manual_procedimiento de vigilancia activa para influenza aviar

DIRECCIÓN DE SANIDAD ANIMAL

Sub Dirección de Análisis de Riesgo y Vigilancia Epidemiológica

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Procedimiento: Vigilancia activa de Influenza Aviar - 2015

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Fecha

Elaborado por: Revisado por: Aprobado por:

JORGE PASTOR MIRANDAESPECIALISTA SARVE

WILLIAM VALDERRAMA BAZANDIRECTOR SARVE

MIGUEL QUEVEDO VALLEDIRECTOR DSA

04-03-2015 04-03-2015

TABLA DE CONTENIDO

1. Objetivo.

2. Alcance.

3. Referencias.

4. Definiciones.

5. Responsabilidades.

6. Descripción

7. Anexos

8. Formatos de registros

9. Control de cambios



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1. OBJETIVO

El presente instructivo tiene como objetivo servir de guía técnica metodológica que conlleve al adecuado proceso de vigilancia activa de Influenza Aviar en el Perú durante el año 2015. 2. ALCANCE

A nivel nacional, desde la planificación de las actividades de campo en la Dirección Ejecutiva hasta la remisión de las muestras.

3. REFERENCIAS

3.1. D.L. N° 1059 Ley General de Sanidad Agraria3.2. D.L. 018-2008-AG Reglamento de la Ley General de Sanidad Agraria3.3. D.S. Nº 029-2007-AG, Reglamento del Sistema Sanitario Avícola3.4. R.J. Nº 230-2002-AG-SENASA, Plan de acción para la prevención de la enfermedad

de Influenza Aviar en el Perú

4. DEFINICIONES

4.1. Anticuerpo: proteína producida por el sistema inmunológico de un animal en respuesta a la exposición a una sustancia extraña (antígeno). Los anticuerpos poseen especificidad para el antígeno.

4.2. Aves de corral: designa todas las aves domesticadas, incluidas las de traspatio, que se utilizan para la producción de carne y huevos destinados al consumo, la producción de otros productos comerciales, la repoblación de aves de caza o la reproducción de todas estas categorías de aves, así como los gallos de pelea, independientemente de los fines para los que se utilicen.

4.3. Confianza: Cuando se trata de demostrar el estatus libre de infección, la confianza es la probabilidad de que el tipo de vigilancia aplicada detecte la presencia de infección si la población está infectada. La confianza depende, entre otros parámetros, del nivel supuesto de infección en una población infectada. El término se refiere a la confianza en la capacidad de detectar la presencia de enfermedad de la vigilancia aplicada y es equivalente a la sensibilidad del sistema de vigilancia.

4.4. Epidemiología: estudio de la frecuencia y distribución de los eventos de salud (enfermedad); así como de los factores que determinan su presentación.

4.5. Escisión: Separación, ruptura o división de la molécula de hemoaglutinina con la finalidad de determinar si se hallan múltiples aminoácidos

4.6. FAO: Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación:4.7. Hemoaglutinina (HA): es una glicoproteína de membrana responsable de la unión del

virus a la membrana plasmática de la célula huésped y de la fusión de las membranas, una vez el virus ha penetrado a la célula hospedera. La HA es el principal antígeno sobre la superficie viral al que los anticuerpos neutralizantes se dirigen y su variación antigénica es el principal factor en la virulencia y transmisión del virus de influenza.

4.8. Humedal: extensiones o superficies cubiertas o saturadas de aguas, bajo u régimen hídrico natural o artificial, permanente o temporal, dulce, salobre o salado y que

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albergan comunidades biológicas características, que proveen servicios ecosistémicos.

4.9. Índice de patogenicidad intravenosa: indicador de la patogenicidad del virus de Influenza Aviar que complementa la diferenciación de sepas de alta y baja patogenicidad notificables, este proceso inicia con la inyección del virus diluido por vía intravenosa a cada uno de diez pollos SPF de 6 semanas para luego examinar las aves a intervalos de 24 horas durante 10 días. Cada ave se puntúa en cada observación: 0 si está normal, 1 si está enferma, 2 si está gravemente enferma, 3 si ha muerto. (El juicio entre aves enfermas y gravemente enfermas es una valoración clínica subjetiva. Normalmente, las aves ‘enfermas’ muestran uno de los signos siguientes y las ‘gravemente enfermas’ muestran más de uno. Los signos son: problemas respiratorios, depresión, diarrea, cianosis de la piel expuesta o de las barbas, edema de la cara y/o cabeza, signos de nerviosismo. Los individuos muertos deben puntuarse con un 3 cada uno de los días de observación posteriores a la muerte.) El índice de patogenicidad intravenosa (IPIV) es la puntuación media por ave y por observación sobre el período de 10 días. Un índice de 3,00 significa que todas las aves murieron en 24 horas y un índice de 0,00 significa que ningún ave mostró signos clínicos durante el período de observación de 10 días.

4.10. MINAGRI: Ministerio de Agricultura y Riego.4.11. Muestra: una parte de la población, obtenida por selección.4.12. Patogenicidad: capacidad de un agente infeccioso de producir enfermedad en un

huésped susceptible.4.13. Riesgo: designa la probabilidad de que se produzca un incidente perjudicial para

la salud de las personas o la sanidad de los animales y la magnitud probable de sus consecuencias biológicas y económicas.

4.14. SARVE: Sub Dirección de Análisis de Riesgo y Vigilancia Epidemiológica. 4.15. Sensibilidad: proporción de animales enfermos que son detectados en una prueba.4.16. Unidad epidemiológica: designa un grupo de animales con determinada relación

epidemiológica y aproximadamente la misma probabilidad de exposición a un agente patógeno, sea porque comparten el mismo espacio (un corral, por ejemplo), sea porque pertenecen a la misma explotación.

4.17. Vigilancia basada en riesgos: término que se emplea para la toma de decisiones estratégicas, empleando los principios del análisis de riesgos en relación con la vigilancia de las enfermedades animales.

5. RESPONSABILIDADES

5.1. Administrativa: SARVE5.2. Operativa: Área de Sanidad Animal de las Direcciones Ejecutivas del SENASA

6. DESCRIPCIÓN

MARCO TEÓRICO

6.1. Descripción de la enfermedad

http://web.oie.int/esp/normes/mcode/es_glossaire.htm#terme_exploitation

http://web.oie.int/esp/normes/mcode/es_glossaire.htm#terme_animal

http://web.oie.int/esp/normes/mcode/es_glossaire.htm#terme_animal



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La Influenza Aviar (IA) es una enfermedad infecciosa viral altamente contagiosa causada por algunos de los diversos virus de IA tipo A (1); la OIE en su Código Terrestre, define como una infección de las aves de corral causada por cualquier virus de influenza de tipo A perteneciente a los subtipos H5 o H7 o por cualquier virus de influenza de tipo A con un índice de patogenicidad intravenosa (IPIV) superior a 1,2 o que cause mortalidad en al menos el 75% de los casos como se describe a continuación. Estos virus se dividen en dos categorías:

1. Virus de la influenza aviar de alta patogenicidad (IAAP) que tienen un IPIV superior a 1,2 en pollos de 6 semanas de edad, o causan la muerte en al menos el 75% de los pollos de 4 a 8 semanas de edad infectados por vía intravenosa. Los virus H5 y H7 que no tienen un IPIV superior a 1,2 o que causan una mortalidad inferior al 75% en una prueba de capacidad letal intravenosa deberán ser secuenciados para determinar si en el sitio de escisión de la molécula de hemoaglutinina (H0) se hallan presentes múltiples aminoácidos básicos. Si la secuencia de aminoácidos es la misma que la observada en otros virus de IAAP aislados anteriormente, se considerará que se trata de virus de IAAP y

2. Virus de la influenza aviar de baja patogenicidad (IABP) que son todos los virus de influenza tipo A de subtipos H5 y H7 que no son virus IAAP. La presencia de infección por virus de IA se determina cuando se ha aislado e identificado el virus como tal, o se ha detectado ácido ribonucleico viral específico en aves de corral o en sus productos derivados.

Cuando es causada por el virus IAAP tiene el potencial de producir una enfermedad grave no sólo en animales sino también en las poblaciones humanas; por lo que su persistencia en varios países es una seria amenaza para la salud pública debido a su capacidad para mutar y de iniciar una pandemia humana (2,3). Estos virus son comunes en aves silvestres y es posible que estas sean portadoras de los virus de la IAAP, pero históricamente esto parece ser poco frecuente; sin embargo si es frecuente que estas aves transmitan los virus de la IABP a las aves de corral, que luego mutan para transformase en virus de IAAP resultando en una enfermedad devastadora altamente transmisible que puede matar hasta el 100% de las aves infectadas en 48 horas (1,4,5). La transmisión entre las diferentes granjas se cree que ocurre a través del movimiento de aves infectadas y equipo o personal, así mismo, con la evidencia actual se sugiere que la transmisión por el aire a través de largas distancias es rara (6).

Un diverso acervo genético viral existe ahora en el este de Asia; debido a la co-circulación de muchos y diferentes virus de IA y la consecuente recombinación genética siguen apareciendo cepas nuevas con consecuencias impredecibles en animales y humanos. La detección de nuevos reagrupamientos se ha vuelto más frecuente; por ejemplo, entre finales de 2,003 y principios de 2,004 la cepa H5N1 se expandió rápidamente por todo el este y sudeste de Asia, con más de 1,300 brotes, esta cepa que había resurgido a partir de brotes en mercados de aves vivas en Hong Kong en 1,997; y pareció por momentos estar bajo control, nunca se erradicó por completo y los brotes continuaron propagándose y, finalmente, su linaje asiático alcanzó otras partes de Asia, Europa, África y el Medio Oriente afectando a más de 60 países, y ahora es probable que sea endémica en aves de corral en muchas partes del mundo. Por otro lado, en marzo de

http://www.oie.int/index.php?id=169&L=2&htmfile=glossaire.htm#terme_volailles

http://www.oie.int/index.php?id=169&L=2&htmfile=glossaire.htm#terme_infection

http://www.oie.int/index.php?id=169&L=2&htmfile=glossaire.htm#terme_mort

http://www.oie.int/index.php?id=169&L=2&htmfile=glossaire.htm#terme_volailles

http://www.oie.int/index.php?id=169&L=2&htmfile=glossaire.htm#terme_infection

http://www.oie.int/index.php?id=169&L=2&htmfile=glossaire.htm#terme_code_terrestre



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2,013 la cepa H7N9 surgió en China causando un total de 456 casos humanos y reclamando 172 vidas; a pesar de ser un virus de baja patogenicidad en aves de corral, pudo causar infección pulmonar letal en mamíferos no sin antes pasar por un proceso de adaptación trans-especie. En enero de 2,014 la cepa H5N8 fue la causa de al menos 40 brotes en aves, principalmente en Corea, Japón y China. Seguidamente, a principios de mayo de 2,014 en China y Laos se detectaron brotes en aves de corral causados por la cepa H5N6 de alta patogenicidad. Más recientemente, el hallazgo de un subtipo H5N3 se informó en octubre de 2,014, dicho brote procedía de un mercado de aves vivas en Changsha, Hunan, China (7,8). En la mayoría de los casos, y cuando el diagnóstico ha sido confiable y precoz porque han existido los medios técnicos y económicos para realizarlos, la IA ha sido controlada por medio de la erradicación, gracias al sacrificio total de las aves afectadas y de las no afectadas, en estrecha vecindad. Sin embargo, en los países donde se optó por la vacunación para el control y la prevención de esta enfermedad altamente infecto-contagiosa, la IA ha tomado desgraciadamente un carácter crónico-enzoótico (9). Asimismo; toda la información no hace sino aumentar la preocupación por el incremento en la tasa de aparición de nuevos subtipos de IA sobretodo de alta patogenicidad, creando nuevas amenazas potenciales y la necesidad de una continua vigilancia y control.

La naturaleza de la sistemas de producción avícola, incluyendo la pobre bioseguridad y servicios veterinarios inadecuados han enmascarado el efectivo control de la enfermedad, y es poco probable que la enfermedad sea eliminada en estos países pues no ha habido grandes cambios en sus prácticas de producción y comercialización de aves y productos avícolas (7,8). Esto hace suponer que los virus causantes de la IA en los próximos años incrementarán su presencia y acelerarán su virulencia en la avicultura industrial de países desarrollados y en naciones en desarrollo, por igual, debido al intenso intercambio comercial, resultado y consecuencia directa de numerosos tratados de libre comercio, entre bloques de países e igualmente a causa de la globalización económica y cultural del mundo. La movilización de productos avícolas, así como la diaria trashumancia de millones de seres humanos y el acelerado movimiento aéreo, sin descartar por supuesto, la posibilidad y el riesgo que representa, la migración estacional de aves acuáticas y terrestres, son los responsables de la difusión de este virus (9). Habida cuenta de la ecología de los huéspedes naturales de los virus de la gripe aviar, no es sorprendente que los humedales desempeñen una función muy importante en su epidemiología natural. Como sucede con muchos otros virus, los viriones de la gripe aviar sobreviven más tiempo en agua fría (10,11), y se cree muy posible que el virus sobreviva durante el invierno en lagos congelados en zonas de reproducción. Así pues, al igual que las aves acuáticas huéspedes, esos humedales probablemente sean reservorios permanentes del virus de la gripe aviar (12,13), e infectan una y otra vez a las aves acuáticas procedentes de otras zonas para reproducirse (14,15). Efectivamente, en algunos humedales utilizados como base por una gran cantidad de patos migratorios se pueden aislar fácilmente partículas virales de gripe aviar del agua de los lagos (16).

Existen algunas prácticas que proporcionan condiciones ideales para las infecciones cruzadas y, por lo tanto, para los cambios genéticos; por tanto pueden brindar a los virus de la gripe aviar, que se propagan por vía fecal-oral, la oportunidad perfecta de completar el ciclo, acumulando las mutaciones necesarias para adaptarse a sus huéspedes (17,18). Además de proporcionar las condiciones adecuadas para la mutación y generación de



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virus, las prácticas agrícolas, en particular las empleadas en los humedales, pueden aumentar la capacidad del virus para propagarse. La función de los patos domésticos asiáticos en la epidemiología de la gripe aviar hiperpatogénica H5N1 ha sido investigada en gran detalle y se ha descubierto que desempeña una función principal no sólo en la génesis del virus (19,20), sino también en su propagación y el mantenimiento de la infección en varios países asiáticos (21).

6.2. Descripción de la población de referencia

En el país existen 1,254 establecimientos avícolas tecnificados, distribuidos en 756 destinados a la producción de carne, 363 a postura y 135 a reproductores en 16 regiones (Tabla 1). La producción registró un crecimiento del 2,7% durante el 2,013 (MINAGRI); alcanzando una colocación mensual de pollo de 50 millones de unidades, así mismo, el consumo per cápita de carne de ave fue de 39 kg a nivel nacional, por debajo de Brasil (58 Kg.) y Argentina (40 Kg.) en la región según FAO. La costa concentra el 93% de la producción nacional. Respecto a la crianza no tecnificada, según datos del Censo agropecuario de 2012, existen 1’264,506 predios o establecimientos (Tabla 1), siendo el Departamento de Cajamarca el de mayor número (228,582) representando el 18% del total nacional.

Tabla 1. Distribución de nacional de establecimientos de crianza tecnificada (granjas) y predios de crianza de traspatio en el Perú

Departamento

Número de establecimientos de crianza tecnificada*

Número de predios de crianza de traspatio**Carne Postura Reproductores Total

Amazonas --- --- --- --- 48,991Ancash 10 1 7 18 87,471Apurímac --- --- --- --- 57,106Arequipa 53 18 10 81 19,513Ayacucho --- --- --- --- 55,270Cajamarca 2 2 2 6 228,582Cusco --- --- --- --- 101,972Huancavelica --- --- --- --- 41,601Huánuco --- --- --- --- 70,567Ica 48 57 11 116 9,422Junín 11 1 --- 12 71,961La Libertad 105 71 56 232 70,337Lambayeque 9 29 3 41 34,839Lima 300 111 40 451 26,756Loreto 43 14 --- 57 50,481Madre de Dios 40 1 1 42 3,516Moquegua --- 2 --- 2 3,458Pasco 6 --- --- 6 16,892Piura 9 7 --- 16 95,600Puno --- --- --- --- 76,482San Martin 31 23 3 57 64,917Tacna 57 17 2 76 7,251Tumbes --- --- --- --- 3,992Ucayali 32 9 --- 41 17,529Total 756 363 135 1,254 1,264,506

Fuentes: *SENASA; ** INEI, Censo Agropecuario 2,012



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6.3. Vigilancia activa de Influenza Aviar

La vigilancia activa de IA, se basa en la investigación específica de zonas con poblaciones en riesgo para evidenciar la infección mediante la detección de anticuerpos por serología o la presencia del agente mediante detección viral; los métodos usados pueden ser modificados de acuerdo a la epidemiología de la enfermedad, el servicio veterinario participa en tales procedimientos (FAO, 2006). Se utilizará como estrategia la vigilancia serológica con el objetivo de demostrar la ausencia de anticuerpos contra la influenza aviar en la población de aves de crianza tecnificada y de traspatio del país y contribuir al mantenimiento de la condición de libre de influenza aviar.

6.3.1.Diseño muestral para la vigilancia serológica

El diseño muestral se caracteriza por ser probabilístico, es decir, que las unidades de selección tienen una probabilidad conocida y distinta de cero de entrar en la muestra para cada miembro de la población considerando la epidemiología de la enfermedad y; a su vez es aleatorio en dos etapas, en la primera etapa se determinará el número de predios a muestrear proporcionalmente a su distribución departamental y por tipo de explotación; y en la segunda etapa se seleccionará el número de muestras por predio seleccionado.

6.3.2.Unidad epidemiológica de muestreo y poblaciones bajo estudio

A efectos de la vigilancia serológica se considerará como unidad epidemiológica de muestreo al establecimiento o predio conformado por un grupo de aves con similares características según tipo de explotación, estatus sanitario y criadas en similares instalaciones y condiciones de manejo. De acuerdo a esta definición se detallan a continuación los establecimientos o predios de poblaciones avícolas bajo estudio:

1. Establecimientos de crianza tecnificada: gallinas, pavos y patos reproductores (padres y abuelos); pollos, pavos y patos de carne o engorde y gallinas de postura comercial; destinados a la generación de progenie, producción de carne y huevos para consumo, respectivamente.

2. Predios de traspatio cuya finalidad es el autoconsumo (gallos, gallinas, pollos, pavos y patos) y combate (gallos, gallinas y pollos).

6.3.3.Cálculo del tamaño de muestra para detectar la presencia de IA

Para realizar este cálculo aplicará la siguiente fórmula (22) con la que se obtendrá el tamaño de muestra adecuado para asegurar que si todos los individuos resultan negativos, la enfermedad estará a un nivel inferior a nuestra estimación (y por tanto según la hipótesis de una prevalencia mínima, consideraremos que la población está libre), asumiendo que la prueba diagnóstica es perfecta.



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Dónde: n = tamaño de muestra requerido; α = 1 - nivel de confianza requerido (usualmente α= 0.05); D = número de individuos enfermos esperados en la población (prevalencia esperada); N = tamaño de la población base

6.3.4.Supuestos epidemiológicos

1. Para la selección de establecimientos de crianza tecnificada (primera etapa), el diseño del muestreo asegurará una confianza del 95% de detectar uno o más establecimientos infectados por IA, si la prevalencia esperada predial es de por lo menos el 1%.

2. Para la selección de predios de crianza de traspatio (primera etapa), el diseño del muestreo asegurará una confianza del 95% de detectar uno o más establecimientos infectados por IA, si la prevalencia predial es de por lo menos el 20%. El número de predios a seleccionar dependerá del tamaño de cada zona alrededor del humedal (perihumedal), definida como el número de predios existentes alrededor de 5 km del humedal. Se tomará el criterio de vigilancia basada en riesgo utilizado para la selección de predios de crianza de traspatio por considerar la importancia de los humedales en la eco epidemiología de la IA por las siguientes razones;

a. Las aves que se crían en alojamientos abiertos y zonas ricas en humedales, contactan con patos silvestres portadores, consecuentemente los virus se difunden con cierta facilidad hasta alcanzar aves de traspatio, pudiendo llegar incluso a explotaciones comerciales de pollos de engorde y gallinas de postura donde la difusión es muy rápida (23).

b. Ya sea como causa o consecuencia de que las aves acuáticas sean hospederos naturales de los virus de influenza aviar (VIA), los humedales cumplen un rol preponderante en su eco-epidemiología, entre muchos factores que influyen en su protagonismo es quizá el más relevante la alta densidad de aves susceptibles de distintas especies que se congregan en estos sitios sobretodo especies que son el reservorio natural de la mayoría de cepas de VIA, asegurando una alta tasa de contacto entre aves infectadas y susceptibles; durante su estadía, las aves migratorias comparten su hábitat con especies de aves acuáticas nativas y domésticas; este intercambio de nicho ecológico ofrece la oportunidad para la transferencia de (VIA) (24).

c. Por lo tanto, la proximidad del hábitat de aves acuáticas a los establecimientos o predios con crianza de aves de corral es un parámetro crítico; por ejemplo registros de anillamientos y recapturas mostraron que más del 95% de 351 anátidas fueron capturadas a 2 km de sus bandadas originales en los humedales (25);

Por tanto, la vigilancia serológica de IA, se basará en el riesgo de encontrar la enfermedad en poblaciones de aves con mayor probabilidad en relación a su cercanía con humedales pues existe un mayor riesgo de infección con IA en aves que están en contacto con aves silvestre, por lo que se ha definido como una zona de riesgo buffer los 10 km alrededor de cada humedal para identificar los predios de traspatio en riesgo.

3. Se ha considerado un margen de seguridad del 5% adicional al número de establecimientos de crianza tecnificada y predios de crianza de traspatio seleccionados,



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en la eventualidad de no encontrar establecimientos y predios que reúnan los requerimientos del muestreo.

Tabla 2: Número de establecimientos de crianza tecnificada a muestrear

Departamento Carne Postura Reproductoras TotalesAmazonas --- --- --- ---Ancash 2 --- 2 4Apurímac --- --- --- ---Arequipa 11 4 2 17Ayacucho --- --- --- ---Cajamarca --- 1 --- 1Cusco --- --- --- ---Huancavelica --- --- --- ---Huánuco --- --- --- ---Ica 10 12 2 24Junín 2 --- --- 2La libertad 23 15 12 50Lambayeque 2 6 1 9Lima 65 24 9 98Loreto 9 3 --- 12Madre de Dios 9 --- --- 9Moquegua --- --- --- ---Pasco 1 --- --- 1Piura 2 2 --- 4Puno --- --- --- ---San Martin 7 5 1 13Tacna 13 4 --- 17Tumbes --- --- --- ---Ucayali 7 2 --- 9

Total 163 78 29 270 Elaboración propia

Tabla 3: Número de predios de crianza de traspatio a muestrear

Tamaño del humedal

N° predios a

muestrear

1 a 7 predios Todos8 a 10 predios 811 a 15 predios 916 a 24 predios 1025 a 30 predios 1131 a 55 predios 1256 a 185 predios 13Más de 185 14

Elaboración propia

4. Para la selección de las muestras de aves de crianza tecnificada (segunda etapa), el diseño del muestreo asegurará una confianza del 95% de detectar una o más aves infectadas por influenza aviar, si la prevalencia esperada intrapredial es de por lo menos el 10%. Por tanto, se muestrearán 30 aves por establecimiento; habiéndose considerado un margen de seguridad de 1 muestra adicional al número de muestras requeridas en el diseño.



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5. Para la selección de las muestras de aves de crianza de traspatio (segunda etapa), el diseño del muestreo asegurará una confianza del 95% de detectar una o más aves infectadas por influenza aviar, si la prevalencia intrapredial es de por lo menos el 30%. El número de aves dependerá del tamaño de cada predio visitado.

Tabla 4: Número de muestras requeridas por establecimiento de crianza tecnificada

DepartamentoCrianza tecnificada

Carne Postura Reproductoras TotalesAncash 60 --- 60 120Arequipa 330 120 60 510Cajamarca --- 30 --- 30Ica 300 360 60 720Junín 60 --- --- 60La libertad 690 450 360 1,500Lambayeque 60 180 30 270Lima 1,950 720 270 2,940Loreto 270 90 --- 360Madre de Dios 270 --- --- 270Pasco 30 --- --- 30Piura 60 60 --- 120San Martin 210 150 30 390Tacna 390 120 --- 510Ucayali 210 60 --- 270Total 4,890 2,340 870 8,100

Elaboración propia

Tabla 5: Número de muestras requeridas por predio de crianza de traspatio

Tamaño del predioN° aves a muestrear

1 a 4 aves Todas5 aves 46 aves 57 a 10 aves 611 a 20 aves 721 a 76 aves 8Más de 76 aves 9

Elaboración propia

6.3.5.Metodología

6.3.5.1. Criterios para la selección de los establecimientos de crianza tecnificada y predios de crianza de traspatio a monitorear

1. Para el caso de crianza tecnificada, el muestreo se realizará en forma proporcional, de acuerdo a la densidad y distribución geográfica política de cada región, sin embargo podrá considerarse como de mayor prioridad las provincias o distritos con mayor cantidad de granjas, asimismo se podrá elegir entre aquellos establecimientos que presenten algunas de las siguientes características:



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a. Se encuentren ubicadas en zonas con elevada densidad de granjas, con distintos niveles de bioseguridad o con distintos tipos de producción.

b. Se encuentren ubicadas en zonas que pudieran tener contacto frecuente con aves silvestres, especialmente aves silvestres acuáticas, es decir, cerca de humedales.

c. Se encuentren ubicadas en zonas que pudieran tener contacto con aves de traspatio especialmente acuáticas que a su vez pudiesen tener contacto con aves silvestres especialmente acuáticas.

2. Para el caso de crianza de traspatio, la vigilancia serológica de IA, se basará en el riesgo de encontrar la enfermedad en poblaciones de aves con mayor probabilidad en relación a su cercanía con humedales pues existe un mayor riesgo de infección con IA en aves que están en contacto con aves silvestre, por lo que se ha definido como una zona de riesgo buffer los 10 km alrededor de cada humedal para identificar los predios de traspatio en riesgo.

6.3.5.2. Criterios para la selección y obtención de las muestras

1. Se muestrearán aves de las siguientes edades:

Tipo de crianza

Tipo de explotación Edad de muestreoCrianza tecnificada

Carne A partir de las 2 semanas antes de su salida a mataderoPostura y reproductoras Entre edades que comprenden la etapa de producción

Crianza de traspatio

Familiar (gallos, gallinas, pollos, pavos y patos) y combate (gallos, gallinas y pollos)

A partir de los 5 meses de edad

2. En el caso del criterio especie, se podrá priorizar en el siguiente orden establecimientos de crianza tecnificada de patos, pavos y gallos (gallos, gallinas y pollos). Para el caso de crianza de traspatio se podrá considerar el siguiente orden de preferencia: predios que posean sólo patos, predios con patos y pavos, predios con patos, pavos y gallos (gallos, gallinas y pollos), predios con solo pavos, predios con pavos y gallos (gallos, gallinas y pollos), predios con solo gallos (gallos, gallinas y pollos).

a. Para el caso de predios seleccionados que tengan dos especies (patos y pavos o patos y gallos); si el número de patos es menor al requerido en el diseño, se muestrearán todos los patos y la diferencia faltante se obtendrá de las aves de la segunda especie.

b. Para el caso de predios seleccionados que tengan pavos y gallos ; si el número de pavos es menor al requerido en el diseño, se muestrearán todos los pavos y la diferencia faltante se obtendrá de los gallos (segunda especie).

c. Para el caso de predios seleccionados que tengan tres especies (patos, pavos y gallos); si el número de patos es menor al requerido en el diseño, se muestrearán



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todos los patos y la diferencia se distribuirá proporcionalmente al número de pavos y patos del predio.

3. Para el caso de crianza tecnificada se respetará un periodo de descanso sanitario de al menos 48 horas entre establecimientos de diferentes productores.

4. Todos los establecimientos de crianza tecnificada deberán estar con aves (no vacíos) al momento de la ejecución del muestreo.

6.3.6.Muestras requeridas

Suero sanguíneo obtenido de la extracción y colecta de sangre sin anticoagulante de las aves seleccionadas.

6.3.6.1. Extracción de las muestras de sangre:

1. El profesional de campo o encargado, tiene la responsabilidad de seleccionar, recolectar, preservar y enviar adecuadamente las muestras convenientes para el diagnóstico. La flora normal y los contaminantes pueden complicar la colecta de la muestra y afectar la interpretación de resultados.

2. El material a utilizar en la extracción de sangre debe estar seco, limpio y completo.

3. Las muestras de sangre para obtención de suero, se obtienen de la vena braquial del ave.

4. Para exponer la vena, retire algunas plumas de la superficie ventral de la región humeral del ala. La vena se observa recorriendo en una depresión entre los músculos bíceps y tríceps braquial. Humedecer la superficie de la zona de colecta facilita la observación de la vena. Para facilitar la punción extender ambas alas dorsalmente y sujetarlas conjuntamente en la parte distal con la mano izquierda.

5. Se debe usar una aguja Nº 20 x ½ ’’ es esencial que el bisel de la aguja este en buenas condiciones.

6. La aguja debe ser insertada en dirección opuesta al flujo sanguíneo.

7. Colecte aproximadamente 2 a 3 ml. de sangre.

8. Por regla general, es seguro extraer a las aves vivas entre 0,3 cc y 0,6 cc de sangre por cada 100 g de masa corporal. No obstante, siempre es mejor extraer la menor cantidad de sangre posible.

9. Una vez se haya extraído la sangre, se cubrirá el punto de venopunción con una gasa o algodón y se aplicará presión con los dedos hasta que cese la pérdida de sangre (entre 30 y 60 segundos).



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10. Las muestras de sangre nunca deben ser refrigeradas inmediatamente después de la colección, debido a que ello interfiere con el proceso de coagulación.

11. Coloque con el tubo en posición inclinada casi horizontal hasta que la sangre se haya coagulado totalmente a temperatura ambiente.

12. Después de formado el coagulo el tubo debe retornar a la posición vertical para permitir la colección del suero en la base del tubo, luego trasvasar el suero a los viales.

13. El suero de aves adultas puede tener una coloración lechosa debido la presencia de lípidos.

14. La muestra de suero en los crioviales puede ser congelada para su consolidación y envío por lotes.

15. Verificar temperatura de congeladora diariamente a fin de asegurar la adecuada conservación.

6.3.6.2. Metodología para la obtención de suero de los animales seleccionados

Tras unas horas de reposo a temperatura no inferior a los 20ºC y una vez que el coágulo se ha retraído, liberando el suero, colectar como máximo 2.0 ml con una pipeta descartable y trasvasarlo a un vial, lo antes posible (máximo 24 horas de extraída la sangre) y congelarlo a -20ºC hasta su envío, de lo contrario el suero entra rápidamente en descomposición y los resultados no son confiables. Podrá utilizarse la centrífuga, en el caso se tuviera. Si algún tubo no dio suero o el mismo está turbio o sanguinolento no podrá ser remitido al laboratorio de diagnóstico pues será rechazado. No se aceptará viales con menos de 1.5 ml de suero colectado.

6.3.6.3. Descarte del material

Las agujas y tubos vacutainer utilizadas deberán ser descartadas en un recipiente con solución desinfectante. Todo el material utilizado en la sangría deberá ser desinfectado, empacado en una bolsa plástica y llevada hasta la oficina de la Dirección Ejecutiva del SENASA correspondiente. El destino final de este material será el descarte o incineración en lugares adecuados.

6.3.6.4. Empaque para la remisión de las muestras

1. Todas las muestras que vayan a ser transportadas deberán envasarse de manera tal que se asegure su conservación y cadena de frio desde su acondicionamiento hasta la recepción en el laboratorio.

2. Colocar en la base de la caja conservadora de frío, suficiente cantidad de geles refrigerantes, a fin de conservar la cadena de frío y dependiendo del tiempo promedio que demoran en llegar las muestras.

3. Distribuir adecuadamente los viales en la caja térmica.



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4. Rociar desinfectante sobre la superficie de los recipientes.

5. Terminar de envolver con el algodón hidrófilo (material absorbente).

6. Tapar la caja hermética, sellando con masking tape.

7. Rotular adecuadamente, indicando remitente y destinatario.

8. Remitir lo más pronto posible a la UCDSA, acompañando con la solicitud de diagnóstico generada en el SIGSA

6.3.6.5. Ingreso de información al SIGSA

1. Ruta: SIGSA / Vigilancia / Vigilancia Activa / Registro / Año: 2015 / Motivo: MUESTREO PRONASA / Nuevo Registro.

2. En la ventana de INFORMACIÓN COMPLEMENTARIA indicar a que humedal corresponde la muestra.

Imagen 1: Interfaz del SIGSA para el ingreso de datos de vigilancia activa para IA

HUMEDAL:….



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6.3.6.6. Definición de caso

Presencia de anticuerpos contra la influenza aviar en las muestras colectadas.

6.3.6.7. Pruebas diagnósticas

1. ELISA para la detección de anticuerpos del virus de la influenza de tipo A ; esta prueba puede detectar anticuerpos en el hospedero contra las proteínas virales de la nucleocapside (RNP y M) (Swayne et al., 1998) del virus de Influenza A, por lo que es capaz de detectar anticuerpos contra cualquier Subtipo del virus de Influenza A. La prueba de ELISA detecta principalmente anticuerpos IgG y el nivel mínimo de detección es de 0.0003 microgramos de inmunoglobulinas.

2. Inmunodifusión en agar gel (IDAG) , también para la detección de anticuerpos circulantes tipo A como confirmatoria; es una prueba estándar internacional de vigilancia para el diagnóstico serológico de los virus tanto altamente o bajamente patogénicos (Alexander, 2007a). Según Swayne et al., (1998) se aplica en todas las especies de aves y confirmaría la presencia o ausencia de anticuerpos por infección viral; sin embargo la OIE, menciona que la respuesta de anticuerpos a la infección es generalmente pobre en aves silvestres; y es más apropiada para monitorear pollos y pavos; no obstante USAHA, (2008) menciona que los anticuerpos en AGID pueden ser detectados de 5 a 7 días en algunas aves y a los 10 días en todas, por esto algunos investigadores sugieren que en patos domésticos el aislamiento viral confirme definitivamente los resultados con procesamiento de muestras de hisopado cloacal. El antígeno control empleado para esta prueba es preparado de la membrana corioalantoidea de huevos embrionados de pollos de 10 días de edad infectados, el cual es procesado e inactivado (Swayne et al., 1998) (1).

6.3.6.8. Periodo de muestreo

1. La vigilancia serológica se efectuará en dos periodos o etapas con el fin de aumentar las posibilidades y la oportunidad de detección; la primera se realizará desde el mes de Marzo hasta Junio considerándose este primer periodo como línea base y la segunda desde el mes de Julio hasta Noviembre; que servirá para comprobar los hallazgos con respecto a la primera etapa.

2. De preferencia los establecimientos de crianza tecnificada o predios de traspatio seleccionados en la primera fase de muestreo deberán ser los mismos para la segunda fase.



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7. ANEXOSTabla 6: Humedales considerados para el muestreo en predios de traspatio

Humedal Departamento Provincia Distrito Latitud LongitudLaguna El Porvenir Amazonas Bagua Aramango -5.785316 -78.383566Laguna Pomacochas Amazonas Bongara Florida -5.820974 -77.950163Las Salinas de Ancash Ancash Santa Samanco -9.323356 -78.447667Humedales Villa María Ancash Santa Chimbote, Nuevo Chimbote -9.110525 -78.549293Humedales de Huarmey Ancash Huarmey Huarmey -10.097678 -78.167340Laguna Pacucha Apurímac Andahuaylas Andahuaylas -13.611327 -73.326123Santuario Nacional Lagunas de Mejía Arequipa Islay Deán Valdivia -17.144823 -71.866053Humedales de Pucchun Arequipa Camaná Mariscal Cáceres -16.623353 -72.775782Albufera de Quilca Arequipa Camaná Quilca -16.723659 -72.423419Desembocadura del Rio Ocoña Arequipa Camaná Ocoña -16.453644 -73.112486Laguna Yaurihuiri Ayacucho Lucanas Puquio -14.620130 -73.960755Lago Parinacochas Ayacucho Parinacochas Cora Cora -15.273908 -73.713075Represa Gallito Ciego Cajamarca Contumaza Yonan -7.229450 -79.169041Laguna Sucllucocha Cajamarca Cajamarca Jesús, Namora -7.238556 -78.339228Humedal Lucre Huacarpay Cusco Quispicanchis Lucre -13.616667 -71.733333Laguna Choclococha Huancavelica Castrovirreyna Santa Ana -13.212808 -75.080692Laguna De Los Milagros Huánuco Leoncio Prado José Crespo y Castillo -9.144155 -75.995331Laguna de Carpa Huánuco Huamalies Tantamayo -9.332125 -76.648685Humedal de Agua Santa Ica Pisco San Clemente, Pisco -13.667343 -76.164766Humedal Laguna El Caucato Ica Pisco San Clemente, Pisco -13.669095 -76.213694Humedal Laguna Morón Ica Pisco Tupac Amaru, Humay -13.760068 -75.985908Humedal de Costarica Ica Pisco Tupac Amaru, Humay -13.761920 -76.029002Humedal San Andrés Ica Pisco Pisco, San Andrés -13.724497 -76.222271Humedales de Chincha Ica Chincha Grocio Prado, Sunampe, Tambo de Mora -13.407149 -76.197915Desembocadura del Rio Matagente Ica Chincha Chincha Baja -13.529632 -76.187551Laguna El Frontón Ica Pisco Tupac Amaru, Humay -13.719904 -76.065337



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Reserva Nacional de Paracas Ica Pisco Paracas -13.916667 -76.250000Reserva Nacional de Junín Junín Junín Junín -11.103059 -76.056115Choc Choc La Libertad Moche Salaverry -8.192215 -78.995891Reservorio Lache La Libertad Ascope Casa Grande -7.719096 -79.199575Balsar de Huanchaco La Libertad Trujillo Huanchaco -8.022213 -79.174777Guadalupito La Libertad Viru Guadalupito -8.949753 -78.604701Tres Chozas La Libertad Viru Guadalupito -8.928004 -78.649121Chao La Libertad Viru Viru, Chao -8.622415 -78.746497Compositan La Libertad Viru Viru -8.504281 -78.845818Puerto Morí o Punta Guañape La Libertad Viru Viru -8.433697 -78.910678Boca La Grama La Libertad Ascope Magdalena de Cao -7.906956 -79.310724El Tubo La Libertad Ascope Razuri -7.734710 -79.447612Cañoncillo La Libertad Pacasmayo San José -7.370724 -79.418472Boca de Río Jequetepeque La Libertad Pacasmayo Guadalupe, Jequetepeque -7.331551 -79.589201Laguna Conache La Libertad Trujillo Laredo -8.127818 -78.953772Laguna El Muerto La Libertad Pacasmayo Pacasmayo, San Pedro de Lloc -7.398506 -79.526342Mancoche La Libertad Chepen Chepen -7.207885 -79.425819Eten Pueblo Eten Lambayeque Chiclayo Santa Rosa, Eten Pueblo, Eten Puerto -6.920041 -79.878593Reservorio Los Tinajones Lambayeque Chiclayo Chongoyape -6.642020 -79.451767Laguna Collique Lambayeque Chiclayo Pucala, Saña -6.824130 -79.560439Albufera Medio Mundo Lima Huaura Vegueta -10.924940 -77.667543Humedal Paraiso Lima Huaura Huacho -11.217777 -77.602203Laguna La Encantada Huaura Lima Huaura Huacho, Santa María -11.135083 -77.554363Puerto Viejo Lima Cañete Chilca, San Antonio -12.567737 -76.707986Pantanos de Villa Lima Lima Chorrillos -12.214395 -76.990540Humedal de Barranca Lima Barranca Barranca -10.775925 -77.756909Ventanilla Lima Callao Ventanilla -11.874892 -77.150929Fortaleza Lima Barranca Paramonga -10.653894 -77.840220Carquin Lima Huaura Carquín -11.098333 -77.625630Hatillo Lima Huaral Chancay -11.464319 -77.317323



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Santa Rosa Lima Huaral Chancay -11.593518 -77.269869Baños Boza Lima Huaral Aucallama -11.595938 -77.184043Humedales de Chilca Lima Cañete Chilca, San Antonio -12.538961 -76.746176Laguna La Molina Lima Lima La Molina -12.082806 -76.920393Bujama Lima Cañete San Antonio, Mala -12.702048 -76.629530Las Hienas Lima Cañete San Antonio, Mala -12.658379 -76.664999Totoral Los Patos Lima Barranca Supe Pueblo, Supe Puerto -10.811407 -77.731461Desembocadura del Rio Lurin Lima Lima Lurin -12.272865 -76.902401Desembocadura del Rio Cañete Lima Cañete San Vicente de Cañete -13.128507 -76.400749Complejo de humedales del Abanico del Río Pastaza Loreto Loreto Urarinas -4.0000010 -75.416667Reserva Nacional Pacaya Samiria Loreto Loreto Nauta -4.5369150 -73.574488Alpahuayo Mishana Loreto Maynas San Juan Bautista -3.8457350 -73.365692Rio Madre de Dios Madre de Dios Tambopata Tambopata -12.584155 -69.183392Laguna Pasto Grande Moquegua Mariscal Nieto Carumas -16.729333 -70.202203Laguna El Oconal Pasco Oxapampa Villa Rica -10.753669 -75.272728Humedal San Pedro Piura Sechura Vice -5.5385140 -80.883152Estuario de Virrilá Piura Sechura Sechura -5.8542660 -80.803662Letira Piura Piura La Unión -5.3657850 -80.808541Manglar El Vichayal Piura Paita Vichayal, Colán -4.9051220 -81.140857Represa de Poechos Piura Sullana Lancones, Sullana, Querocotillo -4.6638470 -80.505685Represa de San Lorenzo Piura Piura Las Lomas -4.6933550 -80.185971Lago Titicaca Puno Puno Puno -15.791942 -69.851533Laguna El Sauce San Martin San Martín Sauce -6.6942330 -76.216684Humedal Ite Tacna Jorge Basadre Ite -17.897411 -70.987985Laguna Aricota Tacna Candarave Curibaya -17.355938 -70.279018Lago Suches Tacna Candarave Candarave -16.922008 -70.398541Albufera Boca del Rio Tacna Tacna Sama -18.162481 -70.673316Santuario Nacional Los Manglares de Tumbes Tumbes Zarumilla Zarumilla -3.4298410 -80.272515Laguna Cashirococha Ucayali Coronel Portillo Campo Verde -8.3507810 -74.662228Laguna Yarinacocha Ucayali Coronel Portill Yarinacocha -8.3483280 -74.580848



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Imagen 2: Distribución geográfica de Humedales del Perú, priorizados para la vigilancia de Influenza aviar y sus zonas de riesgo



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Tabla 7: Cronograma de vigilancia serológica para crianza tecnificada

Departamento

Distribución cronológica del número de granjas a muestrear

Distribución cronológica del número de muestras a colectar

NDETAPA 1 ETAPA 2 Total

granjasND

ETAPA 1 ETAPA 2 Total muestrasM A M J1 J2 A S O M A M J1 J2 A S O

Ancash 4 1 1 1 1 1 1 1 1 8 120 30 30 30 30 30 30 30 30 240Arequipa 17 5 4 4 4 5 4 4 4 34 510 150 120 120 120 150 120 120 120 1,020Cajamarca 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 30 0 0 0 30 0 0 0 30 60Ica 24 6 6 6 6 6 6 6 6 48 720 180 180 180 180 180 180 180 180 1,440Junín 2 0 0 1 1 0 0 1 1 4 60 0 0 30 30 0 0 30 30 120La libertad 50 12 13 12 13 12 13 12 13 100 1500 360 390 360 390 360 390 360 390 3,000Lambayeque 9 2 3 2 2 2 3 2 2 18 270 60 90 60 60 60 90 60 60 540Lima 98 24 25 24 25 24 25 24 25 196 2940 720 750 720 750 720 750 720 750 5,880Loreto 12 3 3 3 3 3 3 3 3 24 360 90 90 90 90 90 90 90 90 720Madre de Dios 9 2 3 2 2 2 3 2 2 18 270 60 90 60 60 60 90 60 60 540Pasco 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 30 0 0 0 30 0 0 0 30 60Piura 4 1 1 1 1 1 1 1 1 8 120 30 30 30 30 30 30 30 30 240San Martin 13 3 3 3 4 3 3 3 4 26 390 90 90 90 120 90 90 90 120 780Tacna 17 5 4 4 4 5 4 4 4 34 510 150 120 120 120 150 120 120 120 1,020Ucayali 9 2 3 2 2 2 3 2 2 18 270 60 90 60 60 60 90 60 60 540Total 270 66 69 65 70 66 69 65 70 540 8,100 1,980 2,070 1,950 2,100 1,980 2,070 1,950 2,100 16,200

ND: Número de muestras requeridas según diseño; M: Marzo; A: Abril; M: Mayo; J1: Junio; J2: Julio; A: Agosto; S: Setiembre; O: Octubre.Supuestos operativos: Días de trabajo por semana respetando descansos sanitarios: 3; Promedio de granjas muestreadas al día: 2; Total de granjas muestreadas por semana: 6; Total de granjas muestreadas al mes: 24Número de muestras por granja según diseño: 30



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Tabla 8: Cronograma de vigilancia serológica para crianza de traspatio

Departamento

Distribución cronológica del número de humedales a muestrear

Distribución cronológica del número de predios a muestrear*

Distribución cronológica del número de muestras a colectar**

N° D

FASE 1 FASE 2Total

N° D

FASE 1 FASE 2Total

FASE 1 FASE 2 TotalM A M J1 J2 A S O M A M J1 J2 A S O M A M J1 J2 A S O

Amazonas 2 0 0 1 1 0 0 1 1 4 14 0 0 7 7 0 0 7 7 28 0 0 63 63 0 0 63 63 252Ancash 3 0 1 1 1 0 1 1 1 6 21 0 7 7 7 0 7 7 7 42 0 63 63 63 0 63 63 63 378Apurímac 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Arequipa 4 1 1 1 1 1 1 1 1 8 28 7 7 7 7 7 7 7 7 56 63 63 63 63 63 63 63 63 504Ayacucho 2 0 0 1 1 0 0 1 1 4 14 0 0 7 7 0 0 7 7 28 0 0 63 63 0 0 63 63 252Cajamarca 2 0 0 1 1 0 0 1 1 4 14 0 0 7 7 0 0 7 7 28 0 0 63 63 0 0 63 63 252Cusco 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Huancavelica 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Huánuco 2 0 0 1 1 0 0 1 1 4 14 0 0 7 7 0 0 7 7 28 0 0 63 63 0 0 63 63 252Ica 9 2 2 2 3 2 2 2 3 18 63 14 14 14 21 14 14 14 21 126 126 126 126 189 126 126 126 189 1134Junín 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126La Libertad 15 3 4 4 4 3 4 4 4 30 105 21 28 28 28 21 28 28 28 210 189 252 252 252 189 252 252 252 1890Lambayeque 3 0 1 1 1 0 1 1 1 6 21 0 7 7 7 0 7 7 7 42 0 63 63 63 0 63 63 63 378Lima 19 4 5 5 5 4 5 5 5 38 133 28 35 35 35 28 35 35 35 266 252 315 315 315 252 315 315 315 2394Loreto 3 0 1 1 1 0 1 1 1 6 21 0 7 7 7 0 7 7 7 42 0 63 63 63 0 63 63 63 378Madre de Dios 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Moquegua 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Pasco 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Piura 6 1 1 2 2 1 1 2 2 12 42 7 7 14 14 7 7 14 14 84 63 63 126 126 63 63 126 126 756Puno 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126San Martin 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Tacna 4 1 1 1 1 1 1 1 1 8 28 7 7 7 7 7 7 7 7 56 63 63 63 63 63 63 63 63 504Tumbes 1 0 0 0 1 0 0 0 1 2 7 0 0 0 7 0 0 0 7 14 0 0 0 63 0 0 0 63 126Ucayali 2 0 0 1 1 0 0 1 1 4 14 0 0 7 7 0 0 7 7 28 0 0 63 63 0 0 63 63 252Total 86 12 17 23 34 12 17 23 34 172 602 84 119 161 238 84 119 161 238 1204 756 1071 1449 2142 756 1071 1449 2142 10836

ND: Número de muestras requeridas según diseño; M: Marzo; A: Abril; M: Mayo; J1: Junio; J2: Julio; A: Agosto; S: Setiembre; O: Octubre*Número mínimo de predios por humedal seleccionado: 7. **Número máximo de muestras por predio seleccionado: 9



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Tabla 9: Cronograma de vigilancia serológica considerando el número de establecimientos y predios seleccionados por tipo de crianza*

DepartamentoND

ETAPA 1 ETAPA 2 Total muestras

Total general

de muestras

M A M J1 J2 A S O

CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR

Amazonas 0 14 0 0 0 0 0 7 0 7 0 0 0 0 0 7 0 7 0 28 28Ancash 4 21 1 0 1 7 1 7 1 7 1 0 1 7 1 7 1 7 8 42 50Apurímac 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 14 14Arequipa 17 28 5 7 4 7 4 7 4 7 5 7 4 7 4 7 4 7 34 56 90Ayacucho 0 14 0 0 0 0 0 7 0 7 0 0 0 0 0 7 0 7 0 28 28Cajamarca 1 14 0 0 0 0 0 7 1 7 0 0 0 0 0 7 1 7 2 28 30Cusco 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 14 14Huancavelica 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 14 14Huánuco 0 14 0 0 0 0 0 7 0 7 0 0 0 0 0 7 0 7 0 28 28Ica 24 63 6 14 6 14 6 14 6 21 6 14 6 14 6 14 6 21 48 126 174Junín 2 7 0 0 0 0 1 0 1 7 0 0 0 0 1 0 1 7 4 14 18La Libertad 50 105 12 21 13 28 12 28 13 28 12 21 13 28 12 28 13 28 100 210 310Lambayeque 9 21 2 0 3 7 2 7 2 7 2 0 3 7 2 7 2 7 18 42 60Lima 98 133 24 28 25 35 24 35 25 35 24 28 25 35 24 35 25 35 196 266 462Loreto 12 21 3 0 3 7 3 7 3 7 3 0 3 7 3 7 3 7 24 42 66Madre de Dios 9 7 2 0 3 0 2 0 2 7 2 0 3 0 2 0 2 7 18 14 32Moquegua 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 14 14Pasco 1 7 0 0 0 0 0 0 1 7 0 0 0 0 0 0 1 7 2 14 16Piura 4 42 1 7 1 7 1 14 1 14 1 7 1 7 1 14 1 14 8 84 92Puno 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 14 14San Martin 13 7 3 0 3 0 3 0 4 7 3 0 3 0 3 0 4 7 26 14 40Tacna 17 28 5 7 4 7 4 7 4 7 5 7 4 7 4 7 4 7 34 56 90Tumbes 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0 7 0 14 14Ucayali 9 14 2 0 3 0 2 7 2 7 2 0 3 0 2 7 2 7 18 28 46Total 270 602 66 84 69 119 65 161 70 238 66 84 69 119 65 161 70 238 540 1204 1744

ND: Número de muestras requeridas según diseño; M: Marzo; A: Abril; M: Mayo; J1: Junio; J2: Julio; A: Agosto; S: Setiembre; O: Octubre. CT: Establecimientos de crianza tecnificada; CTR: Predios de crianza de traspatio.*Asumiendo que el número mínimo de predios por humedal para el caso de crianza de traspatio es 7.



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Tabla 10: Cronograma de vigilancia serológica considerando el número total de establecimientos y predios a muestrear *

Departamento M A M J1 J2 A S O Total

Amazonas 0 0 7 7 0 0 7 7 28

Ancash 1 8 8 8 1 8 8 8 50

Apurímac 0 0 0 7 0 0 0 7 14

Arequipa 12 11 11 11 12 11 11 11 90

Ayacucho 0 0 7 7 0 0 7 7 28

Cajamarca 0 0 7 8 0 0 7 8 30

Cusco 0 0 0 7 0 0 0 7 14

Huancavelica 0 0 0 7 0 0 0 7 14

Huánuco 0 0 7 7 0 0 7 7 28

Ica 20 20 20 27 20 20 20 27 174

Junín 0 0 1 8 0 0 1 8 18

La Libertad 33 41 40 41 33 41 40 41 310

Lambayeque 2 10 9 9 2 10 9 9 60

Lima 52 60 59 60 52 60 59 60 462

Loreto 3 10 10 10 3 10 10 10 66

Madre de Dios 2 3 2 9 2 3 2 9 32

Moquegua 0 0 0 7 0 0 0 7 14

Pasco 0 0 0 8 0 0 0 8 16

Piura 8 8 15 15 8 8 15 15 92

Puno 0 0 0 7 0 0 0 7 14

San Martin 3 3 3 11 3 3 3 11 40

Tacna 12 11 11 11 12 11 11 11 90

Tumbes 0 0 0 7 0 0 0 7 14

Ucayali 2 3 9 9 2 3 9 9 46

Total 150 188 226 308 150 188 226 308 1,744M: Marzo; A: Abril; M: Mayo; J1: Junio; J2: Julio; A: Agosto; S: Setiembre; O: Octubre*Asumiendo que el número mínimo de predios por humedal para el caso de crianza de traspatio es 7



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Tabla 11: Cronograma de vigilancia serológica considerando el número de muestras a colectar por tipo de crianza*

Departamento

ETAPA 1 ETAPA 2 Total muestras

Total general

de muestras

M A M J1 J2 A S O

CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR CT CTR

Amazonas 0 0 0 0 0 63 0 63 0 0 0 0 0 63 0 63 0 252 252Ancash 30 0 30 63 30 63 30 63 30 0 30 63 30 63 30 63 240 378 618Apurímac 0 0 0 0 0 0 0 63 0 0 0 0 0 0 0 63 0 126 126Arequipa 150 63 120 63 120 63 120 63 150 63 120 63 120 63 120 63 1020 504 1524Ayacucho 0 0 0 0 0 63 0 63 0 0 0 0 0 63 0 63 0 252 252Cajamarca 0 0 0 0 0 63 30 63 0 0 0 0 0 63 30 63 60 252 312Cusco 0 0 0 0 0 0 0 63 0 0 0 0 0 0 0 63 0 126 126Huancavelica 0 0 0 0 0 0 0 63 0 0 0 0 0 0 0 63 0 126 126Huánuco 0 0 0 0 0 63 0 63 0 0 0 0 0 63 0 63 0 252 252Ica 180 126 180 126 180 126 180 189 180 126 180 126 180 126 180 189 1440 1134 2574Junín 0 0 0 0 30 0 30 63 0 0 0 0 30 0 30 63 120 126 246La Libertad 360 189 390 252 360 252 390 252 360 189 390 252 360 252 390 252 3000 1890 4890Lambayeque 60 0 90 63 60 63 60 63 60 0 90 63 60 63 60 63 540 378 918Lima 720 252 750 315 720 315 750 315 720 252 750 315 720 315 750 315 5880 2394 8274Loreto 90 0 90 63 90 63 90 63 90 0 90 63 90 63 90 63 720 378 1098Madre de Dios 60 0 90 0 60 0 60 63 60 0 90 0 60 0 60 63 540 126 666Moquegua 0 0 0 0 0 0 0 63 0 0 0 0 0 0 0 63 0 126 126Pasco 0 0 0 0 0 0 30 63 0 0 0 0 0 0 30 63 60 126 186Piura 30 63 30 63 30 126 30 126 30 63 30 63 30 126 30 126 240 756 996Puno 0 0 0 0 0 0 0 63 0 0 0 0 0 0 0 63 0 126 126San Martin 90 0 90 0 90 0 120 63 90 0 90 0 90 0 120 63 780 126 906Tacna 150 63 120 63 120 63 120 63 150 63 120 63 120 63 120 63 1020 504 1524Tumbes 0 0 0 0 0 0 0 63 0 0 0 0 0 0 0 63 0 126 126Ucayali 60 0 90 0 60 63 60 63 60 0 90 0 60 63 60 63 540 252 792Total 1,980 756 2,070 1,071 1,950 1,449 2,100 2,142 1,980 756 2,070 1,071 1,950 1,449 2,100 2,142 16,200 10,836 27,036

M: Marzo; A: Abril; M: Mayo; J1: Junio; J2: Julio; A: Agosto; S: Setiembre; O: Octubre. CT: Establecimientos de crianza tecnificada; CTR: Predios de crianza de traspatio *Asumiendo que el número máximo de muestras por predio para el caso de crianza de traspatio es 9



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Tabla 12: Cronograma de vigilancia serológica considerando el número total de muestras a colectar *

Departamento M J1 J A S O N D Total

Amazonas 0 0 63 63 0 0 63 63 252

Ancash 30 93 93 93 30 93 93 93 618

Apurímac 0 0 0 63 0 0 0 63 126

Arequipa 213 183 183 183 213 183 183 183 1524

Ayacucho 0 0 63 63 0 0 63 63 252

Cajamarca 0 0 63 93 0 0 63 93 312

Cusco 0 0 0 63 0 0 0 63 126

Huancavelica 0 0 0 63 0 0 0 63 126

Huánuco 0 0 63 63 0 0 63 63 252

Ica 306 306 306 369 306 306 306 369 2574

Junín 0 0 30 93 0 0 30 93 246

La Libertad 549 642 612 642 549 642 612 642 4890

Lambayeque 60 153 123 123 60 153 123 123 918

Lima 972 1065 1035 1065 972 1065 1035 1065 8274

Loreto 90 153 153 153 90 153 153 153 1098

Madre de Dios 60 90 60 123 60 90 60 123 666

Moquegua 0 0 0 63 0 0 0 63 126

Pasco 0 0 0 93 0 0 0 93 186

Piura 93 93 156 156 93 93 156 156 996

Puno 0 0 0 63 0 0 0 63 126

San Martin 90 90 90 183 90 90 90 183 906

Tacna 213 183 183 183 213 183 183 183 1524

Tumbes 0 0 0 63 0 0 0 63 126

Ucayali 60 90 123 123 60 90 123 123 792

Total 2,736 3,141 3,399 4,242 2,736 3,141 3,399 4,242 27,036

M: Marzo; A: Abril; M: Mayo; J1: Junio; J2: Julio; A: Agosto; S: Setiembre; O: Octubre*Asumiendo que el número máximo de muestras por predio para el caso de crianza de traspatio es 9

8. REGISTROS



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Imagen 3: Formato de registro de información para la Vigilancia Activa de Influenza Aviar



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9. Control de cambios.

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manual_procedimiento de vigilancia activa para influenza aviar

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