cuadernillo de prácticas biología 1º - departamento.us.es · 2 distribuciÓn de las prÁcticas...
TRANSCRIPT
ÍNDICE
Normas para la realización de las prácticas 2
Práctica 1A: El microscopio 3
Práctica 1B: Aislamiento de microorganismos de muestras ambientales 10
Práctica 2: Preparaciones en fresco y tinción simple 14
Practica 3. Niveles morfológicos de organización y división celular (Mitosis) 19
Práctica 4: Morfología y anatomía de cormofitos 30
ANEXOS
ANEXO 1: Normativa de seguridad e higiene en el laboratorio: actuación en caso
de emergencia e instrucciones de evacuación 53
ANEXO 2: Normativa de seguridad e higiene en el laboratorio: manejo de
sustancias químicas y uso de equipos de protección individual 54
2
DISTRIBUCIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE LA ASIGNATURA BIOLOGÍA POR DÍAS PRÁCTICA 1 PRÁCTICA 2 PRÁCTICA 3 PRÁCTICA 4
DÍA 1 LUNES
- Descripción del microscopio. - Observación de preparaciones de microorganismos, cortes y tejidos fijadas y teñidas. - Aislamiento de microorganismos de muestras ambientales.
DÍA 2 MARTES
- Observación de preparaciones en fresco. - Tinción simple de muestras de boca y de yogur y de colonias desarrolladas en placas.
DÍA 3 MIÉRCOLES
Niveles de organización vegetal. Mitosis. Cariotipo y cariograma.
DÍA 4 JUEVES
Morfología y anatomía de plantas vasculares.
DÍA 5 VIERNES EXAMEN
2
NORMAS PARA LA REALIZACIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE BIOLOGÍA 1. Preste atención a las explicaciones de los profesores antes de comenzar el trabajo de
laboratorio. La mayoría de las veces, sus comentarios son complementarios a la información que se incluye en el cuaderno. Tome las notas que crea necesarias y, si lo considera oportuno, realice dibujos que le ayuden a comprender mejor lo explicado.
2. Lea cuidadosamente el cuaderno de prácticas antes de realizarlas y trate de comprender cada
una de ellas. Si tiene alguna duda, pregunte a los profesores. 3. Planifique el trabajo antes de realizarlo. Antes de iniciar una práctica compruebe que dispone
de todo el material necesario. 4. Mantenga la mesa de trabajo libre de objetos personales (ropa, carpetas, bolsos, teléfonos
móviles, etc.). Coloque dichos objetos en las zonas indicadas por los profesores. 5. Utilice siempre bata de laboratorio. La bata protege sus ropas de una contaminación
accidental y de las salpicaduras de los colorantes que se utilizan en el laboratorio o de otros compuestos.
6. No fume ni ingiera alimentos en el laboratorio. No se aproxime pinzas, lápices, papeles u
otros utensilios a la boca. No beba agua contenida en material del laboratorio. 7. Procure que su zona de trabajo esté lo más limpia posible. Para ello, trabaje siempre sobre
los papeles de filtro dispuestos sobre las mesas. Siéntese para trabajar, saldrá todo mejor. 8. El material de desecho debe disponerse en recipientes adecuados para su posterior
descontaminación y limpieza. Es muy importante que coloque cada tipo de material en su contenedor (material biológico, líquidos, vidrio, etc.). No debe tirar por el desagüe los colorantes utilizados en las tinciones sino verterlos en los bidones preparados para tal fin.
9. Tanto en caso de accidente personal (cortes, quemaduras, etc.), como en el caso de rotura de
algún cultivo, caída de éste al suelo o sobre la mesa de trabajo, debe comunicárselo inmediatamente a los profesores responsables de las prácticas.
10. Al finalizar el trabajo, deje recogido todo el material. Compruebe que quedan cerrados
mecheros, grifos y rotuladores y, por ultimo, cada día, antes de abandonar el laboratorio, es aconsejable que se lave, cuidadosamente, las manos con jabón.
3
PRÁCTICA 1A: EL MICROSCOPIO 1. Material - Microscopio. - Aceite de inmersión (aceite de cedro). - Solución desengrasante. - Preparaciones de microorganismos, células y cortes de tejidos, fijadas y teñidas. 2. Objetivos de la práctica 1. Conocer los nombres y la función de cada uno de los componentes del microscopio de campo claro,
así como su manejo. 2. Comprender cómo funciona un microscopio de campo claro. 3. Aprender a enfocar con los dos ojos abiertos puesto que los microscopios son binoculares. 4. Enfocar preparaciones de microorganismos, células o cortes de tejidos, utilizando los objetivos
secos (4X, 10X, 40X). 5. Enfocar preparaciones teñidas de bacterias con el objetivo de inmersión (100X). 3. El microscopio La Microbiología se ocupa generalmente de organismos tan pequeños que el ojo humano no los puede ver a simple vista. Debido a la naturaleza de esta disciplina, el microscopio tiene una importancia crucial; la mayor parte de los conocimientos sobre los microorganismos se han descubierto con microscopios. Por ello, es necesario comprender cómo funciona un microscopio y la forma de preparar adecuadamente las muestras para su examen. Hay dos tipos fundamentales de microscopio: óptico y electrónico. Dentro del primer tipo, se encuentran entre otros, los microscopios de campo claro, campo oscuro, contraste de fases y fluorescencia. En las prácticas se utilizará únicamente el microscopio óptico de campo claro. 3.1. Microscopio óptico Los microscopios creados por los primeros microscopistas eran todos sencillos, es decir, constituidos por una sola lente, denominándose por ello microscopios simples. Los microscopios modernos son todos compuestos, lo que significa que tienen más de una lente, de manera que la imagen aumentada que forma la lente del objetivo es ampliada por la lente del ocular. 3.1.1. Lentes y desviación de la luz Para comprender cómo funciona un microscopio óptico, es preciso entender la forma en la que las lentes desvían y enfocan la luz para formar imágenes. Cuando un rayo de luz pasa de un medio a otro, se produce el fenómeno conocido como “refracción de la luz”, es decir, el rayo se desvía en la interfase. Debido a este fenómeno, cuando introducimos un lápiz en un vaso con agua, da la impresión de que el lápiz está doblado. Cada medio tiene un índice de refracción determinado. El índice de refracción es una medida de la intensidad con que una sustancia disminuye la
4
Normal Normal
Aire
Aire
Rayo de luz emergente
Rayo de luz incidente
Vidrio
n = 1,52
n = 1 (n = índice de refracción)
velocidad de la luz; la dirección y la magnitud de la desviación se determinan por los índices de refracción de los dos medios que forman la interfase. Así, cuando la luz pasa del aire al vidrio, un medio con un índice de refracción superior, disminuye su velocidad y se desvía hacia la normal, una línea imaginaria perpendicular a la superficie. A medida que la luz deja el vidrio para volver al aire, un medio con un índice de refracción inferior, acelera su velocidad y se desvía de la normal. En consecuencia, un prisma desvía la luz porque la luz incide sobre su superficie en ángulo y el vidrio tiene un índice de refracción diferente al aire. Las lentes actúan como un conjunto de prismas que funcionan como una unidad. Cuando la
fuente de luz está alejada, de forma que los rayos de luz inciden paralelos sobre la lente, una lente convexa enfocará estos rayos en un punto específico, llamado foco o punto focal (F). La
distancia entre el centro de la lente y el punto focal se denomina distancia focal (f). La potencia de una lente está relacionada con la distancia focal. Una lente con una distancia
focal corta aumentará más un objeto que otra lente con una distancia
focal más larga. La lente 1 producirá más aumento.
3.1.2. Microscopio de campo claro Se denomina así a este microscopio porque forma una imagen oscura sobre un fondo claro. Está formado por un cuerpo o soporte de metal compacto, compuesto por una base y un brazo, donde se fija el resto de las partes. En la base se sitúa la fuente de luz. Idealmente, un microscopio debe ser parafocal, es decir, que mantenga la imagen enfocada al cambiar el objetivo. 3.1.2.1. Componentes del microscopio de campo claro Ocular: lente situada cerca del ojo del observador que amplía la imagen del objetivo (10 ó 15 aumentos 10X ó 15X). Cabezal: contiene los sistemas de lentes oculares; aunque puede ser monocular la mayoría son binoculares.
Lente Foco o punto focal
Distancia focal
F
f
Lente 1
Lente 2
F1
f2
F2
f1
5
Microscopio óptico (vista lateral izquierda)
Diafragma
Condensador
Ocular
Objetivos
Portaobjetivos
Brazo
Platina
Pie o base
Foco (lámpara)
Cabezal
Tornillo para mover el condensador
Pinzas
Conexión eléctrica
Macrométrico
Micrométrico
7
Portaobjetivos (revólver): contiene los sistemas de lentes objetivos (de 3 a 5); al girar permite cambiar los objetivos. Objetivo: lente situada cerca de la preparación ampliando la imagen de ésta (4X, 10X, 40-45X, 90-100X). Platina: lugar donde se deposita la preparación; está situada hacia la mitad del brazo. Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación, enfocando un cono de luz sobre el portaobjetos. Se monta dentro o por debajo de la platina y puede ser fijo o ajustarse verticalmente. Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador. Fuente de luz: lámpara o foco que dirige los rayos luminosos hacia el condensador. Soporte: mantiene la parte óptica; tiene dos partes, el pie o base y el brazo. Tornillos de enfoque: de ajuste grueso o macrométrico, que aproxima el enfoque y de ajuste fino o micrométrico, que consigue nitidez. Los tornillos se sitúan en el brazo y pueden mover la platina hacia arriba y hacia abajo para enfocar la imagen. Tornillo para desplazar verticalmente el condensador (en aquellos microscopios que lo poseen): permite acercar o alejar el condensador de la preparación. Pinzas: sujeta el portaobjetos. Tornillos para mover las pinzas: permiten desplazar las pinzas junto con el portaobjetos hacia adelante, atrás, izquierda o derecha. 3.1.3. Aumento y resolución de un microscopio El aumento total se calcula multiplicando los aumentos del objetivo y del ocular. Por ejemplo, un objetivo de 40X y un ocular de 10X dan un aumento de 400. El aumento máximo que consiguió Leeuwenhoek fue de unos 270. La resolución o poder de resolución es la capacidad de una lente para separar o distinguir entre objetos pequeños que están muy próximos. La distancia mínima (d) entre dos objetos que permite distinguirlos como entidades separadas, está determinada por la ecuación de Abbé: d = λ/2 AN, donde λ es la longitud de onda de la luz empleada y AN es la apertura numérica. Al disminuir d, aumenta la resolución y el detalle con el que se distingue una muestra. La luz del espectro visible con una longitud de onda menor es la azul (400-500 nm). Normalmente, se emplean microscopios con luz azul o azul-verdosa (450-530 nm). La apertura numérica es una característica propia de la lente y viene definida en función del índice de refracción del medio en que se encuentra la lente (n) y del ángulo θ, que se define como la mitad del ángulo del cono de luz que entra en un objetivo, según la fórmula AN = n sen θ. Como el índice de refracción del aire es 1 y sen θ no puede ser superior a 1 (el
8
Objetivo
Bajo aumento
Gran aumento
De inmersión en aceite
De rastreo o lupa Propiedad
Aumento X4 X10 X40-45 X90-100 Apertura numérica 0,1 0,25 0,55-0,65 1,25-1,4 Distancia focal (f) 40 mm 16 mm 4 mm 1,8-2 mm Distancia de trabajo 17-20 mm 4-8 mm 0,5-0,7 mm 0,1 mm Poder de resolución con luz azul (450 nm) 2,3 m 0,9 m 0,35 m 0,18 m
máximo de θ es 90º, y sen 90 es 1), ninguna lente que funcione en el aire puede tener una apertura numérica superior a 1. La única forma de incrementarla por encima de 1 y conseguir una resolución mayor, es aumentando el índice de refracción del medio (el aire en este caso). 3.1.3.1. Objetivo de inmersión en aceite Si se sustituye el aire por aceite de inmersión, generalmente aceite de cedro, un líquido viscoso e incoloro con el mismo índice de refracción del vidrio (1,52), muchos rayos de luz que no pueden penetrar el objetivo debido a la reflexión y refracción en la superficie de la lente del objetivo, podrían hacerlo. Con ello se consigue aumentar la apertura numérica y la resolución. El máximo poder de resolución de un microscopio con un objetivo de inmersión en aceite (AN = 1,25) y con luz azul (450 nm) sería de 180 nm. Esto quiere decir que, en el mejor de los casos, un microscopio de campo claro puede
distinguir entre dos puntos separados por, aproximadamente, 0,2 µm, el tamaño de una bacteria pequeña (micoplasma). La distancia de trabajo de un objetivo es la distancia entre la superficie frontal de la lente y la superficie del cubreobjetos o de la muestra cuando está bien enfocada. Los objetivos con una apertura numérica y un poder de resolución
elevados tienen distancias de trabajo cortas. La mayoría de los microscopios ópticos de campo claro actuales consiguen aumentos de 1.000 ó 1.500 con aceite de inmersión. Cualquier aumento superior a éste no ofrece una observación más detallada. Se podría construir un microscopio óptico para producir un aumento final de 10.000X, pero sería simplemente como aumentar un borrón. En la siguiente tabla se comparan las propiedades de los objetivos del microscopio de campo claro: 4. Observación al microscopio El microscopio óptico de campo claro permite examinar los microorganismos sin teñir, normalmente vivos, en las denominadas preparaciones en fresco, en las que se reduce la luminosidad del campo de visión para aumentar el contraste, con la ayuda del condensador y el diafragma, o bien teñidos mediante colorantes, normalmente muertos tras el proceso de fijación, en lo que se denominan tinciones.
9
5. Normas generales para la observación de las preparaciones con el microscopio óptico 1. Encender el microscopio y colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas.
Con ayuda de los tornillos, desplazar la preparación hasta que la extensión se sitúe en el centro de la luz concentrada por el condensador.
2. Si se va a observar una preparación teñida, comprobar que el condensador está elevado y el
diafragma abierto. Si se va a observar una preparación en fresco, el condensador debe estar bajo y el diafragma semicerrado.
3. Como el microscopio es binocular, ajustar la distancia entre ambos oculares de manera que la
visión sea cómoda utilizando ambos ojos. Para compensar las diferencias ópticas entre el ojo izquierdo y el derecho, girar los oculares hasta que la imagen sea más clara. Se aconseja a aquellas personas que llevan gafas, se acostumbren a prescindir de ellas para enfocar las preparaciones.
4. Si va a utilizar el objetivo de inmersión, mirando el microscopio de frente, subir la platina hasta
que el objetivo de inmersión se sumerja en el aceite de cedro y tome contacto con la preparación. Hay que ser extremadamente cuidadoso al realizar esta operación ya que algunos microscopios no tienen tope y se puede romper el portaobjetos y dañar la lente del objetivo.
5. Enfocar la preparación bajando lentamente la platina (nunca enfocar subiendo la platina).
Utilizar el tornillo macrométrico para el ajuste grosero (rápido) y llevar la preparación al enfoque final con el tornillo micrométrico. El micrométrico debe emplearse únicamente para conseguir nitidez una vez enfocada la preparación con el macrométrico.
6. Visualizar distintos campos de la preparación, hasta encontrar uno que sea adecuado. Observar
cuidadosamente cada preparación realizando las anotaciones y dibujos que considere necesarios.
7. Una vez finalizada la observación, debe retirarla cuidadosamente y depositarla en la caja
correspondiente. 8. Desconectar el microscopio, limpiar el objetivo de inmersión si lo ha utilizado (y todas las
zonas que hayan quedado manchadas con aceite de inmersión) empleando un papel suave impregnado en solución desengrasante y cubrir el microscopio con su funda.
10
PRÁCTICA 1B: AISLAMIENTO DE MICROORGANISMOS DE MUESTRAS AMBIENTALES (SUELO, AIRE Y DE DISTINTAS ZONAS DEL LABORATORIO) 1. Material - Placas de Petri con Agar común. - Hisopos estériles. - Tubos con solución salina estéril. - Rotulador. - Una muestra de suelo. 2. Objetivos de la práctica 1. Aprender técnicas de aislamiento de microorganismos. 2. Poner de manifiesto la presencia de microorganismos en ambientes diversos y objetos inanimados. 3. Observar el crecimiento de los microorganismos en medio de cultivo sólido. 4. Establecer diferencias en cuanto a cantidad de microorganismos presentes en diferentes ambientes u
objetos según el mayor o menor tránsito de personas. 5. Constatar que muchos de los microorganismos que se encuentran sobre objetos inanimados,
proceden de la microbiota humana, especialmente la de la piel. 6. Comparar la abundancia y diversidad de microorganismos de estas muestras de objetos
frecuentemente tocados por las personas con las de otras muestras ambientales, como el suelo y el aire.
3. Los microorganismos en el medio ambiente Los microorganismos ocupan prácticamente todos los hábitats del planeta, incluyendo sistemas de agua dulce, mares, suelos, aire, otros organismos vivos (plantas y animales), objetos inanimados, etc. Sin embargo, en los ambientes naturales no es frecuente encontrar un solo tipo de microorganismo. Por el contrario, lo que encontramos frecuentemente son comunidades microbianas. En particular, es interesante conocer qué microorganismos están presentes en un hábitat determinado, cultivarlos y aislarlos -cuando sea posible-, e identificarlos. En sitios con una gran actividad humana, especialmente en aquellos lugares donde se concentra o transita un elevado número de personas, resulta relativamente fácil detectar la presencia de microorganismos. Si la búsqueda se realiza a partir de objetos o sitios que son “tocados” por seres humanos, es muy probable que se puedan detectar y aislar microorganismos que forman parte de la microbiota humana, ya sea de forma permanente o transitoria. Se denomina microbiota humana al conjunto de microorganismos que se establecen en alguna localización del cuerpo humano ya sea de forma permanente, durante muchos meses o años, o de forma transitoria, durante días, semanas o algunos meses. No obstante, no todos los microorganismos que se encuentran formando parte de esta microbiota son capaces de resistir y multiplicarse en cualquier ambiente, por lo que no siempre es posible aislarlos. Algunos de estos microorganismos requieren unas condiciones de cultivo especiales, bien sea por su dependencia del oxígeno o por su intolerancia al mismo o por los requerimientos nutritivos que necesitan para su metabolismo. Sin embargo, muchos de ellos son capaces de crecer en medios de cultivo sencillos que pueden preparase en cualquier laboratorio de microbiología básico.
En esta práctica, se pretende detectar la biodiversidad y ubicuidad de los microorganismos en diferentes muestras ambientales, concretamente, muestras de aire, suelo y de zonas del laboratorio frecuentemente tocadas por las personas. Para ello se van a sembrar estas muestras en un medio de cultivo sólido (agar común), y tras la incubación correspondiente, se van a ver los distintos tipos de microorganismos que aparecen en las placas.
11
4. Lugares y objetos del laboratorio donde se recogerán las muestras 1. Superficie de las mesas del laboratorio 2. Grifos del laboratorio 3. Teléfono 4. Ordenadores (ratón, espaciador del teclado, etc.). 5. Tirador de la puerta. 4.1. Procedimiento para la toma de muestra Los alumnos dispondrán de una placa con medio de cultivo estéril, un tubo con solución salina estéril, un hisopo también estéril y un rotulador. Tomarán la muestra de la siguiente manera: 1. Una vez en el lugar exacto donde se ha de tomar la muestra, se procederá a destapar el tubo con solución salina y el hisopo. 2. A continuación, se introducirá el hisopo en la solución salina y se empapará, escurriéndolo después ligeramente sobre la pared del tubo. 3. Seguidamente, se pasará el hisopo por la superficie elegida, rotando el hisopo por la misma a medida que se va extendiendo y tomando la muestra. 4. Por último, se procederá a sembrar la placa, que será abierta exclusivamente en este momento y tapada de nuevo en cuanto finalice este proceso. La tapa de la placa debe permanecer siempre en la mano de uno de los alumnos y sin tocar la parte interna de la misma. 5. Para realizar la siembra adecuadamente, basta con pasar el hisopo por la superficie del agar repetidas veces, rotando el mismo para descargar toda la muestra recogida.
12
Se recomienda realizar tres siembras (tomando inóculo una sola vez) rotando la placa 60 grados, aproximadamente cada vez, según indica el esquema. 6. Una vez sembrada, se rotulará la placa en el borde de la base con las iniciales del nombre y apellidos de alguno de los miembros del grupo a fin de que pueda ser identificada tras la incubación. 7. Las placas serán incubadas a 37º C durante 24 horas. 5. Muestra de aire El procedimiento para sembrar la muestra consiste simplemente en dejar expuestas las placas de medio agar común al aire durante un tiempo determinado, con el objeto de que los microorganismos que se encuentran en las partículas de polvo o en aerosoles en el ambiente, entren en contacto con la placa, efectuándose así la siembra de la misma. 1. Abrir la placa de agar común y dejarla expuesta al aire durante 1-2 horas (hacerlo al principio de la práctica para poder exponerlas al ambiente durante al menos 2 horas). 2. Cerrar la placa. Rotular la placa en el borde de la misma con las iniciales del nombre y apellidos de alguno de los miembros del grupo a fin de que pueda ser identificada tras la incubación. 3. Incubar en la estufa a 37ºC durante 24 horas. 6. Muestra de suelo El suelo alrededor de las plantas tiene gran cantidad de microorganismos, como consecuencia de que las raíces de las plantas exudan sustancias (azúcares, aminoácidos, ácidos grasos, compuestos aromáticos, etc.), que se denominan exudados radiculares. Estos compuestos atraen una gran población microbiana, ya que pueden ser utilizados por las bacterias como nutrientes. El procedimiento para la preparación de la muestra de suelo se indica a continuación. 1. Tomar una cucharada de suelo y colocarlo en un tubo estéril. 2. Añadir 10 mL de solución salina. 3. Agitar vigorosamente durante al menos 15-20 segundos con objeto de disgregar las partículas de suelo y liberar los microorganismos adheridos a las mismas. 4. Dejar decantar la suspensión durante unos 10 minutos. 5. Tomar un hisopo estéril, abrir el precinto e introducir el hisopo en la suspensión del suelo (en el líquido superior sin tocar el fondo). Sembrar la muestra en una placa de agar común, para lo cual se
13
desliza el hisopo por toda la superficie del medio haciendo muchas estrías muy juntas. Girar el hisopo y la placa unos 60º y repetir la siembra. Volver a girar la placa y hacer las estrías una tercera vez. 6. Una vez sembrada, se rotulará la placa en el borde de la base con las iniciales del alumno. 7. Cerrar la placa en incubar en la estufa a 37ºC durante 24 horas. 7. Lectura de las placas Transcurrido el periodo de incubación, se observarán las placas detectando la presencia de colonias o crecimiento de microorganismos. Es probable la observación de colonias de bacterias y levaduras y el crecimiento de hongos. Observar las diferentes morfologías obtenidas a partir de las diferentes muestras, comparando los microorganismos de las muestras ambientales (de aire y suelo) con los que aparecen en las zonas del laboratorio frecuentemente tocadas por personas, y que deben corresponder a microbiota normal humana.
aire ordenador suelo
14
PRÁCTICA 2: PREPARACIONES EN FRESCO Y TINCIÓN SIMPLE 1. Material - Microscopio. - Cultivo bacteriano. - Suspensión de yogur. - Cristal violeta. - Asa de siembra estéril. - Portaobjetos. - Cubreobjetos. - Pinzas. - Bote con agua de grifo. - Cristalizador y paralelas. - Aceite de inmersión (aceite de cedro). - Solución desengrasante. - Rotulador. 2. Objetivos de la práctica 7. Aprender a montar preparaciones en fresco de bacterias. 8. Enfocar preparaciones en fresco de bacterias con el objetivo 40X. 9. Distinguir el pequeño tamaño de las bacterias (y si es posible su movimiento) en las preparaciones
en fresco en comparación con las preparaciones teñidas. 10. Aprender la técnica de las tinciones mediante el empleo de la tinción simple. 11. Observar bacterias y células epiteliales a partir de una preparación teñida de una muestra de
boca. 12. Observar bacterias a partir de una preparación teñida de una muestra de yogur. 13. Observar bacterias a partir de muestras ambientales (aire y suelo) y de la mucosa faríngea. 3. Preparaciones “en fresco” Las preparaciones “en fresco” (sin teñir) se utilizan para la observación de la movilidad bacteriana, así como para la observación de la morfología de otros microorganismos de mayor tamaño, tales como levaduras, mohos, protozoos o algas microscópicas. 3.1. Observación de la movilidad bacteriana entre porta y cubre 3.1.1. Técnica 1. Utilizar un cultivo bacteriano líquido. 2. Con la ayuda de un asa de plástico estéril, depositar una gota del cultivo sobre el portaobjetos.
No hacer nunca una extensión, pues las células pueden perder sus flagelos. Evitar las agitaciones vigorosas de los cultivos.
3. Colocar sobre la preparación un cubreobjetos
perfectamente limpio. Apoyar un lado del cubreobjetos sobre el portaobjetos. Ir inclinándolo hacia la preparación hasta dejarlo caer suavemente sobre la muestra. No comprimir.
15
4. Inmediatamente, observar con objetivo de 40X (a veces es conveniente comenzar con un objetivo de menor aumento, 4X ó 10X, y pasar luego al de 40X). El condensador debe estar bajo y el diafragma semicerrado (al no estar las células teñidas y debido al poco contraste que hay entre dichas células y el medio, la observación resulta difícil y un exceso de luz la hace aún más ardua).
5. Si es posible, distinguir el movimiento debido a flagelos (caótico e irregular), del movimiento
debido a las corrientes (todas las células se desplazan en la misma dirección) y del movimiento browniano que toda partícula de pequeño tamaño presenta cuando se encuentra en suspensión (movimiento vibratorio e irregular alrededor de un punto).
Al concluir, depositar la preparación en los contenedores destinados al material de vidrio. 4. Recomendaciones generales para realizar una tinción 1. Marcar con un rotulador cada portaobjetos a fin de identificar la tinción. Marcar por el lado
opuesto a la preparación, para evitar que las letras se borren durante la tinción. 2. La extensión se hará directamente de los cultivos líquidos. Con la ayuda de un asa de plástico estéril, tomar una gota o dos del cultivo líquido y extenderlas sobre la superficie del portaobjetos. La extensión debe tener aproximadamente 1 cm
2.
3. Dejar secar totalmente las extensiones, preferiblemente a temperatura ambiente. 4. Las células teñidas deben parecerse lo más posible a las vivas. Por ello, deben fijarse. La
fijación es el proceso por el que se conservan y mantienen (fijan) en su posición las estructuras internas y externas de las células microbianas; además, inactiva enzimas que podrían alterar la morfología celular y endurece las estructuras celulares para que no cambien durante el proceso de tinción ni de observación. Durante la fijación el microorganismo se destruye y se adhiere (fija) firmemente al portaobjetos.
5. Existen dos formas de realizar la fijación: mediante
calor (llama de mechero) o con productos químicos. 6. Para fijar una preparación con calor, se pasa el
portaobjetos, por el lado opuesto a la preparación, por encima de la llama de un mechero. Son suficientes dos o tres pases rápidos. Para evitar quemaduras se pueden utilizar las pinzas.
7. Una vez fijada, colocar la preparación en las paralelas sobre el cristalizador. Añadir el colorante
a los portaobjetos de uno en uno. 8. Los colorantes empleados en microbiología tienen dos características en común: poseen grupos
cromóforos (grupos con dobles enlaces conjugados que dan el color) y pueden unirse a las células mediante enlaces iónicos, covalentes o hidrófobos.
16
9. Los colorantes ionizables se pueden dividir en dos clases en función de su grupo cargado: básicos (son catiónicos o tienen grupos cargados positivamente por lo que se unirán a moléculas o estructuras celulares cargadas negativamente como ácidos nucleicos, proteínas, o la superficie bacteriana). Ejemplos: cristal violeta, azul de metileno, fucsina básica, safranina, verde malaquita; y ácidos (son aniónicos o poseen grupos cargados negativamente por lo que se unen a moléculas o estructuras cargadas positivamente). Ejemplos: eosina, rosa de bengala, fucsina ácida.
10. En la tinción, los colorantes deben
cubrir sólo la superficie de la extensión. Los lavados con agua (de grifo) deben ser abundantes. Los secados finales deben realizarse al aire colocando el portaobjetos verticalmente (apoyado en alguna superficie) sobre el papel de filtro.
11. Comprobar que los rótulos no se han
borrado. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X).
5. Tinción sencilla o simple Se denomina así porque se emplea un único colorante. Permite determinar el tamaño, la forma y las agrupaciones a las que de lugar la bacteria. También se utiliza para teñir otros microorganismos o células. 5.1. Técnica 1. Extensión. 2. Desecación. 3. Fijación con calor. 4. Colorante: cristal violeta u otro colorante básico, 1 minuto. 5. Lavado con agua de grifo. 6. Dejar secar y observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X). 6. Observación de bacterias y células epiteliales en muestras de boca En la boca existe una microbiota muy abundante tanto cualitativa como cuantitativamente. Hay microorganismos en la saliva, en los dientes, en la lengua, en el paladar, etc. Algunos de estos microorganismos intervienen en la formación de la placa dental, produciendo, en ocasiones, caries. Esto se debe a que tienen la capacidad de adherirse firmemente al esmalte dental y una vez que colonizan la superficie del diente son muy difíciles de erradicar.
Una de estas bacterias, Streptococcus mutans, se encuentra en la boca de casi todas las personas y se convierte en un potente inductor de caries porque degrada la sacarosa de la dieta en glucosa y fructosa. La fructosa la utiliza para su propio crecimiento, pero la glucosa la emplea para sintetizar un polímero (glucano). El glucano constituye una especie de red o malla que junto con la gran población de bacterias que Placa dental
17
hay en la boca y los residuos orgánicos, forman la placa dental que se adhiere tan firmemente a la superficie de los dientes que la saliva no puede eliminarla.
Por otra parte, como producto final de la fermentación de la glucosa, se forma ácido láctico que daña el esmalte del diente. Cuando la sacarosa se agota, la saliva neutraliza la acidez, pero si ésta persiste o es muy frecuente, el daño no puede reparase de forma eficaz y se produce la caries. Si la caries afecta al interior del diente éste se pudre a menos que se empaste. 6.1. Procedimiento 1. Con la ayuda de un asa de plástico estéril raspar la superficie de los dientes y depositar la
muestra en un portaobjetos. Opcionalmente, se pueden tomar también otros tipos de muestras: raspado de lengua, raspado del paladar, saliva o raspado de cara interna de las mejillas.
2. Si la muestra es líquida no es necesario añadir agua al portaobjetos. Si no es así, extender la
muestra sobre una gota pequeña de agua (la gota se recoge vertiendo agua del bote sobre el asa encima del cristalizador).
3. Dejar secar y realizar una tinción simple. 4. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X). 6.2. Resultado
En la tinción sencilla de la muestra de boca se comprobará la presencia de células epiteliales y de bacterias (bacilos y cocos). 7. Detección de la presencia de bacterias lácticas en muestras de yogur El yogur es una leche fermentada obtenida por la acción de dos bacterias lácticas sobre la leche, a la temperatura de 45ºC, Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus y Streptococcus thermophilus.
Las características propias del yogur se deben al crecimiento en la leche de estas dos bacterias, que son responsables de la acidificación del medio, las propiedades organolépticas y el desarrollo de la textura adecuada.
Según la legislación española (Real Decreto 874/87, de 30 de abril de 1987), y al igual que
ocurre en el resto de Europa, el yogur debe estar producido por L. delbrueckii subsp. bulgaricus y S. thermophilus, y no es sólo por una cuestión legal, sino porque los compuestos que condicionan el sabor son el resultado del metabolismo de estos microorganismos sobre la lactosa: la fermentación láctica homofermentativa, en la que un 90% del producto de la fermentación de la lactosa es el ácido láctico. A consecuencia de la acidificación de la leche se produce la coagulación (pH 4,6). Este proceso se detiene por enfriamiento del producto a una temperatura inferior a los 10ºC. 7.1. Procedimiento 1. A partir de una muestra homogeneizada de yogur (presentada en una placa Petri) hacer una
extensión con un asa sobre un portaobjetos. 2. Dejar secar y realizar una tinción simple. 3. Observar al microscopio con objetivo de inmersión (100X).
18
7.2. Resultado
En la tinción sencilla de la muestra de yogur se comprobará la presencia de Lactobacillus y Streptococcus, bacilos y cocos en cadena, respectivamente.
8. Observación de bacterias a partir de colonias aisladas en medios de cultivo con agar (de muestras ambientales de aire, suelo y zonas transitadas de la facultad) 8.1. Procedimiento Realizar una tinción sencilla a partir de colonias morfológicamente diferentes de las muestras ambientales. Para ello, utilizar el mismo procedimiento que se ha descrito en el apartado 5.1. 8.2. Resultado Observar las tinciones al microscopio con el objetivo 100x y aceite de inmersión. En la tinción sencilla de las muestras ambientales observar los tipos de morfologías y agrupaciones que aparecen (cocos, bacilos, levaduras) en las diferentes muestras, y comparar las muestras de suelo y aire con las muestras que pueden contener microbiota normal humana.
Lactobacillus bulgaricus Streptococcus thermophilus
PRÁCTICA 3: NIVELES MORFOLÓGICOS DE ORGANIZACIÓN Y
DIVISIÓN CELULAR (MITOSIS)
1. OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA:
Conocer la complejidad de los organismos vegetales, desde los más
sencillos, que están formados por una sola célula, hasta los Cormofitos que
son las plantas mas complejas.
Observar los principales tipos morfológicos que existen.
Observar las distintas fases de la mitosis.
Aprender a estudiar un cariotipo y realizar un cariograma.
Los organismos vegetales más simples están constituidos por una sola célula (son
unicelulares) y los más complejos por millones de células (son pluricelulares). Entre
unos y otros hay muchos tipos morfológicos, unos son muy sencillos, microscópicos
y normalmente acuáticos y a partir de ellos, y en el transcurso de la evolución, se
han ido complicando hasta formarse otros muchos más complejos, macroscópicos y
terrestres, que son los vegetales superiores (los que normalmente vemos en el
campo o en los jardines).
Vamos a ver dentro de cada uno de los niveles de organización, los principales tipos
morfológicos:
2.1 NIVEL 1 - PROTOFITOS. Organismos generalmente acuáticos, formados por
una sola célula o por varias unidas por una especie de gelatina, donde cada una de las
células funciona independiente de las otras.
Podemos distinguir los siguientes tipos
morfológicos:
A) Unicelulares Procariotas: formados
por una sola célula, sin núcleo, ni
orgánulos citoplasmáticos (cloro-
plastos, mitocondrias, retículo
endoplasmático, etc.).
B) Unicelulares Eucariotas: formados por una sola célula, con núcleo y orgánulos
citoplasmáticos (cloroplastos, mitocondrias, etc.).
2. NIVELES MORFOLÓGICOS DE ORGANIZACIÓN
19
C) Cenobios: formados por varias
células unidas por gelatina. Cada
célula funciona independiente del
resto, pudiendo disgregarse.
2.2 NIVEL 2 - TALOFITOS. Organismos más complejos, generalmente acuáticos,
constituidos por 2 ó más células, entre las cuales hay intercambio de sustancias a
través de plasmodesmos, y por ello funcionan todas como una unidad.
Son pues seres PLURICELULARES.
Las células pueden ser todas iguales y
con las mismas funciones o bien están
diferenciadas, unas forman el cuerpo
del organismo (células vegetativas) y
otras se especializan en la reproducción
(células reproductoras). Generalmente
al cuerpo de estos organismos se le
llama TALO.
20
Podemos distinguir los siguientes tipos morfológicos:
D) Colonias: formadas por 2 a 50.000 células. Pueden ser planas o esféricas. Son
microscópicas.
E) Filamentos celulares tabicados y
simples: cadenas de células situadas unas a
continuación de otras, todas en un plano.
Son microscópicos.
G) Filamentos cenocíticos o sifonados: Son como
tubos alargados con muchos núcleos, cada uno de
ellos tiene sus correspondientes orgánulos
citoplasmáticos, pero no hay tabiques que los
separen. Son planos y pueden ser simples o
ramificados. Son microscópicos.
F) Filamentos celulares tabicados y ramificados: Son cadenas de células en
un plano, de las que salen cadenas laterales. Son microscópicos.
21
H) Láminas u organismos
laminares: organismos planos
formados por muchos filamentos
celulares paralelos y unidos
lateralmente. Son microscópicas o
macroscópicas.
I) Plecténquima: organismos con distintas formas, con volumen, formados por
filamentos dispuestos en las tres direcciones del espacio, entrelazados y unidos por
una sustancia compactante. Son macroscópicos.
J) Pseudoparénquima: organismos más complejos, con distintas formas, con volumen,
formados por filamentos dispuestos en las tres direcciones del espacio, entrelazados y
soldados por las paredes celulares. Tienen siempre las células diferenciadas en C.
vegetativas y C. reproductoras. Además en las C. vegetativas aparece otra
diferenciación celular, las células externas son de pequeño tamaño, tienen las paredes
muy gruesas y son protectoras y las células internas son de mayor tamaño y acumulan
sustancias de reserva. Son macroscópicos.
22
K) Talos Hísticos: son los talofitos más complejos que existen. Pueden tener
distintas formas, son organismos con volumen, formados por muchas células
dispuestas en las tres direcciones del espacio que todas se forman por división
de una o varias células iniciales y están diferenciadas en C. vegetativas y C
reproductoras. Las C. vegetativas están diferenciadas en varios tipos distintos,
células protectoras, células de almacenamiento, y a veces también células
conductoras.
Externamente están divididos en tres partes, una que esta dentro del substrato y
ancla el organismo que son los RIZOIDES (formados por una célula o por un
filamento de células), y dos partes fuera del substrato, el CAULOIDE que es
más o menos cilíndrico y el FILOIDE que es aplanado y está a continuación del
cauloide. Son macroscópicos.
2.3 NIVEL intermedio entre Talofitos y Cormofitos (los veremos a continuación)
- BRIOFITOS. Organismos terrestres, pluricelulares, de pequeño tamaño,
macroscópicos. Son muy parecidos a los talos hísticos en cuanto a constitución,
diferenciación celular y forma externa..
2.4 NIVEL 3 - CORMOFITOS. Organismos terrestres, pluricelulares, de tamaños
diferentes (hasta de más de 100 m de longitud), macroscópicos, con volumen, que
están divididos externamente en tres ÓRGANOS: RAÍZ, TALLO Y HOJA. Estos
tres órganos constituyen el CORMO. La raíz es un órgano vegetativo y subterráneo,
sirve para anclar la planta y absorber agua y sales minerales del suelo. El tallo es un
órgano vegetativo y aéreo, sostiene las hojas, normalmente se divide en ramas,
algunas de ellas se especializan en la reproducción (FLORES). Las hojas son
vegetativas y planas, realizan la fotosíntesis y la transpiración. Estos tres órganos
están formados por TEJIDOS.
23
Externamente también están
divididos en tres parte: RIZOIDES
(formados por una célula o por un
filamento de células) que sirven para
sujetarse al substrato, CAULIDIO
parte cilíndrica y aérea sobre la que se
disponen los FILIDIOS (estructuras
planas, verdes, formadas por una capa
de células). También al cuerpo de estos
organismos se le llama TALO.
Caulidio
Filidios
Rizoides
Rizoides
Cauloide
Filoide
UN TEJIDO es un conjunto de células que tienen una morfología
definida y una función especial
Estos organismos presentan dos grandes grupos de tejidos: Los Meristemos o
Tejido meristemático (que se encuentran en el ápice de la Raíz y del Tallo) y
los Tejidos Adultos (que forman el resto de la raíz, tallo y hoja). Los
Meristemos están formados por células vivas, más o menos esféricas, pequeñas,
de paredes delgadas, situadas unas al lado de otra, con núcleos grandes, que
tienen gran capacidad de división. Al dividirse cada una de las células
meristemáticas por mitosis, forman 2 células hijas, una sigue meristemática y la
otra se diferencia (adquieren otra forma y una función especifica) y constituyen
los tejidos adultos. Estos Tejidos Adultos están formados por células vivas o
muertas, poliédricas, grandes, con paredes normales o gruesas y están separadas
dejando entre ellas espacios intercelulares. Las células de los tejidos adultos se
dividen poco o no se dividen.
Los principales tejidos adultos son: el tejido fundamental o PARÉNQUIMA
que forma la mayor parte de los tres órganos; Los tejidos PROTECTORES
que recubren cada uno de los órganos; los tejidos CONDUCTORES (Floema
y Xilema) que transportan sustancias desde la raíz hasta las hojas y viceversa;
los tejidos MECÁNICOS o de SOSTÉN que dan consistencia y resistencia al
vegetal.
2.5 APLICACIÓN DE LOS CONOCIMIENTOS ADQUIRIDOS
Analizar las muestras 1-11 y decir de cada una de ellas: si son
microscópicas o macroscópicas, unicelulares o pluricelulares, si son planos
o tienen volumen, el nivel de organización al que pertenecen y el tipo
morfológico de organismo.
24
3.1 LA MITOSIS
Es la división del núcleo que origina dos núcleos hijos idénticos genéticamente,
e iguales al núcleo de la célula original. A continuación se divide el citoplasma, por
lo que se obtienen dos células.
3. DIVISIÓN CELULAR: MITOSIS
En las células de los meristemos (tejidos
de crecimientos) que tienen una alta
capacidad de dividirse mediante mitosis.
Como se ha mencionado anteriormente,
estos tejidos están formados por células
isodiamétricas con paredes delgadas,
núcleos grandes, nucleolos bien
desarrollados y orgánulos citoplasmático
poco diferenciados.
¿En qué células se pueden observar la mitosis?
25
Vais a realizar una preparación utilizando meristemos apicales de
raíces de Allium cepa (cebolla). Una vez realizada deberéis buscar e
identificar células en las distintas fases de la mitosis. Para ello deberéis
seguir los siguientes pasos:
1.-Teñir varias raíces con Carmín nacarado
2.- Cortar 2 mm de una raíz sobre un portaobjetos
3.- Inmediatamente poner una gota de ácido acético al 45%
4.- Colocar encima un cubreobjeto
5.- Calentar en la bombilla del flexo sin sobrepasar los 37ºC (repetir varias veces)
6.- Con cuidado, golpear sobre la preparación con un palillo
7.- Eliminar el exceso de ácido acético con papel de filtro
8.- Observación al microscopio
3.2 METODOLOGÍA
PROFASE METAFASE TELOFASE ANAFASE
Aunque la mayoría de las células estarán en interfase, busca e identifica
las restantes fases de la mitosis
Para el estudio del cariotipo y la elaboración de un cariograma se deben
examinar los cromosomas con más detalle.
3.3 CARIOTIPO Y ELABORACIÓN DE UN CARIOGRAMA
El CARIOTIPO es el conjunto de cromosomas que tienen los núcleos
somáticos de las células de una planta (en plantas superiores son diploides).
26
Centrómero
Brazo corto
Brazo largo
Cromátidas
ADN
Satélites
BC
BL
Partes de un cromosoma
En el estudio del cariotipo de una especie determinada hay que tener en cuenta:
Metacéntrico (m)
1 – 1,7
Submetacéntrico (sm)
1,8 – 3
Subtelocéntrico (st)
3,1 – 7
Telocéntrico (t)
>7
Número de cromosomas (hay que contarlos en varias células y asegurarse de que
es constante.
Tamaño de los cromosomas.
Morfología. La forma se define por la posición del centrómero que divide al
cromosoma en dos partes o brazos que pueden ser iguales o desiguales. Si los dos
brazos son más o menos iguales porque el centrómero esté situado en la región
mediana se les llama METACÉNTRICOS (la relación entre los brazos es de 1-
1,7); si el centrómero está en la región submedia, SUBMETACÉNTRICOS (la
relación entre los brazos varía entre 1,8 y 3); si el centrómero está en la región
subterminal, SUBTELOCÉNTRICOS (la relación entre los brazos es de 3,1-7); y
si el centrómero está en la región terminal TELOCÉNTRICOS (la relación entre
los brazos es mayor de 7).
27
Presencia o ausencia de estrechamientos o constricciones en los cromosomas y
la posición dentro del cromosoma. A veces una porción del cromosoma está
separada del resto por un filamento más o menos largo de ADN, a esta porción
se le llama SATÉLITE.
Asimetría del cariotipo. Depende simultáneamente del tamaño y la morfología
de los cromosomas. Cuando todos los cromosomas son más o menos del mismo
tamaño y predominan los cromosomas metacénticos o submetacénticos, se dice
que el cariotipo es simétrico. Si por el contrario hay diferencia en el tamaño de
los cromosomas y hay predominio de cromosomas telocéntricos o
subtelocéntricos, se dice que el cariotipo es asimétrico.
Una vez que se ha verificado que el número de cromosomas es igual en todas las
células examinadas, se procederá a la elaboración del cariograma.
EJEMPLO DE LA ELABORACIÓN DE UN CARIOGRAMA
28
1.- Numerar cada cromosoma por detrás
2.- Medir con un trozo de papel milimetrado o con una regla los brazos largos
(BL) y cortos (BC) de todos los cromosomas, y se elabora una tabla añadiendo la
longitud total (LT), la relación brazo largo/brazo corto (BL/BC) y el tipo de
cromosoma (m, sm, st, t). El satélite (en el caso que aparezca) no contabilizará en
la medida del cromosoma.
LT BL BC BL/BC Tipo
1 21 13,5 7,5 1,8 sm
2 57 30 27 1,1 m
3 54 30 24 1,3 m
4 54 31 23 1,4 m
5 59 31 28 1,1 m
6 32 27 5 5,4 st
7 32 25 7 3,6 st
8 22 15 7 2,1 sm
POR DETRÁS
3.- Recortar cada cromosoma
4.- Emparejar cada cromosoma teniendo en cuenta la longitud total de los
cromosomas y el tipo (m, sm, st, t).
LT BL BC BL/BC Tipo
1 21 13,5 7,5 1,8 sm
2 57 30 27 1,1 m
3 54 30 24 1,3 m
4 54 31 23 1,4 m
5 59 31 28 1,1 m
6 32 27 5 5,4 st
7 32 25 7 3,6 st
8 22 15 7 2,1 sm
Parejas de cromosomas
1 – 8
2 – 5 3 – 4
6 - 7
5.- Alinear las parejas de cromosomas por el centrómero, empezando por la pareja
más grande hasta la más pequeña (independientemente del tipo de cromosoma).
Siempre se pone el brazo largo hacia abajo.
6.- Poner de forma abreviada el tipo de cromosoma debajo de cada pareja. Los
satélites se indican con superíndices.
m msat st sm
Por lo tanto, un cariograma es la disposición ordenada (de mayor a menor) de los
cromosomas emparejados que se obtiene con el estudio del cariotipo.
3.4. APLICACIÓN DE LOS CONOCIMIENTOS ADQUIRIDOS
Realiza el estudio del siguiente cariotipo y elabora su correspondiente
cariograma siguiendo las indicaciones anteriores.
29
PRÁCTICA 4: MORFOLOGÍA Y ANATOMÍA DE CORMOFITOS
Como se ha indicado en la práctica anterior, los Cormofitos son aquellos vegetales que
generalmente tienen una parte subterránea (raíz), y una parte aérea diferenciada en tallo
y hojas. Estos tres órganos están formados por distintos tipos de tejidos especializados.
Además, la raíz, el tallo y/o las hojas pueden sufrir modificaciones dependiendo de las
condiciones en las que vivan estas plantas.
1. OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA
Conocer qué es un Cormofito y qué grupos de plantas incluye.
Familiarizarse con la morfología y anatomía de los órganos característicos
de los Cormofitos (raíz, tallo y hojas).
Comprender la utilidad de los caracteres morfológicos y anatómicos en la
identificación de plantas.
Iniciar el manejo de claves dicotómicas utilizando los caracteres aprendidos.
Reconocer diversas adaptaciones de la raíz, el tallo y las hojas, así como
comprender su finalidad.
30
En los Cormofitos se agrupan los helechos y las plantas con semillas.
Helechos Plantas con semillas
Gimnospermas Angiospermas
Monocotiledóneas
Dicotiledóneas
CORMOFITOS
(Pteridofitas y plantas afines) (Espermatofitas)
31
(Angiospermas
primitivas y
Eudicotiledóneas)
2. LA RAÍZ (MESA 1)
La raíz fija la planta al substrato, y absorbe agua y substancias nutritivas
disueltas que serán transportadas por toda la planta.
Axonomorfa: Constituida por una raíz principal bien desarrollada, a partir de la
cual se producen raíces laterales o secundarias más pequeñas. Es típica de
Dicotiledóneas y Gimnospermas.
Fasciculada: Constituida por numerosas raíces, más o menos de la misma longitud
y grosor, que se originan en la parte inferior del tallo. Es típica de
Monocotiledóneas.
En la muestra 1 y 2 se observan estos dos tipos de raíces. Especifica cuál es
cada una y realiza un esquema de ellas.
Muestra 1:
Muestra 2:
Lo habitual, es que crezca bajo el suelo, y desde un punto de vista
morfológico, se pueden diferenciar dos tipos de raíces:
2.1. MORFOLOGÍA
2.2. ANATOMÍA
En una raíz típica se observan las
siguientes partes:
Muestra 3: Observa al microscopio el
corte longitudinal del extremo de una
raíz. Identifica las tres zonas señaladas.
32
Si se da un corte transversal a una raíz típica con crecimiento primario se
pueden observar los tejidos que la forman y cómo se disponen.
33
Floema (Tejido conductor). Está
formado por células vivas pequeñas de
paredes delgadas que se encarga de
transportar las sustancias elaboradas en
la fotosíntesis.
Xilema (Tejido conductor). Está formado por células muertas más
grandes y de paredes gruesas que se
encargan de transportar el agua y las
sales minerales.
Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada
por células vivas pequeñas de
paredes delgadas.
Endodermis (Tejido protector). Es común en
órganos subterráneos. Está formada por una capa
de células vivas pequeñas que presentan paredes
gruesas (Bandas de Caspary). Esta capa aísla la
zona exterior de la raíz de la zona interior.
Parénquima cortical (Tejido
parenquimático). Es el tejido
localizado entre la epidermis y la
endodermis. Está formada por
numerosas capas de células vivas
más grandes y de paredes
delgadas.
Como se puede observar a continuación, la estructura primaria de una raíz de
dicotiledónea y la de una monocotiledónea presentan algunas diferencias.
CORTE TRANSVERSAL DE UNA RAÍZ PRIMARIA DE UNA DICOTILEDÓNEA
CORTE TRANSVERSAL DE UNA RAÍZ PRIMARIA DE UNA
MONOCOTILEDÓNEA
Endodermis (Tejido protector). Es común en órganos subterráneos. Está
formada por una capa de células vivas
pequeñas que presentan paredes gruesas
(Bandas de Caspary). Esta capa aísla la zona
exterior de la raíz de la zona interior.
Parénquima cortical (Tejido
parenquimático). Es el tejido
localizado entre la epidermis y la
endodermis. Está formada por
numerosas capas de células vivas
más grandes y de paredes
delgadas.
Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada
por células vivas pequeñas de
paredes delgadas.
Floema (Tejido conductor). Está
formado por células vivas pequeñas de
paredes delgadas que se encarga de
transportar las sustancias elaboradas en
la fotosíntesis.
Xilema (Tejido conductor). Está formado por células muertas más
grandes y de paredes gruesas que se
encargan de transportar el agua y las
sales minerales.
34
Médula (Tejido parenquimático). Es el tejido fundamental que está
formado por numerosas capas de
células vivas de paredes delgadas que
pueden acumular sustancias de reserva.
Este tejido puede terminar
desapareciendo.
Muestra 4: Observa el corte transversal de la raíz con crecimiento primario que está
en el microscopio. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema
anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si pertenece a una dicotiledónea
o monocotiledónea.
35
Muestra 5: Observa el corte transversal de la raíz con crecimiento primario que está
en el microscopio. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema
anterior y señálalos en la siguiente fotografía. Indica si pertenece a una dicotiledónea
o monocotiledónea.
Indica la diferencia entre el corte transversal de la raíz primaria de una
dicotiledónea y la de una monocotiledónea.
3. EL TALLO (MESA 2)
3.1. MORFOLOGÍA
El tallo, generalmente es la parte
aérea de la planta que sirve de
soporte a hojas, flores y frutos, y
permite la conducción del agua y las
sales minerales procedentes de la
raíz, así como los productos
sintetizados tras la fotosíntesis en las
partes verdes. En él se diferencian
nudos (punto en el que se insertan
las hojas) y entrenudos (zona
situada entre cada dos nudos).
Los tallos de las plantas arbóreas y arbustivas son leñosos (duros),
mientras que los de las plantas herbáceas son blandos y verdes. Aunque
los tallos son generalmente cilíndricos, también se pueden encontrar de
sección cuadrada o triangular.
Muestra 6 (A-C): Indica en cada caso si el tallo es herbáceo o leñosos y su sección
(cilíndrico, cuadrado o triangular).
6A:
6B:
6C:
nudos
Tallo
entrenudo
36
3.2. ANATOMÍA
Epidermis (Tejido protector). Es
la capa más externa, formada por
células vivas pequeñas de paredes
delgadas.
Xilema (Tejido conductor). Formado por células más
grandes y de paredes gruesas
que se encargan de transportar
el agua y las sales minerales.
Floema (Tejido conductor). Formado por células pequeñas
de paredes delgadas que se
encargan de transportar las
sustancias elaboradas en la
fotosíntesis. Colénquima (tejido mecáni-
co). Está formado por varias
capas de células vivas pequeñas
y con las paredes algo más
gruesa que en la epidermis.
Esclerénquima (tejido
mecánico). Está formado por
células muertas pequeñas con
paredes muy gruesas.
Si se da un corte transversal a un tallo típico con crecimiento primario se
pueden observar los tejidos que la forman y cómo se disponen.
Como se puede observar a continuación, la estructura primaria de un tallo de
dicotiledónea y el de una monocotiledónea presentan algunas diferencias.
CORTE TRANSVERSAL DE UN TALLO PRIMARIO DE UNA DICOTILEDÓNEA
Parénquima (Tejido parenquimá-
tico). Es el tejido fundamental donde
se encuentran los elementos
conductores. Está formado por
numerosas capas de células vivas más
grandes y de paredes delgadas.
37
CORTE TRANSVERSAL DE UN TALLO PRIMARIO DE UNA
MONOCOTILEDÓNEA
Epidermis (Tejido protector). Es la capa más externa, formada
por células vivas pequeñas y
paredes delgadas.
Xilema (Tejido conductor).
Está formado por células
muertas más grandes y de
paredes gruesas que se
encargan de transportar el
agua y las sales minerales.
Floema (Tejido conductor).
Está formado por células vivas
pequeñas de paredes delgadas
que se encarga de transportar
las sustancias elaboradas en la
fotosíntesis. Colénquima (tejido
mecánico). Está formado
por varias capas de células
vivas pequeñas y con las
paredes algo más gruesa que
en la epidermis.
Parénquima (Tejido paren-
quimático). Es el tejido donde se
encuentran los elementos
conductores. Está formado por
numerosas capas de células vivas
más grandes y de paredes
delgadas.
Esclerénquima (tejido
mecánico). Está formado
por células muertas
pequeñas con paredes muy
gruesas.
38
Muestra 7: Observa al microscopio el corte transversal de un tallo con crecimiento
primario. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y
señálalos en la siguiente fotografía. Indica si se trata del tallo de una
monocotiledónea o de una dicotiledónea.
Muestra 8: Observa al microscopio el corte transversal de un tallo con crecimiento
primario. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y
señálalos en la siguiente fotografía. Indica si se trata del tallo de una
monocotiledónea o de una dicotiledónea.
39
Indica las diferencias entre el corte transversal del tallo primario de una
monocotiledónea y el de una dicotiledónea.
4. LA HOJA (MESA 3)
4.1. MORFOLOGÍA
Las hojas son órganos laminares, generalmente especializados en la función
fotosintética y en la respiración.
ÁPICE
BASE
La cara superior de la hoja es el haz y la inferior es el envés. El limbo es la parte
laminar de la hoja, y el eje que lo une al tallo es el pecíolo. A veces, en la base del
pecíolo aparecen unas pequeñas piezas que se denominan estípulas. Las hojas que
tienen pecíolos son hojas pecioladas, pero si carecen de él, son hojas sésiles o
sentadas.
Hoja peciolada Hoja sentada
40
Disposición de las hojas en el tallo
Muestra 9 (A-E): Indica en cada caso la disposición de las hojas en cada uno de
los tallos.
9A:
9B:
9C:
9D:
9E:
Las hojas son simples, cuando constan de una sola lámina foliar, o compuestas,
cuando la lámina foliar se divide en varias subunidades llamadas folíolos (todos los
folíolos están en el mismo plano).
Hojas simples Hojas compuestas
Folíolos
41
Tipos de hojas compuestas
Nerviación de la hoja
Los nervios que atraviesan las hojas, además de proporcionar cierta rigidez, se
encargan de conducir el agua y las sustancias nutritivas. A continuación se
indican algunos tipos de hojas atendiendo a la disposición de sus nervios.
Los caracteres dados anteriormente para las hojas simples se pueden aplicar a los
folíolos de las hojas compuestas.
43
44
ACTIVIDAD 1. A continuación se pueden observar diferentes tipos de hojas.
Completa los siguientes recuadros. Si la hoja es compuesta especifica el tipo.
Forma
Margen
Tipo de hoja
Ápice Ápice Apice
Base Base
45
Nerviación Nerviación
Tipo de hoja
Tipo de hoja
Forma de los foliolos de la base
Forma de la hoja
Ápice
Margen
46
ACTIVIDAD 2. Identificación mediante una clave dicotómica
de las muestras 10A-Ñ
A continuación se aplicarán los conocimientos adquiridos sobre la morfología de
la hoja identificando distintos tipos de hojas mediante una clave dicotómica.
CLAVE 1.- Hoja peciolada ····································································································2
1.- Hoja sentada ·····································································································10
2.- Hoja simple·········································································································3
2.- Hoja compuesta ································································································13
3.- Hoja palmatinervia ··························································································· M
3.- Hoja pinnatinervia ······························································································4
4.- Hoja con estípula ································································································F
4.- Hoja sin estípula ·································································································5
5.- Margen de la hoja entero ····················································································6
5.- Margen de la hoja de otra forma·········································································7
6.- Hoja falcada·········································································································I
6.- Hoja hastada ······································································································ E
7.- Margen de la hoja lobulado ··············································································· C
7.- Margen de la hoja de otra forma·········································································8
8.- Hoja deltoide······································································································Ñ
8.- Hoja de otra forma······························································································9
9.- Base de la hoja cordada ·····················································································A
9.- Base de la hoja de otra forma ············································································N
10.- Hojas escuamiformes·······················································································D
10.- Hojas de otra forma ························································································11
11.- Hoja acicular····································································································H
11.- Hoja de otra forma··························································································12
12.- Hoja con nerviación paralela, margen entero ··················································K
12.- Hoja con nerviación pinnada, margen dentado ··············································· L
13.- Hoja digitada····································································································· J
13.- Hoja pinnada···································································································14
14.- Con estípula, margen de los folíolos serrados ················································· B
14.- Sin estípula, margen de los folíolos entero······················································G
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Muestra
Al igual que en la la raíz y el tallo, al dar un corte transversal a una hoja
típica se pueden observar los tejidos que la forman.
47
4.2. ANATOMÍA
Epidermis superior (Tejido
protector). Es la capa más
externa, formada por células vivas
pequeñas y paredes delgadas.
Xilema (Tejido conductor). Formado por células muertas
más grandes y de paredes
gruesas que se encargan de
transportar el agua y las sales
minerales.
Floema (Tejido conduc-
tor). Formado por células
vivas pequeñas de paredes
delgadas que se encarga de
transportar las sustancias
elaboradas en la fotosíntesis.
Epidermis inferior (Tejido
protector)
Cutícula capa delgada que está
compuesta de una sustancia denominada
cutina segregada por las células de la
epidermis.
Parénquima en empalizada
(Tejido parenquimático). Capa de
células vivas alargadas con muchos
cloroplastos y que se disponen muy
juntas.
Parénquima esponjoso (Tejido
parenquimático). Varias capa de
células vivas poligonales con
mucho espacio entre ellas.
Células oclusivas. Pareja
de células vivas que forman
el estoma
Muestra 11: Observa al microscopio el corte transversal de una hoja típica de
Dicotiledónea. Identifica los tejidos que la forman con ayuda del esquema anterior y
rotula la siguiente fotografía.
Muestra 12: Estomas en la epidermis de
Carpobrotus.
Para ver los estomas separa una lámina de la
epidermis de Carpobrotus, y colócala sobre el
portaobjeto con una gota de agua destilada, con la
cara interna de la epidermis hacia arriba.
Ahora coloca encima un cubreobjeto y reconoce
los estomas en el microscopio usando el objetivo
de x10 y x40. Realiza un esquema localizando las
células oclusivas y el ostíolo.
5.1. ADAPTACIONES DE LA RAÍZ
Aunque lo normal es que la raíz sea un órgano subterráneo con la morfología
observada en las muestras 1 o 2, a veces puede presentar otro aspecto debido a que
la planta necesite adaptarse a una determinada situación.
5.1.1. Raíces que acumulan sustancias de reserva para pasar una época
desfavorable.
* Raíces tuberosas
Son raíces subterráneas engrosadas que se
parecen a los tubérculos caulinares.
* Raíces napiformes
Son raíces principales engrosadas,
aunque es frecuente que también
forme parte la zona inferior del tallo.
5. ADAPTACIONES DEL CORMO (MESA 4)
Las distintas partes del cormo (raíz, tallo y hojas) pueden presentar diversas
modificaciones para adaptarse al lugar en el que viven o bien a unas
determinadas condiciones ambientales.
Ostíolo
Células
oclusivas
48
5.2. ADAPTACIONES DEL TALLO
Aunque las funciones del tallo son sostener las ramas, hojas, flores y frutos, así
como conducir la savia bruta y elaborada, en ocasiones se adapta para favorecer
la fotosíntesis, actúa como órgano de reserva acumulando sustancias elaboradas
o simplemente agua, o puede actuar como órgano de multiplicación. A veces
realizan más de una función a la vez.
5.2.2. Tallos subterráneos que acumulan sustancias de reserva para
sobrevivir en condiciones ambientales desfavorables, y además sirven para
la multiplicación.
* Rizomas
Son tallos subterráneos, ricos en sustancias
de reserva, que crecen de forma indefinida
paralelos al sustrato. Al poseer yemas
pueden producir nuevas plantas.
5.1.3. Raíces con función de sostén.
* Raíces fúlcreas
Son raíces gruesas que se forman en los nudos
basales y penetran en el suelo donde cumplen una
doble función: sostén y absorción.
5.1.2. Raíces que ayudan a la planta a disponer de mayor cantidad de
luz para la fotosíntesis.
* Raíces adhesivas
Son raíces aéreas que se pegan a un soporte vertical
para alcanzar zonas mejor iluminadas.
49
5.2.1. Tallos subterráneos reducidos a un pequeño disco
del que salen raíces
Estos tallos están rodeados de hojas no
fotosintéticas que acumulan sustancias de
reservas.
* Tubérculos caulinares
Son tallos subterráneos, ricos en sustancias
de reserva y generalmente más grueso que
los rizomas, pero de crecimiento limitado.
En su superficie también tienen yemas de las
que podrán brotar nuevas plantas.
* Estolones
Son brotes laterales que nace en la base del tallo
que crecen horizontalmente al sustrato, y que son
capaces de enraizar para originar un nuevo
individuo .
5.2.3. Tallos adaptados exclusivamente a la multiplicación.
5.2.4. Tallos que acumulan agua
* Tallos carnosos, crasos o suculentos
Son tallo aéreos de aspecto carnoso que
muestran algunas plantas al almacenar
agua en su tejido parenquimático.
A veces el agua se almacena en la base
del tallo.
5.2.5. Tallos o ramas que ayudan al la planta a disponer de mayor
cantidad de luz para la fotosíntesis.
* Zarcillos caulinares
Son tallos que se hacen delgados, a modo de
hilos, capaces de rodear cualquier soporte para
alcanzar zonas mejor iluminadas.
* Tallos o ramas volubles
Son tallos flexibles que se enrollan en algún soporte .
50
*Bulbo
Son yemas subterráneas con hojas o bases de hojas
ricas en materia de reserva y tallo reducido a un
pequeño disco situado en la base. En las axilas de las
hojas se producen nuevas yemas, originando nuevos
bulbos, por lo que los bulbos también sirven para la
multiplicación de la planta.
* Zarcillos foliares
Son hojas o partes de éstas que se hacen delgadas, a
modo de hilos, capaces de rodear cualquier soporte para
alcanzar zonas mejor iluminadas.
5.3.3. Hojas que contribuyen a disponer de mayor cantidad de luz para la
fotosíntesis.
5.3.2. Hojas que acumulan sustancias de reserva para pasar una época
desfavorable.
51
* Tallos o ramas aplanados
Son típicos de plantas con hojas muy reducidas
(escamas o espinas) que aplastan sus tallos, dándoles
incluso aspecto de hojas, con el fin de aumentar la
superficie por donde realizar la fotosíntesis.
5.3. ADAPTACIONES DE LAS HOJAS
Las espinas son formaciones rígidas, ricas en tejidos de
sostén, que disminuyen la pérdida de agua, e incluso pueden
ayudar a la absorción del rocío y de la niebla como en el caso
de los cactus.
No hay que confundir estas espinas con las que
desarrollan otras plantas para defenderse de los
herbívoros.
* Hojas carnosas, crasas o suculentas
Son hojas de aspecto carnoso que muestran algunas plantas
al almacenar agua en el tejido parenquimático de las hojas.
5.3.1. Hojas que acumulan agua o minimizan su pérdida
* Hojas reducidas a espinas
Zarcillo
Espinas
5.3.4. Hojas adaptadas a condiciones anormales de nutrición
* Hojas trampas
Son típicas de plantas que viven en lugares pobres en
nitrógeno. Para compensar esta carencia suelen transforman
sus hojas en trampas para capturar pequeños insectos que
utilizarán como fuente suplementaria de nitrógeno.
ACTIVIDAD 3. Indica en cada muestra el tipo de adaptación y para
que sirve. Fíjate que en algunas plantas se modifica más de un órgano.
Indícalo cuando ocurra.
Muestra 13…………………………………………………………………
Muestra 14…………………………………………………………………
Muestra 15…………………………………………………………………
Muestra 16…………………………………………………………………
Muestra 17…………………………………………………………………
Muestra 18…………………………………………………………………
Muestra 19…………………………………………………………………
Muestra 20…………………………………………………………………
Muestra 21…………………………………………………………………
Muestra 22…………………………………………………………………
Muestra 23 …………………………………………………………………
Muestra 24…………………………………………………………………
Muestra 25…………………………………………………………………
Muestra 26…………………………………………………………………
Muestra 27…………………………………………………………………
Muestra 28…………………………………………………………………
Muestra 29…………………………………………………………………
52
INSTRUCCIONES DE EVACUACIÓN
• Siga siempre las instrucciones del Equipo deAlarma y Evacuación, y del personal de laUS:
Consulte plano de evacuación No salga con objetos pesados o
voluminosos. No retroceda a buscar "objetos
olvidados« En presencia de humo tápese la
nariz y boca con un pañuelo. Siexiste mucho humo, camineagachado.
No utilice los ascensores ni saquevehículos del aparcamiento.
Evite bloquear las puertas de salida.
• En el exterior: Diríjase al punto de encuentro:
situado en la zona exterior de lazona principal.
Evite obstaculizar las vías deacceso.
No regresar al edificio hasta que lecomuniquen el fin de la emergencia.
Teléfono de Emergencias 112
Teléfonos de utilidad:
Bomberos 080Policía Local 092EPES 061
INSTRUCCIONES DE SEGURIDAD PARA ALUMNOS
EN LABORATORIOS/TALLERES
Servicio de Prevención de Riesgos Laborales
Servicio Prevención Riesgos Laborales - Universidad de Sevilla –
C/ Avicena S/N - CP:41009 - SEVILLA Tfno. Sede Central: 954 486163 Fax. Sede Central: 954486164
Correo electrónico: [email protected]
ACTUACIÓN EN CASO DE EMERGENCIA
• Si descubre o detecta una emergencia,póngase inmediatamente en contacto con elresponsable de la instalación o personal delcentro.
• Haga uso de la ducha de seguridad y fuentelavaojos y del botiquín (si el laboratorio nodispone de él, solicítelo al responsable)
• Siga en todo momento las instrucciones deevacuación que se le indiquen.
• Si esta solo avise al personal del centro y/oconserjería de la situación del fuego y activeun pulsador de alarma.
SEÑALES DE EVACUACIÓN
NORMAS DE ACCESO• Sólo realizar las actividades que han sido
autorizadas.• Se recomienda estar acompañado durante la
actividad por profesores o técnicos delaboratorios.
• Familiarizarse con el edificio y laboratorio,con sus medidas de seguridad, en particularcon las vías de evacuación, los elementos delucha contra incendios y con las condicionesde riesgos.
MANEJO DE SUSTANCIAS• Consultar etiqueta y ficha de datos de
seguridad antes de la manipulación decualquier sustancia y seguir susinstrucciones.
• Utilizar los EPIS (equipos de protecciónIndividual) adecuados
• Utilizar las campanas extractoras si la tarealo requiere.
• Realizar los trasvases en pequeñascantidades y lejos de un foco de calor,empleando la instrumentación adecuada.
• La eliminación de los residuos ha derealizarse según el procedimientoestablecido por la Universidad de Sevilla.
• Para más información consulte alresponsable.
EN INSTALACIONES CON EQUIPOS RADIOACTIVOS
Todo el personal que deba manejar equiposradioactivos o entrar en instalaciones radiactivasdebe recibir información PREVIA sobre losriesgos radiactivos o radiológicos relacionadoscon su actividad y valorar la necesidad de controlmédico y dosimétrico.
USO DE EQUIPOS • Seguir las indicaciones del responsable y
del personal del Centro en relación al usodel equipo.
• Asegúrese de la desconexión del equipo alfinalizar el trabajo.
• En caso de duda o incidencia avisar alresponsable /personal del laboratorio.
USO DE EQUIPOS DE PROTECCIÓN INDIVIDUAL
• Utiliza correctamente los guantes, mascarillasrespiratorias, etc., que sean necesarios encada tarea, adecuados.
• al tipo de sustancia o riesgo del que tenganque protegerte.
• Usa gafas de seguridad siempre que realicestareas con material de vidrio, presencia delíquidos, gases, vapores o nieblas, siintervienen envases a presión o criogénicos,
• a diferentes temperaturas o equipos dearranque de materiales.
• Usa calzado de seguridad si en el laboratoriose manipulan cargas mayores de 10 Kg o seusan ayudas a la manipulación de cargas comocarretilla, transpaleta, etc.
SEGURIDAD EN EQUIPOS DE TRABAJOAntes de la compra de una máquina O equipo detrabajo recuerde siempre que esta tenga:• Marcado CE• Declaración “CE” de Conformidad.• Manual de Instrucciones y mante-nimiento
EN LA INSTALACIÓN/LABORATORIO
• Conocer y observar las medidas deprevención y protección básicas para evitarlas condiciones inseguras que puedandesembocar en situaciones de riesgo y/o deemergencia, para ello sigua el manual deprácticas donde se especifican las medidasde seguridad.
• Seguir las instruccionese indicaciones delresponsable y personaldel laboratorio.
• Una vez finalizada la tarea, se deberánguardar los materiales, limpiar el lugar detrabajo, y asegurarse de las desconexión deaparatos, conductos de agua y gas, etc.
• En laboratorios localizar la ducha deseguridad y fuente lavaojos.
• Mantener el orden y limpieza.
EXPOSICIÓN CON AGENTES BIOLOGICOSSe seguirán las siguientes recomendaciones:1. LIQUIDOS CORPORALES:- Piel: lavarse con agua y jabón durante 10 min. - Ojos, nariz, boca: aclarar con agua o suero fisiológico durante 10 min.2. ANTE PINCHAZO Y/0 CORTE:- Limpiar la herida con abundante agua sin
restregar, permitiendo fluir libremente la sangredurante 3 min. Inducir el sangrado si fuesenecesario.
- Lavar con agua y jabón durante 10 min.- Desinféctala con povidona yodada/otro virucida.
-.