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Centro Universitario “Vladimir I. Lenin” Las Tunas FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Comportamiento de plantas in vitro de banano (Musa AAAB, cv. FHIA-18) en diferentes sustratos durante la fase de aclimatización. Autor: Karel Ismar Acosta Pérez. Tutor: Dr C. Luis A. Barranco Olivera Ing. Roilán Expóxito Pérez
Las Tunas, 2003 “Año de Gloriosos Aniversarios de Martí y del Moncada”
Resumen
La investigación se llevó a cabo en áreas del Centro Universitario”Vladimir Ilich
Lenin” de Las Tunas; durante el período comprendido entre 30 de enero hasta 16
de marzo del 2003; con el objetivo de evaluar el comportamiento de plantas in
vitro de bananos (Musa AAAB cv. FHIA-18) con diferentes tipos y combinaciones
de sustratos en la fase de aclimatización. Se realizó un experimento con los
sustratos estiércol vacuno, humus de lombriz y compost de cachaza al 100% y a la
vez combinaciones de estos con diferentes porcentajes de zeolita (25% y 50%)
siendo nueve tratamientos. Se evaluaron los parámetros: porcentaje de
supervivencia, altura y número de hojas activas de las plantas in vitro a los 15, 21,
28, 35 y 45 días. A los 28, 35 y 45 días se determinó ancho y largo de la penúltima
hoja emitida; y largo del pecíolo de la penúltima hoja emitida y distancia entre la
hoja dos y tres a los 35 y 45 días. A los 45 días se evaluó diámetro del seudotallo,
tamaño de la hoja, número de raíces, longitud máxima y longitud media del
sistema radical. Para procesar los datos se utilizó el análisis de varianza simple
completamente aleatorizado. Los tratamientos con sustrato humus de lombriz y
diferentes combinaciones con zeolita mostraron los mejores porcentajes de
supervivencia destacándose el tratamiento humus de lombriz 100%. Los
tratamientos Humus de lombriz 100% y Humus de lombriz 75% + zeolita 25%
presentaron en todas las variables fisiológicas estudiadas lo mejores
comportamientos.
Palabras claves: aclimatización, sustratos, in vitro, banano y humus.
Summary The investigation was carried out in areas of the Center Universitario"Vladimir Ilich
Lenin” of Las Tunas; during the period understood among January 30 up to March
16 the 2003; with the objective of evaluating the behavior of plants in vitro of
banana (Musa AAAB cv. FHIA-18) with different types and sustratum combinations
in the acclimatization phase. Was carried out an experiment with the sustratum
bovine manure, worm casting and compost of phlegm to 100% and at the same
time combinations of these with different zeolite percentages (25% and 50%) was
done being nine treatments. The following parameters were evaluated: percentage
of survival, height and number of activates leafs of the plants in vitro at 15, 21, 28,
35 and 45 days. At the 28, 35 and 45 days it was determined wide and long of the
penultimate emitted leaf; and long of the petiole of the penultimate emitted leaf and
it distance between the leaf two and three at the 35 and 45 days. At the 45 days
diameter of the pseudosteam, size of the leaf, number of roots, maximum length
and medium length of the radical system were evaluated. To process the dates the
totally randomized analysis of simple variance it was used. The treatments with
sustratum worm casting and different combinations with zeolite showed the best
percentages of survival standing out the treatment casting of worm 100%. The
treatments casting of worm 100% and casting of worm 75% + zeolite 25%
presented in all the studied physiologic variables the better behaviors.
Keys words: acclimatization, sustratum, in vitro, banana, casting and
zeolite.
INDICE Pág
1. INTRODUCCIÓN…………………...………………………………………..... 1
2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA……………...……………………………......... 5
2.1 Sistemática, botánica y origen del género Musa.....................…….... 5
2.2 Características del cultivar híbrido FHIA-18...……....……………….... 6
2.3 Propagación masiva de plantas……………......………….................... 7
2.3.1 Organogénesis…........................................................................ 9
2.3.2 Cultivo de ápices y meristemos…………...…….......................... 9
2.3.3 Embriogénesis somática.……………...…………..…................... 10
2.3.4 Micropropagación de plantas por biotecnología......................... 10
2.3.4.1 Etapas de la micropropagación………………………….. 10
2.4 Manejo de plantas…………................................................................. 13
2.5 Instalaciones empleadas en la aclimatización de plantas in vitro….... 14
2.6 Sustratos empleados en la fase de aclimatización............................... 15
2.6.1 Cachaza...................................................................................... 16
2.6.2 Zeolita.......................................................................................... 17
2.6.3 Humus de lombriz....................................................................... 19
2.6.4 Estiércol vacuno.......................................................................... 20
3. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………..…….......... 22
3.1. Estudio de sustratos y combinaciones…………………………………. 22
3.1.1. Comportamiento del porcentaje de supervivencia……………… 23
3.1.2. Comportamiento de la parte aérea............................................. 23
3.1.3. Comportamiento del sistema radicular....................................... 23
3.1.4. Valoración climática................................................……………. 24
3.1.5. Valoración económica................................................…………. 25
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN…………………………………………......... 26
4.1. Estudio de sustratos y combinaciones………………………………… 26
4.1.1. Comportamiento del porcentaje de supervivencia……………… 26
4.1.2. Comportamiento de la parte aérea............................................. 28
4.1.3. Comportamiento del sistema radicular....................................... 36
4.1.4. Valoración climática.................................................................... 37
4.1.5. Valoración económica.............................................................. 37
5. CONCLUSIONES....................................................................................... 39
6. RECOMENDACIONES.............................................................................. 40
7. BIBLIOGRAFÍA........................................................................................... 41
1. INTRODUCCIÓN.
La producción mundial de bananos y plátanos (Musa spp.) se estima alrededor de
95.1 millones de toneladas anuales (FAO, 2000). Estos son los cultivos de más
importancia en los países del trópico y subtrópico, porque además de alimento,
suministran empleo e ingreso a los miembros de estas comunidades (Crouch et
al., 1998). En las condiciones de Cuba también son fundamentales para lograr la
estabilidad de productos alimenticios en el mercado, sobre todo entre los meses
de junio a noviembre que son desfavorables para la producción de raíces y
tubérculos.
La entrada a nuestro país del patógeno Mycosphaerella fijiensis (Sigatoka negra)
en noviembre de 1990, afectó la producción de las empresas dedicadas a este
cultivo (Pérez y Orellana, 1994). Esto creó la necesidad de buscar nuevas
alternativas basadas en las técnicas de cultivo de tejidos e ingeniería genética,
para complementar programas de mejora genética, así como introducción de
nuevos clones.
Desde 1984 la Fundación Hondureña de Investigación Agrícola (FHIA) ha venido
desarrollando un programa para la búsqueda de híbridos resistentes a la
enfermedad dentro de los cuales se destaca el cv. FHIA-18 (AAAB). Hasta abril de
1999 en el país se habían sembrado 2 362 ha de este clon, siendo uno de los más
generalizados (Orellana et al., 1999).
En la actualidad se trazan estrategias para el incremento de las áreas destinadas
a este cultivo y elevar sus rendimientos, tal es el caso de la propagación por
métodos biotecnológicos. Según (Villalobos et al., 1993), las herramientas
biotecnológicas han demostrado ser de gran utilidad para mejorar los cultivos
agrícolas en la propagación de plantas.
La propagación de plantas in vitro a escala comercial se ha consolidado
mundialmente, y la regeneración vía organogénesis a partir de ápices se mantiene
como el método más utilizado en este cultivo, lo que se debe principalmente a la
posibilidad de multiplicar plantas libres de patógenos con una adecuada
estabilidad genética (Orellana, 1998).
Una fuente importante de semillas de alta calidad para las plantaciones de áreas
plataneras en nuestro país, proviene de las biofábricas. Estos centros han abierto
un amplio campo en la producción de plantas a través del cultivo de tejidos, dando
paso a innumerables ventajas para la agricultura cubana
El establecimiento de estas tecnologías, llevan implícito un sistema de
aclimatización eficiente que responda económicamente a los intereses de los
productores. Este proceso constituye una etapa muy crítica en la propagación
masiva de plantas mediante el cultivo de tejido. Las plantas in vitro permanecen
durante un periodo prolongado en condiciones controladas de luz, temperatura y
humedad relativa, al sacarlas de estas condiciones sufren un estrés que puede
provocar un número considerable de pérdidas (Agramonte et al., 1998). En el caso específico de bananos y caña de azúcar (Saccharum sp) han llegado al
30% y en otras circunstancias se han obtenido valores mayores. Estas pérdidas
están dadas por dos causas fundamentales; una es, que las plantas in vitro
obtenidas no reúnan las características adecuadas para pasar a dicha fase y la
otra causa es que no se realiza un manejo adecuado, trayendo un aumento en los
costos de producción.
La fase de aclimatización es trascendental para la propagación comercial pues del
resultado de esta dependerá en gran medida la calidad final de las plantas y la
eficiencia total del proceso. Esta fase tiene como objetivo lograr la aclimatización
de las plantas in vitro al medio externo con altos índices de supervivencia en un
corto período de tiempo y a bajos costos. Sin dudas esta fase es la más
importante en la micropropagación (Sandoval et al., 1991).
Para lograr el desarrollo rápido y favorable de las plantas in vitro en esta fase, es
preciso tener presente el manejo de un conjunto de factores dentro de los que se
destacan la correcta selección y tratamiento del material de propagación, régimen
de riego, intensidad luminosa, control de enfermedades especialmente las
fungosas y empleo del sustrato acorde con las exigencias de las especies.
El éxito de esta fase depende en gran medida del sustrato empleado
funcionalmente para dar sostén mecánico a la planta y a la vez permite que las
raíces tomen el agua, aire y los nutrientes necesarios.
Los materiales para la elaboración de los sustratos, deben tener una buena
estabilidad física, buena aereación, adecuada capacidad de retención de agua,
buena fertilidad y óptimo pH; combinando estos factores se logran altos
porcentajes de supervivencia. Actualmente se están utilizando residuos de plantas
para las mezclas de sustratos, debido a que estos proporcionan características
físicas que permiten una adecuada salida del cepellón (Jiménez et al., 1998).
Una de las dificultades que se presenta en la fase de aclimatización es el tiempo
de permanencia de las plantas in vitro y la formulación de sustratos adecuados
para cada especie que permita altos porcentajes de supervivencia, siendo este
último el problema científico de la investigación.
La aclimatización es el proceso final de una metodología de micropropagación
generadora de plantas con algunas limitantes morfológicas y fisiológicas por las
condiciones in vitro en que se desarrollan. Por ello, requieren estudios que logren
altos porcentajes de supervivencia y permitan crecimiento y desarrollo continuo de
las plántulas (Rodríguez et al., 2001).
A partir de los antecedentes descritos anteriormente se planteó la siguiente
hipótesis de trabajo: “Si se utilizan sustratos y combinaciones más adecuados, se garantizarán altos porcentajes de supervivencia con un desarrollo óptimo en las plantas para ser llevadas a campo”. Por las razones antes expuestas en nuestro trabajo se trazó el objetivo de
evaluar el comportamiento de plantas in vitro de bananos (Musa, AAAB cv. FHIA-
18) con diferentes tipos y combinaciones de sustratos en la fase de aclimatización.
Para cumplimentar tal objetivo se desarrollaron las siguientes tareas:
• Definición y esclarecimiento del problema.
• Análisis bibliográfico sobre el tema tratado.
• Definición del objetivo e Hipótesis de solución del problema y tareas a
desarrollar.
• Montaje experimental.
• Realización de las diferentes observaciones y mediciones que
constituyen variables objeto de investigación.
• Análisis y procesamiento estadístico de las observaciones y
mediciones realizadas.
• Análisis y conclusiones de los resultados obtenidos.
2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA. 2.1. Sistemática, botánica y origen del género Musa.
Desde Linneo hasta el presente la ubicación taxonómica del género Musa ha sido
tratada por muchos autores. Cronquist (1988), propone la siguiente, siendo ésta la
aceptada en la actualidad.
División: Magnoliophyta.
Clase: Liliopsida.
Sub-clase: Zingiberidae.
Orden: Zingiberales (Scitamineae).
Familia: Musaceae.
Género: Musa.
Especie: Musa sp.
El género Musa contiene entre 30 y 40 especies diploides, tales como Musa
acuminata y Musa balbisiana, ambos con número cromosómico 2n=22 y cuyo
genoma se representa como A y B, respectivamente; un paso importante en la
evolución de los bananos comestibles fue el desarrollo de la partenocarpia y la
esterilidad de las semillas, bajo la selección realizada por el hombre, originando
los cultivares diploides comestibles de M. acuminata (AA). A partir de los cultivares
AA, por restitución cromosómica en la meiosis surgieron los triploides AAA. Del
cruzamiento entre los cultivares AA y AAA, con el silvestre M. balbisiana (BB),
surgen los híbridos AB, AAB, ABB, AAAB, AABB (Simmonds, 1987).
Los plátanos y bananos son plantas herbáceas, con un falso tallo de forma
cilíndrica que está formado por las vainas de las hojas superpuestas, un cormo y
un sistema radical fibroso (López, 1989).
En el caso del origen del género Musa se ha considerado a la península Malaya
en Asia como probable centro de origen primario, tanto de Musa balbisiana como
de Musa acuminata cuyos cruzamientos dieron origen a todas las variedades
comestibles conocidas en América (Belalcázar, 1991).
En cuanto a la introducción a América, el cronista Oviedo sostiene que el plátano
fue llevado desde la Gran Canaria a Santo Domingo por Fray de Berlanga en 1516
y de ahí a Cuba. La generalización de este cultivo en la América Intertropical fue
debido a la facilidad de propagación, diversas formas de consumo y a la aptitud
para producir bebidas fermentadas a partir de la pulpa madura (López, 1989).
2.2. Características del cultivar híbrido FHIA-18. Ficha descriptiva (FHIA, 2001).
• Origen: FHIA, Honduras, Centroamérica.
• Nombre del Mejorador: Phillip Rowe.
• Tipo: Banano Prata Ana.
• Año de Generación: 1988.
• Nombre Código: FHIA SH-3480.
• Linaje: Prata Enano (AAB) X SH-3142(AA).
• Genoma/Ploidia: AAAB.
• Uso: Consumo fresco o hervido.
• Características de la Planta: Morfológicas:
o Habito foliar: Normal. o Apariencia del seudotallo: Brillante. o Altura: 2.50 – 3.50 m. o Tipo de Botella: Normal. o Forma del Racimo: Asimétrico. o Posición del Racimo: Oblicuo a 45 grados. o Color de los Frutos: Verde. o Forma de los Frutos: Recta en parte distal. o Forma del ápice del fruto: Cuello de botella.
Fenológicas: o Duración del primer ciclo vegetativo (siembra a floración): 320-
350 días. o Duración del primer ciclo productivo (parición a cosecha): 100-
110 días. o Días transcurridos desde la siembra a la segunda floración:
560-590 días.
Producción:
o Peso neto (sin raquis) de racimo: 18-23 kg. o Número de dedos por racimo: 120-150 dedos. o Peso de dedos individuales: 125-150 g.
Reacción a enfermedades: o Sigatoka negra: Resistente. o Mal de Panamá: Resistente. o Nemátodos: Resistente a Radopholus similis:
moderadamente susceptible a Pratylenchus coffeae. o Pudrición de corona: Desconocida.
Tipos de flores:
o La inflorescencia es pendular, los primeros grupos diferenciados
están compuestos por flores femeninas, cuyo ovario se
transformará en plátano. Los grupos siguientes llevan flores
masculinas, de ovario reducido, pero con estambres
desarrollados.
2.3. Propagación masiva de plantas. Partiendo del principio de la totipotencia celular, de la aplicación de las técnicas
de Biología de microorganismos y de los avances en la Fisiología Vegetal, la
Bioquímica y la Biología Molecular, se han desarrollado diversas aplicaciones de
la Biotecnología en el reino vegetal. Una de las aplicaciones de mayor
generalización y repercusión mundial ha sido en la propagación masiva de plantas
a través de la propagación in vitro.
La micropropagación convencional (multiplicación a partir de meristemos, ápices y
yemas), considerada como Primera Generación es una tecnología bien conocida y
manejada con más de dos décadas de experiencia práctica en muchos países. En
la actualidad se conoce que ha sido aplicada, con diversos objetivos, en más de
50 000 variedades de más de 1 000 especies de plantas de flores y ornamentales,
agrícolas y forestales, así como en especies de uso industrial. De esta técnica se
conoce muy bien sus ventajas y desventajas. Es una tecnología relativamente
simple, que una vez puesta a punto requiere de una alta disciplina tecnológica y
organizativa, pero los requerimientos de personal con capacitación técnica son
mínimos, así como la complejidad de los equipos e instalaciones. Posibilita la
obtención de altas tasas de multiplicación y aceptable estabilidad genética al
compararse con los sistemas de reproducción agámica o clonal utilizado durante
muchos años. En Cuba ha sido posible reducir los costos de manipulación, sin
disminuir la eficiencia biológica y productiva lo que ha posibilitado la utilización de
la tecnología como sistema de reproducción masiva de plantas agrícolas y de uso
industrial (Orellana, 1998).
El número de plantas in vitro producidas hasta 1997 superaba ya los 110 millones,
de los cuales a bananos y plátanos corresponde el 81.7 % seguido por caña de
azúcar con el 12.3 %, papa con el 4 % y otras especies el 2 %. La micropropagación de este cultivo se ha empleado fundamentalmente para
introducir de forma acelerada los nuevos clones con resistencia a la Sigatoka
Negra (Mycosphaerella fijiensis). Hasta diciembre de 1999 se habían plantado en
el país más de 10 000 ha con los clones híbridos producidos en la Federación
Hondureña de Investigaciones Agrícolas (FHIA); ello representa el 10.58 % del
área total nacional sembrada con los clones híbridos. Esto se logró en un período
de apenas cuatros años. El cv. FHIA-18 con 2822 ha está distribuido en todas las
provincias (Pérez et al., 2000).
Como ha ocurrido en muchos países, la introducción de un nuevo material de
siembra al cual los agricultores no están acostumbrados y no conocen su manejo,
ocasionó elevados porcentajes de mortalidad en algunas especies, aspecto que
ha sido superado con la preparación del personal técnico; mejorando las
condiciones y la calidad del sustrato y recipientes para la fase de aclimatización,
así como propiciando que cada Biofábrica comercialice un producto terminado:
una vitroplanta aclimatizada. Después de haberse creado las áreas para
aclimatización de plantas, de la cual cada Biofábrica es propietaria estas ofertan
un producto de alta calidad, habiéndose reportado en 1997, como pérdidas totales
para bananos desde esta al campo, un 12 % (Alvarez, 1998).
Según ha planteado Kitto (1997), la micropropagación es una industria joven con
excelente futuro, pero su incremento dependerá del desarrollo de nuevas técnicas
para la automatización de los procesos y del mejoramiento de los sistemas de
aclimatización de las plantas.
Las principales ventajas de la propagación masiva se puede resumir en:
• Altos coeficientes de multiplicación que permiten manipular volúmenes
elevados de plantas en cortos períodos de tiempo.
• Introducción rápida de nuevas variedades o clones.
• Producción independiente de las condiciones ambientales.
• Incremento en los rendimientos debido al rejuvenecimiento y al
saneamiento.
• Uniformidad en las plantas producidas.
• Mayor facilidad de comercialización.
2.3.1. Organogénesis. La organogénesis y la embriogénesis somática constituyen dos métodos de
regeneración de plantas mediante el cultivo de tejidos vegetales (Pérez, 1998). La
organogénesis es la formación de un primordio unipolar a partir de una yema con
el subsecuente desarrollo de este en un brote vegetativo, existiendo siempre una
conexión entre los nuevos brotes y el tejido paterno. Estos brotes vegetativos son
posteriormente puestos a enraizar en otra etapa, vía formación de primordios de
raíces y el subsecuente enraizamiento final. En la vía organogénica para lograr la
formación de raíces, se requiere de una secuencia de medios de cultivo, ya que
aquellos medios que favorecen el desarrollo de los brotes inhiben la formación de
raíces y viceversa (Pérez, 1998). La organogénesis ha sido la base fundamental
de la multiplicación vegetativa y dentro de ella pueden diferenciarse dos vías: la
formación de yemas axilares y la formación de yemas adventicias (Jiménez,
1998).
2.3.2. Cultivos de ápices y meristemos. El cultivo aséptico de ápices y meristemos, la formación de una plántula y
posteriormente la inducción de brotes axilares a partir de estas constituye la base
de la mayoría de los métodos de propagación in vitro vía organogénesis (Vasil,
1994). La técnica de cultivos de meristemos para la obtención de plantas libres de
patógenos se fundamenta en el hecho de que la distribución de los
microorganismos en los tejidos de una planta infectada no es uniforme y su
concentración tiende a disminuir progresivamente hacia el ápice del tallo, por lo
tanto, las posibilidades de que en la célula del meristemo se encuentre menor
número de partículas o estén libres de estas, son mayores que en los tejidos más
diferenciados de la planta (Hernández, 1997).
2.3.3. Embriogénesis somática.
La embriogénesis somática es la formación de un embrión, a partir de una célula o
grupos de ellas sin la necesidad de la fusión de gametos (Merkle et al., 1995). Esto
no es un fenómeno artificial y es conocido en la naturaleza como una forma de
apomixis llamada embrionía adventicia, por primera vez descrita por Strasburges
en 1878. Aunque fueron Steward et al. (1958) y Reinert (1958), quienes dieron
créditos por primera vez a la descripción de la embriogénesis somática.
Este método es considerado como el más eficiente para la producción masiva de
plantas in vitro, debido a la naturaleza bipolar del embrión, la facilidad con que
puede ser automatizado todo el proceso productivo (Preil, 1991), altos coeficientes
de multiplicación en cortos períodos de tiempo, al poder aplicarse los principios de
la cinética microbiana y la posibilidad de encapsular estas estructuras y obtener
semillas artificiales (Redenbaugh, 1986).
2.3.4. Micropropagación de plantas por biotecnología.
La micropropagación es una técnica moderna de biotecnología, que utiliza el
cultivo de ápices y meristemos para permitir una multiplicación rápida y masiva de
las plantas (Pérez, 1998).
2.3.4.1. Etapas de la micropropagación.
El cultivo de tejidos vegetales, in vitro como sistema de propagación consiste en
extraer pequeños fragmentos de tejidos jóvenes de la planta que se desinfectan y
crecen en un medio artificial estéril, que contiene diversos tipos de sustancia de
crecimiento, destinadas a inducir la proliferación de plántulas, en una cámara de
ambiente controlado. El tipo de tejido empleado (explante) es muy variable: Tejido
floral, tejido juvenil, yemas laterales de brote, corona o tallo, fragmentos de hojas
jóvenes.
La propagación por este método, puede resumirse en cuatro etapas, según,
(Pérez; 1988).
Etapa de establecimiento. El objetivo de esta etapa consiste en obtener el desarrollo del tejido sembrado
libre de contaminaciones bacterianas y fúngicas, así como obtener plántulas de
tamaño más fácilmente manipulable.
El método de desinfección del explante hay que adecuarlo al tipo del tejido que se
siembra y al grado de contaminación presente. El tratamiento de desinfección se
realiza con NaOCL según el grado de infestación.
Etapa de multiplicación. Consiste en inducir el desarrollo de yemas en las plantas in vitro formadas en la
etapa anterior. Esto se logra adecuando el tipo, la concentración y el balance de
las hormonas que se añaden al medio de cultivo. En esta etapa se pueden
obtener hasta diez plantas, a partir de cada yema. Su duración es de 30 a 45 días
y puede repetirse cuantas veces se desee, separando del racimo de plantas
formadas pequeñas agrupaciones de dos – cuatro e incluso individuales. Hay
autores que no recomiendan efectuar muchas repeticiones de cada etapa por lo
que aparecen mutaciones genéticas. Los índices de multiplicación son: de una
yema, 10000 –12000 vitroplantas por año.
Etapa de enraizamiento. Consiste en la individualización de las plantas formadas y su siembra en un medio
de cultivo hormonal que induzca la formación de raíces. Es la etapa más costosa
y laboriosa.
Etapa de aclimatización. Esta fase se desarrolla fuera del laboratorio y puede hacerse en bolsas, potes y
cámaras tecnificadas en el CRAS, para lo cual se utiliza siempre un sustrato
adecuado (suelo, arena y materia orgánica en una proporción de 2:1:1). este
garantiza más del 95% de supervivencia.
El control de la intensidad de la luz en esta fase también es importante ya que las
plantas provienen de un ambiente con intensidad baja (45-50 μE. s-1. m-2) y son
expuestas a uno con alta intensidad (1800-2000 μE. s-1. m-2), por lo tanto esta se
debe regular para evitar la fotoinhibición del aparato fotosintético (Van
Huyeubroeck et al., 1995).
Durante las dos primeras semanas y después del transplante es necesario
controlar adecuadamente los factores ambientales y prácticamente se requiere
simular en este periodo las condiciones del ambiente in vitro, hasta que las
plantas se adapten a las nuevas condiciones para evitar el exceso de
transpiración de las jóvenes plantas. Hasta que estas logren un adecuado
desarrollo de los estomas y la cutícula, es necesario mantener una alta humedad
relativa (Ziv, 1995).
La formulación del sustrato, influye directamente en todo el desarrollo de las
plantas in vitro en esta fase y uno de los requisitos fundamentales que debe
cumplir este para su utilización es la sanidad. Cuando estos no se elaboran,
almacenan o manejan correctamente, pueden contaminarse y provocar serios
daños a las vitro plantas durante la aclimatización. Por esta razón son
recomendados para la utilización en esta fase sustratos como, zeolita y humus de
lombriz (Agramonte et al., 1998).
Según Ortiz et al., (1998), el cambio de las plantas a diferentes condiciones
ambientales trae como consecuencia que estas sean muy susceptibles a
diferentes estrés, debido a que no han desarrollado o no han adaptado sus
órganos a estas nuevas condiciones, por lo que necesitan responder con nuevas
características morfológicas y fisiológicas. Este es el caso de las
micropropagadas que provienen de las condiciones in vitro.
La adaptación de las plántulas provenientes de condiciones in vitro al medio
natural debe ser cuidadosa, pues la fisiología de estas plántulas cambia.
Durante el cultivo in vitro, las plantas crecen bajo un ambiente con alta humedad
relativa, baja intensidad luminosa, temperatura constante, escaso intercambio
gaseoso y medios ricos en compuestos orgánicos especialmente sacarosa. Estas
condiciones provocan cambios en la morfología y la fisiología de las plantas que
las hacen diferir de las que crecen en invernaderos o en el campo (Agramonte et
al., 1998).
La adaptación de plántulas a condiciones ambientales constituye una etapa muy
importante y crítica en la propagación masiva de especies vegetales mediante
cultivo de tejidos, siendo la cuarta etapa de la biotecnología vegetal en general.
Las vitroplantas después de permanecer durante un prolongado período de tiempo
bajo condiciones muy controladas de luz, temperatura, humedad relativa y
nutricionales, sufren un gran estrés cuando son puestas en contacto con las
condiciones del ambiente (Hurtado, 1988).
Esta adaptación se ha llevado a cabo en varias especies en nuestro país y en
otros países, por ejemplo en la caña de azúcar, plátano y otras plantas de interés
agrícola, así como diversos ornamentales y frutales (IBP, 1993 y Marrero D. et al.,
1996).
Al hacer una revisión de las investigaciones realizadas en biotecnología agrícola,
se observa en la mayoría de los trabajos un gran rigor científico en la etapa de
laboratorio, sin embargo al llevar las plantas in vitro a la fase de adaptación
muchos resultados reportan bajos porcentajes de supervivencias, por lo que
denota una tendencia en algunos investigadores a no darle la importancia que
tiene esta fase, pues todo el esfuerzo realizado durante un tiempo determinado
puede ser frustrado al final de la misma (Junco et al., 1996).
2.4. Manejo de las plantas. El manejo de las plantas en esta fase debe realizarse mediante un proceso
gradual y sin crear traumas si se quiere obtener plantas de calidad, capaces de
mostrar un alto grado de homogeneidad cuando son cultivadas en el campo. Este
paso de las plantas desde de las condiciones de cultivo in vitro (heterótrofas o
mixótrofas), a las ambientales (autrótofas) es el período más crítico de la
micropropagación y donde ocurre el mayor porcentaje de pérdidas, es por eso,
que un adecuado manejo, que garantice la adaptación de las jóvenes plantas es
sumamente importante (Agramonte et al., 1998).
A continuación se muestra el procedimiento que se sigue para la adaptación de
vitroplantas:
Lavar cuidadosamente las plantas para eliminar restos de agar de los
brotes de raíces.
Colocar las plantas en agua destilada durante 12-16 horas antes de la
plantación.
Clasificar las plantas por tamaño y de ser posible individualizar brotes
múltiples por ejemplo: en caña de azúcar, plátano y bananos.
Sumergir las raíces en una solución funguicida (Benomyl 0.1 % +
Monceren 3g/L) para protegerlas de posibles ataques de hongos.
Aplicar una solución de brasinoesteroides por inmersión de las raíces (0.1
mg/L-1) para incrementar la emisión de las mismas y el crecimiento integral
de las plantas.
Realizar la plantación en un sustrato que garantice una adecuada sanidad
y crecimiento de las plantas. Esto está basado en mezclas de humus de
lombriz, zeolita y compost; entre otros.
Mantener una alta humedad relativa (80-90 %) durante las dos primeras
semanas, aplicando una mayor frecuencia de riegos de corta duración y
reducir durante este período la intensidad luminosa entre un 50 y 70 %.
A partir de la segunda semana incrementar progresivamente la luz hasta
lograr una reducción entre un 15 y 20 % y espaciar los riegos.
Según (Agramonte et al., 1998); con este procedimiento se logra la adaptación de
las vitroplantas entre 15 - 30 días en dependencia de la especie, con una
sobrevivencia superior al 90 %.
2.5. Instalaciones empleadas en la aclimatización de plantas in vitro.
Umbráculos. Son las instalaciones más sencillas, de menor costo inicial y de
mantenimiento. Los umbráculos tienen la desventaja de su poca protección contra
el viento y las lluvias, lo que ocasiona numerosas pérdidas. Para solucionar este
inconveniente puede colocarse una cubierta de plástico de poco espesor.
Este tipo de instalación es la más difundida actualmente en las biofábricas de
Cuba, lo cual ha permitido incrementar considerablemente la salida productiva de
las mismas. Actualmente el país tiene un potencial productivo de 60 millones de
vitroplantas. Estas instalaciones se encuentran en áreas aledañas a las
biofábricas, lo que facilita las tareas relacionadas con la aclimatización. Sin
embargo, debido a la poca protección que ofrecen contra la lluvia y el viento, se
han producido pérdidas en períodos lluviosos superiores al 30% (Pérez, 1998).
2.6. Sustratos empleados en la fase de aclimatización. Se consideran sustratos, a los materiales sólidos y porosos de origen natural o
sintético, que solos o combinados garantizan un adecuado crecimiento de las
plantas bajo condiciones ambientales, (Abad, 1989). Este tiene como función, dar
a las plantas sostén mecánico y a la vez permite tomar aire y agua, este puede o
no intervenir en los complejos procesos de la nutrición vegetal.
Los sustratos se emplean en canteros o en contenedores de diferentes
materiales, uno de los requisitos que debe cumplir para su utilización, es la
sanidad. Cuando éstos se elaboran, almacenan o manejan incorrectamente,
pueden contaminarse y provocar serios daños a las plantas durante su
aclimatización (Agramonte et al., 1998).
Hartmann et al., (1997) mencionan las características que debe tener un sustrato
para obtener buenos resultados con su empleo. Aunque los autores se refieren a
los sustratos empleados para enraizar estacas y germinar semillas, para el caso
de las vitroplantas las características son esencialmente las mismas:
© El medio debe ser suficientemente firme y denso para sostener las estacas o
semillas en su lugar durante el enraizamiento o germinación.
© Debe retener suficiente humedad (40-50%) de modo que no sea necesario
regar con mucha frecuencia.
© Debe ser suficientemente poroso para facilitar el drenaje, permitiendo la
adecuada penetración de oxígeno a las raíces (10-20%).
© Debe estar libre de semillas de malezas, nemátodos y patógenos.
© No debe tener un alto nivel de salinidad, conductividad eléctrica menor de 1,75
mohm/cm.
© Debe ser capaz de ser pasteurizado por calor o con productos químicos sin que
sufra daños.
© Debe proveer adecuada nutrición en situaciones en que las plantas deben
permanecer por largos períodos aunque generalmente se recomienda el
empleo de fertilizantes de lenta liberación. Retención de nutrientes de 79-190
meq/100g.
© Mantener el pH entre 5,5-6,5.
Además de estas características las mezclas de sustratos deben ser fácilmente
reproducibles y disponibles. El productor debe ser capaz de reproducir una mezcla
particular siempre, debe de tratar de manejar las condiciones de la misma de
forma tal que permita que el drenaje y los requerimientos de fertilizantes
incrementen los niveles de supervivencia y el ritmo de crecimiento del cultivo
(Ball, 1998).
Los sustratos pueden estar solos o combinados. Utilizándose suelo, cachaza,
humus de lombriz, estiércol vacuno, ceniza, zeolita entre otros.
A continuación se relacionan algunas particularidades de los sustratos objeto de
la investigación realizada.
2.6.1. Cachaza.
La cachaza se puede definir como un residuo en forma de torta que se elimina en
el proceso de clarificación del jugo de la caña de azúcar, durante la fabricación del
azúcar crudo (Treto, 1982).
El residuo que se obtiene por sedimentación del jugo suspendido y con
posterioridad se somete a filtración, se denomina cachaza primaria y cachaza final
al residuo que descarga de los filtros para ser desechado. Su constitución
depende de varios factores: Tipo de suelo, variedad de la caña, tipo de cosecha
(mecanizada o manual), grado de extracción del jugo, cantidad de cal y otros
productos utilizados en la clarificación, métodos de filtración empleados y tamaño
de los orificios de los coladores de jugos, (SERFE, 1998). Según, Torres et al., (1985) la cachaza no posee una composición química
definida pues depende de la zona cañera, del proceso seguido para la extracción,
etc.
En comparación con el nitrógeno y el fósforo, el potasio es muy bajo como puede
verse en el siguiente ejemplo.
Humedad N P2 O5 K2O
70 3,6% 4,1% 0.38%
A pesar de ello se ha informado por varios autores, (Arzola et al., 1981);
(Gandarilla et al., 1991), que la cachaza es un fertilizante orgánico que ejerce
buen efecto sobre las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo, pues
aumenta las cantidades de, Mg, N, P, K y Ca, además, los autores, (Paneque y
Martínez, (1992), recomiendan su aplicación como enmienda orgánica.
A partir de la cachaza se elaboran compost con la mezcla de otros materiales
como el bagazo que después de un tiempo se puede utilizar como abono orgánico
o sustrato.
2.6.2. Zeolita.
Los reportes de utilización de las rocas zeolíticas en la cultura de suelos se
remonta al Japón de los inicios del siglo pasado. Desde su descubrimiento más
de 2000 yacimiento de minerales zeolíticos han sido reportados por más de 40
países (Mumpton, 1997).
Numerosos han sido los experimentos realizados en diferentes suelos para
enmendar sus propiedades, los mejores resultados obtenidos es la mezcla de
fertilizantes minerales con el material zeolítico, lo que reduce la dosificación del
fertilizante y la pérdidas de los nutrientes por lixiviación durante la irrigación de los
cultivos. Aun cuando los resultados en prueba de campo son excelentes, la
resistencia de los productores agrícolas a la introducción de nuevas técnicas ha
limitado el uso de las zeolitas (Alfonso, 1991).
Uno de los más interesantes y rentables usos de las zeolitas ha sido su empleo
en los campos de caña de azúcar, donde la adición de rocas zeolíticas (CLI) en
dosis entre 6 y 15 t/ha, disminuyen los requerimientos de fertilizantes minerales e
incrementan los rendimientos en cosecha en un 30% (Bouzo, 1997).
Los primeros trabajos de utilización de las zeolitas naturales como sustratos de
cultivos sin suelo fueron utilizados por Petrov, (1982). La tecnología de cultivos
mediante sustratos zeopónicos ha sido evaluada sistemáticamente dentro de los
programas espaciales rusos y norteamericanos en la estación espacial MIR donde
se han utilizado sustratos búlgaros para el cultivo de algunos vegetales, (Ivanova
y Bercovich, 1993). La NASA ha evaluado las mezclas zeolita – apatita en los
vuelos de la Shttle, (Mumpton, 1997). Estas mezclas han sido desarrolladas por
D. Ming y colaboradores, (Ming, y Henniinger, 1995) para su uso en futuras
misiones espaciales.
La tecnología de producción y uso de los sustratos zeopónicos NEREA, para el
cultivos de plantas sin suelo, es el segundo uso de las zeolitas en Cuba
(Rodríguez, y Rivero, 1988).
La distribución y relativa abundancia de las zeolitas naturales, fundamentalmente
clinoptelolita y mordenita, en Cuba pueden favorecer su uso en la agricultura
nacional (SERFE, 1998).
Principales características de la Zeolita.
Las zeolitas son minerales alúmino – silicatados de los cuales existen unas 44
formas distintas, reconocidas hasta el momento, siendo su origen volcánico y
hasta el presente se han obtenido 100 artificialmente. Como propiedades
importantes de las zeolitas que se aprovechan por el hombre por diferentes fines
se encuentran:
Tamiz molecular: La estructura cavernosa de la zeolita, originan un gran espacio
interior, pudiendo pasar por dichos espacios solo moléculas de tamaño inferior a
éstos.
Absorción: En los canales interiores de la zeolita se encuentran agua o gases
absorbidos que pueden ser reemplazados por otras moléculas (SERFE, 1998).
Intercambio catiónico: La carga negativa de la zeolita por unidad de peso supera a
la de las arcillas presentes en el suelo, lo que le confiere un especial papel para el
intercambio catiónico.
Composición química y capacidad de cambio de la zeolita cubana según SERFE,
1998.
Elementos Composición química en %
Si O2 58.05
AL2 O3 11.94
Fe2O3 4.36
Ca O 5.49
Mg O 0.77
Na2O 1.50
K2O 1.12
Capacidad de cambio C. Mol – Kg –1
Ca +2 70 – 30
Na +1 10.38
Mg +2 3.07
K +1 135.60
2.6.3. Humus de Lombriz.
Es un abono orgánico producido por las deyecciones de las lombrices conocido
como vermicompost, es el abono orgánico más completo e integral que se
conoce, de fácil manejo y obtención, su presencia física es de color negro, similar
a la borra de café, muy liviano e inodoro, posee los nutrientes esenciales para las
plantas tales como: N, P, K, Ca, Mg, Fe, Zn y Mo, tiene la facilidad de convertir el
nitrógeno y el fósforo orgánico a formas asimilables para las plantas. Su
composición química es muy compleja, ya que se trata de un compuesto de alto
peso molecular, constituido por diferentes grupos, ácidos húmicos, fúlvicos y
huminas, (Torres et al., 1985).
Aporte del humus de Lombriz.
Milla, et al, ( 1952), citados por Reyna, (2000), plantearon que el humus es el
resultado de la degradación y síntesis de compuestos orgánicos del suelo, que es
heterogéneo y de una composición química no definida, muy dinámico en el suelo
y sujeto a continuos cambios. Señalaron que los constituyentes más resistentes
son los que favorecen la formación de humus y entre ellos la lignina, la que puede
encontrarse en un 40 – 45 %, las proteínas en un 30 – 35 % y también
remanentes de grasas, ceras y otros, además de compuestos inorgánicos
elementales que integran el complejo como P, S, Ca, K, Fe, Al y otros. Por otra
parte, expresaron que las ligninas y las proteínas conforman el 70- 80 % del
humus, para una relación carbono – nitrógeno bastante estable.
La composición del humus es la siguiente: 57,64 % de humedad, 70,79 % de
materia orgánica, 2,91 % de Nitrógeno, 2,01 % de Fósforo, 1,80 % de Potasio,
4,60 % de Calcio, 0,64 % de Magnesio, 0,60 % de Hierro y altas concentraciones
de Manganeso, Cobre, Zinc y Cobalto (Martínez, 2001).
Su riqueza en oligoelementos lo convierte en un fertilizante completo. Aporta a las
plantas sustancias necesarias para su metabolismo en razón de que su pH es
cercano a 7; es decir, neutro, pudiendo utilizarse sin contraindicaciones, ya que no
quema a las plantas, ni siquiera a las más delicadas. Además, produce hormonas
como el ácido indolacético y el giberélico, sustancias reguladoras del crecimiento y
promotoras de las funciones vitales de las plantas (Martínez, 2001).
Pero el secreto del humus de lombriz parece estar en su alta carga de
microorganismos útiles que aseguran una continua producción de metabolitos,
prolongando el efecto fertilizante. La microflora y bacterias benéficas para el suelo,
que están en el humus, son superiores a las de cualquier abono similar (Martínez,
2001).
La calidad del humus depende, además de la alimentación empleada, de su
granulometría. El más fino se absorbe muy rápidamente y se destina a la plantas
que tienen necesidades urgentes; el de granulometría media se utiliza en
floricultura y en horticultura; el grano más grueso se utiliza en frutales y en otras
plantas que lo han de absorber en un plazo más largo (Fuentes, 2002).
2.6.4. Estiércol vacuno.
El estiércol animal es considerado como un subproducto de gran valor, usado con
éxito en muchas partes del mundo por su gran contenido de nutrientes para la
planta y su efectividad como agente conservador y constructor del suelo (Pérez et
al., 1968).
La importancia del estiércol, no está solo dado por la cantidad de materia orgánica
que contiene, sino también por los principios nutritivos que confieren a las plantas.
Sus efectos son especialmente notados en los suelos arcillosos, así como
también en los calcáreos y arenosos, en los que produce cambios favorables en
la cohesión. Está contraindicado en los suelos ácidos, pues disminuye su
reducido pH con los perjuicios de la vegetación.
Por lo que se refiere a su aportación alimenticia diríamos que el estiércol contiene
porcentajes muy variables de elementos más interesantes en la alimentación
vegetal, siendo corrientes en los de 0.5 % de nitrógeno, 0.25 % ácido fosfórico,
0.5 % de potasio; cifras que hablan por sí solas de la importancia de dicho
material.
López (1989), señala que el estiércol es una enmienda capaz de aportar
elementos minerales. En su carácter de enmienda aporta la materia orgánica
necesaria para la nutrición de los microorganismos del suelo.
4. Resultados y Discusión. 4.1 Estudio de sustratos y combinaciones. Este experimento se desarrolló para evaluar el comportamiento de las plantas in
vitro de bananos (Musa AAAB, cv. FHIA -18) en los sustratos humus de lombriz,
compost de cachaza y estiércol, combinadas con diferentes proporciones de
zeolita.
4.1.1. Comportamiento del porcentaje de supervivencia. Al analizar el porcentaje de supervivencia tabla 2 se aprecia que a partir del
primer muestreo existió diferencia significativa entre los tratamientos.
A partir de los 15 días (1er muestreo) comienza a disminuir aceleradamente el
porcentaje de supervivencia en el tratamiento Estiércol 75% + zeolita 25% y
Estiércol 50% + zeolita 50% hasta los 45 días en que van a ser los tratamientos
con los más bajos porcentajes.
Tabla 2. Comportamiento del porcentaje de supervivencia.
Días
Tratamientos 15 21 28 35 45
Humus 100% 100 b 100 b 100 e 100 g 100 d
Humus 75%+ Zeolita 25% 98.57 b 97.14 b 97.14 de 94.28 fg 94.28 d
Humus 50%+ Zeolita 50% 100 b 100 b 98.57 de 98.57g 97.14 d
Compost Cachaza 100% 100 b 92.85 b 64.28 b 57.14 c 57.14 c
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 94.28 b 88.57 b 72.85 bc 70.0 d 60.0 c
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 98.57 b 97.14 b 85.71cde 84.28 ef 84.28 d
Estiércol 100% 98.57 b 91.41 b 81.42 cd 72.85 de 67.71c
Estiércol 75%+ Zeolita 25% 72.85 a 35.71 a 22.85 a 14.28 a 4.28 a
Estiércol 50%+ Zeolita 50% 77.14 a 41.42 a 28.57 a 21.42 b 12.85 b
C.V % 1.22 1.93 2.13 1.62 2.24
Esx 0.0512 0.0501 0.0703 0.0591 0.0621
* Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Esto puede ser debido a que la combinación de estiércol con la zeolita, contribuye
a jugar un papel negativo, pues sus partículas al ponerse en contacto con el agua
favorece la ruptura del equilibrio agua – aire, necesaria para el desarrollo de las
plantas in vitro y a la vez existe poca retención de agua en el sustrato, lo que
provoca la deshidratación del material vegetal. Por lo antes expuesto se decidió no
continuar la evaluación de los mismos en las restantes variables ya que no se
obtuvieron respuesta significativa en los resultados que permitieran compararlos
con los restantes tratamientos.
En el último muestreo (45 días) los tratamientos de compost de Cachaza 100%,
Compost de cachaza 75% + zeolita 25% y Estiércol 100% presentaron porcentajes
de supervivencia por debajo del 80% lo que demuestra la poca efectividad de los
sustratos y combinaciones empleados.
Los bajos valores alcanzados por el compost, en muchos de los casos, se debió al
ataque de enfermedades fungosas que aparecen bajo condiciones de alta
humedad y mal drenaje (Rodríguez et al., 2001).
Además en el proceso de aclimatización es muy difícil que no ocurran muertes.
Según Paques (1991); citado por Aguilera et al., (1999), indica que estas
generalmente se deben a trastornos fisiológicos y anatómicos que se producen a
consecuencia de la deshidratación, la cual es causada por el cambio de las
condiciones de heterotrofismo a autrofismo a que son sometidas las plantas in
vitro.
El mejor comportamiento lo mantuvo siempre el tratamiento Humus de lombriz
100%, que superó significativamente a la mayoría a partir del tercer muestreo (28
días); seguido de los tratamientos Humus de lombriz 75% + zeolita 25% y Humus
de lombriz 50% + zeolita 50% los cuales no presentaron diferencias significativas
entre sí.
A los 45 días de haber sido establecido los tratamientos con humus de lombriz y
las combinaciones con zeolita, alcanzaron resultados por encima de 95% de
supervivencia. Estos porcentajes de supervivencia se pueden considerar altos,
pues más del 85% se considera bueno en semilleros y en los centros de
reproducción acelerada de semillas (Huerres y Carballo, 1998).
Con el empleo del humus de lombriz, se logran excelentes resultados en el
crecimiento y desarrollo general de las plantas garantizando altos índices de
supervivencia (Jiménez et al., 1998 a).
4.1.2. Comportamiento de la parte aérea. Cuando analizamos el comportamiento de la altura en las plantas in vitro tabla 3
se observó que en el primer muestreo (15 días), mostró los mejores resultados el
Compost de cachaza 100%, con diferencias significativas con los demás
tratamientos, sin embargo a partir del segundo muestreo (21 días), este
tratamiento se comporta como el de menor resultado coincidiendo con lo
anteriormente mencionado en el porcentaje de supervivencia.
Desde el segundo muestreo (21 días) el mejor comportamiento se observó en el
tratamiento Humus de lombriz 100% presentando diferencias significativas con los
restantes tratamientos a excepción del último muestreo (45 días) que no la
presentó con el tratamiento Humus de lombriz 75% + zeolita 25%.
Consideramos que estos resultados pueden ser debido a la buena estructura,
permeabilidad y aereación que le dió el humus de lombriz; características que
permiten un adecuado desarrollo de las raíces trayendo consigo una mejor
absorción de nutrientes, mejorando el crecimiento y desarrollo de las plantas.
Tabla 3. Comportamiento de la altura de la planta.
Días
Tratamientos 15 21 28 35 45
Humus 100% 1.24 cd 2.21 d 2.97 d 3.98 g 5.92 f
Humus 75%+ Zeolita 25% 1.19 bcd 1.90 c 2.84 c 3.76 f 5.90 f
Humus 50%+ Zeolita 50% 1.15 bc 1.77 bc 2.58 b 3.31 e 5.20 e
Compost Cachaza 100% 1.27 d 1.56 a 2.04 a 2.28 a 3.26 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 1.04 a 1.57 a 2.05 a 2.70 c 4.30 c
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 1.14 ab 1.69 ab 2.60 b 3.06 d 4.62 d
Estiércol 100% 1.09 ab 1.57 a 2.11 a 2.48 b 3.60 b
C.V % 17.39 18.61 11.46 11.65 13.78
Esx 0.0342 0.0413 0.0472 0.0608 0.1092
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
En la comparación de las combinaciones de humus de lombriz con zeolita, se
aprecia que a menor proporción de zeolita hay mejores resultados.
Resultados similares obtuvo Rodríguez, 2002; en el cultivo del tabaco donde los
mejores comportamientos en cuanto altura de la plantas las obtuvo en los
tratamiento Humus de lombriz 100%.
Según Jiménez et al., 1999, estudiando la influencia del tipo de sustrato en la
adaptación de plantas in vitro de plátano; se presentaron resultados diferentes en
cuanto al número de hojas y longitud del seudotallo, donde los máximos valores
los lograron en el tratamiento que corresponde al sustrato compuesto por Humus
de lombriz 70% + Zeolita 30%.
Al analizar el comportamiento en el parámetro número de hojas tabla 4, se
observó al igual que en los parámetros antes analizados que a los 15 días se
obtuvo diferencias significativas entre los tratamientos donde el mejor
comportamiento se apreció en el tratamiento Humus de lombriz 75%+ zeolita 25%
sin diferencias significativas con Humus de lombriz 100% y los menores
resultados correspondieron a Compost cachaza 100%.
Tabla 4. Comportamiento del número de hojas.
Días
Tratamientos 15 21 28 35 45
Humus 100% 2.40 ce 3.17 d 3.68 c 4.25 e 5.02 c
Humus 75%+ Zeolita 25% 2.42 e 2.85 c 3.00 b 3.88 d 4.77 c
Humus 50%+ Zeolita 50% 2.14 b 2.48 b 2.88 ab 3.51 c 4.42 b
Compost Cachaza 100% 1.80 a 2.05 a 2.65 a 2.71 a 3.65 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 2.03 b 2.34 b 2.82 ab 3.02 b 4.17 b
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 2.20 bc 2.51 b 2.97 b 3.42 c 4.11 b
Estiércol 100% 2.20 bcd 2.37 b 2.82 ab 3.40 c 4.14 b
C.V % 6.90 7.62 7.33 6.15 6.19
Esx 0.0221 0.0263 0.0274 0.0242 0.0261
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
A los 21 días (2do muestreo), el mejor tratamiento fue Humus de lombriz 100% con
diferencia significativa sobre los demás tratamientos manteniéndose hasta los 45
días y el menor número de hojas se reflejó en el tratamiento Compost cachaza
100%.
A los 28 días (3er muestreo), los resultados más bajos se reflejan en el tratamiento
Estiércol 100% y Compost cachaza 100%, sin diferencias significativas entre ellos.
A los 35 días (4to muestreo) el Humus de lombriz 100% alcanzó los mayores
valores con diferencia significativa con los restantes tratamientos, lo cual se
mantiene hasta los 45 días en que no se observó diferencias significativas con el
tratamiento Humus de lombriz 75% + zeolita 25%.
En la tabla 5, se refleja el comportamiento del ancho de la penúltima hoja emitida, correspondiendo al tratamiento Humus de lombriz 100% el mayor ancho
a los 28 días (1er muestreo), con diferencia significativa con los demás
tratamientos.
Tabla 5. Comportamiento del ancho de la penúltima hoja emitida.
Días
Tratamientos 28 35 45
Humus 100% 2.26 e 2.98 e 4.41 e
Humus 75%+ Zeolita 25% 2.07 d 2.79 de 4.35 e
Humus 50%+ Zeolita 50% 1.90 cd 2.70 d 4.02 d
Compost Cachaza 100% 1.57 a 1.77 a 2.52 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 1.80 bc 2.23 b 3.43 c
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 1.92 cd 2.47 c 3.56 c
Estiércol 100% 1.66 ab 2.01 b 2.83 b
C.V % 20.45 19.56 17.89
Esx 0.0653 0.0801 0.1082
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Las hojas de menor ancho correspondieron al tratamiento Compost cachaza 100%
mostrando diferencia significativa con los restantes tratamientos.
A partir de los 35 días (2do muestreo), el mejor comportamiento fue el tratamiento
Humus de lombriz 100%, el cual se reitera como el mejor, con diferencia
significativa con los restantes tratamientos excepto con la combinación de Humus
de lombriz 75%+ zeolita 25%. Este resultado se mantiene hasta los 45 días (3er
muestreo).
El tratamiento de Compost cachaza 100% se mantiene durante todo el
experimento con el menor ancho, este resultado reitera lo planteado anteriormente
en las variables evaluadas.
Resultados similares obtuvo Machado, (2001) donde el mejor comportamiento de
las plántulas de tabaco al momento del trasplante en las condiciones estudiadas
resultó en el tratamiento donde empleo el Humus de Lombriz al 100 %, obteniendo
la mayor altura, mayor largo y ancho de las hojas.
El análisis del comportamiento del largo de la penúltima hoja emitida tabla 6, al
igual que el resto de los parámetros analizados a los 28 días (1er muestreo), se
observó diferencia significativa entre los tratamientos destacándose los resultados
en el Humus de lombriz 100% seguido de Compost cachaza 50%+ zeolita 50% sin
diferencias entre los mismos.
Tabla 6. Comportamiento del largo de la penúltima hoja emitida.
Días
Tratamientos 28 35 45
Humus 100% 4.79 e 6.20 d 9.01 d
Humus 75%+ Zeolita 25% 4.34 cd 5.83 cd 8.86 d
Humus 50%+ Zeolita 50% 4.04 bc 5.68 c 8.17 c
Compost Cachaza 100% 3.63 a 3.78 a 5.34 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 3.90 ab 4.62 b 7.34 b
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 4.48 de 5.34 c 7.58 bc
Estiércol 100% 3.84 ab 4.24 ab 6.03 a
C.V % 17.64 20.26 19.76
Esx 0.1232 0.1743 0.2491
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
A partir de los 35 días (2do muestreo), el mejor comportamiento fue el tratamiento
Humus de lombriz 100%, el cual se ratifica como el mejor tratamiento, con
diferencia significativa con los restantes tratamientos excepto con la combinación
de sustratos Humus de lombriz 75%+ zeolita 25%. Este resultado se mantiene
hasta los 45 días (3er muestreo).
El tratamiento que mostró menor resultado a los 28 días (1er muestreo) fue
Compost cachaza 100%, con diferencia significativa con los demás excepto con
las combinaciones de Compost cachaza 75%+ zeolita 25% y Estiércol 100%.
A partir de los 35 días (2do muestreo), los menores resultados continua siendo en
Compost de cachaza 100% sin diferencia significativa con estiércol 100%.
Al analizar los resultados del largo del pecíolo de la penúltima hoja emitida tabla 7, a los 35 días, el mejor comportamiento fue el tratamiento Humus lombriz
75%+ Zeolita 25%, seguido de Humus de lombriz 100% y las combinaciones
Compost cachaza 50%+ zeolita 50% y Humus de lombriz 50%+ zeolita 50% no
presentando diferencia significativa entre estos, pero si con las restantes
tratamientos.
Tabla 7. Comportamiento del largo del pecíolo de la penúltima hoja emitida.
Días Tratamientos 35 45
Humus 100% 0.69 c 1.03 d
Humus 75%+ Zeolita 25% 0.70 c 0.96 d
Humus 50%+ Zeolita 50% 0.68 c 0.88 c
Compost Cachaza 100% 0.43 a 0.58 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 0.60 b 0.82 c
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 0.69 c 0.86 c
Estiércol 100% 0.47 a 0.67 b
C.V % 19.99 20.12
ESx 0.0201 0.0284
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Las plantas in vitro con los menores valores en cuanto a largo del pecíolo de la
penúltima hoja emitida se mostraron en los tratamientos Compost cachaza 100%
y Estiércol 100%, sin diferencias significativas entre sí.
A los 45 días, el mejor comportamiento los expresó el sustrato Humus lombriz
100% seguido de Humus lombriz 75%+ zeolita 25%, sin diferencias significativas
entre los mismos y sí con los restantes tratamientos. Los resultados más bajos se
alcanzaron en Compost cachaza 100%.
Esto se corrobora con lo planteado en materia de sustratos por, Murashige y
Skoog (1962) citado por Ortiz et al., (1998), quienes señalaron su importancia
como lecho en el que las plántulas obtenidas in vitro deberían desarrollarse como
nueva forma de adaptación, rico en sustancias orgánicas.
Un aspecto a tener en cuentea al valorar el crecimiento de las plantas y las hojas
es la distancia entre la hoja dos y tres, al evaluar estos resultados tabla 8 a los
35 días, el mejor comportamiento fue el tratamiento Humus de lombriz 75%+
zeolita 25%, seguido del sustrato Humus de lombriz 100% y la combinación
Humus de lombriz 50%+ zeolita 50%, no presentando diferencia significativa entre
estos, pero si con las restantes tratamientos.
El tratamiento que arrojó valores más bajos en cuanto a la distancia entre la hoja
dos y tres fue el confeccionado a base del sustrato Compost cachaza 100%,
presentando diferencias significativas entre los demás.
Tabla 8. Comportamiento de la distancia entre la hoja dos y tres.
Días Tratamientos 35 45
Humus 100% 1.00 e 1.55 d
Humus 75%+ Zeolita 25% 1.06 e 1.60 d
Humus 50%+ Zeolita 50% 1.00 e 1.39 c
Compost Cachaza 100% 0.25 a 0.90 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 0.54 c 1.24 b
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 0.89 d 1.15 b
Estiércol 100% 0.36 b 0.94 a
C.V % 19.85 16.04
Esx 0.0243 0.0342
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
A los 45 días se mantiene la combinación de sustratos Humus de lombriz 75%+
zeolita 25% como la de mayor distancia seguido del tratamiento Humus de lombriz
100% y sin diferencia significativa con este.
Los menores distancias entre la hoja dos y tres corresponden a los sustratos a
base de compost Cachaza 100% y Estiércol 100%, sin diferencias significativas.
Bascuñan et al., (1995), citado por Ortiz et al., (1998), informan la influencia
positiva de la zeolita en la germinación y el crecimiento.
Carrazana, (1995); realizó estudios de combinaciones de sustratos orgánicos e
inorgánicos en plátanos y bananos para los cuales el humus de lombriz con
adición de zeolita 30% mostró los mejores resultados.
Los resultados obtenidos a los 45 días del diámetro de seudotallo tabla 9, el
mejor comportamiento fue el tratamiento Humus de lombriz 75% + zeolita 25%
seguido del tratamiento Humus de lombriz 50%+ zeolita 50% y Humus de lombriz
100% , no presentando diferencia significativa entre ellos, pero si con las
restantes tratamientos.
Tabla 9. Comportamiento del diámetro del seudotallo a los 45 días.
Tratamientos
Diámetro seudotallo (cm).
Humus 100% 0.70 d
Humus 75%+ Zeolita 25% 0.74 d
Humus 50%+ Zeolita 50% 0.71 d
Compost Cachaza 100% 0.51 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 0.58 bc
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 0.63 c
Estiércol 100% 0.56 b
C.V % 15.97
ESx 0.0174
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
El menor diámetro correspondió al tratamiento Compost cachaza 100%,
presentando diferencias significativas con los restantes sustratos y combinaciones.
Los resultados obtenidos en el diámetro del seudotallo, guarda correspondencia
con la mayoría de las variables estudiadas, en que el mejor comportamiento lo
presentaron los tratamientos Humus de lombriz 75% + zeolita 25%, Humus de
lombriz 50% + zeolita 50% y Humus de lombriz 100%.
Resultados similares obtuvo Carreño, (2002) al analizar el comportamiento de
plantas in vitro de malanga en diferentes tipos de sustratos donde el Humus de
lombriz 75% + zeolita 25% alcanzó los mayores valores en la mayoría de los
parámetros evaluados.
El estudio del comportamiento del tamaño de la hoja es muy importante en la
fase de aclimatización ya que es un parámetro que determina en gran medida la
influencia del sustrato en el desarrollo y calidad de las plantas in vitro obtenidas.
Al analizar los resultados de esta variable tabla 10, el mejor comportamiento fue el
tratamiento Humus de lombriz 75% + zeolita 25% seguido del tratamiento Humus
de lombriz 50%+ zeolita 50%, Humus de lombriz 100% y Compost de cachaza
75% + zeolita 25%, no presentando diferencia significativa entre estos, pero si con
las restantes tratamientos.
Tabla 10. Comportamiento del tamaño de una hoja a los 45 días.
Tratamientos
Tamaño hoja (cm2)
Humus 100% 19.23 c
Humus 75%+ Zeolita 25% 19.52 c
Humus 50%+ Zeolita 50% 19.43 c
Compost Cachaza 100% 11.02 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 18.04 bc
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 16.01 b
Estiércol 100% 15.16 b
C.V % 20.02
ESx 1.0717
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Estos resultados puede ser debido a que la composición de este sustrato orgánico
permite un crecimiento rápido y vigoroso de las plantas in vitro en esta etapa lo
cual es muy favorable para realizar el posterior transplante a condiciones de
campo y obtener altos rendimientos. La zeolita favorece la aereación, absorción de
nutrientes y un mejor suministro de agua y por otra parte las propiedades de este
material orgánico empleado conduce a obtener una planta de excelente calidad
fisiológica en la fase de aclimatización (Agramonte, 2000); citado por Jiménez et
al., (2001).
Según Jiménez et al., (1998 b) el empleo de la zeolita como material
constituyendo sustratos, se ha expandido en la actualidad con incrementos en los
rendimientos, menor tiempo de aclimatización, mayor desarrollo radicular y foliar
de las plantas. En esta fase, en dependencia del cultivo se puede emplear desde
un 15 hasta 100%, lo cual evidencia su capacidad de intercambio catiónico.
Es de destacar que en todos los sustratos empleados las combinaciones con
zeolita 25% y 50% los resultados en cuanto a tamaño de la hoja fueron superiores
que cuando se utilizó al 100% del material orgánico. Se plantea por Jiménez et al.,
(1999), que el empleo de zeolita permite un mejor aprovechamiento de los
nutrientes por las plántulas favoreciendo su desarrollo integral.
Los menores resultados se obtuvieron en el sustrato a base de compost cachaza
100% presentando diferencias significativas con los restantes tratamientos.
4.1.3. Comportamiento del sistema radicular. El desarrollo del sistema radicular a los 45 días tabla 11, se manifestó como a
continuación relacionamos:
Tabla 11. Comportamiento del sistema radicular.
45 días
Tratamientos No. raíces L. media. L. máx.
Humus 100% 5.70 ab 5.78 c 24.39 c
Humus 75%+ Zeolita 25% 6.20 b 5.70 bc 20.76 b
Humus 50%+ Zeolita 50% 6.20 b 5.22 abc 19.16 ab
Compost Cachaza 100% 5.30 a 4.55 a 16.73 a
C. Cachaza 75%+ Zeolita 25% 5.10 a 4.90 a 17.96 ab
C. Cachaza 50%+ Zeolita 50% 5.70 ab 5.07 ab 19.63 ab
Estiércol 100% 5.10 a 4.64 a 19.40 ab
C.V % 6.09 14.04 15.63
ESx 0.0552 0.2231 0.9725
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
La mayor longitud máxima se manifestó en el sustrato constituido por Humus de
lombriz 100%, con diferencia significativa con los restantes tratamientos.
Las mejores longitudes medias se obtuvieron con el sustrato humus de lombriz y
sus combinaciones de zeolita sin diferencias significativas entre los mismos y sí
con los restantes tratamientos.
Resultados similares obtuvo (Díaz et al., 2001) en la aclimatización de plantas in
vitro de caña de azúcar donde el sustrato Humus de lombriz al 100% alcanzó los
mayores valores con relación a la longitud de las raíces, lo que evidencio la
influencia de este sustrato en crecimiento y desarrollo de las raíces.
Al realizar el análisis del número de raíces aunque se observa alguna diferencia
significativa entre los tratamientos, sin embargo no es tan marcada la misma,
pudiendo esto ser debido a que el número de raíces en la planta esta determinado
por su carácter genético.
Al valorar de forma general el comportamiento de las plantas in vitro en los
tratamientos Humus de lombriz 100% y Humus de lombriz 75%+ zeolita 25%; se
evidencia que existe correspondencia entre el desarrollo de las raíces y el de la
parte aérea, observándose el incremento en las variables evaluadas. Da Silva,
(1997); citado por Vega et al., (1999), informa que en las plantas micropropagadas
es muy importante un buen desarrollo de las raíces. Devlin, (1979); Siguiera,
(1997); citado por Vega et al., (1999), plantean que las raíces son órganos de
importancia vital para las plantas.
4.1.4. Valoración climática. Al hacer la valoración de la influencia de las diferentes variables climáticas durante
el desarrollo de este experimento, podemos observar tabla 1, que las temperaturas
se mantuvieron bastante estables, no así las precipitaciones que en los 29 días
primeros se produjeron 78 mm y al final del experimento (últimos 16 días) cayeron
76 mm; y la humedad relativa que al inicio se comportó con valores bajos (33.5%),
que pudieran haber influido en algunos de estos resultados. 4.1.5. Valoración económica.
En la tabla 12 se muestran los costos de los sustratos empleados en el
experimento. El mejor tratamiento de la experimento resultó Humus lombriz 100%;
siendo este el resultado final en el proceso de lombricultura donde las lombrices
se alimentan de estiércol vacuno u otros residuos y expulsan el humus; es uno de
los sustratos de mejores propiedades físicas, químicas y biológicas, su costo es de
$36. 00 la tonelada y además se encuentra en grandes cantidades, al alcance de
todas las Biofábricas.
Tabla 12. Costos de los sustratos empleados.
Sustratos UM Costos $
Humus de Lombriz TM 36.00
Zeolita TM 21.00
Cachaza TM 7.00
El segundo mejor tratamiento resultó la combinación Humus de lombriz 75% +
Zeolita 25%. Si se tiene en cuenta que el costo de una tonelada de humus de
lombriz es de $36. 00 y de zeolita $ 21. 00. El costo de esta combinación es de
$32. 00 la tonelada.
Al realizar la comparación entre los dos mejores tratamientos, es más viable el
Humus de lombriz 75% + Zeolita 25% pues es el más económico. Sin embargo, el
resultado en el comportamiento de los parámetros fisiológicos evaluados fue
bueno en ambos.
Se necesitaron para el montaje del experimento 630 plantas con un costo de $
0.18 por planta.
5. CONCLUSIONES
Los tratamientos con sustrato humus de lombriz y diferentes
combinaciones con zeolita mostraron los mejores porcentajes de
supervivencia destacándose el tratamiento Humus de lombriz 100%.
Los tratamientos Humus de lombriz 100% y Humus de lombriz 75% +
zeolita 25% presentaron en todas las variables fisiológicas
estudiadas lo mejores comportamientos. El tratamiento Humus de lombriz 75% + zeolita 25% resultó desde el
punto de vista económico el más viable, seguido del Humus de
lombriz 100% ambos brindan buena calidad a las plantas in vitro.
6. RECOMENDACIONES.
Recomendamos el uso de los sustratos Humus de lombriz 100% y la
combinación Humus de lombriz 75% + Zeolita 25% en la aclimatización
de plantas in vitro de bananos (Musa AAAB, cv. FHIA-18).
Continuar el estudio del sustrato Humus de Lombriz con diferentes
proporciones de zeolita para corroborar los resultados alcanzados en
este trabajo.
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