plagiat merupakan tindakan tidak terpuji - core.ac.uk · bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila...

PENGEMBANGAN METODE ANALISIS DELTAMETRIN DALAM

MATRIKS IKAN NILA (Oreochromis niloticus) DAN APLIKASINYA

PADA ASESMEN RESIKO DELTAMETRIN MELALUI ASUPAN IKAN

NILA

SKRIPSI

Diajukan untuk Memenuhi Salah Satu Syarat

Memperoleh Gelar Sarjana Farmasi (S.Farm.)

Program Studi Farmasi

Oleh:

Oei Johanes Darma Hendra Sandjaja

NIM : 098114032

FAKULTAS FARMASI

UNIVERSITAS SANATA DHARMA

YOGYAKARTA

2014

PLAGIAT MERUPAKAN TINDAKAN TIDAK TERPUJIPLAGIAT MERUPAKAN TINDAKAN TIDAK TERPUJI

i

PENGEMBANGAN METODE ANALISIS DELTAMETRIN DALAM

MATRIKS IKAN NILA (Oreochromis niloticus) DAN APLIKASINYA

PADA ASESMEN RESIKO DELTAMETRIN MELALUI ASUPAN IKAN

NILA

SKRIPSI

Diajukan untuk Memenuhi Salah Satu Syarat

Memperoleh Gelar Sarjana Farmasi (S.Farm.)

Program Studi Farmasi

Oleh:

Oei Johanes Darma Hendra Sandjaja

NIM : 098114032

FAKULTAS FARMASI

UNIVERSITAS SANATA DHARMA

YOGYAKARTA

2014


ii


iii


iv

An Umbrella cannot stop the rain

but it allows us to stand in the rain.

Just like faith in God,

it may not remove our trials but it gives us

God’s strength to overcome them.

Karya ini kupersembahkan untuk:

Papa dan Mama serta adik-adikku sebagai rasa syukur atas

kasih sayang yang berlimpah, perhatian, semangat, dan

dukungannya

Teman - teman

Almamaterku


v


vi


xvii

INTISARI

Pestisida merupakan substansi kimia yang digunakan untuk membunuh

atau mengendalikan hama. Deltametrin merupakan pestisida golongan piretroid.

Deltametrin bersifat non polar dan memiliki nilai log Kow 4,6. Senyawa yang

memiliki nilai log Kow lebih besar dari 3 memiliki kemungkinan terjadinya

bioakumulasi pada organisme. Bioakumulasi deltametrin dapat terjadi dalam ikan

nila (Oreochromis niloticus) apabila deltametrin dipaparkan pada ikan nila. Ikan

nila merupakan ikan yang sering dikonsumsi manusia. Manusia yang

mengkonsumsi ikan nila yang mengandung deltametrin dapat menyebabkan

dampak buruk bagi kesehatan. Tujuan penelitian ini adalah untuk mengetahui

kondisi optimum proses clean-up, mengetahui validitas dari metode kromatografi

gas – detektor penangkap elektron (Gas Chromatography – Electron Capture

Detector/GC-ECD)sehingga dapat digunakan dalam penetapan kadar deltametrin

dalam ikan nila, dan untuk mengetahui laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan

nila.

Metode yang digunakan meliputi ekstraksi dan clean-up. Instrumen yang

digunakan adalah kromatografi gas – detektor penangkap elektron menggunakan

fase diam Cp-Sil 5. Dari hasil penelitian dengan clean-up dan GC-ECD yang

optimal didapatkan hasil validitas yang baik. Hasil validasi menunjukkan

sensitivitas dengan nilai LOD 17,81 ng/mL dan LOQ 1,30 ng/g; korelasi antara

konsentrasi dan respon yang linear pada rentang 5,3 ng/g – 70,5 ng/g dengan nilai

r 0,999; akurasi dinyatakan dengan nilai recovery sebesar 82,74 – 110,46 %;

presisi dinyatakan dengan nilai % RSD sebesar 0,3 – 3,4 %; dan matriks ikan nila

tidak berpengaruh secara signifikan terhadap metode analisis

Hasil penelitian ini menunjukkan bahwa hingga hari ke-14 terjadi

bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila dengan laju bioakumulasi untuk

konsentrasi deltametrin 0,17 µg/L dan 0,34 µg/L berturut-turut adalah 0,07 ng/hari

dan 0,15 ng/hari. Karakterisasi resiko deltametrin melalui asupan ikan nila

menunjukkan bahwa bila manusia Indonesia menkonsumsi ikan nila dengan berat

200 gram per hari dikatakan aman karena jumlah deltametrin yang terpejan adalah

374,46 ng dan 1159,61 ng. Jumlah ini jauh lebih kecil (0,062 dan 0,19 % dari

ADI) bila dibandingkan dengan ADI deltametrin (0,01 mg/kg BB).

Kata kunci: ikan nila (Orechromis niloticus), deltametrin, validasi metode,

bioakumulasi, karakterisasi resiko, GC-ECD


xviii

ABSTRACT

Pesticides are chemical substances used to kill or control pests.

Deltamethrin is a pyrethroid class of pesticides. Deltamethrin is non-polar and has

a log Kow value 4.6. Compounds that have log Kow values greater than 3 have the

possibility of bioaccumulation in organisms. Deltamethrin bioaccumulation may

occur in Nile tilapia (Oreochromis niloticus) exposed deltamethrin. Nile tilapia is

a fish that is commonly consumed. Humans who consume tilapia containing

deltamethrin can cause harms to health. The purpose of this study was to

determine the optimum conditions of clean-up process, determine the validity of

gas chromatography - electron capture detector (GC-ECD) method that can be

used in the determination of deltamethrin levels in Nile tilapia, and to determine

the rate of deltamethrin bioaccumulation in Nile tilapia

The method which used in this study was extraction and clean-up. The

instrument used is gas chromatography - electron capture detector using CP-Sil 5

as a stationary phase. The results using clean-up and GC-ECD in optimum

condition obtained a good validity with high selectivity; linearity with r 0.999; %

recovery 82.74 - 100.46%; % RSD 0.3 – 3.4 % ; range 5.3 ng / g - 70.5 ng / g;

LOD 17.81 ng/mL; LOQ 1.30 ng/g, and the matrix that used do not significantly

affect analytical procedures.

The results of this study showed that up to day 14 occurred deltamehtrin

bioaccumulation in Nile tilapia with rate of bioaccumulation for the concentration

deltamethrin 0.17 µg/L and 0.34 µg/L are respectively 0.07 ng/day and 0.15

ng/day. Risk characterization of deltamethrin through Nile tilapia intake showed

that when humans consume 200 g of Nile tilapia per day is safe because the

amount of consumed deltamethrin was 374.46 ng and 1159.61 ng/g. This results is

much smaller (0.062 and 0.19 % of the ADI) than the ADI of deltamethrin (0.01

mg/kg BW).

Keywords: deltamethrin, nile tilapia, Orechromis niloticus, method validation,

bioaccumulation, risk characterization, GC-ECD


ix

PRAKATA

Puji Syukur penulis panjatkan kepada Tuhan Yesus Kristus berkat kasih karunia-

Nya sehingga penulis dapat menyelesaikan penelitian serta penyusunan skripsi

yang berjudul “Pengembangan Metode Analisis Deltametrin dalam Matriks Ikan

Nila (Oreochromis niloticus) dan Aplikasinya pada Asesmen Resiko Deltametrin

Melalui Asupan Ikan Nila” dengan baik. Skripsi ini disusun untuk memenuhi salah

satu persyaratan mendapatkan gelar Sarjana Farmasi (S.Farm.) di Fakultas Farmasi,

Universitas Sanata Dharma, Yogyakarta.

Dalam pelaksanaan penelitian hingga penyusunan skripsi ini, penulis

banyak mendapatkan dukungan dari banyak pihak. Maka dari itu, penulis ingin

mengucapkan terima kasih kepada:

1. Ipang Djunarko, M.Sc., Apt. selaku Dekan Fakultas Farmasi Universitas Sanata

Dharma Yogyakarta.

2. C.M. Ratna Rini Nastiti, M.Pharm., Apt. selaku Ketua Program Studi Fakultas

Farmasi Universitas Sanata Dharma Yogyakarta yang turut memberikan saran

dan masukan untuk penulis selama tahap penelitian.

3. Prof. Dr. Sri Noegrohati Apt, selaku Dosen pembimbing utama yang telah

memberikan pengarahan, bantuan, tuntunan, kritik, dan saran sejak awal

penelitian hingga akhir penyusunan skripsi ini.

4. Sanjayadi, M.Si., selaku Dosen pembimbing pendamping yang telah

memberikan pengarahan, bantuan, tuntunan, kritik, dan saran sejak awal

penelitian hingga akhir penyusunan skripsi ini


x

5. Jeffry Julianus, M.Si. dan Enade Perdana I., Ph.D., Apt., selaku dosen penguji

atas segala masukan dan bimbingannya.

6. Rini Dwiastuti, M.Sc., Apt. atas dukungan dan segala bantuan dalam perijinan

penggunaan lab.

7. Segenap dosen yang telah berkenan membagikan ilmu kepada penulis selama

belajar di Fakultas Farmasi Universitas Sanata Dharma Yogyakarta.

8. Teman seperjuangan skripsi: Kristina Nety Indriati, untuk kesabaran,

kebersamaan dan suka dukanya selama menyelesaikan penelitian ini.

9. Mas Bimo, Pak Parlan, Mas Kunto, Mas Kethul Ismadi, Mas Ottok dan seluruh

staff laboratorium Fakultas Farmasi serta staff keamanan dan kebersihan

Universitas Sanata Dharma Yogyakarta atas bantuan dan kerjasamanya.

10. Teman seperjuangan di laboratorium Kimia Analisis Instrumentasi : Jimmy,

Rachel, Gunggek, Leo, Topan, Ina, Shinta, Sasya, Metri, Victor, Agnes, Novia,

Teti, Febrin, Wisnu dan Ozy atas kebersamaan, suka duka, dan canda tawanya.

11. Is, Fendy, Felix atas keluangan waktu untuk bersama pergi sejenak dari

penatnya skripsi dan yang selalu memberikan dukungan dan masukan.

12. Teman-teman FST A 2009 dan seluruh angkatan 2009 atas dukungan dan suka

duka yang diberikan, Semoga pengalaman yang telah kita lalui bersama bisa

menjadi bekal untuk perjuangan hidup kita kelak.

13. Seluruh pihak, yang tidak dapat disebutkan satu per satu atas yang telah

membantu penulis dalam pelaksanaan penelitian dan penyusunan skripsi.

Penulis menyadari bahwa masih banyak kekurangan dalam penelitian dan

penyusunan skripsi ini mengingat keterbatasan dan kemampuan penulis, sehingga


xi

sangat diharapkan adanya masukan dan saran yang membangun untuk penulis.

Semoga skripsi ini dapat bermanfaat bagi pembaca dan berguna bagi dunia ilmu

pengetahuan.

Penulis


xii

DAFTAR ISI

HALAMAN JUDUL ………………………………………………………….. i

HALAMAN PERSETUJUAN………………………………………................ ii

HALAMAN PENGESAHAN…………………………………………………. iii

HALAMAN PERSEMBAHAN……………………………………………….. iv

PERNYATAAN KEASLIAN KARYA……………………………………….. v

LEMBAR PERSETUJUAN PUBLIKASI KARYA…………………………... vi

INTISARI..…………………………………………………………….............. vii

ABSTRACT...…………………………………………………………………... viii

PRAKATA……...……………………………………………………………... ix

DAFTAR ISI……….………………………………………………………….. xii

DAFTAR TABEL……………………………………………………………... xix

DAFTAR GAMBAR…………………………………………………………... xxi

DAFTAR LAMPIRAN.……………………………………………………….. xxiii

BAB I. PENGANTAR

A. Latar Belakang………………………………………………………… 1

1. Perumusan Masalah ……………………………………………….. 5

2. Keaslian Penelitian …………………………………………………. 5

3. Manfaat Penelitian ………………………………………………..... 5

B. Tujuan Penelitian ……………………………………………………... 6

BAB II. PENELAAHAN PUSTAKA

A. Pestisida…………..………………………………………..…………...

1. Pengertian…………………………………………………………..

8

8


xiii

2. Residu……………………………………………………………… 10

3. Golongan……………. .…..……………………………...………… 10

4. Jalur Masuk Tubuh……..…...…………………………………...… 10

5. Efek Terhadap Kesehatan dan Lingkungan...………………..…….. 11

B. Deltametrin………………..…………………………………………… 12

1. Pengertian…………………...……………………………………...

2. Disipasi..……...…………………………………………………….

3. Efek Toksik….………………...……………………………………

a. Toksisitas Akut..………………………………………………..

b. Toksisitas Jangka Pendek………………………………………

c. Toksisitas Jangka Panjang dan Karsinogenisitas……………….

d. Ekotoksikologi….………………………………………………

4. Mekanisme Aksi……………………………………………………

5. Metabolisme………………………………………………………..

6. Akumulasi………….……………………………………………….

13

15

18

19

19

19

19

20

21

23

C. Biota Percobaan……….…………….………………………………….

1. Ikan Nila………….……..………………………………………….

2. Habitat…………...………………………………………………….

3. Makanan…………...……………………………………………….

4. Perkembangbiakan………………………………………………….

5. Uptake pada ikan…………………………………………………..

D. Bioakumulasi……………………………………………………...........

E. Analisis Kelumit..……………………………………………...........

24

24

25

26

27

28

29

29


xiv

F. Ekstraksi..………………………………………………………………

G. Kromatografi Gas………………………………………………………

1. Pengertian.……...…………………………………………………..

2. Prinsip…..………………………………………………………..…

3. Skema Alat.…………………………………………………………

a. Gas Pembawa….………………………………………………...

b. Ruang Suntik Sampel...………………………………………….

c. Kolom…………………................................................................

d. Pemilihan Temperatur Kolom …………………………………..

e. Detektor Penangkap Elektron…………………………………...

4. Analisis Kualitatif dan Kuantitatif ………………………………....

H. Validasi Metode Analisis..……………………………………………...

1. Selektivitas…...……………………………………………………..

2. Linearitas dan Rentang……………………………………………..

3. Akurasi...……………………………………………………………

4. Presisi……………………………………………………………….

a. Repeatability……………………………………………………

b. Intermediate Precision………………………………………….

c. Reproducibility…………………………………………………

5. LOD dan LOQ……………………………………………………...

I. Landasan Teori…………………………………………………………

J. Hipotesis………………………………………………………………..

K. Rancangan Penelitian…………………………………………………...

31

34

34

35

35

36

37

38

40

42

45

45

47

47

48

48

48

48

48

49

49

53

54


xv

BAB III. METODE PENELITIAN

A. Jenis dan Rancangan Penelitian ………...……………………………... 56

B. Variabel Penelitian……………………...………………………………

1. Variabel Bebas……………………………………………………...

2. Variabel Tergantung………………………………………………..

3. Variabel Pengacau Tak Terkendali…………………………………

56

56

56

56

C. Definisi Operasional…………………………………………………… 57

D. Alat Penelitian ……………………..………………………………….. 57

E. Bahan Penelitian…..…………………………………………………… 58

F. Tatacara Penelitian ……………………………………………………..

1. Optimasi Kromatografi Gas…...…………………………………….

2. Validasi Metode Pengukuran…...…………………………………...

a. Kestabilan Alat…………………………………………………..

b. Pembuatan Larutan Stok Deltametrin…..…………………….....

c. Pembuatan Larutan Intermediet Deltametrin.…………………...

d. Linearitas dan Sensitivitas Metode Pengukuran Deltametrin

dengan GC-ECD......………….…………………………………

3. Optimasi Fase Diam dan Fase Gerak untuk Clean-up….……...…...

a. Ekstraksi ikan…………………………………………………...

b. Clean-up dengan Fase Diam Alumina……….…………….…...

c. Clean-up dengan Karbon Aktif dan Karbon Nonaktif…………

4. Validasi Metode Analisis Deltametrin……..……………………….

a. Ekstraksi Deltametrin dalam Sampel Ikan Nila.………………..

58

59

59

59

59

59

60

60

61

61

62

62

62


xvi

b. Clean-up………….…………………………………………….

c. Perolehan Kembali, Pengaruh Matriks, Penentuan LOD,

Presisi, Akurasi…………………………………………………

5. Penentuan Deltametrin dalam Ekstrak Ikan Nila.…………………...

a. Perlakuan Ikan Nila….…………………………………………

b. Waktu Pengambilan Sampel……………………………………

c. Ekstraksi Deltametrin dalam Sampel Ikan Nila………………...

d. Clean-up dan Determinasi……………………………………...

63

63

63

63

63

64

G. Analisis Hasil Penelitian....……………………………………………..

1. Optimasi Kromatografi Gas…….…….……………………………..

2. Optimasi Jenis Fase Diam dan Fase Gerak untuk Clean-up………..

3. Kestabilan Alat...…………………………………………………...

4. Perhitungan Linearitas, Sensitivitas, dan Batas Deteksi……………

5. Penentuan Perolehan Kembali dan Batas Kuantitasi……………….

6. Perhitungan Kadar………..………………………………………...

7. Pengaruh Prosedur Analisis..……………………………………….

8. Penentuan Laju Bioakumulasi……………………………………...

64

64

64

64

64

65

66

66

66

BAB IV. HASIL DAN PEMBAHASAN

A. Metode Analisis...………………………………………………………

1. Uji Kesesuaian Sistem..…………………………………………….

a. Optimasi GC-ECD……………………………………………...

b. Presisi GC-ECD..……………………………………………….

c. Sensitivitas……………………………………………………...

68

68

68

69

70


xvii

c.1. Kurva Baku dan Linearitas………………………………...

c.2. LOD………………………………………………………..

2. Preparasi Sampel Ikan Nila..……………………………………….

a. Ekstraksi Deltametrin dalam Ikan Nila..………………………...

b. Optimasi Jenis Fase Diam Dan Fase Gerak untuk Clean-up……

b.1. Optimasi Fase Diam untuk Clean-up Ekstrak Ikan Nila..….

b.2. Optimasi Fase Gerak untuk Clean-up Ekstrak Ikan Nila.…..

3. Validasi Metode Analisis Deltametrin dalam Ikan Nila...………….

a. Selektivitas...…………………………………………………….

b. Akurasi………………..…………………………………………

c. Presisi……….…….……………………………………………..

d. Rentang Linearitas..……………………………………………..

e. LOQ………………………....…………………………………...

f. Pengaruh Prosedur Analisis………..……………………………

B. Bioakumulasi Deltametrin dalam Ikan Nila..…………………………..

1. Aklimatisasi dan penanganan ikan nila untuk uji bioakumulasi

deltametrin dalam ikan nila…….…………………………………..

2. Penetapan kadar deltametrin dalam ikan nila………………………

C. Karakterisasi Resiko Asupan Deltametrin Melalui Ikan Nila………….

70

73

75

75

75

76

79

82

82

83

85

87

87

88

89

90

92

98

BAB V. KESIMPULAN DAN SARAN

A. Kesimpulan.…………………………………………………………….

B. Saran …………………………………………………………………...

100

101

DAFTAR PUSTAKA …………………………………………………………. 102


xviii

LAMPIRAN …………………………………………………………………... 106

BIOGRAFI PENULIS ………………………………………………………… 111


xix

DAFTAR TABEL

Halaman

Tabel I Sifat fisika kimia deltametrin.………………………………… 15

Tabel II Toksisitas deltametrin pada organisme akuatik ..…………….. 20

Tabel III Klasifikasi teknik dan metode analisis berdasarkan konsentrasi

analit dalam sampel...........................………………………….

30

Tabel IV Parameter validasi untuk setiap kategori uji.………………….. 47

Tabel V Hasil optimasi GC-ECD…………...………………………….. 69

Tabel VI Hasil rata-rata Tr dan CV DCB...……………………………... 69

Tabel VII Hasil rata-rata luas puncak dan CV DCB..……………………. 70

Tabel VIII Persamaan regresi linier baku deltametrin….………………… 71

Tabel IX Persamaan regresi linier baku deltametrin…..………………... 72

Tabel X Hasil perolehan kembali……………………….……………… 84

Tabel XI Persen perolehan kembali yang dapat diterima pada beberapa

tingkat konsentrasi analit………………………………………

84

Tabel XII Persen koefisien variasi dari metode penambahan baku……… 86

Tabel XIII Persen koefisien variasi yang diterima pada beberapa tingkat

konsentrasi analit………………………………………………

86

Tabel XIV Hasil uji F standar deviasi kurva baku dan kurva adisi……….. 89

Tabel XV Hasil uji t slope kurva baku dan kurva adisi………………….. 89

Tabel XVI Hasil uji t slope konsentrasi 0,17 µg/L………………………. 98

Tabel XVII Hasil uji t slope konsentrasi 0,34 µg/L………………………. 99

Tabel XVIII Karaktersisasi resiko deltametrin melalui asupan ikan nila…... 99


xx

DAFTAR GAMBAR

Halaman

Gambar 1. Struktur deltametrin…………………...……………………… 14

Gambar 2. Kanal sodium……………….………………………………… 21

Gambar 3. Ikan nila……………..………………………………………... 24

Gambar 4. Struktur insang ikan…………………………………………... 28

Gambar 5. Diagram skematik kromatografi gas………………………......... 36

Gambar 6. Gas yang digunakan dalam kromatografi gas….…………...... 37

Gambar 7 Diagram split injection…...…………………………………… 38

Gambar 8. Tipe kolom kapiler kromatografi gas...………………………. 40

Gambar 9. Jenis pemrograman suhu..……………………………………. 43

Gambar 10. Perbandingan detektor pada gas kromatografi..……………… 43

Gambar 11. Diagram skematik detektor penangkap elektron.…………….. 45

Gambar 12. Kurva hubungan konsentrasi deltametrin vs rasio AUC

deltametrin/DCB………………………………………………

71


deltametrin/DCB……………………………………………….

72

Gambar 14. Ilustrasi pencarian LOD…………………………….………… 73

Gambar 15. Overlapping kurva LOD……………………………………… 73

Gambar 16 Perbandingan hasil recovery deltametrin menggunakan karbon

aktif (250 mg) dan karbon nonaktif (250 mg)……………....…

78

Gambar 17 Hasil recovery adisi baku deltametrin sebelum clean-up dan

sebelum ekstraksi menggunakan fase diam karbon : natrium


xxi

sulfat 0,4 g…………………………………………………….. 80

Gambar 18 Perbandingan kromatogram (1) = standar baku deltametrin,

(2) = deltametrin dalam matriks ikan nila yang telah melalui

proses ekstraksi dan clean-up…………………………………

81

Gambar 19 Gabungan kurva baku dan kurva adisi……………………….. 88

Gambar 20 Kurva bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila…………….. 95

Gambar 21 Kurva laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila

konsentrasi 0,17 µg/L………………………………………...

96

Gambar 22 Kurva laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila

konsentrasi 0,34 µg/L………………………………………...

96


xxii

DAFTAR LAMPIRAN

Halaman

Lampiran 1. Pembuatan larutan stok deltametrin …………….……….. 108

Lampiran 2. Pembuatan larutan intermediet deltametrin…..…………... 108

Lampiran 3. Pembuatan larutan kerja….................................................. 108

Lampiran 4. Data optimasi kromatografi gas……………….…………. 109

Lampiran 5. Data hasil rata-rata Tr dan CV DCB….………………….. 109

Lampiran 6. Data hasil rata-rata AUC dan CV DCB………………….. 110

Lampiran 7. Data rasio AUC Deltametrin/DCB vs konsentrasi baku…. 110

Lampiran 8. Grafik kurva baku………………………………………… 111

Lampiran 9. Perhitungan sensitifitas alat………………………………. 112

Lampiran 10. Perbandingan hasil recovery standar deltametrin yang

diperoleh antara karbon yang diaktifkan dan karbon yang

tidak diaktifkan……………………………………………

113

Lampiran 11. Hasil recovery adisi standar deltametrin sebelum clean-up

dan sebelum ekstraksi……………………..………………

114

Lampiran 12. Data hasil perolehan kembali.………….………………… 115

Lampiran 13. Data hasil persen koefisen variasi…..……………………. 116

Lampiran 14. Data LOQ………………………………………………… 116

Lampiran 15. Pengaruh prosedur analisis………………………………. 118

Lampiran 16. Data penetapan kadar bioakumulasi)……………………. 120

Lampiran 17. Data laju bioakumulasi…………………………………… 125

Lampiran 18. Uji t slope untuk melihat apakah telah mencapai kondisi


xxiii

steady-state……………………………………………….. 126

Lampiran 19. Karaterisasi resiko asupan deltametrin melalui ikan nila… 128


1

BAB I

PENGANTAR

A. Latar Belakang

Indonesia merupakan negara agraris, dimana sektor pertanian memegang

peranan yang penting dalam pertumbuhan perekonomian Indonesia. Pertanian tidak

lepas dari masalah hama yang dapat menurunkan produksi pertanian. Pengendalian

hama dan penyakit dapat dilakukan dengan cara menggunakan musuh alami

(predator) dan menggunakan senyawa kimiawi, misalnya pestisida. Pengendalian

hama dengan cara menyebarkan hewan yang menjadi musuh alami (predator) hama

ke areal pertanian dinilai kurang efisien dan kurang praktis. Pengendalian hama

yang paling cepat dan efektif adalah menggunakan pestisida (Cahyono, 2005).

Oleh karena itu penggunaan pestisida di Indonesia cukup tinggi. Saat ini,

hampir semua kegiatan pertanian di seluruh dunia menggunakan pestisida untuk

mengendalikan hama, termasuk Indonesia. Jenis pestisida yang banyak digunakan

di Indonesia adalah insektisida, dimana penggunaannya mencapai 70% (Sutanto,

2002). Data survei tahun 2011 dari Yayasan FIELD pada 306 petani padi di Klaten

menunjukkan penggunaan pestisida rata-rata 5,7 kali per musim tanam, suatu

jumlah penggunaan pestisida yang sangat tinggi (Wienarto dan Hakim, 2012).

Penyebaran dan distribusi pestisida di daerah hingga ke tingkat perdesaan

tidak terkontrol sama sekali, kios-kios makanan di desa-desa juga menjual

pestisida. Tidak ada mekanisme yang mengendalikan penggunaan agar sesuai

dengan standar internasional menurut FAO. Penggunaan pestisida secara aman


2

hanya terjadi di tempat latihan (hanya skala kecil) yang diselenggarakan oleh

pemerintah dengan dukungan perusahaan pestisida. Studi FAO tahun 1993

menemukan dari 800 petani penyemprot di Tegal dan Brebes sekitar 21% terbukti

keracunan secara langsung dari kegiatan penyemprotan pestisida (Wienarto dan

Hakim, 2012).

Imidakloprin, profenolos, dan deltametrin merupakan contoh pestisida

yang sering digunakan petani (Zein, Munaf, Nurhamidah, dan Suyani, 2002).

Deltametrin merupakan pestisida golongan piretroid yang dapat membunuh

serangga melalui kontak langsung ataupun sistemik. Deltametrin bersifat toksik

bagi ikan, toksisitas akut deltametrin bagi ikan Onchorhynchus mykiss selama 96

jam adalah 0,26 µg/L, sedangkan toksisitas jangka panjang selama 28 hari terhadap

Onchorhynchus mykiss adalah <0,032 µg/L (European Commission, 2002). Potensi

bioakumulasi pada ikan Oncorhynchus mykiss (rainbow trout) pada hari ke-4

adalah 0,0599 µg/L dengan bioconcentration factor (BCF) sebesar 817 (Anonima,

2012).

Pestisida merupakan bahan beracun yang berbahaya, terutama jika

penggunaanya berlebihan. Beberapa jurnal penelitian dan ahli lingkungan

melaporkan bahwa pestisida dapat menimbulkan retensi hama, ledakan hama,

timbulnya hama sekunder, akumulasi pada produk pertanian, mencemari

lingkungan seperti tanah dan perairan. Residu pestisida dapat terbawa aliran air dan

dapat mencemari tanah serta organisme akuatik yang hidup di air (ikan, amfibi,

makroinvertebrata, mikroinvertebrata) (Natawigena dan Satari, 1981).


3

Kecelakaan akibat pestisida pada manusia sering terjadi, terutama dialami

oleh orang yang langsung melaksanakan penyemprotan. Manusia yang keracunan

deltametrin mengalami pusing, muntah, mual, mata berair, kulit terasa gatal-gatal

dan menjadi luka, kejang-kejang, pingsan, dan tidak sedikit kasus berakhir dengan

kematian. Kejadian tersebut umumnya disebabkan kurangnya perhatian atas

keselamatan kerja dan kurangnya kesadaran bahwa pestisida adalah racun.

Selain keracunan langsung, dampak negatif deltametrin bisa mempengaruhi

kesehatan orang awam yang bukan petani, atau orang yang sama sekali tidak

berhubungan dengan pestisida. Kemungkinan ini bisa terjadi akibat sisa

residu pestisida yang ada didalam bahan makanan yang dikonsumsi manusia.

Konsumen yang mengkonsumsi produk tersebut, tanpa sadar telah terpejan

pestisida melalui makanan yang dikonsumsi setiap hari (Natawigena dan Satari,

1981).

Organisme aquatik sangat rentan terhadap keracunan pestisida. Pestisida

tertentu telah terbukti dapat mencemari lingkungan perairan dari sisa pemberian di

lingkungan pertanian atau melayang di udara akibat penyemprotan, dapat

menimbulkan ancaman serius bagi populasi ikan yang terkena paparan langsung,

terutama ikan muda yang cenderung kurang toleran terhadap pestisida. Konsentrasi

pestisida yang tinggi di dalam air dapat membunuh organisme air diantaranya ikan.

Sementara pestisida dengan konsentrasi rendah dapat terakumulasi pada tubuh ikan.

Tentu akan berbahaya bila ikan tersebut termakan oleh manusia. Maka perlu

dilakukan penelitian mengenai bioakumulasi deltametrin dalam ikan.


4

Untuk menjaga kemanan konsumsi ikan, batas maksimal residu

deltametrin yang diperbolehkan dalam ikan bersirip (fin fish) dalam Annex III of

Council Regulation (EEC) No. 2377/90 adalah 10 µg/kg (Committee for Veterinary

Medicinal Products, 2000).

Salah satu ikan yang banyak dibudidayakan di Indonesia adalah ikan nila

karena pembudidayaannya yang mudah. Permintaan yang besar terhadap ikan nila

mengakibatkan budidaya ikan nila termasuk komoditas unggulan dalam bisnis

perikanan air tawar. Ikan nila banyak dikonsumsi manusia karena dagingnya yang

empuk, lembut, enak, dan tebal (Sutanto, 2012). Ikan nila mengandung nutrisi yang

cukup baik (Suloma, Ogata, Garibay, Chavez, and El-Haroun, 2008).

Bila lingkungan tempat pembudidayaan ikan nila tercemar residu

deltametrin, maka ada kemungkinan deltametrin dapat terakumulasi dalam ikan

nila. Dan bila ikan nila tersebut dikonsumsi oleh manusia, deltametrin dapat

terakumulasi dalam tubuh manusia dan dapat berbahaya bagi kesehatan. Oleh

karena itu perlu menjaga keamanan makanan yang dikonsumsi dengan melalukan

karakterisasi resiko asupan deltametrin melalui ikan nila.

Diperlukan pengembangan metode yang selektif dan sensitif untuk

menetapkan kadar residu deltametrin dalam ikan nila (Oreochromis niloticus) dan

penelitian tentang kemungkinan terjadinya bioakumulasi deltametrin dalam ikan

nila (Oreochromis niloticus). Metode yang dapat digunakan untuk menganalisis

deltametrin adalah menggunakan metode kromatografi gas dengan detektor

penangkap elektron (electron capture detector/ECD).


5

1. Perumusan masalah

Dari uraian masalah di atas, dapat disampaikan perumusan masalah:

1. a. Bagaimana optimasi proses ekstraksi dan clean up residu deltametrin

dalam sampel ikan?

b. Apakah lemak ikan nila dan deltametrin dapat dipisahkan menggunakan

penjerap karbon?

2. Apakah proses ekstraksi dan clean up menggunakan fase diam dan fase

gerak yang optimal dapat memberikan data dengan validitas yang baik saat

dilakukan determinasi menggunakan GC-ECD?

3. Apakah terjadi bioakumulasi deltametrin dalam sampel ikan nila

(Oreochromis niloticus)?

4. Apakah asupan deltametrin pada manusia melalui ikan nila melebihi ADI?

2. Keaslian penelitian

Sampai saat ini belum ada penelitian mengenai “Validasi Metode Analisis

Deltametrin dalam Ikan Nila (Oreochromis niloticus) dan Aplikasinya Pada

Penetapan Laju Bioakumulasi Deltametrin Menggunakan Model Lingkungan

Perairan”. Penelitian ini perlu dilakukan sebagai acuan dalam menentukan

bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila.

3. Manfaat penelitian

a. Manfaat metodologis. Hasil dari penelitian ini diharapkan dapat

memberikan alternatif metode dengan validitas yang baik untuk penetapan kadar

residu pestisida deltametrin dalam ikan nila (Oreochromis niloticus), yaitu


6

menggunakan metode kromatografi gas menggunakan detektor penangkap

elektron.

b. Manfaat praktis. Hasil penelitian ini diharapkan dapat memberikan

manfaat dan menjadi acuan baik untuk pemerintah maupun peneliti lingkungan

dalam penetapan kadar residu deltametrin dalam ikan nila (Oreochromis niloticus)

yang valid, reliabel, dan memenuhi jaminan kualitas.

B. Tujuan Penelitian

Tujuan umum penelitian ini adalah untuk mendapatkan metode analisis

residu deltametrin dalam sampel ikan nila (Oreochromis niloticus) sehingga

memperoleh data yang valid, reliabel, serta memenuhi jaminan kualitas sehingga

dapat dijadikan acuan bagi pemerintah dan dapat menjadi pedoman teknik analisis

pestisida yang tepat dan memenuhi quality assurance. Juga untuk mengetahui

bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila.

Tujuan khusus penelitian ini adalah:

1. Mendapatkan komposisi fase diam dan fase gerak optimal pada proses

pembersihan ko-ekstraktan, sehingga residu deltametrin dapat terpisah dari

ko-ekstraktan.

2. Mendapatkan kondisi yang optimal untuk determinasi residu deltametrin

menggunakan instrument kromatrografi gas detektor penangkap elektron

(Gas Chromatography-Electron Capture Detector/GC-ECD) sehingga

diperoleh data dengan validitas yang baik


7

3. Mengetahui bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila (Oreochromis

niloticus)

4. Mengetahui resiko konsumsi ikan nila yang terapar deltametrin


8

BAB II

PENELAAHAN PUSTAKA

A. Pestisida

1. Pengertian pestisida

Pestisida adalah substansi kimia yang digunakan untuk membunuh atau

mengendalikan berbagai hama. Kata pestisida berasal dari kata pest, yang berarti

hama dan cida yang berarti pembunuh. Jadi secara sederhana pestisida diartikan

sebagai pembunuh hama. Yang dimaksud hama bagi petani adalah tungau,

tumbuhan pengganggu, penyakit tanaman yang disebabkan oleh fungi (jamur),

bakteria dan virus, kemudian nematoda (cacing yang merusak akar), siput, tikus,

burung, dan hewan lain yang dianggap merugikan (Sudarmo, 1991).

Menurut European Pharmacopoeia (EP), pestisida adalah suatu zat atau

campuran zat yang digunakan untuk mencegah, membunuh, atau mengontrol hama

tumbuhan atau hewan yang tidak diinginkan. Federal Environmental Pesticide

Control Act (FEPCA) mendefinisikan pestisida sebagai zat atau campuran zat yang

dimaksudkan untuk mencegah, membunuh, mengusir atau mengurangi

hama/serangga, hewan pengerat, nematoda, jamur, rumput (Nollet and Rathore,

2010).

Menurut Peraturan Pemerintah No.7 tahun 1973 tentang pengawasan,

peredaran, penyimpanan, dan penggunaan pestisida, pestisida didefinisikan sebagai

semua zat kimia dan bahan lain, serta jasad renik, dan virus yang digunakan untuk:


9

a. Memberantas atau mencegah hama penyakit yang merusak tanaman, bagian-

bagian tanaman, atau hasil-hasil pertanian.

b. Memberantas rerumputan.

c. Mematikan daun dan mencegah pertumbuhan yang tidak diinginkan.

d. Mengatur atau merangsang pertumbuhan tanaman atau bagian-bagian tanaman

tidak termasuk pupuk.

e. Memberantas atau mencegah hama-hama luar pada hewan peliharaan dan

ternak.

f. Memberantas atau mencegah hama-hama air.

g. Memberantas atau mencegah binatang-binatang dan jasad renik dalam rumah

tangga, bangunan, alat-alat angkutan, alat-alat pertanian dan gudang.

h. Memberantas atau mencegah binatang-binatang yang dapat menyebabkan

penyakit pada manusia atau binatang yang perlu dilindungi dengan penggunaan

pada tanaman, air, dan tanah (Anonim, 1998).

Menurut (Wardojo, 1977), pestisida dapat memberikan dampak

pencemaran lingkungan karena dapat mengendap (terdeposit) dalam tumbuhan

ataupun lahan pertanian selama bertahun-tahun sesuai dengan mekanisme

degradasinya. Umumnya degradasi pestisida di lingkungan mengikuti hukum

kinetika reaksi pertama, yaitu bahwa derajat/kecepatan degradasi berhubungan

dengan dosis pengaplikasiannya. Reaksi ini berlangsung dalam dua tahap, yaitu

disipasi (residu menghilang dengan cepat) dan persistensi (residu menghilang

dengan lambat). Terjadinya dua tahap reaksi ini karena deposit insektisida dapat

diabsorbsi dan ditranslokasikan ke tempat lain. Disipasi dapat disebabkan karena


10

fotodegradasi (rusaknya pestisida karena cahaya), sedangkan persistensi dapat

disebabkan karena absorpsi pestisida ke dalam tanah.

2. Residu pestisida

Residu pestisida adalah zat tertentu yang terkandung dalam hasil

pertanian, bahan pangan, atau pakan hewan, baik sebagai akibat langsung maupun

tidak langsung dari penggunaan pestisida. Istilah ini mencakup senyawa turunan

pestisida, seperti senyawa hasil konversi, metabolit, senyawa hasil reaksi, dan zat

pengotor yang dapat memberikan pengaruh toksikologis (Anonim, 2006).

3. Golongan pestisida

Pestisida dapat digolongkan menjadi:

a. Organoklorin (seperti DDT, lindan, aldrin, klordan, endosulfan)

b. Organofosfat (seperti etion, malation, diklorovos)

c. Karbamat (seperti karbaril, karbofuran, karbanolat, propoksur)

d. Piretroid sintetik (seperti sipermetrin, deltametrin, fenvalerat, fluvalinat)

e. Pestisida urea (seperti sulkouron, fikofuron, diafenthiurun) (Nollet and

Rathore, 2010)

4. Jalur masuk ke tubuh

Tubuh dapat terpapar pestisida melalui 4 cara, yaitu:

a. Pemejanan secara oral sering disebabkan karena tidak mencuci tangan sebelum

makan, minum, merokok, tidak sengaja memaparkan pestisida ke makanan,

atau tidak sengaja memaparkan pestisida ke dalam mulut.

b. Pemejanan secara inhalasi sering disebabkan karena kontak yang lama dengan

pestisida akibat berada dalam ruangan tertutup atau ruangan yang memiliki


11

ventilasi udara yang buruk, menangani pestisida tanpa menggunakan alat

pelindung, menghirup udara sesaat setelah pestisida diaplikasikan,

menggunakan respirator yang buruk atau filter yang lama yang tidak diganti.

c. Pemejanan melalui mata disebabkan karena percikan atau semprotan pestisida

yang mengenai mata, mengaplikasikan pestisida saat cuaca berangin tanpa

menggunakan pelindung mata, mengusap mata dengan sarung tangan atau

tangan yang telah terkontaminasi, menuang formula dalam bentuk granul,

serbuk tanpa pelindung mata.

d. Pemejanan melalui kulit sering disebabkan karena tidak mencuci tangan

setelah menangani pestisida atau wadahnya, tidak sengaja mengenai kulit atau

mata yang tidak menggunakan alat pelindung, menggunakan pakaian yang

terkontaminasi pestisida (termasuk sepatu dan sarung tangan),

mengaplikasikan pestisida saat cuaca berangin, memegang permukaan yang

telah diaplikasikan pestisida (Nollet and Rathore, 2010).

5. Efek terhadap kesehatan dan lingkungan

Pestisida dapat menyebabkan 4 macam efek akut pada tubuh, yaitu:

a. Efek akut oral: Beberapa pestisida dapat menyebabkan rasa terbakar pada

mulut, tenggorokan, dan perut. Pestisida lain bila tertelan tidak menyebabkan

rasa terbakar pada sistem pencernaan, tetapi akan terabsorbsi dan terbawa

dalam aliran darah dan dapat membahayakan dalam berbagai cara.

b. Efek inhalasi akut: Beberapa pestisida, membuat seseorang menjadi sulit

bernafas, dapat menyebabkan rasa terbakar pada sistem pernafasan. Pestisida

lainnya ketika terhirup mungkin tidak membahayakan sistem pernafasan, tetapi


12

terbawa dengan cepat dalam aliran darah dan dapat membahayakan dalam

berbagai cara.

c. Efek dermal akut: Kontak dengan beberapa pestisida dapat membahayakan

kulit. Pestisida mungkin dapat menyebabkan kulit menjadi gatal, melepuh,

pecah-pecah, atau berubah warna. Pestisida lain dapat melewati kulit dan mata

dan masuk ke dalam tubuh.

d. Efek akut pada mata: Mata yang terkena pestisida dapat menjadi buta

sementara atau permanen atau iritasi yang parah. Pestisida lainnya mungkin

tidak mengiritasi mata, namun dapat melewati mata dan masuk ke dalam tubuh.

e. Efek alergi: Ini adalah efek berbahaya ketika pada beberapa orang dapat

menimbulkan reaksi terhadap senyawa yang tidak menyebabkan reaksi yang

sama pada kebanyakan orang. Efek alergi meliputi: Efek sistemik seperti asma;

iritasi kulit seperti ruam, melepuh, atau luka terbuka; iritasi pada mata dan

hidung seperti gatal, mata berair, dan bersin (Nollet and Rathore, 2010).

B. Deltametrin

Insektisida dari kelompok piretroid merupakan insektisida sintetik yang

merupakan tiruan analog dari piretrin. Piretrin merupakan suatu senyawa kimia

yang bersifat insektisida yang terdapat dalam piretrum, kumpulan senyawa yang

diekstrak dari bunga krisan (Chrysanthemum spp.). Piretrum alami sudah jarang

digunakan dalam dunia pertanian dikarenakan harga yang mahal dan tidak stabil

bila terkena sinar matahari. Efikasi biologis piretroid bervariasi, tergantung pada

bahan aktif masing-masing. Banyak piretroid yang memiliki efek sebagai racun

kontak yang sangat kuat. Semua piretroid merupakan racun yang mempengaruhi


13

saraf serangga (racun saraf) dengan berbagai macam kerja pada susunan saraf

sentral. Hingga saat ini, telah dikembangkan 4 generasi piretroid, yaitu generasi I

(alletrin); generasi II (resmetrin); generasi III (fenvalerat, permetrin); serta generasi

IV (deltametrin, fluvalinat, dan sipermetrin) (Djojosumarto, 2008).

Meskipun lebih stabil daripada piretrin, piretroid mudah terbiodegradasi

dan tidak memiliki waktu paruh dalam tubuh yang panjang. Piretroid dapat

berikatan dengan partikel di tanah dan sedimen dan menunjukkan beberapa

persitensi di lokasi tersebut. Dengan kelarutannya yang rendah dalam air, piretroid

tidak menunjukkan sifat sistemik yang signifikan dan tidak digunakan sebagai

insektisida sistemik. Masalah utama terhadap lingkungan terkait dengan toksisitas

piretroid pada ikan dan invertebrata lainnya. Piretroid umumnya diformulasikan

menjadi emulsi yang digunakan dengan cara disemprotkan. Piretroid digunakan

untuk mengontrol berbagai macam hama serangga pada lahan pertanian dan

tanaman hortikultura di seluruh dunia dan sekarang digunakan secara luas untuk

mengendalikan serangga vektor penyakit (misalnya lalat tsetse di beberapa bagian

Afrika) (Walker, 2001).

Piretroid sintetik generasi pertama memiliki sifat sangat sensitif terhadap

cahaya, udara, dan temperatur. Oleh sebab itu, piretroid jenis ini digunakan untuk

mengontrol hama dalam ruangan. Sementara piretroid generasi kedua memiliki

stabilitas yang baik pada kondisi di luar ruangan oleh sebab itu, piretroid generasi

kedua digunakan diseluruh dunia untuk mengatasi hama pertanian (Krieger, 2010).

1. Pengertian


14

Deltametrin ((S)-α-cyano-3-phenoxybenzyl (1R, 3R)-3-(2,2-

dibromovinyl)-2,2-dimethylcyclopropane carboxylate) merupakan insektisida

golongan piretroid yang memiliki struktur seperti Gambar 1.

Gambar 1. Struktur deltametrin (World Health Organization, 2012)

Deltametrin di sintesis pada tahun 1974, dan pertama kali dipasarkan pada

tahun 1977. Penggunaan deltametrin di dunia mencapai 250 ton per tahun pada

1987. Umumnya digunakan pada kapas (45% dari konsumsi total), dan pada lahan

kopi, jagung, sereal, buah, sayuran, dan produk-produk yang dipasarkan.

Deltametrin diformulasikan dalam bentuk emulsi konsentrat, suspensi konsentrat,

serbuk, atau dikombinasikan dengan pestisida lainnya (World Health Organization,

1990).


15

Tabel I. Sifat fisika kimia deltametrin (European Commision, 2002)

2. Disipasi deltametrin

Proses disipasi pestisida memegang peranan penting dalam penentuan

keberadaan di lingkungan. Disipasi pestisida terkait erat dengan struktur

fisikokimia senyawa pestisida yang dipelajari. Jalur disipasi pestisida di lingkungan

Nama umum Deltametrin

Nama kimia

(IUPAC)

(S)-α-cyano-3-phenoxybenzyl (1R, 3R)-3-(2,2-

dibromovinyl)-2,2-dimethylcyclopropane carboxylate

Nama kimia (CA)

1R-[1α(S*),3α]]-3-(2,2-dibromoethenyl)-2,2-

dimethyl-cyclopropanecarboxylic acid, cyano (3-

phenoxyphenyl) methyl ester

Rumus molekul C22H19Br2NO3

Bobot molekul 505,2

titik lebur 100-102°C (373-375°K)

titik didih terdekomposisi pada suhu diatas 300°C

Pemerian Serbuk kristal, tidak berwarna dan tidak berbau

Kerapatan relatif 0,550 g/cm3

Tekanan uap 1,24 x 10-8 Pa pada 25°C

Konstanta Henry 3,1 x 10-2 Pa.m3/mol pada 25°C

Kelarutan dalam air 0,0002 mg/L pada 25°C, kelarutan tidak tergantung

pH (dilakukan pada pH 7,49-7,85)

Kelarutan dalam

pelarut organik

memiliki kelarutan tinggi pada kebanyakan pelarut

ogranik pada temperatur ruangan

1,2-dichloroethane > 600 g/L, 20°C

acetone 300-600 g/L, 20°C

dimethylsulfoxide 200-300 g/L, 20°C

ethyl acetate 200-300 g/L, 20°C

p-xylene 150-200 g/L, 20°C

xylene 175 g/L, 20°C

acetonitrile 60-75 g/L, 20°C

methanol 8,15 g/L, 20°C

n-heptane 2,47 g/L, 20°C

Koefisien partisi (log

Pow)

4,6 (25°C, pH 7,6) tidak tergantung pH, ada

kemungkinan terjadi bioakumulasi

Stabilitas fotolitik

dalam air (Dt50)

fototransformasi langsung t1/2 = 48 hari

fototransformasi tidak langsung t1/2 = 4 hari


16

meliputi translokasi dan degradasi. Deltametrin di tanah dapat hilang/terdegradasi

melalui proses fisika, kimia, dan mikrobiologis. Proses fisika meliputi: penyerapan,

penguapan, pelindihan, dan diserap tanaman. Proses kimia meliputi proses

fotokimia dan mikrobiologis. Deltametrin kemungkinan tidak terjerap secara kuat

pada bagian dedaunan dari tanaman, dan penguapan dari permukaan ini juga lebih

tinggi dibandingkan dengan tanah. Pada salah satu penelitian di lapangan, 12-72%

deltametrin menguap dari permukaan tanaman pada 24 jam setelah aplikasi

(Anonima, 2009).

Deltametrin diinkubasi pada pasir dan tanah organik pada suhu 28 °C

dalam kondisi laboratorium, setelah 8 minggu perlakuan sekitar 52% dan 74%

deltametrin yang diaplikasikan diperoleh kembali dari pasir dan tanah organik

(World Health Organization, 1990).

Degradasi dari deltametrin diteliti oleh Zhang et al. (1984) pada tanah

organik selama periode 180 hari. Waktu paruh deltametrin yang diperoleh adalah

72 hari, mengindikasikan bahwa deltametrin kemungkinan besar lebih kurang

rentan terdegradasi dalam tanah organik daripada tanah mineral. Degradasi

deltametrin juga diteliti oleh Thier and Schmidt (1977) pada 2 jenis tanah di Jerman.

Waktu paruh untuk tanah berpasir dan tanah liat berpasir berturut-turut adalah 35

dan 60 hari. Semua penelitian ini menunjukkan bahwa deltametrin cepat

terdegradasi dalam tanah. Waktu paruh deltametrin tergantung pada kondisi tanah

dan temperatur. Secara umum waktu paruhnya berkisar antara 11-72 hari, pada

kondisi aerob. Degradasi deltametrin lebih lambat pada kondisi anaerob atau


17

kondisi steril, mengindikasikan bahwa mikroorganisme dan proses biologis yang

lain memegang peranan yang sangat penting (World Health Organization, 1990).

Hidrolisis deltametrin tidak signifikan pada pH 5 dan 7. Pada pH 9,

hidrolisis signifikan dengan waktu paruh 2,5 hari (25 ºC) hingga 7 hari (12 ºC).

pada pH 8, waktu paruhnya 31 hari (23 ºC) hingga 75 hari (12 ºC) (Standing

Committee on Biocidal Products, 2011).

Pada lingkungan akuatik, deltametrin akan sangat cepat terpartisi ke

sedimen, dan biota. Pada laboratorium, 60% dari radioaktivitas yang diaplikasikan

ditemukan pada sedimen sesaat setelah diaplikasikan. Dalam sistem air/sedimen,

degradasi DT50 sekitar 45 dan 141 hari pada 2 sistem yang berbeda pada 20 ºC (104

dan 253 hari pada suhu 12 ºC). pH fase air pada sistem adalah 8,0-9,1 dan hidrolisis

mungkin mempunyai pengaruh terhadap degradasi. Di tanah, nilai DT50 orde 1

adalah 11-27 hari. Pada suhu 12 ºC, DT50 adalah 31-74 hari. pH dari 4 macam tanah

yang digunakan masing-masing adalah 5,8, 5,9, 7,5, dan 8,1 dan hidrolisis mungkin

adalah rute degradasi yang tidak signifikan pada tanah. Metabolit utama

deltametrin, Br2CA telah dihitung sekitar 0,7-11,6 hari (Standing Committee on

Biocidal Products, 2011).

Degradasi abiotik: stabil pada pH 5 dan 7 (25°C), pH 8 31 hari, pH 9 2,5

hari. Metabolit terbanyak: mPaldehyde (utama), Br2CA (trace). Degradasi fotolisis:

fototransformasi langsung yang tidak signifikan (DT50 ≥ 48 hari), fototransformasi

tidak langsung DT50 4 hari (European Commision, 2002).


18

3. Efek toksik deltametrin

Deltametrin sangat toksik terhadap ikan, 96 jam LC50 berkisar antara 0,4

– 2,0 µg/L. deltametrin juga sangat toksik untuk invertebrata akuatik, 48 jam LC50

untuk Daphnia magna adalah 5 µg/L (World Health Organization, 1990).

Pada beberapa kasus yang tidak fatal terpejannya deltametrin pada

manusia karena kelalaian, efek yang ditimbulkan adalah mati rasa, gatal, perasaan

geli, dan terbakar pada kulit dan vertigo adalah efek yang sering dilaporkan.

Kebanyakan efek ini hanya sementara dan menghilang setelah 5-7 hari. Tidak ada

efek samping jangka panjang yang pernah dilaporkan (World Health Organization,

1990).

Tanda keracunan pada manusia adalah paresthesia yang paling sering

dilaporkan. Selain itu juga rasa geli, gatal, rasa terbakar, dan mati rasa setelah

pemejanan pada kulit. Paresthesia dilaporkan bersifat reversible kadang hingga 48

jam. paresthesia terjadi hanya pada tempat pemejanan pada kulit. Seorang wanita

berusia 25 tahun yang mengalami keracunan cukup hebat setelah menyemprotkan

deltametrin pada ladang kapas mengeluh pusing, nausea, rasa lelah, pandangan

menjadi kabur, kehilangan nafsu makan, rasa terbakar dan geli pada wajah, mual,

vertigo, gangguan tidur, dan hilangnya kesadaran. Seorang pria berusia 31 tahun

dengan gejala keracunan ringan setelah menyemprotkan deltametrin pada ladang

kapas mengalami pusing, nausea, rasa lelah, pandangan menjadi kabur, kehilangan

nafsu makan, sensasi terbakar dan gatal pada muka dan dada (National Pesticide

Information Center, 2010).


19

a. Toksisitas akut: Pada tikus LD50 oral 87 mg/kg BB, LD50 dermal >2000

mg/kg BB, LC50 inhalasi 0,6 mg/L (6 jam pemejanan seluruh tubuh, aerosol), iritasi

kulit: Tidak iritasi, iritasi mata: Tidak iritasi (European Commision, 2002).

Toksisitas oral akut deltametrin pada tikus menunjukkan gejala seperti:

muncul warna pada bulu, grooming berlebihan, pengeluaran air liur, diare,

mengantuk, menjadi lemah, dyspnea, piloerection, ptosis, kesulitan berjalan,

inkordinasi gerakan, hipotonia, kematian (World Health Organization, 1990).

b. Toksisitas jangka pendek: Target: Sistem saraf (efek neurologi),

NOAEL/NOEL oral terendah: NOAEL 1 mg/kg bw/d ( uji oral selama 90 hari pada

tikus, dan studi 1 tahun pada anjing), NOAEL/NOEL dermal terendah: NOAEL

1000 mg/kg bw/d (berdasarkan pada uji dermal selama 21 hari pada tikus),

NOAEL/NOEL inhalasi terendah: NOAEL < 3 mg/L (berdasarkan pada studi pada

tikus selama 14 hari) (European Commision, 2002).

c. Toksisitas jangka panjang dan karsinogenisitas: Target: Sistem saraf (efek

neurologi), NOAEL 25 ppm atau 1 mg/kg bw/d (2 tahun pada tikus),

karsinogenisitas: Tidak ada potensi karsinogenik (European Commision, 2002).

d. Ekotoksikologi: Vertebrata terestrial: Toksisitas akut pada mamalia: LD50

87 mg/kg BB (tikus), toksisitas akut pada burung: LD50 > 2250 mg/kg BB (Colinus

virginianus), LD50 > 4640 mg/kg BB (Anas platyrhynchus), toksisitas oral jangka

pendek pada mamalia: NOEL 2,5 mg/ kg bw/d (studi oral pada anjing selama 13

minggu) (European Commision, 2002).


20

Tabel II. Toksisitas deltametrin pada organisme akuatik (European Commision,

2002)

Spesies

Skala

waktu

Toksisitas

(µg a.s./l)

Hasil

akhir

Toksisitas akut ikan O. mykiss 96 h1 0,26 LC50

Toksisitas akut ikan

jangka panjang O. mykiss 28 d1 <0,032 NOEC

Bioakumulasi pada

ikan 1400 28 d1 - BCF

Toksisitas akut pada

invertebrata

Deltametrin:

D. magna

24 h1

48 h1

> 1,3

0,56

EC50

EC50

D. magna

24 h2

48 h2

0,25

0,11

EC50

EC50

Decis EC:

Gammarus

fasciatus

96 h1

96 h1

96 h4

0,00031

0,0032

> 0,043

LC50

LC50

LC50

A. aquaticus 96 h2 0,00051 LC50

Toksisitas kronik

invertebrata

Deltametrin: D.

magna 21d1 0,0041 NOEC

Keterangan: 1flow trough, 2semi static, 4 one pulse exposure, followed by flow-through of

clean water, sediment/water system

4. Mekanisme aksi

Deltametrin termasuk piretroid tipe II, tanda keracunan meliputi tremor,

pengeluaran air liur, dan konvulsi. Onsetnya cepat dan kemudian akan hilang

setelah beberapa hari pada yang selamat (World Health Organization, 1990).

Deltametrin efektif melawan serangga melalui saluran pencernaan dan

kontak langsung. Piretroid secara umum mengganggu produksi normal sinyal saraf

dalam sistem saraf. Piretroid bekerja pada membrane saraf dengan menunda

menutupnya gerbang sodium ion channel. Piretroid tipe II, termasuk deltametrin

mempunyai gugus α-cyano yang menginduksi long lasting inhibiton dari sodium

channel activation gate. Hasilnya adalah memperpanjang permeabilitas dari saraf


21

ke sodium dan menghasilkan sinyal saraf berulang pada sensory organ, sensory

nerves, dan otot (National Pesticide Information Center, 2010). Ciri dari keracunan

yang terlihat adalah terjadinya tremor otot yang tidak terkoordinasi (Walker,

Hopkin, Sibly, and Peakall, 2001).

Gambar 2. Kanal Sodium (Walker, Hopkin, Sibly, and Peakall, 2001)

Membran sel saraf memiliki muatan spesifik. Dengan berubahnya jumlah

ion (charged atoms) melewati kanal ion menyebabkan depolarisasi membran yang

menyebabkan dilepaskannya neurotransmiter. Neurotransmiter membantu

komunikasi sel saraf. Pesan elektrikal yang dikirim diantara sel saraf menyebabkan

mereka menghasilkan respon seperti gerakan pada hewan atau serangga. Piretroid

bekerja sebagai racun kontak yang mempengaruhi sistem saraf serangga. Meskipun

piretroid adalah racun saraf, tetapi piretroid tidak menghambat kolinesterase seperti

insektisida organofosfat atau karbamat (National Pesticide Telecommunications

Network, 1998).

5. Metabolisme deltametrin

Kecepatan absorbsi deltametrin secara oral sekitar 75%, berdasarkan data

ekskresi dari urin pada tikus. Deltametrin akan segera diabsorbsi ketika

diadministrasikan secara oral pada tikus (mayoritas radioaktivitas dieliminasi


22

selama 24 jam setelah pemejanan, 19-47% di urin, 32-55% di feses) dan

distribusikan pada jaringan. Residu pada jaringan relatif rendah, residu terbanyak

ditemukan pada lemak. Tidak ada indikasi akumulasi, meskipun residu deltametrin

pada jaringan adipose dieliminasi dengan waktu paruh > 24 jam. deltametrin

dengan cepat diekskresikan melalui urin dan feses (Standing Committee on

Biocidal Products, 2011).

Deltametrin diabsorbsi melalui rute oral, dan sedikit melalui rute dermal,

kecepatan absorbsinya sangat tergantung dari pembawa atau solven. Deltametrin

yang telah diabsorbsi kemudian akan dimetabolisme dan diekskresikan (World

Health Organization, 1990).

Metabolit terbanyak adalah Br2CA (Decamethrinic acid) bebas dan

terkonjugasi, trans-hydroxymethyl-Br2CA, dan 3-(4-hydroxyphenoxy) benzoic

acid yang dibentuk dari esterifikasi, oksidasi, dan konjugasi (World Health

Organization, 1990).

Reaksi metabolisme yang utama adalah oksidasi, pemecahan ikatan ester,

dan konversi bagian siano menjadi tiosianat dan 2-iminothiazolidine-4-carboxylic

acid (ITCA). Asam karboksilat dan derivat fenol dikonjugasikan dengan asam

sulfur, glisin, dan/atau asam glukoloronik (World Health Organization, 1990).

Metabolisme deltametrin pada manusia. Tiga pria muda menerima dosis

tunggal 3 mg deltametrin yang dikombinasikan dengan 1 gram glukosa dan

dilarutkan terlebih dahulu dalam 10 mL PEG 300 dan kemudian dalam 150 mL air.

Radioaktivitas total adalah 1,8 ± mBq. Sampel darah, urin, air liur, dan feses

diambil pada interval selama 5 hari. Pemeriksaan klinis dan biologis dilakukan


23

setiap 12 jam selama perlakuan dan 1 minggu setelah perlakuan berakhir.

Pemeriksaan klinis dan biologis tidak mendeteksi adanya kelainan. Tidak ada tanda

efek samping atau intolerance reaction, baik selama atau setelah masa percobaan.

Radioaktivitas maksimal plasma muncul antara 1-2 jam setelah administrasi. Waktu

paruh eliminasi yang diperoleh antara 10,0 dan 11,5 jam. Radioaktivitas pada sel

darah, juga air liur sangat rendah. Ekskresi urin menunjukkan 90% radioaktivitas

diekskresikan selama 24 jam setelah absorbsi. Waktu paruh ekskresi urin yang

tampak adalah 10,0 – 13,5 jam dimana hasil ini konsisten dengan data plasma.

Eliminasi feses pada akhir periode observasi menunjukkan 10 – 26% dari dosis.

Total eliminasi feses dan urin sekitar 64-77% dari dosis awal yang diberikan setelah

96 jam (World Health Organization, 1990).

Mamalia umumnya memetabolisme piretroid melalui hidrolisis ester,

oksidasi, dan konjugasi. Pemutusan ester adalah rute utama degradasi dalam tubuh.

Tiosianat adalah metabolit utama setelah tikus diberikan deltametrin secara oral dan

intraperitonial. Metabolit yang lainnya meliputi PBA (3-phenoxybenzoic acid), 4’-

OH-PB acid sulfate (4’-hydroxy-3-phenoxybenzoic acid sulfate), Br2CA (3-(2,2-

dibromoethenyl)-2,2-dimethylcyclopropanecarboxylic acid) dan konjugat

glukoronat (National Pesticide Information Center, 2010).

6. Akumulasi deltametrin

Bioakumulasi deltametrin diteliti pada bluegill sunfish (Lepomis

machrochirus). Nilai biokonsentrasi (BCF) yang diperoleh adalah 310, 2800, dan

1400 untuk edible, non-edible dan seluruh jaringan tubuh. Setelah 14 hari periode

depurasi 70, 75 dan 76% yang dieliminasi dari edible, non-edible, dan seluruh


24

jaringan tubuh. Waktu paruh biologis adalah 4,3 hari pada seluruh jaringan tubuh

(Standing Committee on Biocidal Products, 2011).

Biokonsentrasi deltametrin pada cacing tanah adalah 483 menggunakan

Kow 40 200 untuk deltametrin (Standing Committee on Biocidal Products, 2011).

C. Biota Percobaan

1. Ikan Nila (Oreochromis niloticus)

Klasifikasi ikan nila menurut Myers, Espinosa, Parr, Jones, Hammond,

and Dewey (2013):

Kingdom: Animalia

Filum: Chordata

Subfilum: Vertebrata

Kelas: Actinopterygii

Ordo: Perciformes

Famili: Ciclidae

Genus: Oreochromis

Spesies: Oreochromis niloticus

Gambar 3. Ikan nila (Ueberschaer, 2000)


25

Ikan nila hidup di perairan air tawar hampir di seluruh Indonesia. Jenis

ikan ini sebenarnya bukan ikan asli Indonesia. Habitat asli ikan nila adalah di

Sungai Nil dan daerah perairan di sekitarnya. Menurut sejarahnya, ikan nila masuk

ke Indonesia pada tahun 1969. Ikan nila didatangkan oleh Balai Penelitian

Perikanan Air Tawar (BPAT) Bogor dari Taiwan. Setelah diteliti dan dilakukan

adaptasi, ikan ini mulai disebarkan ke beberapa daerah di Indonesia. Nila adalah

nama khas Indonesia yang diberikan pemerintah melalui Direktur Jenderal

Perikanan. Nama tersebut diambil dari nama spesies ikan ini, yakni nilotica yang

kemudian diadaptasi menjadi nila (Sutanto, 2012).

Ikan nila merupakan ikan air tawar yang cukup dikenal luas masyarakat

Indonesia. Secara deskripsi dan bentuk ikan nila mirip dengan ikan mujair, tetapi

memiliki ukuran yang lebih besar. Ikan nila termasuk jenis ikan yang mudah

dibudidyakan, oleh karena itu ikan nila termasuk komoditas unggulan dalam bisnis

perikanan air tawar. Permintaan yang besar terhadap ikan nila mengakibatkan

budidaya ikan nila semakin berkembang dan menjadi ladang bisnis yang

menjanjikan. Perkembangan budidaya ikan nila ini juga sehingga sekarang banyak

dihasilkan jenis ikan nila unggulan (Sutanto, 2012).

Ikan nila mengandung 77-79% air, 17-18% protein, 1,5-3,2 % lemak, dan

1,1-15% mineral (Muchiri, 2006).

2. Habitat ikan nila

Habitat nila adalah perairan tawar, seperti sungai, danau, waduk, dan rawa-

rawa, teteapi karena toleransinya yang luas terhadap salinitas (euryhaline), dapat

pula hidup dengan baik di air payau dan laut. Salinitas yang cocok untuk nila adalah


26

0-35 ppt (part per thousand) dengan pH 6-8,5. Nila dapat hidup pada perairan

dengan kandungan oksigen minim, kurang dari 3 ppm (part per million) (Kordi,

2010).

Hal yang paling berpengaruh dengan pertumbuhan ikan nila adalah

salinitas atau kadar garam. Jumlah 0-29% adalah kadar maksimal untuk ikan nila

agar tumbuh dengan baik. Meski ikan nila dapat hidup di kadar garam sampai 35%,

tetapi di lingkungan seperti itu ikan nila tidak dapat berkembang dengan baik

(Sutanto, 2012).

Ikan nila hanya dapat berkembang pada suhu air yang hangat dan tidak

dapat hidup pada air yang dingin. Ikan nila juga dikenal dengan sebutan ikan tropis

karena memang hanya ada di daerah tropis dengan suhu di antara 23-32 ºC. maka

tidak heran, ikan nila tidak sulit ditemukan di daerah-daerah seluruh Indonesia

(Sutanto, 2012).

Keasaman air yang cocok adalah 6 – 8,5, namun pertumbuhan optimal

terjadi pada pH 7 – 8. pH yang masih ditoleransi nila adalah 5-11. Suhu optimal

untuk pertumbuhan nila antara 25 – 30 °C. Pada suhu 22 °C nila masih dapat

memijah, begitu pula pada suhu 37 °C. pada suhu di bawah 14 °C atau lebih 38 °C

nila mulai tergannggu. Sedangkan suhu mematikan adalah 6 °C dan 42 °C (Kordi,

2010).

3. Makanan ikan nila

Ikan nila termasuk omnivora atau pemakan segala. Ikan ini dapat

berkembang biak dengan berbagai macam makanan, baik yang berasal dari hewani

maupun nabati. Kebiasaan memakan makanan hewani dan nabati tergantung umur


27

ikan nila. Pada saat larva, setelah habis kuning telur, ikan nila suka dengan

phytoplankton. Setelah ukuran badannya menjadi sedikit lebih besar, benih ikan

nila sangat suka dengan zooplankton, seperti Rotifera sp, Impusoria sp, Daphnia

sp, Moina sp, dan Cladocera sp. Setelah dewasa, ikan nila sangat suka dengan

cacing, seperti cacing tanah, cacing darah, dan tubifex. Selain itu, bahan makanan

nabati berupa daun talas adalah makanan kesukaan ikan nila (Sutanto, 2012).

Untuk pemeliharaan nila diberi pakan buatan (pelet) yang mengandung

protein antara 20-25%. Menurut penelitian, nila yang diberi pelet yang mengandung

protein 25% tumbuh optimal. Namun nila peliharaan yang diberi makanan berupa

dedak halus, tepung bungkil kacang, ampas kelapa dan sebagainya, juga dapat

tumbuh dengan baik. Untuk memacu pertumbuhan ikan nila, pakan yang diberikan

harus mengandung protein 25-35% (Kordi, 2010).

4. Perkembangbiakan ikan nila

Ikan nila dikatakan dewasa jika sudah berumur 4-5 bulan. Pertumbuhan

maksimal ikan nila untuk melakukan perkembangbiakan adalah sekitar 1,5-2 tahun.

Ikan nila yang sudah berumur lebih dari 1 tahun beratnya mencapai 800 gram. Ikan

nila dapat mengeluarkan 1200-1500 larva setiap kali memijah. Pemijahan dapat

berlangsung 6-7 kali dalam setahun (Sutanto, 2012).

Siklus hidup ikan nila dapat dibagi menjadi lima fase yaitu telur, larva,

benih, konsumsi, dan induk. Bentuk, ukuran tubuh, dan sifat ikan nila selalu

berubah dalam setiap fase. Semua fase dilewati dalam waktu yang berbeda-beda

(Sutanto, 2012).


28

5. Uptake pada ikan

Pada organisme akuatik seperti ikan, proses uptake dapat terjadi melalui

isang, dari makanan yang kemudian akan masuk ke dalam saluran pencernaan,

maupun dari permukaan tubuh organisme tersebut. Tetapi insang merupakan organ

uptake utama pada ikan. Rute uptake dapat berbeda pada tiap organisme, tergantung

senyawa, dan tergantung pada kondisi lingkungan (Walker, Hopkin, Sibly, and

Peakal, 2001).

Gambar 4. Struktur insang ikan (Evans, Piermarini, and Choe, 2005)

Insang merupakan respirasi organisme akuatik yang berfungsi

mengekstrak oksigen dari air, dan juga dapat mengambil senyawa yang larut dalam

air. Insang seringkali memiliki area permukaan total yang jauh lebih besar daripada

area permukaan tubuh yang lain. Pergerakan media respirasi melintasi permukaan

respirasi, proses yang disebut ventilasi, mempertahankan gradient tekanan parsial

O2 dan CO2 melintasi insang yang diperlukan untuk pertukaran gas. Untuk

mendorong ventilasi, sebagian besar hewan yang memiliki insan menggerakkan

insangnya melintasi air atau menggerakkan air melintasi isangnya. Ikan


29

menggunakan gerakan berenang atau gerakan yang terkoordinasi dari mulut dan

penutup insang untuk memventilasi insangnya. Arus air akan memasuki mulut,

melewati celah-celah di faring, mengalir melintasi insang, dan kemudian keluar dari

tubuh (Campbell, Reece, Urry, Cain, Wasserman, Minorsky, et. al, 2010).

Susunan kapiler-kapiler di dalam insang memungkinkan pertukaran

melawan arus, pertukaran zat-zat atau panas di antara dua cairan yang mengalir

kearah yang berlawanan (Campbell, Reece, Urry, Cain, Wasserman, Minorsky, et.

al, 2010).

D. Bioakumulasi

Bioakumulasi adalah adanya peningkatan konsentrasi senyawa uji pada

biota, misalnya ikan. Proses akumulasi dari senyawa pada berbagai organisme

melalui fase akuatik umumnya diklasifikasikan menjadi 2 tipe: bioconcentration

dan biomagnification. Bioconcentration adalah akumulasi dari senyawa yang

terlarut dalam air, ikan, dan organisme akuatik melalui insang dan permukaan tubuh

secara langsung. Bioconcentration factor (BCF) didefinisikan sebagai rasio

konsentrasi senyawa dalam organisme akuatik terhadap fase air dibawah kondisi

setimbang (steady-state). Pengukuran BCF dilakukan dengan konsentrasi rata-rata

dari senyawa dalam seluruh tubuh yang diserap melalui insang, kulit, dan saluran

pencernaan ikan. Kadang BCF diperkirakan terhadap kadar lemak ikan. (Krieger,

2010).

E. Analisis Kelumit (Trace Analysis)

Analisis kelumit (trace analysis) adalah istilah yang digunakan untuk

menggambarkan penerapan kimia analitik (pengukuran jumlah suatu zat) dalam


30

keadaan dimana jumlah analit sangat kecil. Analisis kelumit umumnya dilakukan

pada kisaran di bawah bagian per juta (part per million / ppm) misalnya 1 ppm =

1µg/g = 0,0001% atau 1 mg/L untuk cairan. Analis lain medefinisikan secara lebih

umum bahwa analisis kelumit adalah analisis dimana konsentrasi analit cukup kecil

yang menyebabkan kesulitan dalam memperoleh hasil yang dapat dipercaya. Selain

disebabkan karena rendahnya konsentrasi analit dalam matriks, ada beberapa faktor

yang mungkin dapat mempengaruhi kesulitan yang dirasakan oleh analis pada

konsentrasi rendah, seperti kehilangan analit, kontaminasi, atau interferensi

(Prichard, MacKay, Points, 1996).

Tabel III. Klasifikasi teknik dan metode analisis berdasarkan konsentrasi analit

dalam sampel menurut Namiesnik (2002)

Beberapa masalah yang sering terjadi dalam analisis kelumit adalah:

a. Konsentrasi analit yang akan ditentukan jauh lebih rendah dibandingkan

dengan konstituen lain yang ada dalam matriks


31

b. Adanya kontaminasi dari reagen, alat, atau lingkungan laboratorium yang dapat

menghasilkan false results

c. Hilangnya analit akibat adsorpsi, degradasi, atau selama proses analisis

d. Konstituen matriks dapat mengganggu sistem deteksi yang digunakan,

menyebabkan nilai palsu menjadi lebih tinggi, sehingga dibutuhkan pemurnian

yang lebih baik dan atau detektor yang lebih selektif.

e. Hasil yang diperoleh dengan teknik instrumen yang umum digunakan kurang

tepat dibandingkan dengan menggunakan prosedur klasik

f. Secara umum, sulit untuk memastikan keandalan metode karena material

referensi yang tersedia untuk berbagai aplikasi analisis kelumit cukup sedikit

(Prichard, MacKay, Points, 1996).

F. Ekstraksi

Ekstraksi cair-cair digunakan sebagai cara untuk praperlakuan sampel atau

clean-up sampel untuk memisahkan analit-analit dari komponen-komponen

matriks yang mungkin mengganggu pada saat kuantifikasi atau deteksi analit. Di

samping itu, ekstraksi pelarut juga digunakan untuk memekatkan analit yang ada

dalam sampel dengan jumlah kecil sehingga tidak memungkinkan atau menyulitkan

untuk deteksi atau kuantifikasinya (Gandjar dan Rohman, 2007).

Dalam bentuk paling sederhana, suatu alikuot larutan air digojog dengan

pelarut organik yang tidak campur dengan air. Kebanyakan prosedur ekstraksi cair-

cair melibatkan ekstraksi analit dari fase air ke dalam pelarut organik yang bersifat

non polar atau agak polar seperti heksana, metilbenzen, atau diklorometan.


32

Meskipun demikian, proses sebaliknya (ekstraksi analit dari pelarut organik non

polar ke dalam air) juga mungkin terjadi (Gandjar dan Rohman, 2007).

Analit-analit yang mudah terekstraksi dalam pelarut organik adalah

molekul-molekul netral yang berikatan secara kovalen dengan substituen yang

bersifat non polar atau agak polar. Sementara itu, senyawa-senyawa polar dan

senyawa-senyawa yang mudah mengalami ionisasi akan tertahan dalam fase air

(Gandjar dan Rohman, 2007).

Ekstraksi cair-cair ditentukan oleh distribusi Nerst atau hukum partisi yang

menyatakan bahwa “pada konsentrasi dan tekanan yang konstan, analit akan

terdistribusi dalam proporsi yang selalu sama diantara dua pelarut yang saling tidak

campur”. Perbandingan konsentrasi pada keadaan setimbang di dalam 2 fase

disebut dengan koefisien distribusi atau koefisien partisi (KD) dan dirumuskan

sebagai berikut:

KD = [𝑆]𝑜𝑟𝑔

[𝑆]𝑎𝑞

Keterangan:

KD = koefisien partisi

[S]org = konsentrasi analit dalam fase organik

[S]aq = konsentrasi analit dalam fase air

Dalam prakteknya, analit seringkali berada dalam bentuk kimia yang

berbeda karena adanya disosiasi (ionisasi), protonasi, dan juga kompleksasi atau

polimerasi karenanya ekspreksi yang lebih berguna adalah rasio distribusi atau

rasio partisi (D). Persamaannya adalah sebagai berikut:

D = (𝐶𝑠)𝑜𝑟𝑔

(𝐶𝑠)𝑎𝑞


33

Keterangan:

D = rasio partisi

(Cs)org = konsentrasi total analit (dalam segala bentuk) dalam fase organik

(Cs)aq = konsentrasi total analit (dalam segala bentuk) dalam fase air

Analit yang mempunyai rasio distribusi besar (104 atau lebih) akan mudah

terekstraksi ke dalam pelarut organik meskipun proses kesetimbangan (yang berarti

100% solut terekstraksi atau tertahan) tidak pernah terjadi (Gandjar dan Rohman,

2007).

Kebanyakan ekstraksi dilakukan dengan menggunakan corong pisah

dalam waktu beberapa menit. Akan tetapi untuk efektivitas ekstraksi analit dengan

rasio distribusi yang kecil (< 1), ekstraksi hanya dapat dicapai dengan mengenakan

pelarut baru pada larutan sampel secara terus menerus (Gandjar dan Rohman,

2007).

Pelarut organik yang dipilih untuk ekstraksi pelarut adalah pelarut yang

mempunyai kelarutan yang rendah dalam air (< 10%), dapat menguap sehingga

memudahkan penghilangan pelarut organik setelah dilakukan ekstraksi, dan

mempunyai kemurnian yang tinggi untuk meminimalkan adanya kontaminasi

sampel (Gandjar dan Rohman, 2007).

Beberapa masalah yang sering dijumpai ketika melakukan ekstraksi

pelarut yaitu: Terbentuknya emulsi, analit terikat kuat pada partikulat, analit

terserap oleh partikulat yang mungkin ada, analit terikat pada senyawa yang

mempunyai berat molekul tinggi, dan adanya kelarutan analit secara bersama-sama

dalam kedua fase. Terjadinya emulsi merupakan hal yang paling sering dijumpai.


34

Oleh karena itu, jika emulsi antara kedua fase ini tidak dirusak maka recovery yang

diperoleh kurang baik. Emulsi dapat dipecah dengan cara:

i. Penambahan garam ke dalam fase air

ii. Pemanasan atau pendinginan corong pisah yang digunakan

iii. Penyaringan melalui glass-wool

iv. Penyaringan dengan menggunakan kertas saring

v. Penambahan sedikit pelarut organik yang berbeda

vi. Sentrifugasi (Gandjar dan Rohman, 2007).

G. Kromatografi Gas

1. Pengertian

Kromatografi gas merupakan metode dinamis untuk pemisahan dan

deteksi senyawa-senyawa yang mudah menguap dalam suatu campuran.

Kromatografi gas diperkenalkan pertama kali pada tahun 1950 dan saat ini

merupakan alat utama yang digunakan oleh laboratorium untuk melakukan analisis.

Perkembangan teknologi yang signifikan dalam bidang elektronik, komputer, dan

kolom telah menghasilkan batas deteksi yang lebih rendah serta identifikasi

senyawa menjadi lebih akurat melalui teknik analisis dengan resolusi yang

meningkat (Gandjar dan Rohman, 2007).

Kromatografi gas merupakan teknik analisis yang telah digunakan dalam

bidang-bidang: industri, lingkungan, farmasi, kimia, klinik, forensik, makanan, dan

lain-lain (Gandjar dan Rohman, 2007).

Kromatografi gas dapat diotomasisasi untuk analisis sampel-sampel padat,

cair, dan gas. Sampel padat dapat diekstraksi atau dilarutkan dalam suatu pelarut


35

sehingga dapat diinjeksikan ke dalam sistem kromatografi gas, demikian juga

sampel gas dapat langsung diambil dengan syringe yang kedap terhadap gas


2. Prinsip Gas kromatografi

Kromatografi gas merupakan teknik pemisahan yang mana solut-solut

yang mudah menguap (dan stabil terhadap panas) bermigrasi melalui kolom yang

mengandung fase diam dengan suatu kecepatan yang tergantung pada rasio

distribusinya. Pada umumnya solut akan terelusi berdasarkan pada peningkatan titik

didihnya, kecuali jika ada interaksi khusus antara solut dengan fase diam.

Pemisahan pada kromatografi gas didasarkan pada titik didih suatu senyawa

dikurangi dengan semua interaksi yang mungkin terjadi antara solut dengan fase

diam. Fase gerak yang berupa gas akan mengelusi solut dari ujung kolom lalu

menghantarkannya ke detektor. Penggunaan suhu yang meningkat (biasanya pada

kisaran 50 – 350 ºC) bertujuan untuk menjamin bahwa solut akan menguap dan

karenanya akan cepat terelusi (Gandjar dan Rohman, 2007).

Terdapat 2 jenis kromatografi gas:

a. Kromatografi gas-cair (KGC). Pada KGC, fase diam yang digunakan adalah

cairan yang dilarutkan pada suatu pendukung sehingga solut akan terlarut

dalam fase diam. Mekanisme sorpsi nya adalah partisi.

b. Kromatografi gas-padat (KGP). Pada KGP, digunakan fase diam padatan.

Mekanisme sorpsi nya adalah adsorpsi (Gandjar dan Rohman, 2007).

3. Skema alat


36

Diagram skematik peralatan kromatografi gas ditunjukkan oleh Gambar 5.

dengan komponen adalah kontrol dan penyedia gas pembawa, ruang suntik sampel,

kolom yang diletakkan di dalam oven yang dikontrol secara termostatik, sistem

deteksi dan pencatat, serta komputer yang dilengkapi dengan perangkat pengolah

data (Dean, 2003).

Gambar 5. Diagram skematik kromatografi gas (Dean, 2003)

a. Gas pembawa. Fase gerak dalam kromatografi gas disebut gas

pembawa dan harus murni dan inert secara kimia. Gas pembawa yang umumnya

digunakan adalah helium, nitrogen, argon, dan hidrogen (Skoog, West, Holler,

and Crouch, 2004).

Pemilihan gas pembawa tergantung pada penggunaan spesifik dan jenis

detektor yang digunakan. Untuk setiap pemisahan dengan kromatografi gas

terdapat kecepatan optimum gas pembawa yang tergantung pada diameter kolom.

Kolom kapiler menggunakan kecepatan alir gas yang rendah, yakni antara 0,2 – 2

mL/menit. Karena kecepatan alir gas pembawa pada kolom kapiler sangat rendah,


37

maka pada kebanyakan detektor ditambah gas tambahan yang ditambahkan ke

dalam efluen setelah keluar dari kolom tetapi belum mencapai detektor. Gas

tambahan umumnya sama dengan gas pembawa, meskipun kadangkala digunakan

helium. Gas pembawa bekerja paling efisien pada kecepatan alir tertentu. Gas

nitrogen akan efisien jika digunakan dengan kecepatan alir ± 10 mL/menit,

sementara helium akan efisien pada kecepatan alir 40 mL/menit (Gandjar dan

Rohman, 2007).

Gambar 6. Gas yang digunakan dalam kromatografi gas (Grob, 2004)

b. Ruang suntik sampel. Ruang suntik atau inlet berfungsi untuk

menghantarkan sampel ke dalam aliran gas pembawa. Sampel yang akan

dikromatografi dimasukkan ke dalam ruang suntik melalui gerbang suntik yang

biasanya berupa lubang yang ditutupi dengan septum atau pemisah karet. Ruang

suntik harus dipanaskan tersendiri (terpisah dari kolom) dan umumnya 10 – 15 ºC

lebih tinggi daripada suhu kolom maksimum. Jadi seluruh sampel akan menguap

segera setelah sampel disuntikkan (Gandjar dan Rohman, 2007).


38

Pada kolom kapiler, sampel yang diperlukan sangat sedikit bahkan sampai

0,01 µL, karenanya berbeda dengan kolom kemas yang memerlukan 1 – 100 µL

sampel. Karena pengukuran secara akurat sulit dilakukan jika sampel yang

disuntikkan terlalu kecil (pada kolom kapiler), maka ditempuh suatu cara untuk

mengecilkan ukuran sampel setelah penyuntikan. Salah satu cara yang dilakukan

adalah dengan menggunakan teknik pemecah suntikan (split injection). Dengan

menggunakan pemecah suntikan ini, sampel yang banyaknya diketahui,

disuntikkan ke dalam aliran gas pembawa dan sebelum masuk ke kolom, gas

pembawa ini dibagi menjadi 2 aliran. Satu aliran masuk ke dalam kolom dan

satunya lagi akan dibuang. Aliran relatif dalam kedua aliran ini dikendalikan

dengan sejenis penghambat seperti katup jarum pada aliran yang dibuang. Laju alir

di dalam kedua aliran diukur dan ditentukan nisbah (rasio) pemecahannya. Jika 1

µL sampel dimasukkan ke dalam pemecah aliran yang mempunyai nisbah

pemecahan 1:100, maka sebanyak 0,01 µL sampel masuk ke dalam kolom dan

sisanya akan dibuang (Gandjar dan Rohman, 2007).

Gambar 7. Diagram Split Injection (Harris, 2010)


39

c. Kolom. Kolom merupakan tempat terjadinya proses pemisahan

karena di dalamnya terdapat fase diam. Oleh karena itu, kolom merupakan

komponen sentral pada kromatografi gas. Terdapat 2 jenis tipe kolom yang

digunakan dalam gas kromatografi, yaitu kolom kemas dan kolom kapiler atau

sering disebut open tubular columns. Pada masa lalu, lebih banyak digunakan

kolom kemas untuk melakukan analisis menggunakan gas kromatografi. Untuk

aplikasi masa kini, kolom kemas digantikan dengan kolom kapiler karena lebih

efisien dan lebih cepat (Skoog, West, Holler, and Crouch, 2004).

Semakin sempit diameter kolom, maka efisiensi pemisahan kolom

semakin besar atau puncak kromatogram yang dihasilkan semakin tajam. Pada

umumnya, seorang analis akan memilih kolom dengan diameter 0,2 mm atau yang

lebih kecil ketika menganalisis sampel dengan konsentrasi sekelumit atau ketika

seorang analis akan memisahkan komponen yang sangat kompleks (Gandjar dan

Rohman, 2007).

Kolom kapiler terbuat dari silica (SiO2) dan dilapisi dengan polymide

(plastik yang mampu menahan suhu 350 ºC). Pada bagian dalam terdapat rongga

yang menyerupai pipa, oleh karena itu kolom kapiler juga disebut Open Tubular

Columns. Fase diam melekat mengelilingi dinding dalam kolom. Terdapat 4 macam

jenis lapisan pada kolom kapiler ini, yaitu: WCOT (Wall Coated Open Tubular

Column), SCOT (Support Coated Open Tubular Column), PLOT (Porous Layer

Open Tubular Column), dan FSOT (Fused Silica Open Tubular Column). WCOT

(Wall Coated Open Tubular Column) memiliki 0,1 – 5 µm lapisan tipis fase diam

cair yang terdapat pada dinding bagian dalam kolom. SCOT (Support Coated Open


40

Tubular Column) memiliki partikel solid yang dilapisi dengan fase diam cair yang

terdapat pada bagian dalam dinding. Pada PLOT (Porous Layer Open Tubular

Column) partikel padat sebagai fase diam aktif. Dengan besarnya luas area yang

dimiliki, SCOT dapat menampung sampel lebih besar daripada WCOT. Performa

SCOT berada diantara WCOT dan kolom kemas. Diameter dalam kolom kapiler

memiliki ukuran 0,10 – 0,53 mm dengan panjang 15 sampai 100 m, umumnya

adalah 30 m (Harris, 2010).

Menurut Moffat, Osselton, and Widdop (2011) kolom kapiler

menghasilkan resolusi, sensitivitas, daya tahan yang lebih baik daripada kolom

kemas.

Gambar 8. Tipe kolom kapiler kromatografi gas (Harris, 2010)

Kolom kapiler sangat banyak dipakai atau lebih disukai oleh para

ilmuwan. Salah satu penyebabnya adalah kemampuan kolom kapiler memberikan

harga jumlah plat teori yang sangat besar (> 300.000 pelat). Fase diam yang dipakai

pada kolom kapiler dapat bersifat non polar, polar, atau semi polar. Fase diam non


41

polar yang paling banyak digunakan adalah metil polisiloksan (HP-1; DB-1; SE-

30; CPSIL-5) dan fenil 5% - metilpolisiloksan 95% (HP-5; DB-5; SE-52; CPSIL-

8). Fase diam semi polar adalah seperti fenil 50% - metilpolisiloksan 50% (HP-17;

DB-17; CPSIL-19), sementara itu fase diam yang polar adalah seperti polietilen

glikol (HP-20M; DB-WAX; CP-WAX; Carbowax-20M). Jenis fase diam akan

menentukan urutan elusi komponen-komponen dalam campuran. Seorang analis

harus memilih fase diam yang mampu memisahkan komponen-komponen dalam

sampel (Gandjar dan Rohman, 2007).

Kolom kemas mengandung partikel padat berukuran halus yang dilapisi

dengan fase diam cair yang dapat menguap. Dibandingkan dengan kolom kapiler,

kolom kemas memiliki kapasistas sampel yang lebih besar tetapi menghasilkan

puncak lebih lebar, waktu retensi lebih lama, dan resolusi yang lebih buruk. Kolom

kemas umumya dibuat dari logam tahan karat atau gelas dengan diameter dalam 3

– 6 mm dan panjang 1 – 5 m (Harris, 2010). Efisiensi kolom akan meningkat dengan

semakin bertambah halusnya partikel fase diam ini. Semakin kecil diameter partikel

fase diam, maka efisiensinya akan meningkat. Ukuran partikel fase diam biasanya

berkisar antara 60 – 80 mesh (250 – 170 µm) (Gandjar dan Rohman, 2007).

d. Pemilihan temperatur kolom. Pemilihan temperatur pada

kromatografi gas tergantung pada beberapa faktor. Temperatur injeksi harus relatif

tinggi yang memberikan kecepetan penguapan yang paling tinggi sehingga

memberikan resolusi yang baik. Temperatur injeksi terlalu tinggi dapat

menyebabkan karet septum menjadi rusak dan menyebabkan tempat injeksi

menjadi kotor. Temperatur kolom berhubungan dengan kecepatan, sensitivitas, dan


42

resolusi. Pada temperatur kolom yang tinggi, komponen sampel lebih banyak

berada pada fase gas sehingga akan cepat terleusi tetapi resolusi nya menjadi buruk.

Pada temperatur rendah, komponen sampel akan memiliki lebih banyak waktu

untuk berada pada fase diam dan terelusi secara perlahan, resolusi menjadi

meningkat tetapi sensitivitas menurun karena puncak yang dihasilkan akan

melebar. Temperatur detektor harus cukup tinggi untuk mencegah kondensasi

sampel (Christian, 2004).

Kromatografi gas didasarkan pada 2 sifat senyawa yang dipisahkan yakni

kelarutan senyawa dalam cairan tertentu dan tekanan uapnya. Karena tekanan uap

berbanding langsung dengan suhu, maka temperatur merupakan faktor yang utama

pada kromatografi gas (Gandjar dan Rohman, 2007).

Pemisahan pada kromatografi gas dapat dilakukan pada suhu tetap yang

biasanya disebut dengan pemisahan isotermal dan dapat dilakukan dengan

menggunakan suhu yang berubah secara terkendali yang disebut dengan suhu

terprogram. Pemisahan isotermal paling baik digunakan pada analisis rutin atau jika

kita mengetahui sifat sampel yang akan dipisahkan dengan baik. Pemisahan dengan

temperatur terprogram mempunyai keuntungan yakni mampu meningkatkan

resolusi komponen-komponen dalam suatu campuran yang mempunyai titik didih

pada kisaran yang luas. Selain itu, juga mampu mempercepat waktu analisis karena

senyawa-senyawa dengan titik didih tinggi akan terelusi dengan cepat.

Pemrograman suhu dilakukan dengan menaikkan suhu dari suhu tertentu ke suhu

tertentu yang lain dengan laju yang diketahui dan terkendali dalam waktu tertentu



43

Gambar 9. Jenis pemrograman suhu (Grob, 2004)

e. Detektor penangkap electron (Electron capture detector/ECD).

Detektor merupakan perangkat yang diletakkan pada ujung kolom tempat keluar

fase gerak (gas pembawa) yang membawa komponen hasil pemisahan. Detektor

pada kromatografi adalah suatu sensor elektronik yang berfungsi mengubah sinyal

gas pembawa gan komponen-komponen di dalamnya menjadi sinyal elektronik


Jenis detektor Jenis sampel Batas deteksi

Hantar panas Senyawa umum 5 - 100 ng, 10 ppm -

100%

Ionisasi nyala Semua senyawa organik, baik

untuk hidrokarbon

10 - 100 pg, 100 ppb

- 99 %

Fotometrin

nyala

Senyawa sulfur (393 nm), senyawa

fosfor (526 nm)

10 pg (sulfur), 1 pg

(fosfor)

Nitrogen -

fosfor

Senyawa nitrogen organik dan

fosfat organik

0,1 - 10 pg, 100 ppt -

0,1 %

Ionisasi argon

(sinar β)

Semua senyawa organik, dengan

gas pembawa He ultrapure, juga

untuk anorganik dan gas permanen

0,1 - 100 ng, 0,1 -

100 ppm

Penangkap

elektron

Semua senyawa yang mempunyai

kemampuan menangkap elektron,

halogen organik, pestisida

0,05 - 1 pg, 50 ppt -

1 ppm

Spektroskopi

masa

semua senyawa. Tergantung pada

metode ionisasi Baik

Gambar 10. Perbandingan detektor pada gas kromatografi (Christian, 2004)


44

Detektor penangkap elektron (Electron Capture Detector/ECD)

menggunakan sumber radioaktif yaitu tritium (3H) atau nikel (63Ni) yang

ditempatkan diantara dua elektroda. Tegangan listrik yang dipasang antara katoda

dan anoda tidak terlalu tinggi, antara 2-100 volt. Dasar kerja detektor ini adalah:

penangkapan elektron oleh senyawa yang memiliki afinitas terhadap elektron

bebas, yaitu senyawa yang mempunyai unsur-unsur elektronegatif (Gandjar dan

Rohman, 2007).

Bila fase gerak (gas pembawa N2) masuk ke dalam detektor maka sinar β

akan mengionisasi molekul N2 menjadi ion dan menghasilkan elektron bebas yang

akan bergerak ke anoda dengan lambat. Dengan demikian, di dalam ruangan

detektor terdapat semacam awan elektron bebas yang dengan lambat menuju anoda.

Elektron-elektron yang terkumpul pada anoda akan menghasilkan arus garis dasar

(baseline current) yang steady dan memberikan garis dasar pada kromatogram. Bila

komponen sampel (senyawa dengan unsur elektronegatif) dibawa fase gerak masuk

ke dalam ruang detektor yang dipenuhi awan elektron, maka senyawa ini akan

menangkap elektron sehingga membentuk ion molekul negatif. Ion molekul ini

akan dibawa oleh fase gerak (carrier gas). Akibatnya setiap partikel negatif dibawa

keluar detektor, berarti menyingkirkan satu elektron dari sistem sehingga arus

listrik yang steady akan berkurang. Pengurangan arus ini akan dicatat oleh rekorder

sebagai puncak pada kromatogram (Gandjar dan Rohman, 2007).


45

Gambar 11. Diagram skematik detektor penangkap elekron (Harvey,

2000)

4. Analisis kualitatif dan kuantitatif

Analisis Kualitatif GC-ECD berupa pengamatan waktu retensi (tR)

senyawa baku dan senyawa yang tidak diketahui dibandingkan dengan cara

kromatografi secara berurutan dalam kondisi alat yang stabil dengan perbedaan

pengoperasian antar keduanya sekecil mungkin (Gandjar dan Rohman, 2007).

Analisis Kuantitatif GC-ECD dapat dilakukan dengan mengukur tinggi

puncak atau luas puncak. Tinggi puncak diukur sebagai jarak dari garis dasar ke

puncak maksimum. Sedangkan luas puncak diukur sebagai hasil kali tinggi puncak

dan lebar pada setengah tinggi (W1/2) (Gandjar dan Rohman, 2007).

H. Validasi Metode Analisis

Validasi metode adalah proses untuk membuktikan bahwa prosedur uji

yang dilakukan memenuhi standar penerimaan dari segi keandalan, akurasi, dan

presisi untuk tujuan yang dimaksud (Ahuja and Dong, 2005).

Suatu metode perlu divalidasi saat sebelum metode tersebut digunakan

secara rutin; metode dilakukan pada kondisi yang berbeda (misalnya dilakukan

pada alat yang karakteristiknya berbeda); ada perubahan pada metode dimana

perubahan itu di luar jangkauan metode semula; kontrol kualitas menunjukkan

metode tersebut berubah seiring dengan berjalannya waktu; dan untuk menujukkan


46

ekivalensi antara dua metode (misalnya metode baru dengan metode standar)

(Ahuja and Rasmussen, 2007).

United States Pharmacopoeia (USP) mengatakan bahwa tidak selalu

diperlukan untuk mengevaluasi setiap karakteristik analitik untuk setiap metode uji.

USP dan ICH membagi metode uji menjadi 4 kategori, yaitu:

1. Kategori 1, merupakan metode analisis yang digunakan untuk mengukur

komponen utama (termasuk pengawet) atau bahan aktif obat dari suatu sediaan.

Untuk kategori ini tidak diperlukan evaluasi LOD dan LLOQ karena

komponen utama atau bahan aktif yang diukur umumnya memiliki konsentrasi

yang tinggi.

2. Kategori 2, metode analisis untuk menentukan pengotor atau produk degradasi.

Metode ini dibagi menjadi dua subkategori: kuantitatif dan uji batas.

3. Kategori 3, metode analisis untuk menentukan karakteristik yang harus

didokumentasikan untuk metode uji (contohnya uji disolusi).

4. Kategori 4, merupakan uji identifikasi secara kualitatif, jadi hanya spesivisitas

yang diperlukan (Snyder, Kirkland, and Galjh, 2010).

Untuk setiap kategori uji, memiliki persyaratan validasi yang berbeda.

Tabel IV menunjukkan parameter validasi yang diperlukan pada setiap kategori uji.


47

Tabel IV. Parameter validasi untuk setiap kategori uji (Snyder, Kirkland,

and Galjh, 2010)

Parameter

Validasi Kategori 1

Kategori 2 Kategori 3 Kategori 4

Kuantitatif Uji batas

Akurasi Ya Ya * * Tidak

Presisi Ya Ya Tidak Ya Tidak

Spesivisitas Ya Ya Ya * Ya

LOD Tidak Tidak Ya * Tidak

LOQ Tidak Ya Tidak * Tidak

Linearitas Ya Ya Tidak * Tidak

Rentang Ya Ya Tidak * Tidak

*Mungkin diperlukan, tergantung tipe dari uji. Misalnya, meskipun uji disolusi termasuk

kategori 3, untuk uji kuantitatif, pengukuran yang digunakan seperti kategori 1 (dengan

beberapa pengecualian)

Validasi metode analisis merupakan suatu proses tindakan penilaian

terhadap parameter tertentu, berdasarkan percobaan yang dilakukan di laboratorium

untuk membuktikan bahwa parameter tersebut memenuhi persyaratan untuk

penggunaannya. Parameter-parameter tersebut adalah:

1. Selektivitas atau spesivisitas

Selektivitas atau spesivisitas merupakan kemampuan suatu metode

analisis untuk mengukur analit yang diinginkan dalam matriks tanpa mengalami

gangguan dari matriks (termasuk analit lain) (Christian, 2004).

2. Linearitas dan rentang

Linearitas prosedur analisis adalah kemampuan suatu metode (pada

rentang tertentu) untuk mendapatkan hasil uji yang secara langsung proporsional

dengan konsentrasi (jumlah) analit dalam sampel (Ahuja and Scypinski, 2001).

Rentang adalah interval (jarak) antara konsentrasi paling bawah dan paling

atas dari analit dalam sampel yang menujukkan bahwa prosedur analisis memenuhi

presisi, akurasi, dan linearitas (Snyder, Kirkland, and Galjh, 2010).


48

3. Akurasi

Akurasi dari prosedur analisis menunjukkan kedekatan antara hasil uji

yang diperoleh dengan nilai yang sebenarnya (Ahuja and Scypinski, 2001). Untuk

kuantifikasi pengotor (impurities), akurasi ditentukan dengan menganalisis sampel

yang ditambahkan dengan pengotor (impurities) dalam jumlah yang telah diketahui.

Akurasi dihitung sebagai % recovery dari jumlah yang ditambahkan (Snyder,

Kirkland, and Galjh, 2010).

4. Presisi

Presisi menunjukkan derajat keterulangan hasil uji ketika metode

dilakukan secara berulang pada sampel yang homogen dengan beberapa kali

pengambilan sampel. Presisi umumnya dilihat dari tiga level: repeatability,

intermediate precision, dan reproducibility (Chan, Lam, Lee, and Zhang, 2004).

a. Repeatability (presisi). adalah perhitungan presisi pada kondisi peralatan dan

analis yang sama dalam interval waktu yang pendek (Chan, Lam, Lee, and

Zhang, 2004).

b. Intermediate precision. Intermediate precision adalah variasi yang muncul

dalam laboratorium yang sama. Parameter yang dilihat adalah pada kondisi

penelitian dengan variasi dari analis, variasi dari alat serta variasi yang

dilakukan hari demi hari (Chan, Lam, Lee, and Zhang, 2004).

c. Reproducibility. Reproducibility mengukur presisi antar laboratorium seperti

pada penelitian kolaboratif (Chan, Lam, Lee, and Zhang, 2004).


49

5. LOD (Limit of Detection) dan LOQ (Limit of Quantitation)

LOD merupakan jumlah terkecil analit dalam sampel yang dapat terdeteksi

dan masih memberikan respon signifikan dibandingkan dengan blangko (Ermer and

Miller, 2005).

LOQ merupakan konsentrasi terendah analit dalam sampel yang dapat

dikuantifikasi dengan akurasi dan presisi yang sesuai pada metode yang digunakan.

Parameter ini diukur dalam matriks (Grob and Barry, 2004).

I. Landasan Teori

Pestisida adalah substansi kimia yang digunakan untuk membunuh atau

mengendalikan berbagai hama (Sudarmo, 1991). Deltametrin merupakan

insektisida sintetik golongan piretroid yang merupakan tiruan analog dari piretrin

(Djojosumarto, 2008).

Pestisida dapat berdampak buruk bagi lingkungan, contohnya deltametrin

mempunyai sifat sangat toksik untuk ikan. Tanda keracunan deltametrin pada

manusia adalah munculnya rasa geli, gatal, terbakar, mati rasa, dan paresthesia.

Senyawa yang mempunyai nilai log Kow lebih dari 3 memiliki kemungkinan dapat

mengalami akumulasi. Deltametrin mempunyai sifat non polar (log Kow = 4,6), oleh

karena itu dapat terakumulasi pada sedimen dan mengalami bioakumulasi pada

biota perairan. Oleh karena itu harus diketahui kadarnya dalam makanan. Salah satu

jenis ikan yang banyak dikonsumsi manusia adalah ikan nila.

Ikan nila merupakan ikan air tawar yang hidup di lingkungan tropis. Ikan

ini memiliki daya toleransi yang tinggi terhadap lingkungannya. Di Indonesia, ikan

nila cukup dikenal luas dan termasuk komoditas unggulan dalam bisnis perikanan


50

air tawar. Permintaan yang besar terhadap ikan nila mengakibatkan budidaya ikan

nila semakin berkembang. Ikan nila banyak disukai karena dagingnya yang lembut,

enak, dan tebal (Sutanto, 2012).

Ikan nila banyak dikonsumsi karena mempunyai kandungan gizi yang

cukup baik. Kandungan lemak ikan nila adalah 2,54 % dengan jumlah lemak netral

24,50 % dan lemak polar 75,50 % (Suloma, Ogata, Garibay, Chaves, and El-

Haroun, 2008). Menurut Henderson and Tocher (1987) lemak dibagi menjadi dua

kelas utama, yaitu lemak netral dan lemak polar. Lemak netral merupakan deposit

lipid yang digunakan sebagai sumber energi, sedangkan lemak polar merupakan

konstituen utama dari membran sel.

Deltametrin jika dipaparkan selama waktu tertentu pada ikan nila dapat

terakumulasi pada jaringan lemak ikan nila. Karena lemak merupakan tempat

akumulasi senyawa kimia organik non polar setelah senyawa tersebut masuk ke

dalam organisme berdasarkan prinsip like dissolve like. Deltametrin mempunyai

nilai log Kow 4,6 dan lemak ikan nila memiliki rentang log Kow 4,6 – 10,89 (Anonim,

2008b; Anonim, 2009). Berdasarkan prinsip like dissolve like, kemungkinan

deltametrin dapat mengalami bioakumulasi dalam lemak ikan nila.

Ekstraksi dilakukan untuk mengambil analit dan memisahkan analit dari

matriks. Menurut Abuzar et. al (2012) ekstraksi deltametrin dalam matriks tomat

dilakukan menggunakan pelarut asetonitril dan dilanjutkan dengan clean-up

menggunakan fase diam florisil dengan fase gerak asetonitril. Matriks ikan bersifat

non polar sehingga perlu dilakukan pengembangan metode ekstraksi dan clean-up

deltametrin dalam matriks ikan nila. Ekstraksi deltametrin dari ikan nila dilakukan


51

menggunakan metode ekstraksi cair-cair. Prinsip ekstraksi cair-cair adalah

menggunakan 2 pelarut yang tidak saling campur, dimana deltametrin memiliki

kelarutan yang tinggi pada salah satu pelarut. Menurut Noegrohati (1991) ekstraksi

deltametrin dari jaringan lemak ikan nila dilakukan menggunakan campuran heksan

: aseton (1:1). Ko-ekstraktan dibersihkan menggunakan kolom kromatografi

dengan fase diam dan fase gerak hasil optimasi.

Keberhasilan analisis deltametrin dalam matriks ikan nila ditentukan oleh

prosedur clean-up ekstrak lemak ikan nila yang mengandung deltametrin. Karena

deltametrin bersifat non polar maka pelarut yang digunakan untuk proses ekstraksi

bersifat non polar akibatnya lemak dalam matriks ikan nila ikut terekstraksi. Karena

keduanya bersifat non polar maka pemisahan menggunakan dasar perbedaan

polaritas diduga tidak memberikan hasil yang optimal, oleh karena itu digunakan

kromatografi adsorbsi yang proses pemisahannya berdasarkan interaksi analit

dengan situs aktif pada karbon. Agar deltametrin terikat kuat pada fase diam maka

digunakan karbon aktif.

Menurut Anonim (2007) alumina dapat digunakan sebagai fase diam untuk

proses clean-up. Menurut Hassan, Youssef, and Priecel (2013) karbon aktif juga

dapat digunakan sebagai fase diam untuk proses clean-up. Petroleum eter dan

aseton biasanya digunakan dalam proses clean-up dengan fase diam alumina.

Berdasarkan Anonima (2012) kekuatan pelarut (ε0) pada alumina (Al2O3) untuk

petroleum eter adalah 0,01 sedangkan aseton adalah 0,58.

Kandungan lemak ikan nila sebagian besar adalah lemak polar, apabila

digunakan fase diam karbon yang bersifat non polar maka lemak ikan nila akan


52

keluar bersama dengan petroleum eter. Deltametrin akan tetap terikat pada karbon

karena ada proses adsorbsi. Deltametrin dapat keluar bersama aseton karena

interaksi deltametrin dengan aseton lebih kuat daripada dengan karbon. Lemak ikan

nila dan deltametrin dapat dipisahkan karena terjadi perbedaan kekutatan ikatan

antara lemak dengan karbon dan deltametrin dengan karbon.

Determinasi deltametrin dilakukan menggunakan kromatografi gas

detektor penangkap elektron (Gas Chromatography – Electron Capture Detector/

GC-ECD). GC-ECD digunakan karena memiliki sensitivitas yang tinggi yaitu 0,05

– 1 pg (Christian, 2004) . Digunakan detektor penangkap elektron karena

deltametrin memiliki gugus Br yang bersifat elekronegatif yang dapat menarik

elektron.

Bioakumulasi adalah adanya peningkatan konsentrasi senyawa uji pada

biota, misalnya ikan nila. Laju bioakumulasi dilihat dari nilai slope pada kurva hari

vs konsentrasi deltametrin. Biokonsentrasi adalah akumulasi dari senyawa yang

terlarut dalam air, ikan, dan organisme akuatik melalui insang dan permukaan tubuh

secara langsung. Bioconcentration factor (BCF) didefinisikan sebagai rasio

konsentrasi senyawa dalam organisme akuatik terhadap fase air dibawah kondisi

setimbang (steady-state). Pengukuran BCF dilakukan dengan konsentrasi rata-rata

dari senyawa dalam seluruh tubuh yang diserap melalui insang, kulit, dan saluran

pencernaan ikan. Kadang BCF diperkirakan terhadap kadar lemak ikan (Krieger,

2010).

Karakterisasi resiko asupan deltametrin melalui ikan nila perlu dilakukan

karena deltametrin dapat menimbulkan dampak yang buruk pada manusia sehingga


53

perlu ditetapkan kadarnya dalam makanan, contohnya adalah ikan nila yang sering

dikonsumsi oleh manusia. Acceptance Daily Intake (ADI) deltametrin adalah 0,01

mg/kg BB (Anonim, 2013). Akumulasi deltametrin dalam ikan nila dikhawatirkan

mengakibatkan tingkat asupan deltametrin pada manusia yang mengkonsumsi ikan

nila yang terpapar deltametrin setiap hari selama masa hidup (80 tahun) melebihi

ADI.

J. Hipotesis

Hipotesis 1: “pada proses clean-up deltametrin teradsorbsi kuat pada permukaan

karbon sehingga tidak terelusi bersama petroleum eter, tetapi akan terelusi bersama

aseton”

Hipotesis 2: “dengan menggunakan metode ekstraksi dan clean-up yang optimal

akan diperoleh data dengan validitas yang baik saat dilakukan determinasi dengan

GC-ECD”

Hipotesis 3: “terjadi bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila”

Hipotesis 4: “asupan deltametrin melalui ikan nila melebihi ADI (Acceptable Daily

Intake)”


54

K. RANCANGAN PENELITIAN

Validasi Metode Analisis

Ikan nila

Ekstraksi

Ekstrak ikan +

adisi

deltametrin

Ekstrak bersih

Optimasi clean-up

Hipotesis 1

Determinasi

GC-ECD

Ikan nila + adisi deltametrin

Ekstrak

clean-up

Ekstrak bersih

Determinasi

GC-ECD

Diperoleh kesalahan

clean-up (B)

Diperoleh

kesalahan total (A)

Hipotesis 2


55

Uji Bioakumulasi Deltametrin dalam Ikan Nila

Deltametrin dengan konsentrasi 0,17 µg/L dan 0,34 µg/L masing-masing

dimasukkan ke dalam akuarium yang berisi ikan nila

Sampling ikan nila pada hari ke- 0, 1, 2, 3, 5, 7, 14

Analisis hasil

Asesmen Resiko Deltametrin Melalui Asupan Ikan Nila

Hipotesis 3

Hipotesis 4


56

BAB III

METODE PENELITIAN

A. Jenis dan Rancangan Penelitian

Penelitian dengan judul “Pengembangan Metode Analisis Deltametrin

dalam Matriks Ikan Nila (Oreochromis niloticus) dan Aplikasinya pada Asesmen

Resiko Deltametrin Melalui Asupan Ikan Nila” merupakan penelitian

eksperimental dimana subyek uji (ikan nila) diberi perlakuan. Rancangan uji yang

digunakan dalam penelitian ini adalah pola acak lengkap satu arah. Acak berarti

pengelompokkan ikan nila dilakukan secara acak (random). Lengkap berarti ada

dua kelompok uji dalam penelitian ini yaitu kelompok kontrol dan kelompok

perlakuan. Pola satu arah berarti penelitian ini hanya meneliti pengaruh satu

variabel bebas saja yaitu besarnya kadar deltametrin yang terdapat pada ikan nila.

B. Variabel Penelitian

1. Variabel bebas

Variabel bebas dalam penelitian ini adalah konsentrasi pestisida deltametrin

yang ditambahkan dalam air

2. Variabel tergantung

Variabel tergantung dalam penelitian ini adalah kadar residu pestisida

deltametrin dalam sampel ikan nila (Oreochromis niloticus)

3. Variabel pengacau terkendali

Variabel pengacau terkendali dalam penelitian ini adalah


57

a. Hewan uji yang digunakan: jenis ikan, umur ikan, berat ikan. Untuk

mengatasinya menggunakan jenis ikan nila (Oreochromis niloticus), umur

3 bulan, berat 1-2 gram.

b. Jumlah ikan nila (Oreochromis niloticus) adalah 10 ekor/aquarium dengan

berat rata-rata 1,46 g.

c. Suhu perlakuan dijaga agar tidak memiliki simpangan yang melebihi 2ºC.

suhu perlakuan yang digunakan adalah 25ºC.

d. Kemurnian pelarut yang digunakan. Untuk mengatasinya menggunakan

pelarut grade pro analysis yang memiliki kemurnian tinggi.

C. Definisi Operasional

1. Residu pestisida yang dianalisis adalah pestisida golongan piretroid, yaitu

deltametrin

2. Sistem kromatografi gas yang digunakan adalah seperangkat alat kromatografi

gas yang dilengkapi dengan detektor ECD

3. Parameter optimasi dan validasi metode analisis yang diamati dalam penelitian

ini adalah akurasi, presisi, linearitas, LOD, LOQ, dan pengaruh prosedur

analisis

D. Alat Penelitian

Peralatan yang digunakan dalam penelitian ini adalah: akuarium serta

perlengkapannya, kromatografi gas HP 5890 series II yang dilengkapi dengan

detektor penangkap elektron (ECD) 63Ni, kolom Chrompack GC CP-sil 5, 25 m, i.d

0,2 mm, d.f 0,4 µm, neraca analitik (OHAUS Carat Series PAJ 1003, max 60/120

g, min 0,001 g, d = 0,01/0,1 mg, e = 1 mg), corong pisah, corong, hot plate, oven,


58

termometer, kolom kromatografi, i.d. 0,7 cm, syringe, peralatan gelas, sendok,

pengaduk, mikropipet, blue tip, yellow tip.

E. Bahan Penelitian

Bahan yang digunakan pada penelitian ini, antara lain: standar deltametrin,

pestisida deltametrin (DECIS® 2,5 EC), gas nitrogen (gas pembawa dan make up

gas), senyawa standar deltametrin, standar dekaklorobifenil (DCB), alumina,

karbon, natrium klorida, natrium sulfat anhidrat, aseton, petroleum eter (titik didih

60 °C), diklorometana (titik didih 40 °C), n-heksana, etil asetat, dietil eter,

glaswool, aquadest dan aquabides (Laboratorium Kimia Analisis Instrumental

Fakultas Farmasi USD). Kecuali dinyatakan lain, bahan yang digunakan merupakan

kualitas pro analisis (E. Merck). Bahan lain yang digunakan adalah ikan nila

(Oreochromis niloticus) yang diperoleh dari petani ikan di desa Berbah. Air sumur

diperoleh dari rumah Bapak Bambang yang berada di Jalan Mawar No 6A, RT

04/RW 04, Maguwoharjo, Depok, Sleman.

F. Tata Cara Penelitian

Secara keseluruhan penelitian dibagi menjadi optimasi kromatografi gas,

optimasi jenis fase diam dan fase gerak untuk clean up, validasi metode

pengukuran (determinasi), validasi analisis residu deltametrin dan aplikasi metode

analisis residu deltametrin pada ikan nila. Metode dikatakan valid ketika memenuhi

persyaratan validitas yaitu meliputi ketelitian, ketepatan, selektivitas, linearitas,

sensitivitas, batas deteksi dan batas kuantitasi. Bioakumulasi deltametrin pada ikan

nila ditunjukkan dengan adanya peningkatan jumlah deltametrin dalam ikan nila

seiring dengan bertambahnya hari.


59

1. Optimasi kromatografi gas untuk determinasi deltametrin

Optimasi dilakukan dengan menggunakan campuran larutan standar

deltametrin dan standar internal yang diinjeksikan dengan volume tertentu

kemudian ke dalam instrumen GC-ECD menggunakan temperatur terprogram

sedemikan rupa sehingga mendapatkan pemisahan yang optimum. Optimasi

meliputi kecepatan alir gas pembawa, suhu injektor, suhu kolom (oven), dan

suhu detektor. Pemilihan fase diam disesuaikan dengan senyawa deltametrin

yang bersifat non polar.

2. Validasi metode pengukuran deltametrin dengan GC-ECD

a. Kestabilan alat GC-ECD untuk penetapan kadar deltametrin.

Larutan standar DCB dengan kadar konstan diinjeksikan sebanyak 6 kali pada

sistem kromatografi gas yang telah dioptimasi. Kestabilan alat ditunjukkan dengan

keajegan waktu retensi dan luas dari standar internal DCB.

b. Pembuatan larutan stok deltametrin (2,575x10-1 μg/μL). Ditimbang

51,5 mg baku deltametrin, dilarutkan dalam 5 ml toluen. Kemudian diambil 25 μL,

dilarutkan dalam 1000 μL toluen sehingga didapatkan baku deltametrin dengan

konsentrasi 2,575x10-1 μg/μL

c. Pembuatan larutan intermediet deltametrin (intermediet A 2,575x10-

2 μg/μL dan intermediet B 2,575x10-3). Sepuluh dan satu mikroliter stok larutan

baku deltametrin 2,575x10-1 μg/μL, masing-masing diencerkan dengan toluene

sampai volume 100 μL sehingga diperoleh larutan intermediet dengan konsentrasi

2,575x10-2 μg/μL ( intermediet A) dan 2,575x10-3 μg/μL (intermediet B). Larutan


60

ini kemudian digunakan sebagai larutan stok dalam pembuatan kurva baku dan

kurva baku adisi deltametrin.

d. Linearitas dan sensitivitas metode pengukuran deltametrin dengan

GC-ECD. Deltametrin dari stok B diambil volume 3 dan 5 µL, sedangkan dari stok

A diambil volume 1, 2, dan 4 µL, ditambahkan 7,5 µg DCB dan diencerkan dengan

toluen hingga volume 50 µL sehingga diperoleh larutan deltametrin dengan

konsentrasi berturut-turut 0,155 µg/mL, 0,258 µg/mL, 0,515 µg/mL, 1,030 µg/mL,

dan 2,060 µg/mL. Larutan tersebut diinjeksikan pada kromatografi gas (volume

injeksi 1 µl) yang telah dioptimasi sebelumnya. Dalam tahap ini diperoleh

hubungan antara kadar deltametrin dengan rasio luas puncak deltametrin terhadap

DCB. Selanjutnya dilakukan perhitungan menggunakan program statistik powerfit.

3. Optimasi jenis fase diam dan fase gerak untuk clean up

a. Ekstraksi deltametrin dari ikan nila. Sampel ikan ditimbang

kemudian dimasukkan ke dalam gelas bekker dan dihaluskan, ditambah aseton dan

Na2SO4 anhidrat. Wadah ditutup rapat, didiamkan selama satu malam.

Sampel ikan yang telah direndam 1 malam ditambah n-heksan, diaduk,

dituang ke dalam gelas bekker. Ampas diekstrak kembali menggunakan

diklorometan, ekstrak digabungkan dengan ekstrak n-heksan + aseton yang telah

diperoleh sebelumnya. Kedalam ekstrak ditambah 0,5 g NaCl, diaduk, didiamkan,

disaring menggunakan corong melewati natrium sulfat anhidrat.

Filtrat yang diperoleh kemudian diuapkan dengan gas nitrogen hingga

kering. Residu lemak kemudian ditambahkan standar deltametrin dengan

konsentrasi tertentu untuk selanjutnya dilakukan proses clean up.


61

b. Clean-up ekstrak ikan nila dengan fase diam alumina. Kolom kaca

diisi dengan glaswool kemudian dialiri dengan aseton. Dimasukkan ke dalam

kolom berturut-turut 1 g Na2SO4 anhidrat, fase diam alumina 1 g, 0,5 g Na2SO4

dengan bantuan petroleum eter.

Sampel hasil ekstraksi kemudian dilarutkan dengan sedikit petroleum eter

lalu dimasukkan ke dalam kolom . Laju alir kolom dijaga agar tetap konstan.

Ekstrak lemak ikan dimasukkan ke dalam kolom, dielusi menggunakan beberapa

fase gerak: 10 mL heksan, 10 mL diklorometan, 10 mL etil asetat, 10 mL dietil eter,

10 mL aseton. Masing-masing eluat ditampung dalam flakon yang berbeda dan

diuapkan dengan gas nitrogen hingga kering. Masing-masing residu ditambah 7,5

µg standar internal DCB, dilarutkan dengan toluen hingga volume 50 µl untuk

proses determinasi.

c. Clean-up ekstrak ikan nila dengan fase diam karbon aktif dan karbon

nonaktif. Kolom kaca diisi dengan glaswool kemudian dialiri dengan aseton.

Karbon aktif adalah karbon yang telah dipanaskan dalam oven dengan suhu 100 ºC

selama 2 jam. Dimasukkan ke dalam kolom berturut-turut 1 g Na2SO4 anhidrat, fase

diam karbon - Na2SO4 anhidrat 0,4 g dengan metode basah menggunakan

petroleum eter.

Sampel hasil ekstraksi kemudian dilarutkan dengan sedikit petroleum eter

lalu dimasukkan ke dalam kolom. Laju alir kolom dijaga agar tetap konstan. Ekstrak

lemak ikan dimasukkan ke dalam kolom, dielusi bertahap dengan menggunakan

petroleum eter sebagai fase gerak pertama dan aseton. Masing-masing eluat

ditampung dalam flakon yang berbeda dan diuapkan dengan gas nitrogen hingga


62

kering. Masing-masing residu ditambah 7,5 µg standar internal DCB, dilarutkan

dengan toluen hingga volume 50 µl untuk proses determinasi.

4. Validasi metode analisis deltametrin dalam matriks ikan nila

Pada validasi metode analisis, pestisida dianalisis bersama dengan matriks.

Proses kerjanya secara keseluruhan adalah ekstraksi pestisida dari matriks, clean up

matriks dan penginjeksian pestisida ke dalam kromatografi gas. Validasi metode

analisis yang ditentukan adalah perolehan kembali, pengaruh matriks, batas

kuantitasi dan presisi

a. Ekstraksi deltametrin dalam sampel ikan nila. Sampel ikan

ditimbang kemudian dimasukkan ke dalam gelas bekker dan dihaluskan, ditambah

larutan standar deltametrin dengan konsentrasi 0,155 µg/mL, 0,258 µg/mL, 0,515

µg/mL, 1,030 µg/mL, dan 2,060 µg/mL, ditambah aseton dan Na2SO4 anhidrat.

Wadah ditutup rapat, dan didiamkan selama satu malam.

Sampel ikan yang telah direndam 1 malam ditambahkan n-heksan dan

diaduk, larutan dituang ke dalam gelas bekker. Ampas diekstrak lagi menggunakan

diklorometan, digabungkan dengan ekstrak n-heksan + aseton yang telah diperoleh

sebelumnya. Kedalam ekstrak ditambah 0,5 g NaCl sambil diaduk, didiamkan,

disaring menggunakan corong melewati natrium sulfat anhidrat. Filtrat yang

diperoleh kemudian diuapkan dengan gas nitrogen hingga kering.

b. Pembershian ko-ekstraktan (clean-up) dan determinasi deltametrin.

Prosedur clean-up dan determinasi pada sampel ikan sesuai dengan hasil optimasi

langkah 3.


63

c. Penentuan perolehan kembali, pengaruh matriks, penentuan batas

kuantitasi (LOQ), presisi, dan akurasi. Penentuan perolehan kembali, pengaruh

matriks, penentuan batas kuantitasi (LOQ), presisi, dan akurasi berdasarkan data

hasil tahap 4.a dan 4.b.

Untuk melihat pengaruh matriks dilakukan perbandingan antara kurva

baku deltametrin dengan kurva adisi. Batas kuantitasi diperoleh dari pengolahan

data secara statistik hasil kurva adisi. Sedangkan presisi ditentukan dari hasil

perhitungan simpangan baku (standard deviation) dan akurasi didapat dari hasil

perolehan kembali tiap seri kadar.

5. Uji bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila

a. Perlakuan ikan nila. Sepuluh ikan nila dimasukkan ke dalam

aquarium yang berisi 40 L air sumur bebas deltametrin (kontrol) dan yang

mengandung deltametrin dalam bentuk formulasi EC dengan konsentrasi 0,17 μg/

L dan 0,34 μg/L. Proses ini dilakukan sebanyak dua kali replikasi.

b. Waktu pengambilan sampel. Sampel ikan nila diambil dengan

interval dari hari ke-0, 1, 2, 3, 5, 7, 14 dimana interval sampling berkorelasi dengan

kecepatan disipasi deltametrin dalam air. Sampel harus dipreparasi sesegera

mungkin untuk meminimalisasi kehilangan residu deltametrin.

c. Ekstraksi deltametrin dalam ikan nila. Sampel ikan ditimbang

kemudian dimasukkan ke dalam gelas bekker dan dihaluskan, ditambahkan aseton

dan Na2SO4 anhidrat. Wadah ditutup rapat dan didiamkan selama satu malam.

Sampel ikan yang telah direndam 1 malam ditambahkan n-heksan dan

diaduk, larutan dituang ke dalam gelas bekker. Ampas diekstrak kembali


64

menggunakan diklorometan, digabungkan dengan ekstrak n-heksan + aseton yang

telah diperoleh sebelumnya. Ke dalam ekstrak ditambah 0,5 g NaCl diaduk,

didiamkan, disaring menggunakan corong melewati natrium sulfat anhidrat.

Filtrat yang diperoleh kemudian diuapkan dengan gas nitrogen hingga kering.

d. Pembersihan ko-ekstraktan (clean-up) dan determinasi deltametrin.

Prosedur clean-up dan determinasi pada sampel ikan sesuai dengan hasil optimasi

tahap 3 dan 4.

G. Analisis Hasil Penelitian

a. Optimasi kromatografi gas detektor penangkap elektron (GC-ECD).

Optimasi metode kromatografi gas dilihat dengan kecepatan alir gas pembawa,

suhu injektor, temperatur kolom, dan temperatur oven yang menghasilkan puncak

yang optimum.

b. Optimasi jenis fase diam dan fase gerak untuk clean up ekstrak ikan

nila. Data kromatogram standar deltametrin yang diperoleh diamati sehingga dapat

diketahui jenis fase diam dan fase gerak yang memberikan hasil optimal.

c. Kestabilan alat GC-ECD. Data waktu retensi dan luas area standar

DCB diinjeksikan ke dalam GC-ECD sebanyak 6 kali, dan dilakukan perhitungan

simpangan baku dan diinterpretasikan secara statistik dengan progam Powerfit

(Utrech University Faculteit Scheikunde) untuk menyatakan keterulangan atau

reprodusibilitas pengukuran.

d. Perhitungan linearitas, sensitivitas, dan batas deteksi deltametrin.

Data standar deltametrin diplotkan dengan rasio luas area standar deltametrin

terhadap standar internal DCB untuk mendapatkan kurva baku yang


65

menggambarkan hubungan kadar dan rasio luas area. Nilai r menunjukkan linearitas

dari kurva baku yang diperoleh. Nilai r hitung ≥ r tabel dianggap memiliki korelasi

kadar dan rasio luas area yang baik.

Batas deteksi atau limit of detection diperoleh dengan mencari simpangan

baku dari intercept kurva baku kemudian diolah dengan persamaan matematis dan

diinterpretasikan secara statistik menggunakan progam Powerfit (Utrech University

Faculteit Scheikunde).

e. Penentuan perolehan kembali, penentuan batas kuantitasi (LOQ),

presisi, dan akurasi. Presisi diperoleh dari perhitungan secara matematis terhadap

besarnya simpangan baku data.

Kesalahan Acak (% CV) = 𝑠𝑖𝑚𝑝𝑎𝑛𝑔𝑎𝑛 𝑏𝑎𝑘𝑢

ℎ𝑎𝑟𝑔𝑎𝑟𝑎𝑡𝑎−𝑟𝑎𝑡𝑎𝑥 100%

Batas kuantitasi diperoleh dengan menghitung simpangan baku dari

intercept kurva baku adisi dan diolah menggunakan persamaan matematis secara

statistik menggunakan progam Powerfit (Utrech University Faculteit Scheikunde).

Akurasi diperoleh dengan menghitung perolehan kembali (percent recovery) dari

deltametrin setelah mengalami perlakuan analisis. Akurasi dapat dihitung dengan

rumus:

Untuk menghitung nilai LOQ digunakan rumus:

LOQ = 3,3 𝑆𝑎

𝑏

Keterangan :

LOQ = batas kuantitasi

k = 3,3

Sa = standar deviasi dari intersep kurva baku


66

b = slope

Perolehan kembali (recovery) = 𝑘𝑎𝑑𝑎𝑟 𝑡𝑒𝑟𝑢𝑘𝑢𝑟

𝑘𝑎𝑑𝑎𝑟 𝑑𝑖𝑘𝑒𝑡𝑎ℎ𝑢𝑖 x 100%

f. Perhitungan kadar deltametrin. Untuk kadar residu pestisida

deltametrin, analisis dilakukan dengan cara membandingkan rasio luas puncak

deltametrin sampel dengan luas puncak DCB dalam sampel yang di plotkan dalam

kurva baku untuk mendapatkan kadar deltametrin. Data antara rasio luas puncak

deltametrin terhadap rasio luas puncak DCB dalam sampel diintrapolasikan ke

dalam persamaan regresi linier kurva baku yang didapatkan. Kadar deltametrin

dihitung menggunakan persamaan:

y= Bx + A

keterangan:

y= rasio antara luas area sampel dengan standar internal

x= kadar deltametrin

sehingga kadar deltametrin dalam sampel adalah x= 𝑌−𝐴

𝐵 x volume akhir

g. Pengaruh matriks ikan nila terhadap metode analisis. Untuk

mengetahui pengaruh prosedur analisis terhadap hasil, maka dilakukan

perbandingan slope antara kurva baku deltametrin dengan kurva adisi.

h. Penentuan laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila. Laju

bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila merupakan slope hubungan antara ln

konsentrasi vs hari.


67

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

Penetapan kadar deltametrin dalam ikan nila diperlukan untuk mengetahui

kemungkinan terjadinya bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila. Untuk

mengukur kadar deltametrin dalam ikan nila dengan kisaran part per billion (ppb)

diperlukan metode yang sensitif yaitu dengan menggunakan Gas Chromatography

– Electron Capture Detector (GC-ECD). Ikan nila digunakan dalam penelitian ini

karena menurut Sutanto (2012) ikan nila merupakan ikan air tawar yang cukup

dikenal luas di Indonesia, mudah dibudidayakan, termasuk jenis ikan yang banyak

dibudidayakan dan dikonsumsi karena dagingnya yang empuk, tebal, lembut, enak,

ikan nila juga memiliki daya toleransi yang besar terhadap lingkungannya, toleransi

ikan ini terhadap salinitas sangat tinggi sehingga selain pada perairan tawar, nila

juga sering ditemukan hidup dan berkembang di perairan payau misalnya tambak,

selain itu ikan nila juga termasuk ikan karnivora atau pemakan segala.

Deltametrin memiliki nilai log Kow 4,6 sedangkan lemak ikan nila

mempunyai rentang log Kow 4,6 – 10,89 sehingga berdasarkan prinsip like dissolve

like deltametrin dapat terakumulasi dalam lemak. Oleh karena itu perlu dilakukan

proses ekstraksi yang dapat mengekstraksi lemak + deltametrin dan dilanjutkan

dengan proses clean-up sehingga diperoleh ekstrak deltametrin yang bersih dan

dapat dideterminasi menggunakan GC-ECD. Matriks ikan yang mengandung

lemak dapat menyebabkan masking pada kromatogram, maka perlu dilakukan

clean-up untuk membersihkan dan memisahkan deltametrin dari lemak.


68

Selain itu juga dilakukan optimasi fase diam dan fase gerak untuk clean-

up, pembuatan kurva baku, pembuatan kurva adisi, perhitungan validasi metode,

dan penetapan kadar deltametrin dalam sampel ikan nila.

A. METODE ANALISIS

1. Uji kesesuaian sistem GC-ECD untuk determinasi deltametrin

Sebelum melakukan analisis, seorang analis harus memastikan bahwa

sistem dan prosedur yang digunakan harus mampu memberikan data yang dapat

diterima. Hal ini dapat dilakukan dengan percobaan kesesuaian sistem yang

didefinisikan sebagai serangkaian uji untuk menjamin bahwa metode tersebut dapat

menghasilkan akurasi dan presisi yang dapat diterima (Gandjar dan Rohman, 2007).

a. Optimasi kromatografi gas dengan detektor penangkap elektron

(GC-ECD). Optimasi alat dilakukan untuk mengetahui dan memperoleh kondisi

optimum alat untuk menetapkan kadar senyawa uij. Parameter yang dioptimasi

meliputi memilih kolom yang akan digunakan, tekanan gas/kecepatan alir gas

pembawa baik pada inlet kolom, kolom, detektor maupun auxiliary gas serta suhu

injektor, kolom, dan detektor.

Pada penelitian ini digunakan gas nitrogen dengan kualitas ultra high

purity (UHP) sebagai gas pembawa dan kolom kapiler Chrompack CP-Sil 5 yang

bersifat non polar. Berdasarkan optimasi GC-ECD yang dilakukan oleh Sanjayadi

(2013) diperoleh kondisi optimum peralatan GC-ECD pada penelitian ini yang

ditunjukkan pada Tabel V.


69

Tabel V. Hasil optimasi GC-ECD yang dilakukan oleh Sanjayadi (2013)

b. Presisi gas kromatografi. Pemisahan setiap senyawa yang dianalisis

menggunakan metode ini cukup baik dengan waktu retensi untuk DCB adalah

15,07±0,01 menit dengan CV sebesar 0,08% seperti yang ditunjukkan pada Tabel

VI.

Tabel VI. Hasil rata-rata Tr dan CV DCB

Konsentrasi

DCB (µg/µL)

Rata-rata

Tr DCB SD CV

0,15 15,07 0,013 0,08%

Sedangkan rata-rata luas DCB yang diperoleh adalah 1517±158,31

dengan CV sebesar 10,44% seperti yang ditunjukkan pada Tabel VII.

Parameter Hasil optimasi

1. Injektor (split)

Suhu injector 235°C

Volume injeksi 1 µL

2. Oven

Kolom Cp-Sil 5

Temperatur Terprogram: 180°C (3 menit), 15°C/menit,

260°C (15 menit), 30°C/menit, 265°C (7 menit)

Kecepatan alir gas pembawa 1 mL/menit

3. Detektor

ECD 63Ni

Suhu detektor 300 °C

4. Gas

N2 UHP


70

Tabel VII. Hasil rata-rata luas puncak dan CV DCB

Konsentrasi

DCB (µg/µL) Rata-rata AUC DCB SD CV

0,15 1517 158,31 10,44%

Menurut Anonim (2010) nilai CV untuk senyawa dengan kadar sekelumit

dapat diterima jika di bawah 35% saat melakukan uji kesesuaian sistem.

Berdasarkan hasil di atas, menunjukkan bahwa alat yang digunakan

reprodusibel karena baik CV waktu retensi maupun CV rata-rata luas puncak DCB

yang diperoleh di bawah 35% sehingga GC-ECD ini dapat digunakan untuk

menetapkan kadar senyawa uji (deltametrin).

c. Linearitas dan sensitivitas metode pengukuran deltametrin dengan GC-ECD.

c.1. Linearitas metode pengukuran deltametrin dengan GC-ECD.

Linearitas yang digunakan adalah linearitas dari kurva baku hubungan antara

konsentrasi dengan respon detektor yang digunakan. Kurva baku merupakan kurva

yang menunjukkan hubungan antara konsentrasi deltametrin dan rasio luas puncak

senyawa uji/standar internal. Standar internal yang digunakan adalah DCB.

digunakan sebagai standar internal untuk mengurangi kesalahan dan fluktuasi data

yang terjadi pada saat determinasi dengan GC-ECD. DCB dipilih sebagai standar

internal karena dapat dideteksi menggunakan detektor penangkap elektron dan

mempunyai waktu retensi yang dekat dengan deltametrin.

Tujuan penggunaan kurva baku dalam analisis kuantitatif adalah untuk

mengetahui linearitas, sensitivitas, dan untuk menentukan konsentrasi suatu analit

dalam suatu sampel dengan memasukkan respon instrumen berupa luas puncak

sebagai nilai y ke dalam persamaan regresi linier y = bx + a sehingga akhirnya dapat


71

diketahui konsentrasi analit dalam sampel tersebut. Kurva baku yang dihasilkan

dalam penelitian ini ditunjukkan pada Tabel VIII dan IX.

Tabel VIII. Persamaan regresi linier baku deltametrin

Konsentrasi baku deltametrin (µg/mL) Rasio AUC deltametrin/DCB

0,155 0,23

0,206 0,31

0,258 0,40

0,515 0,70

1,03 1,45

2,06 2,80

5,15 6,76

Konsentrasi DCB = 0,15 µg/mL

A 0,057

Regresi B 1,304

R 0,999

y = 1,30 x + 0,057

Gambar 12. Kurva hubungan konsentrasi deltametrin vs rasioAUC

deltametrin/DCB

y = 1.304 x + 0.057R = 0.999

0

1

2

3

4

5

6

7

8

0 1 2 3 4 5 6

AU

C D

elta

met

rin

/DC

B

Konsentrasi (µg/mL)


72

Tabel IX. Persamaan regresi linier baku deltametrin

Konsentrasi baku deltametrin (µg/mL) Rasio AUC deltametrin/DCB

0,155 0,98

0,206 1,32

0,258 1,68

0,515 2,95

1,03 5,76

2,06 11,27

Konsentrasi DCB = 0,15 µg/mL

A 0,211

Regresi B 5,369

R 0,999

y = 5,369 x + 0,211


deltametrin/DCB

Linearitas suatu metode analisis menunjukkan kemampuan suatu metode

(pada rentang tertentu) untuk mendapatkan hasil uji yang secara langsung

proporsional dengan konsentrasi (jumlah) analit dalam sampel. Dari data penelitian

terlihat bahwa kurva baku tersebut menunjukkan hubungan yang linier pada rentang

0,15 µg/mL – 5,15 µg/mL dengan nilai r 0,999 setelah diplotkan menggunakan

program Powerfit (Utrecht University Faculteit Scheikunde), seperti yang

y = 5.369 x + 0.211R = 0.999

0

2

4

6

8

10

12

0 0.5 1 1.5 2 2.5

AU

C D

elta

met

rin

/DC

B



73

ditunjukkan pada Gambar 12 dan 13. Nilai r ini memenuhi persyaratan nilai r untuk

uji kategori impurity, yaitu ≥ 0,98 (Ahuja and Dong, 2005). Oleh karena itu metode

ini memiliki linearitas yang baik.

c.2. Limit of Detection (LOD) metode pengukuran deltametrin dengan GC-

ECD. Sensitivitas dari instrumen ditunjukkan dengan nilai Limit Of Detection

(LOD). LOD adalah konsentrasi atau jumlah terkecil dari analit yang berbeda

secara signifikan dari blanko yang dapat dideteksi oleh instrumen. LOD dihitung

dengan menggunakan kurva baku.

Gambar 14. Ilustrasi pencarian LOD

Gambar 15. Overlapping kurva LOD


74

Blanko disini merupakan intersep (a) sumbu y dari regresi linear rentang

bawah. Setelah diketahui nilai intersep (a) maka dapat ditentukan batasan untuk

LOD dengan confidence limit 95 % yaitu LOD berjarak ± 6 σ (sigma) dari puncak

blanko. Dapat dituliskan dengan rumus y = x ± 6 σ atau y = a ± 6 σ, dengan catatan

bahwa nilai Sa = 2 δ dengan tarap kepercayan 95 % untuk regresi linear maka dapat

di substitusikan menjadi :

Saay

maka

Sa

ay

3

:

2

,6

(1)

(2)

(3)

Nilai ± diatas berarti bahwa nilai plus (+) dapat digunakan untuk mencari

nilai y yang berada diatas intersep blanko dan nilai minus (-) untuk y yang berada

dibawah blanko, dimana nilai y tersebut merupakan absorbansi. Pada penelitian ini

menggunakan nilai plus (+) atau y = a+3Sa dikarenakan absorbansi yang dicari

merupakan nilai yang berada diatas absorbansi blanko, sesuai dengan pemahaman

bahwa absorbansi LOD > blanko. Dari persamaan (3) diatas maka dapat

disubstitusikan dengan persamaan regresi linear (y = bx + a) dan eliminasi terhadap

variabel a menjadi :

b

SaLODatau

b

Sax

bxSa

Saa

substitusi

abxy

Saay

3_3

3

abx3

3

(4)

(5)

(6)

(7)

(8)

Nilai x disini merupakan konsentrasi seperti tampak pada Gambar 14. Tingkat

kepercayaan yang digunakan untuk rumus


75

b

SaLOD 3

adalah sebesar 95 %. Untuk meningkatkan nilai Confidence dari 95 % menjadi

100% maka dilakukan penambahan daerah overlapping (Gambar 15.) sebesar

0,3% kedalam rumus LOD menjadi :

𝐿𝑂𝐷 = 3,3 𝑥𝑆𝑎

𝑏

Nilai Sa (standar deviasi intercept kurva baku) diperoleh dengan

menggunakan program Powerfit (Utrech University Faculteit Scheikunde) dengan

memplotkan konsentrasi teoritis dengan rasio luas puncak deltametrin/DCB. Dari

hasil perhitungan diperoleh nilai LOD sebesar 6,70 ng/mL dan 17,81 ng/mL.

diperoleh dua nilai LOD karena saat validasi dan penetapan kadar menggunakan

gas pembawa (gas N2) dari tabung yang berbeda, yang ternyata mempengaruhi

sensitivitas instrumen GC.

Kesimpulan dari uji kesesuaian sistem berdasarkan hasil di atas adalah

bahwa GC-ECD dapat digunakan untuk analisis deltametrin dalam ikan nila.

2. Preparasi sampel ikan nila

a. Ekstraksi deltametrin dalam ikan nila. Berdasarkan Noegrohati

(1991) ekstraksi multi residu dalam jaringan lemak ikan dimaserasi dengan heksan

: aseton (1:1) dan didiamkan selama 1 malam agar lemak ikan dan deltametrin dapat

keluar dari jaringan ikan.

b. Optimasi jenis fase diam dan fase gerak untuk clean-up. Optimasi

clean-up yang dilakukan meliputi optimasi fase diam dan optimasi volume fase

gerak. Fase diam yang akan dioptimasi adalah alumina dan karbon.


76

Pemilihan fase diam dan fase gerak dilakukan untuk mendapatkan sistem

yang dapat memisahkan deltametrin dengan ko-ekstraktan dengan baik. Ko-

ekstraktan adalah senyawa-senyawa selain analit yang ikut terekstraksi selama

proses ekstraksi. Ko-esktraktan perlu dipisahkan karena dapat mengganggu pada

saat determinasi analit.

b.1. Optimasi fase diam untuk clean-up ekstrak ikan nila.

Fase diam yang digunakan dalam optimasi pada penelitian ini adalah

alumina dan karbon. Menurut Anonim (1997), untuk clean up deltametrin

menggunakan fase diam alumina. Fase gerak yang digunakan adalah heksan,

petroleum eter, diklorometan, etil asetat, dan aseton. Sebelum digunakan, alumina

diaktifkan terlebih dengan memanaskannya di dalam oven selama 2 jam dengan

suhu 100°C. Saat menggunakan fase gerak heksan dan petroleum eter, baik lemak

ikan nila maupun deltametrin kemungkinan terikat dalam alumina hal ini ditandai

dengan eluen yang jernih dan pada alumina masih terlihat warna kekuningan dari

lemak ikan nila. Saat mengunakan fase gerak diklorometan, etil asetat, dan aseton

lemak ikan nila ikut terelusi dan kemungkinan terelusi bersama dengan deltametrin.

Hal ini menunjukkan bahwa alumina tidak dapat digunakan untuk proses clean up

karena alumina tidak dapat memisahkan matriks lemak ikan nila dengan

deltametrin karena lemak ikan nila dan deltametrin memiliki sifat yang mirip. Oleh

karena itu perlu menggunakan fase diam lain yang dapat memisahkan lemak ikan

nila dan deltametrin dengan baik.

Fase diam kedua yang digunakan adalah karbon. Karbon dapat digunakan

karena sifatnya non polar dan memiliki kemampuan mengadsorpsi yang kuat untuk


77

senyawa-senyawa non polar dan deltametrin bersifat non polar sehingga karbon

dapat menjerap deltametrin dan tidak ikut terelusi pada saat mengelusi lemak ikan

nila menggunakan petroleum eter. Pada penelitian ini digunakan 2 macam karbon,

yaitu karbon yang diaktifkan dan karbon yang tidak diaktifkan.

Sebelum digunakan, karbon diaktifkan dengan cara dipanaskan di dalam

oven pada suhu 100°C selama 2 jam. Karbon harus diaktifkan terlebih dahulu

karena jika karbon terkena lembab maka dapat mengurangi kemampuannya untuk

menjerap analit. Oleh karena itu perlu adanya perbandingan kemampuan

memisahkan lemak dengan deltametrin pada karbon yang diaktifkan terhadap

karbon yang tidak diaktifkan. Fase diam yang digunakan adalah karbon:natrium

sulfat anhidrat. Dielusi bertahap dengan menggunakan petroleum eter sebagai fase

gerak pertama, aseton sebagai fase gerak kedua. Standar deltametrin langsung

dimasukkan ke dalam kolom, tanpa matriks lemak ikan nila karena ingin melihat

perbedaan antara karbon yang tidak diaktifkan dengan karbon yang telah diaktifkan.

Jumlah standar deltametrin yang dimasukkan ke dalam kolom adalah 257,5 ng

(diambil 10 µL dari standar stok A dengan C = 2,575 x 10-2 µg/µL).


78

Gambar 16. Perbandingan hasil recovery deltametrin menggunakan karbon aktif

(250 mg) dan karbon nonaktif (250 mg)

Dari hasil yang ditunjukkan pada Gambar 16. dapat dilihat bahwa baik

pada karbon yang diaktifkan maupun karbon yang tidak diaktifkan pada fraksi

petroleum eter 15 mL tidak terdapat puncak deltametrin, artinya deltametrin tetap

terjerap pada karbon. Petroleum eter digunakan untuk mengelusi lemak ikan nila

terlihat dari petroleum eter yang berwarna agak kekuningan dan ko-ekstraktan yang

dapat mengganggu determinasi deltametrin.

Pada saat menggunakan karbon yang telah diaktifkan, pada fraksi aseton

pertama, kedua, dan ketiga tidak terdapat puncak deltametrin, dan puncak

deltametrin baru terlihat pada fraksi aseton keempat, tetapi puncak yang terlihat

sangat kecil. Hal ini menunjukkan bahwa menggunakan 45 mL aseton masih

banyak deltametrin yang terjerap pada karbon yang telah diaktifkan. Oleh karena

itu, untuk mengelusi deltametrin dari fase diam dibutuhkan volume aseton yang

lebih banyak lagi.

0 % 0 % 0 % 0 % 0 %

100 %

0 % 0 %

5,11 % 9,31 % 6,09 %

Bakudeltametrin

p.e 15 mL aseton 15mL

aseton + 10mL

aseton + 10mL

aseton + 10mL

Karbon aktif

Baku deltametrin

Karbon


79

Pada saat menggunakan karbon yang tidak diaktifkan, puncak deltametrin

tidak muncul pada fraksi aseton I, tetapi muncul pada fraksi aseton II, III, dan IV

seperti yang terlihat pada Gambar 16. Rasio AUC deltametrin/DCB pada fraksi

aseton kedua adalah 0,12, rasio AUC deltametrin/DCB pada fraksi aseton ketiga

adalah 0,21, dan rasio AUC deltametrin/DCB pada fraksi aseton keempat adalah

0,14. Sedangkan rasio AUC deltametrin/DCB standar deltametrin adalah 2,27.

Apabila hasil recovery dari fraksi aseton II, III, dan IV dibandingkan dengan

standar, diperoleh nilai recovery sebesar 20,51 % yang menunjukkan bahwa masih

ada deltametrin yang terjerap pada fase diam karbon yang tidak diaktifkan. Oleh

karena itu, untuk mengelusi deltametrin yang masih terjerap pada karbon yang tidak

diaktifkan volume aseton harus ditambah atau jumlah karbon yang digunakan

dikurangi. Karena penggunaan volume elusi dalam jumlah yang besar kurang

efisien, maka kapasitas fase diam perlu dikurangi dengan mengurangi berat fase

diam yang digunakan agar volume elusi yang dibutuhkan lebih sedikit.

b.2. Optimasi fase gerak untuk clean-up ekstrak ikan nila.

Optimasi dilanjutkan menggunkan fase diam yang lebih sedikit, yaitu:

karbon aktif : natrium sulfat anhidrat. Kolom dielusi bertahap dengan menggunakan

petroleum eter untuk mengelusi lemak ikan nila dan aseton sebagai fase gerak

kedua. Pada tahap ini dilakukan adisi, yaitu adisi baku deltametrin sebelum proses

clean-up, dan adisi baku deltametrin sebelum proses ekstraksi. Untuk mengetahui

efisiensi clean-up dilakukan dengan memasukkan standar deltametrin langsung ke

dalam kolom. Adisi ini dilakukan dengan tujuan untuk melihat apakah proses


80

ekstraksi dan clean up yang dilakukan sudah baik atau belum. Jumlah adisi baku

deltametrin adalah 257,5 ng.

Gambar 17. Hasil recovery adisi baku deltametrin 257,5 ng sebelum clean-up dan

sebelum ekstraksi menggunakan fase diam karbon : natrium sulfat 0,4 g

Hasil yang diperoleh ditunjukkan oleh Gambar 17. menunjukkan bahwa

baik pada adisi sebelum clean-up maupun adisi sebelum ekstraksi % recovery yang

didapatkan berturut-turut adalah 117,70 dan 110,29. Tetapi efisiensi ekstraksi tidak

dapat ditetapkan karena perbedaan recovery adisi sebelum clean-up dan sebelum

ekstraksi tidak dapat dibedakan. Sehingga dapat dikatakan bahwa proses ekstraksi

dan clean-up yang dilakukan sudah cukup baik.

Pada fraksi aseton kedua (10 mL) tidak terdapat puncak deltametrin baik

pada adisi sebelum ekstraksi maupun adisi sebelum clean up sehingga dapat

disimpulkan bahwa fase gerak aseton yang digunakan cukup 15 mL.

Untuk mengetahui apakah proses ekstraksi dan clean-up yang dilakukan

sudah cukup baik, maka dilakukan perbandingan kromatogram standar baku

100 %

22,86 %

117,20 %

0 %

110,29 %

0 %

aseton 15 mL aseton + 10 mL aseton 15 mL aseton + 10 mL

Bakudeltametrin

Clean-up baku adisi sebelum clean up adisi sebelum ekstraksi


81

deltametrin dan kromatogram deltametrin dalam matriks ikan nila yang telah

melalui proses ekstraksi dan clean-up.

(1)

(2)

Gambar 18. Perbandingan kromatogram (1) = standar baku deltametrin, (2) =

deltametrin dalam matriks ikan nila yang telah melalui

proses ekstraksi dan clean-up

Pada kromatogram yang ditunjukkan oleh Gambar 18 (1) dan (2). dapat

dilihat bahwa kromatogram deltametrin dalam matriks ikan nila yang telah melalui

Deltametrin DCB

Deltametrin DCB


82

proses ekstraksi dan clean-up menghasilkan banyak puncak, tetapi puncak-puncak

tersebut tidak mengganggu puncak standar internal DCB dan puncak deltametrin

artinya proses clean-up yang dilakukan sudah cukup baik sehingga dapat

menghilangkan lemak ikan nila yang dapat mengganggu determinasi.

3. Validasi Metode Analisis Deltametrin dalam Ikan Nila

Validasi metode analisis merupakan suatu proses pembuktian bahwa suatu

metode analisis yang digunakan menghasilkan data yang dapat diterima dan

terpercaya sehingga dapat digunakan untuk tujuan analisis tertentu. Pada penelitian

ini, validasi metode yang dilakukan merupakan validasi metode kategori II, yaitu

metode analisis untuk menentukan pengotor atau produk degradasi, karena

deltametrin yang dianalisis merupakan pengotor (impurities). Parameter validasi

yang diuji pada penelitian ini adalah selektivitas, linearitas, akurasi, presisi, rentang,

Limit of Detection (LOD) dan Limit of Quantitation (LOQ) (Snyder, Kirkland, and

Galjh, 2010).

a. Selektivitas. Selektivitas merupakan kemampuan suatu metode

analisis untuk dapat mengukur analit yang diinginkan dalam matriks tanpa

mengalami gangguan dari matriks, termasuk analit lain (Christian, 2004). Dalam

penelitian ini matriks yang dimaksud adalah lemak ikan nila, dimana selektivitas

ditentukan dengan melihat puncak-puncak kromatogram yang bersebelahan

terpisah dengan baik atau tidak.

Hasil penelitian menunjukkan bahwa pada baku maupun sampel ikan

puncak kromatogram deltametrin maupun DCB yang terpisah dengan baik dari


83

senyawa-senyawa lain yang terdapat di dalam matriks, hal ini menunjukkan bahwa

metode ini memenuhi parameter selektivitas.

b. Akurasi. Akurasi dari prosedur analisis menunjukkan kedekatan

antara hasil uji yang diperoleh dengan nilai yang sebenarnya. Akurasi berkaitan

dengan kesalahan sistematik atau kesalahan yang diketahui karena kesalahan ini

dapat ditentukan dan diperbaiki. Secara umum terdapat tiga kesalahan sistematik

dalam penelitian laboratorium yaitu kesalahan pada peralatan yang digunakan

misalnya alat yang tidak terkalibrasi, kesalahan pada operator dan kesalahan

prosedur. Metode yang digunakan adalah metode penambahan baku (standard

addition method). Metode ini biasanya dilakukan apabila matriks sampel tidak

dapat dibuat plasebonya, sehingga perlu dilakukan penyesuaian antara matriks

standar/baku dengan matriks sampel.

Pada penelitian ini sampel yang digunakan adalah ikan nila yang

matriksnya tidak diketahui kandungan dan komposisi senyawa yang terdapat di

dalamnya, dan juga karena tidak dapat diperoleh plasebo ikan nila yang digunakan

sebagai sampel maka digunakan metode penambahan baku. Metode ini bertujuan

untuk mengetahui pengaruh prosedur analisis yang digunakan dalam menetapkan

deltametrin dalam sampel ikan nila (matriks lemak), berapa banyak analit yang

hilang selama proses preparasi. Lima konsentrasi bertingkat baku ditambahkan

pada sampel ikan nila dan dibuat satu sampel ikan nila tanpa penambahan baku

yang digunakan sebagai blanko, sehingga dapat diketahui berapa jumlah baku yang

hilang selama proses preparasi. Hasil penelitian ditunjukkan dalam Tabel X.


84

Tabel X. Hasil perolehan kembali (recovery)

Penambahan

(ng)

Rata-rata perolehan kembali (n = 3)

(%)

7,725 82,74 ± 0,84

12,875

96,48 ± 2,69

25,75

86,22 ± 2,94

51,5

100,46 ± 1,04

103

98,04 ± 0,31

Tabel XI. Persen Perolehan kembali (recovery) yang dapat diterima pada beberapa

tingkat konsentrasi analit menurut Gonzales and Herrador (2007)

Menurut Gonzales and Herrador (2007), untuk kadar analit dalam matriks

di bawah 100 ppb, persen perolehan kembali yang masih diterima adalah antara 80-

110%. Hasil penelitian menunjukkan bahwa semua persen perolehan kembali

Analit Fraksi

analit Rentang Rentang

recovery (%)


85

berada pada rentang 80-110%. Sehingga dapat disimpulkan bahwa metode analisis

ini memiliki akurasi yang baik.

c. Presisi. Presisi menunjukkan derajat keterulangan hasil uji ketika

metode dilakukan secara berulang dan biasanya digambarkan sebagai simpangan

baku relatif dari sejumlah sampel (Chan, Lam, Lee, and Zhang, 2004). Presisi yang

dilakukan dalam penelitian ini adalah ripitabilitas, dimana pengukuran presisi

dilakukan pada kondisi percobaan yang sama secara berulang, yaitu dengan analis,

operator, dan tempat yang sama dalam rentang waktu yang pendek. Presisi

dilaporkan dalam bentuk % RSD (Relative Standard Deviation) atau koefisien

variasi (CV). Presisi ini berkaitan dengan kesalahan acak (random error).

Kesalahan acak dalam analisis disebabkan oleh perubahan yang tidak dapat

diprediksi dan tidak diketahui penyebabnya. Hasil penelitian ditunjukkan pada

Tabel XII.


86

Tabel XII. Persen koefisien variasi dari metode penambahan baku

Penambahan

(ng)

Rata-rata

ditemukan (n = 3)

(ng)

% RSD

7,725 6,39 ± 0,07 1,0

12,875 12,42 ± 0,35 2,8

25,75 22,20 ± 0,76 3,4

51.5 51,74 ± 0,54 1,0

103 100,99 ± 0,32 0,3

Tabel XIII. Persen koefisien variasi yang diterima pada beberapa tingkat

konsentrasi analit berdasarkan AOAC PVM (cit., Gonzales and Herrador, 2007)

Dalam penelitian semua konsentrasi yang digunakan di bawah 100 ppb.

Menurut AOAC Peer Verified Method (PVM) (cit., Gonzales and Herrador, 2007),

persen koefisien variasi yang diterima untuk analit dengan konsentrasi di bawah

Analit

(%)

Unit Fraksi Analit


87

100 ppb adalah di bawah 15%. Hasil penelitian menunjukkan bahwa semua analit

dengan konsentrasi di bawah 100 ppb memiliki persen koefisien variasi di bawah

15%. Sehingga dapat disimpulkan bahwa metode analisis ini memiliki ripitabilitas

yang baik.

d. Rentang linearitas kurva baku deltametrin. Rentang adalah interval

antara konsentrasi paling bawah dan paling atas dari analit dalam sampel yang

memenuhi presisi, akurasi, dan linearitas menggunakan metode analisis yang

dilakukan (Snyder, Kirkland, Galjh, 2010). Pada penelitian ini, rentang ditentukan

dari kurva adisi yang memenuhi kriteria linearitas, akurasi, dan presisi. Rentang

dari kurva adisi adalah 5,29 ng/g – 70,55 ng/g. Sehingga dapat disimpulkan bahwa

rentang konsentrasi deltametrin yang memenuhi akurasi, presisi, dan linearitas

adalah 5,29 ng/g – 70,55 ng/g.

e. Limit of quantitation (LOQ) deltametrin dalam matriks ikan

nila. Limit of quantitation (LOQ) merupakan konsentrasi terendah analit dalam

sampel yang dapat dikuantifikasi dengan akurasi dan presisi yang sesuai pada

metode analisis yang digunakan (Grob and Barry, 2004). Dalam penelitian ini,

digunakan kurva adisi untuk menghitung nilai LOQ. Rumus untuk menghitung

nilai LOQ:

LOQ = 3,3 xSa

b

Sebagai faktor pengali dari Sa digunakan 3,3 bukan 10 karena kurva adisi

tersebut diperoleh dari sampel yang melalui serangkaian proses ekstraksi dan clean

up yang presisi dan akurasinya telah diterima. Nilai Sa (standar deviasi intercept

kurva adisi) diperoleh menggunakan program Powerfit (Utrech University Faculteit


88

Scheikunde). Pada penelitian ini diperoleh nilai LOQ deltametrin dalam sampel

ikan sebesar 1,30 ng/g.

f. Pengaruh matriks ikan nila terhadap metode analisis. Tujuan melihat

pengaruh matriks adalah untuk melihat apakah matriks ikan nila memberikan

pengaruh terhadap metode analisis.

Gambar 19. Gabungan kurva baku dan kurva adisi

Jika dilihat dari Gambar 19. terlihat adanya perbedaan dari kurva baku

dengan kurva adisi. Untuk mengetahui hal tersebut maka perlu dilakukan uji

signifikansi terhadap slope kurva baku dan kurva adisi. Uji signifikansi yang

dilakukan adalah uji t (t-test) untuk melihat apakah ada signifikansi antara kurva

baku dan kurva adisi.

Sebelum melakukan uji t perlu dilakukan uji signifikansi antara standar

deviasi slope kurva baku dan kurva adisi menggunakan uji F dan dilihat apakah

memberikan hasil yang signifikan atau tidak. Dari hasil perhitungan yang

ditunjukkan pada Tabel XIV. dapat disimpulkan bahwa standar deviasi slope kurva

adisi tidak berbeda signifikan dengan standar deviasi slope kurva baku.

Adisi

y = 1,300x + 0,022

Baku

y = 1,304x + 0,057

0

1

2

3

4

5

6

7

8

0 1 2 3 4 5 6

Ras

io A

UC

Del

tam

etri

n/D

CB


Adisi

Baku


89

Tabel XIV. Hasil uji F standar deviasi kurva baku dan kurva adisi

Fhitung α Ftabel Kesimpulan

0,268 0,05 3,501 Tidak berbeda signifikan

Setelah itu dilakukan uji t antara slope kurva baku dengan kurva adisi.

Hasil perhitungan uji t yang ditunjukkan dalam Tabel XV. menunjukkan bahwa

slope dari kurva adisi tidak berbeda signifikan dengan slope kurva baku. Hasil ini

menunjukkan bahwa proses preparasi sampel ikan yang mengandung deltametrin

yang dilakukan cukup sempurna.

Tabel XV. Hasil uji t slope kurva baku dan kurva adisi

thitung α ttabel Kesimpulan

0,63 0,05 2,09 Tidak berbeda signifikan

Pengaruh prosedur analisis yang digunakan dalam menetapkan senyawa

uji menunjukkan bahwa kadar yang ditemukan kembali lebih kecil dibandingkan

kadar teoritik yang seharusnya ditemukan. Namun demikian, prosedur ini cukup

baik karena hasil uji signifikansi (uji t) menunjukkan bahwa jumlah yang ditemukan

tidak berbeda bermakna dengan jumlah yang ditambahkan. Oleh karena itu,

prosedur ini cukup akurat untuk menetapkan jumlah deltametrin pada ikan nila.

B. Bioakumulasi Deltametrin dalam Ikan Nila

Setelah metode yang akan digunakan telah tervalidasi maka dapat

dilanjutkan dengan melakukan penetapan kadar. Dalam penetapan kadar ini peneliti

ingin melihat terjadi akumulasi deltametrin dalam tubuh ikan nila dari air yang telah

ditambahkan deltametrin.


90

1. Aklimatisasi dan penanganan ikan nila untuk uji bioakumulasi

deltametrin dalam ikan nila

Perlakuan yang pertama adalah dengan melakukan aklimatisasi ikan nila

selama 2 minggu pada temperatur uji. Tujuan dilakukan aklimatisasi adalah agar

ikan nila dapat menyesuaikan diri dari kondisi kolam tanah ke akuarium percobaan

sehingga nantinya siap untuk diberi perlakuan.

Air yang digunakan untuk perlakuan adalah air sumur. Makanan untuk

ikan nila yang diberikan selama penelitian ini adalah pelet yang diketahui

kandungan lemak dan protein untuk menjaga agar ikan nila tetap sehat. Kandungan

gizi dalam pelet yang digunakan: 30% protein, 3% lemak, dan max. 4% serat.

Vitamin yang terkandung di dalamnya: vitamin A, D3, E, B1, B2, B6, B12, niacin,

biotin, panthothenic, choline, dan lainnya. Jumlah makanan yang diberikan untuk

tiap ikan nila adalah sebanyak 1-2% dari berat ikan nila. Makanan yang tidak

dimakan oleh ikan nila setelah 30 menit harus diambil untuk menjaga agar akuarium

tetap bersih. Hal ini dilakukan untuk menjaga agar konsentrasi senyawa organik

serendah mungkin, karena dengan adanya karbon organik dapat membatasi

bioavailabilitas dari senyawa uji.

Aerator digunakan untuk menambah kadar oksigen dalam air. Variasi

temperatur air tidak boleh melebihi 2ºC karena jika simpangannya besar dapat

memberikan efek terhadap proses uptake ikan nila dan dapat menyebabkan ikan

nila menjadi stres. Selama perlakuan, ikan nila yang mati karena sakit atau terkena

efek samping pada kelompok kontrol dan kelompok perlakuan tidak boleh melebihi

10% pada akhir uji. pH air selama perlakuan uji harus antara 6,0 – 8,5. Dilakukan


91

siklus gelap terang selama 12 jam selama perlakuan agar sesuai dengan kondisi

lingkungan.

Ikan nila yang digunakan berukuran 4-6 cm karena secara umum dengan

menggunakan ikan dengan ukuran yang kecil akan memperpendek waktu untuk

steady-state. Ikan nila yang akan digunakan harus dalam kondisi yang sehat, tidak

cacad, dan tidak memiliki penyakit seperti jamur dan lainnya. Rata-rata berat ikan

ditentukan dengan cara mengambil beberapa ikan nila, ditimbang dan dihitung rata-

rata berat ikan nila. Pada penelitian ini rata-rata berat ikan yang digunakan adalah

1,46 gram.

Setiap akuarium diisi dengan 40 L air sumur dan 10 ekor ikan nila yang

telah melalui proses aklimatisasi dimasukkan ke dalamnya, ditambah decis®

(deltametrin teknis) dengan konsentrasi 0,17 µg/L dan 0,34 µg/L. Pengambilan

sampel ikan nila dan air dilakukan pada hari ke-0, 1, 2, 3, 5, 7, dan 14. Sampel air

kemudian akan dianalisis oleh Indriati (2013). Selama perlakuan, aerasi dilakukan

dengan menggunakan aerator.

Salah satu kesulitan uji akuatik adalah menjaga agar konsentrasi senyawa

tetap konstan dalam air. Senyawa dapat hilang dalam air karena:

i. Absorpsi dan metabolisme oleh organisme uji

ii. Menguap, terdegradasi, dan teradsorpsi dari air.

Sistem yang digunakan dalam penelitian ini adalah sistem statik. Dengan

sistem statik, air tidak diganti selama melakukan uji. Selain metode statik, terdapat

metode semistatik. Dengan sistem semistatik, air diganti pada saat tertentu

(umumnya setiap 24 jam). Metode ini lebih baik, lebih kompleks, dan lebih mahal


92

karena selalu memperbaharui larutan uji dengan sistem yang kontinyu. Dengan

menggunakan sistem ini, larutan uji selalu diperbaharui, sehingga konsentrasinya

selalu konstan, dan dapat mencegah kontaminasi dari feses, alga, mucus, dan

lainnya. Bila organisme terpapar senyawa untuk waktu yang cukup lama,

konsentrasi steady-state akan dicapai dalam jaringan. Karena metode semistatik

lebih kompleks dan lebih mahal maka dalam penelitian ini digunakan metode statis

(Walker, Hopkin, Sibly, and Peakall, 2001).

2. Penetapan kadar deltametrin dalam ikan nila

Ikan nila yang diambil selama proses pengambilan sampel kemudian

ditimbang dan dibunuh kemudian dimasukkan ke dalam gelas bekker. Setelah itu

sampel ikan nila dihaluskan dan direndam menggunakan aseton + heksan untuk

menarik lemak agar keluar dari ikan nila. Penambahan Na2SO4 anhidrat adalah

untuk menarik air yang terkandung dalam sampel ikan nila agar tidak mengganggu

proses ekstraksi. Penggunaan aseton + heksan untuk menarik lemak dan

deltametrin. Kemudian sampel ikan nila diekstraksi lagi menggunakan

diklorometan untuk menarik deltametrin yang masih tertinggal di dalam sampel

tersebut. Penambahan NaCl bertujuan untuk mengurangi afinitas aseton terhadap

air, sehingga aseton dapat terpisah dari air dan bergabung dengan n-heksan dan

diklorometan. Hal ini perlu dilakukan karena diklorometan memiliki kelarutan yang

tinggi di dalam aseton, sehingga bila masih ada aseton yang terikat bersama air,

maka ada deltametrin yang tidak ikut terekstraksi. Tahap selanjutnya adalah

penyaringan melewati natrium sulfat anhidrat yang berguna untuk menghilangkan

partikel pengotor, sekaligus untuk mengurangi kandungan air dalam campuran


93

pelarut n-heksan : aseton : diklorometan. Kandungan air harus dihilangkan karena

dapat mengganggu proses clean-up, dimana jika terdapat air, maka fase diam

karbon yang digunakan menjadi tidak aktif dan tidak dapat menjerap deltametrin.

Pembilasan bertujuan untuk mengeluarkan lemak maupun deltametrin maupun

lemak yang masih tertinggal di dalam corong. Filtrat yang didapat kemudian

diuapkan menggunakan bantuan gas nitrogen karena gas nitrogen bersifat inert.

Residu lemak yang diperoleh kemudian ditimbang sehingga diketahui berapa gram

lemak yang terkandung dalam tiap ikan nila.

Tahap selanjutnya adalah clean up. Tujuan clean up adalah untuk

mengurangi senyawa-senyawa selain analit yang ikut terekstraksi (ko-ekstraktan)

karena ko-ekstraktan dapat mengganggu proses determinasi analit, dalam hal ini

adalah deltametrin. Kolom kaca diisi glasswool untuk menahan fase diam, kolom

dialiri aseton untuk membersihkan dari pengotor yang bersifat polar maupun non

polar agar ketika digunakan sudah dalam keadaan bersih. Fase diam karbon dapat

menjerap deltametrin karena karbon cocok digunakan untuk menjerap senyawa non

polar selain itu karbon memiliki kemampuan untuk mengadsorpsi yang kuat

sehingga dapat menahan senyawa agar tidak ikut terelusi keluar. Residu lemak

dilarutkan dalam sedikit petroleum eter karena residu lemak dapat larut dalam

petroleum eter. Petroleum eter digunakan sebagai fase gerak pertama untuk

mengelusi ko-ekstraktan termasuk lemak ikan nila sehingga saat deltametrin dielusi

keluar tidak banyak ko-ekstraktan yang mengganggu. Lemak harus dibersihkan

karena bila saat sampel disuntikkan ke dalam GC dan masih terdapat lemak ikan

nila, maka lemak tersebut dapat melapisi kolom Cp-sil 5 sehingga deltametrin tidak


94

dapat terikat dengan baik di fase diam. Digunakan aseton untuk mengelusi

deltametrin keluar dari kolom karena deltametrin memiliki kelarutan yang tinggi di

dalam aseton. Aseton kemudian diuapkan dengan bantuan gas nitrogen.

Berdasarkan hasil yang diperoleh, pada hari ke-0, 1, 2, dan 3 tidak terdapat

deltametrin dalam ikan nila yang dianalisis baik pada Decis® konsentrasi 1 (0,17

µg/L) maupun pada Decis® konsentrasi 2 (0,34 µg/L). Akumulasi deltametrin mulai

terlihat pada hari ke-5, 7, dan 14 untuk kedua konsentrasi seperti yang terlihat pada

Gambar 20. Dari hasil tersebut terlihat bahwa terjadi akumulasi deltametrin dalam

ikan nila, karena dari hari ke-5, 7, dan 14 terjadi peningkatan jumlah deltametrin

dalam ikan nila yang dianalisis.

Gambar 20. Kurva bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila

Untuk mengetahui laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila, maka

diplotkan antara ln konsentrasi deltametrin vs hari. Hasil yang diperoleh adalah

sebagai berikut.

-1

0

1

2

3

4

5

6

7

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

C d

elta

met

rin

ng/

g ik

an

Hari

Konsentrasi 1

Konsentrasi 2

Kontrol


95

Gambar 21. Kurva laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila

konsentrasi 0,17 µg/L

Gambar 22. Kurva laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila

konsentrasi 0,34 µg/L

Dari hasil di atas didapatkan laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila

berturut-turut adalah 0,07 dan 0,15 ng/hari untuk konsentrasi 0,17 µg/L dan 0,34

µg/L. Karena kurva ln rata-rata kadar deltametrin vs hari terdiri dari 2 fase, maka

y = 0,073x - 0,505

-0.4

-0.2

0

0.2

0.4

0.6

0.8

0 2 4 6 8 10 12 14 16

ln r

ata-

rata

kad

ar d

elta

met

rin

(n

g/g

ikan

)

Hari

y = 0,147x - 0,173

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

1.8

2

0 2 4 6 8 10 12 14 16

ln r

ata-

rata

kad

ar d

elta

met

rin

(n

g/g

ikan

)

Hari


96

yang digunakan untuk menentukan laju bioakumulasi adalah fase kedua yang

dimulai dari hari ke-3, 5, 7, dan 14.

Insang memegang peranan penting dalam proses uptake suatu senyawa

yang larut dalam air karena sebagian besar proses uptake yang dilakukan oleh ikan

terjadi melalui insang. Pada insang terdapat banyak pembuluh darah yang sangat

halus dan dialiri darah terus menerus sehingga memungkinkan proses uptake

senyawa melalui insang sangat efektif. Karakteristik ini sangat berguna dalam

proses pernafasan ikan maupun proses osmoregulasi serta kesetimbangan asam-

basa pada ikan (Evans et al.,2005).

Pada proses pernafasan ikan, oksigen yang larut dalam air akan difiltrasi

oleh insang dan masuk ke aliran darah dengan menembus suatu membran biologis.

Demikian juga deltametrin yang larut dalam air akan di uptake oleh isang sehingga

teradsorbsi pada insang serta mampu menembus membrane biologis sehingga

senyawa tersebut dapat masuk ke dalam aliran darah ikan dan terdistribusi dalam

tubuh ikan tersebut.

Selanjutnya, deltametrin yang telah berada dalam insang akan mengalami

difusi pasif menembus membran biologis yang membatasi insang dengan pembuluh

darah dalam insang sehingga masuk ke dalam aliran darah dan mengalami distribusi

lebih lanjut dalam tubuh ikan. Kemampuan suatu senyawa menembus membran

biologis dipengaruhi oleh nilai Kow, dimana semakin besar nilai Kow maka akan

semakin mudah menembus membran tersebut (Hodgson, 2004).

Deltametrin memiliki nilai log Kow 4,6 sedangkan lemak ikan nila

memiliki rentang log Kow 4,6 – 10,89 sehingga berdasarkan prinsip like dissolve


97

like deltametrin dapat terakumulasi dalam lemak ikan nila. Lemak merupakan

tempat akumulasi senyawa kimia organik, setelah senyawa tersebut masuk ke

dalam organisme. Besarnya akumulasi suatu senyawa organik dalam lemak

umumnya tergantung pada nilai Kow dan jumlah lemak dalam organisme tersebut

(Leeuwen dan Hermens, 1995).

Bioakumulasi didefiniskan sebagai proses akumulasi senyawa secara

langsung dari lingkungan abiotik (contohnya air, udara, tanah) dan dari sumber

makanan pada organisme. Tempat uptake senyawa yang utama adalah membrane

paru, insang, dan saluran cerna (Hodgson, 2004).

Kecepatan suatu senyawa dapat terakumulasi dari lingkungan ke dalam

organisme akuatik tergantung pada kandungan lemak organisme tersebut, dimana

lemak adalah tempat penyimpanan utama senyawa tersebut (Hodgson, 2004).

Menurut Muchiri (2006) kandungan lemak pada ikan nila berkisar antara

1,5-3% tergantung pada makanan yang dikonsumsi. Rata-rata berat ikan yang

digunakan dalam penelitian ini adalah 1,46 gram dengan berat lemak rata-rata yang

diperoleh adalah 0,0315 gram sehingga % lemak pada ikan nila yang diperoleh

adalah 2,15%.

Menurut Organization for Economic Co-operation and Development

(2002) senyawa yang memiliki nilai log Kow lebih besar dari 3 mempunyai

kemungkinan terjadinya akumulasi. Deltametrin memiliki nilai log Kow sebesar 4,6.

Dari hasil penelitian yang diperoleh menunjukkan bahwa terjadi akumulasi

deltametrin dalam ikan nila. Laju bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila pada

konsentrasi 0,17 µg/L dan 0,34 µg/L berturut-turut adalah 0,07 dan 0,15 ng/hari.


98

C. Karakterisasi Resiko Asupan Deltametrin Melalui Ikan Nila

Perkiraan berat ikan nila yang dikonsumsi manusia adalah 200 gram.

Manusia kurang lebih mengkonsumsi 1 ikan nila selama 1 hari dengan berat 200

gram. Ikan nila yang umumnya dikonsumsi adalah ikan nila yang berusia 3 bulan.

Menurut Anonim (2013), Acceptance Daily Intake (ADI) deltametrin

adalah 0,01 mg/kg BB (1982, dikonfimasi tahun 2000). Maka untuk manusia

dengan berat 60 kg ADI nya sebesar 0,6 mg. ADI adalah perkiraan jumlah senyawa

(misalnya pestisida) dalam makanan yang bila termakan setiap hari seumur hidup

tidak menimbulkan resiko kesehatan pada manusia. ADI mencakup penilaian pada

data dasar mengenai kelengkapan dan relevansinya, penentuan kadar terlihat tanpa

efek (NOEL) dalam mg/kg BB dan pemilihan faktor pengaman yang tepat untuk

mengekstrapolasikannya pada asupan harian yang dapat diterima untuk manusia,

juga dalam mg/kg BB. ADI suatu pestisida tergantung pada pola makan

masyarakat.

Karakterisasi resiko deltametrin melalui asupan ikan nila dihitung

menggunakan konsentrasi yang telah mencapai kondisi steady-state. Pada

konsentrasi 0,17 µg/L diperoleh persaman regresi y = -0,916 + 0,109 x, sedangkan

pada konsentrasi 0,34 µg/L diperoleh persamaan regresi y = 0,209 + 0,113 x. Untuk

mengetahui apakah kurva bioakumulasi yang didapat telah mencapai kondisi

steady-state maka slope diuji secara statistik menggunakan uji t. Hasil uji t untuk

konsentrasi 0,17 µg/L ditunjukkan pada Tabel XVI.

Tabel XVI. Hasil uji t slope konsentrasi 0,17 µg/L

α thitung tTabel Kesimpulan

0,05 15,77 4,30 Signifikan


99

Sedangkan hasil uji t untuk konsentrasi 0,34 µg/L ditunjukkan pada Tabel XVII.

Tabel XVII. Hasil uji t slope konsentrasi 0,34 µg/L

Α thitung ttabel Kesimpulan

0,05 7,40 4,30 Signifikan

Hasil uji t slope diatas menunjukkan bahwa nilai slope berbeda bermakna dengan

nilai 0 artinya kurva bioakumulasi deltametrin yang diperoleh belum mencapai

kondisi steady-state. Maka untuk perhitungan karakterisasi resiko deltametrin

melalui asupan ikan nila digunakan rata-rata konsentrasi deltametrin pada hari ke-

14, karena data yang diperoleh hanya sampai hari ke-14. Hasil perhitungan

karaktersisasi resiko deltametrin ditunjukkan pada Tabel XVIII.

Tabel XVIII. Karakterisasi resiko deltametrin melalui asupan ikan nila

Konsentrasi Deltametrin dalam

200 g ikan nila (ng)

ADI

(mg/kg BB) % dari ADI

0,17 µg/L 374,46 0,01

0,062

0,34 µg/L 1159,61 0,19

Dari hasi diatas dapat disimpulkan bahwa bila manusia mengkonsumsi

ikan nila dengan berat 200 gram per hari dikatakan aman karena jumlah deltametrin

yang terpejan jauh lebih kecil dibandingkan dengan ADI deltametrin.

Pada penelitian ini Bioconcentration Factor (BCF) tidak dapat dihitung

karena berdasarkan penelitian yang dilakukan oleh Indriati (2013) kadar

deltametrin dalam air pada hari ke- 14 tidak terdeteksi sehingga tidak dapat

dilakukan perbandingan jumlah deltametrin dalam air dan dalam ikan nila pada

kondisi steady-state.


100

BAB V

KESIMPULAN DAN SARAN

A. Kesimpulan

1. Efisiensi ekstraksi tidak dapat ditetapkan karena perbedaan recovery adisi

sebelum clean-up dan sebelum ekstraksi tidak dapat dibedakan. Lemak ikan

nila dan deltametrin dapat dipisahkan menggunakan penjerap karbon karena

memiliki kekuatan adsorbsi yang berbeda. Fase diam yang optimal adalah

karbon : natrium sulfat anhidrat 0,4 g. Fase gerak yang optimal adalah elusi

bertahap menggunakan petroleum eter dan aseton.

2. Dengan proses ekstraksi, clean-up, dan kondisi GC-ECD yang optimal, pada

kromatogram masih terlihat adanya tapak lemak ikan nila namun tidak

mengganggu puncak deltametrin dan DCB. Hasil validasi menunjukkan

sensitivitas dengan nilai LOD 17,81 ng/mL dan LOQ 1,30 ng/g; korelasi antara

konsentrasi dan respon yang linear pada rentang 5,3 ng/g – 70,5 ng/g dengan

nilai r 0,999; akurasi dinyatakan dengan nilai recovery sebesar 82,74 – 110,46

%; presisi dinyatakan dengan nilai % RSD sebesar 0,3 – 3,4 %, dan matriks

tidak memberikan pengaruh yang signifikan terhadap metode analisis.

3. Pada konsentrasi deltametrin 0,17 µg/L dan 0,34 µg/L terjadi bioakumulasi

deltametrin dalam ikan nila dengan laju bioakumulasi berturut-turut adalah

0,07 dan 0,15 ng/hari.

4. Konsumsi ikan nila yang terpapar deltametrin dengan konsentrasi 0,17 µg/L

dan 0,34 µg/L selama 14 hari tidak memberikan resiko yang mebahayakan

kesehatan konsumen.


101

B. Saran

1. Perlu dilakukan penambahan replikasi dan pada konsentrasi yang berbeda

sehingga efisiensi ekstraksi dapat diketahui.

2. Perlu dilakukan penambahan interval waktu pengambilan sampel ikan nila

yang lebih panjang sehingga kondisi steady-state dapat tercapai.


102

DAFTAR PUSTAKA

Abuzar, E.A.E et. al, 2012, A Gas Chromatographic Method with Electron-Capture

Detector (GC-ECD) for Stimultaneous Determination of Fenfropathrin, λ-

Cyhalothrin, and Deltamethrin Residues in Tomato and Its Applications to

Kinetic Studies After Field Treatment, Food Anal. Methods, 1-7.

Ahuja, S., and Dong, M.W., 2005, Handbook of Pharmaceutical Analysis by HPLC,

volume 6, Elsevier, Inc., USA, p. 192.

Ahuja, S., and Rasmussen, H., 2007, HPLC Method Developments for

Pharmaceuticals, Elsevier Academic Press, Italy, pp. 444.

Ahuja, S., and Scypinski, S., 2001, Handbook of Modern Pharmaceutical Analysis,

volume 3, Academic Press, San Diego, p. 419.

Anonim, 1997, Metode Pengujian Residu Pestisida dalam Hasil Pertanian, Komisi

Pestisida Departemen Pertanian, hal. 287.

Anonim, 1998, Peraturan-Peraturan Tentang Pestisida Untuk Tanaman Pangan,

Komisi Pestisida Departemen Pertanian, Jakarta.

Anonim, 2006, Penggunaan Pestisida yang Baik dan Benar dengan Residu

Minimum, Direktorat Jenderal Tanaman Pangan dan Hortikultura,

Departemen Pertanian, Jakarta.

Anonim, 2008, Noveric Acid, http://www.chemicalbook.com/ProductMSDSDetail

CB5304545_EN.htm, diakses tanggal 10 Desember 2013.

Anonima, 2009, Deltamethrin Technical Fact Sheet, NCIP, Oregon, p 7-8.

Anonim, 2009b, Lauric Acid, http://www.usp.org/pdf/EN/reference

Standards/msds/1356949.pdf, diakses tanggal 10 Desember 2013.

Anonim, 2010, Guidelines on Good Laboratory Practice In Pesticide Residue

Analysis CAC/GL 40-1993, Codex Alimentarius Commission, Swiss, p. 24.

Anonima, 2012, Deltamethrin Safety Data Sheet, Sigma-Aldrich, Singapore.

Anonimb, 2012, Properties of Solvents on Various Sorbents,

http://www.sanderkok.com/techniques/hplc/eluotropic_series_extended.ht

ml, diakses tanggal 10 Desember 2013.

Anonim, 2013, Pesticide Residues in Food and Feed: Deltamethrin,

http://www.codexalimentarius.net/petres/data/pesticides/details.html?id=1

35, diakses tanggal 5 Desember 2013.

Cahyono, B., 2005, Bawang Daun, Penerbit Kanisius, Yogyakarta, hal. 62-63.

Campbell, N.A., Reece, J.B., Urry L.A., Cain, M.L., Wasserman, S.A., Minorsky,

P.V., et. al., 2010, Biologi, edisi 8 jilid III, Erlangga, Jakarta, hal. 75-76.


http://www.chemicalbook.com/ProductMSDSDetail%20CB5304545_EN.htm

http://www.chemicalbook.com/ProductMSDSDetail%20CB5304545_EN.htm

http://www.usp.org/pdf/EN/reference%20Standards/msds/1356949.pdf

http://www.usp.org/pdf/EN/reference%20Standards/msds/1356949.pdf

http://www.sanderkok.com/techniques/hplc/eluotropic_series_extended.html

http://www.sanderkok.com/techniques/hplc/eluotropic_series_extended.html



103

Chan, C.C., Lam, H., Lee, Y.C., and Zhang X.M., 2004, Analytical Method

Validation and Instrument Performance Verification, John Wiley & Sons,

New Jersey, pp. 18-19.

Christian, G.D., 2004, Analytical Chemistry, 6th edition, John Wiley & Sons, Inc.,

USA, p. 128, 585-588.

Committee for Veterinary Medicinal Products, 2000, Deltamethrin, The Europan

Agency for The Evaluation of Medicinal Products, Veterinary Medicines

and Information Technology, London.

Dean, J.R., 2003, Methods for Environmental Trace Analysis, John Wiley & Sons,

Ltd., United Kingdom, pp. 186-188.

Ermer J., and Miller, J.H., 2005, Method Validation in Pharmaceutical Analysis,

Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim, Germany, p. 101.

European Commision, 2002, Deltamethrin, Health and Consumer Protection

Directorate-General, Germany, pp. 7-18.

Evans, D.H., Piermarini, P.M., and Choe, K.P., 2005, The Multifunctional Fish

Gill: Dominant Site of Gas Exchange, Osmoregulation, Acid-Base

Regulation, and Excretion of Nitrogenous Waste, Physiol Rev., 85, 98.

Gandjar, I.G. dan Rohman, A., 2007, Kimia Analisis Farmasi, Pustaka Pelajar,

Yogyakarta, hal. 46-50, 419-438, 472.

González, A.G. and Herrador, M.A., 2007, A Pratical guide to Method Validation,

Including Measurement Uncertainty and Accuray Profiles, Trends in

Analytical Chemistry, pp. 231-234.

Grob, R.L., and Barry, E.F., 2004, Modern Practice of Gas Chromatography, 4th

edition, John Wiley & Sons, Inc., New Jersey, p. 980.

Hassan, A.F., Youssef, A.M., and Priecel, P., 2013, Removal of Deltamethrin

Insecticide Over Highly Porous Activated Carbon Prepared From

Pistachio Nutshells, Carbon Letters, 14 (4), 234 – 242.

Harris, D.C., 2010, Quantitative Chemical Analysis, 8th edition, W. H. Freeman and

Company, New York, pp. 566-567.

Harvey, D., 2000, Modern Analytical Chemistry, McGraw-Hill Companies, Inc.,

USA, p. 570.

Henderson, R.J., and Tocher, D.R., 1987, The Lipid Composition and Biochemistry

of Freshwater Fish, Progress Lipid Research, 26, 281 – 347.

Hodgson, E., 2004, A Textbook Modern Toxicology, John Wiley & Sons, Inc., New

Jersey, pp. 467-468.

Indriati, K.N., 2013, Validasi Metode Analisis Deltametrin dalam Air dan

Aplikasinya pada Penetapan Laju Disipasi Deltametrin Menggunakan


104

Model Lingkungan Perairan, Skripsi, Universitas Sanata Dharma,

Yogyakarta

Kordi, M.G.H., 2010, Panduan Lengkap Memelihara Ikan Air Tawar di Kolam

Terpal, Lily Publisher, Yogyakarta, hal. 112-124.

Krieger, R., 2010, Haye’s Handbook of Pesticide Toxicology, 3rd edition, Elsevier,

Inc., USA, pp. 1243, 1597, 1643.

Leeuwen, C.J. and Hermens, J.L.M., 1995, Risk Assessment of Chemicals, an

introduction, Kluwer Academic Publisher, Netherlands, pp. 147-156.

Moffat A.C., Osselton M. D., and Widdop B., 2011, Clarke’s Analysis of Drug and

Poisons, 4th edition, Pharmaceutical Press, London, pp. 636-649.

Muchiri, M.N., 2006, A Comparison of Nutritional Value of Farmed and Wild Nile

Tilapia (Oreochromis niloticus), Egerton University, Kenya, p. 9.

Myers, P.R., Espinosa, C.S., Parr, T., Jones, G.S., Hammond, and Dewey, T.A.,

2013, The Animal Diversity Web, Museum of Zoology University Michigan,

http://animaldiversity.org, diakses tanggal 26 Juni 2013.

Namiesnik, J., 2002, Trace Analysis Challenges and Problems, Critical Reviews in

Analytical Chemistry, 32 (4), p. 272.

Natawigena, H. dan Satari, G., 1981, Kecenderungan Penggunaan Pupuk dan

Pestisida dalam Intensifikasi Pertanian dan Dampak Potensialnya

Terhadap Lingkungan, Universitas Padjajaran, Bandung.

National Pesticide Information Center, 2010, Deltamethrin Technical Fact Sheet,

Oregon State University, Corvallis, pp. 1-11.

National Pesticide Telecommunications Network, 1998, Pyrethrins and

Pyrethroids, Oregon State University, Corvallis, pp. 1-3.

Noegrohati, S., 1991, Cleanup By Solid-Phase Extraction and HPLC of

Organochlorine Insecticides and PCBs in Various Nonfatty And Fatty

Samples, Toxicological and Environmental Chemistry, (34), 219 – 235.

Nollet, L.M.L. and Rathrore, H.S., 2010, Handbook of Pesticides: Method of

Pesticide Residues Analysis, CRC Press, Boca Raton, pp. 53-54, 436.

Organization for Economic Co-operation and Development, 2002, Persistence,

Bioaccumulative, and Toxic Pesticides in OECD Member Countries, OECD

Environment, Health and Safety Publication, Paris, p. 19.

Organization for Economic Co-operation and Development, 2012, OECD 305

Guidelines for Testing of Chemicals, Bioaccumulation in Fish: Aqueous and

Dietary Exposure, OECD Environment, Health and Safety Publication,

Paris, pp. 1 – 20.


http://animaldiversity.org/

105

Prichard, E., MacKay, G.M., and Points, J., 1996, Trace Analysis: A structured

approach to obtaining reliable results, Royal Society of Chemistry, United

Kingdom, pp. 1-11.

Sanjayadi, 2013, Wawancara Pribadi.

Skoog, D.A., West, D.M., Holler F.J., and Crouch S.R., 2004, Fundamental of

Analytical Chemistry, 8th edition, Thomson learning, Inc., USA, pp. 948-

950, 959.

Snyder, L.R., Kirkland, J.J., Dolan, J.W., 2010, Introduction to Modern Liquid

Chromatography, 3rd ed., John Wiley & Sons, Inc., New Jersey.

Standing Committee on Biocidal Products, 2011, Deltamethrin Assessment Report,

Commission Regulation, Sweden, pp. 7-49.

Sudarmo, S., 1991, Pestisida, Penerbit Kanisius, Yogyakarta, p. 9

Suloma, A., Ogata H.Y, Garibay E.S., Chavez D.R., and El-Haroun E.R., 2008,

Fatty Acid Composition of Nile Tilapia Oreochromis niloticus Muscles: A

Comparison Study With Commercially Important Tropical Freshwater Fish

in Phillipines, International Symposium on Tilapia in Agriculture, 921 –

932.

Sutanto, D., 2012, Budi Daya Nila, Pustaka Baru Press, Yogyakarta, hal. 1-2, 9-12.

Ueberschaer, B., 2000, Oreochromis niloticus, http://www.fishbase.org/Photos

/PicturesSummary.php?StartRow=7&ID=2&what=species&TotRec=11,

diakses tanggal 26 Juni 2013

Walker, C.H., Hopkin S.P., Sibly R.M., and Peakall D.B., 2001, Principles of

Ecotoxicology, 2nd edition, Tailor & Francis, London, pp. 15, 107-108, 126.

Wardjojo, S., 1977, Aspek Pestisida di Indonesia. Hasil Simposium Peranan

Pestisida Dalam Pengelolaan Hama-Penyakit Tanaman dan Tumbuhan

Pengganggu. Lembaga Pusat Penelitian Pertanian, Bogor.

Wienarto, N. dan Hakim, A.L., 2012, Penanggulangan Wereng Batang Coklat di

Pertanaman Padi, Monash University, Indonesia.

World Health Organization, 1990, Deltamethtrin, International Programme on

Chemical Safety, Swiss.

World Health Organization, 2012, Deltamethrin, WHO Specifications and

Evaluations for Public Health Pesticides, Swiss, p. 7.

Zein, R., Munaf, E., Nurhamidah, dan Suyani, H., 2002, Penentuan Imidakloprid,

Profenofos, dan Deltametrin Sebagai Residu Pestisida Pada Buah Cabe

Secara Kromatografi Cair Kinerja Tinggi, Jurnal Stigma, 10 (4), 352 –

356.


http://www.fishbase.org/Photos%20/PicturesSummary.php?StartRow=7&ID=2&what=species&TotRec=11

http://www.fishbase.org/Photos%20/PicturesSummary.php?StartRow=7&ID=2&what=species&TotRec=11

106

LAMPIRAN


107

Lampiran 1. Perhitungan Sensitivitas Alat

Sensitifitas alat ditentukan dengan menghitung LOD dari:

a. Kurva baku 1

Konsentrasi

Baku

Deltametrin

(µg/mL)

Rasio AUC

Deltametrin/DCB

0,155 0,2329

0,206 0,3141

0,258 0,4046

y = 1,66723 x - 0,02681

r = 0,99967

Menggunakan program powerfit didapatkan:

POLYNOMIAL is: F(x) = 1,66723 x - 0,02681

Coefficient Std Dev, Min, Limit Max, Limit

a0 -2,68051E-002 9,00928E-003 -1,41275E-001 8,76651E-002

a1 1,66723E+000 4,27843E-002 1,12362E+000 2,21084E+000

Dihitung menggunakan rumus: LOD = 3,3 𝑥 𝑆𝑎

𝑏

= 3,3 x 0,009

1,66723

= 0,017814 µg/mL

b. Kurva baku 2

c. Konsentrasi

Baku

Deltametrin

(µg/mL)

Rasio AUC

Deltametrin/DCB

0,155 0,9775

0,206 1,3185

0,258 1,6780

y = 6,80134 x - 0,07868

r = 0,99995

Menggunakan program powerfit didapatkan:

POLYNOMIAL is: F(x) = 6,80134 x - 0,07868

Coefficient Std Dev, Min, Limit Max, Limit

a0 -7,86762E-002 1,38084E-002 -2,54123E-001 9,67710E-002

a1 6,80134E+000 6,55750E-002 5,96816E+000 7,63452E+000

Dihitung menggunakan rumus: LOD = 3,3 𝑥 𝑆𝑎

𝑏

= 3,3 x 0,0138

6,80134

= 0,006696 µg/mL


108

Lampiran 2. Kurva Adisi Deltametrin pada sampel ikan nila

Menggunakan powerfit maka diperoleh:

POLYNOMIAL is: F(x) = 0,02250 + 0,03796 x

Coefficient Std. Dev Min. Limit Max. Limit

a0 2,25047E-002 1,50047E-002 -9,90658E-003 5,49159E-002

a1 3,79603E-002 4,11805E-004 3,70708E-002 3,88498E-002

Dihitung menggunakan rumus: LOQ = 3,3 x 𝑆𝑎

𝑏

= 3,3 x 0,015

0,03796

= 1,3040 ng/g ikan


109

Lampiran 3. Uji Signifikansi Perbedaan Slope Kurva Baku dan Kurva Adisi

Baku Deltametrin Adisi Deltametrin

b 1,30359 1,30001

SDb 0,0073 0,0141

n 7 15

- Uji signifikansi standar deviasi dengan uji F

F = 𝑆12

𝑆22 (S12 = standar deviasi slope baku; S2

2 = standar deviasi slope adisi

F = 0,00732

0,01412 = 0,2680

Perhitungan Degrees of freedom (df) = n1-1 dan n2-1

n1-1 = 7-1 = 6

n2-1 = 15-1 = 14

α F hitung F tabel Kesimpulan

0,05 0,2680 3,501 Tidak signifikan

Uji t untuk melihat signifikansi slope antara kurva baku dan kurva adisi

Dari hasil perhitungan uji F diatas dapat dilihat SD antara kurva baku dan kurva

adisi tidak berbeda signifikan, maka standar deviasi untuk uji t dihitung dengan

persamaan:

S2 = ((𝑛1−1)𝑆12+(𝑛2−1)𝑆22)

(𝑛1+𝑛2−2)

Adisi

y = 1.3x + 0.0225

R² = 0.9992

Baku

y = 1.3036x + 0.0569

R = 0.9999

0

1

2

3

4

5

6

7

8

0 1 2 3 4 5 6

Ras

io A

UC

Del

tam

etri

n/D

CB


Kurva Baku vs Kurva Adisi

Adisi

Baku


110

S2 = ((7−1)0,00732+(15−1)0,01412)

(7+15−2)

S2 = 3,1974 𝑥 10−4+2,7833 𝑥 10−3

20

S2 = 1,55152 x 10-4

S = 0,0125

Perhitungan nilai t:

t = |𝑏1−𝑏2|

𝑆 √1

𝑛1+

1

𝑛2

t = |1,30359−1,30001|

0,0125 √1

7+

1

15

t = 3,58 𝑥 10−3

5,7217 𝑥 10−3

t = 0,6257

perhitungan df:

df = n1 + n2 -2

df = 7 + 15 -2

df = 20

α F hitung F tabel Kesimpulan

0,05 0,6257 2,09 Tidak signifikan


111

BIOGRAFI PENULIS

Penulis skripsi dengan judul “Pengembangan Metode

Analisis Deltametrin dalam Matriks Ikan Nila

(Oreochromis niloticus) dan Aplikasinya pada

Asesmen Resiko Deltametrin Melalui Asupan Ikan

Nila” ini memiliki nama lengkap Oei Johanes Darma

Hendra Sandjaja. Penulis dilahirkan di Semarang pada

tanggal 19 Juli 1991 sebagai anak pertama dari tiga

bersaudara, dari pasangan Oei Bharata Putra Sandjaja

dan Jeni. Pendidikan formal yang pernah ditempuh

penulis yaitu TK Pangudi Luhur Bernardus Semarang

(1995 – 1997). Sekolah Dasar (SD) Pangudi Luhur

Bernardus Semarang (1997 – 2000), Sekolah Dasar

(SD) Santo Yoseph 1 Denpasar (2000 – 2003) Sekolah Menengah Pertama (SMP)

Tegaljaya Denpasar (2003 – 2006), Sekolah Menengah Atas (SMA) Negeri 4

Denpasar (2006 – 2009) dan pada tahun 2009 melanjutkan pendidikan di Fakultas

Farmasi Universitas Sanata Dharma Yogyakarta. Selama kuliah, penulis aktif

dalam berbagai kegiatan dan kepanitiaan antara lain Panitia Kampanye Informasi

Obat (KIO) 2010 sebagai Perkap, Panitia Pharmacy Performance and Event Cup

(PPnEC) 2010 sebagai Perkap, Panitia Donor Darah JMKI 2010 sebagai Perkap,

Panitia Seminar Kanker Serviks dan Kanker Paru-paru sebagai Perkap, Panitia

Malam Keakraban JMKI sebagai Perkap, Panitia Inisiasi Tiga Hari Temu Akrab

Farmasi (TITRASI) 2011 sebagai Perkap, Panitia Paingan Festival 2011 sebagai

Keamanan, Panitia Pharmacy Performance (PP) 2011 sebagai Perkap, Panitia

Pharmacy Days 2012 sebagai tentor, Panitia Pharmacy Performance and Event Cup

(PPnEC) 2012 sebagai Ketua Eksternal, serta menjadi asisten praktikum

Mikrobiologi 2010, Farmakognosi Fitokimia I 2011, Mikrobiologi 2011, Analisis

Farmasi 2012, Validasi Metode Analisis 2012, Kimia Analisis 2013,

Pharmaceutical Analysis 2013, Anatanomi dan Fisiologi Manusia 2014,

Mikrobiologi 2014, Analisis Farmasi 2014, Validasi Metode Analisis 2014.


plagiat merupakan tindakan tidak terpuji - core.ac.uk · bioakumulasi deltametrin dalam ikan nila...

Documents