Supervisión de la edición en lengua española

Xavier Fuentes ArderiuPresidente de la Comisión/Comité de Nomenclatura, Propiedades y Unidades de la Unión Internacional de Química Pura y Aplicada/Federación Internacional de Química Clínica.Presidente del Grupo de Trabajo sobre Terminología y Nomenclatura en Química Clínica en Lengua Española de la Federación Internacional de Química Clínica.

Traducción

María Dolores Vivancos SanzLicenciada en Ciencias Químicas, especialidad Bioquímica.

José Antonio Noguera VelascoEspecialista en Análisis Clínicos.

NotaLa terminología científica usada en la presente edición es la recomendada por la Federación Internacional de Química Clínica y por la Unión Internacional de Química Pura y Aplicada. La traducción se ha hecho de acuerdo con el Diccionario inglés-español de Ciencias de Laboratorio Clínicopublicado por el Grupo de Trabajo sobre Terminología y Nomenclatura en Química Clínica en Lengua Española de la Federación Internacional de Química Clínica(http://www.leeds.ac.uk/medicine/ifcc/dict/spandict.html)

© 1996 by GIT VERLAG GMBHD-64220 Darmstadtd, P.O.B. 110564Reservados todos los derechos, específicamente de reproducción, plagio, artísticos y científicos fijados en cualquier tipo de soporte, sin la preceptiva autorización, de acuerdo con la Ley vigente.Front Cover: Fractal image from Mandelbrot’s non linear mathematics.Stephen Johnson; Tony Stone Bilderwelten 80469 MünchenTypesetting: GIT VERLAG, 64220 DarmstadtPrinting: Frotscher Druck, 64295 DarmstadtPrinted in Germany 1996ISBN 3-928865-22-6

I

Nota biográfica

Dr. Walter G. Guder

El Dr. Guder es Profesor de Química Clínica de la Universidad - Ludwig-Maximilians de Munichy Director del Instituto de Química Clínica, Hospital Comunitario Bogenhaus de Munich. Des-pués de estudiar medicina en Colonia, Tübingen y Munich, completó su tesis doctoral (MD) so-bre «La regulación de HMG-CoA-reductasa por las hormonas tiroideas». Su educación de post-grado y la habilitación la obtuvo en el Instituto de Química Clínica y en la Unidad deInvestigación de Diabetes de Munich-Schwabing, dirigido por O.H. Wieland.

Actividades científicas: Heterogeneidad bioquímica del hígado y del riñón; estrategias diagnósti-cas en las enfermedades renales; variables preanalíticas y garantía de la calidad.

El Dr. Guder ha sido Presidente de la Sociedad Alemana de Química Clínica y es actualmentePresidente del grupo de trabajo sobre la fase preanalítica. Es miembro de consejo de redaccióndel European Journal of Clinical Chemistry and Clinical Biochemistry (actualmente denominadoClinical Chemistry and Laboratory Medicine).

Dr. Bernd Zawta

El Dr. Zawta es el Jefe del Departamento de Apoyo Científico al Cliente y Relaciones Públicas deBoehringer Mannheim GmbH. Estudió química en la Universidad Técnica, Dresden, donde su te-sis doctoral versó sobre «La cromatografía de las hormonas esteroides». Desde 1967 a 1976fue Jefe del Laboratorio Clínico del Hospital Weisser Hirsch de Dresden y entre 1976 y 1986 Je-fe del Laboratorio del Blasewitz-Policlinic de Dresden.

Actividades científicas: Cromatografía de esteroides, economía en las ciencias del laboratorio clí-nico, normalización de la medición de la actividad enzimática, libro sobre la fase preanalítica.

El Dr. Zawta sirvió como consultor de la OMS en Mongolia en 1985.

Dr. Hermann Wisser

El Dr. Wisser, MD, PhD, es Profesor de Bioquímica en la Universidad de Stuttgart. Es el Directordel Departamento de Química Clínica en el Hospital Robert-Bosch en Stuttgart y Presidente de laJunta Médica de la misma institución.

El Dr. Wisser se graduó en la Facultad de Medicina en Marburg y Göttingen y obtuvo su docto-rado (PhD) en la Universidad de Mainz.

Actividades científicas: El Dr. Wisser tiene un gran interés en diversos aspectos de la bioquímicaclínica. La mayoría de su trabajo científico se dedica a investigar sobre el sistema adrenérgico,desde el análisis de catecolaminas hasta la biología molecular de la señal de transducción.

El Dr. Wisser ha sido Presidente de la Sociedad Alemana de Química Clínica y es miembro ho-norario en diversas sociedades de química clínica.

Dr. Sheshadri Narayanan

El Dr. Narayanan es Profesor Clínico de Patología en el New York Medical College-Metropoli-tan Hospital Center, de la ciudad de Nueva York. Se graduó en la Universidad de Bombay, In-dia como Licenciado en Ciencias en Química y Botánica. Obtuvo sus grados de master (MSc) ydoctor (PhD) en Bioquímica en la Facultad de Medicina de Nueva York, Nueva York, N.Y.

Actividades científicas: Publicaciones sobre la fosfatasa alcalina, la creatinina, la lipoproteína x,los errores preanalíticos para una gran diversidad de magnitudes biológicas, incluyendo fallosen el uso de procedimientos de biología molecular en el laboratorio clínico. Sus actividades edu-cativas incluyen conferencias en reuniones nacionales e internacionales y capítulos de libros so-bre principios y aplicaciones de la instrumentación del laboratorio clínico.

Es diplomado de la Junta Americana de Química Clínica y está autorizado para actuar como Di-rector Clínico de Laboratorio en todas sus áreas (química, hematología, coagulación, microbio-logía etc.) en los Estados de Nueva York y Nueva Jersey.

II

Los autores, partiendo de un conocimiento mutuo de muchos años, decidieron en 1992 re-sumir su experiencia de variables preanalíticas tras haber observado una contribución cre-ciente de estos factores a los resultados del laboratorio clínico. Acordaron resumir sus co-nocimientos de forma corta y comprensible con la aspiración de incrementar elconocimiento de estos factores entre todas las profesiones involucradas en la fase preanalí-tica del proceso diagnóstico del laboratorio. Esta idea fue apoyada generosamente porBecton Dickinson, Heidelberg, Alemania y Grenoble, Francia. A los autores les gustaríaagradecer encarecida y especialmente a Eckhard H. Reitz de la Sede Central Europea y H.Wolf, Heidelberg, su apoyo continuo al proyecto.

Después de acordar el estilo y los contenidos generales del libro en un primer encuentro delos autores junto con el director de la edición, los manuscritos fueron completados por losautores en un corto espacio de tiempo con la ayuda de muchos colaboradores y colegas.A los autores les gustaría dar las gracias especialmente a Heidrun Dürr, Heidelberg, KlausKrischok, Munich, Ulrich Wurster, Hannover. Gracias también a Ingrid Freina y PatrickBernhard, Munich, Caroll Perello, Nueva Jersey, Kerstin Geiger, Mannheim, Annelies Frim,Stuttgart por su experta ayuda de secretaría. David J. Purnell, Plymouth, Wolfgang Heil,Wuppertal, y James Brawley, Gaiberg/Heidelberg que apoyaron en gran medida nuestrotrabajo con la lectura crítica de los manuscritos. La experiencia y el generoso apoyo deleditor, especialmente J. P. Matthes y Anke Arnold que nos permitió presentar este libro enun tiempo relativamente corto.

Los autores esperan que este manual sea útil para todas las profesiones involucradas en laorganización y realización de las distintas etapas de la fase preanalítica. Ellos se sentiríancompensados si esto ayudase a mejorar la calidad del cuidado al paciente mediante el co-nocimiento creciente de la influencia de las variables preanalíticas en el proceso diagnósti-co del laboratorio.

Walter G. Guder Sheshadri Narayanan Hermann Wisser Bernd Zawta

julio 1996

Agradecimientos

III

Muestras: del paciente al laboratorio

Impacto de las variables preanalíticas sobre la calidad de los resultados de laboratorio

Nota biográfica .......................................................................................... I

Agradecimientos ........................................................................................ II

Contenidos ................................................................................................ III

Prefacio, por Donald Young, Philadelphia .................................................. VII

Sueño y realidad -Un caso introductorio ............................................ 02

Influencias biológicas

Algo inevitable – Influencia de la edad, el género, la raza y el embarazo ...................... 06

Hábitos variables – Influencias que pueden ocasionar variaciones (dieta, ayuno, ejercicio, altitud) ............................................................................ 08

¿Puedo tomar un café, fumar o beber antes de la extracción de sangre? – Estimulantes y drogas adictivas como factores de influencia biológica .. 12

Recogida de la muestra

¿Cuándo se debe hacer el examen de laboratorio clínico? – Momento adecuado para tomar la muestra ........................................ 14

¿Toma de muestras durante la terapia de infusión venosa? –Impacto de la secuencia de procedimientos diagnósticos y terapéuticos ................................................................................ 16

¿La toma de muestras en posición supina o vertical? –Efectos de la postura y torniquete .................................................... 18

¿Qué sitio se debe elegir para la extracción de sangre? – flebotomía, punción arterial y toma de muestras desde catéteres .......... 20

Obtención de sangre por punción cutánea – La extracción capilar ........ 22

¿Confundió el laboratorio mi muestra? – Métodos de identificación de muestras .............................................. 24

Una muestra preciosa – El Líquido cefalorraquídeo ............................ 26

Contenidos

IV

Una muestra que está casi siempre disponible – Orina y saliva como muestras diagnósticas .......................................... 28

¿Plasma o suero? – Diferencias a considerar ...................................... 32

¡Saque un tubo violeta! – Aditivos y códigos de color ........................ 34

Transporte y almacenamiento

Envíeme una muestra – Efectos de tiempo y temperatura durante el transporte.......................... 36

Transporte de muestras – Reglamentación legal para el envío de muestras ................................ 38

Como mantener una muestra «fresca» – El almacenamiento de muestras en el laboratorio .............................. 40

Preparación de las muestras para su examen

¿Qué ha de hacerse a la llegada de una muestra? – Procesado, centrifugación y distribución de la muestra ........................ 42

¿Modo continuo o en serie? – Flujo de trabajo preanalítico y robótica ............................................ 44

Aspectos de seguridad durante la fase preanalítica – La eliminación de muestras, agujas, tubos y productos químicos .......... 46

Aspectos especiales de cada tipo de examen de laboratorio clínico

¿Qué se necesita antes de una transfusión de sangre? – Aspectos especiales en inmunohematología ...................................... 50

¿Por qué un tubo especial para los exámenes de la coagulación? – Aspectos especiales en hemostasiología ............................................ 52

¡Las células sanguíneas son sensibles! – Aspectos especiales de las mediciones hematológicas ........................ 54

¿Todo esto a partir de una gota de sangre? – Aspectos especiales en las mediciones bioquímicas ............................ 56

¿Tubos especiales para las magnitudes hormonales? – Factores preanalíticos en los procedimientos inmunoquímicos .............. 58

Las células de la sangre pueden proporcionar información importante – Aspectos especiales en los exámenes celulares .................................. 60

Como manejar genes – Aspectos especiales en los exámenes de biología molecular ................ 62

Cuando los gases se evaporan – Aspectos especiales para los gases en sangre y el ion calcio................ 66

Contenidos

V

El momento adecuado para los fármacos… – Aspectos especiales en la monitorización farmacoterapeútica .............. 68

Interferencias exógenas y endógenas

¿Pueden utilizarse las muestras turbias? – Efectos de la lipemia ...................................................................... 72

Un caso difícil – Dificultades con anticuerpos endógenos ............................................ 74

La muestra de suero está rojiza – El efecto de la hemólisis .................. 76

¿Tiene el laboratorio que conocer toda mi medicación? – Mecanismos y tratamiento de las interferencias por medicamentos ...... 78

¿Todo bajo control? – Garantía de la calidad de la fase preanalítica .................................. 80

Referencias ...................................................................................... 84

Glosario ...................................................................................... 92

Índice .......................................................................................... 97

Contenidos

MICROTAINER, SAFETY LOK y SAFETY FLOWson marcas registradas de Becton Dickinson and Company

VIIVII

n general, los resultados de los exámenes de laboratorio clínico constituyen un indicador mássensible del estado de salud de un paciente que lo que el propio paciente es capaz de contarsobre como se siente. Esto ha impulsado un interés creciente sobre el uso de los exámenes de la-boratorio clínico en el diagnóstico y tratamiento de la enfermedad. Las principales decisiones sobre

el tratamiento de un paciente se están tomando a partir de pequeños cambios en los datos de laborato-rio clínico. Así, la decisión de cambiar la dosis de un fármaco de un paciente se toma, frecuentemente,a partir de su concentración en el plasma.

Los laboratorios clínicos son conscientes desde hace tiempo de que muchos factores no relacionadoscon la enfermedad pueden afectar los resultados de los exámenes de laboratorio clínico. Estos incluyen,el efecto potencial de los fármacos, bien a través de un efecto sobre la función fisiológica de diversosórganos, o bien, a través de interferencias con un procedimiento de examen.

Mientras que el especialista de laboratorio clínico es consciente de la posibilidad de una interferenciaanalítica, los médicos clínicos son, en su mayor parte, ignorantes de estos efectos y de los recursos dis-ponibles para ayudar a interpretar correctamente los resultados del examen. Cuando esta informaciónno se da en el informe de laboratorio clínico, los médicos clínicos pueden mal interpretar los resultadosdel examen y tomar una decisión inadecuada con sus pacientes.

Las decisiones clínicas basadas en los resultados de los exámenes de laboratorio clínico se toman co-rrectamente solamente cuando las condiciones bajo las cuales se ha recogido la sangre u otras mues-tras, están adecuadamente identificadas y normalizadas, o cuando se reconoce y se tiene en cuenta lacarencia de normalización, al comparar con los valores previos de ese examen. Mientras los especia-listas del laboratorio clínico conocen los conceptos de variación intra - e interindividual y cómo afectana los datos de laboratorio, muchos de sus colegas no están familiarizados con la mayoría de ellos, ex-cepto las causas más obvias de diferencias en los valores de magnitudes biológicas, tales como el gé-nero y la edad.

Es importante un conocimiento adecuado sobre la variación intraindividual de los valores de una mag-nitud biológica, si se han de tomar decisiones clínicas apropiadas sobre un conjunto de datos seriados.Los nuevos conceptos de diferencias críticas o cambios de referencia son ahora importantes. Para unainterpretación apropiada de las, típicamente, pequeñas diferencias entre los valores de las magnitudesbiológicas obtenidos a partir de muestras sucesivas de pacientes, las variables que afectan los valoresde la magnitud biológica han de ser normalizadas allí donde sea posible, pero primero han de identifi-carse las variables pertinentes.

Estos son los puntos que impulsan la necesidad de revisar todos los factores relativos a las variablespreanalíticas. La publicación de este libro es, por tanto, particularmente oportuna. Los autores esperanllegar a un público más amplio que los especialistas de laboratorio clínico, quienes probablemente sonlos que están más familiarizados con muchos de los factores que afectan los resultados de los exámenesdel laboratorio clínico. Desde 1956, cuando Roger Williams publicó sus estudios pioneros sobre las di-ferencias entre las personas en un libro titulado «La individualidad bioquímica», los fisiólogos han esta-do interesados por las diferencias entre las personas. Ahora que tenemos un conocimiento más ampliode la influencia genética sobre el comportamiento y la fisiología humana y una mayor necesidad de ex-traer más información a partir de cambios pequeños en los valores de las magnitudes biológicas, la pu-blicación de un nuevo libro sobre las variables preanalíticas que contribuye al conocimiento de la va-riabilidad intra - e interindividual, es a la vez oportuna y bienvenida. Este libro está destinado, noexclusivamente a especialistas en ciencias del laboratorio clínico sino también a médicos, enfermeras ytodos aquellos involucrados en la cadena de sucesos que van desde la decisión de solicitar un examende laboratorio clínico hasta la interpretación de sus resultados. La aplicación apropiada de la informa-ción contenida en este libro debería conducir a un menor número de exámenes de laboratorio clínicoinnecesarios, a reducir los costos y a una mejor comprensión de los resultados.

Filadelfia, Abril 1996 Donald S.Young M.D., Ph.D.

Prefacio

E

Sueño y realidad

Se encuentra un nuevo paciente condiabetes mellitus

La Sra. Haseltine es una mujer de 56 añosque vive en un área rural. Consulta a sumédico de familia porque durante las dosúltimas semanas ha estado orinando conmás frecuencia de la habitual. También,ha disminuido su peso corporal, aunqueesta bebiendo más refrescos que nunca. Elmédico obtiene un resultado positivo parala glucosa en orina mediante una tira re-activa. Usando un «glucómetro», mide laconcentración de glucosa en una muestrade sangre de la yema del dedo, obtenidapor punción con una lanceta. La primeragota de sangre se limpia con una gasa. Enla siguiente gota, se mide la concentraciónde glucosa con el aparato, un proceso quedura unos 30 s. El resultado es de 15,6mmol/L (280 mg/dL), muy por encima dellímite superior del intervalo de referencia.A la Sra. Haseltine se le informa que pue-de tener diabetes mellitus y se remite al especialista en diabetes para el día si-guiente.

La muestra adecuada para el examenadecuado en el momento adecuado

El diabetólogo confirma el resultado obte-nido por el médico de familia utilizandouna muestra de sangre capilar tomada 1 hdespués del desayuno. A la mañana si-guiente (después de 12 h de ayuno), se ex-

traen al paciente dos muestras de sangrede la vena antecubital en tubos de vacío,uno, con un tapón de color violeta, conte-niendo EDTA, el otro, con un tapón verde,conteniendo heparina. Se informa a laSra. Haseltine que tiene diabetes mellitusde tipo 2 y que tendrá que seguir una die-ta con el fin de controlar su enfermedad.Se le invita a telefonear el día siguiente pa-ra obtener información sobre sus resulta-dos de laboratorio y para obtener consejoadicional.

Entretanto, la muestra de sangre con hepari-na se ha centrifugado para separar el plas-ma de los elementos celulares. Ambos tubosse envían al laboratorio clínico por mensaje-ro, en un recipiente especialmente diseñadopara guardar las muestras a temperaturaconstante. El laboratorio recibe las muestrasjunto con los datos del paciente y la hojade petición con las mediciones solicitadas:fracción de hemoglobina A1c; concentra-ción de las diferentes células sanguíneas dela muestra de sangre con EDTA; concen-traciones de ion potasio y creatininio en elplasma, que ha sido separado de las célu-las sanguíneas, del tubo que contiene hepa-rina.

El técnico de laboratorio identifica todaslas muestras comparando el nombre y elnúmero del código de barras con los de lahoja de petición. Entonces introduce la peti-ción en el sistema informático del laborato-rio. Las muestras se ponen en los analiza-dores con lectores de códigos de barraspara su identificación y la realización delas mediciones solicitadas. Se toma una alí-cuota de la muestra de sangre con EDTAdespués de haberse mezclado lentamentedurante 3 min sobre un agitador de rodillospara la medición de la fracción de hemo-globina A1c por cromatografía. El informede laboratorio clínico, mostrado en la Ta-bla 1- , se envía al especialista en diabe-tes a la mañana siguiente.

La Sra. Haseltine se presenta en el hospitalde su localidad con un informe del diabetó-logo informando al médico con todos losexámenes de laboratorio clínico realizados

1

02

Fig. 1-1

y los resultados obtenidos. Después de dosde semanas de tratamiento, la Sra. Hasel-tine ha aprendido a controlar su concentra-ción de glucosa en la sangre usando unpequeño «glucómetro». No necesitó nin-gún tratamiento adicional en los siguientesaños.

Esto es lo que puede suceder en larealidad.

La Sra. Haseltine va al médico de familiacon los mismos síntomas en las mismas con-diciones anteriores. En contraste con el resul-tado positivo de la tira reactiva para glucosaen orina, la concentración de glucosa en elplasma está cercana a los límites de referen-cia ((6,7 mmol/L)). El médico de familia, pa-ra jugar sobre seguro, envía nuevamente elpaciente al diabetólogo.

Una semana después, la Sra. Haseltine es lla-mada para una prueba de tolerancia a la glu-cosa. La única advertencia que se le da es quedebe ayunar la noche anterior a la prueba.Sin embargo, la Sra. Haseltine se despiertatarde, y pierde su cita de la mañana. Llega alconsultorio del diabetólogo al mediodía, ha-biendo tomado un tentempié por el camino.Se pone nerviosa cuando la enfermera le ofre-ce la bebida con la sobrecarga de glucosadespués de tomarle una muestra de sangre enayunas.

Ella siente nauseas mientras va consumien-do lentamente la bebida. Mientras espera ala enfermera, decide no beberla toda y va-cía la bebida restante en el lavabo del cuar-to de baño. Por supuesto, no informa esta in-cidencia a la enfermera cuando vuelve paratomar una muestra de sangre capilar una ydos horas después de la primera muestra.

Cuando el médico estudia los resultados (Ta-bla 1- ), ve que las concentraciones de glu-cosa después de la primera y segunda horano son muy diferentes. El diabetólogo, inca-paz de llegar a un diagnóstico, requiere alpaciente para que al día siguiente se le ex-traigan dos muestras de sangre venosa, unaen un tubo con tapón color violeta y otra entubo con tapón verde. Los tubos se envían aun laboratorio clínico en automóvil. Al día siguiente se reciben por fax los resultadosmostrados en la Tabla 1- ), junto con losvalores de referencia para cada magnitudbioquímica. El valor de la concentración deglucosa es ahora normal, el de ion potasioelevado y la fracción de hemoglobina A1c,un indicador del valor medio de la concen-tración de glucosa en la sangre, con una ele-vación propia de diabéticos. El diabetólogo,preocupado por el valor alto de la concen-tración de ion potasio, envía al paciente auna clínica. Esta institución diagnostica queel paciente tiene diabetes mellitus de tipo 2,basándose en sus resultados de laboratorio.

3

2

Un caso introductorio

03

Fig. 1-2

Tabla 1- Resultados en la consulta del diabetólogo: prueba de toleranciaa la glucosa Haseltine, Elsa 12 Julio de 1994 – 2 p.m.

cSan–Glucosa; c. sust. (basal) 8,9 mmol/LcSan–Glucosa; c. sust. (1 h post-ingesta) 6,1 mmol/LcSan–Glucosa; c. sust. (2 h post-ingesta) 6,7 mmol/L

2

Tabla 1- Informe de laboratoro clínico

Haseltine, Elsa 13 de julio 1994 Hora 10:00Resultado del paciente Intervalo de referencia

Hb(San)–Hemoglobina A1C; fr. sust. 8,5% 3,5 – 6,0San–Hemoglobina (Fe); c. sust. 9,0 mmol/L 7,4 – 9,3Srm–Ion potasio; c. sust. 3,6 mmol/L 3,5 – 4,5Srm–Creatininio; c. sust. 88 mmol/L (1,0 mg/dL) < 97

1

Sueño y realidad

¿Que les sucedió a las muestras de la Sra. Haseltine?

Indudablemente, la Sra. Haseltine estabaen un estado diabético. ¿ Por qué entoncesla concentración de glucosa de la sangreen ayunas era casi normal?

Respuesta: El ayuno puede producir valorescercanos a los fisiológicos en los diabéticosde tipo 2. En este caso, la enfermera tomóla primera gota de sangre de una puncióndactilar después de exprimir el dedo paraobtener sangre suficiente.

¿ Por qué el resultado de la prueba detolerancia a la glucosa no fueconcluyente?

Respuesta: El primer resultado está relacio-nado con un paciente con estrés, lo queconduce a un aumento de la concentra-ción de glucosa en el plasma debido a laglucosa que está siendo liberada desde

los depósitos de glucógeno del hígado.Además, la Sra. Haseltine tomó un tentem-pié camino de la consulta del médico, por-que tenía hambre. Ella no informó de estoal médico o la enfermera, porque no eraconsciente de la posible influencia de estacomida. Por la misma razón, no informóde que no había consumido toda la solu-ción de glucosa, lo que condujo a una dis-minución, más que a un aumento, de laconcentración de glucosa en la sangredespués de una hora. El «incremento» a lasegunda hora puede haberse debido o ala variación del procedimiento o a las re-acciones metabólicas del atardecer. Nor-malmente, una prueba de tolerancia deglucosa se realiza por la mañana, por tan-to, los valores de referencia son válidosúnicamente para la mañana. Se debeefectuar bajo condiciones normalizadas,tal y como recomiendan los grupos de ex-pertos nacionales e internacionales.

¿Por qué estaba elevada laconcentración de ion potasio y no la deglucosa en la muestra de sangrevenosa?

Respuesta: La muestra se transportó en con-tacto con las células durante aproximada-mente 2 h, en un automóvil sin aire acondi-cionado en un día caluroso. Esto ocasionóque las células de sangre metabolizaran laglucosa y liberaran ion potasio, cuya con-centración es aproximadamente 40 vecesmayor en las células que en el plasma. Estainfluencia in vitro hace que la sangre sinningún tipo de tratamiento no sea adecua-da para la medición de la concentraciónde glucosa. La concentración de ion pota-sio únicamente puede medirse de forma fi-dedigna si el plasma se separa oportuna-mente de las células. Todos estos errorespodrían haber sido evitados si la fase prea-nalítica hubiera sido estrictamente contro-lada. La Sra. Haseltine habría sido diag-nosticada mucho antes, con menos estrés,y con mucho menor coste económico.

El propósito de este libro es incrementar laconciencia sobre la importancia de todos

Fig. 1-3

04

Tabla 1- Informe del Laboratorio privado Haseltine,Elsa – 13 Julio1994 15:00 h

Resultado del paciente Intervalo referencia

Hb(San)–Hemoglobina A1c ; fr. sust. 8,5 % 3,5 – 6,0San–Hemoglobina (Fe); c. sust. 8,4 mmol/L 7,4 – 9,3Srm–Ion potasio; c. sust. 5,8 mmol/L 3,5 – 4,5Srm–Creatininio; c. sust. 88 mmol/L < 97Srm–Glucosa; c. sust. 5,8 mmol/L 3,9 – 6,1

3

los pasos de la fase preanalítica, incluyen-do la preparación del paciente, la toma demuestras, el transporte y el almacenamientode las mismas.

En cada capítulo se explican las posiblesvariables preanalíticas con respecto a losmecanismos, efectos y acciones preventivasdestinadas a impedir una mala interpreta-ción de los resultados de laboratorio clínico.En estos capítulos, las advertencias se danen rojo y las recomendaciones en verde. Aligual que in vivo los mecanismos de la en-fermedad y las influencias biológicas pue-den cambiar la concentración de los com-ponentes en estudio, los cambios in vivohan de separarse, en los experimentadospor la magnitud medida y los producidospor la interferencia del procedimiento utili-zado para la medición de la misma. Estasdefiniciones son importantes, porque sola-mente estos últimos pueden evitarse por lautilización de un procedimiento de medidamás específico. Se remite al lector intere-sado a la bibliografía resumida en laspáginas 84-91 así como también al glo-sario que define todos los términos es-peciales usados en este libro (p. 92).

Las influencias intrínsecas tales co-mo raza, género y edad puedenafectar las magnitudes bioquími-cas y hematológicas. Estas varia-bles son características indivi-duales y, por tanto, no sujetas acambios. Muy frecuentemente,

La importancia de la fase preanalítica

05

El tratamiento óptimo del paciente y sus muestras se define como el «patrón de oro»

los factores intrínsecos y exter-nos son difíciles de dis-tinguir.

La influencia de la razasobre las

concentraciones decreatina-cinasa,

α-amilasa en el plasmay de los granulocitos en

la sangre.P = pancreática

S = salival

Algo inevitable

Edad

La edad puede afectar las concentracionesde ciertos componentes de la sangre y de laorina después del nacimiento, durante laadolescencia o en la vejez (Fig. 2-1). La con-centración de eritrocitos en la sangre y, portanto, la concentración de hemoglobina sonmucho más altos en los neonatos que en losadultos. Durante los primeros días siguientesal nacimiento, el incremento de la presiónparcial de oxígeno arterial provoca la degra-dación de los eritrocitos. El aumento resultan-te en la concentración de hemoglobina en elplasma conduce a su vez a concentracioneselevadas de bilirrubina en el plasma. Dadoque la función del hígado (aquí en particularla glucuronización) no está totalmente esta-blecida en los neonatos, se observan concen-traciones de bilirrubina en el plasma aumen-tadas.

Las concentraciones de urato en el plasmade los neonatos están en un intervalo pare-cido al de los adultos. Sin embargo, duran-te los días siguientes al nacimiento, se ob-serva una disminución significativa. Otrosejemplos de magnitudes dependientes de la edad incluyen la concentración catalíticade fosfatasa alcalina en el plasma (que pre-senta picos durante la fase de crecimien-to, reflejando la actividad osteoblástica delhueso) y las concentraciones de colesterol ycolesterol de LDL en el plasma. Además depor la edad, las magnitudes citadas están

influidas por el género. Estas diferencias degénero cambian a su vez en función de laedad.

Raza

La Fig. 2-2 ilustra ejemplos de magnitudesque son afectadas por la raza. Los estado-unidenses de raza negra de ambos géne-

ros tienen significativamente disminuida laconcentración de leucocitos en la sangrecomparada con los de raza blanca. Esta di-ferencia se explica fácilmente por una re-ducción de la concentración de granulocitos.En contraste, la fracción de volumen de loseritrocitos («hematocrito») y las concentra-ciones de hemoglobina y linfocitos son casiidénticas en ambos grupos (76). La concen-tración de monocitos en los de raza blancaexcede la de los de raza negra (7). Se haobservado una diferencia importante en la actividad o concentración catalítica decreatina-cinasa en el plasma para ambosgéneros entre personas negras y blancas.Esta diferencia no es debida a diferenciasen la edad, la altura o la masa corporal(66). Se ha establecido una diferencia sus-tancial en la concentración catalítica de la α-amilasa en el plasma entre los antillanosy los nativos británicos. Basándonos en el valor umbral generalmente aceptado, el50 por ciento de antillanos tenían la con-centración catalítica de la α-amilasa en elplasma elevada (183). Se han informadodiferencias raciales significativas para con-centraciones de cobalaminas (vitamina B-12)

Fig. 2-1Dependencia de la

edad de diversossubstratos y actividades

enzimáticas (5,26).La concentración

catalítica de fosfatasaalcalina se midió

a 30 °C

3

7

10

13

140

200

200

300

160100

100

60

20

15 25 35 45 552 4 6 6 8 1012141618

1

2

3

4

5

nacimiento

hemoglobina

urato

bilirrubina

fosfatasaalcalina

días años años

colesterol

colesterol de LDL

colesterol de HDL

6

7

8

+

+

+

+

µmol

/L

g/L µkat/L mmol/L

06

granulocitosx109/L

3

blan

cos

hisp

anos

asiá

ticos

negr

os

britá

nico

sin

dios

amer

icano

sas

iátic

os

negr

osbl

anco

s

creatina-cinasaµkat/L

5

3

PS

α-amilasaµkat/L

4

3

PS

PS

++ +

+

▼

▼

(1,35 veces más altas en personas de razanegra) (155) y lipoproteína(a) en el suero(concentraciones 2 veces más altas en ne-gros que en blancos). En este contexto, esnotable, que ni la ateroesclerosis ni la morta-lidad es más alta en personas de raza ne-gra con una concentración de lipoproteína(a) en el plasma alta (60).

Género

Al igual que en muchos aspectos macroscó-picos y patrones hormonales específicos delgénero, pueden encontrarse diferencias enlas magnitudes bioquímicas y hematológicas(Fig. 2-3). En pacientes mayores de 65 añosdesaparecen las diferencias, debidas al gé-nero, en las concentraciones de hierro en elsuero. Otros ejemplos de diferencias debidasal género son las concentraciones de creati-na-cinasa y creatininio en el plasma. Estasconcentraciones dependen de la masa mus-cular que es, en general, mayor en los varo-nes. Ciertas actividades atléticas que den co-mo resultado un aumento de masa muscularpueden limar esta diferencia (ver p. 9-10).

Embarazo

Cuando se interpretan resultados de labo-ratorio en una paciente embarazada, esnecesario tener en cuenta la semana gesta-cional en que fueron tomadas cada una delas muestras.

En el transcurso de un embarazo normal, elvolumen medio de plasma aumenta desdeaproximadamente 2600 mL a 3900 mL, conun cambio relativamente pequeño en las 10primeras semanas de gestación, y un subsi-guiente aumento progresivo hasta la semana35, momento en que los valores se estabili-zan. La Tabla 2- describe el mecanismoesencial de los cambios en el plasma duran-te el embarazo.

El volumen de orina también puede aumen-tar fisiológicamente por encima de un 25 %en el tercer trimestre. Hay un aumento fisio-lógico del 50 % en la velocidad de filtraciónglomerular en el último trimestre. Los cam-bios conocidos que tienen lugar durante el

1

embarazo en la producción hormonal y enlas concentraciones de las hormonas de lafertilidad en el plasma van acompañadospor cambios en la concentración de diver-sos componentes, p. ej. las hormonas tiroi-deas, metabolitos, electrólitos, proteínas (es-pecialmente las proteínas de fase aguda) yalgunos lípidos, enzimas y activadores e in-hibidores de la coagulación o la fibrinolisisde reconocido valor diagnóstico. La eritro-sedimentación se eleva hasta cinco veces.

Influencia de la edad, el género, la raza y el embarazo

Diferencias entrehombres y mujeresrelativas a los valoresmedios en mujerescomo se observan en (26)

triglicéridocreatina-cinasaγ-glutamiltransferasabilirrubinaalanina-aminotransferasacreatininiomioglobinauratoureaamonioaspartato-aminotransferasahemoglobinafosfatasa ácidaeritrocitosaminoácidosfosfatasa alcalinacolinesterasahierroglucosacolesterol de LDLalbúminaimmunoglobulina Gcolesterolproteína

reticulocitosapolipoproteína AIcobreprolactinacolesterol de HDL

1,1 1,2 1,3 1,4 1,5 1,6 1,71,8 1,90,8 1,00,9

07

Tabla 2- Mecanismos que cambian los valores de algunas magnitudes biológicas durante el embarazo

Mecanismo Ejemplos

Inducción Srm–Fosfatasa alcalina; c. cat.Pla-Factor VII de la coagulación; c. sust. arb.

Incremento de las proteínas Srm–Tiroxina; c. sust. - Srm–Triglicérido, c. sust.de transporte en el plasma Srm–Cobre; c. sust. - Srm–Ferroxidasa; c. masa

Hemodilución Srm–Proteína; c. masa - Srm–Albúmina; c. masa

Incremento del volumen Pac(Uri)–Excreción de hidroxiprolina; caudal sust. (24 h)corporal y del metabolismo Glo–Depuración de creatininio; caudal sust. (24 h)

Deficiencias relativas a Srm–Hierro; c. sust.mayores requerimientos Srm–Ferritina; c. masa

Incremento de proteínas San–Eritrosedimentación; long. de fase aguda

1

mas de muestras para la medición de estasmagnitudes no requieren un ayuno previoestricto. El alcance de las alteraciones indu-cidas por la alimentación en las magnitu-des depende de la composición del alimen-to y del tiempo transcurrido entre la tomade la muestra y la ingestión alimentaria. Porejemplo, una dieta rica en grasas conducea un aumento de la concentración de tri-glicérido en el suero (147). En contraste, se observan concentraciones elevadas deamoníaco, urea y urato durante una dietarica en proteínas y nucleótidos. Los cam-bios que ocurren después de una ingestiónnormalizada de glucosa (417 mmol (75 g))son diagnósticamente útiles en la pruebade tolerancia a la glucosa. Por otra parte ladesnutrición y el ayuno pueden alterar lasmagnitudes de manera clínicamente rele-vante. Las reducciones de las concentracio-nes de prealbúmina y proteína enlazantede retinol en el plasma son indicadores tem-pranos de una dieta pobre en proteínas. Enla Fig. 3-2 se resumen algunas alteracionesde magnitudes bioquímicas, inducidas porun ayuno de unas 48 hs. La acidosis meta-bólica con una disminución del pH y de laconcentración de hidrogenocarbonato enel plasma resulta en un aumento en ácidosorgánicos, principalmente los cuerpos cetó-nicos (acetona, ácido acetoacético, ácido2-hidroxibutírico).

El ayuno

Los cambios en los valores de las magnitu-des inducidos por periodos de ayuno pro-longado (4 semanas) se muestran en la Fig.3-3. Las concentraciones de proteína, coles-terol, triglicérido, apolipoproteínas y ureaen el plasma se reducen. En contraste, lasconcentraciones de creatininio y urato en elplasma se elevan. Este último, debido a lareducción de la depuración de urato comoresultado de una cetonemia (33). Es eviden-te que los periodos de ayuno prolongado seasocian estrechamente con un gasto reduci-do de energía; de ahí, como resultado, sereducen las concentraciones de tiroxina enel plasma y, en mayor extensión, las de triio-dotironina. Aparte de tales alteraciones, laexcreción urinaria de diversos componentes

8

La Dieta

La dieta y la ingestión de líquidos son dosde los principales factores que influyen envarias magnitudes bioquímicas. Desde unpunto de vista práctico, se debería distin-guir entre efectos agudos y aquellos obser-

vados durante un período más largo. Lapregunta crítica en la actividad diaria es síuna comida normalizada afecta las magni-tudes biológicas. La Fig. 3-1 muestra el por-centaje de cambio en los valores de dife-rentes magnitudes como una función de laingestión de alimentos (172). Por su irrele-vancia clínica los efectos del 5% y menorespueden despreciarse. Por lo tanto, las to-

Hábitos variables

Fig. 3-1.Variación (%) de la concentración

de diferentescomponentes del plasmadespués de una comida

normalizada (172)

30x

10x

5x

1x

ß-hydroxibutirato*

acetoacetato*

ácidos grasos librespiruvato*, lactato*glicerolglucagoninsulina

aspartato-aminotransferasa

bilirrubinafosfatoglucosa

alanina-aminotransferasaion potasio

urato, proteína, albúmina, calcio, urea,ion sodio, colesterol

después de una comida normalizada conun aporte energético de 3 kJ

antes

cam

bios

en

%

triglicérido 50%

Fig. 3-2Variación de la

concentración en elplasma de diversos

componentes después de40-48 h de ayuno (91).

*Punto de partidadespués 14 h de ayuno

▼

▼

se ve afectada, de igual manera, por perio-dos prolongados de ayuno. Se incrementala excreción urinaria de amoníaco y creati-ninio mientras que se reduce la de urea, cal-cio(II) y fosfato (196). Los cambios produ-cidos en los valores de las magnitudesbiológicas por largos periodos de ayunoson similares a los observados tras procedi-mientos quirúrgicos o en pacientes con unestado catabólico.

A fin de eliminar las variaciones en los há-bitos de bebida y excreción de agua, esmejor medir la excreción en 24 h de los di-versos componentes urinarios que medir laconcentración de esos componentes en unamuestra de orina tomada en cualquier mo-mento, aunque sea la de primera hora dela mañana.

Los mecanismos

Los cambios pueden ser debidos, o bien alincremento en la reabsorción del componen-te en estudio (triglicérido, glucosa, aminoáci-dos), por un metabolismo intestinal o hepáti-co de los metabolitos reabsorbidos (VLDL,urea, amoníaco) o a cambios reguladoresdebido a la privación o a la ingestión ali-mentaria (urato, γ-glutamiltransferasa, coli-nesterasa, tiroxina, proteína enlazante de re-tinol, cuerpos cetónicos).

Recomendación

A fin de evitar una mala interpretación delos resultados de laboratorio, se recomien-da como un procedimiento normalizado latoma de muestras después de 12 h de ayu-no y de baja actividad o reposo.

El Ejercicio

Antes de considerar la influencia del ejerci-cio sobre las magnitudes bioquímicas, setienen que distinguir dos tipos de ejercicio.Primero, el ejercicio estático o isométricode duración breve e intensidad alta queutiliza la energía (ATP y fosfato de creati-

na) ya almacenada en el músculo y, segun-do, el ejercicio dinámico o isotónico de in-ferior intensidad y más larga duración (p.ej. correr, nadar, montar en bicicleta) queutiliza ATP producido por las rutas aerobiao anaerobia. Además, debería mencionar-se el efecto del entrenamiento físico y lamasa muscular. Los cambios agudos de losvalores de algunas magnitudes durante elejercicio son debidos a los cambios de vo-lumen entre los compartimentos intrava-sales e intersticiales, a la pérdida de volu-men por el sudor y a cambios en las con-centraciones hormonales (p. ej. incrementoen las concentraciones de adrenalinio, nor-adrenalinio, glucagón, somatotropina, cor-tisol, corticotropina en el plasma y dismi-nución de la concentración de insulina enel plasma) (2, 150). Estos cambios en las

909

Factores que pueden ocasionar variaciones (dieta, ayuno, ejercicio, altitud)

Fig. 3-4Aumento de lasconcentraciones dediversos componentesdel plasma después deuna carrera demaratón. La sangre seextrajo un día antes y45 min después de lacarrera (169)

Fig. 3-3Cambio (%) de laconcentración dealgunos componentesdel plasma después de4 semanas de ayuno(33, 195)

com

pone

ntes

0desviación (%)

20 40 60-20-40-60

ion sodioion potasiocalciocloruroproteínaalbúminaglucosauratoureacreatininiocolesteroltriglicéridofosfatasa alcalinaalanina-aminotransferaseaspartato-aminotransferasaγ-glutamiltransferasahemoglobina“hematocrito”pérdida de peso

ion potasioion sodio

fosfatasa alcalinacalcio

albúminaglucosafosfato

uratourea

bilirrubinaaspartato-aminotransferasa

piruvato-cinasacreatina-cinasa

1x 2x 3x 4x

10

Hábitos variables

concentraciones de hormonas en el plas-ma pueden provocar el aumento de la con-centración de leucocitos en la sangre amás de 25 x 109/L y de la concentraciónde glucosa en el plasma. La Fig. 3-4 mues-tra los cambios en los valores de variasmagnitudes inducidos por una carrera demaratón (169). La extensión del cambiodepende de una variedad de factores indi-viduales o ambientales (p. ej. grado de en-trenamiento, temperatura del aire e ingestade líquidos conteniendo electrolitos y glúci-dos durante la carrera).

Los cambios observados (p. ej. incrementode la concentración de albúmina en elplasma) pueden en parte atribuirse al cam-bio de volumen anteriormente citado des-de el compartimento intravasal al intersti-cial o a la pérdida de volumen porsudoración. El incremento de la concentra-ción de urato en el plasma es una conse-cuencia de la reducción de su excreciónurinaria debida al aumento de la concen-tración de lactato en el plasma. El aumentode la concentración de creatina-cinasa enel plasma debido a la hipoxia depende dela preparación física, con un alto grado devariabilidad individual. El individuo menosadaptado físicamente es el que presenta elaumento más pronunciado de concentra-

ción de creatina-cinasa en el plasma. Elentrenamiento aumenta tanto el número co-mo el tamaño de las mitocondrias, hechoque se asocia con un incremento de la ca-pacidad del sistema enzimático oxidativo.Este efecto, a su vez, aumenta la capaci-dad del músculo para metabolizar gluco-sa, ácidos grasos y cuerpos cetónicos porrutas aerobias. Como consecuencia, au-menta la fracción catalítica de la creatina-cinasa 2 mitocondrial a más del 8% del to-tal de creatina-cinasa en el plasma sinevidencia de alteración de la función mio-cárdica. Los individuos bien entrenados tie-nen una fracción catalítica de creatina-ci-nasa 2 del músculo esquelético más altaque los no entrenados. Las concentracio-nes de otros componentes dependen asi-mismo de la masa muscular y de la condi-ción de entrenamiento. Así, el creatininioen el plasma, el creatininio en la orina y laexcreción urinaria de creatininio aumentany la formación de lactato después del ejer-cicio disminuye en los atletas entrenadoscomparados con los atletas no entrenados.El ejercicio enérgico puede ocasionar quelos eritrocitos u otras células sanguíneas sean excretados en la orina Estos cambios inducidos por el ejercicio, sin embargo,desaparecen comúnmente al cabo de unosdías.

11

La Altitud

Las concentraciones de algunos componen-tes de la sangre exhiben cambios significa-tivos debidos a altitud respecto a las obser-vadas a nivel del mar.

Se observan aumentos importantes con laaltura, por ejemplo, para las concentracio-nes en el plasma de proteína C reactiva(hasta un 65 % a 3600 m) y α2-globulina(hasta un 43 % a 5400 m), la fracción devolumen de los eritrocitos de la sangre («he-matocrito») y la concentración de hemoglo-bina en la sangre (hasta un 8 % a 1400 m)y la de urato en el plasma. La adaptación ala altura tarda semanas y la vuelta a los va-lores a nivel del mar tarda días. Se encuen-

tra una disminución importante en los valo-res, al incrementar la altitud, en los casosde la excreción urinaria de estriol, creatini-nio, depuración de creatininio (hasta el 50 %a 4200 m), la osmolalidad del suero, y lasconcentraciones de renina y transferrina enel plasma (204).

Factores que pueden ocasionar variaciones (dieta, ayuno, ejercicio, altitud)

11

12

Fig. 4-2Efecto del tabaco sobrediferentes componentessanguíneos ocasionado

por componentes delhumo (111, 204)

¿Puedo tomar un café, fumar o beber antes de la extracción de sangre?

Cafeína

La cafeína se encuentra en muchos de los ali-mentos ingeridos diariamente. A pesar de suamplio uso, la influencia de la cafeína sobrediversas magnitudes biológicas no ha sido in-vestigada en detalle. La cafeína inhibe la fos-fodiesterasa y, por consiguiente, la degrada-ción de AMP cíclico. El AMP cíclico a su vezpromueve la glucogenolisis incrementando laconcentración de glucosa en el plasma. Ade-más, la concentración de glucosa en el plas-ma también se incrementa debido a la gluco-neogénesis vía adrenalina. La activación de latriacilglicerol-lipasa lleva a incrementar hastatres veces la concentración de ácidos grasosno esterificados en el plasma (111). La medi-ción de la concentración de hormonas y fár-macos unidos a la albúmina en el plasma estáobstaculizada por el efecto de desplazamien-to inducido por los ácidos grasos. Se ha en-contrado que 3 h. después de la ingestión de250 mg de cafeína las concentraciones de re-nina y de adrenalinio+noradrenalinio (cateco-laminas) en el plasma están elevadas (148).Consecuentemente los estudios interesados eninvestigar estas magnitudes deberán tener encuenta el consumo de cafeína.

Efectos del tabaco

El tabaco produce algunos cambios agudosy crónicos en las magnitudes biológicas,siendo los cambios crónicos más modera-dos. Incrementa las concentraciones de áci-dos grasos, adrenalinio, glicerol, aldoste-rona y cortisol en el plasma (204). Estoscambios aparecen a la siguiente hora de ha-ber fumado de 1 a 5 cigarrillos. El tabaquis-mo crónico afecta las concentraciones deleucocitos, lipoproteínas, algunas enzimas,hormonas, vitaminas, marcadores tumoralesy metales pesados (Fig.4-1) (204). El meca-nismo subyacente bajo estos cambios no hasido totalmente dilucidado. En el humo deltabaco se encuentran un gran número decomponentes piridínicos, ácido cianhídricoy tiocianato. Ellos pueden ser los responsa-bles de los cambios de las concentracionescitadas por efectos directos o indirectos. Secree que el descenso de la concentración ca-talítica peptidil-dipeptidasa A («enzima con-

vertidora de angiotensina») en el plasma delos fumadores es el resultado de la destruc-ción de las células del endotelio pulmonarcon una subsiguiente reducción en la libera-ción de peptidil-dipeptidasa A a la circula-

ción pulmonar o inhibición enzimática (61).La extensión de los cambios también depen-de de la cantidad, clase (cigarrillos, ciga-rros, pipas) y la técnica de fumar (con o sininhalación). Además, los cambios inducidospor el tabaco están influenciados por laedad y el género (170).La Fig. 4-2 muestra las concentraciones decotinina, tiocianato en el plasma y la frac-ción de carboxihemoglobina de la hemo-globina, usadas como marcadores para elseguimiento cuali y cuantitativo de los hábi-tos del tabaco. La cotinina tiene la ventajade tener una mayor semivida (20-28 h) quela nicotina que es el componente del que de-riva (12-15 min) (158).

Fig. 4-1Desviación (%) de las

concentraciones decomponentes de sangre

y otras magnitudesentre fumadoreshabituales y no

fumadores, efectoscrónicos (204)

colesterol de LDLcolesterolhematocritoVCMfibrinógenocobremasa de eritrocitoscadmioplomomonocitoslimfocitosneutrófilosantígeno carcino- embrionario

lipoproteína (a)peptidil-dipeptidasa Aprolactinaβ-carotenoidesfosfato de piridoxalseleniocolesterol de HDL

(%)0 +10 +20+30+40+50+60-10-20-30-40

▼▼

nadabajomoderadoalto

400200

84fracción de CO-hemoglobina en %

concentración cotinina µg/L

concentración de tiocianato µmol/L

CO-hb

cotinina

tiocianato

200100

1313

Etanol

El consumo de etanol dependiendo de su du-ración y extensión puede afectar a gran número de magnitudes biológicas. Estas al-teraciones son utilizadas en parte, para eldiagnóstico y la monitorización terapéutica.Dentro de los cambios relacionados con eletanol se deben considerar separadamentelos efectos agudos y crónicos.Los efectos agudos (dentro de las 2-4 h siguien-tes) del consumo de etanol son, en el plasmadisminución de la concentración de glucosa eincremento de la de lactato debido a la inhibi-ción de la gluconeogénesis hepática. El etanoles metabolizado a acetaldehido y luego a ace-tato. Esto incrementa la formación en el plasmaproduciendo una acidosis metabólica. La con-centración elevada de lactato reduce la excre-ción urinaria de urato. Consecuentemente des-pués de la ingestión aguda de etanol, laconcentración de urato en el plasma aumenta(170). Los efectos a largo plazo de la ingestiónde etanol incluyen un aumento en la concentra-ción catalítica de las enzimas hepáticas en elplasma. El incremento de la concentración ca-talítica de γ-glutamiltransferasa está causadopor inducción enzimática. Las concentracionescatalíticas de glutamato-dehidrogenasa, aspar-tato-aminotransferasa y alanina-aminotransfe-rasa en el plasma aumentan debido a un efec-to tóxico directo sobre el hígado (44). Elincremento de formas desializadas de proteí-nas en la sangre (esto es, transferrinas deficien-tes en glúcidos) es debido a una inhibición dela glicación enzimática durante el procesa-miento postranslacional de estas proteínas enel hígado. En el alcoholismo crónico la concen-tración de triglicérido en el plasma aumentadebido a un descenso en la ruptura de los trigli-céridos del plasma. El incremento del volumen

entítico de los eritrocitos («volumen corpuscularmedio») puede estar relacionado con un efectotóxico directo sobre las células eritropoyéticaso con una deficiencia de folato (146).

Los datos en la Fig. 4-3 no tienen en cuentani la dosis ni el tiempo de dependencia,que influyen tanto en los efectos crónicoscomo en los agudos. La diuresis aumentadatambién es un resultado del descenso en laliberación de vasopresina seguida por unincremento en la secreción de renina y al-dosterona (12,93).

Drogas adictivas

Las drogas adictivas tales como anfetamina,morfina, heroína, cannabis y cocaína pue-den influir en los resultados de las magnitu-des biológicas. La morfina causa espasmosdel esfínter de Oddi, elevando así las con-centraciones de enzimas como la α-amilasa ytriacilglicerol-lipasa. Los efectos biológicos delas drogas adictivas sobre algunas magnitu-des biológicas se listan en la Tabla 4- 1

Estimulantes y drogas adictivas como factores de influencia biológica

Fig. 4-3Efectos agudos y tóxicosde la ingestión deetanol sobre laconcentración decomponentes delplasma y otrasmagnitudes (93, 141, 204)

osteocalcinaprolactinavasodepresivacortisolPNAcolesteroltriglicéridoaldosteronacolesterol de LDLAVMVCMcolesteroltriglicéridocortisolalanina-aminotransferasaestradiol-17βadrenalinionoradrenalinioaspartato-aminotransferasaγ-glutamiltransferasa

efectos agudos

efectos crónicos

+100-50 +200cambios en %

+260+1000%

Tabla 4- Efectos biológicos de las drogas adictivas sobre algunas magnitudes biológicas (206)Droga adictiva Incremento/descenso en el plasma

1. Anfetamina Incremento: concentración ácidos grasos no esterificados. 3. Heroína Incremento: presión parcial de CO2, concentraciones2. Morfina Incremento concentraciones de α-amilasa, de tiroxina, colesterol, ion potasio (debido a rabdomiolisis

triacilglicerol-lipasa, aspartato-aminotransferasa, grave). Descenso: presión parcial de CO2, concentraciónalanina-aminotransferasa, bilirrubina, fosfatasa de albúmina.alcalina, gastrina, tirotropina y prolactina. 4. Cannabis Incremento: concentraciones de ion sodio, ion potasio,Descenso: concentraciones de insulina, noradrenalinio, urea, insulina, cloruro. neurotensina y polipéptido pancreático. Descenso: concentraciones de creatinino, glucosa, urato.

1

14

¿Cuándo se debe hacer el examen de laboratorio clínico?

En la fase preanalítica deberían tenerse encuenta los cambios ocasionados en lasmuestras debidos al factor tiempo. Tres sonlas cuestiones esenciales en este contexto:

● ¿Cuándo se debería tomar una muestra?– Momento (hora) del día.– El tiempo transcurrido después de la últi-

ma extracción.– El tiempo transcurrido desde la última co-

mida.– El tiempo transcurrido después de la ad-

ministración de medicación, etc.

● ¿Cuándo necesito los resultados rela-cionados con la muestra que se tomaahora?

● ¿Son comparables los resultados con losobtenidos en un momento diferente de losritmos diarios, mensuales y anuales, bien,a partir del mismo paciente o bien, deuna población de referencia?

En aras de la claridad, podemos diferenciarentre el tiempo lineal, que viene del pasadoal futuro, y el tiempo cíclico; ambos puedeninfluir los resultados de los exámenes de la-boratorio clínico (Fig. 5-1).

La influencia del ritmo circadiano (181)

Hay determinados componentes plasmáticoscuya concentración tiende a fluctuar en eltranscurso de un día (Tabla5- ). Así, la con-centración de ion potasio es más baja por latarde que por la mañana, mientras que la decortisol aumenta durante el día y disminuyepor la noche (Fig. 5-2). El ritmo de cortisol

1

puede ser el responsable de los resultados in-correctos que se obtuvieron para la pruebade tolerancia oral a la glucosa realizada porla tarde.

Por esta razón, los intervalos de referenciase obtienen normalmente entre las 07:00 ylas 09:00 de la mañana. El ritmo circadia-no puede también estar influenciado por los

ritmos individuales en lo que concierne a lascomidas, ejercicio y sueño. Estas influenciasno deben confundirse con los cambios circa-dianos reales. En algunos casos, tambiéntienen que considerarse las influencias esta-cionales. Así, la concentración de triiodoti-ronina en el plasma es un 20 % más baja enverano que en invierno (67) mientras que lade calcidiol es más alta en el verano (135).

Magnitudes biológicas que puedencambiar durante el ciclo menstrual (204)

Las magnitudes biológicas también puedenpresentar cambios estadísticamente signifi-cativos debido a los cambios biológicos queocurren durante el ciclo menstrual. Así, laconcentración de aldosterona en el plasmaes dos veces más alta antes de la ovulaciónque en la fase folicular. Asimismo, la concen-tración de renina en el plasma puede mos-trar un incremento preovulatorio. Incluso laconcentración de colesterol en el plasmapresenta una disminución importante duran-te la ovulación. En contraste, las concentra-

Fig. 5-2Variación diaria de las

concentraciones decortisol en el plasma(áreas sombreadas =

período de sueño)

Influencia cronobiológica

CíclicaLineal(ej. edad)

Diaria(circadiana)

Biológica (ej.ciclo menstrual)Estacional

Fig. 5-1Influencia

cronobiológica lineal y cíclica

300

250

200

150

100

50

00 6 12 18 h24

cortisolµmol/L

15

ciones de fosfato y de hierro en el plasmadisminuyen durante la menstruación.

¿Por qué se ha de tomar la muestra desangre 12 h después de la últimacomida? (37, 204)

La concentración de diversos metabolitos delos alimentos pueden aumentar en la sangrevenosa o alterarse debido a efectos hormo-nales posabsortivos. Otras magnitudes pue-den alterarse por la turbidez producida porla quilomicronemia presente en las muestrasde sangre posprandial.

Para eliminar estas variables, se recomien-da un período de 12 h de ayuno antes de laextracción de sangre para la medición deestas magnitudes (Tabla5- ).

El momento adecuado con respecto aprocesos diagnósticos y terapéuticos

Diversos procedimientos diagnósticos pue-den influir en los resultados de laboratorio. Afin de impedir esto, el momento de la tomade muestra tiene que organizarse para quese realice antes de los procedimientos diag-nósticos interferentes. Los fármacos que inter-fieran sé deberán administrar después de

1

haber tomado la muestra de sangre. Por otraparte, en la monitorización farmacoterapéu-tica (ver p. 68) el momento exacto de la to-ma de muestra es esencial para la interpre-tación correcta de la misma.

Normas importantes para la eleccióndel momento de la toma de muestra:

● Las muestras deberán tomarse entre las07:00 y las 09:00 de la mañana.

● La toma de muestras deberá efectuarse12 h después de la última comida.

● Las muestras deberían extraerse antes deque se realicen procedimientos diagnósti-cos y terapéuticos interferentes.

● En monitorización farmacoterapéutica,se considerará el pico después de la ad-ministración del fármaco y la fase de es-tado estacionario antes de la próximadosis.

● Debe registrarse siempre la hora exactade la toma de muestras en el documentoapropiado.

Pero:

● Una muestra tomada en el momentoequivocado puede ser peor que no to-mar ninguna muestra.

● Una muestra cuyos resultados llegan dema-siado tarde es una muestra derrochada.

Momento adecuado para tomar la muestra

15

Magnitud Máximo Mínimo Amplitud Magnitud Máximo Mínimo Amplitud (hora del día) (hora del día) (porcentaje de (hora del día) (hora del día) (porcentage de

la media diaria) la media diaria)

Pla–Adrenalino; c. sust. 9-12 2-5 30-50 Pla–Hierro; c. sust. 14-18 2-4 50-70Pla–Aldosterona; c. sust. 2-4 12-4 60-80 Pla–Ion potasio; c. sust. 14-16 23-1 5-10Pla–Corticotropina; c. sust. arb. 6-10 0-4 150-200 Uri–Ion sodio; c. sust. 4-6 12-16 60-80Pla–Cortisol; c. sust. 5-8 21-3 180-200 Pla–Noradrenalinio; c. sust. 9-12 2-5 50-120Uri–Cortisol; c. sust. 5-8 21-3 180-200 Uri–Noradrenalinio; c. sust. 9-12 2-5 50-120Pac–Cuerpo; temp. 18-20 5-7 0,8-1,0°C Pla–Prolactina; c. sust. arb. 5-7 10-12 80-100San–Eosinófilos; c. núm. 4-6 18-20 30-40 Pla–Renina; c. cat. 0-6 10-12 120-140Pac–Execreción de orina; vol. (24 h) 2-6 12-16 60-80 Pla–Somatropina; c. sust. arb. 21-23* 1-21 300-400Pla–Fosfato; c. sust. 2-4 8-12 30-40 Pla–Testosterona; c. sust. 2-4 20-24 30-50Uria–Fosfato; c. sust. 18-24 4-8 60-80 Pla–Tirotropina; c. sust. 20-2 7-13 5-15San–Hemoglobina; c. masa 9-12 2-5 50-120 Pla–Tiroxina; c. sust. 8-12 23-3 10-20

* Comienzo de la fase del sueño

Tabla 5- Variaciones diurnas de algunas magnitudes biológicas (198)1

16

Tabla 6- Infusiones/transfusionescomo factores interferentes o contaminantes de los exámenes delaboratorio clínico

Infusión/Transfusión Se afectan Tendencia Comentarios, mecanismoDextrano Tiempo de trombina ↓ 5 – 10 s más lento

Tiempo de reptilasaFactor von Willebrand ↓

Proteína plasmática ↑ Biuret, dependiendo del método(turbidez, floculación, coloraciónverdosa)

Urea plasmática ↓

Anticuerpos eritrocíticos Seudoaglutinación

γ-Globulina Anticuerpos contra virus o bacterias Falso positivo

Electrolitos Ion potasio, ion sodio, ion magnesio ↑ Contaminación

Glucosa Glucosa plasmática ↑ ContaminaciónGlucosa Fosfato e ion potasio plasmáticos ↓ Insulina

�-Amilasa y bilirrubina plasmáticas ↓ Hasta un 15% especial. en neonatosFructosa Urato ↑ Efectos metabólicos

Citrato (Transfusión pH del plasma ↓

de sangre!) Pruebas de coagulación ↓↑ Inhibición

1

¿Toma de muestras durante la terapia de infusión intravenosa?

¿Resultados de laboratorioinverosímiles después de unaintervención diagnóstica y terapéutica?

Las siguientes medidas diagnósticas y te-rapéuticas pueden inducir efectos sobre los exámenes de laboratorio tanto in vivo(frecuente) como in vitro (menos común)(64,78,195):

● Intervenciones quirúrgicas● Infusiones y transfusiones● Punciones, inyecciones, biopsias, palpa-

ciones, masajes de todo el cuerpo● Endoscopía● Diálisis● Estrés físico (p. ej. ergometría, ejercicio,

electroencefalograma)● Pruebas funcionales (p. ej. prueba de to-

lerancia oral a la glucosa)● Immunoescintigrafía● Medios de contraste, fármacos● Estrés mental● Radiación ionizante

Las Intervencionesquirúrgicas

Los cambios en las concentraciones catalíti-cas de enzimas en el plasma son frecuente-mente tan grandes que su utilización comomarcadores organoespecíficos no es posi-ble. La elevación de la concentración de lasproteínas de fase aguda (p. ej. proteína C reactiva, fibrinógeno) en el plasma al princi-pio de la fase posoperatoria se acompañade una disminución en la concentración dealbúmina; esto no puede explicarse sólo porla hemodilución.

En los primeros días del posoperatorio,son muy frecuentes las elevaciones transi-torias de la concentración de urea en elplasma (hasta 10 mmol/L y la disminuciónde la de colesterol, mientras que la de crea-tininio permanece en el intervalo de refe-rencia. Esto puede ser debido a la meta-bolización de proteínas subsiguiente a lacirugía del tracto gastrointestinal, así co-mo también a la hemorragia del lumen in-testinal, p. ej. en el caso de una úlcerapor estrés.

17

Las infusiones y transfusiones

La hemólisis y, por tanto, las concentracionesde ion potasio y de hemoglobina, así comotambién la cocentración catalítica de lactato-dehidrogenasa en el plasma obtenido de lasangre conservada, aumenta con el tiempode conservación del material transfundido.

La contaminación de las muestras de labo-ratorio por soluciones de infusión intraveno-sa es la forma de interferencia preanalíticamás común y frecuentemente más relevanteen el hospital (121, 192, 207) (Tabla 6- ).

La sangre nunca deberá extraerse de unazona próxima al lugar de infusión.

Las muestras deberán extraerse en el brazoopuesto. Se debería permitir que transcu-rriera un período de tiempo seguro despuésde la terapia de infusión (Tabla 6- ).

Tabla 6- Recomendaciones para programar el horario de extracción de sangre con respecto al tipo de infusiones intravenosas

Infusión Tiempo mínimo (horas),intravenosa para la extracción

de sangre después de finalizar la infusión

Emulsión grasa intravensa 8Soluciones ricas en glúcidos 1Hidrolizados de aminoácidos y proteínas 1Electrólitos 1

Se recomienda que se informe al laborato-rio de cuando y qué tipo de infusiones seefectuaron y cuando se tomaron las mues-tras de sangre.

Extracciones desde catéteres

Si las muestras han de ser tomadas desdecatéteres de infusión intravenosa e intraarte-rial, la cánula debe enjuagarse con soluciónsalina isotónica en cantidad proporcional alvolumen del catéter. Los 5 mL primeros desangre deberán desecharse antes de la re-colección de la muestra de sangre.

2

2

1

La toma de muestras para las pruebas decoagulación desde catéteres hepariniza-dos es particularmente crítica. Para mé-todos sensibles a la heparina («tiempo detrombina», «tiempo de tromboplastina par-cial»), se recomienda desechar una canti-dad de sangre equivalente a dos veces elvolumen del catéter; la primera sangre to-mada después de esto debería usarse paraexámenes no hemostáticos y la sangre ci-tratada obtenida a continuación utilizarseúnicamente para la medición de magnitu-des insensibles a la heparina: «tiempo deprotrombina», «tiempo de reptilasa», con-centraciones de fibrinógeno (método Clauss),antitrombina y monómeros de fibrina en elplasma. Es importante que antes de transfe-rir la sangre al tubo que contiene la solu-ción de citrato de trisodio no haya una pau-sa larga durante la cual se permita a lasangre «reposar» en el catéter.

Estrés mental

La importancia del estrés mental sobre los re-sultados de laboratorio se subestima frecuen-temente (la ansiedad ante la extracción desangre, el estrés preoperatorio, etc.). Se haobservado un incremento en la secreción de aldosterona, angiotensina, catecolaminas,cortisol, prolactina, somatotropina, tirotropi-na, vasopresina y renina, y un incremento enlas concentraciones de albúmina, fibrinógeno,glucosa, insulina, lactato y colesterol en elplasma (hasta 1,8 mmol/L bajo la tensión deun examen estudiantil).

Impacto de la secuencia de procedimientos diagnósticosy terapéuticos

17

18

Postura

Es un hecho bien conocido que la posicióndel cuerpo influye en las concentraciones delos componentes de la sangre. Este fenóme-no está ocasionado por mecanismos dife-rentes. El primero, la presión de filtraciónefectiva (esto es, la diferencia entre la pre-sión capilar y la presión osmótica coloidalen el plasma) aumenta en las extremida-des más bajas cuando se cambia desde lapostura horizontal a la vertical. Como con-secuencia, el agua se mueve desde el com-partimento intravascular al intersticial; re-duciendo el volumen de plasma alrededordel 12 por ciento en individuos normales.Las partículas sanguíneas con un diámetrode más de 4 nm son retenidas por las mem-branas y no pueden acompañar este cam-bio de volumen. Un cambio desde la posi-ción vertical a la horizontal conduce a unadisminución en la presión efectiva de filtra-ción y como consecuencia el cambio de volumen se produce en la dirección contra-ria (149).

Un cambio en el volumen plasmático con-duce a un cambio aparente de concentra-ción en las células, macromoléculas y pe-queñas moléculas enlazadas a proteínas.Otros cambios son debidos a la alteraciónde la presión sanguínea que a su vez cau-sa la secreción de componentes vasoacti-vos. Por tanto, las consecuencias metabóli-cas de los cambios reguladores debido acambios posturales pueden alterar la com-posición del fluido corporal. La mayoría delos componentes de baja masa molar nomuestran cambios en sus concentracionesaparentes cuando se cambia desde la posi-ción vertical a la horizontal. A causa delenlace parcial a proteínas, las concentra-ciones de ion calcio y ligado se ven afec-tadas de manera diferente. Mientras que la concentración de ion calcio es indepen-diente de la postura, la de calcio(II) aumen-ta en un 5-10 por ciento cuando se cambiadesde la posición horizontal a la vertical(145).

En la Fig. 7-1. se muestran los efectos de lapostura sobre la concentración de diversoscomponentes en sangre venosa antecubital.Como podía esperarse a partir del meca-nismo descrito, la concentración de la ma-yor parte de los componentes celulares ymacromoleculares de la sangre aumentaentre un 5 y 15 % comparado con la posi-ción horizontal.

Estos efectos pueden pronunciarse más enpacientes con tendencia a presentar edema(insuficiencia cardiovascular, cirrosis hepá-tica). La reducción en el volumen de plasmainduce una disminución en la presión san-guínea que a su vez conduce a un aumentode la secreción de renina, aldosterona, no-radrenalinio y adrenalinio. Una caída en lapresión sanguínea ocasiona un incremen-to en la secreción de péptido natriuréticoatrial que conlleva un incremento en susconcentraciones plasmáticas (175).

Un ejemplo de los cambios metabólicos oca-sionados por la influencia de la postura es laexcreción urinaria de calcio(II) que aumentadurante periodos prolongados de reposo encama (ver Fig. 12-2, p. 28).

% de incremento

hemoglobinaleucocitoshematocritoeritrocitos

calcioaspartato-aminotransferasafosfatasa-alcalinaimmunoglobulina Mtiroxinaimmunoglobulina Gimmunoglobulina Aalbúminaproteínaapolipoproteína Bcolesterolcolesterol de LDLtriglicéridoscolesterol de HDLapoliproteína AI

aldosteronaadrenalinioreninanoradrenalinio

% de incremento10 20

50

¿La toma de muestras en posición horizontal o vertical?

Fig. 7-1Incremento (%) de la

concentración dediversos componentes

de la sangre cuando secambia desde una

posición horizontal auna posición vertical

(42,106,195, 204)

El torniquete

¿Qué sucede cuando un torniquete se man-tiene puesto durante la extracción de san-gre? Un torniquete se aplica comúnmentepara facilitar la localización de la venaapropiada para la venopunción (ver p.20). Usando una presión superior a la pre-sión sistólica se mantiene la presión efec-tiva de filtración dentro de los capilares.Como consecuencia, el fluido y los com-ponentes de baja masa molar se trasladandesde el espacio intravascular al inters-ticial. Las macromoléculas, los componen-tes unidos a proteínas y las células sanguí-neas, no penetran la pared capilar por loque su concentración aparentemente au-menta.

La Fig. 7-2 muestra los cambios de las con-centraciones de diferentes componentes(75). Las alteraciones de componentes debaja masa molar observadas después de 6min de constricción están en un intervalode ±3 % y, por tanto, dentro del intervalode imprecisión interserial. Sin embargo, seha demostrado que esa constricción de losmúsculos del antebrazo ocasiona un au-mento en la concentración de ion potasioen el plasma. Las diferencias en la concen-tración de este componente en muestras to-madas ordinariamente y aquellas tomadassin ejercicio de una vena superficial en elbrazo opuesto eran de hasta 0,8 mmol/L.Las diferencias eran todavía mucho máspronunciadas cuando la sangre se extrajode una vena profunda y el ejercicio fuemuy intenso durante la extracción. Por lotanto, durante la venopunción para la me-dición de la concentración de ion potasio,debería evitarse el ejercicio y seleccionar-se una vena superficial (164). Una venosta-sis de 2 min no cambió la concentración delactato en el plasma (media +2,2 %), perodisminuyó significativamente la de piruvato(media -18 %) (87). El alcance de los cam-bios en componentes de alta masa molardepende de la duración de la constricción.La Fig. 7-3, por ejemplo, muestra los cam-bios de la concentración catalítica de lactato-deshidrogenasa y de la concentración deproteína en el suero. Los mayores efectos

se observaron dentro de los primeros 5min, a partir de ahí, los cambios fueron po-co importantes (45). Tiempos de constric-ción de 1 min seguidos de liberación deltorniquete no tienen consecuencias sobrelas concentraciones de los componentesdel suero y los factores de coagulación delplasma (200).

19

Efectos de la postura y torniquete

Fig. 7-2Cambio (%) en laconcentración en suerode diversos componentesdespués de un tiempo deaplicación de torniquetede 6 min (75)

antes

alanina-aminotransferasacreatina-cinasabilirrubinalactato-deshidrogenasaγ-glutamiltransferasaalbúminafosfatasa alcalinaproteínacolesteroltriglicéridoaspartato-aminotransferasacalcioeritrocitoshemoglobinauratoion sodio

ion potasio cloruro,creatininio, urea,fosfato,leucocitos, glucosa

después de 6 minutos con torniquete

10

8

6

4

2

0

-2

-3

-1

% d

e ca

mbi

o

90

85

80

75

70

2,0

1,8

1,7

0 2 5 10 15 min.

proteína(g/I)

lactato-deshidrogenasa(µKat/L)

Fig. 7-3Cambio en las concentraciones de proteína ( ) y de

lactato-dehidrogenasa ( ) en el suero, durante untiempo de aplicación de torniquete de 15 min (45)

Al comparar resultados delaboratorio, los intervalos dereferencia deberán obtenersebajo condiciones idénticascon respecto a la posicióndel cuerpo (149). Serecomienda que la toma demuestra se lleve a cabo bajocondiciones normalizadas deposición del cuerpo.

Cuando la toma demuestras de sangre es en lafosa antecubital, inserte laaguja dentro del 1er mindespués de la aplicación deltorniquete. Evite el ejerciciodurante la extracción. Libereel torniquete tan prontocomo la sangre fluya dentrodel primer tubo.

Use el otro brazo, cuandohaya de repetirse eltorniquete.

20

¿Qué sitio se debe elegir para la extracción de sangre?

El procedimiento de obtención de la muestradepende en gran medida del sitio de reco-lección, ya sea vena, capilar o arteria (171).Existen documentos específicos del ComitéNacional de Normas para el Laboratorio Clí-nico (NCCLS) estadounidense que detallan losprocedimientos para la recolección de mues-tras de sangre por venopunción (121), pun-ción cutánea (122) y punción arterial (123).

Flebotomía

Los pasos críticos de la flebotomía incluyen nosolamente la preparación del paciente parala extracción de la sangre y la recolecciónapropiada de la muestra, sino también otrosentre los cuales está la identificación apropia-da del paciente. Esto evita confusiones entrepacientes y asegura la identidad de los mis-mos. La Fig. 8-1 muestra los pasos a seguir enla recolección de la sangre utilizando tubosde vacío para la extracción.

• Identificación: Marque la hoja de peti-ción con el número de paciente, el códigode barras o el número del brazalete deidentificación.

• Posición: La posición del paciente (sen-tando o tendido) para la venopunción.

• Materiales: Asegúrese de que el equiponecesario para la extracción de sangre(aguja, gradilla, tubos de vacío) está a lamano.

• Inspección: Revise el brazo del paciente,seleccione una vena mientras que el pa-ciente aprieta el puño con fuerza.

• Desinfección: Limpie el lugar de veno-punción.

• Exposición de la vena: Aplique un tor-niquete.

• Punción y recolección: Ver Fig. 8-1.• Mezclado: Mezcle la sangre en los tu-

bos que contienen aditivos o activadoresde la coagulación.

• Prevención de hemorragias: Apli-que una gasa al lugar de venopunciónmientras retira la aguja. Aplique un ven-daje al paciente en el lugar de la veno-punción.

• Eliminación: Deposite la aguja en unaunidad de recolección y eliminación deresiduos de seguridad.

El orden de recolección de los tubos es im-portante cuando se recogen varios tubos desangre (Tabla 8- ).

La calidad de la muestra:

Examine si se han sobrellenado o no se haintroducido la cantidad suficiente de sangre.

El sobrellenado de los tubos destinados aexámenes hematológicos puede ocasionarresultados incorrectos debido a la ausenciade una burbuja en el extremo superior queimpedirá la mezcla apropiada de la muestra

1

Fig. 8-1Pasos en la recolecciónde muestras de sangre

15o

Cambie la posición de lasmanos tan pronto como laaguja esté en la vena. Losdedos medio e índice sesitúan en las aletas delportatubos, mientras sepresiona para introducir eltubo dentro del portatuboscon el pulgar de la manoderecha.

La sangre es aspirada porvacío y fluye dentro deltubo (*) por sí sola. Libereel torniqueteinmediatamente con sumano izquierdasosteniendo todavía elportatubos.

Retire el tubo con la manoderecha, apoyando elpulgar sobre una de lasaletas del portatubos. Homogeinice el tubo muy

suavemente, invirtiéndolovarias veces para asegurarla mezcla apropiada de la sangre con elanticoagulante.

Si han de sacarse múltiplesmuestras de sangre,inserte un segundo tubo yrepita las operacionesdesde el apartado b).

Durante la punción,sostener la unidadcompleta (portatubos yaguja) entre el dedo índicey el pulgar de la manoderecha.

a b c

e fd

* Si la sangre no fluye en el tubo, se deberá girar ligeramente la aguja para excluir que esté ocluida por la pared interna de la vena. Sí la sangre sigue sin fluir puede ser que no haya encontrado la vena en la pun-ción. Antes de retirar la aguja saque el tubo para preservar el vacío para una utilización posterior. Recomience las operaciones desde el apartado a). Nota: En todos los pasos anteriores (b a f) el flebotomista es -tá utilizando guantes.

sobre dispositivos mezcladores, como losagitadores de rodillos (139).

Para la medida de ciertas magnitudes, la re-lación de anticoagulante a sangre es crítica(ver p. 52)

Si se recogen múltiples tubos en la mismaextracción (121), se recomienda el si-guiente orden de llenado:

Tabla 8- Secuencia recomendada de recolecciónde diferentes muestras de sangre

1. Cultivo de sangre Sangre Rojo2. Tubo sin aditivos Suero Rojo3. Tubo con citrato Plasma Azul4. Tubo con herparina Sangre Verde5. Tubo con EDTA Sangre/plasma Violeta6. Tubo con inhibitor Glucosa/lactato Gris

Si en primer lugar hay que llenar un tubode citrato con tapón azul destinado a laspruebas de coagulación, antes se deberíade llenar un tubo de descarte de unos 5 mLpara eliminar la posible contaminación portromboplastina tisular proveniente del sitiode venopunción.

¿Qué cantidad de sangre se necesita?

El volumen de sangre extraído de un pacien-te debería reducirse al mínimo posible paraevitar que se pueda producir anemia en al-gún paciente. Se ha acuñado el término ane-mia investigacional para referirse a las pérdi-das de sangre debidas a venopuncionesrepetidas. Frecuentemente, se saca demasia-da sangre, como se evidencia en un estudiode la Clínica Mayo donde se informó quepara extracciones ordinarias, se recogía unpromedio de 45 veces el volumen requeridode muestra (¡intervalo de 2 a 102 veces!),mientras que, para micromuestras se recogíaun promedio de 7 veces el volumen reque-rido de muestra (intervalo de 1 a 20 veces)(30). En un estudio anterior se informó que el47% de los pacientes que requirieron transfu-siones de sangre tenían unas pérdidas de eri-trocitos relacionadas con flebotomías de másde 180 mL, una cantidad equivalente a 1unidad de concentrado de eritrocitos (165).

1

Recolectar dos veces la cantidad de san-gre necesaria para los exámenes de labo-ratorio clínico solicitados.

Toma de muestras de arteria

Debe tenerse un cuidado especial cuandola sangre se toma de una arteria (123). Lossitios más comunes de punción arterial sonla arteria femoral, la arteria braquial y la ar-teria radial. Otros lugares incluyen las arte-rias del cuero cabelludo en lactantes y lasarterias umbilicales durante las primeras 24a 48 h de vida.

La punción arterial es necesaria cuando lasangre venosa no permita la medida de lamagnitud deseada (p. ej. presiones parcia-les de los gases sanguíneos, pH del plasmaarterial). La punción arterial puede realizar-se simplemente por inserción de una agujafina, biselada en una arteria. A esta agujapuede conectarse una jeringa, bien directa-mente, o a través de un tubo con un adap-tador, tal como viene en una palomilla deinfusión. La sangre arterial puede recoger-se sin aspiración cuando se usan agujasdel calibre 23 o mayores, dejando que lapresión en la arteria bombee la sangre enla jeringa.

Toma de muestras con catéter

El muestreo continuo o repetido de sangrearterial puede realizarse dejando una agu-ja permanente, cánula o catéter en la arte-ria o vena central. Debe tomarse especialcuidado en asegurar que no se forma nin-gún coágulo en el extremo o el lumen delcatéter. Entre muestras, se debería utilizarun anticoagulante (preferentemente hepari-na) para enjuagar la aguja.

Cuando la toma de muestras es con uncatéter venoso, el tubo de coagulaciónque contiene citrato de trisodio deberíallenarse después del tubo que contiene he-parina. Los primeros mililitros de sangre,representando de1 a 2 volúmenes del ca-téter, deben ser descartados para evitarcontaminación con el anticoagulante.

21

Flebotomía, punción arterial y toma de muestras desde catéteres

21

22

Obtención de sangre por punción cutánea

La punción cutánea es el procedimiento deelección si se ha de obtener una pequeñacantidad de sangre de niños. En adultos, lasangre capilar se usa para estudiar los ga-ses de la sangre, la glucosa y el lactato.Hay diferencias entre la sangre capilar y venosa, especialmente en la prueba de tole-rancia oral a la glucosa.

La sangre obtenida por la punción cutánease compone de una mezcla de sangre pro-cedente las arteriolas, vénulas y capilares, ypuede también estar diluida con fluido in-tersticial e intracelular.

La composición relativa de la sangre obteni-da por punción cutánea dependerá de va-riables tales como el flujo de sangre a lapiel durante la recolección. El calentamientodel lugar de punción con anterioridad a larecolección de sangre es efectivo para «ar-terializar» la sangre obtenida en este tipode punción (122).

Los lugares para la obtención de sangre seilustran en Fig.9-3. Incluyen la superficiepalmar de la falange distal de cualquier de-do y la superficie plantar lateral o medialdel talón (122).

La punción del dedo no deberá realizar-se en lactantes menores de 1 año ya quehay una cierta probabilidad de lastimar elhueso. Existe una relación lineal entre elvolumen de sangre recolectado y la pro-fundidad de penetración en el sitio depunción (4); por lo tanto, la lanceta de-bería seleccionarse según el sitio de pun-ción y la cantidad de sangre necesitada(Fig. 9-1).

La profundidad de la incisión hecha en el ta-lón de un infante es crítica ya que una pun-ción más profunda de 2,4 mm sobre la su-perficie plantar del talón especialmente deniños muy pequeños puede dañar el calcá-neo o hueso del talón. Esto puede evitarsecon el uso de lancetas semiautomáticas de-sechables de flujo de seguridad (Fig. 9-2).Después de la selección del lugar de pun-ción cutánea, y antes de realizar la misma,deberá limpiarse la zona con una soluciónacuosa de propanol-2 al 70 % (102). Des-pués de secar el lugar con una gasa estérilpara asegurar que el propanol-2 residual seha eliminado (ya que de otra manera po-dría causar hemólisis), la punción cutáneadeberá realizarse con una lanceta desecha-ble. Debería evitarse el uso de otros desin-fectantes para limpiar la zona de punciónya que podrían elevar incorrectamente losresultados de las concentraciones de urato,fosfato o ion potasio (189).

La primera gota de sangre que fluye des-pués de la punción cutánea deberá ser des-

Fig. 9-2MicrotainerTM lanceta

SAFETY FLOWTM

operaciónadecuadacon pulsador

retracciónautomáticade la hoja

profundidadde penetraciónsegura yuniforme

un solo uso2

1 3

4

Fig. 9-1Profundidad de

penetración de lalanceta SAFETY FLOWTM

de MicrotainerTM

a

hoja cuadrada2,5 mm

▼

b c

micropunción1,4 mm

hoja aguda1,9 mm

2323

cartada, retirándola con una gasa estéril,ya que es probable que esté contaminadacon fluidos tisulares. Aplicando una ligerapresión, pero sin exprimir el área alrededordel lugar de la punción, deberán recogerselas gotas de sangre que fluyen libremente,tocándolas con el borde del recolector y de-jándolas fluir por capilaridad en el recipien-te de micromuestras adecuado.

La Fig. 9-3 ilustra una técnica típica de reco-lección de micromuestras. En el caso quelas gotas no fluyan libremente desde el ta-pón colector al tubo de micromuestra, éstepuede golpearse suavemente para facilitarel flujo de gotas de sangre en el tubo. Al ter-minar la recolección de sangre, deberá ce-rrarse el tubo firmemente. Los tubos que con-tienen aditivos deberán mezclarse biendespués de la recolección de la muestra, in-virtiendo suavemente el tubo aproximada-mente 10 veces.

La recolección de muestras de sangre entubos capilares heparinizados destinadosa las mediciones relacionadas con los ga-

ses de la sangre debería hacerse despuésde calentar la zona de punción con una to-alla empapada en agua corriente a unatemperatura no mayor de 42 °C para con-seguir la «arterialización» del lugar depunción. Los tubos capilares deben estar li-bres de burbujas de aire después de la re-colección.

Al concluir la recolección de la muestra, de-berá presionarse la zona de punción conun algodón o compresa de gasa estéril ymantenerla en la zona hasta que deje desangrar. Como una medida de seguridad,es aconsejable no aplicar vendajes adhesi-vos sobre la zona de punción de recién na-cidos y niños pequeños, no solamente acausa de la irritación que el adhesivo pue-de ocasionar sino también debido a que elvendaje podría llegar a soltarse y ser traga-do por el niño.

Las lancetas desechables usadas para lapunción cutánea deberán depositarse enun contenedor de seguridad resistente ala perforación, destinado a tal propósito.

La extracción capilar

Fig. 9-3Recolección de sangrecapilar con undispositivo típico deextracción demicromuestras

a) Reúna el material y prepare al paciente b) Seleccione la zona, caliente, desinfecte y deje secar al aire (ver los ejemplos de zonas de elección arriba)

c) Realice la punción: sujete con firmeza, aplique la lanceta SAFETYFLOW(tm). Empuje el émbolo y suelte. Retire la lanceta y deposítela en uncontenedor para objetos cortantes.

d) Enjuague la primera gota de sangre. Coloque el tubo en el lugar de lapunción y canalice la sangre para que fluya por el centro del colectorhacia el interior del tubo. No exprima la zona.

e) Llene el tubo de EDTA entre las marcas de 250(L y 500(L.

f) Empuje el tapón de cierre hasta oír un «click» g) Inmediatamente mezcle la muestra invirtiendoel tubo 10 veces. No agite

SÍ

SÍNO

SÍ

MAXIMINI

EDTA

500250 500

250

250500500

250

24

Como requisitos mínimosla muestra que llega allaboratorio deberácontener la siguienteinformación:

* Nombre y apellidos

* Fecha de nacimiento

* Número deidentificación de lamuestra, o del pacienteo de la hoja de petición

* Número de la sala(remitente, nombre delmédico peticionario)

* Fecha y hora de latoma de la muestra(día, hora, min.)

¿Confundió el laboratorio mi muestra?

Todas las personas involucradas en los pro-cedimientos diagnósticos son conscientesdel problema de la identificación de lasmuestras. La confusión en los nombres, peti-ciones, muestras o resultados de las prue-bas de los pacientes puede tener seriosefectos sobre el tratamiento del paciente ypodría, por lo tanto, considerarse como una«mala praxis». Este capítulo resume breve-mente la situación actual en la identificaciónde muestras y pacientes durante la fase pre-analítica (13).

¿ Nombre o número?

Cuando un paciente es admitido en un hos-pital, tiene que ser identificado por muchagente, incluyendo enfermeras, facultativos,técnicos y otras personas. Lo mismo ha deser válido para cualquier muestra tomadadel paciente y trasladada al laboratorio delpropio hospital u otro laboratorio externo.Como puede verse en la Fig.10-1, la comu-nicación entre todas las partes del procesodiagnóstico requiere la transferencia de es-ta identificación del paciente. El uso delnombre y apellidos para identificar un indi-viduo ha demostrado ser insuficiente paraasegurar la transferencia correcta de laidentidad. El nombre, apellidos y la fechade nacimiento es la combinación de infor-mación usada más frecuentemente para laidentificación. A fin de reducir la cantidadde información manejada, en muchos hos-pitales se destina al paciente un número.

Este número no puede ser utilizado paraningún otro individuo. Idealmente, este nú-mero se imprime junto con el nombre sobrecualquier pedido, muestra e informe. Losnúmeros de la sala, habitación y cama pue-den ser una ayuda adicional. Esto es espe-cialmente útil si la extracción de muestrasno se hace por la misma persona que pidelos exámenes de laboratorio clínico.

La Fig. 10-2 utilizada como fondo en el tex-to de la parte superior de esta página ilus-tra un ejemplo de una hoja de petición quecontiene un número suficiente de etiquetaspara todas las muestras posibles, que seusan sobre los distintos tubos de muestras.Alternativamente, un paquete de etiquetasautoadhesivas preimpresas con la identi-ficación del paciente pueden facilitarse en el momento de la admisión al hospital(Fig.10-3).

Los métodos de identificación

A la llegada al laboratorio, el paciente hade ser identificado a partir de la informa-ción facilitada. Esto puede hacerse visual-mente leyendo el nombre y sala de la eti-queta y de la hoja de petición, transfiriendoesta información a las planillas de laborato-rio y a todas las alícuotas de la muestra. Lafase siguiente requiere la generación de unsistema de subnumeración que vincule al in-dividuo y el día de la obtención de lasmuestras (comúnmente no más largo de tresde dígitos).

Muchas instituciones, sin embargo, usanmedios electrónicos para transferir datos deidentificación: esto puede hacerse en líneausando el sistema informático del hospital,que transfiere los datos básicos del pacien-te junto con la petición directamente al sis-tema informático del laboratorio. En estecaso, las muestras que llegan al laboratoriotienen que estar vinculadas a una hoja peti-ción determinada por el código de barraso un sistema de código alternativo fijado alas muestras. En el ejemplo dado en la Fig.10-2, el número sobre la muestra es idénti-co al número de la hoja de petición que se

Fig. 10-1Flujo de información

durante un examen delabotatorio clínico

en un hospital.SIH = Sistema

informático del hospitalSIL = Sistema

informático dellaboratorio

etiquetasadhesivaspreidentificativas

flebotomía en la sala

muestra del paciente

muestra identificada

SIL

SIHSala

Lab

el clínico solicita exámenes de lab.

impresión del número de accesoen las etiquetas adhesivas

muestra del pacienteidentificada y provistade un número de acceso

técnica con lecturamanual de identificación

resultados

entrada de resultadosa través de teclado

edición dela lista detrabajo

25

Fig. 10-2Número de peticiónsobre etiquetasadhesivas para tubosde muestras.

Fig. 10-3El suministro deetiquetas de paciente enla admisión del hospitaly su utilización en ellaboratorio clínico.

vincula entonces electrónicamente al pa-ciente por el sistema informático del labora-torio (Fig. 10-3).

Recientemente, se han sugerido sistemasmás sofisticados que se utilizarán amplia-mente en el futuro: un código de barras bi-dimensional (Fig. 10-4), código de puntos(Fig.10-5) o chips fijados a la muestra quepueden contener toda la información nece-saria incluyendo la petición y la informaciónsobre el paciente (176).

Identificación de la muestra en ellaboratorio, forma directa respecto ala indirecta

La identidad del paciente se vincula inequí-vocamente al recipiente de la muestra en elpunto de extracción o recolección de lamisma, siempre que la muestra primaria semantenga a lo largo de todo el procesoanalítico. Esto necesita separadores sue-ro/plasma para mantener la muestra detrabajo (plasma o suero) en el tubo demuestra primario (sangre) y de esta formaser identificado directamente por el lectordel analizador.

Si el lector no está disponible o se hacen ali-cuotas la muestra original, puede usarse undispositivo que automáticamente defina lasposiciones de cada muestreo en cada unode los analizadores utilizados. Este tipo deidentificación se llama identificación indirec-ta (por localización) (105). Mientras que los

mecanismos directos de identificación per-miten identificar la muestra en cualquier mo-mento y posición, la identificación indirectapor la posición puede hacerse únicamentecon la ayuda de una lista numerada de po-siciones o un sistema informático de labora-torio. Además, cualquier porción alícuotatiene el peligro inherente de una confusiónadicional entre muestras.

Métodos de identificación de muestras

25

A B C D E F G H I J K L M N O P Q R S T U V W X Y Z

- ? : 3 % 8 ( ) . , 9 0 1 4 . 5 7 = 2 / 6 +

código

dígitos/símbolos

letras

HITECO PROJECTCCITT INTERNATIONALE CODE

sala

consulta 06 85Juan López 0001Gluc. UR CH

recepción del lab.

admisión del hospital

zona de trabajo dellaboratorio

númerode acceso

Recomendación:

* Cualquier muestradeberá identificarseinequívocamente antesde ser procesada.

* Los procedimientos deidentificación directa demuestras primariasdeberían usarsepreferentemente a laidentificación indirecta ysubdivisión de la muestraen alícuotas, parareducir los errores en laidentificación.

* Cualquier muestra cuyaidentidad y origen noesté suficientementedocumentada deberásepararse a una formaestable (suero, plasma),guardarla en elrefrigerador y completarla información omitidaantes de procesarla.

▼

Fig. 10-4 Un código de barras bidimensional encomparación con un código de barrasunidimensional.

Fig. 10-5 CCITT (código télex) expresa números y letrasen una matriz de puntos bidimensional.

▼ ▼

El líquido cefalorraquídeo y el suero (o elplasma) forman una unidad inseparable enel diagnóstico moderno; por esta razón lí-quido cefalorraquídeo y suero (o plasma)deberían recogerse tan simultáneamentecomo sea posible (82). La zona de punciónes generalmente la lumbar, pero tambiénhabría de nombrarse la ventricular, suboc-cipital o por una derivación.

Se debe marcar y desinfectar la zona depunción. Es deseable para el paciente untratamiento paliativo del dolor con unanestésico local. La punción deberá sersagital y ligeramente inclinada hacia arri-ba (20°) (Fig. 11-1).

Cantidad requerida

La cantidad que se recoja dependerá de lasituación clínica, la cual no es demasiadocrítica en adultos; el líquido cefalorraquí-deo se repone muy rápidamente (500mL/día en adultos). De manera particular,cuando se están buscando células tumora-

Una muestra preciosa

les, es importante obtener tanto líquido ce-falorraquídeo como se pueda (hasta 30 mLsería un volumen óptimo en adultos) (Tabla11- ). El tiempo de recolección de lamuestra deberá ser tan largo como sea po-sible, usando una aguja lo más fina posi-ble, para evitar el dolor de cabeza si-guiente a la punción.

¿Qué aspectos específicos sonimportantes en la extracción yrecolección del líquidocefalorraquídeo?

El paciente en ayunas, debería estar senta-do, o pedirle que se tumbe de lado sobreun lecho plano. La espalda del pacientedeberá doblarse hacia delante y la posi-ción será asegurada por un asistente. Lamusculatura debería estar tan relajada como sea posible (Fig. 11-1). Debe ano-tarse la hora en que se toma la muestra,junto con información sobre cualquier tra-tamiento inicial (p. ej. en la meningitis bac-teriana).

Se recomienda usar una aguja «atraumáti-ca» de «punta de lápiz» (0,7 mm el diáme-tro exterior), como la diseñada por Sprotte yWhitacre (Fig.11-2), en vez de usar unaaguja de 22G con filo Quincke, para así,evitar el síndrome post-punción (dolor de ca-beza) (18).

Con el fin de evitar la contaminación de lamuestra, se debe obtener y transportar el lí-quido cefalorraquídeo en tubos cerrados.

El líquido cefalorraquídeo deberá distribuir-se, en condiciones asépticas, en varios tu-bos de poliestireno transparente con tapón(estériles para microbiología y sin aditivospara citología y bioquímica). Para citolo-gía, debe evitarse el uso de aditivos talescomo EDTA y fluoruro. Después de la ob-tención de la muestra, se debe retirar laaguja y cubrir la herida adecuadamente.Los pacientes deberán guardar reposo ten-didos boca abajo al menos durante 30 minpara evitar pérdidas subsiguientes.

1

26

Fig.11-1Toma de muestra de

líquido cefalorraquídeo

Fig. 11-2Aguja de «punta de

lápiz» «atraumática»

Tabla 11- Secuencia y cantidades recomendadasde líquido cefalorraquídeo

Fracción Adultos NiñosDescartar los primeros 0,5 mL y todo el líquido cefalorraquídeo contaminado con sangre

Microbiología* ~ 2 mL ~ 1 mLCitología > 10 mL > 1 mL

El sobrenadante se (¡células tum.!) (¡células tum.!)usa para bioquímicaTotal 12 mL 2 mL

*Antes de comenzar la antibioticoterapia o 2-4 días después de su suspensión

¿Qué hay que saber sobre eltransporte y almacenamiento?

Lo más importante de todo:

Después de tomada la muestra, enviarla allaboratorio lo antes posible por el mediomás rápido.

El líquido cefalorraquídeo no es un medioparticularmente «amistoso» con las células.Es posible su transporte en baño de hielodurante aproximadamente 3 h. Algunas re-comendaciones adicionales se recogen enla Tabla 11- .

Tabla 11- Recomendaciones paa el transporte y almacenamiento de líquido cefalorraquídeo

Hasta 1 h No refrigerarHasta 3 h Transportar en hielo

No congelarSin aditivosSin fijación parcial

Almacenamiento de Después de centrifugar laslarga duración células, enfriar inmediatamente

a –70 oC en envases de vidrio opolipropileno que puedancerrarse herméticamente.

Para exámenes citológicos, en vez del lí-quido cefalorraquídeo original, se envíanal laboratorio preparaciones centrifuga-das. Estas deberían prepararse cerca del

2

2

1 paciente usando una centrifuga especial(centrifugación durante 20 min a 180 g).Estas muestras son estables de 4 a 6 días atemperatura ambiente o de 3 a 12 mesesa –70°C si se fijan con acetona (depen-diendo de la inmunocitología del antígeno)(202).

Indicaciones especiales para larecolección de muestras de líquidocefalorraquídeo

● La recolección de muestras en diferen-tes porciones significa que no se tienen encuenta los gradientes de concentraciónque siempre existen (p. ej. para albúminae IgG). Esto puede evitarse si primero serecoge el volumen entero en un único tu-bo, se mezcla bien y entonces se divideen alícuotas.

● No deberían usarse guantes empolva-dos con talco cuando se está extrayendolíquido cefalorraquídeo, ya que podría al-terar el examen citológico del líquido ce-falorraquídeo.

● Una concentración de leucocitos ( 6 x109/L no debería alterar la concentraciónde lactato dentro de las 3 primeras horasa temperatura ambiente (97).

● La congelación del líquido cefalorra-quídeo es mejor llevarla a cabo a –70°Cque a –20°C ya que, por ejemplo, lasbandas de proteínas oligoclonales des-aparecen lentamente después de estar al-macenadas durante unos 6 meses a -–20°C.

El líquido cefaloraquídeo

27

BA

C

Una muestra que está casi siempre disponible

La orina

Una revisión de los diez errores más comu-nes en el examen de la orina revelaba quealgunos de los problemas eran de una natu-raleza preanalítica: las muestras eran de-masiado viejas, los recipientes de recogidaestaban contaminados, las muestras noeran homogéneas y los factores preanalíti-cos no se habían cuidado adecuadamente(46). La calidad de los recipientes de reco-lección es un factor crítico en este contexto.El recipiente ideal para cualquier muestrade orina es una botella de boca ancha detamaño apropiado (Fig.12-1). Los recipien-tes de orina usados deberían, o bien serdesechables o, si no, enjuagarse cuidado-samente antes de su uso para eliminar losdetergentes. Si a la orina se le van a reali-zar exámenes bacteriológicos, los recipien-tes tienen que ser estériles. En los exámenesrelacionados con las y las proteínas, debe-ría evitarse la absorción de estos compo-

nentes en la pared del recipiente. Las dife-rentes clases de muestra se listan en la Ta-bla 12- .

Para pacientes pediátricos y recién naci-dos, deben utilizarse bolsas de recolecciónde orina con adhesivo hipoalergénico pa-ra fijarlas a la piel. Primero, se deben la-var las zonas púbicas y perineales conagua y jabón. Después, presionar el adhe-sivo alrededor de la vagina o fijar la bolsasobre el pene y las solapas al perineo. De-be verificarse el recipiente cada 10-15min. (120).

La primera orina de la mañana ofrece nu-merosas ventajas. Una osmolalidad eleva-da indica una capacidad de concentraciónintacta por parte del riñón. Estas muestrasmatinales también son particularmente úti-les para cultivos e identificaciones de mi-cobacterias. Las desviaciones debido a ladieta, postura y actividad física están dimi-

1

28

Fig. 12-1Recipientes para

muestras de orina. Izquierda: para

exámenes cualitativos; derecha: para

exámenes cualitativos ycuantitativos

Kühl lagern!

Tabla 12- : Diferentes tipos de muestras de orina y su uso en el laboratorio

1. Orina aleatoria o muestra puntual Exámenes urinarios2. Primera orina de la mañana Examen de entidades celulares y cilindros3. 07:00–10:00 Mediciones relacionadas con el

(segunda orina de la mañana) creatininio4. Orina de 24 h Medición de excreciones urinarias

1

%

240

200

160

120

100

-4 -2 0 2 4 6 8 10

inmovilización

porc

enta

je d

e ex

crec

ión

semanas

Fig. 12-2Excreción urinaria de calcio(II) durante un período deinmovilización de seis semanas

▲

Orina y saliva como muestras diagnósticas

29

nuidas. La Fig.12-2 muestra el aumento dela excreción urinaria de calcio(II) en un240% durante un período de inmoviliza-ción de seis semanas (205).

La Fig.12-3 ilustra un ejemplo de la influen-cia de la dieta sobre la excreción urinariade electrólitos y algunos substratos. Bajocondiciones especiales, cinco voluntariossanos recibieron únicamente agua destila-da durante un período voluntario de ayunode cuatro días. La mayoría de los compo-nentes mostró una reducción del caudal deexcreción. Solamente se aumentó la excre-

ción de amonio a causa de la acidosis me-tabólica inducida por el ayuno (85).

Para el análisis cuantitativo, se debería utili-zar orina recolectada durante un intervalode tiempo, preferentemente en periodos de24 h. En este caso es sumamente importan-te dar instrucciones exactas al paciente(83). Para las investigaciones bacteriológi-cas se recomiendan las muestras de orinarecolectadas a «mitad de micción», de ca-téter o por punción suprapúbica (46). En laFig.12-4, se muestra esquemáticamente larecolección de orina a mitad de micción

ion sódico

ion potásico

calcio

magnesio

cloruro

fosfato

sulfato

creatininio

urea

amonio

–100

–50

212

144

% d

e ca

mbi

o

50

100

Fig. 12-4Recolección y toma demuestra de orina demitad de micción (orinano contaminada)

Fig. 12-3Influencia de 4 días deayuno sobre laexcreción urinaria deelectrólitos y substratos.Cambio (%) relativo alvalor inicial, durante( ) y un día después( ) del ayunovoluntario (85).

orina depende tanto del pH como de la os-molalidad. Un pH superior a 7,5 y una os-molalidad por debajo de 300 mmol/kgproduce una degradación rápida de estascélulas (138). Otros componentes tienden aformar cristales a pH fisiológicos (oxalato,urato), o se descomponen si no están ade-cuadamente estabilizados (glucosa, urea,citrato). La Fig.12-5 muestra los cambios(%) de diversos componentes después deun almacenamiento de dos, cuatro y seis días a temperatura ambiente sin aditivos.Citrato, glucosa, oxalato y magnesio soninestables. La adición de azida de sodio enuna concentración final de 10mmol/L deorina para el mismo tiempo y temperatura,estabilizó todos estos componentes durante6 días a temperatura ambiente (156). LaTabla 12- . enumera diversos aditivos quese usan para estabilizar componentes de laorina. No se dispone de ningún aditivo úni-co que estabilice todas las clases de com-ponentes.

Para la medición de magnitudes, se reco-mienda el almacenamiento con un estabili-zante a temperatura ambiente. Si las mues-tras de orina se almacenan a 4-6°C serecomienda, para la medición de la con-

2

(orina no contaminada). Se considera queuna concentración de bacterias > 108/L enuna orina obtenida a mitad de micción esindicativa de bacteriuria significativa. Elanálisis de las muestras de orina deberá lle-varse a cabo idealmente dentro de la horasiguiente a su recolección (excepto en elcaso de muestras de orina de 24 h). Untiempo de análisis corto es de particular im-portancia cuando ha de realizarse una evaluación morfológica de los componen-tes lábiles del sedimento urinario. Así, la es-tabilidad de eritrocitos y leucocitos en la

30

Una muestra que está casi siempre disponible

Fig.12-5La influencia del tiempo

de almacenamientosobre la recuperación

de diversoscomponentes en

muestras de orina sinaditivos y almacenadasa temperatura ambiente

(% cambio sobre losvalores iniciales) (156).

oxalatoglucosa

creatininiocitrato

albúmina

2 días

4 días

6 días

proteínafosfato

magnesio(II)calcio(II)

uratourea

100

50

% d

e in

crem

ento

ion sodioion potasio

Tabla 12- : Conservantes de la orina (46,74)

Conservante Componentes estabilizados

Timol, 5 mL de una solución al 10 % en propanol-2 La mayoría de los componentes

Azida de sodio, 10 mmol/L de orina Glucosa, urea, urato, citrato,ion potasio, calcio (II), oxalato

Ácido clorhídrico, 25 mL 6 mol/L por Catecolaminas y metabolitos,volumen de orina de 24 h 5-hydroxiindolilacetato,

calcio (II), magnesio (II) y fosfato

Carbonato de disodio, 2 g/L de orina Porfirinas, urobilinógeno

pH de la orina > 8,0 Urato

2

centración de calcio(II), magnesio(II), oxala-to y fosfato la acidificación (pH entre 1,5 y2,5), y para el urato, la alcalinización (pH> 8,0). Para otros componentes, son nece-sarios diferentes tipos de conservantes (verla Tabla 12- ).

Saliva

En la saliva se puede medir la concentra-ción de diversos componentes, tales comoesteroides y fármacos. Las muestras puedenobtenerse de una sola glándula (saliva es-pecífica de glándula) o de varias glándu-las diferentes (saliva mezclada) (Fig. 12-6).Esta última muestra es la que se usa ordina-riamente. Se emplean diferentes métodospara obtener saliva desde la cavidad oral(62). Se han desarrollado varios dispositi-vos de toma de muestra para normalizar larecolección de saliva para medir la con-centración de hormonas o fármacos. La Ta-bla 12- presenta una lista de algunos delos dispositivos actualmente disponibles ymateriales absorbentes. Ninguno de estospuede considerarse ideal para todos lospropósitos. Los dispositivos que usan mate-riales que absorben la saliva pueden con-taminarse con sustancias que interfierencon el procedimiento de medida, o bien el fármaco en estudio puede absorbersepor dichos materiales en grado variabledependiendo del dispositivo utilizado. Lasrecuperaciones de fármacos que se hanpublicado recientemente oscilan en un in-tervalo de 59 a 107% (63).

3

2

Orina y saliva como muestras diagnósticas

31

Tabla 12- : Dispositivos para la recolección de saliva utilizando materialesabsorbentes disponibles comercialmente

Nombre Material Fabricante

Saliva-Sac Dispositivo de ultrafiltración BioQuant

Salivette Rollo de algodón y centrifugación Sarstedt

Ora-Sure Almohadilla sobre bastoncillo Epitopede «pirulí»

Omni-Sal Colector con almohadilla Saliva Diagnostic Systemsabsorbente y fluido indicador

Abusa-stick Torunda salivar Chem-Elec

Alcoscan Torunda salivar Lifescan

Dispositivo para la Bola de rayón y expulsión por Trinity Biotechrecolección de saliva un pistón a rosca

Quick Absorber* Tiras de papel triangulares Inami Co Ltd, Tokyo

* También aplicable para la recolección de saliva directamente desde los orificios de los conductos glandulares.

3

Fig. 12-6Recolección de saliva de diferentes ubicaciones de la cavidad oral. En la partesuperior 4 rollos de algodón unidos por un hilo se colocan encima de la lengua. Al pie, 3 rollos de algodón acortados y unidos por un hilo se pusieron delante de lalengua. En el lado izquierdo y derecho se muestran bandas revestidas de metal queestán envueltas en una lámina de polietileno con una abertura rectangular en el áreadel orificio de los conductos parótidos. Las 4 partes se pusieron en la cavidad oral yse dejaron allí durante 9 min sin mover la lengua. La saliva se recolectó a partir delas bandas y de los rollos de algodón por centrifugación en Salivettes(r)(63).

Se puede centrifugarinmediata-

mente

Dejar 30-45min en reposoy, si es posible,en la oscuridad;

centrifugar

¿Plasma o suero?

El suero se obtiene a partir de la sangre porcentrifugación después de la finalización delproceso de coagulación llevado a cabo porlas plaquetas y los factores de la coagula-ción. Por definición, está desprovisto de fac-tores de coagulación pero enriquecido conlos componentes celulares y productos meta-bólicos de plaquetas.

El plasma es el sobrenadante virtualmente li-bre de células obtenido tras la centrifuga-ción de la sangre, cuya coagulación está in-hibida por la adición de anticoagulantesinmediatamente después de la toma de la

muestra. Los anticoagulantes inhiben la for-mación del coágulo mediante diversos me-canismos.

Para algunos componentes, hay diferenciasde relevancia diagnóstica entre los resulta-dos obtenidos en suero y los obtenidos en elplasma (ver Tabla 13- y Fig.13-1).

Se ha demostrado una correlación linealentre la diferencia en la concentración deion potasio y fosfato en el suero o en elplasma y la concentración de plaquetas enla sangre (Fig.13 -2). Para algunos compo-nentes que se encuentran en gran cantidaden las plaquetas puede suceder, que suconcentración en el suero no se mida co-rrectamente, p. ej. las concentraciones defosfatasa ácida, γ, γ-fosfopiruvato-hidratasa(«enolasa específica neuronal»), dopaminay serotonina (56).

Las diferencias, entre las concentracionesobtenidas en el suero y en el plasma, sondebidas a las siguientes razones fisiológicasy técnicas:

● El componente puede agotarse durantela coagulación: fibrinógeno, plaquetas,glucosa.

● El componente puede liberarse desdelas células durante la coagulación: amo-nio, fosfato, ion potasio, lactato, lactato-deshidrogenasa.

● El anticoagulante puede interferir ocontaminar el procedimiento de medida: γ-glutamiltransferasa, litio por espectrome-

1

32

Fig. 13-1Diferencias entre el

plasma y el suero obtenidas en tubos sepa-

radores de 4mL (190). Razón de la diferencia

media entre suero yplasma y el coeficiente

de variación del procedi-miento analítico utilizado.

Fig. 13-2Dependencia de la

diferencia de ion potasioentre el plasma y el suero

de la concentración de plaquetas en la sangre

(98)

1.81.61.41.21.00.80.60.40.20.0-0.2

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

concentración de plaquetas (x 109/l)

K di

ff (m

mol

/L)

Tabla 13- : Componentes con diferencias en su concentración en el suero oen el plasma heparinizado con relevancia diagnóstica y sus causas más importantes (190)

Componente % de cambio en comparación Causa principal de la diferenciacon el medido en el plasma entre el suero y el plasma

Ion potasio +6,2 Lisis celular, particularmentede plaquetas*

Fosfato +10,7 Liberación desde elementos celularesProteína –5,2 Efecto del fibrinógenoAmonio +38 Trombocitolisis, hidrólisis de

glutaminaLactato +22 Liberación desde elementos celulares

* También son causas responsables de la elevación de la concentración de ion potasio en el suero flademás de la trombo-citolisis, la hemólisis y la leucocitolisis extrema (cuando la concentración de leucocitos es > 50 x 109/L). Relativo a la in-fluencia de las plaquetas en la sangre se puede aplicar lo siguiente: un incremento en la concentración de plaquetas de100 x 109/L significa un incremento promedio de 0,11 mmol/L en la diferencia entre la concentración de ion potasio enel suero y en el plasma.

1

proteínaalbúmina

tirotropinatransferina

aspartato-aminotransferasacreatina-cinasa

bilirrubinaion sodio

hierrocolinasterasa

fosfatasa alcalinabilirrubina esterificada

triglicéridolactato-deshidrogenasa

fosfatoion potasio

γ−glutamiltransferasatriiodotironina

lactato

más

alto

en

plas

ma

0–5 5 10

más

alto

en

suer

o

ratio de suero – plasmaplasma x cv x 100

▲▲▲

Plasma Suero

Anticoagu-lantes

Sin anticoa-gulantes

Sangre

tría de emisión atómica de llama, cuandose calibra con litio.

● La metodología de la medición respec-tiva, incluyendo por ejemplo el tipo deinstrumento de medida utilizado (medidamonocromática o bicromática) (65) pue-de ocasionar interferencias.

● El fibrinógeno puede interferir el pro-cedimiento de medida (algunos pro-cedimientos inmunoquímicos heterogé-neos).

¿Qué ventajas tiene el plasma sobre elsuero?

1. Ahorro de tiempo. Se elimina la esperapara que la sangre coagule. El período decentrifugación puede reducirse aumentandola velocidad de rotación.

2. Mayor rendimiento. De la sangre puedeobtenerse un 15-20% más de plasma quede suero.

3. No hay virtualmente interferencias debi-das a la coagulación subsiguiente. En sueropuede producirse coagulación poscentrifu-gación. Esto no ocurre en el plasma.

4. Los resultados del plasma son más re-presentativos del estado in vivo que los delsuero.

5. Bajo riesgo de hemólisis y trombocitolisis.En personas sanas, la concentración de he-moglobina es unas 10 veces menor en elplasma que en el suero. En el plasma, lasplaquetas permanecen intactas in vitro; portanto, no liberan ion potasio, tal y como su-cede en el suero.

¿Que desventajas tiene el plasmacon respecto al suero?

1. Se altera la electroforesis de proteínas. Elfibrinógeno aparece como un pico en la re-gión de las γ-globulinas y puede confundirseo enmascarar un gradiente.

2. Las interferencias. Los anticoagulantespuedencomo potenciales agentes comple-jantes e inhibidores enzimáticos, producirinterferencias según el método de medida.Cada nuevo procedimiento de medida de-berá, probarse para diversos anticoagu-lantes, p. ej. interferencias frente a la he-parina.

3. Las interferencias catiónicas. Cuando seusan heparinatos, el litio o el amonio pue-den interferir con los procedimientos paramedirlos.

Los sistemas desechables para la extracciónde sangre con aditivos facilitan y mejoran elprocedimiento de toma de muestras y han su-puesto una contribución global a la mejoradel grado de normalización en la recolecciónde sangre venosa.

Si se utilizan tubos con separador de sue-ro o plasma, debería evitarse una nuevacentrifugación posterior al almacenamien-to de la muestra en el refrigerador, ya que esto conduciría a aumentos apreciables enlas concentraciones de ion potasio, fosfa-to, lactato-deshidrogenasa y alanina-amino-transferasa.

Tipos de plasma

Para las pruebas de coagulación, se utilizandiversos tipos de plasma obtenidos a partirde sangre citratada:

Tabla 13- Diferentes tipos de plasma

Plasma Aceleración centrí Tiempo de centri-fuga relativa (g) fugación (min)

Rico en plaquetas 150–200 5Pobre en plaquetas 1000–2000 10Libre de plaquetas 2000–3000 15–30

Cuando se obtiene suero, es necesario es-perar hasta que la sangre haya coaguladocompletamente (30 min a temperatura am-biente); si no se hace así, puede producirseuna poscoagulación, que puede ocasionarerrores, así como también obstrucciones enlos sistemas de analizadores.

2

Diferencias a considerar

Cuando se obtiene una

muestra de sangre, es

imperativo que se ponga

atención en asegurar la

mezcla completa de la

sangre con el

anticoagulante; debe

evitárse la formación de

espuma.

No deberían transcurrir

más de 2 minutos entre el

comienzo de la estasis

venosa y la mezcla de la

sangre con el

anticoagulante

33

Aditivos

Además de los anticoagulantes, tales comoEDTA, heparina, citrato y oxalato, se usanotros aditivos para la recolección de san-gre.

Para asegurar que no hay confusión porparte del flebotomista en la identificacióndel tubo apropiado, los tapones de los tu-bos que contienen anticoagulante y aditivoestán codificados por colores. Así, para lostubos que contienen anticoagulante, el có-digo de color del tapón es violeta para elEDTA, verde para la heparina y azul parael citrato. Los inhibidores glicolíticos talescomo fluoruro o iodoacetato solos o encombinación con anticoagulantes tales co-mo la heparina o el EDTA se han codifica-do de color gris. Estos colores se han incluidoen una norma ISO (72).

La Fig.14-1 muestra imágenes de los tubosutilizados en la recogida de sangre e iden-tificados por sus códigos de color apro-piado.

Los tubos que contienen ácido-citrato-D-glu-cosa (ACD fórmula A o B) se usan para laconservación de células y están codificadoscon el color amarillo.

Heparina

La heparina, cuyo uso es muy útil en los tu-bos de recolección de sangre, actúa ace-lerando la inhibición del factor Xa por laantitrombina. A diferencia de las prepara-ciones de heparina de baja masa molar,la heparina convencional de masa molaralta utilizada en los tubos de recolecciónde sangre también posee actividad de an-titrombina.

Aunque para las mediciones bioquímicasen el plasma el anticoagulante más utiliza-do es la sal de litio de la heparina, tambiénestán disponibles comercialmente los tubosde extracción de sangre que contienen lassales de sodio o de amonio de la heparina.La heparina de amonio puede limitar la me-dición de la concentración de urea median-te los iones amonio.

EDTA

Este compuesto funciona como un anticoa-gulante quelando el calcio. El EDTA se dis-cute más adelante en el capítulo de hemato-logía (p. 54).

Citrato

El citrato de trisodio también funciona comoun anticoagulante por quelación del calcio.El citrato de trisodio se discute en el capítulode coagulación (p. 52).

Inhibidores de la glicólisis

Tanto el fluoruro de sodio como el iodoa-cetato de litio se utilizan en los tubos deextracción de sangre para conservar laglucosa. También se ha sugerido el uso demanosa y fluoruro. Cuando se combinacon un anticoagulante tal como Na2 EDTA(1 g/L de sangre) u oxalato de potasio (2 g/L de sangre), la concentración nomi-nal de fluoruro que se utiliza para inhi-bir la glicólisis es 60 mmol/L (2,5 g/L) desangre .

34

¡Saque un tubo violeta!

Fig. 14-1Códigos de colores para

anticoagulantes yaditivos descritos en lanorma ISO 6710 (72).

Tabla 14- Códigos de color de los tubos con aditivoTubo Aplicación Color

1. Seco (sin aditivo), Bioquímica y serología Rojose obtiene suero

2. Heparina (14,3 kint.u./L) Bioquímica en el plasma Verde3. K2 EDTA o K3 EDTA Hematología y algunas magnitudes Violeta

(1,5 g/L) bioquímicas del plasma4. Citrato de trisodio (0,105 mol/L) Coagulación Azul5. Fluoruro de sodio Glucosa, lactato Gris

(2,5 g/L)/oxalato de potasio(2,0 g/L)

6. Iodoacetato de sodio Glucosa Verde(0,5 g/L)/heparina(14,3 kint.u./L)

1

El fluoruro inhibe la enzima fosfopiruvato-hidratasa en la ruta de la glicólisis y poresto previene la degradación de la gluco-sa (25).

En contraste con el fluoruro, el iodoaceta-to actúa sobre la gliceraldehido-3-fosfato-deshidrogenasa. Después de una disminu-ción inicial de la glucosa durante las pri-meras 3 h de la extracción de la muestra(una pérdida media de 0,5 mmol/L en su-jetos sanos), tanto el fluoruro como el iodo-acetato son efectivos en la preservación dela glucosa durante 3 días al menos (25,162). Sin embargo, debería tenerse encuenta que muestras de sangre con eleva-das concentraciones de leucocitos, eritro-citos o plaquetas tienen un consumo deglucosa más rápido, antes de que los inhi-bidores tales como fluoruro o iodoacetatocomiencen a ser efectivos (25). En los neo-natos, debido particularmente a la elevadafracción de volumen de los eritrocitos en lasangre («hematocrito»), puede consumirsehasta un 68% de la glucosa en las mues-tras de sangre recolectadas sin inhibidoresde la glicólisis y almacenadas a tempera-tura ambiente durante 5 h (103). Para su-perar este problema se han sugerido inhi-bidores que inhiban la primera enzima, lahexocinasa, de la ruta glicolítica. Un in-hibidor tal como la manosa se utiliza encombinación con fluoruro para una mejorconservación de la glucosa (94). La inhibi-ción por manosa, que es un inhibidor com-petitivo, es de vida corta, inhibiendo la gli-cólisis solamente en las 4 h siguientes a larecolección de la sangre.

Por otra parte, el fluoruro empieza a serefectivo a partir de la tercera hora de la re-colección de la muestra; de este modo,una mezcla de manosa (2 g/L de sangre)y fluoruro de sodio (2 g/L de sangre), de-bería ser efectiva para minimizar las pérdi-das de glucosa que de otra forma ocurrencuando se extrae la sangre utilizando sóloo fluoruro de sodio o iodoacetato de litio.

La Fig. 14-2 representa la eficacia de los in-hibidores de la glicólisis en la conservaciónde la glucosa (37, 184).

Conservación de células

Se han utilizado mezclas de anticoagulan-te-aditivo, tales como ACD (anticoagulante-citrato-glucosa o ácido-citrato-D-glucosa) enlos tubos de extracción de sangre para pre-servar eritrocitos. El ACD esta disponibleen dos fórmulas, A y B. La diferencia entrelas dos fórmulas es la diferente relaciónsangre/ mezcla de aditivos.

Tabla 14- Composición de las fórmulas de ACD

ACD A ACD BCitrato de trisodio 2,2 g 1,32 gÁcido cítrico anhidro 0,73 g 0,44 gD-Glucosa) 2,45 g 1,47 gAgua 100 mL 100 mLVol. por mL de sangre 15 mL 25 mLpH 5,05 5,1

En la fórmula ACD A, se usa una relaciónaditivo a sangre de 1:5,67 mientras que enla fórmula ACD B la relación de aditivo asangre es 1:3. De ahí, que haya una menordilución del aditivo con la fórmula ACD B,teniendo de esta forma cantidades relativa-mente mayores de D-glucosa disponibles pa-ra ser metabolizada por los eritrocitos y asíconservarlos mejor.

La mezcla ACD conserva los eritrocitos du-rante 21 días cuando la sangre se almace-na entre 1 y 6°C (16).

2

Aditivos y códigos de color

35

Fig. 14-2Conservación de laglucosa con inhibidoresglicolíticos (37).

100

90

80

70

60

500 2 4 20 22 24

(h)

mezcla de inhibición rápida +NaF

tiempo de almacenamiento a temperaturaambiente

sin inhibidor

conc

entra

ción

de

gluc

osa

(% d

e la

inic

ial)

-NaF

Los efectos del tiempo y temperaturadurante el transporte

El traslado de muestras al laboratorio clíni-co puede realizarse de diferentes mane-ras. Normalmente, los tiempos de trasladoson cortos cuando el laboratorio se ubicacerca, o en las mismas instalaciones clíni-cas y no representa ningún problema. Sinembargo, el tiempo transcurrido desde laextracción de la sangre a la centrifuga-ción, no debería exceder de una hora. Al-gunos procedimientos de medida requie-ren aditivos especiales tales como fluorurode sodio/oxalato para medir la concen-tración de lactato (6) o borato de sodioserina EDTA para medir la concentraciónde amonio (43). La medición de la con-centración de hemoglobina en el plasmarequiere la manipulación cuidadosa de la

muestra de sangre con EDTA. El trasladoal laboratorio puede realizarse bien me-diante un mensajero, o bien mediante unsistema de reparto por tubo neumático.Los adelantos actuales en los sistemas deeste último tipo aseguran un traslado cui-dadoso con el fin de evitar la hemólisis.Tales muestras pueden usarse para medirmagnitudes bioquímicas, hematológicas opara la realización de gasometrías (80).

Si por alguna razón técnica se requiereun traslado de la muestra a larga distan-cia (p. ej. por correo o mensajeros de la-boratorio), debería evitarse hacerlo conlas muestras de sangre. La Fig.15-1 mues-tra la influencia de la temperatura y dura-ción del almacenamiento de muestras desangre coagulada sobre algunas magnitu-des (69, 136).

36

Envíeme una muestra

Fig.15-1Efecto del tiempo y la

temperatura dealmacenamiento sobre

la concentración dediversos componentes

del suero de sangrecoagulada sin

anticoagulante (136). ( ) 4°C, ( ) 23 °C,

( ) 30 °C

mm

ol/L

glucosa

cam

bio

(%)

mm

ol/l

ion potasio

55,550,044,538,8

27,822,216,611,1

0 2 4 6 8 24 48

46

100

78

hours

29

33,3

alanina-aminotransferasa

1110

9876543

0 2 4 6 8 24 48

100

252

198

cam

bio

(%)

horas

11010090807060504030

0 2 4 6 8 24 48

100

325

237

horas

120

190

mm

ol/l

fosfato

cam

bio

(%)

0,5

0,4

0 2 4 6 8 24 48

100

329

160

130

horas

0,3

0,2

0,1

293

µKat

/L

cam

bio

(%)

rar las concentraciones de las células san-guíneas en función de la dependencia dela temperatura que tengan dichos anticuer-pos (ver p. 74-75).

Las concentraciones de muchos compo-nentes bioquímicos tales como electrólitos,sustratos o enzimas no resultan afectadospor un tiempo de transporte de envío dehasta cuatro días. Las concentraciones dehemoglobina y de eritrocitos son tambiénestables. Se observan diferencias impor-tantes en la fracción de volumen de los eri-trocitos en la sangre («hematocrito»), el vo-lumen entítico de los eritrocitos (VCM) y laconcentración de bilirrubina en el plasma(ver Fig. 15-2). Un examen fiable de losdistintos leucocitos requiere que la prepa-ración de la extensión de sangre se realicedentro de las 3 h siguientes a la toma de lamuestra.

La liberación de ion potasio desde los eri-trocitos es mínima a temperatura ambientedebido a la actividad de la ATPasa inter-cambiadora de Na+/K+ dependiente de latemperatura. Este efecto aumenta tanto a4°C como por encima de 30°C. Las con-centraciones de glucosa disminuyen con elaumento de temperatura, mientras que conel fosfato se observa el fenómeno opuesto,ya que las fosfatasas del plasma y los eri-trocitos aumentan la concentración de estecompuesto. Como se ha demostrado en laFig.15-1, la duración del almacenamientoa una temperatura determinada es un fac-tor importante. Si una muestra de sangrese almacena durante 2 h a 23°C, las con-centraciones de glucosa disminuyen apro-ximadamente un 10 por ciento (ver Fig. 14-2,p. 35).

En las muestras patológicas los efectos detiempo y temperatura comúnmente observa-dos pueden presentar desviaciones. La dis-minución dependiente del tiempo de la con-centración de glucosa en las muestras desangre es mayor en las leucocitosis. Delmismo modo, el aumento de la concentra-ción de amonio dependiente del tiempo es-tá más acentuado en muestras con la con-centración catalítica de γ-glutamiltransferasaelevada (43). Los anticuerpos pueden alte-

Efectos del tiempo y la temperatura durante el transporte

37

cam

bio

(%)ion sodio

ion potasio

calcio (II) 6

4

2

0

–2

–4

–6

–8

–10

albúminabilirrubina

creatininiofosfatasa-alcalina

alanina-aminotransferasa

aspartato-aminotransferasa

lactato-deshidrogenasa

“hematocrito”volumen entítico de los eritrocitos

leucocitos

hemoglobinaeritrocitos

Fig.15-2Estabilidad de diversasmagnitudes biológicasdurante el transportepor correo (8, 99).

Cuando es necesario enviar sangre u otrosfluidos corporales humanos a un laboratoriodistante, se han de cumplir ciertas normas deseguridad. Además, tiene que conservarse laintegridad de la muestra para asegurar su co-rrecto examen. Las muestras deben enviarseen recipientes que «sean resistentes a la filtra-ción, golpes y cambios de presión, y otrascondiciones que puedan incidir en la manipu-lación ordinaria que se realiza en el transpor-te» (124).

Las reglas del transporte aéreo están deta-lladas por la Organización Internacional deAviación Civil (OIAC) estadounidense enlas «Instrucciones técnicas para la seguri-dad en el transporte de mercancías peligro-sas por aire» (124).

La Asociación Internacional de TransporteAéreo (IATA) requiere que en el exterior depaquete se escriba «Muestras diagnósti-cas». En los Estados Unidos, las regulacio-nes de la Occupational Safety and HealthAdministration (OSHA) (Administración deSalud y Seguridad Laboral) requieren quese adhiera al paquete una etiqueta de bio-rriesgo.

El departamento de transporte en las regula-ciones estadounidenses requiere que se ad-hiera al paquete que contiene agentes etio-lógicos una etiqueta de sustancia infecciosacomo la que se muestra en la Fig. 16-2.

Las muestras deberán empaquetarse deuna manera tal que puedan resistir las con-

diciones ambientales (temperatura y pre-sión) a que puedan ser sometidas duranteel transporte. Debe evitarse la exposiciónde muestras a la luz directa con el fin deproteger a los componentes sensibles a laluz, tal como la bilirrubina. Idealmente, de-berían llevar varias capas de embalaje,con un recipiente primario con cierre quedebería introducirse en un recipiente se-cundario que a su vez debería ponersedentro un recipiente exterior, como se re-presenta en la Fig.16-3. Debe ponersesiempre un material absorbente entre losrecipientes primario y secundario paraasegurar que se absorba cualquier derra-me durante el transporte.

Se debe utilizar una bolsa impermeablepara asegurar que los documentos queacompañen esa muestra no serán dañadospor cualquier filtración o derrame de lamisma.

La muestras de sangre seca sobre papel defiltro deberán enviarse en una envoltura depapel recio introducido en un sobre con pre-cinto sellado para asegurar que los manipu-ladores del envío estén protegidos de la ex-posición a la sangre seca, además deasegurar la integridad de la muestra duran-te el transporte.

Para enviar muestras congeladas y re-frigeradas, son adecuados materiales ais-lantes tales como un recipiente de po-liestireno. Para la congelación puede utili-zarse hielo seco.

38

Transporte de muestras

Fig.16-1Etiqueta estadounidense

de biorriesgo para eltransporte aéreo de

muestras.

ETIOLOGIC AGENTS

IN CASE OF DAMAGEOR LEAKAGE, NOTIFY

CENTERS FOR DISEASE CONTROL(404) 633-5313

BIOHAZARDPackaged in Complance with 42 CFR Part 72

INFECTIOUS SUBSTANCEIN CASE OF DAMAGE OR LEAKAGE

IMMEDIATELY NOTIFYPUBLIC HEALTH AUTHORITY

IN U.S.A.NOTIFY DIRECTION – ODC

ATLANTA GA404/633-5313

6

Fig.16-2Etiqueta estadounidense

de sustancia infecciosapara paquetes quecontienen agentes

etiológicos

Debería adherirse alpaquete una etiqueta de

biorriesgo como la que semuestra en la Figura 16-1.

▲

Deben tomarse precauciones para asegu-rar que el recipiente empaquetado con hie-lo seco sea capaz de liberar el dióxido decarbono gaseoso para evitar una sobre-presión que podría ocasionar el estallidodel paquete.

El documento H5-A3 del Comité Nacionalde Normas para el Laboratorio Clínico(NCCLS) estadounidense describe procedi-mientos para la manipulación y transportede muestras diagnósticas y agentes etiológi-cos (124).

La norma prEN 829 sobre sistemas diag-nósticos in vitro del Comité Europeo de Nor-malización (38) reza lo siguiente:

Cláusulas 3.2-4.2Embalajes de transporte para muestras médicas ybiológicasEl embalaje de transporte para muestras médicas y otrasmuestras biológicas es un paquete integrado. Consta de:● Uno o más recipientes de muestra● Material absorbente● Un recipiente protector● Una caja o bolsa de envío

RequisitosGeneralesDeberían observarse consideraciones ecológicas y derecolección de residuos cuando se esté diseñando elembalaje para el transporte.

El embalaje del paquete de transporteEl embalaje del paquete de transporte deberá serimpermeable a filtraciones y resistente a la tensiónmecánica, a los cambios de temperatura y a unadisminución de la presión exterior. El embalaje detransporte, cuando se pruebe según la cláusula 5, nodeberá mostrar ninguna evidencia de filtración bien desdeel contenedor de la muestra o desde el de protección.

El recipiente de muestraEl recipiente de la muestra deberá ser resistente afiltraciones cuando se pruebe según las subcláusulas5,3,1,1 a), b), c), f) y g), y deberá, ser apropiado,conforme a las normas internacionales existentes, p. ej.ISO 6710 (72).

El material absorbenteEl material absorbente deberá ser suficiente para absorbercualquier filtración potencial. El volumen máximo que puedeabsorberse debe darse en la información de producto.

Recipiente de protecciónSi se destina a uso múltiple, el recipiente protectordeberá ser lavable y capaz de resistir la esterilización.

Los impresos de papel no protegidos que acompañan alenvío no deben ponerse en el recipiente de protección.

La bolsa de envíoLa caja o bolsa de envío debe ser suficientemente fuertepara resistir la tensión normal durante el transporte.Estos requisitos se consideran que se cumplen si la bolsade envío corresponde a las especificaciones de cláusulas4,6,1 y 4,6,2.

Resistencia a la explosiónCuando se pruebe según la norma ISO 2758, el papelaplicado debería ser capaz de resistir una presión deexplosión de 230 kPa.

Longitud de tensión de rupturaEl promedio de longitud de tensión de ruptura del papelaplicado deberá ser al menos 4800 m.Nota: Los procedimientos de prueba se dan en lasnormas ISO 1924-1 e ISO 1924-2

Uso de refrigerantesReferirse a las Recomendaciones UN sobre el Transportede Mercancías Peligrosas, cláusula 6,13,2 y artículo120, Convención de la Unión Postal Universal

Reglamentación legal para el envio de muestras

39

Fig.16-3Empaquetado demuestras para eltransporte según eldocumento H5-A3 del Comité Nacional deNormas para elLaboratorio Clínico(NCCLS) estadounidense(124).

contenedorprimario

material absorbentede empaquetado

tapacontenedorsecundario

registro de la muestra(CDC 3.202)tapa

etiqueta EA

contenedor de envío

etiqueta con dirección

cinta impermeable

cultivo

materialabsorbente deempaquetado

sección transversal deempaquetado correcto

6. Los problemas de almacenamiento se re-ducen si se usan sistemas desechables de to-mar muestras.

7. Los agentes de separación (p. ej. gelesseparadores) mejoran los rendimientos desuero o plasma y permiten que estos pue-dan mantenerse en los tubos originales enci-ma de la sangre (89).

8. Evite sacudir los recipientes de muestra(¡sistemas de distribución de tubo neumáti-co!): riesgo de hemólisis.

9. Almacenar siempre verticalmente los reci-pientes de muestra que contienen sangre; elproceso de la coagulación se acelera.

10. Etiquete el material infeccioso y manéje-lo con especial cuidado.

8 reglas especiales y algunasrecomendaciones más útiles

1. Evite el almacenamiento de la sangre.Las muestras de sangre deberían llegar allaboratorio dentro de los 45 min siguientesa su recolección, a fin de asegurar que lacentrifugación y separación de la muestrase efectúa dentro de la primera hora (37,90, 125).

2. Evite la glicólisis para mantener estableslas concentraciones de glucosa y de lactatoy el pH. La glicólisis puede evitarse por laadición de un inhibidor junto con un antico-agulante (144, 184).

3. Evite el efecto de la luz de otra manerahabrá una disminución en las concentracio-nes de bilirrubina, ascorbato, porfirinas,creatina-cinasa y folatos.

4. Reduzca el contacto con el aire tanto como sea posible. Si no se hace esto, laevaporación o la sublimación dará comoresultado un aumento aparente en la con-centración de todos los componentes no volátiles. Este es particularmente el caso cuando elvolumen de la muestra es relativamente pe-

40

Como guardar una muestra «fresca»

10 reglas y algunas recomendaciones

1. El procedimiento está regido por la esta-bilidad de los componentes de la muestra.Las causas más importantes que puedenocasionar alteraciones en la calidad de lamuestra son:

● Metabolismo de las células sanguíneas● Evaporación o sublimación● Reacciones químicas● Descomposición microbiológica● Procesos osmóticos● Efecto de la luz● Difusión de gases

2. Un transporte rápido y un corto tiempode almacenamiento mejoran la fiabilidadde los resultados de laboratorio.

3. Las muestras se conservan más tiempo al-macenadas en frigorífico (¡pero hay nota-bles excepciones!).

4. Las muestras deberían almacenarsesiempre en recipientes cerrados (¡evapora-ción!).

5. El peligro de evaporación también exis-te en los refrigeradores (condensación dehumedad sobre los elementos de enfria-miento).

calc

io m

mol

/l

2.0

1.5

1.0

0.5

superior medio inferior

superior

medio

inferior

Fig. 17-1Formación degradientes de

concentración decalcio(II) en muestras de

plasma después dedescongelar sinhomogeneizar.

queño y el área de superficie es relativa-mente grande.

5. La sangre no debería almacenarse en elrefrigerador. Cuando la orina se enfría, lassales pueden precipitar (fosfato de magne-sio y calcio, urato).

6. Para ciertos componentes, las muestrasno deberían congelarse. Esta congelaciónpuede redundar en resultados erróneos pa-ra los siguientes componentes:

Tabla 17- Ejemplos de componentes de la sangrey la orina que no deben almacenarsecongelados

Muestra Componentes

Suero o plasma: Lipoproteínas (fracciones electroforéticasLipoproteína XApolipoproteína A-I y BColesterol de LDL(prevenida por la adición de glicerol)Monómeros de fibrina en el plasma*

Sangre con EDTA Células sanguíneasOrina IgG

SedimentoUrato (¡precipitaciones!)

*No se detectan, «tiempo de tromboplastina parcial» prolongado, «tiempode trombina» acortado, «tiempo de reptilasa» acortado (180).

7. Una descongelación adecuada.

La homogeneización inadecuada de lasmuestras congeladas después de la descon-gelación es una fuente muy común de error.Durante la descongelación se producen gra-dientes de concentración que van despla-zándose desde las soluciones concentradasque primero funden hacía las capas inferio-res por las paredes del recipiente (verFig.17-1).

Por tanto, después de la descongelación, lamuestra deberá invertirse varias veces, evi-tando la formación de espuma. Con espe-cial atención sobre los materiales no disuel-tos, disolviéndolos por calentamiento suavesi fuera necesario.

1

El almacenamiento de muestras en el laboratorio clínico

41

Fig. 17-2El almacenamiento delas muestras deberíapermitir una fácilreidentificación para losexámenes deconfirmación.

8. El almacenamiento de las muestras des-pués de su examen se debe realizar de talmanera que permita la confirmación de losresultados, la comprobación de la identidadde las muestras o la realización de exáme-nes adicionales por razones médicas o le-gales:

Tabla 17- Tiempo y condiciones de almacena-miento recomendadas para muestrastras ser examinadas

Muestra para Tiempo Temperaturaalmacenamiento

Bioquímica: 1 semana RefrigeradorInmunología: 1 semana RefrigeradorHematología: 2 días Temperatura amb.Coagulación: 1 día RefrigeradorToxicología: 6 semanas RefrigeradorGrupo sang.: 1 semana Refrigerador

(por lo menos)

2

Centrifugación

La centrifugación de la sangre coaguladapara obtener suero debería realizarse des-pués de haberse asegurado de que la san-gre ha coagulado. Normalmente, el tiempode espera para que la sangre coagule esaproximadamente de 30 min. Sin embargo,los pacientes que están con una terapia an-ticoagulante, o aquellos con deficiencias enla coagulación tendrán una coagulación re-trasada.

La centrifugación de sangre coagulada para obtener suero o de sangre anticoa-gulada para obtener plasma se realiza tí-picamente entre 1000 y 1200 g duran-te 10 a 15 min (125). En las pruebas decoagulación, la sangre citratada deberíacentrifugarse a 2000 g durante 15 min(125).

La aceleración centrífuga puede calcularsebien, por el uso de una ecuación empíri-ca o bien, utilizando un nomograma comoel que se muestra en la Fig. 18-1. La ecua-ción usada para calcular la aceleracióncentrífuga (arot) es la que se indica a conti-nuación:

arot = 1,118 x 10–5 r n2

donde r es la media de la distancia radialdesde el eje de rotación, en centímetros, yn es la velocidad de rotación en revolucio-nes por minuto (r.p.m.). 1,118 x 10-5 esuna constante que tiene en cuenta la acele-ración debida a la gravedad.

La centrifugación se realiza comúnmenteentre 20 y 22 °C. Sin embargo, para algunos componentes que son lábiles du-rante la centrifugación a temperatura am-biente, especialmente si durante la cen-trifugación aumenta la temperatura, lasmuestras deberían centrifugarse a tempe-ratura refrigerada (4°C). Sin embargo, larefrigeración puede conducir a la filtra-ción de ion potasio desde la célula, au-mentado el valor de su concentración enel plasma.

Las muestras no deberán volverse a centrifu-gar después de la obtención de suero oplasma. La alteración de la relación entre elagua plasmática y la celular puede afectarla concentración de los componentes, y así,introducir errores. Las muestras con una ba-rrera de gel nunca deben volverse a centri-fugar.

El tiempo y la fuerza centrífuga aplicada alsedimento de sangre heparinizada deberíaser tal que no deje plaquetas en la capa deplasma. Un fracaso al conseguir la sedimen-tación completa de plaquetas producirá au-mentos inadecuados en la concentración deion potasio, lactato-deshidrogenasa, fosfata-sa ácida y fosfato procedentes de las pla-quetas remanentes en el plasma (Fig. 18-2)de la muestra (56). La Fig. 18-3 muestra elcontrol visual del plasma después de la cen-trifugación a diversas velocidades.

Los tubos de micromuestra con o sin antico-agulantes pueden centrifugarse para obte-ner suero o plasma en una microcentrífugacon un adaptador que acepte estos tubos.La centrifugación de tales tubos de recolec-ción de micromuestras se realiza a velo-cidades que van desde las 6000 a las15000 g durante un mínimo de 90 s.

42

¿Qué ha de hacerse a la llegada de una muestra?

Fig.18-1Nomograma para elcálculo de la fuerza

centrífuga relativa

25

20181614121098765

4

2

3

10,0005,0002,0001,000

500200100502010

20,00030,000

20,00015,000

10,000

6,000

4,0003,000

2,0001,5001,000

50

20aceleracióncentrífuga

3

radio de rotación

velocidadcm

g

revolucionespor minuto

Los programas preventivos de manteni-miento para las centrífugas deben incluirla comprobación periódica de las veloci-dades de centrifugación logradas a unasvelocidades específicas ajustadas con untacómetro.

Manejo de la muestra después de lacentrifugación

Después de la centrifugación, las muestraspueden transferirse directamente al anali-zador. Idealmente, la pipeta del analiza-dor toma un volumen de la muestra tala-drando el tapón cerrado después de quela muestra se ha homogeneizado. En lamayoría de los laboratorios, sin embargo,tienen que quitarse los tapones y distribuirlas muestras. Para impedir la evaporación,esto debería hacerse poco tiempo antes delas mediciones. Las alícuotas de las mues-tras deben someterse a las mismas reglasque las muestras primarias con respecto ala identificación, condiciones de almace-namiento y aspectos de seguridad.

Para evitar el contacto con la sangre quecontiene materiales potencialmente infec-

ciosos, la división de las muestras y la pre-paración de alícuotas deberá evitarse en lamedida de lo posible. Esto se facilita con eluso de separadores en los tubos. Alternati-vamente, la distribución puede realizarsepor dispositivos mecánicos (p. 44-45).

Procesado, centrifugación y distribución de la muestra

43

Fig.18-2Efecto de lacontaminación porplaquetas debido altiempo decentrifugacióninsuficiente y a laaceleración centrífugaque se aplicó a lasangre heparinizada

Fig.18-3Control visual de laadecuación de lacentrifugación antes delanálisis del plasma

capa deplasmalibre deplaquetas

plaquetassedimentadas

células

sonda de muestra

gradientede plaquetasen plasma

plaquetas

célulass

Tiempo y fuerza centrífugainsuficientes. La sonda demuestra tomará plaquetaspresentes en el plasma dandolugar a resultados espurios.

Tiempo yfuerzacentrífugasuficientes.

sonda de muestra

Insuficiente velocidad de

centrifugación

Suficientevelocidad decentrifugación

El flujo de trabajo puede definirse como lospasos efectuados desde el momento en queuna muestra llega al laboratorio hasta elmomento en que los resultados se informanal médico. Este flujo de trabajo determinaentonces un tiempo de respuesta (plazo deentrega) de los resultados de laboratorio.Una definición más amplia del flujo de tra-bajo comprende los pasos incluidos desdeel instante en que el médico realiza una pe-tición hasta el momento en que recibe el in-forme de laboratorio clínico.

La importancia del tiempo preanalítico des-de el punto de vista del tiempo de respuestapuede apreciarse en un estudio realizadopor Godolphin que se detalla más adelante(49).

Tabla 19- Contribución de las distintas fases delflujo de trabajo al tiempo de respuesta

% de tiempo de respuestaFase preanalítica 57,3%Fase analítica 25,1%Fase posanalítica 17,6%

En los últimos años, los sistemas automatiza-dos de clasificación de muestras se han in-troducido para hacer frente a la carga de

1

trabajo de los grandes laboratorios y los sis-temas de distribución de alicuotas automáti-co han proporcionado una alternativa sim-plificada a los procedimientos manuales dedistribución de alicuotas, que son engorro-sos y ocupan una gran cantidad de tiempo.La Fig.19-1 ilustra un sistema automatizadode clasificación de muestras (104).

La fusión de áreas de trabajo tales como lassecciones de bioquímica general, bioquími-ca especial y hematología deberían facilitarel flujo de trabajo. Un flujo de trabajo efi-ciente depende en gran medida de la mo-dernización del procesado de las muestras,así como de la distribución de alicuotas yde los pasos del procesamiento (48).

Los pasos discontinuos tales como la centri-fugación y el etiquetado de las muestrasafectan adversamente el tiempo total de res-puesta.

Robótica

Los robots son dispositivos que pueden pro-gramarse para desempeñar tareas específi-cas. Como tal, la robótica es un términousado para describir la utilización de robotspara desempeñar tareas mecánicas repetiti-vas especificas que se programan, y de ahíen adelante quedan bajo control electrónicoe informatizado.

Hay disponibles robots de flexibilidad varia-ble (112). Los robots con tres de grados delibertad que pueden moverse en un espaciotridimensional, pero son incapaces de reali-zar movimientos de rotación se llaman ro-bots cartesianos y tienen aplicacionesque van desde dispositivos de muestreo enanalizadores automatizados a unidades pi-peteadoras para manejo y dispensado de lí-quidos (41).

Los robots con cuatro de grados de libertadse llaman robots cilíndricos y son capa-ces de moverse dentro y fuera del planocon un giro de la articulación. La utiliza-ción de brazos robóticos, ha hecho que es-tos robots cilíndricos se hayan empleado

44

¿Modo continuo o en serie?

Fig.19-1Sistema clasificador demuestras automatizado

(gentileza deP. Mountain, Autolab,

Toronto, Canadá.

para tareas de preparación de muestras ta-les como la tipificación de la sangre o enpasos múltiples tales como extracción demuestras, la separación de fases acuosas yorgánicas e inyección de muestras asocia-da a procedimientos de cromatografía lí-quida de alta resolución.

Los robots altamente flexibles con cinco degrados de libertad se llaman robots arti-culados y son muy versátiles con su movi-miento rotatorio de la articulación y su ca-pacidad para alcanzar posiciones remotasdentro de los instrumentos. La Fig.19-2 ilus-tra robots de diferentes grados de flexibili-dad.

Los robots se usan también para transportarmuestras al laboratorio a través de pistasgrabadas (95).

M. Sasaki, pionero en el uso de la robóti-ca, utilizó un sistema de cinta transporta-dora para transportar las muestras a losanalizadores robotizados que a su vez es-taban conectados a la cinta transportadora(Fig.19-3). Sasaki ha usado analizadoresrobotizados para realizar diferentes exá-menes de laboratorio clínico que incluyenexámenes de agregación serológica inclu-yendo el examen del sida, los exámenes detransfusión de sangre tal como la tipifica-ción de sangre ABO, pruebas cruzadas, elexamen del factor Rh y las mediciones demagnitudes hormonales (153, 154).

Si bien la robótica puede contribuir a la efi-ciencia del flujo de trabajo, por su propianaturaleza requiere consideraciones espe-ciales. Esto se debe al hecho de que losmovimientos de los brazos robóticos estánbajo el control de circuitos electrónicoscomplejos. Como tal, cualquier fluctuaciónen la línea de voltaje puede interrumpir laoperación del robot. Por tanto, es esencialpara las operaciones robóticas tener acce-so a una fuente de alimentación continua yestabilizada con baterías de reserva.

Finalmente, tienen que contemplarse consi-deraciones de espacio y coste económicoen el proceso de determinar la convenien-

cia de la implantación de operaciones ro-bóticas en un laboratorio clínico.

Flujo de trabajo preanalítico y robótica

45

Fig.19-2Robots de gradosvariables de flexibilidad

Fig.19-3El sistema de cinta

transportadora paratransportar las muestras

a los analizadoresrobotizados (gentileza

de M. Sasaki, Kochi,Japón.)

▲

Robot cartesiano

Robot cilíndrico

Robot articulado

Los pasos para garantizar la seguridad sonprimordiales para la protección de la saludpública de los trabajadores. El Comité Na-cional de Normas para el Laboratorio Clíni-co (NCCLS) estadounidense en el documen-to GP17-T provee directrices sobre laseguridad en el laboratorio clínico (126).Este documento diseña los pasos para elmantenimiento e inspección de los laborato-rios, los requisitos generales para la seguri-dad personal y del laboratorio, los cartelesy señales de advertencia necesarias, pre-vención y control del fuego, seguridad eléc-trica y de radiación, manipulación de gasescomprimidos y carcinógenos, riesgo quími-

co y microbiológico y eliminación de resi-duos peligrosos (126).

En este capítulo, se discute específicamentela eliminación de muestras, agujas, tubos, yproductos químicos.

Eliminación de agujas y otros objetoscortantes

La eliminación de todos los objetos cortan-tes y punzantes tales como agujas se reali-za mediante su colocación en recipientesherméticos, resistentes a la punción, con las

46

Aspectos de seguridad durante la fase preanalítica

RD W

ASTE

USE

ONLY

SHARPS DSINGLE U

FILL TO THIS LEVEL ONLY

Needle Disposal Container

FORCING OR OVERFILLING SHARPS INTO CONTAINERMAY CAUSE SERIOUS INJURY

ARD

WAS

TEE

USE

ONLY

SHARPS DISINGLE US

FILL TO THIS LEVEL ONLY

Needle Disposal Container

FORCING OR OVERFILLING SHARPS INTO CONTAINERMAY CAUSE SERIOUS INJURY

D W

ASTE

E ON

LY

SHARPSSINGLE

FILL TO THIS LEVEL ONLY

Needle Disposal Container

FORCING OR OVERFILLING SHARPS INTO CONTAINERMAY CAUSE SERIOUS INJURY

Fig. 20-1Contenedor para la

eliminación de objetosafilados

BIOH

AZAR

D W

ASTE

SING

LE U

SE O

NLY

SHARPS DISPOSALSINGLE USE ONLY

FILL TO THIS LEVEL ONLY

Needle Disposal Container

FORCING OR OVERFILLING SHARPS INTO CONTAINERMAY CAUSE SERIOUS INJURY

WARNING: This container is puncture-resistant, but notpuncture-proof. To avoid injury examine the container

carefully before you fill, carry, or dispose of it.For use only with VACUTAINER Brand

Blood Collection Needles.

Contenedor

a b

c d

Inserte la aguja unida al portatubos

Gire el portatubos en sentido contrario a lasagujas del reloj

Retire el portatubos lentamente permitiendoque la aguja caiga en el contenedor

Cuando el contenedor esté lleno, puede cerrarse permanentemente

etiquetas y el código de color apropiados;en la Fig. 20-1 se ilustra un ejemplo de es-tos recipientes.

Deberá evitarse reenfundar los objetos pun-zantes, así como doblar y romper las agujas.

Sin embargo, si fuese necesario el reenca-puchar, deberá usarse o bien una espátulade un solo uso, o preferentemente, un dis-positivo para reencapuchar (Fig.20-2).

Están disponibles dispositivos simples de re-encapuchar, que permiten al flebotomista

reenfundar la aguja con un riesgo mínimode daño por punción (Fig.20-2).

También se han desarrollado dispositivosespecíficos de seguridad para la elimina-ción de los equipos de recolección de mi-cromuestras de sangre (Fig. 20-3).

Eliminación de tubos y muestras

Los tubos de recolección de la muestra quecontienen sangre y que son destinados a sueliminación deberán colocarse en bolsas debiorriesgo que puedan resistir procesos de

La eliminación de muestras, agujas, tubos y productos químicos

47

Fig. 20-2Dispositivo dereenfundado de agujas a b

c d

El capuchón de la aguja retirado antes de la punción se mantiene en el dispositivo (a) para meterla aguja con el portatubos (b). La aguja reencapuchada puede ser fácilmente retirada desenros-cándola del portatubos (c). En el caso de contaminación accidental del portatubos se recomiendadesecharlo y reemplazarlo por uno nuevo.

48

esterilización en autoclave. Estas bolsas de-berían ponerse en recipientes a prueba defugas que luego deben cerrarse de formahermética.

Los fluidos corporales voluminosos tales co-mo orina, vómitos, heces y otros fluidos cor-porales pueden ser eliminados por vertidoal inodoro.

Los recipientes de fluidos, tales como bolsasde sangre, deberán incinerarse después decolocarlos en recipientes de desechos bio-peligrosos.

Productos Químicos

Los residuos químicos pueden ser inflama-bles, corrosivos, reactivos y tóxicos (127).Ejemplos de residuos químicos inflama-bles incluyen líquidos volátiles combustiblestales como solventes orgánicos (p. ej., eta-noles, acetona, xileno, tolueno, etc.), oxi-dantes tales como peróxidos y sales de nitrato y gases combustibles tales comobutano, silano e hidrógeno. Estos materia-les deben marcarse con las etiquetas apro-piadas de tóxicos y peligrosos mostradosen la Fig. 20-4.

Fig. 20-3Sistema SAFETY LOKTM

para el reencapuchadode agujas de los

equipos de recolecciónde sangre

BIO

HA

ZA

RD S

HA

RP

S

FILL TO THIS LEVEL ONLY

Needle Disposal Container

FORCING OR OVERFILLING SHARPS INTO CONTAINERMAY CAUSE SERIOUS INJURY

Retire la aguja del paciente sujetándola porlas alas.

a b

c d

Sujete un ala con una mano y con la otra laparte inferior del dispositivo de seguridad.

Tire de las alas hacia atrás introduciendo laaguja en el dispositivo de seguridad hastaque sienta un «snap». Esto indica que laaguja se ha retraído completamente.

Deseche la palomilla en un contenedor ade-cuado.

Aspectos de seguridad durante la fase preanalítica

Así, cuando la orina se recoge en ácidoclorhídrico, la primera porción debería re-cogerse antes de agregar el ácido.

El desecho de productos químicos tóxicostales como metales tóxicos puede suponercontaminación para la capa de agua.

La Agencia de Protección Medioambientalestadounidense enumera los productos quí-micos que constituyen un residuo tóxico(186). También se dispone de una lista Europea de concentraciones máximas per-mitidas de productos químicos en aire,agua y alimentos (32).

Finalmente, para estar bien informado so-bre los productos químicos peligrosos, cadalaboratorio deberá tener un archivo de ho-jas de datos de seguridad del material queenumere las propiedades peligrosas de ca-da producto químico, y que pueden consul-tarse fácilmente en casos de emergencia ocuando haya duda con respecto a la natu-raleza del riesgo.

No está recomendada la eliminación dedisolventes combustibles a través de un fre-gadero o el inodoro. Si tales solventes sonfácilmente solubles en agua, podrían, sereliminados en pequeñas cantidades por ver-tido a un desagüe, seguido por grandescantidades de agua. Lo mejor es recoger losdisolventes inflamables en bidones de se-guridad y almacenarlos en una cabina dealmacenamiento previo a la recolección porun gestor de residuos autorizado. El éter ylos disolventes clorados se deberán recogeren latas separadas. Los otros disolventespueden combinarse en una sola.

Ejemplos de disolventes corrosivos son losácidos fuertes tales como ácido sulfúrico,clorhídrico, y fosfórico y bases tales comohidróxido de amonio.

No deben usarse productos químicos tóxi-cos, corrosivos e inflamables como conser-vantes en la fase preanalítica.

Nunca se ha de agregar orina a ácidosconcentrados. Dichos ácidos deberán serdiluidos añadiéndolos lentamente, dejándo-los resbalar por las paredes del contenedorde orina. La eliminación de ácidos fuertes ymateriales corrosivos deberá hacerse prefe-rentemente por vertido al fregadero, dejan-do correr el agua fría del grifo, a continua-ción, en cantidades abundantes

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Fig. 20-4Etiquetas de seguridadde origen Europeo y deEstados Unidos FLAMMABLE

D A N G E R

P E L I G R O

INFLAMMABLE

DANGER

HAZARDOUS WASTESTORAGE AREA

La eliminación de muestras, agujas, tubos y productos químicos

CORROSIVE

irritante corrosivo Perjudicial para elmedio ambiente

explosivo oxidante inflamable tóxico

¿ Qué se necesita antes de una transfusión de sangre?

Asegurar la identidad de la muestra ydel paciente

La mayoría de las reacciones hemolíticastransfusionales son el resultado de equivoca-ciones en la identidad de la muestra o delpaciente. La frecuencia de administración de una transfusión equivocada debido a laseparación de las muestras pareadas es1:60000 transfusiones. Por lo tanto, las ho-jas de petición para la transfusión de sangredeben contener el nombre, apellidos, la fe-cha de nacimiento y, sí es posible, un núme-ro de identificación único para el paciente.

Antes de tomar la muestra de sangre, laidentidad del paciente tiene que ser comple-tamente comprobada mediante un controlactivo preguntándole al sujeto sus apellidos,nombre y fecha de nacimiento. Las muestrasde sangre deben recolectarse en tubos co-rrectamente etiquetados. También se debeespecificar el nombre de la persona que hatomado la muestra.

● El suero se utiliza para exámenesinmunohematológicos. Los anticoagulan-tes tales como EDTA o citrato impiden laactivación del complemento. Consiguien-temente, en tales muestras de plasma noson detectables los anticuerpos activado-res del complemento.

● El uso de muestras hemolíticas normal-mente no esta permitido porque se pue-den enmascarar la hemólisis inducida poranticuerpos.

● La muestra del paciente para la pruebade pretransfusión no debería ser tomadaa menos de 72 h antes del examen de la-boratorio.

● Cada muestra de paciente para exa-men immunohematológico debe conser-varse entre 4-6°C durante la semana si-guiente al mismo.

● Para la medición de la concentraciónde aglutininas frías, la muestra de sangredebe guardarse a 37°C hasta la separa-ción del suero.

● Se necesita sangre citratada si la identi-ficación de anticuerpos ligados a eritroci-tos requiere elución.

● Las muestras de sangre con EDTA seusan para la detección de la activacióndel complemento por eritrocitos in vivo.Para exámenes de antígenos eritrocíticosespeciales, deberá usarse sangre anticoa-gulada con citrato.

● Las muestras de sangre contaminadascon gelatina de Wharton pueden agluti-nar espontáneamente. Las células debe-rán separarse lavando tres veces con solu-ción de cloruro de sodio 0,15 mol/L.

● Las interferencias de las reacciones deaglutinación implican seudoaglutinacioneso poliaglutinaciones. La seudoaglutinación(formación de «rouleaux») puede tener unacausa endógena o exógena (Fig. 21-1).Se observan eritrocitos apilados («roule-aux») en pacientes con disproteinemia talcomo plasmocitoma, cirrosis hepática ohiperfibrinogenemia.

● En muestras de sangre sacadas des-pués de la infusión de dextrano, fibrinó-geno o polivinilpirolidona se han demos-trado interferencias con la reacción deaglutinación.

● En la poliaglutinación los eritrocitos seaglutinan por una alta proporción de sue-ros con compatibilidad de grupo. Estasreacciones pueden ser inducidas por bac-teriemia o viremia o por contaminaciónbacteriológica de los eritrocitos ocasiona-da exógenamente, es decir, en el tubo pilo-to. La poliaglutinación por inducción micro-biana es el resultado de la acción de losenzimas microbianos que modifican los an-tígenos eritrocitarios. La poliaglutinación-Testá ocasionada por una neuraminidasamicrobiana, la poliaglutinación-TK por unaα-galactosidasa o el β-antígeno adquiridopor deacetilasa. Estas últimas enzimas dea-cetilan la α-N-acetil-D-galactosamina, el glú-cido immunodeterminante que contribuyea la actividad del grupo sanguíneo A. La re-sultante α-D-galactosamina es a su vez pa-

50

Aspectos especiales en inmunohematología

51

Fig. 21-1Seudoaglutinación(«rouleaux»)

Fig. 21-2Tipificación sanguínea

recida a la α-D-galactosa, que es el glúcidoimmunodeterminante del grupo B, lo queconduce a una reacción cruzada con anti-B.

También se conocen poliaglutinaciones nomicrobianas. Estas están ocasionadas pormutación somática de una célula madre he-matopoyética pluripotencial (Tn) o por de-fectos genéticos congénitos.

● Todos los resultados immunohematológi-cos deberían observarse e interpretarse pordos personas independientes que deberíanfirmar para garantizar que el procedimientoha sido correcto.

El almacenamiento de la sangre parala transfusión

Las unidades de sangre tienen que almace-narse en refrigeradores especiales equipa-dos con un sistema de registro automáticode la temperatura y un sistema de alarmaaudible u óptico. La activación de la alarmapor abajo debería colocarse a (3,5 ± 0,5)°Cy la activación de la alarma por alto a (5,5 ±0,5)°C. La superficie del contenedor de lasangre debe estar limpia y seca. Cualquierartículo que puede producir la perforaciónde los recipientes de sangre deberá eliminar-se del área de almacenamiento. Los produc-tos para la transfusión deben almacenarseseparadamente de reactivos o tubos pilotousados. El refrigerador de almacenamientodebe mantenerse limpio. Es preceptivo unprocedimiento normalizado para la limpiezadel refrigerador de almacenamiento (3).

Qué ha de hacerse antes de latransfusión

En ambos pasos, a la entrega de la unidadde sangre y con anterioridad a la transfu-sión, toda la información sobre el recipientey la hoja de petición adjunta de transfusióntiene que ser revisada para comprobar laidentidad. El grupo ABO del donante debeevaluarse inmediatamente antes de la trans-fusión por medio de un examen junto a lacabecera del paciente. En el caso de trans-fusión autóloga, el grupo ABO tiene que ve-

rificarse para ambos, la unidad de sangre yel receptor, mediante un examen junto a lacabecera del paciente. La sangre residualde la unidad transfundida ha de ser guarda-da entre 2-8°C por lo menos 24 h despuésde la infusión (194).

¿Por qué un tubo especial para los exámenes de la coagulación?

Toma de muestras

Cuando se toman muestras para exámenesglobales tales como la medida del tiempo decoagulación del plasma inducida por el fac-tor tisular (comúnmente denominado «tiempode protrombina») y el tiempo de coagulacióndel plasma inducida por una superficie (co-múnmente conocido como «tiempo de trom-boplastina parcial activada»), el anticoagu-lante usado, su concentración, su relacióncon la sangre y la manera en que la muestraes recolectada y procesada, influyen de for-ma importante sobre los resultados.

El citrato es el anticoagulante estándar parala recolección de muestras destinadas a larealización de los exámenes globales de co-agulación (84).

La concentración de anticoagulanteLa concentración recomendada de citrato es0,105 o 0,129 mol/L (128). Se prefiere ci-trato tamponado a pH de 5,5 ya que el pHpermanece más cerca del pH fisiológicocuando se compara al del citrato no tampo-nado (113). Puesto que el pH de la mezclade reacción para los exámenes de la coagu-lación, tales como «tiempo de protrombina»y «tiempo de tromboplastina parcial», debe-ría mantenerse preferentemente dentro delestrecho intervalo de pH 7,10 a 7,35, no serecomienda el uso de citrato no tamponadopara la recolección de sangre.

La relación anticoagulante/sangre

La relación nominal de volumen de anticoa-gulante (citrato) y sangre es 1:9. Si la rela-ción se incrementa, es decir, si se recolectamenos sangre, la concentración efectiva deanticoagulante aumenta. Esto tiene el efectode aumentar el valor de «tiempo de trombo-plastina parcial», especialmente si la rela-ción baja de 1:7. Sin embargo, a la relaciónde 1:9, la concentración de citrato usada re-quiere un ajuste cuando el valor de la frac-ción de volumen de los eritrocitos en la san-gre (« hematocrito») del paciente exceda de0,55. La razón de que los valores de «tiem-po de protrombina» y «tiempo de trombo-plastina parcial» sean afectados por valoreselevados de la fracción de volumen de los

eritrocitos se debe al hecho de que, con lareducción en el compartimento del plasmadebido al aumento en el volumen de los eri-trocitos, habrá un exceso de citrato en elplasma. Este citrato extra en el plasma formacomplejos con parte del calcio agregado du-rante la medida de «tiempo de protrombina»y «tiempo de tromboplastina parcial», ele-vando así ambos tiempos debido a un des-censo lento del proceso de coagulación acausa del calcio insuficiente. Se ha demos-trado que una relación 1:19 de anticoagu-lante (0,129 mol/L de citrato) y sangre mini-miza el efecto de la fracción de volumen delos eritrocitos (« hematocrito») sobre el «tiem-po de protrombina» y el «tiempo de trombo-plastina parcial» cuando se utiliza plasmaprocedente de pacientes anémicos y policité-micos (84).

Procesamiento y recolección de lamuestra

Las muestras deben ser recolectadas en unrecipiente que no se humedezca o siliconadoque permita el mantenimiento estricto de larelación óptima de anticoagulante y sangre.

Después de asegurar que se ha mantenidola relación de aditivo y sangre de 1:9, yque cuando se examina el tubo por inver-sión suave la muestra está libre de cualquiercoágulo, ésta, con el tubo adecuadamentetapado, deberá centrifugarse a 2500 g du-rante 15 minutos (128). La muestra no de-berá procesarse si el plasma tiene una con-centración de hemoglobina visible (plasmaprocedente de sangre hemolizada), ya quepuede haber una posible activación de losfactores de coagulación. Es también impor-tante estar sobre aviso para detectar mues-

52

Fig. 22-1El efecto de la fracción

de volumen de loseritrocitos en la sangre

sobre «tiempo detromboplastina parcial»

usando citratotamponado 0,129 mol/L.

80

60

40

20

0.3 0.6 0.9

tiem

po d

e tro

mbo

plas

tina

parc

ial

fracción de volumen de los eritrocitos

Se recomienda que larelación nominal 1:9 deanticoagulante a sangre

se mantengaestrictamente cuando seextrae para «tiempo de

tromboplastina parcial» yotros exámenes globales

de la coagulación.

▼

Cuando se usan múltiplestubos de recolección para

obtener las muestras desangre venosa, el tubo

destinado a los exámenesde la coagulación

debería ser el segundo opreferiblemente el tercertubo para minimizar la

contaminación contromboplastina tisular.

tras hiperlipídicas o ictéricas que pueden in-terferir con los instrumentos foto-ópticos.

Transporte

Durante el transporte de muestras cerradasdesde el lugar de recolección al laborato-rio, en el mismo local o externo, las mues-tras destinadas a exámenes globales («tiem-po de protrombina» y «tiempo detromboplastina parcial») deberán mantener-se a temperatura ambiente (22°C - 24°C),ya que el transporte en hielo de las muestrasde sangre podría activar el factor VII y acor-tar el «tiempo de protrombina». Las mues-tras destinadas al examen de factores lábi-les deberían transportarse tan rápidamentecomo sea posible.

Almacenamiento

La refrigeración debe evitarse para el exa-men de los factores VII, XI y XII, ya que sonactivados por el frío. A causa de la activa-ción del factor VII por el almacenamiento enfrío, se podría esperar que el «tiempo deprotrombina» disminuyera. Sin embargo, yaque el «tiempo de tromboplastina parcial»mide algunos factores lábiles tales como elfactor VIII, generalmente se recomienda larefrigeración para el plasma destinado amedidas de «tiempo de tromboplastina par-cial». En ambos casos, el plasma puede al-macenarse sobre el paquete celular. Másallá de 4 h después de la recolección, lasmuestras de plasma pueden almacenarse enel congelador a –20°C hasta 4 semanas, ysi se congelan rápidamente a –70°C, hasta6 meses (68,128). Se ha informado que el«tiempo de protrombina» permanece esta-ble hasta 24 h en los tubos de extraccióncerrados, almacenados a temperatura am-biente (84). Bajo las mismas condiciones,ha sido observado un alargamiento del«tiempo de tromboplastina parcial» entre un10 y un 15%, después de 24 h de almace-namiento.

Los Factores V y VIII son lábiles. Para la me-dición de la concentración de los factores dela coagulación, especialmente para el factorVIII, el plasma deberá congelarse entre–20°C y –70°C tan pronto como la sangresea recolectada y centrifugada a 4°C para

obtener el plasma. Cuando se almacena a–20°C, la actividad coagulante del factorVIII (VIII.C) deberá medirse antes de las 2 se-manas de almacenamiento, mientras que elalmacenamiento de muestras a –70°C nodeberá exceder de un año. Las muestrascongeladas, con anterioridad a realizar lamedición, deberían ser descongeladas deforma rápida a 37°C hasta su total licua-ción. Las muestras descongeladas debenmezclarse suavemente por inversión del tuboantes de realizar la medición.

Evaluación de la fibrinolisis ymonitorización de la terapia fibrinolítica

La sangre destinada a medir la concentra-ción de productos de degradación de la fi-brina en el plasma debería recolectarse enuna mezcla que contiene 10 arb.u. de trom-bina y 1835 arb.u. de inhibidor tripsina desoja por mL de sangre. La trombina convier-te el fibrinógeno residual en fibrina, ya quede otra manera el anterior daría una con-centración de productos de degradación dela fibrina falsamente elevada. La genera-ción de productos de degradación de la fi-brina in vitro después de la recolección desangre se impide o por el inhibidor tripsinade soja o por aprotinina, que también inhi-be la enzima plasmina generadora de pro-ductos de degradación de la fibrina.

En contraste, la medición de la concentraciónde dímero D, que refleja la fibrinolisis, puederealizarse sobre plasma citratado.

Para monitorizar la terapia fibrinolíticausando estreptoquinasa o uroquinasa, lasangre se extrae en una mezcla de EDTA-aprotinina que es efectiva en la inhibiciónrápida de la activación del plasminógenopor estos dos agentes fibrinolíticos (114). Sedebe combinar la aprotinina 150 Gint.u./Lde sangre, o con citrato de trisodio (10mmol/L) o EDTA (4,2 mmol/L).

Se ha encontrado que una concentración de5 mmol/L de D-fenilalanina-prolina-arginina-clormetilcetona agregada a 10 mmol/L decitrato, o a 4,2 mmol/L EDTA es un inhibi-dor de las proteasas superior a la aprotini-na (114).

Aspectos especiales de las mediciones en hemostasia

El efecto sobre «tiempode protrombina» y«tiempo detromboplastina parcial»será mínimo si lamedición se desarrollasobre plasmaalmacenado atemperatura ambientedentro de las 2 hsiguientes a larecolección de sangre.

53

54

¡Las células sanguíneas son sensibles!

El anticoagulante óptimo

El Consejo Internacional para la Normaliza-ción en Hematología (ICSH) ha recomenda-do el EDTA de dipotasio (K2EDTA) como elanticoagulante de elección para la recolec-ción de muestras de sangre destinadas a lamedida de la concentración de las célulasde la sangre, así como para su clasificaciónsegún su tamaño (143).

Se seleccionó K2EDTA preferentemente aNa2EDTA a causa de la mayor solubilidadde la sal de potasio comparada con la salde sodio.

Con todas las sales de EDTA, las células en-cogen, afectando así la fracción de vo-lumen de los eritrocitos en la sangre («he-matocrito») medida por centrifugación. Sin embargo, a causa del pH inferior deNa2EDTA y K2EDTA comparado con K3ED-TA, las células se hinchan, compensandoasí la reducción celular inducida osmótica-mente. La calibración de los contadoreselectrónicos de células sanguíneas por volu-men entítico de los eritrocitos («volumencorpuscular medio») usando el valor de lafracción de volumen de los eritrocitos obte-nido a partir de muestras de sangre reco-lectadas con K2EDTA o Na2EDTA ha de-mostrado que da resultados aceptables alprocesar materiales de control comercial-mente disponibles, en contraste con los re-sultados inaceptables obtenidos cuando losvalores de la fracción de volumen de los eritrocitos se obtuvieron a partir demuestras de sangre extraídas con K3EDTA(143, 157).

Con la variedad de técnicas ahora incorpo-radas en los nuevos instrumentos automati-zados para la medición de la concentracióny del tamaño de los leucocitos diferencian-do 5 poblaciones, la pregunta que se haplanteado es si cualquier sal de EDTA es unanticoagulante adecuado para los exáme-nes hematológicos (142).

Las plaquetas cambian desde su forma dis-coide a una esférica, al recoger la sangresobre EDTA, introduciendo así un error en

la medición del volumen entítico de las pla-quetas («volumen plaquetario medio»).

La influencia del EDTA sobre la estabilidadde las poblaciones leucocíticas, siendo loslinfocitos relativamente más estables y losneutrófilos y monocitos más fácilmente influi-dos por el almacenamiento con EDTA, in-troduce una variable que debe tenerse encuenta en los programas informáticos deanálisis de grupos de datos usados por losdiferentes analizadores hematológicos.

Relación anticoagulante / sangre

El volumen de sangre extraído debe asegu-rar el mantenimiento del intervalo de con-centraciones recomendado para la sal deEDTA (152).

Puesto que la concentración de EDTA tieneun efecto sobre la morfología de los neutró-filos, la calidad de la extensión de sangreperiférica puede comprometerse si no se po-ne atención a la relación anticoagulante /sangre y al tiempo transcurrido entre la ex-tracción de la sangre y la preparación de laextensión.

A concentraciones de EDTA de hasta 1,50g/L de sangre en muestras de no más de 1 h aparecen cambios mínimos en la morfo-logía de los neutrófilos. Conforme la concen-tración de EDTA aumenta, aparecen cam-bios más graves, dentro de la primera hora,tales como la pérdida de puentes entre lóbu-los, pérdida de contorno citoplasmático ydegeneración temprana de los núcleos.

El efecto del aumento de la concentraciónde EDTA sobre el valor nominal disminuyeel valor de la fracción de volumen de los eritrocitos medido por centrifugación, quees más pronunciado con K3EDTA que conK2EDTA.

Sin embargo, con instrumentos automatiza-dos, el volumen entítico de los eritrocitos noestá influido a concentraciones de K3EDTAde hasta 10 veces el valor nominal; y los resultados obtenidos con K2EDTA se

La concentración deEDTA en la sangredebería estar en el

intervalo de 4,55 ± 0,85 mmol/L.

mostraron dependientes del instrumento uti-lizado (50).

Usando la concentración recomendada deK2EDTA o K3EDTA y realizando la mediciónentre 1 y 4 h después de la extracción desangre, no se observó ninguna diferenciaimportante en los resultados obtenidos ensangre extraída con cualquiera de los 2 an-ticoagulantes (50).

Recolección y manipulación de lamuestra

Un requisito previo es la homogeneizacióncompleta de la muestra de sangre con el an-ticoagulante por inversión repetida del tuboEl tipo de mezclador usado (balanceo res-pecto a rotación) puede afectar el grado dehomogeneización, especialmente si el tubose llena excesivamente, produciendo así re-sultados inexactos (139).

Transporte, almacenamiento yestabilidad de los componentes

A causa de las variaciones entre los instru-mentos automatizados más modernos, in-cluyendo los reactivos, se recomienda quela sangre anticoagulada con EDTA se exa-mine dentro de las 6 h de su extracción(129, 143). En algunos casos, sin embar-go, este tiempo ya es demasiado largo pa-ra asegurar resultados fiables. Asimismo, laestabilidad a temperatura de refrigeraciónes dependiente del analizador. Por las ra-zones descritas arriba, la extensión de san-gre debería prepararse dentro de 1-2 h si-guientes a la extracción de sangre. No serecomienda el almacenamiento prolonga-do de hasta 24 h.

Seudotrombocitopenia

La aglutinación de plaquetas o aglutinación,y la adhesión de plaquetas a neutrófilos (sa-telitismo plaquetario (Fig. 23-1)), se ha ob-servado en alguna ocasión con sangre anti-coagulada con EDTA. Dichos cambios se

desarrollan progresivamente con el tiempotranscurrido después de la extracción. Estoscambios elevan la concentración de leucoci-tos mientras disminuyen la de plaquetas. Elproblema se puede reconocer por el examenmicroscópico de la extensión de sangre peri-férica, y también por los avisos o alarmas deplaquetas en el instrumento (29).

El valor de la concentración de plaquetasen sujetos que muestran satelitismo plaque-tario inducido por EDTA se puede obtenerpor dilución de la sangre procedente deuna punción dactilar o por recolección desangre con citrato como anticoagulante.

Consideraciones especiales para lamedición de la concentración deplaquetas

Para evaluar la activación in vivo de plaque-tas por la medida de componentes de losgránulos α-plaquetarios, tales como factor plaquetar IV, β-tromboglobulina, fibronectinay factor de crecimiento derivado de las pla-quetas, se debe minimizar la activación de las plaquetas después de la extracción desangre. Esto puede realizarse previniendo laformación de tromboxano-A2 o por manteni-miento de concentraciones altas de AMP cí-clico dentro de las plaquetas. Una mezclaaditiva utilizada para este fin consiste en0,11 mol/L de ácido cítrico, 15 mmol/L deteofilina, 3,7 mmol/L de adenosina y 0,198mmol/L de dipiridamol con el pH final ajus-tado a 5,0 (28, 114). Las concentracionesde factor plaquetario IV en la sangre extraídaen esta mezcla de aditivos llamada «CTAD»son casi 10 veces menores que los obtenidosen un tubo con citrato convencional (187).

Aspectos especiales de las mediciones hematológicas

55

Fig. 23-1 Satelitismo plaquetariosobre granulocitos(neutrófilos)

nota:en la figura las plaquetas (puntos rojos) sesitúan alrededor de los neutrófilos (N)

N N

Si un tubo de recolecciónde sangre se saca a lamitad de su volumennominal, la concentraciónefectiva de EDTA seríainadecuada para lapreparación de unaextensión de sangreperiférica destinada a lamedición de laconcentración de losdiferentes tipos deleucocitos (152).

Los tubos de recolecciónde sangre deben tener unespacio de aire querepresente por lo menosel 20% del volumen deltubo para facilitar lahomogeneización (143).

56

¿Todo esto a partir de una gota de sangre?

En bioquímica clínica, hay que considerar ungran número de problemas específicos delos reactivos y del analizador. Así muchosfactores de interferencia actúan de una ma-nera específica dependiendo del reactivo.Además, hay diferencias entre analizadoresy principios de medida (por ejemplo, entrelos reactivos ordinarios y los reactivos en fa-se sólida («química seca»), potenciometríadirecta e indirecta). En este capítulo, se mues-tran unos pocos ejemplos (53, 177, 204).

Aspectos especiales cuando se usanreactivos en fase sólida (78, 167)

Cuando se usa un analizador de sangre ca-pilar de reactivos en soporte sólido, la ex-tracción correcta de las muestras de sangrecapilar es de importancia decisiva para lafiabilidad de los resultados. El fabricantedel Sistema Reflotron® (Roche Diagnostics)recomienda:

«Cuando se ha formado una gota grandeque cuelga libremente, se debe colocar enla zona de aplicación de muestra de la tirareactiva, sin tocar directamente dicha tiracon el dedo. Para una medida adicional esnecesaria la punción del dedo en un sitio di-ferente.»

Los resultados en un analizador que utilizala sangre como muestra pueden depender

de la fracción de volumen de los eritroci-tos («hematocrito») de la muestra, porquela cantidad de plasma disponible para lareacción en tira reactiva varía según estevalor.

Los métodos de química en fase sólida,ofrecen por un lado la posibilidad de sepa-rar los componentes en estudio de muchosotros componentes perturbadores de la ma-triz. En los procedimientos que no usan re-activos en fase sólida la matriz se diluyemás, dando como resultado concentracio-nes inferiores del componente en estudio ytambién de posibles interferentes.

¿Resultados diferentes utilizandoprocedimientos con y sindesproteinización?

Las moléculas de proteínas en el plasma yen el suero ocupan un volumen definido,dependiendo de la concentración y el ta-maño de la proteína. Como resultado, laconcentración de solutos de baja masa mo-lar (p. ej. glucosa, electrólitos, etc.) en filtra-dos exentos de proteínas se encuentra quees aproximadamente 5% más alta que enmuestras de suero o de plasma no despro-teinizadas. La influencia de la desproteini-zación sobre la medición de la concentra-ción de componentes de baja masa molarque se disuelven en el agua del suero o delplasma, se muestra en la Fig. 24-1 (19). Elefecto del desplazamiento de volumen delas proteínas reviste especial importanciapara la medición de la concentración deelectrólitos, cuando se usan procedimientospotenciométricos directos en comparacióna los de medida indirecta (88).

El efecto de desplazamiento devolumen de los lípidos

Un efecto similar de desplazamiento se ob-serva con los triglicéridos en la sangre. Con-centraciones de triglicérido de 57 mmol/L,dan resultados de electrólitos un 5 % más al-to (y más cierto) por potenciometría directaque la espectrometría de emisión atómicade llama o potenciometría indirecta (des-pués de dilución) (88).

Fig. 24-1Cambio de

concentración de sustancias

de baja masa molardespués de la

desproteinización (19)

sustancias debaja masa molar

volumende proteína

glicérido en la muestra cae mientras la deglicerol no esterificado se eleva. El alcancede este efecto varía de una persona a otray no se correlaciona con la concentracióninicial de triglicérido. Además, la composi-ción de los lípidos plasmáticos determinasu comportamiento durante la centrifuga-ción. Los quilomicrones y sus remanentestienden a flotar en la capa superior delplasma, mientras que otras lipoproteínaspermanecen distribuidas uniformemente.Esto debe tenerse en cuenta cuando en losanalizadores se usen tubos primarios(106).

Creatininio

La concentración de cromógenos no creati-nínicos aumenta a temperatura ambiente.Este efecto es más pronunciado en la san-gre que en el suero o el plasma (a mayortemperatura, mayor es el efecto). Este au-mento que varía de una persona a otra y esindependiente de la concentración inicialde creatininio ocurre cuando la concentra-ción de creatininio se mide por el métodode Jaffé (118).

Recomendaciones

Deben tenerse en cuenta las influencias e in-terferencias preanalíticas específicas del sis-tema de medida (reactivos y analizador).Los resultados obtenidos con un sistema noson intercambiables con otros sin la adecua-da demostración experimental.

Puede obtenerse información detallada delos fabricantes de analizadores y reactivos.

Concentración de glucosa en la sangrerespecto al plasma

Puesto que las células de la sangre tienenun alto contenido en proteínas y lípidos y laglucosa no está distribuida uniformementeentre el espacio intracelular y extracelular,los resultados obtenidos en el plasma sonaproximadamente un 15% más altos com-parados con los de la sangre, cuando serefieren al mismo volumen. Los criterios dela OMS para el diagnóstico de diabetesmellitus son por lo tanto diferentes para elplasma que para la sangre.

Electrólitos (Na+, K+, Cl–, HCO3–)

Si durante el transporte y almacenamiento dela sangre la concentración de glucosa caepor debajo de una concentración crítica, lascélulas pierden su ion potasio intracelular ycaptan ion sodio en su lugar. Si escapa CO2de una muestra de sangre, las células pier-den hidrogenocarbonato y lo reemplazancon cloruro del plasma circundante (la con-centración de cloruro en el plasma disminu-ye) (Fig.24-2). Esto limita la estabilidad de lasangre para la medición de la concentraciónde electrólitos con respecto al plasma o alsuero. Es interesante observar que el aumen-to de la concentración de ion potasio en elplasma es más alto en muestras de sangre re-frigeradas comparado con muestras alma-cenadas a temperatura ambiente (69). Estoes debido a una inhibición de la actividadcelular de la ATPasa intercambiadora deNa+/K+ producida por el frío.

Elementos traza

La contaminación representa un papel impor-tante en la medición de la concentración deelementos traza. La sangre deberá, por lotanto, obtenerse con un sistema de extrac-ción apropiado que haya sido declaradoexento de elementos traza por el laboratorio.

Lípidos

El almacenamiento altera la concentraciónde triglicérido debido a la acción de las li-pasas endógenas. La concentración de tri-

Aspectos especiales de las mediciones bioquímicas

57

Fig. 24-2El flujo de electrólitosentre las célulassanguíneas y el plasmao el suero durante elalmacenamiento de lasangre

plasma/suero

CO2

célulaglucosa

HCO3–

K+

Na+

CI–

58

¿Tubos especiales para las magnitudes hormonales?

Toma de muestras, almacenamiento ytransporte para los procedimientosinmunoquímicos

Los procedimientos inmunoquímicos que po-seen una gran detectabilidad se prestan pa-ra la medida de pequeñas concentracionesde hormonas lábiles, proteínas y otros com-ponentes de la sangre. Debido a la ampliagama de componentes cuya concentraciónse mide por procedimientos inmunoquími-cos, este capítulo intentará enfocar algunoscomponentes representativos.

La postura y momento de la extracción

Han de tenerse en cuenta variables como lapostura durante la extracción de la sangre ylos cambios diurnos.

Las variaciones posturales tienen un impactoimportante sobre la renina, observándoseuna elevación de su concentración en elplasma cuando el paciente se mueve desdela posición horizontal a la vertical.

La concentración de cortisol en el plasmatiene valores máximos entre las 04:00 y las06:00 de la madrugada.

Diversas hormonas, como la somatotropina,la lutropina y la folitropina, se liberan enpulsos, por lo que es necesario tomar variasmuestras de sangre en intervalos pequeñosde tiempo y estimar la mediana de las con-centraciones.

Refrigeración y congelación

Algunos componentes como la insulina, laproinsulina y el péptido C pueden estabili-zarse poniendo simplemente los recipientesde muestra de sangre sobre hielo inmediata-mente después de la recogida. Tales mues-tras deberían centrifugarse rápidamente,preferentemente en una centrifuga refrigeradaa 4°C, y guardar el suero congelado hastaque se realice la medición. Por supuesto, lamuestra congelada debe estar completa-mente descongelada con anterioridad a la

medición. También es importante evitar lahemólisis, ya que disminuiría las concentra-ciones de insulina y proinsulina.

El procesamiento rápido de la sangre unavez coagulada y la congelación del suero a–70°C proporciona estabilidad a largo pla-zo para componentes tales como la gastri-na, el pepsinógeno-1 y la insulina.

Recolección de sangre en unanticoagulante apropiado

Para la mayoría de los componentes cuyaconcentración se mide por procedimientosinmunoquímicos puede utilizarse suero oplasma heparinizado.

La recolección de sangre en EDTA y la rá-pida congelación del plasma se ha demos-trado adecuado para conservar hormonaspolipeptídicas lábiles tales como endorfinas,péptido intestinal vasoactivo, sustancia P y péptido pancreático.

Recolección de sangre con inhibidor delas enzimas proteolíticas

La aprotinina, inhibidor de la proteínasa,también conocido por su nombre comercialTrasylol, agregada a un anticoagulante talcomo EDTA o heparina tiene aplicación enla estabilización de hormonas polipeptídi-cas lábiles y enzimas (115). Puesto que laaprotinina inhibe la calicreína, su potenciase expresa en unas unidades arbitrarias ba-sadas en la capacidad de inhibir la cali-creína. La concentración de aprotinina usa-da para la conservación de hormonas yenzimas lábiles oscila desde 500 a 2000karb.u./L. Así, se ha usado una mezcla deEDTA γ-aprotinina para estabilizar el gluca-gón, la corticotropina, la renina y ciertashormonas gastrointestinales tales como β-en-dorfinas, secretina, neurotensina, glucagónintestinal, somatostatina y péptido intestinalvasoactivo (115).

En un estudio se demostró que las concen-traciones de glucagón medidas por radioin-

munoanálisis en el plasma con EDTA eranaproximadamente un 26% más elevadosque en el plasma obtenido a partir de san-gre extraída en una mezcla de 1,5 g de EDTAy 2000 karb.u. de aprotinina por litro desangre (Tabla 25- ). La elevada concen-tración de glucagón en las muestras reco-lectadas sin aprotinina fue debido a losfragmentos de hormona producto de la de-gradación por la enzima proteolítica, queaparentemente fueron reconocidos comomoléculas intactas por el anticuerpo usadoen la medición. Además, alguna de las hor-monas marcadas con isótopos radiactivosexperimentaron degradación por la enzimaproteolítica, limitando así la cantidad dehormona marcada radioactivamente dispo-nible para competir con la hormona plas-mática por los centros de unión con el anti-cuerpo (36).

Tabla 25- Efecto de la aprotinina sobre las mediciones de la concentración deglucagón en el plasma con EDTA

EDTA + Aprotinina EDTA

n 21 21Media pmol/L 111 147% de diferencia 25,5

También se ha utilizado una mezcla de he-parina de litio y aprotinina para estabilizarsomatostatina, secretina, glucagón, péptidoC y pancreozimina.

Recolección de sangre en una mezclade anticoagulante y aditivo

Hay ejemplos donde el EDTA solo no es su-ficiente para estabilizar un componente. In-cluso cuando la sangre se recolecta conEDTA y el plasma se separa rápidamente yse almacena en las condiciones ideales,hay activación del complemento. Sin em-bargo, cuando un inhibidor de proteasasintético, tal como mesilato de nafamostato,se agrega al EDTA, la estabilidad de loscomponentes del complemento (C3a, C4ay C5a) se mejora significativamente. Ade-más, mientras la actividad de los compo-

1

1

nentes del complemento se dobla con cadaciclo congelación-descongelación en mues-tras recolectadas con EDTA, no se ven talesdiscrepancias en muestras recolectadas enEDTA y suplementadas con mesilato de na-famostato (191).

Los anticoagulantes tradicionales tales comoel EDTA y la heparina han sido ineficacesen la estabilización de componentes lábilestales como la proteína relacionada con laparatirina. Este marcador tumoral es taninestable que en las muestras de sangre re-colectadas con heparina o EDTA despuésde 16 h de almacenamiento a temperaturaambiente queda menos del 10% de la con-centración original. La mezcla óptima parala extracción de sangre es EDTA (1,5 g/Lde sangre), aprotinina (500 karb.u./L), leu-peptina (2,5 g/L) y pepstatina (2,5 g/L).Con esta mezcla de aditivos, la proteína re-lacionada con la paratirina es estable hasta1 hora a temperatura ambiente y 24 h si semantiene refrigerada a 4°C. Incluso cuandola sangre se recoge en esta mezcla de aditi-vos, si la muestra se almacena a temperatu-ra ambiente durante 24 h puede perdersehasta el 60% de la concentración de proteí-na relacionada con la paratirina. En la san-gre recolectada sin esta mezcla de aditivos,puede perderse hasta un 70% de la concen-tración de proteína relacionada con la pa-ratirina por el almacenamiento a temperatu-ra ambiente durante una hora (137).

Para la medición de la concentración deadrenalinio más noradrenalinio en el plas-ma, la sangre debería recogerse en unamezcla de anticoagulante tal como EGTA(90 g/L) suplementada con metabisulfito desodio o glutatión (60 g/L). Incluso con estamezcla de aditivos, la sangre tiene que serconservada en frío en un baño de hielo ycentrifugada en una centrífuga refrigerada.El plasma debe transferirse entonces a unvial de plástico, tapado y almacenado enun congelador a temperatura inferior a -20°C hasta que se vaya a realizar la medi-ción. El plasma congelado y preparado enlas condiciones arriba indicadas conservalas catecolaminas mencionadas durante almenos tres meses (14).

Factores preanalíticos en los procedimientos inmunoquímicos

El EDTA con o sinaprotinina no escompatible conprocedimientosinmunoquímicos que usenenzimas lábiles talescomo fosfatasa alcalina,ya que el EDTA quela losiones metálicos, como el ion zinc y el ionmagnesio que serequieren para lamedición de laconcentración catalíticade fosfatasa alcalina.

59

La separación de células de la sangreperiférica para el examen celular

Para exámenes de laboratorio clínico talescomo la tipificación de antígeno leucocíticohumano (HLA) se requiere la separación deuna población pura de células como los lin-focitos de la sangre periférica. Si la prepa-ración de células se contamina significati-vamente con granulocitos y plaquetas,estos podrían enlazar algún anticuerpocontra el HLA dando así como resultado unfalso negativo.

Cómo purificar linfocitos

Los linfocitos pueden purificarse usando elprocedimiento de centrifugación con Ficoll-Hypaque.

El Ficoll es un polímero de la sacarosa de al-ta masa molar. El Hypaque (o Isopaque) esun compuesto orgánico yodado usado comomedio de contraste en rayos-X para la visua-lización de los riñones. El Ficoll añade visco-sidad y promueve la formación de «rouleaux»de eritrocitos. El Hypaque aumenta la den-sidad del medio.

Una mezcla típica de Ficoll-Hypaque con-siste en 10 partes de Hypaque al 33,9%

con una densidad de 1,2 kg/L y 24 partesde solución acuosa al 9% de Ficoll. Ambassoluciones de Hypaque y de Ficoll debenmezclarse a temperatura ambiente. La con-centración final de Ficoll en la mezcla debeser 6,4% y la densidad de la mezcla 1,077kg/L (17).

En el procedimiento, la sangre diluida sedeposita formando capas sucesivas sobrela mezcla de Ficoll-Hypaque y se centrifugaa temperatura ambiente (20°C) durante 40min. La aceleración centrífuga lograda enla interfase es de 400 g.

Puesto que el medio Ficoll-Hypaque es me-nos denso que los eritrocitos y los granu-locitos, pero más denso que las células mo-nonucleares (linfocitos y monocitos) y lasplaquetas, las células mononucleares per-manecerán en la interfase plasma Ficoll-Hy-paque. Los lavados subsiguientes eliminanlas plaquetas del sedimento de linfocitos.

Un estudio reciente describió el uso de he-parina o citrato tamponado como anticoa-gulante y una barrera de gel de poliéster y un medio líquido con un gradiente dedensidad en un tubo de extracción a vacíopara la recolección de sangre. Una centri-fugación durante 20 min a 1500 g a tem-peratura ambiente da como resultado el

60

Las células de la sangre pueden proporcionar información importante

Un resultado negativofalso en la tipificaciónsegún el sistema HLA

tendrá seriasconsecuencias cuando un

paciente o el órganodonado para trasplante

este siendo tipificadopara la compatibilidad

de HLA.

Fig. 26-1Pasos del proceso con el

tubo de separación de células

DESPUÉS DE LA RE-COGIDA DE SANGREInvertir suavemente

8 veces.

1

Volúmenesaceptablesde sangre– 8mL– 7mL– 6mL

A temperatura ambienteDurante 20 minutosEn un rotorhorizontal(cabezal basculante – aca-bados de tubos apropiados)A 1500 gPara mejores resultadoscentrifugar dentro de lasdos horas siguientes ala recogida de sangre.2

DESPUÉS DE LACENTRIFUGACIÓN

sangreanticoagulada

barrerade gel

fluido degradiente

de densidad

3

PARA ELTRANSPORTEInvertir suavemente

una vez.

4

CENTRIFUGADO

plasma

limfocitosy monocitos

barrerade gel

eritrocitosy neutrófilos

suspensión decélulas (plasmay célulasmononucleares)fluido de

gradientede densidad

aislamiento de células mononucleares de lasangre periférica sobre la barrera de gel yla separación de eritrocitos y granulocitosatrapados bajo el gel (108).

La figura 26-1 ilustra los pasos del procesousando este tubo de separación celular.

Algunos métodos para mejorar la purezade la separación de los linfocitos incluyenla eliminación de las células fagocíticas(granulocitos y monocitos) y la sedimenta-ción eficaz de los eritrocitos (107).

El efecto de los anticoagulantes sobrela recuperación de granulocitos

Los granulocitos pueden recuperarse desdela centrifugación de la mezcla Ficoll-Hypa-que recuperando la capa de encima de lamasa de eritrocitos, que está presente bajola capa de Ficoll-Hypaque. Entonces seagregan a esta fracción 0,4 mL de dextra-no al 4,5% y 1 mL de plasma hepariniza-do. Los eritrocitos residuales se dejan se-dimentar a 4°C durante 40 minutos. Eldextrano promueve la formación de «roule-aux» por parte de los eritrocitos y favorecesu sedimentación. El sobrenadante se enri-quece así con granulocitos. Boyum encon-tró que el EDTA da mejores rendimientosen granulocitos (promedio del 59%, ampli-tud 43-71%) que la heparina (promedio49%, amplitud 38-61%) (17).

Méritos relativos de anticoagulantes ynutrientes para la separación yestabilidad de las células

El ACD (ácido-citrato-D-glucosa), la hepa-rina y el EDTA se han utilizado para la separación de células mononucleares. Sinembargo, prescindiendo de cuales fuesenlos anticoagulantes, se ha informado quesi la muestra de sangre era de más de 14 h, la fracción de linfocitos estaba con-taminada con granulocitos. La contamina-ción con eritrocitos es un problema en lasangre con EDTA de más de dos días (134).La heparina usada para la recolección de

sangre debe estar libre de fenol, que es ci-totóxico.

Los medios de dilución de nutrientes po-drían influir en la calidad de las separacio-nes de linfocitos con Ficoll-Hypaque. Así, lasangre extraída en heparina y complemen-tada con glutamina y gentamicina da bue-nas separaciones con Ficoll-Hypaque desangre almacenada a temperatura ambien-te un periodo de hasta 3 días (110).

La lisis de sangre para aplicaciones dela citometría de flujo

Los métodos de lisis de sangre para aplica-ciones de inmunofenotipificación por cito-metría de flujo han desplazado, por su ra-pidez, al procedimiento de separación decélulas Ficoll-Hypaque que requiere mástiempo (81). Incluso los métodos de lisishan progresado desde los métodos de lisishipotónicas originales a los actuales méto-dos no hipotónicos disponibles comercial-mente.

En un estudio realizado para evaluar losefectos de diversos anticoagulantes sobreambos métodos, los de lisis y el procedi-miento de Ficoll-Hypaque, se demostró quesi la citometría de flujo se aplica el mismodía, EDTA, ACD o heparina dan resulta-dos equivalentes. Sin embargo, más alláde 24 h hay una disminución importanteen la viabilidad de los granulocitos en EDTA. Además, se ha informado que elK3EDTA está asociado con una pérdida defunción en la estimulación mitogénica de los linfocitos. La viabilidad de los gra-nulocitos fue mejor con heparina. Los linfo-citos se conservaron igualmente en hepari-na y ACD. Aunque el ACD puede usarsecomo una alternativa a la heparina, lasplaquetas tienden a agregarse en ACD, es-pecialmente si las muestras no pueden exa-minarse con prontitud (23). La formulacióndel anticoagulante ACD-B se prefiere a laformulación ACD-A, ya que proporcionamás estabilidad durante el transporte.

Aspectos especiales de los exámenes celulares

61

Polimorfismo de la longitud de losfragmentos de restricción

Para ayudar a comprender algunos de losproblemas preanalíticos, imaginemos unapersona a la que se le está examinando suDNA para hallar un posible polimorfismo dela longitud de los fragmentos de restricciónde su DNA con el fin de detectar algunos de-fectos genéticos o reagrupamientos de ge-nes. Cuando el DNA se escinde usando en-zimas de restricción, se obtienen fragmentosde varios tamaños dependiendo de si el poli-morfismo está o no dentro del centro de rup-tura de la enzima de restricción (116).

Se ha informado que se obtuvieron frag-mentos de restricción inesperados o abe-rrantes en DNA que estaba siendo examina-do para detectar reagrupamientos de genesde células T y B utilizando sangre extraídaen heparina (71). Tales fragmentos aberran-tes no se encontraron tras la actuación de laenzima de restricción de DNA obtenida desangre recolectada en EDTA o ACD. Puestoque estos fragmentos aberrantes encontra-dos usando sangre heparinizada puedenconfundirse con reagrupamientos de genes,la elección del anticoagulante para la reco-lección de sangre destinada a determina-dos procedimientos de biología molecularpuede ser crítica (179).

Reacción en cadena por la polimerasa

La heparina a una concentración muy bajase ha informado que retrasa o incluso inhi-

be completamente la amplificación deDNA durante la reacción en cadena por lapolimerasa (70). Sin embargo, también seha comunicado que el tratamiento de san-gre heparinizada con heparinasa para es-cindir la heparina o la separación de leuco-citos por centrifugación seguido, por lomenos, de dos lavados con un tampón sali-no son suficientes para superar el efecto dela heparina (11).

De hecho, otros anticoagulantes tales comoEDTA y ACD también inhiben las enzimasde restricción. Sin embargo, los métodoshabituales de precipitación de DNA conetanol eliminan tanto EDTA como ACD,mientras que no retiran la heparina (27).

La heparina no debe usarse como anticoa-gulante en los procedimientos de biologíamolecular en sangre.

Es esencial eliminar la contaminación poreritrocitos cuando se usan procedimien-tos de amplificación de DNA tales como la reacción en cadena por la polimerasa, yaque la hematina inhibe la enzima DNA po-limerasa dirigida por DNA (116).

Los eritrocitos pueden eliminarse por lisisselectiva con una mezcla tampón que con-siste en 155 mmol/L de cloruro de amonio,10 mmol/L de hidrogenocarbonato de pota-sio y 0,1 mmol/L EDTA, ajustado a pH 7,4.

Alternativamente, la membrana citoplasmá-tica de todas las células se puede disolvercon una mezcla tampón que contiene el de-tergente no iónico Triton-X100, quedandolos núcleos de los leucocitos de los que pue-de extraerse el DNA. Sin embargo, estemétodo dará como resultado la pérdida deDNA y RNA extranuclear en el sobrena-dante; como consecuencia, no se podrá ex-traer el DNA mitocondrial (21).

Consideraciones para el aislamiento de DNA y RNA

Los métodos clásicos están basados en una li-sis de las células con lisozima, álcali o deter-gentes. La eliminación de proteínas y otros

62

Como manejar genes

Fig. 27-1Efecto de los

anticoagulantes sobrelos polimorfismos de la

longitud de losfragmentos de

restricción

banda 1banda 2

banda 1

muestra recogidaen EDTA o ACD

muestra recogidaen heparina

los efectos inhibitorios de laheparina ocasionan la incompletaformación de polimorfismo.

extracto de DNA

incubación conendonucleasa de restricción

examen de los fragmentos derestricción por electroforesis

contaminantes se efectúa por incubación conproteasa o extracción con fenol o cloroformo.

El extracto debería concentrarse por precipi-tación con etanol en presencia de acetatode sodio o amonio. Si fuera necesario, elRNA puede eliminarse usando ribonucleasapancreática exenta de desoxirribonucleasa.

La ventaja de usar proteínasa K1 es que,además de liberar DNA desde la cromati-na, también destruye las nucleasas que deotra manera reducirían la masa molar me-dia del DNA (116). Sin embargo, la proteí-nasa K tiene que ser eliminada antes de queel DNA aislado pueda someterse al trata-miento de la enzima de restricción. Tambiénla DNA polimerasa dirigida por DNA pue-de ser degradada por las proteasas.

La proteínasa K también puede inactivarsecalentando el lisado celular o purificando elDNA a 95°C durante 10 minutos.

El fenol residual puede inhibir la DNA poli-merasa dirigida por DNA. En consecuen-cia, se debería realizar una extracción finalcon cloroformo/3-metil-1-butanol (49:1) des-pués de la fenolización, para quitar cual-quier rastro de fenol que pudiera permane-cer en la fase acuosa.

Las sales utilizadas para la precipitación sub-siguiente de DNA deberían eliminarse lavan-do el sedimento de DNA con etanol al 80%.

El tipo de detergente utilizado para la lisis ce-lular puede influir en la amplificación de DNApor la reacción en cadena de la polimerasa.

Generalmente, los detergentes no iónicos ta-les como Tween 20 y Triton X-100 no inhi-ben la DNA polimerasa dirigida por DNAen concentraciones menores del 5% (v/v).

Sin embargo, los detergentes iónicos talescomo el dodecilsulfato de sodio que seusa generalmente en concentraciones tanaltas como el 20 g/L pueden ser inhibido-res de la DNA polimerasa dirigida por

DNA, ya que se ha encontrado que es in-hibidor desde concentraciones mayoresde 0,1 g/L.

Otros detergentes iónicos tales como el Sar-kosil y el desoxicolato de sodio han mostra-do que inhiben la DNA polimerasa dirigidapor DNA a concentraciones mayores del0,2 g/L y 0,6 g/L, respectivamente. Por to-do ello, es importante que los detergentesiónicos sean eliminados eficazmente porextracción con fenol/cloroformo y por pre-cipitación con etanol y lavado subsiguientedel sedimento de DNA.

Incluso con los detergentes no iónicos talescomo Nonidet P40, que a una fracción devolumen de 1% no tiene ningún efecto sobrela enzima DNA polimerosa dirigida porRNA («transcriptasa inversa»), a una frac-ción de volumen de 1% puede inhibir laDNA polimerasa dirigida por DNA.

En consecuencia, es importante llevar a caboexperimentos preliminares para establecerlas concentraciones efectivas de detergentesy otros reactivos inhibidores conocidos quepueden afectar la amplificación del DNA porla reacción en cadena por la polimerasa.

Los agentes caotrópicos tales como isotio-cianato de guanidinio se utilizan frecuente-mente para la extracción de DNA o RNA.La ventaja de utilizar isotiocianato de guani-dinio 5 mol/L para el aislamiento de RNAes que es capaz no solamente de eliminarproteínas del RNA sino también de desnatu-ralizar las ribonucleasas que de otra mane-ra degradarían el RNA (116).

Estabilización del RNA durante lapreparación, el almacenamiento y eltransporte de la muestra

En la estabilidad del RNA influyen una se-rie de factores. La rápida disminución de lasensibilidad de la DNA polimerasa dirigidapor RNA se ha comprobado que es debi-da a las ribonucleasas presentes en lamuestra, limitando el tiempo de procesa-miento de las muestras nativas a 2 h (116).

Aspectos especiales de los exámenes de biología molecular

63

1 La proteinasa K es en realidad una mezcla de las enzi-mas cuyos códigos son EC 3.4.21.62, EC 3.4.21.63,EC 3.4.21.64, EC 3.4.21.65 y EC 3.4.21.67.

64

Como manejar genes

Con el uso de isotiocianato de guanidinio5 mol/L, la muestra estaría estabilizadapor desnaturalización durante aproximada-mente una semana a temperatura ambiente.

El hecho de que las extracciones con fe-nol/cloroformo sean engorrosas ha dadocomo resultado la aplicación de métodos alternativos tales como la utilización de co-lumnas de intercambio aniónico para la elu-ción selectiva de DNA y RNA y la intro-ducción de equipos comerciales que haneliminado las extracciones con fenol/cloro-

formo, simplificando así la preparación dela muestra.

Desde el punto de vista del aislamiento delRNA no degradado, se debe eliminar lacontaminación con ribonucleasa. Esta en-zima es tan estable en un amplio intervalode pH y resistente incluso a la ebulliciónque, el vidrio, los reactivos e incluso losdedos de los investigadores son una fuentede contaminación potencial. El vidrio de-bería tratarse con una solución de dietilpi-rocarbonato 10 g/L que tiene reconocidacapacidad inhibidora de la ribonucleasa.El dietilpirocarbonato residual, sin embar-go, debería ser completamente eliminadotratando en autoclave el vidrio con el finde convertirlo en dióxido de carbono yagua y a continuación un tratamiento porcalor del material de vidrio a 250°C du-rante 4 h.

El material de plástico estéril desechablese considera exento de ribonucleasa

Las puntas de pipeta y los tubos Eppendorfdeberían ser esterilizados en autoclave porlo menos dos veces antes de su uso.

Control de la contaminación

El DNA procedente de fuentes exógenas co-mo el pelo o la piel humanos, los pomos delas puertas, los bancos de laboratorio, elpolvo, los reactivos, los termocicladores ylas puntas de pipeta es una fuente comúnde contaminación. Idealmente, una campa-na de flujo laminar con aire filtrado proveeun ambiente limpio y libre de polvo.

La preparación de la muestra debe efectuar-se en un área o sala separada. La adiciónde la muestra a la mezcla de reacción en eltermociclador para la reacción en cadenapor la polimerasa también debe realizarseen un área separada.

Para verificar la fiabilidad de los resultadosdeben examinarse materiales de controlpostivos y negativos.

Fig. 27-2Uso de anticoagulantesy estabilizadores en la

muestra de sangre para los exámenes

genéticos

a

b

c

RFLPy

PCR!en

HEPARINA

RFLPy

PCRen

EDTACitrato

oACD

!

estabilización

RFLPy

RNAen

5 mol/l !guani-dinioisotio-

cianato

Recientemente, la Federación Internacionalde Química Clínica ha publicado reco-mendaciones sobre la evaluación de la ca-lidad de los procedimientos de biologíamolecular (133) describiendo aspectospreanalíticos:

Muestras: los exámenes que utilizan la re-acción en cadena por la polimerasa puedenaplicarse a la sangre con EDTA y citrato,sangre seca (tarjetas de papel de filtro), mé-dula ósea, capa leucocítica, esputo, lavadobucal, lavado bronquial, líquido cefalorra-quídeo, orina, heces, material de biopsia,cultivos celulares, tejidos fijados o embe-bidos, etc.). Dependiendo del material aexaminar, puede ser necesario un pretrata-miento de la muestra con anterioridad a laestabilización, p. ej., licuefacción de esputo.

Toma de muestra: la toma de muestras esmejor realizarla en sistemas de extracción ce-rrados desechables tales como los utilizadospara otros exámenes de laboratorio clínico.Se considera que los nuevos materiales deplástico desechables están exentos de nuclea-sas. Cuando se utilicen sistemas de extracciónno cerrados, deberían utilizarse al menosguantes desechables.

Estabilización de la muestra: la estabi-lización del material a examinar es esencialya que los ácidos nucleicos se degradan rá-pidamente. Esto reviste especial importan-cia cuando se va a examinar el RNA. Lainactivación rápida de las nucleasas se lo-gra eficazmente mediante sustancias caotró-picas (especialmente isotiocianato de guani-dinio). Los disolventes orgánicos, p. ej., fenol,pueden agregarse en paralelo. Los sistemasde extracción con esos aditivos están dis-ponibles comercialmente, p. ej., RNazol,Trizol. Ha de tenerse en consideración la es-tabilidad limitada de las sustancias reducto-ras (aquí: 2-mercaptoetanol) y su efecto so-bre la estabilidad de la muestra. El usuariotiene que ser consciente de que los lotes delas soluciones de extracción «listas parausar» tienen una vida limitada debido a lainestabilidad de los componentes individua-les, p. ej., 2-mercaptoetanol. Las células en-riquecidas o las muestras nativas de compo-

nentes individuales son lisados por la adi-ción de isotiocianato de guanidinio. La con-centración final de isotiocianato de guanidi-nio en la muestra estabilizada no deberíabajar de 4 mol/L. El material estabilizadode esta manera no necesita ser enfriado. Atemperaturas inferiores a la temperatura am-biente, el isotiocianato de guanidinio puedecristalizar. La sangre con EDTA para la ex-tracción de DNA de leucocitos no requiereninguna estabilización especial.

Envío de la muestra: las muestras esta-bilizadas adecuadamente pueden ser en-viadas por correo a temperatura ambiente.Esto se aplica también a muestras de san-gre con EDTA para la preparación de DNAy a muestras estabilizadas con isotiociana-to de guanidinio para la recuperación deRNA. La refrigeración no es necesaria, pe-ro si el almacenamiento es prolongado atemperatura ambiente dará como resultadouna pérdida crítica en la sensibilidad. Lasmuestras han de ser enviadas en recipien-tes irrompibles. Las muestras no estabiliza-das deben ser sometidas a congelación sú-bita y enviadas en hielo seco. La cadenade frío no debe ser interrumpida.

Almacenamiento de la muestra: lamuestra para el análisis de DNA ha de seralmacenada en una solución tampón TE (10 mmol/L de TRIS, 1 mmol/L de EDTA, apH 7,5-8,0) a 4°C. Las muestras para elexamen del RNA han de guardarse en solu-ción tamponada preferiblemente a –20°C.Las muestras de RNA estabilizadas con iso-tiocianato de guanidinio pueden almace-narse durante aproximadamente siete díasa temperatura ambiente. En casos de alma-cenamiento más prolongado se ha observa-do una reducción en la sensibilidad para ladetección de RNA. Esto ha de tenerse encuenta cuando haya que detectar pequeñascantidades de virus o células.

En conclusión, el conocimiento de las difi-cultades preanalíticas en las aplicacionesde biología molecular y la minimización oeliminación de las mismas es un requisitoprevio a la utilización exitosa de tales técni-cas (96, 159, 133).

Aspectos especiales de los exámenes de biología molecular

65

Las variables preanalíticas relacionadascon las mediciones de las concentracionesde electrólitos en el plasma, de las presio-nes parciales de gases en la sangre y delestado ácido-básico han sido recogidas re-cientemente en las recomendaciones de laFederación Internacional de Química Clíni-ca (22).

Anticoagulante

La heparina es el anticoagulante recomen-dado para las mediciones de las concen-traciones de electrólitos en el plasma y de las presiones parciales de gases en lasangre. El heparinato de sodio seco pue-de aumentar la concentración de ion so-dio, y disminuir la de hidrogenocarbona-to y exceso de base, y el pH. Además, se

disminuye la concentración de ion calciosi los centros de enlace de la heparina no están saturados. La concentración finalrecomendada de heparina en la sangredifiere para tubos de vidrio y plástico(163).

Recolección de la muestra

Hay diferencia en las presiones parcialesde los gases sanguíneos y en el estado áci-do-básico entre la sangre arterial y veno-sa, debida al metabolismo en el tejido omiembro respectivo. En general, el oxíge-no se consume, el CO2 aumenta y el pHdisminuye debido a componentes respira-torios y metabólicos a lo largo del flujosanguíneo arteriovenoso. Deberían prefe-rirse, por lo tanto, los lugares de extrac-ción de muestras capilares y arteriales pa-ra obtener resultados sistémicos del estadoácido-básico y de las presiones parcialesde gases en la sangre. Si se usan catéterespermanentes o cánulas para la toma demuestras, tiene que asegurarse de que elfluido o las soluciones de lavado se elimi-nan completamente del sistema retirandoun volumen igual a tres veces el volumendel sistema del catéter con anterioridad ala recolección de la sangre (131). La san-gre debe recolectarse en condiciones ana-

66

Cuando los gases se evaporan

Recomendaciones sobre la extracción capilar

Cuando se toman muestras cutáne-as, la primera gota se debe eliminary dejar fluir la sangre siguiente enun capilar heparinizado sin expri-mir. La punta del capilar debe colo-carse en el interior de la gota y lle-narse completamente sin ningunapresión, mientras se mantiene enuna posición horizontal o ligeramen-te inclinado hacia abajo. El capilaruna vez lleno debe cerrarse inme-diatamente por el fondo con masillaplástica seguido de la inserción deuna barrita mezcladora de metal. Fi-nalmente debe sellarse el extremoopuesto del capilar con la masillaplástica. La sangre y heparina semezclan moviendo la barrita conayuda de un imán de extremo a ex-tremo del capilar cinco veces.

Recomendaciones para el uso de laheparina en las mediciones de las presiones parciales de gasesen la sangre y las concentracionesde electrólitos

La solución de heparina debe ser adi-cionada en una concentración finalde 8-12 kint.u./L en tubos de vidrio yde 4-6 kint.u./L en tubos de plástico.Los intervalos de concentración fina-les para soluciones de heparina tam-ponada deberían ser:

Pla–Ion sodio; c.sust.: 120-150 mmol/LPla–Ion potasio; c.sust.: 3,5-4,5 mmol/LPla–Ion calcio; c.sust.: 1,2-1,4 mmol/LPla–Cloruro; c.sust.: 100-130 mmol/LEl pH de la solución de heparina debe-ría estar entre 6 y 8 (22).

erobias para impedir el intercambio de ga-ses con el aire circundante. La oclusión ve-nosa por el torniquete deberá restringirse aun máximo de 2 minutos. Deberá impedir-se la formación de burbujas. Los lugaresrecomendados para la extracción de san-gre son los descritos en los capítulos sobrela toma de muestras de sangre arterial ycapilar (ver p. 20-23).

Almacenamiento y transporte

Las muestras para las medidas de la pre-sión parcial de gases en la sangre y la con-centración de electrólitos pueden afectarsedurante el almacenamiento por los siguien-tes procesos (109):

● Metabolismo de las células de la san-gre: la glicólisis, principalmente en loseritrocitos, ocasiona la formación de lac-tato y cambios en el pH, hidrogenocar-bonato y exceso de base hacia el interva-lo de la acidosis metabólica. El consumode oxígeno por los leucocitos y plaquetasdisminuye la pO2 y aumenta la pCO2. Lacaída en pO2 se acelera si en la muestraoriginal la pO2 estaba elevada. Los pro-cesos metabólicos pueden reducirse en-friando la muestra. El enfriamiento es ne-cesario si las mediciones no van a poderrealizarse en los 15 minutos siguientes ala extracción.

● Liberación de iones desde las célulassanguíneas: el almacenamiento prolonga-do, la vibración durante el transporte delas muestras y la plaquetosis (trombocito-sis) grave son los factores que puedencontribuir al aumento de la concentraciónde ion potasio y de la disminución de lade ion calcio en el plasma. Durante la pri-mera hora de almacenamiento en aguacon hielo, el promedio de aumento de laconcentración de ion potasio en el plas-ma es 0,1 mmol/L.

● Intercambio de gases: Como se ha men-cionado arriba, los materiales plásticos noson absolutamente impermeables a los ga-ses. Se ha observado que los tubos de

plástico refrigerados perdieron más gasesque los que se guardaron a temperaturaambiente. Se ha sugerido el compromisode que, por lo tanto, ese almacenamientoen agua con hielo no debería exceder de30 minutos cuando el material de almace-namiento sea de plástico. Los capilares yjeringas de vidrio permanecen sin pérdi-das de gas durante varias horas (109)(Fig. 28-1).

Preparación de la muestra

A la llegada de las muestras para la medi-ción de la presión parcial de gases sanguí-neos y del estado ácido-básico, es necesa-rio que las muestras sean homogeneizadascuidadosamente antes de las mediciones.

Las muestras en capilares de vidrio deberánvolverse a mezclar moviendo la barrita demetal desde un extremo a otro del tubo du-rante unos 10 s. Las jeringas de vidrio oplástico deberán invertirse 10 veces y luegoagitarse mediante giros horizontales duran-te 10 s (22). Durante el mezclado no debe-rá formarse ninguna burbuja o espaciomuerto.

Aspectos especiales para los gases e ion calcio en sangre

67

Fig. 28-1Alteración de la pO2 enla sangre (pO2 = 11,3 kPa = 85 mmHg)cuando se almacenó enuna jeringa de vidrio oplástico durante45 minutos atemperatura ambiente(media y desviacióntípica de 15 medidas encada tipo de jeringa)(109).

4,8

3,2

1,6

00,4

-0,8

36

30

24

18

12

6

-6

∆pO2(kPa) (mm Hg)

10 20 30 400 t (min)

jeringa de plástico

jeringa de vidrio

50

68

El momento adecuado para los fármacos...

¿Que muestras utilizar para lamonitorización farmacoterapéutica?(37, 101, 119)

Los sistemas biológicos más usualmente estu-diados son la sangre, el plasma y el suerodebido a que puede encontrarse general-mente una buena correlación entre la con-centración de fármaco y su efecto terapéutico.Además, la monitorización farmacoterapéu-tica en el plasma o en el suero es útil paraprevenir los efectos tóxicos colaterales provo-cados por la sobredosis o eliminación dismi-nuida (metabolismo) del fármaco.

En casos especiales, la orina también es útilcomo material de muestra; la saliva y el lí-quido cefalorraquídeo se usan con menorfrecuencia, aunque en algunos casos pue-dan representar mejor la concentración defármaco no unido a proteína.

La toma de muestras - una cuestión deoportunidad

El momento óptimo para la toma de mues-tras varía según el fármaco y la programa-ción de la dosis usada (ver Tabla 29-12 yFig. 29-2).

Cuando se hace una estimación de un inter-valo significativo para seleccionar entre dosmediciones, se debe recordar que aproxi-madamente son necesarias cinco semividaspara que se alcance el equilibrio en el cuer-po entre la toma y la eliminación, es decir,antes de adaptar la dosis se debería espe-rar hasta que por lo menos haya transcurri-do este intervalo antes de la próxima medi-da de la concentración del fármaco. Losmáximos se dan en la Tabla 29- , las con-centraciones mínimas deberán obtenersepoco tiempo antes de que se aplique la si-guiente dosis (Tabla 29- ).

Table 29- Pautas para la toma de muestrasde sangre para la monitorizaciónfarmacoterapéutica

Intervalos en que debería tomarse la muestra desangre

Terapia Básicamente siempre en estado esta-largo plazo cionario (después de unas 5 semividas)Administración Hay que esperar hasta que se completeintravenosa la fase de distribución (aprox. 1-2 h

después de la terminación de la infusiónExcepciones:Digoxina: 6 – 8 hDigitoxina: 6 – 8 h

Para detalles adicionales, ver el documentodel Comité Nacional de Normas para el La-boratorio Clínico (NCCLS) estadounidensesobre la monitorización farmacoterapéutica(132).

¿Que aspectos específicos sonimportantes en la toma de muestras parala monitorización farmacoterapéutica?

La sangre no se debe tomar en el brazo enel que están siendo infundidos fármacos ofluidos de transfusión.

1

2

2

Fig. 29-1La eliminación de la

mayoría de losfármacos tiene lugar deacuerdo a una reacción

de primer orden, esdecir, se elimina porunidad de tiempo unporcentaje fijo de la

cantidad total en el cuerpo,

independientemente dela dosis administrada yde la concentración delfárnaco en la muestra

(140).

concentración en la sangre

0 4 8 12 16 20 24 28

8

4

0,51

2

hora del día

Fig. 29-2La concentración de

teofilina en el plasmadespués de la

administración oral decomprimidos de

liberación inmediata (lospuntos rojos) o de

liberación retardada(puntos azules). La

fórmula de liberacióninmediata se administró

3 veces al día (a las06:00, 15:00 y 22:00 h),la fórmula de liberaciónretardada 2 veces al día

(a las 08:00 y a las20:00 h) (40)

15

10

5

0800 1200 1600 2000 2400

hora del día

concentración en el plasma (mg/L)

La heparina, el EDTA, o el oxalato de pota-sio pueden utilizarse como anticoagulantes.Sin embargo, la heparina da lugar a uncambio en el enlace a proteínas de algunosfármacos (201). Se cree que el EDTA es el anticoagulante óptimo y debería ser elagente de elección para la medida de con-centraciones de antidepresivos tricíclicos yaque, por quelación de los cationes divalen-tes, el EDTA puede contribuir a la estabili-dad de estos fármacos protegiéndolos dela oxidación (117).

Para medir la concentración de ciclosporinase prefieren las muestras de sangre hemolizadaa las de suero o plasma, porque numerososfactores (temperatura, fracción de volumende los eritrocitos, concentración de lipoproteí-nas) afectan a la interrelación de ciclosporinaen sangre y plasma (203). También se reco-mienda el EDTA como anticoagulante.

Algunos procedimientos inmunoquímicospara medir la concentración de fármacosse pueden ver perturbados por reaccionescruzadas inespecíficas de factores de inter-ferencia endógenos, p. ej. las sustanciasimmunorreactivas similares a la digoxina(esteroides, lípidos) pueden interferir la me-dición de la concentración de digoxina (re-sultados falsamente elevados).

La toma de muestras de orina debería efec-tuarse después de por lo menos, unas 7-10semividas (39), lo que cubriría más del 99%de la fase de excreción.

Los tiempos de toma de muestra para la sa-liva deben ser parecidos a los de la san-gre. La boca debe limpiarse completamen-te con agua antes de la toma de muestra.La saliva debe estar completamente librede partículas alimentarias y de cualquierfármaco retenido en la boca después de laadministración oral.

¿Qué hay sobre el almacenamiento yel transporte?

Deberán usarse recipientes desechablespara recoger las muestras, a fin de reducir

la posibilidad de contaminación. Algunosplastificantes liberados desde jeringas deplástico o desde los tapones de goma delos recipientes de vidrio pueden afectar losresultados de las pruebas (160).

Para asegurar su integridad, las muestrasdeberán enviarse al laboratorio sin demo-ra. Para evitar la hemólisis y descompo-sición, sólo debería transportarse plasma,suero, orina o líquido cefalorraquídeo. Seha encontrado, por ejemplo, que nitraze-pam, clorazepam y cocaína, se descompo-nen durante el almacenamiento de las mues-tras de sangre a 4°C.

Para la ciclosporina, la muestra de elecciónes la sangre, ya que rápidamente penetraen los eritrocitos de la sangre cuando estase enfría desde la temperatura del cuerpo(37°C) a la temperatura ambiente (20°C)después de la recolección. El anticoagulan-te preferido para la monitorización de ci-closporina es el EDTA (161).

Cuando el plasma se separa a temperaturaambiente, la relación plasma/sangre parala ciclosporina G es 0,8, mientras que paraciclosporina es 0,6 (117).

¿Cómo varia la estabilidad de lasmuestras a diferentes temperaturas?

Se recomienda una estricta observación delas instrucciones de los fabricantes de equi-pos de reactivos.

La congelación de sangre para la medi-ción de la concentración de ciclosporinasdebe evitarse estrictamente. Además, lasmuestras para fluorouracilo necesitan serrecolectadas sobre hielo (inestable a tem-peratura ambiente). Las muestras conge-ladas deben descongelarse preferente-mente a temperatura ambiente. Una des-congelación demasiado rápida por calen-tamiento de la muestra puede causarsobrecalentamiento y descomposición. Lamezcla completa es muy importante a finde asegurar la homogeneidad antes de lamedición.

Aspectos especiales en la monitorización farmacoterapéutica

69

70

Tabla 29- Monitorización farmacoterapéutica: propiedades farmacocinéticas con recomendaciones para la recolección de muestras.Datos para adultos (39).

Sustancia Tiempo para Tiempo para Semivida de Enlace a Recomendaciones sobre la alcanzar la con- alcanzar el estado eliminación proteínas recolección de muestrascentración máxima estacionario

ANTIARRÍTMICOS

Quinidina 1–3 h 2 d 6 –7 h 80 –90 % Máximo 1 h después de la administración(después de 8 h con preparaciones deliberación sostenida)

Disopiramida 2– 3 h 1– 2 d 4 –9 h 10 –65 % Máximo 2–3 h tras administraciónEl enlace a proteínas es dependiente dela concentración

Lidocaina End of the 30 –90 min 70– 200 min 60 –70 % Durante la infusión. El enlace a proteínasinitial dose es dependiente de la concentración.

Formación de metabolitos activosProcainamida/ 1–4 h (oral) 15 –25 h 3 –5 h aprox. 15 % Máximo inmediatamente después de laN-acetil-procainamida 15–30 min (i.v.) 6 –10 h última dosis administrada oralmente; la

absorción oral es muy variable

ANTIBIÓTICOS

Gentamicina 1 h tras < 30 años: < 30 años: Momento de la toma de muestrasTobramicina administración; 2.5–15 h 0,5 –3.0 h 1 h después de la administración.Netilmicina 30 min tras > 30 años: > 30 años: Concentraciones valle justo antes de laAmikacina administración 7,5–75 h 1,5 –15 h siguiente inyecciónVancomicina 30 min 20 –30 h 4 –10 h 30 –55 % Pico 30 min tras la infusión de 1 hEstreptomicina 1–2 h 10 –15 h 2 –3 h ≤ 30 % Pico 1– 2 h tras la infusión i.m.

ANTICONVULSIVANTES

Carbamazepina 6–18 h 2–6 d 10– 25 h 65 –80 % Máximo 6-18 h tras la última dosis;Etosuximida 2– 4 h 7–14 d 10– 60 h 0 % Durante el intervalo de dosificación; el

momento concentro de la toma demuestra no es importante

Fenobarbital 6–18 h 10 –25 d 50–120 h 50 % El momento concreto de la toma de muestra no es importante

Fenitoina 15–30 h 8–50 d 25– 200 h 92 % Durante el intervalo de dosificación; Preparaciones de el momento concreto de la toma no es liberación sostenida: 3– 9 h importante

Primidona 0,5 –7 h 2 – 4 d 6 –8 h 35 % Máximo 2– 4 h tras la última dosisPEMA: 10 –14 d 24– 60 hFenobarbital: 10 –25 d 48–120 h

Ácido valpróico 2– 8 h 2–3 d 8 –15 h 90 % Máximo de 1-8 h tras la última dosis

2

El momento adecuado para los fármacos...▲▲

≤ 10 %

Aspectos especiales en la monitorización farmacoterapéutica

71

Sustancia Tiempo para Tiempo para Semivida de Enlace a Recomendaciones sobre la alcanzar la con- alcanzar el estado eliminación proteínas recolección de muestrascentración máxima estacionario

BRONCOSPASMOLÍTICOS

Teofilina 1–4 h 2 d 3–12 h 55–65 % Máximo 1 h tras la últimaadministración, 4 h parapreparaciones de liberacion sostenida

GLICÓSIDOS CARDÍACOS

Digitoxina 3– 6 h 30 d 6– 8 d 90–97 % 8-24 h después de la ingestiónDigoxina 60– 90 min 5 –7 d 40 h 20–40 % 8-24 h tras la ingestión. Tratamientos

simultáneos con quinidina llevan a unaelevación de la cocentración de digoxinaen el plasma

INMUNOSUPRESORES

Ciclosporina 2– 6 h aprox. 2 d 10– 27 h 90 % Inmediatamente antes de la siguiente dosis

SICOFÁRMACOS

Amitriptilina 2– 6 h 3 –8 d 17– 40 h 90 %Desipramina 2– 6 h 2 –11 d 12– 54 h 75–90 % No crítico. En el equilibrio, justo antesImipramina 1– 6 h 2 –5 d 9– 24 h 63 – 95 % de tomar la siguiente dosisNortriptilina 2– 6 h 4 –20 d 18– 56 h 87– 93 %Litio 1– 3 h 3 –7 d 14– 33 h 0 % 12 h tras la última administración

CITOSTÁTICOS

Metotrexato 1–2 h 12– 24 h 2– 4 h 50–60 % Varía de una persona a otra

72

¿Pueden utilizarse las muestras turbias?

La muestra lipémica

Las muestras de plasma y suero a vecespresentan turbidez en grados variables de-bido a un aumento de la concentración delipoproteínas (Fig. 30-1). En casi todos loscasos, la turbidez esta ocasionada poruna concentración elevada de triglicérido.Al plasma o suero turbio también se le hallamado opaco, translúcido, o lechoso. Elgrado de turbidez depende no solamentede la concentración de triglicérido sinotambién, más notablemente, de la presen-cia de especies macromoleculares de lipo-

proteínas. Por esta razón a las muestrasturbias se les llaman lipémicas.

La importancia diagnóstica de laturbidez

Debido a que las muestras normales no ex-hiben ninguna turbidez excepto después deuna comida rica en grasas, la turbidez deuna muestra es siempre de relevancia clíni-ca y debería ser evaluada, documentada einformada por el laboratorio. Puede indicarhipertrigliceridemia debido a un aumentoen quilomicrones, lipoproteínas de muy ba-ja densidad (VLDL) o ambos. Como se des-cribe en los libros de texto, estas formaspueden ser diferenciadas observando elcomportamiento en la flotación de las lipo-proteínas durante la centrifugación y alma-

cenamiento (53, 177, 178). Una capa cre-mosa distinguible que flota sobre una capaclara después de centrifugar y almacenardurante al menos 12 h en el refrigerador in-dica la presencia de quilomicrones. En con-traste, una turbidez más homogénea estáocasionada por la presencia de concentra-ciones aumentadas de VLDL en la mayoríade los casos.

La concentración de triglicérido que produ-ce turbidez depende de la composición delas lipoproteínas. Los quilomicrones, debi-do a su tamaño, desvían la luz en propor-ción perceptible incluso a concentracionesde triglicérido por debajo de 3,4 mmol/L.Sin embargo, las lipoproteínas de densi-dad intermedia pueden ser invisibles inclu-so a concentraciones de triglicérido de 9,0 mmol/L, o más altas. Con las VLDL seobservan diversos grados de turbidez, de-pendiendo de su tamaño y composición (47).

Relevancia de la turbidez como unfactor interferente

Considerando que el grado de hiperlipide-mia tiene importancia diagnóstica, la inter-ferencia de las lipoproteínas con la medi-ción de la concentración de lípidos y losotros componentes sanguíneos, deberán serconsideradas como factores interferentesperturbadores que deberían evitarse en lamedida de lo posible

Mecanismos de interferencia

Se ha encontrado que los siguientes meca-nismos pueden ocasionar que los resulta-dos de laboratorio estén falsamente eleva-dos o disminuidos:

● No homogeneización: las lipoproteínasricas en triglicérido flotan durante la centri-fugación y el almacenamiento de las mues-tras de suero o plasma. Cuando se realizanlas mediciones después de este tratamiento(centrifugación) sin un mezclado cuidado-so, los triglicéridos y otros componentespueden estar distribuidos en la muestra de

Fig. 30-1Muestras de plasma con

diferentes grados deturbidez

forma no homogénea. Esto puede ocasio-nar una concentración desproporcionada-mente alta de lípidos en la capa superior ycausar interferencias en otros métodos co-mo el usado para medir la concentraciónde proteína en el suero. Por otra parte, loslípidos pueden desplazar agua de la fasesuperior de una muestra conduciendo pormedio de esto, a concentraciones aparen-tes menores de componentes hidrosolublescomo electrólitos y metabolitos.

● El desplazamiento de agua es tambiénresponsable de la mayor concentración deion sodio e ion potasio observada en lasmediciones directas por electrodo selecti-vo de iones comparadas con las de espec-trometría de emisión atómica de llama(88). En casos excepcionales, los lípidospueden desplazar hasta un 10% del con-tenido de agua de una muestra de suero oplasma.

● Interferencia por turbidez: Los procedi-mientos de espectrometría de absorciónmolecular son sensibles a la turbidez a casitodas las longitudes de onda. Esto conducea diversos grados de absorción (Fig. 30-2).

● Interferencia por mecanismos fisicoquímicos:Las lipoproteínas de una muestra pueden in-corporar componentes lipofílicos, y por mediode esto disminuir su accesibilidad a los anti-cuerpos. Asimismo, los procedimientos electro-foréticos y cromatográficos pueden ser pertur-bados por lipoproteínas.

«Diagnóstico» y «tratamiento» de lasinterferencias debidas a la turbidez

La turbidez relevante puede detectarse fá-cilmente a simple vista. Alternativamente, laturbidez de cada muestra puede medirseen los analizadores automáticos usandouna longitud de onda específica (52). Elgrado de interferencia de cada métodopuede cuantificarse agregando cantidadesdiferentes de muestra de un paciente hiper-lipémico a una muestra clara después de lamedición de la concentración de ambasmuestras separadamente. Cuando se sabe

que un procedimiento de medida puede serperturbado por cualquiera de los mecanis-mos mencionados, los triglicéridos puedeneliminarse de la muestra, bien por ultracen-trifugación (9) o bien, por precipitación(92), y se repetiría la medición con lamuestra sin triglicérido.

Ha de tenerse precaución con respecto alprocedimiento de eliminación de la turbi-dez, ya que en sí mismo puede ser una po-sible causa de interferencia.

En algunos casos un cambio de métodopuede ser útil para eliminar interferenciasdebidas a los lípidos. Así, una segundalongitud de onda puede compensar la tur-bidez. Alternativamente, puede analizarseuna muestra en blanco sin el reactivo per-tinente, pero por lo demás, bajo condicio-nes idénticas. En cada caso el grado y eltipo de turbidez deberá documentarse einformarse y deberá almacenarse una alí-cuota de la muestra no tratada para medi-ciones posteriores con propósitos de verifi-cación.

Los procedimientos para tratar muestras li-pémicas deberían documentarse en los ma-nuales de garantía de la calidad de cadalaboratorio. Los fabricantes de los equiposde reactivos deberán indicar cómo interfie-ren las muestras lipémicas y proporcionarla información correspondiente en el folletodel producto.

Efectos de la lipemia

73

triglicérido añadido mmol/L

2.0

1.5

1.0

0.5

0,7 1,4 2,7 5,4 10,8

urato

proteína, glucosacloruroion sodiocreatina-cinasacreatininio

concentraciónrelativa

0

Fig. 30-2Interferenciasdependientes delmétodo causadas porun incremento de laconcentración detriglicérido que afectana diversosprocedimientos demedida (52).

centraciones fisiológicas de hemoglobina;el volumen entítico de los eritrocitos («volu-men corpuscular medio») está excesiva-mente aumentado (Fig. 31-1); los valoresde la fracción de volumen de los eritrocitosen la sangre («hematocrito») son bajos,dando lugar a valores altos de masa entíti-ca de hemoglobina («HCM») y de concen-tración de hemoglobina («CHCM») en loseritrocitos. Las concentraciones de leucoci-tos y plaquetas están falsamente elevadas.La extensión de sangre muestra aglutina-ción de eritrocitos. Tanto el examen de gru-po sanguíneo como las pruebas cruzadaspueden estar afectados por la aglutinaciónfría de dos maneras. Primera, la panaglu-tinación introducida por los anticuerpospuede influir en la correcta asignación deantígenos de grupo sanguíneo y pruebascruzadas. Segunda, la aglutinación fríapor anticuerpos puede enmascarar otros ti-pos de anticuerpos que pueden afectar alos procedimientos de examen de maneradiferente.

Crioglobulinas

Las crioglobulinas cristalizan en muestrasguardadas a temperatura ambiente. Laspartículas resultantes son de forma variabley pueden confundirse con leucocitos, dan-do lugar a una concentración falsamenteelevada de los mismos (Fig. 31 -2). Ade-más, las concentraciones altas de crioglo-bulinas pueden afectar la concentración deeritrocitos, hemoglobina (fenómeno de flo-culación) y plaquetas (seudoplaquetosis)(Fig. 31-2). La extensión de sangre muestracristales azules oscuros floculados sin unelevado número de leucocitos. El fenómenode seudoleucocitosis depende de la dura-ción del contacto, temperatura, de la con-centración de crioglobulinas y de la interac-ción de las crioglobulinas con otrasproteínas del plasma (1).

Anticuerpos dependientes de EDTA

Las concentraciones de plaquetas falsamen-te disminuidas inducidas por anticuerpos

74

Un caso difícil

Aglutininas frías

Los anticuerpos como factores de interfe-rencia en bioquímica clínica se descuidanfrecuentemente, ya que la detección de es-te factor es difícil en las condiciones ordi-

narias de trabajo. Los procedimientos demedida en bioquímica clínica, hematolo-gía e inmunohematología pueden afectar-se por anticuerpos (86). Los anticuerpospueden afectar la concentración de eritro-citos, leucocitos y plaquetas (199). Lasconcentraciones altas de aglutininas fríasdirigidas contra eritrocitos producen agluti-naciones. Tales aglutinaciones alteran lasmediciones electrónicas de la concentra-ción de células de la siguiente manera: laconcentración de eritrocitos es baja a con-

Fig. 31-2La distribución departículas decrioglobulinas adiferentes temperaturasy el correspondienteaumento en laconcentración deleucocitos en diferentestiempos dealmacenamiento atemperatura ambiente (1)

100

75

50

25

30 60 90 120 150 180 210volumen entítico (fL)

20°C31°C

36°C37°Cfr

ecuen

cia (

%)

partículas x 109/L

diámetro de la partícula (mm)

37°C

21

3,7

5,8

9,2

14,6

3,7

5,8

9,2

14,6

876543

4°C 25°C

2,9

4,6

7,3

11,6

18,5

5040302010 1 2 3 4 5 6 tiempo (h)

leucocitos x 109/L

Fig. 31-1Medición de volumen entítico

de los eritrocitos («volumencorpuscular medio») en la

enfermedad de aglutininas frías adiferentes temperaturas (10)

dores de la fracción muscular (fracción M)de la creatina-cinasa dando lugar a cocen-traciones catalíticas de creatina-cinasa 2(que contiene las fraciones MB) falsamen-te elevadas. Otro ejemplo es la «macro-α-amilasa», que se caracteriza por la activi-dad incrementada en suero mientras quela excreción urinaria de α-amilasa urinariano varía (174).

Autoanticuerpos

Los procedimientos de medida inmunoquí-micos pueden verse afectados por autoan-ticuerpos o anticuerpos heterofílicos (15).Ejemplos bien descritos son los autoanti-cuerpos dirigidos contra la triiodotironinay la tiroxina. Las concentraciones de hor-monas tiroideas están aparentemente in-crementadas ya que el marcador se une nosolamente al anticuerpo receptor agrega-do a la muestra sino también al autoanti-cuerpo.

Los anticuerpos contra los fosfolípidos en elplasma dan lugar a valores aumentadosdel «tiempo de tromboplastina parcial» de-bido a que el anticuerpo enlaza fosfolípi-dos empleados como reactivos en el proce-dimiento de medida.

Anticuerpos heterófilicos

Los anticuerpos heterofílicos se detectan enalgunas muestras de plasma o suero huma-no, siendo desconocido el mecanismo sub-yacente de su generación.

En algunos casos, la interferencia por anti-cuerpos heterofílicos puede ser de impor-tancia diagnóstica. Si los anticuerpos tie-nen especificidad contra el ratón y losprocedimientos de medida emplean inmu-noanticuerpos de ratones (anticuerpos mo-noclonales murinos), es posible que se produzcan interferencias. Existen variostrabajos que describen medidas terapéuti-cas equivocadas a causa de tales interfe-rencias (15).

(sin diátesis hemorrágica) pueden ser debi-das a las aglutininas frías o a anticuerposactivos en presencia de EDTA. En amboscasos, la aglutinación necesita algún tiem-po. Así, una demora prolongada entre laobtención de la muestra y la concentraciónde plaquetas da como resultado una seudo-trombocitopenia más pronunciada. Las pla-quetas de pacientes con trombastenia, quecarecen de las glicoproteínas de membra-na IIb y IIIA, no reaccionan con los anti-cuerpos dependientes de EDTA. Esta obser-vación sugiere que estas glicoproteínasestán involucradas activamente en la uniónal anticuerpo. Dependiendo de su forma yvolumen, los agregados de plaquetas pue-den confundirse con leucocitos. Por tanto,pueden obtenerse unas concentraciones deplaquetas propias de seudotrombocitope-nia y unas concentraciones de leucocitoselevadas. La detección de partículas del tamaño de linfocitos en el histograma decélulas eritrocíticas es la evidencia de unrecuento incorrecto de leucocitos. El frotis de sangre periférica permite la detección deagregados de plaquetas.

«Macroenzimas»

La posibilidad de complejos con inmuno-globulinas («macroenzimas») ha sido de-mostrada para todas las enzimas diagnós-ticamente importantes. Una consecuenciade tales fenómenos es un incremento en lasemivida de tales enzimas. Este aumentoen la semivida puede a su vez dar lugar auna actividad catalítica incrementada quepuede provocar medidas diagnósticas adi-cionales. El fenómeno de las «macroen-zimas» se observó por primera vez en pacientes ancianos con enfermedades cróni-cas. Ejemplos bien descritos son los de la«macrocreatina-cinasa» de tipo I y de tipoII. La»macrocreatina-cinasa» tipo I es uncomplejo de inmunoglobulina y creatina-cinasa 3. El tipo II representa polímeros decreatina-cinasa mitocondrial, que puedenser detectados por electroforesis. Ambos tipos de «macrocreatina-cinasa» puedenafectar la cuantificación precisa de creatina-cinasa 2 por medio de anticuerpos inhibi-

Dificultades con anticuerpos endógenos

75

76

La muestra de suero está rojiza

bina inferiores a las detectadas a simplevista.

La hemólisis no se acompaña siempre de laliberación de hemoglobina (por ejemplo, síla sangre se almacena a temperatura bajapero no congelada). Los componentes queinterfieren pueden también provenir de la li-sis tanto de las plaquetas como de los gra-nulocitos.

Mecanismos de interferencia (58)

Los efectos de la hemólisis pueden clasificar-se de acuerdo con los mecanismos implica-dos:

● Aumento de los componentes intracelula-res en el fluido extracelular. La afluenciade componentes intracelulares puede ocu-rrir in vivo, durante la toma de muestras yen todas las etapas de la fase preanalítica.Por consiguiente, la hemólisis puede seruna observación diagnósticamente impor-tante, definida como un factor de influen-cia in vitro cuando ocurre durante la ex-tracción de la muestra u otros pasos de lafase preanalítica, ya que conduce a la al-teración de la composición de la muestra.La Fig. 32-2 muestra el efecto de una he-mólisis creciente sobre diversos componen-tes del suero.

● Interferencia óptica, puede ser debida alcolor de la hemoglobina, que puede cam-biar durante el almacenamiento de la mues-tra debido a la formación de hemoglobina.La dirección y el grado de interferencia di-fiere no solamente con la longitud de ondasino también con el tipo de blanco y el re-activo usado.

● Interferencia por componentes intracelu-lares con el mecanismo de reacción delprocedimiento de medida (interferencia quí-mica, bioquímica e inmunológica). En estecaso se observa, una interferencia depen-diente del método, que no es debida a lainterferencia óptica por la hemoglobina.Así, la adenilato-cinasa liberada desde loseritrocitos interfiere con la mayoría de los

Fig 32-1 Muestras de plasma con

diversos grados dehemólisis

lactato-deshidrogenasa

ion potasiocreatina-cinasa

triglicéridocholesterolurea, cloruro,magnesio, ion sodio

γ−glutamiltransferasa

fosfatasa alcalina, α-amilasa

aspartato-aminotransferasa

colesterol de HDLalanina-aminotransferasa

1 2 3 4 50

4.03.53.02.52.01.51.41.31.21.11.00.9

0.5

0.80.70.6

0

concentración de hemoglobina g/l

conc

entra

ción

rela

tiva

(acti

vida

d)

La sangre se compone de células y plas-ma. Muchos componentes cuya concentra-ción se mide en el plasma tienen concen-traciones relativamente altas en las célulasde la sangre (197). Por lo tanto, deberáevitarse la hemólisis para obtener resulta-dos fiables.

¿Qué es la hemólisis?

La hemólisis se ha definido como la salidade componentes de las células sanguíneasal plasma o al suero. Se reconoce común-mente por un aspecto más o menos rojizodel plasma o suero después de la centrifu-gación (Fig. 32-1), ocasionado por la he-moglobina liberado desde los eritrocitos.De este modo, la interferencia puede ocu-rrir incluso a concentraciones de hemoglo-

La ausencia de color rojo no excluye,

sin embargo,interferencias por

hemólisis, ya que lahemoglobina se observa

a simple vista aconcentraciones deaproximadamente

300 mg/L y mayores.

Fig 32-2 Cambios en la

concentración dediversos componentes,

con hemólisis crecientes,en un analizador con

doble longitud de onda

procedimientos habituales para la medidade actividad o concentración catalítica decreatina-cinasa, siendo la interferencia de-pendiente de la concentración de los inhibi-dores de adenilato-cinasa agregados a lamezcla de reactivos. La Fig. 32-3 ilustra ladependencia del método de la interferenciade la hemoglobina con diversos «métodosdiazo» para medir la concentración de bili-rrubina en el plasma, ocasionada por elefecto peroxidativo del grupo hemo (188).

Como «diagnosticar», prevenir y«tratar» la interferencia ocasionadapor la hemólisis

La hemólisis manifiesta se detecta fácilmen-te cuando la muestra se inspecciona visual-mente antes de realizar las mediciones. Lahemólisis in vivo e in vitro puede ser dife-renciada comparando diversas muestrasdel mismo paciente y por la medición de laconcentración de marcadores sensibles a lahemólisis in vivo, tal como la haptoglobina,además de considerar la información clíni-ca. La consulta al médico clínico es aconse-jable ante la sospecha de hemólisis in vivo.Por otra parte, cualquier aumento inespera-do en componentes «sensibles» debería ob-servarse como producto de la hemólisis invitro a menos que esta pueda ser excluida.La hemoglobina plasmática, las concentra-ciones de lactato-deshidrogenasa y de ionpotasio deberían aumentar en paralelo eneste caso.

Una vez diagnosticado, los resultados ob-tenidos de una muestra hemolizada deberí-an retenerse (o no medirse las magnitudes)si la interferencia es tal y como se espera.Si no puede obtenerse una nueva muestra,el médico clínico debería recibir informa-ción sobre el grado posible de interferen-cia junto con el resultado. Una fórmula decorrección como la sugerida por Caraway(24) puede aplicarse únicamente si puedecomprobarse que se trata de una hemólisisin vitro con la emisión paralela de todoslos componentes. La evaluación de la posi-ble causa de la hemólisis ayudará cierta-mente a prevenir interferencias.

La hemólisis in vitro puede impedirse nor-malizando la fase preanalítica. El uso deagujas normalizadas, el cerrado de los tu-bos y el calibrado de las centrífugas sonde gran ayuda para reducir la hemólisis.El uso de plasma en vez de suero puedeminimizar también la hemólisis, especial-mente evitando la salida de componentescelulares de las plaquetas (98). La Fig. 13-2 (ver p. 32) muestra como las diferenciasen la concentración de ion potasio entresuero y plasma dependen del número deplaquetas.

El laboratorio debería ser consciente delos efectos de la hemólisis sobre los resulta-dos de cada magnitud (168). El usuario espera que los fabricantes estudien el efec-to de la hemólisis en los nuevos procedi-mientos de medida y den información alrespecto en el manual de aplicación delproducto.

Cada laboratorio debería documentar ensu manual de garantía de la calidad comose tratan las muestras hemolizadas. La res-ponsabilidad del laboratorio de suminis-trar resultados diagnósticamente fiableshace que deban tomarse medidas riguro-sas para prevenir malas interpretacionesde los resultados ocasionadas por la he-mólisis.

El efecto de la hemólisis

77

Fig. 32-3La interferencia dehemoglobina condiversos métodos«diazo» para medir laconcentración debilirrubina (188)

fracción de bilirrubina encontrada en las diferentes pruebas estudiadas

1,0 2,5 4,0 5,00

1.50

1.40

1.30

1.20

1.10

1.00

0.90

0.80

0.70

0.60

0.50

0.40

0.30

detergente 2,5-diclorofenildiazonio

detergente 2,5-dichlorofenildiazonio

método de lectura directa

Jendrassik-Grof, Nosslin

Jendrassik-Grof (+Fehling)

2,4-dicloroanilina2,5-diclorofenildiazonionitrofenildiazonio

78

¿Tiene el laboratorio que conocer toda mi medicación?

Los mecanismos de interferencia de losfármacos

Las interferencias por fármacos en los exá-menes de laboratorio clínico son tan exten-sas, debido a la multiplicidad de fármacosy de procedimientos de laboratorio, queun directorio informatizado es la mejorfuente de información disponible sobre eltema. En lo principal, sin embargo, la in-terferencia de los fármacos sobre las prue-bas de laboratorio pueden catalogarse ensentido amplio como biológica o química.Un efecto farmacológico surge como con-secuencia de que el fármaco se metaboli-za en el cuerpo y el metabolito subsiguien-te interfiere con el examen de laboratorio.Así, mientras el propranolol no interfierecon los métodos de Jendrassik-Grof y deEvelyn Malloy para la medición de la con-

centración de bilirrubina, el 4-hidroxi-pro-pranolol, metabolito del fármaco citado,interfiere en los dos métodos indicados(118, 173).

Otro efecto farmacológico es el relaciona-do con la capacidad del fármaco para au-mentar la concentración de proteínas trans-portadoras.

Esto puede dar lugar a un aumento en laconcentración de componentes enlazadosa tales proteínas. Por ejemplo, los anticon-ceptivos orales aumentan la concentraciónen el plasma de globulina transportadorade tiroxina, ferroxidasa («ceruloplasmi-na»), transferrina y transcortina, aumentan-do así la concentración de los componen-tes enlazados (tiroxina, cobre, hierro ycortisol) (206).

Tabla 33- Efectos e interferencas de los fármacos; mecanismos y cambios en la concentración de diversos componentes

Category Mecanismo Ejemplo Componente Cambios ende fármaco el plasma

Inducción enzimática fenitoína γ-glutamiltransferasa

Inhibición enzimática en el hígado alopurinol urato

Inhibición enzimática en el plasma ciclofosfamida colinesterasa

Incremento de proteína anticonceptivos cobre yenlazante orales ferroxidasa

Competición con novobiocina bilirrubinacomponentes endógenospor glucoronización

Efecto warfarina, proteína Cantivitamina fenprocoumon protrombina

Citotoxicidad biguanidas lactatohepática gentamicina alanina-aminotransferasadel riñón cis-platino creatininio

Reactividad cruzada en espironolactona digoxina aparenteprocedimientos inmunoquímicos

Reacción química con cefalotina creatininioel reactivo de Jaffé

Producción de hemoglobinas salicilatos hemoglobina A1c

atípicas➚

➚

➚

➚

➚

➚

➚

➚

➚

➚

➚

➚

➚

1

Influenciabiológicain vivo

Interferenciasquímicas yfísicasin vitro

La interferencia de fármacos que se clasificacomo técnica, por otra parte, se refiere a lasinterferencias in vitro que pueden ser o bienquímicas o físicas, tales como muestras he-molizadas o ictéricas, etc. (111). La Tabla33- enumera algunos de los otros tipos deinterferencias ocasionados por los fármacosmás comunes (77, 100, 111, 118, 206).

La unión de fármacos a proteína

La unión de fármacos a proteínas puede al-terarse debido o a la presencia de otrosfármacos que compiten por el mismo centrode unión sobre la proteína o debido a unaconcentración elevada de ácidos grasos(111). En general, los fármacos que estánenlazados débilmente tienden a ser despla-zados de sus centros de unión a la proteínapor un fármaco competidor o un ácido gra-so. Así, las concentraciones de fármaco nounido a proteínas pueden aumentar en ta-les circunstancias. Además, a menos que elfármaco desplazado se metabolice rápida-mente, el paciente podría intoxicarse conconcentraciones correspondientes a dosisterapéuticas.

Las bajas concentraciones de albúmina en-contradas en pacientes con enfermeda-des de riñón e hígado afectan a la unión aproteínas. En tal caso, cuando se están ad-ministrando fármacos múltiples, la compe-tición por los centros de enlace de la albú-mina puede ser importante. Por ejemplo,cuando el ácido valproico es coadministradocon fenitoína, la competición por los cen-tros de unión a la proteína puede conduciral desplazamiento de la fenitoína por elácido valproico, lo que da lugar a un de-crecimiento de las concentraciones totalesde fenitoína, ya que la fenitoína desplaza-da se transforma rápidamente en un meta-bolito inactivo (119).

La capacidad de enlace de la proteína aun fármaco particular puede alterarse dra-máticamente en condiciones tales como lauremia donde por ejemplo la proteína queenlaza la fenitoína puede variar desde el70 % a cerca del 0 %.

1

Mecanismos y tratamiento de las interferencias por fármacos

79

El amplio espectro de interferencias de fár-macos con los exámenes de laboratorio clí-nico se ha recopilado en varias revisiones ylibros (100, 151, 182, 206). Cuando seusen estas listas, se tiene que tener en cuen-ta la dependencia del método de muchosde los efectos descritos. Como con otros ti-pos de interferencia, la comparación de losresultados obtenidos usando dos métodosindependientes puede indicar el mecanis-mo de interferencia. Se aconseja la consul-ta con el clínico a fin de impedir malas in-terpretaciones debidas a la interferenciadel fármaco.

Secuencia de criterios de clasificación

grajea

otras formas

cápsulas degelatina dura

caápsulasde gelatinablanda

comprimido

redonda

triangular

oblongo

oval

blanca

amarilla

naranja

rojo

rosa

violeta

azul

verde

beige

marrón

negro

gris plata

Fig. 33-1Mapa de color defármacos utilizado paracaracterizar e identificarlos fármacos hallados

80

¿Todo bajo control?

Usualmente, la calidad del resultado de lamedición de una magnitud biológica esevaluada comparando la imprecisión y elerror sistemático con los requisitos cuali-tológicos correspondientes previamente establecidos. Estos requisitos son o bienobtenidos de expertos,o bien formuladosmediante experiencias propias o definidospor las organizaciones externas de controlde la calidad (34,185). No se ha definidoninguno de tales requisitos para la calidadde la fase preanalítica. Desde el conoci-miento actual, sin embargo, pueden deri-varse varios criterios que pueden tomarsecomo criterios de calidad en cada labora-torio individual.

Definiendo la calidad

El propósito del examen de las muestras to-madas de pacientes es obtener una infor-mación que describa la condición del pa-ciente en función de la concentración de uncomponente de la sangre o de otros fluidoscorporales. Estos resultados ayudan al clíni-co a establecer un diagnóstico, siempre ycuando le lleguen antes de que haya toma-do una decisión que pueda ser orientadaadecuadamente por los resultados. Así, la

idoneidad de la petición, el tipo de muestray el momento oportuno tienen que estar definidos en relación con las necesidadesindividuales en cualquier situación clínicadeterminada. En contraste al resultado analítico de una propiedad biológica, quese define a menudo como un «producto»,la fase preanalítica puede definirse comouna mezcla de procesos y materiales. LaTabla 34- resume numerosos ejemplos demateriales y procedimientos (procesos) usa-dos durante la fase preanalítica.

¿Quién define la calidad?

Las quejas, sugerencias y propuestas de laspersonas involucradas, son las fuentes prin-cipales de información sobre las que puedeiniciarse un programa de garantía de la ca-lidad para la fase preanalítica. La calidadde los productos y los procesos tiene queser definida en relación con las necesidadesmédicas. Esto puede ser hecho por un gru-po de expertos en un «círculo de la calidad« o por una auditoría externa. También pue-den utilizarse los documentos normativos(recomendaciones) locales, nacionales o in-ternacionales. Los resultados de estas activi-dades se registran de forma preliminar, y

1

Tabla 34- Procesos y materiales preanalíticos que pueden someterse a la garantía de la calidad

Pasos Proceso Materiales

Preparación Información sobre la dieta, postura y procedimiento Recipientes de orinadel paciente de toma de muestrasPreparación Definición y cumplimentación de hojas de petición, Hoja de petición, programa dede la muestra marcado de tubos petición, sistema de identificación del

paciente y la muestraMuestra Identificación del paciente, momento adecuado, Agujas, tubos, desinfectante

torniquete, limpieza del lugar de toma de muestra,posición de la aguja, cambio de tubos

Transporte Recolección de muestras, Recipìente de muestras, sistema de tubostransporte de muestras neumáticos, sistemas de enfriamiento

Tratamiento Registro, centrifugación, distribución, homogeneizado, Programa de identificación y registrode la muestra identificación, extracciónAlmacenamiento Control del tiempo de almacenamiento, selección del Dispositivos de almacenamiento,

lugar y la temperatura, finalización del almacenamiento, dispositivos de frío, controlhomoeneización después del almacenamiento

1

después de la evaluación pueden usarse co-mo la base para futuros esquemas de eva-luación de la calidad. Los resultados de estaevaluación y los objetivos del programa degarantía de la calidad deberían definirse enun manual de la calidad.

La calidad de la muestra

La idoneidad de una muestra debe conside-rarse desde el punto de vista del paciente,del clínico y del laboratorio.

Criterios del paciente: Es preferible lamuestra indolora a la muestra dolorosa. Esmejor menos sangre que una recolecciónexcesiva de sangre. Un procedimiento rápi-do de toma de muestras es mejor que unprocedimiento dilatado (es decir, una mues-tra de orina al azar o una muestra puntualrespecto a una orina de 24 h, exceptocuando es absolutamente necesario).

Criterios del clínico: Es deseable obtener lamayor información posible de una muestra.En general se prefiere una toma de muestrarápida a una que lleve mucho tiempo. Unaprueba rápida es preferible a una lenta. Elprocedimiento ideal de toma de muestrases aquel que presenta un bajo grado deriesgo tanto para el paciente como para elflebotomista.

Criterios del laboratorio: Es mejor tenermás muestra de la que se necesita que unacantidad insuficiente. Tiene que definirseuna cantidad adecuada. Se prefiere unamuestra normal a una muestra con interfe-rencias potenciales (hemolítica, lipémica) ofactores de riesgo (infeccioso). Se prefierenmuestras con la concentración de anticoa-gulante en la sangre normalizada a mues-tras no normalizadas.

Calidad en el control del tiempo

La fase preanalítica necesita más tiempoque la fase analítica. Por lo tanto, su controles de importancia crítica para el procedi-miento diagnóstico completo.

La Fig. 34-1 ilustra un ejemplo de los tiem-pos preanalíticos (antes de llegar al labora-torio y en el laboratorio) analizados (49,55, 59). También muestra que están involu-cradas muchas personas diferentes, que tie-nen que tenerse en cuenta para intentar me-jorar la calidad.

¿Cómo puede documentarse ycontrolarse el tiempo utilizado?

A fin de documentar claramente el tiempoutilizado en los exámenes de laboratorioclínico, en la evaluación de la calidad hande ser controlados tres periodos de tiempo:

1. Tiempo de toma de muestras2. Tiempo de llegada de la muestra al la-

boratorio

Garantía de la calidad en la fase preanalítica

Fig. 34-1aLa contribución relativade la fase preanalíticaal total del tiempo derespuesta de unexamen de laboratorioclínico

Fig. 34-1bPersonas involucradasen la fase preanalítica

81

La fase preanalítica en el proceso diagnósticoSala /Consulta

Fase posanalítica en ellaboratorio13,6%

Faseanalítica25,1% Fase

preanalítica 37,1%en el laboratorio

Fase preanalítica fuera en el laboratorio 20,2%

Laboratorio

Fase preanalítica-personas involucradasSelección

Fase preanalíticafuera del laboratorio

20,2%

Fase preanalíticaen el laboratorio

37,1%

Preparaciónde las muestras

RegistroAlmacenamiento

Distribución

Centrifugación

Transporte

Toma de muestras

▲

▲▲

3. Tiempo de impresión de los resultados

La diferencia entre el tiempo 1 y 2 da eltiempo preanalítico antes de llegar al labo-ratorio, el intervalo de tiempo entre 2 y 3da el tiempo preanalítico y analítico dentrodel laboratorio, y el posanalítico. La docu-mentación adicional de las diversas fasesdel tiempo preanalítico es posible si se res-ta el tiempo analítico. Haciendo esto, la fa-se preanalítica mostró ser la responsablede más del 50% del tiempo total de entre-ga de resultados, en la mayoría de los la-boratorios. La Fig. 34-2 muestra un ejem-plo de la documentación de tiempospreanalíticos en un sistema informático deun laboratorio.

Diario de la calidad de la fasepreanalítica

Los procedimientos y los requisitos utiliza-dos en un laboratorio individual deberíanestar documentados en un manual de lacalidad accesible a todos los empleadosasí como también a visitantes y gestoresexternos de la calidad. La Tabla 34-2 daun ejemplo del índice de materias posiblesde tal manual de la calidad. Según la seriede normas de la calidad ISO 9000 (73),cada aspecto individual puede describirseen un manual de procedimiento, que, co-mo la descripción de procedimientos deexamen de propiedades biológicas, con-tiene toda la información necesaria para

que las normas sean seguidas, incluyendolas responsabilidades, los materiales usa-dos y las consecuencias en casos de in-cumplimiento

Tabla 34- Contenidos de un manual de la calidad para la fase preanalítica

1. Proceso de peticióna. Hoja de peticiónb. Identificación del paciente

2. Toma de muestraMaterialesa. Agujasb. Tubosc. ContenedoresProcedimientoa. Sangre venosab. Sangre capilarc. Sangre arteriald. Orina planificadae. Orina del momentof. Líquido cefalorraquídeog. Esputoh. Líquido ascítico o pleurali. Otras muestras

3. Transporte4. Registro5. Centrifugación6. Identificación de la muestra7. Almacenamiento8. Manejo de interferencias

a. Hemólisisb. Lipemiac. Ictericiad. Fármacos y otros contenidos

9. Desechado de muestras10. Duración de la fase preanalítica11. Documentación12. Responsabilidades

2

82

¿Todo bajo control?

Fig. 34-2Documentación de

periodos preanalíticosdurante un día de

trabajo normal

Chapter 1 83

Esperamos que este libro le ayude paraalcanzar la norma de oro en la fase preanalítica

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91

Glosario

La definición de los términos usada en es-te volumen sigue el «Vocabulary of Re-ference Method Procedures and Materialsin Laboratory Medicine», preparado porR. Dybkaer (34). Las otras fuentes se danen paréntesis (20, 57, 73, 79, 121, 130,193).

analito:componente de una muestra indicado en elnombre de una magnitud mensurable

asentimiento: conjunto de pasos necesarios para asegurarque una muestra específica de sangre y losimpresos que la acompañan son inequívo-camente identificados como pertenecientesa una persona específica

buenas prácticas de laboratorio:proceso de organización y condiciones ba-jo las que se planifican, realizan, controlan,registran e informan los estudios de labora-torio

componente:parte definible de un sistema

NOTA: En química analítica los componen-tes de un sistema se dividen a veces en«analitos», «acompañantes» y «solvente»; alos dos últimos se les llama frecuentemente«matriz»

control de la calidad interno:actividades y técnicas operacionales den-tro de un sitio de producción que se usanpara cumplir los requisitos cualitológi-cos de los servicios, incluyendo las medi-ciones

efecto matriz:influencia de un componente en la muestraanalítica, con la excepción del componenteque está siendo investigado, sobre la medi-da y por ende sobre el valor de la magnitudbiológica

endógeno:factor o mecanismo actuando o derivadodel sistema desde el que se toma la muestraanalítica

NOTA: Ver también factor de interferen-cia.

error aleatorio:resultado de una medición menos la mediade los resultados de un número grande demediciones repetidas del mensurando

error de medida:resultado de una medición menos el valorverdadero del mensurando

error sistemático:media aritmética del resultado de un nú-mero grande de mediciones repetidas delmismo mensurando menos su valor verda-dero

especificidad analítica:Capacidad de un procedimiento de me-dida para medir únicamente la magni-tud particular que se tiene intención demedir

especificidad diagnóstica:Ver especificidad nosográfica.

especificidad nosográfica: número de personas correctamente clasi-ficado por los resultados de medida, co-mo que no están en un estado definido, di-vidido por el número de todas las per-sonas que no están en ese estado defi-nido

estabilidad:capacidad de un sistema, cuando se conser-va bajo condiciones específicas, para mante-ner un valor establecido de una propiedaddentro de unos límites especificados para unperíodo especificado de tiempo

92

exactitud:concordancia entre el resultado de una me-dición y el valor verdadero del mensurando

exógeno:cualquier factor o mecanismo agregado ala muestra in vivo (es decir, un fármaco) o invitro (es decir, un contaminante)

factor de influencia: influencia biológica (in vivo e in vitro) sobreel valor de una magnitud biológica en unsistema (p. ej. sangre venosa)

factor de influencia biológica:Ver factor de influencia.

factor de interferencia:componente de la matriz de una muestraque difiere del analito e interfiere con el pro-cedimiento analítico para dar una señal demedida falsa

fracción de volumen de los eritrocitos: «Hematocrito»

garantía de la calidad:conjunto de acciones planificadas y sistemá-ticas necesarias para proporcionar una con-fianza adecuada, en que una entidad cum-plirá los requisitos cualitológicos

NOTAS: En las ciencias de laboratorio clí-nico, es normal considerar el control de lacalidad interno y la evaluación externa dela calidad como partes complementariaspero no completas de la garantía de la ca-lidad. El término «garantía de la calidadexterna» también se usa para englobar lasacciones que aseguran la transferibilidadde los resultados de medida.

imprecisión:dispersión de resultados independientes demediciones obtenidas por un procedimien-to de medida bajo condiciones especifi-cadas

NOTAS: La imprecisión se expresa común-mente como la desviación típica de la re-producibilidad de los resultados de medi-da. La imprecisión, cuando se aplica a unconjunto de resultados de medida, depen-de únicamente de la dispersión de los erro-res aleatorios de las mediciones.

individuo de referencia:persona seleccionada con criterios de exclu-sión e inclusión desde una población deter-minada para formar las poblaciones de re-ferencia, a partir del cual se obtienen losvalores de referencia para la comparacióncon un individuo que tiene una enfermedadespecífica

NOTA: La población de referencia deberíaser tan similar como fuese posible a los pa-cientes, a excepción de la enfermedad queestá siendo investigada.

inespecifidad:efectos de componentes de la muestra, queno son el analito, que por sí mismos produ-cen una señal del sistema medidor

inexactitud: discrepancia entre el resultado de una medi-ción y el valor verdadero del mensurando

NOTAS: La inexactitud se expresa común-mente como el error de la medida. La ine-xactitud, cuando se aplica a un conjunto deresultados de medida, describe una com-binación de errores aleatorios de las me-didas y un error sistemático común de lasmismas.

interferencia:error sistemático de medida ocasionado porun componente de la muestra que por símismo no produce una señal en el sistemamedidor

intervalo de referencia:intervalo que define el 95% central de losvalores de referencia obtenidos desde unapoblación de referencia

Glosario

93

94

NOTA: No se aconseja el término de valo-res normales a causa de la ambigüedad in-herente de la palabra «normal».

intervalo de referencia biológico:conjunto de valores en un grupo de indivi-duos en un estado definido

NOTA: El término ambiguo de valores nor-males no debe usarse como un sinónimo pa-ra «intervalo de referencia biológico» yaque este último puede referirse a la muestrade referencia de un grupo de individuos enun estado definido de enfermedad.

límite de detección:resultado más bajo de una medición obte-nido por un procedimiento de medida de-terminado que puede aceptarse con unaconcentración establecida de confianzacomo diferente del valor de la magnitudobtenido sobre un material en blanco (va-lor cero)

límite de referencia:límite superior o inferior del intervalo de re-ferencia

NOTA: No es sinónimo de valor discrimi-nante.

magnitud: magnitud mensurable, magnitud biológica

magnitud mensurable; magnitud:propiedad de un fenómeno, cuerpo, o sus-tancia que puede ser distinguido cualita-tivamente y determinado cuantitativa-mente.

material de referencia:material del cual una o más propieda-des son lo suficientemente homogéneas y bien definidas como para utilizarlas enla calibración de un instrumento, la eva-luación de un procedimiento de medida o la asignación de valores a otros materia-les

medición; medida:conjunto de operaciones que tienen el obje-to de obtener un valor de una magnitud par-ticular

mensurando:magnitud particular sujeta a medición

metrología:ciencia de la medida

muestra de paciente: volumen de sangre adecuadamente recolec-tado para realizar uno o más exámenes delaboratorio clínico

muestra:porción de un sistema destinada a proveerinformación sobre dicho sistema o para ser-vir como base para una decisión sobre elmismo

NOTAS: Una porción tomada de un siste-ma cambiante también se conoce como«espécimen». Puede ser útil el distinguir en-tre «muestra primaria» (tomada del sistemaoriginal), «muestra de laboratorio» (a la re-cibida por el laboratorio), y «muestra ana-lítica» de la que se toma la «porción analí-tica».

muestreo:proceso de extracción, selección o constitu-ción de muestras, comúnmente calificadopor una descripción del procedimiento demuestreo

precisión:concordancia entre los resultados indepen-dientes de medidas obtenidas bajo condi-ciones estipuladas

procedimiento de medida:conjunto de operaciones en términos deta-llados, usados en la realización de medi-ciones según un método de medida deter-minado

Glosario

95

procedimiento de medida de referencia:procedimiento de medida exhaustivamenteinvestigado y descrito que tiene caracterís-ticas analíticas de realización, especial-mente expresiones de exactitud de medi-das, que permiten su uso para evaluar laexactitud de otros procedimientos y carac-terizar materiales de referencia

procedimiento de muestreo:requerimientos operacionales o instruccio-nes relacionados con un plan particular demuestreo

reactivo:sustancia empleada para producir una reac-ción química con el fin de medir magnitu-des, que pertenecen a otras sustancias

repetibilidad:concordancia entre los resultados de las me-didas sucesivas de la misma magnitud bio-lógica efectuadas aplicando todas las con-diciones siguientes:● el mismo procedimiento de medida; ● el mismo observador;● el mismo instrumento de medida, usado

en las mismas condiciones;● la misma ubicación;● repetición durante un período corto.

NOTA: La repetibilidad se expresa común-mente de manera inversa como «desviacióntípica de repetibilidad».

resultado de una propiedad biológica: resultado analítico

sensibilidad analítica:curva de la función de calibración

NOTA: El término «sensibilidad analíti-ca» no es un sinónimo de límite de detec-ción.

sensibilidad diagnóstica:Ver sensibilidad nosográfica.

sensibilidad nosográfica: número de personas correctamente clasifi-cado por los resultados de medida que es-tán en un estado definido, dividido por elnúmero de todas las personas en ese es-tado

Sistema internacional de unidades; SI:sistema coherente de unidades de medi-da adoptado y recomendado por la Con-ferencia General sobre Pesos y Medidas

NOTA: El SI está basado actualmente so-bre siete unidades de medidas básicas: elmetro (m), el kilogramo (kg), el segundo(s), el amperio (A), el grado kelvin (K), elmol (mol) y la candela (cd) (193).

unidad de medida: magnitud particular, definida y adoptadapor convención, con la que las otras mag-nitudes mensurables del mismo tipo secomparan a fin de expresar sus magnitu-des relativas respecto a tal magnitud

valor de una magnitud:cuantía de una magnitud generalmente ex-presada como el producto de un número yuna unidad de medida apropiada

valor de referencia biológica; valor de refe-rencia:valor de una magnitud biológica obtenidopor la medida en un individuo que pertene-ce a la muestra de un grupo de referenciadefinido

variación interindividual:distribución de los valores dentro de un con-junto determinado de individuos

variación intraindividual:distribución de los valores en un individuodeterminado

NOTA: Se asume comúnmente que la varia-ción ocurre con el tiempo como una varia-ble independiente.

Glosario

96

venopunción: conjunto de pasos involucrados en la obten-ción de una muestra de sangre adecuada-mente identificada desde la vena de unapersona

Volumen entítico de los eritrocitos:volumen corpuscular medio

Volumen entítico de las plaquetas:volumen plaquetar medio

Glosario

Aacetato 13acetoacetato 8ácido cítrico/teofilina/adenosina/ dipi-

ridamol 55ácido clorhídrico 30ácido fólico 40ácido valproico 70, 79ácido-citrato-D-glucosa (ACD) 35, 61,

62ácidos grasos libres 8, 13acidosis metabólica 13adenilato-cinasa 76-77aditivos 34-35adrenalinio adsorción de componentes a la pared

del recipiente 28aglutinación fría 74agua plasmática 56agua, desplazamiento de 73aguja de punta de lápiz «atraumática»

26agujas, eliminación de 46-48agujas, reenfundado de 47alanina-aminotransferasa 8-9, 13, 19,

36-37, 76, 78albúmina 7-9, 17, 18-19, 27, 30, 32,

37, 79aldosterona 12-13, 14-15, 17, 18almacenamiento de muestras 27, 30,

40-41, 55, 57-58, 64, 67, 69, 80,Anexo

almacenamiento, temperatura de 30,36, 51

alopurinol 78altitud 11amikacina 70α-amilasa 6, 13, 16, 75, 76aminoácidos 7amitriptilina 71amonio 7, 9, 32-33, 36AMP cíclico 12análisis celular 61anfetamina 13angiotensina 17anticoagulante-citrato-D-glucosa (ACD)

35anticoagulantes 21, 32anticonceptivos orales 78anticuerpos 37, 74-75anticuerpos antifosfolípidos 75anticuerpos heterófilos 75

anticuerpos monoclonales murinos 75antidepresivos tricíclicos 69antígeno carcinoembrionario 12antígeno leucocítico humano (tipifica-

ción HLA) 60apolipoproteína AI 7, 18, 41apolipoproteína B 8, 18, 41aprotinina 53, 59arteria femoral 21arteria radial 21arterialización del lugar de punción 23aspartato-aminotransferasa 7-9, 13, 32-

33, 18-19, 37, 76ATP-asa -Na+, K+57autoanticuerpos 75ayuno 8, 15, 29ayuno prolongado, periodos de 8azida sódica 30

Bβ-carotenos 12β--endorfina 58β--tromboglobulina 55barrita mezcladora 66bebida (ingesta de líquidos) 8biguanidas 78bilirrubina esterificada 32bilirrubina 6-9, 13, 16, 19, 32, 37, 40,

77, 78biología molecular 62-65biopsias 16bioquímica clínica 56-57biorriesgo 38blanco 76borato de sodio serina EDTA 36borato serina EDTA 36

Ccadmio 12café 12cafeína 12calcio(II) 8-9, 18-19, 28-30, 37, 40calcio(II), excreción urinaria de 18, 28calcio, ion 66-67calidad, de la muestra 81calidad, en el control del tiempo 81calidad, garantía de la 80-83calidad, gestores de 82calidad, manual de la 82cambios diurnos 58

cannabis 13capilar, extracción 22-23, 66, 80capilares de vidrio 67carbamazepina 70carbonato de sodio 30carboxihemoglobina 12catecolaminas 17, 30, 59cefalotina 78células mononucleares 61células, tubo de separación 60-61centrifugación 33, 42-43, 72, 80ceruloplasmina Ver ferroxidasa ciclo menstrual 14ciclofosfamida 78ciclosporina 69, 71cigarrillos 12cilindros 28cirugía del tracto gastrointestinal 16cis-platino 78citometría de flujo, aplicaciones de la

61citotoxicidad 78citrato 16, 30, 34, 52-53, 55citrato tamponado 52, 60clorazepam 69cloruro 19, 29, 57, 66, 73, 76CO2 57, 66coagulación 52-53coagulación factores 7, 32coagulación poscentrifugación 33coágulo, activadores 20coágulo, formación 32cobre 7, 12, 78cocaína 69código de barras 24-25código de barras bidimensional 25código de puntos bidimensional 25códigos de color 34-35colecalciferol 14colesterol 7-8, 12-13, 16-17, 18, 76colesterol de HDL 6-7, 12, 18, 76colesterol de LDL 6-7, 12, 18, 41colinesterasa 7, 9, 32, 78comida 8, 15comida normalizada 8competición por sitios de enlace 79complemento, activación 50, 59complemento, componentes 59concentración de los diferentes leucoci-

tos 54condensación 40congelación de sangre 69

Índice

Índice 97

98 Índice

conservación de células 35contaminación 16-17, 69contaminación, con los anticoagulantes

21contaminación, control de, en biología

molecular 64-65correr 9-10corticotropina 9, 15, 58cortisol 9, 13, 14œ15, 17, 58, 78cotinina 12creatina-cinasa 6-10, 19, 32, 40, 73,

76creatininio 2-3, 7-9, 16, 19, 28, 29-30,

37, 57, 73, 78creatininio urinario 10-11creatininio, aclaramiento de 7, 11crioglobulinas 74cristales in orina 30criterios de la calidad del paciente 81cuero cabelludo, arteria del 21cuerpos cetónicos 8-10

DD-fenilalanina-prolina-arginina-clormetil-

cetona 53descongelación de muestras 40-41descongelación, efectos de 40-41desipramina 71desnutrición 8desproteinización 56detergentes 28, 63detergentes no iónicos 63dextrano 16diabetes mellitus 2dieta 8, 80dieta rica en grasas 8dietilpirocarbonato (DEPC) 64digitoxina 68, 71digoxina 68, 71, 78dímero-D 53dióxido de carbono (pCO2) 13, 66-67disopiramida 70distribución de la muestra 42-43, 80DNA (ácido desoxirribonucleico) 62-65DNA mitocondrial 62DNA polimerasa dirigida por DNA 62documentación 81-82dodecilsulfato de sodio 63dopamine 32drogas adictivas 13duración del almacenamiento 36

Eedad 6edema, formación 18EDTA (ácido etilendiaminotetraacético)

2, 34, 50, 54-55, 58-59, 61, 62,68-69

EDTA, anticuerpos dependientes 74EDTA, plasma 58EDTA-aprotinina, mezcla 53 efecto de desplazamiento de volumen

56efecto de la luz 40efecto farmacológico 78efectos de la luz 40EGTA 59ejercicio 9-10, 14, 16, 19ejercicio isométrico 9ejercicio isotónico 9electroforesis de lipoproteínas 41electroforesis de proteínas 33electrolitos 56, 57, 66elementos traza 57eliminación de agujas 46, 48eliminación de muestras 47-48eliminación de objetos afilados 46-47eliminación de productos químicos 48-

49eliminación de residuos 46-49eliminación de tubos y muestras 47embarazo 7endorfina 58enlace a proteínas de fármacos 70-71,

79enolasa específica neuronal Ver

γ,γ-fosfopiruvato -hidratasa enzima convertidor de angiotensina Ver

peptidil-dipeptidasa Aeosinófilos 15epinefrina 9, 12-13, 15, 18ergometría 16eritrocitos 7, 18-19, 37, 7eritrosedimentación 7espironolactona 78estabilidad de los componentes en la

muestra 30, 40-41, 55, 69estado estacionario de fármacos 70-71estradiol-17β 13estreptocinasa 53estreptomicina 70estrés mental 16-17estriol 11etanol 13, etanol 13etiqueta de sustancia infecciosa 38etosuximida 70evaporación 40excreción de amonio 29extracción 80extracción desde catéteres 17, 21

Ffactor plaquetar IV (PF4) 55factor VII 53factor VIII 53factor XI 53

factor XII 53fármacos 68-71, 78-79fármacos, efectos e interferencias 78-79fármacos, monitorización de 15, 31,

68-71fecha de nacimiento 24fenitoína 70, 78-79fenobarbital 70fenol 63fenprocoumon 78ferritina 7ferroxidasa 7, 78fibrinógeno 12, 16-17, 32-33, 53fibrinolisis 53FICOLL-HYPAQUE 60-61flebotomía 20-21flujo de información 24flujo de trabajo 44, 45fluoruro 26, 34-35folato 13folitropina 58fosfatasa ácida 7, 32, 42fosfatasa alcalina 6-7, 9, 18-19, 32,

37, 76fosfato 8-9, 15, 16, 19, 22, 29-30, 32,

36, 42fosfato de piridoxal 12fosfato magnésico 41fosfodiesterasa 12γ,γ-fosfopiruvato -hidratasa 32fracción de volumen de los eritrocitos 9,

11, 12, 18, 37, 52, 56fructosa 16fumar 12

Gγ-globulina 16, 33γ-glutamiltransferasa 7, 9, 13, 19, 32,

37, 76, 78gases, difusión 40gases, intercambio 67gastrina 58género 7genes 62-65genes, reagrupamiento de 62gentamicina 70, 78glicerol 8, 12glicólisis 40, 67glicolíticos, inhibidores 21, 34-35glicoproteínas IIIA, IIb 75globulina transportadora de tiroxina 78 glucagón 8-9, 59glucagón intestinal 58glucosa 2-3, 7-9, 12-13, 16-17, 19,

21, 30, 36, 40, 57, 73glucosa, tolerancia a 8, 14glutamato-dehidrogenasa 13glutamina, hidrólisis de 32glutation 59

Índice 99

grado de entrenamiento 9-10, 11granulocitos 6, 61granulocitos, lisis de 76granulocitos, viabilidad de 61

Hhematina 62«hematocrito» Ver fracción de volumen

de los eritrocitoshematología 54-55hemoglobina 6-7, 11, 15, 17, 18-19,

37, 76-77hemoglobina A1c 3-4, 78hemoglobina libre77hemólisis 33, 50, 76-77hemostasiología 52-53heparina 34, 58-59, 60-61, 62, 66,

68heparina, interferencia por 33, 62heroína 13hidrogenocarbonato 8, 13, 57hidrólisis de glutamina 32hidroxibutirato 85-hidroxiindolilacetato 304-hidroxi-3-metoximandelato 13hidroxiprolina en orina 7hierro 7, 15, 32, 78hiperlipidemia 72-73hipoxia 10hojas de datos de seguridad del mate-

rial 49homogeneización de muestras congela-

das 41hora de la toma de muestra (tiempo de

muestreo) 14-15, 24humo de tabaco 12

Iidentidad de las muestras 24-25, 41identificación de la muestra indirecta

25identificación del paciente 20, 50, 80imipramina 71incremento pre-ovulatorio 15inducción enzimática 78influencia cronobiológica 14-15influencia de la temperatura sobre los

componentes del suero 36influencias biológicas 5, 13, 78influencias estacionales 14infusiones 16-17ingesta de comida 8inhibidor de enzimas proteolíticas 58-

59inhibidor tripsina de soja 53inmuno hematología 50-51inmunocitología 27inmunoensayos 59

inmunoglobulina A 18inmunoglobulina G (IgG) 7, 18, 27, 41inmunoglobulina M 18insulina 8-9, 13, 16-17, 58interferencia 33, 72-73, 76-77interferencia catiónica 33interferencia óptica 76interferencia, factores de 5interferencias método-dependientes 33,

77intervención diagnóstica y terapéutica

16intervenciones quirúrgicas 16inyecciones 16iodoacetato 35isotiocianato de guanidinio 63

Jjeringas de plástico 67, 69jeringas de vidrio 67, 69juegos de recolección de micromuestras

de sangre, eliminación de 47-48

Llactato 8, 10, 13, 17, 19, 21, 27, 32,

40, 67, 78lactato-deshidrogenasa 19, 32-33, 37,

42, 43, 76lancetas de flujo de seguridad 22leucocitos 18-19, 27, 37, 74-75leupeptina 59liberación de iones desde las células

sanguíneas 67lidocaína 70linfocitos 6, 12, 60, 74linfocitos, separación de 60-61lipemia 72-73lipémica, muestra 72-73lípidos 57lipoproteína X 41lipoproteína(a) 12lipoproteínas de muy baja densidad

(VLDL) 9, 72líquido cefaloraquídeo 26-27, 69líquido cefaloraquídeo , citología 27lisis de células sanguíneas 62lisis de eritrocitos 62lisis de las células 32lisis hipotónica 61litio 32, 71lugar de infusión 17lutropina 58

M«macro-α-amilasa» 75«macrocreatina-cinasa» 75macroenzimas 75

magnesio 29-30mapa de color de fármacos79maratón, carrera de 9marcado 80masa muscular 7, 10metabisulfito 59metabolismo de las células de la sangre

67metales pesados 12metotrexato 71mezcla u homogeneización de la mues-

tra 20, 67mezclado 55, 67, 80micobacteria 29microbiología del líquido cefalorraquí-

deo 26-27micromuestra, tubos de 42-43mioglobina 7mitad de micción, orina de 29momento (hora) del día 14-15momento adecuado 14-15, 24, 58, 68,

80-81monitorización farmacoterapéutica 68-

71monocitos 6, 12, 60-61monómeros de fibrina 17, 41morfina 13muestra, bolsas de recolección de 28muestra, identificación 24-25muestra, manipulación de 43, 55muestra, no homogeneidad de la 40, 72muestra, preparación de 64, 67muestra, procesado de 42-43muestra, toma de la, extracción de,

muestreo 14-15, 26-27, 52, 58, 67,68-71

muestra, tratamiento de la 80muestras turbias 72-73muestras, alícuotas de las 24muestras, clasificador de 44

NN-acetil-procainamida 70nafamostate mesylate 59natación 9netilmicina 70neumático tubo, sistema de reparto por

36neurotensina 13, 58neutrófilos 12neutrófilos, morfología 54nicotina 12nitrazepam 69noradrenalinio 9, 13, 15, 18norma de oro 5, 83Norma europea sobre el transporte de

muestras 39nortriptilina 71novobiocina 78

100 Índice

O

oligoclonales, bandas de proteínas 27

orden de recolección 21orina 28-30, 69orina, conservación de 30orina, pH 30orina, recipientes de 28, 80orina, sedimento de 41orina, volumen 7, 15osmolalidad 18, 30osmolalidad sérica 11osteocalcina 13ovulación 14oxalato 30, 68oxígeno (pO2) 67

Ppancreocimina 59pepsinógeno-1 58pepstatina 59peptidil-dipeptidasa A 2péptido C 58, 59péptido intestinal vasoactivo 58péptido natriurético atrial 13, 18péptido pancreático 58petición 80petición, hoja de 24, 80pH 8, 21, 40, 67pH, valor en sangre 16, 21, 66-67piruvato 8, 19piruvato-cinasa 9plantar, superficie del talón 22plaquetas 32-33, 43, 54-55, 60, 61,

74plaquetas, concentración de 32, 55plaquetas, contaminación por 43plaquetas, factor de crecimiento deriva-

do de 55plaquetas, lisis de 76plaquetas, plasma libre de 33plaquetas, plasma pobre en 33plaquetas, plasma rico en 33plaquetas, satelitismo 55plaquetosis 67plasma - suero, diferencias 32-33plasma 16, 32-33, 57plastificantes 69plomo 12pO2 67poliaglutinación 50-51polimorfismo de la longitud de los frag-

mentos de restricción 62-64

polipéptido pancreático 13porfirinas 30, 40posición del paciente 20posición erecta 18

posición supina 18postura 18, 58, 80potasio, ion 2-4, 8-9, 13, 15, 16-17,

19, 22, 29-30, 32-33, 36-37, 42,57, 66-67, 76-77

potenciometría directa 56preparación del paciente 80preparaciones de liberación retardada

70primera orina de la mañana 28primidona 70procainamida 70procedimientos diagnósticos y terapéuti-

cos 14-15, 16-17procedimientos quirúrgicos 9, 16productos de degradación de la fibrina

53productos químicos corrosivos 48-49productos químicos tóxicos 48-49productos químicos y residuos explosi-

vos 48-49programación horaria de infusiones y

extracción de sangre 17proinsulina 58prolactina 7, 12-13, 15, 17propanol-2 22proteasa, inhibidor de 59proteína 7, 16, 18-19, 30, 32, 73,

78proteína C 78proteína C reactiva 11, 16proteína fijadora del retinol 8proteína relacionada con la hormona

paratiroidea 59proteínas de fase aguda 7prueba de tolerancia oral a la glucosa

16, 22punción arterial 20-21punción cutánea 20, 22-23punción del dedo 22-23

Qquilomicronemia 15quilomicrones 57, 72química en fase sólida 56 quinidina 70

Rradiación ionizante 16raza 6-7reacción en cadena por la polimerasa

62, 65recolección de micromuestras, método

de 23recolección de muestras 28-31, 52, 55,

66reenfundado de agujas 47

refrigeración 58relación anticoagulante / sangre 52,

54remezclado después del almacenamien-

to 41, 80renina 11, 13, 15, 17, 18, 58reposo en cama 18residuos inflamables 48-49residuos peligrosos 48-49residuos químicos 48-49reticulocitos 7ribonucleasas, contaminación con 64 ritmo circadiano 14-15RNA (ácido ribonucleico) 62-64RNA, estabilización del 64robot articulado 45robot cartesiano 45robot cilíndrico 45robótica 44-45

Ssalicilatos 78saliva, recolección 31, 69sangre 57, 67sangre, células de la 54-55, 60, 62-65sangre, cultivo 21sangre, extensión de 37, 55sangre, gases en 21, 23, 66-67sangre, lisis de 61sangre, recolección de 60-61sangre, tipificación de grupo 16,

50-51sangre, transfusión 50-51satelitismo, de plaquetas 55secretina 58-59segunda orina de la mañana 28seguridad, aspectos 46-49seguridad, etiquetas 49selección de vena 80selenio 12semivida biológica 69semivida de eliminación de fármacos

70-71separador de gel 60-61serotonina 32seudoaglutinación 16seudoleucocitosis 74seudoplaquetasis 74seudotrombocitopenia 55, 75sistema de cinta transportadora 45sistema informático del laboratorio 24-

25sitio para la extracción de sangre 20,

22-23sobrellenado de tubos 20sodio, ion 8-9, 13, 15, 19, 30, 32, 37,

57, 66, 73, 76somatostatina 58-59somatotropina 9, 15, 17

Índice 101

somatotropina 58sueño 14suero 16, 32-33suero-plasma, diferencias 32-33sustancia P 58sustancias immunoreactivas similares a

la digoxina 69

Ttapones de goma 69temperatura (corporal) 15temperatura corporal 15temperatura del aire 10temperatura, control de 80temperatura, durante el transporte 36-37teofilina 68, 71testosterona 15Tiempo analítico 81-82tiempo de almacenamiento 80«tiempo de protrombina» 17, 52-53, 78«tiempo de reptilasa» 16-17tiempo de respuesta 44, 81-82«tiempo de tromboplastina parcial» 17,

52-53tiempo desde la última comida 14-15tiempo desde la ultima extracción 14-15tiempo después de la administración de

medicación 14-15tiempo, ahorro de 33

tiempo, cambios dependientes del 14tiempos preanalíticos 81-82timol 30tiocianato 12tirotropina 13, 15, 17, 32tiroxina 7, 9, 13, 15, 18, 75, 78tobramicina 70torniquete 19, 20, 66, 80torniquete, tiempo de aplicación 19total bilirrubina 32transcortina 78transferrina 32transferrina deficiente en glúcidos 13transfusiones 16-17transporte de muestras diagnósticas 27,

36-37, 38-39, 53, 55, 58, 64, 67,69, 80

transporte de componentes 55transporte y envío de sangre 36-37,

38-39triacilglicerol-lipasa 13triglicérido 7-8, 13, 18-19, 32, 56, 57,

72-73, 76triiodotironina 8, 32, 75trombina 53trombina», «tiempo de 16-17trombocitolisis 32-33tromboxano A255tubos de plástico 66turbidez 15, 72-73

U

ultracentrifugación 73umbilical, arteria 21urato 7-11, 13, 16, 19, 22, 30, 41,

73, 78urea 7-9, 16, 19, 29-30urobilinógeno 30urocinasa 53

Vvancomicina 70variación diurna 14-15vasopresina 13, 17velocidad de filtración glomerular 7venopunción 20-21Volumen corpuscular medio

Ver Volumen entítico de los eritrocitos

volumen de sangre extraído 21Volumen entítico de los eritrocitos 12-

13, 37, 54, 74volumen, cambio de 10, 18-19volumen, errores de 33von Willebrand, factor de 16

Wwarfarina 78