 Nessler colorimétrico. P: Bray II, coloración Bray Kurtz. B: Agua Caliente E.E. Plasma Granulometría: Bouyoucos con pirofosfato de sodio.
189
Anexo M. Caracterización química de los sustratos a los 6 meses de iniciado el experimento
M.O N K Ca Mg Na Al CIC P Fe Mn Zn Cu TTO pH
(%) meq/100 g de suelo ppm
1 5.65 13.83 0.62 6.35 5.86 2.59 0.135 0.22 23 113.3 761.1 36.00 14.8 19.80
2 5.92 15.74 0.94 17.13 14.39 7.42 0.212 0.15 48.4 236 3253 72.90 32.70 19.80
3 6.88 11.25 0.61 10.57 16.95 8.26 0.497 0.33 36.6 1240 147.5 80.60 47.10 17.50
5 5.39 11.45 0.48 0.48 7.28 2.25 0.167 0.22 20 183 814.7 26.50 10.50 21.00
6 6.84 12.47 0.45 2.32 22.13 8.30 0.195 0.10 26 917 526.8 93.90 30.50 19.20
7 5.65 14.07 0.67 6.79 5.67 2.66 0.144 0.22 24 103.5 603.9 39.20 16.20 21.80
8 6.00 19.90 1.18 19.22 13.98 7.61 0.298 0.16 49.6 186 3360 72.60 39.50 21.10
9 5.78 9.14 0.46 6.26 7.15 2.93 0.076 0.13 20 71.8 464.8 139.6 11.90 5.90
10 6.47 14.43 0.92 15.45 14.33 7.38 0.197 0.22 37.6 257 4100 193.6 30.70 11.00
11 7.31 7.2 0.36 8.14 8.91 7.03 0.537 0.31 16.2 1151 2130 280.7 41.90 9.60
13 6.47 7.82 0.29 1.35 10.42 3.26 0.128 0.10 14 280 577.9 115.3 11.00 6.90
14 7.40 10.88 0.38 2.46 19.82 7.90 0.166 0.10 22 1034 401.5 166.8 24.70 15.50
15 6.04 10.18 0.51 6.86 7.73 3.08 0.094 0.20 20 64.5 345.2 168.5 12.10 6.30
16 6.37 13.62 0.92 15.84 13.91 6.83 0.225 0.29 35.9 121.6 3820 200.8 28.20 10.90
17 4.80 11.29 0.51 0.10 0.58 0.18 0.124 1.53 18 67.0 604.0 17.40 6.00 22.80
18 5.21 5.35 0.22 0.24 2.62 0.82 0.040 0.48 9 3.8 223.3 263.8 4.2 3.90
MÉTODOS DE ANÁLISIS pH: Potenciométrico. Relación Suelo Agua 1:1 N: semimicro Kjeldahl. MO: Walkley-Black. Colorimetría. K Ca Mg Na: Acetato de amonio 1N. pH 7.0 EAA. Al: Yuan. EAA. Fe Mn Zn Cu: E.D.T.A: 0:01 M. Acetato de amonio 1N. pH 7.0 E.A. Atómica. CIC : Acetato de amonio 1N. pH 7.0 Nessler colorimétrico. P: Bray II, coloración Bray Kurtz. B: Agua Caliente E.E. Plasma Granulometría: Bouyoucos con pirofosfato de sodio
190
Anexo N. Correlación entre las variables de desarrollo de las plantas de café sembradas en los diferentes sustratos.
Variables Diámetro
tallo Altura
Número de
hojas
Area
foliar
Peso fresco
raíz
Peso seco
raíz
Peso fresco
aéreo
Peso seco
aéreo
Diámetro
tallo 1.00000 0.92** 0.91** 0.89** 0.89** 0.90** 0.89** 0.91**
Altura 1.00000 0.91** 0.96** 0.95** 0.93** 0.96** 0.96**
Número
de hojas 1.00000 0.93** 0.95** 0.96** 0.93** 0.94**
Area foliar 1.00000 0.96** 0.94** 0.99** 0.99**
Peso
fresco raíz 1.00000 0.98** 0.97** 0.97**
Peso seco
raíz 1.00000 0.95** 0.95**
Peso
fresco
aéreo
1.00000 0.99**
Peso seco
aéreo 1.00000
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
191
Anexo O. Pesos frescos y secos de la raíz y parte aérea de plantas de café en cada uno de los tratamientos evaluados. (6 meses).
TRATAMIENTO Peso raíz (g) Peso tallo (g) Peso hojas (g)
Suelo Compuesto
orgánico
Proporción
Suelo: C.
orgánico
Fresco Seco Fresco Seco Fresco Seco
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 3.77 0.45 1.60 0.39 5.90 1.24
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 3.24 0.55 1.78 0.48 6.31 1.52
3 Naranjal Gallinaza 75:25 7.19 1.20 3.18 0.84 10.28 2.58
5 Naranjal Cenichaza 75:25 17.57 2.73 10.47 2.90 25.20 6.78
6 Naranjal Cenichaza 25:75 8.69 1.27 5.44 1.39 13.65 3.91
7 Naranjal Lombricompuesto 75:25 1.85 0.23 0.81 0.20 2.99 0.61
8 Naranjal Lombricompuesto 25:75 4.41 0.67 2.86 0.73 9.22 2.26
9 Gigante Pulpa de café 75:25 5.58 0.87 2.99 0.76 10.80 2.62
10 Gigante Pulpa de café 25:75 1.54 0.31 0.59 0.19 1.75 0.48
11 Gigante Gallinaza 75:25 2.83 0.59 1.75 0.46 6.05 1.48
13 Gigante Cenichaza 75:25 14.84 2.55 9.56 2.86 23.31 6.20
14 Gigante Cenichaza 25:75 4.48 0.95 2.81 0.89 6.25 1.70
15 Gigante Lombricompuesto 75:25 5.73 0.97 3.00 0.75 10.69 2.52
16 Gigante Lombricompuesto 25:75 3.17 0.72 2.28 0.61 7.74 1.97
17 Naranjal -------- 100 8.62 1.64 3.97 1.14 9.84 2.74
18 Gigante -------- 100 5.21 0.91 1.84 0.50 5.34 1.33
192
Anexo P. Variables de crecimiento de las plantas de café en cada uno de los tratamientos (6 meses.)
TRATAMIENTO
Suelo Compuesto
orgánico
Proporción
Suelo: C. orgánico
Altura Planta
(cm) N° Hojas
Diámetro
tallo (cm2)
Area foliar
(cm2)
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 16.37 8.80 2.93 243.02
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 17.15 6.2 3.31 239.98
3 Naranjal Gallinaza 75:25 19.15 13.80 4.22 384.33
5 Naranjal Cenichaza 75:25 33.47 23.10 6.51 903.93
6 Naranjal Cenichaza 25:75 27.56 15 5.70 547.01
7 Naranjal Lombricompuesto 75:25 12.87 7.00 2.53 117.89
8 Naranjal Lombricompuesto 25:75 20.05 7.40 3.61 346.41
9 Gigante Pulpa de café 75:25 20.40 12 4.25 402.68
10 Gigante Pulpa de café 25:75 10.33 4.5 2.71 72.81
11 Gigante Gallinaza 75:25 15.05 11.10 3.69 236.92
13 Gigante Cenichaza 75:25 31.85 22.70 6.63 853.50
14 Gigante Cenichaza 25:75 18.41 10.50 5.20 272.98
15 Gigante Lombricompuesto 75:25 19.98 10.70 3.91 424.16
16 Gigante Lombricompuesto 25:75 17.68 10 3.89 293.41
17 Gigante ----------- 100 24.18 14.60 4.78 385.81
18 Gigante ----------- 100 17.16 11.30 4.02 224.18
193
Anexo Q. Correlación entre el análisis químico de los diferentes sustratos con la evaluación microbiológica al inicio del experimento.
Variables Materia
orgánica pH Nitrógeno Fósforo Potasio Calcio Bacteria 1 Hongo 1 Espora 1
Materia
orgánica 1.00000 0.042ns 0.79** 0.56* 0.78** 0.59* -0.00437ns -0.115ns 0.69**
Ph 1.00000 -0.13ns 0.71** -0.014ns 0.46ns 0.51* 0.37ns -0.24ns
Nitrógeno 1.00000 0.43ns 0.95** 0.45ns -0.32ns -0.11ns 0.87**
Fósforo 1.00000 0.50* 0.79** 0.43ns 0.45ns 0.29ns
Potasio 1.00000 0.47ns -0.31ns -0.04ns 0.84**
Calcio 1.00000 0.61** 0.25ns 0.38ns
Bacteria 1 1.00000 0.34ns -0.20ns
Hongo 1 1.00000 -0.05ns
Espora 1 1.0000
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
194
Anexo R. Correlación entre el análisis químico de los diferentes sustratos con la evaluación microbiológica al final del experimento.
Variables Materia
orgánica pH Nitrógeno Fósforo Potasio Calcio
Bacteria
2
Hongo
2
Espora
2 Colonización
Materia
orgánica 1.00000 -0.06 ns 0.91** -0.17 ns 0.70 ** 0.34 ns 0.09 ns 0.15 ns 0.72 ** -0.14 ns
pH 1.00000 -0.05 ns 0.83** 0.21 ns 0.78** 0.56* 0.39 ns -0.09 ns 0.29 ns
Nitrógeno 1.00000 -0.23 ns 0.89** 0.28 ns -0.14 ns -0.08 ns 0.89** -0.20 ns
Fósforo 1.00000 -0.03 ns 0.63** 0.65** 0.35 ns -0.37 ns 0.21ns
Potasio 1.00000 0.36 ns -0.16 ns -0.16 0.86 ns -0.26 ns
Calcio 1.00000 0.77** 0.62** 0.17 ns 0.32 ns
Bacteria 2 1.00000 0.86** -0.25 ns 0.49*
Hongo 2 1.00000 -0.11 ns 0.57*
Espora 2 1.0000 -0.18 ns
Colonización 1.0000
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
195
Anexo S. Correlación entre el contenido de nutrimentos en el tejido foliar de las plantas con la evaluación microbiológica.
Variables N P K Ca Mg B Bacteria
1
Bacteria
2
Hongo
1 Hongo 2 Colonización
N 1.00000 0.35 ns 0.71 ** -0.36 ns -0.67 ns 0.51* -0.32 ns -0.11 ns -0.10 ns -0.02 ns -0.54*
P 1.00000 0.15 ns -0.11 ns 0.05 ns 0.24 ns 0.17 ns 0.04 ns 0.49 ns 0.023 ns -0.20 ns
K 1.00000 -0.56* -0.63* 0.48 ns -0.53* -0.29 ns -0.37 ns -0.23 ns -0.69**
Ca 1.00000 0.42 ns -0.55* 0.455 ns 0.36 ns 0.47 ns 0.30 ns 0.20 ns
Mg 1.00000 -0.56* 0.68** 0.56* 0.13 ns 0.35 ns 0.54*
B 1.00000 -0.62* -0.49 ns -0.03 ns -0.53* -0.52*
Bacteria 1 1.00000 0.84** 0.02 ns 0.86** 0.65**
Bacteria 2 1.0000 0.02 ns 0.86** 0.49*
Hongo 1 1.00000 0.03 ns 0.016 ns
Hongo 2 1.00000 0.57 *
Colonización 1.0000
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
196
Anexo T. Correlación entre las variables de crecimiento con el análisis microbiológico y entre las variables microbiológicas.
Variables Peso seco
raíz
Peso seco
aéreo Colonización
Hongo
1
Hongo
2
Bacteria
1
Bacteria
2
Espora
1
Espora
2
Peso seco
raíz 1.00000 0.95** 0.06 ns 0.56* 0.05 ns 0.25 ns 0.11 ns -0.33ns -0.47 ns
Peso seco
aéreo 1.00000 0.05 ns 0.63** 0.19 ns 0.34 ns 0.20 ns -0.22ns -0.35 ns
Colonización 1.00000 0.01 ns 0.57* 0.65 ns 0.49* -0.10ns -0.18 ns
Hongo 1 1.00000 0.03 ns 0.34 ns 0.02 ns -0.05ns -0.11 ns
Hongo 2 1.00000 0.86** 0.86** -0.03ns -0.11 ns
Bacteria 1 1.00000 0.84** -0.20ns -0.30 ns
Bacteria 2 1.00000 -0.19ns -0.25 ns
Esporas 1 1.00000 0.92**
Espora 2 1.00000
**, * significativo al nivel de probabilidad del 0.01 y 0.05 respectivamente. ns: no significativo.
197
Anexo U. Esporas de endomicorrizas nativas presentes en los sustratos al inicio y a los 6 meses de iniciado el experimento.
TTO
SUELO
Compuesto
Orgánico
Proporción
Suelo: C.orgánico
Inicio
Endomicorrizas
(N°/g de sustrato)
Final
Endomicorrizas
(N°/g de sustrato)
1
Naranjal
Pulpa de café
75:25
15
19
2
Naranjal
Pulpa de café
25:75
62
144
3
Naranjal
Gallinaza
75:25
8
17
5
Naranjal
Cenichaza
75:25
6
9
6
Naranjal
Cenichaza
25:75
2
6
7
Naranjal
Lombricompuesto
75:25
33
59
8
Naranjal
Lombricompuesto
25:75
232
205
9
Gigante
Pulpa de café
75:25
7
30
10
Gigante
Pulpa de café
25:75
54
95
11
Gigante
Gallinaza
75:25
10
14
13
Gigante
Cenichaza
75:25
3
1
14
Gigante
Cenichaza
25:75
2
2
15
Gigante
Lombricompuesto
75:25
33
76
16
Gigante
Lombricompuesto
25:75
190
169
17
Naranjal
---------
100
17
21
18
Gigante
---------
100
13
26
198
Anexo V. Unidades formadoras de colonias de bacterias y de hongos, en los sustratos al inicio del experimento.
TTO SUELO COMPUESTO
ORGÁNICO
PROPORCIÓN
Suelo: C.
orgánico
BACTERIA
UFC/g
sustrato
HONGO
UFC/g
sustrato
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 4.8 x 106 3.12 x 104
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 7.22 x 106 1.98 x 105
3 Naranjal Gallinaza 75:25 1.214 x 107 2.38 x 105
5 Naranjal Cenichaza 75:25 4.52 x 107 2.92 x 105
6 Naranjal Cenichaza 25:75 2.582 x 108 2.52 x 105
7 Naranjal Lombricompuesto 75:25 1.16 x 107 1.12 x 105
8 Naranjal Lombricompuesto 25:75 1.76 x 107 1.32 x 105
9 Gigante Pulpa de café 75:25 6.2 x 106 9.16 x 10 4
10 Gigante Pulpa de café 25:75 9.12 x 106 2.34 X 105
11 Gigante Gallinaza 75:25 1.596 x 107 1.8 X 105
13 Gigante Cenichaza 75:25 1.122 x 108 1.14 X 106
14 Gigante Cenichaza 25:75 2.122 x 108 2.14 x 105
15 Gigante Lombricompuesto 75:25 8.2 x 107 3.44 x 105
16 Gigante Lombricompuesto 25:75 5.42x107 3.66 x 105
17 Naranjal --------- 100 4.3 x 106 2.54 x 104
18 Gigante -------- 100 3.72 x 106 5.60 x 104
199
Anexo W. Unidades formadoras de colonias de bacterias y de hongos en la rizosfera de cada uno de los tratamientos (6 meses)
TTO SUELO COMPUESTO
ORGÁNICO
PROPORCIÓN
Suelo: C. orgánico
BACTERIA
UFC/g sustrato
HONGO
UFC/g
sustrato
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 2.38 x 107 2 x 105
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 3.68 x 107 1.34 X 105
3 Naranjal Gallinaza 75:25 3.9 x 107 1.16 X 105
5 Naranjal Cenichaza 75:25 3.14 x 107 1.8 X 105
6 Naranjal Cenichaza 25:75 8.74 x 107 7.6 X 105
7 Naranjal Lombricompuesto 75:25 1.78 x 107 1.4 X 105
8 Naranjal Lombricompuesto 25:75 2.56 x 107 2.48 X 105
9 Gigante Pulpa de café 75:25 2.2 x 107 1.64 X 105
10 Gigante Pulpa de café 25:75 1.5 x 107 1.22 X 105
11 Gigante Gallinaza 75:25 2.82 x 107 1.34 X 105
13 Gigante Cenichaza 75:25 2.3 x 107 1.54 X 105
14 Gigante Cenichaza 25:75 6.3 x 107 3.5 X 105
15 Gigante Lombricompuesto 75:25 2.02 x 107 2.7 X 105
16 Gigante Lombricompuesto 25:75 2.48 x 107 2.08 X 105
17 Naranjal --------- 100 1.84 x 107 1 x 105
18 Gigante -------- 100 1.28 x 107 8.8 x 104
200
Anexo X. Análisis del contenido de macro y micronutrimentos de la parte aérea de plantas de café en cada uno de los tratamientos evaluados (6meses)
Nitrógeno Fósforo Potasio Calcio Magnesio Hierro Manganeso Boro Zinc Cobre TTO
(%) Ppm
1 3.28 0.18 3.96 0.26 0.10 296.10 110.30 32.40 9.70 6.30
2 3.16 0.20 3.10 0.28 0.08 55.0 44.90 48.3 8.80 3.10
3 2.79 0.18 3.72 0.46 0.14 69.66 58.55 24.0 12.0 5.90
5 2.34 0.19 1.95 1.06 0.31 159.20 157.50 20.50 11.90 10.80
6 2.60 0.15 1.73 0.86 0.28 78.80 26.60 11.50 9.50 6.80
7 3.12 0.20 3.11 0.18 0.083 112.80 108.0 25.65 9.10 6.00
8 2.95 0.18 3.61 0.16 0.09 71.78 85.60 37.00 9.80 4.30
9 2.83 0.20 2.36 0.16 0.08 108.56 108.30 29.22 9.20 6.70
10 2.18 ----- ----- ----- ----- ---- ---- ---- ---- ----
11 2.71 0.17 2.89 0.20 0.16 76.80 78.00 30.90 11.30 5.10
13 2.46 0.22 1.22 0.90 0.26 144.30 66.90 28.60 12.00 10.40
14 1.57 0.21 1.21 0.42 0.76 89.90 36.10 18.10 9.80 6.90
15 2.95 0.22 3.28 0.27 0.11 74.90 111.90 27.60 9.20 6.70
16 2.15 0.19 2.27 0.16 0.07 104.88 59.20 30.80 10.0 7.30
17 2.29 0.11 1.19 0.48 0.22 70.60 374.20 26.60 10.2 15.10
18 1.67 0.11 2.40 0.55 0.18 85.50 236.80 23.30 10.7 12.60
MÉTODOS
N: Semimicro KJELDAHL. P: Colorimetría(Molibdovanato de Amonio). Ca – Mg – Fe – Mn – Zn – Cu: EAA.
K: Analizador de llama. B: Colorimetría(Azometina-H)
201
Anexo Y. Porcentaje e intensidad de colonización en cada uno de los tratamientos evaluados a los 6 meses
TRATAMIENTO COLONIZACION INTENSIDAD
COLONIZACIÓN(%)
Suelo Compuesto
orgánico
Proporción
Suelo: C.
Orgánico
(%) ALTA MEDIA BAJA
1 Naranjal Pulpa de café 75:25 26.33 36.39 46.21 17.39
2 Naranjal Pulpa de café 25:75 25.80 38.12 38.71 23.16
3 Naranjal Gallinaza 75:25 20.70 37.0 40.80 22.20
5 Naranjal Cenichaza 75:25 31.80 47.56 33.82 18.61
6 Naranjal Cenichaza 25:75 57.20 39.16 45.04 15.79
7 Naranjal Lombricompuesto 75:25 22.60 24.57 48.26 27.15
8 Naranjal Lombricompuesto 25:75 23.77 29.26 36.80 33.92
9 Gigante Pulpa de café 75:25 34.30 45.98 31.64 22.37
10 Gigante Pulpa de café 25:75 44.60 47.69 32.37 19.93
11 Gigante Gallinaza 75:25 37.40 45.56 42.97 11.45
13 Gigante Cenichaza 75:25 30.90 27.43 48.31 24.25
14 Gigante Cenichaza 25:75 52.70 50.97 35.85 13.16
15 Gigante Lombricompuesto 75:25 38.60 48.40 32.80 18.80
16 Gigante Lombricompuesto 25:75 46.40 46.44 31.82 21.72
17 Naranjal ----------- 100 48.90 42.13 38.15 19.71
18 Gigante ----------- 100 29.10 55.68 37.23 7.07
202
Anexo Z. Sistema radical de las plantas desarrolladas en los diferentes sustratos evaluados
TRATAMIENTO 1
TRATAMIENTO 2
203
TRATAMIENTO 3
TRATAMIENTO 5
204
TRATAMIENTO 6
TRATAMIENTO 7
205
TRATAMIENTO 8
TRATAMIENTO 9
206
TRATAMIENTO 10
TRATAMIENTO 11
207
TRATAMIENTO 13
TRATAMIENTO 14
208
TRATAMIENTO 15
TRATAMIENTO 16
209
TRATAMIENTO 17
TRATAMIENTO 18