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8/8/2019 Cultek 2006 Electroforesis

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Electroforesis de ProtenasLas protenas son molculas cuya carga neta depende del contenido de una serie de aminocidos (fundamentalmente cido glutmico,asprtico, lisina, arginina e histidina) y del grado de ionizacin de stos al pH considerado (figura 7).

Fig. 7. Principales aminocidos responsables de la carga neta de una protena, dependiendo del pH.

En los soportes no restrictivos (en los que el entramado no interfiere en la migracin, ya que el tamao de las protenas es muy pequecomparacin con el tamao de poro del soporte), la separacin depende de la densidad de carga de las molculas y, as, cuanto mayor sdensidad, mayor ser la velocidad de migracin en un campo elctrico hacia el polo que determine su carga neta.

La primera etapa del proceso es la aplicacin de la muestra. En papel o acetato de celulosa, esto se puede efectuar de forma puntual (permanlisis de varias muestras simultneamente en pequeas cantidades) o longitudinalmente (permite el estudio de una sola muestra pero en mcantidad). La muestra se aplica disuelta en el tampn de electroforesis, del que est impregnado el soporte y que se encuentra en los reservorla cubeta, y se deposita en una pequea zona, lo ms estrecha posible, en el centro o en un extremo del soporte (si se conoce cul va a sedireccin de desplazamiento de la misma) y de forma perpendicular a la direccin del campo elctrico. Conviene evitar la proximidad de lodel papel, ya que all el campo elctrico no es homogneo y se distorsionan las bandas segn avanzan. El volumen que se aplica suele ser in10 L y si se necesitan mayores volmenes porque la muestra se encuentre muy diluida, pueden hacerse aplicaciones sucesivas sobre la mzona, dejando secar entre aplicacin y aplicacin. Es necesario humedecer el soporte (papel o acetato de celulosa) para que sea conductorello, se impregna el soporte de tampn de electroforesis por ambos extremos y de forma simultnea para que por capilaridad se desplace hazona de aplicacin de la muestra.

En los geles de agarosa, se perfora el gel con ayuda de un troquel o una pipeta de dimetro adecuado y se elimina esa porcin por succiperforacin puede ser cilndrica o rectangular, dependiendo del nmero y cantidad de muestra a analizar y la muestra se deposita en el opracticado sin que llegue a rebosar. En este caso, el tampn est embebido en el soporte (agarosa).

En todos los casos, la zona de aplicacin debe ser lo ms estrecha posible, para aumentar la resolucin y evitar solapamientos entre bandamigren en posiciones cercanas.

La electroforesis termina cuando se haya producido la mxima separacin de los componentes de la muestra, pero sin sobrepasar los lmisoporte. Para evitar que se sobrepasen estos lmites, se utilizan los marcadores electroforticos que son molculas coloreadas con una moelectrofortica superior a cualquier componente de la muestra (poseen elevada carga respecto a su tamao). Entre los marcadores ms utilizaencuentran la dinitrofenil-lisina (DNP-Lys) y el azul de bromofenol.

Una vez acabada la electroforesis, se procede a la etapa de tincin. El soporte se retira de la cubeta y se sumerge en un recipiente que contiendisolucin de un colorante que se une de manera especfica a los componentes de la muestra y que precipita a los componentes separadosposicin en la que se encuentren. Las disoluciones ms utilizadas en el caso de protenas son el Negro Amido al 1% (p/v) en cido actico yde Coomasie al 0.1% (p/v) en metanol/agua/cido actico (9:9:2 v/v/v).

Si la electroforesis se pretende desarrollar a escala preparativa, ha de utilizarse un papel de mayor grosor (175 gr/cm2), en lugar del utilizadelectroforesis analtica (85-100 gr/cm2; 0.15mm de espesor), lo que permite la aplicacin de una mayor cantidad de muestra (50-100L).

Inmunoelectroforesis.Es una combinacin de una electroforesis en geles de agarosa seguida de una inmunodifusin (figura 8). En la primera parte, se realizaplicacin puntual de la muestra, por lo que al final las distintas protenas estarn distribuidas a lo largo del gel segn el eje de migracin. Ala electroforesis, y sin efectuar la tincin, se practica en el gel un canal (trinchera) paralelo a la direccin de migracin con un bistur de do(la separacin de las hojas determina la anchura de la trinchera) en el que se deposita un antisuero que contenga anticuerpos especficos freuna o varias de las protenas separadas en la electroforesis.Los geles se mantienen as a temperatura ambiente (20-22C) durante 24-48 horas. Los anticuerpos y las protenas (que actan como antgdifunden, y si se encuentran en la proporcin adecuada, producen complejos antgeno-anticuerpo insolubles que precipitan y aparecen en el gelcomo bandas elipsoidales.

Estos complejos solamente se producen cuando ambos compuestos se hallan en lo que se conoce como relacin de equivalencia y que nidnticas para todas las protenas presentes en la muestra; por eso, deben determinarse en experimentos preliminares las cantidades idneaantisuero y de la muestra, as como las distancias entre el pocillo de aplicacin de la muestra y la trinchera, ya que si las distancias sonpequeas, el antgeno (las protenas) difunde rpidamente y puede no formarse el precipitado, y si la distancia es mayor de la idnea, haemplear mayor cantidad de antisuero y la duracin del proceso se alarga.

Una vez formadas las bandas de precipitacin, el gel puede lavarse para eliminar las protenas que no hayan inmunoprecipitado y, posteriorteirse como se ha descrito anteriormente. Cada protena de la muestra produce una banda de precipitacin independiente, por lo que es pidentificar el nmero de constituyentes de la muestra que son reconocidos por los anticuerpos.

Soluciones Electroforesis Protocolo y Tcnicas Cultek

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La gran especificidad y sensibilidad de las reacciones de precipitacin, permite diferenciar substancias con movilidades electroforticas iddetectar componentes que se encuentren en concentraciones mnimas (g).

Fig. 8. Fases de una inmunoelectroforesis (IEF).

El nmero de bandas observado en una IEF debe entenderse como el nmero mnimo de componentes presentes, es decir, puede haber componentes que no sean detectados por el antisuero empleado o que no hayan alcanzado la relacin de equivalencia antgeno-anticadecuada.

La IEF es una tcnica principalmente cualitativa, que se desarrolla en condiciones nativas y es especialmente apropiada para el anlisis de lfisiolgicos y extractos celulares. Permite identificar substancias en mezclas muy complejas y en concentraciones muy bajas. Sin embargo, que dichas substancias sean inmunognicas y depende de los anticuerpos utilizados, por lo que es difcil de estandarizar.

Electroforesis en Geles de Poliacrilamida (PAGE).Se utiliza mayoritariamente para la separacin de protenas, aunque tambin puede ser til para cidos nucleicos. Los geles de poliacrilamisoportes restrictivos del tipo II, por lo que, adems de evitar la conveccin y minimizar la difusin, participan directamente en el procseparacin.

Se preparan de modo que sus poros sean de un tamao comparable al de las protenas, de manera que produzcan un efecto de tamizado molecla separacin electrofortica depende entonces de la densidad de carga de las molculas y de su tamao, por lo que dos protenas con iddensidad de carga, pero de tamao diferente pueden ser separadas, ya que el soporte dificulta ms el avance de la de mayor tamao.

Son qumicamente inertes frente a las molculas biolgicas, transparentes y estables en un amplio intervalo de valores de pH, temperatura y inica; son tambin resistentes a agentes desnaturalizantes (urea, detergentes), no presentan efecto EEO y son mecnicamente estables, por lopueden ser deshidratados y reducidos a una fina pelcula, lo que facilita su almacenamiento. Preparacin del soporte.El soporte se prepara a partir del monmero de acrilamida (figura 9) que forma largas cadenas lineales,

abundantes grupos polares que las hace solubles en medios acuosos. Al no estar las cadenas unidas entre s, formaran un gel sin consistencia mecnica y totalmente inmanejable. Para evitar esto, se utilizmonmero, la N,N-metilen-bisacrilamida que forma parte de dos cadenas que quedan as unidas covalentemente.

Fig. 9. Estructura de la acrilamida, bisacrilamida y poliacrilamida

En funcin de la concentracin de acrilamida se obtienen entramados ms o menos densos, mientras que la cantidad de bisacrilamida condel grado de entrecruzamiento de las cadenas. Ambos componentes determinan, en conjunto, las caractersticas fsicas del gel resultanresistencia mecnica, fragilidad, elasticidad, grado de reticulacin (tamao de poro), etc.




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La polimerizacin de la acrilamida se obtiene por la adicin de catalizadores de la polimerizacin que inician y aceleran el proceso de formun gel tridimensional. Normalmente, el proceso se inicia con la adicin de persulfato amnico a una disolucin acuosa (tampn) de monmeros (acrilamida + bisacrilamida), seguido de la adicin de TEMED (N,N,N,N-tetrametilendiamina) que acta como propagareaccin de polimerizacin a pH bsico (el pH cido retarda la polimerizacin). Por lo tanto, ajustando las concentraciones de persulfato ypuede controlarse la velocidad de polimerizacin. Siempre debe evitarse la presencia de oxgeno, pues inhibe la polimerizacin; por ello, lde polimerizacin debe desgasificarse a vaco (lo que impide, adems, la formacin de burbujas durante la polimerizacin que distorsionanalteran el campo elctrico). La temperatura ptima de polimerizacin es de 25-30C y el proceso ocurre en pocos minutos, aunque codejarlo transcurrir ms tiempo para que no queden restos de monmeros o de pequeas cadenas libres.

Los monmeros (ya sea en polvo o en disolucin) son neurotxicos por absorcin a travs de la piel o por inhalacin. Por ello, deben manen una campana extractora con guantes y mascarilla. Una vez realizada la polimerizacin, la toxicidad se reduce al mnimo, pero es recomcontinuar manipulando el gel con guantes, debido a la posible presencia de radicales libres.

El tamao de poro de los geles de poliacrilamida viene determinado por la concentracin total de monmeros. As, un gel de poliacrilamdefine por el reticulado (%T) que es la concentracin total de monmeros (acrilamida + bisacrilamida; % p/v) y la dureza (%C) que vienepor la relacin de la cantidad de bisacrilamida al total de monmeros (es un valor bastante constante y, normalmente, inferior al Incrementando %T el tamao de poro decrece (los geles con %T inferiores a 2.5-3.0% son casi lquidos y los geles con un %T del 30% preun reticulado tan denso que molculas tan pequeas como 2000-3000 Da difcilmente pueden atravesarlos). El tamao medio de poro es50 y 20 para valores de 2.5, 7.5 y 30%T respectivamente. En la tabla I se muestran los tamaos aproximados de un conjunto de protelos geles que se suelen utilizar para su anlisis.

Tabla I. Tamao aproximado de algunas protenas y concentraciones de acrilamida (%T) utilizada en PAGE,en funcin de los distintos tamaos Protena M (kDa) Longitud () Dimetro ()

Albmina 69 150

Transferrina 90 190 37BB1 lipoprotena 1300 185 185

Inmunoglobulina 160 235 44Fibringeno 400 700 38

Concentracin de acrilamida (%T) kDa 3-5 >1005-12 20-15010-15 10-80>15


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Si se aumenta la longitud del gel, aumenta la resolucin de la electroforesis, aunque tambin se incrementa su duracin. Asimismo, cuantosea la anchura del gel, mayor ser el nmero de pocillos y, por lo tanto, el de muestras que se pueden analizar simultneamente y en idncondiciones. El espesor del gel y las dimensiones de los pocillos viene determinado por el grosor de los espaciadores y el tamao deldetermina la cantidad de muestra que puede aplicarse.

Una modalidad de la electroforesis vertical es la realizada con geles en gradiente en los que la concentracin de acrilamida (%T) auprogresivamente desde la parte superior del gel hasta la inferior, es decir, el tamao de poro decrece de forma inversa. Este gradientconcentracin de acrilamida puede ser lineal o no (cncavo, en pasos, etc.), aunque los primeros son los ms utilizados. Con estos gintervalo de tamaos de protenas que pueden separarse se incrementa considerablemente frente a los geles homogneos y presentan una mresolucin. Adems, las molculas de la parte delantera de la banda se frenan ms (encuentran antes los poros ms pequeos) que las molde la parte trasera, con lo que las bandas se estrechan, concentrndose sobre su parte delantera, produciendo bandas muy finas y con una resolucin.

En la cubeta, el tampn del reservorio superior cubre el gel y los pocillos en los que se ha de cargar la muestra. Con el fin de que sta, disuel mismo tampn, no difunda al depositarla en los pocillos, se le puede aadir un compuesto que aumente su densidad (normalmente, glicsacarosa). El volumen de muestra que puede aplicarse a cada pocillo depende del tamao de la propia muestra y del pocillo, pero oscila en100L con un mximo de 200L. En el tampn de la muestra, tambin se aade el marcador electrofortico (el ms utilizado es el abromofenol) para poder determinar el final del proceso.

PAGE en condiciones no desnaturalizantes.La modalidad ms sencilla es la descrita en apartados anteriores en las que la muestra se cardirectamente en el gel en el cual se va a producir la separacin, por lo tanto, la concentracin del gel es uniforme y hay un nico tampPAGE se desarrolla en condiciones en las que no se altera la conformacin nativa de las protenas separadas, por lo que finalizada la electropueden realizarse estudios de funcionalidad de dichas protenas separadas (actividad enzimtica, capacidad de unin de anticuerpos, ureceptores, etc.)

Otra modalidad de electroforesis no desnaturalizante es aquella en la que el tampn presente en los reservorios es diferente al que impreggel, el cual tampoco es homogneo, ya que, en realidad, hay dos geles diferentes en uno solo: una zona de resolucin (donde tiene lugseparacin de las protenas) que se polimeriza sin colocar el peine (por lo que la parte superior presenta un frente plano) y otra pequea zoconcentracin de 1-3 cm, que se polimeriza sobre la anterior (quedan fundidas), que contiene los pocillos de aplicacin de la muestra finalidad es concentrar la muestra en la zona de contacto con la zona de resolucin (figura 11).

Este hecho es debido a que la zona de concentracin tiene un tamao de poro muy grande (2.5-3.0%T), por lo que no es restrictiva frente alzona de resolucin cuyo tamao de poro s es restrictivo.

Fig. 11. PAGE en condiciones no desnaturalizantes en sistemas de tampn discontinuo. PAGE en condiciones desnaturalizantes.En presencia de algunos compuestos qumicos, las protenas pierden su estructura nativa; ta

compuestos, llamados agentes desnaturalizantes, producen el desplegamiento de la protena que queda, as, sin la organizacin tridimencaracterstica de su funcionalidad biolgica.

En algunas protenas hay puentes disulfuro entre los residuos de Cys (para formar cistinas) de una misma cadena polipeptdica (puintracatenarios) o de diferentes cadenas (puentes intercatenarios) de algunas protenas con estructura cuaternaria. Estos puentes se pueromper mediante tratamiento con determinados agentes reductores, como por ejemplo, el -mercaptoetanol (-ME) o el ditiotreitol (DTT).

Otros agentes desnaturalizantes de protenas, son la urea y determinados detergentes. La urea interfiere con las reacciones hidrofbicas dprotenas y debe incluirse en el tampn de la muestra y en todos los que se empleen para la preparacin de los geles; las principales aplicade la urea es en la separacin de las histonas, as como de protenas nucleares y ribosomales (ya que tienen mucha tendencia a agregar yinsolubles) y para el anlisis conformacional de protenas (mediante geles con gradientes transversales de urea).

Los detergentes afectan a la estructura nativa de las protenas y a las interacciones con otras molculas (protenas, lpidos, etc.), ya qu

interacciones hidrofbicas de las protenas son sustituidas por interacciones detergentes-protena. Existen tres tipos principales de detergent Detergentes no inicos. Son dbilmente desnaturalizantes y no alteran la carga de las protenas a las que se unen; se pueden utilizar en gcon urea y en electroenfoque. Los ms empleados son el Triton X-100 y el Octilglucsido, particularmente para solubilizar protemembrana. Se utilizan a concentraciones de 0.1-3.0% (p/v) y deben incluirse en el tampn de la muestra y en el del gel.

Detergentes inicos. Pueden tener carga positiva (catinicos) que se usan para la separacin de protenas muy cidas o muy bsicas; eutilizado es el cetiltrimetilamonio (CTAB). Otros poseen carga negativa y un fuerte carcter desnaturalizante; el ms empleadododecilsulfato sdico o lauril sulfato sdico (SDS)

Detergentes anfteros. Son dbilmente desnaturalizantes y no afectan a la carga de las protenas; algunos, como el 3-(cloroamido prdimetilamonio-1-propanosulfato (CHAPS) solubilizan muy bien las protenas de membrana. Son compatibles con la utilizacin de ureaes frecuente como alternativa a los detergentes no inicos.

PAGE-SDS.Permite el clculo de parmetros moleculares (al contrario que el resto de los tipos de electroforesis), pues los complejos protena se separan estrictamente segn su tamao molecular. El SDS interacciona con las protenas formando complejos de caracter




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comunes independientemente de las de cada protena.

Las protenas unen una molcula de SDS por cada dos aminocidos, lo que implica que las cargas propias de las protenas quedan enmasco anuladas; asimismo, la molcula de SDS proporciona una carga negativa, por lo que los complejos SDS-protena estn cargados negativde forma uniforme (la carga por unidad de masa es prcticamente constante para todos los complejos).

Como ya se ha comentado, la movilidad electrofortica en una PAGE es funcin del tamao y de la carga por unidad de masa; como constante para todos los complejos SDS-protena (que, adems, tienen la misma forma elipsoide), esta movilidad es solamente funcin de lmolecular, es decir, cuanto menor sea la masa molecular de la protena, mayor ser la movilidad de la misma y viceversa.

En resumen, la SDS-PAGE es la electroforesis ms utilizada para el anlisis de protenas debido a: La gran mayora de las protenas son solubles en SDS. Todos los complejos SDS-protena tienen carga negativa y migran, por lo tanto, en el mismo sentido. Su densidad de carga es muy elevada, por lo que su velocidad de migracin tambin lo es y las electroforesis son muy rpidas. La separacin depende de un parmetro fsico-qumico, como es la masa molecular, que se puede calcular. Los complejos SDS-protena se tien fcilmente.

La preparacin de la muestra es de la mxima importancia para asegurar que todo lo comentado anteriormente se cumple. Al tampn en el disuelta la muestra (Tris HCl; 0.05M, pH = 6.8) se aade un exceso de SDS (2% p/v); para facilitar la unin del SDS a las protenas, la mucalienta a 100C durante al menos 3-5 minutos y, opcionalmente, se aade -ME (5% v/v) DTT (20 mM) si se requieren condiciones redPara incrementar la densidad de la disolucin de la muestra, se aade glicerol o sacarosa al 10% (p/v) y como marcador azul de bromof0.001% (p/v).

La cantidad de muestra que se aade depende de la sensibilidad de la tincin posterior que se vaya a utilizar, pero como regla general ygeles de 2020 cm de 1.5mm de espesor y tincin con azul de Coomasie, se suele aadir entre 1-10g de muestra (ms de 100g de pro

supone una sobrecarga del gel).El SDS debe incluirse en el tampn de los reservorios, en los de los geles (de concentracin y de resolucin) y en el de la muestra para malas condiciones desnaturalizantes. La PAGE-SDS puede realizarse en condiciones reductoras o no reductoras; la ausencia de reductores seen que si las protenas poseen puentes disulfuro, el SDS slo producir una desorganizacin parcial de la estructura (figura 12). Si son doslas cadenas unidas por puentes disulfuro intercatenarios, en presencia de SDS, quedarn ms o menos desplegados en funcin de la posiclos puentes disulfuros (figura 13).

Fig. 12. Efecto del SDS y del DTT en la movilidad electrofortica de protenas monomricas. En una protena nativa de 25 kDa, capuentes disulfuro, el tratamiento con SDS ( ) SDS+DTT ( ) producen idntico resultado. La protena con un puente diintracatenario, en presencia de SDS se desnaturaliza parcialmente, manteniendo sin desplegar la zona que abarca el disulfuro. El tratamienSDS+DTT rompe el puente disulfuro y permite el despliegue total de la protena.




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Fig. 13. Efecto del SDS y del DTT en la movilidad electrofortica de protenas oligomricas.

Una vez finalizada la PAGE, se separa el gel de las placas de vidrio haciendo palanca con una esptula y se visualiza con un colorante;utilizado es el azul de Coomasie con el que se pueden visualizar 0.1-0.5 g de protena por banda. Otro mtodo de tincin es con sales deque tiene como principal ventaja su elevada sensibilidad (hasta 0.1ng de protena por banda), aunque tiene como desventajas que es laboriosa y cara, presenta elevado background, baja reproducibilidad, algunas protenas no se tien y, sobre todo, no es totalmente especfprotenas, ya que algunos lipopolisacridos, cidos nucleicos y polisacridos tambin se tien.

Un mtodo de sensibilidad comparable a la tincin con sales de plata, emplea compuestos fluorescentes que se unen especficamente

protenas (la unin puede realizarse antes o despus de la electroforesis), como el cloruro de dansilo (detecta hasta 10ng de protena por bala fluorescamina (detecta hasta 3-5ng de protena por banda) y el MDPF (2-metoxi-2,4-difenil-3(2H) furanona; detecta hasta 1ng de protebanda).

Una vez teido el gel de poliacrilamida, la imagen que se obtiene es un conjunto de bandas coloreadas sobre un soporte transparente. Su apermite identificar el nmero mnimo de componentes (bandas) de cada muestra. Cada banda se caracteriza por su movilidad electrofrelativa (Ur)

marcadormuestra

r LLU =

marcadorelporrecorridaLongitudLmuestralaporrecorridaLongitudL

marcador

muestra

La PAGE es un criterio de pureza negativo, es decir, permite saber si una muestra no es homognea (porque aparecen varias bandas en unpero no permite establecer que sea homognea (puede haber varias protenas que tengan la misma movilidad electrofortica y apareceranuna sola banda).




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En las condiciones de la SDS-PAGE, si se representan los valores de logaritmo del peso molecular (logM) frente a la movilidad electroforde un conjunto de protenas, se obtiene una relacin lineal (figura 14). Normalmente, se utiliza un conjunto de protenas de peso molconocido (marcadores de peso molecular) que se someten a SDS-PAGE en el mismo gel que se analizan las protenas cuyos peso moledesea conocer.

Fig. 14. Clculo de pesos moleculares de protenas por SDS-PAGE.

Es importante sealar que la relacin lineal entre logM y Ur se mantiene para una concentracin dada de poliacrilamida (%T) y slo en uintervalo de peso molecular. De forma general, en geles del 15%T la relacin lineal es vlida para protenas comprendidas entre 12 y 45 kgeles del 10%T, el intervalo lineal va entre 15 y 70 kDa, y en los del 5%T, entre 25 y 200 kDa.

Hay protenas con un comportamiento anmalo en SDS-PAGE; en las glicoprotenas y las lipoprotenas, que llevan unidos azcares o lparte no proteica no une SDS y puede impedir el acceso del mismo a la protena. Por ello, las glicoprotenas y lipoprotenas unen menos Sla mayora de las protenas; esto hace que la relacin carga/tamao sea menor y, por lo tanto, tengan menor movilidad electroforticacomporten como si tuvieran mayor tamao.

Electroforesis bidimensional.Es una sucesin de dos electroforesis distintas (o en distintas condiciones) realizadas sobre una misma muestra. En la primera de ellas (pdimensin) se separan los componentes de la muestra segn un criterio (carga, tamao o pI), y en la segunda (segunda dimensin) segparmetro distinto del anterior. De esta manera, se combinan dos modos de separacin diferentes y se consigue el mximo de resolucin pmediante tcnicas electroforticas.

La primera dimensin puede llevarse a cabo, por ejemplo, en condiciones no desnaturalizantes y la segunda en condiciones desnaturalizanprotenas ribosomales se separan en un gel discontinuo en la primera dimensin, seguido por otro continuo en la segunda, y ambos en presenurea; las histonas se separan en geles con urea y cido en la primera dimensin y utilizando tritn/cido/urea en la segunda.

Sin embargo, normalmente, la idea de electroforesis bidimensional suele referirse a la combinacin de los dos tipos de electroforesresolutivos: electroenfoque (primera dimensin) y SDS-PAGE (segunda dimensin) (figura 15).

La electroforesis bidimensional puede considerarse como un criterio de pureza positivo debido a su gran poder de resolucin, aceptndoseaparicin de una sola mancha indica una muestra homognea.

Fig. 15. Electroforesis bidimensional. Primera dimensin (SDS-PAGE). En el pocillo I se aplica el marcador de pesosmoleculares y en los pocillos II y III la muestra. El carril del pocillo III (sombreado) se corta y el resto del gel se tie.El carril III se coloca sobre un nuevo gel que se ha polimerizado sin pocillos, donde se desarrolla la segundadimensin (EEF) perpendicularmente a la primera. Obsrvese que algunas bandas producen ms de una mancha enla segunda dimensin.




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Electroenfoque.Es un tipo particular de electroforesis en la que los compuestos anfteros se separan segn su punto isoelctrico (pI; pH al cual la carga netaprotena es nula) en un gradiente continuo de pH.

La carga neta de una protena es funcin del pH: (figura 16)

positivanulaCargapIpHnulanetaCargapIpHnegativanulaCargapIpH

Fig. 16. Curva de titulacin de una protena. Representacin de la carga neta (Q) de una protena en funcin del pH.

En todos los mtodos electroforticos descritos anteriormente, la difusin es un fenmeno con efectos negativos, que tiende a ensanchbandas, disminuyendo la resolucin. En el EEF el efecto de la difusin es mnimo y por ello posee una enorme resolucin, pudiendo llegar aprotenas que difieran en 0.001 unidades de pI. Esto se debe a que si una protena focalizada en su pI se desplazase por difusin, adquirira (positiva o negativa segn hacia el polo que difundiera) y por efecto del campo elctrico volvera a la zona de su pI; esto se llama efecto focadel EEF y es el responsable de su enorme resolucin. Adems, el EEF aumenta su resolucin al disminuir el intervalo de gradiente de pH.

Por todo esto, el disponer de un gradiente estable de pH es lo esencial del EEF; para ello, se emplean compuestos anfteros de bajo peso molllamados anfolitos portadores, que son pequeas poliaminas (alrededor de 750 kDa) con abundantes grupos cidos y bsicos, con un pI que desde 2.5 hasta 11.0, con gran capacidad de tamponacin cerca de su pI y con una gran solubilidad y conductividad.

Una disolucin de una mezcla de estos anfolitos tendrn un pH prximo al promedio de los pI. Si esta disolucin se emplea para la preparaun gel de poliacrilamida, al aplicar una diferencia de potencial cada molcula de anfolito migrar hacia uno u otro polo en funcin de su cargalcanzar la zona de su pI. Cuando se alcanza el equilibrio queda formado un gradiente de pH a lo largo del gel. Si, debido a la difusin, los aabandonasen la zona de su pI, adquiriran carga y experimentaran el efecto focalizante mencionado anteriormente.

Los gradientes de pH generados en algunos soportes, como los geles de poliacrilamida, muestran el fenmeno denominado deriva catdicconsiste en que el gradiente se hace inestable con el tiempo y se desplaza, junto con las protenas, hacia el ctodo; esto se dfundamentalmente, al flujo electroendosmtico. La deriva catdica puede evitarse variando la naturaleza qumica del gel (se usan derivaacrilamida, como la 3-dimetilaminopropil metacrilamida) o utilizando gradientes de pH inmovilizados (que se consigue copolimerizanacrilamida los compuestos qumicos que establecern el gradiente, por lo que las molculas que forman el gradiente estn fijas sobre las pfibras de poliacrilamida).

La variedad ms utilizada de EEF es la analtica. El gel se prepara a partir de una disolucin de acrilamida (3-5%T para facilitar la movbisacrilamida en agua, a la que se aaden los anfolitos. La preparacin del gel es totalmente anloga a la de PAGE, aunque tambin puede lla cabo en cubetas horizontales, en cuyo caso los geles son de muy poco grosor (


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Fig. 17. Determinacin del punto isoelctrico de una muestra.

Hay que volver a destacar, una vez ms, que el EEF es un criterio de pureza negativo, es decir, varias bandas indican que la muestheterognea, pero la aparicin de una nica banda no permite afirmar que la muestra sea homognea, ya que pueden coexistir protenas difercon igual pI; no obstante, cuanto menor sea el gradiente de pH utilizado, mayor ser la probabilidad de que al aparecer una banda, la muestrhomognea.

Transferencia a membrana s (Western Blot).Finalizada la PAGE, se puede obtener informacin acerca de las protenas si stas se transfieren desde el gel a una membrana. El procetransferencia se denomina blotting y fue originariamente descrita por E. M. Southern para el caso de DNA (Southern Blot); posteriorcontinuando con la misma terminologa, se describi para el caso de RNA y protenas (Northern y Western Blot respectivamente).Una vez en la membrana, las protenas estn accesibles (cosa que no ocurre en el gel) para interaccionar con otras molculas que permitidentificacin; en la mayora de los casos, estas molculas son anticuerpos (el proceso se conoce como inmunoblotting), pero tambin puedlecitinas, cidos nucleicos, receptores o cualquier otro ligando.

El proceso consta de cuatro fases (figura 18): Transferencia.Puede llevarse a cabo por diferentes mtodos (difusin, aplicando vaco, por capilaridad), pero para protenas separadas en

de poliacrilamida se suele recurrir a un campo elctrico que se aplica perpendicularmente al plano del gel. El primer sistema de realizar la transferencia emplea una cubeta similar a las de electroforesis de tipo vertical en la que los electrodos sconjunto de hilos de platino. El gel y la membrana estn emparedados entre un conjunto de hojas de papel de filtro y lminas de espmantenidas por un marco o armazn de plstico.

El segundo sistema emplea una cubeta horizontal y los electrodos son placas de grafito o metlicas; el gel, la membrana y el conjunto dede papel de filtro a cada lado quedan emparedados por los electrodos, siendo uno de ellos la propia base de la cubeta.

La primera membrana utilizada para la transferencia fue de nitrocelulosa, que posee una buena capacidad de unin de protenas (250g/chay variedades con diferentes grados de porosidad segn el tamao de las protenas a transferir. Las protenas quedan unidas a la membranforma no covalente, mediante interacciones electrostticas e hidrofbicas.

Las membranas de naturaleza hidrofbica (PVDF [difluoruro de polivinildeno]) presentan ventajas frente a las de nitrocelulosa, ya que mayor cantidad de protenas, son compatibles con la mayora de los sistemas de deteccin, mecnicamente son ms estables y presentangran resistencia qumica a los reactivos utilizados para la caracterizacin estructural de las protenas.

Bloqueo de la membrana. Unin del ligando. Deteccin.




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Fig. 18. Fases de un Western Blot. Transferencia de las protenas a la membrana. Bloqueo de la membrana no ocupadapor las protenas con BSA (3-5%, p/v), leche en polvo desnatada (3%, p/v) o Tween 20 (0.1%) para evitar la unininespecfica de los anticuerpos. Unin del ligando especfico (anticuerpo primario) a la-s protena-s transferidas.

Deteccin mediante un anticuerpo secundario conjugado con HRP o FA.




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Electroforesis de cidos nucleicosLa electroforesis de cidos nucleicos es el mtodo habitual para separar, identificar y purificar molculas o fragmentos de DNA y RNAtampones habitualmente utilizados, los cidos nucleicos estn cargados negativamente y migran hacia el nodo. Cada molcula aporta unanegativa (procedente del grupo fosfato), por lo que la relacin carga/tamao es prcticamente constante e idntica para todas las molcindependientemente de su tamao (un nucletido tendr la misma movilidad que un fragmento de doble cadena de 800pb o uno de 5kb).

La electroforesis de DNA se lleva a cabo en geles de agarosa o poliacrilamida. Ambos soportes son restrictivos para los cidos nucleicos, que los diferentes fragmentos (al tener la misma relacin carga/tamao), migran en funcin de su tamao y/o conformacin (tabla II).

Los geles de poliacrilamida (en cubetas verticales) se emplean para fragmentos pequeos de DNA (5-500pb), as como para la mayoraRNA.

Los geles de agarosa (en cubetas horizontales) se utilizan para fragmentos grandes de DNA (500pb-10Mb); utilizando agarosas de dconcentraciones (distinto grado de reticulacin) pueden separarse fragmentos de hasta 50kb aplicando un campo elctrico constante; para sfragmentos de tamao superiores a 50kb se utiliza la electroforesis de campo pulsante en la que la direccin del campo elctrico cperidicamente.

Electroforesis en geles de agarosa.Se trata del mtodo ms comn para el anlisis, purificacin y obtencin de DNA. Las agarosas disponibles comercialmente presentan unagama de grados de pureza y especificaciones. La presencia de polisacridos sulfatados, contaminantes en algunas agarosas, puede ser perjuya que son inhibidores de las enzimas con las que va a tratarse el DNA purificado en la electroforesis (polimerasas, ligasas, endonuclearestriccin, etc.).

Un aspecto importante de las agarosas es su estado fsico. La agarosa estndar gelifica a 35C y funde a 80-90C, aunque las hay modificadadicin de grupos hidroxietilo, que gelifican a menos de 30C y funden a 65C. Estos datos son importantes, ya que finalizada la electrofogel se puede licuar a temperatura superior a la de fusin y as separar el DNA en disolucin.

Tabla II. Concentraciones de agarosa o acrilamidautilizadas para la separacin electrofortica defragmentos lineales de DNA de diferentes tama os.

Agarosa (% ) Intervalo de tamaos separables(kb)0.3 5-600.6 1-200.7 0.8-10.00.9 0.5-7.01.2 0.4-6.01.5 0.2-3.02.0 0.1-2.0

Acrilamida (%) Intervalo de tamaos separables(kb)

3.5 1000-20005.0 80-5008.0 60-40012.0 40-20015.0 25-15020.0 6-100

Tambin es importante tener en cuenta la fragilidad del gel. Su resistencia mecnica se expresa en gr/cm2, que representa el peso que psoportar 1 cm2 de un gel de agarosa al 1%. La agarosa estndar tiene una resistencia de 1000-2000gr/cm2, las de bajo punto de fusin alredde 200gr/cm2 y las de alta resistencia llegan hasta 6000gr/cm2.

Hay agarosas de gran reticulado para fragmentos de pequeo tamao molecular; utilizadas a concentraciones de 2.0-4.5% (y mantenidas aseparan eficazmente fragmentos de DNA de 700-3000pb. Adems, algunas son transparentes lo que facilita enormemente el proceso de detec

Finalmente, indicar que en la agarosa, el flujo electroendosmtico (EEO) va en contra de la direccin de migracin del DNA (hacia el nodoperjudica la resolucin, por lo que es muy aconsejable utilizar agarosas con valores muy bajos de EEO.

El modelo ms habitual de cubeta horizontal, en la que se realiza la electroforesis en geles de agarosa, es bastante similar al descrito en la

Fig. 19. Electroforesis submarina en geles de agarosa. La cubeta se aloja en su pacentral al soporte (gel). La flecha horizontal indica la direccin de migracin de la muEl molde empleado se muestra en la parte superior; habitualmente, en la cubeta colocan ambos, molde y gel, como una unidad.




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La electroforesis submarina se lleva a cabo de modo que el tampn cubra totalmente el gel; con esta disposicin se disipa mejor el calor gepor el paso de la corriente y se consigue un campo elctrico muy eficaz. Para conseguir el mximo de resolucin, suelen emplearse geles decm de largo y 3-4 mm de grosor.

La separacin de fragmentos lineales de DNA de doble cadena (dsDNA) se realiza a un pH cercano a la neutralidad, pero para el DNA mono(ssDNA) se utiliza NaOH (50mM).

La muestra de DNA se carga en los pocillos en una disolucin (idealmente en el mismo tampn de la electroforesis) a la que se le incremdensidad con sacarosa (40% p/v), glicerol (30% p/v) o ficoll (15% p/v), y se le aade uno o varios marcadores, como, por ejemplo, azbromofenol (0.25%; tiene una movilidad electrofortica semejante a un dsDNA de 300pb), xylene cianol FF (0.25%) o verde de brom

(0.25%; para geles alcalinos).El volumen de muestra que se puede cargar depende de las dimensiones de los pocillos practicados, del tamao de los fragmentos de DNA ydiversidad, pero no suele sobrepasar los 50L; cuanto mayor sea el tamao del DNA, menos cantidad puede cargarse por pocillo. Para poctamao medio (0.50.50.15cm) pueden cargarse 500ng-1g de DNA de tamao nico; cuando existen tamaos diferentes, la cantidad incrementarse hasta 30-50g. La cantidad mnima de DNA que puede cargarse depende del lmite del mtodo de deteccin utilizado y abromuro de etidio (BrEt) cantidades menores de 5ng/pocillo son escasamente visibles.

Para estimar el tamao de los fragmentos de DNA analizados, se incluye en el gel (habitualmente en los pocillos de los extremos del conjunto de patrones, fragmentos de DNA de tamaos conocidos (fragmentos de restriccin de DNA virales o plasmdicos, como pBR322,fago ).

Tambin pueden realizarse electroforesis bidimensionales en geles de agarosa, la muestra se digiere con una endonucleasa de restriccinfragmentos se separan en una primera dimensin. Posteriormente, los fragmentos se tratan con una segunda endonucleasa de restriccin sobpropio gel o sobre una membrana de DEAE-celulosa (es lo ms habitual) y los subfragmentos obtenidos se separan en la segunda dimensimodo similar descrito anteriormente para protenas. Esta modalidad es habitual en estudios de mapeo gentico.

Factores que afectan a la movilidad electrofortica del DNA.El voltaje que se aplica en los geles de agarosa depende de la resolucin requerida y del tamao de los fragmentos a separar. Entre 1-10V/cmcm se refieren a la distancia entre los electrodos), la movilidad electrofortica de los fragmentos lineales de dsDNA es proporcional alaplicado; sin embargo, si se incrementa el voltaje, los fragmentos grandes cambian su movilidad electrofortica, sin que sta guarde relacintamao.

En general, la separacin de fragmentos grandes de DNA es mejor a bajos voltajes (aunque esto incrementa el tiempo de electroforesiembargo, elevados voltajes producen bandas estrechas y bastante bien resueltas cuando se trata de fragmentos pequeos.

Un dsDNA lineal se mueve en un gel de agarosa a una velocidad que es dependiente del tamao del poro del gel. A mayor concentracagarosa, menor dimetro de poro y menor movilidad. La movilidad electrofortica de los fragmentos de DNA es inversamente proporlogaritmo de su tamao, expresado en pares de bases (figura 20).

Fig. 20. Relacin entre el tamao de los fragmentos dedsDNA lineal y su movilidad electrofortica, para diferentes

concentraciones (%T) de agarosa.Cuanto mayor es el fragmento de DNA, ms se retarda a lo largo del recorrido por el gel. As, los fragmentos se van ordenando hacia el nrelacin a su tamao. Por encima de 50kb, son tan largos que avanzan prcticamente con la misma velocidad y no se separan.

Los extremos del fragmento de DNA tienen ms facilidad para moverse y cambiar de direccin que la parte central, de modo que la estructupuede combarse, adoptando forma de horquilla, por lo que puede engancharse en las fibras del gel, dificultando su migracin. Este fenmmuy acusado en fragmentos de tamao intermedio, y es la causa del fenmeno conocido como inversin de banda, por la cual estructutamao intermedio migran ms lentamente que otras mayores. Este fenmeno es ms acusado a elevadas concentraciones de agarosa y bvoltajes.

Si se incrementa el voltaje para intentar acelerar la separacin, las estructuras pueden perder flexibilidad, deformarse y estirarse en la direcccampo elctrico adoptando forma de varilla rgida, por lo que no se apreciaran diferencias de tamao y no habra separacin.

Cuando se trata de estructuras circulares, la movilidad electrofortica aumenta con el grado de enrollamiento, es decir, cuanto ms retorcidel DNA circular, ms compacto es, atraviesa mejor el gel y tiene mayor movilidad, por lo que avanza ms. Las estructuras circulares superen




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de DNA se mueven con una velocidad que depende del grado de superenrrollamiento (Lk). Aquellas molculas con grado de superenrrollnulo se mueven ms lentamente que las de valores mayores de grado de superenrrollamiento (positivo o negativo, es decir, en un sentidootro), y estructuras superenrrolladas con distinto grado de superenrrollamiento e idntico tamao, pueden ser separadas por electroforesis ende agarosa (figura 21). En la figura 22 se muestra la movilidad electrofortica de distintas formas de DNA circular en relacin a al de un fralineal del mismo tamao.

Fig. 21. Relacin entre la movilidad electrofortica y el grado de superenrrollamientestructuras circulares de DNA. En la parte izquierda, un DNA circular con difervalores de Lk analizado en un gel de agarosa al 1.5% y teido con BrEt; las estructucon mayor Lk presentan una mayor movilidad electrofortica. En la parte derecrepresentacin esquemtica de estructuras circulares de dsDNA con distintos gradossuperenrrollamiento.

Fig. 22. Posiciones relativas de diferentes formas de DNA de la misma longitud en un gelde agarosa. Formas (0): ssDNA circular cerrado; (I): dsDNA circular superenrrollado;(II): dsDNA circular mellado (abierto en una hebra); (III): dsDNA lineal; (IV): dsDNAcircular cerrado. (A): punto de aplicacin de la muestra.

La temperatura no afecta a la movilidad electrofortica entre 4C y 30C, por ello la electroforesis se lleva a cabo a temperatura ambiente, sase utilice agarosa de bajo punto de fusin, en cuyo caso conviene realizar la electroforesis a 4C. A los voltajes habituales a los que se realielectroforesis (1-10V/cm) los pequeos aumentos de temperatura debidos a la resistencia del gel no afectan al DNA ni al gel.

Deteccin del DNA.Como ya se ha comentado anteriormente, el BrEt se utiliza para la tincin del DNA, lo que se puede realizar antes (aadiendo el BrEt al prdurante su formacin) o despus (sumergiendo el gel en una disolucin con BrEt) de la electroforesis. Es un agente intercalante, ya que se inentre pares de bases contiguas del DNA, aumentando la longitud de ste, lo que reduce la movilidad electrofortica del fragmento considerun 15%. Esto se debe a que al introducirse entre las bases, la doble hlice de DNA se abre y queda menos girada, con lo que aumenta su longse hace menos flexible. Este aumento de tamao del DNA tratado con BrEt debe tenerse en cuenta si la electroforesis se hace en presencia dcompuesto.

Hay dos maneras fundamentales para visualizar DNA una vez finalizada la electroforesis: mediante compuestos fluorescentes que sespecficamente a los cidos nucleicos y con tincin de plata (normalmente para geles de poliacrilamida). Si el DNA esta radiactivamente (32P, 35S) se detecta por autorradiografa y si lo esta con nucletidos fluorescentes, las bandas pueden incluso observarse segn van migranel gel.La deteccin con BrEt es el mtodo ms habitual para detectar DNA en los geles de agarosa; este compuesto tiene un rendimiento cubastante bajo en medios acuosos (polares), pero se incrementa notablemente cuando pasa a un entorno hidrofbico, lo que sucede cuandintercala en el DNA. As, las bandas de DNA pueden detectarse sumergiendo el gel en una disolucin acuosa de BrEt (0.5-1.0g/mL) e ilucon luz UV, la cual es absorbida por la sonda y emitida a=590nm; puede utilizarse radiacin de=254nm, que es absorbida por el DNA transferida al BrEt =302nm 366nm que es absorbida directamente por la sonda fluorescente. Si se emplea radiacin de 254nm 302nintensidad de fluorescencia es mayor que si se utiliza 366nm; adems, la de 254nm produce ms roturas en el DNA que la de 302nm, por losta ltima la empleada preferentemente.

Puesto que las bandas slo son visibles mientras se estn iluminando, para tener los resultados de forma permanente, es necesario fotografiar el gebajo iluminacin (figura 23). Para los geles habituales (1060.5cm), 20-30 minutos son suficientes para que el BrEt los impregne, aunqconcentracin de agarosa es superior al 4%, el tiempo debe aumentarse. Con BrEt pueden detectarse bandas conteniendo 1-10ng de DNA, aotros compuestos fluorescentes (SYBR-Green, TOTO-1 y YOYO-1) son capaces de detectar 50-60pg/banda de DNA RNA.




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Fig. 23. Iluminacin y fotografa de geles de agarosa. Iluminacin incidente. Iluminacin por transmisin (transiluminacin). Videocmaimagen del gel sobre el transiluminador. Las flechas amarillas representan la radiacin emitida (fluorescencia) por los complejos DNA-BrEt.

Electroforesis en geles de agarosa en condiciones desnaturalizantes.Se lleva a cabo en modo submarino como ya se ha descrito. Se utiliza para la separacin de fragmentos de DNA monocatenario grandes (100nucletidos) y especialmente para el anlisis de mRNA, que se transfiere posteriormente a membranas para su deteccin (Northern Bltransferencia e hibridacin son similares a las descritas para el DNA, pero teniendo en cuenta que el mRNA es monocatenario.

Para lograr una buena separacin y para calcular con fiabilidad los tamaos es necesario que las molculas estn completamente desnaturaliya que la estructura secundaria y terciaria de los cidos nucleicos est mantenida esencialmente por el apareamiento (tanto inter- intracatenario) de bases complementarias; para asegurar esta desnaturalizacin se utilizan agentes desnaturalizantes como la temperatura, bsico y diversos agentes qumicos dependiendo del soporte y del cido nucleico. No pueden utilizarse agentes desnaturalizantes que rompuentes de hidrgeno (urea, formamida) ya que afectan tambin a la agarosa (sus fibras se mantienen mediante puentes de hidrgeno).

Transferencia a membran as (Southern y Northern Blot).Las molculas de DNA o RNA separadas en los geles de agarosa pueden ser transferidas a membranas de nitrocelulosa o de nylon. La transse realiza tras la desnaturalizacin del DNA o RNA. La unin a la membrana ocurre a travs del esqueleto azcar-fosfato de la molcula dRNA, quedando libres y expuestas las bases nitrogenadas. Esto permite localizar e identificar secuencias especficas en los fragmentos transincubando la membrana con sondas especficas radiactivas o de otra naturaleza, que hibridan con la secuencia complementaria, revelanposicin por autorradiografa de la membrana.

De esta manera puede identificarse un fragmento especfico de DNA o RNA entre toda la poblacin de estructuras separadas por electroftransferidas a la membrana. La sensibilidad del mtodo es muy elevada y pueden detectarse


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La desnaturalizacin de los fragmentos de DNA, previa a la transferencia, se realiza introduciendo el gel en una disolucin de NaOHneutraliza posteriormente. Las cadenas de DNA desnaturalizadas no deben ser muy largas para que la transferencia sea efectiva y, as, fragmmayores de 15-20kb deben ser fragmentados previamente con radiacin UV o tratamiento cido.

La transferencia puede realizarse por capilaridad, por electroforesis (electrotransferencia), por centrifugacin o por succin (mediante una bovaco), aunque los dos ltimos sistemas necesitan dispositivos especficos, por lo que su uso es ms restringido. Normalmenelectrotransferencia se utiliza cuando la separacin del DNA se ha realizado en geles de poliacrilamida (dado que el reticulado es ms densode la agarosa). El tiempo de transferencia depende del grosor del gel, del porcentaje de agarosa y del tamao de los fragmentos de DNA. Uen la membrana, el DNA se fija a ella mediante calentamiento a 80C o iluminacin con radiacin UV.

Al igual que en el Western Blot, las regiones de la membrana no ocupadas por el DNA transferido deben bloquearse, para evitar que al asonda, sta se una inespecficamente a la membrana y produzca un fondo en el revelado. Para realizar este bloqueo, la membrana se sumerguna disolucin que contenga substancias de elevado peso molecular, como ficoll (400kDa), polivinilpirrolidona (360kDa) o seroalbmin(66kDa), adems de DNA heterlogo de diversos orgenes (bacteriano, timo de ternera, esperma de salmn, etc.).

La formacin de las estructuras hbridas (heterodplex) entre la sonda y la secuencia complementaria buscada es muy dependiente dcondiciones experimentales (particularmente de la temperatura); para realizarla se utilizan dos sistemas: en el primero, la membrana se intren una bolsa de plstico hermtica que contiene la disolucin con la sonda, controlndose la temperatura por inmersin en un bao termostael segundo, utiliza hornos de hibridacin, introduciendo las membranas en botellas que contienen la disolucin de la sonda.

Fig. 24. Esquema de desarrollo de un Southern Blot (izquierda) y un Northern Blot (derecha).

Electroforesis en campos pulsantes (PFGE).Con las electroforesis descritas hasta ahora, se pueden separar fragmentos de hasta 20kpb, e incluso hasta 50kpb con geles de agarosa de baja concentracin. Schwartz y Cantor desarrollaron en 1984 un sistema denominado electroforesis en gel de campo pulsante (PFGE) conconsiguieron separar cromosomas de levadura de varios cientos de kpb. La PFGE consigue la separacin de grandes fragmentos de DNA insu reorientacin mediante cambios peridicos en el campo elctrico, cuya duracin determina el intervalo de tamaos que se pueden s(cuanto mayor sea el tamao de los fragmentos a separar, mayor ha de ser la duracin de los campos aplicados.

En una PFGE los fragmentos se someten a dos campos elctricos de distinta orientacin. Al aplicarse el primero (E1) durante cierto tiemfragmentos se estiran y se orientan segn la direccin de dicho campo. Si ahora se aplica un segundo campo (E2), perpendicular al anteriobliga a los fragmentos de DNA a relajarse y elongarse y alinearse de acuerdo con este segundo campo elctrico. Cuanto menos tarde una men reorientarse, antes migra en la direccin de E2; el tiempo que se consume en esta reorientacin depende del tamao de los fragmetardando ms los mayores. Aplicando sucesivos cambios de campo elctrico (E1/E2/E1/E2/E1/E2 etc.) se consigue la separacin de los fraen funcin de su tamao.

El ngulo que forman las direcciones de los campos elctricos E1 y E2 se denomina ngulo de reorientacin, y determina lo que deben girfragmentos de DNA cada vez que cambia la orientacin del campo. Normalmente se utilizan ngulos >100; cuando se opera a un ngulo fies de 120, aunque si el dispositivo permite seleccionar diferentes ngulos, se trabaja entre 100 y 120; esto es particularmente til pa

separacin de fragmentos muy grandes de DNA (>2Mb).La duracin de los campos elctricos que se alternan se denomina duracin del pulso y determina el intervalo de los tamaos de DNA que se separar; estos intervalos son muy variables, desde fracciones de segundo para fragmentos muy pequeos hasta 1-2 horas para fragmentosgrandes (>5Mb) (Tabla III).

Para una duracin de pulso dada, aquellos fragmentos de gran tamao que no hayan tenido tiempo a reorientarse en la nueva direccin del cno se separan, pero no permanecen inmviles en el gel; se mueven muy lentamente, pero juntos, sin resolverse en bandas distintas y aparcomo una zona ms o menos ancha en la parte superior del gel; dicha zona se denomina zona de compresin.

Es importante destacar que la utilidad de la PFGE es anloga a la de la electroforesis convencional, salvo que los fragmentos de DNA separade mayor tamao. Esto hace que la transferencia a membranas no pueda hacerse directamente, ya que para tamaos superiores a las 20kfragmentos se han de dividir en otros menores mediante radiacin UV o tratamiento con cido (HCl). Tambin puede ser utilizada para electrbidimensionales, cambiando las condiciones en cada dimensin; esto permite el mapeo gentico de grandes regiones de DNA o de cromenteros pequeos.




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El equipo necesario para realizar una PFGE se diferencia notablemente del de otras electroforesis, tanto en la cubeta como en la fuealimentacin. La cubeta tiene un conjunto de electrodos en lugar de un par, cuya disposicin y diseo posibilitan las distintas orientaciocampo elctrico; los electrodos de platino son de mayor grosor que en el resto de las electroforesis, ya que los cambios peridicos de poproducen una marcada corrosin de los mismos. La cubeta tiene, adems, un sistema de recircularizacin del tampn a temperatura estrictacontrolada, de modo que no se produzcan variaciones de temperatura en el gel (Figura 25). La preparacin de los geles de agarosa no difiere ya descrito para otras electroforesis de DNA; se utilizan geles de agarosa al 0,5-1,0% (2020 1515 cm), de bajo flujo electroendosmelevada resistencia (Figura 26).

Tabla III. Relacin entre la duracin del pulso y la resolucin en una P FGE.Duracindel pulso

Intervalo deseparacin

Resolucinmxima

Duracin delproceso (h) Voltaje (V)

0,3seg 1-10kb 1-10kb 1 4500,5seg 5-30kb 10-25kb 2 4500,8seg 30-50kb 35-50kb 3 4505seg 20-100kb 60-90kb 4 30025seg 40-400kb 200-300kb 6 30045seg 40-600kb 400-550kb 10-24 300100seg 40-1.000kb 700-900kb 17-40 165-200125seg 100-1.600kb 800-1.200kb 17-40 165-20020min 1-2,5Mb 1,6-2,5Mb 100-140 165-20030min 1,6-3Mb 2,5-3Mb 100-140 165-20040min 1,6-6Mb 2,5-6Mb 140 3075min 2-9Mb 3-6Mb 140-170 3090min 1-10Mb 6-9Mb 185 30100min 3-13Mb 7-10Mb 190-200 30180min 3-13Mb 10-13Mb 190-200 27

Fig. 25. Cubeta utilizada en una PFGE con simetra hexagonal. Tapacon cable de conexin incorporado, por lo que retirando la tapa sedesconecta la corriente. Dispositivo hexagonal con los electrodosembutidos. Plataforma con el gel incorporado. Cubeta con elsistema refrigerante (serpentn) en su base. El conjunto se ensamblasegn esta dispuesto en la figura (sobre, sobre y sobre losanteriores).

Fig. 26. Preparacin de un gel de agarosa para PFGE. A la agarosafundida se vierte sobre la bandeja que lleva adosada el molde. Bcolocacin del peine, soportado en los extremos sobre el molde. Cuna vez gelificada la agarosa se retira el molde quedando el gelsobre la bandeja, que se coloca en la cubeta.




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La preparacin y aplicacin de la muestra es la fase ms delicada de la PFGE por el gran tamao de las estructuras que se manejan, lo que lafcilmente fragmentables. El DNA suele cargarse en el gel como una disolucin concentrada (de mucha viscosidad), junto con agarosa fuembebido en pequeos bloques o tacos de agarosa slida (Figura 27). La utilizacin de una u otra forma depende del tamao del DNA a ande la naturaleza de la muestra. Los fragmentos de 200-300kb pueden cargarse como disoluciones directamente en el gel, pero para fragmmayores de 500kb no se suele emplear el DNA aislado como tal y s las propias clulas que lo contiene.

Fig. 27. Preparacin de la muestra para PFGE bloques de agarosa. A partir de un bloque grande, qucontiene las clulas cuyo DNA se desea analizar, cortan pequeos tacos (parte superior) del tamao dlos pocillos practicados en el gel (parte inferior). Todlos procesos de lisis celular y digestiones enzimticasrealizan sobre el taco de agarosa.


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