racjonalne stosowanie antybiotyków w weterynarii - researchgate

See discussions, stats, and author profiles for this publication at: https://www.researchgate.net/publication/258341454

Oporność Salmonella i komensalnych Escherichia coli - skutek

stosowania antybiotyków czy epidemiologia zakażeń ?

Chapter · October 2013

CITATIONS

0READS

1,233

3 authors, including:

Some of the authors of this publication are also working on these related projects:

In simulacra studies on the reduction of azo-dyes and identification of their carcinogenic metabolites View project

European Network for Optimization of Veterinary Antimicrobial Treatment - CA18217 View project

Dariusz Wasyl

Państwowy Instytut Weterynaryjny

116 PUBLICATIONS   1,476 CITATIONS   

SEE PROFILE

Magdalena Zając

Państwowy Instytut Weterynaryjny

47 PUBLICATIONS   622 CITATIONS   

SEE PROFILE

All content following this page was uploaded by Dariusz Wasyl on 30 May 2014.

The user has requested enhancement of the downloaded file.

Racjonalne stosowanie antybiotyków

w weterynarii

monografia

pod redakcją naukową

dr. hab. Krzysztofa Niemczuka

dr Doroty Krasuckiej

Puławy, 2013

RADA WYDAWNICTW:

dr hab. Artur Rzeżutka - przewodniczący

prof. dr hab. Dariusz Bednarek

dr hab. Tomasz Cencek, prof. nadzw.

prof. dr hab. Krzysztof Kwiatek

prof. dr hab. Jacek Osek

prof. dr hab. Zygmunt Pejsak

dr hab. Mirosław Paweł Polak, prof. nadzw.

prof. dr hab. Michał Reichert

prof. dr hab. Jerzy Rola

prof. dr hab. Jan Franciszek Żmudziński

prof. dr hab. Jan Żmudzki

RECENZENCI:

prof. dr hab. Jacek Osek

prof. dr hab. Jan Żmudzki

REDAKTOR WYDANIA:

mgr Anetta Szymańska

SKŁAD I OPRACOWANIE GRAFICZNE:

dr hab. Krzysztof Niemczuk, prof. nadzw., dr Dorota Krasucka

©

Copyright by Państwowy Instytut Weterynaryjny

-Państwowy Instytut Badawczy

ISBN 978-83-89946-61-4

WYDAWCA:

Państwowy Instytut Weterynaryjny

-Państwowy Instytut Badawczy (PIWet-PIB)

DRUK I OPRAWA:

Zakład Planowania i Upowszechniania Badań PIWet-PIB

al. Partyzantów 57, 24-100 Puławy

Nakład: 225+25 egz.; Ark. wyd.: 8,89

Spis treści

Nadzór Inspekcji Weterynaryjnej nad produktami leczniczymi

weterynaryjnymi. Aktualne działania i problemy.

Janusz Związek, Ewa Maślikowska 5

Analiza stosowania leków przeciwdrobnoustrojowych

u trzody chlewnej, bydła i drobiu w Polsce w latach 2010 -2012.

Dorota Krasucka, Wojciech Cybulski, Agnieszka Klimowicz 25

Wybrane aspekty stosowania pasz leczniczych.

Monika Przeniosło-Siwczyńska, Krzysztof Kwiatek 41

Przeszłość, teraźniejszość i przyszłość antybiotyków stosowanych

w hodowli zwierząt w Unii Europejskiej (UE), w wybranych

państwach europejskich i na świecie – z punktu widzenia sektora

zdrowia zwierząt.

Peter Oostenbach 55

Zasady skutecznej i bezpiecznej antybiotykoterapii chorób

bakteryjnych drobiu.

Andrzej Koncicki 95

Racjonalne stosowanie antybiotyków u świń.

Zygmunt Pejsak, Marian Truszczyński 113

Przyczyny i skutki ograniczania stosowania antybiotyków u

zwierząt oraz alternatywne sposoby ich zastąpienia.

Marian Truszczyński, Zygmunt Pejsak 127

Probiotyki jako alternatywa antybiotykowych stymulatorów

wzrostu (ASW) w żywieniu zwierząt gospodarskich.

Jens Noesgaard Jørgensen, Bea Nielsen 147

Krajowa immunoprofilaktyka jako alternatywa dla

antybiotykoterapii chorób drobiu.

Dorota Krasucka, Katarzyna Kos, Agnieszka Klimowicz,

Ewa Łysiak, Aneta Woźniak., Małgorzata Lisiowska,

Grzegorz Tomczyk, Wojciech Cybulski 157

Zdrowie konsumenta wobec standardów antybiotykoterapii

weterynaryjnej.

Cezary Jacek Kowalski, Beata Łebkowska-Wieruszewska 171

Pozostałości antybiotyków w tkankach i produktach zwierzęcego

pochodzenia - realność zagrożeń.

Andrzej Posyniak, Jan Żmudzki, Anna Gajda, Małgorzata Gbylik,

Tomasz Błądek, Tomasz Śniegocki, Kamila Mitrowska,

Bogumił Biernacki, Marta Piątkowska, Maja Antczak, Jacek Osek,

Hanna Różańska 185

Oporność Salmonella i komensalnych Escherichia coli – skutek

stosowania antybiotyków czy epidemiologia zakażeń?

Dariusz Wasyl, Andrzej Hoszowski, Magdalena Zając 199

Metoda krążkowo – dyfuzyjna w weterynaryjnej diagnostyce

bakteriologiczne.

Dominika Borowska, Artur Jabłoński, Sylwia Zębek, Agnieszka

Nowak, Anna Grzesiak 237

199

Oporność Salmonella i komensalnych Escherichia coli

-skutek stosowania antybiotyków czy epidemiologia zakażeń?

Dariusz Wasyl, Andrzej Hoszowski, Magdalena Zając

Państwowy Instytut Weterynaryjny – Państwowy Instytut Badawczy,

w Puławach

Zjawisko oporności na substancje antybakteryjne od zawsze

intrygowało naukowców. Pytania, jak mikroorganizmy radzą sobie

z substancjami chemicznymi, w jaki sposób tworzą strategie umożliwiające

przetrwanie w środowisku zawierającym substancje antybiotyczne, jak są one

przekazywane pomiędzy komórkami i gatunkami mikroorganizmów oraz ich

nosicielami, wydają się obecnie bardziej złożone niż można było sądzić

w początkach ery antybiotykoterapii. Pomimo, że świat nauki dysponuje

zaawansowanymi metodami badawczymi, ciągle mamy do czynienia

z lukami w wiedzy na temat oporności i nie rozumiemy w pełni tego

zjawiska. Podstawowe ograniczenia wynikają ze złożoności mikrobiomu

występującego w różnych ekosystemach (Allen i wsp. 2013; Perchec-Merien

i Lewis, 2013) oraz faktu, że podejmowane badania mają charakter

fragmentaryczny – koncentrują się zwykle na wybranym zagadnieniu np.

danym rodzaju bakterii izolowanym z określonego źródła w określonym

czasie (Dahmen i wsp. 2012; Wasyl i wsp. 2012b). Również globalizacja

i związane z nią podróże człowieka oraz intensywna wymiana handlowa

utrudniają zrozumienie epidemiologii oporności na substancje antybakteryjne

(Davies i Davies, 2010; SVARM, 2012). Należy również wspomnieć,

że współczesne metody bakteriologiczne stwarzają możliwość wyhodowania

tylko części bakterii obecnych w mikrobiomie – oporność tych, których nie

200

da się uzyskać w warunkach in vitro stanowią obiekt analizy metagenomowej

(Simon i Daniel, 2011; Bhullar i wsp. 2012; Czekalski i wsp. 2012).

Oporne bakterie są źródłem poważnych zagrożeń zdrowotnych dla

ludzi i zwierząt (Morfin-Otero i wsp., 2012) oraz strat ekonomicznych

(Tadesse i wsp. 2012). Niebezpieczna dla człowieka oporność może być

generowana zarówno w obszarze zdrowia publicznego, jak i w łańcuchu

żywnościowym, skąd oporne bakterie mogą przedostawać się do człowieka

poprzez bezpośredni kontakt zwierząt i ludzi, lub pośrednio, wraz

z żywnością (EFSA, 2009; Davies i Davies, 2010).

Monitorowanie oporności patogenów bakteryjnych, takich jak np.

Salmonella, ma na celu odpowiednio wczesne reagowanie i przeciwdziałanie

zakażeniom groźnym dla zdrowia i życia (Morfin-Otero i wsp. 2012).

Wdrożenie programów zwalczania Salmonella u drobiu, wraz z rosnącą

świadomością społeczną, w znacznym stopniu ograniczyły zagrożenia

epidemiologiczne dla ludzi i zwierząt. Tym samym zmniejszyła się liczba

izolatów bakterii patogennych dostępnych do badań o charakterze

epidemiologicznym. Bakterie komensalne, takie jak Escherichia (E.) coli,

są w tej sytuacji istotną alternatywą (Tadesse i wsp. 2012; Allen i wsp. 2013).

Chociaż nie można wykluczyć wystąpienia fenotypów patogennych (Pitout,

2012), większość izolatów E. coli wchodzących w skład flory jelitowej

człowieka lub zwierząt może być uznawana za bakterie wskaźnikowe

(komensale) pozbawione cech chorobotwórczości, które można wykorzystać

w monitorowaniu oporności na substancje antybakteryjne (Kaesbohrer i wsp.

2012; Tadesse i wsp. 2012). Zaletą badania oporności komensali jest ich

powszechne występowanie i stosunkowo proste i wydajne metody ich izolacji

(Allen i wsp. 2013). Dodatkowo, w odróżnieniu od bakterii patogennych,

właściwie wyklucza się wpływ klonalnego szerzenia się zakażeń na wyniki

monitorowania oporności. Co więcej, możliwe wydaje się określenie

201

prawdopodobnych związków oporności bakterii komensalnych izolowanych

od zwierząt ze stosowaniem u nich przeciwbakteryjnych substancji czynnych.

Metody wykrywania oporności powinny być dostosowane do

przyjętego celu badania. Metody molekularne, charakteryzujące się

doskonałą czułością wykrywania oporności i identyfikacji odpowiedzialnych

za nią mechanizmów, są ciągle zbyt kosztowne i pracochłonne w rutynowych

badaniach o charakterze klinicznym (van der Bij i wsp. 2012). Samo też

wykrycie u danego izolatu bakteryjnego genu oporności nie musi oznaczać

jego ekspresji i być zgodne ze stwierdzaną fenotypowo opornością (Ozaki

i wsp. 2011; Wasyl i wsp. 2012b). Dlatego też, do monitorowania oporności

zalecane są klasyczne, wystandaryzowane metody bakteriologiczne (de Jong

i wsp. 2012; EFSA, 2012b; EFSA i ECDC, 2012; Tadesse i wsp. 2012).

Niezależnie od stosowanej metody oznaczania oporności kluczowe znaczenie

mają kryteria wykorzystywane przy interpretacji wyników. Kryteria kliniczne

tzw. „clinical breakpoints” są stosowane, aby ocenić prawdopodobieństwo

skutecznej antybiotykoterapii w konkretnym przypadku klinicznym (Morfin-

Otero i wsp. 2012; van der Bij i wsp. 2012). Podejście epidemiologiczne,

w którym wykorzystuje się tzw. „epidemiological cut-off values” wydaje się

bardziej właściwe w badaniach monitoringowych zarówno patogenów, jak

i bakterii komensalnych (Bronzwaer i wsp. 2008), gdyż daje możliwość nie

tylko wczesnego wykrycia zmian w oporności populacji bakterii,

ale i pojawienia się nieznanych dotąd mechanizmów oporności (EFSA,

2008). Ponadto, poprzez analizę ilościową wyników poprawia się możliwość

oceny tendencji dotyczących występowania oporności i jej zmian w czasie

(EFSA, 2012a; van der Bij i wsp. 2012).

Ranga naukowa problemu narastania oporności wśród bakterii, jej

związki ze stosowaniem antybiotyków oraz zagrożenia dla zdrowia

doprowadziły do intensyfikacji badań nad klinicznymi aspektami oporności

202

oraz monitorowania tego zjawiska zarówno u bakterii patogennych,

jak i komensali (Tadesse i wsp. 2012; Allen i wsp. 2013; Schroeter i wsp.

2013). W Unii Europejskiej podjęto próbę harmonizacji metod

monitorowania w celu większej porównywalności wyników uzyskiwanych

w różnych krajach (EFSA, 2012b; van der Bij i wsp. 2012). W związku

z tym, prowadzony obecnie monitoring obejmuje zarówno czynniki

zoonotyczne bezpośrednio zagrażające zdrowiu ludzi i zwierząt (Bronzwaer

i wsp. 2008), jak i bakterie komensalne, będące potencjalnym rezerwuarem

genów oporności i indykatorem stosowania substancji antybakteryjnych

u zwierząt (EFSA, 2008; EFSA i ECDC, 2012). Rekomendacje UE określają

szczegółowy schemat badań, metody i kryteria interpretacji wyników oraz

listę substancji antybakteryjnych, w stosunku do których powinien być

prowadzony monitoring (EFSA, 2008). W oparciu o te zalecenia w 2008 r.

w Zakładzie Mikrobiologii PIWet-PIB rozpoczęto monitorowanie oporności

Salmonella izolowanych od zwierząt, z pasz i żywności, a od 2009 r.

badaniami objęto również komensalne E. coli izolowane od zwierząt

rzeźnych na terenie całego kraju. Badania te są realizowane w ramach

działalności laboratorium referencyjnego (izolaty Salmonella uzyskane

w trakcie realizacji krajowych programów zwalczania Salmonella w stadach

niosek towarowych, brojlerów i indyków) oraz Programu Wieloletniego

(pozostałe Salmonella i E. coli).

Celem niniejszego opracowania jest przedstawienie wybranych

elementów prowadzonych badań, ukazujących zwłaszcza zmiany oporności

w czasie (EFSA, 2012a) oraz wniosków z prowadzonych badań

uzupełnionych analizami epidemiologicznymi.

203

Materiały i metody

Izolaty Salmonella: Monitoring oporności na substancje

antybakteryjne objął 3 795 szczepów Salmonella spośród ponad 11 500

izolatów zgromadzonych w Zakładzie Mikrobiologii PIWet-PIB w latach

2008 – 2012. Począwszy od 346 izolatów w 2008 r., 429 w 2009 r. ich liczba

wzrosła do około 1 000 Salmonella w kolejnych latach badań. Izolaty te

zostały uzyskane w ramach krajowych programów zwalczania Salmonella

w stadach hodowlanych kur (N=143), niosek towarowych (N=703),

brojlerów (N=769) i indyków (N=131) oraz innych badań różnych gatunków

zwierząt, w tym gadów (N=538), z żywności (N=514) i pasz (N=143).

Należały one do 241 serowarów, z których większość była reprezentowana

przez pojedyncze izolaty. Jednak siedem najczęściej notowanych serowarów

objęło aż 71% badanych izolatów: S. Enteritidis (N=1360), S. Infantis

(N=374), S. Typhimurium (N=330; w tym wariant jednofazowy),

S. Mbandaka (N=213), S. Newport (N=173), S. Virchow (N=133),

i S. Kentucky (N=111).

Izolaty E. coli: Monitoring oporności komensalnych E. coli objął

5 grup produkcyjnych zwierząt: brojlery, nioski towarowe pochodzące ze

stad likwidowanych po okresie nieśności, indyki, świnie i bydło. Obiektywną

ocenę poziomu i tendencji występujących w oporności na substancje

antybakteryjne osiągnięto poprzez losowe próbkobranie prowadzone przez

Inspekcję Weterynaryjną. Charakterystykę opisową populacji zwierząt

rzeźnych objętych pobieraniem próbek przedstawiono w tabeli 1. W styczniu

każdego roku zbierane były dane dotyczące liczby zwierząt poddanych

ubojowi w każdej rzeźni działającej na terenie kraju. Na podstawie tych

danych opracowywany był program pobierania próbek w ciągu kolejnych 12

miesięcy (luty – styczeń), który określał liczbę pobrań w wyznaczonych

zakładach. Liczba ta była proporcjonalna do przewidywanej w danym roku

204

wielkości uboju określonej grupy produkcyjnej zwierząt rzeźnych. Dla każdej

z 5 grup zwierząt objętych badaniami przewidziano 200 pobrań w ciągu roku.

Każda próbka obejmowała 3 wymazy z kloaki lub odbytu pobrane od

3 losowo wybranych zwierząt bezpośrednio po uboju. Próbki były pobierane

przez inspektorów weterynaryjnych przy pomocy jałowych wymazówek

z pożywką transportową i przesyłane bezpośrednio do laboratorium

PIWet-PIB. Dane opisujące próbkę, obejmujące datę, miejsce i źródło były

przesyłane elektronicznie do centralnej bazy danych zaprojektowanej

i zbudowanej wyłącznie na potrzeby realizacji tego zadania badawczego.

Badania laboratoryjne polegały na bezpośrednim posiewie próbki na agar

MacConkeya. Uzyskane kolonie wykazujące typową dla E. coli morfologię

identyfikowano biochemiczne, a następnie jeden izolat reprezentujący próbkę

był poddawany badaniu oporności na substancje antybakteryjne.

Tab. 1. Charakterystyka opisowa populacji zwierząt rzeźnych objętych pobieraniem próbek

w celu izolacji komensalnych E. coli oraz liczby badanych próbek i uzyskanych izolatów.

grupa

zwierząt

Rok

2008 2009 2010 2011 2012

liczba zwierząt

ubitych w

Polsce

brojlery 554 846 197 578 970 522 633 640 413 666 313 527 723 764

340

nioski 29 550 379 26 353 151 33 890 429 37 311 263 39 056 653

indyki 27 244 356 22 926 577 25 339 326 25 287 042 27 780 566

świnie 19 525 920 17 420 288 19 488 804 20 038 278 20 094 157

bydło 1 601 569 1 492 360 1 580 467 1 523 384 1 578 773

liczba

zakładów

prowadzących

ubój

brojlery 178 159 160 156 155

nioski 51 44 43 40 37

indyki 37 34 29 26 24

świnie 912 706 694 682 662

bydło 440 355 349 351 340

205

grupa

zwierząt

Rok

2008 2009 2010 2011 2012

minimalna

wielkość

uboju*

brojlery 3 650 000 2 200 000 2 100 000 2 200 000

nioski 70 000 100 000 50 000 30 000

indyki 700 000 250 000 100 000 90 000

świnie 19 300 35 000 39 000 45 000

bydło 3 600 4 750 4 800 4 950

liczba rzeźni

i ich udział

w uboju w

skali całego

kraju (%)**

brojlery 47 (80%) 61(85%) 66 (90%) 63 (90%)

nioski 7 (50%) 20 (95%) 20 (99%) 27 (99%)

indyki 15 (80%) 21 (95%) 23 (99%) 22 (99%)

świnie 200 (80%) 109 (70%) 94 (70%) 81 (70%)

bydło 91 (80%) 79 (80%) 78 (80%) 72 (80%)

liczba

pobranych

próbek

brojlery 180 186 192 195

nioski 162 194 181 179

indyki 180 188 194 189

świnie 181 176 189 194

bydło 174 179 176 191

liczba

badanych

izolatów

E. coli

brojlery 171 170 170 171

nioski 157 169 155 157

indyki 173 170 170 180

świnie 178 170 172 190

bydło 173 171 173 190

* – minimalna liczba zwierząt ubitych w zakładzie, aby mógł on być wyznaczony do

pobrania próbek; ** – szacunkowy udział (%) wyznaczonych rzeźni w rocznym uboju

poszczególnych zwierząt rzeźnych w skali całego kraju.

Oznaczanie oporności metodą mikrorozcieńczeń w bulionie:

Stosowana metoda (Sensititre, TREK D. S.) pozwala określić najmniejsze

stężenie hamujące (MIC – minimal inhibitory concentration) 14 substancji

antybakteryjnych (Tab. 2 i 3), reprezentujących następujące klasy:

206

betalaktamy, cefalosporyny, chinolony i fluorochinolony, fenikole,

aminoglikozydy, inhibitory przemian kwasu foliowego, tetracykliny

i polimyksyny. Uzyskane wartości MIC interpretowano zgodnie z kryteriami

epidemiologicznymi (EUCAST 2010, www.eucast.org). Wartość MIC

powyżej epidemiologicznej wartości odcięcia (ang. cut-off value) pozwala

zaliczyć izolat do kategorii NWT (ang. Non-Wild Type), która oznacza

obecność mechanizmu warunkującego oporność danego izolatu na badaną

substancję czynną. Kategoria NWT bywa też nazywana opornością

mikrobiologiczną (ang. microbiological resistance) dla odróżnienia od

oporności klinicznej (ang. clinical resistance) (EUCAST, 2000).

Analiza statystyczna: Częstość występowania oporności

mikrobiologicznej była wyrażana jako odsetek izolatów wykazujących

wartość MIC powyżej przyjętego kryterium interpretacji z zachowaniem 95%

przedziału ufności (95% CI). Trendy oporności w czasie w oparciu o wyniki

jakościowe (%WT i %NWT) analizowano w modelu regresji logistycznej,

a liniowa analiza regresji była wykorzystana do analizy przesunięć wartości

MIC (dane logarytmowane) (EFSA, 2012b). Wartość współczynnika

prawdopodobieństwa p 0,5 oznaczała istotną statystycznie zmianę, której

kierunek obrazowano na wykresach.

Metody molekularne: Wybrane mechanizmy oporności na chinolony

i cefalosporyny identyfikowano poprzez amplifikację i sekwencjonowanie

fragmentów genów (Veldman i wsp. 2011; Wasyl i wsp. 2012a; Wasyl

i wsp. 2012b). Do analizy pokrewieństwa izolatów wykorzystywano metodę

PFGE zgodną z protokołem PulseNet (Ribot i wsp. 2006).

Wyniki

Salmonella

Wśród badanych izolatów Salmonella stwierdzono występowanie

oporności mikrobiologicznej na każdą z badanych substancji antybak-

207

teryjnych, a jej częstość wahała się od 0,4% (cefalosporyny) do blisko 40%

(ciprofloksacyna) (Tab. 2). Oporność na co najmniej 1 substancję

charakteryzowała 56,9% badanych izolatów. Zaobserwowano związek

pomiędzy odsetkiem izolatów NWT i serowarem Salmonella.

Tab. 2. Odsetek izolatów Salmonella wykazujących oporność mikrobiologiczną na badane

substancje antybakteryjne.

substancja czynna symbol NWT > mg/L % NWT

ampicilina Amp 8 16,7%

cefotaksym Ctx 0,5 0,4%

ceftazydym Caz 2 0,4%

kwas nalidiksowy Nal 16 36,0%

ciprofloksacyna Cip 0,064 39,6%

chloramfenikol Chl 16 4,2%

florfenikol Flr 16 3,0%

streptomycyna Str 16 25,8%

kanamycyna Kan 4 3,6%

gentamicyna Gen 2 3,0%

sulfametoksazol Smx 256 17,8%

trimetoprim Tmp 2 2,6%

tetracyklina Tcy 8 17,7%

kolistyna Col 2 4,1%

S. Enteritidis: Z danych przedstawionych na rycinie 1 wynika,

że jedynym problemem w przypadku tego serowaru jest oporność na

chinolony i fluorochinolony. Dodatkowo, analiza trendów wykazała, że

odsetek izolatów NWT wzrósł z 29% w 2008 r. do 51% w 2009 r. Wzrost ten

dotyczył jednak izolatów pochodzących od brojlerów i nie był obserwowany

u kur niosek (Ryc. 2).

208

Ryc. 1. Częstość występowania oporności mikrobiologicznej wśród S. Enteritidis.

Ryc. 2. Trendy oporności mikrobiologicznej S. Enteritidis izolowanych od kur niosek

i brojlerów.

S. Virchow: Podobnie jak w przypadku S. Enteritidis dominującą rolę

w przypadku tego serowaru odgrywa oporność na chinolony

i fluorochinolony obserwowana u wszystkich badanych izolatów (Ryc. 3)

i nie wykazująca istotnych zmian w analizowanym okresie (dane nie

prezentowane).

31

%

24

% 3

6%

41

%

59

%

29

%

61

%

34

%

62

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

nioski

p[Q]=0,340 p[MIC]=0,560

brojlery

p[Q]=0,000* p[MIC]=0,000*

2008 2009 2010 2011 2012

209

Ryc. 3. Częstość występowania oporności mikrobiologicznej wśród S. Virchow.

S. Infantis: Około 40% izolatów tego serowaru cechowała oporność

mikrobiologiczna na kwas nalidiksowy, ciprofloksacynę, streptomycynę,

tetracyklinę i sulfametoksazol (dane nie prezentowane). Analiza trendów

wykazała narastanie częstości występowania oporności na wymienione

substancje (Ryc. 4) związaną prawdopodobnie z klonalnym szerzeniem się

zakażeń.

Ryc. 4. Trendy oporności mikrobiologicznej S. Infantis.

17

%

17

%

17

%

0%

0%

22

%

26

% 4

1%

15

%

20

%

28

%

28

%

18

%

9%

11

%

29

%

29

%

29

%

19

% 32

% 45

%

45

%

49

%

39

%

41

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Nal

p[Q]=0,011*

p[MIC]=0,012*

Cip

p[Q]=0,030*

p[MIC]=0,007*

Str

p[Q]=0,104

p[MIC]=0,020*

Tcy

p[Q]=0,001*

p[MIC]=0,001*

Smx

p[Q]=0,001*

p[MIC]=0,003*

2008 2009 2010 2011 2012

210

S. Newport: Odsetek izolatów NWT różnił się w zależności od

badanej substancji czynnej (Ryc. 5) i wykazywał tendencje wzrostowe

sięgające w przypadku tetracykliny i kwasu nalidiksowego około 60%

(Ryc. 6). Na uwagę zasługuje też znacznie częściej występująca oporność na

ciprofloksacynę niż kwas nalidiksowy. Przeprowadzona identyfikacja

mechanizmów oporności odpowiedzialnych za taki obraz fenotypowy

wykazała, że wynika to z obecności genów oporności kodowanych na

plazmidach (PMQR – Plasmid Mediated Quinolone Resistance) (Wasyl,

2009). Geny te, zidentyfikowane jako qnrS1/S3 oraz qnrB19, wystąpiły

u wielu niespokrewnionych ze sobą klonalnie (XbaI – PFGE) szczepów tego

serowaru (dane nie prezentowane).

Ryc. 5. Częstość występowania oporności mikrobiologicznej wśród S. Newport.

211

Ryc. 6. Trendy oporności mikrobiologicznej S. Newport.

S. Typhimurium: Szczepy tego serowaru wykazują najczęściej (37%)

oporność związaną z pięcioopornym (AmpChlStrSmxTcy) klonem DT104

(Wasyl i wsp. 2006). Oporności tej towarzyszy często NWT MIC dla kwasu

nalidiskowego i ciprofloksacyny (Ryc. 7). Zaobserwowany spadek częstości

występowania izolatów opornych o około 20% (Ryc. 8) wynika

z pojawienia się w Polsce nowego klonu S. Typhimurium. Tzw. jednofazowe

szczepy tego serowaru cechuje o wiele rzadsza oporność na substancje

antybakteryjne, która obejmuje zwykle tylko streptomycynę, lub ampicylinę,

streptomycynę, sulfametoksazol i tetracyklinę. Ten nowy dla sytuacji

epidemiologicznej w Polsce wariant serologiczny izolowany był głównie od

świń i bydła (Wasyl i Hoszowski, 2012b). Do chwili obecnej nie był

notowany u drobiu objętego krajowymi programami zwalczania Salmonella.

17

%

0%

50

%

50

%

50

% 6

7%

87

%

7%

13

%

7%

0%

80

%

73

%

23

%

14

%

41

%

21

%

68

%

54

%

39

%

31

%

56

%

50

%

72

%

62

%

43

%

48

% 6

7%

60

%

90

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Amp

p[Q]=0,491p[MIC]=0,453

Str

p[Q]=0,001*p[MIC]=0,006*

Smx

p[Q]=0,009*p[MIC]=0,003*

Tcy

p[Q]=0,001*p[MIC]=0,001*

Nal

p[Q]=0,000*p[MIC]=0,000*

Cip

p[Q]=0,069p[MIC]=0,007*

2008 2009 2010 2011 2012

212

Ryc. 7. Częstość występowania oporności mikrobiologicznej wśród S. Typhimurium.

Ryc. 8. Trendy oporności mikrobiologicznej S. Typhimurium.

S. Kentucky: Większość (78%) badanych izolatów tego serowaru

charakteryzowała się opornością na szereg substancji antybakteryjnych

(Ryc. 9). Oporność tą odnotowano wraz z pojawieniem się klonalnych

zakażeń drobiu (Wasyl i Hoszowski, 2012a; Wasyl i wsp. 2012c)

wywoływanych przez wielooporny klon Salmonella (Le Hello i wsp. 2011;

Le Hello i wsp. 2013). Za pomocą charakterystyki molekularnej wykazano,

że tak wysoka i niespotykana u innych Salmonella wartość (MIC ≥ 8 mg/L)

dla ciprofloksacyny jest wynikiem co najmniej 3 mutacji

77%

60%

51%

80%

83%

69%

60%

60%

45%

32

%

27%

59%

42%

39%

27%

34%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Amp

p[Q]=0,001*

p[MIC]=0,001*

Chl

p[Q]=0,001*

p[MIC]=0,000*

Flr

p[Q]=0,005*

p[MIC]=0,000*

Str

p[Q]=0,001*

p[MIC]=0,001*

Smx

p[Q]=0,000*

p[MIC]=0,000*

Tcy

p[Q]=0,001*

p[MIC]=0,001*

Nal

p[Q]=0,000*

p[MIC]=0,000*

Cip

p[Q]=0,000*

p[MIC]=0,003*

2008 2009 2010 2011 2012

213

w chromosomalnych genach kodujących gyrazę (gyrA) i topoizomerazę

(parC) (Wasyl, 2009; Wasyl i wsp. 2012a). Należy też wspomnieć, że do

serowaru S. Kentucky należał jedyny jak dotąd stwierdzony u zwierząt

w Polsce szczep produkujący betalaktamzę CTX-M o rozszerzonym

spektrum substratowym (ESBL – extended spectrum betalactamase) (Wasyl

i Hoszowski, 2012a). Pojawienie się zachorowań człowieka (PZH i GIS,

2012) oraz występowanie u egzotycznych gadów towarzyszących

człowiekowi (Zając i wsp. 2013b; 2013c) świadczy o rosnącym znaczeniu

epidemiologicznym tego serowaru w Polsce.

Ryc. 9. Częstość występowania oporności mikrobiologicznej wśród izolatów S. Kentucky.

S. Mbandaka: Z danych przedstawionych na rycinie 10 wynika,

że oporność izolatów tego serowaru nie przekracza kilkunastu procent i nie

zmienia się od lat (Hoszowski i wsp. 1999; Hoszowski i Wasyl, 2001).

Przeprowadzona analiza filogenetyczna wykazała (dane nie prezentowane),

że sukces epidemiologiczny tego serowaru wynika z szerzenia się zakażeń

wywoływanych przez izolaty należące do jednej z czterech linii klonalnych

stwierdzonych w Polsce w połowie lat 90-tych (Hoszowski i wsp. 1999;

Hoszowski i Wasyl, 2001). Na uwagę zasługują jednak pojedyncze izolaty,

które w odróżnieniu od szczepów izolowanych blisko 20 lat temu, są

214

nosicielami plazmidów, w tym zawierających geny oporności na chinolony

(qnrS1/3) oraz karbapenemazy typu ampC (dane nie prezentowane).

Ryc. 10. Częstość występowania oporności mikrobiologicznej izolatów S. Mbandaka.

E. coli

Próbkobranie: W ciągu 4 lat realizacji projektu liczba zwierząt

poddawanych ubojowi systematycznie wzrastała, pomimo zmniejszającej się

liczby rzeźni (Tab. 1). Minimalna wielkość uboju przyjmowana odrębnie dla

każdej z grup zwierząt objętych badaniami była korygowana tak, aby próbki

do badań były pobierane w rzeźniach, których udział w ogólnej liczbie

ubitych zwierząt w Polsce w skali roku sięgał od 70% (świnie) do 99%

(indyki i kury nioski). Badane próbki zostały pobrane w 439 rzeźniach,

w ciągu 770 (53%) dni realizacji projektu. Biorąc pod uwagę źródło (grupa

produkcyjna zwierzęcia), identyfikator rzeźni i datę pobrania próbki

zidentyfikowano 3 165 niepowtarzalnych pobrań, dla których wyznaczony

współczynnik różnorodności (D = 0,9999) świadczy o satysfakcjonującym

stopniu losowości pobierania próbek. Skuteczność pobierania próbek

w stosunku do planu osiągnęła 92,0% z 4 000 zaplanowanych pobrań,

a odsetek próbek, z których wyizolowano E. coli wyniósł 93,2%. Docelową

215

liczbę 170 izolatów (EFSA, 2008) uzyskano corocznie z każdej grupy

zwierząt objętej badaniami, z wyjątkiem kur niosek. Interesujące,

że w przypadku kur niosek 70 z 638 (11,0%) próbek pochodziło od zwierząt

importowanych bezpośrednio przed ubojem z Holandii (N=21), Niemiec

(N=17), Słowacji (N=11) oraz Austrii, Belgii, Czech, Litwy i Łotwy.

W przypadku pozostałych grup zwierząt, próbki od zwierząt importowanych

zdarzały się incydentalnie ( 0,6%), a w przypadku bydła nie odnotowano

takiej sytuacji.

Oporność mikrobiologiczną stwierdzono w odniesieniu do każdej

z badanych substancji antybakteryjnych, a częstość jej występowania wahała

się od 0,9% (kolistyna) do 43,3% (tetracyklina) i zależała też od źródła

izolacji E. coli (Tab. 3). Zmiany częstości występowania oporności w czasie

odnotowano w przypadku 16 z 65 analizowanych kombinacji substancji

czynnej i źródła izolacji. W 9 przypadkach zmiana ta miała charakter

jakościowy, a w pozostałych dotyczyła przesunięcia wartości MIC nie

skutkujących zmianą częstości występowania kategorii NWT.

Tab. 3. Odsetek izolatów E. coli wykazujących oporność mikrobiologiczną na badane

substancje antybakteryjne.

substancja czynna (symbol;

NWT > mg/L)

% NWT

brojler

y nioski indyki świnie bydło razem (95% CI)

ampicilina (Amp; 8) 75,5% 34,3% 68,5% 26,1% 8,1% 42,3% (40,7÷44,0%)

cefotaksym (Ctx; 0,25) 8,7% 1,3% 3,8% 3,9% 1,4% 3,8% (3,1÷4,4%)

ceftazydym (Caz; 0,5) 8,1% 1,0% 3,0% 4,5% 1,4% 3,6% (2,9÷4,2%)

kwas nalidiksowy (Nal; 16) 74,0% 3,0% 53,8% 35,7% 6,9% 34,3% (32,7÷35,9%)

ciprofloksacyna (Cip; 0,064) 79,8% 3,3% 61,0% 42,6% 10,4% 39,0% (37,3÷40,6%)

chloramfenikol (Chl; 16) 17,3% 1,4% 20,3% 3,3% 7,7% 10,1% (9,1÷11,1%)

florfenikol (Flr, 16) 8,4% 0,7% 6,2% 0,9% 3,0% 3,8% (3,2÷4,5%)

216

substancja czynna (symbol;

NWT > mg/L)

% NWT

brojler

y nioski indyki świnie bydło razem (95% CI)

streptomycyna (Str; 16) 53,2% 8,1% 49,4% 16,5% 43,0% 34,4% (32,8÷36,0%)

kanamycyna (Kan; 8) 11,4% 3,1% 15,6% 3,4% 5,4% 7,8% (6,9÷8,7%)

gentamicyna (Gen; 2) 7,2% 1,1% 12,4% 3,1% 3,0% 5,4% (4,6÷6,1%)

sulfametoksazol (Smx; 64) 59,4% 13,7% 54,1% 23,4% 35,6% 37,3% (35,7÷38,9%)

trimetoprim (Tmp; 2) 40,9% 5,4% 36,2% 13,8% 16,9% 22,6% (21,2÷24,0%)

tetracyklina (Tcy; 8) 63,3% 10,0% 73,9% 26,0% 42,8% 43,3% (41,6÷45,0%)

kolistyna (Col; 2)* 0,4% 0,1% 1,6% 0,3% 0,3% 0,9% (0,3÷0,8%)

* - dotyczy 1 728 izolatów badanych w latach 2011-2012.

Antybiotyki betalaktamowe, w tym cefalosporyny: Odsetek izolatów

wykazujących oporność mikrobiologiczną na ampicylinę istotnie różnił się

w zależności od źródła izolacji i wahał się od 8,1% E. coli pochodzących od

bydła do 75,5% od brojlerów. Podobne zależności, ale dotyczące znacznie

mniejszej liczby izolatów obserwowano w przypadku cefalosporyn. Rosnącą

częstość występowania oporności mikrobiologicznej na ampicylinę

stwierdzono wśród izolatów od brojlerów i indyków (dane nie

prezentowane). Wzrost oporności izolatów od drobiu wystąpił też

w przypadku cefalosporyn. Co ciekawe, wśród izolatów od bydła, pomimo

niskiego odsetka izolatów NWT, zaobserwowano narastanie wartości MIC

zarówno dla cefuroksymu, jak i ceftazydymu (Ryc. 11).

217

Ryc. 11. Trendy oporności mikrobiologicznej E. coli na cefalosporyny.

Chinolony i fluorochinolony: Oporność mikrobiologiczna na kwas

nalidiksowy była notowana głównie wśród E. coli od drobiu (średnio 74,0%

i 79,8% izolatów od brojlerów, 53,8% i 61,0% od indyków, 35,7% i 42,6%

od niosek). Znacznie rzadziej obserwowano ją u E. coli od świń (6,9%

i 10,4%) i bydła (3,0% i 3,3%) (Tab. 2). Nie odnotowano żadnych zmian

w częstości występowania tego zjawiska w trakcie trwania projektu, zarówno

na poziomie danych jakościowych, jak i wartości MIC (dane nie

prezentowane).

Fenikole: Średni odsetek izolatów NWT osiągał najwyższe wartości

w przypadku E. coli uzyskanych od indyków (20,3%) i brojlerów (17,3%),

5,3

%

1,3

%

2,9

%

0,6

%

0,6

%

10

,0%

3,6

%

2,4

%

1,2

%

0,6

%

5,9

%

3,2

%

3,5

%

1,2

%

1,2

%

13

,5%

7,6

%

6,1

%

2,6

%

2,6

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

brojlery

p[Q]=0,035p[MIC]=0,017

nioski

p[Q]=0,009p[MIC]=0,027

indyki

(brak zmian)

świnie

(brak zmian)

bydło

p[Q] brak zmianp[MIC]=0,004*

% N

WT

cefotaksym

2009 2010 2011 2012

5,3

%

1,3

%

2,3

%

1,1

%

0,6

%

9,4

%

5,9

%

0,6

%

1,2

%

0,6

%

5,3

%

3,2

%

2,9

%

0,6

%

0,6

%

12

,3%

7,6

%

6,1

%

2,6

%

2,1

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

brojlery

(brak zmian)

nioski

p[Q]=0,032p[MIC]=0,043

indyki

p[Q]=0,021p[MIC]=0,015

świnie

(brak zmian)

bydło

p[Q] brak zmianp[MIC]=0,040*

% N

WT

ceftazydym

2009 2010 2011 2012

218

i był istotnie niższy u świń (7,7%), niosek (3,3%) i bydła (1,4%). Oporność

na florfenikol była zwykle o połowę niższa niż w przypadku

chloramfenikolu. Na rycinie 12 przestawiono trendy oporności

mikrobiologicznej na chloramfenikol, które polegały na spadku wartości MIC

izolatów uzyskiwanych of niosek i bydła. W przypadku niosek taki sam trend

odnotowano też w odniesieniu do florfenikol (dane nie prezentowane).

Ryc. 12. Trendy oporności mikrobiologicznej E. coli na chloramfenikol (** spadek wartości

MIC).

Aminoglikozydy: Częstość występowania E. coli posiadających

mechanizmy oporności na streptomycynę była największa w przypadku

izolatów od brojlerów (53,2%), indyków (49,4%) i świń (43,0%), a znacznie

niższa u niosek (16,5%) i bydła (8,1%). Poziom oporności na kanamycynę

i gentamycynę był kilkukrotnie niższy w porównaniu do streptomycyny.

Analiza zmian w czasie wykazała: stabilny poziom oporności na kanamycynę

(dane nie prezentowane), spadek oporności na streptomycynę izolatów od

niosek, narastanie oporności na gentamycynę u indyków oraz rosnące

wartości MIC dla tego antybiotyku wśród izolatów od bydła (Ryc. 13).

Na rycinie 14 zobrazowano zmiany jakościowe zachodzące w obrębie

populacji izolatów WT uzyskanych od bydła: 18% E. coli badanych w

16

,4%

5,1

% 18

,5%

6,2

%

1,2

% 1

8,2

%

1,2

%

21

,8%

8,8

%

1,2

%

13

,5%

3,9

% 2

2,4

%

7,0

%

0,6

%

21

,1%

3,2

% 18

,9%

8,9

%

2,6

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

brojlery

(brak zmian)

nioski

p[Q]brak zmianp[MIC]=0,001**

indyki

(brak zmian)

świnie

(brak zmian)

bydło

p[Q]brak zmianp[MIC]=0,001**

% N

WT

chloramfenikol

2009 2010 2011 2012

219

2009 r. charakteryzowała najniższa z badanych wartość MICGen 0,25 mg/L,

a 39% MICGen = 1 mg/L. Te same wartości MIC odnotowano w przypadku

2% i 47% izolatów badanych w 2012.

Ryc. 13. Trendy oporności mikrobiologicznej E. coli na aminoglikozydy.

53

,2%

23

,6%

43

,9%

39

,9%

11

,0%

54

,1%

15

,4%

48

,2%

42

,4%

6,4

%

47

,1%

14

,8%

54

,1%

47

,1%

5,8

%

58

,5%

12

,1%

51

,1%

42

,6%

8,9

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

brojlery

(brak zmian)

nioski

p[Q]=0,009p[MIC]=0,013

indyki

(brak zmian)

świnie

(brak zmian)

bydło

(brak zmian)

% N

WT

streptomycyna

2009 2010 2011 2012

8,2

%

5,1

%

6,4

%

3,4

%

1,2

%

6,5

%

1,8

%

10

,6%

2,4

%

0,6

%

5,9

%

3,2

% 1

9,4

%

3,5

%

0,0

%

8,2

%

2,5

%

13

,3%

2,6

%

2,6

%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

brojlery

(brak zmian)

nioski

(brak zmian)

indyki

p[Q]=0,009p[MIC]=0,004

świnie

(brak zmian)

bydło

p[Q] brak zmianp[MIC]=0,000*

% N

WT

gentamycyna

2009 2010 2011 2012

220

Ryc. 14. Przesunięcie wartości MIC dla gentamycyny (NWT > 2 mg/L) E. coli izolowanych

od bydła.

Inhibitory przemian kwasu foliowego: Oporność na sulfametoksazol

sięgała 59,4% izolatów od brojlerów, 54,1% od indyków, 35,6% od świń,

23,4% od niosek i 13,7% od bydła. W przypadku trimetoprimu odsetek NWT

był zwykle niższy o około 10% (bydło, nioski) do 20% niż dla

sulfonamidów. Odnotowano narastanie (p[Q] = 0,009) oporności na

sulfametoksazol E. coli pochodzących od indyków (dane nie prezentowane).

Tetracyklina: Częstość występowania izolatów NWT w zależności od

źródła izolacji E. coli, a także spadek wartości MIC dla tej substancji wśród

izolatów od kur niosek przedstawiono na rycinie 15.

Ryc. 15. Trendy oporności mikrobiologicznej E. coli na tetracyklinę.

18

%

37

%

39

%

4%

1%

0%

0%

0%

1%

1%

25

%

68

%

5%

0%

0%

0%

0%

1%

1%

35

%

57

%

7%

0%

0%

0%

0%

0%

2%

39

%

47

%

9%

2%

1%

0%

0%

1%

0%

20%

40%

60%

80%

<=.25 .5 1 2 4 8 16 32 >32

od

stet

ek b

adan

ych

izo

lató

w

wartości MIC (mg/L)

2009 (N=173)

2010 (N=171)

2011 (N=173)

2012 (N=190)

60

,8%

33

,8%

74

,6%

41

,6%

12

,1%

60

,6%

20

,7%

67

,6%

38

,8%

9,9

%

65

,3%

29

,7%

74

,1%

41

,3%

6,4

%

66

,7%

20

,4%

78

,9%

48

,9%

11

,6%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

brojlery

(brak zmian)

nioski

p[Q] brak zmianp[MIC]=0,010**

indyki

(brak zmian)

świnie

(brak zmian)

bydło

(brak zmian)

% N

WT

tetracyklina

2009 2010 2011 2012

221

Kolistyna: Izolaty NWT obserwowano sporadycznie ( 0,4%),

najczęściej wśród E. coli pochodzących od indyków (1,6%). Substancja ta

została uwzględniona w prowadzonym monitoringu od roku 2011, dlatego

też nie było możliwe przeprowadzenie analizy trendów.

Dyskusja

Monitorowanie oporności na substancje antybakteryjne

W ostatnich latach wiele krajów podjęło systematyczne badania

oporności bakterii na substancje antybakteryjne (Bronzwaer i wsp. 2008;

Deckert i wsp. 2010; Ozaki i wsp. 2011; Morfin-Otero i wsp. 2012; Tadesse

i wsp. 2012). Prezentowane wyniki są efektem badań prowadzonych

w ramach monitoringu wdrożonego w krajach UE (EFSA, 2007; Bronzwaer

i wsp. 2008; EFSA, 2008). Jego niezaprzeczalną zaletą jest zharmonizowana

metodyka, która pozwala na bezpośrednie porównywanie pomiędzy izolatami

pochodzącymi z różnych źródeł, regionów geograficznych i okresów

(MARAN, 2012; Schroeter i wsp. 2013). Oznaczanie najmniejszego stężenia

hamującego stałego panelu substancji antybakteryjnych, daje możliwość

oceny trendów oporności w czasie. Analiza taka jest zwykle wykonywana

w odniesieniu do wyników jakościowych, otrzymywanych po interpretacji

MIC (Kronvall, 2010; Kaesbohrer i wsp. 2012; Morfin-Otero i wsp. 2012;

SVARM, 2012; Tadesse i wsp. 2012; van der Bij i wsp. 2012). Metoda ta

daje również możliwość analizy ilościowej, polegającej na bezpośrednim

porównywaniu częstości występowania bakterii charakteryzujących się

określoną wartością MIC (EFSA, 2012a). Prezentowane wyniki są jednym

z pierwszych opracowań tego typu (Lundin i wsp. 2008; Wasyl i wsp. 2013a;

Wasyl i wsp. 2013c).

Bardzo ważnym elementem monitoringu oporności jest przyjęcie

jednolitych kryteriów interpretacji wyników. Zastosowanie kryteriów

epidemiologicznych (epidemiological cut-off values), chociaż często

222

krytykowane przez klinicystów i przemysł farmaceutyczny (Schwarz i wsp.

2010; de Jong i wsp. 2012), daje możliwość wczesnego wykrycia oporności

występującej nawet na bardzo niskim poziomie (Lundin i wsp. 2008).

Potwierdzeniem tego jest stwierdzona w prezentowanych badaniach oporność

E. coli na cefalosporyny oraz jej trendy. Dodatkowym argumentem

przeciwko stosowaniu kryteriów klinicznych w badaniach monitoringowych

jest fakt, że izolaty pochodzą zwykle od klinicznie zdrowych zwierząt,

z żywności i pasz.

Możliwość wykrycia nowopojawiającej się oporności lub jej trendów

w czasie zależy od liczby izolatów objętych badaniami monitoringowymi

(Bronzwaer i wsp. 2008). Przyjęta zasada badania 170 izolatów okazała się

skuteczna w odniesieniu do E. coli i chociaż zastosowany program objął

zaledwie niewielki ułamek populacji ubijanych co roku zwierząt (Tab. 3),

to losowe i równomiernie pobierane, przez cały okres badań, próbki

pozwoliły ocenić skalę problemu oporności. Niekiedy jednak, tak jak to

miało miejsce w przypadku kur niosek, mogą występować trudności

z pozyskaniem próbek do badań. Ograniczona dostępność izolatów dotyczy

z reguły bakterii patogennych (EFSA, 2008). Prezentowane wyniki

oznaczania oporności Salmonella poddają w wątpliwość zalecany sposób

wyboru izolatów (EFSA, 2007; Bronzwaer i wsp. 2008), który powoduje,

że badania obejmują głównie najczęściej występujące serowary. Tym samym

serowary Salmonella o mniejszym znaczeniu epidemiologicznym, które

jednak mogą charakteryzować się opornością istotną z punktu widzenia

epidemiologii, mogą zostać pominięte w badaniach monitoringowych.

Przykładem takiej sytuacji był oporny na chinolony (pojedyncza mutacja

gyrA) szczep S. Stanley (Wasyl i wsp. 2013b), którego oporność została

zidentyfikowana w Polsce tylko dzięki dochodzeniu epidemiologicznemu

prowadzonemu

223

w innych krajach UE (ECDC, 2012). W przypadku Salmonella zdecydowanie

skuteczniejszym rozwiązaniem wydaje się uwzględnianie przynależności

serologicznej przy wyborze izolatów do oznaczania oporności. Pozwoliłoby

to uniknąć sytuacji zaobserwowanej w niniejszych badaniach, w których

blisko 40% badanych izolatów Salmonella należało do najczęściej

występującego serowaru Enteritidis. Sześć kolejnych serowarów było

reprezentowanych przez wystarczająco liczną grupę izolatów do

przeprowadzenia analizy trendów oporności, a 30% oznaczeń wykonanych

w ciągu 5-letniego cyklu badań dotyczyła pojedynczych szczepów

należących do 234 serowarów. W przypadku tych ostatnich dopiero wzrost

znaczenia epidemiologicznego pozwala wykryć i w pełni zidentyfikować

mechanizmy oporności na substancje antybakteryjne (Wasyl i wsp. 2012a;

Wasyl i Hoszowski, 2012a; Wasyl i wsp. 2012c; Wasyl i wsp. 2013b).

Oporność jako wynik presji selekcyjnej

Stosowanie substancji antybakteryjnych jest podstawowym

czynnikiem powodującym selekcję i rozprzestrzenianie się bakterii opornych.

Monitorowanie konsumpcji substancji antybakteryjnych u zwierząt rzeźnych,

realizowane równocześnie z monitorowaniem oporności izolowanych od nich

bakterii, pozwala na precyzyjne określenie tych związków (EMA, 2012;

Krasucka i wsp. 2012). Szczególnie przydatne w tym zakresie jest

wykorzystanie niepatogennych, indykatorowych E. coli występujących tak

u zwierząt rzeźnych, jak i wolnożyjących (de Jong i wsp. 2012; EFSA

i ECDC, 2012; SVARM, 2012; Allen i wsp. 2013). Prezentowane wyniki

oporności komensalnych E. coli odzwierciedlają preferencje stosowania

określonych substancji czynnych oraz różne praktyki stosowane w chowie

zwierząt. Dla przykładu, stwierdzono, że 79,9% E. coli pochodzących od

bydła nie wykazywała obecności jakichkolwiek mechanizmów oporności

(dane nie prezentowane). Analiza danych dotyczących zwierząt, od których

224

izolowano te bakterie wykazała, że było to głównie bydło dorosłe (średnia

wieku: 46 miesięcy, najstarsza sztuka: 214 miesięcy, incydentalne przypadki

uboju bydła w wieku poniżej 2 lat). Prawdopodobnie kierowano je do uboju

z powodu niesatysfakcjonującej mleczności, a nie podawano substancji

antybakteryjnych ze względu na wytwarzane przez te zwierzęta mleko.

Z kolei u brojlerów i indyków substancje te mogą być stosowane okresowo,

w celach metafilaktycznych w czasie tuczu przy zachowaniu zasad karencji

ich stosowania przed ubojem. W wyniku tak dużej presji selekcyjnej

zaledwie 5,1% E. coli od brojlerów i 11,3% od izolatów indyczych objętych

tymi badaniami należało do kategorii WT (dane nie prezentowane).

Kolejnym przykładem stosowania substancji antybakteryjnych, którego

efektem jest wzrost częstości występowania oporności mikrobiologicznej na

chinolony i fluorochinolony jest S. Enteritidis izolowane od brojlerów

(Ryc. 1). Odnotowany w tym samym czasie stabilny poziom tej oporności

wśród izolatów od kur może wynikać również z mniejszej presji związanej

ze stosowaniem substancji antybakteryjnych u ptaków w trakcie nieśności.

Różna częstość występowania oporności komensalnych E. coli

świadczy o preferencjach w stosowaniu substancji antybakteryjnych

u określonych gatunków zwierząt (EMA, 2012; Krasucka i wsp. 2012). Na

obraz oporności może też wpływać import zwierząt. Stwierdzenie

w obecnych badaniach takich próbek wskazuje, że międzynarodowy obrót

zwierząt może być czynnikiem szerzenia się bakterii opornych lub

determinantów oporności (Wasyl i wsp. 2012b).

Zakażenia klonalne a oporność na substancje bakteryjne

Charakterystyka wybranych izolatów E. coli przy użyciu

elektroforezy PFGE genomowego DNA wykazała, że izolaty wykazujące

podobną oporność nie są epidemiologicznie związane (dane nie

prezentowane). W przypadku Salmonella sytuacja jest odmienna, a wyniki

225

oznaczania oporności jednoznacznie świadczą o konieczności analizowania

oporności na substancje antybakteryjne w obrębie poszczególnych

serowarów. Ścisłe związki oporności z przynależnością serologiczną

Salmonella powodują, że każda zmiana sytuacji epidemiologicznej, taka jak

pojawienie się lub zanikanie jakiegoś serowaru na danym obszarze

geograficznym, czy też w określonym sektorze produkcji zwierzęcej, rzutuje

na poziom oporności uzyskiwanych izolatów Salmonella. W przypadku

bakterii patogennych ma to związek nie tyle ze stosowaniem substancji

antybakteryjnych, ale wynika z szerzenia zakażeń wywoływanych przez klon

bakteryjny charakteryzujący się określonym profilem oporności (Wasyl

i Hoszowski, 2012b; 2012a; Wasyl i wsp. 2013b). Obok wspomnianych już

S. Enteritidis i S. Stanley (SVARM, 2012), dotyczy to też właściwie

wszystkich izolatów S. Virchow (Ryc. 4) i S. Kentucky (Wasyl i Hoszowski,

2012a). Izolaty te charakteryzuje kodowana chromosomalnie oporność na

chinolony i fluorochinolony (Wasyl i wsp. 2013d), która szerzy się na drodze

pionowej (z komórki macierzystej na potomną), a nie horyzontalnej, poprzez

np. mechanizmy kodowane plazmidowo przekazywane pomiędzy komórkami

tej samej generacji bakterii. Wspomniany wcześniej wzrost oporności na tą

klasę antybiotyków odnotowany w przypadku brojlerów (Ryc. 1) jest

prawdopodobnie wynikiem selekcji i klonalnego rozprzestrzenienia się

szczepu w tym sektorze produkcji drobiarskiej.

Przedstawiona na rycinie 4 narastająca oporność S. Infantis na

5 badanych substancji (NalCipStrTcySmx) jest z kolei efektem

rozprzestrzeniania się szczepu o takim właśnie profilu oporności, który

stwierdzono u 33% badanych izolatów tego serowaru. Narastanie oporności

odnotowano również u S. Newport (Ryc. 6), jednakże w przypadku tego

serowaru oporność mikrobiologiczna na poszczególne substancje

antybakteryjne była rozproszona pomiędzy różnymi liniami klonalnymi (dane

226

nie prezentowane), występującymi w różnych źródłach. Ich wspólną cechą

było częste występowanie PMQR, głównie qnrS1/S3, ale też qnrB (Veldman

i wsp. 2011; Wasyl i wsp. 2013d). Fenotypowo obecność tych mechanizmów

oporności wyraża się zdecydowanie wyższym odsetkiem izolatów opornych

na ciprofloksacynę niż kwas nalidiksowy. Co ciekawe, aż 66% wszystkich

Salmonella, u których w niniejszych badaniach stwierdzano geny PMQR,

reprezentowało S. Newport. Wyjaśnienie przyczyn tego zjawiska jest

niezaprzeczalnie interesującym tematem przyszłych badań.

Spektakularny sukces epidemiologiczny, tak w Polsce jak i w kilku

innych krajach, odniósł S. Kentucky. Klon określany mianem ST198

ewoluował przez kilkadziesiąt lat w Afryce Północnej, a zakażenia człowieka

były związane głównie z wyjazdami turystycznymi (Le Hello i wsp. 2011).

W Polsce ten wielooporny szczep charakteryzujący się wysoką opornością na

ciprofloksacynę pojawił się w 2009 r. prawdopodobnie w związku

z importem jaj wylęgowych indyków (Wasyl i Hoszowski, 2012a; Wasyl

i wsp. 2012c). Podobną sytuację obserwuje się w Niemczech (Beutlich i wsp.

2012). We Francji natomiast odnotowano zakażenia S. Kentucky w stadach

indyków, gdzie źródłem zakażenia był człowiek (informacja dzięki

uprzejmości S. Granier, ANSES). Zwykle jednak, to zakażenia indyków są

przyczyną zanieczyszczenia mięsa indyczego, co stwarza zagrożenie dla

zdrowia publicznego (Beutlich i wsp. 2012; PZH i GIS, 2012). Co ciekawe,

przeprowadzone badania wykazały, że zakażeniu klonem ST198, ulegają

również utrzymywane w domach egzotyczne gady, takie jak węże i warany,

a kontakt z tymi zwierzętami może stać się alternatywną dla żywności drogą

zakażenia człowieka tym niebezpiecznym patogenem (Zając i wsp. 2013a).

W odróżnieniu od opisanych powyżej przykładów, w których zmiana

sytuacji epidemiologicznej w obrębie danego serowaru Salmonella

powodowała wzrost odsetka izolatów wykazujących oporność

227

mikrobiologiczną, w przypadku S. Typhimurium odnotowano spadek

częstości występowania tego zjawiska (Ryc. 8). Jest to również związane

z epidemiologią S. Typhimurium i pojawieniem się w Polsce tzw.

jednofazowego wariantu tego serowaru. Izolaty te charakteryzuje rzadziej

obserwowana oporność i występują one głównie u świń, bydła

i uzyskiwanym od tych zwierząt mięsie (Wasyl i Hoszowski, 2012b).

Przykład S. Mbandaka również wskazuje, że nabywanie oporności

bakterii nie jest konieczne do szerzenia się zarazka i narastania jego

znaczenia epidemiologicznego. Serowar ten pojawił się w Polsce w połowie

lat 90-tych wywołując głównie zakażenia drobiu wodnego (Hoszowski

i Wasyl, 2001). Obecnie należy do najczęściej występujących serowarów

zarówno u zwierząt, jak i ludzi (Hoszowski i wsp. 2012; PZH i GIS, 2012),

chociaż oporność pozostaje na niskim poziomie (Ryc. 10). Jednakże

pojedyncze izolaty S. Mbandaka wykazujące oporność na fluorochinolony

(qnrS1/S3) oraz cefalosporyny (cefalosporynazy typu ampC), której

determinanty są kodowane na plazmidach, dowodzą roli presji selekcyjnej

antybiotyków stosowanych w chowie zwierząt (dane nie prezentowane) i ich

roli w szerzeniu się oporności na antybiotyki. Należy dodać, że substancje te

są uznawane przez Światową Organizację Zdrowia za niezmiernie ważne

z punktu widzenia ochrony zdrowia człowieka (Collignon i wsp. 2009).

Podsumowanie

Prowadzony monitoring oraz analiza jego wyników na poziomie

jakościowym i ilościowym (EFSA, 2012a) daje możliwość oceny zmian

w czasie oporności Salmonella i komensalnych E. coli izolowanych od

zwierząt w aspekcie jakościowym i ilościowym. W przypadku Salmonella

zmiany w oporności powiązane są z sytuacją epidemiologiczną w obrębie

poszczególnych serowarów, a u komensalnych E. coli ze skalą stosowania

substancji antybakteryjnych u zwierząt. Nawet jeżeli częstość występowania

228

oporności wydaje się niska i stabilna, analiza dystrybucji wartości MIC może

wykazać przesunięcia w obrębie kategorii WT i NWT. Może to być

traktowane jako system wczesnego ostrzegania przed narastaniem oporności

(Lundin i wsp. 2008). Tendencje do narastania oporności na betalaktamy

(w tym cefalosporyn), aminoglikozydy i sulfonamidy odnotowano wyłącznie

wśród izolatów od drobiu. Wbrew ogólnie przyjętej koncepcji dotyczącej

powszechnego narastania oporności (Collignon i wsp. 2009),

w pojedynczych przypadkach notowano obniżanie się wartości MIC (np.

fenikole, tetracyklina u izolatów E. coli od kur niosek i bydła). Przedstawione

wyniki dowodzą skomplikowanego charakteru zjawiska oporności bakterii na

substancje antybakteryjne, którego zrozumienie wymaga zarówno badań

monitoringowych, identyfikacji i charakterystyki mechanizmów oporności

i zasad ich rozprzestrzeniania się, ale też całościowego podejścia do

problemu oporności jako naturalnego zjawiska występującego

w ekosystemie.

Piśmiennictwo:

Allen S.E., Janecko N., Pearl D.L., Boerlin P., Reid-Smith R.J., Jardine C.M.:

Comparison of Escherichia coli recovery and antimicrobial resistance

in cecal, colon, and fecal samples collected from wild house mice

(Mus musculus). J. Wildl. Dis. 2013, 49, 432-436.

Beutlich J., Guerra B., Schroeter A., Arvand M., Szabo I., Helmuth R.:

Highly ciprofloxacin resistant Salmonella enterica serovar Kentucky isolates

in turkey meat and a human patient. Berl. Munch. Tierarztl. Wochenschr.

2012, 125, 89-95.

229

Bhullar K., Waglechner N., Pawlowski A., Koteva K., Banks E.D., Johnston

M. D., Barton H. A., Wright G. D.: Antibiotic resistance is prevalent in an

isolated cave microbiome. PLoS ONE 2012, 7, e34953.

Bronzwaer S., Aarestrup F., Battisti A., Bengtsson B., Piriz Duran S.,

Emborg H.D., Kahlmeter G., Mevius D., Regula G., Sanders P., Teale C.,

Wasyl D., De Smet K., Torren Edo J., Tul. P., Deluyker H., Makela P.:

Harmonised monitoring of antimicrobial resistance in Salmonella and

Campylobacter isolates from food animals in the European Union. Clin.

Microbiol. Infect. 2008, 14, 522-533.

Collignon P., Powers J.H., Chiller T.M., Aidara-Kane A., Aarestrup F.M.:

World Health Organization ranking of antimicrobials according to their

importance in human medicine: A critical step for developing risk

management strategies for the use of antimicrobials in food production

animals. Clin. Infect. Dis. 2009, 49, 132-141.

Czekalski N., Berthold T., Caucci S., Egli A., Burgmann H.: Increased levels

of multiresistant bacteria and resistance genes after wastewater treatment and

their dissemination into Lake Geneva, Switzerland. Front. Microbiol. 2012,

3, 106.

Dahmen S., Haenni M., Madec J.Y.: IncI1/ST3 plasmids contribute to

thedissemination of the blaCTX-M-1 gene in Escherichia coli from several

animal species in France. J. Antimicrob. Chemother. 2012, 67, 3011-3012.

Davies J., Davies D.: Origins and evolution of antibiotic resistance.

Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2010, 74, 417-433.

de Jong A., Thomas V., Simjee S., Godinho K., Schiessl B., Klein U., Butty

P., Valle M., Marion H., Shryock T.R.: Pan-European monitoring of

230

susceptibility to human-use antimicrobial agents in enteric bacteria isolated

from healthy food-producing animals. J. Antimicrob. Chemother. 2012, 67,

638-651.

Deckert A., Gow S., Rosengren L., Leger D., Avery B., Daignault D., Dutil

L., Reid-Smith R., Irwin R.: Canadian integrated program for antimicrobial

resistance surveillance (CIPARS) farm program: results from finisher pig

surveillance. Zoonoses Public. Health 2010, 57 (Suppl 1), 71-84.

ECDC: Joint ECDC/EFSA rapid risk assessment: Multi-country outbreak

of Salmonella Stanley infections. Update. ECDC, Stockholm. 2012.

EFSA: Report of the Task Force on Zoonoses Data Collection including

a proposal for a harmonized monitoring scheme of antimicrobial resistance

in Salmonella in fowl (Gallus gallus), turkeys, and pigs and Campylobacter

jejuni and C. coli in broilers. EFSA Journal 2007, 96, 1-46.

EFSA: Report from the Task Force on Zoonoses Data Collection including

guidance for harmonized monitoring and reporting of antimicrobial resistance

in commensal Escherichia coli and Enterococcus spp. from food animals.

EFSA Journal 2008, 141, 1-44.

EFSA: Joint opinion on antimicrobial resistance (AMR) focused on zoonotic

infections. Scientific opinion of the European Centre for Disease Prevention

and Control; Scientific opinion of the Panel on Biological Hazards; Opinion

of the Committee for Medicinal Products for Veterinary Use; Scientific

opinion of the Scientific Committee on Emerging and Newly Identified

Health Risks. EFSA Journal 2009, 7, 1372, 1-78.

231

EFSA: Technical specifications for the analysis and reporting of data on

antimicrobial resistance in the European Union Summary Report. EFSA

Journal 2012, 10, 2587, 1-53.

EFSA: Technical specifications on the harmonised monitoring and reporting

of antimicrobial resistance in Salmonella, Campylobacter and indicator

Escherichia coli and Enterococcus spp. bacteria transmitted through food.

EFSA Journal 2012, 10, 2742, 1-64.

EFSA, ECDC: The European Union Summary Report on antimicrobial

resistance in zoonotic and indicator bacteria from humans, animals and food

in 2010. EFSA Journal 2012, 10, 2598, 1-233.

EMA: Sales of veterinary antimicrobial agents in 19 EU/EEA countries

in 2010. ESVAC report. London, 2012

EUCAST: Terminology relating to methods for the determination

of susceptibility of bacteria to antimicrobial agents. Definitive Document

E. Def 1.2, 2000, 6 (9), 503-508.

Hoszowski A., Skarżyńska M., Wasyl D., Zając M., Lalak A., Samcik I.,

Wnuk D.: Serowary Salmonella występujące u zwierząt, w żywności

i paszach w Polsce w latach 2005-2010. Medycyna Weter. 2012, 68,

411-417.

Hoszowski A., Wasyl D.: Typing of Salmonella enterica subsp. Enterica

serovar Mbandaka isolates. Vet. Microbiol. 2001, 80, 139-148.

Hoszowski A., Wasyl D., Truszczyński M.: Epidemiological investigation of

Salmonella serovar Mbandaka strains isolated from animals, their feed and

food products in Poland during the years 1995 - 1997. Polish J. Vet. Sci.

1999, 2, 43-48.

232

Kaesbohrer A., Schroeter A., Tenhagen B.A., Alt K., Guerra B., Appel B.:

Emerging antimicrobial resistance in commensal Escherichia coli with public

health relevance. Zoonoses Public. Health 2012, 59 (Suppl 2), 158-165.

Krasucka D., Cybulski W., Klimowicz A.: Ocena stosowania substancji

przeciwdrobnoustrojowych u świń i bydła w Polsce na podstawie badań

sondażowych w 2010 roku. Medycyna Weter. 2012, 68, 106-109.

Kronvall G.: Antimicrobial resistance 1979-2009 at Karolinska hospital,

Sweden: normalized resistance interpretation during a 30-year follow-up on

Staphylococcus aureus and Escherichia coli resistance development. APMIS,

2010, 118, 621-639.

Le Hello S., Harrois D., Bouchrif B., Sontag L., Elhani D., Guibert V.,

Zerouali K., Weill F.-X.: Highly drug-resistant Salmonella enterica serotype

Kentucky ST198-X1: a microbiological study. Lancet Infect. Dis. 2013, 13,

672–679.

Le Hello S., Hendriksen R.S., Doublet B., Fisher I., Nielsen E.M., Whichard

J.M., Bouchrif B., Fashae K., Granier S.A., Jourdan-Da Silva N., Cloeckaert

A., Threlfall E.J., Angulo F.J., Aarestrup F.M., Wain J., Weill F.X.:

International spread of an epidemic population of Salmonella enterica

serotype Kentucky ST198 resistant to ciprofloxacin. J. Infect. Dis. 2011, 204,

675-684.

Lundin J.I., Dargatz D.A., Wagner B.A., Lombard J. E., Hill A.E., Ladely S.

R., Fedorka-Cray P.J.: Antimicrobial drug resistance of fecal Escherichia coli

and Salmonella spp. isolates from United States dairy cows. Foodborne

Pathog. Dis. 2008, 5, 7-19.

233

MARAN. Monitoring of antimicrobial resistance and antibiotic usage

in animals in the Netherlands. Central Veterinary Institute, Agricultural

Economics Research Institute, Wageningen, 2012.

Morfin-Otero R., Tinoco-Favila J.C., Sader H.S., Salcido-Gutierrez L.,

Perez-Gomez H.R., Gonzalez-Diaz E., Petersen L., Rodriguez-Noriega E.:

Resistance trends in gram-negative bacteria: surveillance results from two

Mexican hospitals, 2005-2010. BMC Res. Notes. 2012, 5, 277.

Ozaki H., Esaki H., Takemoto K., Ikeda A., Nakatani Y., Someya A.,

Hirayama N., Murase T.: Antimicrobial resistance in fecal Escherichia coli

isolated from growing chickens on commercial broiler farms. Vet. Microbiol.

2011, 150, 132-139.

Perchec-Merien A.M., Lewis G.D.: Naturalized Escherichia coli from New

Zealand wetland and stream environments. FEMS Microbiol. Ecol. 2013, 83,

494-503.

Pitout J.D.: Extraintestinal pathogenic Escherichia coli: a combination of

virulence with antibiotic resistance. Front. Microbiol. 2012, 3, 9.

PZH: Choroby Zakaźne i zatrucia w Polsce w 2011 r. Państwowy Zakład

Higieny, Główny Inspektor Sanitarny, Warszawa, 2012.

Ribot E.M., Fair M.A., Gautom R., Cameron D.N., Hunter S.B.,

Swaminathan B., Barrett T.J.: Standardization of pulsed-field gel

electrophoresis protocols for the subtyping of Escherichia coli O157:H7,

Salmonella, and Shigella for PulseNet. Foodborne Pathog. Dis. 2006, 3,

59-67.

Schroeter A., Tenhagen B.A., Alt K., Fetsch A., Stingl K., Guerra B.,

Heckenbach K., Helmuth R., Beutlich J., Hensel A., Appel B., Käsbohrer A:

234

German antimicrobial resistance situation in the food chain – DARLink 2009.

BfR Wissenschaft, Berlin, 2013.

Schwarz S., Silley P., Simjee S., Woodford N., van Duijkeren E., Johnson

A.P., Gaastra W.: Assessing the antimicrobial susceptibility of bacteria

obtained from animals. Vet. Microbiol, 2010, 141, 1-4.

Simon C., Daniel R.: Metagenomic analyses: past and future trends. Appl.

Environ. Microbiol. 2011, 77, 1153-1161.

SVARM: Swedish veterinary antimicrobial resistance monitoring. Uppsala,

Sweden: The National Veterinary Institute, Uppsala, 2012.

Tadesse D.A., Zhao S., Tong E., Ayers S., Singh A., Bartholomew M.J.,

McDermott P.F.: Antimicrobial drug resistance in Escherichia coli from

humans and food animals, United States, 1950-2002. Emerg. Infect. Dis.

2012, 18, 741-749

van der Bij A.K., van Dijk K., Muilwijk J., Thijsen S.F., Notermans D.W.,

de Greeff S., van de Sande-Bruinsma N.: Clinical breakpoint changes and

their impact on surveillance of antimicrobial resistance in Escherichia coli

causing bacteraemia. Clin. Microbiol. Infect. 2012, 18, E466-472.

Veldman K., Cavaco L.M., Mevius D., Battisti A., Franco A., Botteldoorn

N., Bruneau M., Perrin-Guyomard A., Cerny T., de Frutos Escobar C.,

Guerra B., Schroeter A., Gutierrez M., Hopkins K., Myllyniemi A.L., Sunde

M., Wasyl D., Aarestrup F.M.: International collaborative study on the

occurrence of plasmid-mediated quinolone resistance in Salmonella enterica

and Escherichia coli isolated from animals, humans, food and the

environment in 13 European countries. J. Antimicrob. Chemother. 2011, 66,

1278-1286.

235

Wasyl D.: Mechanizmy oporności Salmonella na chinolony. Medycyna Wet.

2009, 65, 516-520.

Wasyl D., Domańska-Blicharz K., Hoszowski A.: Quinolone resistance

mechanisms in Salmonella Kentucky with high-level ciprofloxacin

resistance. Proceedings of 3rd ASM Conference on Antimicrobial Resistance

in Zoonotic Bacteria and Foodborne Pathogens in Animals, Humans and the

Environment. Aix-en-Provence, Francja, 26-29 June, 2012.

Wasyl D., Hasman H., Cavaco L.M., Aarestrup F.M.: Prevalence and

characterization of cephalosporin resistance in nonpathogenic Escherichia

coli from food-producing animals slaughtered in Poland. Microb. Drug.

Resist. 2012, 18, 79-82.

Wasyl D., Hoszowski A.: First isolation of ESBL-producing Salmonella and

emergence of multiresistant Salmonella Kentucky in turkey in Poland. Food.

Res. Int. 2012, 45, 958–961.

Wasyl D., Hoszowski A.: Occurrence and characterization of monophasic

Salmonella enterica serovar Typhimurium (1,4,[5],12:i:-) of non-human

origin in Poland. Foodborne Pathog. Dis. 2012, 9, 1037-1043.

Wasyl D., Hoszowski A., Domańska-Blicharz K.: Salmonella Kentucky

epidemics in turkey, Poland, 2009 – 2011. In 9th international Symposium on

turkey Diseases. H. M. Hafez, ed. World Veterinary Poultry Association,

Institute of Poultry Diseases, Free University Berlin, Berlin. 2012, pp.

128-134.

Wasyl D., Hoszowski A., Zając M., Szulowski K.: Antimicrobial resistance

in commensal Escherichia coli isolated from animals at slaughter. Front.

Microbiol. 2013, 4, 221.

236

Wasyl D., Sandvang D., Skov M.N., Baggesen D.L.: Epidemiological

characteristics of Salmonella Typhimurium isolated from animals and feed

in Poland. Epidemiol. Infect. 2006, 134, 179-185.

Wasyl D., Zając M., Domanska-Blicharz K., Hoszowski A.: “Ad hoc” study

on Salmonella Stanley outbreak strains. Proceedings of International

Symphosium on Salmonella and Salmonellosis. Saint Malo, Francja, 27-29

May, 2013.

Wasyl D., Zając M., Hoszowski A.: Antibiotic resistance trends

in Salmonella, 2008-2012. Proceedings of International Symphosium

on Salmonella and Salmonellosis. Saint Malo, Francja, 27-29 May, 2013.

Wasyl D., Zając M., Hoszowski A.: Prevalence and characterisation

of quinolone resistance mechanisms in Salmonella isolated in Poland.

Proceedings of International Symphosium on Salmonella and Salmonellosis.

Saint Malo, Francja, 27-29 May, 2013.

Zając M., Wasyl D., Hoszowski A., Le Hello S., Szulowski K.: Genetic

lineages of Salmonella enterica serovar Kentucky spreading in pet reptiles.

Vet. Microbiol. 2013, 166, 686–689.

Zając M., Wasyl D., Hoszowski A., Szulowski K.: Genotypic diversity

of Salmonella Kentucky isolated from reptiles, poultry food, feed and

environmental samples in Poland. Proceedings of International Symphosium

on Salmonella and Salmonellosis. Saint Malo, Francja, 27-29 May, 2013.

Zając M., Wasyl D., Hoszowski A., Szulowski K.: Public healh relevant

Salmonella serovards in reptiles. Proceedings of Med-Vet-Net Association

Internarnational Scientific Conference. Kgs. Lingby, Dania, 24-25 June,

2013.

View publication statsView publication stats