propagaciÓn vegetativa de esquejes de...

UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS

FACULTAD DE AGRONOMÍA

CARRERA INGENIERÍA AGRONÓMICA

TESIS DE GRADO

PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis

besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES

NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA

COMUNIDAD DE HUANCANÉ.

Presentado por:

MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA

La Paz – Bolivia

2013

UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS

FACULTAD DE AGRONOMÍA

CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA

PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis

besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES

NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA

COMUNIDAD DE HUANCANÉ.

Tesis de Grado presentado como requisito

parcial para optar el Titulo de

Ingeniero Agrónomo.

MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA

Asesores:

Ing. Ramiro Mendoza Nogales ……………………… Ing. Javier Gonzalo Quiroga Aguilar ………………………

Comité Revisor:

Ph.D. Felix Marza Mamani ……………………… Ing. Msc. Hugo Bosque Sanches ..….…………………. Ing. Rafael Murillo Garcia ..................................

APROBADA

Presidente Tribunal Examinador ………………………………………………

DEDICATORIA

Al creador de todas las cosas, el que me ha dado

fortaleza para continuar cuando a punto de caer he

estado; por ello, con toda la humildad que de mi

corazón puede emanar, dedico primeramente mi

trabajo a Dios.

De igual forma, dedico esta tesis a mi familia a

quienes quiero y amo mucho por su apoyo

incondicional y comprensión, a mi papá Javier quien

con su paciencia me comprendió siempre y apoyó en mis

decisiones, a mi mamá Dora quien fue una gran

concejera, guía para mi vida, que ha sabido formarme

con buenos sentimientos, hábitos y valores, lo cual me

ha ayudado a salir adelante en los momentos más

difíciles, y a mi único hermano Rodrigo J. a quien

quiero mucho.

AGRADECIMIENTOS

Mi mayor agradecimiento a Dios por darme la vida y todo lo q tuve y tengo y lo que logro que es gracias a

él.

A toda mi familia mi papa Javier Quispe, mi mamita Dora Callisaya quien con sus palabras supo

levantarme en los momentos más duros y hacer todo el esfuerzo para este logro, a mi hermano Rodrigo

quien de una manera u otra estuvo conmigo siempre, tíos, tías, primos(as) y a mi abuelito Carmelo por

estar siempre ahí apoyándome en todo.

Al Proyecto CBA-Batallas Facultad de Agronomía, a todos los ingenieros que estuvieron a cargo del

proyecto y quienes fueron parte de la presente investigación.

Agradecer también a la Facultad de Agronomía, Carrera Ingeniería Agronómica por haberme acogido en

sus aulas , por todos los conocimientos impartidos durante todo el trayecto de estudio, a los docentes por sus

concejos, enseñanza que nos dieron en cada peldaño que se tuvo que escalar para llegar a esta etapa.

A mis asesores de tesis Ing Ramiro Mendoza Nogales por su enseñanza, guía y correcciones que me dio

para la elaboración y conclusión de la tesis. Al Ing. Javier Quiroga Aguilar por su apoyo, comprensión en

toda la etapa de elaboración y conclusión de la tesis, por sus correcciones y sugerencias.

A mi tribunal revisor: Ing. Ph. D. Felix Marza Mamani, Ing. M.Sc. Hugo Bosque Sánchez, Ing.

Rafael Murillo Garcia, gracias por la revisión, corrección y sugerencia que contribuyeron a mejorar el

presente trabajo de investigación

A mis amigos y compañeros de tesis Bernardo y Roberto quienes de igual manera fueron parte para la

elaboración de esta tesis, con quienes compartimos muy lindos momentos.

A una gran amiga a quien quiero mucho y considero como una hermana Lourdes Ramos por estar

siempre conmigo en cada momento bueno y malo que tuve que pasar y darme su apoyo incondicional, por

cada palabra de aliento que me dio para la conclusión de este trabajo. También agradecer a Patricia

Gómez por su apoyo para la conclusión de este trabajo a quien considero una muy buena amiga.

A todos pero a todos los amig@s que Dios me dio la dicha de conocer Tathiana, Sara, Ysabel, Olga,

Yesmin, María Isabel y todas las Marías, Grover, Gabriel, Edwin, Reynaldo, Zenón, etc. A todos y

cada uno que talvez no nombre pero que están en mi corazón, que los recuerdos no se olvidan de cada

momento feliz y triste que compartí con todos.

A todos mil GRACIAS!

ÍNDICE GENERAL

INDICE………………………………………………………………………………………….i

INDICE DE CUADROS………………………………………………………………………v

INDICE DE FIGURAS………………………………………………………………..…..…vi

ANEXOS……………………………………………………………………………...……...vii

RESUMEN…………………………………………………………………………………..viii

SUMMARY……………………………………………………………………………….…...x

1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 1

1.1 OBJETIVOS .................................................................................................. 2

1.1.1 Objetivo General ......................................................................................... 2

1.1.2 Objetivos Específicos .................................................................................. 2

2. REVISIÓN DE LITERATURA .............................................................................. 3

2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS ....................... 3

2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS .......................................................................... 4

2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS .................................................... 5

2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES .............................................................. 5

2.4.1 Sistema radicular ........................................................................................ 5

2.4.2 Tallo ............................................................................................................ 6

2.4.3 Hojas .......................................................................................................... 7

2.4.4 Inflorescencias y semillas ........................................................................... 8

2.4.5 Fruto ........................................................................................................... 8

2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA ....................................................... 8

2.5.1 Beneficios directos ...................................................................................... 9

2.5.2 Beneficios indirectos ................................................................................. 11

2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS ............................................. 11

2.6.1 Propagación sexual .................................................................................. 12

2.6.2 Propagación asexual ................................................................................ 13

2.6.3 Importancia la propagación asexual .......................................................... 14

2.6.4 Métodos de propagación asexual ............................................................. 15

2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes ....................................................... 16

2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes ................................................. 17

2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes ............................. 18

2.6.8 Selección del material vegetativo .............................................................. 19

2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes ..................................................... 22

2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO .................. 23

2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad) .......................................................... 23

2.7.2 Temperatura ............................................................................................. 24

2.7.3 Luz ............................................................................................................ 24

2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS ......... 25

2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz ........................................................... 25

2.8.2 Iníciales de raíces preformadas ................................................................ 26

2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces .................................................. 26

2.9 SUSTRATO ................................................................................................. 26

2.9.1 Suelo ........................................................................................................ 26

2.9.2 Sustrato .................................................................................................... 27

2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas ................................. 28

2.9.4 Funciones del sustrato .............................................................................. 29

2.9.5 Medio de enraíce ...................................................................................... 29

2.9.6 Desinfección del sustrato .......................................................................... 30

2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES ........................ 30

2.10.1 Auxinas .................................................................................................. 30

2.10.2 Auxinas naturales .................................................................................. 31

2.10.3 Mecanismos de acción .......................................................................... 31

2.10.4 Transporte ............................................................................................. 32

2.11 ENRAIZADORES NATURALES .................................................................. 32

2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA ....................... 32

2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN ....................................................................... 34

2.13.1 Costos ................................................................................................... 34

2.13.2 Costos fijos ............................................................................................ 34

2.13.3 Costos variables .................................................................................... 34

2.13.4 Depreciación.......................................................................................... 35

2.13.5 Costo total ............................................................................................. 35

3. METODOLOGÍA ................................................................................................ 36

3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO ........................................................................ 36

3.1.1 Ubicación geográfica ................................................................................ 36

3.1.2 Características climáticas ......................................................................... 38

3.2 MATERIALES .............................................................................................. 38

3.2.1 Material vegetativo .................................................................................... 38

3.2.2 Herramientas y materiales ........................................................................ 38

3.2.3 Materiales de gabinete .............................................................................. 38

3.2.4 Sustrato .................................................................................................... 39

3.2.5 Sustancias enraizadoras ........................................................................... 39

3.3 METODOLOGÍA .......................................................................................... 39

3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL .......................................................................... 45

3.4.1 Factores .................................................................................................... 45

3.4.2 Combinación factorial ............................................................................... 45

3.4.3 Modelo lineal estadístico ........................................................................... 46

3.4.4 Croquis del experimento ........................................................................... 47

3.5 VARIABLES DE RESPUESTA .................................................................... 47

3.5.1 Porcentaje de prendimiento ...................................................................... 47

3.5.2 Altura de esquejes .................................................................................... 48

3.5.3 Número de hojas ...................................................................................... 48

3.5.4 Número de brotes ..................................................................................... 48

3.5.5 Longitud de la raíz .................................................................................... 48

3.5.6 Determinación de los costos parciales ..................................................... 48

4. RESULTADOS Y DISCUSIONES ...................................................................... 50

4.1 Evaluación de los sustratos utilizados en la investigación .................... 50

4.2 Porcentaje de prendimiento ...................................................................... 52

4.3 Altura de planta .......................................................................................... 57

4.4 Número de hojas ........................................................................................ 60

4.5 Número de brotes ...................................................................................... 63

4.6 Longitud de Raíz ........................................................................................ 66

4.7 Análisis general de las variables de estudio ............................................ 70

4.8 Análisis de costos parciales de la producción de plantines de queñua 71

5. CONCLUSIONES ............................................................................................... 74

6. RECOMENDACIONES ...................................................................................... 77

7. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................................. 78

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países...................... 3

Cuadro 2. Factores de estudio evaluados en la propagación de queñua………….. 45

Cuadro 3. Combinación factorial para cada unidad experimental…………………... 45

Cuadro 4. Resultados de análisis de los sustratos evaluados en la propagación

vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri…………................

50

Cuadro 5. Análisis de varianza para el porcentaje de prendimiento en la

propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de

enraizadores y sustrato………………………………………………………

52

Cuadro 6. Análisis de varianza para la variable altura en la propagación de

queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y

sustrato…………………………………………………………………….......

57

Cuadro 7. Análisis de varianza para la variable número de hojas en la


enraizadores y sustrato………………………………………………………

61

Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable número de brotes en la


enraizadores y sustrato…………………...………………………………….

64

Cuadro 9. Análisis de varianza para la variable longitud de raíz en la propagación

de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y

sustratos………………………………………………………………………..

67

Cuadro 10. Relación entre todas las variable de estudio consideradas en la

propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri……..

71

Cuadro 11. Costos totales de producción por tratamiento para 150 plantines de

Queñua (Polylepis besseri) expresado en (Bs)…………………………...

72

Cuadro 12. Activos fijos considerados en la propagación de queñua……………….. 85

Cuadro 13. Costos variables para la producción de 500 esquejes de queñua

Polylepis………………………………………………………………………..

85

Cuadro 14. Costos de producción para el tratamiento a1b1 empleado en la

investigación…………………………………………………………………...

86


investigación…………………………………………………………………...

86


investigación…………………………………………………………………...

87


investigación…………………………………………………………………...

87


investigación…………………………………………………………………...

88


investigación…………………………………………………………………...

88

Cuadro 20. Cálculo de ingresos obtenidos a una proyección de producción de 500

esquejes………………………………………………………………………..

89

Cuadro 21. Costos fijos y variables de cada tratamiento……………………………… 89

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum… 6

Figura 2. Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando,

tallos hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos……………….

8

Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas....……………………………….. 36

Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané……………….. 37

Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de

esquejes de queñua Polylepis besseri………………………………..

38

Figura 6. Croquis del experimento……………………………………………….. 47

Figura 7. Comparación de medias para enraizadores en el porcentaje de

prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri………………….

53

Figura 8. Comparación de medias para sustrato en el porcentaje de

prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri………………….

55

Figura 9. Comparación de medias para enraizadores en el incremento de

altura de los esquejes de Polylepis besseri…………………………..

58

Figura 10. Comparación de medias para sustrato en el incremento de altura

de la propagación de esquejes Polylepis besseri……………………

59

Figura 11. Comparación de medias para enraizadores en el número de hojas

de los esquejes de Polylepis besseri………………………………….

62

Figura 12. Comparación de medias para sustrato en el número de hojas en la

propagación de los esquejes de Polylepis besseri…………………..

63

Figura 13. Comparación de medias para enraizadores en el número de brotes

obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.

65

Figura 14. Comparación de medias para sustrato en el número de brotes

obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri………..

66

Figura 15. Comparación de medias para enraizadores en la longitud de raíz

de los esquejes de Polylepis besseri………………………………….

68

Figura 16. Comparación de medias para sustrato en la longitud de raíz de la

propagación de esquejes Polylepis besseri…………………………..

70

Figura 17. Comparación de beneficio obtenido respecto a cada tratamiento

en la propagación de queñua (Polylepis besseri)……………………

73

ANEXOS

Anexo 1. Planillas utilizadas para la toma de datos de la propagación de

queñua (Polylepis besseri)……………………………………………..

84

Anexo 2 Datos de temperatura registrados dentro del ambiente en la

propagación de queñua (Polylepis besseri)………….……………….

85

Anexo 3. Insumos para la propagación de queñua a una proyección de 500

esquejes……....…………………………………………………………..

85

Anexo 4. Herramientas y materiales utilizados en la propagación vegetativa

de esquejes de queñua Polylepis besseri…………………………….

89

Anexo 5. Selección de arboles madre para el corte de esquejes de queñua

Polylepis besseri………………………..………………………………..

90

Anexo 6. Tratamiento de estratificación en arena a los esquejes de queñua

Polylepis besseri. ………………………………………………………..

91

Anexo 7. Preparación de sustratos y desinfección de turba y cascarilla de

arroz, para la propagación de esquejes de queñua Polylepis

besseri.……………………………………………………………………

92

Anexo 8. Mezcla de sustratos S1, S2 y S3, para la propagación vegetativa

de esquejes de queñua .………………………………….…………….

93

Anexo 9. Preparación y aplicación de los enraizadores en los esquejes de

queñua para la propagación vegetativa ……………………………..

94

Anexo 10. Transplante esquejes de queñua a los distintos sustratos en base

a cada tratamiento establecido.………………………………………..

95

Anexo 11. Seguimiento y evaluación del desarrollo de los esquejes de

queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos

enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero de la

Comunidad de Huancané……………………………………………….

96

Anexo 12. Evaluación del desarrollo de queñua (Polylepis besseri) a los 15 a

30 días, en base a la aplicación de dos enraizadores y tres tipos

de sustratos en el Vivero de la Comunidad Huancané.……………..

97

Anexo 13. Seguimiento y evaluación del desarrollo a los 90 días, de los

esquejes de queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de

dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero

de la Comunidad de Huancané………………………………………...

98

Anexo 14. Resultados de laboratorio IBTEN de los tres sustratos utilizados

en la propagación vegetativa de queñua Polylepis besseri ………..

99

RESUMEN

El presente trabajo, se llevó a cabo en el Vivero de la comunidad de Huancané,

Municipio de Batallas provincia Los Andes, del departamento de La Paz, siendo los

objetivos planteados estudiar el efecto de dos enraizadores naturales en la

propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri, así mismo evaluar

tres sustratos, sobre la propagación de queñua y finalmente determinar los costos de

producción parciales de los plantines de queñua por este método. Para alcanzar los

mencionados se emplearon 900 esquejes de queñua, de los cuales se tomaron 10

muestras por tratamiento. Los enraizadores naturales fueron ES (extracto de sauce)

y AC (agua de coco), los sustratos estuvieron compuestos por S1

(Turba+arena+cascarilla), S2 (turba+arena) y S3 (Turba+cascarilla).

Los resultados del trabajo muestran que los enraizadores al igual que los sustratos

tuvieron un comportamiento independiente y que cada uno tuvo influencia en el

estudio de las variables de respuesta el Extracto de sauce tuvo un alta significancia

al (P<0.05); como también para el sustrato.

Del cual se obtuvo un 52,22% de prendimiento con él “ES” y con el sustrato “S2” de

igual manera se obtuvo un mayor porcentaje de prendimiento de 52,67% en

promedio a la conclusión de la investigación lo cual fue aludido a que el “ES” tiene un

alto contenido de auxinas y el sustrato presenta muy buenas características edáficas.

Respecto a la altura con “ES” se obtuvo un 13,04 cm y con el “AC” un 10,19 cm,

respecto a los sustratos se llego a tener, Para el efecto de los sustratos en el

incremento de la altura se tiene 13,12 cm con el S2 (2turba:2Arena), 11,19 cm con el

S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 10,52 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla).

Respecto al número de hojas mostró una influencia altamente significativa (P<0.05)

de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo 8,30 hojas y con el

agua de coco 7,86 hojas. En el caso de los sustratos para esta variable se tiene dos

grupos diferenciados estadísticamente significativos, en el primer grupo están los

sustratos S2 y S1 dentro los que no hubo mucha diferencia ya que el promedio

obtenido en ambos fue de 8,39 y 8,31 hojas respectivamente, los cuales resultaron

ser más eficientes con relación al grupo dos que contempla al sustrato S3 con el que

se obtuvo 7,52 hojas en.

Respecto al número de brotes para el enraizador no hubo diferencias significativas

con relación al sustrato si hubo significativamente diferencias (P<0.05), donde se

obtuvieron dos grupos claramente diferenciados; un grupo formado por S2 y S1 que

obtuvieron 2,46 y 2,36 brotes en promedio, no existiendo diferencias

estadísticamente significativas entre si y el otro grupo por el sustrato S3 con 2,11

brotes en promedio.

Para la variable longitud de raíz si se presentaron diferencias altamente significativas

para enraizadores y sustratos, donde la aplicación del extracto de sauce fue más

eficiente para la longitud de la raíz obteniendo un promedio de 10,25 cm a los 90

días, a diferencia de los tratamientos con agua de coco que obtuvieron 7,98 cm de

longitud en promedio. Realizando la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que

existen diferencias significativas entre los tres sustratos, y se puede apreciar que el

S2 resulto ser más eficiente al presentar un promedio mayor en la longitud de la raíz

de 10,06 cm a diferencia de los sustratos S1 que obtuvo un promedio de 9,06 cm y

S3 un promedio de 8,22 cm en la longitud de la raíz.

Conforme a los costos de producción, para producir un plantin de queñua utilizando

agua de coco y el sustrato S3 (A.C.+ S3), se obtuvo un costo de 3.17 Bs/plantin,

siendo este el costo más bajo con la aplicación de agua de coco, a diferencia de la

producción con (A.C.+ S2) se tiene un costo de 3.29 Bs/plantin siendo el costo

mayor, y con respecto al uso del extracto de sauce con el (E.S + S3) se obtuvo un

costo de 2.96 Bs/plantin, siendo este el costo de producción más bajo y para el

enraizador (E.S.+S2) se obtuvo un costo de 3.08 Bs/plantin respectivamente.

ABSTRACT

The present work was carried out in the community nursery Huancané Battles

Township Los Andes Province , Department of La Paz , with the objectives to study

the effect of two natural Rooting cuttings vegetative propagation Polylepis besseri

queñua , also evaluate three substrates , on the spread of queñua and finally

determine the partial production costs queñua seedlings by this method. To achieve

these cuttings were used queñua 900 , of which 10 samples were taken for treatment.

The natural Rooting were ES ( willow extract ) and AC ( coconut water ) , the

substrates were composed of S1 ( sand + peat + husk ) , S2 (peat + sand) and S3 (

peat + husk ) .

The results of the study show that the Rooting like substrates independent behaved

each had influence on the study of the response variables willow extract had a highly

significant at ( P <0.05) as well as for substrate.

Of which 52.22 % was obtained engraftment with it " IS" and with the substrate "S2 "

just as there was a higher percentage of seizure of 52.67 % on average at the

conclusion of the investigation which was alluded for the "ES" is high auxin and

substrate has very good soil characteristics .

With respect to the height "ES" 13.04 cm was obtained and the "AC" 10.19 cm with

respect to the substrates came to have , for the effect of the substrates on the

increased height has 13.12 cm with S2 ( 2turba : 2Arena ) , 11.19 cm with the S1 (

2Turba : 1Arena : 1Cascarilla ) and 10.52 cm with the S3 ( 2Turba : 2Cascarilla ) .

Regarding the number of leaves showed a highly significant influence ( P < 0.05 ) of

the Rooting , where with the extract of willow leaves was obtained 8.30 and 7.86

water coconut leaves. In the case of the substrates for this variable is statistically

significant two distinct groups , the first group are the substrates S1 and S2 in which

there was not much difference as the average was obtained in both 8.39 and 8.31

leaves respectively, which were more efficient in relation to group two includes the S3

substrate was obtained with 7.52 leaves .

Regarding the number of outbreaks for rooting no significant differences relative to

the substrate if there were significant differences ( P < 0.05 ) , which yielded two

distinct groups : one group consisting of S2 and S1 were 2.46 and 2.36 outbreaks on

average, no statistically significant differences between themselves and the other

group for substrate S3 with outbreaks on average 2.11 .

For root length variable if it were significantly different for Rooting and substrates

where the application of willow extract was more efficient for root length obtaining an

average of 10.25 cm at 90 days , in contrast to coconut water treatments that were

7.98 cm in length on average. Performing the Duncan test ( P < 0.05 ) shows that

there are significant differences between the three substrates , and you can see that

the S2 proved to be more efficient in presenting higher average root length of 10.06

cm as opposed the substrates S1 obtained an average of 9.06 cm and an average S3

8.22 cm in length from the root.

Under production costs to produce a seedling queñua using coconut water and

substrate S3 (AC + S3 ) yielded a cost of 3.17 B / seedling , this being the lowest cost

with the application of coconut water , unlike production with (AC + S2 ) has a cost of

3.29 B / seedling being the largest cost , and with respect to the use of the willow

extract (ES + S3 ) was obtained at a cost of 2.96 B / seedling , which is the lowest

production cost and the rooting (ES + S2 ) was obtained at a cost of 3.08 B / seedling

respectively.

María Elisa Quispe Callisaya 1

Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)

1. INTRODUCCIÓN

Bolivia cuenta con una diversidad de riqueza florística entre las especies arbóreas

andinas como la queñua y la kiswara que se encuentran distribuidas en diferentes

pisos ecológicos a lo largo de la región alto andina entre las altitudes de 3.800 a

5.200 m.s.n.m. de los departamentos de La Paz, Cochabamba, Chuquisaca, Oruro,

Potosí y Tarija (Cruz, 1999).

En este contexto la Queñua (Polylepis besseri), es una de las especies más

representativas, para la forestación y reforestación del altiplano, por no crear efectos

colaterales como las especies exóticas (introducidas), tanto en el suelo como en los

cultivos, mas a lo contrario ayuda a la recuperación y al mejoramiento de las

condiciones medio ambientales.

La queñua desarrolla un tronco leñoso, el cual sobrevive con estoicismo a la altura,

frió y sequía además se le da usos como ser leña, palos para cercas, vigas, tijerales

y del mismo modo constituyen el hogar de muchas especies, especialmente la

avifauna, y su querencia como cortinas rompe viento e incorporan materia orgánica

evitando la erosión del suelo.

Por estas razones se tiene la necesidad de repoblar la región del altiplano, para

evitar su desaparición, por acción del ser humano, sin embargo presenta varios

factores adversos en la reproducción como lo demuestran varios trabajos realizados

con el género Polylepis; puesto que las semillas presentan un bajo poder germinativo

2-4 % de acuerdo a Guzmán (2006), al respecto Yallico (1992), sostiene como

principal limitante para su producción la escasez de semillas y su baja germinación,

debido a la dicogámia en el género, su polinización anemófila, y por encontrarse en

poblaciones reducidas a pocos árboles/ha; en el corto o mediano plazo pueden llegar

a desaparecer. Se revisó estudios donde se demuestra que la propagación

vegetativa es la más apropiada y generalizada pero no existen métodos y técnicas

específicas en el género Polylepis. En Bolivia no existen muchas investigaciones

respecto a la propagación de queñua excepto algunos como Hoyos, (2004) obtuvo

45% de prendimiento en el departamento de Oruro, a pesar de haber investigaciones



en otros países como Ecuador donde obtuvieron porcentajes de prendimiento del

65% a 90%, y en Perú obtuvieron 50% a 65% y no existiendo así muchas

investigaciones en Bolivia.

Razón por la cual se hace necesaria la búsqueda de soluciones en la reproducción

asexual a partir de esquejes a las que pueden acceder las familias campesinas para

su reproducción.

Por todo lo descrito anteriormente, se ha considerado realizar esta investigación que

permitirá responder con alternativas de propagación y multiplicación vegetativa para

tratar de encontrar el método más apropiado para obtener plantas de calidad en el

menor tiempo posible, utilizando enraizadores naturales que coadyuvaran en el

desarrollo radicular tomando en cuenta enraizadores (hormonas producidas de forma

natural) que ayuden a la proliferación y formación de un buen sistema radicular de

una nueva planta, ya que la formación de raíces es vital para absorber, conducir

agua, minerales disueltos, acumular nutrientes y sujetar la planta al suelo. Asimismo,

proporcionándoles sustratos que puedan responder de manera satisfactoria a la

propagación.

1.1 OBJETIVOS

1.1.1 Objetivo General

Evaluar la propagación vegetativa en esquejes de queñua (Polylepis besseri

Hieron) con la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el

vivero de la comunidad de Huancané.

1.1.2 Objetivos Específicos

Determinar el efecto de los enraizadores en el prendimiento y desarrollo de los

esquejes de queñua.

Determinar el sustrato adecuado en el prendimiento y desarrollo de los

esquejes de queñua.

Calcular los costos parciales de la producción de plantines.



2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS

De acuerdo a Kessler, (2000), Polylepis se distribuye a lo largo de la Cordillera de los

Andes desde el norte de Venezuela, pasando por Colombia, Ecuador, Perú, Bolivia,

el norte de Chile y el noroeste de Argentina, y su distribución son en las diferentes

especies que existen como se observa en el cuadro 1.

Los bosques de Polylepis contienen una parte importante de la biodiversidad de

Sudamérica (Yensen y Tarifa 2001).

Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países

ESPECIE/PAIS ARGENTINA BOLIVIA COLOMBIA CHILE ECUADOR PERÚ VENEZUELA

P. australis X X

P. besseri X X

P. hieronymi X X

P. incana X X

P. lanuginosa *

P. multifuga *

P. pauta X X

P. pepei X X

P. quadrijuga *

P. reticulata *

P. racemosa X *

P. serícea X X X X

P. subsericana * X

P. tomentella X X X *

P. tarapacana X X

P. weberbaueri X X

TOTAL 3 7 2 2 7 10 1

Fuente: Soto (1995), referidos en Padilla (2005). Donde X=ocurrencia, * = endemismo

En Bolivia generalmente la especie Polylepis sp se encuentra distribuido en los

departamentos de La Paz, Cochabamba, Oruro y alrededores de Potosí, Sucre y

Tarija.



2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS

El género Polylepis (queñua) de la familia Rosaceae es un árbol leñoso que forma

bosques en las zonas más altas del mundo, crece sin problemas a más de 4 500

m.s.n.m, encontrándose en Bolivia entre los 2 100 m.s.n.m hasta los 5 200 m.s.n.m

de altura (Kessler y Fjeldsa, 2006). Es un árbol típico de los altos Andes, porque ha

desarrollado una serie de adaptaciones que le permiten sobrevivir con éxito en

lugares donde cualquier otro árbol perecería (Hensen, et.al.2000).

Respecto a lo mencionado podemos decir que la queñua no forma ella sola bosques

compactos sino que opta por organizarse en poblaciones de árboles aislados, donde

ocupa entre el 15% y el 40% de la superficie y convive con tholas y con macollos de

diversos pastos denominados genéricamente iruichu o paja brava. Una combinación

en la que las tres especies se asocian para conformar comunidades vegetales.

(Liberman, 1996)

Las condiciones ecológicas de los bosques de Polylepis se pueden caracterizar

principalmente en relación a condiciones de temperatura, humedad y suelos. Debido

a su localización a grandes elevaciones en los Andes, los bosques de Polylepis están

sujetos a amplias fluctuaciones diurnas de temperatura, comúnmente con diferencias

de 20-30°C entre las temperaturas máximas del día y las heladas nocturnas. Estas

fluctuaciones representan un estrés enorme para las plantas. Sobre todo a altitudes

por encima de los 4.000 m.s.n.m., la gran mayoría de las especies muestra

adaptaciones a temperaturas bajas. Estas pueden ser debido a las características

morfológicas como las gruesas cortezas de Polylepis y fisiológicas como la

resistencia al congelamiento que también se observa en Polylepis (Körner, 2005).

De acuerdo a Liberman, (1996): en las laderas donde habita la queñua tiende a

ubicarse en las depresiones que ofrecen mayor humedad y un poco más de calor:

debido a lo que se llama las inversiones térmicas nocturnas, las oscilaciones de la

temperatura son menos que en los valles abiertos.



Sin embargo Huanca, (1993); manifiesta que las funciones biológicas del género

Polylepis no se interrumpen con las temperaturas bajas del suelo y que la

profundidad de los mismos no es determinante para la presencia de bosques de esta

especie, porque la correlación entre la fertilidad del horizonte A y la producción de

biomasa favorecen su crecimiento.

2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS

El género botánico Polylepis incluye a aproximadamente 28 especies de pequeños

árboles y arbustos, comúnmente llamados queñua, yagual, kewiña, queñual, queñoa

entre otros (del quechua qiwuña), pertenecientes a la familia Rosaceae y a la tribu

Sanguisorbeae como se muestra en la siguiente clasificación:

2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES

Polylepis besseri subespecie Incarum, es un árbol de 1.60 a 3.60 m de alto, presenta

un fuste torcido; corteza del tronco y ramas mas grandes café rojizo, reduciéndose

en grandes piezas, tiene abundante ritidoma membranoso o piperáceo, exfoliable.

Las flores dependen de racimos de regular longitud, como se tiene en la Figura 1.

2.4.1 Sistema radicular

El sistema radicular consiste en una raíz principal y gran cantidad de ramificaciones

laterales, que penetran la tierra en todas direcciones en busca de agua y ancla el

árbol firmemente al suelo para defenderlo de los vientos que nunca dejan de soplar

(Liberman 1996)

Orden

Género

Especie

Familia

Subfamilia

Subespecie

Rosales

Rosaceae

Rosoideae

Polylepis

Besseri Hieron

Incarum

http://es.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9nero_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/Bot%C3%A1nico

http://es.wikipedia.org/wiki/Especies

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81rbol

http://es.wikipedia.org/wiki/Arbusto

http://es.wikipedia.org/wiki/Quechua

http://es.wikipedia.org/wiki/Rosaceae

http://es.wikipedia.org/wiki/Sanguisorbeae

http://es.wikipedia.org/wiki/Orden_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9nero_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/Familia_(biolog%C3%ADa)

http://es.wikipedia.org/wiki/Rosales

http://es.wikipedia.org/wiki/Rosaceae

http://es.wikipedia.org/wiki/Rosoideae



2.4.2 Tallo

De acuerdo a Huanca (1993); la queñua presenta fuste fuortoso, con corteza de color

rojizo, con desprendimiento de ritidoma (láminas de color marrón – rojizo exfoliables

lustrosos.

Martínez y Villarte (2009) mencionan que Polylepis besseri incarum presenta

generalmente un diámetro del tronco del tallo de plantas adultas de 32 cm y las

plantas jóvenes de 4-12 cm.

La queñua se ha descrito como un árbol de hábito simpódico – tronco ramificado, no

crece de manera erecta, copa abierta desde la base, que puede alcanzar tres a siete

metros de altura, con un tronco corto y con tendencia helicoidal, de 30 a 60

centímetros de diámetro en la base, ramas tortuosas y ramitas pilosas en el extremo

(Collahuasi 2010).

Fuente: Kessler (1995)

Figura1.Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum.



2.4.3 Hojas

Las hojas son congestionadas en las puntas de las ramas, imparipinadas con 1 a 2

pares (con 3 foliolos), hojillas, rombas en el contorno, de 1.5 a 4.2 cm. de ancho y 1.9

a 5.2 cm. de largo; caquis densamente blanco panoso, usualmente con tricomas

glandulares mezclados, punto de enlace de la hojilla con un copete de tricomas

blancos lanosos; vainas estipulares truncas en el ápice, superficie externa

densamente cubierta en tricomas blancos o amarillentos lanosos, mezclados con

tricomas glandulares amarillentos, superficie interior y con cima con grandes tricomas

lanosos, lo cual se muestra en la figura 2.

Hojillas obovoides, de elípticas a rombas en el contorno, el primer par de la hojilla

terminal es el más grande, uno de estos pares tiene de 0.4 a 1.0 cm. de ancho y de

1.0 a 2.8 cm. de largo (se muestra en la figura 1), bordes enrollados, dentellados con

4 a 11 dientes; ápice agudo obtuso o muy ligeramente recortado; base

desigualmente atenuadas, rara vez redondeada, hojilla terminal con pecíolo de 3 a 6

mm de largo; superficie superior de lisa a ligeramente rugosa, verde oscuro, de lisa a

lanoso, panosa y/o glandular; superficie inferior con una capa densa igualmente

distribuida de muy corta a moderadamente grande, tricomas panosos blancos o

amarillentos, usualmente con tricomas glandulares amarillentos a lo largo de las

venas, rara vez lisa sobre las venas (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).

Figura. 2 Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando, tallos hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos.



2.4.4 Inflorescencias y semillas

La queñua posee flores hermafroditas incompletas; sin corola ni nectario de 0.5 a 1

cm. de diámetro con sépalos de 3 a 4 ovados verdes y la superficie interior con

cantidades variable de tricomas panosos, lanosos y glandulares con estambres de 14

a 20, enteras orbiculares, cubiertas con grandes tricomas blancos (Kessler 1995

citado por Padilla 2005).

Las inflorescencias están dispuestas erectas, no sobresalientes de entre las hojas,

con una a dos flores. miden de 3 a 10.5 cm. de largo, con 6 a 8 flores; brácteas

florales de 3 a 7 mm de largo, ocasionalmente con puntas como hojillas, sobre la

superficie externa el raquis no es ramificado y están cubiertos con tricomas blancos o

amarillentos lanosos y glandulares (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).

La floración se produce en un amplio periodo de tiempo, desde mediados de año

hasta el verano, mientras que la maduración de frutos ocurre entre los meses de abril

y junio, pudiendo adelantarse a febrero según la temporada, (Collahuasi, 2010).

2.4.5 Fruto

El fruto es un aquenio alado seco con cuatro aristas, que mide, generalmente, cinco

milímetros de largo y cuatro milímetros de ancho. En el interior hay una semilla de

uno y medio a dos milímetros, la mayor parte de las veces vana (sin endosperma). El

fruto puede permanecer adherido al árbol durante más de un año, por lo que en la

colecta se mezclan frutos nuevos y antiguos.

Las semillas es espiralada con una cubierta densa de tricomas lanosos y glandulares

con lomas aplanadas de 2 a 5 y espinas de 0.3 a 0.8 cm de ancho incluyendo las

protuberancias de 0.3 a 0.7 cm de largo (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).

2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA

De acuerdo a Liberman (1996) y Rodríguez, (2000), muchos pobladores recurren a

la queñua en busca de leña para la cocina, palos para cercar los canales, vigas y

tijerales para sus viviendas, etc., es un uso del bosque relativamente controlado.



Otra cosa es cuando los vientos impetuosos arrastran hasta los queñuales el fuego

que los campesinos aplican en invierno a los pastos secos para estimular el rebrote,

perecen entonces árboles, plántulas y semillas.

Además por ser uno de los pocos árboles que crece en las zonas altas presentan

grandes perspectivas en su utilización, su importancia radica en los múltiples usos y

aplicaciones que se le da a esta especie.

2.5.1 Beneficios directos

De acuerdo a Martínez y Villarte (2009) esta especie (polylepis besseri incarum) a los

alrededores del lago Titicaca tiene un beneficio directo del 34% para los pobladores

debido especialmente como combustible: leña y carbón de alta calidad y también en

la pequeña industria ya que elaboran algunos muebles con esta madera.

Así mismo es de gran beneficio no solo en este sector sino también en toda

distribución donde se encuentra este género.

a) Combustible

Collahuasi, 2010, menciona que la madera de queñua es utilizada como leña, el cual

es un buen combustible, da menor fuego que el eucalipto, pero arde más tiempo y

proporciona gran calor, lo cual ha ocasionado la tala irracional de la especie.

b) Artesanía

La madera de queñua es de excelente calidad, dura y flexible, razón por la cual es

utilizada para la construcción de vigas, puntales, puertas, así como para la

confección de herramientas agrícolas (arados, yugos, combos, mangos de

herramientas, etc.)

También es utilizada para artesanía fina como telares, enseres domésticos,

juguetería, adornos y muebles, como lo indica, (Collahuasi, 2010).



c) Industria

La especie presenta una coloración rojiza, lo cual indica la presencia de sustancias

tánicas; estas sustancias son utilizadas para el teñido de cueros y tintura de lana.

Para el tejido de lana se utilizan generalmente las ramas apicales, como también la

corteza, la cual en agua desprende un color beige; las hojas y ramas también son

utilizadas para la curtiembre de cueros, puesto que estas desprenden otro tipo de

sustancias tánicas, (Collahuasi, 2010).

d) Medicina

La queñua en medicina, tiene muchos y variados usos; puede tomarse como mate,

ser utilizado en infusiones, cataplasmas y baños (ramas, hojas y corteza.) Puede ser

utilizada en la curación de afecciones respiratorias, males de vejiga, reumatismo y

limpieza de la sangre después del parto.

De acuerdo a Vidaurre, (1993) citado por Rodríguez, (2000); menciona que los tallos

frescos molidos con copal y wairuru, sirven para la preparación de plastos que son

utilizados en casos de fracturas o luxaciones; la corteza en decocción, se utiliza

como baño tonificante para niños raquíticos, esta misma pero molida y macerada en

aguardiente se toma como tónico para superar la anemia; la corteza molida y en

decocción se toma como purgante para combatir el estreñimiento.

e) Otras utilidades

La madera de la especie es dura, resistente a la humedad y por esta razón es

utilizada para la fabricación de postes para cercas, parantes de chozas, y

antiguamente eran utilizadas para confeccionar puntales para las minas. Las ramas y

fustes más rectos se usan para el techado de viviendas rurales; hasta el árbol seco

es utilizado para hacer postes para corrales y chapapas (especie de tendedero para

de desecación o deshidratación de carne). También el ganado aprovecha las hojas

de queñua, las cuales se consumen en la época de escasez de forraje,



especialmente por el ganado camélido; finalmente en casos y fechas especiales la

queñua sigue siendo utilizada como planta ritual.

2.5.2 Beneficios indirectos

Liberman (1996) expresa que existen antecedentes sobre el aporte de abundante

hojarasca al suelo. Lo cual favorece al aumento de materia orgánica al suelo.

Martínez y Villarte (2009) indican que 670 especies de aves se distribuyen en las

regiones altas de los Andes con rodales de Polylepis, de las cuales 51 habitan

típicamente los bosques de Polylepis y 14 son especialistas de estas formaciones

vegetales (Oreomanesfraseri y Leptasthenura yanacensis) (Fjeldsa 2002).

Tres especies (Ochthoecaoe nanthoides, Carduelisatratay Phrygilus unicolor) fueron

registradas en la categoría de afinidad estrecha por los bosques de Polylepis según

Fjeldsa y Kessler (2004).

Estos datos sugieren que los patrones de recambio de la avifauna local están

estrechamente ligados a formaciones vegetales únicas como son los fragmentos de

Polylepis e incluso a distancias relativamente cortas en los Andes.

2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS

Martínez y Villarte (2009) indican que (Kessler y Driesch 1993).mencionan que las

especies de Polylepis tiene dos estrategias reproductivas: Por semillas y mediante el

enraizamiento de ramas postradas.

De acuerdo a Miranda, (1994); la queñua se propaga por vía sexual mediante las

semillas y por vía asexual (siendo ésta ultima la más conveniente), mediante

estacas, esquejes y acodos; estos tres últimos son los más utilizados y

recomendados por sus altos índices de prendimiento en relación con el poder

germinativo de la semilla.



2.6.1 Propagación sexual

La propagación sexual se define, como el proceso que consiste en la fusión de dos

gametos haploides de diferente sexo, para dar origen a una nueva célula, llamada

huevo o cigoto, capaz de desarrollarse en una nueva planta". (Rodríguez, 2000)

Conforme a observaciones realizadas en diferentes lugares de recolección se llego a

la conclusión de que la especie en estudio (Polylepis besseri) tiene una fenología

irregular, es decir que no tiene una época de floración bien definida, pues es posible

encontrar árboles de queñua en floración o fructificación casi en cualquier época del

año.

Sumando a lo anterior se tiene otro gran problema dentro de la reproducción sexual

de la especie, la baja viabilidad de la semilla; pues el poder germinativo de la semilla

en la zona de estudio oscila entre el 4% a 6%, además de que esto parece depender

del árbol proveedor.

El rendimiento aproximado de la semilla de queñua es de un kilogramo

(aproximadamente 100.000 semillas) por cada cinco kilogramos de material

recolectado (Hoyos 2004).

Corroborando lo anterior Aguirre, (1988); indica que la semilla de queñua presenta

bajo poder germinativo el mismo que llega algunas veces a 0%, cuando los árboles

se encuentran en bosques pequeños y aislados. Esto ha sido explicado por los

fenómenos propios de la especie como ser la dicogámia y polinización anemófila.

a) Regeneración natural (Brinzales)

Según Soto, (1995) los brinzales son plantas procedentes de semilla, las cuales han

germinado de manera natural al píe o alrededor de la planta, los que posteriormente

son utilizados por el hombre para mejorar la propagación de la especie.

En Ascash (Perú), la regeneración natural es buena, donde se ha tenido éxito con

brinzales de 8 – 10 cm., obteniendo resultados aceptables (Pretell, 1985)

Regeneraciones naturales observadas en Bolivia dieron un resultado regular; aunque



brinzales de 3 – 5cm de alto soportan muy bien el repique, sin embargo el mayor

inconveniente es el crecimiento lento de las plantas por lo cual no se justifica esta

práctica en vivero. (Zacari, 2010).

Por lo general en los rodales de Polylepis la regeneración natural presenta

densidades bajas lo que limita las posibilidades de una mayor propagación en vivero.

No obstante, con la remoción del suelo debajo de los árboles es posible obtener

densidades mayores. Finalmente diremos que la cantidad de brinzales, su

extracción, los cuidados a tener durante el traslado de los mismos hacia el vivero y el

lento crecimiento son los mayores obstáculos para la no-utilización de éste método.

2.6.2 Propagación asexual

Ipizia (2011) menciona que la propagación asexual o propagación vegetativa de los

individuos es a partir de órganos vegetativos; es decir, que cada planta produce otras

nuevas genéticamente idénticas a ella, que se han originado de órganos vegetales

sólo por división celulares o mitosis. Estas divisiones mitósicas de las células

duplican el genotipo de la planta; esta duplicación genética se denomina clonación y

a la descendencia se les llama clones. Entonces, un clon es un grupo de dos a más

individuos genéticamente idénticos que se desarrollaron a partir del mismo progenitor

por medios vegetativo.

Es importante subrayar, que en propagación, un clon siempre implica un grupo y no

un individuo. Un individuo producido por clonación forma parte de un clon. El árbol

seleccionado para obtener material de propagación se llama ortet y cada una de las

secciones vegetativas obtenidas se denomina ramet. Todos los ramet procedentes

de una sola planta madre, conforman un grupo genéticamente idéntico, “fotocopias”

exactas del árbol original. Estos grupos de plantas que tienen un mismo genotipo

conforman un clon.

Esto es posible, porque cada célula de la planta contiene la información genética

necesaria para generar una planta entera. A esta propiedad de las células

vegetativas vivientes de las plantas se le llama totipotencia. Se puede obtener



nuevas plantas a partir de hojas, tallos, raíces o meristemas. Lo que ocurre es que

de estas partes vegetativas (tallos o raíces) o por medio de su unión por injerto,

estacas o acodos, se forman raíces o yemas adventicias. Raíces adventicias son

aquellas que se originan de cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces,

del embrión y sus ramas. Yemas y ramas adventicias son las que se originan en

cualquier parte de la planta diferente a la yema terminal, yemas laterales o latentes

de los tallos.

Según Ipizia, (2011), las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas,

comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso,

que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre,

pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo.

2.6.3 Importancia la propagación asexual

Para Weaver, (1976); en la propagación asexual las características heredadas del

progenitor pueden ser conservadas. En realidad la nueva planta es la continuación

del crecimiento y desarrollo del progenitor. Esta forma de reproducción tiene la

ventaja de reproducir exactamente el árbol del que tomamos el vástago, además se

obtienen árboles del mismo sexo que tiene la planta madre. (Robinsón, 2001)

De igual forma, con la reproducción asexual es posible evitar los periodos juveniles

largos o prolongados, ya que las plantas que se cultivan a partir de semilla pasan por

un periodo de desarrollo juvenil prolongado en el cual no ocurre floración, en cambio

mediante la propagación vegetativa se retiene la capacidad de floración evitando con

ello la fase juvenil. También se evita en gran medida las características morfológicas

inconvenientes (defectuosas) que posiblemente se tendrían al propagar por semilla.

Finalmente se puede decir que la gran razón para utilizar la reproducción vegetativa

especialmente en el género Polylepis por la baja viabilidad de la semilla y por

consiguiente el bajo porcentaje de geminación de la misma, lo cual determina una

reproducción sexual extremadamente baja (Robinsón 2001 citado por Hoyos 2004).



2.6.4 Métodos de propagación asexual

La forma de reproducción más común para el género Polylepis es por vía vegetativa,

es mediante la recolección de esquejes o estacas, un segundo método es utilizando

estacas convencionales y también es posible reproducirlas exitosamente por acodo,

(Huanca, 1993)

a) Acodo

Según Torrez, (1992); el acodado es un proceso en el cual las ramas, que aun

forman parte de la cepa, son motivadas a enraizar enterrándolas en el sudo una vez

enraizadas son separadas de la cepa y hechos plantones

La propagación por acodos, principalmente aérea es rápida y eficiente utilizando

tierra y estiércol o aserrín como substrato. También se puede emplear acodos

básales tipo aporque. Sin embargo la propagación por acodo es limitada y solo debe

usarse en pequeña escala (Pretell et.al, 1985).

b) Estacas

Se define "como una porción de rama que, separada de la planta madre y plantada

en condiciones adecuadas, emite raíces y brotes, dando lugar a una planta igual a

aquella de la que proviene”. (Rodríguez, 2000) La estaca es un fragmento de rama,

que sacado en el periodo invernal y enterrado parcialmente, es capaz de producir

una planta perfectamente igual a aquella de la cual procede. (Torrez, 1992)

Ipizia (2011) indica que en la propagación por estacas, se corta de la planta madre

una porción de tallo o raíz, después de lo cual esa porción se coloca en ciertas

condiciones ambientales favorables, induciendo a que se formen raíces y tallos,

obteniéndose con ello una planta nueva.

Dentro de las estacas existe una clasificación teniendo: estacas de madera dura,

estacas de madera semidura (siempre verdes) siendo el caso de la queñua, estacas

de hoja, de raíz, etc (Hartmann y Kester, 1999)



Generalmente se utiliza estacas lignificadas de 40 cm, repicadas en bolsas,

platabandas o terreno definitivo. Con un buen manejo este método da buenos

resultados sin embargo este método tiene algunos inconvenientes como: la

utilización de gran cantidad de material vegetal, en detrimento del rodal o árbol

padre, y el lento crecimiento de las plántulas, el cual varía entre 2 – 4 cm por año en

el vivero. (DFPA, 1991)

La propagación por estacas es ventajosa, ya que de unas cuantas plantas madres es

posible iniciar muchas plantas nuevas en un espacio limitado. Este método de

propagación vegetativa es económico, rápido, simple y no requiere técnicas

especiales como los injertos. La planta, por lo general, se reproduce exactamente sin

cambio genético.

Sin embargo, no siempre es recomendable reproducir las plantas totalmente por

estacas aunque sea posible. Siempre es necesario usar un patrón resistente a

alguna condición adversa del suelo, a organismos patógenos que viven en el terreno

(Ipizia 2011).

Se tiene información acerca de estacas convencional de Polylepis plantadas en

campo definitivo, sólo prenden en sitios con buenos suelos y humedad adecuada. El

tamaño recomendable de la estaca es de 30 cm de largo y 1,5 – 2 cm de diámetro

(Pretell, 1985) Se recomienda tomar estacas de ramas leñosas no muy viejas. Hay

poca información sobre el prendimiento.

2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes

Torrez, (1992) citado por Hoyos (2004); afirma que bajo adecuadas condiciones

medio ambientales, un fragmento de un órgano vegetativo de la planta desarrollara

nuevas raíces y brotes llegando a constituirse en una nueva planta; estos se

denominan esquejes y es la forma más simple de reproducción.

El empleo de esquejes o ramillas llamadas también estacas apicales, es el método

confiable y recomendable para propagar el género Polylepis, para lograr buenos

resultados el esqueje debe tener por lo menos cinco raíces preformadas (especie de



chichones o protuberancias), las cuales se buscan debajo de la corteza inferior de la

rama, (Mendoza, 2010).

Ipizia (2011) indica que en nuestro medio son conocidas como ramillas terminales o

esquejes. Son obtenidas de especies leñosas siempre verdes. Las cuales deben ser

tomadas en periodo de inicio de lluvias. Su dimensiones varían entre 7 y 15 cm. de

largo, reteniendo las hojas de la parte superior. Si éstas fueran muy grandes deben

reducirse para evitar la pérdida de agua y permitir un menor espaciamiento en la

cama de cultivo. Con frecuencia se usan las puntas de las ramas, pero las partes

basales del tallo también enraízan. El corte basal se hace justamente debajo de un

nudo. Es recomendable obtener el material en las primeras horas de la mañana,

cuando los tallos están turgentes y mantenerlos envueltos en una tela húmeda. Se

deben proteger del sol todo el tiempo.

2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes

Robinson, (2001) citado por Hoyos (2004) coinciden en manifestar que esta forma de

propagación es la más adecuada para el género por las siguientes razones:

Se obtiene porcentajes altos de prendimiento, cuando la técnica se aplica

correctamente.

La extracción del material vegetal! (esquejes) no afecta a los árboles

"semilleros" en su normal desarrollo. Asimismo existe un menor riesgo de

entrada (al árbol) de patógenos por heridas de menor tamaño, que cuando se

propaga por estacas.

La recolección y traslado del material vegetal (esquejes) al vivero no implica

grandes costos.

Hay muchas ventajas en cultivar material a partir de esquejes. En primer lugar, una

mayoría de especies son aptas para reproducirse por este sistema en un periodo de

tiempo razonablemente corto.



En la mayoría de los casos, además, los esquejes enraizados poseen las mismas

características de la planta madre; además, con este método creamos un sistema

radicular fibroso y, como consecuencia de ello, los plantones serán más fáciles de

trasplantar y las raíces más fáciles de podar.

Una de las pocas desventajas de este método es que a menos que se cuente con

esquejes relativamente gruesos, será necesario esperar cierto tiempo para obtener

una planta atractiva, aunque si bien es cierto este tiempo es más corto que al utilizar

semillas.

La propagación por esquejes es aconsejable para especies que normalmente no

producen semillas viables, o cuyas semillas pierden rápidamente su capacidad

germinativa. Una de dichas especies es queñua. (PDA, 1993)

2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes

Hoyos (2004) indica que en la propagación por esquejes depende de las

condiciones inherentes de los esquejes y de las condiciones ambientales durante el

periodo de formación de raíces.

Así Torrez, (1992); considera que la propagación por medio de esquejes depende de

la especie a propagar, el estado de diferenciación de tejidos del tallo predestinado a

formar raíces, el estado de nutrición del árbol.

Por otro lado la calidad del substrato, la humedad del mismo y la humedad relativa

del aire son factores claves para el enraizamiento, siendo este último uno de los

factores más decisivos.

a) Época de recolección

La recolección de esquejes se debe realizar poco después de iniciada la época de

lluvias, lo cual probablemente se debe a que la zona generatriz o cambium es más

activo cuando se tiene mayor humedad. (Soto, 1995)



Aguirre (1988) recomienda colectar esquejes para polylepis entre los meses de mayo

y septiembre para la propagación en vivero, mientras que para plantación directa en

el terreno definitivo se prefiere los meses de noviembre a febrero (época de lluvia),

que es cuando las raíces preformadas son más notorias entre los entrenudos. En

algunos lugares donde las condiciones de humedad son mejores es posible

recolectarlas durante todo el año.

Gallego, (2001); considera que el mejor periodo para efectuar la recolección

esquejes va desde la primavera hasta principios de verano Sí se opta por hacerla a

finales de verano u otoño cabe la posibilidad de que el esqueje no emita raíces, y en

algunos casos puede incluso morir la planta.

Para Hartmann y Kester, (1999); "la estación del año en que se recolectan estacas

apicales puede tener enorme influencia sobre los resultados obtenidos y puede ser la

clave para obtener un enraizamiento exitoso".

2.6.8 Selección del material vegetativo

Todos sabemos que para obtener un esqueje basta con sacar una rama de la planta

y plantarla, con este simple sistema algunos esquejes llegarían a enraizar, pero una

mayoría moriría en el intento cuidando algunas variables, el porcentaje de esquejes

enraizados será mucho mayor.

a) Características de las áreas de recolección

Las mejores áreas para la obtención de esquejes son las zonas húmedas como

orillas de los ríos, quebradas, etc., estas zonas por tener una humedad relativa más

alta, facilitan la presencia de raíces preformadas en los esquejes. (DFP A, 1991).

b) Selección de árboles madre

Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que para la propagación por esquejes la

fuente u origen del material es de gran importancia y las plantas madres de las

cuales se obtengan dicho material, deben poseer las siguientes características:



o Estar libres de enfermedades y plagas

o Ser fieles al nombre y tipo.

o Mostrar un crecimiento vegetativo activo y una alta capacidad

regenerativa.

Además, se recomienda la recolección de los esquejes de árboles viejos, aislados y

en mayor cantidad de aquellos que estén ubicados en zonas húmedas. También es

necesario que los árboles madre tengan buenas características fenotípicas, fuste

recto, copa bien formada, sano, libre de plagas y enfermedades, etc. ( Soto, 1995).

La nutrición de la planta madre puede ejercer una fuerte influencia en el desarrollo de

las raíces. Factores internos, tales como el contenido de auxina, de co-factores de

enraizamiento y las reservas de carbohidratos pueden desde luego, influir en la

iniciación de las raíces como lo mencionan (Hartmann y Kester, 1999)

c) Presencia de raíces preformadas

Zamudio, (1990): recomienda que para la propagación de esquejes se debe

considerar la presencia de “chichones” que se dan preferentemente en los meses

lluviosos. No obstante en algunos lugares como Puno -- Perú, o Sajama - Bolivia, los

esquejes o ramillas apicales presentan escasas formaciones de chichones y muchas

veces no presentan ninguna. En este caso se recogen ramas con abundantes

ramillas y a partir de éstas se preparan estacas tipo talón que posibilitan éxitos

mayores a 60% de prendimiento.

d) Tipo de madera o rama seleccionada

Se sabe que en la composición bioquímica de un árbol como de una rama, existe

una marcada diferencia desde la base hasta el ápice. Esto explica que cuando se

toma esquejes de diferentes partes de la rama de un árbol, se observa variaciones

en la producción de raíces. (Aguirre1988)



Por esta razón Hoyos, (2004): recomienda que la extracción de esquejes se la realice

preferentemente de las ramas bajas por ser éstas las que tienen !as mayores

posibilidades de presentar raíces adventicias. Por otra parte los esquejes que

emergen de la rama principal se consideran de buena calidad, así también aquellos

que son tomados de la parte apical de las ramas.

Otros autores como Aguirre, (1988) y Zamudio, (1990); dicen que los esquejes están

en cualquier parte de la rama adulta, pero es recomendable recolectar aquellas que

se encuentran en la parte media de la rama y ésta rama a su vez debe encontrarse

en la parte media del árbol, en forma de ramillete con hojas verdes en la punta.

Es mejor recoger el material temprano por la mañana y mantenerlos siempre frescos

y turgentes, envolviéndolos en sobres manila o en bolsas de polietileno; puesto que

la exposición de los esquejes al sol aun por unos cuantos minutos causa serios

daños. Para el traslado de los esquejes, estos deben ser protegidos de los rayos

solares, ya sea sumergiéndolos en agua o embalados en materiales que eviten la

pérdida de humedad.

e) Características de un esqueje

De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para la obtención de esquejes es de suma

importancia escoger el material adecuado de la planta madre, aunque éste varía

enormemente según la especie que se trate. Por lo tanto es necesario saber

reconocer las ramas adecuadas.

Así se tiene que el mejor material para esquejes tiene cierto grado de flexibilidad,

pero está lo suficientemente maduro para romperse cuando se dobla demasiado, en

cambio aquellas ramas tiernas, suaves, de crecimiento rápido no son convenientes,

ya que es probable que se deterioren antes de enraizar; como tampoco deben

recolectarse aquellos tallos viejos y leñosos, ya que enraízan con dificultad.

Extraídos algunos esquejes se procede a remover el ritidoma que recubre el tallo

para verificar la presencia de los chichones, una vez comprobada su presencia, no

será necesario repetir la operación en los demás esquejes.



e) Longitud y diámetro de Ios esquejes

Según Padilla, (1985) varios casos en propagación vegetativa de especies forestales

y muy poco se sabe del efecto de la longitud de las estacas (esqueje) para el

enraizamiento. No obstante la longitud de los esquejes varia generalmente entre 7 a

12 cm. de Iargo y el corte deberá ser limpio y sin rasgaduras y lo más cerca de la

rama principal (Hartmann y Kester, 1999 y Gallego, 2001).

Olivera, (1992) indica que el grosor del tallo de los esquejes debe ser el de una

lapicera, vale decir aproximadamente 1cm. de diámetro.

2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes

a) Enraizamiento por remojo en agua

Mamani y Apaza (1993) en el Proyecto Arbolandino utilizaron remojo en agua para la

propagación vegetativa en el prendimiento de brotes de queñua, lo que resulta

accesible para las familias campesinas.

b) Enraizamiento por estratificación en arena

Raña (1994) citado por Condori (2006), indica que para el enraizamiento es mejor el

uso de arena de río, donde las estacas se estratifican húmedas, sueltas o reunidos

en paquetes, sin dejar espacios de aires que podrían ser perjudiciales.

Puede colocarse en posición vertical o ligeramente inclinada o invertida.

CESA (1989) citado por Callisaya (1999) indica que ensayos realizados en Budleja

incana han mostrado mejores prendimientos con estacas estratificadas en arena por

tres días.

Mendoza (2010) señala que para la estratificación en arena de esquejes de polylepis,

estos deben estar de manera inclinada y en estratos a una profundidad del suelo de

80 cm., donde debe estar con una adecuada humedad la arena siendo generalmente

de 40% y no sobrepasando este, además menciona que el tiempo de estratificación



es adecuado por 15 días y deben estar bien protegidos evitando que lleguen los

rayos solares pero con una adecuada temperatura.

Los esquejes a utilizarse deben tener solamente 2 a 3 hojas en la parte superior y

ningún brote para evitar así la deshidratación del mismo.

2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO

Gallego, (2001); menciona que cuando se corta un esqueje y se lo pone a enraizar,

la ramita o esqueje sufre un shock terrible, esto debido a que se le corta el suministro

de agua y de alimentos provenientes de las raíces. Además las células del tallo

deben cambiar completamente su función; mientras el esqueje estaba unido a la

ahora, debe brotar raíces.

Aunque todas las células de la planta están preparadas para realizar cualquier

función, el proceso del cambio es duro y extenuante. Se debe lograr que este cambio

se produzca de la forma menos traumática para la planta de manera que retome su

crecimiento lo antes posible.

Por esta razón Hartmann y Kester (1999), mencionan que para tener éxito en lograr

el enraizamiento de esquejes, las condiciones ambientales requeridas son

temperaturas adecuadas, una atmósfera conducente a bajas pérdidas de agua, luz

amplia pero no excesiva y un medio de enraizamiento limpio, húmedo, aireado y bien

drenado.

2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad)

Aunque la presencia de hojas en las estacas (esquejes) constituye un fuerte estímulo

para la iniciación de raíces, la pérdida de agua por las hojas puede reducir el

contenido de agua de las estacas a un nivel tal que ocasione su muerte antes de que

pueda efectuarse la formación de raíces. (Hartmann y Kester, 1999)

En las estacas se ha interrumpido la provisión natural de agua de las raíces a las

hojas; pero estas todavía transpiran; para reducir al mínimo la transpiración de las

hojas, se tiene algunos métodos: enraizar las estacas en un invernadero y mantener



un riego frecuente, esto mantiene una humedad ambiental elevada dentro de la

estructura.

De acuerdo a Gallego, (2001); el principal riesgo para los esquejes en los primeros

días es la deshidratación. No tienen raíces por lo que no pueden absorber agua ni

nutrientes. Para evitar que se deshidraten y mueran hay que situar los esquejes en

un lugar de humedad elevada (más de 90%).

2.7.2 Temperatura

De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para el enraizamiento de estacas de la

mayoría de las especies son satisfactorias temperaturas diurnas de 21 a 27 ºC, con

temperaturas nocturnas de 15°C.

La temperatura del aire excesiva tiende a estimular el desarrollo de las yemas con

anticipación al desarrollo de las raíces y por lo tanto aumenta la pérdida de agua por

las hojas. Es importante que las raíces se desarrollen antes que el tallo.

La temperatura de los esquejes es otra variable decisiva en los índices de

supervivencia. Cuanto más estable y constante sea (día y noche) mejor. La

temperatura ideal sería 25º a 28°C en las raíces y tres o cuatro grados menos en

torno a las hojas, lo que minimiza la transpiración, y por lo tanto la deshidratación de

los esquejes según, (Gallego, 2001).

2.7.3 Luz

Según Hartmann y Kester. (1999) en todos los tipos de crecimiento y desarrollo de

las plantas, la luz es de importancia primordial como fuente de energía para la

fotosíntesis. En el enraizamiento de estacas (esquejes), los productos de la

fotosíntesis son importantes para la iniciación y crecimiento de las raíces.

También es importante mencionar que durante el proceso de enraizamiento los

esquejes no necesitan mucha luz. Basta con colocarlos en un rincón abrigado para

protegerlo del sol directo. (Gallego, 2001).



2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS

Ipizia (2011) señala que las raíces adventicias son aquellas que se originan de

cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces, del embrión y sus ramas.

También menciona que las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas,

comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso,

que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre,

pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo. Las raíces de

lesiones se desarrollan o emergen sólo luego que se tiene el material de propagación

listo; es una respuesta al efecto de la lesión del corte como ocurre con el sauce, el

sauco, el álamo o el pajuro.

Los cambios que visiblemente se aprecian en el material a propagar son los

siguientes:

Formación de raíces iníciales en ciertas células cercanas a los haces

vasculares, las que se han vuelto meristemáticas por diferenciación.

Desarrollo posterior de estas raíces en primordios de raíces organizadas.

Desarrollo y emergencia de estos primordios radicales y los tejidos conductores

del propio material a propagar.

Para Hartmann y Kester (1999), el proceso de desarrollo de las raíces adventicias

en las estacas de tallo puede dividirse en tres fases, las cuales se detallan más

adelante

2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz

En muchas plantas su formación es después que se ha hecho la estaca, la misma

que en plantas herbáceas se inicia afuera y entre los haces vasculares, las que

dividiéndose forman grupos de células para constituir el primordio de raíz que se

conecta con el haz vascular adyacente. Al emerger del tallo, la raíz adventicia



generalmente tiene diferenciada una cofia y los sistemas de tejidos ordinarios de la

raíz, así como una conexión vascular completa.

2.8.2 Iníciales de raíces preformadas

En algunas plantas, las iníciales de raíz adventicias se forman durante el desarrollo

del tallo intacto y están presentes cuando se obtienen las estacas. Estas están

latentes hasta que son colocadas en condiciones ambientales favorables. Las

iníciales de raíz preformadas no es esencial para el enraíce.

2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces

En estacas colocadas en condiciones favorables, se forma un callo en su extremo

basal, como una masa irregular de células parenquimatosas en diversos estados de

lignificación que se originan de células de la región del cambium vascular y el floema

adyacente. Con frecuencia, las primeras raíces aparecen a través del callo,

conduciendo esto a la suposición de que la formación de callo es esencial para el

enraizado, sin embargo son independientes. El hecho de que con frecuencia ocurra

de manera simultánea se debe a su dependencia de condiciones internas y

ambientales análogas.

2.9 SUSTRATO

2.9.1 Suelo

La organización para las naciones unidas para la agricultura y alimentación (FAO

1986), considera el suelo como el medio para el crecimiento de las plantas, además

que ofrece soporte mecánico, abastece de agua, oxígeno y proporciona nutrientes.

Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que el suelo está formado por materiales en

estado sólido, líquido y gaseoso, y para que las plantas tengan un crecimiento

satisfactorio tales materiales deben encontrarse en proporciones adecuadas.

La parte sólida está compuesta por formas orgánicas e inorgánicas. La parte

inorgánica está constituida por residuos de la roca madre, después de la



descomposición debida de ésta. La porción orgánica está constituida por organismos

vivos y organismos muertos, estos últimos en diferentes estados de descomposición

forman la materia orgánica. La porción líquida del suelo, está formada por agua, la

cual contiene en solución algunos minerales como el oxígeno y el dióxido de

carbono. Finalmente la parte gaseosa del suelo, es de suma importancia para el

crecimiento de las plantas, pues proporciona oxígeno a las raíces y a ciertos

microorganismos deseables.

2.9.2 Sustrato

Goitia (2000) citado por Condori (2006) señala que un sustrato es la mezcla de

distintos materiales utilizados en un vivero entre los que encontramos Tierra vegetal,

tierra negra, arenilla, lama, guano, compost y tierra de lugar y el sustrato que se

quiere utilizar debe contener un mayor número de nutrientes y una textura franco

limosa a franco arcillosa. En este sustrato las plántulas crecen y se desarrollan hasta

su establecimiento en plantación.

Estos difieren poco según cultivo y técnicas empleadas es previsible que se

empiecen a diferenciar diversas tipologías de sustratos para semilleros, para

enraizamiento de esquejes y para forestales. A medida que se desarrolla la planta, la

evapotranspiración aumenta; por ello es necesario que el sustrato proporcione un

suministro continuo de agua y elementos nutritivos, y de aeración suficiente al mismo

tiempo.

Es importante la facilidad del mecanismo del llenado de las bandejas de

multiplicación, además de la necesidad de que requiere un sustrato principalmente

fibroso. Por ello los sustratos para la multiplicación se suelen basar en mezclas de

turba y tierra (Collí 2005).

Chávez y Egoavil (1991) citados por Hoyos, (2004) indican que "el sustrato es la

tierra en la cual se crían o se desarrollan las plantas" y sus componentes pueden ser:



a) Tierra Componente básico que de acuerdo a las características puede

variar en el contenido nutritivo y las condiciones de drenaje cuando se

le agrega otros componentes.

b) Arena Componente que se utiliza para mejorar las condiciones de la

tierra, con la finalidad de tener un mejor enraizamiento, favorecer la

filtración de agua y evitar el endurecimiento del substrato.

c) Abono Sustancia de origen animal o vegetal que puede o no ser

agregado a la tierra o arena (substrato), esto para complementar los

elementos nutritivos necesarios para un buen desarrollo de las plantas.

d) Turba. La turba está formada por restos de vegetación acuática, de

pantanos o maristas, que han sido conservados debajo del agua en

estado de descomposición parcial, mencionado por Hartmann H. y

Kester D. (1999)

e) Cascarilla de Arroz. Mollitor 2004, manifiesta que como materiales

orgánicos se pueden emplear cortezas, chips de madera, compost de

diversos orígenes, fibras de coco y subproductos agroindustriales.

Sobre las características de la cascarilla como materia del sustrato

Calderón 2001, menciona que es un subproducto de la industria

molinera, que se produce ampliamente en las zonas arroceras y que

ofrece buenas propiedades para ser usado como sustrato brindando

características como la de guardar temperatura permitiendo acelerar el

proceso de germinación de semillas.

2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas

Castañeda (1984) mencionado por Condori (2006) señala que hay medios y mezclas

que se usan y tienen propiedades en común, las cuales son esenciales para una

planta:

Medio consistente y denso para que las estacas permanezcan en su lugar

durante el enraizado.



Retentivo en humedad, que no necesite ser regado con demasiada frecuencia.

Debe ser poroso, de modo que el exceso de agua se drene, permitiendo una

duración adecuada.

Libre de hierbas, nematodos y patógenos.

Debe tener un pH adecuado para que la estaca se pueda propagar.

2.9.4 Funciones del sustrato

Las planitas requieren continuamente agua para su crecimiento y para otros

procesos fisiológicos como la transpiración; dicha agua debe ser suministrado por

medio del sustrato en que se encuentran.

Las raíces de plantas están constituidas por tejidos vivos que necesitan gastar

energía para crecer y para los procesos fisiológicos. La energía par dichas

actividades fisiológicas es generada por la respiración aerobia, lo cual requiere un

suministro continuo de oxígeno. El producto de, esta respiración es CO2, el cual pude

acumularse en niveles tóxicos si no se dispersa en la atmosfera. Por consiguiente el

sustrato debe ser lo suficiente poroso como para proporcionar un cambio eficiente de

oxígeno y dióxido de carbono.

2.9.5 Medio de enraíce

Hartmann H. y Kester D. (1999) mencionan que las estacas de muchas especies de

plantas enraízan con facilidad en una gran diversidad de medios, pero en aquellas

que lo hacen con dificultad puede tener gran influencia el tipo de medio de enraíce

que se use no solamente en el porcentaje de estacas enraizadas sino también en el

sistema radicular formado.

De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); el medio de enraicé tiene tres funciones:

Mantener a las estacas en su lugar durante el periodo de enraizamiento.

Proporcionar humedad.



Permitir la penetración del aire a la base de la estaca.

2.9.6 Desinfección del sustrato

Padilla y Ramos, (1998) mencionado por Hoyos (2004); recomiendan la desinfección

del sustrato, para evitar la proliferación de enfermedades, hongos y microorganismos

que puedan dañar las plántulas. En viveros grandes la desinfección se la realiza

utilizando productos químicos como el Formol al 40%, Bromuro de metilo, etc., pero

el manejo de los mismos requiere de manos expertas; no obstante también es

posible desinfectar con agua hervida, siendo éste un procedimiento menos costoso y

de fácil ejecución.

Arbolandino (1994), citado por Callisaya (1999) denota que para evitar la presencia

de larvas de insectos y hongos que puedan dañar a las plántulas recomienda hacer

una desinfección del sustrato que puede ser:

Usando agua hirviendo, que se aplica 15 litros para 2 m2 de sustrato con una

regadera de ducha fina, 24 horas antes de la siembra; donde el éxito depende

de una buena distribución del agua en el substrato.

Utilizando formaldehído (250 cm3 de formol al 10% disuelto en 15 litros de

agua), distribuido en 3 m2 de substrato, para protegerlo se debe usar un

plástico para evitar la evaporación de los gases. Después de 48 horas se

destapa y se comprueba que el olor penetrante del formol haya desaparecido.

2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES

2.10.1 Auxinas

Hurtado y merino (1991), mencionan que las auxinas se sintetizan en el ápice de

crecimiento (ápice apical) y tejidos jóvenes (hojas y yemas).

Ipizia (2011) menciona que las auxinas de origen natural, intervienen en el

crecimiento del tallo, formación de raíces, inhibición de yemas laterales, en la caída

de hojas, frutos, y en la activación de las células del cambium. Las auxinas



intervienen en la división y diferenciación celular, y formación de raíces adventicias

que se forman de los tallos. Durante la formación de las raíces adventicias en tallos

tratados con auxinas, las células inicialmente se dividen en forma desorganizada

para dar lugar a una masa de tejido que se asemeja a un tumor y que recibe el

nombre de callo, para posteriormente formar los primordios radiculares.

En cuanto a la acción de las auxinas en la formación y el desarrollo de raíces, ésta

se efectúa en dos períodos básicos:

Período de iniciación, donde se forman los meristemos.

Período de elongación y crecimiento de la raíz, donde la punta de la raíz

crece hacia afuera a través de la corteza.

2.10.2 Auxinas naturales

Las auxinas existen en forma natural en las plantas, son productos elaborados en el

metabolismo vegetal. Los principales centros de síntesis de las auxinas son los

tejidos apicales meristemáticos de los órganos aéreos tales como los brotes en

eclosión, hojas jóvenes, pedúnculos en crecimiento, flores e inflorescencias y en

pequeñas cantidades se sintetiza en los meristemos de apicales de raíz (Maldonado,

1990).

2.10.3 Mecanismos de acción

Hartmann y Kester (1998), indican que la auxina inicia un mecanismo de acidificación

(liberación de protones), en la membrana citoplasmática; con la disminución del pH

se activan enzimas estos hidrolizan los componentes de la pared celular y se suelta

la pared; el potencial (debido a la presión) disminuye; entra agua, volumen celular

aumenta; la célula crece; aun no está claro como se inicia la bomba de protones;

también hay un efecto de la auxina sobre el metabolismo de ácidos nucleicos y

proteínas.



2.10.4 Transporte

Según Villarroel (1997), indica que las auxinas se dirigen desde el ápice a la base

pero no en sentido contrario, tanto en la raíz como en el tallo muchas de las

respuestas y correlaciones del crecimiento realizado por la auxina depende

precisamente de este carácter de su desplazamiento. A esto se debe que la auxina

producida por la yema apical de una rama puede desplazarse y afectar el crecimiento

de la misma.

La auxina es transportada por medio de un mecanismo dependiente de energía,

alejándose en forma basipétala desde el punto apical de la planta hacia su base, este

flujo de auxina reprime el desarrollo de brotes axilares laterales a lo largo del tallo,

manteniendo de esa forma la dominancia apical.

2.11 ENRAIZADORES NATURALES

Vilela (1999) citado por Reynel (2002) realizo el estudio del comportamiento de tres

activadores naturales en el prendimiento y enraizamiento de estacas de Algarrobo

Prosopis sp., encontrando máximos porcentajes de enraizamiento con un 54% a los

49 días, bajo un tratamiento con miel de abeja.

Condori (2006) menciona que en la aplicación de enraizadores naturales con extracto

de sauce en la propagación vegetativa de Arce (Acer negundo) dio mejores

resultados. Asimismo con la aplicación de agua de coco obtuvo un porcentaje de

prendimiento de 65%.

2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA

Uno de los mayores problemas para la propagación de especies forestales nativas

por vía asexual es el poco conocimiento de las técnicas de propagación en vivero.

Respecto a otras investigaciones en la propagación vegetativa de queñua no se tiene

muchos estudios en nuestro país ya que recién en los últimos años se ha ido

tomando importancia a esta especie forestal Polylepis sp, pero se tiene las siguientes

investigaciones en nuestro país.



Hoyos (2004) realizo la propagación vegetativa de Polylepis tarapacana con la

aplicación de diferentes niveles de ANA (acidonaftalacetico) y el uso de tres

sustratos, en Oruro-Bolivia, donde obtuvo como promedio un porcentaje de

prendimiento de 55%.

Soto (1995), realizo la determinación de sustratos para el enraizamiento de esquejes

de queñua (Polylepis incana HBK) de tres procedencias, el cual fue desarrollado en

los viveros de Arbolandino-Perú.

Olivera (1992), investigo la propagación asexual de especies nativas en Polylepis

sp.en el vivero de la Candelaria (Cochabamba-Bolivia) a los cinco meses de la

evaluación obtuvo un 60% de prendimiento.

En donde se llegaron a realizar bastante investigación respecto a la propagación de

Polylepis sp fue en Ecuador, seguido por Perú, de los cuales se cita a algunos, como

ser.

Facundo (2010), realizo el “Enraizamiento de esquejes y estacas de Yagual

(Polylepis Racemosa) sometidos a cinco tipos de sustratos en la zona la Libertad

Provincia del Carchi”, llegando a obtener un 91,5% de promedio en prendimiento a

los 120 días.

León (2008), realizo la “Propagación de dos especies de yagual (Polylepis incana y

Polylepis racemosa), utilizando dos enraizadores orgánicos y dos enraizadores

químicos en el Vivero forestal del Crea en el cantón y provincia del Cañar” Tesis,

Escuela Superior técnica de Chimborazo, Facultad Recursos Naturales, Riobamba-

Ecuador, quien obtuvo un 93,2% y 45,7% de prendimiento a los 120 días del estudio.

Estos son algunas de las investigaciones encontradas en otros países, como se

puede aseverar tienen muy buenos resultados con la propagación vegetativa.



2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN

2.13.1 Costos

Se define costo como la suma de valores de los bienes y servicios insumidos en un

proceso productivo, estos valores se pueden expresar a través de gastos,

amortizaciones e intereses. (Bachtold, 1982). La contabilidad de costos es una fase

de la contabilidad general, por medio de la cual se registran, analizan e interpretan

los detalles de los costos de material, mano de obra y gastos indirectos necesarios

para producir un artículo (Aguilar et al., 1994).

2.13.2 Costos fijos

Es la suma de las erogaciones que se realizan en una empresa en forma constante y

de manera forzosa, independientemente del volumen de producción o de que no se

produzca; como ejemplo se tienen la renta del local, depreciación de la maquinaria,

depreciación del equipo e instalaciones, impuestos y cargas sociales de los

trabajadores y otros gastos. Cuando más se produzca más baja el costo de

producción de cada unidad ya que los costos fijos se repartirán entre mayor número

de unidades. (Bachtold et al., 1987).

2.13.3 Costos variables

Son costos que, si se aumenta la producción aumentan, y si se disminuye la

producción, disminuye; es decir varían según como varia el volumen producido los

costos que varían al variar la producción son: los costos de los insumos,

remuneración del personal eventual contratado (si es para aumentar la producción o

despido si se quiere disminuir la producción), impuestos y cargas sociales de los

trabajadores eventuales contratados o despedidos, costos de algunos servicios como

luz y agua empleados directamente con la producción (Martínez et al., 1986).



2.13.4 Depreciación

Define a la depreciación, como el monto que se deprecia un bien por año, en el que

intervienen los factores como, costo inicial, costo final (10% del costo inicial), vida

útil, seguros intereses, (Martínez et al., 1986).

2.13.5 Costo total

Es la suma de los costos fijos, variables y semi variables, es decir todos los costos

de los insumos para la producción (Bachtold, 1982). Es la suma de los costos fijos

totales más los costos variables totales (Salvatore, 1982).



3. METODOLOGÍA

3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO

El presente trabajo se realizó en el vivero de la comunidad de Huancané, cantón

Huancané, del municipio de Batallas de la segunda sección de la Provincia Los

Andes del Departamento de La Paz (PDM, 2006).

3.1.1 Ubicación geográfica

Huancané se encuentra ubicado geográficamente entre los paralelos 16° 00’ y 16°

21’57’’ de Latitud Sur y 68° 13’ 15’’ y 68° 4’54’’ de Longitud Oeste y una altitud de

3800 msnm., a 65 km Nor oeste de la ciudad de La Paz y a 6 km de la población de

Batallas.

Fuente: Mapas Bolivia

Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas.



Fuente: Mapas Bolivia

Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané.



3.1.2 Características climáticas

Las características climáticas de la comunidad de Huancané presenta temperaturas

que oscilan entre - 4,3 a 16,6ºC a lo largo del año, con presencia de heladas, y una

media anual de 8ºC, con una precipitación pluvial de 480 mm con periodo de lluvias

de diciembre a febrero. El viento tiene dirección predominante del Norte a lo largo de

todo el año, las mayores velocidades se verifican en el periodo agosto-enero (8.2

Km./hora).Los mayores valores de humedad se verifican en el periodo de diciembre –

abril (periodo de lluvias con un porcentaje de 72.2%) y los valores de menor

humedad corresponden a los meses de junio y julio (46.4%).

3.2 MATERIALES

3.2.1 Material vegetativo

Para esta investigación se utilizaron 900 esquejes de queñua (Polylepis besseri) los

cuales se recolectaron de la comunidad de Tocopa, Provincia Manco Kapac, del

departamento de La Paz.

3.2.2 Herramientas y materiales

Picota

Pala

Rastrillo

Tijera de podar

Carretilla

Maderas

Fierro

Alambres

Malla milimétrica

Baldes

Regla

Flexo metro

Nylon negro

Regadera

Manguera

Formol

3.2.3 Materiales de gabinete

Cámara fotográfica

Libreta de campo

Equipo de computación

Tablero

Papel

Planillas para la toma de datos



METODOLOGIA

Preparación del sustrato y

desinfección

Determinación de áreas

de estudio.

ESTABLECIMIENTO DEL

EXPERIMENTO

Tratamiento de

estratificación

PREPARACIÓN DE

SUSTANCIAS ENRAIZADORAS Aplicación de

enraizadores

RECOLECCIÓN Y

SELECCIÓN DE ESQUEJES

Preparación del área de enraizamiento

Labores culturales

Evaluación del

experimento

TRASPLANTE DE

LOS ESQUEJES

3.2.4 Sustrato

Turba

Cascarilla de arroz

Arena corriente

Arena

3.2.5 Sustancias enraizadoras

Extracto de sauce ( 100 % pureza) - Agua (jugo) de coco ( 100 % pureza)

3.3 METODOLOGÍA



Establecimiento Elección del área de estudio del experimento

Para la evaluación del experimento se opto por una carpa de agrofilm de 250 micras,

debido a que se requiere temperaturas por encima de los 20ºC como lo recomienda

León (2008), el cual señala que una propagación de la queñua necesita

temperaturas ambiente de 30°C – 35°C.

Área de enraizamiento

El enraizado se lo realizo en platabandas de (6x1)m2, donde cada unidad

experimental constaba de un espacio de 1m2, cubiertas con mallas milimétricas todas

las platabandas, para evitar el exceso de radiación y mejorarla formación de brotes.

Donde se tuvo las siguientes dimensiones del área del experimento.

N° De platabandas : 3

Pasillos : 60 cm.

Largo de platabanda : 6 m.

Ancho de platabanda : 1 m.

Área de cada platabanda : 6 m2

Área total : 18 m2

Mendoza (2010), recomienda que para realizar el enraizamiento antes de la

introducción del sustrato se debe introducir5 cm. de arena corriente mas cascajo

para el drenaje y posteriormente colocarse el sustrato a una altura de 25 cm.

Para las platabandas lo que se llego a realizar primero fue la limpieza de los mismos

a una profundidad de 40 cm.

Sustratos

Preparación del sustrato y desinfección

Los medios de enraizamiento se han preparado con arena, cascarilla de arroz y

turba, luego se realizó el desmenuzado y tamizado con el propósito de eliminar los

terrones de mayor tamaño y de conseguir una mezcla homogénea.



Posteriormente también se procedió a realizar una desinfección térmica, en el caso

de la cascarilla de arroz, y en la turba se hizo la desinfección con formol (a un 20%

de mezcla con agua) para evitar la contaminación de posibles enfermedades, lo cual

se realizó por recomendaciones de Mendoza, (2010).

Posteriormente se realizó la mezcla de cada sustrato en una relación como se tiene:

Sustrato 1: (2 carretillas de turba, 1 carretilla de arena, 1 carretilla de cascarilla)

Sustrato 2: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de arena)

Sustrato 3: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de cascarilla)

Luego se hizo la distribución del sustrato en las platabandas, colocando antes grava

y arena a una altura de 10 cm, posteriormente se coloco el sustrato establecido para

cada tratamiento y por último se armo la semi sombra por platabanda teniendo la

siguiente estructura como se tiene en la figura 4.

Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de esquejes de queñua Polylepis besseri.

Selección, recolección y tratamiento de los esquejes

Los esquejes se recolectaron de la comunidad de Tocopa, del Municipio de

Copacabana, en el cual se seleccionaron arboles madre, los cuales mostraron estar

en buenas condiciones sanitarias, además que reunían las características fenotípicas

Malla

milimétrica

(semi sombra)

10 cm.

25 cm.

Arena y

grava

Sustrato

45 cm.



adecuadas (arboles madres con una altura mayor a dos metros y mayor presencia de

chichones, lo cual se notó desprendiendo el ritidoma), como lo recomienda Hoyos,

(2004). Se seleccionaron arboles sanos y vigorosos de aproximadamente 2,5 metros

de altura y se seleccionaron esquejes de aproximadamente 0.5 a 1 cm de diámetro y

15 a 25 cm de longitud y tres yemas foliares.

Por otra parte la extracción de esquejes debe realizarse con tijeras de podar o un

cuchillo limpio y afilado, (nunca deben arrancarse) el corte se lo realiza en el punto

de unión entre el esqueje y el tronco del que procede (Robinsón, 2001) Sin embargo

DFPA, (1991); manifiesta que teniendo la suficiente experiencia, la extracción

también se podrá realizar jalando firmemente el esqueje hacia abajo hasta ocasionar

su desprendimiento. El corte deberá ser en bisel o doble bisel.

Y así una vez terminada la selección y verificación, se procedió al corte de los

esquejes, con una tijera de podar, evitando rasgaduras y el corte se realizo en la

parte intermedia y terminal de cada árbol donde tenían mayor cantidad de chichones.

Los esquejes recolectados se colocaron en bolsas plásticas y regadas con

abundante agua para evitar la deshidratación de los mismos durante el transporte,

para posteriormente colocarse en agua durante 24 hrs, conforme a recomendaciones

de Hoyos (2004).

Esta recolección se realizó en el mes de julio según lo recomienda Aguirre (1998)

quien indica que se deben hacer las recolecciones entre los meses de mayo y

septiembre para la propagación en viveros.

Preparación de los esquejes

Según los técnicos de DFPA, (1991); una vez recolectados los esquejes se proceden

a selección por tamaño y es importante que se realice en el mismo lugar de

extracción. Luego, debe quitarse las hojas inferiores fisiológicamente maduras (flores

y frutos que tuviese el esqueje) y se retiene una o dos hojas superiores, dejando solo

el área apical, esta operación es necesaria para evitar que el esqueje pierda

humedad rápidamente (Gallego, 2001)



En base a la anterior información la preparación de los esquejes consistió en eliminar

una parte de las hojas, además se eliminaron todas las subramillas laterales, con el

fin de minimizar el potencial del tejido de pudrición bajo el sustrato y de minimizar la

transpiración foliar, dejando simplemente un par de hojas laterales y una yema

apical, de la misma manera se eliminó cuidadosamente la corteza (ritidoma) que

protege el tallo de los esquejes con la finalidad de facilitar el desarrollo de las raíces

preformadas (“chichones”), yemas adventicias y estos esquejes se cortaron a una

longitud de 10 a16 cm, según lo recomienda Callisaya(1999).

Tratamiento de estratificación

El tratamiento de estratificación consistió en colocar los esquejes en arena a una

humedad del estrato aproximada de 40%, para una estimulación de los esquejes,

haciendo amarros de 20 esquejes y colocándose inclinados en los hoyos durante 15

días, en un ambiente controlado.

Algunos autores como Padilla (1983), manifiestan que la arena de rio es un buen

sustrato, pero las plantas no pueden mantener mucho tiempo en las camas de recría

debido a que carece de reservas para nutrir a las plántulas.

Enraizadores

Preparación de enraizadores

Para el experimento se preparó dos sustancias que fueron seleccionadas debido a

que mostraron buenos resultados en otras investigaciones.

Para el caso del extracto de sauce se siguió el procedimiento de Condori, (2006), se

recolecto de ramas de sauce, para posteriormente molerse a una relación de 2,5

kilos de sauce en 4 litros de agua para luego dejarlo en un remojo de 24 hrs para que

tenga una mayor concentración.

En el caso del agua de coco se utilizaron 15 cocos y de cada coco se obtuvo 200 a

250 ml de agua obteniéndose un total de 3,5 litros.



Aplicación de enraizadores

Los esquejes fueron puestos en dos bañadores que contenían un enraizador

diferente (agua de coco y extracto de sauce), donde los tallos estuvieron a 5 cm de la

solución, para que recubran los “chichones” de la parte basal, dejando en los

enraizadores por 24 horas según Condori (2006) y Reynel et. al. (2002).

Trasplante de los esquejes

De acuerdo a Gallego (2001); los esquejes deben ser repicados en platabandas

según el tamaño. Se debe iniciar con los de mayor tamaño, así se evitará que al

crecer haya competencia entre ellos por la luz. Además deben repicarse muy juntos

para favorecer la conservación de la humedad.

Para el trasplante se utilizó un repicador según Hoyos (2004), con el cual se realizó

hoyos de aproximadamente 5 cm de profundidad para el anclado del esqueje de

manera inclinada debido a que los esquejes de Polylepis presentan una curvatura en

los tallos y así se sujetó de la parte superior y se presionó fuerte el sustrato para

evitar que queden espacios vacíos los cuales perjudicarían al enraizamiento.

Labores culturales

Las labores culturales fueron:

Riego: El riego se lo realizo cada día en las primeras dos semanas (las cuales

fueron para mantener una humedad adecuada) y luego se redujo a un día por medio.

Desmalezado: Se lo realizo a partir del 2do mes ya que no se presentaba malezas.

Toma de datos

En la investigación se tomaron datos del trabajo de investigación cada 30 días para

las diferentes variables, hasta los 90 días.



3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL

Para el estudio de investigación se utilizó el diseño completamente al azar con

arreglo factorial de dos factores con tres repeticiones (2x3), y una prueba de medias

de Duncan a un nivel de significancia del 5% (Ochoa 2007).

3.4.1 Factores

Los factores estudiados en la presente investigación fueron:

Cuadro 2. Factores de estudio evaluados en la propagación de queñua Polylepis besseri.

A = ENRAIZADORES B = SUSTRATOS

a1 = Agua de coco puro a2 = Extracto de sauce

b1 = turba(2 carretillas) + cascarilla de arroz(1 carretillas)+ arena(1 carretillas) b2 = turba(2 carretillas) +arena(2 carretillas) b3 = turba(2 carretillas)+cascarilla de

arroz(2carretillas)

3.4.2 Combinación factorial

Según la tabla de doble entrada como regla, se tiene cada combinación como un

tratamiento, de la factorial: 23 = 6 tratamientos con 3 repeticiones haciendo un total

de 18 unidades experimentales, donde el factor A es representado por dos

enraizadores naturales (extracto de sauce y jugo de coco) y tres tipos de sustrato

siendo estos el factor B.

Cuadro 3. Combinación factorial para cada unidad experimental.

SUSTRATO = B ENRAIZADORES=A

b1 b2 b3

a1 a1b1 a1b2

a1b3

a2 a2b1 a2b2

a2b3



Conforme a esto se tiene la siguiente combinación por unidad experimental:

a1b1 = (Agua de coco) + (turba2 + cascarilla de arroz1+ arena1)

a1b2 = (Agua de coco) + (turba2 +arena2)

a1b3 = (Agua de coco) + (turba2+cascarilla de arroz 2)

a2b1 = (Extracto de sauce) + (turba2 + cascarilla de arroz1+ arena1)

a2b2 = (Extracto de sauce) + (turba2 +arena2)

a2b3 = (Extracto de sauce) + (turba2+cascarilla de arroz 2)

3.4.3 Modelo lineal estadístico

El modelo lineal estadístico utilizado para el diseño completamente al azar fue el

siguiente:

Donde:

Yijk = Cualquier observación

= Media general

i = Efecto del i-ésimo nivel del factor A (enraizadores)

j = Efecto del j-ésimo nivel del factor B (sustratos)

ij)( = Efecto de interacción A B

ij = Error experimental

Εijkβ)ij(αβjαiμYijk



3.4.4 Croquis del experimento

Figura 6. Croquis del experimento

3.5 VARIABLES DE RESPUESTA

Para la cuantificación de los tratamientos descritos anteriormente se consideraron

las siguientes variables de respuesta que llegaron a responder a los objetivos

específicos ya que el porcentaje de prendimiento depende del enraizador y el

sustrato y asimismo para las demás variables que son dependientes del

prendimiento, y asimismo los resultados obtenidos.

3.5.1 Porcentaje de prendimiento

Para la evaluación del porcentaje de prendimiento se lo realizo a la conclusión de la

investigación que fue a los 90 días después del trasplante, por conteo simple y luego

se demostró en porcentaje las plantas vivas a la conclusión, utilizando la siguiente

fórmula.



100% NPT

NPVP

%P = Porcentaje de prendimiento

NPV= Numero de plantas vivas

NPT= Numero de plantas totales

3.5.2 Altura de esquejes

La altura se evaluó cada 30 días llegando hasta los 90 días después del transplante,

la medida fue tomada desde la superficie del sustrato hasta al ápice del tallo con la

ayuda de una regla. Para esta variable se hizo la medida del incremento de altura de

los esquejes (ya que no todos eran de la misma medida y para no tener errores al

inicio del trasplante de los esquejes se tomó la medida inicial de cada uno).

3.5.3 Número de hojas

El registro sobre el número de hojas se realizó mediante un conteo simple en el tallo

principal y de los brotes, el cual se realizó en intervalos de 30 días, hasta la

conclusión del experimento.

3.5.4 Número de brotes

Para la evaluación del número de brotes se recabo datos cada 30 días después del

trasplante, mediante un conteo simple.

3.5.5 Longitud de la raíz

A los 90 días de instalación del ensayo que fue la conclusión del estudio, se procedió

a medir con la ayuda de una regla desde la base del tallo hasta el ápice de la raíz

más larga, donde se midió a las muestras que sobrevivieron.

3.5.6 Determinación de los costos parciales

Para la determinación de costos de producción en la propagación de queñua, se

realizó un estimado de los costos fijos y costos variables en que se incurrió, para

poder determinar el costo total de cada planta obtenida.



Depreciaciones

Donde:

DP = Depreciación

CI = Costo Inicial

CF = Costo Final

VU = Vida Útil

Determinación del costo total

El costo total fue calculado mediante la suma de los costos fijos y los costos

variables, utilizando la siguiente fórmula:

Donde:

CT = Costo total

CVT = Costo variable total

CFT = Costo fijo total



4. RESULTADOS Y DISCUSIONES

Para esta investigación, propagación vegetativa de esquejes de queñua , como es de

conocimiento respecto a esta especie forestal, no existen muchas investigaciones y

técnicas de propagación en nuestro país, en este estudio por lo cual en busca de

mejores y buenos resultados se utilizó dos enraizadores naturales y tres tipos de

sustratos, en donde se llegó a considerar las variables: porcentaje de prendimiento,

altura de planta, numero de hojas, numero de brotes, longitud de la raíz y costos

parciales de producción por planta, los cuales de una manera llegaron a responder la

investigación llegando a obtener los siguientes resultados.

4.1 Evaluación de los sustratos utilizados en la investigación

El análisis de suelo para cada sustrato se realizó en el laboratorio del Instituto

Boliviano de Ciencia y Tecnología Nuclear I.B.T.E.N. Los resultados y su

interpretación se muestran a continuación.

Cuadro 4. Resultados de análisis de los sustratos evaluados en la propagación

vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri.

Parámetro Unidad Sustrato (S1)

Sustrato (S2)

Sustrato (S3)

Nitrógeno total %N 0,334 1,271 0,344

Fosforo %P 0,072 0,128 0,077

Potasio %K 0,043 0,143 0,031

Carbono orgánico % 6,333 25,462 5,065

Calcio %Ca 0,233 0,667 0,214 Magnesio %Mg 0,090 0,146 0,107

Sodio %Na 0,017 0,039 0,016

Cobre Ppm 5,633 4,651 5,598

Zinc Ppm 49,917 64,404 53,904

Manganeso Ppm 121,667 197,189 118,439

Hierro % 0,343 0,412 0,361

pH en agua 1:5 - 7,89 7,76 7,70

Conductividad eléctrica en agua 1:5

mS/cm 0,315 0,835 0,282

Materia orgánica % 2,97 3,48 3,01 Humedad % 29,16 68,89 29,01

Materia seca % 70,84 31,11 70,99

Fuente: (IBTEN) Instituto Boliviano de Ciencia y Tecnología Nuclear



Según Ayala (2009), la preparación de un suelo es dotarlo de buenas propiedades

físicas, en especial la aireación. Entre un suelo arcilloso y otro arenoso.

Así es que Rodríguez et al.(2000), indica que es importante conocer el pH porque

este valor permite tener una idea sobre el grado de disponibilidad de los nutrientes

minerales en el suelo, y respecto a los resultados de los análisis de los sustratos el

pH se encuentra en los rangos aceptables.

Los nutrientes detectados en el sustrato que se indican en el cuadro 4, tiene

importancia ya que estos ayudan de gran manera a la disponibilidad de los nutrientes

y a la asimilación de la misma.

Respecto a los elementos identificados mencionamos que el nitrógeno según Chilon

(1997), es un componente esencial de la clorofila, el fosforo es un componente

esencial del material energético, además favorece la división celular e intensifica el

crecimiento radicular, el zinc de igual manera cumple una función de la producción

de auxinas en las hojas que ayudan a la formación de raíces.

Las principales diferencias que se observan entre los sustrato responden a los

siguientes parámetros evaluados: pH, potasio, conductividad eléctrica, materia

orgánica, nitrógeno total y fosforo asimilable hecho que se puede justificar la

diferencia de los rendimientos encontrados entre las diferentes variedades en

estudio.

Chilón (1997), indica que en un sustrato-suelo para la producción y desarrollo de

plantas debe tener un contenido bueno de materia orgánica, lo cual en un rango de 2

a 4% es un buen contenido.

Con relación a los nutrientes, un exceso de nitrógeno se traduce en una mayor

sensibilidad a las enfermedades y el incremento de brotes axilares. El fosforo es

esencial sobre todo en la primeras fases de desarrollo, ya que potencia el desarrollo

de las raíces. El potasio mejora el aspecto y aumenta el vigor de las plantas su

carencia ocasiona la formación de tallos débiles de escasa consistencia (Zuñiga et

al., 2004).



4.2 Porcentaje de prendimiento

En el Cuadro 5, de análisis de varianza para la variable porcentaje de prendimiento,

se determinaron efectos altamente significativos (P<0.05), y el coeficiente de

variación alcanza al 6,21%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto

al factor en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se

encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.

Cuadro 5. Análisis de varianza para el porcentaje de prendimiento en la propagación

de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.

FV GL SC CM FC P(5%) Signif.

Enraizador(A) 1 672,22 672,22 81,76 0,0001 **

Sustrato(B) 2 461,77 230,885 28,08 0,0001 **

Enr*sust(A*B) 2 19,11 9,555 1,16 0,3457 NS

Error 12 98,66 8,2216667

TOTAL 17 1251,76

*(Significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)

CV=6,21%

En el análisis de varianza se observa efectos altamente significativos para los dos

factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B),lo cual nos indica que entre

enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron y

tuvieron influencia en el porcentaje de prendimiento así mismo el sustrato tuvo un

comportamiento propio en el desarrollo de la planta, coadyuvando en su desarrollo

de forma independiente; y en las interacciones de los factores A*B

(enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.

Para esta variable que es el porcentaje de prendimiento cabe destacar que se llego a

considerar a la conclusión del estudio que fue a un lapso de 90 días después del

plantío.



Prueba de promedios para enraizador

En la figura 7, se muestra la prueba de promedios de rango múltiple de Duncan

(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable porcentaje de prendimiento,

donde la comparación secuencial para el porcentaje de prendimiento promedio para

los dos enraizadores, extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud

mínima significativa (AMS) viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que

denotan que promedios unidos por la misma letra no son significativamente

diferentes.

Figura 7. Comparación de medias para enraizadores en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri.

El análisis para la variable porcentaje de prendimiento (Tabla 4), presenta diferencia

estadísticamente significativas, por lo cual se procedió a la prueba de medias.

Realizada la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que existen diferencias

estadísticas significativas, entre los enraizadores aplicados Extracto de sauce y Agua

de coco. En la figura 7, nos muestra que el enraizador que presento mayor

porcentaje de prendimiento a la conclusión del estudio, fue el Extracto de sauce

alcanzando un 52,22% y el Agua de coco 40,00% que registro menor porcentaje de

prendimiento, el cual se presume fue debido a distintos factores, uno de ellos fue el

registro de muy bajas temperaturas, y otro factor que pudo influir en el porcentaje de

propagación fue al ataque del hongo Fusarium oxisporum, ya que se encontró

52,22%

40,00%

0

10

20

30

40

50

60

Extracto de sauce Agua de coco

%

Pre

nd

imie

nto

Enraizadores

b

a



esquejes que tenían un necrosamiento en la parte de la base del tallo, como es

característico de este hongo.

Conforme a lo obtenido se puede establecer que los resultados obtenidos para el

porcentaje de prendimiento están en un rango aceptable, ya que en nuestro país no

existe muchos estudios relevantes respecto a esta especie, así también no existe

métodos y técnicas adecuadamente establecidas que ayuden a obtener un mejor

porcentaje, como menciona Condori (2006), en la propagación de Arce nagundo

obtuvo un porcentaje de prendimiento del 40% a 80% con la aplicación del extracto

de sauce y de un 30% a 70% con agua de coco, otros estudios realizados de

propagación de queñua tenemos, Hoyos (2004), obtuvo un 55% de prendimiento con

la aplicación de ANA (acido naftalacetico) en la propagación de Polylepis tarapacana,

León (2009), a los 90 días obtuvo un porcentaje de prendimiento de 91,3% en

Polylepis racemosa y 45,9% en Polylepis incana, además obtuvo un mayor

porcentaje de prendimiento de 75,6% con la aplicación de enraizador té de estiércol.

Al respecto Reynel, et. Al. (2002) mencionan que con la aplicación de agua de coco

en la propagación de Huaranguillo (acacia horriacidda) se obtuvo un porcentaje de

sobrevivencia de 35,6% a 56,5%.

Según Padilla y Murillo (2005) citado por Ríos (2011), para lograr un adecuado

enraizamiento de las estacas, esquejes es necesario establecer un vivero en un lugar

que permita obtener los tres factores principales; a) reducción en la actividad

fotosintética, b) humedad relativa alta (>80 a 90%) y un buen manejo de estrés

hídrico, y c) una temperatura ambiente entre 30 y 35 °C.

En la presente investigación los porcentajes de prendimiento obtenido pueden

deberse a que las variaciones del factor climático como ser la temperatura y la

humedad relativa varían con relación a cada año, además de variar con el lugar

donde se realizó la propagación, ya que las investigaciones mencionadas en su

mayoría fueron en Ecuador en donde presentan condiciones climáticas muy

diferentes al altiplano norte de nuestro país y además de tener gran diversidad de

investigaciones realizadas.



Además se alude a que se pudo obtener estos resultados debido a que no existen

técnicas establecidas para la propagación y manejo de la queñua en nuestro país y

departamento.

Prueba de promedios para sustrato


(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable porcentaje de prendimiento,

donde la comparación secuencial porcentaje de prendimiento promedio para los tres

sustratos, S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2

Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por

las letras minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma

letra no son significativamente diferentes.

Figura 8. Comparación de medias para sustrato en el porcentaje de prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri.

Donde se puede apreciar que el S2 es más eficiente al presentar un porcentaje de

prendimiento de 52,67%, el S1 con un 45,33% a diferencia del S3 que obtuvo un bajo

porcentaje de prendimiento de 40,33%.

En la presente investigación se buscó utilizar el sustrato más adecuado para una

mayor propagación y buscando características como indica Castañeda (1994)

52,67

45,33

40,33

0

10

20

30

40

50

60

SUST 2 SUST 1 SUST 3

%

Pre

nd

imie

nto

Sustratos

c b

a



mencionado por Condori (2006) señala que hay medios y mezclas que se usan como

sustrato y tienen propiedades en común, las cuales son esenciales para una planta:

un medio consistente y denso para que las estacas y/o esquejes permanezcan en su

lugar durante el enraizado, retentivo en humedad, que no necesite ser regado con

demasiada frecuencia, debe ser poroso, de modo que el exceso de agua se drene,

permitiendo una duración adecuada, libre de hierbas, nematodos y patógenos, debe

tener un pH adecuado para que la estaca se pueda propagar.

Al respecto de acuerdo a Calderón 2005, citado por Facundo (2010) las

características físicas de los sustratos son de gran importancia para el normal

desarrollo de la planta, pues determinan la disponibilidad de oxígeno, la movilidad del

agua y la facilidad para la penetración de la raíz.

Facundo (2010), en la propagación de Polylepis incana obtuvo un 97,6% de plantas

viables con el sustrato (tierra de paramo) resultó mayor a los demás sustratos

mientras que el sustrato (tierra de páramo + cascajo + estiércol bovino) con 95,1 %

de viabilidad fue menor a los demás. Al respecto Cruz (1999) obtuvo un promedio de

76,12% de sobrevivencia con un sustrato (2 Tierra agrícola:2 Estiércol ovino y

2Turba) y con un sustrato en alta concentración de estiércol obtuvo 47,68% de

prendimiento en la propagación de Polylepis racemosa.

En esta investigación realizada se puede aseverar que se obtuvo el porcentaje de

prendimiento de 52, 66% por las condiciones edáficas que tuvo el sustrato

(2Turba:2Arena), 45,33% (2Turba:1Cascarilla:1Arena), y 40,33% con (2Turba:2

Cascarilla), en el S3 se obtuvo un menor porcentaje debido a que el sustrato era muy

suelto y no anclaba de manera adecuada las raíces.

Por su parte el menor porcentaje de prendimiento puede ser atribuido a la pudrición

provocada por el hongo Fusarium oxisporum. Al respecto Cedeño, 2001 citado por

Tovar 2008 menciona que la especie fitopatógeno ocasiona pérdidas importantes en

la mayoría de las plantas perennes y anuales encontrándose entre las enfermedades

más comunes causadas por este fitopatógeno como también el llamado damping-off

o caída de las plántulas. al respecto León (2008) indica que para la propagación de



queñua se requiere que el sustrato tenga temperaturas promedio de 20°C a 15 °C y

una temperatura ambiente de 30°C – 35°C, lo cual fue difícil de controlar en la

presente investigación, debido a las características climáticas de la región. .

4.3 Altura de planta

En el Cuadro 6, de análisis de varianza para la variable altura de la planta, se

determinaron efectos significativos (P<0.05), y el coeficiente de variación alcanza al

9,75%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor en estudio,

lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se encuentran dentro

del rango permitido menores a 30%.

Cuadro 6. Análisis de varianza para la variable altura en la propagación de queñua

Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.


Enraizador(A) 1 36,52 36,52 28,48 0,0002 *

Sustrato(B) 2 21,78 10,89 8,49 0,005 *

Enr*Sust(A*B) 2 5,45 2,725 2,12 0,1622 NS

Error 12 15,39 1,2825

TOTAL 17 79,14

*(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)

CV=9,75%

En el análisis de varianza se observa efectos significativos para los dos factores de

estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que entre

enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron

en la altura y desarrollo de la planta así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre

la raíz coadyuvando en su desarrollo de forma independiente; y en las interacciones

de los factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.



(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable altura de planta, donde la



comparación secuencial altura de planta promedio para los dos enraizadores,

extracto de sauce y agua de coco, respecto a la amplitud mínima significativa (AMS)

viene representada por las letras minúsculas “a” y “b”, que denotan que promedios

unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

Figura 9. Comparación de medias para enraizadores en el incremento de altura de los esquejes de Polylepis besseri.

Se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente al

presentar un incremento de altura de 13,03 cm a diferencia del agua de coco que

obtuvo un incremento de 10,19 cm.

Conforme a la figura 9,se menciona que durante el ciclo del trabajo, el crecimiento

fue de forma ascendente, en donde los tratamientos a2b2 en las tres repeticiones

obtuvo una mayor altura seguido de los tratamientos a2b1, el cual se asume que por

efecto del enraizador que es el extracto de sauce por contener una mayor

concentración de auxinas, al respecto Bidwell(1979) mencionado por Condori (2006),

señala que por la distribución basipetala de las auxinas forman raíces en el extremo

basal y tallo en el extremo apical, y la misma implica en la formación de órganos,

división y alargamiento celular, dominancia apical y síntesis de proteínas.

13,04

10,19

0

2

4

6

8

10

12

14


Inc

rem

en

to d

e a

ltu

ra (

cm

)

Enraizadores

b a





(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable altura de planta, donde la

comparación secuencial altura de planta promedio para los tres sustratos, S1

(2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2 Cascarilla),

respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene representada por las letras

minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma letra no

son significativamente diferentes.

Figura 10. Comparación de medias para sustrato en el incremento de altura de la propagación de esquejes Polylepis besseri.

Respecto a la figura se aprecia que el S2 fue más eficiente al presentar un promedio

en el incremento de altura de 13,12 cm, el S1 con un 11,19 cm a diferencia del S3

que obtuvo un promedio de 10,52 cm.

Respecto al enraizamiento Hartmann H. y Kester D. (1999) mencionan que las

estacas de muchas especies de plantas enraízan con facilidad en una gran

diversidad de medios, pero en aquellas que lo hacen con dificultad puede tener gran

influencia el tipo de medio de enraíce que se use no solamente en el porcentaje de

estacas enraizadas sino también en el sistema radicular formado. Igualmente Padilla,

(1985); indica que cuando el medio de enraíce (sustrato) es ligero, suelto,

13,12

11,19 10,52

0

2

4

6

8

10

12

14


Inc

rem

en

to d

e la

alt

ura

(c

m)

Sustratos

b b a



esterilizado, de temperatura abrigada y con humedad permanente, pero no excesiva

se logra una rápida formación de raíces.

Sin embargo Gallego, (2001); afirma que "manteniendo una humedad adecuada y

una temperatura correcta y constante, los esquejes enraizarán en cualquier sustrato.

No obstante el medio de enraíce (sustrato) es muy importante ya que puede influir en

las características de raíces formadas, en algunos casos pueden dar origen a raíces

largas no ramificadas, y en otras pueden ser ramificadas, delgadas y flexibles.

(Donahue, 1987 citado por Hoyos 2004).

Conforme a los datos obtenidos en el incremento de altura en los tres diferentes

sustratos podemos decir que se encuentran en los rangos de incremento adecuados,

al respecto Soto (1995) obtuvo un incremento de altura de 8cm con un sustrato de

arena en la propagación de Polylepis incana y un incremento de 14,8 cm con

sustrato arboleda (3Tierra agrícola:2Tierra negra: 2Estiercol:3Arena). Al respecto

León (2008) obtuvo un incremento de altura de 10,5 cm en Polylepis racemosa y

5,98 cm en Polylepis incana a los 90 días de propagación.

4.4 Número de hojas

En el Cuadro 7, de análisis de varianza para la variable número de hojas, se





Cuadro 7. Análisis de varianza para la variable número de hojas en la propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.

FV GL SC CM FC P(5%) Signifi.

Enraizador(A) 1 0,8106 0,8106 13,13 0,0035 *

Sustrato(B) 2 2,7291 1,36455 22,10 <,0001 **

Enr*Sust(A*B) 2 0,2454 0,1227 1,99 0,1796 NS

Error 12 0,7408 0,06173333

TOTAL 17 4,5259

*(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo) CV=3,076%



En el análisis de varianza se observa efectos significativos para los dos factores de

estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que entre

enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores favorecieron

en el número de hojas así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre el desarrollo

en el número de hojas de forma independiente; y en la interacciones de los factores

A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.



(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de hojas, donde la

comparación secuencial número de hojas promedio para los dos enraizadores,


viene representada por las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que

promedios unidos por la misma letra no son significativamente diferentes.

Figura 11.Comparación de medias para enraizadores en el número de hojas de los esquejes de Polylepis besseri.

Se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue más eficiente al

presentar un número de hojas de 8,30 a diferencia del agua de coco que obtuvo 7,86

hojas, lo cual se presume fue al contenido de auxinas en el extracto de sauce que

aporto al desarrollo de las hojas.

8,30

7,86

7,6

7,7

7,8

7,9

8

8,1

8,2

8,3

8,4


Nú

mero

de h

oja

s

Enraizadores

a

b



Al respecto, Harttman y Kester (1999), mencionan que la presencia de hojas en las

estacas ejerce una gran influencia estimulante sobre al iniciacion de raices

adventicias, ademas de que las hojas son los productores de la fotosintesis

(carbohidratos) y tambien son grandes productores de auxinas que son

transportadas a traves del floéma a la base de la estaca de manera natural y otras

sustancias que tambien ayudan a la formacion de raices y asi el desarrollo de la

planta.

Ademas cabe destacar que la longitud de los esquejes tambien son influyentes para

la formacion de hojas como menciona Yañez (2011), indica que las estacas de mayor

longitud tiene mayor cantidad de reservas y energia, en esta investigacion como se

menciono anteriormente se utilizo estacas de 10 a 20 cm de longitud y los de mayor

longitud son los que obtuvieron mayor numero de hojas.

Respecto a la variable evaluada podemos mencionar que la cantidad de hojas

obtenidas en los tratamientos de 8,30 con el extracto de sauce es un buen resultado

ya que al respecto Hoyos (2004) menciona que con AIB (acido indol butirico) en la

propagacion de Polylepís tarapacana obtuvo un promedio de número de hojas de

6,25.



(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de hojas, donde la

comparación secuencial número de hojas promedio para los tres tipos de sustratos,

que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2


las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma




Figura 12. Comparación de medias para sustrato en el número de hojas en la propagación de los esquejes de Polylepis besseri.

Para el número de hojas se puede apreciar que se tiene dos grupos diferenciados

estadísticamente significativos, en el primer grupo están los sustratos S2 y S1 dentro

los que no hubo mucha diferencia ya que el promedio obtenido en ambos fue de 8,39

y 8,31 hojas respectivamente, los cuales resultaron ser más eficientes con relación al

grupo dos que contempla al sustrato S3 con el que se obtuvo 7,52 hojas en

promedio.

Conforme a la prueba de medias obtenidas con relación al sustrato se menciona que

son buenos resultados obtenidos, al respecto Cruz (1999) en la propagación de

Polylepis incana obtuvo un número de hojas de 9,67 a 11,05 y Hoyos (2004), indica

que en la propagación de Polylepis tarapacana con el sustrato sajama obtuvo un

numero de hojas de 6,8 a 9,05 de promedio.

4.5 Número de brotes

En el Cuadro 8, de análisis de varianza para la variable número de brotes, se





8,39 8,31

7,52

7

7,2

7,4

7,6

7,8

8

8,2

8,4

8,6


Nu

me

ro d

e h

oja

s

Sustratos

b

a a



Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable número de brotes en la propagación

de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustrato.


Enraizador(A) 1 0,0098 0,0098 0,46 0,5084 NS Sustrato(B) 2 0,3693 0,18465 8,76 0,0045 * Enr*Sust(A*B) 2 0,0057 0,00285 0,14 0,8749 NS Error 12 0,253 0,02108333

TOTAL 17 0,6378

*(significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)

CV=6,28%

En el análisis de varianza se observa efectos significativos para el factor sustrato (B),

donde cada sustrato tuvo una influencia en la formación de brotes de forma

independiente y para el factor de estudio enraizador (A), y en la interacciones de los

factores A*B (enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.



(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de brotes, donde la

comparación secuencial número de brotes promedio para los dos enraizadores,




Figura 13. Comparación de medias para enraizadores en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.

2,33

2,29

2,27

2,28

2,29

2,3

2,31

2,32

2,33

2,34


Nú

me

ro d

e b

rote

s

Enraizador

a

a



En la figura 13 no se muestran diferencias significativas para el número de brotes ya

que la diferncia obtenida es minima siendo 2,33 brotes con la aplicación de el

extracto de sauce y de 2,29 brotes con la aplicación de agua de coco.

En base a estos resultados obtenidos se menciona que son datos que se encuentran

dentro el rango conforme a otras investigaciones de propagacion de Polylepis, al

respecto, León (2008), menciona que en la propagacion de Polylpepis racemosa

obtuvo un promedio en número de brotes de 2,3 con la aplicación de té de estiercol y

1,25 brotes con Romots.

Facundo (2010), en la propagacion de Polylepis incana obtuvo un promedio de 2,4

brotes por planta. En cambio Lamaico (2011), obtuvo 1,13 y 2,23 con la aplicación de

ANA en la propagacion de Polylepis incana Khunt. Con lo mencionado podemos

decir que los datos obtenidos en el numero de brotes se encuentra dentro de un

rango aceptable ya que son buenos resultados respecto a la variable evaluada.

Conforme a los resultados obtenidos Harttman y Kester (1999) indican que el

crecimiento del brote es resultado de la expansión celular que depende de la

plasticidad en la pared celular, además de indicar buenos resultados de

enraizamiento en la planta, ya que es en donde se tiene contenidos de hormonas de

manera natural que ayudan al enrizamiento de la planta.



(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable número de brotes, donde la

comparación secuencial número de brotes promedio para los tres tipos de sustratos,

que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2 (2Turba:2Arena) y S3 (2Turba:2


las letras minúsculas “a”, “b” y “c”, que denotan que promedios unidos por la misma




Figura 14. Comparación de medias para sustrato en el número de brotes obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri.

Después de realizar la prueba de Duncan, se observan dos grupos claramente

diferenciados, entre los que existen diferencias significativas; un grupo formado por

S2 y S1 que obtuvieron 2,46 y 2,36 brotes en promedio, no existiendo diferencias

estadísticamente significativas entre si y el otro grupo por el sustrato S3 con 2,11

brotes en promedio.

Para Facundo (2010), el sustrato no es muy influyente para el número de brotes en la

propagacion de queñua, tambien menciona que con (tierra de páramo + cascarilla +

turba) se obtiene 2,5 brotes/plántula, el menor número de brotes obtuvo el

tratamiento con el material vegetativo esquejes en el sustrato (tierra de paramo +

arena + bagazo de caña) que alcanzó 1,2 brotes por planta en la propagación de

Polylepis incana. Al respecto se menciona que en la investigacion realizada con la

aplicación de los diferentes sustratos el número de brotes/planta obtenidos son

buenos resultados respecto a otras investigaciones realizadas.

4.6 Longitud de Raíz

En el Cuadro 9, de análisis de varianza para la variable longitud de raíz, se

determinaron efectos altamentesignificativos (P<0.05), y el coeficiente de variación

alcanza al 2,43%, aspecto que fortalece la inferencia de la misma respecto al factor

2,46

2,36

2,11

1,9

2

2,1

2,2

2,3

2,4

2,5


Nú

me

ro d

e b

rote

s

Sustratos

b

a a



en estudio, lo cual indica que los datos cumplen con los requerimientos y se

encuentran dentro del rango permitido menores a 30%.

Cuadro 9. Análisis de varianza para la variable longitud de raíz en la propagación de

queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y sustratos.


Enraizador(A) 1 23,16 23,16 471,05 0,0001 **

Sustrato(B) 2 10,16 5,08 103,32 0,0001 **

Enr*Sust(A*B) 2 0,19 0,095 1,93 0,1859 NS

Error 12 0,59 0,0491667

TOTAL 17 34,1

*(Significativo), * *(altamente significativo), NS (no significativo)

CV=2,43%

En el análisis de varianza se observa efectos altamente significativos para los dos

factores de estudio, enraizadores (A), tipo de sustrato (B), lo cual nos indica que

entre enraizadores existen diferencias significativas donde los enraizadores tuvieron

una acción independiente, favoreciendo en la estimulación y aceleraron la formación

de las raíces así mismo el sustrato tuvo una influencia sobre la raíz coadyuvando en

su desarrollo de forma independiente; y en la interacciones de los factores A*B

(enraizadores*sustrato) no influyeron de forma significativa.



(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable longitud de raíz, donde la

comparación secuencial para la longitud de raíz promedio para los dos enraizadores,






Figura 15. Comparación de medias para enraizadores en la longitud de raíz de los esquejes de Polylepis besseri.

Mediante la figura 15, se puede apreciar que la aplicación del extracto de sauce fue

más eficiente para la longitud de la raíz obteniendo un promedio de 10,25 cm a los

90 días, a diferencia de los tratamientos con agua de coco que obtuvieron 7,98 cm

de longitud en promedio.

Para la formacion de las raices es muy importante el contenido de auxinas, como

menciona Hartmann y Kester (1999), las plantas poseen de manera natural auxinas

en las yemas y hojas, las cuales son transportadas.

Para la longitud de la raiz existen variaciones que son principalmente por influencia

de los enraizadores naturales, donde se supone que a traves de la aplicación de

estas por la mayor concentracion de auxinas y giberelinas en el extracto de sauce y

agua de coco ya que estas son principales para el enraizamiento.

Se deduce que el extracto de sauce y agua de coco tienen algunas auxinas naturales

y que estas se transportan dentro de las plantas por distintas rutas, y en tallos de

crecimiento el transporte de las auxinas es mas rapido hacia las raices que a los

apices del tallo. Al respecto Hartmann y Kester (1999) indican que el sauce en sus

yemas forma unas sustancias de tipo hormonal y que estimulan la formacion de

raices.

10,25

7,98

0

2

4

6

8

10

12


Lo

ng

itu

d d

e r

aiz

(c

m)

Enraizadores

b

a



Respecto a los enraizadores Condori (2006), en la propagacion de Arce nagundo

obtuvo una longitud de raiz de 9,8 cm con la aplicacion de extracto de sauce y 9,06

con agua de coco, asimismo Leon (2008) en la propagacion de dos especies de

Polylepis racemosa e incana con la aplicación de té de estiercol obtuvo una longitud

de 8,8 cm y 7,4 cm con la aplcacion de Roomots.

Por lo que se menciona que Los 10,25 cm de largo de la raiz son aceptables ya que,

según ILCE (2011) es conveniente que el sistema radicular se presente bien

desarrollado, lo que permite obtener plantas con buen vigor y listas para el trasplante

al sitio definitivo.



(P<0.05) y dispersión correspondiente a la variable longitud de raíz, donde la

comparación secuencial para la longitud de raíz promedio para los tres tipos de

sustratos, que fueron; S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), S2(2Turba:2Arena) y

S3(2Turba:2 Cascarilla), respecto a la amplitud mínima significativa (AMS) viene

representada por las letras minúsculas “a”. “b” y “c”, que denotan que promedios


Figura 16. Comparación de medias para sustrato en la longitud de raíz de la propagación de esquejes Polylepis besseri.

10,06

9,06 8,22

0

2

4

6

8

10

12


Lo

ng

itu

d d

e r

aiz

(c

m)

Sustratos

c b

a



Realizando la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que existen diferencias

significativas entre los tres sustratos, y se puede apreciar que el S2 resulto ser más

eficiente al presentar un promedio mayor en la longitud de la raíz de 10,06 cm a

diferencia de los sustratos S1 que obtuvo un promedio de 9,06 cm y S3 un promedio

de 8,22 cm en la longitud de la raíz.

Conforme a los resultados obtenidos en la investigación Infojardin (2008), afirma que

el tamaño de raíces es directamente proporcional a la calidad de la estructura del

sustrato donde se puede ver efectos de compactación en el sistema radicular por lo

tanto “raíces largas y gruesas, sustrato más grueso, raíces cortas y finas, sustrato

más fino”.

En cambio Urrestarazo, (2006) citado por Facundo (2010), sostiene que las turbas

tienen excelentes propiedades físicas y químicas permitiendo mayor crecimiento

rápido de las raíces, retienen nutrientes cerca de las raíces y permiten una menor

frecuencia de riego, lo cual se asevera al obtener una longitud de raíz de 10,06 cm y

9,06 cm con los, S2 (2Turba:2Arena) y el S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena) los cuales

tienen un buen porcentaje de turba que es el que obtuvo mayores resultados

Respecto a esta variable de estudio otros autores indican haber obtenido una

longitud de raíz de 5,32 cm a 15,50 cm de promedio obteniendo un mejor resultado

con un sustrato de (2Turba:2Estiercol:2Tierra agrícola) en la propagación de

Polylepis incana, Cruz (1999). Facundo (2010) con un sustrato constituido por (tierra

de paramo + cascajo + estiércol bovino) marcó una longitud promedio de raíces de

15,4 cm, valor que diferenció de los otros sustratos como (tierra de páramo + pomina

+ humus) que con 9,4 cm resultó menor a las demás, esto en la propagación de

Polylepis incana.

4.7 Análisis general de las variables de estudio

En base al cuadro 10, donde se relaciona de manera general todas las variables de

repuesta, se deduce que en las variables; porcentaje de prendimiento, altura de

planta, número de hojas y longitud de raíz los enraizadores tuvieron un



comportamiento propio uno del otro y además cabe destacar que para las variables

mencionadas el extracto de sauce tuvo un mejor comportamiento en el desarrollo de

las plantas así como en la formación de la raíz. Para la variable número de brotes

los enraizadores no tuvieron un efecto estadísticamente significativo, es decir que no

se obtuvo diferencias de un enraizador al otro.

Cuadro 10.Relación entre todas las variable de estudio consideradas en la

propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri.

FV

Cuadrados medios

Porcentaje de

prendimiento

P (5%) Altura

de planta

P (5%) Número de hojas

P (5%) Número

de brotes

P (5%) Longitud

de raíz P (5%)

Enraizador(A) 672,22 0,0001 36,52 0,0002 0,8106 0,0035 0,0098 0,5084 23,16 0,0001

Sustrato(B) 230,885 0,0001 10,89 0,005 1,36455 <,0001 0,18465 0,0045

5,08 0,0001

Enr*sust(A*B) 9,555 0,3457 2,725 0,1622 0,1227 0,1796 0,00285 0,8749 0,095 0,1859

Error 8,221666 1,2825 0,0617333 0,02108333 0,0491667

CV % 6,21 9,75 3,076 6,28 2,43

En el caso de los sustratos si se presentó diferencias significativas para cada una de

las variables que se tiene en el cuadro 9, y conforme a los resultados obtenidos se

menciona que el sustrato S2 (2Turba:2Arena) tuvo mejores resultados seguido del

sustrato S1 (2Turba:1Cascarilla:1Arena), y por último se tuvo al sustrato S3

(2Turba:2 Cascarilla), lo cual puede aseverarse al contenido de la turba ya que tiene

un buen contenido de materia orgánica.

Además cabe destacar que en todas las variables de estudio contempladas en el

cuadro los coeficientes de variación se encuentran dentro de los rangos aceptados,

es decir que son menores al 30%.

4.8 Análisis de costos parciales para la producción de plantines de

queñua

Se realizó un análisis de los costos parciales, sobre la producción de plantines de

Polylepis besseri mediante la propagación vegetativa, donde en los costos variables



se llegaron a considerar la preparación de los enraizadores (mano de obra), tipos de

sustratos, desinfección del sustrato, material vegetal, etc.

Cuadro 11. Costos totales de producción por tratamiento para 150 plantines de

Queñua (Polylepis besseri) expresado en (Bs).

Costos totales

Tratamientos

Agua de Coco + S1

Agua de Coco + S2

Agua de Coco + S3

Extracto de Sauce + S1



Costo activo 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08

Costos Fijos 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08

Costos Variables 451,28 445,28 433,28 420,24 414,24 402,24

Costos totales 493,36 487,36 475,36 462,32 456,32 444,32

Nº de esquejes 150,00 150,00 150,00 150,00 150,00 150,00

Bs/Esqueje 3,29 3,25 3,17 3,08 3,04 2,96

Porcentaje de prendimiento 40,7 46,0 30,7 50,0 59,3 41,3

Número de plantas vivas 61,0 69,0 46,0 75,0 89,0 62,0

Precio de los plantines 6,0 6,0 6,0 6,0 6,0 6,0

Ingreso neto 366,0 414,0 276,0 450,0 534,0 372,0

B/C 0,7 0,8 0,6 1,0 1,2 0,8

A. C + S1 = Agua de Coco + Sustrato (Turba + Arena + Cascarilla de arroz) A. C + S2= Agua de Coco + Sustrato (Turba + Arena) A. C. + S3 = Agua de Coco + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz) E. S. + S1= Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Arena + Cascarilla de arroz) E. S. + S2 = Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Arena) E. S. + S3 = Extracto de Sauce + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz)

Conforme al Cuadro 11, se observan los costos de producción para 150 esquejes,

teniendo la evaluación por tratamiento con decremento del 10% con el fin de

eliminarla sobre estimación del producto, de acuerdo a las recomendaciones del

CIMMYT (1988).

En el mismo cuadro se observan los diferentes enraizadores y sustratos utilizados en

el experimento, donde expresa el costo de producción por plantín, respecto al tipo de

enraizador y sustrato.

Para producir un plantin de queñua utilizando agua de coco y el sustrato S3 (A.C.+

S3), se obtuvo un costo de 3.17 Bs/plantin, siendo este el costo más bajo con la

aplicación de agua de coco, a diferencia de la producción con (A.C.+ S2) se tiene un



costo de 3.29 Bs/plantin siendo el costo más mayor, y con respecto al uso del

extracto de sauce con el (E.S + S3) se obtuvo un costo de 2.96 Bs/plantin, siendo

este el costo de producción más bajo y para el enraizador (E.S.+S2) se obtuvo un

costo de 3.08 Bs/plantin respectivamente.

Figura 17. Comparación de beneficio obtenido respecto a cada tratamiento en la

propagación de queñua (Polylepis besseri).

En la figura 17, se puede observar la comparación que se realizó para los diferentes

tratamientos en base a el beneficio costo obtenido el cual se elaboró conforme a el

porcentaje de prendimiento obtenido, del cual el que adquirió mayor beneficio fue el

(Extracto de sauce +Sustrato 3), siendo de 1,2 Bs. A pesar del porcentaje de

prendimiento que se llegó a tener.

0,7 0,8

0,6

1,0

1,2

0,8

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

Agua deCoco +

S1

Agua deCoco +

S2

Agua deCoco +

S3

Extractode Sauce

+ S1

Extractode Sauce

+ S2

Extractode Sauce

+ S3

B/C

Tratamientos



5. CONCLUSIONES

A partir de los resultados obtenidos, bajo las condiciones en las que se efectuó el

presente estudio, se establecen las siguientes conclusiones.

Conforme a la primera hipótesis nula que se planteó sobre los enraizadores se

rechaza, puesto que los enraizadores naturales en estudio presentan diferencias

estadísticas con relación a las variables; porcentaje de sobrevivencia, altura de

planta, número de hojas y longitud de la raíz.

Para el porcentaje de prendimiento el enraizador extracto de sauce tuvo

mayor efecto con un 52,22% de prendimiento a diferencia del agua de coco

que obtuvo un 40,00% de prendimiento, lo cual se atribuye a que el sauce

tiene un gran contenido de hormonas en la yemas que ayudan a la formación

de raíces, ya que para el extracto se utilizó las ramas apicales.

Respecto al incremento de la altura de los esquejes se encontró efectos

significativos, con la aplicación de los enraizadores, donde con el extracto de

sauce se obtuvo un mayor incremento de un 13,04 cm y con el agua de coco

un 10,19 cm.

En el caso del número de hojas, de igual manera se tuvo un efecto

independiente de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo

8,30 hojas y con el agua de coco 7,86 hojas.

En caso del número de brotes para el efecto enraizador no se llegó a obtener

diferencias significativas ya que para ambos enraizadores extracto de sauce y

agua de coco, se obtuvo los promedios de 2,33 y 2,29 brotes respectivamente.

Para la longitud de raíz y respecto el efecto del enraizador utilizado se tiene

que con el extracto de sauce se obtuvo una mayor longitud que fue 10.25 cm y

con el agua de coco 7,98 cm.

Se rechaza la segunda hipótesis nula que se planteó sobre los sustratos, puesto que

los que se tuvo en estudio presentaron diferencias estadísticas con relación a las



variables, para lo que se presenta las siguientes conclusiones a partir de los

resultados obtenidos.

Los sustratos de igual manera tuvieron una influencia significativa para el

porcentaje de sobrevivencia, donde el S2 (2turba:2Arena) obtuvo una mayor

sobrevivencia de 52,67%, y luego el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) un

45,33% y el S3 (2Turba:2Cascarilla) el 40,33%.

Para el efecto de los sustratos en el incremento de la altura se tiene 3,12 cm

con el S2 (2turba:2Arena), 11,19 cm con el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y

10,52 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla).

Respecto los sustratos entre S1 y S2 no se presentaron diferencias

significativas entre sí, obteniéndose 8,31 y 8,39 hojas respectivamente, pero

con relación sustrato S3 si hubo diferencias ya que con este solo se obtuvo

7,52 hojas.

En relación al número de brotes, Para los sustratos S2 y S1 no hubo

diferencias entre si ya que se llego a obtener 2,46 y 2,36 respectivamente, en

cambio para el sustrato S3 se obtuvo 2,11 brotes.

Respecto a los sustratos se obtuvo 10,06 cm con el S2 (2Turba:2Arena), 9,06

cm para el S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 8,22 cm con el S3

(2Turba:2Cascarilla)

Conforme a la investigación realizada se concluye en base a las evaluaciones

realizadas con las variables de estudio el enraizador que tuvo mejores efectos en

cada uno fue el extracto de sauce.

En base a los costos de producción parciales se tiene que con E.S. + S3 ( Extracto

de Sauce + Sustrato (Turba + Cascarilla de arroz)) se tiene un costo 2,96 Bs por

platin siendo el costo más bajo y con A. C + S1 (Agua de Coco + Sustrato (Turba +

Arena + cascarilla) se obtuvo un costo de 3,29 Bs por plantin siendo el mayor costo.

Conforme a lo q se alude que con el uso de extracto de sauce con el sustrato S3 se

tiene menores costos para así obtener mayor ingreso.



Pero haciendo la relación con el porcentaje de prendimiento en la investigación es

mejor utilizar el E.S. + S2 extracto de sauce con el S2 (sustrato turba y arena).



6. RECOMENDACIONES

Para una corroboración de los resultados obtenidos de esta investigación se

recomienda realizar más estudios de propagación de la especie Polylepis

besseri con el uso de los enraizadores mencionados.

Se recomienda seguir en la busca de otros enraizadores naturales para

incrementar el porcentaje de prendimiento y una buena formación de raíces.

Se recomienda también el utilizar diferentes sustratos y los que se uso en esta

investigación, para una corroboración y así tener una tentativa de sustrato

adecuado para el enraizamiento de la especie Polylepis besseri.

Para la propagación de queñua en las diferentes especies se recomienda

realizarlo en una época húmeda y con muy buenas temperaturas, debido a

que requieren una temperatura promedio de 30 a 35ºC y las temperaturas muy

bajas llegarían a influir en el prendimiento, lo cual debe considerarse conforme

a las características climáticas del lugar en donde se quiere propagar, ya que

respecto a esto la época de propagación varia, además que no existe definido

la época de propagación de esta especie.

Realizar más estudios que sean de respaldo a esta investigación con

sustratos que fueron utilizados, además de buscar diferentes opciones de

combinación de sustratos y con diferentes insumos que ayuden a la obtención

de un mayor porcentaje de prendimiento y una buena formación de raíces en

la especies Polylepis.

Se recomienda no utilizar la cascarilla de arroz en una mayor proporción en el

sustrato debido a que esta se descompone y puede llegar a quemar las raíces

adventicias.

Buscar métodos o técnicas adecuadas que puedan facilitar o ayudar a la

propagación de esta especie, debido a que no existe una técnica determinada

de su propagación vegetativa.



7. REVISIÓN DE LITERATURA

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ANEXO 1. Planillas utilizadas para la toma de datos de la propagación de queñua

(Polylepis besseri)

PLANILLA TOMA DE DATOS

TESIS: PROPAGACION DE QUEÑUAS

BLOQUE:……………………….TRATAMIENTO………….………….FECHA……………………

MUESTRA ALTURA Nº DE HOJAS Nº DE BROTES OBSERVACIONES



ANEXO 2. Datos de temperatura registrados dentro del ambiente en la propagación

de queñua (Polylepis besseri).

Fuente: elaboración propia

ANEXO 3. Insumos para la propagación de queñua a una proyección de 500 esquejes.

Cuadro 12. Activos fijos considerados en la propagación de queñua

Activos Fijos Costo Total Vida Útil Depreciación Mensual (3

meses)

Pala 75 3 25,0 2,08

Carretilla 500 5 100,0 8,33

Picota 80 3 26,7 2,22

Rastrillo 50 3 16,7 1,39

Total 705 14 168,33 14,03

Cuadro 13. Costos variables para la producción de 500 esquejes de queñua Polylepis

besseri

Costos totales Agua de Coco + S1

Agua de Coco + S2

Agua de Coco + S3




Pala 6,25 6,25 6,25 6,25 6,25 6,25

Carretilla 25 25 25 25 25 25

Picota 6,67 6,67 6,67 6,67 6,67 6,67

Rastrillo 4,17 4,17 4,17 4,17 4,17 4,17

TOTAL 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08 42,08

1 3,3 4,2

5,8

2,4 3,8

1,8 3,5

1,3 2,9

4,5 5,2

30,5 28,9

32,1 30,6

34,3

29,6 30,2 31,4

28,2 29,3

33,3 33,7

0

5

10

15

20

25

30

35

40

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Te

mp

era

tura

°C

tº min ºC Tº max ºC



Cuadro 14. Costos de producción para el tratamiento a1b1 empleado en la investigación.

TRATAMIENTO a1b1

Concepto Unidad Precio Cantidad Total

ENRAIZADORES

Agua de coco (para 500 esquejes) 53,28

Agua de coco Lt 12 4,44 53,28

Materiales para la desinfección del sustrato 12

Formol Lt 48 0,25 12

SUSTRATOS 0

Sustrato 1 156

Turba Carretillas 15 6 90

Arena Carretillas 12 3 36

Cascarilla de arroz Carretillas 10 3 30

MATERIAL VEGETAL 230

Esquejes Unidad 0,5 150 75

Yutes Unidad 5 2 10

Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5

Mano de obra Día 70 2 140

TOTAL 451,28


TRATAMIENTO a1b2


ENRAIZADORES


Agua de coco Lt 12 4,44 53,28



SUSTRATOS

Sustrato 2 162





Yutes Unidad 5 2 10



TOTAL 445,28




TRATAMIENTO a1b3


ENRAIZADORES


Agua de coco Lt. 12 4,44 53,28



SUSTRATOS

Sustrato 3 150


Cascarilla de arroz

Carretillas 10 6 60



Yutes Unidad 5 2 10



TOTAL 433,28


TRATAMIENTO a2b1


ENRAIZADORES Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24

Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24 Materiales para la desinfección del sustrato

12

Formol Lt 48 0,25 12 SUSTRATOS Sustrato 1 156

Turba Carretillas 15 6 90 Arena Carretillas 12 3 36 Cascarilla de arroz

Carretillas 10 3 30

MATERIAL VEGETAL

230

Esquejes Unidad 0,5 150 75 Yutes Unidad 5 2 10 Bolsas plásticas Unidad 0,5 10 5 Mano de obra día 70 2 140 TOTAL 420,24




investigación.

TRATAMIENTO a2b2


ENRAIZADORES

Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24

Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24



SUSTRATOS

Sustrato 2 162



MATERIAL VEGETAL

230


Yutes Unidad 5 2 10



TOTAL 414,24


investigación.

TRATAMIENTO a2b3


ENRAIZADORES

Extracto de Sauce (para 500 esquejes) 22,24

Extracto de Sauce Lt 4 5,56 22,24



SUSTRATOS

Sustrato 3 150


Cascarilla de arroz Carretillas 10 6 60

MATERIAL VEGETAL

230


Yutes Unidad 5 2 10



TOTAL 402,24



Cuadro 20. Cálculo de ingresos obtenidos a una proyección de producción de 500

esquejes

Ingresos Agua de Coco

Extracto de Sauce

Producción 500,0 500,0

Pérdida del 10% 50,0 50,0

Rendimiento ajustado 450,0 450,0

Precio 6,0 6,0

Ingreso Bruto 2.700,00

2.700,00

Cuadro 21. Costos fijos y variables de cada tratamiento

Tratamientos Costos Fijos

Costos Variables

Agua de Coco + S1 42,08 451,28

Agua de Coco + S2 42,08 445,28

Agua de Coco + S3 42,08 433,28

Extracto de Sauce + S1 42,08 420,24





ANEXO 4. Herramientas y materiales utilizados en la propagación vegetativa de esquejes de

queñua Polylepis besseri.

Picot

a

Pala Tijera de podar Balde

s

Regla Regadera Sernidor

Sernidor

Formol Yutes Flexo Carretilla

HERRAMIENTAS Y MATERIALES UTILIZADOS



ANEXO 5. Selección de arboles madre para el corte de esquejes de queñua Polylepis

besseri.

SELECCIÓN DE ARBOLES MADRE Y RECOLECCIÓN

CORTE DE LOS ESQUEJES

Esquejes puestos en agua

Selección de

árboles madre

Selección de árboles con chichones

Esquejes con

“chichones”



ANEXO 6. Tratamiento de estratificación en arena a los esquejes de queñua Polylepis

besseri.

Esquejes con chichones

más pronunciados a los 15

días de estratificación

Esquejes listos para

ser puestos en arena

Amarros de 20 esquejes

para el tratamiento.

Apertura de hoyos

para la estratificación

Rie

go

de

los e

sq

ue

jes a

40

% d

e h

um

ed

ad

TRATAMIENTO DE ESTRATIFICACIÓN DE ESQUEJES



ANEXO 7. Preparación de sustratos y desinfección de turba y cascarilla de arroz, para la

propagación de esquejes de queñua Polylepis besseri. ………………………………………..

Turba lista para desinfección.

Turba tapado con agrofilm durante 72 hrs

Preparación de Formol al 20% para

la desinfección de turba

Desmenuzado y

cernido de turba

PREPARACIÓN DE SUSTRATOS-TURBA

Aplicación de la solución

de formol con agua a la



ANEXO 8. Mezcla de sustratos S1, S2 y S3, para la propagación vegetativa de esquejes de queñua. …………………………………………..

Desinfección de la

cascarilla de arroz

por acción térmica.

PREPARACIÓN DE SUSTRATOS-CASCARILLA DE ARROZ

Mezcla de insumos

para el sustrato S1

PREPARACIÓN DE SUSTRATO S1

Arena, turba y

cascarilla de

arroz.

Sustrato S1 listo

para la platabanda





Mezcla de

insumos para

el sustrato S1

Turba y cascarilla de arroz,

utilizados para el sustrato S3.

Arena y turba, utilizados

para el sustrato S2

Sustrato S3 listo

para la platabanda

Sustrato S2 listo

para la platabanda

Introducción de sustratos

a las platabandas



ANEXO 9. Preparación y aplicación de los enraizadores en los esquejes de queñua para la propagación vegetativa.

Maceración de extracto

de sauce por 48 hrs

Corte de ramas de sauce

PREPARACIÓN Y APLICACIÓN DE EXTRACTO DE SAUCE

Esquejes de queñua en

agua de coco por 24

Esquejes puestos en el

extracto de sauce

Molido de sauce

PREPARACIÓN Y APLICACIÓN DE AGUA DE COCO

Agua de coco para esquejes



ANEXO 10. Transplante esquejes de queñua a los distintos sustratos en base a cada

tratamiento establecido.………………………………………………………………………………..

TRANSPLANTE DE ESQUEJES A CADA SUSTRATO

Riego en las platabandas Esquejes ya plantados en

los sustratos evaluados

Apertura de hoyos

Trasplante de

esquejes de queñua



ANEXO 11. Seguimiento y evaluación del desarrollo de los esquejes de queñua Polylepis

besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el

Vivero de la Comunidad de Huancané. ………………..

Riego en las platabandas

Muestreo en las unidades

experimentales al azar

Toma de datos de

las U.E.

SEGUIMIENTO A LA PROPAGACIÓN DE QUEÑUA



ANEXO 12. Evaluación del desarrollo de queñua (Polylepis besseri) a los 15 a 30 días, en

base a la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el Vivero de la

Comunidad Huancané.………………………………………………………………………………

DESARROLLO DE QUEÑUA A LOS 30 Y 60 DIAS

Brotes de hojas a los 60

días.

Brotes de los esquejes de

queñua.

Formación de hojas y

brotes a los 30 días.



ANEXO 13. Seguimiento y evaluación del desarrollo a los 90 días, de los esquejes de

queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos enraizadores naturales y tres tipos

de sustratos en el Vivero de la Comunidad de Huancané. ………………..

………………..

Desarrollo radicular y

medición del mismo

a los 90 días.

Desarrollo de hojas y tallo

de la queñua a los 90 días

de la investigación

DESARROLLO DE QUEÑUA A LOS 90 DIAS