tablas alimentos peru 2010

1

TABLAS DE COMPOSICIÓNQUÍMICA NUTRICIONAL DE ALIMENTOS Y FORRAJES

AREQUIPA, 2010

UNMSMUNSAAC UNAP

UCSM

2

TABLA DE COMPOSICIÓNQUÍMICA NUTRICIONAL DE ALIMENTOS Y FORRAJES

Dra. Jacinta Torres de JasauI (1); Mg. Sc. Jorge Zegarra (2); Mg. Sc. Víctor Vélez (3)

(1) Coordinador General del Subproyecto PIEA-UCSM-INCAGRO Ganadería Bovina

(2) Coordinador Técnico del Subproyecto PIEA-UCSM-INCAGRO Ganadería Bovina

(3) Investigador Principal del Subproyecto PIEA-UCSM-INCAGRO Ganadería Bovina

EDITORES

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TABLAS DE COMPOSICIÓN QUÍMICA NUTRICIONAL DE ALIMENTOS Y FORRAJES

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PRÓLOGO

La presente Tabla de Composición Nutricional de Recursos Alimenticios

para Rumiantes en el Sur Peruano, sistematiza el análisis químico nutricional

realizado en 30 meses de desarrollo del Subproyecto de Investigación

Estratégica denominado “Valoración Químico Nutricional de Recursos

Alimenticios, Conocimiento Base para Mejorar la Competitividad y la

Sustentabilidad de la Ganadería Bovina del Sur Peruano”; cuyo ámbito

de influencia incluyó las principales zonas de producción de vacunos en

Arequipa, Puno y Cusco. Es el resultado del esfuerzo de la Universidad

Católica de Santa María en alianza con la Universidad Nacional Mayor

de San Marcos de Lima, Universidad Nacional de San Antonio Abad del

Cusco, Universidad del Altiplano de Puno y la empresa GLORIA S.A. Este

subproyecto contó con el soporte económico de INCAGRO y de la UCSM.

Los equipos profesionales de cada universidad contaron con especialistas

provenientes de las cuatro universidades de la alianza, y estuvieron

conformados de la siguiente manera:

Universidad Católica de Santa María

Dra. Jacinta Torres de Jasaui

Mg. Sc. Jorge Zegarra Paredes

Mg. Sc. Víctor Vélez Marroquín

Mg. Sc. Gladys Díaz Rodríguez

Universidad Nacional Mayor de San Marcos

Dr. Felipe San Martín Howard

Dr. Víctor Leyva Vallejos

Dr. Wilbert García Vera

Mg. Sc. Francisco Franco Febres

Universidad Nacional de San Antonio Abad del Cusco

Dr. Enrique Ampuero Casquino

Mg. Sc. Gilbert Alagón Huallpa

Mg. Sc. Walter Antezana Julián

Universidad del Altiplano de Puno

Dra. Martha Tapia Infantes

Dr. Jorge Araníbar Araníbar

Mg. Sc. Martín Urviola Sánchez

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PRÓLOGO

De igual modo, el siguiente personal participó de manera significativa en

la parte operativa del subproyecto:

Laboratoristas

Mg. Sc. Marcia Quequezana

Q.F. Gladys Valdivia

Q.F. Sharon Gonzáles

Técnicos de Campo

Sr. Flavio Luque

Sr. Guillermo Apaza

Sr. Zenobio Mamani

Manifestamos nuestro agradecimiento a quienes también nos apoyaron

en la ejecución del presente subproyecto, como a la Lic. Mónica Gaggiotti,

consultora internacional del INTA Rafaela, de Argentina; al Ing. César Ortiz

Zevallos, ex Supervisor de Campo de GLORIA S.A. y al actual Supervisor

de Campo de dicha empresa, MVZ. Karlo Cuadros. A todos ellos, nuestra

gratitud por su invalorable apoyo en la consecución de este importante

objetivo.

Esta publicación está dirigida a técnicos, productores y estudiantes, con el

objeto de ofrecer una herramienta de trabajo para la toma de decisiones

en la formulación y evaluación de raciones.

En esta primera edición se incluye el análisis de un número limitado de

alimentos y componentes químicos, pero estamos seguros de que esta

información servirá de punto de partida para trabajos posteriores.

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INTRODUCCIÓN

En el Perú se han usado rutinariamente las tablas de composición de alimentos

y de requerimiento animal de Morrison (1956) y del Consejo de Investigación

de los Estados Unidos. Asimismo, se han utilizado tablas de composición

de alimentos para América Latina, en sus versiones abreviada en español y

completa en inglés (Castro, 1984); Soikes et al., 1969. Echevarría (1970); San

Martín (1973) y LaFore (1999); quienes evaluaron la composición química

parcial de alimentos para ganado lechero en el Perú. Específicamente, en

la región sur se han reportado tablas de composición química de alimentos

de la UNA-Puno (Roque, 1998) y varias evaluaciones parciales de alimentos

específicos (Huisa et al., 1986; Sosa y Coock, 1986). Todas ellas son de

importancia en la misión de formular raciones en sus respectivas zonas,

pero en muchos casos carecen de datos importantes, como degradabilidad

ruminal de la proteína; en otros, carecen de valores de la composición de

la pared celular, y en su totalidad consideran un valor energético en base

a los NDT, calculados en función del análisis proximal, metodología que se

ha demostrado sobreestima el valor de los NDT en algunos alimentos y lo

subestima en otros (Weiss, 2000).

Las pasturas y otros tipos de forraje presentan una gran variación en calidad

en sus distintas etapas de crecimiento y en las diferentes fracciones de la

planta. Estas diferencias se deben además a la variabilidad en las condiciones

ambientales (suelo, clima), al material genético y al manejo (riego, fertilización);

y en el caso de los forrajes conservados, se adiciona el sistema de conservación

y el tipo de almacenamiento. En los alimentos concentrados y suplementos

(pastas, afrechillos, harinas, etc.), las características del proceso industrial

que los originan definen en gran medida su calidad (Gaggioti et al., 1996).

Irrigación Majes. Hato lechero de la Universidad Católica de Santa

MarÍa - Arequipa.

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ORIGEN DE LA INFORMACIÓN

Las muestras de alimentos analizadas para la confección de esta

tabla, provienen de análisis realizados en el Laboratorio de Nutrición y

Alimentación Animal de la Universidad Católica de Santa María de Arequipa,

situada en el Fundo Huasacache, de propiedad de la universidad. Las

muestras fueron provistas por productores de las tres zonas de influencia

del proyecto; siendo procesadas utilizando la misma metodología de

análisis.

Los datos que se brindan en esta primera edición provienen del análisis

de forrajes verdes (pasturas y cultivos anuales), conservados (henos y

ensilajes), productos y subproductos de agroindustria, residuos de cosecha

e insumos para concentrados; efectuado entre los años 2008 y 2009. En

esta edición se informa el resultado de los análisis de 108 muestras.

Exteriores de laboratorio de Nutrición y Alimentación Animal. Univer-

sidad Católica de Santa María - Arequipa.

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DEFINICIÓN Y METODOLOGÍADE LOS ANÁLISIS QUÍMICOS INFORMADOS

MATERIA SECA (MS)

La determinación del contenido en MS de una muestra consiste en provocar

la evaporación del agua presente en la misma, con lo que podemos conocer el

contenido en MS por simple gravimetría. Tenemos básicamente dos vías distintas

para la determinación. La primera es la que podemos realizar sólo a nivel de

laboratorio y consiste en someter la muestra a un secado en estufa de ventilación

forzada a 55 ºC durante 48 horas, a 105 ºC durante 16 horas, o a 135 ºC durante 2

horas (AOAC, 1990; Undersander et al., 1993).

La segunda vía es la que podemos utilizar a nivel de campo. En este caso el

secado lo podemos realizar provocando la evaporación del agua mediante

un microondas, que debe contar con una potencia mínima de 600 vatios. La

determinación consiste en usar una balanza electrónica con una precisión de

0.01 g una muestra entre 100 y 200 g introducida al microondas en recipiente,

mantenida en el proceso durante 3 minutos a la máxima potencia. A continuación,

se recomienda sacar el contenedor, remover la muestra y reintroducirla de nuevo

para reiniciar el proceso, esta vez a la mitad de la potencia y durante un minuto.

Seguidamente, debemos pesar el contenedor con la muestra. Esta última fase

debe repetirse tantas veces como sea necesario, hasta que podamos asegurar que

la muestra no pierde más peso, con lo que podremos considerar que el proceso

de evaporación ha concluido (Undersander et al., 1993).

MATERIAS MINERALES O CENIZAS (CZS)

La determinación del contenido en cenizas consiste en la oxidación de toda la

materia orgánica contenida en la muestra, sometiendo a esta a una combustión

en un horno a 600 ºC durante 2 horas, hasta conseguir una ceniza blanquecina

(AOAC, 1990).

PROTEÍNA CRUDA (PC)

El método Kjeldahl es estándar en la determinación del contenido en

nitrógeno desde finales del siglo XIX. El método consiste básicamente

en tres grandes pasos (AOAC, 1990): 1) digestión de la muestra en ácido

sulfúrico con un catalizador, hasta convertir todo el nitrógeno a la forma

amoniacal; 2) destilación del sulfato amónico en una solución atrapadora;

y 3) cuantificación del amoníaco por valoración con una solución estándar.

Una vez conocido el contenido de nitrógeno en la muestra, la multiplicación

de aquel por el factor de conversión 6.25 nos aproxima al conocimiento del

contenido en PC. Existe una alternativa al método Kjeldhal de determinación

del nitrógeno; consiste en la combustión de la muestra en una atmósfera de

oxígeno puro y a alta temperatura (950ºC) para detectar, por conductividad

térmica, el nitrógeno presente en la misma (Undersander et al., 1993).

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FIBRA DETERGENTE NEUTRO (FDN)

Para la determinación del contenido de fibra neutrodetergente (Van

Soest et al., 1991) se emplea una solución detergente neutra que disuelve

las pectinas de la pared fácilmente digestibles, y los solubles celulares

(proteínas, azúcares y lípidos), resultando un residuo que representa

el contenido en la pared celular (celulosa, hemicelulosa y lignina). El

detergente solubiliza las proteínas, contribuyendo el sulfito sódico que

se añade a eliminar la materia nitrogenada al romper los enlaces disulfuro.

El ácido etilendiamintetracético (EDTA) es empleado como quelante

del calcio y para eliminar las pectinas a la temperatura de ebullición.

El trietilenglicol ayuda a eliminar parte de la materia no fibrosa de los

alimentos concentrados, y la amilasa termoestable es usada para eliminar

el almidón. Dos adiciones de amilasa ayudan a mejorar la precisión de la

determinación y sobre todo facilitan la filtración. Debido a la contaminación

de la muestra con tierra, se recomienda tener en cuenta el contenido

en cenizas y excluir éste del valor de FDN. Van Soest et al. (1991) dan

como opcional el uso de sulfito sódico, que reduce el contenido proteico

de la muestra y elimina los residuos de queratina de origen animal.

Sin embargo, Mertens (2002), al describir la determinación de la fibra

neutrodetergente tratada con amilasa, incluye sin alternativa al sulfito

sódico en el procedimiento.

FIBRA DETERGENTE ÁCIDO (FDA) Y LIGNINA DETERGENTE ÁCIDO (LDA)

Para disolver los solubles celulares, las hemicelulosas y los minerales

solubles, se utiliza una solución ácida de un detergente cuaternario, con

lo que resulta un residuo formado por celulosa, lignina, cenizas insolubles

y proteína ligada a la pared celular, que recibe el nombre de fibra ácido

detergente (AOAC, 1990).

Una alternativa para el conocimiento de las fracciones fibrosas es el

análisis secuencial, importante para evitar interferencias y para economizar

muestra. La ventaja más importante del análisis secuencial es que la estima

de la fracción hemicelulosa, obtenida por diferencia entre FDN y FDA, es

más exacta por esta vía; ya que en caso contrario sucede que la pectina

precipita al determinar la FDA, interfiriendo en su determinación (Van

Soest y Robertson, 1985), y obteniéndose valores aberrantes de FDA, que

pueden ser tan altos como los de FDN.

La determinación opcional de lignina se podría realizar a continuación,

mediante sometimiento del residuo FDA, una vez pesado, a una digestión

con ácido sulfúrico del 72% que elimina la celulosa (Van Soest, 1967). Otra

variante de la determinación de LDA utiliza permanganato potásico como

agente oxidante, en lugar de la hidrólisis ácida. Por último, cabe citar el

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NITRÓGENO O PROTEÍNA INSOLUBLE EN SOLUCIÓN DETERGENTE

ÁCIDO (NIDA, PIDA) Y DETERGENTE NEUTRO (NIDN, PIDN)

El nitrógeno insoluble en una solución detergente ácido (NIDA) es el

nitrógeno que permanece en el residuo FDA, ya sea por causas naturales o

como resultado de las alteraciones producidas durante el almacenamiento

o procesado de los forrajes (Goering et al., 1972). El nitrógeno de alimentos

sometidos a temperaturas elevadas es en general no disponible para los

animales (Undersander et al., 1993). El NIDA corresponde a la fracción C del

Cornell Net Carbohydrate and Protein System (CNCPS), que es considerada

como indegradable, ya que contiene proteínas asociadas con lignina y

taninos, así como productos de la reacción de Maillard (Sniffen et al., 1992).

Una reciente estandarización del método puede encontrarse en la

publicación de Licitra et al. (1996). El nitrógeno asociado con la FDN es

normalmente proteína ligada a la pared celular que también incluye al

nitrógeno indigestible encontrado en el residuo ácido detergente. La

proteína insoluble en la solución neutra (NIDN), pero soluble en la ácido

detergente, es digestible aunque lentamente degradable y considerada

como fracción específica (B3) en el CNCPS (Sniffen et al., 1992), calculándose

como diferencia entre NIDN y NIDA. La determinación de NIDN también fue

descrita por Licitra et al. (1996).

procedimiento de la lignina Klason como residuo no hidrolizado tras una

hidrólisis con ácido sulfúrico en dos etapas, usada en la determinación de

la fibra dietaria total (Theander y Westerlund, 1986). Esta determinación

procura valores de lignina muy distintos de los obtenidos con LDA, aunque

existe una buena correlación entre ambas y los valores de digestibilidad, por

lo que pueden ser consideradas indistintamente como un buen predictor

de la calidad de los forrajes (Jung et al., 1997).

ExTRACTO ETéREO O GRASA CRUDA (EE)

La extracción con éter dietílico o éter de petróleo disuelve grasas, aceites,

pigmentos y otras sustancias liposolubles (AOAC, 1990). El éter es a

continuación evaporado de la solución y el residuo resultante, pesado.

Las muestras deben estar libres de agua, para evitar la coextracción de

componentes hidrosolubles en la muestra, como carbohidratos, úrea,

ácido láctico, glicerol, etc. En el supuesto de que la muestra contenga

importantes cantidades de agua, debe desecarse previamente.

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PROTEÍNA DEGRADABLE RUMINAL (PDR)

Calculada a partir de los parámetros de degradabilidad in situ estimados con

la técnica de bolsas de dacrón incubadas en el rumen de vacas fistuladas y

retiradas a diferentes tiempos (Orskov y McDonald, 1980). Los parámetros

fueron calculados a tasas de pasaje del alimento comúnmente reportadas

en la literatura para cada grupo de alimentos.

PROTEÍNA NO DEGRADABLE RUMINAL (PNDR)

Estimada como la diferencia entre el 100% de la proteína cruda menos

el porcentaje de proteína degradable estimada por la técnica de bolsitas

de dacrón.

NOTA: Los valores de todos los análisis químicos están expresados en %

de materia seca.

CARBOhIDRATOS NO FIBROSOS (CNF)

Los carbohidratos que no forman parte de la pared celular se denominan

carbohidratos no f ibrosos (CNF). Son compuestos act ivos en el

metabolismo de las plantas; se almacenan en órganos de reserva y

están constituidos por azúcares libres (glucosa, fructosa, sacarosa y

en menor medida maltosa, melobiosa, rafinosa y estaquiosa), almidón

y fructosanos. Este grupo de carbohidratos posee un potencial de

fermentación rápido y total en el rumen, al igual que en el proceso de

fermentación de los ensilajes.

Los CNF se determinan con la siguiente expresión:

CNF (MS) = 100 - %PC - % EE - %FDN - %CZS

ENERGÍA NETA DE LACTACIÓN (ENL)

Estimada a partir de los valores anteriores, con la ecuación sumativa de

Weiss (2000) y reportada en la NRC (2001).

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TABLA 1: ZONA AREQUIPA (IRRIGACIÓN MAJES, SANTA RITA DE SIGUAS, LA JOYA ANTIGUA, CAMPIÑA DE AREQUIPA)

Fuente: Subproyecto de Investigación Estratégica “Valoración Químico Nutricional de Recursos Alimenticios, Conocimiento Base para Mejorar la Competitividad y la Sustentabilidad

de la Ganadería Bovina del Sur Peruano”.

* ND = No disponible.

13






de la Ganadería Bovina del Sur Peruano”.-


TABLA 1: ZONA AREQUIPA (CONTINUACIÓN)

14


TABLA 2: ZONA PUNO (AYAVIRI, TARACO)




15





TABLA 3: ZONA CUSCO (ANTA - éPOCA hÚMEDA)




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TABLA 3: ZONA CUSCO (CONTINUACIÓN)




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TABLA 4: ZONA CUSCO (ANTA - éPOCA SECA)




18


TABLA 4: ZONA CUSCO (CONTINUACIÓN)




19

TABLA DE COMPOSICIÓNQUÍMICA NUTRICIONAL DE ALIMENTOS Y FORRAJESLABORATORIO DE NUTRICIÓN ALIMENTACIÓN ANIMAL

Descripción

Brinda servicios de análisis bromatológicos principalmente en el campo de

la nutrición animal, basados en: pruebas de materia seca, cenizas, extracto

etéreo, proteína cruda, fibra cruda. Análisis de Van Soest. Análisis biológicos

de digestibilidad in vitro, degradabilidad ruminal in situ, parámetros

ruminales como nitrógeno amoniacal, ácidos grasos volátiles totales, PH

ruminal; análisis de calidad fermentativa en ensilajes (nitrógeno amoniacal,

PH).

Servicios

Análisis bromatológico de alimentos mediante la aplicación del método

de Weende y Van Soest.

Estudios in vitro de la calidad de la proteína en materias primas proteicas.

Estudios de digestibilidad in situ o in vitro de forrajes y alimentos para

rumiantes.

Pruebas de alimentación

Cursos de capacitación especializada en técnicas de análisis de alimentos.

Equipos

• Digestores J.P. Selecta

• Destiladores de Nitrógeno J.P. Selecta

• Destilador Soxhlet J.P. Selecta

• Destiladores de agua GFL

• Digestor de fibras ANKOM 220

• Muflas Barnstead-Thermolyne

• Centrífuga Hettich

• Molinos Foss Cyclotec

• Estufas de secado de aire forzado y convección natural J.P. Selecta

• Balanzas de precisión

• Picadora de alimentos

• Congeladoras

Muestras de alimentos a ser remitidas al laboratorio

Obtención

La obtención de una muestra es un punto muy importante a la hora de

enviar un material para analizar. Los resultados del laboratorio no aportarán

información válida si la muestra enviada no es representativa del material

original.

20

Alimentos concentrados (granos de cereales, afrechillos, etc.): se

aconseja formar una muestra compuesta a partir de 15 submuestras de

aproximadamente 500 gW (se deben tomar de distintas bolsas si el material

está embolsado y si está almacenado a granel se debe muestrear de

distintos lugares); luego, es conveniente dividir esa muestra compuesta

en cuartos (cuartear), separando y conservando los 2 cuartos opuestos.

Continuar con este procedimiento hasta obtener una muestra de

aproximadamente 0.5 K.

Forrajes frescos: el muestreo dependerá del tamaño y características

del campo de pastoreo. En general, se recomienda recorrer el campo en

zig-zag, detenerse cada 20-30 pasos y tirar un objeto a corta distancia. En

ese punto se cortará un puñado de forraje y se colocará en una bolsa limpia.

Con la muestra compuesta se debe proceder de la misma manera que se

indicó anteriormente, hasta obtener una muestra de aproximadamente

1-2 K de peso.

henos: formar una muestra compuesta muestreando por lo menos 15

pacas utilizando un calador, luego realizar cuarteos sucesivos hasta obtener

una muestra de 0.5 a 1 K de peso aproximadamente.

Ensilados: retirar unos centímetros de la cara exterior y luego tomar

por lo menos 15 muestras de diferentes partes de la cara del silo. Con

esas muestras se formará una muestra compuesta, realizando cuarteos

sucesivos hasta obtener una muestra de aproximadamente 1-2 K.

Acondicionamiento

Se aconseja acondicionar las muestras en doble bolsa de plástico con cierre

hermético (Ziploc o similares), teniendo la precaución de que no quede

aire en el interior de la primera bolsa y que entre las dos bolsas quede la

tarjeta de identificación de la muestra.

Conservación

Se recomienda conservar las muestras de materiales con bajo contenido de

humedad (granos, concentrados, henos) en lugares sombreados y frescos,

hasta el momento de su envío al laboratorio.

En muestras de material fresco (pasturas, ensilajes) se debe tener

la precaución de mantenerlas en frío. Las muestras de forraje pueden

permanecer en la refrigeradora por 48 horas, pero si se prevé más demora

en el envío, conviene congelarla. Para muestras de ensilajes, se aconseja

congelar inmediatamente después de su obtención.

LABORATORIO DE NUTRICIÓN ALIMENTACIÓN ANIMAL

21

Descripción de la muestra y solicitud de servicio

En el momento de entrega de las muestras se deberá llenar un formulario de

descripción de la muestra y de solicitud de los servicios (uno por cada muestra

diferente que ingresa). El formulario completo se encuentra disponible aquí y se

podrá enviar por correo electrónico a:

[email protected].

P.P. MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

Facultad de Ciencias e Ingenierías Biológicas y Químicas

Universidad Católica de Santa María

Ubicación: Fundo La Banda Huasacache. Distrito Jacobo Dickson Hunter Arequipa

Recepción de muestras

Arequipa: Clínica Veterinaria - UCSM. Urbanización San Jose C-14 Umacollo.

Cercado - Arequipa. Teléfono: 54-251210 Anexo 1158. Fax: 54-252542. E-Mail:

[email protected]

Identificación

Las muestras que llegan al laboratorio deben estar correctamente

identificadas; para ello, se debe colocar entre las dos bolsas una tarjeta

de identificación que indique:

• Fecha de obtención de la muestra.

• Descripción de la muestra de acuerdo a los criterios de identificación

enumerados en el formulario de solicitud de servicio.

• Nombre y dirección del remitente (incluyendo, teléfono, fax y correo

electrónico).

Envío

En Arequipa: las muestras se recepcionarán en la Clínica Veterinaria*,

en el horario de 08:00 a 17:00 horas.

En Majes: las muestras se recepcionarán en la Clínica Veterinaria*, en el

horario de 08:00 a 15:00 horas.

* Las direcciones se detallan más adelante.

DATOS

22

Majes: Clínica Veterinaria - UCSM. Calle Sabandía, Tienda Municipal Nº3.

El Pedregal - Fundo La Católica.sección B1 - Zona especializada- Arequipa

Responsable de laboratorio

Mg. Sc. Jorge Luis Zegarra Paredes

Teléfono: 54-959670257

E-Mail: [email protected]

Comité de investigación

Dra. Jacinta Torres De Jasaui


Mg. Sc. Víctor Manuel Vélez Marroquín:


Vista del Fundo La Banda Huasacache de la Universidad Católica de

Santa María – Arequipa.

DATOS

23

1. AOAC. 1990. Association of Oficial Analytical Chemists. Official

Methods of Analysis. AOAC. 15th ed. Edited by Kenneth Helrich.

Arlington, Virginia. 1117 pp.

2. Castro, C.1984. Tablas de composición de alimentos peruanos usados

en el racionamiento animal. Tesis de Bach. Med. Vet. UNMSM.

3. Echevarría, h. G. 1970. Interrelaciones suelo-planta-nutrición.

Composición química de forrajes del departamento de Junín. Tesis

de Maestría UNMSM.

4. Gaggiotti, M, Romero, L;Bruno, O; Comeron, E y Quaino, O. 1996.

Tabla de composición química de alimentos. INTA Centro Regional

Santa Fé. EEA Rafaela. Laboratorio de Producción Animal. Argentina.

5. huisa, T. R. Farfán, F. San Martín y F. Bryant. 1986. Valor nutricional

y consumo de un bofedal artificial (Festuca Dolichophylla-Plantago

tubulosa) Resúmenes de la IX Reunión Científica Anual de la APPA.

Tingo María. Perú.

6. Jung, h.G., Mertens, D.R. y Payne, A.J. 1997 J. Dairy Sci. 80: 1622-

1628.

7. Laforé, M, San Martín, F; Custodio, R; Arbaiza, T y F. Carcelén.

1999. Diagnóstico alimenticio y composición químico nutricional de

los principales insumos de uso pecuario del Valle del Mantaro. Rev.

Inv. Vet. Perú. 10(2): 74-78.

8. Lazo, O. 2009. Caracterización químico nutricional de recursos

alimenticios usados en la alimentación de vacunos lecheros en la

provincia de Anta del departamento del Cuzco en época seca. Tesis

para optar el título de Ingeniero Zootecnista. UNSAAC Cuzco.

9. Licitra, G., hernández, T.M. y Van Soest, P.J. 1996. Anim. Feed Sci.

Technol. 57: 347-358.

10. Machaca, A. 2009. Degradabilidad ruminal de material seca y proteína

cruda de los principales recursos alimenticios de Anta-Cuzco para

Vacunos. Tesis de Magíster Scientiae UNA Puno.

11. Mertens, D.R. 2002 Journal of AOAC International 85: 1217-1240.

12. Morrison, F. 1956. Feeds and feeding Wnd Edj. Morrison Publishing.

Co; Clinton, IA.

13. Montes, E. 2010. Determinación de la degradabilidad proteica de 13

insumos para la formulación de raciones de vacunos lecheros, Arequipa

- 2008. Tesis Para optar el grado de Médico Veterinario y Zootecnista.

UCSM Arequipa.

14. NRC. 2001. Nutrient Requirements of Dairy Cattle. National Academy

Press. Washington. USA

15. Ørskov, E. R y McDonald, I. 1979. The Estimation of Protein

Degradability in the Rumen from Incubation Measurements Weighted

According to rate of Passage. J. Agric. Sci. (Cambridge), (92), 499 - 503 p.

16. Ríos, G. 2010. Degradabilidad proteica de los principales subproductos

agroindustriales y residuos de cosecha destinados para vacunos

lecheros de la región Arequipa, Arequipa – 2008. Tesis para optar el

grado de Médico Veterinario y Zootecnista. UCSM Arequipa.

BIBLIOGRAFÍA

24

17. Rodríguez, E. 2009. Determinación de la composición químico-

nutricional de los recursos alimenticios para vacunos lecheros en la

provincia de Anta del departamento del Cuzco, en época de lluvias.

Tesis para optar el grado de Ingeniero Zootecnista. UNSAAC Cuzco.

18. Roque, B. 1998. Determinación de la producción forrajera y valor

nutricional de la totora (Scirpus totora) en vacunos. Tesis Universidad

Nacional Agraria la Molina. Lima - Perú.

19. San Martín, F. 1973. Caracterización de los pastos cultivados de los

Andes. En manejo y mejoramiento de pastizales naturales. Texas Tech

University. INIPA. UNALM. IVITA.

20. Sáenz, F. 2010 . Valoración químico nutricional de recursos

alimenticios para vacunos lecheros en 4 localidades de Arequipa -

2007. Tesis para optar el Grado Académico de Magister en Medicina

Veterinaria y Zootecnia. UCSM Arequipa.

21. Sniffen, C., J, O’Connor, P. J., Van Soest, D. F., y Russel J. B., 1992.

A net carbohydrate and protein system for evaluating cattle diets: II

carbohydrate and protein availability. J. Anim. Sci 70:3562-3577.

22. Soikes, R, Kalinowski, J. y M. Echevarría. 1969 Interrelaciones

suelo-planta-nutrición. Composición química de especies forrajeras

nativas de la Sierra Central. Lima – Perú. 16 pp.

23. Sosa, T y F. Cook. 1986. Valor nutritivo de la alfalfa verde y rastrojos

de achita y soya. Resúmenes de la IX Reunión científica anual de la

APPA. Tingo María-Perú.

24. Theander, O. y Westerlund, E.A. 1986. Journal of Agricultural and

Food Chemistry 34: 330-336.

25. Undersander, D., Mertens, D.R. y Thiex, N. 1993. Recommends

forage analyses procedure. National Forage Testing Association, USA.

26. Van Soest, P. J. 1967. Development of a comprehensive system of

feed analysis and its application to forages. J. Anim. Sci., 26: 119, 1967.

27. Van Soest, P. J. y Robertson, J. B. 1985. Analysis of forages and

fibrous foods. A Laboratory Manual for Animal Science 613. Report of

Research of the Cornell University Agricultural Experiment Station.

pp. 2-3, 35, 1985.

28. Van Soest, P. J., Robertson, J. B. y Lewis, B. A. 1991 J. Dairy Sci.

74: 3583-3597.

29. Vera, J. 2010. Determinación de la degradabilidad proteica de siete

recursos forrajeros para vacunos lecheros, Arequipa - 2008. Tesis para

optar el grado de Médico Veterinario y Zootecnista. UCSM Arequipa.

30. Weiss, W. 2000. Energy prediction equations for ruminant feeds.

Department of Animal Sciences. Ohio Agricultural Research and

Development Center. Ohio State University.

BIBLIOGRAFÍA

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SOLICITUD DE ANÁLISIS DE NUTRICIÓN ANIMAL

1) La UCSM declina toda responsabilidad del valor representativo de las muestras entregadas, salvo que hayan sido en laboratorio, o el laboratorio haya avalado el muestreo.2) A excepción de los productos lácteos, las muestras utilizadas serán eliminadas inmediatamente después de ser procesadas. Dichos productos quedarán a disposición del solicitante hasta 5 días hábiles a contar desde la fecha de la notificación por parte de UCSM de que el informe está disponible para su retiro. No obstante, la UCSM se reserva el derecho de quedarse con parte de las muestras sobrantes, para posibles controles internos. 3) Cuando el cliente solicite suspender el servicio ya presupuestado a una parte del mismo, los costos de las actividades ya realizadas en el momento de la suspensión de la solicitud se incluyen en un nuevo presupuesto.4) Los resultados no se entregan al cliente hasta después de recibir el pago a las garantías de la cancelación del pago a la brevedad.5) Los informes de resultados no podrán ser reproducidos total o parcialmente sin la autorización escrita de UCSM. Los resultados consignados se refieren exclusivamente a las muestras recibidas. La UCSM declina toda responsabilidad por el uso indebido o incorrecto de este informe.6) La UCSM asegura la confindecialidad de los informes. No obstante, se reserva el derecho de utlizar con fines científicos y/o estadísticos los resultados, manteniendo en reserva el usuario.

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ANÁLISIS DE MUESTRAS EN LABORATORIO

1.- Extractor de grasas Soxhlet Automático de 6

muestras J.P Selecta.

2.- Molino ciclónico con mallas intercambiables

Foss Cyclotec.

3.- Balanzas analíticas con precisión de 0.1 mg A&D.

EQUIPOS DE TRABAJO EN CAMPO Y LABORATORIO

4.- Equipo técnico del Subproyecto. 5.- Corrales del Fundo Huasacache Arequipa. 6.- Equipo técnico y de laboratorio del subproyecto.

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TABLA DE COMPOSICIÓNQUÍMICA NUTRICIONAL DE ALIMENTOS Y FORRAJESEQUIPOS DE LABORATORIO

7.- Analizador automático de FDN y FDA, ANKOM 220,

único en el país.

8.- Horno mufla automático Barnstead - Thermolyne. 9.- Materiales para ensayos de degradabilidad

ruminal de alimentos y forrajes.

PREPARACIÓN DE ANIMALES - PROCESO DE FISTULACIÓN

10.- Proceso quirúrgico de fistulación.

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TABLA DE COMPOSICIÓNQUÍMICA NUTRICIONAL DE ALIMENTOS Y FORRAJESTOMA DE MUESTRAS EN VACAS FISTULADAS

11.- Toma de muestras en ensayos de degradabilidad ruminal.

Planta Majes GLORIA S.A.

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tablas alimentos peru 2010

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