ntc4229 biodegradabilidad alquilbenceno

NORMA TÉCNICA NTC COLOMBIANA 4229

1997-08-27*

MÉTODO DE ENSAYO PARA DETERMINAR LA BIODEGRADABILIDAD DEL ALQUILBENCENO SULFONATO DE SODIO E: STANDARD TEST METHOD FOR BIODEGRADABILITY OF

ALKYLBENZENE SULFONATE

CORRESPONDENCIA: esta norma es idéntica (IDT) a la

norma ASTM D2667:1995 (Reapproved 2008) Copyrigth © ASTM International. 100 Barr Harbor Drive, West Conshohocken, PA 19429, USA.

DESCRIPTORES: alquilbenceno sulfonato;

biodegradabilidad; detergente. I.C.S.: 71.100.40 Editada por el Instituto Colombiano de Normas Técnicas y Certificación (ICONTEC) Apartado 14237 Bogotá, D.C. - Tel. (571) 6078888 - Fax (571) 2221435

Prohibida su reproducción *Reaprobada 2009-10-21 Editada 2009-10-30

PRÓLOGO El Instituto Colombiano de Normas Técnicas y Certificación, ICONTEC, es el organismo nacional de normalización, según el Decreto 2269 de 1993. ICONTEC es una entidad de carácter privado, sin ánimo de lucro, cuya Misión es fundamental para brindar soporte y desarrollo al productor y protección al consumidor. Colabora con el sector gubernamental y apoya al sector privado del país, para lograr ventajas competitivas en los mercados interno y externo. La representación de todos los sectores involucrados en el proceso de Normalización Técnica está garantizada por los Comités Técnicos y el período de Consulta Pública, este último caracterizado por la participación del público en general. La NTC 4229 fue ratificada por el Consejo Directivo de 1997-08-27. Esta norma está sujeta a ser actualizada permanentemente con el objeto de que responda en todo momento a las necesidades y exigencias actuales. A continuación se relacionan las empresas que colaboraron en el estudio de esta norma a través de su participación en el Comité Técnico 80 Jabones y detergentes (anteriormente 352302). DETERGENTES LTDA. INSTITUTO NACIONAL DE VIGILANCIA DE MEDICAMENTOS Y ALIMENTOS -INVIMA-

INEXTRA S.A. UNILEVER ANDINA S.A.

Además de las anteriores, en Consulta Pública el Proyecto se puso a consideración de las siguientes empresas: ALFA ANALJA AZUL K S.A. BASF QUÍMICA COLOMBIANA S.A. COMPAÑÍA QUÍMICA BORDEN S.A. COLGATE PALMOLIVE CIA FABRICATO –TEJICÓNDOR S.A.

JABONERÍA ARJONA LTDA. JABONERÍA DEL CARIBE S.A. JABONERÍAS HADA S.A. JOHNSON Y JOHNSON DE COLOMBIA LLOREDA GRASAS S.A. LA JOYA S.A.

INDUSTRIAS ATLANTIS DE COLOMBIA S.A. La NTC 4229 fue reaprobada por el Consejo Directivo el 2004-07-28. A continuación se relacionan las empresas que colaboraron en el estudio de esta primera reaprobación a través de su participación en el comité 80 Jabones y detergentes. AMWAY COLOMBIA AZUL K S.A. CLOROX DE COLOMBIA S.A. COLGATE PALMOLIVE CÍA. DETERGENTES S.A.

INSTITUTO NACIONAL DE VIGILANCIA DE MEDICAMENTOS Y ALIMENTOS -INVIMA- JABONES EL TIGRE Y ROCA LTDA.

NATURE’S SUNSHINE PRODUCTS DE COLOMBIA S.A. PREBEL S.A. -AVON-

PROCTER & GAMBLE COLOMBIA LTDA. QUIRUMÉDICAS S.A. REFISAL S.A. UNILEVER ANDINA S.A.

Además de las anteriores, el proyecto se puso a consideración de las siguientes empresas a través de su participación en Consulta Pública de reaprobación. ACCYTEC ANALIZAR LTDA. ASOCIACIÓN NACIONAL DE INDUSTRIALES -ANDI- AUDITEMOS EU BASF QUÍMICA COLOMBIANA S.A. CENTRO NACIONAL DE PRODUCCIÓN MÁS LIMPIA CIBA ESPECIALIDADES QUÍMICAS COMPROIND LTDA COSMÉTICOS YANBAL DISPROALQUÍMICOS LTDA. DISTRIBUIDORA FULLER LTDA. ESPOQUÍMICA S.A. FULLER ASEO Y MANTENIMIENTO LTDA. HADA S.A. HENKEL COLOMBIANA S.A. INAPET S.A.C. I.

INDUSTRIAS CORY S.A. INDUSTRIAS FROTEX S.A. JABONERÍA ARJONA LTDA. LABORASTORIOS SMART S.A. LLOREDA S.A. MINISTERIO DE AMBIENTE, VIVIENDA Y DESARROLLO TERRITORIAL MINISTERIO DE COMERCIO, INDUSTRIA Y TURISMO MINISTERIO DE PROTECCIÓN SOCIAL NATURAL SYSTEMS INTERNATIONAL S.A. NULAB LTDA RECKITT & COLEMAN COLOMBIA S.A. SUPERINTENDENCIA DE INDUSTRIA Y COMERCIO TECNOQUIMICAS S.A. UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA

La NTC 4229 fue reaprobada por el Consejo Directivo el 2009-10-21. A continuación se relacionan las empresas que colaboraron en el estudio de esta segunda reaprobación a través de su participación en el comité 80 Jabones y detergentes. AZUL K S.A. BRINSA S.A. CASA LUKER S.A. CLARIANT S.A. CLOROX DE COLOMBIA S.A. COGNIS DE COLOMBIA S.A. COLGATE PALMOLIVE Y CÍA DEL5BIODEGRADABLES FARBEN S.A. HURTADO ASOCIADOS Y CÍA LTDA.

INSTITUTO NACIONAL DE VIGILANCIA DE MEDICAMENTOS Y ALIMENTOS -INVIMA- IVONNE BERNIER LABORATORIO LTDA. JABONES EL TIGRE Y ROCA S.A. JOHNSON DIVERSEY COLOMBIA LTDA. LABORATORIO BIOINDUSTRIAL CIALI TEJADA INTERNATIONAL TRADE LTDA. URIGO LTDA.

Además de las anteriores, el proyecto se puso a consideración de las siguientes empresas a través de su participación en Consulta Pública de segunda reaprobación. AMWAY COLOMBIA S.A. ASOCIACIÓN COLOMBIANA DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA COSMÉTICA -AACYTEC-

ASOCIACIÓN NACIONAL DE INDUSTRIALES -ANDI- CIBA ESPECIALIDADES QUÍMICAS S.A.

C.I. DISAN S.A. CLEAN SHESTER DE COLOMBIA LTDA- CLOROX DE COLOMBIA S.A. COLOMBIA INDUSTRIAL AUTOMOTRIZ LTDA. CIAL DETERGENTES LTDA. DISPROALQUÍMICOS LTDA. DISTRIBUIDORA FULLER LTDA. ESPOQUÍMICA S.A. FULLER ASEO Y MANTENIMIENTO LTDA. GRASAS Y DERIVADOS S.A. HADA S.A. HENKEL COLOMBIANA S.A. INAPET S.A.C. I. INDUSTRIAS CORY S.A. INDUSTRIAS DEL MAÍZ S.A. INDUSTRIAS FROTEX S.A. INDUSTRIAS FULLER PINTO S.A. JABONERÍA ARJONA LTDA.

JOHNSON Y JOHNSON DE COLOMBIA S.A. LLOREDA S.A. MINISTERIO DE AMBIENTE, VIVIENDA Y DESARROLLO TERRITORIAL MINISTERIO DE COMERCIO, INDUSTRIA Y TURISMO MINISTERIO DE PROTECCIÓN SOCIAL PREBEL S.A (AVON) PROCTER & GAMBLE COLOMBIA LTDA. QUIRUMÉDICAS S.A. RECKITT & COLEMAN COLOMBIA S.A. SC JOHNSON & SON COLOMBIANA S.A. TECNIMICRO LABORATORIO DE ANALISIS LTDA. TECNOQUIMICAS S.A. UNILEVER ANDINA (COLOMBIA) S.A. UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA

ICONTEC cuenta con un Centro de Información que pone a disposición de los interesados normas internacionales, regionales y nacionales y otros documentos relacionados.

DIRECCIÓN DE NORMALIZACIÓN

NORMA TÉCNICA COLOMBIANA NTC 4229

CONTENIDO

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1. OBJETO .......................................................................................................................1 2. REFERENCIAS NORMATIVAS ...................................................................................1 2.1 NORMAS ASTM...........................................................................................................1 3. RESUMEN DEL MÉTODO DE ENSAYO.....................................................................2 4. IMPORTANCIA Y USO ................................................................................................2 ENSAYO PRESUNTIVO (CULTIVO CON AGITACIÓN) 5. APARATO ....................................................................................................................2 5.1 MÁQUINA DE AGITACIÓN..........................................................................................2 6. REACTIVOS Y MATERIALES .....................................................................................3 6.1 PUREZA DEL AGUA ...................................................................................................3 6.2 MEDIO BÁSICO ...........................................................................................................3 6.3 CULTIVO MICROBIANO..............................................................................................4 7. NORMALIZACIÓN .......................................................................................................4 8. PROCEDIMEINTO........................................................................................................4 8.1 ADICIÓN DE TENSIOACTIVO AL MEDIO BÁSICO ...................................................4 8.2 INOCULACIÓN.............................................................................................................5 8.3 INCUBACIÓN...............................................................................................................5 8.4 ADAPTACIÓN (ACLIMATACIÓN)...............................................................................5


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8.5 ANÁLISIS .....................................................................................................................5 9. CÁLCULO ....................................................................................................................5 10. PRECISIÓN Y SESGO .................................................................................................6 10.1 RESUMEN....................................................................................................................6 10.2 ENFOQUE ESTADÍSTICO USADO .............................................................................6 10.3 RESULTADOS .............................................................................................................7 Tabla 1. Fuentes de variabilidad ...........................................................................................7 Tabla 2. Precisión y sesgo del tensioactivo eliminado, porcentaje...................................8 ENSAYO DE CONFIRMACIÓN 11. APARATO ....................................................................................................................9 11.1 CÁMARAS DE AERACIÓN .........................................................................................9 12. REATIVOS Y MATERIALES......................................................................................10 12.1 LODO ACTIVADO......................................................................................................10 12.2 SOLUCIÓN MADRE (STOCK) DE AGUA RESIDUAL SINTÉTICA:.........................10 12.3 DESESPUMANTE DE SILICONA..............................................................................10 12.4 AIRE COMPRIMIDO...................................................................................................10 13. CALIBRACIÓN Y NORMALIZACIÓN........................................................................11 13.1 BLANCOS DE CONTROL .........................................................................................11 13.2 TENSIOACTIVO DE CONTROL INTERNO ...............................................................11 13.3 VALIDACIÓN..............................................................................................................11


Página

14. PROCEDIMIENTO......................................................................................................11 14.1 CÁMARA DE AERACIÓN..........................................................................................11 14.2 AERACIÓN Y SEDIMENTACIÓN ..............................................................................11 14.3 DESESPUMANTE......................................................................................................11 14.4 CUIDADO DE LA CÁMARA ......................................................................................11 14.5 SUMINISTRO INICIAL DE LOS TENSIOACTIVOS DE ENSAYO AL LODO FRESCO....................................................................................................12 14.6 RUTINA DIARIA .........................................................................................................12 14.7 ANÁLISIS DEL TENSIOACTIVO (MBAS) .................................................................13 14.8 ANÁLISIS DEL PH DEL EFLUENTE.........................................................................13 14.9 ANÁLISIS DE LOS SÓLIDOS EN SUSPENSIÓN .....................................................13 14.10 DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE DE VOLUMEN DE LODO (OPCIONAL)................14 14.11 DURACIÓN DEL ENSAYO ........................................................................................14 15. CÁLCULO ..................................................................................................................14 15.1 ELIMINACIÓN DEL TENSIOACTIVO ........................................................................14 15.2 OPERACIÓN DE NIVEL.............................................................................................14 15.3 ÍNDICE DEL VOLUMEN DE LODO ...........................................................................15 16. PRECISIÓN Y SESGO ...............................................................................................15 17. PALABRAS CLAVE...................................................................................................15 DOCUMENTO DE REFERENCIA..........................................................................................25


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ANEXO A (Normativo)............................................................................................................16 APÉNDICES (Informativos)....................................................................................................18 Figura 1. Cámara de aeración semicontinua de lodo activado ..........................................9


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MÉTODO DE ENSAYO PARA DETERMINAR LA BIODEGRADABILIDAD DEL ALQUILBENCENO SULFONATO 1. OBJETO 1.1 Este método de ensayo1 determina el grado de biodegradabilidad de los alquilbenceno sulfonatos. El método sirve como un índice de la aptitud del sulfonato para el uso general como tensioactivo. 1.2 En general, este método de ensayo distingue entre sulfonatos cuyas cadenas laterales alquílicas son lineales y aquellos que tienen cadenas ramificadas, puesto que los primeros son más fácilmente biodegradables. Si se tiene que examinar el alquilbenceno sulfonato en productos completamente formulados, éste se debe extraer mediante el método que se menciona en el Anexo A.1. (En el Apéndice X.1 se pueden ver los datos). 1.3 Esta norma no considera todos los aspectos de seguridad, si existen, relacionados con su uso. El usuario de esta norma es responsable de establecer los procedimientos apropiados en cuanto a seguridad y salud y, antes del uso, determinar la aplicabilidad de limitaciones reglamentarias. Existen hojas de datos de seguridad de los reactivos y materiales; antes de su uso, conviene revisarlas con el fin de prevenir riesgos. 2. REFERENCIAS NORMATIVAS 2.1 NORMAS ASTM ASTM D1293, Standard Test Method for pH of Water. ASTM D2330, Test Method for Methylene Blue Active Substances. ASTM E1298, Guide for Determination of Purity, Impurities, and Contaminants in Biological Drug Products. ASTM E1625, Test Method for Determining Biodegradability of Organic Chemicals in Semi-Continuous Activated Sludge (SCAS). 1 Este método de ensayo se basa en el documento “A Procedure and Standards for the Determination of the

Biodegradability of Alkyl Benzene Sulfonate and Linear Alkylate Sulfonate” (Un procedimiento y normas para la determinación de la biodegradabilidad del alquil benceno sulfonato y del alquilsulfonato lineal”), del comité sobre métodos de ensayo de biodegradación de the Soap and the Detergent Association), Journal of the American Oil Chemists' Society. Vol 42, 1965, p. 986.


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3. RESUMEN DEL MÉTODO DE ENSAYO 3.1 La muestra se somete, primero, a un ensayo presuntivo manteniéndola en un cultivo con agitación. Cuando sea necesario, se puede someter la muestra a un ensayo de confirmación basado en un tratamiento semicontinuo con lodo activado. 3.2 En el ensayo presuntivo, se inoculan microorganismos en un frasco que contenga un medio de crecimiento microbiano definido químicamente (medio básico) y el tensioactivo que se va a ensayar. La aeración se logra agitando continuamente el frasco. A continuación de dos transferencias adaptativas, se determina la biodegradación mediante la medición de la reducción en el contenido de tensioactivo durante el período de ensayo. 3.3 En el ensayo de confirmación se usa lodo activado obtenido de una planta de tratamiento de aguas residuales. El lodo, el tensioactivo que se va a ensayar y un agua residual sintética, usada como una fuente de energía para los microorganismos del lodo, se colocan, todos, en una cámara de aeración diseñada especialmente. Se somete la mezcla a aeración durante 23 h, se deja reposar y se elimina el material flotante. A continuación, se completa de nuevo el volumen del lodo remanente en la cámara de aeración con tensioactivo fresco y agua residual sintética, y se repite el ciclo. La biodegradación se determina mediante la reducción en el contenido de tensioactivo durante cada ciclo. 4. IMPORTANCIA Y USO 4.1 Este método de ensayo está diseñado para determinar si el sulfonato ensayado se elimina suficientemente mediante los métodos habituales de tratamiento de aguas residuales por el efluente que se descarga en forma segura al ambiente sin tratamiento adicional. 4.2 Si la reducción del tensioactivo en el ensayo presuntivo es igual al 90 % ó mayor, se considera que el material es biodegradable sin ensayo adicional. 4.3 Si la reducción del tensioactivo en el ensayo presuntivo está entre el 80 % y el 90 %, el material debe someterse a un ensayo confirmativo. 4.4 Si la reducción del tensioactivo en el ensayo presuntivo es menor que el 80 %, se considera que el material no es biodegradable. 4.5 Si es necesario efectuar el ensayo de confirmación, la reducción del tensioactivo en este ensayo debe ser al menos del 90 % para que el material se considere adecuadamente biodegradable. 4.6 En el Apéndice X, literal X.4, se puede encontrar un ejemplo de datos procedentes de los ensayos presuntivo y de confirmación.

ENSAYO PRESUNTIVO (CULTIVO CON AGITACIÓN) 5. APARATO 5.1 MÁQUINA DE AGITACIÓN Se debe usar un agitador alternativo que opere aproximadamente a 128 recorridos de 51 mm/min a 101,6 mm/min (2 pulgadas/min a 4 pulgadas/min) o un agitador giratorio que opere de 225 r/min a


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250 r/min con una amplitud de 25 mm a 51 mm (1 pulgada a 2 pulgadas). (Se pueden usar otros agitadores, si es posible demostrar que hay una aeración equivalente). 6. REACTIVOS Y MATERIALES 6.1 PUREZA DEL AGUA En este ensayo se puede usar agua destilada o desionizada, que debe estar libre de materiales bacteriostáticos. El agua producida por la condensación de vapor en muchos casos contiene aminas que son inhibidoras del crecimiento microbiano. 6.2 MEDIO BÁSICO

6.2.1 La composición del medio básico debe ser como sigue:

NH4Cl 3,0 g K2HPO4 1,0 g MgSO4 · 7H2O 0,25 g KCl 0,25 g FeSO4 · 7H2O 0,002 g Extracto de levadura 0,30 g Agua 1,0 L

6.2.2 El medio básico se puede preparar así: se disuelve en forma secuencial el NH4Cl, K2HPO4, KCl y el FeSO4, en aproximadamente 800 ml de agua, y se ajusta el pH a 7,2 ± 0,2 con una solución diluida de ácido clorhídrico o hidróxido de sodio. El extracto de levadura y el MgSO4 disueltos en 200 ml de agua se agregan después, con agitación, a la solución anterior. Alternativamente, el medio se puede preparar con soluciones patrón adecuadas de las sales, pero el pH se debe ajustar antes de agregar el MgSO4. En cualquier caso, el extracto de levadura se debe agregar en forma seca inmediatamente antes del uso. Es importante usar el medio básico inmediatamente después de la preparación para evitar el crecimiento bacteriano. El medio básico se debe suministrar en uno de los siguientes matraces Erlenmeyer: 500 ml en un matraz de 1 L; 1 000 ml en un matraz de 2 L; y 1 500 ml en un matraz de 4 L. NOTA 1 Los matraces de 1 L y de 2 L se adaptan mejor a un agitador giratorio; el matraz de 4 L a un agitador reciprocante . NOTA 2 El pH del medio se debe verificar antes del uso y ajustar a un pH entre 6,8 y 7,2, si es necesario. 6.2.3 Los matraces se deben proteger con tapones de algodón o elementos equivalentes, para reducir la contaminación y la evaporación.


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6.3 CULTIVO MICROBIANO 6.3.1 Fuente El inoculante microbiano se puede obtener de alguna de las siguientes fuentes: 6.3.1.1 Fuentes naturales (suelo, agua de río/lago, agua residual, lodo activado, efluente secundario, etc.). 6.3.1.2 Cultivos de laboratorio (lodo activado, cañerías, etc.). 6.3.2 Mantenimiento del cultivo Si se desea, el cultivo se puede mantener como un cultivo en un frasco de agitación mediante transferencias semanales en el medio básico más 10 mg/L de alquil sulfonato lineal (LAS). Para cada transferencia semanal se usará 1 ml de cultivo de 7 d por cada 100 ml de medio fresco. 7. NORMALIZACIÓN 7.1 Como un control sobre el cultivo y las condiciones de ensayo usadas, la corrida total es inválida si con una muestra de referencia apropiada de alquilsulfonato lineal se obtiene una eliminación menor del 90 %, según se evalúa mediante la pérdida de sustancia activa con azul de metileno (MBAS). 8. PROCEDIMIENTO 8.1 ADICIÓN DE TENSIOACTIVO AL MEDIO BÁSICO 8.1.1 Se agregan 10 mg/L de tensioactivo (base activa) a los matraces que contienen el medio básico. Si se usan soluciones tensioactivas patrón, se debe confirmar la estabilidad durante el almacenamiento. 8.1.2 Para cada tensioactivo que se esté ensayando se usa: un frasco, más un frasco de control para el LAS, controles adicionales si se desea (véase la nota 3), y un blanco que contenga todos los componentes del medio básico, pero sin tensioactivo. NOTA 3 Por medio de la Agencia de Protección Ambiental (EPA) se puede obtener una muestra de LAS de referencia que cumpla las normas de biodegradabilidad de los ensayos presuntivo y de confirmación. Esta muestra es un compuesto de varios productos disponibles comercialmente, el cual se considera típico (desde el punto de vista de la biodegradabilidad) de los tensioactivos LAS de uso comercial. Se sugiere efectuar un ensayo de control con este material, siempre que se vayan a realizar determinaciones de biodegradabilidad de los tensioactivos. Los valores de biodegradación para la norma de LAS de EPA se anotan en los datos acompañantes de la EPA. En el Apéndice X, literal X.2 se puede encontrar un análisis más completo y reciente. NOTA 4 Si se falla repetidamente en alcanzar los valores de biodegradación prescritos para el control del tensioactivo (LAS), esto indica que las condiciones son desfavorables para la actividad microbiana normal o que existe un problema analítico. Tales problemas deben ser investigados por un microbiólogo experimentado o por un químico analítico.


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8.2 INOCULACIÓN Se inoculan los frascos con el cultivo descrito en el numeral 6.3. Se usa el mismo cultivo para todos los frascos incluido el de control y el blanco. Se usa 1 ml de inoculante por cada 100 ml de medio básico contenido en el frasco. 8.3 INCUBACIÓN Se colocan tanto los frascos que contengan el medio básico, como el tensioactivo, y el inoculante en una máquina de agitación que produzca una aeración aceptable y se mezcla para la biodegradación. Se mantiene la temperatura de los contenidos de los frascos a 25 °C ± 3 °C, se mide el pH del medio y, si es necesario, se ajusta el pH al comienzo de cada período de incubación, a pH entre 6 y 8. 8.4 ADAPTACIÓN (aclimatación) Antes de comenzar el ensayo de biodegradación, se efectúan dos transferencias de aclimatación de 72 h, desde los frascos mencionados en el numeral 8.3 y de acuerdo con la siguiente figura que describe la secuencia entre los numerales 8.2, 8.3 y 8.4. 8.5 ANÁLISIS (véase la norma ASTM D2330, Método de ensayo) NOTA 5 Es importante seguir exactamente el método de ensayo descrito en la norma ASTM D2330, porque se sabe que con este método se eliminan los efectos de iones de interferencia que podrían estar presentes. 8.5.1 Para seguir el curso de la biodegradación, se toman muestras de los frascos agitados para el análisis. Las muestras se deben tomar durante el ensayo de 8 d en el momento cero (inmediatamente después de la inoculación y el mezclado del contenido de los frascos) y en los días séptimo y octavo. Para asegurar una concentración inicial adecuada, se aconseja usar muestras tomadas en el momento cero de las dos transferencias adaptativas. Salvo que los análisis se efectúen en forma inmediata, para la preservación de cualquier muestra (momento 0 ó a los 7 d u 8 d), se debe adicionar 1 ml de formaldehído/100 ml de muestra. Cuando se use preservante, éste se debe agregar a todas las muestras incluido el blanco; luego, las muestras se almacenan a 4 °C. 8.5.2 Puesto que el resultado analítico de la muestra del blanco se utiliza para corregir los resultados de los otros frascos, se debe usar el mismo tamaño de muestra (o factor de dilución) para el blanco y las otras muestras. 9. CÁLCULO 9.1 Se calcula la concentración neta de tensioactivo al restar los valores analizados del blanco con respecto a los valores analizados para los otros frascos. 9.2 Se calcula la eliminación porcentual a partir de la reducción en la concentración del tensioactivo como sigue:

Eliminación porcentual (Día x) = [((So - Bo) - (Sx - Bx))/(So - Bo)] x 100 en donde

So y Sx = análisis de los cultivos del tensioactivo de ensayo Bo y Bx = análisis de los cultivos de los blancos, en los días 0 y x, expresados como concentraciones de

MBAS, mg/L.


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9.3 El resultado del ensayo se debe calcular como el promedio de las eliminaciones porcentuales de los días séptimo y octavo. 10. PRECISIÓN Y SESGO 10.1 RESUMEN Para determinar la reproducibilidad de los métodos y la mejor estimación de la eliminación porcentual verdadera, se utilizaron análisis estadísticos. Mediante el uso de estos procedimientos estadísticos para cada tensioactivo, se calcularon límites de confianza alrededor de la eliminación porcentual verdadera y límites inferiores de tolerancia para los resultados individuales. 10.2 ENFOQUE ESTADÍSTICO USADO 10.2.1 Durante un período de 15 meses, se efectuaron tres experimentos colaborativos. El propósito de cada experimento fue suministrar unidades duplicadas dentro de cada corrida y corridas duplicadas para cada laboratorio. Adicionalmente, en el primer experimento se obtuvieron análisis duplicados para cada unidad. Así pues, se investigaron cuatro niveles de fuentes de variabilidad: de laboratorio a laboratorio, de corrida a corrida dentro de laboratorios, de unidad a unidad dentro de corridas, y de análisis a análisis dentro de unidades. 10.2.2 Puesto que no todos los laboratorios participantes tenían las instalaciones para llevar a cabo todo el programa de ensayos, el análisis estadístico se efectuó a partir del número variable de grados de libertad en el diseño experimental. Los resultados del ensayo en cada nivel de variabilidad se promediaron para obtener el promedio correspondiente al siguiente nivel superior; por ejemplo, la gran media aritmética es el promedio de las medias aritméticas de los laboratorios, en lugar del promedio de las corridas individuales o de las medias aritméticas de las unidades. Se cree que cualquier ligera pérdida en precisión de los límites de confianza es de menos importancia que el sesgo indebido de los resultados, cuando unos pocos laboratorios presentan una gran proporción de las determinaciones. 10.2.3 Con base en el primer conjunto de datos se observó que la variabilidad se incrementó a medida que disminuyó el porcentaje de eliminaciones, y que la distribución de los resultados presentó sesgo hacia los valores porcentuales de eliminación menores. Como un paso de estabilización de la varianza, antes del análisis se les aplicó a los datos la transformación de la raíz cuadrada atribuida a Yates y comentada por Barlett2. La transformación usada fue:

X = (100 - Y + Z) en donde:

Y = valor porcentual observado de eliminación Z = valor pequeño.

Puesto que todos los cálculos se hicieron por computador, se exploró un intervalo de valores de Z desde 0 hasta 2,0. Se encontró que para Z = 0,1 se estabilizó con éxito la varianza. En el estado transformado se encontró que la población se aproximaba a la normalidad. 10.2.4 Después de la transformación, se determinaron las medias y se efectuó un análisis de la varianza a fin de estimar los componentes de la varianza para las fuentes antes mencionadas.

2 Barlett, M.S., "The Use of transformation," Biometrics, Vol 3, No. 1, marzo de 1947, pp. 39-52.


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Mediante estas estadísticas se calcularon límites de confianza alrededor de la eliminación porcentual real y límites inferiores de tolerancia para los resultados individuales. 10.3 RESULTADOS 10.3.1 Componentes de la varianza Durante el trabajo previo, el análisis de los componentes de la varianza indicó que no se necesitaba análisis duplicado y, entonces, para el resto del estudio sólo se efectuó un análisis sencillo. Considerando las otras fuentes de variabilidad, las variaciones de laboratorio a laboratorio fueron significativamente mayores que la variación entre corridas en el mismo laboratorio. En la Tabla 1 se resume la importancia relativa de las fuentes de variabilidad. Estos datos son varianzas reunidas de cinco materiales de LAS.

Tabla 1. Fuentes de variabilidad

Frasco con agitación Semicontinua Fuente de variación

Varianza Grados de libertad Varianza Grados de

libertad

Laboratorio a laboratorio Corrida a corrida Unidad a unidad Total para determinación única

0,1928 0,0585 0,0120 0,2633

14 66 97 31A

0,204 5 0,042 5 0,003 3 0,250 3

10 39 36 20A

A Media aritmética armónica

10.3.2 Límites de confianza y tolerancia En la Tabla 2 se presentan las medias y los límites obtenidos. El límite inferior de tolerancia es aquel valor por encima del cual se espera que esté el 95,0 % de los resultados de determinaciones individuales (con una confianza del 95 %).


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Tabla 2. Precisión y sesgo del tensioactivo eliminado, porcentaje

Ensayo del frasco con agitación Ensayo semicontinuo

Muestra Media

aritmética Límites de

confianza del 95 %

Límites inferiores de toleranciaA

Número de laboratorios

Número de repeticiones

Media aritmética

Límites de confianza del

95 %

Límites inferiores de toleranciaA

Número de laboratorios

Número de repeticiones

LAS compuesto 1-1 93,5 92,1 a 94,8 86,8 11 52 97,4 95,9 a 98,6 92,3 7 27

LAS 3S 95,6 94,5 a 96,5 89,7 15 86 98,3 97,1 a 99,2 93,9 11 43

Lote 3 de ABS 21,5 14,0 a 29,0 0 13 43 58,2 46,5 a 69,9 9,4 12 12

Desconocidas:

A

B

C

94,5

90,0

94,0

92,2 a 96,5

87,2 a 92,5

91,3 a 96,1

88,2

82,0

87,4

7

8

7

23

25

25

97,5

94,5

97,4

95,6 a 98,8

92,8 a 96,0

95,0 a 99,1

92,5

87,8

92,4

4

5

4

11

15

10

A El 95 % de los resultados individuales debe estar por encima de este valor (confianza del 95 %).


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ENSAYO DE CONFIRMACIÓN (LODO ACTIVADO SEMICONTINUO) 11. APARATO 11.1 CÁMARAS DE AERACIÓN (véase la Figura 1) 11.1.1 Construcción Se debe usar tubería de metil metacrilato con diámetro interno de 83 mm (3 1/4 de pulgada). El extremo inferior debe ser ahusado en 30° con respecto a la vertical hasta un hemisferio de 13 mm (1/2 pulgada) en la parte baja. Se localiza la parte baja de una abertura con diámetro de 25,4 mm (1 pulgada) para la inserción del tubo de suministro de aire, a 25,4 mm, por encima de la unión de la pared vertical y la ahusada. La longitud total de la cámara de aeración debe ser al menos de 600 mm (24 pulgadas). Para facilitar el muestreo se puede ubicar un orificio opcional de drenaje en el nivel de 500 ml. Las unidades se dejan abiertas hacia la atmósfera. Como una alternativa al metil metacrilato se puede usar vidrio.

Tapón de caucho

Orificio con diámetro de 25,4 mm(1 pulgada) centrado en la cámara

83 mm (314 pulgadas)

65 mm(29

16 pulgadas)

610 mm(24 pulgadas)

6,4 mm (14 de pulgada)o mayor

25,4 mm(1 pulgada)

Dispositivoopcionalcon orificioperforado paradrenaje al nivel500 ml

8 mm

2 mm

30 °

Aprox. 22 mm(7 8 de pulgada)

25,4 mm(1 pulgada)

Figura 1. Cámara de aeración semicontinua de lodo activado

21 2 3

1 ml / 100 ml1 ml / 100 ml

Ensayo debiodegradación

Adaptación

1

+ tensioactivoMedio fresco

+ tensioactivoMedio

Inoculación

Incubar

72 h conagitación

Incubar

agitación72 h con


10

11.1.2 Montaje Las unidades se montan perpendicularmente. 11.1.3 Muestreo La muestra se toma, opcionalmente, mediante sifón, a través de la parte superior de la unidad o mediante un tubo de drenaje al nivel de 500 ml. 11.1.4 Suministro de aire Se usa un tubo capilar con diámetro externo de 8 mm y diámetro interno de 2 mm. El extremo del tubo capilar se localiza a 7 mm (1/4 de pulgada), con respecto a la parte baja de la cámara de aeración. 12. REACTIVOS Y MATERIALES 12.1 LODO ACTIVADO Para los ensayos iniciales se recoge lodo activado de una planta de agua residual que trate principalmente residuos domésticos. Los sólidos en suspensión se ajustan mediante dilución con agua del grifo del acueducto municipal a 2 500 mg/L para iniciar el ensayo. Si se desea, se puede usar lodo aclimatado en laboratorio (esto es, aclimatado al agua residual sintética y al programa de suministro). Los sólidos en suspensión del caldo mezclado se deben mantener a 2 500 mg/L ± 500 mg/L mediante eliminación de los sólidos, según sea necesario, durante el ensayo. Si los sólidos en suspensión del caldo mezclado disminuyen por debajo de 2 500 mg/L, es posible que se requiera espesar más el lodo (Véase la norma ASTM E1625 para el espesamiento de los sólidos suspendidos del lodo). 12.2 SOLUCIÓN MADRE (STOCK) DE AGUA RESIDUAL SINTÉTICA:

glucosa 13,0 g caldo nutriente 13,0 g extracto de carne 13,0 g fosfato ácido de potasio 13,0 g sulfato amónico 2,5 g

Se debe completar 1 L con agua del grifo del acueducto; a continuación se disuelve mediante calentamiento hasta un poco menos del punto de ebullición. Se almacena en un refrigerador a menos de 7 °C. Se elimina la solución madre si aparece evidencia de crecimiento biológico (turbiedad a simple vista - se debe confirmar con un microscopio, si se desea). 12.3 DESESPUMANTE DE SILICONA 12.4 AIRE COMPRIMIDO Se filtra a través de lana de vidrio u otro medio para eliminar la contaminación (aceite, etc.).


11

13. CALIBRACIÓN Y NORMALIZACIÓN 13.1 BLANCOS DE CONTROL Con cada corrida se mantiene un blanco, así como para las otras unidades de ensayo, pero sin tensioactivo. (Los análisis del tensioactivo sobre los afluentes y los efluentes de esta unidad se restan de los de las unidades de ensayo). 13.2 TENSIOACTIVO DE CONTROL INTERNO Con cada corrida se incluye una unidad de suministro de LAS como un control en cuanto a la aptitud del lodo y de las condiciones de operación. 13.3 VALIDACIÓN 13.3.1 Para cada tensioactivo, el resultado es inválido si no se cumplen las condiciones de operación de nivel (véase el numeral 15.2). 13.3.2 Como un control sobre el lodo y las condiciones de operación, los resultados de la corrida total son inválidos si el resultado para el LAS (véase la Nota 3) no se cumple. 14. PROCEDIMIENTO 14.1 CÁMARA DE AERACIÓN 14.1.1 Volumen del líquido de operación, 1 500 ml. 14.1.2 Efluente y volumen de suministro, 1 000 ml diariamente (se retiran 500 ml de lodo

reposado y líquido en la unidad después del efluente). 14.1.3 Velocidad del aire, se debe mantener a 500 ml/min (1 pie3/h). 14.1.4 Temperatura, se debe mantener a 25 °C ± 3 °C. 14.2 AERACIÓN Y SEDIMENTACIÓN El período de aeración debe ser en promedio de 23 h/d, con desviaciones individuales no mayores de 1 h. El período de sedimentación debe ser de al menos 1/2 h. 14.3 DESESPUMANTE Si hay exceso de espuma, se usa una cantidad mínima de desespumante de silicona para mantener la espuma dentro de la unidad. 14.4 CUIDADO DE LA CÁMARA Para evitar la acumulación de sólidos y de tensioactivo sobre el líquido, las paredes de la unidad se deben limpiar periódicamente. Para cada unidad se debe mantener un raspador o cepillo por separado, a fin de reducir la contaminación cruzada. Inmediatamente después del suministro, se deben raspar y enjuagar los residuos sólidos que se adhieran a las paredes de la cámara; y raspar posteriormente según sea necesario, pero no durante las últimas 8 h del ciclo.


12

14.5 SUMINISTRO INICIAL DE LOS TENSIOACTIVOS DE ENSAYO AL LODO FRESCO Si el lodo no se aclimata al tensioactivo de ensayo, se debe usar el siguiente programa de suministro incremental de tensioactivo:

Día 0: Se suministra 4 mg/L de tensioactivo. Día 1: Se suministra 8 mg/L de tensioactivo. Día 2: Se suministra 12 mg/L de tensioactivo. Día 3: Se suministra 16 mg/L de tensioactivo. Día 4: Se suministra 20 mg/L de tensioactivo y se continua diariamente durante todo

el ensayo. 14.6 RUTINA DIARIA 14.6.1 Si es necesario, se elimina suficiente líquido mezclado o lodo espeso para mantener los sólidos en suspensión entre 2 000 mg/L y 3 000 mg/L (véase el numeral 12.1). 14.6.2 Se detiene la aeración para permitir la decantación durante 30 min. 14.6.3 Se lee el volumen de lodo decantado durante los 30 min (véase el numeral 14.10). Este paso es opcional. 14.6.4 Se retiran 1 000 ml superiores (efluente) para análisis posterior, y se dejan 500 ml de lodo sedimentado y líquido en la cámara de aeración. 14.6.5 Se reanuda la aeración. 14.6.6 Se agrega un suministro de 1 000 ml a la cámara; la composición objetivo del suministro es:

Glucosa, caldo nutriente, extracto de carne, y fosfato: 130 mg/L cada una Sulfato amónico: 25 mg/L Tensioactivo: 20 mg/L (o cero para el blanco)

14.6.7 Cuando se necesite el análisis del afluente (véase el numeral 14.7), se combinan los siguientes ingredientes:

10 ml de solución madre de agua residual sintética (véase el numeral 12.2); 20 mg de tensioactivo (si se usa la solución madre, se debe confirmar la estabilidad durante el almacenamiento); agua del grifo para completar el volumen (un total de 1 000 ml).

14.6.8 Cuando no se necesite el análisis del afluente, se agrega lo siguientes ingredientes directamente a la cámara:


13

10 ml de solución sintética de material residual (véase el numeral 12.2); 20 mg de tensioactivo; agua del grifo para completar el volumen (un total de 1 000 ml).

14.6.9 Se limpian las paredes de la cámara de aeración (véase el numeral 14.4). 14.6.10 Se toma la muestra, si se requiere, para los sólidos en suspensión (véase el numeral 14.9) 2 h a 3 h después del suministro. 14.7 ANÁLISIS DEL TENSIOACTIVO (MBAS) (Véase la norma ASTM D2330) 14.7.1 Muestras 14.7.1.1 Afluente para cada unidad incluido el blanco (véase el numeral 14.6.7). 14.7.1.2 Efluente no filtrado procedente de cada unidad incluido el blanco (véase el numeral 14.6.4). 14.7.2 Frecuencia 14.7.2.1 Afluente En cada uno de los 5 d, sin incluir el período acumulado incremental de tensioactivo (véase el numeral 14.5). Al menos tres de las muestras de afluente deben ser del período de la operación del nivel (véase el numeral 15.2). 14.7.2.2 Efluente Diariamente. 14.7.3 Preservación de la muestra Las muestras se preservan con una solución de formaldehído al 37 % por cada 100 ml de muestra, y se almacenan a 4 °C, salvo que los análisis se efectúen inmediatamente después del muestreo. 14.7.4 Análisis del blanco Puesto que el resultado analítico de la unidad con el blanco se usa para convertir los resultados de las otras unidades, para el blanco se debe usar el mismo tamaño de muestra (o factor de dilución) que el usado para las otras muestras. 14.8 ANÁLISIS DEL pH DEL EFLUENTE (Opcional) (Véase el Apéndice X, literal X.3). Se determina el pH del efluente no filtrado. 14.9 ANÁLISIS DE LOS SÓLIDOS EN SUSPENSIÓN (Véase el Apéndice X, literal X.3).


14

14.9.1 Se toma una muestra del líquido mezclado 2 h a 3 h después del suministro. Se raspan las paredes en el término de 30 min antes del muestreo. Para eliminar la posible estratificación del lodo, se incrementa temporalmente el flujo de aire 2 min a 5 min antes del muestreo. 14.9.2 Se toman las muestras a intervalos de 3 d a 4 d. 14.10 DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE DE VOLUMEN DE LODO (Opcional) (Véase el Apéndice X, literal X.3): 14.10.1 Se determina en los mismos días que en el caso de los sólidos sedimentados. 14.10.2 Se observa el volumen de lodo sedimentado en la unidad después de un tiempo de sedimentación de 30 min. 14.11 DURACIÓN DEL ENSAYO El tiempo mínimo requerido para ensayar un nuevo tensioactivo es de 15 d, como sigue:

5 d para la acumulación incremental del tensioactivo (véase el numeral 14.5); 3 d para el equilibrio en 20 mg/L de tensioactivo; 7 d para la operación de nivel, según se define más adelante (véase el numeral 15.2);

15. CÁLCULO 15.1 ELIMINACIÓN DEL TENSIOACTIVO 15.1.1 Se calculan diariamente las eliminaciones porcentuales de tensioactivo, comenzando con el cuarto día en el cual el tensioactivo alimentado es de 20 mg/L:

Eliminación (Día x), % = [(Si - Se)/Si ] x 100 en donde

Si = promedio de cinco análisis de afluentes corregidos mediante la sustracción del análisis del afluente correspondiente al blanco, y

Se = análisis del efluente menos el análisis del efluente del blanco para ese día.

15.1.2 El resultado del ensayo es la eliminación porcentual promedio durante un período de 7 d de la operación de nivel según se define en el numeral 15.2. 15.2 OPERACIÓN DE NIVEL La operación de nivel se determina separadamente para cada unidad y se define como un período de 7 d durante el cual la diferencia en la eliminación porcentual en 2 d consecutivos cualesquiera no es mayor del 5 %, y la diferencia en la eliminación porcentual promedio para los primeros 3 d y el promedio para los últimos 3 d no es mayor del 3 %. Salvo que los análisis se efectúen inmediatamente, para la preservación de cualquier muestra se debe agregar 1 ml de formaldehído/100 ml de muestra. Cuando se use preservante, se debe agregar a todas las muestras incluyendo la del blanco.


15

15.3 ÍNDICE DEL VOLUMEN DE LODO (véase la Nota 6)

Índice del volumen de lodo = volumen sedimentado en ml después de 30 min/sólidos en suspensión en mg/L x 667 (4) NOTA 6 Se usa el factor 667 porque el volumen total que se está sedimentando es de 1 500 ml. Este cálculo da el mismo resultado que el método presentado en el Apéndice X, literal X.3. 16. PRECISIÓN Y SESGO 16.1 Véase la sección 10. 17. PALABRAS CLAVE 17.1 Alquilbenceno sulfonato; biodegradabilidad; ensayo de confirmación; ensayo presuntivo; lodo activado semicontinuo; cultivo agitado.


16

ANEXO A (Normativo)

A.1 EXTRACCIÓN DE ALQUILBENCENO SULFONATO (ABS) A PARTIR DE

PRODUCTOS DETERGENTES A.1.1 El método recomendado para la extracción del tensioactivo a partir del producto se basa en el documento: Contaminación por detergentes - Determinación de la biodegradabilidad de agentes tensioactivos aniónicos sintéticos, publicado por la Organización para la Cooperación y el Desarrollo Económico (OECD)3. Se especifica una amplia variedad de condiciones, según el producto considerado; pero la relación de producto:agua:isopropanol no es crítica, siempre que la fase acuosa contenga al menos 70 g de carbonato de potasio anhidro por 100 ml durante el procedimiento de extracción. Esto asegura que se complete el enriquecimiento del isopropanol y el ABS a partir de la fase acuosa. A.1.2 La recuperación del tensioactivo a partir del producto debe ser mayor del 90 % m/m, y es necesario determinar el contenido de tensioactivo aniónico del producto si éste se desconoce. Este valor y la concentración en la solución madre del material de tensioactivo usado en los ensayos de biodegradabilidad se puede determinar mediante titulación con una solución estándar del tensioactivo catiónico Hiamina. A.1.3 Las cantidades de producto, agua e isopropanol, usadas en la extracción varían según el tipo de producto y el contenido de tensioactivo. A continuación se da el procedimiento general, aunque es posible que en cada caso sea necesario establecerlas. A.1.4 La cantidad de la muestra de polvo usada debe ser suficiente para dar aproximadamente 1 g de tensioactivo. La cantidad se pesa en un vaso de precipitación seco de 250 ml, y se agrega el volumen apropiado de agua de grado reactivo para producir una pasta delgada. Se adiciona un agitador magnético a la muestra y ésta se coloca sobre una placa de agitación. Se ajusta la velocidad del agitador de forma que el líquido se agite sin salpicadura. En un vaso de precipitación seco de 50 ml se pesa la masa requerida de carbonato de potasio anhidro, y ésta se agrega gradualmente al líquido agitado. La mezcla se agita durante 10 min, y a continuación se agrega una cantidad apropiada de isopropanol. En esta etapa la mezcla tiende a engrosarse, y puede ser necesario incrementar la velocidad del agitador para evitar la separación de la fase orgánica. Después de algunos minutos, la viscosidad de la mezcla disminuye de nuevo, y en este punto es necesario reducir la velocidad del agitador para evitar la salpicadura. La mezcla se agita durante un período total de al menos 30 min, comenzando en el momento en que se agrega el isopropanol. La mezcla se filtra en un papel de filtro Whatman No. 541, mediante un embudo de Büchner, y se lava con una porción adicional de isopropanol. El filtrado se transfiere con cuidado a una tolva de separación de 250 ml, se lava el recipiente del Büchner con pequeñas cantidades de isopropanol. A.1.5 Se separan las fases, y el extracto alcohólico se transfiere a un vaso de precipitación de 100 ml de peso conocido. La tolva de separación se lava con isopropanol y las lavazas se agregan al extracto. El extracto se evapora hasta la sequedad en un baño de vapor, pasando un chorro de nitrógeno suavemente sobre la superficie del líquido. El extracto se seca hasta un peso constante, esto es, hasta que dos pesadas sucesivas difieran apenas en menos de 0,1 g.

3 Publicaciones de la OECD, 2 rue Andre-Pascal, Paris-16e, No. 29.651. Depot Legal 2296, 1972.


17

A.1.6 El contenido de ABS del extracto se determina mediante titulación difásica con solución Hiamina estándar, mediante indicador en mezcla de bromuro de dimidio y azul de disulfina (véase el Anexo A, literal A.2), y se calcula el peso de tensioactivo extraído a partir del producto. Ahora bien, éste debe ser mayor del 90 % para tener seguridad de que el material extraído es representativo del tensioactivo contenido en el producto. A.1.7 La solución madre de tensioactivo en reserva usada en los ensayos de biodegradabilidad se prepara disolviendo un peso adecuado de extracto en 1 L de agua de grado reactivo, y el contenido de tensioactivo también se determina mediante titulación con Hiamina. A.2 DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE ABS DEL PRODUCTO Y

CONCENTRACIÓN DE ABS EN LA SOLUCIÓN MADRE A.2.1 El procedimiento de titulación usado para determinar el contenido de ABS del producto y la concentración del ABS en la solución de reserva es un método estándar usado para la determinación de tensioactivos aniónicos en soluciones acuosas. Los tensioactivos aniónicos se determinan mediante titulación con soluciones normalizadas del tensioactivo catiónico, Hiamina 1622. Se usa una titulación de dos fases (cloroformo/agua) y un sistema de indicador mezclado (esto es, bromuro de dimidio/azul de disulfina).


18

APÉNDICES (Informativos)

X.1 DATOS DE EXTRACCIÓN

Tabla X.1.1 Extracción de LAS a partir de productos formulados

Método de OECD para extracción de isopropanolA,B

Producto A B CC D E F

Peso de producto, g Volumen de agua, ml Peso de K2CO3, g Volumen de isopropanol 1ra extracción, ml Volumen de isopropanol 2ra extracción, ml Peso calculado de LAS, g Peso de LAS recuperado, g LAS recuperado,

300 1 250 1 050 2 250

750 39,0 39,4

101,0

300 1 250 1 050 2 250

750 53,7 54,1

100,7

350 . . .

315 525 175 34,7 34,5 99,4

300 1 250 1 050 2 250

750 48,6 48,9

100,6

300 1 250 1 050 2 250

750 60,0 56,7 94,5

200 1 000

700 1 500

500 48,0 47,2 98,3

A Dirección de Medio Ambiente de OECD, Método propuesto para la determinación de la biodegradabilidad de tensioactivos usados en detergentes sintéticos, Paris 1976, Sección 5.1.2, pp 20-23.

B Resultados obtenidos con dos extracciones con IPA, Laboratorio de Ensayo - Centro de Investigación del Agua, Medmenham, Reino Unido.

C Producto líquido.

Tabla X.1.2. Extracción de LAS a partir de productos formulados


Producto AC BC CC D E G

Peso de producto, g Volumen de agua, ml Peso de K2CO3, g Volumen de isopropanol 1ra extracción, ml Volumen de isopropanol 2ra extracción, ml Peso calculado de LAS, g Peso de LAS recuperado, g LAS recuperado,

20 . . . 14 30 . . . 2,02 1,83 90,5

20 . . . 14 30 . . . 2,01 1,81 90,1

20 . . . 14 30 . . . 2,00 1,83 91,4

10 50 35 50 . . . 1,93 1,91 98,8

10 50 35 75 . . . 2,24 2,35 105,2

10 50 35 50 . . . 1,98 2,15 108,4


B Resultados obtenidos con extracción individual con IPA, Laboratorio de Ensayo - Unilever Research Port Sunlight Laboratory, Merseyside, Reino Unido.



19

Tabla X.1.3. Extracción de LAS a partir de productos formulados


Producto AC B C D

Peso de producto, g Volumen de agua, ml Peso de K2CO3, g Volumen de isopropanol 1a extracción, ml Volumen de isopropanol 2a extracción, ml Peso calculado de LAS, g Peso de LAS recuperado, g LAS recuperado, %

350 . . .

315 525 175 35,2 35,2

100,0

300 1 500 1 050 2 250

750 36,3 34,7 95,6

200 1 000

700 1 500

500 44,8 44,5 99,3

200 1 000

700 1 500

500 39,7 38,9 98,0


B Resultados obtenidos con dos extracciones con IPA, Laboratorio de Ensayo - Unilever Research Port Sunlight Laboratory, Merseyside, Reino Unido.


X.2 BIODEGRADACIÓN4 Y DATOS ANALÍTICOS5 SOBRE LA SOLUCIÓN DE

REFERENCIA DE LAS DE EPA

Tabla X.2.1. Resultados de este método de ensayo (Ensayo presuntivo-cultivo de agitación)

sobre el lote 0990 de la muestra de referencia de LAS de EPA, peso molecular promedio 342; 6,03 % de activo

Sustancia de ensayo Concentración

medida t0,

mg activo/L

Día 7 de eliminación, %

Día 8 de eliminación, %

Promedio de eliminación, %

Solución de referencia LAS de EPA 25,46 97,3 96,3 96,8

Tabla X.2.2. Resultados de este método de ensayo (Ensayo de confirmación - Lodo activado semicontinuo)

sobre lote 0990 de muestra de referencia LAS de EPA, peso molecular promedio 342, % activo 6,03

Sustancia de ensayo % de MBAS eliminado

Solución de referencia LAS de EPA 99,6

4 Realizado por Roy F. Weston Inc. Fate and Effects Laboratory, 254 Welsh Pool Road, Lionville, PA 19341-1345. 5 Realizado por Industrial Testing Laboratories, Inc., 2350 S. Seventh St., St Louis, MO 63104-4296.


20

Tabla X.2.3. Resultados analíticos

RFW No.:

Descripción de la muestra:

Número ITL de laboratorio:

Fecha de recolección:

Fecha recibida (laboratorio)

Matriz de muestra:

Fecha de preparación (desulfonación):

Fecha del análisis:

Peso/volumen de la muestra:

Volumen de extracto

Factor de dilución

Volumen de alícuota para disulfonación:

Volumen final del extracto

Volumen de inyección:

Total de productos orgánicos (1):

Trióxido de azufre, antes de la hidrólisis (2):

Trióxido de azufre, después de la hidrólisis (2):

Contenido del activo (3):

Distribución del isómero:

C10, %

C11, %

C12, %

C13, %

C14, %

Longitud de la cadena promedio:

Peso molecular promedio:

9403F140-009

Patrón EPA (0990)

244088

Marzo 8, 1994

Marzo 9, 1994

Patrón analítico

Marzo 15, 1994

Mayo 13, 1994

1,7196 g

100 ml

1

1 ml

0,5 ml

1 μL

N.A.

1,46

1,46

6,19

15,68

38,62

38,81

6,89

0,00

11,37

339,2

Continúa...


21

Tabla X.2.3. (Continuación)

Informe No. 94-03-00993 Cliente: Weston

Número ITL RFW No. Descripción de la muestra Datos de disulfonación Fecha de análisis (mes/día/año) Número de corrida Número de cromatograma Distribución isométrica, % C10-5, área C10-4, área C10-3, área C10-2, área C10-total, % C11-6, área C11-5, área C11-4, área C11-3, área C11-2, área C11-total, % C12-6, área C12-5, área C12-4, área C12-3, área C12-2, área C12-total, % C13-7,6, área C13-5, área C13-4, área C13-3, área C13-2, área C13-total, % C14-7, área C14-6, área C14-5, área C14-4, área C14-3, área C14-2, área C14-total, % Longitud de la cadena promedio Peso molecular Área total

244088 9403F140-009 Patrón de EPA 3/15/94 5/13/94 19 12 3,352 3,003 3,375 4,937 15,68 3,595 8,112 6,620 7,594 10,207 38,62 7,110 7,320 5,796 7,494 8,580 38,81 1,632 1,291 1,082 1,407 1,033 6,89 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 11,37 339,2 93,54

Tiempo de retención (mín) 24,65 25,07 25,97 27,76 29,47 29,62 30,10 31,10 32,87 34,29 34,51 36,07 36,06 37,83 38,97 39,28 39,88 41,02 43,18


22

Tabla X.2.3. (Final)

Informe No. 94-03-00993 Cliente: Weston

Número ITL RFW No. Descripción de la muestra Datos de disulfonación Fecha de análisis (mes/día/año) Número de corrida Número de cromatograma Distribución isométrica, % C10-5, área C10-4, área C10-3, área C10-2, área C10-total, % C11-6, área C11-5, área C11-4, área C11-3, área C11-2, área C11-total, % C12-6, área C12-5, área C12-4, área C12-3, área C12-2, área C12-total, % C13-7,6, área C13-5, área C13-4, área C13-3, área C13-2, área C13-total, % C14-7, área C14-6, área C14-5, área C14-4, área C14-3, área C14-2, área C14-total, % Longitud de la cadena promedio Peso molecular Área total

244088-2 (duplicado) 9403F140-009 Patrón EPA 3/15/94 5/13/94 18 13 3,197 2,873 3,191 4,796 14,81 3,585 8,009 6,614 7,622 10,411 38,17 7,340 7,474 5,773 7,764 9,184 39,53 1,789 1,412 1,202 1,537 1,174 7,49 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 11,40 339,6 94,95

Tiempo de retención (min) 24,65 25,08 25,98 27,76 29,46 29,62 30,10 31,10 32,87 34,29 34,50 35,07 36,06 37,83 38,97 39,29 39,89 41,03 43,18


23

X.3 MÉTODOS ANALÍTICOS X.3.1 Sólidos en suspensión6

X.3.1.1 Aplicabilidad Este método se debe usar para muestras procedentes del ensayo de confirmación X.3.1.2 Aparato X.3.1.2.1 Plato de aluminio con un fondo perforado, similar a un embudo Büchner, con diámetro interno de 92 mm y altura de 25 mm. X.3.1.2.2 Papel filtro, rápido, cualitativo, diámetro de 90 mm. X.3.1.2.3 Anillo de caucho esponja, diámetro externo de 93 mm, diámetro interno de 75 mm, espesor aproximado de 3 mm. X.3.1.2.4 Embudo Büchner, No. 2A, diámetro interno en el fondo de 93 mm. X.3.1.2.5 Frasco filtrante, tamaño de 1 L con tubuladura lateral. X.3.1.3 Procedimiento Se ajusta el papel de filtro en el disco de aluminio y se secan ambos en un horno con temperatura entre 103 °C y 105 °C, inclusive. Se enfría en un desecador y se pesa. Se humedece el papel de filtro. Se coloca el disco sobre el anillo de caucho en el embudo de Büchner y se aplica aproximadamente 51 cm de Hg (20 pulgadas de Hg) de vacío al frasco. Inmediatamente, se agregan al plato de 20 ml a 100 ml de muestra, lo cual debe dar 0,1 g a 0,4 g de sólidos secos. Después de extraer el agua, se seca el plato y el contenido durante aproximadamente 30 min a una temperatura de entre 103 °C a 105 °C. Se enfría en el desecador y se pesa. X.3.1.4 Cálculo

Sólidos en suspensión, mg/L = [(W1 - Wo)/ml de muestra] x 1 000 en donde

W1 = peso seco del disco y del contenido después del filtrado, y W0 = peso seco del disco con el papel de filtro.

X.3.1.5 Desviación estándar 0,6 mg en una muestra de 100 g. X.3.2 pH (opcional): X.3.2.1 El pH se puede determinar colorimétricamente o mediante la norma ASTM D1293, Métodos de ensayo. Ensayos para pH de agua, si se desea una mayor exactitud. 6 Los métodos para sólidos en suspensión y para el índice de volumen de lodo se adaptaron de los que

aparecen en el: Standard Methods for the Examination of Water and Waste Water (12dma ed.), publicada por la American Public Health Association, 1790 Broadway, Nueva York, NY 10019.


24

X.3.3 Índice de volumen de lodo9 (Opcional): X.3.3.1 Definición Índice de volumen de lodo (IVL). Es el volumen ocupado por 1 g de lodo activado después de la sedimentación del líquido sometido a aeración durante 30 min. X.3.3.2 Procedimiento Se toma una muestra de 1 L de la cámara de aeración; se deja sedimentar durante 30 min en una probeta de 1 000 ml; y se lee el volumen ocupado por el lodo en mililitros. X.3.3.3 Cálculo:

IVL = ml de lodo sedimentado x 1 000/(mg/L de sólidos en suspensión) X.4 DATOS DE BIODEGRADACIÓN PARA UNA MUESTRA TÍPICA DE LAS

Tabla X.4.1. Biodegradación de LAS en el ensayo presuntivoA

Concentración inicial 9,4 mg/L (MBAS)

Biodegradación (Día 7), % 93,6 94,7 97,9

Biodegradación (Día 8), % 96,8 97,9 96,8

A Los ejemplos se tomaron de datos de apoyo disponibles en la sede de ASTM.

Tabla X.4.2. Biodegradación de LAS en ensayo de confirmaciónA

Muestra de ensayo Promedio de biodegradación, %

Pasta de LAS 97,0 A Los ejemplos se tomaron de datos de apoyo disponibles en la

sede de ASTM.


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DOCUMENTO DE REFERENCIA ASTM INTERNATIONAL, Standard Test Method for Biodegradability of Alkylbenzene Sulfonates. Philadelphia 2008. 8 p. (ASTM D2667-95 (Reapproved 2008)).

ntc4229 biodegradabilidad alquilbenceno

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