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CÁTEDRA: BIOQUÍMICA Carreras: Farmacia Profesorado en Química Licenciatura en Química Licenciatura en Alimentos

SEPARACIÓN DE BIOMOLÉCULAS. 1) Suponga que desea purificar por cromatografía de intercambio iónico una enzima del metabolismo del ADN, cuyo sustrato es precisamente ADN. ¿Seleccionaría una resina de intercambio aniónico o catiónico? ¿Por qué? 2) La cromatografía de filtración en gel o de tamiz molecular es un método de separación proteica basado en el tamaño (o, más precisamente, en el radio efectivo en solución, el cual es proporcional, para proteínas esféricas, a la raíz cúbica del peso molecular). Una solución proteica se coloca en una columna empacada con pequeñas esferas de polímeros suficientemente hidratados y entrecruzados (Sephadex). Las proteínas de tamaños diferentes varían en su capacidad de penetrar los poros hidratados de las esferas. Las proteínas pequeñas penetran en estos poros y a medida que bajan en la columna lo hacen más lentamente que las proteínas de mayor tamaño. Una segunda técnica de separación de proteínas es la electroforesis en disco: aquellas se someten a un campo eléctrico en un soporte en gel de poliacrilamida. Cuando se lleva a cabo la electroforesis en presencia de un agente desnaturalizante, el dodecil sulfato de sodio (SDS), las moléculas proteicas se separan por tamaño (Las más pequeñas migran más rápidamente). (El SDS desnaturaliza las proteínas uniéndose a ellas en forma no específica y dándoles una relación constante de carga/masa). Ambos procedimientos separan a las proteínas según el tamaño y utilizan polímeros entrecruzados como medio de soporte. ¿Cómo es posible que en la filtración en gel las moléculas pequeñas se retardan con respecto a las mayores, mientras que en electroforesis en gel de poliacrilamida ocurre lo contrario? 3) Usted tiene una mezcla de tres proteínas A, B y C, con pI de 3,5, 6,5 y 10,0 respectivamente, y quiere separarlas por una columna de DEAE-celulosa. Teniendo en cuenta que el grupo DEAE tiene un pKa = 9,5. ¿Qué pH usaría para la separación? ¿Qué orden de elución esperaría encontrar si agrega un gradiente de KCl entre 0 a 1 M? 4) La carboximetilcelulosa es una resina de intercambio catiónico con un pKa de 4,5. Ud. tiene tres proteínas A, B y C de pI 5, 8 y 10 (no estrictamente en ese orden). Al sembrarlas en esta resina y aplicando un gradiente de pH de menor a mayor eluyen en el siguiente orden: B- A- C. Estas mismas proteínas, en una columna de Sephadex G-100 eluyen como de un peso molecular de 50.000, 100.000 y 75.000 y en el siguiente orden: A, B y C. En un gel con SDS A y C presentaron una única banda de PM 50.000 y B presentó dos bandas de PM 50.000 y 25.000. Identifique A, B y C. 5) Escriba el orden de elución de las siguientes proteínas al aumentar el gradiente salino. Se utilizan columnas de intercambio iónico: a) citocromo c (pI= 10,5), lisozima (pI= 11,0), albúmina de huevo (ovoalbúmina, pI= 4,6),

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mioglobina (pI= 7,0), de una columna de intercambio aniónico. b) citocromo c (pI= 10,5), pepsina (pI= 1,0), ureasa (pI= 5,0) y hemoglobina (pI= 6,8) de una columna de intercambio catiónico. Explique sus respuestas. 6) Tres proteínas de puntos isoeléctricos 5,2 , 7,3 y 6,3 se denominaron con las tres primeras letras del alfabeto griego según su posición en un isoelectroenfoque, siendo alfa la más cercana al ánodo y gamma la más cercana al cátodo. a) ¿Cuál es el pI de cada una? b) ¿Cuál de las proteínas eluirá primero durante una cromatografía en carboximetilcelulosa a pH 6? ¿Por qué? c) Si alguna proteína quedara retenida, ¿cuál o cuáles serían y cómo las eluiría? d) Durante una electroforesis en poliacrilamida en condiciones desnaturalizantes a pH 8, beta presentó la mayor movilidad electroforética. ¿Es posible? ¿Por qué? 7) Las proteínas denominadas histonas juegan un papel clave en el empaquetamiento del ADN. Este se enrolla alrededor de las histonas para formar los nucleosomas, partículas engarzadas como las cuentas de un collar. Una mezcla de tres proteínas globulares, entre ellas la histona H4, presenta la siguiente composición de aminoácidos:

Proteína Número de Residuos Asp y Glu Arg, Lys e His Otros AA A 90 5 105 B 50 10 60 C 6 27 69

Mediante un isoelectroenfoque se determinaron los puntos isoeléctricos de las tres proteínas obteniéndose los siguientes valores: 3,0, 5,5 y 9,5. Los pesos moleculares obtenidos por cromatografía de exclusión molecular fueron de 15 kDa, 11,3 kDa y 21,5. a) lndique el punto isoeléctrico, el peso molecular y el orden de elución en la columna cromatográfica de las tres proteínas. b) En base a sus conocimientos, ¿podría decir cuáI de las tres proteínas es H4? Fundamente su respuesta. 8) Usted necesita separar una mezcla de tres péptidos con actividad biológica. Los mismos poseen la siguiente secuencia: I. Asp-Gly-Glu-His-Pro-Ala-Ala-Asp-Ser-Thr II. Gly-Tyr-Ile-Ala-Phe-Gly-Leu-Val-Trp-Ala III. Gly-Ala-His-Lys-Ser-Gln-Thr-Asn-Lys Para ello cuenta con los siguientes soportes para realizar cromatografía líquida: DEAE-celulosa (-O-CH2-CH2-N

+(C2H5)2H), sulfometilcelulosa (-O-CH2SO3-),

Butil Sepharosa (-CH2-CH2-CH2-CH3) y Sephadex G-50. Describa un protocolo adecuado para la separación de estas tres biomoléculas e indique el fundamento de su decisión. 9) Ud. está buscando afanosamente una sustancia presente en el espárrago violeta de la Antártida, que cura (según dicen) el resfrío de los guanacos. En sus estudios termina purificando 2 proteínas que no le curan el resfrío a nadie, pero que dan cristales violetas muy bonitos. Ambas proteínas tienen el mismo peso molecular en condiciones nativas (40.000), pero la composición de aminoácidos es muy distinta, salvo para las cisteínas. Tanto la proteína A como

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la B tienen 2 cisteínas. El análisis de la proteína A pura indica que tiene un solo tipo de aminoácido N-terminal (treonina), pero el análisis de la proteína B reveló la existencia de 2 tipos de extremos N-terminales (alanina y serina). a) ¿Qué le sugiere que las proteínas corridas en un gel PAGE-SDS, no teñido con azul de Coomassie, den bandas de color violeta? b) ¿Qué le indica la presencia de un solo tipo N-terminal en la proteína A y de dos tipos N-terminales en la proteína B? Cuando Ud. trata a la proteína A con urea, ya sea en presencia o en ausencia de mercaptoetanol, ésta da una única banda de 40.000 Daltons en un gel de poliacrilamida con SDS. La proteína B, en cambio, se descompone en 2 subunidades (una de 30.000 y otra de 10.000 Daltons) sólo cuando se la trata con urea y mercaptoetanol. Ni la urea ni el mercaptoetanol solos la disocian. c) ¿Qué infiere de estos resultados respecto de la estructura terciaria y cuaternaria de las proteínas A y B? d) ¿Por qué es tan diferente la respuesta al mercaptoetanol pese a que ambas proteínas tienen 2 residuos de cisteína? e) ¿Por qué no basta la urea para disociar la proteína B? ¿Por qué no basta el mercaptoetanol para disociar la proteína B? 10) Una proteína en su estado nativo tiene un peso molecular de 115.000. a) Deduzca su estructura cuaternaria (número de subunidades, PM de cada una de ellas, uniones que las estabilizan y glicosilación de subunidades) a partir de los resultados de los siguientes geles de poliacrilamida en los que se sembró la proteína pura, la cual fue previamente sometida a tres tratamientos (por separado) que se indican abajo. Al final de la corrida electroforética, los geles fueron teñidos con Coomassie Blue, que es un colorante azul que tiene afinidad por las estructuras peptídicas. Tratamientos previos: 1 2 3 SDS SI SI SI mercaptoetanol NO SI SI ENDO-H (corta la unión NO NO SI proteína-azúcar)

b) La sensibilidad del Coomassie Blue es tal que es capaz de detectar a partir de aproximadamente 0,2 µg de proteína/banda. ¿Cree Ud. que es correcto afirmar que una proteína está pura si da una sola banda en un gel teñido con ese colorante?

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11) Un investigador letón tiene serios problemas para caracterizar una enzima que ha purificado y la acción que tiene sobre ella el compuesto X, un aparente activador. En la Fig. 1 se ve una migración en un gel nativo de poliacrilamida, teñido con azul de Coomassie. En la calle 1, la proteína se incubó previamente con el compuesto X; en la 2, no. Figura 1

Con el material proteico eluido a partir de cada una de las tres bandas del gel nativo (A, B y C), él hizo un ensayo de actividad, en presencia y en ausencia del compuesto X (Tabla 1). Tabla 1

Fuente de enzima utilizada

Actividad enzimática medida con X

Actividad enzimática medida sin X

Banda C 100 2 Banda A 100 100 Banda B 2 2

Ya bastante confundido, el científico letón decidió correr esos polipéptidos anteriormente extraídos a partir de cada una de las bandas (A, B y C) en un gel de poliacrilamida, pero esta vez con SDS (Fig. 2). Luego de ver el resultado, respiró aliviado: Figura 2

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a) ¿Cómo es la estructura de la proteína y cómo la afecta el compuesto X? b) ¿Cómo explica que la banda A haya migrado más rápido que la B en el gel nativo? 12) La proteína heterodimerina está formada por 2 subunidades unidas por puentes disulfuro según se indica en la figura. Se muestran también parte de la secuencia aminoacídica de la subunidad B, correspondiente a su porción carboxi-terminal, y un esquema del mRNA que la codifica con una porción de secuencia nucleotídica correspondiente.

a) ¿Cuántas bandas y de qué tamaño observaría en dos electroforesis (una con y otra sin tratamiento previo de la muestra con mercaptoetanol) en gel de poliacrilamida con SDS de la heterodimerina pura? Justifique. La enfermedad hereditaria heterodimerosis es causada por una mutación en el gen B que produce una terminación prematura de la traducción del RNA mensajero de la subunidad B en el punto donde indica la flecha. b) ¿Cuántas bandas y de qué tamaño observaría en dos electroforesis (una con y otra sin tratamiento previo de la muestra con mercaptoetanol) en gel de poliacrilamida con SDS de la heterodimerina pura de un paciente homocigota para la mutación arriba mencionada? Justifique. c) ¿Cuántas bandas y de qué tamaño observaría en dos electroforesis (una con y otra sin tratamiento previo de la muestra con mercaptoetanol) en gel de poliacrilamida con SDS de la heterodimerina pura de un paciente heterocigota para la mutación arriba mencionada? Justifique. 13) Un grupo de investigadores dedicados al estudio de diversos tipos de anemias hereditarias detectó una hemoglobina con la movilidad electroforética alterada. Una digestión con tripsina de esta hemoglobina demostró que la alteración se hallaba en la cadena estando ausente el péptido amino terminal normal (Val-His-Leu-Thr-Pro-Glu-Glu-Lys). Se encontró un nuevo péptido tríptico formado por 6 residuos de aminoácidos, siendo Val su residuo amino terminal. a) ¿Qué sustituciones de aminoácidos son consistentes con estos datos?

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b) ¿Qué cambio en una sola base en la secuencia del ADN puede ocasionar estas sustituciones de aminoácidos? La secuencia del ADN que codifica para la región amino terminal normal es 5´-GTGCACCTGACTCCTGAGGAGAAG-3´. c) ¿Cómo será la movilidad electroforética a pH 8 de esta hemoglobina comparada con la de la hemoglobina normal? d) Cuando se hace una electroforesis en gel de poliacrilamida en condiciones desnaturalizantes de la cadena de la hemoglobina normal se encuentra que migra con una relación de frente de 0,65 ¿Qué relación de frente espera encontrar para la cadena de la hemoglobina alterada? e) La hemoglobina normal (PM 64.500) y la mutada fueron sometidas a una filtración molecular en una columna previamente calibrada. Las proteínas marcadoras y los volúmenes de elución se indican en la tabla; el volumen total de la columna fue de 260 ml y el volumen de exclusión determinado con azul de dextrano fue de 100 ml. ¿Qué volúmenes de elución espera para los 2 tipos de hemoglobinas? Proteína marcadora Volumen de elución

(ml) MM (kDa)

Ribonucleasa 250 13,7 Quimotripsinógeno 230 25,0 Ovoalbúmina 210 43,0 Albúmina 195 67,1 Aldolasa 165 158,2 Catalasa 150 231,9 14) El cromatograma de una muestra de proteínas en Sephadex G-200 fue el siguiente:

159 213 234 285 244

Concentración de proteína en el e luído

Aldolasa Catalasa

Ovoalbúm .

G liceraldehido 3-P-deshidrogenasa

M ioglobina

Nº de fracción Las proteínas marcadoras fueron las siguientes:

Proteína PM (x10-4) N° de fracción Aldolasa 16 159 Catalasa 6 213 Ovoalbúmina 4 234 Mioglobina 1,6 285

Se recogieron fracciones de 1,6 ml y el volumen vacío de la columna previamente determinado con azul de dextrano fue de 200 ml. Vt = 500 ml.

Kav = Ve - Vo Vt - Vo

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Se quiere determinar el PM de la gliceraldehido-3-P-deshidrogenasa. Utilizando la misma columna, en las mismas condiciones se observó que la enzima aparece en la fracción 244. Indique el peso molecular de la misma. 15) Se purificó a homogeneidad una inmunoglobulina G (IgG), la cual posee cuatro cadenas polipeptídicas, dos de 215 residuos de aminoácidos y dos de 500 residuos de aminoácidos. Estas 4 cadenas están unidas por puentes disulfuro. Esta IgG es sometida a una electroforesis desnaturalizante (SDS-PAGE) en presencia de 2 mercaptoetanol. Las proteínas marcadoras y sus movilidades en dicho gel se indican en la tabla. El colorante migró 5,3 cm desde el punto de siembra. Proteína marcadora Migración (cm) PM Inhibidor de tripsina 4,4 20000 Anhidrasa carbónica 3,5 29000 Gliceraldehido 3-P-deshidrog. 3,0 36000 Albúmina de huevo 2,5 45000 Albúmina sérica bovina 1,6 66000 Fosforilasa B 1,0 90000 a) ¿Cuál será la movilidad para cada subunidad de la IgG? b) ¿Cuál es la masa aparente de la IgG? c) ¿Cuántos nucleótidos codifican para esta proteína? 16) Usted tiene tres muestras de tres proteínas distintas a las que quiere caracterizar. Con este objeto las siembra separadamente en una columna de Sepharosa 6-B previamente calibrada con las siguientes proteínas:

Proteínas Ve (ml) MM (kDa) Ribonucleasa de páncreas bovino 250 13,7 Quimotripsinógeno A 230 25 Ovoalbúmina 210 43 Albúmina de suero bovino 200 67 Aldolasa de músculo de conejo 170 158 Catalasa de hígado bovino 150 232 Ferritina de bazo de caballo 130 440 Tiroglobulina bovina 116 669

El volumen de exclusión determinado con azul de dextrano fue de 100 ml y los volúmenes de elución de las proteínas fueron A: 134 ml, B: 120 ml y C: 134 ml. El volumen total de la columna fue de 260 ml. Posteriormente con muestras de las proteínas se realizó una electroforesis en condiciones desnaturalizantes (SDS-PAGE). Los resultados fueron:

Proteína Migración (cm)

kDa

PEPC de maíz 0,4 110 Albúmina 2,8 67 Ovoalbúmina 4,8 43 Quimotripsinógeno 7,4 25

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Ribonucleasa 10,2 13,7 A (5 bandas) 2,2 3,4 5,6 7,8 10,0 B (2 bandas) 3,6 9,8 C (1 banda) 0,8

En base a estos datos caracterice a A, B, y C lo mejor que pueda teniendo en cuenta que la corrida del frente es de 12 cm. 17) Ud. tiene 5 ml de una mezcla de triacilglicéridos y una proteína pura. Una alícuota de 0,1 ml se agitó en benceno:agua (3 ml:2 ml). a) En qué fases se distribuyen los distintos componentes de la mezcla? Se sembró una alícuota de la fase que contenía la proteína en una columna de Sepharosa 6-B previamente equilibrada. Se recogieron fracciones de 2 ml. Las proteínas marcadoras fueron de pesos moleculares 160, 90, 60, 40, 16 kDa y valores de Kav de 0,18; 0,36; 0,47; 0,60 y 0,87, respectivamente. El valor de Kav de la muestra se calculó en 0,32. Además, se corrió una electroforesis con SDS en las siguientes condiciones: I) La proteína se hirvió sin DTT (agente reductor), II) La proteína se hirvió previamente con agente reductor. El patrón electroforético se muestra en la figura. b) Indique el peso molecular de la proteína nativa. c) Infiera la composición cuaternaria de la proteína. Por otro lado se dosó la concentración de proteína espectrofotométricamente a 280 nm, utilizando un testigo de BSA de 0,5 mg / ml, con una alícuota de 1 ml y una cubeta de 0,5 cm de paso óptico. Se obtuvo una Abs. de 0,400 para el testigo y de 0,295 para la muestra. d) Teniendo en cuenta que toda la proteína pasó a la fase correspondiente, determine la concentración de la misma en la mezcla original. 18) Se quiere estudiar la estructura cuaternaria de una proteín-quinasa (PKasa) dependiente de cAMP, purificada de hepatocito de rata. Una alícuota de PKasa pura (daba una sola banda proteica en electroforesis en gel de poliacrilamida en condiciones nativas) se cromatografió en una columna de exclusión molecular (Superosa 4 B). La columna tenía un volumen de exclusión, medido con azul de dextrano, de 50 ml y un volumen total de 130 ml. La columna había sido calibrada con proteínas de peso molecular conocido mostradas en la siguiente tabla. El volumen de elución para la PKasa purificada usando esta columna fue de 73 ml.

72

60

40

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kDa Prot. testigo I II

SDS PAGE

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Testigo Ve (ml) PM

Albúmina 110 65.000 Aldolasa 85 160.000Catalasa 75 230.000CF1 59 440.000

Con otra aIícuota de la PKasa se realizó una electroforesis en gel de poliacrilamida en presencia de dodecil sulfato de sodio (SDS), observándose dos bandas proteicas teñidas con igual intensidad que migraron 2,0 cm y 7,7 cm. La tabla muestra la migración electroforética de distintas proteínas de peso molecular conocido corridas en paralelo con el mismo gel.

Testigo Migración

(cm) PM

PEP carboxilasa 0,6 110.000 Fosforilasa a 1,1 96.000

Albúmina 4,2 65.000 Quimotripsina 11,1 25.000

En base a estos datos: a) Calcule el peso molecular de la PKasa y la composición en subunidades de la estructura cuaternaria de la enzima. b) Si la actividad específica de la PKasa purificada, determinada en condiciones óptimas, es de 208 µmol/min/mg de proteína y la enzima tiene un sitio activo por subunidad pequeña, calcule el índice de recambio. 19) Las enzimas M y X tienen las siguientes propiedades: M es un heteropentámero (aIfa3- beta2) formado por 3 subunidades aIfa y dos beta. El peso molecular de alfa y beta es 50.000 y 15.000 respectivamente. El punto isoeléctrico de M es de 7,8 y tiene un sitio activo por subunidad grande. X es un homodímero de peso molecular 50.000. Su punto isoeléctrico es 5,2 y tiene un sitio activo por subunidad. Una mezcla de M (con actividad específica de 90 µmol/min/mg) y X (con actividad específica de 200 µmol/min/mg) fue resuelta por los diferentes procedimientos separativos mostrados en las siguientes figuras: La figura A muestra el perfil proteico de elución al pasar la mezcIa por una columna de Sephadex G-100 a pH 8,5. La figura B corresponde al perfil de elución obtenido al cromatografiar la mezcla en una columna de DEAE-celulosa realizada a pH 7,5. La figura C muestra los resultados de las bandas proteicas obtenidas al resolver la muestra por electroforesis en gel de poliacrilamida (PAGE) en condiciones nativas realizada a pH 8.2. La figura D corresponde a una PAGE de la mezcla realizada a pH 8,2 y en presencia de dodecil sulfato de sodio (condiciones desnaturalizantes). a) Identifique cada pico o banda de las figuras en base a las propiedades y condiciones antes descriptas. b) Calcule el índice de recambio para M y X.

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20) A fin de caracterizar una enzima purificada, Ud. somete su preparación a cromatografía de exclusión molecular en columna de Sephacryl S300 (SS300) y a electroforesis en gel de poliacrilamida en presencia de SDS (SDS-PAGE). Los resultados obtenidos son los siguientes: a) Volumen de elución de la proteína de interés en SS300: 70 ml b) SDS-PAGE: dos bandas de igual intensidad y (ver figura 1) La columna de SS300 tenía un Vo de 50 ml y un Vt de 130 ml y fue calibrada con proteínas de PM conocido como muestra la Tabla 1. La calibración de los geles de SDS-PAGE se muestra en la Figura 1. Tabla 1 Figura 1

Origen

Frente

116.000 97.400 70.700 48.500

29.000

Estándar Ve (ml) PM

Ovoalbúmina 108 43.000

Albúmina ser. 100 66.000

Fosforilasa 92 100.000

Aldolasa 82,5 158.000

Catalasa 75 232.000

Apoferritina 66 440.000

β

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Calcule el PM y la composición en subunidades de la enzima en estudio. Cuando Ud. mide la actividad en una cubeta de 1 cm de camino óptico y 1 ml de capacidad, obtiene un cambio en la concentración de sustrato de 0,2 mM/min cuando usa 10 µg de la proteína purificada. Calcule: a) La actividad específica de la enzima.

b) El índice de recambio de la enzima. (La enzima posee un mol de Mg2+ por mol de subunidad grande donde se localiza el sitio activo, participando el catión en el proceso catalítico). RESPUESTAS Prob 1: a) Resina de intercambio catiónico. b) Al pH que se trabaja se podría suponer que el sitio activo de la enzima tiene carga neta positiva. Prob 2: La matriz entrecruzada de cada esfera de Sephadex, bajo ciertas condiciones de fabricación, excluye las proteínas grandes pero admite las proteínas pequeñas. Por consiguiente, las proteínas mayores pueden pasar entre las esferas. Las proteínas pequeñas pasarán a través del volumen total de la columna. Mientras más grande sea la proteína, menor es el tiempo que se retiene en las esferas y, como consecuencia, se eluye más rápidamente. En el soporte para la electroforesis en gel de poliacrilamida no hay espacios inter-esferas y todas las proteínas deben pasar por la matriz entrecruzada. Mientras más pequeña sea la proteína, más rápidamente migrará a través de la matriz. Prob 3: pH= 8,0 , luego pH= 5,0, por último 3,0. C – B – A. Prob 4: Prot A: PM 100.000; Homodímero; pI= 8,0. Prot B: PM 75.000; Heterodímero, con una subunidad de PM= 50.000 y otra con PM= 25.000; pI= 5,0. Prot C: PM 50.000; Monómero; pI= 10,0. Prob 5: a) lisozima- citocromo C- mioglobina- ovoalbúmina. b) pepsina- ureasa- hemoglobina- citocromo C. Prob 6: a) alfa: pI= 5,2 beta: pI= 6,3 gamma: pI= 7,3. b) alfa; a pH 6 carga neta (-). c) beta y gamma; aumentando la fuerza iónica ó gradualmente el pH del buffer de elución. d) Porque es la más pequeña de las tres. Prob 7: a) A: pI= 3,0 MM 21,5 kDa Orden 1º. B: pI= 5,5 MM 15,0 kDa Orden 2º. C: pI= 9,5 MM 11,4 kDa Orden 3º. b) H4 es C. Prob 9: a) Sugiere la presencia de un catión presente en la estructura de las proteínas.

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b) Que A tiene una sola cadena polipeptídica (PM 40.000) y B dos (PM 30.000 y 10.000 unidas por puentes disulfuro). c) Que A es un monómero y B es un heterodímero. d) Que A tiene un enlace disulfuro intracadena y B tiene un enlace disulfuro intercadena. e) Porque la urea actúa sobre interacciones hidrofóbicas y puentes de H2, no sobre enlaces covalentes. Porque el betamercaptoetanol no puede ingresar dentro de las subunidades de esta proteína para cortar el enlace disulfuro. Prob 10: a) Heterotrímero. Subunidades de 60, 30 y 25 kDa. Las subunidades de 60 kDa y 30 kDa están unidas por puente disulfuro. La subunidad de 30 kDa está glicosilada con un hidrato de carbono de 10 kDa. b) Es incorrecto. En un gel se siembra normalmente de 1 a 2 ug de proteína supuestamente pura. En el caso de menor cantidad (1 ug) se tendrían 20 % de impurezas y no serían detectables. Prob 11) a) Proteína C: heterodímero con 2 subunidades: A, catalítica de 50 kDa de masa molecular y B regulatoria de 30 kDa. El compuesto X separa la subunidad B de A, de esta forma se observa actividad enzimática. b) En un gel en condiciones nativas el corrimiento electroforético depende de la carga neta de la proteína a ese pH y de la masa de la misma. Seguramente q/m de A fue mayor que B. (Diferenciar que sucedió cuando a las mismas subunidades se las hizo correr en un gel con SDS) Prob 12) a) Sin betamercaptoetanol: banda de 920 AA x 110 Da Con betamercaptoetanol: 2 bandas: 400 y 520 AA x 110 Da b) Sin betamercaptoetanol: 2 bandas: 400 y 500 AA x 110 Da Con betamercaptoetanol: igual que el anterior. c) Sin betamercaptoetanol: 3 bandas: 920, 400 y 500 AA x 110 Da Con betamercaptoetanol: 3 bandas: 520, 500 y 400 AA x 110 Da Prob 13: a) Lys por Glu. b) AAG por GAG. c) Menor. d) Aproximadamente el mismo. e) 198 ml. Prob 14: PM 34.000. Prob 15: a) Movilidad : 3,8 cm; 1,8 cm b) Masa aparente: 157.300 Da c) 2.145 (645 + 1500) Prob 16: A: PM: 400.000 c/ subunidades de PM= 70.000; 58.000; 36.000; 22.000; 14.000 (dos de cada una). B: PM: 560.000 c/subunidades de PM= 55.000 y 15.000 (ocho de cada una). C: PM 400.000 c/4 subunidades de PM= 100.000. Prob 17: a) Fase acuosa: proteína; Fase bencénica: triacilglicéridos. b) PM 100.000.

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c) Heterotrímero; 2 subunidades de PM= 30.000 y una subunidad de PM= 40.000 (las subunidades de 30.000 están unidas entre sí por puentes disulfuro). d) 7,5 mg/ml. Prob 18: a) PM= 250.000 Heterotetrámero con 2 subunidades de PM= 85.000 y 2 subunidades de PM= 40.000. b) Índice de recambio: 26.000/min. Prob 19: a) FIG A: 1º pico: M; 2º pico: X. FIG B: 1º pico: M; 2º pico: X. FIG C: 1º banda: PM= 180.000 (Prot M); 2º banda: PM= 50.000 (Prot X). FIG D: 1º banda: PM= 50.000; 2º banda: PM= 25.000; 3º banda: PM=15.000. b) Índice de recambio de M= 5.400/min. Índice de recambio de X= 5.000/min. Prob 20: PM= 314.000. Heterotetrámero 22 c/ subunidades de PM 89.000 () y 68.000 (). a) Actividad específica: 20 U/mg. b) Índice de recambio: 3.140/min.