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PROGRAMA Máster Universitario en Ingeniería Biomédica

ASIGNATURA TÉCNICAS DE CUANTIFICACIÓN EN ANÁLISIS CLÍNICO

Semestre 1º Número de ECTS 5

DESCRIPCIÓN

Conocer el fundamento y la utilidad de las técnicas diagnósticas en las especialidades que se describen a continuación, así como los datos generados en dichas técnicas, su interpretación y análisis: Alergología, Bioquímica, Citometría, Citogenética, Genética constitucional y biomarcadores, Genómica y Proteómica, Inmunología, Microbiología y Anatomía Patológica

A continuación se desglosan las Guías Docentes de las distintas partes de que consta la asignatura

01. ALERGOLOGÍA

PROFESORES

Dra. Mª José Goikoetxea Dra. Marta Ferrer Dr. Rubén Martínez Dra. María Luisa Sanz Dr. Javier Martínez

[email protected] [email protected]

[email protected]

[email protected]

Curso 2014-2015 Idioma Castellano

CONOCIMIENTOS PREVIOS

Comprender qué es un anticuerpo, y conocimientos básicos y generales de su función.

OBJETIVOS

Conocer el fundamento y la utilidad de las técnicas diagnósticas automatizadas aplicadas a la alergología, en especial: Enzimoinmunoensayo en polímeros de poliacrilamida (ImmunoCAP) o polímeros soluble (Immulite), y micromatrices de proteínas.

Conocer qué es una micromatriz de proteínas/péptidos y sus principales diferencias con micromatriz de ácidos nucléicos.

Métodos de impresión y robots aplicados a la impresión de proteínas en fase sólida.

Análisis de lectura de imágenes en microarrays de proteínas/péptidos.

mailto:[email protected]


PROGRAMA

Técnicas diagnósticas automatizadas aplicadas a la alergología, en especial: Enzimoinmunoensayo en polímeros de poliacrilamida (immunoCAP) o polímeros soluble (Immulite)

Fundamento y utilidad de las mismas

Automatización

Análisis de datos

Control de calidad

Micromatrices de proteínas/péptidos:

Fundamento de las micromatrices de proteínas/péptidos

Metodología de las micromatrices de proteínas/péptidos

Principales diferencias de las micromatrices de proteínas/péptidos con micromatriz de ácidos nucléicos.

Fundamentos básicos de impresión de proteínas/péptidos en fase sólida

Análisis de lectura de imágenes en microarrays de proteínas/péptidos.

METODOLOGÍA

Esta parte de la asignatura se impartirá en 5 horas en la Clínica Universidad de Navarra, Pamplona.

Clases expositivas del profesor

Observación mediante ordenador del fundamento, diseño, metodología de la realización de los cristales, del ensayo y del análisis de datos de la micromatriz de proteínas vegetales de la Red de Investigación en Reacciones Adversas a Alimentos y Fármacos (RIRAAF).Técnicas realizada en Ramón y Cajal. Unidad de Microarrays. Javier Martínez Botas.

Observación directa de las técnicas Enzimoinmunoensayo en polímeros de poliacrilamida (immunoCAP) y micromatrices de proteínas (immunoCAP ISAC). Laboratorio de Alergología. CUN.

PLAN DE SESIONES Y OTRAS ACTIVIDADES

9:00-10:00 (AULA) MJ Goikoetxea/Marta Ferrer Fundamentos básicos del diagnóstico en Alergología Enzimoinmunoensayo aplicado a la Alergología Micromatrices de proteínas/péptidos: principios básicos

10:00-11:30 (Laboratorio) En dos grupos Rubén Martínez/María Luisa Sanz Enzimoinmunoensayo aplicado a la Alergología: InmunoCAP 250: metodología, controles de calidad. Micromatrices de proteínas ImmunoCAP ISAC: metodología, lectura de imágenes. Se organizara la práctica en dos grupos que intercambiarán el aparato a los 45min.

11:30-14:00 (AULA-Laboratorio) Javier Martínez/MJ Goikoetxea Micromatrices de proteínas/péptidos: Diseño de micromatriz, desarrollo de proteínas, imprimación, escaneado y análisis de datos.

PROCEDIMIENTO DE EVALUACIÓN

Participación 0-15%

Entrega en un plazo de 15 días posteriores de una memoria resumen (Máximo 2 páginas) de lo aprendido en la práctica y sus impresiones generales sobre lo que más le ha sorprendido, aquello que creen que mejoraría la calidad de la técnica o que lo simplificaría…

02. BIOQUÍMICA CLÍNICA

PROFESORES Dr. José Ignacio Monreal Marquiegui Dra. Estíbaliz Alegre Martínez

[email protected]

[email protected]


DESCRIPCIÓN

Presentar el fundamento y la aplicación práctica de algunas técnicas diagnósticas en el Laboratorio Clínico, la interpretación de los resultados y los condicionantes que influyen en los análisis de Bioquímica.

OBJETIVOS

Objetivos en cuanto a conocimientos:

1. Conocer las técnicas habituales en el análisis y cuantificación automatizado de componentes en muestras biológicas: Espectrofotometría, inmunoensayo.

2. Conocer y valorar los factores preanalíticos y analíticos que condicionan los resultados obtenidos en muestras biológicas: Programas de garantía de la calidad.

3. Conocer y aplicar los criterios de valoración clínica de los resultados analíticos: Valores de referencia, Valor predictivo de una magnitud, Valor de referencia del cambio.

Objetivos en cuanto a competencias:

CE04.- Integrar conocimientos de sistemas de información a la dirección y sistemas de gestión de la calidad.

CE05.- Conocer y comprender la gestión y el funcionamiento de los principales equipos médicos de gran volumen empleados en hospitales y centros clínicos.

CE06.- Poseer conocimientos para poder gestionar instalaciones y recursos involucrados en el uso y mantenimiento de grandes equipamientos médicos.

CE08.- Conocer y comprender el manejo y tratamiento de datos de origen clínico.

CE09.- Poseer la capacidad de generar nuevo conocimiento a través de la integración de datos derivados de distintos análisis.

PROGRAMA

1. Procedimientos analíticos: Espectrofotometría, inmunoensayo. Recursos de detección.

2. Visita al Laboratorio: Niveles de automatización.

3. Valores de referencia, Valor predictivo de una magnitud, Valor de referencia del cambio.

4. Garantía de la calidad preanalítica y analítica.



METODOLOGÍA

Sesión teórica sobre métodos de seguimiento de reacciones y detección de productos.

Sesión práctica de conocimiento de equipos de análisis en Laboratorio de Bioquímica Clínica

Sesión de cálculo de valores de referencia, valor predictivo de una magnitud y valor de referencia del cambio.

Ejemplos de informes de un programa de garantía de la calidad: Variables y presentación de resultados.


Asistencia y participación en las clases presenciales: 20%.

Trabajo presentado sobre un caso práctico: 80%

BIBLIOGRAFÍA Y RECURSOS

Álvaro González Hernández. Principios de Bioquímica clínica y patología molecular. Ed. Elsevier. 2014. 2ª edición.

Westgard J. Tools, Technologies and Training for Healthcare Laboratories.

http://www.westgard.com/westgard-rules/

http://www.westgard.com/westgard-rules/

03. CITOMETRÍA DE FLUJO

PROFESORES Dr. Bruno Paiva [email protected]


DESCRIPCIÓN

Módulo Citometría: Conjunto de procesos y protocolos que se llevan a cabo en un Laboratorio de Citometría de Flujo en relación con el diagnóstico y monitorización de tumores hematológicos.


No se requieren. Se impartirán en la sesión teórica inicial.

OBJETIVOS


1. Aproximarse al funcionamiento de un Laboratorio de Citometría de Flujo.

2. Comprender la necesidad de integrar los resultados de los estudios inmunofenotípicos con el diagnóstico clínico del paciente.

3. Comprender las ventajas y desventajas de la citometría de flujo frente a otras técnicas de laboratorio en el manejo diagnóstico de muestras de pacientes con tumores hematológicos.

4. Empleo de citómetros de flujo y softwares de análisis para procesamiento e interpretación de resultados inmunofenotípicos

Estructura física de un citómetro de flujo y los requerimientos necesarios para la correcta calibración del citómetro.

Analizar los resultados obtenidos en el citómetro mediante software de análisis de datos inmunofenotípicos: diagnóstico diferencial de muestras hematológicas.

El objetivo 4 es el que nos parece más atractivo desde el punto de vista del alumno de un máster de bioingeniería.




METODOLOGÍA

(Cada sesión tendrá una duración de 1h 15min).

1. Sesión nº 1: teórica.

A) Revisión de conocimientos teóricos necesarios: a. Hematopoyesis b. Diversidad celular hematopoyética

B) Citometría de Flujo: a. Sistema Fluidíco b. Sistema Óptico c. Sistema Electrónico d. Sistema Informático

Sesiones 2 - 4: sesiones prácticas en el laboratorio. Los alumnos seguirán paso a paso la realización y el análisis de las distintas pruebas implicadas en los estudios inmunofenotípicos.

2. Sesión 2: Realización de técnicas

Las técnicas las realizará el personal técnico del laboratorio.

Los alumnos observarán la ejecución, mientras el profesor de la asignatura les explica los fundamentos técnicos.

A) Marcaje de antígenos en superficie. B) Marcaje de antígenos intracelulares

3. Sesión 3: Calibración y compensación de un citómetro de flujo.

a. Breve revisión teórica de la importancia/necesidad de compensación electrónica de inmunofluorescencia.

b. Calibración y compensación de un citómetro de flujo.

4. Sesión 4: Análisis de resultados. Los alumnos participarán en el análisis de resultados.

a. Análisis de muestras de medulas óseas y sangre periféricas normales. b. Análisis y clasificación de muestras patológicas.


Asistencia y participación en las clases presenciales: 20%.

Examen tipo test: 80%


Se les proporcionará:

La presentación de la sesión teórica inicial.

Documentación que les facilite el seguimiento del trabajo en el laboratorio y el análisis de resultados.

04. CITOGENÉTICA

PROFESORES Dra. María José Calasanz [email protected]


DESCRIPCIÓN

Su objetivo es que el alumno se familiarice con conceptos esenciales de citogenética, las técnicas más usuales aplicadas en el contexto del análisis citogenético de enfermedades humanas, así como los datos generados tras las realización de este tipo de técnicas diagnósticas, que permiten orientar el diagnóstico, pronóstico y la selección de la terapia en los pacientes.

OBJETIVOS

Competencias básicas y generales

CG01.- Conocer los fundamentos para dirigir, planificar y supervisar equipos multidisciplinares.

CG04. Realizar investigación, desarrollo e innovación en productos, procesos y métodos.

CB6. Poseer y comprender conocimientos que aporten una base u oportunidad de ser originales en el desarrollo y/o aplicación de ideas, a menudo en un contexto de investigación

Competencias específicas


CE12.- Conocer y aplicar la legislación pertinente en los casos de manejo y tratamiento de datos en el ámbito biomédico.

PROGRAMA

TEÓRICO

1. Fundamentos teóricos de las técnicas citogenéticas (cariotipo e hibridación in situ con fluorescencia FISH) que van a ser expuestas en la parte práctica. 2. Aplicaciones diagnósticas, pronósticas, e indicación de tratamiento de las técnicas que van a ser expuestas en la parte práctica. 3. Casos clínicos de Citogenética aplicada al diagnóstico de enfermedades constitucionales, neoplasias hematológicas y tumores sólidos. 4. Estudio comparativo de las técnicas citogenéticas aplicadas en la rutina y en investigación.

PRÁCTICO

1. Análisis citogenético convencional (cariotipo de bandas G) 2. Análisis citogenético molecular (FISH, tanto de material en suspensión como

en tejido parafinado) 3. Resolución de 3 casos clínicos

METODOLOGÍA

Clases presenciales expositivas y sesiones prácticas en laboratorio de citogenética


> Sesión teórica para la explicación de la base teórica de las técnicas citogenéticas, datos generados y sus aplicaciones en enfermedades constitucionales, neoplasias hematológicas y tumores sólidos. (4 horas)

> Sesiones en laboratorio con explicación del aparataje y demostraciones prácticas con casos reales del Servicio Diagnóstico (4 horas)


Se entregará un caso clínico completo, con el objetivo de evaluar el criterio del alumno para manejar resultados de una análisis citogenético y extraer conclusiones. Se responderá en un formato de examen tipo test de 5 opciones.


The principles of clinical Cytogenetics. Edited by Steven L Gersen and Martha B Keagle. 2nd Ed Humana Press (2005).

Genética en Medicina. Nussbaum, McInnes and Willard. 5th ed Thompson and Thompson (2005).

Técnicas de Diagnóstico Genético en neoplasias hematológicas y tumores sólidos. María José Calasanz. Marzo (2002) (Incluye artículo de actualización de 2009).

05. GENÉTICA CONSTITUCIONAL Y BIOMARCADORES

PROFESORES

Dra. Ana Patiño (responsable) Dra. Ruth Zárate Dra. Josefa Salgado

[email protected] [email protected] [email protected]


DESCRIPCIÓN

El objetivo global de esta asignatura es familiarizar a los alumnos con las técnicas, y los datos generados, que están en la base de la patología hereditaria y que permiten hacer diagnóstico genético, personal y familiar; así como aquellas que permiten determinar biomarcadores: marcadores moleculares que permiten orientar el tratamiento o el pronóstico de un paciente.


Conocer las bases de la PCR: polymerase chain reaction (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genome/probe/doc/TechPCR.shtml).

OBJETIVOS

Competencias básicas y generales

CG01. Tener conocimientos adecuados de los aspectos científicos y tecnológicos de: métodos matemáticos, analíticos y numéricos en la ingeniería, ingeniería eléctrica, ingeniería energética, ingeniería química, ingeniería mecánica, mecánica de medios continuos, electrónica industrial, automática, fabricación, materiales, métodos cuantitativos de gestión, informática industrial, urbanismo, infraestructuras, etc.

CG04. Realizar investigación, desarrollo e innovación en productos, procesos y métodos.

CB6. Poseer y comprender conocimientos que aporten una base u oportunidad de ser originales en el desarrollo y/o aplicación de ideas, a menudo en un contexto de investigación

Competencias específicas


CE12.- Conocer y aplicar la legislación pertinente en los casos de manejo y tratamiento de datos en el ámbito biomédico.

PROGRAMA

TEÓRICO

1.Fundamentos teóricos de las técnicas que van a ser expuestas en la parte práctica. 2. Aplicaciones diagnósticas o de indicación de tratamiento de las técnicas que van a ser expuestas en la parte práctica. 3. Ejemplos prácticos de los análisis expuestos en los puntos anteriores. 4. Estudio comparativo de las técnicas disponibles

PRÁCTICO

1. Análisis de secuencias de genes en secuenciador capilar ABI3130 XL, mediante el programa SeqScape v2.5

2. Análisis de fragmentos con el programa GeneMapper v.3.7.

- Estudio de marcadores microsatélite en tumores

- Estudio de quimerismos en transplantes

3. Estudio de pirogramas (resultados producto de pirosecuenciación) mediante el programa de PyroMark

4. Análisis de curvas con RotorGene para RT-PCR (real-time Polymerase Chain Reaction). Tipo de curvas, logaritmicas, no logaritmicas, elección del ciclo umbral, etc.


1. Sesión teórica para la explicación de la base teórica de las técnicas, datos y sus aplicaciones

2. Visita a laboratorio con explicación del aparataje y su aplicación 3. Explicación práctica en ordenador del módulo práctico de la asignatura


Se entregará un ejercicio complejo y completo o varios parciales, con el objetivo de que extraigan conclusiones y deriven consecuencias de los resultados.


PCR: http://learn.genetics.utah.edu/content/labs/pcr/ http://www.dnalc.org/resources/animations/pcr.html BIOMARCADORES: http://www.cancer.gov/espanol/recursos/hojas-informativas/deteccion-diagnostico/marcadores-de-tumores http://www.mycancer.com/es/cancer-biomarkers GENÉTICA GENERAL: http://learn.genetics.utah.edu/ http://www.dnaftb.org/

http://learn.genetics.utah.edu/content/labs/pcr/

http://www.dnalc.org/resources/animations/pcr.html

http://www.cancer.gov/espanol/recursos/hojas-informativas/deteccion-diagnostico/marcadores-de-tumores

http://www.cancer.gov/espanol/recursos/hojas-informativas/deteccion-diagnostico/marcadores-de-tumores

http://www.mycancer.com/es/cancer-biomarkers

http://learn.genetics.utah.edu/

http://www.dnaftb.org/

06. GENÓMICA Y PROTEÓMICA

PROFESORES Dr. Fernando Corrales Dra. Lourdes Ortiz

[email protected] [email protected]


DESCRIPCIÓN

El objetivo global de esta asignatura es familiarizar a los alumnos con las nuevas soluciones experimentales basadas en el empleo de tecnologías de análisis a gran escala (proteómica y genómica), así como a integrar la información obtenida en un formato útil para generar nuevos conceptos en biología, identificar nuevas dianas diagnósticas y terapéuticas o determinar el mecanismo de acción de fármacos.

OBJETIVOS

Competencias específicas (conocimientos).

1. CEC 1. Conocer las técnicas para la purificación, análisis y detección de los diferentas tipos de biomoléculas y saber cuándo usarlas.

2. CEC 6. Comprender el fundamento, la metodología y las posibles aplicaciones de los análisis genómico y proteómico.

Competencias específicas (habilidades).

1. CEH 1. Saber realizar el análisis de muestras biológicas por distintos métodos que permitan la separación y purificación de diferentes tipos de biomoléculas así como su detección y cuantificación.

2. CG04. Realizar investigación, desarrollo e innovación en productos, procesos y métodos.

PROGRAMA

TEÓRICO 1.Fundamentos teóricos y prácticos de la Genómica estructural y funcional. 2.Aplicaciones de la Genómica estructural y funcional en Biomedicina. 3.Fundamentos teóricos y prácticos de la Proteómica. 4.Aplicaciones de la Proteómica en Biomedicina. PRÁCTICO

1.Demostración práctica de las plataformas tecnológicas en los laboratorios de Proteómica: separación de péptidos y proteínas por técnicas electroforéticas y cromatográficas; caracterización de páptidos y proteínas mediante espectrometría de masas

2.Demostración práctica de las plataformas tecnológicas en los laboratorios de Genómica: secuenciación masiva y análisis de la expresión génica

METODOLOGÍA

Actividades Prácticas:10 horas (0.4 ECTS)

1. Introducción teórica de las tecnologías y sus aplicaciones. Perspectivas de futuro (2,5 h; 0,1 ECTS).

2. Mini sesiones de laboratorio con demostraciones prácticas de las diferentes plataformas tecnológicas (7,5 h; 0,3 ECTS).


Genomics. Applications in human biology. Sandy Primrose and Richard Twyman. Editorial: Blackwell publishing.

Genomics. Philip Benfey. Editorial: Prentice Hall.

Discovering Genomics, Proteomics, and Bioinformatics. Malcolm Campbell, Laurie J. Heyer. Editorial:

CSHL Press.Benjamin Cummings.

Introduction to Proteomics. Tools for the new biology. Daniel C. Liebler. Editorial: Humana Press.

The proteomics protocols handbook. John M. Walker. Editorial: Humana Press.

07. INMUNOLOGÍA

PROFESORES Dra. Juana Merino [email protected]


DESCRIPCIÓN

Módulo Inmunología: Conjunto de procesos y protocolos que se llevan a cabo en un Laboratorio de Inmunología en relación con el trasplante de órganos.


No se requieren. Se impartirán en la sesión teórica inicial.

OBJETIVOS


5. Aproximarse al funcionamiento de un Laboratorio de Inmunología.

6. Comprender la necesidad de integrar resultados de distintas técnicas y distintos laboratorios.

7. Comprender la diferencia en el valor clínico de distintas técnicas.

8. Acercarse a la novedosa tecnología Luminex:

Comprender la complejidad de la aplicación diagnóstica para la que se utiliza en el ámbito del trasplante (estudio de anticuerpos anti-HLA).

Analizar las limitaciones de las técnicas previas y comprender el avance de la aportación de Luminex, así como su impacto en la práctica clínica y en el manejo de los pacientes.

El objetivo 4 es el que nos parece más atractivo desde el punto de vista del alumno de un máster de bioingeniería.




METODOLOGÍA

(Cada sesión tendrá una duración de 1h 15min).

1. Sesión nº 1: teórica.

A) Revisión de conocimientos teóricos necesarios: a. Complejo principal de histocompatibilidad b. Anticuerpos anti-HLA

B) Sistemática en trasplante de órgano sólido: a. Estudios realizados al paciente

i. Trasplante de riñón ii. Trasplante de corazón iii. Trasplante de hígado

b. Estudios realizados al donante multiorgánico c. Integración resultados de otros laboratorios d. Proceso de selección donante-receptor

i. Trasplante de riñón ii. Trasplante de corazón iii. Trasplante de hígado

Sesiones 2 - 4: sesiones prácticas en el laboratorio. Los alumnos seguirán paso a paso la realización y el análisis de las distintas pruebas implicadas en el trasplante de órgano sólido. 2. Sesión 2: Realización de técnicas

Las técnicas las realizará el personal técnico del laboratorio.

Los alumnos observarán la ejecución, mientras el profesor de la asignatura les explica los fundamentos técnicos.

A) Prueba: Tipaje HLA-AB. a. Técnica: citotoxicidad. b. Muestra: voluntario sano (tipaje HLA conocido)

B) Prueba: Tipaje HLA-DRB1. a. Técnica: PCR-SSP. b. Muestra: mismo voluntario

C) Prueba: detección e identificación de anticuerpos anti-HLA I. a. Técnica: Luminex. Explicación detallada de la tecnología Luminex y breve

repaso a otras aplicaciones. b. Muestras: sueros de pacientes elegidos en función del HLA-I del voluntario,

para que los alumnos conozcan las distintas situaciones clínicas posibles.

D) Prueba: Cross-match. a. Técnica: Citotoxicidad. b. Técnica: Citometría. c. Muestras: las anteriormente citadas (voluntario y pacientes)

3. Sesión 3: Análisis de resultados. Los alumnos participarán en el análisis de

resultados.

a. Integración de resultados de distintas técnicas.

b. Diferencias en el valor clínico de los resultados de distintas técnicas.

A) Prueba: Tipaje HLA-AB. a. Microscopía de fluorescencia. b. OneLambda DNA/LMT Software.

B) Prueba: Tipaje HLA-DRB1.

Unimatch 6.0 SSP Analysis Software (IVD) C) Prueba: detección e identificación de anticuerpos anti-HLA I.

HLA Fusion 3.2.0-HF1 Software. D) Prueba: Cross-match.

a. Microscopía de fluorescencia. b. Citómetro FACSCanto II. Software FACSDiva. c. Software Infinicyt. La adquisición del cross-match por citometría en citómetro FACSCanto II, así como su análisis de resultados se realizarán en la jornada correspondiente a citometría (Lab. 1.07 CIMALab)

4. Sesión 4: Proceso de selección donante-receptor. Los alumnos participarán en el proceso.

Software CUN. Módulo trasplantes.


Se les entregará uno o varios casos clínicos sobre los que se les plantearán diferentes cuestiones que deberán responder. Se prestará especial atención a la justificación de las respuestas.


Se les proporcionará:

La presentación de la sesión teórica inicial.

Documentación que les facilite el seguimiento del trabajo en el laboratorio y el análisis de resultados.

08. MICROBIOLOGÍA CLÍNICA

PROFESORES

Dr. José Leiva Dra. Mirian Fernández Dr. Manuel Rubio Dr. Gabriel Reina

[email protected]

[email protected]

[email protected]

[email protected]


DESCRIPCIÓN

Familiarizar a los alumnos con el laboratorio de Microbiología Clínica y aproximarles a las técnicas que incluyen procesos de cuantificación de los patógenos (microorganismos o sus componentes) o de la respuesta inmune frente a ellos, aplicadas al diagnóstico y la monitorización de infecciones y su tratamiento.


Tipos de microorganismos, características de crecimiento y papel de los mismos en la infección, técnicas microbiológicas incluyendo medios de cultivo, pruebas de determinación de antígeno y técnicas moleculares basadas en detección de ácidos nucleicos.

OBJETIVOS


- Conocer y comprender la organización, necesidades, distribución y manejo de técnicas en un laboratorio de Microbiología Clínica, aplicado al diagnóstico de enfermedades infecciosas.

- Adquirir conocimientos en cuanto a las bases, fundamentos, realización y aplicación de las técnicas de cuantificación empleadas en Microbiología Clínica que les permitan el desarrollo y/o aplicación de ideas a la investigación y mejora del diagnóstico.

- Comprender los procesos de interpretación de pruebas diagnósticas y de integración de resultados de Microbiología Clínica en un contexto clínico de manejo integral del paciente.


CB6.- Poseer y comprender conocimientos que aporten una base u oportunidad de ser originales en el desarrollo y/o aplicación de ideas, a menudo en un contexto de investigación. CE07.- Analizar sistemas de gestión de instalaciones asociadas a equipos médicos y aplicar los conocimientos adquiridos para su mejora. CE08.- Conocer y comprender el manejo y tratamiento de datos de origen clínico. CE09.- Poseer la capacidad de generar nuevo conocimiento a través de la integración de datos derivados de distintos análisis. CE10.- Poseer los conocimientos básicos para el diseño y planteamiento de procedimientos que permitan la integración de distintas metodologías con un fin común.

http://www.tecnun.es/es/master-universitario-en-ingenieria-biomedica/competencias-del-titulo.html

PROGRAMA

1. Cuantificación de la presencia de microorganismos viables en el paciente infectado: cultivos cuantificados, hemocultivos, urocultivos, cultivos de muestras respiratorias, cultivos de catéteres y calidad del aire y controles de esterilidad.

2. Medida de la eficacia de los tratamientos antimicrobianos en función de la sensibilidad de los microorganismos y la biodisponibilidad de los de ls antimicrobianos: métodos de medida de la concentración mínima inhibitoria (CMI) in vitro y monitorización de los niveles de antibióticos en fluidos biológicos.

3. Cuantificación de la respuesta inmune específica frente a microorganismos: interpretación integrada de datos serológicos.

4. Cuantificación de la detección de microorganismos mediante biología molecular: cargas virales aplicadas al control de los tratamientos y monitorización de la infección.



METODOLOGÍA

Clases teóricas

Visita a laboratorio: explicación de técnicas y muestra de flujos de trabajo y equipos.

Resolución de dudas

Talleres: o observación de técnicas microbiológicas aplicadas al diagnóstico de las

enfermedades infecciosas. o Interpretación de resultados e integración de resultados

microbiológicos.


Distribución de las 5 horas en Laboratorio de Microbiología Clínica de la Clínica Universidad de Navarra:

- Clase teórica (1h): Técnicas microbiológicas en microbiología clínica, patologías, tipos de muestras según patología y lugar de la infección, estudios cualitativos y cuantitativos.

- Visita a las instalaciones (1h): Organización y distribución del trabajo en un laboratorio de microbiología, distribución de áreas y equipos.

- Taller 1 (45min): Observación, lectura e interpretación de cultivos microbiológicos, cuantificación, identificación de microorganismos.

- Taller 2 (45min): Observación de técnicas de determinación de concentración mínima inhibitoria (CMI) de microorganismos a antimicrobianos. Interpretación en función de normas internacionales y relación con los niveles plasmáticos de los mismos.

- Taller 3 (45 min): Interpretación de datos serológicos para estudio del nivel de respuesta inmune. Métodos automatizados y técnicas manuales.

- Taller 4 (45 min): Cargas virales aplicadas a la monitorización del tratamiento antiviral y de la infección. Determinación semicuantitativa y múltiple de microorganismos por biología molecular.


• Asistencia y participación (20%).

• Breve informe (máximo 1 folio por dos caras,80%) que incluya:

o Resumen de lo aprendido

o Propuesta de mejora desde su punto de vista de alguna de las técnicas desarrolladas en las sesiones.


LIBROS

- Versalovic J, Carroll KC, Funke G, Jorgensen JH, Landry ML, Warnock DW Manual of Clinical Microbiology. 10ed. ASM Press. Washington D.C. 2011. Capítulos:

3. PettiCA, Weisntein MP, Carroll KC. Systems for detection and identification of bacteria and yeasts, pp 15-26.

4. Nolte FS, Caliendo AM. Molecular microbiology, pp 27-59.

5. Carpenter AB. Immunoassays for the diagnosis of infectious diseases, pp 60-72.

6. Susceptibility testing instrumentation and computerized expert systems for data analysis and interpretation, pp 1144-54.

DOCUMENTOS EN PÁGINAS WEB

- Documentos científicos microbiológicos de la SEIMC.

http://www.seimc.org/documentoscientificos

ARTÍCULOS

CMI/niveles de antibióticos, interpretación de las pruebas de sensibilidad a los antimicrobianos.

- Clinical and Laboratory Standards Institute. 2014. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. M100-S24. Clinical and Laboratory Standards Institute, Wayne, PA.

Monitorización de CMV y de respuesta al tratamiento en infección por VHC y VIH

- Lazzarotto T. The Best Practices for Screening, Monitoring, and Diagnosis of Cytomegalovirus Disease, Part I. Clin. Microbiol. Newsl. 2010; 32(1): 1–6.

Identificación de bacterias y levaduras

- O'Hara C.M. Manual and Automated Instrumentation for Identification of Enterobacteriaceae and Other Aerobic Gram-Negative Bacilli. Clin. Microbiol. Rev. 2005; 18:147-162

Cuantificación de microorganismos - - Reimer L. G., M.L. Wilson and M P Weinstein. Update on detection of bacteremia and fungemia. Clin. Microbiol. Rev. 1997; 10:444-65.

09. ANATOMÍA PATOLÓGICA

PROFESORES Dr. José Ignacio Echeveste [email protected]


DESCRIPCIÓN

El objetivo global del módulo es introducir a los alumnos en los procesos realizados en un laboratorio de Anatomía Patológica en relación al diagnóstico asistencial de diversas patologías y en relación a la investigación biomédica.

OBJETIVOS

CB6.- Poseer y comprender conocimientos que aporten una base u oportunidad de ser originales en el desarrollo y/o aplicación de ideas, a menudo en un contexto de investigación.

CE07.- Analizar sistemas de gestión de instalaciones asociadas a equipos médicos y aplicar los conocimientos adquiridos para su mejora.


CE09.- Poseer la capacidad de generar nuevo conocimiento a través de la integración de datos derivados de distintos análisis.

CE10.- Poseer los conocimientos básicos para el diseño y planteamiento de procedimientos que permitan la integración de distintas metodologías con un fin común.

PROGRAMA

TEÓRICO

1. Aproximación al funcionamiento de un laboratorio de Anatomía Patológica.

2. Técnicas generales en Anatomía Patológica.

Examen macroscópico. Biopsias. Citologías.

3. Técnicas especiales en Anatomía Patológica.

Coloraciones especiales. Inmunohistoquímica. Histoquímica de enzimas. Microscopia

electrónica. Patología Molecular.

PRÁCTICO

1. Observación del flujo de trabajo del laboratorio de Anatomía Patológica.

2. Visualización del resultado de diferentes técnicas de Anatomía Patológica.

METODOLOGÍA

Clases teóricas expositivas

Visita a laboratorio: explicación de técnicas y muestra de flujos de trabajo y equipos.

Resolución de dudas

Observación de técnicas aplicadas al diagnóstico anatomopatológico.

Interpretación e integración de resultados.


Se solicitará a los alumnos que realicen una crítica, desde su punto de vista de ingenieros, de algún aspecto de los procesos observados en el laboratorio de Anatomía Patológica.

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