laporan tektum

BORANG No. Dokumen FO-UGM-BI-07-13Berlaku sejak 03 Maret 2008

LAPORAN PRAKTIKUM Revisi 00

LABORATORIUM MIKROTEKNIK DAN EMBRIOLOGI TUMBUHAN Halaman

dari

LAPORAN PRAKTIKUM

MIKROTEKNIK TUMBUHAN

disusun oleh:

Widya Rizky A. (8966)

Naely Saadah (8992)

Siti Roswiyah (8982)

Asma Khoirunnisa (8985)

LABORATORIUM MIKROTEKNIK DAN EMBRIOLOGI TUMBUHAN

FAKULTAS BIOLOGI

UNIVERSITAS GADJAH MADA

YOGYAKARTA

2014




dari

Kata Pengantar

Puji syukur kita panjatkan kepada Tuhan Yang Maha Esa sehingga penyusun dapat

menyelesaikan Laporan Praktikum Mikroteknik Tumbuhan. Laporan ini merupakan tugas akhir

Praktikum Mikroteknik Tumbuhan. Adapun selama proses penyusunan laporan ini tidak ada kendala

yang berarti.

Selama proses penyusunan laporan ini, penyusun mendapatkan dukungan yang begitu besar

baik moril maupun materil dari berbagai pihak. Tidak ada yang dapat penyusun lakukan kecuali

ucapan terimakasih kepada :

1. Tuhan Yang Maha Esa, yang telah memberikan kesempatan dan kemudahan kepada

penyusun sehingga akhirnya dapat menyelesaikan laporan ini.

2. Kedua orangtua kami, yang telah memberikan dukungan yang tak terkira, kasih sayang,

dan doa yang tak pernah terputus untuk penyusun.

3. Drs. Sutikno, S.U. selaku dosen pengampu dan pembimbing praktikum Mikroteknik

Tumbuhan yang telah membimbing serta memberi masukan bagi terselesaikannya

laporan ini .

4. Ibu Prapti selaku laboran yang telah banyak membantu terlaksananya praktikum

Mikroteknik Tumbuhan

5. Pihak – pihak yang tidak bisa disebutkan satu per satu yang telah membantu

terselesaikannya laporan ini .

Penyusun menyadari bahwa laporan ini masih sangat jauh dari kesempurnaan, sehingga

penyusun mengharapkan kritik dan saran dari pembaca. Semoga laporan ini dapat memberikan

manfaat bagi para pembaca.

Yogyakarta, 6 Januari 2014

Penyusun




dari

Lembar Pengesahan

Laporan Praktikum Mikroteknik Tumbuhan ini disusun untuk melengkapi tugas akhir

Praktikum Mikroteknik dan Embriologi Tumbuhan, di Laboratorium Mikroteknik dan Embriologi

Tumbuhan Fakultas Biologi, Universitas Gadjah Mada, Yogyakarta. dan telah disahkan pada:

Hari :

Tanggal :

Yogyakarta, 6 Januari 2014

Mengetahui,

Dosen pembimbing

( Drs. Sutikno, S.U.)

Praktikan,




dari

DAFTAR ISI

Kata Pengantar

Lembar Pengesahan

Daftar Isi

Pendahuluan

Metode

A. Alat

B. Bahan

C. Cara Kerja

Hasil

Latihan I Preparat Keseluruhan (Whole Mount)

Latihan II Squash

Latihan III Preparat Pollen

Latihan IV Preparat Penampang tanpa “Embedding”

Latihan V Preparat Penampang (Section)

Latihan VI Maserasi

Latihan VII Mikrometri

Daftar Pustaka




dari

Pendahuluan

Mikroteknik merupakan ilmu yang mempelajari metode atau prosedur pembuatan preparat

secara mikroskopis. Salah satu dari banyak ilmu mikroteknik adalah Mikroteknik tumbuhan,

merupakan teknik pembuatan preparat tumbuhan secara mikroskopis. Pendekatan teoritis tentunya

tidak cukup untuk mempelajari mikroteknik tumbuhan secara keseluruhan. Pemahamannya lebih

ditekankan pada aplikatif, meskipun pada dasarnya pendekatan teoritis diperlukan pada prosedur

pembuatan mikroskopisnya (aplikatifnya).

Aspek-aspek yang harus dipelajari dalam mikroteknik tumbuhan adalah :

1. Pembuatan preparat

Pembuatan preparat dari bahan tumbuhan dengan berbagai metode

2. Penggambaran

Penggambaran preparat secara mikroskopik dengan menggunakan alat khusus (Camera

lucida).

3. Pengukuran

Pengukuran panjang atau lebar sel atau bagian sel tumbuhan dengan menggunakan

mikrometer (Mikrometri).

4. Mengetahui komponen bahan

Mengetahui bermacam–macam zat penyusun bagian–bagian sel tumbuhan dengan

pembubuhan bahan–bahan kimia (mikrokimia).

5. Pengamatan

Identifikasi sifat – sifat anatomis tumbuhan yang diteliti

6. Pemotretan

Pemotretan preparat dengan mikrofotografi

Hasil dari praktikum mikroteknik adalah preparat dari bahan tumbuhan. Preparasi ini

bertujuan agar jaringan atau sel tumbuhan yang hanya dapat dilihat dan dipelajari secara

mikroskopis mampu dilihat dan dipelajari dengan baik dan jelas. Pemilihan jenis atau metode

preparasi yang digunakan disesuaikan dengan sifat bahan tumbuhan, tujuan pembuatan, dan asal

bahan. Pada praktikum Mikroteknik Tumbuhan ini dilakukan preparasi whole mount, squash,

preparat pollen, preparat penampang tanpa embedding, preparat penampang section, dan

maserasi.




dari

Metode

A. Alat

Alat-alat yang digunakan pada praktikum ini adalah gelas benda, gelas penutup, gelas ukur,

pipet kecil, pipet besar, skalpel, jarum preparat, kuas, gunting, pinset, pena runcing, gelas jam,

tempat-tempat untuk pewarnaan, botol-botol tempat bahan kimia, botol untuk fiksasi, lampu

spiritus, botol balsam dengan batang gelas, gelas-gelas petri, pompa penghisap, pensil, mikroskop,

loupe, mikrotom, silet, paravin oven/thermostat, meja pemanasan, gelas benda berlekuk, tempat

untuk membersikan alat-alat dari gelas, tempat untuk menyimpan preparat,okulermikrometer,

obyekmikrometer, alat pemotret, lap biasa, lap flanel, dan kertas penghisap. gelas benda Hot plate.

B. Bahan

Bahan-bahan yang lasim digunakan pada praktikum miktoteknik tumbuhan antara lain

adalah reagensia untuk fiksasi, dehidrasi, penjernihan, pemutihan, pewarnaan, penyelubungan;

media penutup preparat, perekat; serta bahan untuk pembuatan preparat. Secara spesifik bahan

yang digunakan akan dijelaskan pada tiap acara.

C. Cara Kerja

Cara kerja pada praktikum miktoteknik tumbuhan akan dijelaskan pada tiap acara, meliputi

pembuatan preparat: Keseluruhan (Whole Mount), Squash, Pollen, Penampang tanpa Embedding,

Penampang (Section), Maserasi, serta Mikrometri




dari

Hasil

LATIHAN I

PREPARAT KESELURUHAN (WHOLE MOUNT)

Tujuan : Mempelajari cara pembuatan preparat keseluruhan Spirogyra sp.

Preparat : Spirogyra sp.

Cara Kerja : Gliserin-Xilol

Hari I : Pengambilan bahan yang telah disediakan untuk difiksasi

Fiksasi , Larutan FAA :

- Alkohol 70% ......................................... 90 bagian

- Asam Asetat Glasial ............................. 5 bagian

- Formalin ............................................... 5 bagian

Diamkan selama 24 jam.

Hari II : Pencucian dan pewarnaan : Fiksatif dibuang diganti dengan

Alkohol 70% ............................................... 30 menit

Alkohol 50% ............................................... 30 menit

Alkohol 20% ............................................... 30 menit

Aquades ..................................................... 30 menit

Fast green 1% dalam aquades .................... 24 jam

Hari III : Dehidrasi ,

Aquades ..................................................... 5 menit

Aquades ..................................................... 5 menit

Gliserin 10% ............................................... 24 jam

dan ditempatkan di parafin oven sampai larutan gliserin menjadi gliserin murni.

Proses ini harus dijaga jangan sampai bahan menjadi kering.

Hari ke IV : Alkohol 95% ............................................... 30 menit

Alkohol 100% ............................................. 30 menit

Alkohol 100% ............................................. 30 menit

Dealkoholisasi :

Alkohol / Xilol (9:1) ....................................... 10 menit







dari






Xilol ............................................................... 10 menit

Xilol ............................................................... 10 menit

Penutupan :

Ambil bahan menggunakan pinset, letakkan diatas gelas benda. Bubuhi dengan

balsam kanada dan ditutup dengan gelas penutup. Preparat dikeringkan diatas Hot

Plate dengan temperatur 45 C hingga balsam kanada kering.

Pemberian nama :

Disebelah kiri gelas penutup dilekatkan etiket dan diberi keterangan : nama spesies

dari organ bersangkutan.

Pembahasan

Gambar 1. Preparat Whole Mount Spirogyra sp.

Pembuatan preparat whole amount adalah pembuatan preparat tanpa pengirisan. Teknik

pembuatan preparat tanpa pengirisan yang lain adalah pembuatan preparat kering dan preparat

basah (awetan). Prosedur pembuatan preparat dilakukan selama 4 hari.




dari

Pada hari pertama dilakukan fiksasi terhadap preparat ini. Fiksasi merupakan proses untuk

mematikan komponen sel atau jaringan semaksimal mungkin seperti saat masih hidup dan untuk

mencegah adanya perubahan post mortem, yaitu perubahan yang terjadi setelah pengambilan

organisme atau setelah kematian organisme . Fiksasi ini juga bertujuan untuk menguatkan preparat

dari perubahan fisika dan kimia pada proses berikutnya. Fiksatif yang dipakai berupa Alkohol 70% (90

bagian), asam asetat glasial (5 bagian) dan formalin (5 bagian). Fiksatif yang digunakan berupa FAA

karena bahan yang dipakai lembut sehingga penetrasi fiksatif harus lambat juga. Kemudian

didiamkan selama 24 jam karena pengerasan dan penetrasi fiksatif bersifat lambat. Dalam Fiksasi,

fiksatif masuk kedalam sel dan bereaksi dengan protein atau enzim yang berada di dalamnya. Reaksi

ini menyebabkan adanya perubahan struktur atau komposisi meliputi perubahan sifat fisika, kimia

dan biologis. Protein atau enzim tersebut mengalami denaturasi sehingga sel menjadi mati dan

membentuk koagulasi. Koagulan yang mengendap tersebut akan menguatkan sel sehingga sel tidak

mudah larut dan molekul tetap pada posisinya.

Pada Hari Kedua dilakukan pencucian dan pewarnaan preparat. Dilakukan pencucian untuk

menghilangkan fiksatif yang masih tersisa karena jika fiksatif masih ada, akan bereaksi dengan bahan-

bahan yang akan digunakan dalam proses selanjutnya, dan menyebabkan hasil yang tidak diinginkan.

Dalam pencucian digunakan alkohol karena alkohol merupakan komponen paling dominan dalam

fiksatif FAA dan sama-sama bersifat nonpolar. Digunakan alkohol dengan konsentrasi yang semakin

mengecil masing-masing selama 30 menit karena dalam pewarnaan akan digunakan pewarna dengan

pelarut akuades yang bersifat polar. Kemudian pencucian dilanjutkan dengan akuades selama 30

menit. Pewarna yang digunakan adalah 1% Fast Green dalam akuades agar memiliki warna yang

sama seperti saat bahan masih hidup. Digunakan konsentrasi 1 % karena sudah cukup untuk

mewarnai bahan dan tidak memperkeruh sel saat pengamatan. Kemudian didiamkan selama 24 jam

agar pewarna dapat terserap ke dalam sel.

Pada hari ketiga, dilakukan dehidrasi yang merupakan proses pengeluaran air yang akan

menimbulkan efek samping berupa mengerasnya bahan. Sebelum dilakukan dehidrasi dilakukan

pencucian ulang dengan akuades sebanyak dua kali, masing-masing selama 5 menit. Digunakan

akuades untuk mengurangi atau menghilangkan zat warna yang tersisa agar tidak mengganggu reaksi

selanjutnya dan memastikan preparat benar-benar “bersih”. Pemberian gliserin 10% dan

pemanaskan dalam suhu 60o C pada oven selama 24 jam. Ketika dipanaskan, air akan menguap

sehingga yang tersisa adalah gliserin murni karena titik didih gliserin (280o C) lebih tinggi dari titik

didih air (100o C). Agar bahan tidak rusak, maka suhu yang digunakan ketika pemanasan adalah 60o C.

Gliserin 10 % merupakan hasil campuran antara aquades dan gliserin dengan perbandingan 9:1.




dari

Pada hari keempat, dilakukan pencucian lanjutan dengan menggunakan alkohol yang

memiliki konsentrasi bertingkat untuk menghilangkan akuades yang kemungkinan masih terdapat

dalam bahan. Kemudian dilakukan Dealkoholisasi yaitu penghilangan alkohol pada bahan. Hal ini

dilakukan karena media penutup adalah balsam kanada yang bersifat non polar. Alkohol tidak dapat

berinteraksi dengan kanada balsam, sedangkan xilol dapat berinteraksi dengan kanada balsam

sehingga saat dealkoholisasi menggunakan perantara xilol. Dealkoholisasi dilakukan dengan

campuran antara alkohol dan xilol dengan konsentrasi alkohol menurun dan konsentrasi xilol

meningkat secara bertahap. Perubahan konsentrasi alkohol dan xilol secara sedikit demi sedikit

karena penetrasi xilol cepat kedalam sel sehingga menghindari pembengkakan sel. Pada akhir

dealkoholisasi, dilakukan dua kali pencucian dengan xilol untuk memastikan alkohol benar-benar

tidak terdapat didalam bahan. Kemudian penutupan bahan dengan membubuhi kanada balsam pada

gelas benda kemudian ditutup dengan gelas penutup. Selanjutnya dikeringkan diatas hot plate pada

temperatur 45oC hingga kanada balsam kering agar tidak merusak bahan. Kemudian preparat

ditandai dengan pemberian label. Label berisi nama spesies, organ yang bersangkutan dan

pewarnaannya.




dari

LATIHAN II

SQUASH

Tujuan : Mempelajari cara membuat preparat squash untuk mengamati proses pembelahan

mitosis pada ujung akar Allium ascalonicum

Bahan : Ujung akar Allium ascalonicum, 3 mm dari ujung.

Pengambilan jam 08.00 – 14.00 WIB

Preparat : Pembelahan Mitosis.

Cara kerja :

Hari I : Menumbuhkan akar bawang merah (Allium ascalonicum)

Hari II : Ujung akar Allium ascalonicum, 3 mm dari ujung di fiksasi

Fiksasi dipakai larutan asam asetat 45% (Aquades 55 ml dan Asam Asetat Glasial 45

ml) selama 15 menit pada suhu 5 C.

Pencucian : dengan akuades 2-3 kali

Hidrolisa : dengan menggunakan HCl 1N, dipanaskan pada temperatur 60 C selama

± 2 menit.

Pewarnaan: Dilakukan pencucian dengan akuades 2-3 kali, kemudian pewarnaan

dengan menggunakan Acetoorcein selama ± 1 jam.

Squashing : Dengan Gliserin, ujung akar diletakkan di atas gelas benda tetesi

dengan gliserin dan ditutup dengan gelas penutup. Tekan gelas penutup tepat

dibawahnya ada ujung akar dengan gagang pensil hingga ujung akarnya hancur.

Agar preparat tidak cepat kering, tutup tepi gelas penutup dengan cutex.

Pemberian nama : disebelah kiri gelas penutup dilekatkan etiket dan diberi

keterangan nama spesies, dan organ bersangkutan, dsb.

Pembahasan :




dari

Gambar 2. Preparat squash ujung akar Allium ascalonicum

Pembuatan preparat dengan metode squash ini digunakan untuk mengamati terjadinya

pembelahan mitosis sel. Pada pembuatan preparat ini diperlukan 1 lapis sel agar dapat diamati

dengan jelas., Sel tersebut didapat dari ujung akar bawang merah yang diambil 3 mm dari ujung. Sel

akar merupakan sel meristematik yang selalu mengalami pembelahan mitosis. Ujung akar sel bawang

merah memiliki dinding sel tipis dan transparan. Bawang merah digunakan karena umbinya mudah

ditumbuhkan akarnya, dan memiliki kromosom yang berukuran cukup besar dengan jumlah yang

tidak begitu banyak (2n=16)

Waktu pengambilan sel adalah pukul 08.00-14.00 WIB. Alasannya yaitu pada pukul tersebut

sel bawang merah sedang aktif membelah (genetik). Alasan digunakan sel bawang merah yaitu:

1. Bawang merah memiliki dinding sel yang transparan.

2. Bawang merah memiliki ukuran kromosom yang besar.

3. Bawang merah memiliki jumlah kromosom yang sedikit (2n=16).

Pembuatan preparat squash ini dilakukan selama dua hari. Pada hari pertama menumbuhkan

akar bawang merah. Tahap selanjutnya adalah fiksasi. Fiksasi merupakan proses untuk mematikan

komponen sel atau jaringan semaksimal mungkin seperti saat masih hidup. Fiksatif yang dipakai

berupa Asam asetat 45% yang terdiri dari 55 ml akuades dan 45 ml asam asetat glasial. Fiksatif yang

digunakan berupa Asam asetat glasial 45% agar sel tidak membengkak dan kromosom dapat diamati,

karena asam asetat glasial cepat meresap ke dalam sel. Kemudian didiamkan selama 15 menit pada

suhu 5oC karena pada kondisi ini bahan sudah dapat dikeraskan. Dilakukan pada suhu 5oC agar tidak




dari

mengalami autolisis. Pada suhu ini enzim degeneratif akan inaktif. Dalam Fiksasi, fiksatif masuk

kedalam sel dan bereaksi dengan protein atau enzim yang berada didalamnya. Reaksi ini

menyebabkan adanya perubahan struktur atau komposisi meliputi perubahan sifat fisika, kimia dan

biologis. Protein atau enzim tersebut mengalami denaturasi sel sel menjadi mati dan membentuk

koagulasi. Koagulan yang mengendap tersebut akan menguatkan sel sehingga sel tidak mudah larut

dan molekul tetap pada posisinya.

Bahan dicuci dengan akuades sebanyak 2 sampai 3 kali untuk menghilangkan fiksatif,

menghilangkan kotoran dan mencegah kenaikan suhu yang terlalu ekstrim. Kemudian dilakukan

Hidrolisa untuk melisiskan lamela tengah agar kromosom dapat teramati. Hidrolisa menggunakan HCl

1 N yang akan melisiskan pektin pada lamela tengah yang terdiri dari heteropolisakarida. Kemudian

dilakukan pemanaskan pada suhu 60oC selama kurang lebih 2 menit. HCL yang digunakan tidak

berkonsentrasi pekat, karena apabila terlalu pekat akan merusak sel. Inkubasi hanya berlangsung dua

menit agar sel masih dapat diwarnai dan sel idak memanjang.

Pencucian dilakukan dengan akuades sebanyak 2-3 kali agar menghilangkan bahan-bahan

sebelumnya yang masih tersisa sehingga tidak mengganggu reaksi lanjutan. Pewarnaan dengan

Acetoorcein selama kurang lebih 1 jam. Digunakan acetoorcein karena pewarna ini bersifat spesifik

dalam mewarnai kromosom yang bersifat asam sehingga dapat dibedakan dengan organel sel

lainnya, acetoorcein mengikat kromosom pada gugus fosfatnya.

Squashing dilakukan agar sel tidak saling berdekatan. Agar bahan tidak rusak saat dilakukan

squashing, maka ditambahkan gliserin untuk menjaga kelembutan bahan sekaligus menaikkan indeks

bias. Squashing dilakukan dengan cara menekan gelas penutup tepat diatas ujung akar dengan

gagang pensil sehingga jaringan hancur. Agar preparat tidak kering dan awet , dioleskan cutex pada

tepi gelas penutup. Selain itu, cutex juga berfungsi untuk merekatkan gelas penutup agar tidak geser.

Kemudian preparat ditandai dengan pemberian label. Label berisi nama spesies, organ yang

bersangkutan dan pewarnaannya.

Tahap mitosis yang dapat dilihat ialah:

a. Interfase

Saat Fase ini, sel telah siap membelah, namun belum membelah. Inti sel tampak

keruh dan tampak benang kromatin yang halus.

b. Profase

Benang kromatin terlihat memendek dan lebih tebal. Membran nkleus tidak tampak

lagi, serta terbentuk sentromer. Kemudian terbentuk kromosom-kromsom. Setiap kromosom




dari

membelah memanjang dan anakan kromosom inilah yang dinamakan kromatid. Tahap ini

adalah tahap yang dominan tampak pada preparat.

c. Metafase

Kromosom berada pada bidang ekuator atau plat metaphase, jumlahnya dapat

diketahui dengan jelas.

d. Anafase

Sentromer membelah dan kedua belah kromatid memisahkan diri dan menuju sel

kutub yang berlawanan.. Mulai saat itulah kromatid dianggap sebagai kromosom baru.

e. Telofase

Pada tiap kutub sel terbentuk kromosom yang identik. Plasma sel akan terbagi

menjadi 2 bagian. Proses ini dinamakan sitokinesis. Pada proses tersebut terbentuk dinding

pemisah di tengah sel. Tiap sel induk bersifat diploid (2n) dan menghasilkan sel anakan yang

diploid (2n) pula.




dari

LATIHAN III

PREPARAT POLLEN

Tujuan : Membuat preparat pollen Hibiscus rosa-sinensis dan Lilium sp.

Bahan : Antera Hibiscus rosa-sinensis dan Lilium sp.

Preparat : Preparat tumbuhan Dicotyledonae / Monocotyledonae

Metode : Asetolisis

Cara kerja :

Hari ke I : Fiksasi :Pollen-pollen yang diambil dari antera dikumpulkan dalam botol flakon

yang sudah diisi dengan asam asetat glasial.

Hari ke II : Bahan dipindah dalam tabung sentrifuge dan disentrifuge selama ± 5 menit.

Kemudian cairan dituang dan diganti dengan campuran asam asetat glasial dengan

asam sulfat pekan dengan perbandingan 9:1 (dalam membuat cairan ini, asam

sulfat pekat ditambahkan setetes demi setetes kedalam asam asetat glasial.) dan

dipanaskan dalam waterbath selama ± 3 menit. Setelah itu, pemanasan dihentikan

dan tabung diambil dan didiamkan selama ± 15 menit.

Setelah dingin, disentrifuge dan cairan dituang diganti dengan akuades dan

diforteks dan disentrifuge lagi. Ulangi 2-3 kali dimana setiap pencucian harus

disentrifuge lagi.

Pewarnaan digunakan safranin 1% dalam akuades ± 2 tetes dan ditambah dengan

sedikit akuades diforteks dan disentrifuge lagi. Safranin dituang dan diganti dengan

gliserin jeli dengan menggunakan batang gelas sambil dipanaskan, tetapi tidak

sampai mendidih.

Bahan diambil menggunakan batang gelas, diletakkan di atas gelas benda kemudian

ditutup dengan gelas penutup yang disudut-sudutnya diberi potongan parafin dan

dipanaskan lagi hingga parafin meleleh.

Pemberian nama: disebelah kiri gelas penutup dilekatkan etiket dan diberi

keterangan nama spesies dan organ bersangkutan.

Pembahasan :




dari

Gambar 3. Preparat pollen Hibiscus rosa-sinensis

Gambar 4. Preparat pollen Lillium sp.

Pembuatan preparat pollen digunakan dua antera yang berbeda yaitu Hibiscus rosa-sinensis

dan Lilium sp. Berdasarkan hasil percobaan dapat dilihat bahwa pollen Hibiscus rosa-sinensis

berukuran lebih besar dan lebih bulat daripada pollen Lilium sp. yang cenderung terlihat lonjong dan

kecil Pada pollen Hibiscus rosa-sinensis terlihat bagian tepinya tidak rata dan tampak struktur yang




dari

menonjol keluar membentuk pola seperti gada. Sedangkan pada pollen Lilium sp. bagian tepinya rata

dan halus tidak ada tonjolan-tonjolan.

Pembuatan preparat ini dilakukan dalam dua hari. Pada hari pertama, dilakukan fiksasi.

Fiksasi merupakan proses untuk mematikan komponen sel atau jaringan semaksimal mungkin seperti

saat masih hidup. Fiksatif yang dipakai berupa asam asetat glasial karena dinding sel pollen yang kuat

karena mengandung karotenoid sehingga membutuhkan fiksatif yang kuat juga. Karotenoid tahan

terhadap adanya asam dan basa. Selain itu, karotenoid juga sebagai antioksidan yang dapat mengikat

oksigen. Kemudian didiamkan selama 24 jam agar dapat difiksasi secara optimal. Dalam Fiksasi,

fiksatif masuk kedalam sel dan bereaksi dengan protein atau enzim yang berada didalamnya. Reaksi

ini menyebabkan adanya perubahan struktur atau komposisi meliputi perubahan sifat fisika, kimia

dan biologis. Protein atau enzim tersebut mengalami denaturasi sel sel menjadi mati dan


mudah larut dan molekul tetap pada posisinya. Asam asetat glasial juga digunakan agar bahan

mudah menyesuaikan dengan proses selanjutnya dan membengkakkan polen. Pollen dan spora

memiliki sifat tahan terhadap degradasi, asam/basa kuat, asetolisis. Sehingga, sebenarnya pollen

tidak memerlukan fiksasi, karena dinding sel polen terdiri atas dua lapisan yaitu intin dan eksin.

Namun, karena selama proses pembuatan preparat pollen mengalami berbagai perubahan fisik,

kimia, dan biologis menyebabkan fiksatif tetap dibutuhkan. Kehadiran sporopolenin pada eksin

mengakibatkan digunakan metode acetolysis, sehingga akan tampak transparan.

Pada hari kedua, dilakukan asetolisis. Asetolisis merupakan proses rusaknya dinding sel yang

disebabkan adanya asam pekat. Sebelum dilakukan asetolisis, larutan dimasukan kedalam tabung

sentrifuge dan disentrifuge selama 5 menit. Sentrifuge merupakan metode pemisahan zat

berdasarkan ukuran partikel. Setelah disentrifuge, pollen akan mengendap di dasar tabung, karena

massa jenis pollen lebih besar dari reagensianya. Cairan di dalam tabung diganti, sebelumnya cairan

dituang (dibuang). Pada saat penuangan ini hanya dilakukan satu kali agar pollen tidak ikut terbawa.

Cairan diganti dengan campuran asam asetat glasial yang berwarna merah karena

mengandung karoten dan asam sulfat pekat dengan perbandingan 9:1 dalam air mendidih dengan

tujuan untuk membuat pollen menjadi transparan disamping untuk melarutkan semua komponen

sel. Proses ini merupakan acetolysis, yaitu dengan menjernihkan pollen agar transparan dengan jalan

melarutkan dinding sel. Saat pembuatan larutan campuran, penambahan asam sulfat pekat harus

secara perlahan agar tidak terjadi reaksi secara spontan. Asam asetat glasial berfungsi sebagai fiksatif

sedang asam sulfat pekat untuk melisiskan dinding sel pollen. Selanjutnya, bahan dipanaskan di

waterbath selama 3 menit untuk mempercepat reaksi serta membuka pori-pori polen. Acetolisis




dari

tidak boleh terlalu singkat agar zat kimia pada pollen tidak hilang dan pollen menjadi gelap, namun

juga tidak boleh terlampau lama karena berakibat hangusnya polllen. Pemanasan berfungsi untuk

membuka pori-pori pollen. Jika pemanasan terlalu sebentar maka pollen belum.

Bahan didinginkan selama kurang lebih 15 menit, agar pollen tidak pecah saat disentrifuge.

Setelah dingin, disentrifuge kembali dan cairan diganti dengan akuades. Kemudian diforteks dan

disentrifuge kembali. Lakukan sebanyak dua hingga tiga kali pengulangan. Forteks merupakan proses

untuk menghomogenisasi larutan. Perlakuan tersebut bertujuan untuk membersihkan pollen dari

zat-zat kimia sisa dari acetolysis yang dapat mengganggu pengamatan. Forteks juga memiliki fungsi

untuk membantu proses pencucian. Setiap pergantian bahan kimia harus dengan sentrifus agar

pollen menjadi heterogen.

Pewarnaan menggunakan Safranin 1 % dalam akuades 2 tetes. Pewarnaan pollen harus

menggunakan cat yang encer agar pollen tidak gelap kembali karena pencucian sebelumnya

menggunakan akuades maka pewarna yang digunakan juga menggunakan pelarut akuades (misalnya

safranin). Bahan kembali diforteks agar pewarnaan merata.

Larutan safranin kemudian diganti dengan gliserin jeli. Hal ini bertujuan agar pollen tidak

berubah posisi pada gelas benda, meningkatkan indeks bias, menjaga kelembaban, dan mencegah

penguapan. Komposisi gliserin jeli adalah Gelatin 150 gram (sebagai perekat), Gliserin 150 cc

(penutupan), phenol 7 gram (anti mikroorganisme) dan akuades 175 cc (pelarut gelatin). Kemudian

dipanaskan sambil diaduk namun tidak sampai mendidih. Pemanasan bertujuan untuk mencairkan

gliserin jeli sehingga preparat dapat diambil. Sedangkan pemanasan tidak sampai mendidih agar

tidak merusak pollen. Gliserin jeli yang didalamnya terdapat pollen diteteskan ke gelas benda

kemudian ditutup dengan gelas penutup yang disudut-sudutnya terdapat potongan parafin.

Kemudian panaskan secara langsung hingga parafin meleleh. Dinginkan kembali hingga parafin

memadat dan menyelubungi preparat. Kemudian preparat ditandai dengan pemberian label. Label

berisi nama spesies, organ yang bersangkutan dan pewarnaannya.




dari

LATIHAN IV

PREPARAT PENAMPANG TANPA “EMBEDDING”

Tujuan : Mempelajari cara membuat preparat penampang melintang dan bujur batang

tanpa embedding

Bahan : Batang Theobroma cacao

Preparat : Penampang Melintang Batang Theobroma cacao

Cara Kerja :

Hari ke 1 : Fiksasi : dipakai larutan alkohol 70%

Pengirisan : dibuat irisan-irisan melintang atau membujur dengan menggunakan

sliding microtom dengan ketebalan 20 hingga 30 mikronmeter. Irisan ditampung

dalam petri dish yang diberi alkohol 70%.

Pewarnaan : dengan safranin 1 % dalam alkohol 70% selama 24 jam

Hari ke 2 : Safranin dibuang lalu diganti berturut-turut dengan :

Alkohol 70% ...............................................10 menit

Alkohol 80% ............................................... 10 menit

Alkohol 95% ............................................... 10 menit

Alkohol 100% ............................................. 10 menit

Alkohol 100% ............................................. 10 menit

Dealkoholisasi :

Alkohol / Xilol 3:1 ....................................... 10 menit



Xilol ............................................................ 10 menit

Xilol ............................................................ 10 menit

Penutupan : irisan diatur diatas gelas benda ditutup dengan gelas penutup dengan

pemberian balsam kanada

Pembahasan :




dari

Gambar 5. Penampang Melintang Batang Theobroma cacao

Preparat penampang tanpa embedding merupakan pembuatan preparat tanpa memakai

penyelubungan atau tanpa media pendukung misalnya paraffin, plastik, kentang karena organ yang

akan dibuat preparat sudah bersifat keras sehingga tidak perlu media pendukung untuk membantu

pengirisan. Pembuatan preparat ini biasanya dilakukan pada batang karena sifat batang yang keras

akibat dari pertumbuhan menebal primer batang.

Pembuatan preparat ini dilakukan dalam dua hari. Pada hari pertama, dilakukan fiksasi.

Fiksasi merupakan proses untuk mematikan komponen sel atau jaringan semaksimal mungkin seperti

saat masih hidup. Fiksatif yang dipakai berupa larutan alkohol 70% karena batang Theobroma cacao

relatif keras sehingga fiksatif yang digunakan adalah fiksatif yang mempunyai penetrasi kuat . Dalam

Fiksasi, fiksatif masuk kedalam sel dan bereaksi dengan protein atau enzim yang berada didalamnya.

Reaksi ini menyebabkan adanya perubahan struktur atau komposisi meliputi perubahan sifat fisika,

kimia dan biologis. Protein atau enzim tersebut mengalami denaturasi sel, sel menjadi mati dan


mudah larut dan molekul tetap pada posisinya.

Pengirisan, irisan dibuat melintang agar seluruh jaringan terlihat. Pengirisan menggunakan

Sliding microtome dengan ketebalan 20-30 mikronmeter. Pisau juga diolesi alkohol 70% agar licin dan

batang tidak retak saat dipotong. Irisan ditampung dalam petridish yang diberi alkohol 70%. Alkohol

70% berfungsi sebagai fiksatif preparat.




dari

Pewarnaan dengan safranin 1 % dalam alkohol 70% selama 24 jam. Digunakan safranin

karena sifatnya yang cenderung basa (komponen kromoforiknya bermuatan positif), sedangkan sifat

sitoplasma cenderung basofilik (menyukai basa). Sehingga safranin dapat digunakan sebagai pewarna

pada preparat ini. Pewarnaan biasanya menyesuaikan dengan tujuan penelitian. Safranin biasa

digunakan untuk mewarnai lignin, yang merupakan salah satu komponen pada batang, sehingga

diharapkan dinding sel, porontim, dan sklerenkim terlihat jelas.

Pada hari kedua, safranin dibuang lalu diganti berturut-turut dengan alkohol. Alkohol ini

sebagai penghilang sisa reagensia fiksatif dan warna. Konsentrasi alkohol yang digunakan semakin

meningkat masing-masing selama 10 menit. Kemudian dilakukan dealkoholisasi karena dalam

penutupan, digunakan balsam kanada yang bersifat non polar. Alkohol tidak dapat berinteraksi

dengan kanada balsam sedangkan xilol dapat berinteraksi dengan kanada balsam sehingga saat

dealkoholisasi menggunakan perantara xilol. Digunakan campuran antara alkohol dan xilol dengan

konsentrasi alkohol menurun dan konsentrasi xilol meningkat secara bertahap. Perubahan

konsentrasi alkohol dan xilol secara sedikit demi sedikit karena penetrasi xilol cepat kedalam sel

sehingga menghindari pembengkakan sel. Pada akhir dealkoholisasi, dilakukan dua kali pencucian

dengan xilol untuk memastikan alkohol benar-benar tidak terdapat didalam bahan.

Penutupan bahan dengan membubuhi kanada balsam pada gelas benda kemudian ditutup

dengan gelas penutup. Selanjutnya dikeringkan diatas hot plate pada temperatur 45oC hingga kanada

balsam kering agar tidak merusak bahan. Kanada balsam dapat melindungi preparat dari kerusakan

dan kontaminasi mikroba.




dari

LATIHAN V

PREPARAT PENAMPANG (SECTION)

Tujuan : Latihan ini bertujuan untuk membuat suatu preparat penampang (section)

Bahan : Folium Arachis hypogea

Preparat : Penampang lintang daun Arachis hypogea

Metode : Parafin, pewarnaan tunggal.

Cara kerja :

Hari ke I : Dipakai larutan FAA :

Alkohol 70% ............................................... 90 bagian

Asam Asetat Glasial .................................... 5 bagian

Formalin ..................................................... 5 bagian

Didiamkan selama 24 jam

Hari ke II : Pencucian dan dehidrasi

Fiksatif dibuang diganti berturut-turut dengan :

Alkohol 70% ................................................30 menit

Alkohol 80% ................................................ 30 menit

Alkohol 95% ................................................ 30 menit

Alkohol 100% .............................................. 30 menit

Alkohol 100% .............................................. 30 menit

Dealkoholisasi :

Alkohol / Xilol 3:1 ........................................ 30 menit



Xilol ............................................................. 30 menit

Xilol ............................................................. 30 menit

Campuran Xilol / parafin 1:9 dengan temperatur 57 C selama 24 jam.

Hari III : Infiltrasi : Campuran Xilol :Parafin dituang, diganti dengan parafin murni.

Temperatur tetap 57 C selama 24 jam.

Hari IV : Penyelubungan : Parafin dituang diganti dengan parafin yang baru. Setelah +_ 1 jam

dibuat blok.

Hari ke V : Pengirisan : dibuat irisan-irisan dengan rotary microtome 6-12 micronmeter.




dari

Perekatan : irisan direkatkan dengan gelas benda dengan campuran gliserin :

Albumin yang dibubuhi air. Kemudian gelas benda ditaruh diatas hot plate dengan

temperatur 45 C sampai pita parafin tenggelam.

Hari ke VI : Pewarnaan : dengan safranin 1% dalam alkohol 70%. Berturut-turut, gelas benda

dimasukan dalam :

Xilol.............................................................. 3 menit

Xilol ............................................................. 3 menit

Alkohol / Xilol (1:3) ..................................... 3 menit



Alkohol 100% .............................................. 3 menit

Alkohol 100% .............................................. 3 menit

Alkohol 95% ................................................ 3 menit

Alkohol 80% ................................................ 3 menit

Alkohol 70% ................................................3 menit

Safranin 1% dalam Alkohol 70% ................. 1 jam

Alkohol 70% ................................................1 menit

Alkohol 80% ................................................ 1 menit

Alkohol 95% ................................................ 1 menit

Alkohol 100% .............................................. 1 menit

Alkohol 100% .............................................. 1 menit




Xilol ............................................................. 1 menit

Penutupan : irisan diatur diatas gelas benda ditutup dengan gelas penutup dengan

pemberian balsam kanada


keterangan : nama spesies, organ bersangkutan, dsb.

Pembahasan:




dari

Gambar 6. Penampang melintang folium Arachis hypogea

Pembuatan preparat ini digunakan untuk bahan yang sulit untuk dipotong seperti daun.

Sehingga bahan yang akan dipotong dibuat tegar terlebih dahulu. Pembuatan preparat section daun

menggunaka embedding parafin.

Sebelum embedding bahan difiksasi dengan FAA selama 24 jam. Dilakukan fiksasi karena

daun akan mengalami perubahan fisika kimia sehingga perlu dikuatkan agar struktur sel tidak

berubah, dan sama seperti waktu hidup. Penggunaan FAA karena memiliki sifat penguatan sedang

dan daya penetrasi yang cukup cepat.

Setelah proses fiksasi, bahan kemudian didehidrasi dan didealkoholisasi. Bahan didehidrasi

karena molekul air tidak dapat bersatu dengan parafin. Xilol digunakan dalam dealkoholisasi karena

penetrasinya cepat, sehingga proses dealkoholisasi berlangsung cepat. Dilakukan infiltrasi dengan

cara campuran xilol diganti dengan parafin murni pada temperature 57ºC selama 24 jam. Fungsi dari

infiltrasi adalah untuk mengisi ruang-ruang antar sel, infiltrasi dilakukan dengan parafin. Parafin akan

mengisi bagian daun yang berongga, sehingga bentuk sel terjaga saat dilakukan pengirisan. Infiltrasi

juga bertujuan untuk menjaga hubungan antar sel satu dengan sel yang lain dan menjaga konsistensi

bahan. Setelah parafin mengeras, parafin dipotong lalu ditempelkan pada holder kayu sehingga

parafin tidak hancur saat dijepit pada rotatory microtome.

Pengirisan dilakukan dengan menggunakan rotary microtome. Rotary microtome mampu

mengiris bahan dengan ketebalan 6 – 12 mikrometer. Pengirisan bahan yang telah diselubungi

bertujuan agar bahan yang tebal/tidak transparan menjadi transparan sehingga sel-selnya dapat




dari

dilihat dengan jelas menggunakan mikroskop. Cara penggunaan rotatory microtome adalah parafin

dipasangkan pada rotatory microtome kemudian diiris sesuai dengan ukuran. Setelah dilakukan

pengirisan lalu dihasilkan pita-pita potongan preparat atau biasa disebut copes. Copes yang didapat

dilekatkan pada gelas benda yang telah diolesi gliserin. Pemberian gliserin ini bertujuan untuk

menjaga kesegaran dan kelembaban preparat agar tidak cepat rusak. Gelas benda ditetesi air dan

diletakkan pada hot plate dengan temperatur 45° C sampai pita parafin meregang.

Preparat diwarnai dengan teknik pewarnaan tunggal menggunakan safranin 1% dalam

alkohol 70%. Karena safranin dalam kondisi alkohol 70% maka preparat harus dibawa ke kondisi

alkohol 70% dengan cara bertingkat (alkohol 100%, 90%, 80%, 70%). Selanjutnya diwarnai dengan

safranin selama 1 jam. Setelah itu dilakukan proses mounting yakni penutupan preparat dengan

kanada balsam untuk memperbesar indeks bias. Karena kanada balsam tidak dapat bercampur

dengan alkohol tetapi dapat bercampur dengan xylol, maka preparat dibuat ke kondisi xylol secara

bertingkat (alkohol 70%, 80%, 90%, absolut, xylol).




dari

LATIHAN VI

MASERASI

Tujuan : Membuat preparat yang dapat memberi gambaran yang jelas mengenai bentuk-

bentuk sel.

Bahan : Batang Arachis hypogaea

Preparat : Maserasi Batang Arachis hypogaea

Metode : Jeffrey

Cara kerja :

Hari ke I : Bahan dipotong ±2 cm dan direbus kedalam air hingga tenggelam ±1 jam, Bahan

diambil dan dipotong sebesar batang korek api. Bahan direbus dengan larutan KOH

10 % dalam waterbeth selama ± 3 menit, lalu dicuci dalam air mengalir selama ± 1

jam. Bahan dimasukkan dalam campuran asam nitrat 10% dan asam kromat 10%

dengan perbandingan sama, sampai bahan menjadi lunak, cuci dalam air mengalir

selama ± 1 jam. Cairan diganti dengan alkohol 70 % selama 30 menit dan diganti

dengan zat warna menggunakan safranin 1 % dalam alkohol 70% selama ±24 jam.

Hari ke II : Dehidrasi dengan alkohol bertingkat :

Alkohol 70% ................................................30 menit

Alkohol 80% ................................................ 30 menit

Alkohol 95% ................................................ 30 menit

Alkohol 100% .............................................. 30 menit

Alkohol 100% .............................................. 30 menit

Dealkoholisasi :




Xilol ............................................................. 30 menit

Xilol .............................................................. 30 menit

Penutupan : ambil satu bagian hancurkan dengan cara disuwir-suwir, tetesi dengan

balsam kanada dan diatur diatas gelas benda ditutup dengan gelas penutup.

Preparat dikeringkan diatas hot plane dengan temperature 45ºC hingga balsam

kanada kering.




dari


keterangan : nama spesies, organ bersangkutan.

Pembahasan :

Gambar 7. Preparat Maserasi Batang Aracis hypogaea

Maserasi merupakan suatu teknik pembuatan preparat dengan cara perendaman sampel

dengan menggunakan pelarut organik yang digunakan pada temperatur ruangan, kemudian

dipisahkan antara sel satu dengan sel yang lain untuk mendapatkan gambaran yang jelas tentang sel

tersebut. Maserasi adalah suatu teknik pembuatan preparat dengan cara disuwir-suwir untuk

mendapatkan gambaran yang jelas tentang sel.

Pada praktikum ini yang akan dilihat adalah bentuk dari penyusun xilem (trakea, trakeida)

pada batang. Saat dilakukan perendaman akan terjadi pemecahan dinding dan membran sel akibat

perbedaan tekanan di dalam dan di luar sel, lalu pelarut akan masuk ke dalam rongga sel yang

mengandung zat aktif dan zat aktif akan larut. Pemilihan pelarut untuk proses maserasi akan

memberikan efektifitas yang tinggi dengan memperhatikan kelarutan senyawa bahan alami pelarut

tersebut.

Maserasi adalah proses yang sulit. Digunakan batang Aracis hypogaea karena mudah

dilunakkan dan dipisahkan. Perlakuan khusus yang diperlukan dalam proses maserasi antara lain:

perebusan bahan untuk mengeluarkan gelembung-gelembung udara pada batang sehingga cairan-

cairan yang akan digunakan pada proses selanjutnya dapat melakukan penetrasi dengan mudah,




dari

selain itu juga untuk lebih memperlunak bahan. Pada percobaan kali ini, kulit batang, kambium dan

floem harus dihilangkan dari batang karena yang akan dipelajari adalah bentuk trakea dan trakeida.

Dehidrasi bertingkat dilakukan untuk menghilangkan air yang digunakan untuk mencuci.

Dealkoholisasi dilakukan untuk menghilangkan pengaruh alkohol dari proses dehidrasi dan diganti

dengan xilol.

Dalam mengerjakan preparat ini memerlukan waktu 2 hari. Pada hari pertama bahan dipotong

kurang lebih 2 cm dan direbus ke dalam air hingga tenggelam kurang lebih 1 jam. Lalu Bahan diambil

dan dipotong sebesar korek api. Kemudian bahan direbus dengan larutan KOH 10% dalam waterbath

selama kurang lebih 3 menit agar bahan menjadi lunak dan mudah disuwir-suwir. Dilakukan

perebusan bahan dalam air selama ± 1 jam yang berfungsi untuk melunakkan bahan berupa ranting

atau batang yang bersifat keras. Kemudian dilakukan pemotongan. Potongan-potongan tersebut lalu

direbus dalamn KOH 10% agar lamella tengah (pectin) yang berikatan dengan selulosa terhidrolisa.

Bahan dicuci dalam air mengalir selama 1 jam. Bahan perlu dicuci dengan air mengalir selama

± 1 jam untuk menghentikan proses hidrolisis pada tahap selanjutnya.Bahan dimasukkan dalam

Asam nitrat 10% dan Asam kromat 10% dengan perbandingan sama, sampai bahan menjadi lunak,

kemudian bahan dicuci dalam air mengalir selama kurang lebih 1 jam. Bahan lalu dimasukkan

dalam campuran asam nitrat 10% dan asam khromat 10% dengan perbandingan sama selama satu

minggu sehingga pectin dan lignin terhidrolisa dan bahan menjadi lunak. Pemilihan jenis fiksatif ini

berdasarkan pada jenis bahan, laju penetrasi fiksatif dalam bahan, efek pengerasan dan perlakuan

sebelumnya serta resistansi bahan. Jenis dan resistansi bahan yaitu ranting yang sudah keras tidak

memerlukan suatu fiksatif yang bersifat mengeraskan bahan. Asam nitrat 10 % dan asam kromat 10

% digunakan sebagai fiksatif karena penetrasinya lambat dan pengerasannya lemah. Oleh karena

itu, diperlukan alkohol 70 % yang bersifat tidak mengkerutkan dengan konsentrasi 70 %. Perlakuan

sebelumnya yaitu perebusan dalam larutan KOH 10 % telah dapat melunakan ranting tersebut,

sehingga tidak memerlukan fiksatif yang akan mengeraskan bahan, misalnya FAA. Pada percobaan

ini dilakukan fiksasi yang bertujuan untuk mematikan komponen-komponen sel dan mengawetkan

semaksimal mungkin mendekati keadaan sewaktu hidup. Fiksasi ini menggunakan asam nitrat 10 %,

asam kromat 10 % dan alkohol 70 %. Setelah dilakukan fiksasi, bahan dicuci dengan air mengalir

selama ± 1 jam. Hal ini bertujuan untuk membersihkan sisa asam kromat dan asam nitrat karena

proses selanjutnya melibatkan alkohol 70 %. Asam kromat dan asam nitrat merupakan oksidator,

jika bertemu dengan reduktor (misalnya alkohol) akan terjadi reaksi oksidasi-reduksi. Reaksi

oksidasi-reduksi (reaksi kimia) tersebut dapat menyebabkan terjadinya perubahan sifat bahan

(ranting) secara kimia sehingga berbeda dengan keadaan semula sewaktu masih hidup.




dari

Larutan diganti dengan alkohol 70% selama 30 menit. Larutan dituang dan diganti lagi dengan

zat warna menggunakan safranin 1% dalam alkohol 7% selama 24 jam. Penggunaan safranin ini

disesuaikan dengan sifat bahan dan jenis perlakuan sebelumnya. Perlakuan sebelumnya yang

menggunakan asam nitrat dan asam kromat menyebabkan bahan bersifat asam sehingga

memerlukan zat warna yang bersifat basa, yaitu safranin 1 %. Cara pewarnaan yaitu dengan

merendam bahan dalam zat warna Safranin dalam alkohol 70 % selama ± 24 jam. Alkohol di sini

berfungsi sebagai pelarut zat warna karena alkohol 70 % merupakan bahan fiksatif yang paling

banyak dan lama digunakan.

Pada hari kedua dilakukan dehidrasi dengan Alkohol bertingkat (Alkohol 70%, 80%, 95%, 100%,

100%) masing- masing selama 30 menit. Air yang ada di dalam bahan akan dikeluarkan dengan cara

direndam dalam alkohol bertingkat selama waktu tertentu. Alkohol akan menyerap air pada ranting

sehingga terjadi dehidrasi. Konsentrasi alkohol yang digunakan pada dehidrasi yang terakhir adalah

alkohol100 % selama 30 menit bertujuan untuk memastikan pada bahan tidak mengandung air,

karena air tersebut dapat mengkeruhkan preparat saat diamati di bawah mikroskop. Selanjutnya

preparat didealkoholisasi untuk menghilangkan pengaruh alkohol dengan diganti xylol (Alkohol/xilol

3:1, Alkohol/xilol 1:1, Alkohol/xilol 1:3, Xilol, Xilol) masing masing selama 30 menit. Proses

dealkolisasi terakhir menggunakan xilol untuk pembilasan terakhir dan memastikan tidak terdapat

alkohol dalam bahan.

Untuk membuat preparat, bahan yang sudah mengalami proses sebelumnya diambil dan

ditempatkan pada gelas benda. Tahap selanjutnya adalah meletakkan bahan pada gelas preparat

yang kemudian bahan tersebut dipisah-pisahkan untuk memisahkan bagian satu dengan lainnya dan

supaya antara bagian satu sama lain tidak saling bertumpuk sehingga dapat diamati dengan jelas dan

dapat dibedakan satu sama lain. Kemudian ditetesi dengan Balsam Kanada dan ditutup dengan gelas

penutup.

Pengeringan dilakukan di atas Hot Plate hingga Balsam Kanada kering. Pengeringan ini dijaga

agar jangan sampai mendidih. Kalau sampai mendidih akan terbentuk gelembung-gelembung udara

yang akan mengotori preparat. Preparat yang tampak adalah trakhea yang berbentuk topi.

Pemberian nama dilakukan disebelah kiri gelas penutup dan dilekatkan etiket dan diberi keterangan

nama spesies, organ, penampang, dan sebagainya.




dari

LATIHAN VII

MIKROMETRI

Tujuan : Mengukur panjang / lebar sel atau bagian sel

Preparat : Preparat

Cara kerja :

I. Persiapan

Mikroskop disiapkan dengan diberi okuler mikrometer pada okulernya. Juga disiapkan

obyek mikrometer serta preparat yang akan diukur.

II. Mencari nilai skala okulermikrometer

1. Mata ditempelkan diatas lensa okuler, dilihat apakah bayangan skala-skala

okulerimikrometer sudah jelas. Pada okuler tertentu, lensa atas okuler dapat disetel

sedemikian rupa, hingga bayangan skala-skala tersebut jelas.

2. Obyekmikrometer ditempatkan di bawah obyektif, dicari bayangan yang jelas dari

skala-skala obyekmikrometer tersebut, bersama-sama dengna bayangan skala-skala

okulermikrometer.

3. Kedua bayangan skala tersebut dibuat sejajar dengna memutar okuler dalam

tabungnya. Titik-titik 0 dari kedua skala tersebut diletakkan sama tinggi dengan

menggerakkan obyekmikrometer.

4. Dicari bayangan garis skala kedua mikrometri tersebut berimpit (sama tinggi).

Dihitung jumlah bagian skala pada masing-masing mikrometer dihitung dari titik 0

sampai garis skala yang berimpit tadi.

5. Jarak sesungguhnya antara 2 garis skala obyekmikrometer diketahui (tertulis pada

obyekmikrometer), jadi nilai skala okulermikrometer dapat dihitung.

III. Mengukur panjang / lebar sel atau bagian sel

1. Obyekmikrometer diambil, diganti dengna preparat. Bayangna preparat dicari.

Kombinasi obyaktif, okuler serta panjang tubus sama dengan waktu mencari nilai

skala okulermikrometer.

2. Bayangna skala okulermikrometer ditempatkan pada bayangan preparat sedemikian,

hingga arah bayangan skala itu sesuai dengan arah panjang / lebar sel atau bagian sel

yang diukur. Jumlah skala dikalikan dengan nilai skala adalah panjang / lebar yang

dicari.

Pembahasan :




dari

Gambar 8. Mikrometri Perbesaran 400





dari


Mikrometri merupakan suatu teknik pengukuran preparat dibawah mikroskop. Teknik ini

menggunakan suatu alat ukur yang disebut mikrometer. Mikrometer terdiri dari obyek mikrometer

dan okuler mikrometer. Obyek mikrometer berbentuk menyerupai gelas benda namun memiliki skala

di bagian tengah yang tertutup. Okuler mikrometer berupa gelas bundar berskala yang diletakkan

pada diafragma dalam okuler. Satu skala obyek mikrometer adalah 0,01mm atau 10 nm. Skala ini

digunakan sebagai acuan skala okuler mikrometer sebelum digunakan dalam pengukuran. Setelah

ditera dengan obyek mikrometer, skala okuler mikrometer berfungsi sebagai pengukur preparat.

Penggunaan objekmikrometer ini memudahkan menentukan ukuran objek.




dari

Daftar Pustaka

Ansel, H.C. 1989. Pengatar Bentuk Sediaan Farmasi, edisi 4. Jakarta: UI Press

Darwis, D. 2000. Uji Bioaktifitas Metabolit Sekunder. Workshop Peningkatan Sumber Daya Manusia

Untuk Pemanfaatan Sumber Daya Alam Hayati dan Rekayasa Bioteknologi. FMIPA Universitas

Andalas Padang.

Donald, Alexander Johansen. 1940. Plant microtechnique. New York : Mc Graw-Hill Book Company.

Hidayat, E. B. 1995. Anatomi Tumbuhan Berbiji. Bandung : ITB Press

Ruzin, Steven E. 1999. Plant Microtechnique and Microscopy. New York : Oxford Press

http://www.google.co.id/search?hl=id&tbo=p&tbm=bks&q=inauthor:%22Donald+Alexander+Johansen%22

laporan tektum

Documents