marcha toxicologica

MARCHA TOXICOLÓGICA DE URGENCIA

PARA LABORATORIOS DE BAJA COMPLEJIDAD

Las técnicas citadas han sido recopiladas de libros, apuntes personales e internet, o bien cedidas por colegas bioquímicos de diferentes laboratorios del país.

Ninguna de las técnicas es de producción personal, pero se les dio el ordenamiento de MARCHA TOXICOLÓGICA que aplico en mis lugares de trabajo.

RAQUEL FERNÁNDEZ DE CATTANEO BIOQUÍMICA - TOXICÓLOGA - CRIMINÓLOGA Laboratorio de Toxicología del Cuerpo Médico Forense. Poder Judicial de Mendoza. Adjunta de Cátedra de Química Toxicológica y Legal. Facultad de Bioquímica - Universidad Juan Agustín Maza. Responsable del Área de Criminología. Post Grado de Medicina Legal. Facultad de Ciencias Médicas - Universidad Nacional de Cuyo. Docente de la Cátedra de Toxicología, Maestría en Criminología. Facultad de Psicología - Universidad del Aconcagua. Mendoza - Argentina Año 2007 Tel: 261 - 4445871 e-mail: [email protected]

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MARCHA TOXICOLÓGICA DE URGENCIA I- OBJETO: realizar una marcha toxicológica sencilla, de manera de poder descartar

o confirmar grandes grupos de tóxicos.

II- INFORMACIÓN PREVIA AL ANÁLISIS: antes de comenzar un análisis es importante obtener tanta información sobre el paciente como sea posible: médica, social, la historia ocupacional, tratamiento dado, y de resultados de laboratorio o de otras investigaciones previas. Indagar acerca del tiempo que transcurrió entre la ingestión o exposición y la colección de muestras.. Toda la información relevante sobre un paciente se debe registrar en el laboratorio.

III- POOL BÁSICO DE MATERIALES PARA LABORATORIOS DE URGENCIAS TOXICOLÓGICAS

A) SANGRE. B) ORINA. C) CONTENIDO GÁSTRICO.

IV- RECOLECCIÓN , CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE A) SANGRE: tratar de no dejar cámara de aire.

1. Sangre heparinizada: 10ml, como mínimo. 2. Sangre con FlNa u oxalato : 2ml.

B) ORINA. En lo posible 50ml, en envase estéril, hermético y sin conservantes. La muestra se debe obtener cuanto antes, idealmente antes de que se inicie cualquier terapia de droga.

C) CONTENIDO GÁSTRICO: como mínimo 20ml, en envase estéril, hermético y sin conservantes.

1. Vómito. 2. Aspirado gástrico. 3. Primer lavado gástrico.

D) RESIDUOS DEL LUGAR DEL HECHO: Es importante que todas las botellas u otros envases y otros materiales sospechosos encontrados con o cerca del paciente (residuos de la escena) se recojan y conserven para el análisis en caso de necesidad puesto que pueden estar relacionados con el episodio de la intoxicación.

V- RECOLECCIÓN, TRANSPORTE Y ALMACENAMIENTO de MUESTRAS A) IDENTIFICACIÓN: Las muestras enviados para el análisis se deben

etiquetar claramente con el nombre completo del paciente, la fecha y la hora de la recolección, aclarando la naturaleza del espécimen (sangre, orina, etc.).

B) RECEPCIÓN: La fecha y la hora de la recepción de las muestras si no han sido obtenidas en el mismo nosocomio.

C) REGISTRO: todas las muestras deben ser registradas con un número único para su identificación.

D) ALMACENAMIENTO: todos las muestras biológicas se deben almacenar en 4°C antes y después del análisis. También debe disponerse de freezer para la conservación de las muestras cuando deban resguardarse por más tiempo.

VI- PROCESAMIENTO DE LOS MATERIALES: esquema general

Marcha Toxicológica de Urgencia

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A. TÓXICOS VOLÁTILES 1. ETANOL

I. Reacciones de ORIENTACIÓN: en orina, sangre, en contenido gástrico, líquidos varios.

1) REACCION DEL BICROMATO DE POTASIO en cámara de Conwey Materiales: sangre 1ml, orina 1ml, humor vítreo 1ml, tejidos 4ml, cualquier líquido a investigar. En compartimento externo se coloca el material a investigar + agente liberador: CO3K2 solución saturada 1ml, en el compartimento interno el agente captador 2ml de Solución sulfocrómica 0.1 N Se deja en reposo a T° ambiente por tres horas. POSITIVO: Se observa el cambio de color de naranja a verdoso.

II. Reacción de CERTEZA

1) REACCION DE LIEBEN MODIFICADA: para diferenciar etanol de aldehído etílico y acetona 2ml del destilado + 0.5ml NH4(OH) + gota a gota solución yodo yodurada hasta tinte oscuro En presencia de alcohol etílico se produce un precipitado negro, que desaparece por calentamiento y reaparece por agregado de reactivo. En las mismas condiciones el aldehído etílico y la acetona producen yodoformo.

III. CUANTIFICACIÓN

1) COLORIMETRÍA en cámara de CONWEY: en SANGRE ENTERA (el valor lo da la curva o los testigos), en ORINA (en esta matriz, al resultado se le debe agregar un 10%), en contenido gástrico no es representativo ya que allí se encuentra lo que no se absorbió.

Reacción INESPECÍFICA, basada en las propiedades reductoras del alcohol, la dan también otros alcoholes, aldehídos, etc. Se basa en la lectura en espectrofotómetro de la aparición del color verde del Cr+++ (lectura a 600nm) debido a la reducción del bicromato por la acción del etanol, o la desaparición del color amarillo del bicromato (lectura a 450nm). Se trabaja con Cámara problema, Cámara blanco (en lugar de muestra, agua destilada), Cámara testigo (con solución de concentración conocida de etanol).

a. Colocar vaselina en el borde de la cámara, preparar el vidrio esmerilado

b. En el interior de la cámara: 1ml de Solución sulfocrómica 0.1 N c. En el exterior de la cámara: 100µl de la muestra + 0.5ml de CO3K2

solución saturada.

Bioq. Raquel Fernández de Cattaneo

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d. Cerrar herméticamente la cámara. e. Dejar a temperatura ambiente una hora más ó menos. f. Se deja enfriar y se transfiere el líquido colector a tubos de ensayo, se

lava la cámara con agua se vuelca en el tubo y se enrasa a 4ml con agua destilada.

Se hace la lectura en espectrofotómetro a 450nm del blanco, del problema y del testigo (en lugar de testigo, se puede realizar una curva de calibración con varias cámaras con soluciones de concentraciones conocidas). Cp Ct Cp = Ct . DOp DOp DOt DOt SE DEBE REALIZAR CURVA DE CALIBRACIÓN PREVIA, O TRABAJAR CON TESTIGO DE CONCENTRACIÓN CONOCIDA.

2. METANOL 1) Reacción del ácido cromotrópico para diferenciar de etanol. Reacción

ESPECÍFICA. Se realiza en sangre, orina, contenido gástrico. Se puede cuantificar, en realidad el solo hecho de encontrarlo ya es diagnóstico de intoxicación, NUNCA debe encontrarse en estos materiales.

Muestra + carbonato potasio sol sat

30 ´ /T°A

2ml sulfúrico 10% Reactivos

a. ácido sulfúrico al 10% (fijador) b. solución saturada de carbonato de potasio c. solución acuosa de permanganato de potasio d. solución acuosa saturada de bisulfito de sodio de preparación reciente e. ácido cromotrópico al 0,5% f. ácido sulfúrico concentrado

Técnica

Se coloca en el compartimiento interno 2ml de ácido sulfúrico al 10 %, en el externo 2ml de solución saturada de carbonato de potasio más 1ml de sangre (o la muestra a analizar). Se mezcla por rotación suave y se deja difundir 2 horas a temperatura ambiente. Luego se toman 2ml de la solución del compartimiento central, repartiéndose por partes iguales en dos tubos rotulados 1 y 2.

En el tubo 1 se agrega 0.15ml de la solución acuosa de permanganato de potasio, y en el 2 un volumen similar de agua destilada. Luego ambos tubos se procesan del mismo modo, comenzando por dejarlos reposar 10 minutos para que el metanol se oxide a formol, luego de los cuales se debe agregarles 0.2ml de la solución acuosa saturada de bisulfito de


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sodio y agitar hasta decoloración total, después de la cual se debe agregar 0.2ml del ácido cromotrópico al 0.5% y mezclar bien colocando ambos tubos en un baño de hielo y sal. Posteriormente se agregan 2.5ml de ácido sulfúrico concentrado y se lleva a baño maría hirviente durante 15 minutos. Se deja enfriar y se mezcla, y se lee a 570 manómetros.

Abs. del metanol = Abs tubo 1 – Abs tubo 2

Abs. del formol = Abs tubo 2 – Abs del blanco

Para estimar la concentración del formol y del formaldehído debe hacerse una curva de calibración, con una solución madre de metanol (790mg/l) que se prepara diluyendo 1ml de metanol absoluto en c.s.p. para 1.000ml con ácido sulfúrico al 10% v/v. En la tabla inferior se detallan los puntos tentativos de la curva.

Blanco Tubo 1 Tubo 2 Tubo 3 Tubo 4 Metanol mg/l - 197.5 395 592 790 ml metanol (sol. madre)

- 0.25 0.5 0.75 1

ml de H2SO4 10% v/v

1 0.75 0.5 0.25 -

La curva se realiza agregando a todos los tubos la solución acuosa de permanganato de potasio y realizando todos los pasos de la reacción descripta. El resultado anterior deberá multiplicarse por 1.21 en el caso de muestras de sangre u orina pues la tensión del metanol no se reduce a cero en él líquido absorbente (H2SO4 10% v/v) del compartimiento central de la cámara, alcanzándose el equilibrio de difusión cuando la absorción adquiere un valor aproximado al 82.5%. El color obtenido con el ensayo cromotrópico sigue la ley de Beer dentro de los límites de la curva de calibración. Si las lecturas fueran muy altas se puede diluir (B, T y D) a 10ml con H2SO4 48% v/v.

3. MONÓXIDO DE CARBONO Todas estas reacciones se realizan en SANGRE ENTERA.

I- Reacciones de ORIENTACIÓN 1) ENSAYO DE DILUCIÓN

Se diluye en dos tubos rotulados, una muestra de sangre normal como testigo y la muestra problema, al 1% en agua destilada (+ó-).

Agua destilada 10ml + unas gotas de sangre entera de la muestra observar la diferencia de color entre el problema y el testigo.

La sangre normal es de color rojo naranja, y la del intoxicado con CO es de color carmín.


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2) ENSAYO ALCALINO: (Reacción de Hoppe – Seyler).. Se les agrega unas gotas de Na(OH) 0,1N a cada tubo y se observa la diferencia y la velocidad de cambio de coloración. Agua destilada 10ml + unas gotas de sangre entera de la muestra + Na(OH) observar la diferencia de cambio de color entre el problema y el testigo. La sangre normal inmediatamente comienza a ponerse de un color verde castaño desde el fondo del tubo hacia arriba, la sangre de un intoxicado se acentúa el color carmín y demora en cambiar de color o no cambia.

II- REACCIONES DE CERTEZA 1) Difusión en cámara de CONWAY: - aislamiento - identificacion - cuantificacion AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN; con cloruro de paladio (Cl2Pd); en esta técnica los dos pasos se realizan conjuntamente.

El CO es liberado de su combinación con la hemoglobina por ácidos diluidos (agente liberador en cámara externa con la muestra problema: SO4H2 al 10%) y difundido a una solución captadora de cloruro de paladio (Cl2Pd 0.01: 0.088gr%ml de agua) que se coloca en la cámara interna. Se deja aproximadamente 2 horas.

a. En el interior de la cámara: 2 ml de Cl2Pd 0.001N. b. Colocar vaselina en el borde de la cámara, preparar el vidrio

esmerilado c. En el exterior de la cámara: 1ml de la muestra + 1 ml de sulfúrico al

10% d. Cerrar herméticamente e. Dejar a temperatura ambiente 2hs.

Si la reacción es sólo cualitativa, es suficiente esperar a que se forme el Pd° como película negra. SIEMPRE realizar una prueba en paralelo con sangre normal, a veces el Cl2Pd se autoreduce y dar un falso positivo, si esto sucede se debe preparar nuevamente la solución de paladio. La concentración del reactivo de paladio es la que indica Gisbert Calabuig para realizar luego la cuantificación, en nuestro laboratorio como es forense no cuantificamos, por lo que la solución del reactivo la hago un poco más concentrada para ver mejor la película de Pd°.

III- CUANTIFICACIÓN CARBOXIHEMOGLOBINA. Método facilitado por la Red de Toxicología RETOXLAB DEFINICIONES-ABREVITURAS: Carboxihemoglobina (COHb), Oxihemoglobina (OHb), solución (sol), minutos (min).


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DESARROLLO MUESTRA: Sangre obtenida por punción venosa o arterial y recolectada sobre Heparina en un tubo lo más hermético y lleno posible (para evitar pérdidas por evaporación). Se puede conservar hasta 48 hs en heladera. En lo posible remitir lo antes posible al laboratorio. FUNDAMENTO: Las distintas formas de la Hemoglobina tienen la particularidad de presentar bandas de absorción en la región del espectro visible. En solución alcalina y en presencia de hidrosulfito la oxiHb y la metaHb se transforman en deoxiHb con un máximo de absorción a 555 nm. La COHb no es afectada en estas condiciones y su máximo ocurre a 541 nm. El empleo de la solución amoniacal es para formar hematina alcalina que posee una curva de absorbancia distinta a la COHb y OHb. REACTIVOS: Solución de hidróxido de amonio 0.12M (1.6 ml de amoníaco en 100 ml de agua destilada), es estable en heladera por un año. Hidrosulfito de sodio sólido (ditionito), ácido sulfúrico, formiato de sodio, hidróxido de sodio 10 %(P/V). INSTRUMENTAL: Espectrofotómetro que posea un ancho de banda de 3nm. Celdas de lectura de 10 mm de paso de luz. Centrífuga. Equipo generador de monóxido de carbono. TÉCNICA: 1.- Realizar una dilución de la sangre 1/10 en agua (0.5 ml + 4.5ml). Homogeneizar. Dejar en reposo 5 min. Y centrifugar 10 min a 3000 rpm. 2.- Tomar 0.5 ml de la sol anterior y colocar en 4.0 ml de sol amoniacal y agregar una pizca (aproximadamente 10 mg) de ditionito. Homogeneizar y dejar reposar 5 min. 3.- Leer las absorbancias a 541 y 555 nm. 4.- Obtener el cociente de absorbancias Ab 541/Ab 555. Cálculo: Empleando la relación obtenida en el punto 4 anterior, entrar en la curva de calibración (o empleando la ecuación de regresión lineal) y hallar el % de COHb. Construcción de una curva de calibrado: A una muestra de sangre fresca obtenida con heparina (o pool de muestras) de pacientes normales, no fumadores y sin patologías respiratorias, efectuar dos diluciones 1/10 por separado en agua. A una fracción hacer burbujear Oxígeno de 99.5% de pureza por 15 min para eliminar el posible monóxido de carbono presente. A una segunda fracción hacer burbujear monóxido de carbono durante 20 min obtenido a partir de ácido sulfúrico y formiato de sodio (como se describe en el diagrama); si se dispone de un tubo de monóxido de 99.5% de pureza, burbujear 5 min. De esta manera se obtendrá una sangre con 100% de saturación.


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Empleando la 1º fracción no contaminada realizar diluciones de manera de obtener 75, 50, 25, 12.5 y 6.25 y 0 % de saturación. Procesar como se indica en la técnica a partir del punto 2. Construir la curva de calibración, representando en el eje Y la relación de Abs y en X el % de saturación de COHb. Generador de Monóxido de Carbono: (1) Acido sulfúrico. (2) Formiato de sodio o ácido Fórmico. (3) Solución de Hidróxido de

Sodio al 10% (P/V). (4) sangre a saturar. Sobre 1 gr de Formiato o 10 ml de ác. fórmico hacer caer de 5 a 10 ml de sulfúrico concentrado gota a gota (lentamente y de a poco según la intensidad del burbujeo en la solución sanguínea). El calentamiento del balón debe ser suave y transitorio (cuando el burbujeo disminuye francamente). 4. CIANUROS

I. REACCIÓN DE IDENTIFICACIÓN

1) Investigación de CIANURO por difusión en cámara de Conway: en CONTENIDO GÁSTRICO.

a. En el interior de la cámara: 2 ml de Na(OH) 0.1N b. Colocar vaselina en el borde de la cámara, preparar el vidrio

esmerilado c. En el exterior de la cámara: 2 ml de la muestra + 1 ml de sulfúrico al

10 d. Cerrar herméticamente e. Colocar en estufa 40ºC 1 hora f. Trasvasar el líquido colector a un tubo de ensayo y verificar la

presencia de CN-.


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Formación del Azul de Prusia: específica para cianuros. Se recoge 1ml mililitros del centro de la cámara + 1ml de sulfato ferroso al 10% recién preparado, se calienta suavemente, enfriar, y se agregan unas gotas de ácido clorhídrico. En caso de haber cianuros en la muestra aparecerá el color azul característico. 2) Investigación de CIANURO por difusión en erlenmeyer con tapa hermética y

papel alcalino: en SANGRE, PULMÓN, para investigar CN en casos de incendio En erlenmeyer colocar como mínimo 5ml de sangre, diluir con 10 ml de agua

destilada (10gr de pulmón molido con 10 a 15ml de agua (d)) y agregar ClH 20% hasta pH ácido, colocar

a. Papel alcalino (tira de papel de filtro embebida en hidróxido de sodio al 20%) en la boca del frasco sin que toque la muestra y cerrar herméticamente. Dejar en BM a 70ºC 60 minutos. Retirar el papel y sobre él realizar la reacción de Azul de Prusia.

b. Papel de Ácido pícrico (tira embebida en sol saturada de ácido pícrico), formación de furfural (reacción más sensible pero menos específica) de color rojo.

II. CUANTIFICACION:

1) METODO VOLUMETRICO DE DENIGES

IAg + 2 CN- [Ag(CN)2] + I- 2ml del destilado o de cámara de Conway en medio amoniacal (NH3, 6N) + IK , se titula con NO3Ag 0,1 N hasta turbidez amarilla de IAg ( se basa en la acción disolvente del anión cianógeno sobre el IAg coloidal, mientras haya CN- se forma el complejo ARGENTICIANOGENO soluble, cuando se acaba el CN- se forma la turbidez del IAg)

1ml de nitrato de plata = 0,0054gr. de CNH 5. TOLUENO

I. REACCIÓN DE ORIENTACIÓN

1) REACCION DE LA ROSEN Para ORINA o SANGRE Con Reactivo de Marquís Se debe realizar en medio anhidro. En cámara de Conway: 2ml de muestra en compartimento externo y 2ml de tetracloruro de carbono en el interno se agita suavemente, se espera durante 2 horas. Se retira el tetracloruro se coloca en tubo y se realiza la reacción con el reactivo de Marquís. Rvo de Marquís: sol de formol al 10% en SO4H2 (c), preparar en recipiente con hielo en el momento de usar. 2ml del tetracloruro de carbono + 2 ó 3gtts. de Rvo. de Marquís


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II. CUANTIFICACIÓN

1) METABOLITO: Ácido hipúrico. Ver BENCENO 6. CLORADOS

I. REACCIÓN DE ORIENTACIÓN 1) Test de Fujiwara para clorados: para ORINA O SANGRE

DESPROTEINIZADA. Para tricloro compuestos (hidrato de cloral, cloroformo, tricloroetileno, dicloralfenazona)Esta reacción se realiza con blanco y testigo de ácido tricloroacético

a. En tres tubos agregar respectivamente (i) 0.5ml de muestra (ii) 0.5ml de agua (muy importante hacerlo!! (iii) 0.5ml de ácido tricloroacético (10mg/l)

b. Agregar A CADA TUBO 1ml de Na(OH) (5molar) + 1ml de piridina c. Agitar suavemente y colocar en BM hirviente por 2 minutos.

POSITIVO: color rojo/púrpura en la capa piridínica (superior) de los tubos a y c, el blanco b no debe cambiar de color.

7. BENCENO

I. CUANTIFICACIÓN

1) Investigación de Acido HIPÚRICO en ORINA.

Reactivos

a. Ácido clorhídrico (0.05mol/l). b. Rvo. Dimetilaminobenzaldehido: p-Dimetilaminobenzaldehido (40

g/l) en anhídrido acético que contiene algunos cristales (cerca de 0.5g) de acetato anhidro del sodio.

c. Cloruro de sodio (sólido). d. Silicona precipitada. e. Estándares

(i) Orina como blanco (ii) Orina a la cual se ha agregado ácido hipúrico en las

siguientes concentraciones 0.2, 0.5, 1.0 y 2.0 g/l. Todas las muestras se deben preparar a partir de un espécimen de la orina. Estas soluciones son estables para 1 mes si están almacenadas en 4°C en la oscuridad.

Método a. Ajustar el pH de 1.0ml de muestra o del estándar a 2 con el ácido

clorhídrico 0.05mol/l, y agregar el cloruro de sodio hasta saturación.


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b. Agregar 2ml de éter dietilico: metanol (9: 1), se agita en vortex 1 minuto y luego se centrifuga por 5 minutos.

c. Pasar la capa etérea a un tubo limpio y re extraer la fase acuosa con 2ml más de éter dietílico: metanol (9: 1).

d. Combinar los extractos etéreos y agregar 1ml a 0.5 g de la silicona precipitada en un tubo limpio.

e. Dejar evaporar el solvente debajo de una corriente del aire o del nitrógeno comprimido.

f. Agregar 3ml de reactivo de dimetilaminobenzaldeido, y calentar en un bloque de la calefacción a 135°C por 5 minutos.

g. Enfriar, agregar 4ml de metanol, agitar con vortex 1 minuto y centrifugar por 5 minutos.

h. Recuperar el extracto metanólico y pasar a un tubo limpio y re extraer la silicona con 4ml más de metanol.

i. Combinar los extractos metanólicos y medir la absorbencia en 460 nanómetro contra el extracto en blanco de la orina.

Resultados Preparar un gráfico de calibración con las lecturas de las soluciones de ácido

hipúrico estándares y calcular la concentración ácido hipúrico en la muestra. Es importante utilizar una porción de la misma orina para preparar los

estándares y el blanco, puesto que la excreción del hipurato varía con el consumo de productos que utilicen benzoato, según lo indicado arriba. Sensibilidad

Hipurato, 0.1 g/l.

8. NITRO DERIVADOS, Determinación de METAHEMOGLOBINA

I. REACCIÓN DE ORIENTACIÓN 1) Reacción de DILUCIÓN

Con niveles importantes se ve sangre color chocolate que no cambia a rojo – rosa incluso luego de 10 minutos de contacto con el aire.

2) Con CIANURO DE POTASIO El cambio inmediato del color chocolate de una dilución 1/100 de sangre por el agregado de un cristal de cianuro de potasio es un indicio de metahemoglobinemia.

II. CUANTIFICACIÓN

1) Método ESPECTROFOTOMÉTRICO

Los métodos de cuantificación se basan en que lla hemoglobina presenta un máximo de absorción a 522nm y la metahemoglobina a 578nm. Se realizan lecturas a ambas longitudes de onda de un hemolizado desconocido y un control al que se le agrega ferricianuro de potasio para llevar toda la hemoglobina a metahemoglobina.

Materiales

a. Sangre heparinizada (5ml) del paciente y normal para control b. Solución fisiológica


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c. Buffer fosfato 0.01 M pH 6.5 d. Tubos de hemólisis e. Ferricianuro de potasio (en cristales)

Técnica Lavar los hematíes (paciente y control) 3 veces con solución fisiológica. Suspender 20µl de hematíes lavados en 3ml de buffer fosfato Agitar vigorosamente y luego de 5 minutos colocar 10 minutos en heladera 10 minutos. Retirar y centrifugar 10 minutos a 3000rpm Separar 1ml del sobrenadante y diluir con 2ml de buffer fosfato Leer absorbancia de ambos hemolizados (paciente y control) a 522 y 578 usando como blanco el buffer Añadir al hemolizado control 1 – 2 microcristales de ferricianuro de potasio y leer a 522 y 578nm. Esta lectura corresponde al 100 % de metahemoglobina Tanto para la muestra del paciente como la del control (antes y después de añadir ferricianuro de potasio) calcular la relación A578/A522. Interpretación de los resultados 1. El valor R correspondiente al control sin ferricianuro de potasio se le asigna un valor de metahemoglobina 0 % y se representa en el eje de las ordenadas (Y) de una hoja de papel milimetrado. El valor R del control con ferricianuro se representa en el eje de las abscisas (X) asignándole un valor de 100 % de metahemoglobina. Se traza una recta que una ambos puntos. 2. Si el R de la muestra es igual o superior al control sin agregado de ferricianuro significa que la muestra carece de metahemoglobina 3. Si el R de la muestra es inferior se calcula el % de metahemoglobina de la muestra trazando una paralela al eje de abscisas desde el valor situado en el eje de ordenadas hasta la recta patrón y de ahí una perpendicular al eje de abscisas que dará el resultado.

2) PARAAMINOFENOL: metabolito.

Determinación de paraaminofenol en orina Se utiliza ácido tricloroacético para precipitar las proteínas y se determina la cantidad de paraaminofenol en una alícuota de sobrenadante mediante el agregado de fenol para formar el complejo fenol-indofenol de color azul que se mide espectrofotométricamente a 640nm.

B. TÓXICOS METÁLICOS

EXTRACCIÓN Y REACCION DE ORIENTACIÓN GENERAL Ensayo de Reinsch: para arsénico, antimonio, bismuto y mercurio

Esta técnica fundamentada en la electrólisis, proporciona un método de rápida detección y separación, para posterior identificación y determinación de los elementos: arsénico, antimonio, bismuto y mercurio, con una sensibilidad del orden de los 10µg. Pueden interferir: selenio, teluro y azufre, por lo que insistimos solo debe aprovecharse para la SEPARACIÓN , debiendo realizarse después ensayos específicos de identificación.


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Este método es importante porque • Permite revelar pequeñas cantidades de los tóxicos más

comunes e importantes en toxicología. • Puede ser aplicable a materia orgánica como vísceras, pero

también a orina, contenido gástrico, vómitos, bebidas, alimentos, etc., ANTES de realizar la destrucción de los mismos y así orientar las operaciones analíticas a seguir.

TÉCNICA:

a. el material se desmenuza si es sólido, y se coloca en erlenmeyer, se agrega ClH al 10% (V/V) en cantidad suficiente.

b. Se incorpora en el recipiente, una laminilla de cobre electrolítico de 1cm2, o un alambre grueso de cobre de 2 – 3mm de diámetro y 150m de longitud que se enrolla sobre un lápiz para obtener una espiral, que se ha tratado previamente con ácido nítrico 2N puro hasta que quede limpio y brillante, para eliminar impurezas y óxidos superficiales, se enjuaga con agua destilada, se pasa por alcohol para desgrasar y se seca con toalla de papel.

c. Se cuelga la laminilla o la espiral desde la boca del material de vidrio y se coloca a BM hirviente una hora, se saca la laminilla y se observa si ha sufrido alguna modificación en su color y aspecto.

d. El depósito obtenido se disuelve en ácido nítrico y se somete la dilución a análisis de cationes.

e. Existen también reacciones que se realizan directamente con la lámina o el espiral de cobre que son rápidas pero menos seguras como es el ensayo de Gutzeit para arsénico.

RESULTADO:

a. Si el cobre mantiene su brillo y color primitivo puede deducirse que no hay tóxicos, o los hay en tan pequeña proporción que no puede revelarse con esta técnica. No obstante aunque no se observe a simple vista se puede seguir con la investigación analítica, hay tóxicos como el As, puede no verse nada e igual presentarse rastros.

b. Si el cobre toma aspecto plateado, se debe a mercurio; si la coloración es negra puede deberse a: arsénico, antimonio, bismuto, selenio, teluro o azufre (que puede proceder de la descomposición de la materia orgánica). Por diferencia de pesadas podríamos tener el resultado cuantitativo (electro gravimetría).

1. ARSÉNICO

I. REACCIONES DE ORIENTACIÓN

1) Reacción de Bougault: Se puede realizar disolviendo una parte de las cenizas obtenidas en la mineralización con destrucción orgánica por vía seca, con ClH puro y filtrar por algodón de vidrio.


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REACTIVO

Hipofosfito de Na 10gr Agua destilada 10ml ClH puro 100ml

La reacción se basa en la acción fuertemente reductora del ácido hipofosforoso en medio clorhídrico que separa As°, se visualiza como precipitado negro. 2) Reacción de Bettendorf: es una reacción semejante a la anterior pero usa como

reductor el Cl2Sn en medio clorhídrico. REACTIVO: se debe preparar en el momento de usar. Cl2Sn 10gr ClH puro 100ml

II. REACCIONES DE CERTEZA

1) Método de Gutzeit Se puede realizar en la laminilla usada para la reacción de Reinsch o en la solución proveniente de la mineralización sulfo- nitro – perclórica. FORMACIÓN DE ARSENAMINA. Reactivos:

- ClH purísimo - Cl2Sn al 40 % en ClH al 60 % en vol. - Zn puro - NO3Ag puro - Papel impregnado y seco en sol. Alcohólica de Cl – o Br- mercúrico al 5% cortar en

franjas para adaptar al tubo C

C B: algodón impregnado de acetato de Pb A: Erlenmeyer Procedimiento: en el erlenmeyer A colocar 25 ml de agua destilada y 10 – 12 ml de ClH, incorporar 0.5 ml de Cl2Sn y mezclar bien; agregar 10 a 12 granallas de Zn° y adaptar la columna de vidrio B que contiene algodón impregnado en acetato de Pb. Cubrir la abertura superior del tubo B con un trozo de papel de filtro sobre el que se colocan unos cristales de nitrato de Ag ° y dejar desprender H durante 5 minutos como mínimo; los cristales no deben presentar color amarillo ( ensayo blanco) Introducir rápidamente la laminilla de Cu y después de unos minutos se observará, de existir As que el nitrato de Ag adquiere color amarillo que se intensifica progresivamente hasta hacerse amarillo canario. Retirar el papel con los cristales y adaptar rápidamente el tubito que contiene el papel de Br 2 Hg para captar la arsenamina restante y disponer así de


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otro ensayo de identificación. Depositar 1 gota de agua sobre los cristales y se observará de inmediato que el color amarillo desaparece y se hace negro (Agº) Interpretación del proceso de separación del As mediante el ensayo de Reinsh y su identificación con la técnica de Gutzeit.

El elemento de As puede hallarse en el material parcialmente disuelto como Ac arsenioso o en fina suspensión como trióxido.

As2O3 + 3 H2O ⇔ 2 As O3H2 - + 2 H+

Depósito sobre Cu 2AsO3H2

- + 6 Cu ° + 8 H+ → As2 Cu3 + 6 H2O + 3 C u++

As2O3 + 6 Cu ° + 6 H+→ As2 Cu3 + 3 H2O + 3 C u++

Al introducir la laminilla con el depósito de arseniuro en el dispositivo de Gutzeit se desprende AsH3 que es arrastrada mecánicamente por el H, e incide sobre el nitrato de Ag.

As2 Cu3 +6 H +→ 2 As H3 + 3 Cu+ 2 H+ + Zn °→ Zn++ + H2 AsH3 + 6 NO3Ag → As Ag3. 3 NO3Ag (amarillo) + 3 NO3

- + 3 H+

El complejo amarillo se descompone por hidrólisis y aparece color negro (óxido – reducción interna) As Ag3. 3 NO3Ag (amarillo) + 3 H2O→ AsO3H2

- + 3 NO3- + 3 H+ + 6 Ag

2. TALIO


1) TECNICA DE KOVARIN-MOUCKA Puede realizarse en forma directa (orina) o sobre el producto de la mineralización. A 2 ml de la solución acuosa – sulfúrica del mineralizado obtenido por vía húmeda, o bien, a 2ml de orina, agregar 2 gotas de ClH puro y 5 gotas de agua de Br a saturación. Agitar bien y dejar reposar durante 2 minutos. Reducir el exceso de Br por agregado de 5 gotas de solución acuosa de ácido sulfosalicílico al 20 % agitando enérgicamente después del agregado de cada gota (no debe percibirse olor a Br). Agregar 2 – 3 ml de benceno y luego 2 gotas de violeta de metilo en solución acuosa al 0.2 %. Agitar enérgicamente y dejar separar: en presencia de Tl la capa bencénica superior adquiere color azul – violeta a violeta de intensidad variable. Es importante ensayar el benceno (blanco) usando una solución acuosa – sulfúrica al 10 % en volumen. LA capa inferior acuosa adquiere color verde o amarillo de acuerdo con la acidez del medio, ya que el colorante se comporta como un indicador. Ensayo negativo: capa orgánica superior incolora, mientras el colorante queda en la fase inferir o acuosa. Ensayo positivo: El Tl es oxidado por el Br:

Tl+ + Br2 → Tl+3 + 2 Br- El Tl oxidado se compleja con el Cl – (agregado en forma de ClH)


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Tl +3 + 4 Cl- → Cl4Tl-

El ácido sulfosalicílico reduce el exceso de Br.

HO. O C – C6 H3 . OH – SO3 H + 2 Br2 → HO. O C – C6 H Br2 . OH – SO3 H + 2 BrH

El complejo (Cl4Tl-) origina el derivado que sigue, con el violeta de metilo, de color azul a azul – violeta. El violeta de metilo es una mezcla de los clorhidratos tetra, penta y hexametil p – rosanilina. Algunos autores recomiendan usar el violeta cristal como colorante, ya que es un compuesto puro (clorhidrato de exametilrosanilina). Este ensayo puede realizarse con otros colorantes derivados del trifenilmetano como el verde brillante y verde malaquita. Se ha visto que en las condiciones de mineralización el Au interfiere notoriamente, no así los elementos normales y otros que pueden estar presentes. 2) ENSAYO MICROCRISTALOSCÓPICO DE FAZIO Se puede realizar sobre mineralización previa o sobre orina directa. Técnica: Llevar 1 gota de solución mineralizada a portaobjetos y evaporar a sequedad a baja temperatura, repetir el agregado si fuera necesario y al residuo obtenido se le incorpora 1 gota de solución acuosa de tiosulfato da Na al 25 %, agitar con fina varilla de vidrio. Sin retirar la varilla hacer deslizar por la misma una gota de etanol de 96° que al difundirse provoca la aparición de un precipitado microcristalino en forma de finas agujas (tiosulfato de Tl, insoluble en etanol de 50 ° o de mayor graduación; efecto salino asociado imputable al exceso de reactivo). Los cristales son aciculares, birrefringentes, incoloros, aislados o en haces.

II. CUANTIFICACIÓN

1) METODO DE LA DITIZONA: Aplicable a la orina.

Reactivo a. Reactivo del cianuro. Disolver 1.6 g de hidróxido del sodio, 1.2 g de

tartrato de sodio de potasio y 1.36g de cianuro del potasio en 10 ml de agua.

b. Solución del Ditizona (250mg/l) en el cloroformo (recién preparado) Estándares

a. Orina como blanco. b. Orina a la cual se ha agregado una solución del acetato del talio en el

agua purificada (1.0-g/l) para dar concentraciones de ion talio de 0.1, 1.0, 5.0 y 10.0mg/l.

Método a. Agregar 1 ml de reactivo de cianuro a 5 ml de muestra o al estándar

en un tubo de vidrio de 10ml tapado agitar en vortex por 10 segundos.


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b. Agregar 2 ml de solución del ditizona, agitar con vortex por 1 minuto, y centrifugarlos por 5 minutos.

c. Desechar la capa superior, acuosa y filtrar el extracto del cloroformo a través del papel de filtro en tubo limpio.

d. Medir la absorbencia del extracto en 480 nanómetro contra un extracto en blanco de la orina.

Resultados Un color rosado/rojo en la capa más baja del cloroformo indica la presencia

del talio en las concentraciones de 1mg/l o más. Construir un gráfico de la calibración de absorbancia contra la

concentración del talio en los estándares y medir la concentración del talio en la muestra.

Un número de iones del metal pueden interferir en este análisis. El espectrofotómetro de absorción atómica es necesario para medir el talio

definitivo. Sensibilidad

Talio, 0.1mg/l. Interpretación clínica

La intoxicación aguda con las sales de talio puede conducir a la estasis gastrointestinal, mientras que la intermedia y los últimos efectos pueden incluir disturbios de los sistemas nerviosos periféricos y centrales, del sistema cardiorrespiratorio, de ojos y de la piel. El cuero cabelludo y la pérdida facial del pelo es una muestra típica del envenenamiento del talio.

Los pacientes con concentraciones urinarias de talio que exceden 0.5mg/l deben ser tratados con potasio ferrohexacyanoferrate (azul prusiano; ver la tabla 6) hasta que la excreción urinaria del talio está debajo de 0.5mg/día.

C. TÓXICOS ORGÁNICOS FIJOS


Todas estas reacciones son en ORINA SIN EXTRACCIÓN PREVIA 1) ANALGÉSICOS

a. ACETAMINOFENO (PARACETAMOL) directo en ORINA. Hacer orina normal en paralelo.

(i) 1ml de orina problema + 3gtts. ClH concentrado colocar en BM a ebullición 10 minutos y enfriar.

(ii) 200µl del hidrolizado del paso anterior + 1ml H2O (iii) Agregar 0.5ml de O-Cresol (al 5% en agua) + 1gtt. Na(OH) al 10%; agitar

RESULTADO: POSITIVO (sobredosis): azul NEGATIVO: celeste.


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b. SALICILATOS

(i) Reacción Cualitativa directo en ORINA 1/2ml de orina + Cl3Fe al 5% en H2O se agrega gota a gota agitar RESULTADO: POSITIVO para compuestos fenólicos cuando da violeta fugaz al agregado de cada gtt. (Novalgina da negativo).

(ii) Reacción Cuantitativa: se realiza en ORINA, SUERO O PLASMA. MÉTODO DE TRINDER: precipita las proteínas con HgCl2 y ClH y dosa el color que aparece cuando el salicilato es acomplejado por el ión Fe3+ como nitrato férrico.

Reactivo de Trinder: Disolver 40gr de cloruro mercúrico en 840 ml de agua destilada por calentamiento adecuado; enfriar y luego agregar 120 ml. de ácido clorhídrico 1N; incorporar 40 gr. de nitrato férrico cristalizado y después de su disolución llevar a 1 litro. Solución Stock de Salicilato de Sodio : 100 mg, de ión Salicilato por 100 ml Disolver 580 mg. de la sal en agua destilada y se completa luego a 500 ml. Conservar por el agregado de unas gotas de cloroformo y mantener a 4ªC. Soluciones testigos de ión Salicilato: 25, 50, y 75 mg. por 100 ml • T25 : Tomar 25 ml de la solución Stock y llevar a 100 ml con agua destilada • T50 : Tomar 50 ml de la solución Stock y llevar a 100 ml con agua destilada • T75 : Tomar 75 ml de la solución Stock y llevar a 100 ml con agua destilada Estas soluciones se conservan de la misma manera que la solución Stock. TÉCNICA En 5 tubos de centrífuga colocar respectivamente 0.5 ml de agua destilada, T25, T50, T75 y sangre. Agregar 5 ml de reactivo de Trinder. Mezclar por agitación y centrifugar para separar el precipitado en el tubo de sangre. Determinar la densidad óptica a 540nm. Llevar a cero con blanco de reactivos. Con los valores obtenidos construir el gráfico de calibración. Por interpolación se obtiene el valor de la salicilemia. Otra forma de determinarlo es directamente con los testigos más próximos al valor del problema, sacando un factor. FACTOR APROXIMADO = 116 INTERPRETACIÓN Por este método se consideran valores dentro de los niveles terapéuticos concentraciones de salicilatos de hasta 25mg/ 100 ml


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Concentraciones : entre 30 y 50mg % se considera salicilismo suave de 50 a 80mg % intoxicación moderada más de 80mg % intoxicación severa. Existe una susceptibilidad individual que sitúa la dosis mortal de los salicilatos entre 3 y 10 gr. dependiendo lógicamente de la edad. La salicilemia suele alcanzar un valor crítico en sangre con 30mg % pero es necesario extrapolar esta cifra en el momento de la ingestión, pues a medida que pasa el tiempo hay una curva exponencial que disminuye la salicilemia en un 50 % durante las 24 primeras horas. Quiere decir que 30mg % de Salicilato a la hora de ingerido, tendrá un mejor pronóstico que la misma cantidad 4 horas después.

1. ANTISICÓTICOS y ANTIDEPRESIVOS Tricíclicos ANTISICÓTICOS (Clorpromazina, Fluoperazina), y ANTIDEPRESIVOS Tricíclicos (Triptilina, Nortriptilina, Amitriptilina).

1) Se realiza con Reactivo De FORREST:

• Solución acuosa de Bicromato de potasio (2g/l): 25ml. • Solución de ácido sulfúrico en agua (300ml/l): 25ml. • Solución de ácido perclórico acuosa (200g/Kg.): 25ml. • Solución acuosa de ácido nítrico (500ml/l): 25ml

TÉCNICA: Muestra de orina 0.5ml + 1ml de reactivo de Forrest agitar unos segundos. RESULTADOS: POSITIVO: De color amarillo verdoso que pasa a VERDE

OSCURO O AZUL

2. HERBICIDAS (Paraquat y Dicuat) en ORINA, o en líquidos que envíen al laboratorio. 1) Reactivo: Ditionito alcalino, preparación en el momento, siempre usar un testigo.

• Solución acuosa de NH4 (OH) (2mol/l) 0.5ml • Ditionito sódico al 1% en la solución alcalina de amonio.

TÉCNICA: 1ml de orina + 1ml de reactivo de DITIONITO ALCALINO agitar

RESULTADOS: PARAQUAT POSITIVO: color azul celeste, azul oscuro.

DIQUAT POSITIVO: amarillo verdoso, es insignificante al lado del positivo de paraquat.


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3. Compuestos NITROGENADOS en general y ALCALOIDES

1) Test de Marquis

El reactivo de Marquis se prepara mezclando 1 volumen de formol con 9 volúmenes de sulfúrico concentrado y un gran número de compuestos reaccionan con él para dar una escala de colores que prácticamente cubren el espectro.

Se trabaja en tubo o placa de toque.

Resultados:

• rojo: fenilefrina, tranilcipromina • naranja: adrenalina, anfetamina, tetraciclina • amarillo: clordiazepóxido (librium), lorazepam, colchicina • azul: clofibrato • violeta: codeína, morfina, nalorfina, promazina • marrón: doxepina, ergotamina, LSD, naproxeno

2) Con Reactivo de Mayer (solución de yodomercuriato de potasio): Reacción de precipitación, se realiza en placa de toque.

Reactivo: Cloruro mercúrico 1.35g. Yoduro de potasio 4.98g. Agua destilada csp 100ml En placa de toque_________Una pizca de polvo más dos ó tres gotas de reactivo Resultado: hacer testigos de cada uno.

3) Con Reactivo de Dragendorff (solución de yodobismutato de potasio): En placa de toque_________Una pizca de polvo más dos ó tres gotas de reactivo Resultado: hacer testigos de cada uno.

4) Con solución saturada de ácido pícrico: En portaobjeto_________Una pizca de polvo más dos ó tres gotas de reactivo Resultado: hacer testigos de cada uno. Cristales característicos.

6. METABOLITOS URINARIOS de DROGAS DIVERSAS Muestra biológica usada: ORINA. Se investigan generalmente los METABOLITOS de drogas de abuso: cocaína, marihuana, opioides, metadona, anfetaminas, benzodiazepinas, barbitúricos, etc. Los métodos más usados son: enzimoinmunoanálisis, inmunoensayo de polarización fluorescente (FPIA). Son excelentes métodos, muy rápidos, que no requieren extracción ni ningún tratamiento previo, ideal para los ingresos en las guardias de hospitales y se quiere descartar intoxicación por drogas.


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1) INMUNOENSAYO DE POLARIZACIÓN FLUORESCENTE (FPIA): existen diferentes aparatos comerciales, nosotros tenemos el TDX de Laboratorio ABBOT, es excelente y permite dosar semicuantitativamente drogas de abuso (las habituales como cocaína, marihuana, opioides, anfetaminas y también psicofármacos como benzodiazepinas y barbitúricos) en ORINA.

También permite el seguimiento de tratamientos con los psicofármacos nombrados y otros como carbamazepina, antidepresivos tricíclicos, etc TODOS éstos en SUERO.

2) ENZIMOINMUNOANÁLISIS: el más conocido en nuestro medio es el

TRIAGE, pero hay muchas marcas, además vienen para múltiples drogas, o para investigar una sola, eso se maneja según las necesidades de cada laboratorio. Son cajitas o tiritas semejantes a las que se usan para los tests de embarazo.

7. DROGAS DIVERSAS

CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA

Esta técnica, cuando no tenemos otro métodos con tecnología de última generación

para realizar exámenes de certeza, se puede transformar en tal cuando realizamos una corrida general para ácidos ó básicos tipo screening primero y luego una corrida específica para cada sustancia, SIEMPRE con TESTIGOS, y si se puede en dos solventes diferentes para tener dos rf cada uno con su testigo.

1) EXTRACTO ÁCIDO

a. DROGAS: barbitúricos, aspirina. MUESTRA: Llevar la orina, el contenido gástrico, el suero o el material a estudiar a pH ácido con ácido tartárico solución saturada, centrifugar, colocar 3ml en columna extrelut rotulada, una vez absorbida esperar 15 minutos y eluir con éter etílico, éter de petróleo (50:50), llevar a sequedad y retomar con 100µl de etanol.

a SOLVENTE DE CORRIDA: cloroformo - acetona (4:1) REVELADORES:

Para aspirina: Cl3Fe al 5%. Para barbitúricos: El más sencillo sol. acuosa de MnO4K2. Secuencial: Acetato de cobalto en metanol una pizca. Li(OH) en metanol. A estufa: barbitúricos: color violeta.


Siembra aspirin

Siembra barbitúricos

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b. PESTICIDAS 1) Reacción de orientación:

EN SUERO: REACCIÓN DE PSEUDOCOLINESTERASA, con kits comerciales. EN GLÓBULOS ROJOS: COLINESTERASA ERITROCITARIA 2) Reacciones de certeza: CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA. Se debe realizar un EXTRACTO ÁCIDO, los fosforados y clorados se recuperan en extracto neutro, pero se extraen perfectos en medio ácido junto a los carbamatos.

. MUESTRA: orina, contenido gástrico, o cualquier líquido que llegue al laboratorio. Llevar la muestra a pH ácido con ácido tartárico solución saturada, centrifugar, colocar 3ml en columna extrelut rotulada, una vez absorbida esperar 15 minutos y eluir con éter etílico, éter de petróleo (50:50), llevar a sequedad y se retoma con acetona 100µl. En el caso de sangre y bilis cuando se agrega el ácido se hace una pasta por lo que primero debe agregarse agua a una cantidad de muestra medida, llevar a 15ml para usar una de las extrelut grandes y recién dar el pH, luego centrifugar y usar el sobrenadante para colocar en la columna de 15 ml, rotulada, esperar 15 minutos y eluir con éter etílico, éter de petróleo (50:50), llevar a sequedad y se retoma con acetona 100µl.

SOLVENTE DE CORRIDA (Fase Móvil): solvente cuádruple hexano – ciclohexano – cloroformo – acetona (40:40:10:10)

REVELADORES: secuencial Observar con luz UV.

Solución de Cl de Pd al 5% en ClH al . (fosforados amarillos) Na(OH) al 10%: fosforados amarillos y marrones. Este paso ES OBLIGATORIO. Para nitro benceno/tetra/fluoroborato una pizca en etanol – dietilénglicol (9:1). Carbamatos, violetas o azules.

2) EXTRACTO ALCALINO

Para benzodiazepinas, cocaína, marihuana, anfetaminas, antidepresivos, antisicóticos y cualquier droga alcalina., también ESTRICNINA. TRABAJAR CON TESTIGOS. MUESTRAS: orina, contenido gástrico (tener en cuenta que es lo NO absorbido), sangre, líquido pericárdico, soluciones del lugar del hecho, etc.

Los comprimidos y polvos (ej: “ravioles”) no hace falta llevar el pH a alcalino, se pulverizan, se disuelven en un poco de acetona y se siembran.

Llevar a pH 10 u 11 con NH4(OH), centrifugar, colocar 3ml en columna extrelut rotulada, una vez absorbida esperar 15 minutos y eluir con cloroformo. Llevar a sequedad y retomar con 100µl de acetona. SOLVENTE DE CORRIDA (Fase Móvil): metanol – amoníaco (100+1.5). REVELADORES: secuencial 1- Observación con UV: se observa con UV. Las benzodiazepinas se ven celestes

fluorescentes en la parte superior de la placa, van casi con el solvente de corrida.



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2- Acidificar con ClH: Secar la placa y observar al UV.

Si se corrió con METANOL-AMONÍACO se acidifica rociando con ClH al 10%.

3- Con NQS (Nafto Quinón Sulfonato de Sodio): se prepara con un poquito de droga y agua.

4- Con IODOPLATINATO:

Solución 1: iodoplatinato 1gr Agua 20ml

Solución 2: yoduro de potasio 18gr Agua csp 180ml Se mezclan las soluciones 1 y 2, agregar 400ml de agua destilada y guardar en frasco color caramelo.

5- Con CLORURO FÉRRICO: 6- Con reactivo de DRAGENDORFF: Suspender 5gr de oxicarbonato de bismuto en 50ml de agua destilada Agregar 10ml de ClH concentrado Luego 25gr de yoduro de potasio

marcha toxicologica

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