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1. Resumen
El sistema radical del arándano (Vaccinium corymbosum L.) es superficial, fibroso, de poca extensión y se compone de finas raicillas. Debido a que la raíz está desprovista de pelos radicales, son las raices jóvenes las que efectúan la labor de absorción. Las células epidermales de estas raices son las que bajo condiciones naturales se encuentran invadidas por hongos micorríticos. Se plantea que a partir de la inoculación de plantas de arándano con hongos micorríticos en vivero, se genera un mayor crecimiento vegetativo y radical, producto de la simbiosis, acortando el período de permanencia de las plantas en vivero. Durante la temporada primavera-verano de 2005-2006, en la estación experimental La Palma de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso se realizo un ensayo donde se inocularon plantas de arándano alto (Vaccinium corymbosum L.) variedad O’Neal micropropagadas y propagadas por estaca de seis meses de edad con tres tipos de micorrizas para evaluar su efecto sobre el desarrollo en vivero. La inoculación se efectuó en el momento del trasplante a la bolsa definitiva con micorrrizas ericoides, vesículo arbusculares y provenientes de la rizósfera de una plantación adulta de arándano. Las plantas se dispusieron en un invernadero midiéndose cada 15 días parámetros de crecimiento vegetativo. Luego de 6 meses, se realizó un análisis destructivo de las plantas determinando el tipo y porcentaje de infección micorrítica junto con la cuantificación del crecimiento radical. Las tres fuentes de inóculo fueron capaces de desarrollar micorrizas con las raíces de las plantas. Al inocular plantas de arándano con micorrizas ericoides, existen diferencias significativas entre los tipos de plantas utilizados, siendo las micropropagadas las que presentan el mayor largo y diámetro de brotes respecto a las propagadas por estaca. Las plantas micropropagadas con micorrizas ericoides presentaron un mayor desarrollo para todas las variables medidas respecto a los otros tratamientos, sin embargo presentan uno de los menores porcentajes de infección micorrítica, lo cual sugiere que aún con un bajo de infección la micorriza es capaz de desarrollar un mayor crecimiento.
Summary The radical system of blueberry (Vaccinium corymbosum), is superficial, fibrous, of little fine extension and it is made up of fines roots. Because the root is lacking of radical hairs, they are the young roots those that carry out the absorption work. The epidermals cells by these roots are those that under natural conditions are invaded by mychorrizae fungis. One considers that from the inoculation of plants of blueberry whith mychorrizae fungi in breeding ground, a greater vegetative and radical growth is generated, product of the symbiosis, shortening the period of permanence of the plants in breeding groun. During the season spring-summer of 2005-2006, in the experimental station The Palm of the Pontificia University of Valparaiso, Highbush blueberry plants were inoculated (Vaccinium corymbosom L), the O´Neal variety, micro propagated and propagated by six months old cuttings with three types of micorrizae for evaluate their effect on the nursery development. The inoculation was made in the moment of the transplant to the definitive bag with micorriza ericoids, vesicular arbusculars which came from the rizosfera of an adult plantation of blueberry. The plants were prepared in a greenhouse and they were measured in a 15 day parameter of vegetative growing. After 6 months, a destructive analysis was performed on the plants determining the type and the percentage of the micorritical infection next to the quantize of the radical growing. The three sources of the innoculum were capables of develop micorriza with the roots of the plants. When you inoculate blueberry plants with micorriza ericoid, they are significant differences between the types of plants used, being the micropropagated which present the largest diameter of shoots regarding the propagated by cutting. The micropropagated plants with micorriza ericoid present a bigger development for all the measure variables respect to the others treatments , however they present one of the smallest percentages of micorritical infection, which suggest that with that level of infection the micorriza is capable of developing a bigger growing.
2. Introducción
Como productores de fruta fresca de exportación, Chile tiene un basto reconocimiento
internacional llegando a más de 100 países con 75 especies diferentes. La industria
frutícola de Chile lidera la exportación dentro del hemisferio sur, siendo el tercer sector
más importante en la economía nacional (CFFA, 2006). Una de las principales ventajas de
la industria es la producción de fruta en contraestación respecto al hemisferio norte,
donde se ubican los mercados más importantes para Chile. Esto se enriquece con las
condiciones climáticas adecuadas de las zonas productoras y las barreras fitosanitarias
naturales propias del país.
El arándano (Vaccinium corymbosum) fue introducido a Chile en la década del 80
concentrando sus plantaciones entre la VII y X Región debido a los requerimientos
agroclimáticos de la especie y al incentivo de la actividad frutícola de la zona. Sin
embargo, en los últimos años se ha producido una expansión del cultivo llegando hacia la
zona centro norte, donde las condiciones climáticas dan la posibilidad de producir fruta
temprana alcanzando mayores precios en el mercado. El avance del sector productivo del
arándanos hacia la zona centro norte, presupone la necesidad de contar con variedades
que se adapten de mejor manera a la oferta ambiental como también a las condiciones de
suelo (Buzeta, 1997).
El cultivo de arándano se ha desarrollado ampliamente en los últimos diez años gracias a
los factores señalados anteriormente. En 1995, Chile contaba con 1000 ha plantadas,
incrementándose en un 400% al año 2005. Como productor de arándanos, el país lidera
el hemisferio sur y ocupa el quinto lugar en el ranking mundial (CFFA, 2006).
Actualmente, dentro de la exportación de frutas frescas, es la especie que entrega mayor
rentabilidad en cuanto al retorno (FOB/kg) y se muestra como uno de los cultivos con
mayores proyecciones económicas (ODEPA, 2006).
El arándano, es un frutal menor nativo del hemisferio norte perteneciente a la familia
Ericaceae. El sistema radical del arándano es superficial, fibroso, de poca extensión y se
compone de finas raicillas. Debido a que la raíz está desprovista de pelos radicales, son
las raíces jóvenes las que efectúan la labor de absorción. Las células epidermales de
estas raíces bajo condiciones naturales, se encuentran invadidas por los hongos
micorríticos. Estos hongos pertenecen a las llamadas micorrizas ericoides, simbiontes
específicos de la familia del arándano (Muñoz, 1988). Las micorrizas ericoides constituyen
una categoría especial para las plantas de la familia Ericaceae, tanto desde el punto de
vista morfológico como funcional, ya que intervienen en el metabolismo del nitrógeno y no
solamente del fósforo como ocurre con otras micorrizas (Muñoz,1998).
En la actualidad, las plantas de arándano son propagadas indistintamente por medio de
estacas o mediante micropropagación. En ambos casos, uno de los principales
inconvenientes es el largo período de permanencia de las plantas en el vivero a la espera
de obtener suficiente desarrollo para asegurar su adaptación en el terreno de plantación.
El proceso de multiplicación puede tomar normalmente hasta 24 meses, lo que se traduce
en el aumento de los costos de producción. El proceso de crecimiento de las plantas,
posterior a su enraizamiento, constituye el período más largo en vivero y presenta el
mayor porcentaje de pérdidas. Se estima que el estudio e implementación de tecnologías
para acortar este proceso y lograr una planta más desarrollada para establecerse en el
campo, constituirá un aporte muy significativo para el desarrollo de esta especie en la
zona centro norte del país. En este sentido, esta investigación propone evaluar las
potencialidades de introducir la micorrización en vivero.
En base a los antecendentes entregados, la hipótesis de este estudio considera una
premisa biológica que señala que a partir de la inoculación de plantas de arándano con
hongos micorríticos en vivero, se genera un mayor crecimiento vegetativo y radical,
producto de la simbiosis. Esto se traduciría en un menor período de permanencia de las
plantas en el vivero.
El objetivo general del estudio es evaluar el efecto de la micorrización en plantas de
arándano sobre el desarrollo en vivero.
Los objetivos específicos de este estudio son:
Determinar si los tipos de hongos utilizados son capaces de formar micorrizas en plantas
de arándano micropropagadas y propagadas por estaca en vivero.
Determinar el efecto de tres tipos de micorrizas (ericoides, vesículo arbusculares y
obtenidas de la rizosfera de una plantación adulta de arándano), en el crecimiento
vegetativo de plantas de arándano micropropagadas y propagadas por estaca en vivero.
Determinar el efecto de tres tipos de micorrizas, en el crecimiento radical de plantas de
arándano micropropagadas y propagadas por estaca en vivero.
Determinar la capacidad de infección de las micorrizas evaluadas.
Evaluar la relación entre la magnitud de la micorrización y el desarrollo vegetativo y
radical de las plantas de arándano.
3. Revisión bibliográfica
3.1 Importancia del cultivo
El arándano conocido internacionalmente como “blueberry”, es un frutal que en los últimos
años ha logrado posicionarse como un fruto de importancia. Ha contribuido a este
desarrollo por lo menos, dos grandes fuerzas. Por una parte las características
nutricionales del fruto, rico en vitaminas, minerales, bajas calorías y recientemente
descubierta su alta proporción de antioxidantes, todo lo cual le hacen un fruto apetecible,
dado los nuevos gustos de los consumidores de mercados altamente exigentes, de
preferir alimentos “sanos” y que contribuyan a una mejor salud. Esta imagen de producto
“sano” se potencia con la alta proporción de la producción mundial que es generada por
frutales en estado silvestre. Finalmente otra característica particular de este fruto que lo
hacen único, es su sabor agridulce. En resumen, las características propias del fruto es
una fuerza importante que explicaría su expansión en el mercado mundial (Cerda, 2004).
3.1.1 Situación internacional
A nivel mundial Estados Unidos es el principal productor, consumidor, exportador e
importador de arándanos del mundo y junto con Canadá abarcan el 90% del área
productiva total, seguidos de Chile (que fue pionero en el cultivo del arándano en el
hemisferio sur), Argentina, Nueva Zelanda, Australia y Sudáfrica. Los principales países
productores europeos son: Francia, Holanda, Alemania, Polonia y España (INFOAGRO,
2006).
Estados Unidos es un mercado capaz de demandar sobre las 250.000 toneladas anuales.
Este mercado de más de 270 millones de habitantes, posee muy arraigada en sus
costumbres el consumo de esta fruta. Esto explica que Estados Unidos haya
representado el 84,6% de la producción mundial para el año 2001. La importancia de
Estados Unidos se ha mantenido similar en la última década, si se considera que el año
1990 representaba el 87% de la producción mundial (Cerda, 2004).
Los principales consumidores de este fruto son: Estados Unidos con un consumo del 83
%, Europa con un 14 % y Oriente con un 3%. Respecto a la superficie plantada el
hemisferio norte cuenta con 31.145 ha que corresponden al 86% de la superficie mundial.
El hemisferio sur posee 5.085 ha que corresponden al 14 % (Vial y Allende, 2005).
3.1.2 Situación nacional
El arándano fue introducido a Chile a principio de la década de los ochenta por el Instituto
de Investigaciones Agropecuarias (INIA), ante la necesidad de diversificar la fruticultura de
exportación del país y con el propósito de incorporar a la agricultura intensiva zonas que
eran ocupadas con cultivos de baja rentabilidad. A partir de 1989, la superficie plantada
en Chile registró un rápido incremento orientado a la exportación en fresco hacia
Norteamérica. Los buenos resultados económicos obtenidos motivaron a los agricultores
a producir esta fruta, iniciando plantaciones en la zona Centro-sur y Sur del país (Buzeta,
1997).
A raíz del buen resultado obtenido con el uso de nuevas variedades de menor
requerimiento de frío invernal, adaptadas a la oferta climática de la zona centro-norte, se
ha generado un creciente interés por realizar nuevas inversiones al norte de la Región
Metropolitana, observándose a la fecha plantaciones de reciente data en las localidades
de San Felipe, Catemu, Putaendo, Casablanca, Hijuelas, Cabildo, Petorca e Illapel en la
IV región (Canales, 2006).*
En el Cuadro 1 se presenta la situación de las plantaciones en la zona centro-norte,
centro-sur y sur del país:
* Cristián Canales Gaete. 2006 Ing. Agr. Profesor área fruticultura. Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso.
Cuadro 1: Situación plantaciones nacionales de arándano (Vial y Allende, 2005).
Fuente: Vial y Allende (2005)
3.2 Descripción de la especie
El arándano o “blueberry” (Vaccinium corymbosum), es un frutal menor nativo de
Norteamérica y considerado dentro del grupo de los “berries”; perteneciente a la familia de
las Ericáceas (Buzeta, 1997).
Los miembros de esta familia se caracterizan por crecer naturalmente en suelos ácidos y
se distribuyen en todo el mundo. Otros miembros de esta familia son los rododendros y
azaleas. El arándano pertenece a la subfamilia vacciniadeae, tribu vaccinieae, género
vaccinium y subgénero Cyanococcus (cyano=azul y coccus= berry) (Gough, 1994).
El género Vaccinium presenta más de 26 especies descritas, sin embargo, sólo tres son
consideradas con importancia comercial: Vaccinium angustifolium (arándano bajo o
“lowbush”), V. ashei R (ojo de conejo o “rabbiteye”) y V. corymbosum L. (arándano alto o
“highbush”) (Muñoz, 1998).
El arándano alto, primer cultivar introducido, proviene de una selección del V.
corymbosum y V. austral, es una planta tetraploide, que puede alcanzar una altura de
hasta 2,5 m. En la actualidad éste es el tipo más cultivado, ya que es el que logra producir
la mejor calidad de fruta en cuanto a tamaño y sabor. Posee tallos erectos, no
rizomatosos y una raíz fibrosa que no penetra suelos pesados; el período de desarrollo
del fruto es corto, en relación con el arándano “ojo de conejo”, alcanzando hasta 90 días
desde la floración a la maduración de la fruta, que se produce desde fines de enero a
fines de marzo (Buzeta, 1997).
El arándano “ojo de conejo”, Vaccinium ashei, es una especie hexaploide, que puede alcanzar alturas de hasta 6 metros, pero con un manejo de poda se mantiene a una altura inferior a 3 metros. Su cultivo ha ganando en popularidad por su tolerancia a pH de suelo más básico, mayor resistencia a la sequía, mayor producción, fruta de mejor conservación en postcosecha y menor requerimiento de horas frío. A diferencia del arándano alto, tiene auto-esterilidad, por lo que es necesario intercalar dos cultivares de floración simultánea para obtener polinización cruzada. El período de desarrollo del fruto varía entre 90 a 120 días, dependiendo de los diversos cultivares mejorados que de esta especie se conocen (Buzeta, 1997 y Muñoz, 1998).
Arándano “bajo”, Vaccinium angustifolium, es una especie diploide, silvestre, de tallos
rizomatosos; con plantas que van de 15 a 45 cm de alto, de frutos pequeños, pero muy
apreciados por la industria conservera por su peculiar aroma y sabor. Crece en latitudes
boreales del norte de EE.UU. y del sur de Canadá y el número de variedades es reducido
(Buzeta, 1997).
3.3 Botánica
Los arándanos son plantas leñosas, perennes y de larga vida (alrededor de 20 años los
arándanos arbusto alto y bajo y 30 años los ojo de conejo). Dependiendo de la especie,
pueden alcanzar alturas que van desde unos pocos centímetros hasta los 7 m. Aquellos
que no alcanzan alturas superiores a 1 m, por lo general forman colonias extensas debido
a la habilidad de las raíces rizomatosas de emitir brotes vegetativos. Las especies
mayores de 1,5 m, por el contrario, no tienen rizomas, pero la raíz tiene la capacidad de
emitir brotes adventicios, por lo que generalmente están desprovistos de un tronco único y
mas bien forman coronas de brotes múltiples (Muñoz, 1988).
El sistema radical está compuesto de finas raicillas, es superficial, fibroso y de poca
extensión. La raíz esta desprovista de pelos radicales, de modo que son las raíces
jóvenes las que efectúan la labor de absorción. Estas tienen un diámetro de hasta 75
micrones y contienen hasta tres corridas de células epidermales, sin embargo, la mayoría
de estas tiene solo una corrida. Son estas células las que, bajo condiciones naturales, se
encuentran invadidas por los hongos micorríticos con los cuales esta especie está
comúnmente asociada. Estos hongos pertenecen a las llamadas micorrizas ericoides, que
constituyen una categoría especial, tanto desde el punto de vista morfológico como
funcional, ya que intervienen principalmente en el metabolismo del nitrógeno y no
solamente del fósforo como ocurre con la mayoría del resto de las micorrizas. El hongo
más frecuente asociado al arándano cultivado es Hymenoscyphus ericae (=Pezizella
ericae) (Muñoz, 1998).
En suelos bien aireados, el principal factor que influye en la distribución radical pareciera
ser la humedad del suelo. Factores que aumentan o conservan ésta, tales como el
“mulch” y la incorporación de materia orgánica, pueden aumentar la distribución radicular
generando un mayor crecimiento de las plantas (Muñoz, 1988).
Las hojas son simples, se distribuyen en forma alterna en la ramilla, varían entre 1 a 8 cm en el largo y la forma puede ir de ovada a lanceolada. Tienen color verde pálido y en otoño desarrollan una pigmentación rojiza. Posee estomas solamente en el envés de las hojas y se encuentran en densidades de 300 por mm2 (Buzeta, 1997).
La flor del arándano está compuesta por un ovario unido al cáliz; tiene entre cuatro a
cinco celdas con uno o más óvulos en cada lóculo; el pistilo consiste en un tubo filiforme
que termina en un estigma pequeño no modificado. La flor tiene entre ocho a diez
estambres insertos en la base de la corola. Florece generalmente en racimos axilares
pero también se pueden dar en forma terminal (Buzeta, 1997).
Las flores son perfectas y epígenas, están dispuestas en racimos que emergen de yemas
simples laterales de ramillas hacia la parte lateral del brote, se diferencian en verano al
mismo tiempo que se agrandan, en dirección basipetala (Gil, 2000).
La diferenciación se manifiesta por un abultamiento notorio de las yemas, las que se
recubren de escamas color café, fácilmente distinguibles de las yemas axilares
vegetativas (Muñoz, 1988).
En otoño ya son distinguibles las partes florales. La diferenciación del polen y óvulos
ocurre al reiniciarse el crecimiento en primavera, lo que toma entre ocho a nueve meses
(Gil, 2000).
La floración ocurre sobre yemas que se diferencian al inicio del otoño, generalmente
cuando se detiene el crecimiento vegetativo, probablemente en respuesta al fotoperíodo
(Muñoz, 1988).
Normalmente, se forma una inflorescencia por nudo, pero en brotes medianamente
gruesos pueden formarse dos. El número de nudos florales en un brote, como el número
de flores por inflorescencia, son características de cada variedad (Gil, 2000).
El día largo de 16 horas, promueve el crecimiento vegetativo, pero evita el desarrollo de
yemas florales, el cual es máximo bajo un fotoperíodo de ocho horas por seis semanas,
tanto en arándano alto como bajo y ojo de conejo (Gil, 2000).
El fruto corresponde a una baya casi esférica que varia en tamaño desde 0.7 a 1.5 cm de
diámetro dependiendo de la variedad; su color va desde azul claro hasta un negro
intenso, posee secreciones cerosas que le dan una terminación atractiva. El fruto puede
poseer hasta 100 semillitas pequeñas ubicadas al interior del endocarpio. Característica
del fruto es su cicatriz, donde comercialmente, se busca que sea pequeña y seca.
Además se busca que el fruto sea firme, esto relacionado con el groso de la epidermis
(Buzeta, 1997 y Muñoz, 1998).
3.4 Propagación
La propagación de esta especie se puede realizar por medio de hijuelos, mediante el
enraizamiento de estacas o usando técnicas de micropropagación in vitro (Muñoz, 1988).
La propagación de estacas puede ser realizada usando material ya lignificado o estacas
leñosas, obtenidas antes de la brotación primaveral con yemas que han cumplido su
requisito de frío; o estacas herbáceas, ramillas que se encuentran aun con hojas,
obtenidas en el mes de noviembre antes de la inducción de las yemas. Debido a la
existencia de hojas este método de propagación debe contar con sistemas que eviten la
deshidratación de las estacas (Muñoz, 1988).
La propagación por estacas pareciera ser fácil, pero en la práctica tiene una serie de
dificultades, que se traducen en una bajo rendimiento en el enraizamiento o en la
propagación de enfermedades indeseables para el cultivo. En general las especies ojo de
conejo son mas fáciles de enraizar que las de arándano alto (Muñoz, 1988).
Las estacas leñosas deben recolectarse justo antes que comience la brotación en
primavera y que hallan cumplido su requisito de frío, si se toman antes se deben
almacenar a 4-7° C dentro de bolsas plásticas selladas y sin aire, hasta cumplir con su
requisito de frío. Las ramillas deben tener un grosor de 5-7 mm y una longitud aproximada
de 12 cm con una constitución de tres a cinco yemas. (Muñoz, 1988).
Éstas se deben proteger de la luz directa del sol y estar en un ambiente de alta humedad
relativa (Gough, 1994).
El prolongado período de propagación y crecimiento constituye un aspecto problemático
en esta especie. Las estacas enraizadas deben permanecer en la cama de propagación
hasta el invierno siguiente, por un período de seis a ocho meses, para luego pasar en una
etapa de vivero de uno a dos años antes de su plantación en el terreno definitivo. En
general se recomienda utilizar plantas bien desarrolladas de tres años, ya que ellas tienen
un crecimiento más rápido en terreno y la sobrevivencia es mayor (Muñoz, 1988).
En el caso del cultivo de tejidos, modalidad de propagación ampliamente utilizada en el
país, el material vegetal inicial es una yema axilar, la cual es activada al crecimiento
mediante los reguladores de crecimiento de un medio nutritivo completo que está
contenido en un tubo de ensayo. Después de dos a cuatro meses se obtiene un brote de
cuatro a cinco cm de largo, el cual es seccionado en microestacas de una yema y luego
transferidos a nuevos tubos de ensayo. Después del tercer repique, estos brotes son
transferidos a un medio de cultivo inductor de raíces. Una vez que estas últimas se han
obtenido, se procede a transferir el brote a una maceta, mantenida en condiciones de
temperatura y humedad controladas, en la cual la plántula deberá permanecer al menos
un año antes de ser llevada a terreno definitivo (Sudzuki, 1993).
En cuanto a la fertilización en la fase de vivero, Buzeta, (1997), señala que es un manejo
indispensable, sobre todo cuando se usan medios inertes como la turba. No obstante, en
la actualidad no existen recomendaciones de dosis probadas para satisfacer las
necesidades de las plantas en la etapa de enraizamiento y posterior desarrollo en bolsa.
Por otra parte Gough (1994), señala que los fertilizantes foliares presentan un gran
potencial para fertilizar esta especie.
Los sustratos se seleccionan por sus cualidades físicas y sanitarias, corrigiéndose el pH si
es necesario. Un buen sustrato de multiplicación debe reunir las siguientes
características: una buena porosidad que facilite la evacuación del agua en exceso, buena
aireación, una excelente capacidad de retención, ser estable de manera que no
comprometa el desarrollo de las raices jóvenes y ,sin duda, que sea irreprochable en el
plano sanitario (Boutherin, 1994).
Una de las características que afectan la porosidad y aireación de los sustratos es el
tamaño y forma de los tipos de partículas que lo componen, así como también, la
uniformidad de las mezclas. Por esto, en el caso particular del arándano, se deben evitar
sustratos extremadamente finos y tender al uso de sustratos orgánicos como la turba o
corteza de pino molida con martillo de molino, así como mezclas de arena homogéneas
que no contengan tamaños finos y gruesos que en combinación generan mezclas duras
(Soto, 1993).
3.5 Aspectos generales de las micorrizas
Existe una región del suelo definida como rizosfera donde se ponen de manifiesto
numerosas interacciones entre las raíces de la planta y los microorganismos del suelo,
especialmente bacterias y hongos. Muy probablemente, de todas las interacciones entre
plantas y microorganismos, la de mayor proyección nutricional sea la que se presenta
entre las raíces y los hongos del suelo, en forma de mutualismo que se conoce como
micorriza. A diferencia de lo que sucede con la fijación biológica de nitrógeno, donde sólo
unas pocas familias, principalmente leguminosas, presentan la asociación simbiótica, se
ha observado micorrizas en más del 80% de las especies estudiadas, incluyendo
prácticamente todas las plantas de interés agrícola y forestal (Azcon-Bieto y Talon, 2000).
El mutualismo supone una relación beneficiosa para los dos organismos implicados, y
tanto el hongo como la planta se ven favorecidos por la asociación: el hongo coloniza la
raíz de la planta y le proporciona nutrientes minerales y agua que extrae del suelo por
medio de su red externa de hifas, mientras que la planta suministra al hongo sustratos
energéticos y carbohidratos que elabora a través de la fotosíntesis (Herrera, 2003).
Muchas comunidades de árboles no crecerían sin la ayuda de las micorrizas, como
sucede en numerosos suelos poco fértiles o en árboles crecidos en terrenos que no son
los suyos originarios, como es el caso de árboles europeos introducidos en América, que
no crecen hasta que no son inoculados con los hongos tomados de sus suelos originarios
(Azcon-Bieto y Talon, 2000).
3.6 Tipos de micorrizas
Harley y Smith (1983), clasifican las micorrizas según el tipo y sus características
principales estableciendo un paralelo con la denominación clásica de endo y
ectomicorrizas. La descripción se presenta en la Cuadro 2.
Cuadro 2: Tipos de micorrizas y sus características.
Tipo Estructura característica Tipo de hongo Planta hospedera (general)
Ectomicorriza Manto de hifas rodeando la raíz; red de Hartig (hifas conectadas de crecimiento
Basiodiomicetes, Ascomicetes y Ficomicetes
Árboles, arbustos de gimnospermas y Angiospermas.
intercelular en el interior de la corteza radical).
Ectendomicorriza Puede existir manto aunque no necesariamente; red de Hartig; espirales de hifa en las células de la raíz.
Basiodiomicetes y Ascomycetes
Árboles, arbustos de Gimnospermas y Angiospermas.
Micorriza arbutoide (endomicorriza)
Manto; red de Hartig; espirales de hifas en las células de la raíz.
Basiodiomicetes Sólo Ericales
Micorriza monotropoide (endomicorriza)
Manto hifal; red de Hartig; haustorio sin ramificar; micelio descolorido.
Basiodiomicetes Sólo Monotropaceas
Micorriza ericoide (endomicorriza)
Sin manto ni red de Hartig; espirales de hifa en las células de la raíz.
Ascomicetes (Basiodiomicetes en algunos casos)
Sólo Ericales
Micorriza orquidioide (endomicorriza)
Sin manto ni red de Hartig; espirales de hifas en las células de la raíz; haustorio sin ramificar; micelio descolorido.
Basidiomicetes Sólo Orquidáceas
Micorrizas arbusculares (endomicorriza)
Sin manto ni red de Hartig; espirales de hifas en las células; haustorio ramificado en su extremo (arbúsculo).
Zigomicetes Árboles, arbustos, gramíneas y plantas herbaceas; plantas inferiores (algas y helechos) de los Briofita y Pteridofita
3.7 Descripción micorrizas vesículo arbusculares
En cuanto a las estructuras formadas, el tipo de colonización y la cantidad de especies
vegetales y fúngicas implicadas, se puede decir que las micorrizas arbusculares son las
de mayor importancia y las que más ampliamente se encuentran distribuidas (tanto a nivel
geográfico como dentro del reino vegetal) (Herrera, 2003).
Se caracterizan porque producen a lo largo de su ciclo de vida unas estructuras conocidas
como arbúsculos (en todos los casos) y vesículas (en la mayoría de ellos). Las vesículas
son estructuras globosas e irregulares que actúan como órganos de reserva de lípidos.
Los arbúsculos son las estructuras responsables de la transferencia bidireccional de
nutrientes entre los simbiontes, realizada en la interfase planta-hongo producida a este
nivel (Francl, 1993 citado por Herrera, 2003).
Vega y Muñoz, (1994) a partir de una prospección de plantas de arándano en la localidad de Entre Lagos X Región de Chile, describen la presencia en forma ocasional de esporas o vesículas intracelulares de diámetro y cantidad variable, que probablemente, correspondan a estructuras propias de micorrizas vesículo-arbusculares que cumplen funciones de almacenamiento o resistencia, por lo que sería esperable encontrarlas con mayor frecuencia en otoño.
3.8 Descripción micorrizas ericoides
Las plantas de la familia Ericaceae, se caracterizan por establecer simbiosis con un tipo
particular de micorrizas, llamadas micorrizas ericoides, que le confieren a las plantas de
esta familia la habilidad de colonizar suelos nutricionalmente pobres y poco
evolucionados. Algunas ericáceas cultivadas, como los arándanos, las azaleas y los
rododendros, también son capaces de establecer simbiosis micorríticas, lo que les
confiere importantes ventajas en cuanto al aprovechamiento de los nutrientes del suelo
(Vega y Muñoz, 1994).
3.8.1 Desarrollo de la simbiosis
La infección se inicia con la formación de una red poco compacta de hifas sobre la
superficie de la raíz, penetrando a través o entre las paredes celulares. La penetración de
la pared celular ocurre por una combinación de procesos enzimáticos y presión física,
aunque no se forma un apresorio. En este momento se establecen relaciones de
compatibilidad y ambos simbiontes muestran una intensa actividad celular (Bonfante-
Fasolo et al., 1979).
La hifa infectiva es levemente dilatada, dando origen a la hifa intracelular, la cual es más
fina y septada. Una vez dentro de la célula cortical, la hifa prolifera extensivamente y el
plasmalema del huésped se invagina envolviendo totalmente al hongo (Bonfante-Fasolo,
1981).
La célula huésped parece ejercer algún control sobre la actividad del hongo, ya que no se
produce una dispersión lateral a partir de una célula colonizada y cada célula constituye
una unidad de infección compuesta por un ordenamiento espiralado o “nudo” de hifas. A
su vez, la infección fungal está limitada generalmente a la capa más externa y en
ocasiones únicas, de células corticales, y en ningún caso penetra la endodermis
(Bonfante-Fasolo, 1981).
Dado que en la simbiosis el plasmalema del huésped siempre está rodeado por la hifa, se
genera una membrana que desempeña un rol decisivo en la especificidad,
establecimiento y control de este tipo de asociación, especialmente en la fase biotrófica
de la infección (Bonfante-Fasolo y Martinengo, 1984).
El grado de infección del sistema radical es afectado por factores externos que le
imprimen una variación estacional, que depende en parte de la formación y crecimiento de
nuevas raíces. De éste modo, en primavera la infección es reducida, incrementándose
hacia el final del período de crecimiento de la planta. En invierno, se ha observado la
presencia de hifas vivas dentro de las células huésped o en células vacías, aunque esto
depende más de la condición de perenne o caducifolia de la planta huésped (Bonfante-
Fasolo, 1981).
3.8.2 Aspectos nutricionales
Cada tipo de micorriza está característicamente asociado a un grupo específico de
condiciones edáficas, donde las diferencias funcionales de los primeros han sido
seleccionadas en respuesta a las limitaciones nutricionales particulares del hábitat; de
este modo, la infección juega un rol fundamental en el ecosistema (Read, 1983).
Las micorrizas ericoides asisten a un amplio espectro de plantas del orden Ericales en la
adquisición del nitrógeno. El hábitat de la planta varía considerablemente, pero la mayoría
de los suelos está caracterizado como bajo en nutrientes, particularmente de nitrógeno
disponible. Muchos hongos incluyendo los que forman micorrizas ericoides, son aptos
para asimilar tanto el amonio como el nitrato obtenidos desde la solución del suelo.
Experimentos in vitro han mostrado que el número de aminoácidos, péptidos y proteínas
pueden ser utilizadas por el hongo ericoide como fuentes de nitrógeno (Peterson et al.,
2004).
Las interacciones dentro del ecosistema que permiten el predominio de vegetación con
micorrizas ericoides, están restringidas en forma casi exclusiva a suelos en que el grueso
de los nutrientes se encuentran en forma orgánica, con muy baja disponibilidad para la
planta. En estas condiciones, los tejidos del vegetal poseen una baja concentración de N
y P, y un bajo contenido de proteinas. El carbono es fijado en metabolitos secundarios,
tales como ácidos alifáticos y polifenólicos, como también en lignina, acumulándose de
preferencia en las hojas. La materia orgánica producida por los residuos vegetales posee
pocos nutrientes orgánicos e inorgánicos fácilmente solubles; el N se encuentra
precipitado como complejos estables de polifenol proteinas, existe una alta relación C:N y
el pH es bajo. Stribley y Read (1980), concluyen que las formas orgánicas simples de N y
P pueden ser aprovechadas por las plantas ericaceas cuando poseen una condición
micorrizada (Read, 1983).
Hymenoscifus ericae, el endófito más común en el orden de las ericales, produce una
proteinaza extracelular con muy bajo pH óptimo (pH 2,2). Además el hongo es capaz de
degradar compuestos fenólicos solubles y lignina. De interés particular es el hecho que al
hongo ericoide micorrizal, le es posible utilizar el polímero quitina como su única fuente de
nitrógeno. Una importante fuente de quitina para este hongo, podría ser la biomasa de las
paredes de hifas de micorrizas necróticas, hifas de otro hongo y restos de insecto en el
suelo (Peterson et al., 2004).
En general, las micorrizas ericoides tienen un efecto significativo en el aporte de N, P y S,
no muestran en el caso del arándano variaciones importantes en el aporte de otros
elementos, dado que las concentraciones que la planta posee se mantienen dentro de los
rangos de suficiencia para esta especie frutal (Reich et al., 1982).
3.8.3 Efecto de la micorrización en el crecimiento y rendimiento de las plantas
Existen datos experimentales que confirman que en general las micorrizas ericoides
promueven el crecimiento de la planta huésped (Powel y Bates, 1981; Powel, 1982; Read,
1983;1987), aunque el beneficio en el caso de plántulas de arándano, depende del nivel
de fertilidad de la mezcla de propagación.
En cuanto a plantas de arándano creciendo en campo, aquellas distribuidas en el rango
de suelos nativos para estas especies, es normal que se encuentren casi siempre en
simbiosis (Reich et al., 1982), condición que no ocurre en lugares plantados con estos
frutales y que con anterioridad tenían cultivos hortícolas con aplicaciones de funguicidas,
(Boyer et al., 1982), o en aquellos en que nunca han existido plantas ericaceas, (Powel y
Bates, 1981). En este último caso, la inoculación con micorrizas ericoides incrementa
significativamente el rendimiento de fruta, lo que se traduce a su vez en un mayor ingreso
por hectárea, como es el caso de Nueva Zelanda que fue reportado por Read (1987).
Una situación diferente sucede con la etapa de vivero de las plantas, la cual se realiza en
su gran mayoría con sustratos inertes y esterilizados, donde la presencia de
microorganismos benéficos se elimina o reduce considerablemente. Un estudio realizado
en Nueva Zelanda, reveló que al usar sustrato esterilizado en el vivero no se produjo
colonización de raíces por micorrizas durante los 24 meses que duró esta etapa de
crecimiento (Powel y Bates, 1981).
Sin embargo, Reich et al. (1982) indica que no siempre las especies de Vaccinium
responden favorablemente a la colonización micorrítica, situación que puede estar dada
por varios factores en los que se debe poner atención, entre ellos, que las respuestas a la
micorrización son más significativas en campo que en condiciones de invernadero y que
el grado de micorrización puede decrecer al aumentar los niveles de fertilización.
3.8.4 Otros efectos de la micorrización
Se ha observado que la simbiosis puede otorgar cierta protección a la planta frente a
hongos patógenos. Esta protección frente a patógenos se da principalmente porque los
hongos micorriticos se encuentran ocupando células de la raiz y cuando el hongo
patógeno quiere ingresar a esta no encuentra un sitio disponible. Esto en el caso de
raíces altamente micorrizadas.(Vega, 2005)* Vegh et al (1979) reporta que la incidencia de
Phytophtora sp. es menor en plantas micorrizadas.
Por otra parte, la micorrizas ericoides proporcionan una resistencia a metales pesados en
plantas de los géneros Calluna, Vaccinium y Rhododendron utilizando altas
concentraciones de Cu y Zn. La resistencia al Cu, Zn y Al, permiten a la planta poder
colonizar suelos derivados de residuos de la minería proporcionando una gran ventaja
ecológica a la planta micorrizada (Read, 1983). El mecanismo de esta tolerancia está
ubicado a nivel radicular, ya que se sugiere que la matriz interfacial de la simbiosis
proporciona abundantes sitios de adsorción para iones di y trivalentes, en cambio para
otros, incrementa la permeabilidad (Read, 1983).
4. Materiales y métodos.
4.1 Lugar y época del experimento
* Alexis R. Vega Morend. 2005. Ing. Agr. Mg. Sc. Ph. D. Profesor Área Frutales Menores y Ecofisiología. Facultad de Agronomía. Universidad Mayor.
El ensayo se realizó en la temporada primavera-verano de 2005-2006, desde octubre del
2005 hasta el mes de mayo del 2006. Se desarrolló en un invernadero ubicado en la
Estación Experimental La Palma de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso,
ubicada en La Palma s/n, Quillota, Provincia de Quillota, V región, Chile.
4.2 Materiales e instrumentos
• 60 plantas de arándano (Var. O’Neal) micropropagadas.
• 60 plantas de arándano (Var. O’Neal) propagadas por estaca.
• 120 bolsas de polietileno negras (volumen de 3 l).
• 360 litros de sustrato (mezcla de acícula de pino, aserrín y suelo).
• Parrillas acondicionadas para ensayos con micorrizas.
• Inóculo de micorrizas de campo (suelo rizosférico), micorrizas Vesículo
Arbusculares (VA) y micorrizas Ericoides.
• Data Loger para medir temperatura.
• Regla y pie de metro.
4.3 Metodología del ensayo
La técnica consistió en inocular plantas de arándano en sus primeras etapas de
crecimiento con tres tipos de micorrizas. Los hongos micorríticos colonizarán en mayor
medida las raíces finas de la planta, por esto es necesario que la mayoría de las raíces
estén en tal estado. (Vega, 2005)*. Para lograr este objetivo, se utilizaron plantas de seis
meses inoculándolas en el momento del transplante desde contenedores para las plantas
micropropagadas o desde las camas calientes para las propagadas por estaca a la bolsa
definitiva.
Se trabajó con la variedad O’ Neal, que comercialmente se considera como una de las
más promisorias para las condiciones edafoclimáticas de la región centro norte de Chile,
dado su menor requerimiento de horas frío. * Alexis R. Vega Morend. 2005. Ing. Agr. Mg. Sc. Ph. D. Profesor Área Frutales Menores y Ecofisiología. Facultad de Agronomía. Universidad Mayor.
Se utilizaron tres fuentes de inóculo (micorriza ericoide, micorriza vesículo arbuscular y
provenientes de la rizósfera de una plantación adulta de arándano), y dos tipos de plantas
(micropropagadas y propagadas por estaca).
Para efectuar la inoculación con micorrizas ericoides se utilizaron 20 ml de inóculo por
planta. Este quedó en íntimo contacto con las raíces de la planta, efectuándose en el
momento del transplante a la bolsa definitiva de 3 litros. El inóculo que se utilizó es
distribuido en Chile por la empresa BIOTRITÓN S.A y se identifica comercialmente como
MYCOSYM TRI-TON (Hymenoscyfus ericae).
El segundo tipo de inóculo fue del tipo micorrizas vesículo arbusculares nativas, aisladas
de muestras de suelo de la V región de Chile. Este fue aportado por el laboratorio de
micorrizas de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de
Valparaíso. Se planteó esta alternativa porque con frecuencia las micorrizas vesículo
arbusculares aparecen asociadas a las ericaceas en unión con hongos ericoides y se
estima que también juegan un papel significativo en la simbiosis. Se utilizaron 20 ml de
inóculo por planta.
La tercera fuente de inóculo es la utilizada popularmente en el campo. Consistió en
obtener suelo desde la rizosfera de una plantación adulta de arándano para
posteriormente inocular las plantas nuevas. Para estos efectos, se obtuvo desde un
huerto de arándano de ocho años (variedad O’ Neal), de la localidad de Cabildo V región.
El inóculo se extrajo desde la rizosfera de las plantas en tres puntos equidistantes, a una
profundidad entre 5 a 20 cm. Se utilizaron 20 ml de este inóculo por planta. En este caso,
se caracterizó el tipo de micorrizas que contenía la muestra mediante la tinción de raíces
y la observación en microscopio. De esta manera, se determinó que las raíces
presentaban principalmente colonización de hongos micorriticos del tipo ericoide. Se
desconocía el estado infectivo del hongo y la presencia de inóculo en el sustrato que está
con las raíces.
El sustrato que se utilizó para el llenado de las bolsas definitivas fue una mezcla de
aserrín (48 %), acícula de pino (48 %) y suelo (4 %). Este sustrato se sometió a una triple
vaporización para eliminar cualquier tipo de inóculo externo al ensayo, ya sea un
organismo saprófito, patógeno o algún tipo de hongo que forme micorriza. La vaporización
se realizó tres veces en días sucesivos. El sustrato alcanzó una temperatura de 100º C
por 1,5 h. Después de la esterilización, se realizó un lavado con agua acidificada a pH 2
(con H2SO4) para lavar el exceso de fósforo y nitrógeno liberado por el proceso de
vaporización. (Vega, 2005)*
Las plantas se dispusieron en un invernadero de estructura de madera y cobertura de
polietileno de 32 m de largo y 7 m de ancho. Se mantuvieron sobre mesas con rejilla de
metal y para eliminar las posibilidades de contaminación por el agua de riego separadas a
50 cm. Se regaron periódicamente con regadera manual en base a la humedad del
sustrato, llegando en los meses de máxima demanda a realizarse tres riegos semanales
(diciembre y enero). Fueron fertilizadas con mínimas dosis de nutrientes para no
enmascarar el efecto de las micorrizas. Esta se inició un mes después del transplante con
0,1 g/l de urea, incorporándose 300 ml de la solución por planta cada 15 días. Desde el
segundo mes en adelante, las plantas recibieron 1 g/l de urea, incorporándose 500 ml por
planta cada 10 días.
Se instaló un registrador para medir temperatura dentro del invernadero, obteniendo un
registro de las temperaturas máximas y mínimas diarias. Con estos datos se realizaron
curvas de grados días acumulados, para establecer un paralelo con las curvas de
crecimiento.
4.4 Variables cuantificadas
Se midieron parámetros de crecimiento vegetativo cada 15 días. El crecimiento radicular
fue cuantificado una vez terminado el ensayo mediante un análisis destructivo de las
muestras. En ese momento, se identificó el tipo de micorriza presente y se cuantifico la
infección micorrítica.
* Alexis R. Vega Morend. Ing. Agr. Mg. Sc. Ph. D. Profesor Área Frutales Menores y Ecofisiología. Facultad de Agronomía. Universidad Mayor.
4.4.1 Crecimiento vegetativo
Estos parámetros fueron determinados cada 15 días, partiendo con una medición al
momento del transplante y la inoculación con micorrizas. Los parámetros que se midieron
fueron: largo de brotes de cada planta incluyendo secundarios generados en la misma
temporada desde la base, diámetro de brotes incluyendo secundarios generados en la
misma temporada medidos a 2 cm desde la base. También se determinó el número de
anticipados, es decir, brotes secundarios generados la misma temporada de crecimiento y
número de rebrotes desde la base de la planta (corona).
4.4.2 Crecimiento radical
Para cuantificar el crecimiento radical, se realizó una evaluación destructiva al final del
ensayo donde se midió el peso seco de raíces. Para determinar esta variable, se utilizaron
cinco plantas por tratamiento.
4.4.3 Medición del grado de infección micorrítica
Para determinar el tipo de micorriza y cuantificar la micorrización, las raíces fueron teñidas
mediante una combinación de las técnicas descritas por Kormanik et al. (1980) y Boyer et
al. (1982); modificadas por Vega y Muñoz, (1994). Para ello se lavaron las raices para
eliminar el sustrato adherido. Luego se cortaron en trozos de 1 cm de largo. Estos
fragmentos se dispusieron en tubos de ensayo donde se aplicó en primer termino KOH
(2.5%) por un día a 17ºC. Pasado este tiempo se enjuagaron tres veces en agua
destilada. Luego se cubrieron con H2O2 durante 15 minutos a 17ºC. Posteriormente se
enjuagaron en agua destilada, y posteriormente se cubrieron con HCL (1%) por un lapso
de un día a 17ºC. Los fragmentos de raices se enjuagaron tres veces en agua destilada y
luego se cubrieron con azul de tripan por un lapso de un día a 17ºC. Finalmente las raices
se enjuagaron una vez en agua destilada y se cubrieron con lactoglicerina (50% glicerina,
25% de ácido láctico y 25% agua destilada) para preservarlas.
4.4.3.1 Porcentaje de infección micorritica
Los análisis correspondientes a los hongos formadores de micorrizas : ericoides y arbusculares se realizaron en el Laboratorio de Micorrizas de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso. El porcentaje de infección micorrítica se determinó por medio de la metodología descrita por Vega y Muñoz (1994), utilizando la técnica del transecto lineal. Esta consistió en distribuir aproximadamente 1,5 g de raíces teñidas en una placa Petri de 8 cm de diámetro, donde se observaron al microscopio (100x) 100 intersecciones entre la cruz central del ocular con las raíces, determinándose si en dichas intersecciones existía o no infección. La placa Petri fue recorrida en líneas rectas paralelas, con una separación de medio campo de observación. Se realizó tres veces por muestra reordenando la disposición de las raíces antes de cada recuento para que la medición fuera más representativa y con un menor error.
4.4.4 Número de esporas en 100 g de suelo seco para micorrizas vesiculo arbusculares
Esta variable se determinó para los tratamientos con micorrizas vesiculo arbusculares y
con micorrizas provenientes de una plantación adulta de arándanos, debido a que se
espera que en estos tratamientos se encuentren dichas estructuras.
Para la determinación del número de esporas, se siguió el método descrito por Gerdeman
y Nicolson (1963). Para ello, se tomó una muestra representativa de 50 g de suelo
proveniente de las plantas anteriormente seleccionadas. Este suelo fue depositado en un
jarro al cual se agregó agua y se procedió a su agitación. Luego de algunos minutos, el
agua mezclada con el sustrato fue vaciada en tamices de 425 µm, 106 µm y 53 µm. Lo
que quedó en el tamiz de menor diámetro, se vació en tubos de centrifugación a los
cuales se les agregó 20 cc de sacarosa y centrifugándolos a 3000 rpm. Luego de cinco
minutos, fueron sacados y se extrajo la capa oleosa que quedó lavando el tamiz de 53
µm. Luego se depositó en una placa Doncaster y se procedió al conteo de esporas bajo la
lupa. Paralelamente, se tomó una muestra de 10 g de suelo, se pesó y se secó en la
estufa por 24 hr a 105ºC. Posteriormente , se sacó y se volvió a pesar para obtener el
peso de suelo seco. Este valor se dividió por 10 y se obtuvo un factor, que al multiplicarlo
por el número de esporas, entregó el número de esporas presentes en 100 g de suelo
seco.
4.5 Diseño estadístico
Se utilizó un diseño estadístico de bloques completamente al azar (BCA). La variable
bloqueada fue la temperatura ya que fue la que mostró las mayores variaciones a medida
que las plantas se alejaban de la ventana del invernadero. Se dispusieron cinco bloques y
la unidad experimental fue el promedio de tres plantas de arándano variedad O’Neal en
bolsa de polietileno negras con capacidad para 3 l. El diseño del experimento se presenta
en el Anexo 1.
Los tratamientos se obtuvieron de la combinatoria de los factores de variación. Estos
fueron el tipo de micorriza utilizado en cuatro niveles (micorriza ericoide, vesículo
arbuscular, obtenidas de la rizósfera de una plantación adulta de arándano y sin
micorriza) y el tipo de planta con dos niveles (micropropagada y propagada por estaca).
Para llevar a cabo cualquier análisis de varianza, es necesario que la información bajo
análisis cumpla las suposiciones de normalidad, homogeneidad e independencia para
garantizar las inferencias, haciéndolas confiables y significativas, pues los estadísticos
definidos están basados en la distribución normal. Para efectos de este estudio, se utilizó
el test de Shapiro Wilks para verificar la normalidad de los datos y la prueba de Hartley
para la homogeneidad, las que se detallan en anexo 2. La independencia estuvo
garantizada por las condiciones del experimento (plantas en bolsa, dispuestas en parrillas
acondicionadas para ensayos con micorrizas, contemplando las distancias apropiadas
para que no existiera contaminación cruzada).
Las comparaciones múltiples de medias realizadas fueron las de Tuckey, pues este test
se adecuó a las condiciones del diseño en estudio al ser un diseño balanceado (igual
número de réplicas), este test se utiliza para comparar las discrepancias entre las medias
y poder concluir (Douglas y Montgomery, 2002).
5. Resultados y discusión
5.1 Largo de brotes
A continuación, se presentan los resultados para la variable largo de brotes. (Cuadro 3).
Cuadro 3: Longitud (cm) de brotes arándano, inoculados con micorrizas.
TRATAMIENTO MEDIA LARGO BROTES (cm)
GRUPOS HOMOGENEOS
Estaca + M. ericoide 356.8 a Estaca testigo 363.73 a b Micropropagada + M. vesículo arbuscular 371.93 a b
Estaca + M. suelo rizosférico 373.60 a b Estaca + M. vesículo arbuscular 392.40 a b Micropropagada + M. suelo rizosférico 415.87 a b Micropropagada testigo 422.67 a b Micropropagada + M. ericoide 452.33 b Tukey 95% confianza. Letras distintas indican diferencias significativas.
En la Cuadro 3, se observa que las diferencias entre los tratamientos se dieron solamente
entre las plantas micropropagadas con micorriza ericoide y las plantas propagadas por
estaca con la misma micorriza. Las primeras obtuvieron el mayor largo de brotes
(sumatoria de todos los brotes de la planta) y las segundas tuvieron el menor desarrollo
para esta variable. Para el resto de los tratamiento no se observaron diferencias.
Algunos estudios han demostrado un incremento en el crecimiento de brotes en plantas
ericaceas inoculadas con micorriza ericoide cuando han crecido in vitro, pero, al situar las
plantas en invernadero, luego del transplante, los beneficios obtenidos por esto no causan
diferencia (Starrett et al., 2002).
Starrett (2003), al trabajar con plantas micropropagadas de arándano (variedad Bleucrop) en vivero, no encontró diferencias en el crecimiento de brotes entre plantas inoculadas con micorriza ericoide respecto a las plantas no inoculadas. La falta de respuesta en el crecimiento en plantas colonizadas por micorrizas ericoides es atribuida al hecho de que si los nutrientes adecuados están presentes, los beneficios de la micorrización pueden no ser evidentes enmascarando su efecto.
Powell y Bagyaraj (1984), utilizando estacas de madera dura de arándano (variedades
Dixi y Stanley) siguiendo la inoculación con micorrizas ericoides (5 mg/planta),
demuestran que estas no tienen un efecto significativo en el crecimiento en vivero. Este
hecho es atribuido a que estas estacas al tener una alta cantidad de reservas de
carbohidratos no son tan dependientes de la micorrización para su crecimiento. Los
mismos autores al realizar ensayos con estacas de madera dura con la variedad Jersey
inoculadas con micorriza ericoide (50 mg/planta), encuentran un efecto adverso el
crecimiento del largo del brote respecto a los controles. Este hecho es posiblemente
causado debido a que niveles supraóptimos de inóculo pueden tener efectos patogénicos.
La micorriza ericoide al ser específica de la familia Ericaceae tiene efecto sobre el
crecimiento a diferencia de las micorrizas vesículo arbusculares. Éstas últimas se han
encontrado asociadas a estas plantas aunque su incidencia en el crecimiento no es
significativo. A continuación, se presenta la Figura 1 donde se muestra la diferencia a
nivel visual entre las plantas micropropagadas y propagadas por estaca con micorriza
ericoide.
Figura 1: Planta de arándano micropropagada con micorriza ericoide v/s planta de
arándano propagada por estaca con micorriza ericoide.
5.2 Diámetro de brotes
En la Cuadro 4, se presentan los resultados para la variable diámetro de brotes medidos a
2 cm desde la base de las plantas de arándano.
Cuadro 4: Diámetro (cm) de brotes de arándano, inoculados con micorrizas.
TRATAMIENTO MEDIA DIÁMETRO BROTES (mm)
GRUPOS HOMOGENEOS
Micropropagada + M. suelo rizosférico 34.35 a Estaca + M. ericoide 35.91 a Estaca + M. suelo rizosférico 35.92 a Micropropagada + M. vesículo arbuscular 37.06 a b Estaca testigo 37.09 a b Micropropagada testigo 38.72 a b Estaca + M. vesículo arbuscular 39.31 a b Micropropagada + M. ericoide 43.24 b Tukey 95% confianza. Letras distintas indican diferencias significativas.
El efecto de las micorrizas en el desarrollo del diámetro de las plantas se da entre las
plantas micropropagadas con micorriza ericoide y las plantas propagadas por estaca con
la misma micorriza. Este es el mismo efecto que se dio para la variable largo, aunque en
este caso, además se diferencian de los tratamientos de las plantas con micorriza
proveniente del suelo rizosférico de una plantación adulta de arándano (micropropagadas
y propagadas por estaca).
Cuando se aplican micorrizas provenientes de la rizósfera de una plantación adulta de
arándano, independiente del tipo de plantas que se utilice, presentan un menor desarrollo
comparadas con las plantas micropropagada con micorriza ericoide. Este efecto puede
ser atribuido a diversos factores y aunque se conoce que este inóculo presenta
principalmente infección micorritica del tipo ericoide en las raíces, se desconoce si
realmente las micorrizas están activas para la infección, como también el contenido
micorrizal del sustrato que se extrajo. Por otra parte, podría contener algún organismo
patógeno que pudiera reducir el desarrollo de las plantas inoculadas.
Powell y Bagyaraj, (1984) demuestran que al utilizar un inóculo obtenido desde la
rizósfera de plantas de arándano locales (Nueva Zelanda), logran un mayor desarrollo de
las plantas respecto a un inóculo de raza pura de Pessizella ericae obtenido en el Reino
Unido. Sin embargo, plantean la existencia de problemas prácticos al utilizar este tipo de
inoculo, ya que existe la posibilidad de que puedan alojar algún patógeno. Es por esto que
sugieren aislar las razas Neocelandesas de hongo ericoide micorrizal y testearlas para ver
la respuesta simbiótica con el arándano. En estudios no publicados, los autores han
aislado estos hongos probando ser más efectivas que Pessizela ericae en pruebas de
campo y vivero.
En la Figura 2, se muestra la evolución del crecimiento cuantificado para el diámetro de
los brotes. Los valores corresponden a la sumatoria de los diámetros de todos los brotes
de la planta medida, incluyendo secundarios. Además, se presenta una curva de
acumulación de días grado, para ser comparada con las curvas de crecimiento.
05
1015202530354045
17-N
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TestigomicropropagadaTestigo estaca
Micropropagadavesículo arbuscularEstaca vesículoarbuscularMicropropagadaeicoideEstaca ericoide
Micropropagadasuelo rizosféricoEstaca suelorizosféricoDias grado
Figura 2: Evolución del crecimiento en diámetro de brotes de las plantas de arándano y acumulación de días grado durante la temporada de crecimiento.
Durante el primer mes, el aumento del diámetro de los brotes fue prácticamente nulo. Esta
situación fue provocada por el estrés de transplante, período en que las plantas no
evidenciaron crecimiento y se visualizaron afectadas negativamente (decaídas). Este
factor fue más significativo en las plantas propagadas por estaca debido a que se
transplantaron a raíz desnuda perdiendo raíces en el proceso. Las plantas
micropropagadas, al estar contenida en recipientes con sustrato (speedling), fueron
menos afectadas por éste factor.
A partir de la segunda quincena de enero, cuando las plantas acumularon 581 días grado
y pasaron dos meses desde la inoculación y transplante simultáneo, el crecimiento
evidenció ser más acelerado sin diferencias significativas entre los tratamientos. Esta
situación se mantuvo hasta el 1º de marzo, donde las plantas aumentaron la tasa de
crecimiento, para continuar así por un mes. El momento de inicio de este fenómeno fue
cuando las plantas acumularon 906 días grado.
El crecimiento tendió a estabilizarse sin que disminuyera la tasa de acumulación de días
grado desde el 1º de abril en adelante. Esto sugiere que la disminución del crecimiento
estuvo asociada al fotoperíodo más que a la acumulación de días grado. Las plantas
acumularon un total de 1267 días grado en toda la temporada de crecimiento medido
hasta el 15 de abril de 2006. Ademas las plantas hacia fines de la temporada acumulan
reservas y cesan el crecimiento visible.
La tasa de crecimiento de brotes decae y, finalmente cesa por fenómenos correlativos,
tales como competencias e inhibiciones relacionadas con hojas, engrosamiento del tallo,
nuevos brotes anticipados, nuevos tejidos de ramas, crecimiento de raíces y fruta y por
condiciones ambientales desfavorables como baja de temperatura y acortamiento de los
días. El fotoperíodo, la longitud del día y calidad de la luz, afecta el crecimiento de brotes.
Las especies frutales son de día largo. En condiciones de alto vigor el cese del
crecimiento puede ser tarde en otoño. El arándano puede tener hasta cinco flujos en una
temporada por aborto de la yema terminal o “punta negra” (Gil, 2000).
5.3 Rebrotes
Debido al hábito de crecimiento de las plantas de arándano, que se caracteriza por emitir
brotes desde una corona generando los renuevos para cada temporada, estos cobran
gran importancia y son un parámetro de calidad a la hora de elegir una planta. Se
presentan los resultados para la variable rebrotes desde la corona en la Cuadro 5.
Cuadro 5: Rebrotes desde la corona en plantas de arándano, inoculadas con micorrizas.
TRATAMIENTO MEDIA REBROTES (Nº)
GRUPOS HOMOGENEOS
Estaca + M. ericoide 1.6 a Estaca + M. suelo rizosférico 1.8 a Estaca + M. vesículo arbuscular 2 a b Estaca testigo 2.4 a b Micropropagada + M. suelo rizosférico 2.4 a b Micropropagada +M. vesículo arbuscular 2.8 a b c Micropropagada testigo 3.4 b c Micropropagada + M. ericoide 4 c Tukey 95% confianza. Letras distintas indican diferencias significativas.
Las plantas micropropagadas presentaron mayor número de rebrotes que las plantas
propagadas por estaca. Por otra parte, las plantas micropropagadas inoculadas con
micorrizas ericoides aumentaron el número de rebrotes en comparación con las plantas
micropropagadas con inóculo de micorrizas provenientes de suelo rizosférico.
Respecto a plantas propagadas por estaca, la emisión de rebrotes fue menor cuando se
utilizaron los inóculos de micorrizas ericoides y suelo rizosférico. Cuando el hongo ingresa
a la raíz, en un primer momento, puede retrasar el crecimiento ya que genera un gasto de
energía, posteriormente manifiesta el beneficio de la simbiosis. En la Figura 3, se
observan los rebrotes de las plantas micropropagadas con micorrizas ericoide.
Figura 3: Rebrotes desde la corona en planta de arándano micropropagadas, inoculadas
con micorrizas ericoides.
5.4 Anticipados
A continuación, se presentan los resultados para la variable número de anticipados.
(Cuadro 6).
Cuadro 6: Número de anticipados en plantas de arándano, inoculadas con micorrizas.
TRATAMIENTO MEDIA ANTICIPADOS (Nº)
GRUPOS HOMOGENEOS
Estaca testigo 6.2 a Estaca + M. vesículo arbuscular 6.4 a b Estaca + M. ericoide 7.6 a b
Estaca + M. suelo rizosférico 7.8 a b Micropropagada + M. vesículo arbuscular 7.8 a b Micropropagada + M. suelo rizosférico 9.8 a b Micropropagada testigo 10.4 a b Micropropagada + M. ericoide 10.6 b Tukey 95% confianza. Letras distintas indican diferencias significativas.
Los anticipados son brotes secundarios generados en la misma temporada en la que el
brote primario ha crecido. Son un índice del vigor de las plantas, emitiéndose en el
segundo “flush” de crecimiento vegetativo y acompañándose de rebrotes desde la corona.
Las plantas micropropagadas siempre presentaron un número mayor de anticipados que
las plantas propagadas por estaca. La diferencia en el número de anticipados se dio
principalmente entre las plantas micropropagadas con inóculo de micorriza ericoide y las
plantas testigo propagadas por estaca, siendo las primeras las que los presentaron en
mayor número. Sin embargo, no existe efecto de inocular con micorriza ericoide respecto
a las testigo en plantas micropropagadas.
En la Figura 4, se presenta el comportamiento de los anticipados en la temporada de
crecimiento y la curva de acumulación de días grado para visualizar su relación con la
emisión de estos brotes.
0
2
4
6
8
10
12
17-0
1-20
06
01-0
2-20
06
15-0
2-20
06
01-0
3-20
06
15-0
3-20
06
01-0
4-20
06
Fecha
Nºa
ntic
ipad
os p
or p
lant
a de
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o
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
Dia
s gr
ado
acum
ulad
os
Micropropagadaericoide
Testigomicropropagada
Testigo estaca
MicropropagadavesículoarbuscularEstaca vesículoarbuscular
Estaca ericoide
Micropropagadasuelo rizosférico
Estaca suelorizosférico
Días grado
Figura 4: Emisión de anticipados durante la temporada de crecimiento en plantas de arándano inoculadas con micorrizas.
Las plantas comenzaron a emitir anticipados desde el 15 de febrero de 2006 cuando las
plantas habían acumulado 789 días grado. Además, se pudo observar el segundo “flush”
vegetativo. Las plantas continuaron emitiendo brotes secundarios por 15 días en forma
acelerada.
Si existe vigor en el brote, las yemas laterales que se encuentran alejadas del ápice
brotan anticipadamente en la misma temporada de crecimiento del brote primario. Los
brotes anticipados a su vez, se comportan como el primario y, con gran vigor, generan
anticipados de segundo orden y así, sucesivamente, hasta un grado cuaternario. Esto ha
sido aprovechado en la formación de árboles recién plantados (Gil, 2000).
En la Figura 5, se puede observar el crecimiento alcanzado por las plantas
micropropagadas inoculadas con micorrizas ericoides respecto a la emisión de
anticipados.
Figura 5: Disposición de anticipados en el brote de la temporada de las plantas de
arándano micropropagadas con micorriza ericoide.
La emisión de anticipados de las plantas micropropagadas con micorriza ericoide fue
mayor respecto a otros tratamientos emitiendo anticipados de mayor longitud. Otra
característica observable fue la gran cantidad de anticipados en las plantas llegando a
tener hasta seis anticipados por brote y un total de 22 en algunas plantas. Una planta con
anticipados refleja que tuvo un desarrollo sostenido durante la temporada de crecimiento.
Esta diferencia se debe a que la simbiosis generada con esta inoculación beneficia a la
planta en cuanto a su capacidad para absorver iones no disponibles sin infección
micorrítica.
5.5 Peso seco de raíces
A continuación, se presentan los resultados para la variable peso seco de raíces.
(Cuadros 7)
Cuadro 7: Peso seco de raíces de plantas de arándano, inoculadas con micorrizas.
TRATAMIENTO MEDIA PESO SECO RAÍCES (g)
GRUPOS HOMOGENEOS
Estaca + M. suelo rizosférico 24.88 a Estaca testigo 26.53 a Micropropagada + M. suelo rizosférico 27.14 a b Micropropagada testigo 28.57 a b Estaca + M. vesículo arbuscular 29.56 a b Estaca + M. ericoide 30.15 a b Micropropagada + M. vesículo arbuscular 30.92 a b Micropropagada + M. ericoide 35.82 b Tukey 95% confianza. Letras distintas indican diferencias significativas.
Las diferencias entre los tratamientos se dieron entre las plantas micropropagadas con
micorriza ericoide y las plantas propagadas por estaca con micorriza de suelo rizosférico
y testigo. Las primeras presentaron el mayor peso. Sin embargo, las plantas
micropropagadas con micorrizas ericoides fueron similares a las plantas micropropagadas
con micorriza de suelo rizosférico y testigo. Esto nos indica que el principal factor que
influyó en el desarrollo del peso de raíz fue el tipo de plantas más que el tipo de micorriza
inoculado.
En un ensayo donde se enraizaron y establecieron plantas de arándano de las variedades
Northland y Jersey con dos tipos de micorrizas ericoides (Pezizella ericae Read y
Oidiodendron grisseum Robak), se pudo visualizar que estas disminuyeron el crecimiento
del brote sin afectar las raíces. Por otra parte, cuando la inoculación se realizó con
selecciones indígenas de micorrizas ericoides (Abb5 y Abb 15), el desarrollo de la raíz fue
reducido sin efecto en los brotes. Lareau, (1985).
Las plantas que tuvieron menor desarrollo del peso de raíz fueron las propagadas por
estaca con micorriza proveniente de suelo rizosférico y testigo, respecto a las plantas
micropropagadas con micorriza ericoide. Las plantas propagadas por estaca tuvieron un
estrés de transplante mayor debido a la pérdida de raíces en este proceso. Si a esto se le
agrega un inóculo de micorrizas provenientes de la rizosfera de una plantación adulta de
arándano, donde la posibilidad de transmitir alguna enfermedad a las raíces es muy
elevada tratándose de la misma especie y hasta de la misma variedad, la hace una
técnica muy riesgosa para la producción comercial de plantas restándole confianza a los
compradores a la hora de elegir estas plantas.
A continuación se presenta la Figura 6, donde se visualiza la diferencia en el desarrollo
radicular entre las plantas micropropagadas con micorriza ericoide y las plantas
propagadas por estaca con micorrizas de suelo rizosférico.
Figura 6: Raíces de planta de arándano micropropagada con micorriza ericoide v/s planta propagada por estaca con micorriza proveniente de suelo rizosférico.
5.6 Porcentaje de infección micorrítica
A continuación se presentan los resultados para la variable porcentaje de infección
micorrítica (Cuadro 8).
Cuadro 8: Porcentaje de infección micorrítica en raíces de plantas de arándano,
inoculadas con micorrizas.
TRATAMIENTO MEDIA % GRUPOS
COLONIZACIÓN HOMOGENEOS Estaca testigo 42.6 a Micropropagada + M. ericoide 52.2 a b Micropropagada + M. vesículo arbuscular 56.6 a b c Estaca + M. ericoide 60.6 a b c Micropropagadas testigo 62 a b c Micropropagadas + M. suelo rizosférico 72 b c Estaca + M. suelo rizosférico 78.6 b c Estaca + M. vesículo arbuscular 81.2 c
Tukey 95% confianza. Letras distintas indican diferencias significativas.
A través de esta variable, se logró cuantificar la micorrización, identificar el tipo de
micorriza presente y establecer diferencias. Para los tratamientos inoculados con
micorrizas vesículo arbusculares, la mayor parte de la colonización correspondió a este
tipo de micorriza detectándose en menor medida infección micorrizal del tipo ericoide. En
cambio, la infección para el resto de los tratamientos correspondió principalmente a
micorrizas del tipo ericoide. En los tratamientos inoculados con suelo rizosférico, la
infección principal fue de micorrizas ericoides, aunque se detectaron vesículas y
arbúsculos de micorrizas vesículo arbusculares. Las plantas testigo fueron principalmente
colonizadas por micorrizas ericoides. Esto muestra que aunque se tomaron todas las
medidas para eliminar la presencia de inóculos externos, igualmente presentaron
colonización de las raíces. Las principales causas atribuibles a la presencia de hongos
micorríticos en estos tratamientos son el sustrato de la cama de propagación para las
plantas propagadas por estaca, y el sustrato de los contenedores para las plantas
micropropagadas. Estos son sustrato esterilizados, pero el hongo es capaz de sobrevivir a
estas condiciones.
Las plantas propagadas por estaca con micorriza vesículo arbusculares fueron las que
presentaron la mayor colonización (81,2%), y son las que tuvieron diferencias
significativas respecto a las plantas micropropagadas con micorriza ericoide y las plantas
propagada por estaca testigo con un 52,2% y 42,6% de colonización respectivamente .
Además, se observaron diferencias entre las plantas con micorrizas provenientes de suelo
rizosférico (micropropagadas y propagadas por estaca) y las plantas propagadas por
estaca testigo, siendo las primeras las que tuvieron una mayor colonización.
Vega y Muñoz (1994), en una prospección de micorrizas entre la VII y XI regiones
encontraron en ericaceas nativas presencia de micorrizas ericoides, y en baja frecuencia
micorrizas vesículo arbusculares. La presencia de micorrizas ericoides en arándano alto
en Chile fue alta. En este estudio, el 100% de las plantas muestreadas poseían un
porcentaje de infección alto, siendo en promedio de 60,7% en plantas de un año, 65,9%
en plantas de seis años y 73,2% en plantas de 9 años. Todas estas plantas provenían de
cultivo in vitro, sin inoculación en vivero, por lo que suponen que los suelos chilenos
poseen un alto potencial de inóculo, lográndose elevadas infecciones en los primeros
años de vida del cultivo.
Powell y Bates (1981) en estudios realizados en Nueva Zelanda, lograron detectar sólo a
los 15 años el 100% de plantas de Vaccinium con micorrizas, con un porcentaje de
infección máximo de 36%.
El hecho de que las plantas micropropagadas con micorriza ericoide tengan uno de los valores mas bajos respecto a la colonización nos sugiere lo siguiente. Este tratamiento a lo largo del análisis de todas las variables medidas (largo y diámetro de brotes, número de rebrotes y anticipados y peso seco y fresco de raíces), siempre obtuvo los valores más altos por lo que fue el tratamiento más exitoso. Al evaluar la variable porcentaje de infección, nos indica que con ese nivel el hongo ya es capaz de ejercer una acción beneficiosa para la planta. Las plantas propagadas por estaca con micorriza vesículo arbuscular que presentaron la mayor colonización no presentaron un crecimiento mayor. Esto nos sugiere que este inóculo al no ser especifico para el arándano no ejerce un beneficio real a la planta. Respecto a los tratamientos inoculados con suelo rizosférico proveniente de una plantación adulta de arándano, en los dos tipos de plantas, tuvieron una alta infección de la raíz diferenciándose de las plantas propagadas por estaca testigo. Esto nos sugiere que al inocular plantas de estaca con suelo rizosférico se aumenta la colonización de la raíz, por lo que estos hongos infectan las raíces con una mayor facilidad. Este hecho no se demuestra en un mayor crecimiento, ya que puede ser que estos hongos que están entrando en la raíz no sean realmente específicos o bien el efecto se pueda vitalizar en etapas posteriores.
Scagel (2005), inocula plantas de arándano de siete cultivares distintos con un aislado
ericoide micorrizal con fertilizantes orgánicos e inorgánicos, observando que las plantas
control tienen una baja colonización (< 15%), independiente de la fuente de fertilizante. La
colonización en las plantas inoculadas fue del 15-30 %. La colonización fue típicamente
alta cuando las plantas habían crecido con fertilizante orgánico. La colonización
generalmente incremento el crecimiento de la planta, pero disminuyó la relación
raiz:brotes, independiente del fertilizante usado. Sin el inóculo, sin embargo, algunos
cultivares fertilizados con fertilizante orgánico tuvieron menos crecimiento y menores
concentraciones de N, K, S y Cu que las fertilizadas con fertilizante inorgánico. Los
resultados sugieren que la disponibilidad de nutrientes puede influenciar la colonización y
la respuesta al crecimiento, sin embargo, aspectos de especificidad del huésped respecto
al hongo y la disponibilidad de inóculo juegan un rol importante en la colonización por
micorrizas ericoides en la producción de plantas en vivero.
5.7 Número de esporas/100 g suelo seco para micorrizas vesículo arbusculares.
Se midió la cantidad de esporas /100 g de suelo seco para los tratamientos donde
estaban involucradas. Estos tratamiento fueron las inoculadas con micorrizas vesículo
arbusculares y micorrizas de un inóculo proveniente de la rizósfera de una plantación
adulta de arándano. Los resultados se presentan en el Cuadro 9.
Cuadro 9: Cantidad de esporas de hongos micorríticos/100 g de suelo seco, en
tratamientos con inóculo de micorrizas vesículo arbusculares.
TRATAMIENTO MEDIA ESPORAS /100 g GRUPOS HOMOGENEOS
Estaca + M. vesículo arbuscular 60.6 a Micropropagada + M. suelo rizosférico 98.8 a Estaca + M. suelo rizosférico 108.2 a Micropropagada + M. vesículo arbuscular 151.2 a Tukey 95% confianza. Letras distintas indican diferencias significativas.
Al analizar las respuestas se puede apreciar que no existen diferencias significativas entre
los tratamientos.
6. Conclusiones
Se logró micorrizar plantas de arándano micropropagadas y propagadas por estaca a nivel de vivero, mediante la inoculación con micorrizas ericoides, micorrizas vesículo arbusculares y micorrizas de suelo rizosférico proveniente de una plantación adulta de arándano.
Al inocular plantas de arándano con micorrizas ericoides existen diferencias significativas
entre los tipos de plantas utilizados, siendo las micropropagadas las que presentan el
mayor largo y diámetro de brotes respecto a las propagadas por estaca.
Cuando se inoculan plantas con suelo rizosférico proveniente de una plantación adulta de
arándano, independiente del tipo de planta utilizada, muestran un menor desarrollo del
diámetro de brotes respecto a las plantas micropropagadas con micorrizas ericoides.
Las plantas micropropagadas presentan un mayor número de rebrotes y anticipados
respecto a las plantas propagadas por estaca independiente del tipo de inóculo utilizado.
Las plantas micropropagadas presentan una mayor emisión de rebrotes cuando se
inoculan con micorrizas ericoides respecto a las inoculadas con micorrizas provenientes
de la rizosfera de una plantación adulta de arándano.
Respecto al porcentaje de infección micorrítica, existen diferencias significativas entre las
plantas propagadas por estaca con micorriza vesículo arbuscular.
Cuando se inoculan plantas de arándano con suelo rizosférico (micropropagadas y
propagadas por estaca) se logra una mayor micorrización.
Las plantas propagadas por estaca con micorriza vesículo arbuscular presentan la mayor
infección micorrítica.
Las plantas micropropagadas con micorriza ericoide presentaron un mayor desarrollo
pese a mostrar uno de los menores porcentajes de infección micorrítica.
7. Literatura citada
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Anexo 2: Test para comprobar normalidad y homogeneidad. 1. Test de normalidad Shapiro Wilks Prueba utilizada para verificar la normalidad de los datos. Los percentiles se encuentran tabulados en tabla Shapiro Wilks del Libro: Diseño de Experimentos. Hipótesis de Interés: H0 : Los datos provienen de una distribución Normal (µ , σ2). H1 : Los datos no provienen de una distribución Normal (µ , σ2). Estadístico de Prueba: W = b2 / [(n-1)*S2] ; b = ∑ (׀Yik – Yij׀ * Valor de Tabla) Región de Rechazo: RC: { W / Wc > Wα (n)} 2. Prueba Hartley de Homogeneidad Prueba utilizada para verificar la homogeneidad de varianza. Los percentiles se encuentran tabulados en tabla Hartley del Libro: Diseño de Experimentos. Hipótesis de Interés: H0 : Existe homogeneidad de varianza. H1 : No existe homogeneidad de varianza. Estadístico de Prueba: H = S2MAYOR / S2MENOR Región de Rechazo: RC: { H / Hc > Hα (t , MÁX(ri)-1}
Las resultados a las pruebas de supuestos obtenidas para cada variable se encuentran a continuación: Distribución normal ajustada Variable Media DE ShapiroWilks valor p Hartley valor p Anticipados 8,258 4,016 0,06 p > 0,05 Rebrotes 2,533 1,372 0,052 p > 0,05 Largo 393,667 82,888 0,174 p > 0,05 Diámetro 37,565 7,178 0,517 p > 0,05 Anexo 1: Diseño del experimento.
Anexo 3: Tablas andeva
Fuente de variación (largo)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 21748.7 4 5437.7 2.57 0.06 Factor A 2523.5 3 841.17 1.04 0.41 Factor B 19416.8 1 19416.8 24.08 0.0004 A x B 17593.6 3 5864.53 2.67 0.03 Error 59167.2 28 2113.11 Total 120449.8 39
Fuente de variación (diámetro)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 273.51 4 68.38 6.5 0.0008 Factor A 103.64 3 34.55 2.53 0.11 Factor B 16.59 1 16.59 1.21 0.29 A x B 143.55 3 47.85 3.58 0.0071 Error 174.36 28 6.23 Total 831.89 39
Fuente de variación (rebrotes)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 1.4 4 0.35 0.75 0.6 Factor A 4.1 3 1.37 2.73 0.09 Factor B 14.4 1 14.4 28.8 0.0002 A x B 5 3 1.67 7.23 0.0001 Error 13 28 0.46 Total 37.9 39
Fuente de variación (anticipados)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 14.65 4 3.66 0.82 0.52 Factor A 23.28 3 7.76 2.31 0.13 Factor B 70.23 1 70.23 20.88 0.0006 A x B 11.27 3 3.76 3.34 0.01 Error 125.35 28 4.48 Total 244.78 39
Fuente de variación (peso fresco)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 608.32 4 152.08 1.58 0.21 Factor A 1033.68 3 344.56 5.61 0.01 Factor B 570.40 1 570.40 9.29 0.01 A x B 303.05 3 101.02 2.82 0.02 Error 2702.16 28 96.51 Total 5217.61 39
Fuente de variación (peso seco)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 165.79 4 41.45 2.29 0.08 Factor A 1033.68 3 344.56 5.61 0.01 Factor B 570.40 1 570.40 9.29 0.01 A x B 303.52 3 101.02 3.09 0.02 Error 3144.22 28 112.29 Total 5217.61 39
Fuente de variación (% de infección)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 1105.6 4 276.4 1.65 0.19 Factor A 3439.48 3 1146.49 4.81 0.02 Factor B 255.03 1 255.03 1.07 0.32 A x B 2484.08 3 828.03 5.26 0.0006 Error 4694.8 28 167.67 Total 11979 39
Fuente de variación (esporas/100g
suelo seco)
Suma de cuadrados
Grados libertad
Cuadrado medio
Coeficiente-F p-valor
Bloques 12025.7 4 3006.43 0.47 0.76 Factor A 28.8 1 28.8 0.00 0.95 Factor B 8241.8 1 8241.8 1.06 0.36 A x B 12500 1 12500 1.07 0.39 Error 77527.7 12 6460.66 Total 110324 19
Anexo 4: Caracterización del sustrato. Sustrato: Mezcla aserrín (48%), acícula de pino (48%) y suelo (2%). Da (g/cc) : 0.32 PH : 4.44 Ce (ds/m) : 1.53 Materia orgánica (%) : 39.6 Nitrógeno disponible (ppm) : 41.7 Fósforo disponible (ppm) : 56.5 Potasio de intercambio (ppm) : 195 Calcio (meq/100 g) : 11.1 Magnesio (meq/100 g) : 6.25 Zinc (ppm) : 16.2 Manganeso (ppm) : 414 Fierro (ppm) : 124 Cobre (ppm) : 3.32 Boro (ppm) : 2.62 Sodio (meq/100 g) : 1.16 R.A.S : 1.17 Relación C:N : 78.6