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UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
EVALUACIÓN DE MÉTODOS PARA LA INDUCCIÓN Y DESARROLLO DE EMBRIONES SOMÁTICOS DE UNA POBLACIÓN LOCAL DE PAPAYA (Carica papaya L.)
TRABAJO EXPERIMENTAL
Trabajo de titulación presentado como requisito para la obtención del título de
INGENIERA AGRÓNOMA
AUTORA: GARCÉS BECERRA MILENA LILIBETH
TUTORA
Dra. ARIADNE VEGAS GARCÍA
GUAYAQUIL– ECUADOR
2019
2
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
APROBACIÓN DEL TUTOR
Yo, Dra. ARIADNE VEGAS GARCÍA, docente de la Universidad Agraria del
Ecuador, en mi calidad de Tutor, certifico que el presente trabajo de titulación:
EVALUACIÓN DE MÉTODOS PARA LA INDUCCIÓN Y DESARROLLO DE
EMBRIONES SOMÁTICOS DE UNA POBLACIÓN LOCAL DE PAPAYA (Carica
papaya L.), realizado por la estudiante GARCÉS BECERRA MILENA LILIBETH; con
cédula de identidad N° 0804374577de la carrera Ingeniería Agronómica, Unidad
Académica Guayaquil, ha sido orientado y revisado durante su ejecución; y cumple
con los requisitos técnicos exigidos por la Universidad Agraria del Ecuador; por lo
tanto se aprueba la presentación del mismo.
Atentamente,
Dra. ARIADNE VEGAS Guayaquil, 21 de Noviembre del 2019
3
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN
Los abajo firmantes, docentes designados por el H. Consejo Directivo como
miembros del Tribunal de Sustentación, aprobamos la defensa del trabajo de
titulación: “EVALUACIÓN DE MÉTODOS PARA LA INDUCCIÓN Y DESARROLLO
DE EMBRIONES SOMÁTICOS DE UNA POBLACIÓN LOCAL DE PAPAYA (Carica
papaya L.)”, realizado por la estudiante GARCÉS BECERRA MILENA LILIBETH, el
mismo que cumple con los requisitos exigidos por la Universidad Agraria del
Ecuador.
Atentamente, Guayaquil, 18 de Noviembre del 2019
4
DEDICATORIA
Dedicado de manera especial mi tesis a mis padres
Milena Becerra, Miguel Garcés, que siempre me
apoyaron incondicionalmente en la parte moral,
económica y en mis momentos más difíciles,
enrumbándome siempre con amor, respeto para
poder llegar a ser una profesional. A mi abuela
Parmenida Araujo, hermano, sobrino y mejor amiga
Mariuxi Mercado, que a pesar de todo siempre
estuvieron inculcándome el empeño para alcanzar
todas mis metas.
5
AGRADECIMIENTO
A Dios, mi familia por sus buenos consejos y
palabras de aliento me han ayudado a crecer como
persona y a luchar por lo que quiero, gracias por
enseñarme valores me han llevado a alcanzar una
gran meta. A la Dra. Ariadne Vegas docente de la
Universidad Agraria del Ecuador, por sus sabias
enseñanzas técnicas y prácticas entregadas para
convertirme en una profesional con éxito. A mis
compañeras Bianca Macías, Lisbeth Baque,
Karissa Otero por su apoyo, cariño y estar en los
momentos más difíciles e importante en mi carrera
universitaria.
6
Autorización de Autoría Intelectual
Yo GARCÉS BECERRA MILENA LILIBETH en calidad de autor(a) del proyecto
realizado, sobre “EVALUACIÓN DE MÉTODOS PARA LA INDUCCIÓN Y
DESARROLLO DE EMBRIONES SOMÁTICOS DE UNA POBLACIÓN LOCAL DE
PAPAYA (Carica papaya L.)” para optar el título de INGENIERA AGRONOMA por la
presente autorizo a la UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR, hacer uso de
todos los contenidos que me pertenecen o parte de los que contienen esta obra, con
fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autor(a) me correspondan, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los
artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su
Reglamento.
Guayaquil, 27 de Noviembre del 2019
GARCÉS BECERRA MILENA LILIBETH
C.I. 0804374577
7
Índice general
PORTADA………………………………………………………..…………………………1
APROBACIÓN DEL TUTOR ................................................................................... 2
APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN .......................................... 3
Dedicatoria ............................................................................................................. 4
Agradecimiento…………………………………………..……………………………….5
Autorización de autoría intelectual…………………………………………………....6
Índice general ......................................................................................................... 7
Índice de tablas .................................................................................................... 11
Índice de figuras .................................................................................................. 12
Resumen .............................................................................................................. 13
Abstract ................................................................................................................ 14
1. Introducción ..................................................................................................... 15
1.1 Antecedentes del problema .......................................................................... 15
1.2 Planteamiento y formulación del problema ................................................. 15
1.2.1 Planteamiento del problema.................................................................... 15
1.2.2 Formulación del problema ...................................................................... 16
1.3 Justificación de la investigación .................................................................. 17
1.4 Delimitación de la investigación ................................................................... 17
1.5 Objetivo general ............................................................................................. 17
1.6 Objetivos específicos .................................................................................... 17
1.7 Hipótesis ......................................................................................................... 18
2. Marco teórico ................................................................................................... 19
2.1 Estado del arte ............................................................................................... 19
2.2 Bases teóricas................................................................................................ 20
8
2.2.1 Definición de la micropropagación ......................................................... 20
2.2.2 Fases de micropropagación .................................................................... 20
2.2.2.1. Preparación de la planta madre .......................................................... 20
2.2.2.2. Desinfección del material vegetal ....................................................... 20
2.2.2.3. Introducción del material in vitro ........................................................ 21
2.2.2.4. Multiplicación de los brotes ................................................................ 21
2.2.2.5. Aclimatación de los explantes enraizados ......................................... 22
2.2.2.6. Embriogénesis somática ..................................................................... 22
2.2.3 Tipos de embriogénesis somática in vitro ............................................. 23
2.2.3.1. La embriogénesis somática directa .................................................... 23
2.2.3.2. La embriogénesis somática indirecta ................................................. 23
2.2.4 Papaya Carica papaya ............................................................................. 24
2.2.4.1. Definición de la papaya Carica papaya .............................................. 24
2.2.4.2. Taxonomía de la papaya (Carica papaya L.) ...................................... 25
2.2.4.3. Exportación de la papaya (Carica papaya L.) ..................................... 25
2.2.4.4. Beneficios de la papaya (Carica papaya L.) ....................................... 26
2.2.4.5. Principales enfermedades de la papaya (Carica papaya L.) ............. 26
2.2.4.6. Virus del mosaico de la papaya .......................................................... 27
2.2.4.7. Virus de la mancha anular del papayo (VMAP) .................................. 27
2.2.4.8. Cogollo Arrepollado ............................................................................. 28
3. Materiales y métodos....................................................................................... 31
3.1 Enfoque de la investigación .......................................................................... 31
3.1.1 Tipo de investigación .............................................................................. 31
3.1.2 Diseño de investigación .......................................................................... 31
3.2 Metodología .................................................................................................... 31
9
3.2.1. Selección de plantas andromonoicas de una población de papaya
local Maradol con buenas características morfológicas y
agronómicas. ........................................................................................... 31
3.2.2 Variables ................................................................................................... 32
3.2.2.1. Variable independiente ........................................................................ 32
3.2.2.2. Variable dependiente ........................................................................... 32
3.2.3 Tratamientos ............................................................................................ 32
3.2.4 Diseño experimental ................................................................................ 33
3.2.5 Recolección de datos .............................................................................. 33
3.2.5.1. Recursos ............................................................................................... 33
3.2.5.2. Métodos y técnicas .............................................................................. 33
3.2.5.4. Medio de cultivo ................................................................................... 34
3.2.5.4.1. Preparación ......................................................................................... 34
3.2.5.4. Material genético .................................................................................. 34
3.2.5.5. Toma de datos ...................................................................................... 34
3.2.5.5.1. Variables a evaluarse .......................................................................... 34
4. Resultados ....................................................................................................... 36
4.1 Inducción de la callogenèsis en embriones cigóticos de papaya
Maradol........................................................................................................... 36
4.2 Inducción de la embriogénesis en embriones cigóticos de papaya
Maradol........................................................................................................... 37
4.3 Proceso del desarrollo de los embriones somático de papaya Maradol. .. 38
4.4 Proceso de desarrollo de brotes en los embriones somáticos de papaya
Maradol........................................................................................................... 40
5. Discusión .......................................................................................................... 42
10
6. Conclusión ....................................................................................................... 44
7. Recomendación ............................................................................................... 45
8. Bibliografía ....................................................................................................... 46
9. Anexos .............................................................................................................. 53
11
Índice de tablas
Tabla 1. Taxonomía de la papaya Carica papaya .......................................... 25
Tabla 2. Inducción de embriones…………………………………………………..32
Tabla 3. Desarrollo de los embriones somáticos (ES)………………………....33
Tabla 4. Análisis de varianza en la presencia de callogénesis……………….37
Tabla 5. Análisis de varianza en la presencia de embriones somáticos……38
Tabla 6. Análisis de varianza en la presencia de cambio de coloración de
los embriones……………………………………………………………....39
Tabla 7. Análisis de varianza en el desarrollo de brotes de los embriones
somáticos………………………………………………………………..….41
12
Índice de figuras
Figura1. Representación del análisis de varianza. Porcentaje decallogénesis.37
Figura 2. Representación del análisis de varianza. Porcentaje de
embriogenesis……………………………………………………………….38
Figura 3. Representación del análisis de varianza. Porcentaje de cambio de
coloración de los embriones somáticos………………………….…….39
Figura 4. Representación del análisis de varianza. Porcentaje de desarrollo
de brotes de los embriones somáticos……………………….………….40
Figura 5. Mapa de ubicación…………..………………………………………………53
Figura 6. Reconocimiento de plantación de papaya (Carica papaya) .............. 53
Figura 7. Extracción de embriones cigóticos en cámara de flujo laminar. ...... 54
Figura 8. Desarrollo y presencia de callogenesis y embriogenesis. ................ 55
Figura 9. Desarrollo de los embriones somaticos ............................................. 56
13
Resumen
En el presente trabajo se planteó la inducción y desarrollo de embriones
somáticos a partir de embriones cigoticos procedentes frutos inmaduros de
plantas andromonoicas de una población local de papaya (Carica papaya L.) de
la variedad Maradol. Para la inducción de la embriogénesis somática, los
embriones cigóticos se implantaron en medio de cultivo Murashige y Skoog básico
(MS) suplementado con 2,4-Diclorofenoxiacetico (2,4-D) en diferentes
concentraciones de (1, 5 y 10 mg. L-1) en condiciones de oscuridad; y para el
desarrollo de los embriones se utilizó el mismo medio básico con
Becilaminopurina (BAP) en tres concentraciones (0, 1 y 2 mg.L-1) en condiciones
de luz. Se realizaron observaciones periódicas para evaluar la presencia de
callogenesis, embriogénesis y la producción de brotes. A los 18 días se evidenció
la callogenesis y se obtuvo el mayor porcentaje en la concentración de 2,4-D de
10 mg.L-1. A los 30 días se observó la presencia de embriogénesis y se determinó
que en las concentraciones de 1 y 5 mg.L-1 de 2,4-D se obtuvo el mayor
porcentaje de presencia de embriones. A los 10 días de implantar los embriones
somáticos en los medio de cultivo MS y BAP se alcanzó la mayor presencia de
brotes verdes con BAP a 2mg.L-1. Esta metodología garantiza el proceso de
inducción de embriones somáticos y la producción de plantas productivas y sanas.
Palabras clave: Ácido Diclorofenoxiacetico (2,4-D), Becilaminopurina (BAP),
embrión cigótico, medios de cultivo, plantas andromonoicas.
14
Abstract
The aim of this present research was the induction and development of somatic
embryos from zygotic embryos of immature fruits of andromonoic plants of a local
papaya (Carica papaya L.) Maradol variety. For induction of somatic
embryogenesis, zygotic embryos were implanted in Murashige and Skoog basic
culture medium (MS) supplemented with 2,4-Dichlorophenoxyacetic (2,4-D) in
different concentrations of (1, 5 and 10 mg. L-1) in dark conditions; and for the
development of the embryos, the same basic medium with Becilaminopurine
(BAP) was used in three concentrations (0, 1 and 2 mg.L-1) under light conditions.
Periodic observations were made to evaluate the presence of callogenesis,
embryogenesis and production of shoots. 18 days later, callogenesis was
evidenced and the highest percentage was showed in the concentration of 2,4-D
of 10 mg.L-1. After 30 days the presence of embryogenesis was observed and it
was determined that the concentrations of 1 and 5 mg.L-1 of 2,4-D the highest
percentage of embryo presence was obtained. At 10 days of implanting the
somatic embryos in the MS and BAP culture media, the greatest presence of green
shoots was achieved at 2 mg.L-1BAP. This methodology guarantees the induction
of somatic embryos and the production of healthy and productive plants.
Key words: Andromonoic plants, Becilaminopurine (BAP), culture media,
Dichlorophenoxyacetic acid (2,4-D), zygotic embryo,
15
1. Introducción
1.1 Antecedentes del problema
“La papaya (Carica papaya L.) es originaria de América Central y su cultivo se
caracteriza por ser productivo en corto tiempo y de forma continua durante todo un
año. El Ecuador en el 2015 la producción ha sido de 108.996 toneladas” (FAO, 2016).
Cada día está cobrando una mayor importancia económica a nivel mundial,
debido a que se puede consumir como fruta fresca o procesarse para obtener otros
productos como dulces, jaleas, licuados y encurtidos, además por su contenido de
nutrientes. También posee un gran potencial de industrialización en el área
farmacéutica, culinaria, médica, industria cervecera y bebidas no alcohólicas.
En Cuba se han utilizado diferentes variedades que se han distinguido unas de
las otras por su porte, su susceptibilidad a plagas y enfermedades, por la
composición de las inflorescencias (masculinas, femeninas y hermafroditas),
forma, tamaño, color, sabor y consistencia de los frutos. Según el Ministerio de la
Agricultura las variedades comerciales que se utilizan en el Ecuador son: Tainung
1, Hawaiana y la conocida como Maradol o nacional. Todas tienen propiedades
diferentes, pero los usos son comunes. Además, se siembran variedades locales
(Montenegro, 2016).
1.2 Planteamiento y formulación del problema
1.2.1 Planteamiento del problema
En el Ecuador, la mayoría de sus habitantes se dedican a la agricultura de varios
frutos tropicales, entre ellos, el cultivo de la papaya, que ha tenido una creciente
16
demanda en el mercado Europeo, en los Estados Unidos y Canadá. Su
comercialización al exterior ha aumentado desde el 2009 hasta el presente año.
Es de gran importancia desarrollar tecnologías para incentivar y realizar la
micropropagación del cultivo de la papaya, en la costa Ecuatoriana, ya que existe
poca disponibilidad de semillas de buena calidad y la semilla importada es costosa.
Se podría micropropagar variedades locales seleccionadas, de acuerdo a sus
características agronómicas. La Universidad Luis Vargas Torres de la provincia de
Esmeraldas ha estado propagando una variedad local por semillas, (comunicación
personal, Víctor Reynel), con alta producción y de buena calidad de frutos. Sin
embargo, en esa población se puede observar que existen tres tipos de plantas:
plantas femeninas, masculinas y hermafroditas. De estas plantas, los frutos que
provienen de las hermafroditas son las más comerciales. La utilización de plantas
hermafroditas obtenidas mediante la micropropagación permitirá el aumento de la
producción y esta podrá incidir en una mayor exportación.
La papaya se ha comercializado de forma rápida y amplia, no solo dentro sino
fuera del país, y se tiene altas expectativas para aumentar la comercialización en
Latino américa, Europa y Estados Unidos. Al realizar proyectos de
micropropagación de variedades seleccionadas y plantas hermafroditas en toda
la costa ecuatoriana, se podría aumentar los ingresos económicos y la tasa de
empleos en el área agrícola, de manera de contribuir a mejorar la calidad de vida
de sus habitantes para reactivar la actividad agrícola ecuatoriana (Orbea, 2015).
1.2.2 Formulación del problema
¿Mediante micropropagación in vitro del cultivo de la papaya (Carica papaya L.)
se podrá disponer de una fuente alternativa de plantas hermafroditas comerciales?
17
1.3 Justificación de la investigación
La realización del presente trabajo cumple aspectos técnicos sobre el cultivo de
papaya (Carica papaya L.), con el propósito de suministrar conocimientos básicos
que ayuden a los técnicos y productores, para el análisis y toma de decisiones en el
establecimiento in vitro de cultivos de una variedad de papaya, con el propósito de
producir plantas comerciales hermafroditas.
1.4 Delimitación de la investigación
Espacio: Laboratorio de Biotecnología de la Universidad Agraria del Ecuador.
Tiempo: El proyecto completo tendrá una duración de 6 meses desde el
primero de Junio del 2018 hasta el 8 de Febrero del 2019.
Población: El proyecto será dirigido a los agricultores, que se dedican a la
Producción de papaya.
1.5 Objetivo general
Evaluar métodos para la inducción y desarrollo de embriones somáticos de una
población local de papaya (Carica papaya L.).
1.6 Objetivos específicos
Seleccionar plantas andromonoicas de una población de papaya local con
buenas características agronómicas.
Evaluar cuál de los medios de cultivo utilizados induce mejor la embriogénesis
somática en embriones cigóticos de una población de papaya local.
Determinar en cuál de los medios de cultivo ocurre mayor desarrollo de los
embriones somáticos.
18
1.7 Hipótesis
Al menos uno de los tratamientos inducirá la embriogénesis somática de una
población local de papaya (Carica papaya L.), a partir de embriones cigóticos. Al
menos uno de los tratamientos permitirá el desarrollo de los embriones somáticos.
19
2. Marco teórico
2.1 Estado del arte
Según Gallardo (2011) dentro de las vías de propagación in vitro de plantas, la
embriogénesis somática ofrece posibilidades de obtener volúmenes de
producción superiores en un menor período de tiempo y a un costo más bajo, lo
cual la convierte en un método potencialmente más eficiente que la regeneración
vía organogénesis. En papaya se ha podido desarrollar la embriogénesis
somática a partir de embriones cigóticos y eje hipocotiledonales; sin embargo, en
el caso de los híbridos no se pueden emplear estos métodos y se hace necesario
desarrollarla a partir de un tejido somático, sin vínculo con la reproducción sexual.
La papaya (Carica papaya L.) es una de las principales frutas que se consumen
a nivel mundial. El uso de la biotecnología como una herramienta en la
propagación de plantas élite de este cultivo puede ser una vía alternativa para su
rápida multiplicación, así como la introducción a escala comercial de nuevas
variedades o híbridos. De manera general las principales consideraciones
científicas sobre el uso de la biotecnología vegetal como herramienta para la
propagación y conservación in vitro de la papaya (Posado, 2005).
El uso de la embriogénesis somática permitiría la propagación a gran escala del
híbrido de papaya “Pococí”, así como la selección y multiplicación de material
hermafrodita. Para poder utilizar esta técnica a nivel comercial es necesario contar
con protocolos eficientes para la inducción y multiplicación de embriones
somáticos, así como para la germinación y regeneración de plantas a partir de los
mismos (Solórzano, 2014).
20
2.2 Bases teóricas
2.2.1 Definición de la micropropagación
Es el conjunto de técnicas y métodos de cultivo de tejidos utilizados para
multiplicar plantas asexualmente en forma rápida, eficiente y en grandes
cantidades. Se utiliza para multiplicar o propagar plantas nuevas, tales como
aquellas creadas por Ingeniería Genética, Mutagénesis o mejora Genética. Se
utiliza también la micropropagación para obtener plantas libres de enfermedades
(tales como virosis) u obtener grandes cantidades de plantas que no se propagan
eficientemente (Olmos, 2010).
2.2.2 Fases de micropropagación
2.2.2.1. Preparación de la planta madre
Se prepara el cultivo en condiciones de asepsia, se deben obtener explantes con
un nivel nutricional y un grado de desarrollo adecuado. Para obtener estos
explantes es recomendable mantener a las plantas madres, es decir las plantas
donante de yemas, durante un período que puede oscilar entre unas semanas o
varios meses, en un invernadero bajo condiciones controladas. En ese ambiente
se cultiva las plantas en condiciones sanitarias óptimas y con un control de la
nutrición y riego adecuados para permitir un crecimiento vigoroso y libre de
enfermedades (Cunalata, 2012).
2.2.2.2. Desinfección del material vegetal
Una vez elegida la planta madre, se extraerán los fragmentos a partir de los cuales
se obtendrán los explantes. Los explantes pueden ser yemas, trozos de hojas,
21
porciones de raíces o semillas. Antes de extraer los explantes se hará una
desinfección de los fragmentos de planta madre para eliminar los contaminantes
externo.
Los contaminantes más comunes son los hongos y las bacterias que habitan en
forma natural en el ambiente. Una vez desinfectado el material vegetal, se debe
mantener en condiciones de asepsia. A efectos de obtener tales condiciones, se
trabaja en cabinas de flujo laminar para extraer los explantes a partir del material
vegetal. Estos explantes se introducirán en un tubo de cultivo conteniendo medio
de cultivo para poder controlar la sanidad y la viabilidad, luego de realizar la
desinfección del material con hipoclorito de sodio, puro o diluido durante un
período de 5 a 15 minutos, seguido por 3 a 4 enjuagues en agua esterilización
(Pancorbo et al., 2017).
2.2.2.3. Introducción del material in vitro
Luego de la desinfección superficial, las semillas o las yemas dependiendo del
material seleccionado, se ponen en medio de cultivo estéril. En un período de una
semana o quince días, comienza el proceso de germinación o regeneración de
nuevos tejidos vegetales, iniciando el ciclo de cultivo in vitro (Ordoñez, 2014).
2.2.2.4. Multiplicación de los brotes
Durante esta fase se espera que los explantes que sobrevivieron las fases
anteriores originen brotes (de procedencia axilar o adventicia) con varias hojas. En
la base de cada hoja hay una yema que se desarrollará luego de ser puesta en
contacto con el medio de cultivo. Periódicamente estos nuevos brotes se deben
22
subcultivar en un nuevo medio mediante divisiones y resiembras en tubos de cultivo
u otros recipientes adecuados.
Estas operaciones se realizan en la cabina de flujo laminar. De esta forma
aumenta el número de plantas en cada repique o división de las plantas. El número
de plantas que se obtiene dependerá de la especie vegetal y de las condiciones del
medio de cultivo.
“El número de plantas que se obtiene por la vía de la micropropagación permite
alcanzar incrementos exponenciales, considerando que todos los factores que
afectan el crecimiento hayan sido optimizados” (Castillo, 2004).
2.2.2.5. Aclimatación de los explantes enraizados
“Los explantes recién enraizados son muy sensibles a los cambios ambientales,
de manera que el éxito o el fracaso de todo el proceso dependen de la aclimatación.
En esta etapa las plantas sufrirán cambios de diferente tipo que permitirán la
adaptación de las mismas a vivir en condiciones naturales” (Bermúdez, 2007).
2.2.2.6. Embriogénesis somática
Se denomina también embriogénesis asexual, y consiste en el desarrollo
de embriones a partir de células que no son el producto de una fusión
de gametos durante la fecundación o, en otras palabras, es un proceso por el cual
se produce una estructura bipolar (el embrión) a partir de una célula somática.
“Este proceso se produce con cierta frecuencia en la naturaleza, ocurriendo de
modo espontáneo en más de 80 familias de plantas, algunas tan importantes como
23
las compuestas, crucíferas, cucurbitáceas, gramíneas, rosáceas, leguminosas y
palmáceas” (Perán, 2012).
Es pues un proceso tan natural como la embriogénesis cigótica, con casos tan
conocidos como el de los cítricos, en los que ambos tipos de embriogénesis, la
somática y la cigótica, ocurren casi simultáneamente en el interior de la semilla .
Mediante cultivo in vitro, los primeros en obtener y desarrollar embriones
somáticos fueron Steward y Reinert en 1958 a partir de tejidos de zanahoria. A
esta especie modelo para el estudio de la embriogénesis somática se han añadido
hasta la fecha más de 30 especies, algunas tan importantes como la alfalfa y
varias leñosas forestales, las cuales en la actualidad se propagan comercialmente
mediante este método (Tobón, 2015).
2.2.3. Tipos de embriogénesis somática in vitro
2.2.3.1. La embriogénesis somática directa
“Implica la existencia de células somáticas predeterminadas a seguir la vía
embriogénica de desarrollo, y las células del explante primario se desarrollan para
formar embriones (como por ejemplo, la nucela de los cítricos)” (Quesada, 2014).
2.2.3.2. La embriogénesis somática indirecta
“Implica la necesidad de una inducción para que las células sigan la vía
embriogénica, tras pasar por una fase proliferativa (callo) y cambiar su competencia
a la expresión de embriogénesis” (Freire, 2016).
24
2.2.4 Papaya Carica papaya
2.2.4.1. Definición de la papaya Carica papaya
Es originario de las regiones tropicales de Centroamérica y Sudaméríca. Es una
planta con hojas grandes, de crecimiento rápido, mayormente no maderada,
herbácea y duradera de muchos años. Botánicamente Carica papaya no se puede
calificar claramente como árbol, ni planta vivaz ni arbusto. Alcanza una altura de
10 m y una edad de 15 (hasta 30) años. El tamaño de la fruta varía, pues puede
pesar entre 100 g y 10 kg. Su forma es redonda-ovalada hasta oblonga, el color
de su pulpa es blanco amarillento, amarillo profundo, anaranjado o amarillo rojizo
(Berger et al., 2000).
“El cultivo de la (Carica papaya L.) es ampliamente generalizado y en diferentes
partes del mundo se cultiva de manera particular, según los tipos locales del fruto.
Es una fruta conocida en todas las regiones tropicales del mundo, tales como el
sureste de Asia, áfrica y Suramérica” (Díaz, 2002).
La papaya (Carica papaya L.) es una importante fruta de la familia Caricaceae,
con alto valor nutricional y económico, la cual es cultivada en diversas regiones
tropicales y subtropicales del mundo. Es muy común en la América tropical, siendo
muy apreciada principalmente para su consumo. Como muchos otros cultivos
agrícolas, la papaya puede ser afectada por diferentes plagas y enfermedades
que reducen la longevidad de las plantaciones, así como su producción y calidad
de frutos (Torres, 2014).
25
2.2.4.2. Taxonomía de la papaya (Carica papaya L.)
Tabla 1. Taxonomía de la papaya Carica papaya
Tronco Cormophyta
División Antophyta
Subdivisión Angiosperma
Clase Dicotiledonea
Subclase Chrisopetala
Segundo grado evolutivo Dialipetala
Orden Parietales
Familia Caricaceae
Género Carica
Especie Papaya
Álvarez, 2010
2.2.4.3. Exportación de la papaya (Carica papaya L.)
Las exportaciones del sector frutas no tradicionales han presentado una Tasa de
Crecimiento Promedio Anual (TCPA) en el período 2010 al 2014 de 1.47% en
valor libre a bordo (FOB). En el año 2014 el monto exportado alcanzó un total FOB
de USD 70 millones y 119 toneladas. Las principales frutas exportadas dentro del
sector en el año 2014 son mangos con una participación de 47.58%, piñas frescas
con 40.33%, pitahaya con 17.77% y papayas frescas con 6.18% entre otros
productos (Proecuador, 2014).
26
2.2.4.4. Beneficios de la papaya (Carica papaya L.)
Este método, teóricamente, es el más eficiente para la producción masiva de
plantas in vitro debido a la naturaleza bipolar del embrión, la posibilidad de ser
automatizado todo el proceso productivo, los altos coeficientes de multiplicación
en cortos períodos de tiempo, al poder aplicarse los principios de la cinética
microbiana y la posibilidad de encapsular estas estructuras y obtener semillas
artificiales (Pérez et al., 2007).
El objetivo de cultivar plantas in vitro puede ser, por ejemplo, propagar
masivamente plantas en vías de extinción, o plantas difíciles de propagar por otros
métodos, o para clonar (copiar) individuos que tienen características agronómicas
deseables (mejores frutos, resistentes a las sequías, etc.), para obtener plantas
libres de virus, para conservar la diversidad genética de una población, entre otras
aplicaciones (Moreno, 2015).
2.2.4.5. Principales enfermedades de la papaya (Carica papaya L.)
Las principales enfermedades del papayo son de tipo viral y antracnosis en flores,
frutos y follaje. En menor orden de importancia se presentan las enfermedades
bacterianas y pudriciones de la raíz. Su efecto reduce considerablemente el
rendimiento o hasta la pérdida total. Se ha detectado el virus mosaico de la
papaya, el virus de la mancha anular del papayo y el cogollo arrepollado. Se
describen a continuación (Vázquez, 2010).
27
2.2.4.6. Virus del mosaico de la papaya
Es un virus que se considera de poco impacto económico debido a los síntomas
ligeros que induce sin afectaciones en el tamaño de los frutos o en la producción
y a que se presenta un número reducido de plantas. El síntoma principal del
PapMV, está dado por la presencia de un moteado verde claro que se observa en
las hojas jóvenes. Las plantas por lo general poseen un porte más bajo y las hojas
son ligeramente más pequeñas. En las fases iniciales de la infección el moteado
se observa en las hojas jóvenes que con el tiempo se torna más evidente,
aclaramiento de las venas y las hojas adquieren aspecto de rugosidad (Peña,
2008).
2.2.4.7. Virus de la mancha anular del papayo (VMAP)
Este virus es el principal problema del cultivo del papayo a nivel mundial y es
diseminado por varias especies de pulgones de una manera no persistente, esto
quiere decir que el insecto puede adquirir y trasmitir el virus en segundos sin
necesidad de un periodo de incubación y/o reproducción en su cuerpo. Los
síntomas se observan en las hojas de las plantas jóvenes al presentarse un
aclarado de las nervaduras con ligero amarillamiento del ápice, seguido de una
deformación de la expansión foliar, con inhibición del desarrollo de ésta en forma
completa o parcial, donde se llega a deformar hasta quedar con una estructura
filiforme. Debe eliminarse las plantas infectadas, retirándolas de la zona de cultivo
y enterrarlas o quemarlas fuera de la plantación. Y no debe sembrarse las
plantaciones de papaya cerca cultivos de hortalizas (Bárzaga, 2014).
28
2.2.4.8. Cogollo Arrepollado
Los síntomas de esta enfermedad comienzan con una clorosis difusa en las hojas
acompañada de una reducción de la expansión normal de la lámina de la hoja y
el peciolo con acortamiento de los entrenudos. Luego aparecen manchas acuosas
discretas (0.5 mm) en los peciolos y tallos afectados, que se desarrollan en
manchas irregulares de 1 a 2 mm de diámetro. Los peciolos son rígidos y se
extienden más horizontalmente que los de plantas sanas. Las láminas de las hojas
son gruesas y pueden exhibir acopamiento con los bordes hacia abajo, clorosis
internerviales y/o necrosis. Las plantas afectadas raramente florecen o fructifican.
En etapas avanzadas las plantas aparecen desnudas, excepto por un reducido
penacho de hojas pequeñas. Dos salta hojas, Empoasca papayae y E. stevensi,
han sido identificadas como vectores del PBT, aunque se relaciona más
documentadamente a E. papayae como el vector más eficiente (Rojas, 2010).
2.3 Marco legal
Según la nueva Constitución de la República del Ecuador (2008), indica el título VII (Régimen del buen vivir), Capitulo segundo (Biodiversidad y recursos naturales).
Art. 73.- El Estado aplicará medidas de precaución y restricción para las actividades que puedan conducir a la extinción de especies, la destrucción de ecosistemas o la alteración permanente de los ciclos naturales. Art. 400.- El Estado ejercerá la soberanía sobre la biodiversidad, cuya administración y gestión se realizará con responsabilidad intergeneracional. Se declara de interés público la conservación de la biodiversidad y todos sus componentes, en particular la biodiversidad agrícola y silvestre y el patrimonio genético del país. Art. 405.- El sistema nacional de áreas protegidas garantizará la conservación de la biodiversidad y el mantenimiento de las funciones ecológicas. El sistema se integrará por los subsistemas estatal, autónomo descentralizado, comunitario y
29
privado, y su rectoría y regulación será ejercida por el Estado. El Estado asignará los recursos económicos necesarios para la sostenibilidad financiera del sistema, y fomentará la participación de las comunidades, pueblos y nacionalidades que han habitado ancestralmente las áreas protegidas en su administración y gestión. Las personas naturales o jurídicas extranjeras no podrán adquirir a ningún título tierras o concesiones en las áreas de seguridad nacional ni en áreas protegidas, de acuerdo con la ley. Art. 406.- El Estado regulará la conservación, manejo y uso sustentable, recuperación, y limitaciones de dominio de los ecosistemas frágiles y amenazados; entre otros, los páramos, humedales, bosques nublados, bosques tropicales secos y húmedos y manglares, ecosistemas marinos y marinos-costeros (Ecuador, 2008). En el cumplimiento de la ley Orgánica de Agrobiodiversidad y fomento de la agricultura sustentable, en la cual se expresa lo siguiente. Art. 7.- De los beneficios e incentivos. A fin de estimular la conservación y uso de la agrobiodiversidad, la semilla nativa y tradicional así como la producción de semilla certificada de forma sostenible, orientada a garantizar la soberanía alimentaria, el Estado en sus diferentes niveles de gobierno, realizará las siguientes acciones: a) Establecer programas de transferencia e innovación tecnológica participativa para la conservación de las zonas de alta de agrobiodiversidad, fitomejoramiento de semilla, producción y comercialización con énfasis en el desarrollo de proyectos para los pequeños y medianos productores de semillas; b) Promover la generación de productos financieros, líneas de crédito y tasas de interés preferencial, para estimular la producción y comercialización de semilla; y, c) Impulsar la formación de organizaciones de productores de semillas y de empresas semilleristas públicas, privadas y comunitarias; generar programas de provisión de capital de riesgo, servicios financieros de apoyo, infraestructura, equipamiento, tecnificación, seguro agrícola y garantía crediticia. Art. 22.- De la investigación e innovación de los recursos fitogenéticos. La Autoridad Agraria Nacional en coordinación con la institución rectora de la educación superior, ciencia, tecnología e innovación, centros de educación superior y entidades privadas establecerá planes, programas y proyectos para fomentar la investigación, el desarrollo y la innovación tecnológica en materia de los recursos fitogenéticos y semillas. Además, fortalecerá y promoverá la generación de capacidades del talento humano. Art. 28.- Semilla nativa. Para efectos de esta Ley, la semilla nativa es todo material reproductivo sexual y asexual vegetal que mantiene su capacidad de reproducción, originario o autóctono, que ha sido domesticado, conservado, criado, cuidado, utilizado e intercambiado por productores, comunas, comunidades, pueblos y nacionalidades de acuerdo a sus diversos saberes y culturas, cuyo uso, conservación, calificación, intercambio, promoción y protección corresponde a las personas, y colectividades con el apoyo del Estado. La semilla nativa patrimonio de pueblos y nacionalidades, es parte de los recursos genéticos para la alimentación y la agricultura, cuyo competente genético no es susceptible de apropiación. Se prohíbe la apropiación del conocimiento colectivo
30
asociado a los recursos fitogenéticos para la alimentación y la agricultura (LEY ORGANICA, 2017).
31
3. Materiales y métodos
3.1 Enfoque de la investigación
El estudio se desarrolló al enfoque cuantitativo mediante la investigación
experimental, variables independientes en experimentos logrando cumplir con los
objetivos específicos planteados.
3.1.1 Tipo de investigación
Se manejó una investigación descriptiva-explicativa y de campo, debido al uso
de variables independientes es decir que se manipularon y se realizaron análisis de
laboratorio.
3.1.2 Diseño de investigación
Se empleó un diseño experimental completamente al azar (DCA) con tres
tratamientos y diez repeticiones, además de un análisis de varianza (ANDEVA), y un
análisis de media mediante la prueba de Tukey al 5 % de significancia. En el que se
realizó medios de cultivos para la inducción de embriogénesis somática (ES) de la
papaya a partir de embriones cigóticos y producción de plántulas.
3.2 Metodología
3.2.1 Selección de plantas andromonoicas de una población de papaya local
Maradol con buenas características morfológicas y agronómicas.
En la investigación se seleccionaron frutos de la finca Carlos León que se
encuentra ubicada en la provincia del Guayas Cantón Pedro Carbo, recinto las
Palmas del sector San Miguel. Esta finca tiene una superficie de 1 Ha de papaya de
la variedad Maradol de plantas andromonoicas y ginoicas. Se recolectaron cinco
frutos verdes inmaduros, totalmente al azar de lotes diferentes, de plantas
andromonoicas con flores hermafroditas. Entre las características agronómicas que
se consideraron para la selección de las plantas estuvieron: la uniformidad del
32
aspecto general, en cuanto altura, follaje, sanidad y vigor, además de una buena
fructificación a lo largo del tallo, producción de frutos lisos, alargados, con pulpa
gruesa de color anaranjado rojizo y sabor agradable.
3.2.2 Variables
3.2.2.1. Variable independiente
Ensayo 1. Se utilizaron tres medios de cultivo in vitro (1/2 MS complementado
con 2,4-D) para la inducción de la ES.
Ensayo 2. Se utilizaron tres medios de cultivo in vitro BAP (MS con la citocinina)
para el desarrollo de brotes y producción de plántulas de papaya.
3.2.2.2. Variable dependiente
Ensayo 1:
Porcentaje de inducción de callogénesis.
Porcentaje de inducción de ES.
Ensayo 2:
Número de brotes.
Aspectos de las plantas (coloración y vigor)
3.2.3 Tratamientos
En cada fase se realizó tres medios de cultivos que son los siguientes:
Tabla 2. Inducción de los embriones
Garcés, 2018
Tabla 3. Desarrollo de los embriones somáticos (ES)
No. Tratamiento Descripción
1 MS + 2,4 D -1 mg.L-1 2 MS + 2,4 D -5 mg.L-1 3 MS + 2,4 D -10 mg.L-1
33
Garcés, 2018
3.2.4 Diseño experimental
En la investigación se utilizó un diseño experimental completo al azar (DCA), tres
tratamientos y diez repeticiones. Para la comparación de las medias se utilizó la
prueba de Tukey al 5 % de significancia. Además de un análisis de varianza.
3.2.5 Recolección de datos
3.2.5.1. Recursos
Se emplearon frutos inmaduros (obtenidos de flores hermafroditas) de plantas de
papaya de la variedad Maradol. Para su desinfección se realizó el método siguiente:
Después de seleccionar los frutos en el campo y llevados al laboratorio fueron
lavados con jabón líquido y posteriormente se asperjaron con alcohol al 70 %, dentro
de la cabina de flujo laminar. Después se secaron sobre una servilleta estéril y se
procedió en abrirlos con ayuda de un cuchillo. Las semillas se extrajeron para
posteriormente disectar los embriones cigóticos inmaduros (Posada, 2007).
3.2.5.2. Métodos y técnicas
El efecto del 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D). Los embriones cigóticos extraídos
fueron colocados en tres medios de cultivo constituidos por el medio basal MS, a la
mitad de la concentración, suplementado con tres concentraciones de 2,4-D (1,5 y
10 mg.L-1) (Reyes, 2017).
No. Tratamiento Descripción
1 MS - Básico
2 MS – BAP 1 mg.L-1 3 MS – BAP 2 mg.L -1
34
Se usaron 10 cajas Petri como réplica por tratamiento, con 10 ml de medio de
cultivo y se situaron cuatro grupos de embriones en cada una y estos fueron
ubicados a la oscuridad 25 ± 2 °C durante 6 semanas. Durante este periodo de
tiempo, se evaluó el número de embriones cigóticos que produjeron callo, y
posteriormente se contabilizaron en los que se indujo la formación de embriones
somáticos y el desarrollo de brotes (Gomez, 2007).
3.2.5.4. Medio de cultivo
Se utilizaron tres diferentes tipos de medios de cultivos constituido por el medio
basal MS, a la mitad de la concentración, suplementado con tres concentraciones
de 2,4-D (1, 5 y 10 mg.L-1) y BAP de 1 y 2 mg.L-1, el primero para la inducción de la
embriogénesis y el segundo para la producción óptima de brotes de los embriones
de papaya.
3.2.5.4.1. Preparación
Se realizó de forma manual, con 10 ml de contenido de medio de cultivo sólido en
las cajas Petri.
3.2.5.4. Material genético
Se utilizaron embriones cigóticos obtenido de flores hermafroditas de las platas
andromonoicas de la variedad Maradol.
3.2.5.5. Toma de datos
Los datos fueron obtenidos durante tres meses después de la siembra de los
explantes en los medios de cultivos.
3.2.5.5.1. Variables a evaluarse
Porcentaje de contaminación
35
Se evaluó la presencia de microorganismos presentes en los medios de cultivos
cada 5 días, con la finalidad de poder constatar la contaminación y así tomar
correctivo correspondiente en el caso de realizar una nueva siembra en los cultivos.
Porcentaje de inducción de callogénesis
Se observó la presencia de callos que fueron formados en cada uno de los
diferentes medios de cultivos.
Porcentaje de inducción de ES
En la presente investigación se determinó la cantidad de embriones y brotes que
se formaron en cada uno de los tres diferentes medios de cultivos.
Aspectos de las plantas (coloración y vigor)
Luego de la realización del desarrollo de la presente investigación se analizaron
las características físicas de las plántulas tales como coloración y vigor.
36
4. Resultados
4.1 Selección de plantas andromonoicas
Con base al primer objetivo planteado sobre la escogencia de las plantas madres
andromonoicas, estas fueron seleccionadas tomando en cuenta:
Las características agronómicas, esto en aspecto sano y vigoroso,
fructificación a lo largo del tallo.
Buena producción; frutos lisos, alargados, con pulpa gruesa de color
anaranjado rojizo y sabor agradable.
4.2 Inducción de la callogenésis en embriones cigóticos de papaya Maradol.
A los 18 días después de la siembra se observó la formación de callo en la zona
meristemática del embrión cigótico así mismo se observó un cambio de coloración
de blanco a beige en la fase de su desarrollo. El tratamiento 3 con una concentración
de 2,4-D- 10 mg.L-1 se observó mayor presencia de callogénesis con un porcentaje
del 90 % mientras que en el tratamiento 1 y 2 con una concentración de 2,4-D- 1 y 5
mg.L1, hubo menor presencia de callogénesis, con un porcentaje del 75 y 72 %
respectivamente. Dando como preferencia al tratamiento 3 con respecto a esta
variable. Como se puede observar en la Figura 1.
Se observó un 6,6 % de contaminación fúngica externa, lo que representa dos de
las 30 cajas Petri sembradas, las cuales fueron descartadas.
37
Figura 1. Porcentaje de callogénesis inducido en los tres medios MS suplementados
de 2,4- D en las siguientes concentraciones de 1, 5 y 10mg.L-1.
Garcés, 2019
Tabla 4. Análisis de varianza del método de inducción de callogénesis.
Garcés, 2019
4.3 Inducción de la embriogénesis en embriones cigóticos de papaya
Maradol.
Los presentes resultados fueron tomados durante 30 días después de la siembra,
donde se observó la presencia de embriogénesis en la parte superior de los callos y
durante su desarrollo tuvieron un cambio de coloración de beige-amarillento. En el
tratamiento realizado para el proceso de la inducción de embriones cigóticos, se
obtuvo como resultado que en el tratamiento 1 y 2 con una concentración de 2,4-
D- 1 y 5 mg.L--1 se observó mayor presencia de embriogénesis con un porcentaje del
23 % respectivamente. Mientras que en el tratamiento 3 con una concentración de
75% 72%
90%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
1 mg.L-1 5 mg.L-1 10 mg.L-1
Po
rce
nta
je d
e ca
lloge
nes
is
Concentración de 2,4 D en medio MS
38
2,4-D- 10mg.L 1, hubo menor presencia de embriogénesis, con un porcentaje del 15
%. Dando como preferencia al tratamiento 1 y 2 el mejor ejecutado. Como se puede
observar en la Figura 2.
Se observó un 10 % de contaminación fúngica externa lo que representa 3 de las
30 cajas Petri sembradas las cuales fueron descartadas.
Figura 2. Porcentaje de embriones somáticos inducido en los tres medios de cultivo
MS suplementado de 2,4-D en las concentraciones de 1, 5 y 10mg.L-1
Garcés, 2019
Tabla 5. Análisis de varianza del método de inducción de embriones
somáticos.
Garcés, 2019 4.4 Proceso del desarrollo de los embriones somático de papaya Maradol.
Los presentes resultados fueron tomados durante 10 días después de implantar
los embriones somáticos a su nuevo medio MS suplementado con BAP en
23% 23%
15%
0%
5%
10%
15%
20%
25%
1 mg.L-1 5 mg.L-1 10 mg.L-1
Po
rce
nta
je d
e em
bri
ogé
nes
is
Concentración de 2,4-D en medio MS
39
condiciones de luz, donde se observó el cambio de coloración amarillento a verdosa
de los embriones. Se obtuvo como resultado que en el tratamiento 1 y 3 de MS
Básico y BAP- 2 mg.L-1 respectivamente, hubo mayor cambio de coloración en los
embriones somáticos y se obtuvo un porcentaje del 70 %, mientras que el
tratamiento 2 con una concentración de BAP de 1 mg.L-1 hubo menor presencia de
cambio de coloración con un porcentaje del 60 %. Por lo anterior los tratamientos 1
y 3 resultaron más favorables en la coloración de los embriones. Como se observa
en la Figura 3.
Durante esta fase no hubo ningún tipo de contaminación externa.
Figura 3. Porcentaje del cambio de coloración de los embriones somáticos inducido
en los tres medios de cultivo MS-Básico y suplementado con BAP en las
concentraciones de 1 y 2 mg.L-1.
Garcés, 2019
Tabla 6. Análisis de varianza en la presencia de cambio de coloración de los
embriones.
Garcés, 2019
70%
60%
70%
54%
56%
58%
60%
62%
64%
66%
68%
70%
72%
0 1 mg.L-1 2 mg.L-1
Po
rce
nta
je d
e ca
mb
io d
e co
lora
ció
n d
e lo
s em
bri
on
es s
om
átic
os
Concentración de BAP en medio MS
40
4.5 Proceso de desarrollo de brotes en los embriones somáticos de papaya
Maradol.
Los presentes resultados fueron tomados durante un mes y medio después de
implantar los embriones somáticos a su nuevo medio donde se observó la presencia
de brotes y características de las plántulas tallos de coloración verdosa a verde-
claro. De acuerdo a los resultados el tratamiento 3 con una concentración de BAP-
2 mg.L1 se observó mayor cantidad de brotes con un porcentaje del 50 %, mientras
que en el tratamientos 1 y 2 con una concentración de MS-Básico y BAP 1mg.L-1
hubo menor cantidad de brotes con un porcentaje del 10 y 30 % respectivamente,
dando como preferencia el tratamiento 3 con respecto a los demás. Como se puede
observar en la Figura 4.
En esta fase se observó un 2,7 % de contaminación fúngica externa lo que
representa 1 de los 36 frascos sembrados las cuales fueron descartadas.
Figura 4. Porcentaje de desarrollo de brotes de los embriones somáticos inducido en
los tres medios de cultivo MS-Basico y suplementado con BAP en las
concentraciones de 1 y 2 mg.L-1.
Garcés, 2019
10%
30%
50%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
0 1 mg.L-1 2 mg.L-1
Po
rce
nta
je d
e d
esar
rollo
de
bro
tes
de
los
emb
rio
nes
so
mát
ico
s
Concentración de BAP en medio MS
41
Tabla 7. Análisis de varianza en el desarrollo de brotes de los embriones
somáticos.
Garcés, 2019
42
5. Discusión
Los frutos usados en el proceso de la embriogénesis somática fueron
seleccionados tomando en cuenta las buenas características agronómicas de las
plantas y este aspecto es muy importante en la propagación masiva de plantas
productivas. Según Cornejo (2009), la embriogénesis somática representa la mejor
opción para la propagación masiva del cultivo de papaya pues permite tener un gran
número de plantas andromonoicas en lapsos más breves que en los métodos
tradicionales de micropropagación. Para obtener plantas productivas mediante la
embriogénesis somática, los frutos deben ser obtenidos de plantas andromonoicas
con flores hermafroditas seleccionadas, de esta manera se puede lograr que un alto
porcentaje de las plantas sembradas en el campo produzcan flores hermafroditas y
menor porcentaje de plantas que produzcan frutos redondos no comerciales. Según
Otero (2003), para obtener plántulas de calidad en el proceso de la embriogénesis
somática, los frutos deben provenir de plantas andromonoicas con flores
hermafroditas, de esta manera se logra obtener un 66 % de plantas andromonoicas
y 33 % de plantas femeninas, con esta selección existe la certeza de no tener la
aparición de plantas masculinas no productivas.
La selección de embriones cigóticos de frutos inmaduros de papaya favoreció en
el proceso de la inducción de embriones somáticos, esto nos indica que es de mucha
relevancia iniciar la embriogénesis a partir de estos explantes. Lo anterior ha sido
demostrado por otros autores entre ellos Gallardo (2006), quien utilizó la
embriogénesis somática en la propagación de papaya Maradol.
En el estudio de la inducción de los embriones cigóticos realizados en medio de
cultivo Murashige y Skoog (MS) suplementados con 2,4-Diclorofenoxiacético (2,4-D)
en diferentes concentraciones se obtuvo mayor presencia de callogenesis, con un
43
porcentaje del 90 % en el tratamiento 2,4-D (10 mg.L-1). Estos resultados coinciden
con lo logrado por Gutiérrez (2006), quien observó el mayor porcentaje (90 %) de
callo embriogénico en medios de cultivos suplementados con 10 mg.L-1 de 2,4-D.
En el análisis de embriogénesis, los tratamientos MS suplementados con las
menores concentraciones de 2,4-D, 1 y 5 mg.L-1, presentaron los mayores
porcentajes (23 %, respectivamente). Por otro lado Domínguez (2016), reportó un
76 % de embriogénesis en la variedad de papaya Sunset mediante el uso de una
concentración de 10 mg.L-1. Esto nos indica que concentraciones de 2,4-D entre 1 y
10 mg.L-1 son suficientes para obtener respuesta embriogénica en estos genotipos
de papaya.
Para el proceso de desarrollo de los embriones formados, la adición al medio de
cultivo de BAP a 2 mg.L-1 favoreció la mayor cantidad de brotes con un porcentaje
de 50 %. De igual manera Cascante (2014) mejoró la germinación de embriones
somáticos en presencia de la citocinina BAP en las dosis de 0.4 y 0.6 mg/L-1 con
porcentajes de 40 % y 27 % respectivamente.
44
6. Conclusión
Con base al primer objetivo planteado sobre la escogencia de las plantas
andromonoicas, tomando en cuenta las características agronómicas, esto en
aspecto sano y vigoroso, fructificación a lo largo del tallo, buena producción; frutos
lisos, alargados, con pulpa gruesa de color anaranjado rojizo y sabor agradable, se
garantiza la producción de plantas productivas; y por otro lado, la utilización de
embriones cigóticos como explantes favorece el proceso de inducción de embriones
somáticos.
Se obtuvo un mayor porcentaje de formación de callos embriogénicos al emplear
el medio basal ½ MS suplementado con 10 mg.L-1 de 2,4-D. Sin embargo se alcanzó
un aumento en el número de embriones somáticos en la concentración menor, la
cual dará como resultado un mayor número de brotes producidos.
Se logró un mayor número de brotes verdes cuando los embriones somáticos
fueron implantados en el medio MS suplementado con 2 mg.L-1 de BAP en
condiciones de luz, en comparación con los otros medios de cultivo sin el regulador
de crecimiento o a más bajas concentraciones.
45
7. Recomendación
Es indispensable la selección de plantas andromonoicas con buenas
características al iniciar un programa de producción masiva de plantas mediante la
embriogénesis somática para garantizar que las plántulas obtenidas sean
productivas.
Para la inducción de la embriogénesis somática a partir de embriones cigòticos y
posterior obtención de brotes de la variedad Maradol local es necesario el empleo
de medios de cultivo suplementados con bajas concentraciones de 2,4-D, debido a
que altas concentraciones no beneficia la producción de plantas.
El uso de BAP en concentraciones de 2 mg.L-1 ya que induce y favorece el
desarrollo de brotes aumentando la frecuencia de formación de plántulas con buen
aspecto físico ya sea en su color (tallos de color verdes) y vigor.
46
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9. Anexos
Figura 5. Mapa de ubicación
Garcés, 2019
Figura 6. Reconocimiento de plantas de papaya (Carica papaya) en la finca Carlos
León, Cantón Pedro Carbo, Provincia de Guayas. A: Vista parcial de la
plantación de papaya. B: Selección y recolección de frutos de la planta
madre. C: Parte de la flor hermafrodita de plantas andromonoicas. D:
Frutos inmaduros elongados.
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Figura 7. Extracción de embriones cigóticos en cámara de flujo laminar. A: Fruto
inmaduro cortado longitudinalmente. B: Semillas seleccionadas para la
extracción de embriones. C: Proceso de extracción para su respectiva
siembra en diferentes medios de cultivos suplementados de 2,4-D. D:
Embriones extraídos de las semillas de papaya.
55
Figura 8. Inducción de callogenesis y embriogenesis en condiciones de oscuridad.
A: Embriones recien sembrados. B: Presencia de callogenesis a los 18
dias despues de la siembra. C: inducción de la embriogenesis al pasar 30
dias de su respectiva siembra. D: Desarrollo de callogenesis y presencia
de embriones somaticos.
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Figura 9. Desarrollo de los embriones somáticos en condiciones de luz. A: Cambio
de coloración verdosa en los embriones somáticos. B: Presencia y
desarrollo de brotes. C y D: Plántulas de papaya.
Anexo A
Análisis de Varianzas
Metodo de induccion de Callogenesis
Metodo de Inducción de Embriones
Método de Coloración de Embriones
Metodo de desarrollo de Brotes