231

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2004, 21: 231-243

Xanthomonas albilineans Agente Causal de laEscaldadura Foliar de la Caña de Azúcar

(Saccharum sp) en los estados Lara y Yaracuy

O. Jiménez y N. Contreras

Universidad Central “Lisandro Alvarado” Departamento de CienciasBiologicas, Decanato de Agronomía Postgrado Fitopatologia. Apdo 400.Cabudare estado Lara.

Resumen

En campos experimentales y comerciales de los estados Lara y Yaracuy seobservó a nivel foliar estrías y rayas blanquecinas, rectas, de grosor variable conbordes bien definidos y en cortes longitudinales de tallos se observaron los hacesfibrovasculares de una coloración rojiza. De este material se hicieron aislamientos,que originaron colonias bacterianas de color amarillo, circulares, de bordesuniformes, consistencia gelatinosa y aspecto brillante. Para las pruebas depatogenicidad se inocularon esquejes sanos por dos métodos: Inyección de lasuspensión bacteriana en el tallo en la región nodal y colocación de un algodónimpregnado de la suspensión bacteriana en uno de los extremos del esqueje,resultando este último método positivo. A los cinco días se observó una coloraciónrojiza en la superficie interna del tallo. En los reaislamientos se obtuvo coloniasidénticas a las originales. La bacteria aislada resultó Gram negativa y vista almicroscopio óptico presentó forma de bastón. Creció de color amarillo en los mediosAN, YDC, YCA, AS, YSP, MW, XAS y D5. En D3, D2 y D4 no creció la bacteria,y, resultó aeróbica en el medio Hugh y Leifson; reacción básica en bacto agardextrosa rojo fenol; oxidasa positiva, catalasa positiva; reducción de nitratosnegativo; toleró concentraciones de 0,5-1% de NaCl; hidrólisis del almidónnegativa; crecimiento a 35ºC-37ºC positiva; hidrólisis de esculina positivo; argininadihidrolasa negativa, producción de ureasa negativa, producción de ácido sulfídricopositivo, licuó parcialmente la gelatina; producción de indol negativa, reducciónde carbohidratos positiva con glucosa y manosa y negativa con arabinosa, trehalosay celobiosa. La bacteria se identificó como Xanthomonas albilineans.Palabras clave: Caña de Azúcar (Saccharum sp.), Identificación patógenobacteriano, Xanthomonas albilineans.

Recibido el 23-05-2003 Aceptado el 22-11-2003Autor de correspondencia email: odielena@hotmail.com; nacon99@yahoo.com

Jiménez y Contreras

232

Introducción

La caña de azúcar (Saccharumsp.) es uno de los cultivos de mayorimportancia en Venezuela, debido alárea que se siembra anualmente.Numerosos esfuerzos con inversión definanciamiento cuantificable han sidorealizados por parte del sector públicoy privado, con la finalidad de mejorarsu productividad; no obstante, todavíaexisten ciertas limitantes que tienenque afrontar los productores y queafectan de una u otra forma elrendimiento final del cultivo. Desde elpunto de vista agronómico, la presenciade patógenos es una de las limitantesque se presentan en la producción decaña, dentro de esta limitante lasbacterias fitopatógenas, constituyenuno de los problemas más difíciles decontrolar, debido a que una vezestablecidas en el campo es difícil suerradicación (10). Entre los génerosmás importantes de bacteriasfitopatógenas que afectan al cultivo decaña de azúcar se encuentranXanthomonas y Clavibacter, lascuales, ocasionan pérdidassignificativas en la producción. Entrelas enfermedades bacterianas másimportantes que afectan el cultivo dela Caña de Azúcar (Saccharum sp) seencuentra la «escaldadura foliar»causada por Xanthomonas albilineans(Ashby, 1929) Dowson 1943, la cual hasido señalada en más de 25 paísesproductores (18, 16, 19, 17, 12, 11). Laimportancia económica de laescaldadura contempla efectos directosen el rendimiento al reducir el peso delas cañas y el porcentaje de Brix enlas variedades susceptibles,

observándose hasta un 24,5% en elrendimiento, las pérdidas indirectasresultan de la reposición de variedadesvaliosas o, de la imposibilidad deincrementar una variedad nuevadebido a su susceptibilidad, tambiénse presentan problemas de cuarentenadebido a la incapacidad de detectarconfiablemente al organismo en suforma latente y no contar en laactualidad con un método deerradicación aceptable (29).

El primer reporte de laenfermedad fue realizado por North enel año 1911 en Australia. En el año1930 fue descrita en Hawai,constituyendo la enfermedad másimportante en el cultivo (17). En Brasilen 1945 se hizo el primer señalamientosobre su ocurrencia (1). En la GuayanaBritánica y Holandesa en 1961,señalaron una epifitia de laescaldadura (18). Posteriormente, en1966 hicieron el primer reporte de laenfermedad en Puerto Rico (23).Síntomas de la escaldadura fueronobservados en algunas variedades dela colección mundial en Florida,Estados Unidos (16) y en ese mismoaño se reportaron las variedadesB49119 y B4362 como altamentesusceptibles a la enfermedad (18).Luego en Trinidad, en plántulas de laserie BT66 (19).Posteriormente enPanamá se observó que las variedades«Cristal», «B4362», «B34104»,«B42231» y «POJ2714» eransusceptibles a la escaldadura. EnTaiwán, se originó un descenso en elcontenido de azúcar en cañas madurasde 20,2% y 23,5%, comprobándose que

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2004, 21: 231-243

233

el origen del problema era la presenciade esta bacteria (26). En Guatemala yMéxico se identificó por primera vez aX. albilineans en el año 1992(13,21).Luego en 1993 se señaló por primeravez en Luisiana, Estados Unidos,lográndose establecer que laenfermedad puede llegar a causarpérdidas económicas significativas delos campos comerciales y pérdida decalidad en el cultivo de la caña (10).Así mismo, en 1993, se observaronlíneas blanquecinas y clorosis sobre lashojas del híbrido LCP 82-89 de cañade azúcar en Texas, Estados Unidos.Se realizaron aislamientos de tejidosque mostraban dichos síntomas sobremedios selectivos y se desarrollaroncolonias típicas de Xanthomonasalbilineans (14). Al año siguiente, en1994 se registró por primera vez laescaldadura de la hoja en Colombia,observándose que la variedad CC85-92presentó la más alta incidencia de laescaldadura (11). Luego en diciembredel año 1995, síntomas de laenfermedad fueron observados en elcultivar B64277 en Francia, Guyana,donde plantas asintomáticas fuerondetectadas en colecciones degermoplasma de caña de azúcar y encampos comerciales (9).

En Cuba fue reportada porprimera vez en el año 2000; síntomastípicos fueron observados en coleccionesde germoplasma y en algunos camposcomerciales, comprobándose la presenciadel agente causal en ciento cincuentaaislamientos de diferentes localidades (8)

En Venezuela en el año 1968 enmaterial procedente de la EstaciónExperimental de Barbados, fuerondetectados síntomas de la escaldadura

en la variedad «B60321». A partir de1973 fueron observados síntomas de laenfermedad en plantacionescomerciales y experimentales en elSistema de riego Las Majaguas, estadoPortuguesa y en el CampoExperimental del Centro Nacional deInvestigaciones Agropecuarias,Maracay, estado Aragua,determinándose que se trataba de X.albilineans , en base a los síntomasobservados en campo, alcomportamiento de la bacteria enmedios de cultivos selectivos yespecíficos, pruebas de patogenicidady a las observaciones al microscopioelectrónico(20).

En plantaciones de caña deazúcar (Saccharum sp.) de diferenteslocalidades de los estados Lara yYaracuy se observaron estrías o rayasblanquecinas, rectas, de grosorvariable, con bordes bien definidos quese extendían en el mismo sentido de lanervadura central prolongándosehasta las vainas de las hojas (figura1A). Las plantas jóvenes enfermaspresentaron un acortamiento de losentrenudos y en cortes longitudinalesde tallos afectados se observaron loshaces fibrovasculares de una coloraciónrojiza, especialmente en la regiónnodal (figura 1B). La sintomatologíadescrita presenta similitud a laseñalada por algunos investigadores (6,8, 9, 13, 14, 20, 21).Como una manerade contribuir en la ratificación de laidentificación y caracterización de labacteria, causante de la escaldadurade la caña de azúcar en Venezuela, enel presente trabajo se obtuvieronaislamientos de los estados Lara yYaracuy, los cuales, mediante pruebas

Jiménez y Contreras

234

culturales, morfológicas, patoge-nicidad, fisiológicas y bioquímicaspermitieron complementar lacaracterización del patógeno descritoanteriormente. Cabe destacar que esnecesario partir de la identificación delagente causal de dichos síntomas, y queaunque previamente fue aislado eidentificado (20), no existe en el paísdicho aislamiento que sirva comopunto de partida para realizar estudios

epidemiológicos y pruebas decomportamiento varietal, mediantetécnicas convencionales y/o serológicasy moleculares para determinar lareacción de las variedades comerciales,experimentales y promisorias,considerando que la mejor forma decontrol de la enfermedad depende dela producción de variedadesresistentes.

Materiales y métodos

Recolección de muestrasSe colectaron mediante muestreo

al azar hojas que presentaban estríaso rayas blanquecinas, rectas, de grosorvariable, con bordes bien definidos quese extendían en el mismo sentido de lanervadura central prolongándosehasta las vainas de las hojas,igualmente se colectaron tallosafectados los cuales al realizar corteslongitudinales se observaron los hacesfibrovasculares de una coloraciónrojiza, especialmente en la regiónnodal. Los materiales fueron colectadosen el Campo Experimental del INIAYaritagua, dos siembras comercialesdel estado Lara Yaracuy. Las 30muestras fueron colocadas en bolsasplásticas transparentes y llevadas allaboratorio de bacteriología delposgrado de Fitopatologia de laUniversidad Centroccidental LisandroAlvarado para su procesamiento.

Aislamiento del patógenoDe muestras foliares y tallos

afectados colectados en plantacionesexperimentales y comerciales de cañade azúcar de los estados Lara yYaracuy y previamente lavados

suavemente con agua corriente, serealizaron cortes de tejido foliar yextracción del jugo del tallo de la cañade azúcar. Una vez verificada lapresencia de flujo bacteriano, mediantela emisión del hilo viscoso a partir detrozitos de hojas colocadas en un tubode ensayo que contenía 3ml de aguadestilada estéril y sometido a agitaciónpor 5 min., se procedió a realizar losaislamientos. Para ello, se tomaronsecciones pequeñas del área foliar(1cm2) y se desinfectaron en hipocloritode sodio (NaCl) al 2% durante 2 min.y se enjuagaron con agua destiladaestéril, luego, se colocaron en unmortero estéril con 3 ml de aguadestilada estéril (ADE) para sermacerados. El macerado resultante setrató de dos maneras: a) De estemacerado se tomó una pequeña porcióncon el ansa de platino y se estriaronpor agotamiento placas de petriconteniendo medio agar nutritivo AN(23 g de agar nutritivo, 10 g de glucosa,1 L de agua destilada. b) Se realizarondiluciones seriadas hasta 10-6 y sesembró en medio de cultivo AN 0,1 mlde cada dilución el cuál se extendió en

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2004, 21: 231-243

235

toda la placa. También se sembraronen este medio trocitos de hojaspreviamente desinfectadas y el jugoextraído fue sembrado por agotamientoen placas de AN. Estos aislamientosse guardaron en bolsas plásticas y seincubaron en condiciones delaboratorio a una temperaturapromedio de 27oC y HR máxima de 65%y mínina de 54%. Las coloniasdesarrolladas después de 24 horas,fueron replicadas individualmente encápsulas de petri conteniendo medio decultivo AN, para obtener cultivos purosy realizar las pruebas depatogenicidad.

Pruebas de PatogenicidadPara las pruebas de

patogenicidad se prepararonsuspensiones provenientes de cultivospuros de 48h, se ajustaron a unaconcentración de 109 UFC. ml-1 usandolos tubos 3 y 4 de la escala deMcFarland (2) y se inocularon esquejessanos del tallo de caña de la variedadCC-8592. Se utilizaron 2 métodos deinoculación: Inyección de la suspensiónbacteriana (2ml.) en la región nodal deltallo cerca de la yema y colocación deun algodón impregnado con suspensiónbacteriana en un orificio realizado enuno de los extremos del esqueje y selladoposteriormente con parafilm. Despuésde inoculados los esquejes, fueroncolocados en cámara húmeda (enbandejas cubiertas con bolsas plásticas)y se dejaron en el laboratorio por 48 ha una temperatura promedio de 27oCy HR máxima de 65% y mínima de54%; luego fueron llevadas a unumbráculo a una temperaturapromedio de 29oC y HR máxima de 77%y mínima de 49%, para su observación

hasta la aparición de los síntomas. Almomento de la inoculación fuerondejados esquejes testigos, los cualesfueron inoculados con agua destiladaestéril.

Reaislamiento del organismocausal

Comprobada la patogenicidad delos aislamientos en estudio, a los 10días después de la inoculación, seprocedió al reaislamiento del organismocausante de los síntomas observados,siguiendo el procedimiento descritoinicialmente. Los cultivos purosobtenidos fueron conservados en tubosque contenían medio YCA (2.5 g deCaCo3,; 10 g extracto de levadura; 18 gde bacto agar, 1 L de agua destilada)inclinado y a los cuales se les agregabaparafina estéril a las 48 h decrecimiento bacteriano y luego seguardaban en la nevera a 4oC. Otrométodo de conservación utilizado fueel de la mezcla de la suspensiónbacteriana en glycerol al 15% en vialesa una temperatura de -80oC. Estematerial fue utilizado en lacaracterización morfológica, cultural,fisiológica y bioquímica de la bacteria.

Identificación y Caracte-rización de la Bacteria

En el laboratorio de Bacteriologíadel Posgrado de Fitopatología de laUniversidad Centroccidental LisandroAlvarado, se hicieron varias pruebaspara la identificación y caracterizacióndel género y especie de la bacteria. Serealizaron observaciones morfológicasy fueron estudiadas las característicasculturales en diferentes medios decultivo. Igualmente, fueron realizadaspruebas bioquímicas y fisiológicas deacuerdo a métodos recomendados por

Jiménez y Contreras

236

otros investigadores (15, 27, 3, 4, 25).1. Características culturalesSe estudiaron las características

culturales de los aislamientospatogénicos, en los medios de cultivoAN, YDC (10 g extracto de levadura,20 g de dextrosa, 20 g carbonato decalcio, 15 g de agar, 1 L de aguadestilada), AS (23 g de agar, 10 g desucrosa, 1L de agua destilada) YSP (5g extracto de levadura, 20 g de sucrosa,10 g de peptona, 15 g de bacto agar,1L agua destilada) y YCA. En estosmedios se determinó forma, color yvelocidad de crecimiento.

2. Características morfo-lógicas, fisiológicas y bioquímicas

Las características morfológicasse determinaron mediante la tincióncon rojo congo, y la tinción de Gram(24, 25, 27). Las propiedadesfisiológicas y bioquímicas estudiadasfueron las siguientes: Prueba de KOHal 3%, oxidasa, catalasa, prueba derequerimientos de oxígeno (HughLeifson), bactotiogliocolato, bacto agar

dextrosa rojo fenol, hidrólisis delalmidón, licuefacción de la gelatina,tolerancia al NaCl (0,5-5%), argininadihidrolasa, reducción de nitratos,crecimiento a 35ºC-39ºC, hidrólisis deesculina, producción de ureasa,producción de indol, reducción decarbohidratos (3, 4, 24, 25).Finalmente se realizaron pruebas decrecimiento en los medios diferencialesD5, D3, D4, D2 de Kado y Heskett (14) ymedios selectivos MW (5gbactopeptona, 10 g sucrosa, 0,5 g deK2HPO4.3H2O, 0,5 g de MgSO4 .7H2O,0,25 g Na2SO3 , 15 g bactoagar, 1 L aguadestilada) y XAS(5g de bactopeptona,10 g de sucrosa, 0,5 g deK2HPO4.3H2O, 0,5 g de MgSO4 .7H2O,0,25 g Na2SO3 ,15g bactoagar, 5 g deKBr, 100 mg de cycloheximide, 2 mgde benomyl, 25 mg de cefalexina, 30mg de novobiocin, 50 mg deKasugamicina, 1 L agua destilada) (7),utilizados para la diferenciación degénero y especie.

Resultados y discusión

Aislamiento del patògenoA partir de muestras de diluciones

del jugo de tallos enfermos de caña deazúcar se aisló consistentementecolonias bacterianas de color amarillo,no mucoides, circulares, de bordesuniformes, consistencia gelatinosa yaspecto brillante, las cuales, crecieron alos 5 días después de la siembra en elmedio AN y vistas al microscopio ópticopresentaron forma de bastón (figura 1C).

Pruebas de patogenicidad yreaislamiento del organismocausal

El método de inoculación queresultó positivo en las pruebas depatogenicidad fue el de la utilizaciónde un algodón impregnado consuspensión bacteriana en un orificiorealizado en uno de los extremos de losesquejes y sellado posteriormente conparafilm. Los síntomas se iniciaron alos cinco días, los cuales se hicieronmás evidentes a los diez días despuésde la inoculación. Se observó unacoloración rojiza en los hacesfibrovasculares, especialmente en laregión nodal (figura 2). Al hacer los

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2004, 21: 231-243

237

reaislamientos de los tejidos afectadosse obtuvieron colonias similares a losaislamientos originales. Los esquejestestigos no manifestaron ningún tipode síntoma.

Características culturalesEn el cuadro 1 se presentan las

características culturales de la bacteriaen diferentes medios de cultivo. En estosse observó diferencias en cuanto a la

velocidad de crecimiento y a la tonalidaddel color amarillo. En los medios YDC,AS, YDC y YSP las bacterias eran decolor amarillo y aparecían después de48 h de sembradas, en el medio AN elcolor de las colonias era amarillo menosintenso y aparecían después de 72 h decrecimiento. En la figura 3 se observael crecimiento en los medios AN y YSPrespectivamente. Estos resultados

Figura 1. A) Estrías o rayas blanquecinas B) Corte longitudinal de talloenfermo mostrando los haces fibrovasculares y la regiónnodal de color rojizo en campo. C). Forma de bastón de labacteria con tinción Rojo Congo observada en el microscopioóptico (100x)

Figura 2. Síntomas en esquejes inoculados artificialmente

A B C

Jiménez y Contreras

238

Cuadro 1. Características culturales del aislamiento bacterianoproveniente de la muestra de Caña de Azúcar en diferentesmedios de cultivo.

Medios de cultivo Aislamiento

Agar Nutritivo(AN) Amarillo claro, brillante, circulares consistenciagelatinosa y poco crecimiento.

Agar dextrosa carbonato Amarillo claro, brillante, circularesDe calcio levadura(YDC) consistencia gelatinosa y abundanteCrecimiento.

Agar sucrosa(AS) Amarillo claro, brillante, circularesconsistencia gelatinosa y abundante

crecimiento.

Agar extracto de levadura Amarillo claro, brillante, circulares,Carbonato de calcio (YCA) consistencia gelatinosa y moderado

crecimiento

Agar peptona sucrosa Amarillo claro, brillante, circularesExtracto de levadura (YSP) consistencia gelatinosa, moderado crecimiento

Figura 3. Crecimiento de la bacteria en los medios AN y YSPrespectivamente.

coinciden con lo citado por otros autorespara X. albilineans (3, 4, 5, 20, 25). Enel cuadro 2 puede observarse que labacteria creció en el medio diferencialD5 de Kado y Heskett y no hubo

crecimiento en los medios D2, D3 y D4coincidiendo este resultado a lo citadopara el género Xanthomonas (15).Asimismo, exhibió crecimiento en losmedios selectivo MW y XAS utilizados

YSP

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2004, 21: 231-243

239

para la detección de X. albilineans(figura 4) (7)

Características morfo-lògicas, fisiològicas y bioquìmicas

El cuadro 3 muestra lascaracterísticas morfológicas fisiológicasy bioquímicas de la bacteria aislada decaña de azúcar. Resultó ser KOHpositivo y Gram negativa, oxidasanegativa, catalasa positiva, aeróbica,reacción alcalina en bacto agar dextrosarojo fenol, no hidrolizó el almidón, licuóparcialmente la gelatina, no redujonitratos, no produjo ureasa ni indol,toleró concentraciones de NaCl (0,5-

1%), produjo ácido sulfídrico, creció a35ºC-37ºC, hidrolizó la esculina, noredujo nitratos, arginina dihidrolasanegativa, utilizó los carbohidratosglucosa y manosa y no redujo loscarbohidratos arabinosa, trehalosa ycelobiosa. Estos resultados concuerdancon lo citado por la literatura para X.albilineans (3, 4, 25).

Las pruebas de crecimiento a 35-37ºC e hidrólisis de esculina resultaronser positivas, por lo tanto se descartaque sea señalado para X. fragariae yX. ampelina por reaccionar estasúltimas negativa, pero si coincide con

Cuadro 2. Medios de cultivo diferentes utilizados en la caracterizaciónde la bacteria.

Medio Crecimiento Colonias

D5 (Kado y HesKett) + AmarillasD3 (Kado y Heskett) - No hubo crecimientoD4 (Kado y Heskett) - No hubo crecimientoD2 (Kado y Heskett) - No hubo crecimientoMW y XAS (Davis et al.) + Amarillas

D5 (Selectivo para Xanthomonas) D3 (Selectivo para Erwinia) D4 ( Selectivo para Pseudomonas)D2 (Selectivo para Corynebacterium) MW y XAS(Selectivo para X. albilineans)

Figura 4. Crecimiento de la bacteria en los medios selectivos MW yXAS.

MW

XAS

Jiménez y Contreras

240

lo señalado para X. albilineans alreaccionar a estas pruebaspositivamente (3, 4, 25). Las pruebasde hidrólisis del almidón y licuefacciónde la gelatina no se ajustaron a lodescrito para X. axonopodis porqueesta reacciona en forma positiva ynegativa respectivamente (3, 4).

Las reacciones positivas de lahidrólisis de la esculina, crecimiento a37ºC, producción de ureasa, reducción

de glucosa y manosa, son similarespara X. albilineans y X. campestris, locual, no permitió la diferenciación entreestas dos especies (4,25). No obstanteel no crecimiento a 39°C permitiódiferenciarlas ya que X. albilineanscrece a una temperatura máxima de37ºC mientras que X. campestris puedecrecer a 39ºC. Otra diferencia es lamáxima tolerancia al NaCl, ya que X.albilineans tolera hasta el (0,5-1%) y

Cuadro 3. Características morfológicas, fisiológicas y bioquímicas dela bacteria aislada de Caña de Azúcar.

Prueba Reacción

Coloración de Gram Gram negativaPrueba KOH al 3% Gram negativaRojo congo(forma) BastónOxidasa + (débil)Catalasa +Anaerobiosis (Hugh y Leifson) - aeróbicaBactotioglicolato - aeróbicaAgar dextrosa rojo fenol - básicaHidrólisis del almidón -Licuefacción de la gelatina parcialmente licuadaTolerancia al NaCl(0,5-1%) +Producción de ácido sulfídrico +Arginina dihidrolasa -Reducción de nitratos -Crecimiento 35-37oC +Crecimiento a 39°C -Hidrólisis de esculina +Producción de ureasa -Reducción de Carbohidratos de:Glucosa +Manosa +Arabinosa -Trehalosa -Celobiosa -

1. Las pruebas fueron realizadas con 3 aislamientos y cada una fue repetida tres veces. +:Reacción positiva -: Reacción negativa

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2004, 21: 231-243

241

X. campestris en el rango del 2 al 5%(4, 24). En cuanto a la producción deácidos a partir de los carbohidratos, X.albilineans no utiliza la arabinosa,trehalosa y celobiosa mientras que sison utilizados por X. campestris (4, 25)Las pruebas que permiten laidentificación del patógeno es laformación de colonias en los mediosmodificados de Wilbrink’s (MW y XAS),los cuáles, son selectivos a la especie X.albilineans. El crecimiento obtenidosobre dicho medio concuerda con locitado para la identificación de dichaespecie (7).

Con respecto a la caracterizacióna través de pruebas fisiológicas ybioquímicas, es poca la informaciónexistente, a nivel mundial, lo quedificulta realizar comparaciones conestudios realizados previamente, noobstante, existe una gran cantidad de

caracterizaciones de esta bacteria através de estudios serológicos ymoleculares (7, 22, 28). En Venezuelael señalamiento de esta bacteria fuebasado en pruebas morfológicas,culturales y de patogenicidad (20),realizándose en este trabajo además delas pruebas anteriormente señaladas,las pruebas fisiológicas y bioquímicasy el crecimiento en medios selectivos ydiferenciales para la identificación deesta bacteria (7, 25) lográndose de estamanera la caracterización del patógenocausante de la escaldadura de la cañade azúcar en Venezuela.

Lo mencionado en la discusión yen base a los resultados morfológicos,culturales, fisiológicos y bioquímicosobtenidos en este estudio, se identificaa la bacteria como Xanthomonasalbilineans. (3, 4, 5, 7, 25).

Conclusiones

De acuerdo a la sintomatologíaobservada en plantas enfermas encampos experimentales y comercialesde los estados Lara y Yaracuy, a losresultados positivos de las pruebas depatogenicidad, a las característicasmorfológicas, culturales, fisiológicas ybioquímicas y al crecimiento de la

bacteria en los medios selectivos MWy XAS se comprobó que los Síntomasobservados son causados por la bacteriaXanthomonas albilineans, conformán-dose así, la presencia de la escaldadurade la hoja de la caña de azúcaren losestados.

Literatura citada1. Arruda, S. y J. Amaral. Leaf scald of sugar

cane in Brasil. Phytopathology 35:135-137. 1945.

2. Barret, T. 1975. Preparation of bacterialvaccine. In proceedings of the firstworkshop of phytobacteriology. R.N.Godman (ed.). Columbia. Universityof Missouri. p.1-6

3. Bergey‘s, 1994. Manual of determinativebacteriology. 9a Edition. Holt., H. G.,N. R. Krieg, P. H. Sneat L., J. J. Soleyy S. T. Williams (eds) Williams yWilliams. Baltimore.1093 pp.

4. Bergey‘s, 1986. Manual of determinativebacteriology. 8a Edition.Buchanan&Gibbons (eds.) the William & WilkinsCompany.Baltimore.1246 p.

Jiménez y Contreras

242

5. Birch, R. 2001.Xanthomonas albilineansand the antipathogenesis approachto disease control.Molecular PlantPathology 2 (1): 1-11

6. Comstock, J. 1992.Detection of theSugarcane Leaf Scald Pathogen,Xanthomonas albilineans, usingTissue Blot Immunoassay, Elisa, andIsolation Techniques. Plant Disease76:1033-1035

7. Davis, M., P. Rott, P. Baudin y J. Dean.1994. Evaluation of selective mediaand inmunoassays for detection ofXanthomonas albilineans, causalagent of sugarcane leaf scald disease.Plant Disease 78: 78-82.

8. Díaz, M., E. Peralta y A. Iglesia. 2000.Xanthomonas albilineans HaplotypeB responsible for a recent sugarcaneleaf scald disease outbreak in Cuba.Plant Disease 85:334.

9. Feldmann, P., y J. Daugrois. 1997. Firstreport of leaf scalds disease andratoon stunting disease of sugarcanein French Guyana. Plant Disease81:969.

10. Grisham, M. y B. Legendre. 1993. Firstreport of leaf scald caused byXanthomonas albilineans ofsugarcane in Louisiana. PlantDisease 77:537.

11. Guzmán, L., J. Ángel, J. Victoria y A.Álvarez. 1997. Diagnóstico de laescaldadura de la hoja Xanthomonasalbilineans (Ashby) Dowson en cañade azúcar. Fitopatología Colombiana21 (1):10-17.

12. Hoy, J. y M. Grisham. 1994. Sugarcaneleaf scalds distribution,sympthomatology and effect on yieldin Louisiana. Plant Disease 78: 1083-1087.

13. Irvine, J. y J. Amador.1993. First reportof leaf scald caused by Xanthomonasalbilineans of sugarcane in México.Plant Disease 77:846.

14. Isakeit, T. y J. Irvine. 1995. First report ofleaf scald caused by Xanthomonasalbilineans of sugarcane in Texas.Plant Disease 79:860.

15. Kado, C. y M. Heskett. 1970. Selectivemedia for isolation of Agrobacterium,

Corynebacterium, Erwinia,Pseudomonas and Xanthomonas.Phytopathology 60 (6): 969-976.

16. Koike, H. 1968. Leaf scald of sugarcanein continental United States a firstreport. Plant Disease 52 (8): 646-649.

17. Marcano, A. y C. Rincones. 1978.Incidencia de la Escaldadura de laCaña de Azúcar en el EstadoPortuguesa. Trabajo presentado enlas 1eras Jornadas AgronómicasSeccionales. Guanare. EstadoPortuguesa, Venezuela.

18. Martín, J., E. Abboutt y C. Hughes. 1961.Surgarcane diseases of the world. Vol.I. Elsevier Publ. Co. Amsterdands. 542pp.

19. Ogler, T. y L. Goberdhan. 1970. Leaf scaldin Trinidad. Sugarcane Pathologist’sNewsletter 5: 35-57. 1970.

20. Ordosgoitti, A., A. Manzano y A. Aponte,1977. La escaldadura de la caña deazúcar en Venezuela. AgronomíaTropical 27 (2): 235-252.

21.Ovalle, W. 1995. First Report of Leaf Scaldof Sugarcane (Xanthomonasalbilineans) in Guatemala. PlantDisease. 79:212.

22. Pan, Y, M. Grisham y D. Burner. 1997. Apolymerase chain reaction protocolfor the detection of Xanthomonasalbilineans, the causal agent ofsugarcane leaf scald disease. PlantDisease.81:189-194

23. Pérez, J. y W. Rogers. 1966. Preliminaryreport of sugarcane leaf scald inPuerto Rico. Plant Disease 50(8): 569.

24. Romeiro, R. 2000 Estrategia paradeterminacao do genero no caso defitobacterias nao- fastidiosas maiscomuns. Universidale Federal deVicosa. Departamento deFitopatología. Vicosa- Brasil.Pp.1-20.

25. Schaad, N.1994. Laboratory guide foridentification of plant pathogenicbacteria. Department of plantpathology.2nd Edition. APS Press. .Minnesota. USA. 178 pp.

26. Swings, J. y E. Civerolo. 1993.Xanthomonas. Ed. Chapman andHall. London. 399 pp.

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2004, 21: 231-243

243

27. Suslow, T., M. Schroth y M. Isaka.1982.Aplication of a rapid method for gramdifferentiation of plant pathogenicand saprophytic bacteria without.Phythopathology 72:917-918.

28. Wang, Z, J. Comstock, E. Hatziloukas yN. Schaad. 1999.Comparison of PCR,Bio-PCR, DIA, ELISA and isolationon semiselective medium fordetection of Xanthomonas

albilineans, the causal agent of leafscald of sugarcane. PlantPathology.48:245-252.

29. Whittle, A. 1980. Escaldadura Foliar.Memorias Primer SeminarioInteramericano de la Caña de Azúcar.Enfermedades de la caña. FloridaInternacional university. MiamiFlorida, USA p. 218-224.