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ORIGINAL

31 PATOLOGÍA DEL APARATO LOCOMOTOR, 2004; 2 (2): 105-113 105

Reparación de un defecto de mandíbula.Estudio experimental macroscópico en ovejas

Repair of a mandibular defect.Gross experimental study in sheep1 Unidad de Cirugía Máxilo-facial Concejo C. 1

1 Clínica Universitaria Ripalda P. 2

2 Laboratorio de Ortopedia Experimental Forriol F. 2

2 Departamento de Cirugía Ortopédica y TraumatologíaUniversidad de Navarra

RESUMEN

Uno de los problemas de más difícil solución en cirugía or-topédica, traumatología y cirugía máxilo-facial es el tratamientode los grandes defectos óseos.

Objetivo: Hemos analizado el relleno de un defecto de 6 cmen la mandíbula de la oveja con diferentes sustancias osteoin-ductoras.

Material y metodología: Se utilizaron 15 ovejas, de cincoaños de edad, divididas en cinco grupos, de tres animales ca-da uno, según fuesen animales control o se rellenase el defec-to con plasma rico en plaquetas (PRP), con un aloinjerto decostilla congelado a –80 °C, con BMP-7 (OP-1®, StrykerBiotech, Boston, EEUU) o se combinase el injerto con el fac-tor de crecimiento.

Se efectuó un estudio radiográfico y macroscópico para va-lorar el comportamiento de las diferentes sustancias.

Resultados: Los grupos control y de relleno con PRP no pre-sentaron formación ósea. El grupo de los aloinjertos de costi-lla, mostraron en dos casos formación ósea alrededor de la cos-tilla. Observamos formación ósea constante y evidente en ellugar donde se colocó la OP-1. La formación ósea se vio in-crementada al combinar el aloinjerto con el factor de creci-miento (OP-1).

Palabras clave: Osteogénesis, hueso, factores de crecimien-to, aloinjerto

Concejo C, Ripalda P, Forriol FReparación de un defecto de mandíbula. Estudio experimentalmacroscópico en ovejasPatología del Aparato Locomotor, 2004; 2 (2): 105-113

Correspondencia:F. ForriolDpto. COTCUNAvda. Pío XII, s/n31008 Pamplonae-mail: [email protected]

ABSTRACT

One of the greatest challenges in orthopedic surgery, trau-matology and maxillofacial surgery is the treatment of large bo-ne defects.

Objective: Filling of a 6-cm defect in the sheep jaw usingdifferent bone induction substances was analyzed.

Material and methods: Fifteen 5-year-old sheep were divi-ded into five groups of three animals each, a control group, andfour groups in which the mandibular defect was filled with pla-telet-rich plasma (PRP), frozen rib allograft (–80 ºC), BMP-7(OP-1®, Stryker Biotech, Boston, USA), and a graft combinedwith growth factor.

A radiographic and gross study was made to assess the per-formance of the different substances.

Results: No bone formation was seen in the control and PRPfilling groups. In the rib allograft group, bone formation aroundthe rib was seen in two cases. Constant and evident bone for-mation was noted at the OP-1 placement site. Increased boneformation was found when the allograft was combined withgrowth factor (OP-1).

Key words: Osteogenesis, bone, growth factors, bone allo-graft.

Concejo C, Ripalda P, Forriol FRepair of a mandibular defect. Gross experimentalstudy in sheepPatología del Aparato Locomotor, 2004; 2 (2): 105-113

Fecha de recepción: ???????????????????

INTRODUCCIÓN

La reparación ósea es un proceso secuencialque atraviesa por diferentes estadios: inflama-ción, revascularización, osteogénesis y remode-lación hasta construir una estructura adecuada(1, 2).

En la reparación de las fracturas, la muscula-tura circundante y el periostio constituyen la basedel aporte vascular y de las células indiferencia-das, por eso las células precursoras osteogénicas,en regiones de pobre vascularización o de pocapresión de oxígeno, tienden hacia un patrón con-drogénico (3, 4). Las células mesenquimales delhematoma y de las partes blandas pasan por tresfases: quimiotaxis, mitosis y diferenciación quese inicia con la unión de la fibronectina plasmá-tica a la matriz desmineralizada, facilitando suunión y proliferación. Sin embargo, algunas célu-las son capaces de desarrollar tejido óseo sinnecesidad de la actuación de agentes externosmientras que otras requieren la presencia de agen-tes activadores.

La osteoinducción (2) representa el procesolocal de formación ósea con el reclutamiento decélulas pluripotenciales desde los tejidos vecinos,tanto para la osteogénesis como para la produc-ción de factores de crecimiento, especialmentelas proteínas morfogenéticas óseas (BMPs) (5).Hay una aceleración en la reparación de las frac-turas cuando aumenta el número de células madreque responden desde el propio hueso o desde lostejidos que lo rodean (6).

El hueso dispone de los factores de crecimientoen el momento y en la cantidad adecuada y suaporte externo es necesario, únicamente, en con-diciones patológicas, retardos de consolidacióno pseudoartrosis, o en técnicas donde se requie-ra la formación extra de hueso, como puede sercon los injertos óseos o en las elongaciones. Hayque tener en cuenta que los factores de creci-miento se encuentran en el interior de la matrizósea donde permanecen hasta que la remodela-ción o un traumatismo ocasiona su solubilizacióny liberación (7). Un tratamiento correcto, con unatécnica adecuada, respetando la biología del hue-so y de las partes blandas no precisa de aporte defactores de crecimiento.

El objetivo de nuestro estudio es analizar elcomportamiento del PRP, el aloinjerto congela-do, un factor de crecimiento, la BMP-7 (OP-1) enel relleno del defecto óseo de la mandíbula.

MATERIAL Y MÉTODO

Se resecaron 6 cm del lado izquierdo de lamandíbula en 15 ovejas (Ovis aries) de raza chu-rra, de cinco años de edad y un peso medio de45 kg.

El trabajo contó con la aprobación de la Comi-sión Deontológica para la Experimentación Ani-mal de la Universidad de Navarra, cumpliendola normativa vigente, acorde con la Reunión deEstocolmo, sobre cuidados a animales de experi-mentación.

Utilizamos anestesia general sin intubaciónendotraqueal, canulando la vena cefálica de laextremidad anterior derecha. Se conectó a un sis-tema de gotero para fluidoterapia de manteni-miento con suero glucosado, al 5%. La inducciónanestésica se consiguió mediante la administra-ción por vía intravenosa de Tiopental sódico (Tio-barbital®, Abbot), 12 mg/kg de peso; Atropina®(B. Braun), 0,5 mg/kg de peso y Fentanil® (Kern),0,015 mg/kg de peso.

La anestesia se mantuvo posteriormente conTiobarbital®, 10 mg/kg de peso y Fentanil®, 0,015mg/kg de peso. El despertado del animal se rea-lizó de forma espontánea.

El animal anestesiado se colocó sobre la mesaquirúrgica en posición de decúbito lateral dere-cho con las extremidades fijas en extensión y lacabeza alineada con el cuerpo y fija sobre lahemicara derecha.

Se diseñó un abordaje paramandibular infe-rior siguiendo la basal mandibular desde el ángu-lo de la mandíbula hasta la zona parasinfisaria.Se realizó una disección cuidadosa hasta el pla-no subperióstico levantando un colgajo que inclu-ía piel de tejido celular subcutáneo y periostiomandibular. En la zona proximal se despegó lainserción mandibular del músculo masetero paraexponer por completo la cortical externa mandi-bular izquierda. Se desinsertó la mucosa gingivaladherida comunicando con la cavidad oral. Final-mente se disecó la cortical interna hasta la muco-sa gingival adherida.

Una vez marcadas las zonas de corte se mol-deó y colocó una placa de reconstrucción man-dibular (Synthes, Oberdorf, Suiza), de 2,4 mm degrosor y 13 mm de largo, dejando cuatro orificiosen el segmento proximal y tres en el distal. Conla fresa de 1,7 mm se realizaron dos perforacio-nes, colocando dos tornillos, de 2 mm de diá-metro y 18 mm de largo en los dos orificios ante-

C. Concejo, P. Ripalda, F. Forriol


riores del segmento remanente proximal y des-pués se colocaron otros dos tornillos, de 2 mmde diámetro y 12 mm de largo, en los dos orifi-cios más proximales del remanente mandibulardistal. Una vez colocada se retiraron los cuatrotornillos y la placa.

Se protegió el periostio de la cortical internamandibular y se completó la resección mandi-bular planificada mediante osteotomía distal confresa de Lindeman. Las piezas dentarias fusiona-das a la mandíbula se separaron en la zona deosteotomía. La osteotomía se completó en su par-te más caudal y se procedió a la sección y elec-trocoagulación del paquete vasculonervioso den-tario inferior. Se realizó la osteotomía proximalde idéntica manera y se retiró el segmento man-dibular resecado.

Retirado el segmento mandibular se suturó elborde libre de la mucosa gingival lingual conel borde libre de la mucosa gingival vestibularcon material reabsorbible aislando la cavidadoral del lecho quirúrgico. Se realizó un segundoplano suturando el colgajo mucoperióstico lin-gual y el vestibular en su extremo más craneal. Acontinuación se colocó la placa de reconstruc-ción mandibular, en la misma posición planifi-cada previamente, colocando cuatro tornillos enel segmento remanente proximal y tres en el dis-tal.

Se cerraron por planos, mediante sutura con-tinua, los dos bordes del colgajo mucoperiósticoincidido previamente con sutura reabsorbible de2/0. Inmediatamente después se realizó la apro-ximación de los bordes de la incisión cutánea consutura no reabsorbible de seda 2/0. No se colo-caron drenajes, ni vendaje, ni tampoco se colo-có apósito sino que se practicó un lavado jabo-noso de la zona quirúrgica y la pincelación conuna solución yodada.

Agrupación de los animales

Tras la colocación de la placa se rellenó eldefecto con diferentes productos según los gru-pos.

Grupo 1: Control

Una vez colocada la placa de reconstrucciónse cerró por planos.

Grupo 2: OP-1

Se colocó BMP-7 (Ossigraft® u OP-1®, StrykerBiotech, Boston, EEUU) con un transportador decolágeno tipo I bovino.

Se rellenó el defecto con una cucharilla metá-lica sobre el colgajo mucoperióstico que recubríala cortical interna mandibular (Fig. 1). Los 3 ccde producto no fueron suficientes para rellenarcompletamente el defecto por lo que se distribu-yeron de forma no homogénea depositando todala OP-1 en la mitad proximal del defecto en con-tacto con el segmento remanente de la mandí-bula. Después se cerró la herida por planos.

Grupo 3: Plasma rico en plaquetas (PRP)

Una vez anestesiada la oveja se le extrajeron65 cc de sangre venosa periférica en tubos concitrato como anticoagulante (Vacutainer 9NC®,Becton Dickinson). Se tomaron 100 µl de mues-tra para el recuento basal. La muestra se centri-fugó a 2.217 g en la centrífuga (Beckman, J-6B,Dinamarca), durante ocho minutos, a temperatu-ra ambiente y sin freno.

Una vez centrifugadas las muestras, se retiróde forma aséptica el plasma pobre en plaquetasen un tubo aséptico (plasma autólogo) hasta apro-ximadamente 0,7 mm del Buffy coat. Se tomaron100 µl del plasma pobre y otros 100 µl de lamuestra rica en plaquetas para el recuento. Alconcentrado plaquetario (totalmente estéril), sele añadieron 100 µl de trombina (Diagnóstica Sta-go-Roche®), reconstituída en 1,5 ml de H2O des-tilada estéril por cada 1 ml obtenido de concen-

Reparación de un defecto de mandíbula


Fig 1. Defecto en la mandíbula rellenado con OP-1®.

trado plaquetario en tubo de vidrio estéril (Fig.2).

El plasma coagulado se introdujo en el defec-to donde previamente se suturaron los bordeslibres del colgajo mucoperióstico por medio deuna sutura reabsorbible de 3/0, dejando una par-te de la incisión sin suturar para introducir el plas-ma con la jeringuilla. Después se terminó de sutu-rar completamente el periostio.

Grupo 4: Costilla heteróloga congelada

Una vez colocada la placa de reconstrucciónse cortó la costilla limpia de partes blandas, con-gelada a –80 °C, durante al menos dos meses, conuna longitud algo mayor a la del defecto crea-do,procurando elegir la zona de la misma que pre-sentaba una menor curvatura. La costilla se apo-yó sobre la parte medial de la placa de recons-trucción en la zona del defecto. Con una fresa de1,7 mm se realizaron dos orificios en la costillapara fijar dos tornillos, de 2 mm de diámetro y 6mm de longitud. Se cerró la incisión por planos.

Grupo 5: Costilla heteróloga congelada y OP-1

En este grupo se combinaron los dos anterio-res. La OP-1 se colocó entre el colgajo mucope-rióstico que recubría la cortical interna mandi-bular y la costilla ocupando el espacio querellenaba el segmento de hueso resecado. Los 3 ccde producto fueron suficientes para rellenar com-

pletamente el defecto por lo que se distribuyeronde forma homogénea. Se cerró la incisión por pla-nos según el procedimiento realizado en los otrosgrupos.

Cuidados postoperatorios

La pauta antibiótica utilizada fue de 1 g deampicilina al día, por vía intramuscular, duranteuna semana.

La limpieza diaria de la herida se realizó conjabón antiséptico y con una solución de povido-na iodada, al 10%, y Dermozel® (Schering-Plough). Los animales deambularon librementeen su jaula y dispusieron de comida y agua adlibitum desde el primer día después de la inter-vención.

Marcaje con flurocromos

Se inyectó alizarina (rojo) (Sigma®), 30 mg/kgde peso, un fluorocromo para estudiar la forma-ción ósea en el defecto mandibular por vía intra-muscular, a las siete semanas de la intervención.

Sacrificio

Los animales fueron sacrificados a los dosmeses de la intervención. El animal fue sedadomediante la administración de una dosis (IM) deKetamina (Imalgene 500®, Merial), 10 mg/kg yXilacina (Rompon®, Bayer), 0,2 mg/kg. El sacri-ficio se produjo con la administración (IV) de 1gde Tiobarbital® y 20 ml de cloruro potásico (KCl).

Posteriormente se extrajo la mandíbula com-pleta y se seccionaron las inserciones muscula-res dejando las partes blandas que la recubrían.Una vez efectuadas las radiografías (Faxitron, HP,McMinnville, OR, EEUU) de la mandíbula se sec-cionó el tejido fibroso sobre la placa de osteo-síntesis para realizar una nueva radiografía. Unavez comprobada la imagen se seccionó la man-díbula extrayendo el defecto óseo, según los dife-rentes grupos.

Se cortaron las piezas para estudiar el extre-mo proximal y distal del defecto óseo. La zonadel defecto fue cortada en secciones transversa-les en seis zonas paralelas que fueron radiogra-fiadas de nuevo y observadas macroscópicamente



Fig 2. Producto final del coágulo de plasma rico en pla-quetas para ser colocado en el defecto.

para detectar las zonas de color rojo, marcadaspor la alizarina, señalando las zonas de minera-lización.

RESULTADOS

En el grupo control no se observó formaciónósea, en ninguno de los animales. No se aprecia-ron densidades en el defecto ni tampoco marca-jes con alizarina en ninguno de los cortes (Fig. 3).

En el grupo donde se inyectó el plasma ricoen plaquetas, en un único animal se apreció laformación de un fino conjunto de trabéculasóseas visibles radiográficamente y macroscópi-camente como una marca de color rojo (Fig. 4).

En el grupo de animales donde se colocó laOP-1 se observó una formación de hueso, refle-jada por la densidad radiográfica y por el marca-

je del fluorocromo. El hueso apareció allí dondese había colocado la proteína (Fig. 5).

En el grupo de los aloinjertos de costilla con-gelada observamos que ésta se mantuvo en todoslos casos, produciendo en dos de los tres anima-les formación ósea a distancia de la costilla. Seobservaron signos de reabsorción en el injerto(Fig. 6).

En el grupo donde se combinaron el aloinjer-to de costilla y la OP-1 se apreció una intensa for-mación ósea que rellenaba el defecto (Fig. 7).

DISCUSIÓN

Hemos utilizado un modelo animal adecua-do, demostrando en el grupo control la no for-mación de hueso. Eran ovejas de cinco años deedad que, a diferencia de las ovejas jóvenes, mos-



Fig 4. Grupo con plasma rico en plaquetas: a) radiogra-fía a las ocho semanas de la intervención, b) seccionesrealizadas en el defecto sin apreciar marcaje con la ali-zarina.

Fig 3. Grupo control. Radiografía a las ocho semanas dela intervención sin muestra de formación ósea.

Fig 6. Radiografía grupo injerto de costilla.

Fig 5. Grupo defecto relleno con OP-1®: a) radiografíacon importante formación ósea en el interior del defec-to, b) radiografía de los cortes realizados en el defectomostrando la formación de hueso alrededor del lugar don-de estaba la placa, c) cortes obtenidos del defecto conevidente coloración roja por efecto de la alizarina quemarca las zonas de mineralización.

traban poca capacidad osteogénica. Nos hemosvisto obligados a conservar el periostio para poderenfundar el defecto e introducir las sustancias.No cabe la menor duda del potencial osteogéni-co del periostio. Sin embargo, a pesar de que latécnica quirúrgica fue igual en todos los gruposy de que se conservó también el periostio, el gru-po control y el grupo inyectado con PRP no pre-sentaron hueso en el interior del defecto.

El periostio es un tejido conectivo en la super-ficie externa del hueso, que en el adulto consti-tuye un almacén de células osteoprogenitoras concapacidad de diferenciarse a la línea de célulasosteocondrogénicas (8). Las células periósticasmuestran una actividad mitogénica inmediata enel lugar de la lesión ósea antes de que comiencela diferenciación condral (9-11). Disponer de par-tes blandas ricas en células mesenquimales es unagarantía cuando se utilizan sustancias osteoin-ductoras.

En los estadíos iniciales de la reparación deuna fractura o de las intervenciones quirúrgicas,el hematoma contiene una amplia gama de fac-tores de liberación plaquetario, algunos de loscuales pueden ayudar a la formación vascular,

invasión de monocitos/macrófagos y a la poste-rior agregación de las plaquetas.

Las plaquetas y los factores plaquetarios libe-rados están envueltos en la reparación ósea comouna muestra de su capacidad para mejorar la acti-vidad mitogénica de los fibroblastos, osteoblas-tos, células del músculo liso y células endotelia-les (12, 13). Según Barry et al. (14), la activaciónplaquetaria libera micropartículas y vesículas dela membrana, que expresan receptores para launión de plaquetas y células endoteliales en susuperficie, como son las glicoproteínas y la P-selectina, y contienen lípidos bioactivos, comola esfingosina 1-fosfato. Para Gruber et al. (12),los factores de crecimiento PDGF y FGFb esti-mulan la proliferación de células derivadas delperiostio.

En 1965, Urist (3) descubrió que la matriz óseadesmineralizada inducía la formación ósea cuan-do se colocaba en forma subcutánea, lo que acha-có a una proteína que denominó proteína mor-fogenética ósea (BMP). La capacidad osteogénicade la matriz de hueso decalcificada ha sido exa-gerada, en ciertas ocasiones, por datos experi-mentales provenientes de roedores (3) cosa queno ocurre en otros animales (15-17) y tampocoen el hombre (18). Posteriormente, Wozney et al.(19) purificaron tres proteínas morfogenéticasóseas, caracterizando sus secuencias de amino-ácidos e identificaron nueve genes adicionalesde BMP (20, 21).

Bajo la influencia de una sustancia osteoin-ductiva (BMP) se pueden transformar células noosteogénicas en osteoblastos. Sin embargo, unagente osteoinductor sin un transportador ade-cuado será difícil que produzca hueso pues cuan-do se implanta la proteína sin un medio de trans-porte en una localización heterotópica se difunderápidamente (5).

Las BMPs son proteínas pleiotrópicas con dife-rentes acciones biológicas (1), regulan la hema-topoyesis, estimulan la síntesis de la matriz extra-celular e influyen en el mantenimiento celular ytambién en su muerte o apoptosis. Comparandola secuencia de los aminoácidos de las BMPsencontradas en los extractos de hueso osteoin-ducido se ha visto que corresponden a tres sub-clases (21). La primera suclase incluye BMP-2 yBMP-4, dos moléculas muy relacionadas que sediferencian en la región amino terminal. La segun-da subclase está compuesta por BMP-5, BMP-6,BMP-7 (OP-1) y BMP-8 (OP-2), proteínas mayo-



Fig 7. Grupo injerto con OP-1®: a) radiografía, b) mar-caje de alizarina alrededor del injerto.

res que las anteriores y con el 70% de aminoáci-dos idénticos entre sí. En el tercer subgrupo seincluye la BMP-3 u osteogenina.

Las BMPs inducen una cascada de fenómenosque llevan a la osificación encondral o desmal,promoviendo la migración, proliferación y dife-renciación de las células formadoras de hueso yde sus precusores. Una porción de BMP es capazde formar hueso por sí misma, cosa que no pue-de hacer el TGF-ß pues necesita la acción sinér-gica de otras citoquinas (22).

Las BMPs son las proteínas que presentan unmayor potencial osteoinductivo. Nuestros resul-tados coinciden con trabajos previos. Geesink etal. (23) analizaron la consolidación de defectosperoneos, superiores a 15 mm, en pacientes a losque se les efectuó una osteotomía tibial proximalmetafisaria. Compararon el implante de OP-1,con la matriz ósea desmineralizada y un tercergrupo control, tratado con colágeno tipo I. Cin-co de los seis pacientes tratados con OP-1 y cua-tro de los seis pacientes tratados con matriz óseadesmineralizada presentaron signos de consoli-dación ósea a las diez semanas, mientras que nose vio en ninguno de los defectos tratados concolágeno I.

En un estudio multicéntrico, en 122 pacientescon 124 retardos de consolidación tibial (24), seles indicó un tratamiento con clavo intramedu-lar, aplicando a un grupo injerto de esponjosaautólogo y a otro OP-1. A los nueve meses, el81% de los retardos tratados con OP-1 y el 85%de los tratados con injerto presentaron signos clí-nicos de consolidación, demostrando la OP-1 unefecto clínico y radiográfico similar al injerto deesponjosa autólogo, sin algunos de sus inconve-nientes.

En otro estudio multicéntrico prospectivo alea-torio BESTT (BMP-2 Evaluation in Surgery for TibialTrauma) (25), se trataron 450 pacientes con unafractura de tibia abierta según fuesen el gru-po control, con enclavado intramedular y trata-miento rutinario de partes blandas; un grupo conel mismo tratamiento y un aporte de 0,75 mg/mlde rhBMP2 con una dosis total de 6 mg y otrogrupo añadiendo 1,50 mg/ml de rhBMP2, conuna dosis total de 12 mg. La BMP se colocó enuna esponja de colágeno reabsorbible sobre elfoco de fractura. El aporte de BMP-2 no presen-tó problemas y en el grupo con dosis 1,50 mg/mlse redujo el número de intervenciones secunda-rias y la importancia de las mismas, acelerando

la reparación de la fractura y de las partes blan-das y reduciendo el índice de infección.

Los resultados obtenidos con la TGF-ß, IGF yPDGF en el tratamiento de los retardos de con-solidación en clínica no han presentado eviden-cias de mejor reparación. Son factores que se pue-dan utilizar en otros campos o combinarse entresí para conseguir los beneficios buscados. Diver-sos estudios han investigado el uso de la IGF enla reparación ósea y la formación sistémica dehueso, con un éxito limitado (26, 27).

Los factores de crecimiento deben colocarseen materiales transportadores adecuados, sus-tancias porosas y biodegradables que liberen lasustancias en el foco de fractura de forma ade-cuada (6). Un transportador de factores de creci-miento debe cumplir las siguientes condiciones(28): capacidad para liberar los factores en el tiempo y con la dosis adecuada; presencia de unsustrato que estimule el reclutamiento y la adhe-sión celular y que potencie la quimiotaxis conun espacio que permita la migración celular y laangiogénesis y, además, ser biodegradable sinprovocar reacciones inmunológicas, inflamato-rias o tóxicas que inhiban el proceso de repara-ción.

Es necesario combinar un material que reten-ga el factor de crecimiento y que simultáneamentese degrade para permitir la revascularización. Elíndice de degradación tiene que ser compatiblecon el índice de neoformación ósea, de tal mane-ra que la integridad mecánica de la reparaciónno se vea comprometida con los residuos delmaterial. Además, dicho material debe actuarcomo soporte mecánico.

En estudios clínicos se ha empleado el colá-geno tipo I para transportar la BMP. El colágenotipo I es un transportador atractivo por su estruc-tura fibrilar y por ser la proteína más abundanteen la matriz extracelular ósea que estimula ladeposición de mineral óseo y se une a las prote-ínas no colagénicas de la matriz (28).

La integridad estructural de un injerto depen-de de la interacción entre el medio mecánico yla respuesta biológica. Las deformaciones mecá-nicas de un injerto estimularán la reabsorción ysustitución del injerto por hueso nuevo. En losinjertos corticales este proceso tiene lugar pormedio de la osteoconducción, donde como tam-bién se ha señalado, el injerto sirve como estruc-tura sobre la cual crecerá el nuevo hueso, un pro-ceso tridimensional que incluye el crecimiento



de nuevos capilares, tejido perivascular y célulasosteoprogenitoras del lecho del receptor.

Nos ha llamado la atención la capacidad os-teoinductora del aloinjerto de costilla congelada.Sin embargo, la formación de hueso se realiza adistancia. Posiblemente, la propia reabsorción delinjerto libera proteínas de la matriz ósea. Tem-peraturas inferiores a –70 °C consiguen suprimirel efecto inmunológico de los injertos. Un aloin-jerto masivo libera antígenos de forma lenta y con-tinua durante un cierto número de años con unareabsorción persistente (29).

Es necesario un equilibrio entre la reabsorcióny la formación ósea para mantener el aloinjertoy que pueda ser revascularizado sin perder suresistencia. La incorporación del injerto óseo esun proceso secuencial que comienza con la infla-mación y sigue un proceso que atraviesa por dife-rentes estadios de revascularización y osteogé-nesis, remodelación y, finalmente establece unaestructura mecánicamente adecuada (30).

El estudio económico de la utilización de estasnuevas sustancias es importante. Sin embargo,nos olvidamos que el costo de los injertos autó-logo de hueso ilíaco también tiene unos costeselevados que no siempre son bien evaluados (31,32). Además, el volumen y la calidad de este hue-so son variables y limitados mientras que los fac-tores de crecimiento, una vez demuestren su efi-cacia, disminuyen los riesgos quirúrgicos, eltiempo de la cirugía y de personal, el dolor de lazona donante y los problemas que se pueden pre-sentar cuando hay un fracaso de la cirugía.

A la luz de estos primeros resultados, la com-binación de un aloinjerto de hueso con una pro-teína osteoinductora puede ser una línea de tra-bajo a tener en cuenta en la solución de losdefectos óseos, que combina la capacidad oste-oinductora de la proteína y del aloinjerto con lapropiedad osteoconductora del mismo.

BIBLIOGRAFÍA

11. REDDI A H. Bone morphogenetic proteins: from basicscience to clinical aspplications. J Bone Joint Surg(Am). 2001; 83-A (Suppl 1): S1-S6.

12. GOLDBERG V M, STEVENSON S. Natural history ofautografts and allografts. Clin Orthop. 1987; 225: 7-16.

13. URIST M R. Bone: formation by autoinduction. Scien-ce. 1965; 150: 893-899.

14. HUNTER W L, ARSENAULT A L. Vascular invasionof the epiphyseal growth plate: analysis of metaphy-seal capillary ultrastructure and growth dynamics.Anat Rec. 1990; 227: 223-231.

15. HOTZ G, HERR G. Bone substitute with osteoin-ductive biomaterials. Current and future clinical appli-cations. Int J Oral Maxillofac Surg. 1994; 23:413-417.

16. SEEHERMAN H, WOZNEY J, LI R. Bone morphoge-netic protein delivery systems. Spine. 2002; 27: S16-S23.

17. LIND M. Growth factors: Possible new clinical tools.A review. Acta Orthop Scand. 1996; 67 (4): 407-417.

18. WLODARSKI K H. Normal and heterotopic perios-teum. Clin Orthop. 1989; 265-277.

19. BONI T. Changes in the concept of fracture healingand callus formation. Orthopäde. 2000; 29: 1072-1081.

10. TONNA E A, CRONKITE E P. The periosteum. Auto-radiographic studies on cellular proliferation andtransformation utilizing tritiated thymidine. Clin Or-thop. 1963; 30: 218-233.

11. TAKUSHIMA A, KITANO Y, HARII K. Osteogenicpotential of cultured periosteal cells in a distractedbone gap in rabbits. J Surg Res. 1998; 78: 68-77.

12. GRUBER R, KARRETH F, FROMMLET F, FISCHER MB, WATZEK G. Platelets are mitogenic for perios-teum-derived cells. J Orthop Res. 2003; 21: 941-948.

13. SLATER M, PATAVA J, KINGHAM K, MASON R S.Involvement of platelets in stimulating osteogenicactivity. J Orthop Res. 1995; 13: 655-663.

14. BARRY O P, FITZGERALD G A. Mechanisms of cellu-lar activation by platelet microparticles. Thromb Hae-most. 1999; 82: 794-800.

15. SCHWARZ N, SCHLAG G, THURNHER M, ESCH-BERGER J, DINGES H P, REDL H. Fresh autogeneic,frozen allogeneic and decalcified allogeneic bonegrafts in dogs. J Bone Joint Surg (Br). 1991; 73-B: 787-790.

16. LINDHOLM S T, URIST M R. A quantitative analysisof new bone formation by induction in compositegrafts of bone marrow and bone matrix. Clin Orthop.1980; 150: 288-300.

17. SATO K, URIST M R. Induced regeneration of calva-ria by bone morphogenetic protein (BMP) in dogs.Clin Orthop. 1985; 197: 301-311.

18. ASPENBERG P, LOHMANDER L S, THORNGREN KG. Failure of bone induction by bone matrix in adultmonkeys. J Bone Joint Surg (Br). 1988; 70-B: 625-627.

19. WOZNEY J. The bone morphogenetic protein familyand osteogenesis. Mol Reprod Devel. 1992; 32: 160-167.

20. CELESTE A, IANNAZZI J, TAYLOR R, HEWICK R,ROSEN V, WANG E, WOZNEY J. Identification oftransforming growth factor family members presentin bone inductive protein purified from bovine bone.Proc Natl Acad Sci USA. 1990; 87: 9843-9847.

21. WOZNEY J M. Overview of Bone MorphogeneticProteins. Spine. 2002; 27: S2-S8.



22. JOHNSTONE E W, MCARTHUR M, SOLLY P B, HIG-GINSON K, BYERS S, FOSTER B K. The effect of Oste-ogenic Protein-1 in an in vivo physeal injury model.Clin Orthop. 2002; 395: 234-240.

23. GEESINK R G, HOEFNAGELS N H, BULSTRA S K.Osteogenic activity of OP-1 bone morphogeneticprotein (BMP-7) in a human fibular defect. J BoneJoint Surg (Br). 1999; 81-B: 710-718.

24. FRIEDLAENDER G E, PERRY C R, COLE J D, COOKS D, CLERNY G, MUSCHLER G F, et al. Osteogenicprotein-1 (bone morphogenetic protein-7) in the tre-atment of tibial nonunions. J Bone Joint Surg (Am).2001; 83-A (Suppl 1): S151-S158.

25. BESTT (BMP-2 Evaluation in Surgery for Tibial Trau-ma) Study Group, GOVENDER S, CSIMMA C, GE-NANT H K, VALENTIN-OPRAN A. RecombinantHuman Bone Morphogenetic Protein-2 for treatmentof open tibial fractures. J Bone Joint Surg (Am). 2002;84-A: 2123-2134.

26. ASPENBERG P, ALBREKTSSON T, THORNGREN KG. local application of growth factor IGF-1 to hea-ling bone. Experiments with a titanium chamber inrabbits. Acta Orthop Scand. 1989; 60: 607-610.

27. KIRKEBY O J, EKELAND A. No effect of local soma-tomedin C on bone repair. Acta Orthop Scand. 1992;63: 447-450.

28. LIEBERMAN J R, DALUISKI A, EINHORN T A. Therole of growth factors in the repair of bone. J BoneJoint Surg (Am). 2002; 84-A: 1034-1044.

29. BURCHARDT H. The biology of bone graft repair.Clin Orthop. 1983; 174: 28-42.

30. GOLDBERG V M, STEVENSON S. Natural history ofautografts and allografts. Clin Orthop. 1987; 225: 7-16.

31. SANDHU H S, ANDERSON D G, ANDERSSON GB J, BODEN S D, DAMIEN C, EBARA S, et al. Sum-mary statement: alternative delivery by gene therapyand cost justification of bone morphogenetic proteinsfor spine fusion. Spine. 2002; 27: S86.

32. ACKERMAN S J, MAFILIOS M S, POLLY D W. Eco-nomic evaluation of bone morphogenetic protein ver-sus autogenous iliac crest bone graft in single-levelanterior lumbar fusion. Spine. 2002; 27: S94-S99.



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