metodika izolace dna a analýzy molekulárních markerů pro účely...

Metodika izolace DNA a analýzy molekulárních markerů pro účely popisu

genetických zdrojů řepky (Brassica napus L.) a hodnocení jejich diverzity

Metodika byla vypracovaná jako výstup výzkumného projektu MZe NAZV QI 111A075 „Využití biotechnologických metod, nových výchozích materiálů a efektivních postupů ve šlechtění ozimé řepky“

Autoři: prof. Ing. Vladislav Čurn, Ph.D., Ing. Lenka Havlíčková, Ph.D., Ing. Eva Vondrášková, Ing. Vratislav Kučera, CSc., Ing. Miroslava

Vyvadilová, CSc., Ing. Miroslav Klíma, Ph.D.

České Budějovice, březen 2012

i

Jihočeská univerzita v Českých Budějovicích Zemědělská fakulta

Metodika izolace DNA a analýzy molekulárních markerů pro účely popisu

genetických zdrojů řepky (Brassica napus L.) a hodnocení jejich diverzity

Metodika byla vypracována jako výstup výzkumného projektu MZe NAZV QI 111A075 „Využití biotechnologických metod, nových výchozích materiálů a efektivních postupů ve šlechtění ozimé řepky“

prof. Ing. Vladislav Čurn, Ph.D. Ing. Lenka Havlíčková, Ph.D.

Ing. Eva Vondrášková Ing. Vratislav Kučera, CSc.

Ing. Miroslava Vyvadilová, CSc. Ing. Miroslav Klíma, Ph.D.

České Budějovice, 2012

ii

Metodika izolace DNA a analýzy molekulárních markerů pro účely popisu genetických zdrojů řepky (Brassica napus L.) a hodnocení jejich diverzity Vladislav Čurn a kol. [email protected] Biotechnologické centrum ZF JU v Českých Budějovicích, České Budějovice www.zf.jcu.cz, http://biocentrum.zf.jcu.cz Vypracováno za podpory výzkumného projektu MZe NAZV QI 111A075 „Využití biotechnologických metod, nových výchozích materiálů a efektivních postupů ve šlechtění ozimé řepky“. Text: ©2012 Čurn V. et al. Foto: ©2012 Čurn V. Vydáno bez jazykové úpravy ISBN: 978-80-7394-251-9

Čurn V. a kol. (2012): Metodika izolace DNA a analýzy molekulárních markerů pro účely popisu genetických zdrojů řepky

iii

Obsah: I. Cíl metodiky ...................................................................................................................... 1

II. Vlastní popis metodiky ................................................................................................... 3

II.1. Úvod ........................................................................................................................... 3

II.2. Metodika izolace DNA .............................................................................................. 5

Rostlinný materiál používaný pro izolaci DNA řepky .................................................... 5

Metody izolace DNA řepky ............................................................................................. 5

Izolace DNA pomocí DNeasy Plant Mini Kit (QIAGEN) .............................................. 5

Izolace DNA s použitím Invisorb Spin Plant Mini Kit (INVITEK) ................................. 6

Izolace DNA pomocí CTAB (Williams et al. 1992) ........................................................ 7

Izolace DNA pomocí CTAB–PVP (polyvinylpyrrolidon) ............................................... 9

SDS extrakce podle Edwards et al. (1991) ................................................................... 11

Porovnání jednotlivých metod izolace DNA ................................................................ 12

II.3. Metodika analýzy DNA markerů ............................................................................. 15

RAPD (random amplified polymorphic DNA) ............................................................. 15

SSR (single sequence repeat), mikrosatelity ................................................................ 17

ISSR (inter single sequence repeat), mikrosatelity ....................................................... 19

AFLP (amplified fragment length polymorphism) ....................................................... 20

II.4. Metodika elektroforézy DNA .................................................................................. 25

Elektroforéza v agarózovém gelu ................................................................................. 25

Elektroforéza v polyakrylamidovém gelu ..................................................................... 27

Elektroforéza v SYNERGELu ....................................................................................... 29

Detekce DNA pomocí SYBR GREEN: .......................................................................... 30

II.5. Metodika analýzy molekulárních dat ....................................................................... 31

Digitální obrazová analýza .......................................................................................... 31

III. Srovnání aktuálnosti postupů .................................................................................... 33

IV. Popis uplatnění metodiky ........................................................................................... 34

V. Seznam použité související literatury .......................................................................... 35

VI. Seznam publikací, které předcházely metodice ........................................................ 39

VII. Příklady výstupů analýzy molekulárních markerů ................................................ 41


iv


1

I. Cíl metodiky Řepka (brukev řepka olejka, Brassica napus L.) patří mezi nejvýznamnější olejniny a v současné době se ve světovém měřítku řadí na druhé místo hned za sóju (Ash 2012). V Evropě je z hlediska výměry nejvýznamnější olejninou, je pěstována na 60% (6,5 mil. ha) celkové plochy této skupiny plodin (10,8 mil. ha) (Kolektiv 2009). Nejinak je tomu i v České republice, kde sklizňové plochy řepky olejky kolísají v rozmezí 350-400 tis. ha. Řepka olejka je tak v ČR co do výměry třetí nejvýznamnější plodinou (po pšenici a jarním ječmenu). Řepkový olej je velmi kvalitní a téměř srovnatelný s vysoce ceněným olejem olivovým. V průběhu šlechtění došlo k významným posunům ve skladbě mastných kyselin. V současné době existuje také řada šlechtitelských programů cíleně zaměřených na získání odrůd se změněnou skladbou mastných kyselin dle specifického využití dané odrůdy. Řepka patří mezi „mladé“ zemědělské plodiny s poměrně krátkou šlechtitelskou historií. Jako kulturní plodina, pěstovaná pro olejnatá semena, se vyskytuje v Evropě od 16. století, ale začátky intenzivnějšího šlechtění a využití v potravinářství se datují až od přelomu 19. a 20. století (Fábry et al. 1992). Intenzivním šlechtěním bylo dosaženo zásadní změny složení oleje a tím i jeho převedení z kategorie nejedlého oleje vhodného jen pro technické účely, na olej potravinářský s vhodnou skladbou mastných kyselin, který v mnohém předčí i velmi kvalitní olej olivový (Baranyk et al. 2007). Odrůdová skladba a genetická struktura pěstovaných odrůd procházela vývojem od krajových a odrůd populací se standardním obsahem kyseliny erukové a glukosinolátů přes „0“ a „00“ liniové odrůdy. V současnosti je velký důraz kladen na šlechtění hybridních odrůd řepky, které zaujímají v České republice přibližně 50% osevní plochy (SPZO 2011). Moderním trendem je také šlechtění hybridních transgenních odrůd a odrůd se specifickými vlastnostmi (změněná skladba mastných kyselin, snížený obsah glukosinolátů, žlutosemenné odrůdy) (Vašák et al. 1997, Baranyk 2007). I když řepka olejka patří do skupiny relativně pozdě domestikovaných rostlin (Soltis et al. 1998), její šlechtění bylo v posledních několika desetiletích velmi intenzivní. Úzce zaměřeným šlechtěním jen na hospodářsky a agronomicky nejvýznamnější parametry se zúžila genetická základna odrůd řepky a znesnadnila charakterizace odrůd. Obdobná situace je i u dalších zemědělských plodin a hodnocení na základě morfologických znaků se tak stává problematickým (Nielsen 1985, Lombard et al. 2000). Předkládaná metodika je zacílena na využití molekulárních markerů na bázi analýzy DNA pro účely popisu a identifikace jednotlivých genetických zdrojů a hodnocení jejich genetické diverzity. Použité postupy lze využít i pro popis a charakterizaci odrůd, šlechtitelských materiálů a genových zdrojů používaných ve šlechtění.


2


3

II. Vlastní popis metodiky

II.1. Úvod Odrůda je považována za základ moderní hospodářské produkce a hlavním zájmem ve šlechtění hospodářských plodin je tedy získávání nových odrůd, které by se vyznačovaly vyššími výnosy, výhodnějšími kvalitativními znaky a rezistencí k biotickým a abiotickým faktorům. V mnohých případech jsou donory těchto zlepšujících znaků (kromě výnosu a kvality semene) plané druhy. Významným faktorem při výběru rodičovských komponent pro tvorbu vysoce výnosných linií a hybridů je genetická odlišnost (diverzita), kterou lze stanovit pomocí molekulárních metod. Použití molekulárních markerů umožňuje efektivnější využití takovýchto genetických zdrojů ve šlechtění (Sakai et al 2005). Intenzivní šlechtění s sebou nese riziko zúžení genetické základny dané plodiny, klesá míra genetické diverzity používaných genetických zdrojů a lze očekávat i zvýšení obtížnosti identifikace jednotlivých odrůd řepky na základě jejich fenotypu. Registrace a právní ochrana odrůd řepky spoléhá na poměrně malý počet morfologických znaků, a jak se zvyšuje množství odrůd, klesá schopnost jejich rozlišení pouze na základě morfologických znaků (Lombard et al. 2000). Ačkoliv jsou morfologické znaky, kvalitativní parametry a výnosové charakteristiky v současnosti využívány pro účely identifikace odrůd, a jako klíčové parametry i pro jejich popis a ochranu (ISTA a UPOV direktivy), jsou nové markery dále vyvíjeny tak, aby byla zachována účinnost registrace a DUS testů (Čurn and Žaludová 2007). V 80. letech byly pro tyto účely využívány zejména isoenzymy a zásobní proteiny (Gupta a Röbbelen 1986, Mündges et al. 1990). Nevýhodou těchto biochemických markerů je jejich relativně nízká úroveň polymorfismu, pravděpodobně také jako výsledek genetické podobnosti moderních odrůd (Arús et al. 1985, 1991, Lee et al. 1996). Isoenzymy však mohou velmi dobře odlišit řepku od ostatních brukvovitých plodin (Brassica oleracea, Brassica rapa atd.), např. při hodnocení příměsí osiva. Pro identifikaci jednotlivých odrůd řepky je ale třeba využít doplňkového markerovacího systému pro přesný popis odrůd (Ainsworth a Sharp 1989, Čurn a Sáková 1997). Vhodným markerovacím systémem jsou DNA markery – jak pro účely popisu a identifikace odrůd, DUS testování a právní ochranu odrůd, tak i jako systému pro hodnocení genetické diverzity genetických zdrojů (Alphey 1997, Snowdon 2004) a v neposlední řadě i jako nástroje pro zkvalitnění šlechtitelského procesu a využití systémů molecular marker assisted selection (MMAS) nebo genotypic selection (GS) (Paterson et al. 1991, Heffner et al. 2009). Ve srovnání s morfologickými znaky mají molekulární markery mnoho výhod a jsou úspěšně používány nejen při uznávacím řízení, určování pravosti odrůd a kontrole odrůdové čistoty hybridních odrůd (Marshall et al. 1994), ale i při detekci transgenů (Hájková et al. 2005). Markerovací systémy se odlišují v obsahu informací, počtu výsledných polymorfismů, stupni automatizace, pracnosti a výší finančních nákladů (Čurn a Žaludová 2007).


4

Prvními z DNA markerů, které byly používány u řepky a dalších brukvovitých plodin byly RFLP markery (polymorfismus délky restrikčních fragmentů, RFLP). I když se tato technika ukázala být dostatečnou pro hodnocení genetického polymorfismu u brukvovitých rostlin (Figdore et al. 1988, Dos Santos et al. 1994, Hallden et al. 1994), její aplikace je pracná, nákladná a poskytuje jen omezený počet markerů; využití techniky RFLP je navíc omezeno jen na speciální případy. U řepky a dalších brukvovitých plodin jsou v současné době využívány zejména modernější markerovací systémy založené na technice PCR – techniky RAPD, SSR, AFLP. RAPD analýza byla široce používána pro detekci genetického polymorfismu brukvovitých rostlin zejména na počátku 90.let (Kresovich et al. 1992, Jain et al. 1994, Mailer et al. 1994). Mikrosatelity (SSR markery) jsou kodominantní, vysoce polymorfní markery založené na PCR a přestože je vývoj lokus specifických oligonukleotidových primerů časově náročný a drahý, skýtají značné možnosti pro popis a identifikaci odrůd (Kresovich et al. 1995, Szewc-McFadden et al. 1996, Uzunova a Ecke 1999). Poslední z častěji využívaných technik pro popis genetických zdrojů, hodnocení genetické diverzity a pro účely identifikace odrůd je technika AFLP (Vos et al. 1995). Studie, které porovnávaly jednotlivé techniky DNA markerů za účelem identifikace odrůd řepky, pokládají AFLP techniku jako nejslibnější ve srovnání s jinými dostupnými metodami (Powell et al. 1996, Das et al. 1999, Lombard et al. 2000). Cílem metodiky je předložit ucelený přehled metod izolace DNA, metod analýzy DNA markerů a postupů pro hodnocení DNA markerů pro účely popisu a charakterizování genetických zdrojů, šlechtitelských materiálů a odrůd řepky.


5

II.2. Metodika izolace DNA

Rostlinný materiál používaný pro izolaci DNA řepky

děložní lístky (1-2 týdny po vyklíčení) plně vyvinuté pravé listy

DNA je izolována dle příslušného protokolu z čerstvého materiálu (odebraného v laboratoři, ve skleníkových nebo v polních podmínkách a ihned zpracovávaného, popřípadě uchovávaného do doby izolace na ledu po dobu max 2–4 hod) nebo z materiálu zamraženého (po odebrání je materiál hluboce zmražen a uchováván při teplotě -80°C, krátkodobě je možné uchování i při teplotě -20°C).

Metody izolace DNA řepky DNA je izolována z materiálu čerstvého nebo zamraženého. O výtěžnosti, čistotě a možnostech použití takto získané DNA se zmiňujeme v závěru této kapitoly. DNA je možno izolovat mikroextrakčními metodami (komerčně dostupnými kity) nebo pomocí standardních metod izolace DNA. Izolace DNA pomocí DNeasy Plant Mini Kit (QIAGEN) Metoda je založena na principu purifikace DNA pomocí specielních mikrokolon – na první koloně dochází k zachycení proteinů, polysacharidů, detergentu a dalších nečistot, na druhé koloně dochází k zachycení DNA a jejímu následnému vymytí elučním roztokem. Rostlinné pletivo můžeme rozdrtit v tekutém dusíku. Pokud nepoužíváme tekutý dusík, rozdrtíme rostlinné pletivo homogenizátorkem přímo v mikrocentrifugační zkumavce. Maximální množství rostlinného pletiva, které můžeme použít je 100 mg. 1. K homogenizovanému vzorku přidáme 400 µl pufru AP1 předehřátého na

65°C a 4 µl RNázy A (20 mg/ml). Důkladně protřepeme na vortexu. Směs inkubujeme 10 min při 65°C, během inkubace mikrocentrifugační zkumavku 2–3x převrátíme.

2. Přidáme 130 µl pufru AP2, promícháme a inkubujeme 5 min na ledu. 3. Lyzát přeneseme do QIAshredder kolonek a centrifugujeme 2 min při

8000 rpm. Při pipetování lyzátu do kolonek je nutné odstřihnout špičku pipety. Přes filtr projde do sběrné nádobky i malá část mrtvých buněčných pletiv a sraženin, kde vytvoří pelet.


6

4. Supernatant přeneseme do nových mikrocentrifugačních zkumavek. Většinou získáme 450 µl supernatantu. Je-li ho méně, přepočteme množství roztoků přidávaných v dalších krocích.

5. Přidáme 1,5 dílu pufru AP3 a promícháme pomocí pipety. 6. 650 µl směsi z kroku 5 (včetně sraženin) přeneseme do DNeasy kolonek,

centrifugujeme 1 min při 8000 rpm a odstraníme přefiltrovanou frakci. 7. Opakujeme krok 6 se zbývajícím vzorkem, odstraníme přefiltrovanou frakci i

centrifugační zkumavky. 8. DNeasy kolonky umístíme do nových centrifugačních zkumavek, přidáme

500 µl pufru AW do DNeasy kolonky, centrifugujeme 1 min při 8000 rpm a odstraníme přefiltrovanou frakci.

9. Přidáme 500 µl pufru AW do DNeasy kolonky, centrifugujeme 2 min při maximálních otáčkách až do vysušení membrány v kolonce, odstraníme přefiltrovanou frakci i centrifugační zkumavky. DNeasy kolonky vyndáme opatrně z centrifugačních zkumavek, aby nedošlo ke kontaminaci vzorku etanolem obsaženým ve filtrátu.

10. DNeasy kolonky přeneseme do 1,5 ml (2 ml) mikrocentrifugačních zkumavek a přidáme 100 µl pufru AE (zahřátého na 65°C) přímo na membrány kolonek a centrifugujeme 1 min při 8000 rpm. Eluci můžeme zopakovat (do nové mikrocentrifugační zkumavky).

Chemikálie:

roztoky a kolony jsou součástí kitu kapalný dusík ethanol (čistý, 96 % ethanol nedenaturovaný) šupinkový led

Přístroje:

centrifuga, sada automatických pipet, homogenizátory, vortex, třepací vodní lázeň nebo třepací dry-blok, termostat, analytické váhy

Izolace DNA s použitím Invisorb Spin Plant Mini Kit (INVITEK) Metoda je založena na principu purifikace DNA pomocí specielních mikrokolon. Rostlinné pletivo můžeme rozdrtit v tekutém dusíku. Pokud nepoužíváme tekutý dusík, rozdrtíme rostlinné pletivo homogenizátorkem přímo v mikrocentrifugační zkumavce. Maximální množství rostlinného pletiva, kterého můžeme použít je 100 mg. 1. V mikrocentrifugační zkumavce zhomogenizujeme cca 60 mg rostlinného

pletiva. Homogenát přeneseme do 1,5 ml mikrocentrifugačních zkumavek a přidáme 400 µl Lysis Buffer P a 20 µl proteinázy K. Vortexujeme a necháme 30 min inkubovat při 65°C. Během inkubace 2 – 3krát promícháme. Připravíme si Spin Filter do 2,0 ml Receiver Tube.


7

2. Vzorky přeneseme na Spin Filter. Centrifugujeme 10 min při 12000 rpm. Pokud je to nutné přidáme 40 µl Rnázy A (10 mg/ml), vortexujeme a necháme 5 min inkubovat při pokojové teplotě.

3. Přidáme 200 µl Binding Buffer P a vortexujeme. 4. Umístíme nové Spin Filter do 2,0 ml Receiver Tube, přeneseme vzorky a

1 min inkubujeme. Centrifugujeme 1 min při 12000 rpm. 5. Odstraníme filtrát a Spin Filter umístíme zpět do 2,0 ml Receiver Tube. 6. Přidáme 550 µl Wash Buffer I a centrifugujeme 1 min při 12000 rpm.

Odstraníme filtrát a Spin Filter umístíme zpět do 2,0 ml Receiver Tube. 7. Přidáme 550 µl Wash Buffer II a centrifugujeme 1 min při 12000 rpm.

Odstraníme filtrát a Spin Filter umístíme zpět do 2,0 ml Receiver Tube. Krok opakujeme. Nakonec centrifugujeme 2 min při 12000 rpm kvůli odstranění ethanolu.

8. Spin Filter umístíme do nových 1,5 ml Receiver Tube a přidáme 50 – 100 µl Elution Buffer D předehřátého na 65°C. Inkubujeme 3 min při pokojové teplotě. Centrifugujeme 1 min při 10000 rpm.

Pokud chceme vytvořit 1. a 2. eluát přidáme 50 µl Elution Buffer D předehřátého

na 65°C a inkubujeme 3 min při pokojové teplotě. Centrifugujeme 1 min při 10000 rpm. Postup opakujeme znovu s dalšími 50 µl Elution Buffer D, ale do nové 1,5 ml Receiver Tube. Vznikne nám tak 50 µl 1. a 2. eluátu.

Chemikálie:

roztoky a kolony jsou součástí kitu kapalný dusík ethanol (čistý, 96 % ethanol nedenaturovaný) šupinkový led

Přístroje:

centrifuga, sada automatických pipet, homogenizátory, vortex, třepací vodní lázeň nebo třepací dry-blok, termostat, analytické váhy

Izolace DNA pomocí CTAB (Williams et al. 1992) Tato metoda slouží k extrakci většího množství poměrně čisté DNA pro účely standardizace metod a pro účely AFLP analýzy. Metoda je založena na schopnosti CTAB (cetyltrimetylamoniumbromid) vytvářet komplex s nukleovými kyselinami, který je při vysoké koncentraci solí rozpustný (0,7 M NaCl), ale při snížené koncentraci solí (0,45 M NaCl) vytváří sraženinu (Murray a Thompson 1980). CTAB zároveň působí jako detergenční činidlo, které uvolňuje DNA z komplexu membrán a proteinů. Na základě rozdílné rozpustnosti CTAB v porovnání s DNA je lze oddělit a získat dostatečně čistou rostlinnou DNA.


8

1. Připravíme si roztok 2x CTAB a 1 % merkaptoethanolu, na jeden vzorek počítáme 500 µl roztoku. Připravený roztok dáme předehřát na 65°C.

2. Rostlinné pletivo můžeme rozdrtit v tekutém dusíku. Pokud nepoužíváme tekutý dusík do sterilních 1,5 ml mikrocentrifugačních zkumavek dáme rostlinné pletivo (cca 100 mg), ze kterého chceme izolovat DNA. Pro lepší drcení pletiva přidáme sterilní křemičitý písek. V případě lyofilizátu je vhodné tento krok provádět v 10 ml centrifugačních

tubách a na 100 mg lyofilizátu přidat 5 ml roztoku 2x CTAB a 1 % merkaptoethanolu.

3. Ke každému vzorku přidáme 500 µl předehřátého pufru, pletivo rozdrtíme a promícháme s pufrem. Necháme 45 min inkubovat při 65°C. Během inkubace každých cca 15 min lehce promícháme.

4. Přidáme 500 µl směsi fenol–chloroform–IAA, či pouze chloroform-IAA 10 min protřepáváme. Centrifugujeme 5 min maximální rychlostí při pokojové teplotě.

5. Do nových mikrocentrifugačních zkumavek odpipetujeme vodnou fázi. Přidáme 500 µl směsi chloroform–IAA, 10 min protřepáváme. Centrifugujeme 5 min maximální rychlostí při pokojové teplotě.

6. Do nových mikrocentrifugačních zkumavek přepipetujeme vodnou fázi. Přidáme 2/3 objemu isopropanolu (přibližně 250 µl). 2–3x lehce promícháme. Dáme na 30 min do mrazáku (-20°C). Centrifugujeme 5 min při 4°C maximální rychlostí. DNA by se měla zachytit na dně mikrocentrifugační zkumavky. Odstraníme supernatant. Pelet usušíme.

7. Přidáme 300 µl 1x TE a necháme 30–60 min inkubovat při 37°C. 8. Přidáme 1/10 objemu 3 M octanu sodného a 600 µl ledového (z mrazáku)

96 % ethanolu. 2–3x lehce promícháme. Vzorky dáme do mrazáku (-20°C) minimálně na 20 min, maximálně na 12 hodin (větší výtěžnost DNA).

9. Vzorky vyndáme z mrazáku a 10 min centrifugujeme maximální rychlostí při 4°C. DNA by měla vytvořit viditelný pelet na dně mikrocentrifugační zkumavky. Odstraníme supernatant (pipetujeme 2x). Necháme dobře usušit.

10. Přidáme 400 µl ledového 70 % ethanolu. 2 – 3x lehce promícháme. Centrifugujeme 2 min maximální rychlostí při teplotě 4°C. Okamžitě odstraníme všechen supernatant. Vzorky necháme dobře usušit (cca 10 min).

11. Podle množství peletu (DNA) přidáme 20–200 µl 1x TE pufru nebo sterilní vody.

Pro dokonalé přečištění můžeme zopakovat postup od bodu 5. Přidáme 1 µl Rnázy A a necháme 30 min inkubovat ve 37°C. Chemikálie:

kapalný dusík ethanol (čistý, 96 % ethanol nedenaturovaný) šupinkový led 2x CTAB extrakční pufr (2 % CTAB, 100 mM Tris–HCl, pH=8,0, 50 mM

EDTA, 1,4 M NaCl, 1 % 2-merkaptoetanol) 2-merkaptoethanol fenol–chloroform–IAA (25 : 24 : 1) chloroform–IAA (24 : 1)


9

1x TE pufr sterilní 3 M octan sodný isopropanol 70 % ethanol Rnáza A 2 mg/ml

Přístroje:

chlazená centrifuga, sada automatických pipet, homogenizátory, vortex, třepací vodní lázeň nebo třepací dry-blok, termostat, analytické váhy, pH metr, mrazák, digestoř

Izolace DNA pomocí CTAB–PVP (polyvinylpyrrolidon) Tato metoda slouží k extrakci většího množství poměrně čisté DNA pro účely standardizace metod a pro účely AFLP analýzy. Přidání PVP (polyvinylpyrrolidon) odstraňuje kontaminanty a umožňuje získání čisté a kvalitnější DNA. Metoda je založena na schopnosti CTAB (cetyltrimetylamoniumbromid) vytvářet komplex s nukleovými kyselinami, který je při vysoké koncentraci solí rozpustný (0,7 M NaCl), ale při snížené koncentraci solí (0,45 M NaCl) vytváří sraženinu (Murray a Thompson 1980). CTAB zároveň působí jako detergenční činidlo, které uvolňuje DNA z komplexu membrán a proteinů. Na základě rozdílné rozpustnosti CTAB v porovnání s DNA je lze oddělit a získat dostatečně čistou rostlinnou DNA. 1. Připravíme si roztok 2x PVP–CTAB a 1 % merkaptoethanolu, na jeden vzorek

počítáme 500 µl roztoku. Připravený roztok dáme předehřát na 65°C. 2. Rostlinné pletivo můžeme rozdrtit v tekutém dusíku. Pokud nepoužíváme

tekutý dusík do sterilních 1,5 ml mikrocentrifugačních zkumavek dáme rostlinné pletivo (cca 100 mg), ze kterého chceme izolovat DNA. Pro lepší drcení pletiva přidáme sterilní křemičitý písek. V případě lyofilizátu je vhodné tento krok provádět v 10 ml centrifugačních

tubách a na 100 mg lyofilizátu přidat 5 ml roztoku 2x PVP–CTAB a 1 % merkaptoethanolu.

3. Ke každému vzorku přidáme 500 µl předehřátého pufru, pletivo rozdrtíme a promícháme s pufrem. Necháme 45 min inkubovat při 65°C. Během inkubace každých cca 15 min lehce promícháme.

4. Po centrifugaci 12000 rpm 10 min se převede supernatant (500 µl) do nových 1,5 ml mikrocentrifugačních zkumavek a přidá se 500 μl chloroformu s IAA, směs se 10 min promíchává a následně centrifuguje 5 min při 12000 rpm.

5. Do nových mikrocentrifugačních zkumavek odpipetujeme vodnou fázi. Přidáme 1/5 objemu 5 % CTAB a směs se promíchá, opět se přidá 500 µl směsi chloroform–IAA a 10 min protřepáváme. Centrifugujeme 5 min maximální rychlostí při pokojové teplotě.

6. Do nových mikrocentrifugačních zkumavek přepipetujeme vodnou fázi. Přidáme 2/3 objemu isopropanolu (přibližně 250 µl) a 2–3x lehce promícháme. Dáme na 30 min (až na noc) do mrazáku (-20°C). Centrifugujeme 5 min při


10

4°C maximální rychlostí. DNA by se měla zachytit na dně mikrocentrifugační zkumavky. Odstraníme supernatant.

7. Přidáme 300 µl 1x TE a necháme 30–60 min inkubovat při 37°C. 8. Přidáme 2 objemy (600 µl) ledového (z mrazáku) 96 % ethanolu, 2–3x lehce

promícháme. Vzorky dáme do mrazáku (-20°C) minimálně na 20 min, maximálně na 12 hodin (větší výtěžnost DNA).

9. Vzorky vyndáme z mrazáku a 10 min centrifugujeme maximální rychlostí při 4°C. DNA by měla vytvořit viditelný pelet na dně mikrocentrifugační zkumavky. Odstraníme supernatant.

10. Přidáme 1 ml ledového 70 % ethanolu, 2 – 3x lehce promícháme. Centrifugujeme 2 min maximální rychlostí při teplotě 4°C. Okamžitě odstraníme všechen supernatant, pro odstranění viditelných nečistot opakujeme tento krok 2x. Vzorky necháme dobře vysušit (max. 3 hodiny).

12. Podle množství peletu (DNA) přidáme 20–200 µl 1x TE pufru nebo sterilní vody (rozpustit 40 min při 37°C).

Pro dokonalé přečištění můžeme zopakovat postup od bodu 5. Přidáme 1 µl Rnázy A a necháme 30 min inkubovat ve 37°C. Chemikálie:

kapalný dusík ethanol (čistý, 96 % ethanol nedenaturovaný) šupinkový led 2x PVP–CTAB extrakční pufr (2 % CTAB, 100 mM Tris–HCl, pH=8,0,

20 mM EDTA, 1,4 M NaCl, 1 % 2-merkaptoetanol, 1 % PVP–40000) 2-merkaptoethanol 5 % CTAB chloroform–IAA (24 : 1) 1x TE pufr sterilní isopropanol 70 % ethanol Rnáza A 2 mg/ml

Přístroje:

chlazená centrifuga, sada automatických pipet, homogenizátory, vortex, třepací vodní lázeň nebo třepací dry-blok, termostat, analytické váhy, pH metr, mrazák, digestoř


11

SDS extrakce podle Edwards et al. (1991) Rostlinné pletivo můžeme rozdrtit v tekutém dusíku. Pokud nepoužíváme tekutý dusík, rozdrtíme rostlinné pletivo homogenizátorkem přímo v mikrocentrifugační zkumavce. Maximální množství rostlinného pletiva, které můžeme použít je 500 mg. 1. 0,5 g listového pletiva homogenizujeme ve 100 µl extrakčního pufru v

mikrocentrifugační zkumavce. 2. K homogenátu přidáme 300 µl extrakčního pufru a 5 s vortexujeme. Tato

extrakční směs může být ponechána při laboratorní teplotě i déle než 1 hodinu, dokud nejsou všechny vzorky homogenizovány.

3. Extrakt centrifugujeme 1 min při 13000 rpm a 300 µl supernatantu přeneseme do čisté mikrocentrifugační zkumavky.

4. K supernatantu přidáme 300 µl isopropanolu vychlazeného na -20°C a směs necháme 2 min srážet. Centrifugujeme 5 min při 13000 rpm.

5. Osušený pelet rozpustíme ve 100 µl TE pufru. DNA je stabilní ve 4°C déle než 1 rok.

Chemikálie:

kapalný dusík 200 mM Tris–HCl (pH=7,5) 250 mM NaCl 25 mM EDTA 0,5 % SDS chloroform–IAA (24 : 1) isopropanol TE pufr (10 mM Tris–HCl, pH=7,5; 0,1 mM EDTA)

Přístroje:

centrifuga, sada automatických pipet, homogenizátory, vortex, analytické váhy, pH metr, mrazák, digestoř


12

Porovnání jednotlivých metod izolace DNA Vzhledem k tomu, že techniky analýzy DNA markerů mají být rutinně používány v běžné praxi pro popis a identifikaci genotypů řepky, je pro šlechtitele zásadní, aby byla k tomuto účelu vypracována taková metoda extrakce DNA, která bude optimalizována pro toto cílové uplatnění. Za optimální je považována taková metoda, která bude na straně jedné manuálně i ekonomicky nenáročná a na straně druhé bude poskytovat dostatečný výtěžek DNA, která bude použitelná i pro další hodnocení metodami genetického markerování. Pomocí vybrané „kompromisní“, ale optimalizované metody pak je možné zpracovat maximální počet vzorků za jednotku času (např. denně, týdně) při uspokojivé kvalitě DNA a za současné ekonomické únosnosti. Pro volbu vhodné techniky extrakce DNA byly použity dva druhy rostlinného materiálu: 1/ čerstvé pletivo z děložních lístků, 2/ zdravé čerstvé listy vzrostlé rostliny. Kromě izolace z čerstvé hmoty byla prováděna izolace ze zamraženého materiálu jednak při teplotě -20°C a jednak -80°C. V následující tabulce jsou porovnány sledované charakteristiky při hledání optimální metody izolace DNA. Tab. 1. Porovnání použitých metod izolace DNA

Metoda Cena [Kč]

Doba izolace [h]

Počet vzorků na den**

Pracnost ***

Práce s fenolem

Výtěžek DNA [µg] ****

Průměrný výtěžek DNA [µg] ****

CTAB 10 8 (2dny)* 2 x 24 3 ne/ano 1 - 14 7

CTAB+PVP 11 8 (2dny)* 2 x 24 3 ne 1 - 14 7

SDS 7 4 -6 2 x 24 2 ne 1 - 14 7 INVITEK 62 1,5-2 4 x 24 1 ne 2 - 32 10 QIAGEN 75 1,5-2 4 x 24 1 ne 1 - 30 5 * osm hodin, ale rozloženo do dvou dnů ** standardní laboratoř, 1 pracovní linka, 1 centrifuga s rotorem pro 24 mikrozkumavek *** 1 – nejméně náročné, 3 – nejnáročnější postup **** při použití ~ 80 mg čerstvého rostlinného materiálu

Bylo testováno pět metod extrakce DNA: tři klasické metody izolace DNA - izolace rostlinné DNA pomocí CTAB (Williams et al. 1992) a pomocí CTAB s přidáním PVP, SDS extrakce (Edwards et al. 1991) a dvě metody, při nichž byl používán komerčně dodávaný kit pro izolaci rostlinné DNA Invisorb Spin Plant Mini Kit (INVITEK) a DNeasy Plant Mini Kit (QIAGEN).


13

Podle sledovaných charakteristik byla jako optimální metoda pro účely analýzy DNA markerů vybrána izolace pomocí Invisorb Spin Plant Mini Kit (INVITEK), která i přes nejvyšší cenu za vzorek nejlépe splňovala sledované vlastnosti. Vysoká cena byla vyvážena faktem, že jsou získány standardní vzorky DNA, opakovatelně a reprodukovatelně u celého spektra zkoušených šlechtitelských materiálů. Druhou úspěšnou metodou izolace byla metoda CTAB-PVP, přičemž u této techniky je finanční atraktivita vyvážena větší časovou náročností. Pomocí těchto dvou izolačních technik je získaná DNA v požadovaném množství a kvalitě, která umožňuje bezproblémovou analýzu širokého spektra DNA markerů. Tyto metody představují vhodnou alternativu vyhovující požadavkům: (1) na jednoduchou standardní a rychlou metodu, kterou bude moci uplatňovat v běžné praxi, či (2) finančně dostupnou metodu poskytující kvalitní DNA, avšak na úkor času. Při srovnání izolace DNA z listů v různých růstových fázích byly nalezeny rozdíly. Mladé děložní lístky poskytovaly kvalitnější DNA, ale i DNA z listů z plně vyvinutých rostlin byla dostatečně kvalitní pro další zpracování, musí však být kladen velký důraz na správné odebírání listové hmoty, odebírat jen absolutně zdravé, nezažloutlé listy. Možnost odběru listů i v pozdější růstové fázi umožňuje provedení analýzy z materiálu odebíraného přímo ze šlechtitelských parcel.


14


15

II.3. Metodika analýzy DNA markerů

RAPD (random amplified polymorphic DNA) RAPD analýza je metoda založená na PCR technologii. Mezi její výhody patří rychlost (je použitelná pro rychlý screening a identifikaci vzorků) a potřeba jen velmi malého množství templátové DNA. Vzhledem k tomu, že při RAPD analýze jsou využívány náhodně generované primery, není pro její provedení vyžadována znalost cílových sekvencí a studovaného genomu. RAPD detekuje polymorfismus v celém genomu (Oborník et al. 2000). RAPD markery byly úspěšně používány v genetickém fingerprintingu při analýze odrůd různých druhů rodu Brassica (Demeke et al. 1992, Jain et al. 1994), dále jsou využitelné při analýze původů (Scott et al. 1992, Lerceteau et al. 1997) a genetickém mapování (Reiter et al. 1992, Uzunova et al. 1995). Chakrabarti et al. (2006) upozorňuje na jednu z hlavních nevýhod této metody a to nestabilitu poskytnutých spekter v rámci opakování a rovněž zjistil rozdíly ve spektrech v závislosti na izolovaném pletivu a podmínkách kultivace. Pro RAPD analýzu byly pro účely předkládané metodiky použity náhodné primery (OPERON Technologies, CA), sekvence primerů jsou uvedeny v tabulce 2. Tab. 2: Sekvence náhodných primerů používaných pro RAPD analýzu. Primer Sekvence ‘5—3’ OPA-01 CAGGCCCTTC OPA-02 TGCCGAGCTG OPA-03 AGTCAGCCAC OPA-09 GGGTAACGCC OPA-10 GTGATCGCAG OPA-13 CAGCACCCAC OPA-20 GTTGCGATCC OPB-01 GTTTCGCTCC OPB-03 CATCCCCCTG OPB-04 GGACTGGAGT OPB-06 TGCTCTGCCC OPB-07 GGTGACGCAG OPB-08 GTCCACACGG OPB-10 CTGCTGGGAC OPB-11 GTAGACCCGT OPB-12 CCTTGACGCA OPB-17 AGGGAACGAG OPB-18 CCACAGCAGT OPB-20 GGACCCTTAC


16

OPF-04 GGTGATCAGG OPF-05 CCGAATTCCC OPF-07 CCGATATCCC OPF-08 GGGATATCGG OPF-12 ACGGTACCAG Sekvence dalších primerů Operon lze nalézt v databázi výrobce: https://www.operon.com/stock/rapd_10mer_price.php Protokol RAPD analýzy vychází z metodiky Williams et al. (1990) upravené na pracovišti Biotechnologického centra ZF JU - Sobotka et al. (2004) a Čurn et al. (2005). PCR reakce probíhá v objemu 25 µl, v 1x reakčním pufru (10 mM Tris–HCl, pH=8,3, 50 mM KCl, 2 mM MgCl2, 1% Triton X-100), 100 µM dNTP, 10 pM primeru (Operon Technologies, serie A, B, F, H a K), 1 U Taq polymerázy (TAKARA) a 25 ng templátové DNA. Schéma pipetování – systém TAKARA:

2,5 µl 10x reakčního pufru 2,0 µl dNTPs 1 µl DNA 2 µl primeru 0,2 µl DNA polymerázy (1 U) 17,3 µl dH2O (voda do objemu 25 µl)

Alternativně je možné použít komerčně dodávané „master mixy“. PCR reakce pak probíhá v objemu 25 µl, v 1x reakčním pufru (75 mM Tris–HCl, pH=8,8, 20 mM (NH4)2SO4, 0,01% Tween 20, 2,5 mM MgCl2,), 200 µM dNTP, 10 pM primeru (Operon Technologies, serie A, B, F, H a K), 1,25 U Taq Purple DNA polymerázy (PPP Master Mix, Top-Bio, CZ) a 25 ng templátové DNA. Schéma pipetování – systém PPP MM Top-Bio:

12,5 µl PPP master mixu 1 µl DNA 2 µl primeru 9,5 µl dH2O (voda do objemu 25 µl)

Amplifikace probíhá na MJ Research Thermocycler PTC 100, nebo Bioer XP Cycler při následujícím teplotním profilu:

počáteční denaturace 3 min 94°C 45 cyklů: 1 min 94°C

2 min 35°C 3 min 72°C

konečná elongace 10 min 72°C stop – 4°C


17

PCR produkty se rozdělují na 1,5% agarózovém gelu v 1x TBE pufru. Podmínky separace: 23 V 30min, 90 V 2hod a 30min. Jako marker se používá 100 bp DNA ladder (NEB) a DNA fragmenty se vizualizují barvením pomocí ethidium bromidu pod UV světlem. RAPD profily se zaznamenávají pomocí Epson Ultra Cam 3100Z Imaging System. RAPD fingerprinty se následně vyhodnocují pomocí specializovaného software (BioProfil 1D+, Vilber Lourmat; GelManager for Windows, BioSystematica; UltraQuant) a získaná primární data přítomnosti či nepřítomnosti daného markeru se dále statisticky zpracovávají. Chemikálie:

DNA polymeráza, dNTP’s, 10x pufr, MgCl2 nebo PPP Master Mix templátová DNA primery dH2O (PCR dH2O, nebo Millipore dH2O)

Přístroje:

PCR thermocykler, centrifuga, sada automatických pipet, mrazák

SSR (single sequence repeat), mikrosatelity Za mikrosatelity se považují tandemově uspořádaná krátká opakování s délkou motivu 2–4 párů bazí (Morgante and Olivieri, 1993). Di-, tri- nebo tetranukleotidová opakování jsou uspořádána v tandemech po 5 – 50 ti kopiích. Ashkenazi et al. (2001) odhadli při studiu pěti rozdílných motivů, že mikrosatelity mohou být nalezeny každých 52 kb. Markerovací systém využívající mikrosatelity u řepky ozimé je vhodným systémem z důvodu řady známých specifických SSR primerů pro druhy rodu Brassica (Kresovich et al. 1995, Szewc-McFadden et al. 1996, Uzunova and Ecke, 1999). Pro analýzu genetických zdrojů řepky se používají i „cross-species“ mikrosatelitové primery, např. primery odvozené pro Arabidopsis, nga 129-1, nga 139-1 (Bell and Ecker 1994). Westman et al. (1998) analýzou potvrdili, že tyto dva primerové páry amlifikovaly mikrosatelity i u B. napus. Pro analýzu odrůd, zejména pak DH linií a později AI linií, byl testován SSR primer Bn9A z důvodu uváděného vysokého stupně polymorfismu (Kresovich et al. 1995). Pro SSR analýzu u řepky byly pro účely předkládané metodiky použity primerové páry NMS0011, NMS0151, NMS0192, NMS0310, NMS0409, NMS0528, NMS0535, NMS0661, NMS0668, NMS0693, NMS0725, NMS0776, NMS0879, NMS0935, NMS1014, NMS1078, NMS1096, NMS1099, NMS1276 (Plieske, TraitGenetics), Bn6A2, Bn9A (Kresovich et al. 1995), Bn12A, Bn19A, Bn25C2, Bn26A, Bn35D, Bn38A, Bn59A1, Bn68/1, Bn72A, Bn80/3, Bn83/1 (Szewc-McFadden et al. 1996), nga129-1, nga139-1 (Westman et al. 1998).


18

Protokol SSR analýzy vychází z metodiky vypracované na pracovišti Biotechnologického centra ZF JU (Sobotka et al. 2004). PCR reakce probíhá v objemu 25 µl, v 1x reakční pufru (10 mM Tris-HCl, pH 8.3, 50 mM KCl, 2 mM MgCl2, 1% Triton X-100), 100 μM dNTP, 10 pM primeru, 1 U DyNAzyme II Taq polymerase (Finzyme) a 50 ng templátové DNA. Schéma pipetování:

2,5 µl 10x reakčního pufru 2,0 µl dNTPs 1 µl DNA 0,5 µl primer F 0,5 µl primer R 0,2 µl DNA polymerázy (1 U) 18,3 µl dH2O (voda do objemu 25 µl)

Amplifikace probíhá na Biometra T1 Cycler při následujícím teplotním profilu:

počáteční denaturace 3 min 94°C 30 cyklů: 30 s 94°C

30 s 54–57°C, dle příslušného primeru 1 min 72°C


PCR produkty se rozdělují na 4% agarózovém gelu nebo 10% PAGE v 1x TBE pufru nebo na 3% Synergelu v 0,5x TBE pufru. Podmínky separace: 20 V 20 min a 60 V 2 hod a 30 min. Jako marker se používá 100 bp DNA ladder (NEB) a DNA fragmenty se vizualizují barvením pomocí ethidium bromidu pod UV světlem. Profily se zaznamenávají pomocí Epson Ultra Cam 3100Z Imaging System. Profily SSR markerů se vyhodnocují pomocí specializovaného software (BioProfil 1D+, Vilber Lourmat; GelManager for Windows, BioSystematica; UltraQuant) a primární data se dále statisticky zpracovávají. Chemikálie:

DNA polymeráza, pufr, nukleotidy templátová DNA primery dH2O (PCR dH2O, nebo Millipore dH2O)

Přístroje:



19

ISSR (inter single sequence repeat), mikrosatelity Technika ISSR markerů je modifikací techniky SSR markerů (Zietkiewics et al., 1994; Kantety et al., 1995). Tato technika je založena na použití PCR amplifikace s náhodně ukotveným mikrosatelitovým motivem. Na rozdíl od techniky SSR není při ISSR nutná žádná předchozí znalost sekvence. Hantula et al. (1996), Charters et al. (1996) a Zietkiewics et al. (1994) považují tuto metodu za přesnější a opakovatelnější než metodu RAPD. Metoda ISSR markerů zároveň poskytuje větší polymorfismus. ISSR markery jsou dominantní, ačkoli někteří autoři udávají i jejich kodominantní charakter (Fischer et al., 1996). Pro ISSR analýzu u řepky byly pro účely předkládané metodiky použity primery UBC 880, UBC 810, UBC 845, UBC 812 a UBC 840. Sekvence primerů jsou uvedeny v tabulce 3. Tab. 3: Sekvence primerů používaných pro ISSR analýzu u řepky. Primer Sekvence 5‘—3’ Teplota

nasedání UBC 880 GGA GAG GAG AGG AGA 52˚C UBC 810 GAG AGA GAG AGA GAG AT 48˚C UBC 845 CTC TCT CTC TCT CTC TRC 52˚C UBC 812 GAG AGA GAG AGA GAG AA 52˚C UBC 840 GAG AGA GAG AGA GAG AYT 52˚C *(R = A nebo G, Y = C nebo T) Protokol ISSR analýzy vychází z metodiky Prevost and Wilkinson (1999) upravené na pracovišti Biotechnologického centra ZF JU Nováková et al. (2008). PCR reakce probíhá v objemu 10 µl, v 1x reakčním pufru (75 mM Tris–HCl, pH=8,8, 20 mM (NH4)2SO4, 0,01% Tween 20, 2,5 mM MgCl2, 200 µM dNTPs), 12,5 pmol primeru (IDT), 0,5 U Taq Purple DNA polymerázy (PPP Master Mix, Top-Bio, CZ), 2x BSA a 50 ng templátové DNA. Schéma pipetování – systém PPP MM Top-Bio:

5 µl 2x PPP master mixu 1 µl DNA 0,25 µl primeru 0,2 µl 100x BSA 3,55 µl dH2O (do objemu 10 µl)


20

Amplifikace probíhá na Biometra T1 Cycler při následujícím teplotním profilu: počáteční denaturace 2 min 95°C 40 cyklů: 20 s 93°C

1 min 48–52°C, dle příslušného primeru 20 sec 72°C


PCR produkty se rozdělují na 2% agarózovém gelu v 1x TBE pufru. Podmínky separace: 40 V 20min, 80 V 4 hod a 40 min. Jako marker se používá 100 bp DNA ladder (NEB) a DNA fragmenty se vizualizují barvením pomocí ethidium bromidu pod UV světlem. ISSR profily se zaznamenávají pomocí Epson Ultra Cam 3100Z Imaging System. Profily ISSR markerů se vyhodnocují pomocí specializovaného software (BioProfil 1D+, Vilber Lourmat; GelManager for Windows, BioSystematica; UltraQuant) a primární data se dále statisticky zpracovávají. Chemikálie:

PPP Master Mix templátová DNA primery dH2O (PCR dH2O, nebo Millipore dH2O) BSA

Přístroje:


AFLP (amplified fragment length polymorphism) Technika AFLP kombinuje principy technik RFLP a PCR (Vos et al., 1995). Vysokomolekulární genomická DNA (nebo v případě cDNA–AFLP získaná cDNA) se štěpí současně dvěma restričními endonukleázami. Na vzniklou populaci restrikčních fragmentů se ligují adaptory o známé sekvenci a provádí se preselektivní amplifikace. Primery pro tento amplifikační krok jsou komplementární k adaptorům s dalším selektivním nukleotidem na 3’– konci. Selektivní amplifikace se pak provádí s primery se třemi selektivními nukleotidy (v případě rostlin resp. objektů s velkým genomem). U AFLP dochází ke kombinaci specifičnosti restrikčního štěpení se snadností PCR. Polymorfismus se pak zjišťuje na základě přítomnosti/nepřítomnosti a velikosti amplifikovaných fragmentů po separaci na PAGE nebo na genetickém analyzátoru (sekvenátoru).


21

Oproti metodám RFLP a RAPD má technika AFLP řadu výhod, mezi nejdůležitější patří generování velkého množství dominantních markerů pokrývajících celý genom. Kromě využití pro identifikaci genotypů kulturních rostlin je cílena zejména pro účely mapování významných kvalitativních a kvantitativních znaků. Tato metoda nachází uplatnění také při studiu biodiverzity, přípravě markerů a genetickém mapování (Ballvora et al., 1995; Meksem et al., 1995; Van Eck et al., 1995). Restrikce genomické DNA a ligace adaptorů (restrikčně ligační krok): Restrikce (50 µl celkový objem): 40 µl vzorku DNA + 1x R/L pufr, 5 U EcoRI, 5 U MseI Na 1 vzorek: 4 µl H2O, 5 µl 10x R/L pufru, 0,25 µl EcoRI = 5 U, 0,5 µl MseI = 5 U (10 µl restrikčního master mixu se přidá ke 40 µl (250 ng) templátu DNA, promíchá se a štěpí se 16 h při 37°C) Ligace (60 µl celkový objem):

50 µl restrikční směsi + 1x R/L pufr, 5 pmol EcoRI 3’ adaptor, 5 pmol EcoRI 5’ adaptor, 50 pmol MseI 3’ adaptor, 50 pmol MseI 5’ adaptor, 1,2 pmol ATP, 1 U T4 DNA ligáza

Na 1 vzorek: 1 µl 10x RL pufru, 0,1 µl EcoRI–3' adaptoru = 5 pmol, 0,1 µl EcoRI–5' adaptoru = 5 pmol, 0,2 µl Mse–3' adaptoru = 50 pmol, 0,2 µl Mse–5' adaptoru = 50 pmol, 1,2 µl 10 mM ATP, 1 µl (1 U) T4 Ligase, 6,2 µl vody (10 µl ligačního master mixu se přidá k 50 µl restrikční směsi, promíchá se a inkubuje se 3 h při 37°C) R/L směs se po ukončení ligace naředí 10x T0.1E pufrem (540 µl T0.1E pufru + 60 µl R/L směsi) Pre-selektivní amplifikace (+1/+1) PCR Preselektivní amplifikace (50 µl celkový objem):

5 µl vzorku (10x naředěný vzorek po R/L), 1x PCR pufr, 4 mM MgCl2, 200 µM dNTP’s, 75 ng EcoRI–A primeru, 75 ng MseI–A primeru, 1 U Taq DNA polymerázy

Na 1 vzorek: 5 µl vzorku, 5 µl PCR pufru, 2 µl 50 mM MgCl2, 1 µl 10 mM dNTP’s, 0,15 µl EcoRI–A primeru (500 ng/µl), 0,15 µl MseI–A primeru (500 ng/µl), 0,2 µl Taq (5 U/µl), 36,5 µl vody (45 µl PCR master mixu se přidá k 5 µl vzorku)


22

Preselektivní amplifikace – teplotní profil PCR reakce: počáteční denaturace 2 min 94°C 30 cyklů: 30 s 94°C

30 s 60°C 1 min 72°C


Po ukončení preselektivní amplifikace se 40 µl reakční směsi 20 x naředí (860 µl TE + 40 µl templátu). 10 µl nenaředěného PCR produktu se použije na elektroforézu (1,2% agarózový gel v 1x TBE/TAE pufru), pro ověření R/L a Pre-Amp kroku – přítomnost fragmentů o velikosti 0 – 400 bp. Selektivní amplifikace (+3/+3) PCR Selektivní amplifiakce (10 µl celkový objem):

2,5 µl vzorku (20x naředěný vzorek po Pre-Amp), 1x PCR pufr, 1,5 mM MgCl2, 200 µM dNTP’s, 5 ng EcoRI–ANN–FAM primeru, 30 ng MseI–ANN primeru, 0,5 U Taq DNA polymerázy

Na 1 vzorek: 2,5 µl vzorku, 1 µl PCR pufru, 0,2 µl 10 mM dNTP’s, 0,087 µl EcoRI–ANN–FAM primeru (10000 pmol), 0,095 µl MseI–ANN primeru (316 ng/µl), 0,1 µl Taq (5 U/µl), 6,018 µl vody (7,5 µl PCR master mixu se přidá k 2,5 µl vzorku) Selektivní amplifikace – teplotní profil PCR reakce:

počáteční denaturace 2 min 94°C 10 cyklů: 30 s 94°C

30 s 65°C (-1°C/cyklus) 1 min 72°C

25 cyklů: 30 s 94°C 30 s 56°C 1 min 72°C



23

Příprava vzorků na fragmentační analýzu: Vzorky jsou připraveny do 96 jamkových destiček (ABI):

11 µl formamidu, 0,4 µl 400 HD Rox Size Standard (ABI), 1,0 µl vzorku (po selektivní amplifikaci)

Vzorky se důkladně promíchají, musí být bez bublinek a jsou v cykleru denaturovány – 4 min při 95°C. Ihned (!) po ukončení denaturace jsou položeny na nejméně 2 min do cold bloku vychlazeného na -20°C, po té je provedena fragmentační analýza (ABI – automatický genetický analyzátor – sekvenátor) dle manuálu k sekvenátoru. Chemikálie:

10x RL pufr (10 ml zásobní roztok): 0,121g Tris–acetate do 8 ml H2O (100 mM); upravit pH na 7,5 pomocí led. kys. octové; přidat 0,214 g MgAc (octan hořečnatý) (100 mM); 0,491g KAc (octan draselný) (500 mM); 0,077g Dithiothreitol (DTT) (50 mM)

ATP (10 mM, 100 µl alikvoty, uchovávat v -80°C): 0,06 g ATP do 8 ml H2O; upravit pH na 7,0 pomocí 0,1N NaOH; doplnit do 10 ml

T0.1E pufr: 5 ml 1 M Tris pH=7,5 (8,0), 100 µl 0,5 M EDTA, doplnit vodou do 500 ml

Hi-Di formamid (ABI) 400 HD Rox Size Standard nebo 500 Liz Size Standard (ABI) templátová DNA restrikční enzymy (MseI, EcoRI – NEB) Mse a Eco adaptory, Mse a Eco preselektivní primery, Eco fluorescenčně

značené selektivní primery, Mse selektivní primery dH2O (PCR dH2O, nebo Millipore dH2O)

Přístroje:

PCR thermocykler, centrifuga, sada automatických pipet, mrazák, mrazicí destička, genetický analyzátor


24


25

II.4. Metodika elektroforézy DNA Klasickou metodou, univerzálně používanou k rozdělení makromolekul, je elektroforéza. V elektrickém poli se makromolekuly s nenulovým elektrickým nábojem pohybují k jedné z elektrod v závislosti na své relativní molekulové hmotnosti, celkovém náboji a tvaru. DNA je kyselina, obsahuje záporně nabité fosfátové skupiny. V elektrickém poli se pohybují fragmenty DNA od záporné elektrody směrem ke kladné. K dělení fragmentů DNA se užívá nejčastěji agarózový gel uložený horizontálně. Fragmenty o stejné délce postupují stejně rychle a vytvoří proužek. DNA je na gelu vizualizována pomocí specifického barvení ethidium bromidem (EtBr). Tato látka patří mezi interkalační barviva. Váže se dovnitř dvoušroubovice a po ozáření ultrafialovým světlem (UV) oranžově fluoreskuje. Vzhledem k tomu, že ethidium bromid je karcinogen, gely jsou po vyfotografování skladovány ve zvláštní odpadní nádobě.

Elektroforéza v agarózovém gelu Příprava gelu: 1. Agaróza se smíchá s vodou a pufrem v příslušném poměru v širokohrdlé

Erlenmayerově baňce a rozvaří se v mikrovlnné troubě (2+1 min na max. výkon, nesmí zpěnit); agaróza musí být dokonale rozpuštěná, během rozváření je nutné s Erlenmayerovou baňkou několikrát zamíchat.

2. Roztok agarózy je třeba zchladit na cca 55°C, přidá se odpovídající množství ethidium bromidu, důkladně promíchá a nalije se do připravené vaničky; nalévací vanička musí být dokonale vyrovnaná do vodorovné polohy. Agarózu je nutné nalévat opatrně a plynule, bez tvorby bublin, případné bubliny je zapotřebí eliminovat.

3. Po nalití agarózy se do vaničky umístí hřebínek a gel se nechá 30–60 min ztuhnout.

4. Ztuhlý gel je umístěn do elektroforetické vany a pod hladinu pufru jsou do jamek vkládány vzorky.

Nanášecí pufr – LB:

0,25 % bromfenolové modři, 40 % (w/v) glycerolu nebo sacharozy ve vodě 0,025 g bromfenolové modři, 4 g sacharózy – rozmíchat do 10 ml vody, pufr

se rozpipetuje do mikrocentrifugačních zkumavek a uchovává v lednici Roztok ethidium bromidu – EtBr:

10 mg ethidium bromidu se rozpustí v 1 ml destilované vody (pracovat s rouškou v digestoři)

Marker – DNA ladder: 100 bp DNA ladder (NEB) – 1 µl markeru, 10 µl vody, 2 µl LB se promíchá

a nanese na gel Vizualizace DNA:

gel je položen na UV transiluminátor a pod UV světlem je zaznamenáno/vyfotografováno spektrum markerů


26

Příprava gelu a pufrů: Gely o jiné hustotě se připravují podle schematu uvedeného v tabulce 5, podle požadované koncentrace je zapotřebí přepočítat navážku agarózy! Tab. 5: Složení 1,5 % agarózového gelu v TBE pufru.

Elektroforéza 1,5 % agarózový gel [pufr 5x TBE]

objem gelu [ml]

množ. agarózy [g]

množ. vody [ml]

množ. pufru TBE [ml]

množ. Et. Br. [µl]

50 0,75 40 10 5

100 1,5 80 20 8

150 2,25 120 30 8-10

200 3 160 40 12-13

Tab. 6: Složení zásobních roztoků TBE pufrů 5x TBE

Tris (Trizma) 54 0,5 M EDTA 20 ml kys. boritá 27,5 dH2O voda do 1 L Chemikálie:

agaróza (v kvalitě pro elektroforézu DNA) zásobní roztok TBE pufru roztok ethidium bromidu LB pufr DNA marker PCR reakce

Přístroje:

mikrovlnná trouba, sada automatických pipet, jednotka horizontální elektroforézy se zdrojem


27

Elektroforéza v polyakrylamidovém gelu Příprava gelu: 1. Důkladně umyjeme elektroforetická skla (ve vodě a poté je otřeme

ethanolem), sestavíme aparaturu do „nalévacího stojánku“. 2. Ze zásobních roztoků připravíme směs – AC/BIS + voda + gelový pufr +

siřičitan, promícháme a přidáme persíran a TEMED, důkladně promícháme, ale vyvarujeme se tvorby bublin v roztoku! a IHNED!!! nalijeme nebo 5 ml automatickou pipetou naneseme mezi sestavená skla; roztok může i velmi rychle „tuhnout“; vložíme hřebínek a necháme minimálně 1 hod. polymerovat.

3. Poté vyjmeme hřebínek, jamky propláchneme elektroforetickým pufrem, naneseme vzorky a sestavíme komplet elektroforézy.

4. Nalijeme elektroforetické pufry a probíhá elektroforéza. 5. Po ukončení elektroforézy opatrně oddělíme skla, vyjmeme gel a přeneseme

jej do barvicí směsi (200 ml elektroforetického pufru a 20 μl roztoku ethidium bromidu); barvení probíhá 10–30 min a poté jsou fragmenty vizualizované na UV transiluminátoru.

Nanášecí pufr – LB:

0,25 % bromfenolové modři, 40 % (w/v) glycerolu nebo sacharózy ve vodě 0,025 g bromfenolové modři, 4 g sacharózy – rozmíchat do 10 ml vody, pufr

se rozpipetuje do mikrocentrifugačních zkumavek a uchovává v lednici Roztok ethidium bromidu – EtBr:

10 mg ethidium bromidu se rozpustí v 1 ml destilované vody (pracovat s rouškou v digestoři)

Marker – DNA ladder: 100 bp DNA ladder (NEB) – 1 µl markeru, 10 µl vody, 2 µl LB se promíchá

a nanese na gel Podmínky separace:

50 V po dobu 30 min a poté 220 V po dobu 2,5 – 3 hod. Vizualizace DNA:

po obarvení je gel položen na UV transiluminátor a pod UV světlem je zaznamenáno/vyfotografováno spektrum markerů

Příprava gelu a pufrů: Akrylamid je neurotoxický a kancerogenní, při práci s roztoky a gely je třeba dbát zvýšené opatrnosti a používat ochranné pomůcky! Zvláštní opatrnosti je třeba zejména při přípravě zásobních roztoků (práce s rouškou v digestoři).


28

Tab. 7: Složení nedenaturačního gelu pro elektroforézu DNA.

nedenaturační gel SEPARAČNÍ GEL (7.5 %) SEPARAČNÍ GEL (10 %)

redestilovaná voda AC/BIS pufr TBE siřičitan sodný persíran amonný TEMED

ml ml ml µl µl µl

33 15 12 160 300 30

28 20 12 160 300 30

AC/BIS: Na2SO3 : (NH4)2S2O8: SDS:

30 g acrylamid + 0,8 g BIS / 100 ml vody nasycený vodný roztok 15 % roztok 10 % roztok

AC/BIS uchovávat ve tmě a chladnu, roztok stálý cca 3 týdny gelové pufry uchovávat ve tmě a chladnu, stálé persíran lze uchovávat ve tmě a chladnu 1 týden elektrodový pufr 1xTBE připravovat před použitím Chemikálie:

akrylamid a bis-akrylamid (v kvalitě pro elektroforézu DNA) roztoky pufrů nasycený vodný roztok siřičitanu sodného persíran amonný TEMED roztok ethidium bromidu LB pufr DNA marker PCR reakce

Přístroje:

jednotka vertikální elektroforézy se zdrojem, sada pro nalévání gelů, sada automatických pipet

Alternativním postupem pro DNA PAGE je využití čipové elektroforézy Experion (Bio-Rad) s čipy pro elektroforézu DNA. Postup je velmi rychlý, dostatečně citlivý a precizní, nevýhodou je nutnost pořízení nákladné investice.


29

Elektroforéza v SYNERGELu Synergel je přípravek, který po smíchání s agarózou vytváří gel a výrazně zvyšuje separační možnosti agarózového gelu. Separované fragmenty DNA vytváří ostré pruhy, dobře rozdělené. Je používán zejména pro separaci a detekci malých fragmentů. Oproti PAGE gelu je zachována jednoduchost přípravy a provedení gelu a jeho netoxičnost. Výpočet množství synergelu, které přidáváme k agaróze – koncentraci synergelu vypočítáme na základě následující ho vzorce: concSynergel = (A-0,7) / 2 kde A je koncentrace agarózového gelu bez přídavku synergelu, který chceme převést na synergel/agarózový gel 0,7 – je hodnota koncentrace základního agarózového gelu např. v případě, kdy standardní 3 % agarózový gel nahrazujeme gelem s přídavkem synergelu, je složení gelu následující: A = 3 % množství synergelu ve směsi: (3-0,7) / 2 = 1,15 % 1,15 % synergelu přidáme k 0,7 % agarózy, tj. pro přípravu 250 ml roztoku použijeme 2,875 g synergelu a 1,75 g agarózy Postup přípravy Synergel/agarózového gelu:

Navážíme daná množství agarózy a synergelu. Přidáme takové množství 96 % ethanolu, aby došlo k rozmíchání (nesmí se

tvořit hrudky). Přidáme 250 ml 0,5x TBE pufru. Rozvaříme v mikrovlnné troubě. Přidáme 5 µl roztoku ethidium bromidu. Důkladně promícháme. Nalijeme do vany / formy na gel. Necháme ztuhnout – cca 1–1,5 hod.

Chemikálie:

agaróza (v kvalitě pro elektroforézu DNA) Synergel (Roth) ethanol (čistý, 96 % ethanol nedenaturovaný) zásobní roztok TBE pufru roztok ethidium bromidu LB pufr DNA marker PCR reakce


30

Přístroje:

mikrovlnná trouba, sada automatických pipet, jednotka horizontální elektroforézy se zdrojem

Detekce DNA pomocí SYBR GREEN: V případě použití barviva SYBR GREEN (nižší toxicita, lepší vizualizace DNA na gelu, nižší pozadí) se při přípravě gelu nepoužívá ethidium bromid. Po ukončení PCR je ke vzorkům DNA přidán nanášecí pufr (LB) se SYBR GREEN. Vzorky jsou naneseny na gel a probíhá elektroforéza. Po ukončení elektroforézy probíhá vizualizace DNA fragmentů/PCR produktů na UV transiluminátoru. V případě dokumentace gelů pomocí kamery nebo fotoaparátu je nutné použití zeleného filtru namísto červeného filtru používaného u gelů barvených ethidium bromidem! LB se SYBR GREEN: 0,025 g Bromphenol Blue 0,025 g Xylene Cyanol FF 3 ml glycerol 20 µl SYBR GREEN (koncentrovaný roztok, FLUKA) doplnit dH2O do 10 ml Rozpipetovat do alikvot a skladovat v temnu při -20°C, krátkodobě lze skladovat i při +4°C.


31

II.5. Metodika analýzy molekulárních dat

Digitální obrazová analýza Vyhodnocování získaných elektroforeogramů: Pro vyhodnocování výsledků po elektroforéze - tj. spekter molekulárních markerů, je používána řada metod. Mezi jednodušší metody, vhodné při malém množství analyzovaných vzorků a malém počtu proužků, je ruční proměření gelů a stanovení relativní pohyblivosti jednotlivých pruhů nebo srovnání jejich velikosti (délky udané v pb) s velikostním markerem. Poměrně dokonalých výsledků lze dosáhnout po důkladnější (ale značně časově náročné) obrazové analýze gelů. Jsou dostupné komerčně dodávané záznamové jednotky (scannery, příp. zařízení na bázi CCD kamery, s obslužným a vyhodnocovacím softwarem - BioRad, Image Laboratory, Stratagene), ale výsledků obdobné kvality lze dosáhnout i s méně finančně náročným zařízením. Na našem pracovišti využíváme komplexní počítačové zpracování gelů - při využití barevného stolního scanneru s vysokou rozlišovací schopností (min 600 dpi) nebo digitálního fotoaparátu jako součásti GelDocumentation System. Po digitalizaci jsou gely zpracovány pomocí speciálního software - GelManager® for Windows (BioSystematica, U.K.), BioProfil 1D++ (Vilber Lourmat, Francie) nebo UltraQuant 6.0 (UltraLum, Inc., USA). Tyto programy pro digitální obrazovou analýzu a zpracování elektroforetických gelů umožní analýzu a objektivní porovnávání jednorozměrných elektroforetických spekter. Umožňují konstrukci rozsáhlých databází ”fingerprintů”, které pak mohou být porovnávány. Využití mají zejména v epidemiologických studiích, identifikaci genotypů, systematice, ekologii, populační genetice, klinické biochemii a biotechnologických aplikacích. Postup obrazové analýzy gelů: Následující kroky představují kostru postupu počítačového zpracování a vyhodnocování elektroforeogramů

záznam gelu ze scanneru nebo digitálního fotoaparátu/kamery úprava a optimalizace ”obrázku” - záznamu gelu výběr pozice vzorku a záznam křivky optické hustoty vzorku odstranění pozadí korekce absorbančních profilů na základě referenčních spekter kontrola a korekce pozice píků (proužků)


32

porovnání profilů (korelací profilů nebo porovnáním pozice proužků) výpočet matice podobnosti (koeficienty podobnosti) výpočet a grafické znázornění pomocí dendrogramu identifikace nového spektra porovnáním s databází

Statistické zpracování dat Pro účely komplexního hodnocení molekulárních markerů je vhodné využít statistického zpracování dat. Metoda digitální analýzy pak představuje prostředek pro primární zpracování elektroforeogramů a zaznamenání pozice pruhů na gelu. Na základě takto zjištěných a korelovaných pruhů na gelu je možné sestavit matice přítomnosti/nepřítomnosti pruhu v dané zóně a provést statistické hodnocení (výpočet frekvence alel, výpočet koeficientů genetické identity, výpočty genetických vzdáleností či podobností, clusterová /UPGMA – unweighted pair group method averages/ a ordinační /PCO – Principal Coordinates Analysis/ analýza a sestavení dendrogramů a ordinačních diagramů). Pro tyto účely je využíván program Statistica 6.0 (Statsoft), MVSP (Kovach Comp. Serv.) a DARwin (CIRAD) (z důvodu možnosti výpočtu genetické distance dle Nei-Li metriky koeficientů podobnosti).


33

III. Srovnání aktuálnosti postupů Předkládaná „Metodika izolace DNA a analýzy molekulárních markerů pro účely popisu genetických zdrojů řepky (Brassica napus L.) a hodnocení jejich diverzity“ je aktuální a nová, protože v současné době není v ČR k dispozici dostupná metodika zahrnující optimalizované pracovní postupy pro izolaci DNA a analýzu molekulárních markerů u řepky. Dosud dostupné informace jsou jen dílčí a rozptýlené ve vědeckých publikacích a monografiích, které se zabývají problematikou molekulárních markerů, komplexní vyhodnocení použitelnosti jednotlivých markerů pak dostupné není. Molekulární markery představují ve srovnání s morfologickými či biochemickými markery kvalitativně nový přístup, který má na jedné straně obrovský potenciál využití, avšak na straně druhé i své limity. Reálná interpretace molekulárních dat obvykle vyžaduje kvalifikovanou volbu vhodných a optimalizovaných postupů. Využití analýzy molekulárních markerů pro popis a charakterizaci genotypů je předmětem předkládané metodiky.


34

IV. Popis uplatnění metodiky „Metodika izolace DNA a analýzy molekulárních markerů pro účely popisu genetických zdrojů řepky (Brassica napus L.) a hodnocení jejich diverzity“ v první části zahrnuje optimalizované postupy pro izolaci DNA. Uvádí nejen jejich přehled, ale poukazuje i na přednosti jednotlivých postupů a hodnotí je z pohledu rychlosti, pracnosti provedení, kvantity a kvality získané DNA. V další části jsou pak představeny základní techniky a metody určené pro analýzu molekulárních markerů. Metodika představuje soubor optimalizovaných metod a postupů, na jejichž základě lze provádět rutinní analýzy DNA markerů u řepky. Výstupem analýzy je pak spektrum markerů (amplifikovaných fragmentů DNA), které jsou použitelné pro charakterizaci analyzovaných genotypů. Molekulární markery nejsou dosud standardně pro tyto účely používány, mohou být ale vhodným doplňkem morfologického popisu (fenotypového hodnocení). Stanovení genetické diverzity molekulárními metodami umožňuje šlechtitelům výběr vhodných rodičovských komponent pro získání hybridních kombinací vykazujících heterozní efekt. Uživatelé metodiky jsou pracoviště výzkumná a šlechtitelská, která mohou s výhodou využít předností analýzy molekulárních markerů – rychlost analýzy, vysoká míra polymorfismu a nízké ovlivnění faktory vnitřního a vnějšího prostředí. Metodika bude uplatněna prostřednictvím šlechtitelské firmy OSEVA PRO s.r.o. S tímto subjektem byla uzavřena smlouva o uplatnění metodiky.


35

V. Seznam použité související literatury Ainsworth C.C., Sharp P.J. (1989). The poential role of DNA probes in plant

variety protection. Plant Varieties and Seeds 2: 27-3. Alphey L. (1997). DNA Sequencing (Introduction to Biotechniques). Bios Scientific

Publishers, Oxford, UK. Arús P., Shields C.R., Orton T.J. (1985). Application of isozyme electrophoresis for

purity testing a cultivar identification of F1 hybrids of Brassica oleracea. Euphytica 34: 651-657.

Arús P., Chevre A.M., Delourme R., Eber F., Kerlan M.C., Margale E., Quiros C.F. (1991). Isoenzyme nomenclature for eight enzyme systems in three Brassica species. In „Proceedings of the Eighth International Rapeseed Congress.“ Saskatoon, July 9-10, 1991.

Ash M. (2012). Oil Crops Yearbook 2012. ERS-USDA, USDA Economics, Statistics and Market Information System, Albert R. Mann Library, Cornell University, USA.

Ashkenazi V., Chani E., Lavi U., Levy D., Hiller J., Veilleux E. (2001). Development of microsatellite markers in potato and their use in phylogenetic and fingerprinting analyses. Genome 44: 50-62.

Ballvora A., Hesselbach J., Niewohner J., Leister D., Salamini F., Gebhardt C. (1995). Marker enrichment and high–resolution map of the segment of potato chromosome VII harboring the nematode resistance gene Gro1. Mol. Gen. Genet. 249: 82-90.

Baranyk P., Fábry A. (2007) Řepka: pěstování, využití, ekonomika, 1. Vydání, Praha, Profi press, 208 s.

Čurn V., Sáková L. (1997). Využití biochemických markerů ve šlechtění řepky a dalších brukvovitých plodin. Genetika a šlechtění 33: 281-305.

Čurn V. Žaludová (2007). Fingerprinting of Oilseed Rape Cultivars. In: Gupta S. (ed.): Rapeseed Breeding. (Advances in Botanical Research, Volume 45). Elsevier Publ., pp. 155-179.

Čurn V. et al. (2005). Molekulární markery – protokoly a návody pro cvičení. Biotechnologické centrum ZF JU, Č. Budějovice.

Das S., Rajagopal J., Bhatia S., Srivastava P.S., Lakshmikumaran M. (1999). Assesment of genetic variation within Brassica campestris cultivars using amplified fragment length polymorphism and random amplification of polymorphic DNA markers. Journal of Biosciences 24: 433-440.

Demeke T., Adams R.P., Chibbar R. (1992). Potential taxonomic use of random amplified polymorphic DNA (RAPD): a case study in Brassica. Theor. Appl. Genet. 84: 990-994.

Dos Santos J., Skroch P., Tivang J., Slocum M.K. (1994). Comparison of RAPD and RFLP genetics markers in determining genetic similarity among Brassica oleracea L. genotype. Theor. Appl. Genet. 87: 909-915.

Edwards K., Jihnstone C., Thompson C. (1991). A simple and rapid method for the preparation of plant genomic DNA for PCR analysis. Nucleic Acids Res. 19: 1349.

Fábry A. et al. (1992) Olejniny, Ministerstvo zemědělství České republiky, 419 s.


36

Figdore S.S., Kennard W.C., Song K.M., Slocum M.K., Osborn T.C. (1988). Assesment of degreeof restriction fragment length polymorphism in Brassica. Theor. Appl. Genet. 75: 833-840.

Fischer P.J., Gardner R.C., Richardson T.E. (1996). Single locus microsatellite isolation using 5´anchored PCR. Nucleic Acids Res. 24: 4369-4371.

Gupta S.K., Röbbelen G. (1986). Identification of rapeseed (Brassica napus) cultivars by electrophoresis. Plant Breeding 96: 363-370.

Hájková P., Hrubý J., Pernová E., Čurn V., Žaludová J. (2005). Monitoring pěstebních ploch, přenos a detekce transgenů geneticky modifikované řepky olejky (Brassica napus L. var. napus). Sborník vědeckých prací VÚP Troubsko 15: 93-100.

Halldén C., Nilsson N.-O., Rading T.M., Säll T. (1994). Evaluation of RFLP and RAPD markers in a comparison of Brassica napus breeding lines. Theor. Appl. Genet. 88: 123-128.

Hantula J., Dusabenygasani M., Hamelin R.C. (1996). Random amplified microsatellites (RAMS) – a novel method for characterizing genetic variation within fungi. Eur. J. Path. 26: 159-166.

Heffner E.L., Sorrels M.R., Jannink J-L. (2009). Genomic selection for crop improvement. Crop Science 49: 1-12.

Chakrabarti S.K., Pattanayak D., Sarmat D., Chimote V.P., Naik P.S. (2006). Stability of RAPD fingerprints in potato: effect of source tissue and primers. Biol. Plantarum 50: 531-536.

Charters Y.M., Robertson A., Wilkinson M.J., Ramsay G. (1996). PCR analysis of oilseed rape cultivers (Brassica napus L. ssp. Olifera) using 5´anchored simple sequence repeat (SSR) primers. Theor. Appl. Genet. 92: 442-447.

Jain A., Bhatia S., Banga S.S., Prakash S., Lakshmikumaran M. (1994). Potential use of random amplified polymorphic DNA (RAPD) technique to study the genetic diversity in Indian mustard (Brassica juncea) and its relationship to heterosis. Theor. Appl. Genet. 8: 116-122.

Kantety R.V., Zeng X.P., Bennetzen J.L., Zehr B.E. (1995). Assessment of genetic diversity in dent and popcorn (Zea mays L.) inbred lines using inter-simple sequence repeat (ISSR) amplification. Mol. Breed. 1: 365-337.

Kolektiv (2009). Situační a výhledová zpráva. Olejniny. MZe, Praha. Kresovich S., Williams J.G.K., McFerson J.R., Routman E.J., Schaal B.A. (1992).

Characterization of genetic identities and relationship of Brassica oleracea L. via a random amplified polymorphic DNA assay. Theor. Appl. Genet. 85: 190-196.

Kresovich S., Szewc-McFadden A.K., Bliek S.M., McFerson J.R. (1995). Abundance and characterization of simple-sequence repeats (SSRs) isolates from a size-fractionated genomic library of Brassica napus L. (rapeseed). Theor. Appl. Genet. 91: 206-211.

Lee D., Reces J.C., Cooke R.J. (1996). DNA profilig and plant variety registration 2. Restriction fragment length polymorphisms in varieties of oilseed rape. Plant Varieties and Seeds 9: 181-190.

Lerceteau E., Robert T., Pétiard V., Grouzillat D. (1997). Evoluation of the extent of genetic variability among Theobroma cacao accessions using RAPD and RFLP markers. Theor. Appl. Genet. 95: 10-19.


37

Lombard V., Baril C.P., Dubreuil P., Blouet F., Zhang D. (2000). Geneticsrelationship and fingerprinting of rapeseed cultivars by AFLP: Consequences for varietal registration. Crop Science 40: 1417-1425.

Mailer R.J., Scarth R., Fristensky B. (1994). Discimination among cultivars of rapeseed (Brassica napus L.) using DNA polymorphisms amplified from arbitrary primers. Theor. Appl. Genet. 87: 697-704.

Marshall P.J., Marchand M.C., Lisieczko Z., Landry B.S. (1994). A simple method to estimate the percentage of hybridity in canola (Brassica napus) F1 hybrids. Theor. Appl. Genet. 89: 853-858.

Meksem K., Leister D., Peleman J., Zabeau M., Salamini F., Gebhardt C. (1995). A high resolution map of the vicinity of the R1 locus on chromosome V of potato based on RFLP and AFLP markers. Mol. Gen. Genet. 249: 74-81.

Morgante M., Olivieri A.M. (1993). PCR-amplified microsatellites as markers in plant genetics. Plant J. 3: 175-182.

Mundges H., Kőhler W., Friedt W. (1990). Identification of rapeseed cultivars (Brassica napus) by starch gel electrophoresis of enzymes. Euphytica 45: 179-187.

Nielsen G. (1985). The use of isozymes as probes to identity and label plant varieties and cultivars. Isozymes: Current Topics in Biological and Medici Research 12: 1-32.

Nováková A., Šimáčková K., Kubátová B., Čurn V (2008). Stability of different molecular marker systems and their suitability for cultivar identification in potato. Potato Res. (submitted).

Oborník M., Klíč M., Žižka L. (2000). Genetic variability and phylogeny inferred from random amplified polymorphic DNA data reflect life strategy of entomopathogenic fungi. Canadian Journal of Botany-revue Canadienne de Botanique 78: 1150-1155.

Paterson A.H., Tanksley S.D., Sorrells M.E. (1991). DNA markers in plant improvement. Adv. Argon. 46: 39-90.

Powell W., Morgante M., Andre C. H., Hanafey M., Vogel J., Tingey S., Rafalski A. (1996). The comparison of RFLP, RAPD, AFLP and SSR (microsatellite) markers for germplasm analysis. Molecular Breeding 2: 225-238.

Prevost A., Wilkinson M.J. (1999). A new system of comparing PCR primers applied to ISSR fingerprinting of potato kultivar. Theor. Appl. Genet. 98: 107-112.

Reiter R.S., Williams J.G.K., Feldmann K.A., Rafalski J.A., Tingey S.D., Scolnik P.A. (1992). Global and local genome mapping in Arabidopsis thaliana by using recombinant inbred lined and random amplified polymorphic DNAs. Proc Natl Acad Sci USA 89: 1477-1481.

Sakai T. Fujimoto H. Imai R. Imamura J. (2005). DNA markers in Brassica: use of genetic information from arabidopsis and development of sequence tagged site markers, In: Nagata T., Lörz H., Widholm J.M. (Eds.). Biotechnology in agriculture and forestry, Molecular marker systems in plant breeding and crop improvement 55: 353‐370.

Scott M., Haymes M., Williams S.M. (1992). Parentage analysis using RAPD PCR. Nucleic Acids Res. 20: 5493.

Snowdon R.J., Friedt W. (2004). Molecular markers in Brassica oilseed breeding current status and future possibilities. Plant Breeding 123: 1-8.


38

Sobotka R., Dolanská L., Čurn V., Ovesná J. (2004). Fluorescence-based AFLPs occur as the most suitable marker system for oilseed rape cultivar identification. J. Appl. Genet. 45: 161-173.

Soltis D.E., Soltis P.S., Doyle J.J. (1998). „Molecular Systematics of Plants II DNA Sequencing.“ Kluwer Academic Publishers, Novell, MA.

Szewc-McFadden A.K., Kresovich S., Bliek S.M., Mitchell S.E., McFerson J.R. (1996). Identification of polymorphic, conserved simple sequence repeat (SSRs) in cultivated Brassica species. Theor. Appl. Genet. 93: 534-538.

Uzunova M., Ecke W., Weissleder K., Röbbelen G. (1995). Mapping the genome of rapeseed (Brassica napus L.). I. Construction of an RFLP linkage map and localization of QTLs for seed glucosinolate content. Theor. Appl. Genet. 90: 194-204.

Uzunova M.I., Ecke W. (1999). Abundance, polymorphism and genetic mapping of microsatellites in oilseed rape (B. napus L.). Plant Breeding 118: 323-326.

Van Eck H.J., Van der Voort J.K., Draaistra J., van Zandrvoort P., van Enckevort E., Segers B., Peleman J., Jacobsen E., Helder J., Bakker J. (1995). The inheritance and chromosomal localisation of AFLP markers in a non-inbred potato offspring. Mol. Breed. 1: 397-410.

Vašák J., Fábry A., Zukalová H., Morbacher J., Baranyk P. et al. (1997). Systém výroby řepky, Česká a slovenská pěstitelská technologie ozimé řepky pro rok 1997- 1999, SPZO Praha.

Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., van de Lee T., Homes M., Freijters A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., Zebeau M. (1995). AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. Nucleic Acids Res. 23: 4407-4414.

Westman A.L., Kresovich S. (1998). The potential for cross-taxa simple-sequence repeats (SSR) amplification between Arabidopsis thaliana L. and crop Brassicas. Theor. Appl. Genet. 96: 272-281.

Williams J.G.K., Hanafey M.K., Rafalski J.A., Tingey S.V. (1992). Genetics analysis using RAPD markers. Method Enzymol. 260: 335-348.

Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A., Tingey S.V. (1990). DNA polymorphism amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. Nucleic Acids Res. 18: 6531-6535.

Zietkiewics E., Rafalski A., Labuda D. (1994). Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase Chain reaction amplification. Genomics 20: 176-183.


39

VI. Seznam publikací, které předcházely metodice Čurn V., Žaludová (2007): Fingerprinting of Oilseed Rape Cultivars. In: Gupta S. (ed.): Rapeseed Breeding. (Advances in Botanical Research, Volume 45). Elsevier Publ., pp. 155-179. Čurn V., Nováková A., Šimáčková K., Ondřichová B., Bárta J. (2008): Molecular markers as a tool for plant breeding and variety identification. Prohnes J., Badenes M.L.(eds): Modern variety breeding for present and future needs. 18th Eucarpia General Congress, Valencia, 2008, p. 699-703. Kukolikova B., Curn V., Koprna R., Novakova A., Simackova K. (2008): The comparison of polymorphism and expressin of SLG gene in the varieties and SI/SC lines of oilseed rape. XX Int. Congress Genetics, Berlin, July 12-17, 2008, p. 76. Žaludová J., Kukolíková B., Čurn V. (2007): Marker-assisted selection of self-incompatible oilseed rape plants. Proc. 12th Int. Rapeseed Congress, Wuhan, China, Sciense Press USA, pp.333-335. Kukolikova B., Zaludova J., Curn V., Koprna R. (2007): Efficiency of marker assisted selection of self-incompatible oilseed rape varieties. - 6th Plant Genomics European Meetings, Tenerife, 3-6 October 2007, p. 801. Žaludová J., Nix T., Čurn V. (2005): The utilization of SCR gene for detection of self-incompatible plants of Brassica napus. - Proc. 27th Sci. Conf. Oilseed Crops, Poznan, 12-13.04.2005, p. 63-64. Žaludová J., Kukolíková B., Čurn V. (2006): Distribution of S-alleles in Brassica napus. - Proc. 28th Sci. Conf. Oilseed Crops, Poznan, 12-13.06.2006, p. 35-36. Hájková P., Hrubý J., Pernová E., Čurn V., Žaludová J. (2005): Monitorig pěstebních ploch, přenos a detekce transgenů geneticky modifikované řepky olejky (Rassica napus L. var. napus), Sborník vědeckých prací VÚP Troubsko 15: 93-100. Sobotka R,. Dolanská L., Čurn V., Ovesná J. (2004): Fluorescence-based AFLPs occur as the most suitable marker system for oilseed rape cultivar identification. - Journal of Applied Genetics 45(2): 161-173. Dolanská L., Čurn V. (2004): Analysis of SLG gene – the molecular marker in hybrid breeding of oil seed rape. – Journal of Central European Agriculture 5: 23-28. Čurn V., Vyvadilová M., Dolanská L., Kučera V., Sobotka R. (2003): Utilisation of molecular markers for screening of self-incompatible Brassica napus genotypes.


40

– Proc. 11th Int. Rapeseed Congress, Copenhagen, Denmark, 6. - 10. July 2003, pp. 97-99. Čurn V., Ovesná J., Sáková L., Sobotka R. (2002): Identification of oilseed rape cultivars using AFLP markers. [Identifikace odrůd řepky olejné použitím AFLP markerů] – Journal of Central European Agriculture 3: 285-292. Sobotka R., Sáková L., Čurn V. (2000): Molecular mechanisms of self-incompatibility in Brassica. – Curr.Issues Mol.Biol., Caister Acad. Press, 2: 103-112. Sáková, L., Sobotka, R., Čurn, V. (2002): Molekulární základ sporofytické autoinkompatibility. [Molecular principles of sporophytic self-incompatibility.]. – Biologické listy 67: 41-57. Sáková L., Čurn V., Sobotka R. (2000): Comparison of different DNA isolation methods for RAPD, AFLP and PCR-RFLP analyses. - Coll. Sci. Papers, Fac. Agric. České Budějovice, Ser. Crop Sci., 17: 83-91. Sáková L., Čurn V. (1998): Identifikace a klasifikace vybraných odrůd brukvovitých plodin a dihaploidních linií řepky pomocí RAPD markerů. – Czech J. Genet. Plant Breed. 34: 61-67. Sobotka R., Čurn V., Sáková L. (1998): Metodické aspekty analýzy polymorfismu S–lokusu u řepky. Methodological approach to the analysis of S-locus in oil seed rape. - Sborník Jihočeské univerzity, Zem. Fak. v Č.Budějovicích, Ř. Fytotechnická 15: 41-49. Čurn V. (2005): Molekulární markery - protokoly a návody pro cvičení. Biotechnologické centrum ZF JU, Č. Budějovice. Kubátová B., Čurn V. (2005): Soubor metodik a laboratorních protokolů. BC ZF JU a Laboratoř molekulární biologie rostlin KB BF JU, Č. Budějovice.


41

VII. Příklady výstupů analýzy molekulárních markerů RAPD markery – příklady výstupů RAPD analýzy: Spektrum RAPD markerů – odrůdy řepek, řepice a hořčic, primer OPB-06

Spektrum RAPD markerů – dihaploidní linie řepek, primer OPB-06 (šipky označují polymorfní pruhy, které charakterizují skupiny sublinií)

Pro

meg

a P

CR

mar

ker

B. n

igra

Rum

unsk

á

B

. jun

cea

Rum

unsk

á B

. rap

a R

ex

B. n

apus

Cer

es

B. n

apus

Sol

ida

B. n

apus

Fal

con

B. n

apus

Lir

ajet

B

. nap

us S

onat

a

B

. nap

us A

rabe

la

B. h

irta

Zla

ta

Lam

bda

D

NA

/Eco

RI+

Hin

dIII

P

rom

ega

PC

R m

arke

r

O

P 6

00/1

9 S

P

O

P 6

00/2

8 S

P

OP

600

/41

SP

O

P 5

84/1

b S

P

OP

584

/5 S

P

O

P 5

84/6

SP

WR

G 1

2/2

SP

W

RG

12/

3 S

P

WR

G 1

2/5

SP

D

H 5

/96

SP

Lam

bda

DN

A/E

coR

I+H

indI

II


42


43

Analýza RAPD markerů – statistické vyhodnocení RAPD markerů u souboru odrůd řepky, řepice a hořčic, shluková analýza, UPGMA metoda.

Tree Diagram for 10 Variables

Ward`s method

Euclidean distances

Linkage Distance

SONATA

LIRAJET

ARABEL

SOLIDA

FALCON

CERES

ZLATA

REX

SAREPT

CERNA

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18

Analýza SSR markerů – příklad analýzy DH linií, primer Bn9A.

1

00 b

p/ D

NA

Lad

der

OP

600

/19

SP

O

P 6

00/2

8 S

P

OP

600

/41

SP

O

P 5

84/1

b S

P

OP

584

/5 S

P

OP

584

/6 S

P

WR

G 1

2/2

SP

W

RG

12/

3 S

P

WR

G 1

2/5

SP


44

Porovnání RAPD a AFLP analýzy, pět DH sublinií odvozených z odrůdy Slapská Stela (SL1 – SL5), odrůdy Solida, Falcon, Lirajet, Sonata a Arabela.

Dendrogramy a PCO ploty na základě RAPD (a, c) a AFLP (b, d) analýzy

Mar

ker

SL

1 S

L2

SL

3 S

L4

SL

5

Soli

da

Falc

on

Lir

ajet

Sona

ta

Ara

bell

a


45

Analýza SSR markerů – příklad výstupu analýzy z fragmentační analýzy.


46

Na následujících obrázcích jsou uvedeny výsledky analýzy mikrosatelitů po zpracování v programu MVSP (PCO analýza) - soubor 94 rostlin, hodnocení molekulárních znaků (SSR, 19 lokusů). Kódy vzorků a barevné rozlišení odpovídá tabulce genových zdrojů.

PCO case scores (Gower General Similarity Coefficient)

O1

O2

O3

O4

O5

O6

O10

O7

K

CMSO

AIK

SL

O8

O9

CMSS

Axi

s 2

Axis 1

BN_0001

BN_0002

BN_0003

BN_0004

BN_0005

BN_0006

BN_0007

BN_0009

BN_0010

BN_0073

BN_0008

BN_0162

BN_0163

BN_0182

BN_0024

BN_0025

BN_0027

BN_0032

BN_0033

BN_0034

BN_0035

BN_0036BN_0039

BN_0051

BN_0057

BN_0059

BN_0061BN_0069

BN_0029

BN_0031

BN_0038

BN_0040

BN_0046

BN_0048

BN_0049

BN_0050

BN_0053

BN_0054

BN_0056

BN_0058

BN_0060

BN_0062

BN_0064

BN_0066

BN_0067

BN_0068

BN_0070

BN_0071

BN_0160BN_0161

BN_0030

BN_0037

BN_0075

BN_0076

BN_0077

BN_0045

BN_0063 BN_0052

BN_0055

BN_0065

BN_0072

BN_0086

BN_0087

BN_0089

BN_0090

BN_0148

BN_0159BN_0095

BN_0098

BN_0102

BN_0212

BN_0214

BN_0215

BN_0104

BN_0172

BN_0173

BN_0174

BN_0147

BN_0149

BN_0150

BN_0151

BN_0152

BN_0153

BN_0154

BN_0196

BN_0198

BN_0155

BN_0156

BN_0157

BN_0158

BN_0164

BN_0165

BN_0167

BN_0169

-0.08

-0.16

-0.24

-0.32

0.08

0.16

0.24

0.32

0.40

-0.08-0.16-0.24-0.32 0.08 0.16 0.24 0.32 0.40

Skupina na obr. NÁZEV KATEGORIE

O (O1) Slapska kultivar

Trebicska kultivar

Mira kultivar

Solida kultivar

Sonata kultivar

Silesia kultivar

O (O2) Aglona kultivar

Slapska Stela kultivar

Omikron kultivar

Odila kultivar

O (O3) Navajo kultivar

Idol kultivar

Contact kultivar

Omaha kultivar

O (O4) Californium kultivar

Manitoba kultivar

Labrador kultivar

NK Fair kultivar

NK Nemax kultivar

Atlantic kultivar

NK Passion kultivar

Cadeli kultivar

Ladoga kultivar

NK Diamond kultivar

Komando kultivar

ES Alegria (EGC 631)

kultivar

Totem (HSN 757) kultivar

Adriana kultivar

O (O5) Digger kultivar

Mirage kultivar

Remy kultivar

Asgard kultivar

Winner kultivar

Robust kultivar

Siska kultivar

Goya kultivar

NK Morse kultivar

Chagall kultivar

Da Vinci kultivar

Arot (NPZ 0711) kultivar

Sherlock (1976‐202)

kultivar

Wisent (SLM 0713)

kultivar

Bellevue kultivar

Loreley kultivar

Compakt kultivar

Iwan kultivar

Vittek kultivar

King 10 kultivar

Expres kultivar

Falcon kultivar

O (O6) Oponent kultivar

Oksana kultivar

Opus kultivar

Aplaus kultivar

Benefit kultivar

O (O7) Mickey kultivar

DK Cabernet kultivar

Catana kultivar

DK Casper kultivar

O (O8) Dangal kultivar

Dar Laniv kultivar

Sveta kultivar

O (O9) Zhongshuang 9 kultivar

O (O10) Astrid kultivar

ES Venus kultivar

SL OP 4947/07 šl. materiál

C 567 šl. materiál



SL 737 šl. materiál

DH 4729/09 šl. materiál

DH 4736/09 šl. materiál

SG‐C 768 šl. materiál

SG‐C 2269 šl. materiál

K 3338/i kvalita

4924/4 kvalita

3196/1n kvalita

3258/1n kvalita

ČŽL 24 kvalita

ČŽL 20 kvalita

CMSS S2 ‐CMS

CMS Shaan 2A

S3 ‐CMS

CMS Shaan 2A

OP 1

CMS Shaan 2A

S7/1/2

CMS Shaan 2A

AIK AIK 20/9 AIK

AIK 21/55 AIK

AIK 22/17 AIK

128/1 AIK

CMSO 4069/2

CMS Ogu INRA

4108/3

CMS Ogu INRA

A115

CMS Ogu INRA

Rf 3372

CMS Ogu INRA

Rf 3358

CMS Ogu INRA

Rf 3388

CMS Ogu INRA


47

Analýza mikrosatelitů ukazuje na výrazné posuny ve spektru mikrosatelitů u starých, krajových odrůd a moderních šlechtitelských materiálů. Poukazuje ale i na shlukování genových zdrojů podle geografického původu. Obdobný trend je zaznamenán i po analýze AFLP markerů. AFLP markery oproti mikrosatelitům mají vetší pokrytí genomu a lépe mohou vypovídat o změnách, ke kterým v průběhu šlechtění dochází. Výsledky analýz jsou prezentované na následujícím obrázku, kde je patrný původní rozsah genetické diverzity krajových a starých odrůd (žlutý ovál). Moderní české odrůdy (modré ovály) se vyskytují na okrajích této zóny genetické diverzity. Moderní německé odrůdy jsou znázorněny červenou barvou a červený ovál zahrnuje současné odrůdy – v tomto případě je patrný výrazný posun v genetické konstituci moderních resp. současných odrůd.

Název: Čurn V. a kol. (2012): Metodika izolace DNA a analýzy

molekulárních markerů pro účely popisu genetických zdrojů řepky (Brassica napus L.) a hodnocení jejich diverzity.

Autorský kolektiv: prof. Ing. Vladislav Čurn, Ph.D.

Ing. Lenka Havlíčková, Ph.D. Ing. Eva Vondrášková Ing. Vratislav Kučera, CSc. Ing. Miroslava Vyvadilová, CSc. Ing. Miroslav Klíma, Ph.D.

Vydal: Jihočeská univerzita v Českých Budějovicích Zemědělská fakulta Studentská 13 370 05 České Budějovice Vydáno bez jazykové úpravy Metodika byla schválena Ministerstvem zemědělství ČR, dopisem ze dne 20.8.2012 (č.j. 127750/2012 MZE-17220), jako uplatněná metodika s doporučením pro její využití v zemědělské praxi. Kontakt na autory: [email protected] ISBN: 978-80-7394-251-9

metodika izolace dna a analýzy molekulárních markerů pro účely...

Documents