0 20 40 60 80 100 1200,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

DO

600

t (h)

T=20°C

T=30°C

T=40°CpH 9

4000 3750 3500 2500 2000

CO2 + H

2O

%T

(u

.a.)

Numero de onda (cm-1)

CO2

piruvato

glucosa

acetato

control

0 20 40 60 80 100 1200,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

DO

600

t (h)

acetato

glucosa

•Son microorganismos mesófilos (T óptima de crecimiento: 30°C). El mayor crecimiento se observa a pH 9. A pH ácido (4 y 5) no se observa crecimiento •Presentan fenotipo característico de bacilos Gram (-). Pueden formar esporas en condiciones de estrés (pH ácido) •Pueden metabolizar acetato, piruvato y glucosa. Se observa mayor crecimiento con el reemplazo de acetato por glucosa. Presentan un metabolismo respiratorio para los sustratos probados, ya que no se observan productos de fermentacion •Debido a las observaciones de fenotipo, y la diferencia de respuesta a las fuentes de energía, los resultados sugieren que se trata de un consorcio bacteriano y no de un cultivo puro

Caracterización del crecimiento de microorganismos electrogénicos para su empleo en sistemas bioelectroquímicos de remediación de

ambientes contaminados

Buena parte de los contaminantes que son vertidos a los cuerpos de agua se acumulan en los sedimentos. Las sustancias orgánicas sedimentan o se adsorben sobre los sedimentos donde se oxidan, en general anaeróbicamente, en reacciones catalizadas por microorganismos y que son claves en el destino que tendrán los metales. Estos se presentarán comúnmente como óxidos o sulfuros, dependiendo del tipo de metal y del potencial redox del sedimento. Con el fin de remediar eficientemente sedimentos contaminados con compuestos orgánicos e inorgánicos, estamos trabajando en un sistema que acopla procesos biocatalizados de oxidación de sulfuros y materia orgánica con procesos bioelectrogénicos de reducción de metales. En este contexto, aplicando diferentes herramientas microbiológicas de selección, aislamos microorganismos electrogénicos a partir de sedimentos contaminados de la cuenca del río Reconquista. Los microorganismos electrogénicos tienen la capacidad de transferir electrones a aceptores extracelulares, como metales insolubles, durante la oxidación de compuestos orgánicos. Esta capacidad ha permitido el desarrollo de los "sistemas bioelectroquímicos", donde los electrones obtenidos de la oxidación de materia orgánica son transferidos por los microorganismos a un electrodo. De este modo, dependiendo de la configuración de la celda electroquímica, los electrones pueden ser utilizados para la producción de productos de valor agregado como, por ejemplo H2, o la recuperación de metales y remediación de sedimentos.

Mohamed F.1, Lescano M.2, Albanesi Fernández L.3, Prados MB.2

1Universidad Nacional de Tucumán (UNT). 2Instituto de Energía y Desarrollo Sustentable, CAB-CNEA. 3Departamento Fisicoquímica de Materiales, CAB-CNEA.

INTRODUCCIÓN

MÉTODOS Y RESULTADOS

Medición del crecimiento bacteriano El aumento en el número de células o crecimiento microbiano se evaluó por turbidimetría midiendo la densidad óptica a 600 nm (DO600) en un espectrofotómetro Shimadzu UV 1800. El crecimiento se evaluó por duplicado en diferentes condiciones de pH (4, 5, 7, 9, 10), temperatura (15, 20, 30, 40, 45 °C) y fuente de energía (acetato de sodio, piruvato de sodio y glucosa). Se monitoreó a diferentes tiempos durante 130 h. Sólo se observó crecimiento a pH 7 y 9 (Figura 2)

Influencia de la fuente de energía

CONCLUSIONES

Agradecimientos: A Tec. Silvia Rivas, Departamento Fisicoquímica de Materiales, CAB-CNEA

Influencia del pH y T

Fig. 2. Curvas de crecimiento a pH 7 y 9 a diferentes temperaturas. Las curvas corresponden a los promedios de los duplicados; las barras de error representan el desvío estándar

Condiciones de cultivo

Se utilizó un medio de cultivo definido, recomendado para microorganismos electrogénicos, con acetato de sodio como dador de electrones y fumarato de sodio como aceptor. El medio se fraccionó en viales, que se sellaron para evitar el ingreso de oxígeno (Figura 1). Luego se burbujearon durante 40 minutos con atmósfera de N2:CO2 de alta pureza, en proporción 80:20. El medio fue inoculado con un cultivo activo en fase exponencial; el inóculo se tomó luego de desoxigenar previamente la aguja a utilizar, con una mezcla de N2:CO2. Los cultivos se incubaron a diferentes condiciones (ver más abajo).

Temperatura

pH m 20°C 30°C 40°C

7 0,008 ± 0,001 0,018 ± 0,002 0,010 ± 0,002

9 0,016 ± 0,000 0,028 ± 0,008 0,019 ± 0,002

Tabla 1. Velocidades específicas de crecimiento (m) en las condiciones de pH y temperatura en las que se observó crecimiento. Este parámetro de crecimiento se calcula como la pendiente de la recta de Log DO en función del tiempo, es decir, µ= (log DO2- log DO1) / (t2-t1), en la sección correspondiente a la fase exponencial de crecimiento.

Fig. 2. Vista al microscopio óptico de cultivos activos en fase exponencial en diferentes condiciones de pH. A: pH 7 (control); B: pH 5; C: pH 9. A y C corresponden a una tinción de Gram, mientras que B corresponde a una tinción de esporas (con verde malaquita). Las circunferencias señalan algunas endo y exosporas

A C

Caracterizar el crecimiento de microorganismos electrogénicos aislados de la cuenca del río Reconquista, frente a diferentes variables: pH, temperatura y fuente de energía.

OBJETIVO:

A B C

Fig. 5. Vista al microscopio óptico de cultivos activos crecidos en diferentes fuentes de carbono teñidos mediante tinción de Gram. A: acetato de sodio (control); B: piruvato de sodio; C: glucosa.

Fig. 3. Curvas de crecimiento a pH 7 y 30°C, utilizando diferentes fuentes de energía (acetato de sodio y glucosa).

m acetato 0,018 ± 0,002

glucosa 0,034 ± 0,000

Tabla 2. Velocidades específicas de crecimiento (m) utilizando acetato de sodio y piruvato de sodio como fuente de energía

Fig. 4. Espectros obtenidos por espectroscopía infrarroja con transformada de Fourier (FTIR). Los 3 primeros corresponden a la fase gaseosa de un cultivo activo utilizando diferentes fuentes de energía. El último espectro corresponde al control sin bacterias. Los recuadros indican los picos característicos para CO2 y H2O

Fig. 1. Cultivo en vial de anaerobiosis, junto a celda colectora de gases para FTIR

B

0 20 40 60 80 100 1200,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

DO

600

t (h)

T=15°C

T=20°C

T=30°C

T=40°C

T=45°C

pH 7