guia de procesamiento de materiales clinicos · se aplica un fragmento de cinta de 10 cm sobre la...

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MICOLOGIA GUÍA DE PROCESAMIENTO DE

MATERIALES CLÍNICOS

DOCENTES:

ALICIA LUQUE

MARISA BIASOLI

MARÍA ELENA TOSELLO

SUSANA AMIGOT

SILVANA RAMADÁN

LUCÍA BULACIO

MAXIMILIANO SORTINO

CARLOS GÓMEZ

MIRTA TARTABINI

HERNÁN DALMASO

EDUARDO CODINO

VIRGINIA PODESTÁ

-AÑO 2015-

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La realización de análisis micológicos comprende la obtención del material

clínico y su procesamiento, su observación microscópica (a través de examen directo o

coloración según corresponda), la siembra en los medios de cultivo, tiempo y

temperaturas adecuados y la identificación del microorganismo (cuando los cultivos son

positivos).

En este capítulo se detallan los elementos necesarios para la realización de los

análisis, las muestras clínicas más frecuentes, las normas de bioseguridad de trabajo en

el laboratorio y finalmente la descripción del procesamiento de los distintos materiales.

ELEMENTOS NECESARIOS PARA LA REALIZACIÓN DE ANALISIS

MICOLÓGICOS

Obtención y procesamiento de muestras

Hisopos

Bisturí

Pinza

Portaobjetos

Tubos con solución fisiológica estéril

Gasa

Papel de filtro

Perlas de vidrio

Tubos de centrífuga

Jeringa

Aguja

Manipulación de muestras y cultivos

Ansa

Gancho

Hilo

Pinza

Líquidos de montaje para exámenes directos

Hidróxido de potasio 20%

Tinta Parker en KOH 20%

Azul de lactofenol (Gueguen)

Tinta china diluída al medio con formaldehido

Soluciones para realizar coloraciones:

May Grünwald Giemsa

May Grünwald

Agua estabilizada

Giemsa

Giemsa prologando

Metanol

Giemsa

Agua estabilizada

Ziehl Neelsen

Fucsina fenicada

Alcohol clorhídrico

Azul de metileno

Kinyoun

Carbol fucsina

Acido sulfúrico 1%

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Azul de metileno

Medios de cultivo

Agar Sabouraud Glucosa (ASG)

Agar Sabouraud Glucosa Cloromicetina (ASCl)

Mycosel

Lactrimel

Agar Sangre-Cerebro-Corazón con antibiótico (ASCC)

Dixon modificado

MATERIALES CLÍNICOS

La calidad del diagnóstico de las micosis depende de la calidad y cantidad del

material recogido del paciente, de las condiciones de envío, conservación, transporte y

procesamiento y de la pericia del micólogo. Las muestras deben ser representativas,

abundantes, libres de contaminantes, exógenos o endógenos, y de sustancias que

inhiban o alteren la viabilidad de los hongos.

Según su procedencia los materiales clínicos pueden clasificarse como:

Recogidos por el paciente.

Orina

Esputo

Materia fecal

Remitidos por médicos.

Biopsia

Lavado Bronquioalveolar (BAL)

Aspirados traqueales

Aspirados gástricos

Líquidos de punción

Líquido Cefalorraquídeo (LCR)

Hemocultivo (HC)

Médula ósea (MO)

Punta de catéter

Orina por Punción Suprapúbica (PSP)

Obtenidos por bioquímicos

Escamas de piel y uñas

Flujo Vaginal (FV)

Secreción uretral

Hisopados de mucosas

Suero para serología

Escarificaciones

Cuando las muestras son recogidas por médicos o pacientes es importante

informarles cuales son las condiciones adecuadas de recolección, almacenamiento y

transporte.

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NORMAS DE BIOSEGURIDAD PARA EL TRABAJO EN LABORATORIO

No consumir alimentos ni bebidas.

No fumar ni masticar chicle.

No aplicarse cosméticos.

No manipular lentes de contacto.

Utilizar guardapolvos y guantes todo el tiempo. No tocar elementos de uso común

con las manos enguantadas.

Utilizar barbijos y gafas protectoras cuando se procesen materiales que así lo

requieran.

Todo material corto-punzante (agujas, bisturíes, etc) deben descartarse en

recipientes colocados a tal fin.

Las muestras y cultivos desechados se evacuarán en recipientes impermeables en

bolsas de color rojo.

Los tubos y portaobjetos que estuvieron en contacto con material infeccioso se

descartan sumergiéndolos en solución de hipoclorito.

Las zonas de trabajo se limpiarán con un desinfectante apropiado después de cada

período de trabajo.

Todos los procedimientos deben realizarse de forma tal de evitar la generación de

aerosoles.

Durante las manipulaciones microbiológicas se desprenden partículas y gotas por

lo que es aconsejable lavarse las manos con frecuencia y no tocarse la boca ni los

ojos.

Nunca pipetear con la boca.

Utilizar material plástico en lugar de vidrio siempre que sea posible: tubos,

pipetas Pasteur, etc

Cuando se utilice material de vidrio observar que no esté rajado o agrietado

Ante la rotura de recipientes de vidrio conteniendo muestras: agregar hipoclorito y

dejar actuar 30 minutos, recoger con algodón evitando los cortes y colocar los

fragmentos en recipiente de plástico.

En caso de rotura de líquidos patogénicos: se debe absorber con algodón, papel o

tela, que será descartado como residuo patogénico.

En caso de accidentes corto-punzantes: favorecer el sangrado de la herida y lavar

con solución de yodo-povidona al 5% por no menos de 10 minutos.

En caso de salpicaduras en mucosas: lavar con abundante agua corriente por no

menos de 20 minutos.

En caso de salpicaduras en piel: lavar con yodo-povidona al 5% por los menos por

20 minutos.

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DESCRIPCIÓN DEL PROCESAMIENTO DE LOS DISTINTOS MATERIALES

PIEL: PIEL LISA, PEQUEÑOS Y GRANDES PLIEGUES Y FANERAS (UÑAS

Y PELOS)

Indicaciones al paciente:

Se debe suspender toda medicación antifúngica, tópica o sistémica, entre 15 a 30

días antes de la extracción.

Suspender la colocación de pomadas, cremas o talcos medicinales o cosméticos

por lo menos un día antes de concurrir al laboratorio.

Se debe higienizar por lo menos 3 horas antes de la extracción de muestra con

agua y jabón.

Cuando el material a estudiar es uña se recomienda no cortarlas la semana anterior

a la obtención de la muestra y cepillarlas con frecuencia usando jabón de tocador

y concurrir sin esmaltes.

Obtención de la muestra:

La obtención de la muestra a examinar se realiza de diferente manera según la

zona afectada. En general deben prepararse pares de portaobjetos esterilizados a la

llama y un bisturí estéril. Después que los portaobjetos están fríos, se coloca uno de

ellos, con la cara flameada mirando hacia arriba e inmediatamente por debajo de la

lesión. Las escamas obtenidas se juntan en el centro del portaobjetos y se coloca encima

la cara flameada del segundo portaobjetos a modo de emparedado. Se los envuelve con

un papel en el cual se escribe el nombre del paciente y el lugar de donde fue obtenido el

material.

Las escamas de lesiones en piel lampiña deben obtenerse del borde de la

misma, cuando se sospecha de pitiriasis se recomienda realizar además la técnica de

cinta scotch (ver más abajo). La extracción de muestras del cuero cabelludo se efectúa

arrancando pelos con la pinza de depilar y luego raspando la superficie cutánea para

desprender escamas.

En las onicomicosis subungueales debe pasarse el bisturí por el espacio

subungueal, donde se acumula la hiperqueratosis; en la onicomicosis blanca

superficial se raspa la tabla externa de la uña y en las leuconiquias proximales

profundas debe procurarse la obtención de una muestra que abarque el mayor espesor

posible de la tabla ungueal.

Examen directo:

KOH al 20% y calor.

Tinta Parker en KOH al 20% y calor.

Gueguén

Observaciones: si el Examen directo: de uñas resultara negativo, se aconseja dejar el

preparado hasta 48 horas en cámara húmeda con una gota de agua glicerinada al 50%

por el reborde del cubreobjeto.

Cultivos:

Medios de cultivo Temperatura Tiempo

1 tubo de ASG

2 tubos de Lactrimel

1 tubo de Mycosel

1 tubo de Agar V8

28ºC 2 semanas

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PARA EL DIAGNÓSTICO DE PITIRIASIS:

Técnica de cinta scotch

Se aplica un fragmento de cinta de 10 cm sobre la lesión y se presiona raspando

con el borde lateral de la uña, la superficie de la cinta que cubre la zona afectada para

que se adhieran las escamas. La cinta se retira y se aplica sobre una lámina porta-objetos

limpia, rebatiendo los extremos hacia abajo para que no se despegue. Es conveniente

tomar dos o tres improntas y montarlas individuales. Para la observación microscópica

se despega uno de los extremos, se coloca una gota de Gueguen o Azul de Metileno y se

vuelve a colocar la cinta.

Examen directo de escamas obtenidas por raspado:

KOH al 20% y calor

Gueguén

Tinta Parker en KOH al 20% y calor

Cultivos:


1 tubo de ASG con el agregado de 2-3

gotas de aceite de oliva estéril

1 tubo de Dixon modificado

32ºC 2 semanas

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FLUJO VAGINAL


Suspender toda medicación antibiótica y/o antifúngica, local o sistémica, 10 días

antes de la extracción.

No tener relaciones sexuales por lo menos 3 días antes de la extracción de la

muestra.

Se debe realizar una higiene de la zona genital la noche anterior a la extracción,

preferentemente sin ducha vaginal.

Utilizar ropa interior limpia.


Se recolecta con hisopo, previa colocación de espéculo, con el que se debe

realizar

Frotis sobre portaobjetos

2 suspensiones en solución fisiológica estéril

Colocar hisopo en medio de Stuart

Estos materiales son utilizados:

Para análisis micológico: una suspensión en solución fisiológica

Para análisis bacteriológico: frotis, la otra suspensión y el medio de Stuart

Examen directo:

En fresco

Gueguen

Cultivos:


1 tubo de ASG

1 tubo de ASCl 28ºC 1 semana

SECRECIÓN URETRAL


Higienizarse por lo menos 5 a 7 horas antes de la toma de muestra.

No colocarse pomadas ni tomar ningún antifúngico.


Recolección con hisopo en solución fisiológica estéril

Examen directo:

En fresco

Gueguen

Cultivos:


1 tubo de ASG


OTRAS MUCOSAS Y SECRECIONES


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Recolección con hisopo en solución fisiológica estéril

Examen directo:

En fresco

Gueguen

Cultivos:


1 tubo de ASG


ORINAY ORINA POR PUNCIÓN SUPRAPÚBICA

Indicaciones: al paciente:

Se recoge la primera orina de la mañana por la técnica del chorro medio

Si es una mujer debe higienizarse previamente y colocarse un tapón vaginal.

La orina se recoge en un recipiente estéril, de boca ancha, tapa de rosca y de

preferencia de plástico

Una vez recogida la muestra llevar inmediatamente al laboratorio (de lo contrario

conservar en heladera hasta 12 horas).

En los pacientes con sonda vesical la muestra debe ser obtenida por punción

proximal de la sonda, previa asepsia de la misma con yodo-povidona. También se

utiliza en estos casos la punción suprapúbica.

En neonatos y lactantes la toma de la muestra se realiza “al acecho”.

1-Orina:

Cultivos :

Sembrar 10 µl de orina completa, previamente agitada en placas conteniendo ASG

y ASCl.

El factor para el recuento es 100.

Examen directo:

Centrifugar la muestra para realizar el examen directo desde el sedimento: en

fresco y con gueguen.

2-Orina por punción suprapúbica:

Centrifugar la muestra para realizar el examen directo y cultivos con el sedimento.

Examen directo:

En fresco

Gueguen

Cultivos :


1 tubo de ASG


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BIOPSIAS, ESPUTO, LAVADO BRONQUIAL, ASPIRADOS TRAQUEALES,

ASPIRADOS GÁSTRICOS, LÍQUIDOS DE PUNCIÓN, ULCERAS,

ESCARIFICACIÓN DE LESIONES CUTÁNEAS (PÁPULAS, NÓDULOS)

Indicaciones:

Biopsias y lavado bronquio alveolar

Estos materiales los extrae médico. Se deben recoger en recipientes estériles

suspendidos en solución fisiológica y nunca en formol.

Remitirlo enseguida al laboratorio, en caso contrario guardar en la heladera unas

horas.

Esputo

Debe recogerse de tos profunda, a primera hora de la mañana (poco después de

levantarse). La muestra no debe contener saliva.

Antes de recoger la muestra, cepillar los dientes sin dentífrico y enjuagar la boca

con agua hervida y enfriada, y en lo posible con bicarbonato (una cucharadita de

té en un frasco de agua)

Utilizar un recipiente estéril, de cierre hermético, y rotulado con nombre y

apellido del paciente.

Una vez recogido el material enviar inmediatamente al laboratorio (de lo contrario

conservar en heladera hasta 2 horas como máximo)

Si el estudio es seriado recoger la muestra preferentemente cuando tenga

expectoración, para evitar remitir saliva.

Obtención de las muestras:

Lesiones cutáneas: descartar las capas más superficiales y tomar el material de las

zonas más profundas con bisturí descartable realizar extendido. Suspender el

material en solución fisiológica estéril y centrifugar.

Escarificación: Se obtiene la muestra por raspado de la úlcera hasta sangrado. Con

el material obtenido se realizan frotis La siembra se realiza inoculando

directamente el material extraído en los medios de cultivos. Este proceso es muy

doloroso para el paciente por lo que se puede tratar la zona con anestésicos

locales, previo acuerdo con el médico solicitante de la práctica.

Úlceras: previo a la extracción limpiar la lesión con hisopo estéril. Utilizar bisturí

descartable para tomar la muestra. Realizar extendidos, resuspender el material en

solución fisiológica estéril y centrifugar.

Fístulas: Previo a la toma de muestra se debe higienizar la zona afectada con

solución fisiológica estéril. Comprimir suavemente la zona para favorecer el

drenaje del material purulento. Recoger en solución fisiológica estéril o inocularlo

directamente en los medios de cultivos. En el caso de escaso o nulo drenaje de

material tomar la muestra con hisopo estéril descartando el material superficial y

penetrando hacia la zona más profunda para la recolección. Si la recolección es

aún dificultosa se debe solicitar la biopsia de la zona fistulosa. Otra opción es

colocar en la fístula una mecha de gasa estéril durante 24 hs.

Secreciones oculares: Limpiar con solución fisiológica estéril y posteriormente

recolectar, por hisopado, en solución fisiológica estéril el material drenado. Las

muestras obtenidas por raspado de cornea o por aspiración del humor vitreo,

recolectadas por el oftalmólogo, deben ser remitidas inmediatamente al

laboratorio para su procesamiento.

Secreciones óticas: Limpiar con solución fisiológica estéril. Recolectar con hisopo

el material del conducto auditivo externo, lo más profundo posible y sin tocar las

paredes del canal auricular, en solución fisiológica.

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Secreciones de senos paranasales: Se recomienda la toma de muestra por aspirado

del material de los senos paranasales. En caso de no poder aspirar el material

hisopar las fosas nasales.

Preparación de las muestras:

Líquidos diluidos: se deben concentrar por centrifugación

Materiales sólidos o viscosos: triturar o disgregar de la forma más conveniente

(con mortero, perlas de vidrio, bisturí, tijeras, etc.)

Examen macroscópico de la muestra

Examen directo:

En fresco o con KOH al 20% (materiales densos)

Gueguen

Con tinta china (si se sospecha criptococosis, en esputos de HIV)

Coloraciones:

May Grünwald Giemsa o Giemsa prologando (según el material)

Ziehl Neelsen

Kinyoun (búsqueda de antinomicetales)

Cultivos:


1 tubo de ASG

1 tubo de ASCl

1 tubo de Mycosel

28ºC

4 semanas

1 tubo de ASG

2 tubos de ASCC 37ºC

LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO

Preparación de la muestra:

Recolectar de manera estéril y centrifugar a 1000 rpm por 15 minutos, el análisis

micológico se realiza con el sedimento. Reservar el sobrenadante para la prueba de

aglutinación de antígeno por partículas de látex.

Examen directo:

En fresco

Gueguen

Con tinta china

Cultivos:


1 tubo de ASG

1 tubo de ASCl 28ºC

2 semanas 1 tubo de ASG


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MATERIA FECAL

- con recuento de colonias


Para realizar este análisis no se debe realizar ninguna dieta previa.

Recoger una deposición espontánea de materia fecal en un recipiente estéril, de

cierre hermético y rotulado con el nombre y apellido del paciente.

Una vez recogida la muestra llevar inmediatamente al laboratorio (de lo contrario

conservar en heladera hasta 12 horas).


Hacer una suspensión concentrada de materia fecal en solución fisiológica

(tomando por lo menos 10 lugares distintos de la muestra). Filtrar a través de doble capa

de gasa y llevar al doble de volumen con ácido cítrico al 10%. Dejar en reposo 24 hs en

la heladera. Centrifugar, descartar el sobrenadante y del sedimento sembrar, por

agotamiento en superficie, con ansa calibrada, en placa.

Ejemplo de siembra por agotamiento en superficie para realizar el recuento de colonias de levaduras de

materia fecal.

Examen directo: A partir de la muestra o bien a partir del filtrado de la misma.

En fresco

Gueguen

Cultivos:


1 placa de ASG

1 placa de ASCl 28ºC 1 semana

Realizar el recuento de colonias y la identificación de las levaduras e informar el

número de colonias por gramo de heces (VN: hasta 5000 colonias de levaduras/g de

materia fecal)

- en neonatos


No se realiza el procedimiento descripto para recuento de colonias

Examen directo:

En fresco

Gueguen

Cultivos:


1 tubo de ASG


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HEMOCULTIVO Y MÉDULA ÓSEA

- Por el método de lisis centrifugación


Recolectar sangre en tubo de centrífuga con anticoagulante (heparina) y

saponina e incubar a temperatura ambiente durante 1 hora. Centrifugar a 2000 rpm

durante 10 min, descartar el sobrenadante y sembrar el sedimento.

Cultivos:


1 tubo de ASG

1 tubo de Mycosel 28ºC



Observaciones: En pacientes con alimentación parenteral agregar un tubo de Dixon o

ASG con dos gotas de aceite de oliva e incubar a 32ºC

- En caldo


El volumen de sangre inoculado al frasco debe ser el 10 % del volumen del

medio de cultivo. Conservar el frasco de hemocultivo con la sangre a 28 ºC y se realizan

repiques a las 48 hs y a la semana de incubación. Previamente observar el aspecto del

sobrenadante sin agitar el frasco. Si el paciente es VIH + y/o se sospecha histoplasmosis

realizar además un repique a los 15 días.

Cultivos:


1 tubo de ASG

1 tubo de Mycosel 28ºC



Observaciones: En MO el médico deberá realizar un extendido antes de inocular la

muestra de MO en el caldo, que se deberá teñir con MGG.

- Hemocultivos automatizados BACTEC™ Myco/F Lytic

Las botellas de hemocultivos automatizadas poseen un caldo con el agregado de

saponina, enzima lítica que destruye glóbulos blanco y rojos aumentando la taza de

recuperación de hongos intracelulares como Histoplasma capsulatum.

En su base poseen una sustancia que la reaccionar con el CO2 producido por el

desarrollo microbiológico origina fluorescencia, la cual es censada por el lector del

autoanalizador que construye una curva con los cambios de fluorescencia. Por tal

motivo es fundamental que desde el momento en que la botella es inoculada con la

sangre del paciente, no pasen más de 18 hs para ser introducida en el autoanalizador, ya

que una vez que la fase estacionaria de crecimiento es alcanzada, la fluorescencia

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emitida se vuelve constante lo cual no es interpretado como crecimiento para el

instrumento. Pasadas las 18 hs el hemocultivo se procesa como en caldo.

El volumen del inoculo figura siempre en la etiqueta del frasco y no debe ser

menor a 1 ml de sangre (baja sensibilidad) ni superior a 5 ml (se supera el

anticoagulante). Deben ser conservadas siempre a temperatura ambiente hasta ser

remitidas al laboratorio.

PUNTA DE CATÉTER


Se recoge la punta de catéter en un tubo estéril y se coloca en 1 ml de solución

filológica estéril y se agita enérgicamente en un vortex durante 2-3 min. Centrifugar y

sembrar el sedimento.

Cultivos:


1 tubo de ASG


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AGLUTINACIÓN DE PARTÍCULAS DE LÁTEX PARA DETECTAR

ANTÍGENO DE CRYPTOCOCCUS

Fundamento:

Este test de aglutinación es rápido y simple para la detección cualitativa y

semicuantitativa del antígeno del polisacárido capsular de Cryptococcus neoformans en

LCR o suero.


LCR

Recolectar de manera estéril y centrifugar 1000 rpm por 15 minutos. Para la

prueba de aglutinación se utiliza el sobrenadante. Si no se procesa inmediatamente,

refrigerar a 4ºC o congelar

Suero

La muestra se recoge sin sobrenadante. Si no se procesa inmediatamente,

refrigerar a 4ºC o congelar

Procesamiento

Según indicaciones del equipo comercial

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SEROLOGÍA. INMUNODIFUSIÓN DE OUTCHERLONY

Fundamento

Con esta técnica se detectan cualitativa y semicuantitativamente anticuerpos para

diagnóstico de Histoplasmosis, Paracoccidioidomicosis, Coccidioidomicosis,

Candidiasis y Aspergilosis


Extraer sangre sin anticoagulante

El paciente debe estar en ayunas

A todos los sueros que se utilizan en las pruebas serológicas se les agrega

mertiolate de sodio (1/10.000) o azida sódica (1/1.000) como conservadores. Si no

se usan de inmediato pueden guardarse en congelador (-20ºC) hasta el momento

de su empleo.

Procesamiento

Preparación de los portaobjetos:

Se diluye 1 ml de agar para inmunodifusión en 7 ml de agua destilada y se

coloca en baño de agua a 70 ºC.

Se cubren los portaobjetos perfectamente limpios y desengrasados con alcohol

con una película de esta preparación, se desparrama con el dedo para que quede rugoso

y se deja secar en la estufa de 37 ºC hasta que se forme una capa seca y opaca.

Luego se agregan entre 2.5 y 2.8 ml de agar para inmunodifusión sin diluir por

portaobjetos. Una vez solidificados se los colocan en cámara húmeda y se conservan en

heladera hasta el momento de su uso. Pueden guardarse hasta una semana en estas

condiciones.

Realización de la prueba:

Con un sacabocados de 4 mm, se cortan el agar de acuerdo con un esquema de 6

hoyos periféricos y uno central. Los cilindros de agar se retiran con aguja o espátula.

Se deben llenar primero los pocillos correspondientes a sueros y antisueros y

después de 30 a 40 minutos de difusión se colocan los antígenos. Todas las cavidades se

llenan hasta el borde.

Ejemplo de diseño de placa de inmunodifusión para la evaluación de la presencia de tres tipos de

anticuerpos diferentes. Se enfrenta al suero del paciente frente a tres antígenos y sus correspondientes

antisueros controles.

La incubación se hace a temperatura ambiente, en cámara húmeda, durante 72

Ag 2

Ac 1

Suero paciente

Ac 2

Ag 3

Ac 3

Ag 1

16

horas, pero es conveniente observar diariamente la reacción.

Finalizada la incubación, los portaobjetos se cubren con una solución de citrato

de sodio (pH 8.2) durante 2 horas con el objeto de hacer desaparecer los halos formados

por los sueros que dificultan la observación de las bandas de precipitación y para

eliminar las bandas producidas por una proteína llamada sustancia C.

Luego de ese lapso se vuelca el tampón y se procede a ver la existencia de

bandas de precipitación que indican presencia de anticuerpos precipitantes en el suero

estudiado. Es necesario colocar una fuente de iluminación debajo de la placa para la

mejor visualización de los resultados. En casos de pruebas positivas se debe realizar una

titulación, efectuando diluciones seriadas al doble y repitiendo la prueba.

Siempre se debe realizar una coloración final, sobre todo en casos de pruebas

negativas (para confirmarlas), y en casos de titulaciones; se observa que bandas muy

débiles se observan luego de esta maniobra.

Tecnica de coloración de bandas

Lavado: Sumergir la placa por 24 horas en solución fisiológica cambiándola

frecuentemente. Colocar papel de filtro encima del gel y dejar secar a 37ºC. Sacar el

papel.

Coloración: Sumergir en colorante de 10 a 20 minutos

Decoloración: Sumergir en solución decolorante el tiempo que sea necesario

(aproximadamente 10 minutos). Primero con decolorante usado y luego con una parte

del nuevo el cual es guardado para el primer paso de la coloración siguiente. Enjuagar

con agua y dejar secar.

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Pruebas de sensibilidad a antifúngicos

Las pruebas de sensibilidad tienen como objetivo conocer si los microorganismos

ensayados son sensibles o resistentes a los antimicrobianos y sirven para elegir de forma

óptima el tratamiento antifúngico.

Metodologías para la determinación de sensibilidad antifúngica

Existen dos procedimientos generales para determinar la sensibilidad de los

microorganismos a los antimicrobianos y estos son:

- Dilución en agar o caldo

- Difusión en agar

Dilución en agar o caldo

Se realiza la dilución del antimicrobiano en un medio de cultivo adecuado para el

crecimiento del microorganismo que se va a ensayar. Se inocula el microorganismo, se

incuba a una temperatura determinada y se determina la concentración del

antimicrobiano que produce la inhibición del crecimiento del microorganismo definida

como CIM (Concentración Inhibitoria Mínima).

Esta metodología puede realizarse en macroescala, utilizando tubos, o en

microescala, usando microplacas de 96 pocillos. La posibilidad de cuantificar la

actividad antifúngica a través de la determinación de la CIM es la principal ventaja de

los métodos de dilución ya que estos valores cuantitativos se pueden utilizar, junto con

la farmacocinética del antimicrobiano, para calcular índices terapéuticos.

Difusión en agar con disco

Se inocula el microorganismo en la superficie del agar y se deposita un disco con

una concentración conocida de antimicrobiano. Después de incubar a una temperatura

adecuada, se produce una zona de inhibición del crecimiento del microorganismo

alrededor del disco. Dependiendo del tamaño de la zona, se puede determinar si el

microorganismo es sensible, intermedio, indeterminado o resistente al antimicrobiano

ya que los diámetros tienen una relación inversa con la CIM. La principal ventaja de la

difusión con disco es el bajo costo unido a la simplicidad de la técnica y esto incluye

desde la realización, la lectura y en la mayoría de las ocasiones, la interpretación.

64 32 16 8 4 264 32 16 8 4 2 64 32 16 8 4 264 32 16 8 4 2

- Inoculación

- Incubación

CIM = 16 μg/mLDiluciones del antifúngico

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Estándares de Referencia

El Instituto de Estándares Clínicos de Laboratorio, CLSI (Clinical Laboratory Standards

Institute), desarrolló “Estándares de Referencia” que describen detalladamente los

parámetros experimentales para la correcta realización de ambos métodos para lograr,

de esta forma, una mayor exactitud y reproducibilidad de los resultados.

Métodos de dilución

Documento M27-A3: Método de referencia para determinar la sensibilidad de las

levaduras a los antifúngicos a través del método de dilución en caldo.

Introducción

El método que describe este estándar está pensado para evaluar levaduras de las

especies de Candida y Cryptococcus neoformans. No se aplica para evaluar la fase

levaduriforme de los hongos dimórficos como Histoplasma capsulatum. Para algunos

hongos filamentosos se puede utilizar el método de dilución descripto en el documento

M38-A2.

Medio de cultivo

El medio recomendado es completamente sintético: RPMI con glutamina, sin

bicarbonato y rojo fenol como indicador de pH.

Preparación del inóculo

Se parte de un cultivo de 24 h en Agar Sabouraud a 35ºC (48 h para Cryptococcus), se

tocan cinco colonias y se suspenden en 5 ml de solución fisiológica estéril. El resultado

de la suspensión se homogeneiza durante 15 segundos, y su turbidez se ajusta a 0,5 de la

escala McFarland (equivalente a 1 x 106 a 5 x 10

6 UFC). Para los métodos de dilución,

la suspensión se diluye 1:2000 con RPMI 1640 para obtener 0,5 x 103 – 2,5 x 10

3

UFC/ml.

Soluciones de antifúngicos

Las soluciones madre de los antifúngicos se preparan a concentraciones de al

menos 1280 μg/ml o 10 veces la concentración mayor ensayada en dimetilsulfóxido y

luego se diluyen en el medio de cultivo apropiado. El intervalo de concentraciones

elegidos para cada antimicrobiano debe incluir los puntos críticos, o sea aquellos que

definen si una cepa es sensible o resistente. Basados en estudios previos, se

recomiendan las concentraciones de antifúngicos que están recogidas en la siguiente

tabla.

Placa con medio de

cultivo inoculada

Discos conteniendo

antifúngicos

Halos de inhibición

incubación

Placa con medio de

cultivo inoculada

Discos conteniendo

antifúngicos

Halos de inhibición

incubación

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Antifúngico Intervalo (μg/ml)

Anfotericina B 16 - 0,03

5-fluorocitosina 64 - 0,12

Ketoconazol 16 - 0,03

Fluconazol 64 - 0,12

Itraconazol 16 - 0,03

Voriconazol 16 - 0,03

Posaconazol 16 - 0,03

Ravuconazol 16 - 0,03

Anidulafungina 16 - 0,03

Caspofungina 16 - 0,03

Realización de la técnica de microdilución Se utilizan placas de microdilución estériles de 96 pocillos. Se dispensan 100 μl de

los antifúngicos a una concentración 2x en las columnas de la 1 a la 10 con una pipeta

multicanal. La columna 1 contiene la concentración más alta del antifúngico (64 o 16

μg/ml) y la fila 10 la más baja (0,12 o 0,03 μg/ml). Cada pocillo de la placa se inocula

con 100 μl de la suspensión del inóculo. El pocillo 11 control de crecimiento, que solo

contiene 100 μl de RPMI 1640, se añaden 100 μl del inóculo. El pocillo 12 es control de

esterilidad de la técnica y por tanto debe contener solo RPMI.

Incubación

Candida spp. se debe de incubar, sin agitación, en atmósfera normal, a 35ºC durante 24-

48 horas y Cryptococcus neoformans, en las mismas condiciones durante 70-74 horas.

Lectura de los resultados

La CIM es la concentración más baja de antifúngico que inhibe sustancialmente el

crecimiento del microorganismo detectado visualmente. Se compara el crecimiento en

cada concentración de antifúngico con el crecimiento en el tubo control de crecimiento

y se califica de la siguiente forma:

0 = ópticamente claro

1 = ligeramente turbio

2 = disminución prominente de la turbidez

3 = ligera disminución de la turbidez

4 = sin disminución de la turbidez

La CIM para la anfotericina B, se define como la concentración más baja que tiene una

puntuación de 0 (ópticamente claro). Para la 5-fluorocitosina, los azoles y las

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

A

B

C

D

E

F

G

H

16 8 4 2 1 0,5 0,25 0,12 0,06 0,03

Control de crecimiento

Control de esterilidad

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

A

B

C

D

E

F

G

H

64 32 16 8 4 2 1 0,5 0,25 0,12



1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

A

B

C

D

E

F

G

H

64 32 16 8 4 2 1 0,5 0,25 0,12



20

equinocandinas es la concentración más baja que tiene una puntuación de 2

(disminución prominente de la turbidez). Para aquellos aislamientos que producen

grumos en el fondo, la dispersión de los mismos pipeteando o agitando puede ayudar a

la interpretación de los resultados.

Puntos de corte (μg/ml) recomendados por el CLSI. Documento M27-A3

Antifúngico Sensible SDD Intermedio Resistente

Anfotericina B ≤1 ----- ----- > 1

Fluconazol ≤8 16-32 ----- ≥64

Itraconazol ≤0,125 0,25-0,5 ----- ≥1

5-fluorocitosina ≤4 ----- 8-16 ≥32

Voriconazol ≤1 2 ----- ≥4

Equinocandinas ≤2 ----- ----- -----

Control de calidad

Los objetivos del programa de control de calidad son evaluar:

1. la precisión y exactitud del procedimiento de ensayo.

2. si los reactivos, las condiciones del ensayo y las instrucciones utilizadas en el

procedimiento fueron adecuadas.

3. el personal que realiza las técnicas y lee los resultados.

Estos objetivos se alcanzan si se utilizan cepas de control seleccionadas por su

estabilidad genética y por su utilidad para controlar el método que se está ensayando.

Las cepas de control de calidad son evaluadas de la misma forma y se incluyen siempre

que se ensaye un aislado, se utilizan C. parapsilosis ATCC 22019 y C. krusei 6258, los

resultados obtenidos deben estar dentro del rango recomendado

Microorganismo Antifúngico Rango CIM

C. parapsilosis ATCC 22019

Anfotericina B 0,25 – 2

Anidulafungina 0,25 – 2

Caspofungina 0,25 – 1

5-fluorocitosina 0,06 - 0,25

Fluconazol 0,5 – 4

Itraconazol 0,125 - 0,5

Ketoconazol 0,03 - 0,25

Posaconazol 0,06 - 0,25

Ravuconazol 0,016 - 0,12

C. krusei ATCC 6258

Voriconazol 0.016 - 0.12

Anfotericina B 0,5 – 2

Anidulafungina 0.03 - 0.12

Caspofungina 0.12 – 1

5-fluorocitosina 4 – 16

Fluconazol 8 – 64

Itraconazol 0,12 – 1

Ketoconazol 0,12 - 1

Posaconazol 0,06 - 0,5

Ravuconazol 0,06 - 0,5

21

Métodos de difusión

Documento M44–A Método de referencia para determinar la sensibilidad de las

levaduras a los antifúngicos a través del método de difusión en disco

El documento M44-A describe el método de difusión en agar para levaduras del género

Candida. Las pruebas en medio sólido y en especial las de difusión son simples de

realizar y los resultados se obtienen de forma rápida, y muy fáciles de interpretar.

Medio de cultivo

Se utiliza Agar Müeller-Hinton con 2% glucosa y 0,5 μg/ml Azul de Metileno. Las

placas de Petri deben de tener una profundidad de 4 mm. Es necesario secar la

superficie antes de utilizarlas, colocando las placas durante media hora, en la estufa de

37ºC boca abajo y con las tapas ligeramente abiertas para permitir que la humedad se

evapore.

Preparación del inóculo

Se emplea el procedimiento descripto anteriormente utilizándose la suspensión obtenida

en solución fisiológica con una concentración de 1 x 106 a 5 x 10

6 UFC.

Inoculación de las placas

Siembra por dispersión con hisopo

Se sumerge un hisopo de algodón estéril en el inóculo. El exceso de líquido es

eliminado girando el hisopo varias veces contra las paredes interiores del tubo. El

inóculo se extiende por toda la superficie de la placa 3 veces seguidas. En cada

repetición, se gira la placa 60º, de forma que se asegure la distribución uniforme del

inóculo.

Siembra por inundación

Se realiza una dilución 1/10 del inóculo, se extraen entre 2-4 ml y se vuelcan en la placa

de Petri. Se distribuyen homogéneamente por la superficie y el exceso de líquido se

retira con una pipeta Pasteur estéril. Se deja secar la superficie durante 15 minutos a

temperatura ambiente.

Antifúngicos

Los antifúngicos pueden colocarse en distintos reservorios: pocillos en el agar, cilindros

que contienen el antimicrobiano, tabletas o discos. La aparición del disco de papel de

filtro impregnado de antimicrobiano revolucionó esta técnica y en la actualidad es el

reservorio de elección para las pruebas de susceptibilidad. Las tabletas son también un

método muy utilizado que se encuentra disponible comercialmente.

Colocación de los discos de antimicrobiano

Los discos de antimicrobianos se deben colocar no más de 15 minutos tras la

inoculación de las placas, de esa forma la difusión y el crecimiento ocurren en

simultáneo. Se pueden aplicar con la ayuda de un dispensador o con pinza estéril. Para

asegurar un completo contacto se aconseja presionar el disco contra la superficie del

agar. Se deben de colocar al menos a una distancia de 15 mm del borde de la placa y

separados entre sí por una distancia de 24 mm. Esta disposición reduce la posibilidad de

superposición de zonas de inhibición, que dificulta la lectura e interpretación. Una vez

colocados en el agar, es importante no moverlos ya que la difusión comienza de forma

inmediata.

22

Incubación de las placas

Las placas inoculadas deben ser incubadas a 35 ± 2 ºC durante 20-24 y hasta 48 horas

en una posición invertida.

Lectura de las zonas de inhibición

El diámetro de cada zona de inhibición se mide con una regla, calibre, plantilla o

instrumental electrónico.

Interpretación de resultados

Los hallazgos se clasifican categorías (sensible, Intermedio, Sensible dependiente de

dosis, resistente) basándose en los puntos de corte que se establecieron mediante el

método de dilución en caldo, las concentraciones séricas que el antibiótico alcanza en

suero y la distribución de las CIMs para la especie estudiada.

Antifúngico Concentración Halo de inhibición (mm)

R* S-DD* S*

Fluconazol 25 μg ≤ 14 15-18 ≥ 19

Anfotericina B 10 μg ≤ 10 11-14 ≥ 15

Itraconazol 8 μg ≤ 10 11-14 ≥ 15

Ketoconazol 15 μg ≤ 20 21-27 ≥ 28

Voriconazol 1 μg ≤ 13 14-16 ≥ 17

*Susceptible: S; *Susceptible-dependiente de dosis: S-DD; *Resistente: R

Rangos de diámetros (mm) para las cepas control de calidad

Antifúngicos

Candida albicans

ATCC 90028

Candida parapsilosis

ATCC 22019

Candida krusei ATCC

6258

Fluconazol 28-39 mm 22-33 mm ∗

Anfotericina B 18-23 mm 20-26 mm 17-23 mm

Itraconazol 21-30 mm 19-26 mm 16-22 mm

Ketoconazol 31-42 mm 26-35 mm 22-29 mm

Voriconazol 31-42 mm 28-37 mm 16-25 mm

∗ Los rangos de control de calidad de estos aislamientos no han sido establecidos para

estos antimicrobianos debido a la extensa variabilidad inter laboratorio.

Etest (AB Biodisk)

Es una técnica cuantitativa. Consiste en la utilización de una tira de plástico que, en una

de sus caras, lleva un gradiente de concentración del antimicrobiano. Tras la incubación,

la intersección entre el crecimiento del microorganismo y la zona de inhibición en

forma de elipse indican la CIM.

24

APÉNDICE

PREPARACIÓN DE LÍQUIDOS DE MONTAJE

Gueguen:

Acido Láctico ......................................... 400 mg

Sudan III ................................................. 400 mg

Azul Cotton o de Porrier .......................... 400 mg

Se trituran en mortero Sudan III al que se agrega Acido Láctico, se mezcla y se deja

reposar durante 24 hs. Después de ese tiempo se filtra, se agrega el Azul Cotton

(previamente triturado) y 70 u 80 gotas de solución de Iodo Alcohólica, se conserva en

frascos color caramelo en la heladera.-

Hidróxido de potasio:

Hidróxido de Potasio .............................. 20 g.

agua destilada ......................................... 100 ml

Disolver el hidróxido de potasio en agua. Se conserva en frascos goteros.

Tinta china:

Tinta China ............................................. 2 ml.

Formaldehido .......................................... 2 ml.

Mezclar ambos componentes y colocar en frascos goteros.

Tinta parker:

Solución KOH al 10% ............................ 3 ml.

Tinta Parker ............................................ 1.2 ml.

Mezclar ambos componentes y colocar en frascos goteros.

Lugol

Iodo metaloide…………………………..20 g

Ioduro de potasio………………………..40 g

Agua destilada…………………………..1000 ml

Se mezcla en un mortero el Iodo metaloide con el Ioduro de potasio hasta la total

disolución, luego se agrega de a poco el agua destilada. Se conserva en frascos color

caramelo.

PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO

Agar sangre:

Agar Infusión Cerebro Corazón .............. 52g.

Agua destilada ......................................... 1000 ml.

Cloranfenicol ........................................... 100 ml.

Estreptomicina ......................................... 40 gotas

Sangre ...................................................... 6 a 10 ml.

Disolver el Agar Infusión Cerebro Corazón con el agua destilada.

Una vez disuelto agregar: el Cloranfenicol y la Estreptomicina.

Luego distribuir en frascos de 100 ml., se taponan y se precintan. Esterilizar 20’.

25

Cuando los frascos se enfrían hasta 50º se agrega la sangre a cada frasco repartir en

tubos de ensayo estériles, estirar en pico de flauta.

Dixon modificado:

Agar ........................................................ 12 g.

Agua destilada ......................................... 1000 -

Extracto de Malta..................................... 36 g.

Peptona .................................................... 6 g.

Bilis de Buey ........................................... 20 g,

Tween 40 ................................................. 10 ml.

Glicerol ................................................... 2 ml

Cicloheximida .......................................... 0,8 g.

Aceite de Oliva ........................................ 1 %.

Disolver el Agar con el agua destilada. Agregar los demás componentes, distribuir y

esterilizar 20’. Estirar en pico de flauta.

Lactrimel:

Harina común .......................................... 16 g.

Leche descremada.................................... 160 ml.

Leche descremada.................................... 21,3 g.


Agar ......................................................... 18 g.

Miel .......................................................... 8 g.

Cloromicetina .......................................... 0,200 g,

Mezclar la harina común, con 600 ml de agua destilada. Se deja en la heladera 24 hs.

Luego de ese tiempo se filtra el preparado con papel de filtro y se lleva a volúmen de

600 ml.

Una vez filtrado se deja y por otro lado se mide la leche descremada, filtrándola con un

cono de papel de filtro, un embudo y un colador.

Disolver el Agar con 300 ml. de agua destilada. Una vez disuelto se agrega el agua de

harina.

Por otro lado pesar en un vaso de precipitado la miel con una pequeña cantidad del

preparado anterior, se mide el pH que tiene que ser de 6,9. Se agregan la leche

descremada y la miel al preparado de Agar.

Por último disolver la Cloromicetina en un vaso de precipitado con una pequeña

cantidad del preparado, una vez disuelto se agrega al preparado de Agar y se deja todo a

baño de maría.

Cuando el preparado está bien disuelto se reparte en tubos de ensayo, se taponan, se

esteriliza 15’ y se estira en pico de flauta.

Mycosel:

Preparación tradicional

Glucosa .................................................... 10 g.

Neopeptona .............................................. 5 g.

Agar ......................................................... 10 g.

Cloranfenicol ........................................... 250 mg. + 5 ml. alcohol 95º

Cicloheximida .......................................... 250 mg. + 5 ml. acetona

26


pH 6,9.

Disolver el Agar con 300 ml. de agua destilada a baño de maría.

Disolver en el agua destilada restante, la Glucosa, la Neopeptona, tomar el pH que tiene

que ser de 6,9 y después agregar el Cloranfenicol + 5 ml. de Alcohol de 95º y la

Cicloheximida + 5 ml. de Acetona. Se agrega todo al preparado de Agar. Ditribuir,

esterilizar 20’ y estirar en pico de flauta.

A partir de droga comercial

Mycobiotic Agar ...................................... 35,6 g.


Disolver el Mycobiotic Agar con el agua destilada. Distribuir. Esterilizar 20’. Estirar en

pico de flauta.

Sabouraud cloromicetina:

Sabouraud Glucosa .................................. 65 g.

Solución de Cloranfenicol ....................... 100 ml.

Agua destilada ........................................ 1000 ml.

Solución de Cloranfenicol:

Cloromicetina ......................................... 1 g.

Alcohol .................................................... 200 ml.

Mezclar los componentes.

Conservar en frasco color caramelo.

Disolver el Sabouraud Glucosa en el Agua destilada. Agregar la solución de

Cloranfenicol. Distribuir en tubos de ensayo, taponar, esterilizar 20’ y estirar en pico de

flauta.

Sabouraud glucosa:

Preparación tradicional

Agar ......................................................... 20 g.

Peptona de Carne ..................................... 10 g.

Glucosa .................................................... 40 g.


Disolver el Agar en 700 ml. de agua destilada. En los 300 ml. restantes de agua

destilada disolver la Peptona de Carne y la Glucosa. Mezclar todos los componentes,

distribuir en tubos de ensayo, taponar, esterilizar 20’, estirar en pico de flauta.

Luego se mezclan los dos componentes y se distribuye en tubos de ensayo, se taponan y

se autoclavan 20´.- Se estiran en pico de flauta.-

A partir de droga comercial

Sabouraud Glucosa .................................. 65 g.

Agua destilada ........................................ 1000 ml.

Disolver el Sabouraud Glucosa en el Agua destilada. Distribuir en tubos de ensayo,

27

taponar, esterilizar 20’ y estirar en pico de flauta.

Agar Mueller-Hinton modificado

Mueller Hinton agar…………………….37 g

Glucosa…………………………………20 g

Solución stock de azul de metileno.……100µl

Agua destilada……………………c.s.p. 1000 ml

Solución stock de azul de metileno:

Azul de metileno………………………..0,1 g

Agua destilada………………………….20 ml

Disolver el Mueller Hinton con el agua destilada, se agrega los demás componentes. Se

esteriliza 15 minutos en autoclave. Se plaquea.

TECNICAS DE COLORACIÓN

May Grünwald – Giemsa

1. Cubrir con May Grunwald 3 minutos

2. Agregar 20 gotas (1 ml) de H2O estabilizada ( 1 ml de estabilizador en 50 ml de

H2O destilada) y dejar reposar 1 minuto.

3. Volcar bien el contenido

4. Cubrir con Giemsa diluido al 10% 15 a 20 minutos.

5. Lavar con H2O.

6. Dejar secar en posición vertical

7. Observar con aceite.

Nota: en materiales donde se imponga diagnóstico diferencial con Leishmania conviene

usar May Grunwald diluido ½ con agua de canilla en el momento, dejar actuar por 5

minutos. Omitir paso 2

Zhiel – Neelsen

Para esta coloración se debe usar siempre portaobjetos nuevos, bien desengrasados,

realizando sobre ellos frotis finos que dejen leer un escrito con cierta dificultad, pero

que pueda ser leído en forma borrosa

1. Cubrir el preparado indicado con un papel de filtro del tamaño el portaobjetos.

2. Cubrir con Fuscina fenicada. Calentar con antorcha por debajo del porta objeto

hasta desprender vapores (no debe hervir el colorante).

3. Repetir el paso anterior incorporando más colorante para evitar que se seque, se

repite el paso por 3 veces en 5 minutos.

4. Lavar con H2O.

5. Decolorar con alcohol clorhídrico por un tiempo de 1 minuto y no más de dos

veces.

6. Lavar con H2O.

7. Cubrir con agua y sobre ella incorporar Azul de Metileno 1 minuto.

8. Lavar con H2O.

9. Dejar secar en posición vertical.

10. Observar con aceite

Kinyoun

28

Para esta coloración al igual que ZN, se debe usar siempre portaobjetos nuevos, bien

desengrasados, realizando sobre ellos frotis finos que dejen leer un escrito con cierta

dificultad, pero que pueda ser leído en forma borrosa

1. Cubrir con Fuscina fenicada 3 minutos.

2. Lavar con H2O.

3. Decolorar con H2SO4 al 1%.

4. Lavar con H2O.

5. Cubrir con Azul de Metileno 30 segundos.

6. Lavar con H2O.



Giemsa prolongado (para materiales con sangre, como biopsias, esputos

sanguinolentos, etc)

1. Cubrir con Giemsa diluido 2 AL 5 % , por 10 minutos.

2. Volcar suavemente el contenido.

3. Cubrir nuevamente con Giemsa diluido 10 minutos.

4. Volcar suavemente el contenido.

5. Cubrir con Giemsa diluido 1 hora.

6. Lavar con H2O.



Variante Giemsa solo

Fijar el preparado con metanol por 5 minutos, dejar secar totalmente en posición

viertical

Cubrir con Giemsa diluido según tiempo de coloración destinado

Gram – Nicolle

1. Cubrir con Violeta de Genciana 1 minuto.

2. Lavar con H2O.

3. Cubrir con Lugol 1 minuto.

4. Lavar con H2O.

5. Decolorar con alcohol-acetona 10 segundos.

6. Lavar con H2O.

7. Cubrir con Fuscina fenicada 30 segundos.

8. Lavar con H2O.



Técnica de Tinción Azul de Toluidina Preparación de reactivos

Reactivo de Sulfatación

Acido Acético Glacial 45 ml

Acido Sulfúrico 15 ml

Reactivo Azul de Toluidina

Azul de Toluidina 0.16 gr.

Agua Destilada 60 ml

Acido Clorhídrico 2 ml

Alcohol Etílico Absoluto 140 ml

29

Preparación de la muestra a procesar: Lavado broncoalveolar: centrifugar a 2.500 rpm 5 min. Y realizar con el

sedimento al menos tres frotis

Esputo ó secreción bronquial: Agregar perlas de vidrio y dos o tres gotas

de hidróxido de sodio al 10 %. Realizar al menos 6 frotis.

Técnica de coloración 1. Reactivo de Sulfatación 10 minutos

2. Agua corriente bajo la canilla (lado opuesto al preparado) 1 minuto

3. Reactivo azul de toluidina 5 minutos o 10 minutos o mas según la antigüedad del

reactivo

4. Alcohol etílico al 95 % 10 segundos

5. Alcohol etílico puro 10 segundos

6. Alcohol etílico puro 10 segundos

7. Xilol (no es indispensable) 10 segundos

SEROLOGÍA

Gel de agar:

Agar Noble o bacto (Difco) o agar Oxoid Nº 3 ......... 1 gr

Polietilénglicol 6000 (Carbowax 6000) (PEG) ......... 1 gr

Cloruro de sodio ........................................................ 0.85 gr

Fenol .......................................................................... 0.3 ml

Buffer de fosfatos ...................................................... 1 ml

Agua destilada .......................................................... csp 100 ml

Buffer de fosfatos (pH 7.4).

M/15 Na2HPO4 .......................................................... 80.8 ml

M/15 NaH2PO4 .......................................................... 19.2 ml

Se prepara primero la solución salina fenolada. Se agregan simultáneamente el agar y el

PEG y se mezclan durante 5 minutos. Se lleva a baño de agua de 100ºC para su

disolución completa y por último se distribuye en tubos de ensayo a razón de 4 a 5 ml,

una vez solidificado el gel se los tapa y se los conserva a 4 ºC.

Buffer de citrato de sodio (pH 8.2):

Citrato de sodio ........................................ 5 mg

Solución fisiológica ................................. 100 ml

Colorante:

Coomassie brillant blue R (Sigma R-250) 0.30 gr

Solución decolorante ............................... 100 ml

Solvente:

Alcohol etílico ......................................... 40 ml

Ácido acético glacial ............................... 20 ml

Agua destilada ......................................... 40 ml

Al preparar el colorante, se debe disolver primero en el alcohol el Coomassie brillant

blueR, luego se agregan el acético y el agua juntos. Dejar madurar por lo menos una

noche con buena agitación. Guardar en frasco bien cerrado.

guia de procesamiento de materiales clinicos · se aplica un fragmento de cinta de 10 cm sobre la...

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