aislamiento e identificacion de hongos fitopatogenos

AISLAMIENTO E IDENTIFICACION DE HONGOS FITOPATOGENOS

PRESENTES EN UN CULTIVO DE Vitis vinifera, L VARIEDAD

Chardonnay LOCALIZADO EN LA VEREDA EL PAPAYO

MUNICIPIO DE SOGAMOSO BOYACA.

JUANA MARCELA CANTOR CAMARGO

FRANCY SORAYA LUENGAS OLAVE

PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA

FACULTAD DE CIENCIAS

CARRERA DE MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL

BOGOTA D. C.

2001







TRABAJO DE GRADO PRESENTADO COMO REQUISITO PARCIAL

PARA OPTAR EL TITULO DE MICROBIOLOGO INDUSTRIAL

__________________________ _______________________

MARIA EUGENIA RODRIGUEZ. LUIS DAVID GOMEZ.

DIRECTOR. CODIRECTOR.




BOGOTA D. C.

2001







__________________________ ___________________________

MARTÍN ALONSO BAYONA R. ANDREA CAROLINA AGUIRRE.

JURADO. JURADO.




BOGOTA D. C.

2001







___________________________ ____________________________

Dr. CARLOS CORREDOR P.H.D AURA ROSA MANASCERO.

DECANO ACADEMICO. DIRECTORA DE CARRERA.

FACULTAD DE CIENCIAS. MICROBIOLOGIA INDUSTRIAL.




BOGOTA D. C.

2001

NOTA DE ADVERTENCIA

Artículo 23 de la Resolución No 13 de Julio de 1946: “La Universidad no se

hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus tesis

de grado”.

A Dios por ser guía espiritual, a la memoria de nuestros padres

que desde el cielo se regocijan al vernos escalar un peldaño

mas en nuestras vidas, a nuestras madres por su tenacidad,

infinito amor y sabios consejos, a R. y J. que soportaron

junto a nosotras las largas jornadas de trabajo y a nuestros

hermanos quienes nos motivaron a seguir luchando por grandes

ideales.

FRANCY Y MARCELA.

AGRADECIMIENTOS

Al Ingeniero Maria Eugenia Rodríguez por su hospitalidad y empeño para el

desarrollo del presente trabajo.

Al Doctor Luis David Gómez quien con su paciencia, asesoría y múltiples

recomendaciones, nos guió hasta el final.

A las Doctoras del Laboratorio de Salud Pública de Cundinamarca Mariela

Ulloa, Beatriz Galvis de Colmenares y Maria del Pilar Carrillo quienes nos

abrieron las puertas de su lugar de trabajo.

A la Doctora Luisa Gutiérrez de Laverde por permitirnos adelantar el estudio

en algunas ocasiones.

A la Doctora Ana Maria Uribe del Departamento de Patología de la Pontificia

Universidad Javeriana por su colaboración y buena voluntad.

A nuestras familias por brindarnos su apoyo económico y moral para llevar a

feliz término nuestro Trabajo de Grado.

A nuestros amigos y todas aquellas personas que de una u otra manera

intervinieron activamente en la culminación de este trabajo.

TABLA DE CONTENIDOS

RESUMEN X

OBJETIVOS XII

JUSTIFICACIÓN XIII

INTRODUCCIÓN 14

1 REVISION BIBLIOGRAFICA 16

1.1 ANTECEDENTES 16

1.2 ORIGEN DE LA VID 16

1.3 CLASIFICACION TAXONOMICA DE LA VID 17

1.4 MORFOLOGIA DE LA VID 18

1.4.1 Raíz 18

1.4.2 Tallo 18

1.4.3 Hojas 19

1.4.4 Flor 19

1.4.5 Fruto 19

1.5 CICLO VEGETATIVO DE LA VID 20

1.5.1 Desborre 20

1.5.2 Crecimiento 20

1.5.3 Agostamiento 21

1.5.4 Caída De Las Hojas 21

1.5.5 Latencia De Las Yemas 21

1.6 CICLO REPRODUCTOR DE LA VID 22

1.6.1 Floración – Fecundación 22

1.6.2 Desarrollo Del Fruto Verde 23

1.6.3 Envero 23

1.7 AGROECOLOGIA 23

1.7.1 Clima 23

1.7.2 Suelos 24

1.7.3 Requerimientos Nutricionales 24

1.8 IMPORTANCIA ECONOMICA 25

1.9 DISTRIBUCION DEL CULTIVO 25

1.10 VARIEDAD CHARDONNAY 26

1.10.1 Descripción 28

1.10.2 Aptitudes 28

1.10.3 Importancia cultural 30

1.11 VEREDA EL PAPAYO 31

1.12 FITOPATOLOGIA 32

1.13 HONGOS 33

1.13.1 Características De Hongos 33

1.13.2 Reproducción De Hongos 34

1.13.2.1 Reproducción asexual 35

1.13.2.2 Reproducción sexual 35

1.14 PATOGENOS DE LA VID 36

1.14.1 Mildiú 36

1.14.1.1 Agente causal 37

1.14.1.2 Taxonomía 37

1.14.1.3 Historia 37

1.14.1.4 Ciclo de vida 37

1.14.1.5 Síntomas y daños 38

1.14.1.6 Factores ambientales 40

1.14.2 Podredumbre Gris 41

1.14.2.1 Agente causal 41

1.14.2.2 Taxonomía 41

1.14.2.3 Historia 41




1.14.3 Podredumbres Secundarias 45

1.14.3.1 Agentes causales 45

1.14.3.2 Taxonomía Podredumbres Secundarias 48




1.15 OTRAS PATOLOGÍAS 52

1.16 CONTROL BIOLÓGICO 53

1.17 ANTAGONISMO 54

1.17.1 Mecanismos De Acción 55

1.17.2 Factores Externos 55

1.18 Trichoderma 56

1.18.1 Taxonomía 57

1.19 ACTINOMICETOS 57

1.19.1 Actinomyces 59

1.19.2 Nocardia 59

1.19.3 Streptomyces 60

2 MATERIALES Y METODOS 61

2.1 INSPECCIÓN DE CAMPO 61

2.2 RECOLECCION DE MUESTRAS 62

2.3 TRANSPORTE DE MUESTRAS 64

2.4 PROCESAMIENTO DE MUESTRAS 64

2.4.1 Hojas 66

2.4.2 Suelos 68

2.5 PRUEBAS DE ANTAGONISMO 68

2.5.1 Técnica De Enfrentamiento 70

2.5.2 Técnica De Micoparasitismo In Vitro 71

2.5.3 Técnica De Inhibición por actinomicetos 73

3 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 75

3.1 HONGOS 75

3.1.1 Determinación de las tasas de crecimiento de

patógenos y antagonista 76

3.1.2 Hongos de Filósfera 76

3.1.3 Hongos de Rizósfera 81

3.2 ACTINOMICETOS 84

3.2.1 Actinomicetos del suelo 84

3.2.2 Pruebas Bioquímicas 87

3.3 TECNICA DE ENFRENTAMIENTO 90

3.4 TECNICA DE MICOPARASITISMO 93

3.5 TECNICA DE INHIBICIÓN POR ACTINOMICETOS 95

4 CONCLUSIONES 104

5 RECOMENDACIONES 107

GLOSARIO 108

BIBLIOGRAFÍA 112

ANEXOS 117

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Fotografía Variedad Chardonnay. 29

Figura 2. Fotografía Variedad Chardonnay. 29

Figura 3. Vista General Del Viñedo. 32

Figura 4. Condiciones Para Que Ocurra Patología En Plantas. 33

Figura 5. Ciclo De Vida De Plasmopara viticola. 39

Figura 6. Síntomas De Plasmopara viticola Sobre Hojas

(Mildiú Velloso). 40

Figura 7. Ciclo De Vida De Botrytis cinerea. 42

Figura 8. Síntoma De Ataque En Hojas. 44

Figura 9. Ataque En Brote Joven. 44

Figura 10. Estructuras Microscópicas De Alternaria sp., Botrytis

sp., Cladosporium sp. 47

Figura 11. Ciclo De Vida De Rhizopus nigricans. 49

Figura 12. Daños de Alternaria sp. 50

Figura 13. Daños de Cladosporium sp. 51

Figura 14. Daños Producidos Por Penicillium sp. 51

Figura 15. Daños Producidos Por Rhizopus sp. 52

Figura 16. Evaluación Del Viñedo. 62

Figura 17. Estado De Evolución De Las Plantas. 62

Figura 18. Muestreo De Filósfera. 63

Figura 19. Muestreo De Rizósfera. 64

Figura 20. Diagrama De La Técnica De Enfrentamiento. 71

Figura 21. Diagrama De La Técnica De Micoparasitismo. 72

Figura 22. Diagrama De La Técnica De Inhibición Por

Actinomicetos. 74

Figura 23. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En

Filósfera. 77

Figura 24. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De

Alternaria Sp. 78


Botrytis sp. 79


Cladosporium sp. 80

Figura 27. Estructura Microscópica De Plasmopara viticola. 81

Figura 28. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En

Rizósfera. 82

Figura 28. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas de

Trichoderma sp. 83

Figura 30. Estructuras Macroscópicas Y Microscópicas De

Actinomyces sp. 85


Nocardia sp. 86


Streptomyces sp. 87

Figura 33. Pruebas Bioquímicas Para Nocardia sp. 89

Figura 34. Pruebas Bioquímicas Para Streptomyces sp. 89

Figura 35. Pruebas Bioquímicas Para Actinomyces sp. 89

Figura 36. Trichoderma sp. vs. Alternaria sp. 91

Figura 37. Trichoderma sp. Vs. Botrytis sp. 92

Figura 38. Trichoderma sp. Vs. Cladosporium sp. 92

Figura 39. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Alternaria sp. 93

Figura 40. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Botrytis sp. 94

Figura 41. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Cladosporium

sp. 94

Figura 42. Actinomyces sp. vs. Alternaria sp. 95

Figura 43. Nocardia sp. vs. Alternaria sp. 96

Figura 44. Streptomyces sp. vs. Alternaria sp. 97

Figura 45. Actinomyces sp. vs. Botrytis sp. 98

Figura 46. Nocardia sp. vs. Botrytis sp. 99

Figura 47. Streptomyces sp. vs. Botrytis sp. 100

Figura 48. Actinomyces sp. Vs. Cladosporium sp. 101

Figura 49. Nocardia sp. vs. Cladosporium sp. 102

Figura 50. Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp. 103

Figura 51. Síntomas De Oídio En El Haz De Hojas. 120

Figura 52. Síntomas De Oídio En El Envés De Hojas. 120

Figura 53. Estructura Microscópicas de Uncinula necator. 121

Figura 54. Lesiones Típicas De Black – Rot En Hojas De Vid. 121

Figura 55. Síntomas De Yesca o Apoplejía Parasitaria En

Hojas. 122

LISTA DE ANEXOS

Anexo A. Otras Enfermedades De La Vid. 117

Anexo B. Fotografías De Otras Patologías. 120

Anexo C. Clasificación Taxonómica De Actinomicetos Del Suelo. 124

Anexo D. Medios De Cultivo. 125

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Filósfera 76

Tabla 2. Crecimiento Radial De Alternaria sp. 77

Tabla 3. Crecimiento Radial De Botrytis sp. 79

Tabla 4. Crecimiento Radial De Cladosporium sp. 81

Tabla 5. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Rizósfera 82

Tabla 6. Crecimiento Radial De Trichoderma sp. 83

Tabla 7. Pruebas Bioquímicas Para Identificar Actinomicetos 88

Tabla 8. Escala de Evaluación de la Capacidad Competitiva de

Trichoderma sp. In Vitro.

90

Tabla 9. Porcentaje de Inhibición Actinomyces sp. vs. Alternaria

sp.

95

Tabla 10. Porcentaje de Inhibición Nocardia sp. vs. Alternaria sp. 96

Tabla 11. Porcentaje de Inhibición Streptomyces sp. vs. Alternaria

sp.

97

Tabla 12. Porcenta je de Inhibición Actinomyces sp. vs. Botrytis sp. 98

Tabla 13. Porcentaje de Inhibición Nocardia sp. vs. Botrytis sp. 99

Tabla 14. Porcentaje de Inhibición Streptomyces sp. vs. Botrytis sp. 100

Tabla 15. Porcentaje de Inhibición Actinomyces sp. vs.

Cladosporium sp.

101

Tabla 16. Porcentaje de Inhibición Nocardia sp. vs. Cladosporium

sp.

102

Tabla 17. Porcentaje de Inhibición Streptomyces sp. vs.

Cladosporium sp.

103

RESUMEN

Se aislaron e identificaron hongos fitopatógenos a partir de muestras de

filósfera: Plasmopara vitícola, Botrytis sp., Alternaria sp., Cladosporium sp. Y

Penicillium sp. de un viñedo situado en la Vereda El Papayo, del Municipio de

Sogamoso, Boyacá.

Los hongos aislados se recuperaron a partir de dos muestreos de hojas y

suelos durante los meses de Junio y Julio. De las muestras rizosféricas se

obtuvo Trichoderma sp. y los actinomicetos: Nocardia sp, Streptomyces sp. y

Actinomyces sp. los cuales fueron utilizados para realizar pruebas de

antagonismo in vitro contra los hongos fitopatógenos presentes en la

filósfera.

Se determinó el crecimiento radial de los hongos implicados en el estudio y

se concluyó que Trichoderma sp. presenta una mayor tasa de crecimiento

comparado con los fitopatógenos los cuales crecieron a diferentes

velocidades siendo el más rápido Alternaria sp, seguido por Botrytis sp. y

Cladosporium sp.

Las pruebas de antagonismo se realizaron empleando dos técnicas: una de

enfrentamiento para evaluar el efecto de Trichoderma sp. contra los hongos

fitopatógenos aislados, Trichoderma sp. debido a su alta capacidad de

colonización sobre el patógeno, presentó buen antagonismo, invadiendo y

afectando el desarrollo de la colonia del patógeno, evidenciándose en todos

los casos una clara competencia por espacio que se confirmó mediante

pruebas de micoparasitismo las cuales mostraron siempre interacciones

como entorchamiento, granulación o crecimiento paralelo.

De otra parte la técnica de inhibición por actinomicetos permitió la valoración

de la actividad antagónica de los mismos frente a los microorganismos a

biocontrolar. Dichas pruebas demostraron que Nocardia sp. es el que mayor

efecto antagónico ejerce sobre los fitopatógenos en todos los casos,

Actinomyces sp. no es un buen biocontrolador y Streptomyces sp. presenta

un efecto intermedio entre los dos anteriores.

En cuanto a la sensibilidad de los hongos fitopatógenos se puede afirmar que

Cladosporium sp. es el que mayor índice presenta a diferencia de Botrytis sp.

y Alternaria sp. en su orden.

OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL:

v Aislar e identificar la carga microbiana fúngica patógena presente en

filósfera y rizósfera en un cultivo de Vitis Vinifera L. Variedad

Chardonnay localizado en la Vereda El Papayo, Municipio de Sogamoso,

Departamento de Boyacá.

OBJETIVOS ESPECIFICOS:

v Aislar y caracterizar la carga microbiana fúngica patógena a partir de

material enfermo del cultivo de vid.

v Identificar la carga microbiana presente en muestras de suelo tomadas

en la rizósfera de un cultivo de Vitis vinifera L.

v Determinar la acción de microorganismos biocontroladores sobre los

hongos patógenos aislados e identificados, por medio de pruebas de

antagonismo in vitro.

v Crear un banco de cepas de microorganismos fitopatógenos para

posteriores investigaciones.

JUSTIFICACION

Teniendo en cuenta las condiciones climáticas tropicales del Departamento

de Boyacá se ha planteado en dicha región la viticultura como una alternativa

de producción a la agricultura tradicional presente allí.

El viñedo está expuesto constantemente a múltiples problemas patológicos,

ya que los microorganismos encuentran en el clima de la región un perfecto

microhábitat para desarrollarse, estas patologías dificultan la ejecución de un

control definido si no se conocen el agente causal, el porqué de su aparición

y grado de ataque; parámetros que dependen de la susceptibilidad varietal y

condiciones ambientales de cada zona, hechos que requieren así programas

de control diferentes.

Para obtener uvas sanas, es necesario realizar un estudio mediante

aislamiento y caracterización de hongos patógenos, durante el ciclo

vegetativo de la vid, los cuales afectan la productividad del cultivo y por

consiguiente la economía vitícola. Es importante identificar organismos

propios del mismo hábitat, los cuales pueden ser usados como controles

biológicos, para disminuir el ataque de fitopatógenos a un menor costo.

Siendo este el primer estudio realizado en el viñedo, su importancia reside en

fomentar investigaciones posteriores que garanticen la sanidad del cultivo y

sirvan de instrumento para el conocimiento científico.

INTRODUCCION

El mundo del hombre está lleno de fenómenos fascinantes, pero pocas cosas

hay en el que despierten una admiración y atracción tan totales como esos

seres vivos llamados las plantas. La actitud tan favorable del hombre hacia

el mundo vegetal tiene diferentes causas como son el sentido estético del

hombre y la extraordinaria importancia que tienen los organismos vegetales

para el y su existencia.

Las plantas se encargan de alimentarnos. Sin la fotosíntesis, que consiste

en la transformación de materias inorgánicas en sustancias orgánicas con la

ayuda de la luz solar, no existiría el hombre ni podría haber tampoco

animales.

El hombre, ocasionalmente encuentra factores que disminuyen y en casos

extremos, aniquilan los rendimientos de sus cultivos. Entre estos factores, en

primer plano de importancia, se sitúan las enfermedades de las plantas, la

ciencia encargada de este estudio se denomina fitopatología o patología

vegetal. Esta ciencia estudia: las entidades vivas y las condiciones

ambientales que causan la enfermedad en las plantas; los mecanismos

mediante los cuales éstos factores producen enfermedad; la interacción entre

los agentes causales de la enfermedad y la planta enferma (se establece una

relación simbiótica antagónica que depende de la presencia de un hospedero

susceptible, la prevalencia de un patógeno virulento y la concurrencia de

condiciones ambientales favorables que deben prevalecer durante el tiempo

necesario); los métodos de prevenir o controlar las enfermedades y el cómo

aliviar los daños que estas causan (Agrios, 1998).

Las enfermedades son procesos biológicos dinámicos, variables en magnitud

e intensidad. Esto explica la considerable variabilidad en la expresión

externa de los cambios fisiológicos o síntomas de una enfermedad. Los

síntomas están en relación con la magnitud y características de las

alteraciones fisiológicas producidas.

Con frecuencia, en los inicios de una enfermedad las alteraciones son

mínimas y no necesariamente se traducen en modificaciones visibles, pero a

medida que el proceso infectivo o patogénesis progresa, se intensifican los

desórdenes fisiológicos apareciendo las primeras manifestaciones de la

enfermedad. El conjunto de síntomas propios de una patogénesis constituye

el síndrome de la enfermedad.

Dentro de las enfermedades que tienen mayor prevalencia sobre los cultivos

de vid y más específicamente de la variedad Chardonnay, que si bien es

cierto, es una de las más susceptibles, cabe nombrar: Oídio, Mildiú,

Podredumbre gris, Podredumbres secundarias, Black rot, entre otras. Estos

fitopatógenos completamente diferentes afectan una planta de manera

similar, alterando su fisiología.

El desarrollo del síndrome de una enfermedad como resultado de alterar las

funciones fisiológicas en vegetales, acorde con las funciones fisiológicas

afectadas se caracteriza por la destrucción de reservas alimenticias,

alteración del metabolismo de plantas e interferencia en el transporte y

elaboración de nutrimentos. Cabe resaltar que para hacerse manifiestas las

mencionadas enfermedades, deben existir condiciones climáticas que

favorezcan dicho agente.

1. REVISION BIBLIOGRAFICA

1.1 ANTECEDENTES:

Trabajos de investigación anteriores relacionados con la incidencia de

hongos fitopatógenos en cultivos de Vitis vinifera L. en el Departamento de

Boyacá, fueron realizados específicamente en la Loma de Puntalarga, para

evidenciar la acción de hongos como agentes productores de enfermedad.

Dentro de los factores que influyen principalmente en el establecimiento de

las infecciones cuentan la luz, humedad, temperatura y lluvias. (Bayona,

1992).

Los ensayos de viticultura y fabricación de vinos en Puntalarga, muestran

que con un esfuerzo apropiado de investigación y desarrollo sería posible

convertir algunas zonas de Boyacá en regiones vitivinícolas capaces de

competir con sus productos a escala internacional. El desarrollo que puede

tener la agroindustria vitivinícola en Boyacá, justifica el conocimiento y

estudio de sus agentes fitopatógenos con el fin de detectar los problemas y

prevenirlos con un manejo fitosanitario adecuado y eficiente; que a su vez

evitará pérdidas para la producción, que influyen en la economía del cultivo.

1.2 ORIGEN DE LA VID:

Es una planta tan antigua como la humanidad, pues existía mucho antes que

el hombre habitara la tierra. Los cultivos más antiguos se dieron a conocer

4000 años a. C. en regiones del Cáucaso y el Mar Negro, de esta región es

originaria la V. vinifera L., de la cual derivaron todas las variedades

cultivadas.

En Egipto mientras dominaba la IV dinastía de los faraones se producía vino

(2500 años a. C.). Griegos y romanos contribuían a la propagación del

cultivo y tenía cada una de estas civilizaciones un dios del vino. En el siglo

XII d. C. en países cristianos, la vid sobrevivió a las invasiones, gracias a los

monjes y abades. (Marro, 1989).

A pesar que las civilizaciones chinas iniciaron su cultivo hace 2000 años

a. C., dicha fruta llegó a tierras americanas sólo después del descubrimiento

y los grandes viajes universales de estas épocas; primero se hicieron

plantaciones de vid en México, Chile y Guatemala, su extensión en

Sudamérica, se inició en Perú y Argentina.

La vid fue introducida a Colombia posiblemente durante los años de gran

expansión en los cultivos de América, es decir en la década de 1920 – 1930.

Al Valle del Cauca fueron introducidas las primeras plantas en 1925, gracias

a don Inocencio Franco. Estas tuvieron exuberante prosperidad y produjeron

frutos de buena calidad, extendiéndose así a diversas regiones del país.

1.3 CLASIFICACION TAXONOMICA DE LA VID:

Reino: Vegetal

Clase: Angiospermae

Subclase: Dicotiledónea

Orden: Ramnales

Familia: Vitaceae

Género: Vitis

Especie: Vitis vinifera L.

1.4 MORFOLOGIA DE LA VID:

Su nombre científico es V. vinifera L. se conoce con otros nombres como

vid, viña, parra y uva. Las plantas de esta familia son lianas y arbustos con

tronco herbáceo, en ocasiones con cepa tuberosa que tiene zarcillos

opuestos a las hojas, estos arbustos están constituidos por una parte aérea y

una subterránea, bien definidas.

1.4.1 Raíz: se presenta de dos clases; como cilindro central o pivote del

cual salen numerosas raíces secundarias. Cuando la propagación

es vegetativa, por estacas, éstas poseen la parte radical y el

injerto, la parte aérea productiva. Allí se desarrolla un sistema

radical adventicio que es más lento en su desarrollo que la parte

aérea, formando cuatro o cinco raíces principales con sus

respectivas raíces secundarias.

La profundidad a la que se sitúan las raíces principales varía según el terreno

(humedad, aireación) así la planta desarrolla cada año en la capa superficial

del suelo, mejor aireada, más mullida y rica, una cabellera muy activa, cuya

destrucción hay que evitar en el periodo vegetativo de la vid. (Chauvet y

Reynier, 1984).

1.4.2 Tallo: es gris parduzco de madera porosa y flexible. A través de

las raíces se sustenta la planta, mediante la absorción de la

humedad y las sales minerales necesarias de forma que el tronco

y los sarmientos son vehículos de transmisión por donde circula el

agua con los componentes minerales.

1.4.3 Hojas: nacen en los nudos de las ramificaciones. Tienen cinco

lóbulos e igual numero de nervaduras. Su color varía de verde

claro a oscuro, según la variedad. Superficie lisa, rugosa u

ondulada y el envés se cubre de vellosidades. El tamaño varía

según la variedad, la forma de las hojas puede ser redondeada,

acorazonada, lobulada y arriñonada. Son los órganos más

importantes de la vid.

1.4.4 Flor: las flores de V. vinifera L. son perfectas (hermafroditas), con

pétalos, corona, estambres y pistilo, compuestos de estigma, estilo

y ovario.

La inflorescencia es un racimo compuesto de pedúnculo, raquis, pedicelos y

flores. Están dispuestas en los nudos de los sarmientos jóvenes a razón de

una a cuatro por sarmiento.

1.4.5 Fruto: formado por pedicelo, haces fibrovasculares, semillas,

pulpa y corteza. Según la variedad, estos pueden ser oblongos,

cilíndricos, alargados y ovoides. El fruto surge muy verde, pues

está saturado de clorofila y a partir de aquí toda la planta empieza

a ejercer servidumbre a favor del fruto que poco a poco crecerá.

El grano de uva posee tres partes, piel, pulpa y semillas. La piel, contiene

componentes colorantes y aromáticos de los vinos. En las pulpas se

encuentran los principales componentes del mosto (agua y azúcares) que

después, mediante fermentación se transformaran en vino y no aportan color,

salvo algunas variedades conocidas como tintoreras. (Larrea, 1987).

1.5 CICLO VEGETATIVO DE LA VID:

La vid, planta perenne permanece en el terreno durante treinta a cincuenta

años el cultivo entra en producción tres o cuatro años después de la

plantación. Su vida es una sucesión de ciclos anuales que son

interdependientes, en países con las cuatro estaciones; en Boyacá se

pueden obtener dos cosechas por año. Las yemas representan un papel

fundamental en la perennidad, pues aseguran la supervivencia de la planta y

allí se da lugar la iniciación floral.

Antes, de que aparezcan jóvenes órganos verdes en la cepa, el despertar de

la vegetación se manifiesta por exudaciones que se producen al nivel de

heridas recientes, los lloros. Al calentarse la tierra, las raíces absorben del

suelo soluciones minerales; aún no hay ningún órgano verde para utilizar

esta savia bruta; si en este momento se han realizado cortes en los

sarmientos esta sabia sale al exterior por heridas, este es el fenómeno de los

lloros, que continuará hasta la cicatrización de heridas o desarrollo de yemas.

Lloros abundantes son signo de una gran actividad en las raíces.

1.5.1 Desborre: constituye el inicio del desarrollo foliáceo, que marca el

verdadero despertar de la vegetación. Cuando las yemas

comienzan a brotar, sus escamas se abren y es la borra lo primero

que se asoma al exterior; de ahí el nombre de desborre, entonces

inicia el crecimiento de los pámpanos cuyas primeras hojas

rudimentarias aparecen de forma súbita.

1.5.2 Crecimiento: es la aparición y desarrollo sucesivo de los órganos

del pámpano (hojas, entrenudos, zarcillos e inflorescencias). El

crecimiento depende de la temperatura y humedad del suelo, así

como de la actividad fisiológica.

1.5.3 Agostamiento: mientras las uvas maduran, los pámpanos

cambian, el color verde desaparece y la corteza se diferencia. El

pámpano se endurece y transforma en sarmiento, lo que genera

acumulación en tallo y troncos de sustancias de reserva. El

agostamiento asegura la perennidad de la planta y permite su

multiplicación.

1.5.4 Caída De Las Hojas: mientras ocurre el agostamiento, las hojas

se vacían de sus sustancias, su aspecto y color cambian; algunas

se amarillean, otras enrojecen normalmente (fenómeno a no

confundir con una afección parasitaria). Al final del periodo de la

vida activa, se forma una capa de súber en un punto del pecíolo, la

hoja cae y es allí donde la planta desprovista de hojas entra en

fase de reposo vegetativo.

1.5.5 Latencia De Las Yemas: las yemas latentes formadas en la axila

de las hojas no se desarrollan en el mismo año de su formación.

Permanecen en reposo o latencia hasta que halla un estado en el

que no tiene la facultad de entrar en crecimiento. El periodo de

latencia de las yemas comprende cinco fases:

• Fase de prelatencia: las yemas tienen la capacidad potencial

de desarrollarse pero reposan, ya que están sometidas a la

inhibición ejercida por la yema terminal (dominancia apical). Aquí

la yema se organiza formando los esbozos de hojas, zarcillos e

inflorescencias.

• Fase de entrada en latencia: el crecimiento de los pámpanos

cesa, está bajo el control de una hormona vegetal. La entrada en

latencia comienza por las yemas en la base del pámpano y alcanza

progresivamente el ápice a la vez que el agostamiento.

• Fase de latencia: las yemas permanecen latentes sin sufrir

modificaciones profundas.

• Fase de ruptura de latencia: las yemas adquieren de nuevo la

capacidad para el desborre (bajo la influencia del frío). Fenómeno

producido a la caída de hojas que ocurre en forma progresiva,

desde la base hasta el ápice del sarmiento.

• Fase de postlatencia: las yemas adquieren facultad para

desborrar, pero permanecen en reposo ya que las condiciones

climáticas no son favorables, sin embargo vuelven a tener actividad

interna cada vez que se producen días cálidos y soleados. Este

proceso pasa desapercibido a nuestros ojos, pero la suma de éstas

actividades diarias conduce, evolutivamente, a la manifestación

visible que es el desborre.

1.6 CICLO REPRODUCTOR DE LA VID:

Las inflorescencias que existen en estado de esbozos en las yemas fértiles,

aparecen sobre los pámpanos fructíferos durante el crecimiento.

Aproximadamente dos meses después del desborre, tiene lugar la

fecundación.

1.6.1 Floración – Fecundación: consiste en la apertura de la flor, es

decir la caída de la corola. La fecundación sigue normalmente a la

floración, pero es difícil distinguirlos pues son dos fenómenos

sucesivos. La caída de flores y frutos jóvenes se llama corrimiento

y sólo afecta una parte del racimo. La fecundación generalmente

es cruzada, dado que la apertura de las anteras se hace hacia el

exterior, sin embargo también es posible la fecundación directa.

1.6.2 Desarrollo Del Fruto Verde: el ovario una vez fecundado

comienza a desarrollarse, la pulpa formada se enriquece de

sustancias ácidas. Al cabo de unas semanas se desarrollan las

semillas.

1.6.3 Envero: es el cambio de color del grano de uva, de manera que

los frutos de las variedades tintas comienzan a adquirir su color,

los de las variedades blancas se hacen translúcidos. Sin embargo

los frutos son muy ácidos todavía.

1.7 AGROECOLOGIA:

Es de vital importancia para el viticultor, tener en cuenta todos aquellos

factores que de una u otra forma influirán de manera posterior en el producto

final. La vegetación indica frecuentemente la capacidad de un terreno para

uso agrícola y las correlaciones entre plantas y suelos pueden ser guías

inestimables para la distribución de los suelos.

Algunos de los factores a tener en cuenta son: clima y suelo, condiciones del

cultivo y necesidades nutricionales de los viñedos.

1.7.1 Clima: la vid soporta grandes variaciones climáticas. Los mejores

climas son templados algo secos, con veranos largos e inviernos

poco rigurosos. Para su desarrollo óptimo necesita temperaturas

entre 20 y 30ºC. En regiones tropicales la vid siempre está activa

presentando de manera simultánea racimos que crecen y

maduran.

El clima influye en los vinos en su grado alcohólico, cuanto mayores sean

calor y luminosidad, la uva contendrá más azúcar y por ende aumentará el

grado alcohólico. Para el desarrollo y maduración de frutos cada variedad

tiene exigencias climáticas mínimas expresadas por el umbral de

crecimiento, la suma de las temperaturas y la duración de la insolación.

Finalmente en una misma región el clima actúa sobre el comportamiento de

las variedades; según la importancia y distribución de las lluvias, la insolación

y las temperaturas, la calidad de la vendimia será diferente.

1.7.2 Suelos: la vid crece en suelos muy diversos, los más importantes

son: arcillo – calcáreos (amarillentos), arcillo – ferrosos (rojizos) y

aluviales. Los terrenos deben estar bien drenados y disponer de

abundante agua de riego.

Los suelos se diferencian entre si por su perfil podológico, sistema radical de

la planta y velocidad de desecación impuesta por el clima. (Ribéreau –

Gayón y Peynaud, 1986).

1.7.3 Requerimientos Nutricionales: la vid además de oxígeno,

hidrógeno y carbono que extrae del aire y el agua, necesita para su

alimentación una serie de elementos minerales que debe encontrar

en el suelo, algunos en cantidades apreciables como nitrógeno,

fósforo, potasio, magnesio y azufre (macronutrientes); otros en

cantidades pequeñas como hierro, zinc, boro, cobre y molibdeno

(microelementos).

Cuando alguno de estos macro o micro elementos no se encuentra en

cantidades suficientes en el suelo, o si estándolo, no son asimilables por la

planta; se producen anormalidades en su parte externa. Los síntomas se

evidencian por diversas decoloraciones y/o necrosis presentes en las hojas.

(Winkler, 1985).

1.8 IMPORTANCIA ECONOMICA:

En el imperativo de una producción razonable el país debe tender al

mejoramiento y no a la degradación de la calidad de sus productos

agrícolas. La producción de sarmientos y vides interesan tanto a

profesionales como cultivadores. Lamentablemente, al analizar la evolución

y el estado actual de la viticultura, no siempre se encuentra una tendencia a

la óptima producción y comercialización de las uvas y el vino.

Así, un viñedo establecido sobre lomas bien expuestas; plantado teniendo en

cuenta un equilibrio correcto entre la fertilidad del suelo, sanidad del cultivo,

densidad de la plantación y uso de una cepa adaptada capaz de producir

tipos de vinos de buena calidad tienden a una bonanza de esta industria.

(Walker, 1990).

Pero el sentido de la evolución de las cosechas, sería otro si la profesión

vitícola mantuviera como un solo principio el de una perfecta calidad que

dará, frente a otros sectores de la economía, preponderancia y ante todo una

independencia que la misma no puede tener en la actualidad. (Ribéreau –

Gayón y Peynaud, 1986).

1.9 DISTRIBUCION DEL CULTIVO:

Sobre el cultivo de vid en la región del Valle de Sogamoso no se tienen datos

históricos, sin embargo, algunas observaciones permiten suponer que los

misioneros la habrían podido introducir durante la colonia para la fabricación

de vino de misa. (Bayona, 1992).

Hacia el año 1984, después de un profundo estudio de condiciones

climáticas y edáficas, se inició la viticultura en la loma de Puntalarga,

Municipio de Nobsa, Departamento de Boyacá. En 1992 se establecieron

dos viñedos mas en el municipio de Tibasosa.

A comienzos de 1998, se inició un proyecto de expansión de la viticultura en

zonas promisorias para el desarrollo de esta actividad agroindustrial,

destacándose los Municipios de Floresta, Sogamoso, Corrales, Busbanzá,

tuta, Firavitoba e Iza; donde se han establecido pequeños viñedos los cuales

en mayor o menor grado han sido objeto del ataque de algunos

microorganismos patógenos.

1.10 VARIEDAD CHARDONNAY:

Dado que las variedades de vid, tienen caracteres que les son específicos,

es importante aclarar que estos dependen del patrimonio genético de la

variedad y pueden expresarse según el clima, suelo, prácticas culturales y

tecnológicas. Según la intervención del hombre a nivel del cultivo (densidad,

poda, mantenimiento del suelo, defensa fitosanitaria) y de la transformación

de las uvas (vinificación, crianza, destilación, etc.) una misma variedad podrá

tener un comportamiento diferente en el cultivo y dar productos distintos.

(Chauvet y Reynier, 1994).

El origen de la cepa es probablemente burguiñona. Existe también en

Máconnais dentro del Cantón de Lugny, una pequeña comuna denominada

Chardonnay este nombre proviene de cardonnacum que significa lugar lleno

de cardones. Es la primera cepa blanca francesa que permite obtener muy

buenos vinos blancos de reputación mundial como el Montrachet y le

Meursault. Se cultiva también en Champaña donde su vino se sitúa dentro

de las mezclas de gran calidad, al lado del Pinot negro es igualmente

vinificado, sólo dentro de la casta blanca de la región dÉpernay.

A partir de ahí esta cepa fue largamente difundida por los monjes católicos

dentro de muchos viñedos, como testimonian los numerosos sinónimos

portados por esta planta en Francia: Pinot blanco o Chardonnay, pero esta

no es la forma blanca de Pinot negro, Morillon blanco citado en el siglo XVI

por Carlos Estienne; perteneciéndole también los sinónimos de Luisant,

Melón blanco, Borgoña o Muscadet, pequeña Santa Maria, Rousseau o

Roussot, Noirien blanco, Beaunois, Chablis, dÉpinette, Arnoison, Auvernat

blanco, Romeret, dÁuxois ou Auxerras blanca, pequeño Chatey, gentil

blanco, Weiss Kleuner, Weiss Edler, Weiss Silver, Weisser Rulander, etc.

El nombre de Chardonnay esta hoy bien establecido y su designación exacta

dentro del cuadro de clasificación comunitaria de la Comunidad Enológica

Europea (C.E.E.), para las cepas es este nombre es el que debe prevalecer.

Desafortunadamente las confusiones con otras cepas blancas son

producidas dentro de los nuevos viñedos del mundo a favor de

introducciones de plantas: en California, bajo el nombre erróneo de Pinot

blanco o Chardonnay que ha sido distribuido a partir del Melón o Muscadet,

pero mientras tanto desde algunos años se planta efectivamente el

verdadero Chardonnay. Se le encuentra igualmente en Texas, Virginia, etc.

En Chile, se ha multiplicado siempre bajo el nombre de Pinot blanco el

Chenin o Pinot de la Loire. Esta igualmente dentro del viñedo argentino o

Pinot blanco designado el Chenin, pero el Chardonnay verdadero es también

cultivado, asimilado à Fort por J. VEGA al Riesling italiano, que es una cepa

totalmente diferente.

En Africa del sur, ha sido vendido recientemente de L´Auxerrois blanco,

proveniente de L´Alsacia, bajo el nombre de Chardonnay, esto es aún un

error ampelográfico. En conclusión, dentro de los países extranjeros, es

necesario visitar los viñedos antes de degustar los vinos vendidos bajo el

nombre de Chardonnay. (Galet, 1991).

1.10.1 Descripción: los racimos de Chardonnay, van de pequeños a

medianos, no pasan los diez centímetros de largo, son cilíndricos,

compactos, a veces con uno o dos alerones, tienen un peso

promedio de 75 a 125 gramos según la fertilidad del suelo y el

estado sanitario de las cepas porque dentro de las vides virosas

los racimos son ante todo sueltos y a menudo con corrimiento.

(Figuras 1 y 2).

Las bayas son esféricas pero algunas veces son ligeramente oblongas,

pequeñas de 8 a 12 milímetros de diámetro, de color amarillo ámbar al sol,

presentan una piel bastante delgada y una carne ligeramente consistente,

sus pepas son relativamente pequeñas, tiene un sabor dulce azucarado y

maduran al final de la primera época, es decir que maduran ocho días

después de la Chasselas, otra variedad cultivada. (Ribéreau – Gayón y

Peynaud, 1986).

1.10.2 Aptitudes: el Chardonnay brota un poco después del Pinot

negro, a finales de Marzo, o corrimiento de Abril lo que le hace

sensible a los hielos de la primavera temibles en Borgoña o en

Champaña, de manera que es necesario utilizar dentro de estos

viñedos, medios de lucha contra los hielos (calentamiento,

aspersión). En el otoño, la maduración de las uvas se produce

alrededor de ocho días después del Pinot.

Esta es una cepa bastante vigorosa, poco productiva en poda corta o dentro

del viejo modo de conducción de la Champaña, pero la tendencia actual es

conducirla en Guyot simple o doble, de suerte que los rendimientos alcanzan

el doble y depositan así cien hectolitros durante algunos años en Champaña.

FIGURAS 1 Y 2. Fotografías Variedad Chardonnay.

Fuente: http.// www.wine.com

Este es el resultado de la selección clonal; treinta y un clones han sido

agregados.

Los vinos de Chardonnay se distinguen por su fineza y una fuerza aromática

que los hace añorados por los amater como obras de arte. En Champaña,

los vinos de Chardonnay tienen un perfume mas discreto que en Borgoña,

estos son mas ácidos que aquellos obtenidos con el Pinot negro y toman

bien la espuma. En general sirven de base junto con el Pinot negro para la

preparación de grandes vinos de Champaña.

Frente a las enfermedades, el Chardonnay es medianamente sensible a

mildiú, pero es mas susceptible al oídio y mucho mas a la podredumbre gris.

Como la película de su uva es relativamente delgada a la proximidad de la

maduración, entonces se observa bien la ruptura de los granos, lo que crea

un medio favorable a la extensión de Botrytis. En fin al momento de la

floración, las flores son sensibles a las lluvias y bajas de temperatura, lo que

genera algunas veces corrimiento climático parcial o total. El Chardonnay es

también muy sensible a la flavescencia dorada y a la maladie de Pierce.

1.10.3 Importancia cultural: el Chardonnay actualmente está

ampliamente extendido en Francia, las superficies cultivadas

prácticamente se han triplicado en treinta años, pasando de 7.325

hectáreas (ha) en 1958 a 19.869 ha en 1988, repartidas

principalmente en Borgoña, Champaña, el Valle de la Loir y el

Languedoi.

En Europa, esta variedad se ha plantado en Italia (5.000 ha) y su cultivo está

extendido en treinta provincias, para la preparación de vinos espumantes o la

venta directa de vinos secos exportados hacia los Estados Unidos.

Igualmente hay algunas plantaciones en Suiza (Valaiss), Austria alrededor de

Viena, Alemania, España, Portugal, Checoslovaquia, Rumania (500 ha),

Rusia, Bulgaria y Hungría (1000 ha), Grecia, Luxemburgo, Gran Bretaña

tanto como en los Países Bajos.

En América del Norte el Chardonnay es cultivado en 19.445 ha,

principalmente en California y Oregon (360 ha) así como en los estados de

Washington y Nueva York. Algunas plantaciones existen en Ontario,

Canadá. En América del Sur esta cepa se presenta en Argentina (1.000 ha),

Chile (1000 ha), Brasil y Uruguay. (Galet, 1991)

Esta cepa también es cultivada en Africa del Sur (1.000 ha), Australia (2.500

ha), Nueva Zelanda, China, Japón, India, de manera que la superficie

mundial cultivada de esta variedad asciende a 50.000 ha.

1.11 VEREDA EL PAPAYO:

Está ubicada en el Municipio de Sogamoso, el viñedo cuyo propietario es el

señor Genser Bello, se encuentra a 2580 metros sobre el nivel de mar

(m.s.n.m), cuenta con mil plantas de vid cuya edad son 18 meses.

En términos generales, el suelo del cultivo es ligeramente ácido (pH 6.5), de

textura arenosa, con bajo contenido de micronutrientes, alto contenido de

hierro y bajo en calcio, razón por la cual fue necesario aplicar cal al suelo

(encalar) antes de establecer el viñedo.

La preparación del viñedo se realizó ahoyando a un metro por un metro de

distancia, se hizo además una desinfección con Carbofurán y Mancozeb. En

la fertilización edáfica (la que se hace al suelo) se utilizó materia orgánica,

roca fosfórica y micronutrientes, que se complementa mediante aspersiones

con fertilizante foliar. (Figura 3).

1.12 FITOPATOLOGIA:

Los agentes que originan enfermedades en vegetales, pueden ser divididos

en dos grupos: de naturaleza no infecciosa bien sean no biológicos o

abióticos y los de naturaleza infecciosa o bióticos.

En años recientes se ha ido acentuando un problema producto de la

civilización actual; las acti vidades humanas dan lugar a la formación de

compuestos citotóxicos y sus efectos se aprecian en los vegetales nativos y

cultivados en las cercanías de los grandes centros de población. (Agrios,

1988).

Los patógenos infecciosos son de naturaleza variada e incluyen virus y

viroides, bacterias, hongos, algas, plantas superiores y nematodos (capaces

Figura 3. Vista General Del Viñedo. Fuente: Las Autoras

de penetrar y establecer una directa y compleja relación parasitaria con el

agente hospedero, al mismo tiempo, son agentes transmisibles desde una

planta enferma a una sana, por lo cual se les denomina agentes infectivos).

Para que suceda una enfermedad, es necesaria la completa interacción de

tres componentes: patógeno, huésped y condiciones ambientales favorables.

(Figura 4).

1.13 HONGOS:

Dentro de los agentes causales de tipo infectivo que provocan enfermedad

en plantas, se destacan los hongos quienes constituyen el grupo más

importante y pertenecen a diversas categorías taxonómicas, las

enfermedades producidas por hongos se conocen genéricamente como

micosis.

1.13.1 Características De Hongos: los hongos se definen como

miembros del Reino Fungi, consisten en un talo carente de

clorofila, microorganismos eucariontes, usualmente filamentosos,

ramificados formadores de espora, unicelulares o multicelulares, no

ENFERMEDAD

PATOGENO

AMBIENTE

HUESPED

Figura 4. Condiciones Para Que Ocurra Patología En Plantas. Fuente: Las Autoras

utilizan la luz solar como fuente de energía, la pared de sus células

esta formada por quitina, celulosa o ambas. Alrededor de 8000

especies de hongos causan enfermedades en plantas, éstas son

atacadas por una gran variedad de dichos microorganismos.

Algunos hongos pueden crecer y multiplicarse solo por la

asociación con su planta hospedera, durante toda su vida; estos

hongos se conocen como parásitos obligados o biotrófos. Otros

requieren la planta como hospedero para realizar parte de sus

ciclos de vida, quienes lo pueden completar en materia orgánica en

descomposición, así como también crecer y multiplicarse allí,

denominados parásitos no obligados. (De la Isla, 1994).

La mayoría de los hongos tienen un cuerpo vegetativo, formado por uno o

más filamentos poco elongados, ramificados, los cuáles definen la pared

celular. El cuerpo de los hongos es llamado micelio y los filamentos

individuales del micelio se denominan hifas.

1.13.2 Reproducción De Hongos: la reproducción en los hongos se

efectúa por dos procedimientos: asexual y sexual.

Tanto la reproducción asexual como la sexual, dependen de que todo el talo

tome parte en la formación de los órganos reproductores o solo intervenga

una porción del mismo, los hongos se designan con los nombres de

holocárpicos y eucárpicos. Los holocárpicos, cuando están jóvenes

muestran talo vegetativo, pero al llegar a su estado adulto, en el instante de

la reproducción, todo este se transforma en reproductor. Los hongos

holocárpicos se consideran, en general como formas más primitivas y menos

diferenciadas de los eucárpicos.

1.13.2.1 Reproducción asexual: no hay unión de micelios sexuales,

gametos u órganos especiales. En la propagación de muchos

hongos, la reproducción asexual tiene mayor influencia que la

sexual, ya que origina un mayor numero de elementos

reproductores y necesita condiciones menos estrictas para

efectuarse. (Herrera y Ulloa, 1998).

Los principales tipos de reproducción asexual son: esquizogénesis o

bipartición, gemación, esporulación, es el método mas frecuente en la

reproducción asexual, en el se forman los elementos designados como

esporas.

Las esporas en su gran mayoría poseen una pared sencilla o doble,

generalmente gruesa, protoplasma deshidratado y reservas. Condiciones

que le permiten vida latente , y dan resistencia a factores muy adversos, lo

que las faculta para mantenerse vivas por tiempo mas o menos largo en

condiciones que no soportarían las formas vegetativas.

1.13.2.2 Reproducción sexual: el fenómeno completo comprende dos

procesos: fecundación y meiosis. La fecundación o fertilización

consta de dos fases: plasmogamia en la cual se unen los

protoplasmas de las células sexuales y los núcleos de ambas se

aproximan uno al otro.

Cariogamia, allí los núcleos se fusionan formando uno solo llevando un

número (n) de cromosomas característico para cada especie, cuando se

efectúa la cariogamia, se obtienen núcleos con un número (2n) de

cromosomas. Pero este estado nuclear no es persistente, pues tarde o

temprano se realiza en esos núcleos la meiosis o reproducción cromática,

segundo proceso de la reproducción sexual, por el contrario se obtienen

núcleos con un número (n) de cromosomas.

La fase haploide es cuando existe un numero (n) de cromosomas, las células

en este estado se denominan haplontes. En la fase diploide hay un número

(2n) de cromosomas, y sus células se denominan diplontes. De modo que el

fenómeno sexual completo podría resumirse de la siguiente manera:

Haplonte Fecundación (plasmogamia y cariogamia)

Haplontes Meiosis Diplontes

1.14 PATOGENOS DE LA VID:

La vid es una planta sensible a diversos agentes patógenos, cuanto mas fina

es la variedad de vid, mayor es el riesgo de que la cepa y los racimos sean

atacados por enfermedades. En cierto modo es fácil de comprender, pues los

vinos finos proceden de piel de uva muy sutil y delicada y es, por lo tanto,

blanda y frágil, mientras que en las variedades de vid de piel dura y herbácea

la maceración da vinos poco finos y esta dureza de la piel la defiende de

ataques exteriores.

1.14.1 Mildiú: esta enfermedad es una de las mejor conocidas por los

viticultores de todo el mundo debido a los daños tan graves y

espectaculares que produce si las condiciones climáticas le son

favorables, ya que puede atacar a todos los órganos verdes de la

vid. Generalmente se la conoce por mildiú, mildeo, o mildeu,

aunque también como niebla o añublo.

1.14.1.1 Agente causal: Plasmopara vitícola

1.14.1.2 Taxonomía: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:

Mastigomycotina, Clase: Oomycetes, Orden: Peronosporales,

Familia: Peronosporaceae, Género: Plasmopara, Especie:

Plasmopara vitícola

1.14.1.3 Historia: el mildiú es de origen americano, conocido desde el año

1837. El parásito invadió rápidamente Europa y la cuenca

mediterránea. En 1881 los viñedos franceses y argelinos estaban

contaminados. Enseguida el mildiú se extendió a todas las

regiones donde se cultivaba viña y fundamentalmente en Africa del

sur (1907), en Australia (1916) y llegó a América del Sur a terreno

argentino en 1926.

Es tal la importancia de este parásito que se le dedicaron innumerables

estudios. Patrigeon (1887), Viala (1893) y Ravaz (1914) fundamentalmente

efectuaron numerosas investigaciones sobre su biología. Millardet y Gayón

(1887) se ocuparon de los métodos de lucha. (Riberéau – Gayón y Peynaud,

1986).

1.14.1.4 Ciclo De Vida: el hongo se conserva durante el invierno en hojas

muertas de vid como oosporas, que constituyen la fase sexual del

hongo, se localizan junto a los nervios de la hoja. En primavera,

las oosporas germinan y emiten macroconidios portadores de una

especie de saco macroconidia que contiene las zoosporas

ubicadas sobre los órganos verdes de la planta, una vez allí,

germinan y penetran a través de un estoma, mediante una hifa

germinativa iniciando la incubación de la contaminación primaria

que es invisible y se forma en el interior del órgano atacado, el

micelio del hongo, una red de filamentos dotado de órganos

chupadores los haustorios, con ellos extrae sustancias nutritivas de

las células. Luego aparece en el haz de la hoja una zona de color

verde – pálido (mancha de aceite) que se identifica en el envés con

una pelusilla blanquecina si el tiempo es húmedo, hecho que

ocurre de la misma forma en cualquier otro órgano atacado.

El tiempo de duración del ciclo puede oscilar entre 7 y 14 días según

temperatura y humedad relativa medias. Las conidias formadas dan lugar,

en presencia de agua, a nuevas colonias de zoosporas con potencia para

producir nuevos ciclos, llamados contaminaciones secundarias, que pueden

suceder en número variable durante la fase vegetativa de la vid y depende el

número de las condiciones climáticas, principalmente humedad y lluvia.

Al final de la vegetación, cuando la temperatura desciende, aparecen sobre

las hojas que van a caer numerosas manchas pequeñas en forma de

mosaico. En estas manchas se forman los huevos de invierno u oosporas,

órganos de conservación del parásito. (Figura 5).

1.14.1.5 Síntomas y Daños: puede afectar a todos los órganos verdes de

la cepa, localizándose preferentemente en los siguientes:

En hojas, se manifiestan por típicas manchas de aceite en el haz, las cuales

llegan a ocupar gran parte de la superficie foliar, que se corresponden en el

envés con una pelusilla blanquecina si el tiempo es húmedo. Al final de la

vegetación estas manchas adquieren la forma de mosaico. Los ataques

fuertes producen una desecación parcial o total de las hojas e incluso una

defoliación prematura. (Figura 6).

Figura 5. Ciclo De Vida De Plasmopara vitícola.

Fuente: Herrera y Ulloa.

En racimos, en las proximidades de la floración los síntomas se manifiestan

por curvaturas en forma de S y oscurecimiento del raquis o raspado de color

achocolatado y posterior recubrimiento de una pelusilla blanquecina que

invade las inflorescencias y las bayas recién cua jadas, cuando los granos

aumentan su tamaño no se oscurecen ni aparece la pelusilla blanquecina

sino que se arrugan y finalmente se desecan, conociéndose por mildiú

larvado.

1.14.1.6 Factores Ambientales: para que se produzca una contaminación

primaria son necesarios oosporas maduras, brotes de vid de unos

10 cm, lluvia superior a 10 milímetros (mm) en 1 ó 2 días, y

temperatura media (tm) superior a los 12ºC; para que se produzca

una contaminación secundaria es necesaria la presencia de

conidias y lluvia o humectación de las hojas.

La lluvia es necesaria para que se produzca la maduración de las oosporas y

la diseminación de las conidias, la humedad de la lluvia o del rocío, es

fundamental para que fructifique el micelio, temperaturas inferiores a 12ºC

Figura 6. Síntomas De Plasmopara vitícola Sobre Hojas (Mildiú Velloso).

Fuente: http.// www.torreswines.com

impiden la maduración de las oosporas y las superiores a 30ºC inhiben su

desarrollo.

1.14.2 Podredumbre Gris: se le conoce por diferentes nombres

comunes: podredumbre gris, podrido, botrytis, gangrena, pudrición,

podrit. En general, esta enfermedad afecta cantidad y calidad de la

cosecha obtenida.

1.14.2.1 Agente Causal: Botrytis sp. (Figura 8).

1.14.2.2 Taxonomía: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:

Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,

Familia: Moniliaceae, Género: Botrytis, Especie: Botrytis sp.

1.14.2.3 Historia: es un parásito conocido en Europa desde siempre. En la

actualidad se convirtió, al menos en ciertas regiones vitícolas, en el

parásito más perjudicial para la vid. La intensidad de los ataques

se centró en los viñedos del suroeste francés (1963 – 1965 y

1968), destruyendo gran parte de las vendimias en regiones de

vino blanco licoroso.

1.14.2.4 Ciclo De Vida: el hongo se conserva durante el invierno

principalmente como esclerocios, que son bien visibles sobre los

sarmientos en forma de manchas negruzcas alargadas, y también

como micelio en las grietas de la madera, en menor cantidad en las

yemas. Los esclerocios son más abundantes hacia la extremidad

de los sarmientos que en su base. Condiciones favorables de

humedad y temperatura, producen la maduración de los órganos

de conservación que originan conidióforos portadores en su

extremidad de conidias, quienes se diseminan por el viento y/o

lluvia, ellos germinan y contaminan los órganos verdes de la cepa.

Las conidias pueden germinar durante unos 30 días. (Figura 7).

La penetración de las conidias en tejidos vegetales puede realizarse

directamente, aunque las heridas favorecen su penetración, si los granos no

Figura 7. Ciclo De Vida De Botrytis sp.

Fuente: http:// www.mycokey.com

presentan heridas, son resistentes a la penetración de las conidias debido a

que existen en su hollejo sustancias que inhiben su germinación.

Una vez que las conidias han germinado se produce en el interior del órgano

atacado un micelio que, después de ser destruido el tejido parasitado, sale al

exterior, es allí cuando producen conidióforos con conidias que inicialmente

son blancas; pero luego se tornan grisáceas, color típico que caracteriza esta

enfermedad. Estas conidias producen nuevas contaminaciones a lo largo del

período vegetativo de la vid y luego forman sus órganos de conservación

(esclerocios). (Díaz, 1993).

Causa enmohecimiento de diversos frutos y otros órganos en varias plantas,

aunque precisamente se le conoce mas por su agresividad hacia las vides.

Crece en la mayoría de los medios de cultivo para hongos, las colonias se

diseminan fácilmente sobre la superficie de placas de petri, puede formar

esclerocios blancos.

1.14.2.5 Síntomas y Daños: la podredumbre gris puede afectar a todos los

órganos verdes de la cepa, pero principalmente a los racimos.

En hojas, los síntomas se manifiestan frecuentemente y resultan atacadas

cuando el tiempo es húmedo, se observan en el borde del limbo amplias

necrosis que tienen el aspecto de quemaduras y algunas veces aparece

sobre el borde de las manchas un polvillo gris. (Latorre, 1987). (Figura 8).

En brotes jóvenes y sarmientos, los primeros síntomas se manifiestan por la

presencia de manchas alargadas de color achocolatado, que se recubren de

una pelusilla gris. Al final de la vegetación aparecen unas manchas

negruzcas y alargadas sobre un fondo blanquecino a lo largo del sarmiento.

(Figura 9).

En racimos, los síntomas durante el periodo floración – cuajado se

manifiestan sobre las inflorescencias y sobre el raspón del racimo en forma

de manchas achocolatadas.

Durante mucho tiempo se pensó que las heridas resultantes de la poda o por

el ataque de algunos insectos eran fundamentales para que Botrytis pudiera

penetrar en los granos. Se sabe actualmente que no es así, ya que según

Figura 8. Síntoma De Ataque En Hojas. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.

Figura 9. Ataque En Brote Joven. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.

estudios se comprobó en 1931 que el hongo puede penetrar directamente a

través de la cutícula de los granos, hojas y ramas. (Ministerio de Agricultura,

Pesca y Alimentación, 1992).

1.14.2.6 Factores Ambientales: los factores climáticos tienen una influencia

muy importante en el desarrollo del hongo: la humedad es

necesaria para que se produzca la germinación de las conidias, la

cual se ve activada con temperaturas próximas a los 18ºC. Las

heridas producidas en los granos por las polillas del racimo, el

oídio y el granizo, favorecen extraordinariamente el desarrollo del

hongo.

1.14.3 Podredumbres Secundarias: originadas por hongos saprofitos

presentes en el medio ambiente, tradicionalmente han sido

confundidas con la podredumbre gris Botrytis cinerea, o con la

podredumbre ácida (bacterias y levaduras). (Ministerio de

Agricultura, Pesca y Alimentación, 1992).

1.14.3.1 Agentes causales: los agentes causales involucrados en esta

patología son:

Alternaria sp.: los conidios se producen a través de poros en la pared de

conidióforos geniculados (porosporas), se agrupan en cadenas, aunque

también individualmente en ápices de conidióforos indistinguibles de las hifas

somáticas. Es común que se presente en restos de plantas o en plantas

moribundas, en forma de conidios, fácilmente diseminadas por el viento. Las

colonias en los medios de cultivo son de verde oliva oscuras a marrones.

(Figura 10).

Cladosporium sp.: presenta esporas generalmente uniseptadas. Producen

conidios holoblásticos en cadenas, generalmente unicelulares, aunque

también se forman los llamados ramoconidios, con uno o dos septos que son

reconocidos por las cicatrices polares que aparecen como anillos oscuros.

Viven como saprofitos del suelo, aunque también se le aísla de agua y aire,

son encontrados con frecuencia en tejidos vegetales viejos o muertos.

Presentan en agar papa dextrosa conidias de color verde oliva. (Figura 10).

Aspergillus níger: sus conidióforos terminan en un hinchamiento llamado

vesícula, a partir de la cual nace en su superficie una hilera de fiálides o una

de métulas productoras de cadenas de conidios (fialosporas). Este

microorganismo es uno de los que presenta mayor distribución geográfica,

aire y suelo de casi cualquier sitio contienen sus conidios. Las colonias

consisten en un micelio blanco o amarillo con una capa densa de

conidióforos de marrones a negros.

Penicillium sp.: sus conidióforos se caracterizan por adoptar un tipo de

ramificación, produciendo ramas, métulas y fiálides; con cadenas de conidios

secos, los conidios son de tipo fialidoconidias o fialidosporas y son

generados blásticamente. Proliferan en multitud de ambientes, junto con las

especies de género Aspergillus conforman el grupo de los hongos más

ubicuos. Las colonias crecen usualmente rápido, evidenciándose en ellas

una tonalidad verde, algunas veces blanca, consistentes en una densa capa

de conidióforos.

Alternaria sp. Botrytis sp.

Cladosporium

Figura 10. Estructuras Microscópicas De Alternaria sp.,

Botrytis sp., Cladosporium sp.

Fuente: http:// www.eumar.com

Rhizopus nigricans: presenta copulación entre gametangios que no

pueden reconocerse o distinguirse como masculino y femenino, la espora

resultante se llama zigospora. Causante de pudriciones blandas en frutos,

sus esporas se diseminan fácilmente por el aire. Está ampliamente

distribuido en la naturaleza, muy abundante en el aire y la rizósfera de

plantas, allí en las raíces puede ocasionar trastornos notables. Las colonias

crecen en forma acelerada, mostrando estolones, rizoides y esporangióforos

pigmentados. (Herrera y Ulloa, 1998)

1.14.3.2 Taxonomía Podredumbres secundarias

Taxonomía Alternaria sp.: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:

Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales, Familia:

Dematiaceae, Género: Alternaria, Especie: Alternaria sp.

Taxonomía Cladosporium sp.: Reino: Fungi, División: Eumycota,

Subdivisión: Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,

Familia: Dematiaceae, Género: Cladosporium, Especie: Cladosporium

sp.

Taxonomía Aspergillus Níger: Reino: Fungi, División: Eumycota,


Familia: Moniliaceae, Género: Aspergillus, Especie: Aspergillus niger

Taxonomía Penicillium sp.: Reino: Fungi, División: Eumycota,


Familia: Moniliaceae, Género: Penicillium, Especie: Penicillium sp.

Taxonomía Rhizopus nigricans:, Reino: Fungi, División: Eumycota,

Subdivisión: Phycomycotina, Clase: Zygomycetes, Orden: Mucorales,

Familia: Mucoraceae, Género: Rhizopus, Especie: Rhizopus nigricans

1.14.3.3 Ciclo De Vida: todos ellos al igual que los agentes causales de la

podredumbre ácida, se caracterizan porque invernan sobre restos

orgánicos, hojas, yermas, frutos momificados u otras plantas.

Están continuamente presentes y al hallar una herida en la baya actúan

como oportunistas iniciando así su ataque, ese es el momento de mayor

susceptibilidad de los racimos ya que estos comienzan a incrementar su

contenido en azúcar. (Figura 11).

Figura 11. Ciclo De Vida De Rhizopus Nigricans.

Fuente: Herrera y Ulloa.

1.14.3.4 Síntomas y Daños: todos los hongos secundarios producen

descomposiciones de las bayas, empezando en puntos aislados

del racimo y extendiéndose por todo el hongo. Para diferenciarlos

hay que observar detenidamente las fructificaciones del hongo,

pues cada uno provoca una reacción distinta de la baya, tanto en

color, como en consistencia:

Alternaria sp.: presenta fructificaciones en la superficie, cuya coloración

inicial suele ser verde oscuro evolucionando a negro cuando la colonia es

vieja. Las bayas pierden su consistencia lentamente, no desprendiéndose

generalmente del pedúnculo. (Figura 12).

Cladosporium sp.: presenta colonias aterciopeladas de color gris - verdoso

oscuro. Las bayas atacadas endurecen la piel y quedan consumidas.

(Figura 13).

Figura 12. Daños De Alternaria sp. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.

Aspergillus níger: las bayas se cubren de una eflorescencia blanca, que

termina por ennegrecerse, formada por las fructificaciones del hongo; pierden

su consistencia y se desprenden fácilmente del pedúnculo.

Penicillium sp.: las bayas presentan una tinción marrón clara al principio,

apareciendo después pústulas de color blanco que evolucionan a un verde

azulado. La baya pierde consistencia y se rompe con facilidad. (Figura 14).

Figura 13. Daños De Cladosporium sp. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.

Figura 14. Daños Producidos Por Penicillium sp. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.

Rhizopus nigricans: se extiende por toda la baya con amplio desarrollo de

un micelio blanquecino acabado en puntos blancos que evolucionan a negro.

Las bayas quedan momificadas en el racimo. (Figura 15).

1.14.3.5 Factores Ambientales: todos los agentes, son propagados por la

lluvia y el viento. La temperatura y la humedad altas, y presencia

de heridas en las bayas, que sirven de puerta de entrada a los

hongos causantes de las podredumbres secundarias; son

condiciones climáticas que favorecen su desarrollo.

1.15 OTRAS PATOLOGIAS:

Existen además otras patologías cuyo control es de vital importancia para la

óptima productividad del cultivo, entre ellas podemos mencionar algunas de

tipo fúngico, pero también las hay de tipo bacteriano o las producidas por

nematodos y virus. (Finch, 1987). (Anexos A y B).

Figura 15. Daños Producidos Por Rhizopus nigricans. Fuente: Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.

1.16 CONTROL BIOLOGICO:

Las medidas de control biológico ignoran la relación daño – costo – beneficio

lo cual da una gran ventaja, pues al reducir la flora patógena procuran

mantener las poblaciones a un nivel moderado que les permita sobrevivir

como componentes del ecosistema; estas actividades continuas no son

negativas para el ambiente ni para la supervivencia humana.

La aplicación de los principios de control, se lleva a cabo mediante diversos

métodos y allí los biológicos están dirigidos principalmente a evasión,

exclusión y erradicación; estos principios básicos de control pueden

aplicarse, al menos parcialmente, a grandes grupos de patógenos es decir

los agentes bióticos y abióticos. (Began, 1999).

La mayoría de los hongos y bacterias patógenos están sujetos al ataque por

otros microorganismos. No obstante, las condiciones en las cuales dicho

ataque es suficiente para controlar al patógeno principal, son bastante

específicas y rara vez se alcanzan en condiciones comerciales. (Manners.

1994).

Se menciona que la aplicación de métodos biológicos como control de

enfermedades en las plantas se puede resumir como el uso de

microorganismos trampa. (Baker and Cook, 1990).

El micelio y esporas de muchos hongos fitopatógenos del suelo, son

invadidos y parasitados (micoparasitismo) o lisados (micolisis) por muchos

hongos que como regla general no deben ser patógenos para la planta.

Los fitopatólogos han reconocido tardíamente el potencial de este

antagonismo natural hacia los patógenos y lo aprovechan en el proceso

conocido como control biológico cuyo objeto es alterar el comportamiento del

ecosistema del cultivo para perjudicar al patógeno. (Dickinson, 1987).

1.17 ANTAGONISMO:

Dentro de los métodos de control de las enfermedades de las plantas

mediante técnicas el hábitat natural, que no acarreen fenómenos ambientales

y que modifiquen las interacciones biológicas del ecosistema, especialmente

con el uso de enemigos naturales del patógeno, existen entre otras las

pruebas de antagonismo, las cuales se pueden presentar de forma

espontánea en la naturaleza, o ser inducidas para desviar el curso de una

enfermedad, aquí un organismo patógeno es destruido total o parcialmente

por poblaciones de otros organismos.

Los efectos antagónicos tienden al aniquilamiento de los fitopatógenos; el

empleo de tales organismos puede considerarse como medida erradicativa.

A pesar de esto, recientemente, se ha intentado su utilización en prácticas

preventivas. Sin embargo, durante los procesos de dispersión, supervivencia

y en etapas tempranas de la infección los patógenos son vulnerables al

ataque por los organismos de vida libre.

El balance microbiológico del suelo es alterado por varios factores

medioambientales tales como tratamientos con calor, pesticidas y otros

tratamientos químicos que eliminan grupos de microorganismos. Dichos

tratamientos favorecen la introducción de muestras de especies fúngicas

antagonistas para patógenos de plantas, ya que tienen la capacidad de

colonizar más rápido que otros microorganismos al entrar en competencia.

(Sylvia, 1998).

Varios patógenos que habitan en el suelo se desarrollan bien y causan

enfermedades severas en algunos suelos, conocidos como suelos propicios

pero se desarrollan mucho menos y causan enfermedades mucho más

moderadas en otros suelos conocidos como suelos supresores.

1.17.1 Mecanismos De Acción: un antagonista afecta al patógeno de

cuatro posibles formas:

• Parasitismo directo y muerte del patógeno.

• Competencia con el patógeno por nutrientes.

• Efectos tóxicos directos sobre el patógeno, por la liberación de

sustancias antibióticas del antagonista.

• Efectos tóxicos indirectos en el patógeno por sustancias

volátiles tales como el eti leno, liberadas de la actividad metabólica

del antagonista.

1.17.2 Factores Externos: existen factores involucrados en el uso de

microorganismos antagónicos, se ha sugerido orientar estos

ensayos, seleccionando las especies o líneas mas eficientes de los

organismos antagónicos, alterando el ambiente de manera que el

antagonista resulte favorecido, aprovechando las substancias

antibióticas producidas y aplicación de forma precisa los

antagonistas de acuerdo con el ciclo de la enfermedad.

Evidentemente, las condiciones ambientales bajo las cuales se espera que

los organismos ejerzan sus efectos son puntos clave en el control de

fitopatógenos. Se ha confirmado que la temperatura, el medio de cultivo y la

fase de desarrollo del microorganismo tienen un efecto determinante en la

actividad de los microorganismos antagónicos; sin embargo, de acuerdo con

las pruebas in vitro, su efectividad depende de los factores señalados; en

especial, la esporulación del organismo es la señal para la producción del

compuesto antibiótico

1.18 Trichoderma:

Uno de los principales hongos utilizados en la actualidad para el control

biológico sobre otros microorganismos fitopatógenos es Trichoderma sp.,

aislado principalmente en cualquier tipo de suelo, aunque puede encontrarse

en otros hábitats como el papel, textiles y granos de cereales entre otros;

además producen colonias típicamente verdes cuando se cultivan.

Es un microorganismo necrótrofo facultativo el cual combina una rápida

extensión de hifas con la producción de antibióticos difusibles y volátiles,

dotado también de polisacarasas inducibles que degradan rápidamente las

paredes celulares de los hongos, se caracteriza por su actividad celulolítica

desarrollándose perfectamente sobre medios simples o sobre restos

vegetales. (Grant, 1990).

Morfológicamente Trichoderma posee fiálides cortas, únicas o agrupadas.

Estas fiálides producen conidios blásticos en sucesión basipeta, pero como

son mucilaginosos se acumulan en las bolas sobre las puntas de las fiálides,

apareciendo al microscopio como refringentes pegajosas.

Las especies de Trichoderma tienen una amplia tolerancia a las sustancias

biocidas producidas por ciertos microorganismos, coloniza los suelos más

rápido que otros competidores del suelo y tiene una gran persistencia en

ellos, incluso después de la fumigación.

Se ha comprobado que las diferencias en requerimientos nutricionales y

otros factores como luz y pH, pueden ejercer efectos decisivos. Por ejemplo,

el rango de pH entre 5 – 7 favorece la acción de Trichoderma sobre

microorganismos patógenos parasitando el micelio de algunos e inhibiendo el

desarrollo de muchos otros hongos. (Samson y Hoekstra, 1981).

1.18.1 Taxonomía: Reino: Fungi, División: Eumycota, Subdivisión:

Deuteromycotina, Clase: Hyphomycetes, Orden: Hiphales,

Familia: Moniliaceae, Género: Trichoderma, Especie:

Trichoderma sp.

1.19 ACTINOMICETOS:

Son numerosos y están ampliamente distribuidos, no sólo en el suelo sino en

una variedad de hábitat diferentes, como estiércol, fango de ríos y fondo de

lagos. Se encuentran en la superficie del suelo así como en los horizontes

inferiores, a profundidades considerables. Para los actinomicetos, el estatus

de materia orgánica, pH, humedad y temperatura son los determinantes

ecológicos principales. Particularmente, en ambientes de pH elevado, los

actinomicetos constituyen una gran proporción de la comunidad, debido a

que no toleran valores bajos de pH, teniendo actividad insignificante o poca

proliferación. Como regla general son saprofitos, aunque algunas especies

pueden provocar enfermedades a plantas, animales y el hombre. (Alexander,

1980).

Los actinomicetos, conforman un grupo amplio y diverso de bacterias, son

bacilos Gram positivos con una tendencia característica a formar cadenas o

filamentos, son heterótrofos y, por lo tanto, su presencia está condicionada

por la diversidad de sustratos orgánicos, muchos son mesófilos con

temperatura óptima en el intervalo de 25 a 30ºC; sin embargo son comunes

los termofílicos y termófilos facultativos, siendo el primer intervalo el mas

favorable. Incluyen cierto número de taxones superiores que varían en

morfología, requerimientos de oxígeno, composición de la pared celular y

capacidad para formar esporas.

La característica común de todos los actinomicetos es su tendencia, de grado

variable, a formar filamentos. Los filamentos iniciales se denominan conidias

o hifas vegetativas y ambas formas pueden originar colonias en medios de

agar.

De este modo, una determinación del número de colonias en placa no

diferencia entre unidades de propagación derivadas de una conidia simple,

un racimo de colonias o un fragmento hifal; es decir, el resultado en placa no

da una representación verdadera de la masa activa del material biológico,

refleja solamente el número de fragmentos que se multiplican cuando son

colocados en circunstancias adecuadas.

El análisis de la composición de la pared celular es una de las bases

taxonómicas más útiles en la clasificación de los géneros actinomicetáceas.

De acuerdo con lo esperado, todas las paredes celulares poseen los

componentes básicos del material peptidoglicano de esta estructura pero los

géneros pueden ser caracterizados por la presencia o ausencia de ciertos

aminoácidos y azúcares

Una característica particular de los actinomicetos es el olor mohoso que

producen, que recuerda al del suelo removido recientemente y es probable

que el olor de terrenos recién arados sea consecuencia de la presencia de

estos microorganismos. Se ha caracterizado el compuesto o compuestos

responsables de este olor, el metabolito oloroso de los actinomicetos mayor

estudiado es la geosmina (aceite); sin discriminar otros productos volátiles

elaborados por estos.

Actualmente se sabe que los suelos contienen gran cantidad de

actinomicetos de géneros característicamente diferentes que no se conocían

anteriormente. Estos pueden dividirse en siete familias. (Anexo C).

1.19.1 Actinomyces: este género produce microcolonias iniciales

compuestas por filamentos profundos ramificados que después de

24 a 48 horas se fragmentan en forma de bastón, cadenas cortas y

cocobacilos.

No desarrolla filamentos aéreos ni esporas. No es ácido resistente, algunas

especies son aerobias facultativos, otras microaerófilas es decir que su

crecimiento es incrementado por el dióxido de carbono (CO2); en realidad

varían en cuanto a su tolerancia de oxígeno.

1.19.2 Nocardia: las colonias de Nocardia y las de bacterias verdaderas

tienen una notable semejanza en las características generales y en

su consistencia. Debido a esta similitud, el cálculo aproximado de

muchas poblaciones de bacterias incluye inadvertidamente a las

nocardias, de modo que las llamadas cifras de actinomicetos en

realidad representan casi únicamente a los estreptomicetos.

Las especies de Nocardia tienen en las primeras fases de su ciclo de vida un

micelio rudimentario que fácilmente se fragmenta en células cortas,

semejantes a bacilos. Este género tiene gran rendimiento en el metabolismo

de parafina, fenoles, esteroides y pirimidinas. Nocardia es, por lo general, el

segundo mas abundante; del 10 al 30% de las colonias de actinomicetos son

nocardias.

1.19.3 Streptomyces: son los actinomicetos mas abundantes en la

naturaleza, la propiedad morfológica mas característica de este

grupo es la formación de filamentos aéreos, profundos y muy

ramificados. Ellos conservan el micelio aéreo y a los esporóforos

(hifas aéreas) se hallan ligados los conidios que sirven para su

multiplicación.

La estructura de los esporóforos (rectos, enrollados, helicoidales, con

envoltura), la forma, el color y el tamaño de la colonia así como el olor son

características que sirven para diferenciar las numerosas especies y cepas.

Son importantes en la industria como productores de antibióticos de gran

actividad. La estreptomicina, cloromicetina, aureomicina y tetraciclina son los

antibióticos más utilizados en terapéutica de los cientos de antibióticos que

se han aislado. También producen agentes antivirales, antiparasitarios y

anticancerosos. Muchos Streptomyces degradan la celulosa, la quitina y

otros productos naturales de difícil degradación. Son trasformadores de

celulosa muy extendida en suelo y lodo de las aguas estancadas.

2 MATERIALES Y METODOS

El estudio realizado, fue de tipo experimental descriptivo, para determinar la

prevalencia de los hongos fitopatógenos en el viñedo de propiedad del señor

Genser Bello Acevedo, que cuenta con 1000 plantas cultivadas, así como los

efectos antagónicos observados de los microorganismos elegidos sobre los

patógenos implicados.

2.1 INSPECCION DE CAMPO:

Se evaluaron las plantas, que contaban en el momento del muestreo con 18

meses de edad, se efectuó la observación directa en el cultivo de plantas

afectadas, tomando las muestras al azar, pero se tuvieron en cuenta aquellas

que presentaban síntomas típicos provenientes de infecciones fúngicas, se

siguió como regla en este tipo de observación una minuciosa descripción de

los síntomas observados, para poder establecer el inicio de los trastornos, su

posible curso de desarrollo y microorganismos fitopatógenos presuntivos. De

igual manera se detallaron las condiciones metereológicas. (Figura 16).

Las cincuenta plantas evaluadas en el estudio se encontraban en general en

los estadios de evolución 7 y 9. (Figura 17).

• 7: primera hoja desplegada y extendida fuera del brote.

• 9: 2 a 3 hojas desplegadas. (Bayona, 1992).

2.2 RECOLECCION DE MUESTRAS:

Se tomó una muestra representativa en la parte afectada de la planta, la cual

presentaba los síntomas principales de las enfermedades que se pretendían

identificar. Teniendo en cuenta que al tomar la muestra de la planta enferma

no se debían seleccionar las partes u órganos que manifestaran estados

Figura 16. Evaluación Del Viñedo.

Figura 17. Estado De Evolución De Las Plantas.

avanzados de desarrollo de la enfermedad, como hojas totalmente

necrosadas, sino aquellas partes que presentaran un proceso de desarrollo

intermedio de la enfermedad, en el cual el agente parasitario permaneciera

aún activo, de manera que su observación e identificación fuera mas sencilla.

Como la mayoría de las afecciones fueron visibles en hojas, dado el estado

de desarrollo de las plantas, se tomaron muestras de estos órganos, de

manera que representaran la situación real que ocurría en el viñedo, se

seleccionaron de dos a tres hojas lesionadas por cada planta muestreada.

(Figura 18).

Para el muestreo de rizósfera, se removieron 100 gramos del suelo cercano

a la raíz de las plantas seleccionadas, con una pala, aproximadamente a 15

centímetros (cm) de profundidad, incluidas algunas raíces cercanas. (Figura

19).

Figura 18. Muestreo De Filósfera

2.3 TRANSPORTE DE MUESTRAS:

Se emplearon bolsas plásticas de autosellado que no acumulaban excesiva

humedad y evitaban la proliferación de microorganismos secundarios. Las

muestras se transportaron en una nevera de icopor.

2.4 PROCESAMIENTO DE MUESTRAS:

En el trabajo de investigación, las muestras empleadas correspondían a

hojas y suelos de plantas seleccionadas de forma aleatoria.

Figura 19. Muestreo De Rizósfera

SUELOS

INSPECCION DE CAMPO

RECOLECCION DE MUESTRAS

TRANSPORTE DE MUESTRAS

PROCESAMIENTO DE MUESTRAS

PRUEBAS DE ANTAGONISMO

HOJAS

TECNICA DE ENFRENTAMIENTO

TECNICA DE INHIBICION POR ACTINOMICETOS

METODOLOGÍA DEL ESTUDIO

2.4.1 Hojas: Las muestras de hojas una vez en el laboratorio, se

depositaron en cámaras húmedas para inducir la esporulación de

los hongos; se desinfectaron, sumergiéndolas en Hipoclorito de

sodio al 1%, Alcohol etílico al 95%, finalmente Agua destilada

todos durante 1 minuto; para eliminar la mayor cantidad de

microorganismos saprófitos existentes en la superficie, los tejidos

no se secaron y se introdujeron en bolsas herméticas, (Agrios,

1995) una vez provistas de oxígeno y agua se cerraron, dejándolas

de dos a tres días hasta que se observó la invasión del hongo.

Se realizó un montaje directo; tomándose con cinta adhesiva el micelio de

hongos, se trasladaron a láminas portaobjetos que contenían una gota de

azul de lactofenol ejerciendo contacto entre estas (lámina – cinta), mediante

lo cual se logró observar microscópicamente hifas y cuerpos fructificantes.

Se efectuaron cortes de tejido en el borde de la lesión a fin de identificar el

patógeno principal a medida que avanza la lesión, mediante pinzas estériles

se trasladaron los cortes a las placas de petri que contenían medio de cultivo

selectivo para hongos Papa Dextrosa Agar (PDA) por duplicado, se

incubaron las placas de petri invertidas a 25ºC durante 4 a 5 días.

Transcurrido el tiempo de incubación se observaron los cultivos, se realizaron

resiembras en el mismo agar PDA para obtener cultivos puros de los

patógenos.

PROCESAMIENTO DE MUESTRAS DE HOJAS

SIEMBRA EN MEDIOS DE CULTIVO

CORTES DE TEJIDO

• Hipoclorito de sodio. 1 minuto. • Alcohol etílico. 1 minuto. • Agua destilada estéril. 1 minuto.

DESINFECCION

CAMARAS HUMEDAS

MONTAJES DIRECTOS

• Cinta adhesiva – portaobjetos – azul de lactofenol.

• Microscopio 10X y 40X.

• Medios selectivos para hongos. • Agar PDA suplementado con

oxitetraciclina al 4%.

INCUBACION

MICROSCOPIA DE COLONIAS AISLADAS RESIEMBRA

2.4.2 Suelos: se pesó un gramo (1g) de suelo rizosférico de cada una

de las muestras tomadas; luego se realizaron diluciones seriadas

en 9 mililitros (mL) de agua peptonada al 1% desde la dilución 10-1

hasta 10-7 se seccionaron las diluciones 10-3, 10-5, 10-7 para

efectuar los respectivos aislamientos mediante la técnica de

siembra en superficie en placas de agar PDA suplementado con

Oxitetraciclina al 4% y Agar Avena suplementado con Nistatina al

1%, por duplicado. (Anexo D).

Finalmente se incubaron las cajas de petri invertidas, a 25ºC durante 4 a 5

días, transcurrida esta fase del proceso se identificaron los microorganismos

aislados del suelo por técnicas de microscopía y empleo de las claves

taxonómicas.

Este procesamiento se realizó para recuperar microorganismos capaces de

ejercer una acción antagónica sobre los fitopatógenos (Mayea, 1991).

2.5 PRUEBAS DE ANTAGONISMO:

Las relaciones de antagonismo pueden involucrar algunas técnicas como lo

es el caso de enfrentamiento para evaluar y establecer un agente como

antagonista y relacionarlo con un organismo invasor. Se emplearon dos

técnicas, de cada una de ellas se realizaron seis réplicas con respecto a

cada uno de los fitopatógenos aislados.

PROCESAMIENTO DE MUESTRAS DE SUELO

PESAJE DE SUELOS

DILUCIONES SERIADAS

DESDE 10 -1 HASTA 10 - 7

9 mL de agua peptonada + 1 gramo de suelo .

SIEMBRA DE DILUCIONES

EN MEDIOS SELECTIVOS

Agar PDA. Agar Avena suplementado con nistatina al 1%.

Selección de diluciones : 10 – 3

10 – 5

10 – 7

IDENTIFICACION MICROSCOPICA

REAISLAMIENTO

2.5.1 Técnica De Enfrentamiento: luego de la identificación y

aislamiento de los microorganismos fitopatógenos así como los

antagonistas se procedió a realizar una punción que contenía el

inóculo con el microorganismo patógeno a dos centímetros del

borde exterior de la caja de igual manera se realizó otra punción

equidistante con el inóculo del antagonista. Se mantuvieron las

mismas condiciones de cultivo que requirieron los microorganismos

para crecer por separado.

Las placas de petri que contenían las prueba fueron incubadas a 25ºC

durante 4 a 5 días, realizando observaciones diarias para así evaluar el

efecto antagónico de Trichoderma sobre los fitopatógenos.

Los mecanismos estudiados en los últimos años para explicar el biocontrol

de patógenos de plantas son antibiosis, competición y micoparasitismo. El

parasitismo ocurre cuando un organismo ataca las estructuras de otro

organismo. (Angulo, 1992).

Estas pruebas se realizaron cualitativamente con el objetivo de observar la

capacidad inhibitoria y de colonización de los aislamientos de Trichoderma

sp. sobre las colonias del hongo patógeno, de acuerdo con la invasión de la

superficie del medio de cultivo cubierta por cada colonia.

En la punción izquierda se inocularon fragmentos de micelio de (Alternaria

sp., Botrytis sp. y Cladosporium sp.); y en la punción derecha se inoculó

Trichoderma sp., realizando cada uno de los enfrentamientos por separado.

Se realizaron seis replicas de cada ensayo. (Figura 20).

2.5.2 Técnica de micoparasitismo in vitro: el micoparasitismo

aparece como un proceso complejo que incluye varios pasos

sucesivos. La interacción inicial muestra que la hifa del

micoparásito crece directamente hacia el hospedante, como

respuesta quimiotrófica de Trichoderma estimulado por la

excreción de las hifas del hospedante.

Cuando el micoparásito reconoce al hospedante, este se enrolla alrededor de

la hifa del patógeno, penetrando luego por degradación de las paredes

celulares del hospedante.

El micoparasitismo es un mecanismo que involucra el antagonismo de

Trichoderma sp. como agente de biocontrol. El proceso incluye: crecimiento

quimiotrófico del agente biocontrol, reconocimiento del hospedante por el

micoparásito, excreción de enzimas extracelulares, lisis del hospedante

(Rincón, 1991).

Figura 20. Diagrama De La Técnica De Enfrentamiento.

Fitopatógeno

Antagonista

Todas los ensayos de antagonismo fueron confirmadas mediante pruebas de

micoparasitismo, que se realizaron de la siguiente manera:

En placas de petri estériles y limpias, se colocaron dos palillos en posición

equidistante sobre la base de la caja, encima de ellos se colocó un

portaobjetos que contenía agar PDA (con dimensiones de 1 centímetro de

ancho, 2,5 centímetros de largo y 0, 5 centímetros de espesor),

posteriormente se realizó la punción de los dos hongos involucrados en el

ensayo cada uno de ellos en un extremo a una distancia de 0,5 centímetros

del borde del agar, se realizaron observaciones diarias para conocer el efecto

de Trichoderma sp. como antagonista sobre los fitopatógenos, se dispusieron

dos motas de algodón a lado y lado del montaje, humedecidos con agua

destilada estéril, para brindar las condiciones óptimas de la cámara húmeda.

(Figura 21).

Figura 21. Diagrama de la técnica de Micoparasitismo.

Cuando los dos microorganismos se interceptaron se retiró el portaobjeto

para observarlo al microscopio y determinar que tipo de interacciones

presentaba el patógeno con cada uno de los antagonistas. Por cada cepa se

repitió el procedimiento tres veces.

2.5.3 Técnica De Inhibición por actinomicetos: los actinomicetos

seleccionados para el presente estudio, fueron identificados

mediante tinción de Gram y pruebas bioquímicas, confirmados con

la literatura. (Gómez, 1993).

En esta técnica, se busca evidenciar la potencialidad que tienen ciertos

microorganismos para la expresión de metabolitos secundarios que se

encuentran asociados al crecimiento y al sustrato. Así los actinomicetos son

de gran importancia debido a su alta capacidad de expresión; esto por su

bioquímica y desarrollo genético.

Para esta técnica se tomaron placas de petri que contenían Agar PDA, en el

centro de la caja se midió un centímetro que va a lo largo de esta allí se

inoculó el actinomiceto de forma masiva. Por otro lado se midieron dos

centímetros partiendo del borde de la caja, es decir, a lado y lado del

actinomiceto donde se realizó una punción o picadura del microorganismo a

biocontrolar. Se realizaron seis replicas de cada uno de los ensayos. (Figura

22).

Finalmente la interpretación de la técnica se realizó midiendo el crecimiento

radial de los hongos a las que se encontraban cada uno de los puntos, es

decir la distancia que hay desde la punción del hongo, hasta el borde del

micelio formado, la suma de estos se tomó como el halo de inhibición sobre

el biocontrolador. Cuando el halo formado fue superior a nueve centímetros,

esto indicó un efecto antagónico positivo.

AC

TIN

OM

ICE

TO

1 cm

2 cm 2 cm

Figura 22. Diagrama De La Técnica De Inhibición por actinomicetos.

3 RESULTADOS Y DISCUSIÓN

El presente estudio arrojó los siguientes resultados de acuerdo con los

parámetros evaluados como fueron: aislamiento de hongos fitopatógenos

presentes en filósfera, aislamiento de microorganismos antagonistas,

recuperados de la rizósfera y evaluación del efecto antagónico por la técnica

de enfrentamiento y la técnica de Inhibición por actinomicetos.

3.1 HONGOS:

Pasado el tiempo de permanencia de las muestras en cámara húmeda, se

observaron en hojas signos de enfermedad, en un 80% de la totalidad de las

muestras.

Las características macroscópicas que se observaron una vez sembradas en

placa tales como forma, color, tamaño, fueron importantes para sugerir la

clase, orden, familia y género a las cuales pertenecía un determinado hongo

y esto se logró mediante la consulta de claves taxonómicas que se han

publicado para la identificación de las especies de hongos. Las colonias por

si mismas, así como los bordes y superficie en general de ellas presentaban

un aspecto algodonoso o aterciopelado. El tamaño de las colonias fue

evaluado por medición de diámetro, dado que el crecimiento siempre fue

radial. (Tabla 1).

Tabla 1. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Filósfera.

3.1.1 Determinación de las tasas de crecimiento de patógenos y

antagonista: se evaluó la tasa se crecimiento del antagonista

(Trichoderma sp.) y los patógenos de la siguiente manera: En

cajas de petri con Agar PDA se pusieron a crecer

independientemente cada uno de los antagonistas y el patógeno,

incubados a 25ºC; al cabo de 24, 48 y 72, 96, 120 y hasta 240

horas se registró el diámetro de las colonias. Luego se calculó el

crecimiento promedio por día, se utilizaron dos replicas por

tratamiento.

3.1.2 Hongos de Filósfera: de las cincuenta muestras evaluadas, se

obtuvieron los siguientes hongos fitopatógenos presentes en

filósfera con los respectivos porcentajes de prevalencia. (Figura

23).

FITOPATÓGENOS PORCENTAJE DE PREVALENCIA

Alternaria sp. 54

Botrytis sp. 22

Cladosporium sp. 14

Plasmopara viticola. 10

Tabla 2. Crecimiento Radial De Alternaria sp. / Día

v Alternaria sp.: el desarrollo de la colonia fue incrementándose

paulatinamente (8 cm en 10 días) al cuarto día se observaron las

características macroscópicas lo cual permitió la identificación de un

micelio aterciopelado, de color entre beige y marrón. (tabla. 2)

Las estructuras microscópicas que permitieron identificar este

microorganismo fueron a saber: conidias frecuentemente agrupadas en

largas cadenas, oviformes, algunas veces ovoides o elipsoidales y los

conidióforos septados. (Figura 24).

DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

DIÁMETRO 0.8 1.6 2.3 3.0 3.8 4.7 5.5 6.4 7.3 8.0 8.0

PORCENTAJE DE PREVALENCIA DE HONGOS FITOPATOGENOS PRESENTES EN FILOSFERA DEL CULTIVO EVALUADO

Alternaria sp.54%

Botrytis sp.22%

Cladosporium sp.14%

Plasmopara viticola

10%

Figura 23. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En Filósfera.

v Botrytis sp.: se pudo establecer que este hongo es de crecimiento

lento, aproximadamente (7 cm en 10 días), a los diez días se observaron

los esclerocios de color blanco - grisáceos que eran visibles en una

pequeña porción de la placa de petri, la parte restante del micelio

presentó un pigmento blanco, siendo de consistencia algodonosa.

(Tabla 3).

Figura 24. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Alternaria Sp.

Tabla 3. Crecimiento Radial De Botrytis sp. / Día

Microscópicamente se observaron conidias que nacían a partir de

conidióforos protuberantes, largos y rectos, algunos hialinos otros

pigmentados, ramificados en forma apical (como árboles). (Figura 25).

DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

DIÁMETRO 0.6 1.3 2.1 2.7 3.4 4.0 4.7 5.5 6.2 7.0 7.0

Figura 25. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Botrytis sp.

v Cladosporium sp.: el reconocimiento de las colonias se realizó a razón

de 6 cm en 10 días, transcurrido este lapso de tiempo fue evidente el

crecimiento radial de pequeñas colonias aterciopeladas que viraban de

color verde oliva a verde oscuro y al final constituían una sola colonia.

(Tabla 4).

Figura 26. Estructuras Macroscópicas Y Microscópicas De Cladosporium sp.

Tabla 4. Crecimiento Radial De Cladosporium sp. / Día

La observación microscópica demostró la presencia de conidióforos largos,

verticales, principalmente unicelulares, con septos transversales en sus

conidias. (Figura 26).

DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

DIÁMETRO 0.6 1.2 1.7 2.3 2.9 3.5 4.1 4.8 5.5 6.0 6.0

v Plasmopara vitícola: por ser un patógeno obligado fue imposible de

aislar in vitro, sin embargo las estructuras microscópicas fueron visibles

al microscopio mediante montajes directos, de las hojas lesionadas

(Figura 27).

3.1.3 Hongos de Rizósfera: los resultados arrojados por las cincuenta

muestras de suelo rizosférico acordes con los hongos obtenidos se

evidencian en la (Figura 28).

Figura 27: Estructura Microscópica De Plasmopara vitícola. Fuente: Herrera y Ulloa.

Tabla 5. Porcentaje De Prevalencia De Hongos En Rizósfera.

HONGOS RIZOSFERICOS PORCENTAJE DE PREVALENCIA

Aspergillus sp. 10

Fusarium sp. 6

Mucor sp. 36

Penicillium sp. 4

Rhizopus sp. 28

Trichoderma sp. 16

v Trichoderma sp.: sus colonias son usualmente de crecimiento rápido, al

comienzo hialinas y al final verdes. Se pudo observar en las placas el

incremento en su desarrollo radial aproximadamente 9 cm en 10 días.

(Tabla 6).

PORCENTAJE DE PREVALENCIA DE HONGOS RIZOSFERICOS DEL CULTIVO EVALUADO

Mucor sp.36%

Penicillium sp.4%

Rhizopus sp.28%

Trichoderma sp.16%

Aspergillus sp.10%

Fusarium sp.6%

Figura 28. Gráfico De Prevalencia De Hongos Presentes En Rizósfera.

Tabla 6. Crecimiento Radial De Trichoderma sp. / Día

DIA 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

DIÁMETRO 0.8 1.5 2.4 3.4 4.3 5.1 5.9 7.0 7.8 9.0 9.0

Sus conidióforos son hialinos, en forma de penacho, muy ramificados (cada

uno de ellos termina en una fiálide), carentes de verticilios, presentan fiálides

simples o en grupos, conidias ovoides. (Figura 29).

Figura 29. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Trichoderma sp.

3.2 ACTINOMICETOS:

El reconocimiento de las colonias de actinomicetos más abundantes en

medios de agar fue relativamente sencillo, dado que el tiempo de incubación

fue lo suficientemente largo.

3.2.1 Actinomicetos del suelo: las colonias de actinomicetos tenían

una consistencia firme y se adherían fuertemente al sustrato

solidificado debido a que los filamentos profundos penetran en el

medio y anclan la colonia, en algunos la consistencia era

pulverulenta y pigmentada (cuando se producían las esporas

aéreas), lo cual se observó pasados siete a diez días, tiempo en el

cual las colonias perdieron sus aspecto lustroso. En otros la

colonia presentaba una consistencia más harinosa que

frecuentemente se desintegraba al ser tocada.

Los actinomicetos se desarrollan mucho mas lentamente que la mayoría de

los hongos y bacterias. Estos empiezan a predominar cuando los nutrientes

comienzan a ser limitantes en el medio de cultivo y la presión de otros

competidores disminuye.

v Actinomyces sp.: las colonias presentaban una consistencia firme con

pigmentación muy particular de color marrón claro, que fueron

difundiéndose lentamente de acuerdo con el tiempo de incubación. Al

microscopio revelaron ser bacilos Gram positivos difte roides en forma de

Y o V agrupados en masa, con filamentos ramificados o no. (Figura 30).

v Nocardia sp.: presentó colonias de consistencia seca y gredosa, por lo

general amontonadas o plegadas de color blanco a amarillo, al comienzo

las colonias eran brillantes y poco a poco fueron opacando, anclándose

al medio al cuarto o quinto día. Microscópicamente se observaron

filamentos ramificados Gram positivos. (Figura 31).

Figura 30. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Actinomyces sp.

v Streptomyces sp.: las colonias sobre las placas de petri que contenían

agar avena tendían a ser firmes y a tener consistencia correosa de color

blanco – rosáceo, resistían la destrucción por medios mecánicos. Con

frecuencia, la colonia se pigmentó muy seguramente debido a la

producción de pigmentos solubles en agua que difunden hacia el medio.

Al realizar los montajes microscópicos se observaron filamentos Gram

positivos arrosariados, ramificados. (Figura 32).

Figura 31. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Nocardia sp.

3.2.2 Pruebas Bioquímicas: permitieron identificar las especies

involucradas en el estudio, se realizaron por punción y estría en los

tubos que contenían el medio solidificado y por simple inoculación

en los medios líquidos (caldos). Actinomyces (Figura 33),

Nocardia (Figura 34) y Streptomyces (Figura 35).

Figura 32. Estructuras Macroscópicas y Microscópicas De Streptomyces sp.

Tabla 7. Pruebas Bioquímicas Para Identificar Actinomicetos

Las pruebas seleccionadas para la identificación de acuerdo con la literatura

reportada fueron: citrato, oxidación – fermentación, urea, motilidad, esculina,

gelatina, nitritos y fermentación de azúcares (arabinosa, celobiosa, glucosa,

fructosa, lactosa, manitol y xilosa); los resultados se resumen a continuación.

(Tabla 7).

FERMENTACION DE

AZUCARES

MIC

RO

OR

GA

NIS

MO

CIT

RA

TO

OX

IDA

CIO

N /

FE

RM

EN

TA

CIO

N

(OF

)

UR

EA

MO

TIL

IDA

D

ES

CU

LIN

A

GE

LA

TIN

A

NIT

RIT

OS

AR

AB

INO

SA

CE

LO

BIO

SA

GL

UC

OS

A

FR

UC

TO

SA

LA

CT

OS

A

MA

NIT

OL

XIL

OS

A

Actinomyces - F - - + + + - - + + + - +

Nocardia + O - + - + + + + + - - + -

Streptomyces D

+ O - - - + + + - + + - + +

Figura 35. Pruebas Bioquímicas Para Streptomyces sp.

Figura 33. Pruebas Bioquímicas Para Actinomyces sp.

Figura 34. Pruebas Bioquímicas Para Nocardia sp.

Tabla 8. Escala de Evaluación de la Capacidad Competitiva In Vitro de Trichoderma sp. (Elias y Arcos, 1984).

3.3 TECNICA DE ENFRENTAMIENTO:

Con estas pruebas de antagonismo se determino la actividad antagónica in

vitro entre los aislamientos de Trichoderma sp. y Alternaria sp., Botrytis sp.,

Cladosporium sp.

Los aislamientos de Trichoderma sp. debido a su alta capacidad de

colonización sobre el patógeno, presentaron un buen antagonismo,

invadiendo y afectando de una manera importante el desarrollo de la colonia

del patógeno.

Trichoderma sp. crece y esporula bajo variadas condiciones como pH ácido y

suelos ricos en materia orgánica, por lo tanto es de muy fácil propagación;

bajo estas condiciones tiene una mayor actividad antagónica hacia otros

hongos.

El aislamiento de Trichoderma sp. se clasificó en cinco grupos de acuerdo a

su capacidad antagónica, según Elías, 1984. (Tabla. 8).

GRADO CAPACIDAD ANTAGONICA

0 Ninguna invasión de la colonia del patógeno.

1 Invasión de ¼ de la superficie de la colonia del patógeno.

2 Invasión de ½ de la superficie de la colonia del patógeno.

3 Invasión total de la superficie de la colonia del patógeno.

4 Invasión total de la superficie de la colonia del patógeno y

esporulación sobre ella.

v Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.: se pudo evidenciar competencia

por espacio dado que el microorganismo fitopatógeno no pudo extender

su micelio de manera que el crecimiento fue limitado., inicialmente el

ensayo presentó grado 0 de capacidad competitiva, al término de cinco

días, y según observaciones diarias este grado se incrementó hasta

llegar a 4. (Figura 36).

v Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.: se observó una clara competencia

por espacio desde el inicio se determinó grado 1 de capacidad

antagónica y al termino de la evaluación el ensayo mostró grado 4, es

decir invasión de Trichoderma sp. sobre Botrytis sp, y esporulación del

antagonista sobre el patógeno tal y como lo muestran la fotografías.

(Figura 37).

Figura 36. Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.

v Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.: las estructuras miceliales de

Trichoderma sp., presentaron competencia por espacio y condicionaron

el desarrollo de Cladosporium sp, limitando su área de crecimiento, es

decir se encontraban al segundo día de observación en grado 0 y al final

la prueba demostró claramente grado 4 es decir esporulación del

antagonista sobre el fitopatógeno. (Figura 38).

Figura 37. Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.

Figura 38. Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.

3.4 TECNICA DE MICOPARASITISMO:

En estas pruebas se observó una gran interacción entre el aislamiento de

Trichoderma sp. el cual desarrolló un parasitismo expresado en diversos

grados de entorchamiento del micelio del patógeno, granulación y en algunos

casos solamente hubo un crecimiento paralelo, se observaron

comportamientos diferentes y todos los ensayos presentaron algún tipo de

interacción.

v Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.: se evidenció una granulación

marcada en las hifas de Alternaria sp., al interaccionar con las de

Trichoderma sp., interacción que se presenta como consecuencia de la

secreción de sustancias por parte del antagonista. (Figura 39).

v Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.: el ensayo de micoparasitismo de

estos dos hongos demostró un enrollamiento de las hifas del patógeno

sobre si mismo, debido a la alta tasa de crecimiento de Trichoderma sp,

comparada con la de Botrytis sp. (Figura 40)

Figura 39. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Alternaria sp.

v Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.: luego de observar las

reacciones macroscópicas se procedió a evaluar el efecto

micoparasitario de Trichoderma sp. sobre Cladosporium sp. lo cual

demostró un crecimiento paralelo entre las hifas de los dos hongos

implicados en el ensayo. (Figura 41).

Figura 40. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Botrytis sp.

Figura 41. Micoparasitismo Trichoderma sp. vs. Cladosporium sp.

3.5 TECNICA DE INHIBICION POR ACTINOMICETOS:

La técnica de inhibición por actinomicetos logró demostrar que los

metabolitos tenían la capacidad de difusión sobre el medio de cultivo, esto

por una acción de iones que se desplazan y por un movimiento

electroquímico.

v Actinomyces sp. vs. Alternaria sp.: el micelio de Alternaria sp. no se

vio limitado por la presencia de Actinomyces sp. en el bioensayo ya que

su presencia no se dio solamente hacia la periferia de la caja sino hacia

el interior, es decir donde estaba inoculado el actinomiceto, su desarrollo

fue radial y sin deformaciones, hasta entrar en contacto con el

actinomiceto. (Figura 42, Tabla 9).

RADIO 1 RADIO 2 PROMEDIO % CRECIMIENTO % INHIBICION

3.9 3.9 3.9 49 51

4.0 3.9 4.0 49 51

4.0 4.0 4.0 50 50

3.9 3.8 3.9 48 52

3.9 4.0 4.0 49 51

3.9 3.7 3.8 48 52 PROMEDIO DE INHIBICION 51

Tabla 9. Porcentaje De Inhibición De Actinomyces sp. vs. Alternaria sp.

Figura 42. Actinomyces sp. vs. Alternaria sp.

v Nocardia sp. vs. Alternaria sp.: se evidenció un efecto inhibitorio del

actinomiceto sobre el hongo patógeno pues la esporulación de Nocardia

sp. limitó el desarrollo de las hifas de Alternaria sp. inhibiendo

parcialmente su desarrollo, comparado con el control. El poco

crecimiento del hongo se inclinó hacia la periferia de la caja donde no

había exposición a los metabolitos secretados por el actinomiceto y la

expansión de la colonia que se dio hacia el interior de la caja, no fue

radial, sino un poco deformada. (Figura 43, Tabla 10).


2.6 2.2 2.4 30 70

2.0 0.4 1.2 15 85

2.3 0.3 1.3 16 84

2.1 0.8 1.5 19 81

2.4 0.4 1.4 18 82

2.5 0.2 1.4 18 82

PROMEDIO DE INHIBICION 81

Figura 43. Nocardia sp. vs. Alternaria sp.

Tabla 10. Porcentaje De Inhibición De Nocardia sp. vs. Alternaria sp.

Figura 44. Streptomyces sp. vs. Alternaria sp.

v Streptomyces sp. vs. Alternaria sp.: el actinomiceto ejerció un

moderado efecto inhibitorio sobre las colonias de Alternaria sp. ya que

aunque crece no entra en contacto directo con Streptomyces sp.,

permitiendo la observación de un halo de inhibición. (Figura 44,

Tabla 11).


2.6 2.4 2.5 31 69

2.6 2.6 2.6 33 67

2.5 2.4 2.5 31 69

2.5 2.3 2.4 30 70

2.6 2.5 2.6 33 67

2.4 2.3 2.4 30 70 PROMEDIO DE INHIBICION 69

v Actinomyces sp. vs. Botrytis sp.: de acuerdo con el crecimiento radial

del control de Botrytis sp. se determinó una invasión de la caja por parte

del hongo el cual se desarrollo totalmente aún en presencia del

Tabla 11. Porcentaje De Inhibición De Streptomyces sp. vs. Alternaria sp.

actinomiceto y este resultado se logró evidenciar por la esporulación del

microorganismo en el sustrato. (Figura 45, Tabla 12).


3.8 3.4 3.6 51 49

3.7 3.6 3.7 53 47

3.6 3.5 3.6 51 49

3.5 3.5 3.5 50 50

3.8 3.5 3.7 53 47

3.7 3.5 3.6 51 49


v Nocardia sp. vs. Botrytis sp.: la colonia de Botrytis sp. se deformó

debido al efecto de Nocardia sp., el micelio se desarrollo radialmente

hacia el extremo de la placa de petri a partir del sitio de inoculación, la

porción que estaba de cara al actinomiceto se vio inhibida tornando los

bordes de la colonia cuadrados, aun así la colonia conservó su

Tabla 12. Porcentaje De Inhibición De Actinomyces sp. vs. Botrytis sp.

Figura 45. Actinomyces sp. vs. Botrytis sp.

Figura 47. Nocardia sp. vs. Botrytis sp.

pigmentación blanca y los esclerocios no fueros apreciables. (Figura 46,

Tabla 13).


2.8 2.4 2.6 37 63

2.7 2.4 2.6 37 63

2.5 2.6 2.6 37 63

2.6 2.5 2.6 37 63

2.4 2.7 2.6 37 63

2.5 2.8 2.7 38 62


v Streptomyces sp. vs. Botrytis sp.: el efecto de Streptomyces sp.

sobre el hongo en cuestión fue moderadamente alto, lo cual fue

apreciable en el momento en que la consistencia del actinomiceto

cambió de mucosa a firme. En este momento el actinomiceto empezó a

ejercer el efecto inhibitorio esporulando fuera de la línea de inoculación

demarcada se observó inhibición y deformación de la colonia en los

Tabla 13. Porcentaje De Inhibición De Nocardia sp. vs. Botrytis sp.

Figura 46. Streptomyces sp. vs. Botrytis sp.

sitios donde las esporas del actinomiceto se difundieron. (Figura 47,

Tabla 14).


2.4 2.8 2.6 37 63

2.2 2.7 2.5 36 65

2.5 2.6 2.6 37 63

2.6 2.4 2.5 36 64

2.7 2.3 2.5 36 64

2.6 2.2 2.4 34 66


v Actinomyces sp. vs. Cladosporium sp.: tomando como referencia el

control de Cladosporium sp. y teniendo en cuenta que este creció

radialmente 6 cm, en esta prueba se observó un porcentaje promedio de

inhibición alto, pero aun así el hongo conservó sus características

Tabla 14. Porcentaje De Inhibición De Streptomyces sp. vs. Botrytis sp.

Figura 48. Actinomyces sp. vs. Cladosporium sp.

morfológicas iniciales en cuanto a color, consistencia y crecimiento

radial. (Figura 48, Tabla 15).


2.7 2.5 2.6 43 57

2.6 2.5 2.6 43 57

2.6 2.4 2.5 42 58

2.5 2.5 2.5 42 58

2.7 2.6 2.7 45 55

2.6 2.5 2.6 43 57


v Nocardia sp. vs. Cladosporium sp.: en este ensayo se determinó la

actividad antagónica del actinomiceto frente al fitopatógeno, ya que su

crecimiento fue mínimo comparado con el control, además la colonia

Tabla 15. Porcentaje De Inhibición De Actinomyces sp. vs. Cladosporium sp.

Figura 49. Nocardia sp. vs. Cladosporium sp.

presentó un desarrollo alargado que divergía del crecimiento radial

normalmente presentado por este hongo, cuando no estaba expuesto al

efecto de ningún otro microorganismo. (Figura 49, Tabla 16).


1.2 1.0 1.1 18 82

2.5 1.4 2.0 33 68

1.6 1.4 1.5 25 75

1.7 2.2 2.0 33 68

1.8 1.4 1.6 27 73

2.0 1.7 1.9 31 69


v Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp.: el efecto antagónico del

actinomiceto sobre el hongo mostró efectividad, el crecimiento de

Cladosporium sp. no fue radial sino extendido lateralmente a partir del

inóculo quedando un espacio o halo entre los bordes de las colonias de

Tabla 16. Porcentaje De Inhibición De Nocardia sp. vs. Cladosporium sp.

Streptomyces sp. y del hongo. Esto se confirmó con la esporulación del

actinomiceto sobre una porción cercana al inóculo del hongo allí se

presentó claramente inhibición y deformación de la colonia de

Cladosporium sp. (Figura 50, Tabla 17).


1.6 1.6 1.6 27 73

1.6 1.5 1.6 27 73

1.7 1..5 1.6 27 73

1.5 1.5 1.5 25 75

1.7 1.7 1.7 28 72

1.7 1.5 1.6 27 73


Tabla 17. Porcentaje De Inhibición De Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp.

Figura 50. Streptomyces sp. vs. Cladosporium sp.

4 CONCLUSIONES

• En la determinación de las tasas de crecimiento de patógenos y

antagonistas se determinó que Trichoderma sp. el antagonista, muestra

un crecimiento mayor en comparación con los hongos fitopatógenos

evaluados y por esta razón su capacidad antagónica es marcada al

enfrentarlo con ellos.

• El porcentaje de prevalencia de los hongos fitopatógenos aislados

arrojó una proporción mayor y muy marcada de Alternaria sp., frente a

Botrytis sp., Cladosporium sp. y Plasmopara vitícola, este último es

patógeno obligado de la vid y fue solamente observado a partir de los

montajes directos.

• Los fitopatógenos seleccionados para el estudio mostraron un buen

desarrollo en los medios de cultivo así como en las hojas muestreadas,

lo cual permitió la fácil identificación de sus estructuras macroscópicas

y microscópicas.

• De las muestras de suelo se aislaron seis géneros de hongos, cinco de

ellos saprófitos de suelo y el otro un antagonista, es decir Trichoderma

sp. que fue utilizado para las pruebas de antagonismo al enfrentarlos

contra los hongos fitopatógenos.

• Se puede deducir que el antagonismo in vitro registrado por el

aislamiento de Trichoderma sp. se debe en buena parte a su mayor

tasa de crecimiento y a su mayor capacidad colonizadora del sustrato

en comparación con la tasa de crecimiento del patógeno.

• De los tres fitopatógenos enfrentados a Trichoderma sp. la sensibilidad

se demostró en diferentes grados siendo el más sensible Cladosporium

sp., pasando por Botrytis sp. hasta llegar a Alternaria sp. , sin embargo

el resultado final fue el mismo en los tres casos, se evidenció la

invasión de la colonia del patógeno por el antagonista.

• Las pruebas de micoparasitismo fueron diferentes y cada una de ellas

demostró la capacidad antagónica de Trichoderma sp. las interacciones

fueron desde granulación, enrollamiento hifal y crecimiento paralelo.

• En la técnica de inhibición por actinomicetos se evaluó el

comportamiento de tres de ellos como antagonistas frente a los hongos

fitopatógenos aislados, lo cual permitió demostrar que los actinomicetos

son de importancia en el antagonismo microbiano, esta función puede

ser consecuencia de la capacidad de muchos actinomicetos para

excretar sustancias antifúngicas difundibles así como enzimas que

provocan la lisis de hongos y bacterias de muchas categorías

taxonómicas.

• Actinomyces sp. no fue un buen antagonista dado que las colonias de

los hongos fitopatógenos presentaron un promedio de crecimiento

mayor frente a este que frente a los otros dos actinomicetos.

• Nocardia sp. presentó esporulación en el medio cuando se enfrentó

con Alternaria sp. de manera que las esporas inhibieron en mayor

proporción a este fitopatógeno que a los otos dos. Sin embargo fue el

actinomiceto que presentó mayor porcentaje de inhibición frente a los

tres hongos aislados.

• Streptomyces sp. presento un porcentaje promedio de inhibición

superior al de Actinomyces sp. e inferior al de Nocardia sp. pero sus

esporas también inhibieron el desarrollo de las colonias de los hongos

fitopatógenos aislados, específicamente en aquellos sitios donde estas

se difundieron.

• La respuesta de crecimiento de los actinomicetos es un poco lenta,

sugerido por la elevada velocidad de crecimiento y la versatilidad

bioquímica de bacterias y hongos (agentes iniciales), mientras que los

actinomicetos solo aparecen cuando ya han sido metabolizados los

compuestos más fácilmente degradables y la crisis competitiva ha

disminuido.

• La ocupación de un sustrato como medio de antagonismo en el control

biológico puede ser de utilidad contra patógenos de gran habilidad

competitiva parasitaria.

5 RECOMENDACIONES

• Tener en cuenta la necesidad de fomentar el uso de antagonistas

biológicos que jueguen un rol importante en las medidas de control

empleadas para combatir muchas enfermedades de plantas, ya que

estas técnicas disminuyen los costos de erradicación y no representan

una amenaza para la salud del hombre, ni para el medio ambiente.

• Implementar las pruebas de antagonismo in vivo, para de este modo

determinar la eficacia de los microorganismos biocontroladores contra

los patógenos que atacan el cultivo.

• Afianzar el impacto en el estudio de sustancias antibióticas elaboradas

por actinomicetos y hongos a fin de entender como logran ellos

mantener el equilibrio en la naturaleza (microhábitat), al igual que la

evolución microbiana.

GLOSARIO

abiótico: Factor físico que influye en el desarrollo de una plaga. agostamiento: Desecamiento progresivo de la madera. aislar: Separar microorganismos del huésped y mantenerlos en cultivo puro. antagonismo: Relación entre organismos distintos en la cual uno inhibe parcial o totalmente el crecimiento del otro o lo mata. antibiótico: Sustancia producida por un microorganismo, capaz de inhibir el crecimiento de otros microorganismos o matarlos. asca: Organo de los hongos que contienen las ascosporas. ascospora: Espora de la fase sexuada de los hongos ascomicetos. axénico: Cultivo de una sola especie en ausencia de otras, cultivo puro. basidiospora: Espora de la fase sexuada de los hongos basidiomicetos. baya: Grano de uva. biótico: Ser vivo que influye en el desarrollo de una plaga. carpóforo: Sombrerillo o seta de la fase perfecta de algunos hongos. cenicilla: Crecimiento sobre la superficie de una planta por acción patógena. cepa: Cualquier grupo de aislamientos similares de un microorganismo. clorosis: Amarillamiento de la hoja. ciclo: Distintos estados de desarrollo que atraviesa un ser vivo por un año.

colonia: Grupo de individuos que crecen juntos o grupo de hifas que suelen tener esporas. conidia: Espora de origen asexual de algunos hongos. conidióforo: Filamento diferenciado del micelio que lleva en su extremo conidias. contaminación: Fase de instalación de una enfermedad. control biológico: Control de las enfermedades de las plantas modificando las interacciones biológicas del ecosistema, especialmente con el uso de enemigos naturales del patógeno. corrimiento: Escasez anormal de bayas en los racimos. defoliación: Pérdida de hojas. desborre: Comienzo de la actividad vegetativa en la cepa. enfermedad: Alteración más o menos grave en la fisiología del cuerpo vegetal debida causas abióticas o agentes perjudiciales. entrenudo: Parte del tallo de un sarmiento comprendida entre 2 nudos consecutivos. envero: Cambio de color en los granos del racimo al iniciar la maduración. esclerocio: Órgano de conservación de algunos hongos en momentos desfavorables para se desarrollo. espora: Organo de conservación o de propagación de los hongos. estoma: Aberturas microscópicas situadas en las partes verdes de plantas. estroma: Micelio fuertemente entretejido en el que se forman los órganos de fructificación del hongo. fitopatógeno: Un organismo o virus capaz de inducir enfermedad en las plantas. foco: Sitio de concentración local de plantas enfermas o lesiones. haustorio: Órgano chupador de un hongo. hifas: Ramificaciones vegetativas de un hongo.

hospedero: Organismo que alberga al parásito. incubación: Período durante el cual una infección fúngica es invisible. infección: Penetración de una espora en un órgano vegetal. inflorescencia: Conjunto de flores. inóculo: Sustancia que contiene microorganismos que van a introducirse a un hospedero o medio. invasión: Penetración y colonización de un huésped por un microorganismo. lesión: Área localizada de tejido enfermo o alterado. micelio: Conjunto de hifas de un hongo. micosis: infección por un hongo parásito o una enfermedad así causada. mosteo: Cuando el jugo de las bayas superiores moja a las inferiores. muestreo: Observación limitada, representativa de un total a medir. necrosis: Muerte de células o tejidos. pámpano: Brote herbáceo de la vid. parásito: Organismo que se desarrolla y alimenta a expensas de otro ser. patógeno: Parásito de origen vegetal. periodo de latencia: Tiempo comprendido entre la infección y la aparición de los síntomas de enfermedad. población: individuos de una misma especie que ocupa un área determinada. pudrición: Desintegración del tejido como resultado de acción de hongos. raquis: eje que sustenta los granos de uva en el racimo. raspón: raquis. resistente: Parásito que no es afectado por un producto.

rizósfera: Microhábitat entorno a la superficie de la raíz. rizomorfo: Cordón miceliar. saprófito: Organismo que se alimenta a expensas de materia en descomposición. sarmiento: Brote lignificado de la vid. síntoma: Manifestación externa de una planta ante el ataque de un agente perjudicial. sp.: Especie indeterminada. tóxico: Sustancia venenosa producida por algunos hongos. variedad: Grupo de individuos cultivados que se distinguen por algunos caracteres importantes. zoospora: Espora provista de flagelo para moverse.

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117

Anexo A. Otras Enfermedades De La Vid.

ENFERMEDAD AGENTE CAUSAL SÍNTOMAS

OIDIO Uncinula necator

(Figuras 51, 52 y 53).

Hojas: se observa un polvillo blanco cenizo, aparecen manchas de aceite en el haz. Brotes y sarmientos: presentan manchas de color verde achocolatadas. Racimos: tinte plomizo, puntos pardos, agrietamiento.

EXCORIOSIS Phomopsis vitícola

Hojas: manchas oscuro - negruzcas, marchitamiento. Brotes y sarmientos: aparecen unas manchas oscuras deprimidas y otras con necrosis. Racimos: manchas oscuras, con el posterior desecamiento.

BLACK – ROT Guignardia bidwellii (Figura 54).

Hojas: puntitos negros, manchas blanco – grisáceas. Racimos: chancros oscuros y de forma alargada. Granos: presentan manchas grises y desecamiento.

ANTRACNOSIS Elsinoe ampelina

Sarmientos: manchas negras, chancros profundos. Hojas: manchas circulares blanco – grisáceas, que luego forman agujeros. Granos: se hacen manifiestas fuertes decoloraciones.

PODREDUMBRE DE LA RAIZ

Armillaria mellea

Raíz: pardeamiento, pudrición de la corteza que lleva a una pudrición húmeda con olor a moho. Bajo la corteza: placas blanco – anacaradas, sobre esta aparecen rizomorfos de color marrón o negro.

118



PODREDUMBRE LANOSA Rosellinia necatrix

Hojas: cloróticas y pequeñas. Sarmientos: en los cuales se evidencian entrenudos cortos y de aspecto arrepollado. Raíz: su micelio es lanoso y luego se pardea.

ENFERMEDAD DE PIERCE Xilella fastidiosa

Enfermedad vascular que afecta el xilema. Hojas: irregulares, asimétricas, presentan típico quemado o escaldado en el borde. Brotes: maduración irregular con zonas no agostadas. Racimos: sus frutos son de menor tamaño y se marchitan.

EUTIPIOSIS O BRAZO MUERTO Eutypa lata

Pámpanos: son débiles con entrenudos cortos. Hojas: pequeñas, deformes, cloróticas y con necrosis. Tallo: color marrón de textura dura y quebradiza

YESCA O APOPLEJÍA

PARASITARIA

Stereum hirsutum Phellinus igniarius

(Figura 55).

Tallo: su consistencia es dura, de color oscuro, la invasión por hongos vuelve la madera blanda y amarillenta (yesca). Hojas: tienen decoloraciones entre los nervios y sus bordes se tornan amarillentos. Racimos: se desecan. Brazos y troncos: interiormente los tejidos se desorganizan y se tornan blandos y esponjosos.

119



NECROSIS BACTERIANA Xylophilus ampelinus

Yemas: ellas abortan o desborran con dificultad. Brotes: son de típico aspecto raquítico. Sarmientos: presentan necrosis sectorial, de forma alargada y color pardo. Hojas: se observan manchas rojas de forma angular con halo amarillo aceitoso y posterior desecamiento. Racimos: en pedúnculo y raquis se presentan necrosis y chancros. Flores: muestran coloración rojiza así como una consistencia dura, anormal.

PUDRICIÓN TEXANA

Phymatotrichum omnivorum

Hojas: caen hasta desfoliarse, son de color verde opaco. Brotes: en ellos se presenta deshidratación y luego ocurre muerte progresiva. Raíz: en la superficie se observan los cordones miceliares del patógeno hasta que esta se pudre.

TUBERCULOSIS DE LA VID

Agrobacterium tumefasciens

Tumores en cuello, raíz y sarmientos de diferentes aspectos: lisos, rugosos, aislados, inicialmente son blandos y claros, posteriormente se endurecen y colorean a pardo u oscuro. Se presentan algunos desgarramientos longitudinales.

PODREDUMBRE ACIDA DEL RACIMO

Acetobacter sp. Kloeckera apiculata

Saccharomycopsis vini

Bayas: hay una descomposición interna donde se vacían de sus jugos y se produce el típico mosteo.

120

Figura 51. Síntomas De Oídio En El Haz De Hojas

Figura 52. Síntomas De Oídio En El Envés De Hojas

Anexo B. Fotografías de Otras Patologías

121

Figura 53: Estructura Microscópica De Uncinula necator

Figura 54: Lesiones Típicas De Black – Rot En Hojas De Vid.

Anexo B. Fotografías De Otras Patologías.

122

Anexo B. Fotografías De Otras Patologías.

Figura 55: Síntomas De Yesca o Apoplejía Parasitaria En Hojas.

123

Anexo C. Clasificación Taxonómica De Actinomicetos Del Suelo.

FAMILIAS CARACTERÍSTICAS GENEROS

Estreptomicetaceae

• Hifas generalmente no fragmentadas.

• Extenso micelio aéreo, solamente vegetativo.

• Cadenas de esporas con 5 a 50 o mas conidias por cadena.

Streptomyces Microeliobosporia Sporichthya

Nocardiaceae

• Sus hifas son característicamente fragmentadas que producen pequeñas estructuras redondeadas o elongadas.

• En algunas cepas puede observarse un limitado micelio aéreo.

Nocardia Pseudonocardia

Micromonosporaceae • Hifas no fragmentadas. • Conidias aisladas en paredes

o en cadenas cortas.

Microsmonospora Micropolyspora Thermomonospora Thermoactinomyces

Actinoplanaceae

• Esporas formadas en esporangios.

• El diámetro de las hifas puede ser de 0.2 a mas de 2.0 micrómetros (µm).

Streptosporangium Actinoplanes Planobispora Dactilosporangium

Dermatophilaceae

• Los fragmentos hifales se dividen para formar un gran número de estructuras redondas móviles.

Geodermatophilus

Frankiaceae

• Habitan los nódulos de las raíces de algunas plantas no leguminosas.

• No crecen fuera de la planta hospedera.

Frankia

Actinomycetaceae

• No producen micelios verdaderos

• Son desde anaerobios estrictos a facultativos.

Actinomyces

124

ANEXO D. Medios De Cultivo.

• Agar Papa Dextrosa: no se empleó ningún medio comercial por lo

cual se estandarizó un medio de cultivo, preparado en el laboratorio con

los siguientes componentes:

COMPONENTE PESO g/L

Papa 200

Azúcar 20

Agar Agar 20

Oxitetraciclina o cloranfenicol 10

pH 5 – 6

Medir un volumen de 1L de agua destilada y adicionar los 200 g de papa

pelada y picada, dejar hervir durante 20 minutos para permitir la liberación

del extracto de papa, colar los trozos de papa, adicionar agar agar y azúcar,

dejar hervir hasta que se disuelvan completamente los componentes, medir

el pH, autoclavar a 121ºC, 15 lb de presión por 15 minutos, posteriormente

se agrega el antibiótico en la dosis recomendada (a una temperatura de 30 –

35ºC, aproximadamente), servir en las cajas de petri y dejar solidificar .

Cuando el Agar PDA se empleo para crecer los hongos fitopatógenos se

adicionó oxitetraciclina o cloranfenicol y se estabilizó el pH en 5 – 5.5. De

otra parte cuando se usó para las pruebas de Igarashi, no se adicionó al

medio ningún antibiótico, ni antifúngico y el pH se estabilizó a 6 – 6.5.

125

ANEXO D. Medios De Cultivo.

Agar Avena: fue preparado no a partir de medio deshidratado de ninguna

casa comercial, los componentes usados fueron:

COMPONENTE PESO g/L

Avena en hojuelas 30

Agar Agar 10

Nistatina 4

PH 6 – 6.5

Se pesaron los 30 gramos de avena y se disolvieron en 1 L de agua

destilada, se permitió hervir y luego de colar se adicionó el agar agar, el

medio se esterilizó en autoclave a 121ºC, 15 lb de presión por 15 minutos,

luego a una temperatura de aproximadamente 30 – 35ºC se adicionó

nistatina al 1%, luego el medio fue servido en las placas de petri dejándolo

allí hasta que se solidifico, teniendo en cuenta que para el crecimiento de los

actinomicetos el pH requerido era de 6 – 6.5.

aislamiento e identificacion de hongos fitopatogenos

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