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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS

CARRERA DE INGENIERIA AGRONÓMICA

EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA DEL FRÉJOL (Phaseolus vulgaris L.) A LA

APLICACIÓN FOLIAR DE UN FERTILIZANTE Y UN BIOFERTILIZANTE CON

BASE EN ALGAS.

Trabajo de Titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de

Ingeniero Agrónomo

Autor: Maila Maila Byron Marcelo

Tutor: M.Sc. Valdano Leopoldo Tafur Recalde

Quito, enero 2018

DERECHOS DE AUTOR

Yo Byron Marcelo Maila Maila en calidad de autor y titular de los derechos morales ypatrimoniales del trabajo de titulación "EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA DELFRÉJOL (Phaseolus vulgarís L.) A LA APLICACIÓN FOLIAR DE UNFERTILIZANTE Y UN BIOFERTILIZANTE CON BASE EN ALGAS" modalidadpresencial, de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LAECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN,concedemos a favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita,intransferible y no exclusiva para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamenteacadémicos. Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos enla normativa citada.

Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalizacióny publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de conformidad a lodispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma deexpresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad porcualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidadde toda responsabilidad.

Byron Marcelo Maila MailaCC1714318738Dirección electrónica: [email protected]

APROBACIÓN DEL TUTOR/ADEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo Valdano Leopoldo Tafur Recalde en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por BYJRON MARCELO MAILAMAILA; cuyo título es: EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA DEL FRÉJOL(Phaseolus vulgarís L.) A LA APLICACIÓN FOLIAR DE UN FERTILIZANTE Y UNBIOFERTILIZANTE CON BASE EN ALGAS, previo a la obtención del Título deIngeniero Agrónomo; considero que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios enel campo metodológico y epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte deltribunal examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo seahabilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por la UniversidadCentral del Ecuador.

En la ciudad de Quito, a los 12 días del mes de enero de 2018.

M.Sc. Valdano Leopoldo Tafur Recalde

DOCENTE-TUTOR

CC. 1001132314

EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA DEL FRÉJOL (Phaseolus vulgaris L) A LA APLICACIÓNFOLIAR DE UN FERTILIZANTE Y UN BIOFERTILIZANTE CON BASE EN ALGAS.

APROBADO POR

Ing. Agr. Valdano Tafur,M.Sc.

TUTOR

Lie. Diego Salazar,M.Sc.

PRESIDENTE DEL TRIBUNAL

Dr. Carlos Nieto

PRIMER VOCAL DEL TRIBUNAL

Ing. Agr. JuanPazmiñoJM.Sc.

SEGUNDO VOCAL DEL TRIBUNAL

2018

v

Este trabajo lo dedico a mi familia, a mis padres, Marcelo Maila y María

Transito por todo el sacrificio y el apoyo que me han dado, a mis hermanos

Marcelino y Jazmín que me han dado la voluntad y la fuerza para culminar

esta parte importante de mi vida, en especial a mi Madre María Transito por

haberme acompañado toda mi vida.

DEDICATORIA

vi

Agradezco a Dios por permitirme despertar cada día, cuidarme y guiarme por

el buen camino.

A la Facultad de Ciencias Agrícolas, y al departamento de Ficología del

Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador por permitirme

adquirir conocimientos y brindarme algunos recursos que fueron usados para

la investigación.

Al Ing. Valdano Tafur ya que gracias a su apoyo fue posible la terminación de

este proyecto.

A la Dra. Yelitza García quien fue mi guía para realizar esta investigación, a

quien considero mi amiga, por su ayuda incondicional.

Al Dr. Gonzalo Soto por permitirme adquirir conocimientos y brindarme

algunos recursos que fueron usados para la investigación.

Al Ing. Juan Pazmiño por su ayuda en el trabajo de investigación y guiarme

en el proyecto hasta el final del trabajo.

A mi Madre María Transito por estar a mi lado, además de todo el cariño y el

apoyo incondicional que me brinda.

A mis abuelitos, Mamita Rosa y Papa Rafel, quienes fueron ejemplo de vida y

que ahora desde el cielo me cuidan.

AGRADECIMIENTO

vii

OBJETIVOS……………………………………………………………………………31.1

Objetivo general...............................................................................................................31.1.1

1.1.2 Objetivos específicos .......................................................................................................3

CULTIVO DE FRÉJOL………………………………………………………………..42.1

Generalidades ...................................................................................................................42.1.1

2.1.2 Clasificación taxonómica: ...............................................................................................4

2.1.3 INIAP 481 ROJO DEL VALLE .....................................................................................5

2.1.3.1 Características importantes:………………………………………………………..5

2.2 FERTILIZACIÓN DEL CULTIVO DE FRÉJOL…………….......…………………...6

2.2.1 FERTILIZACIÓN ORGÁNICA.....................................................................................6

2.2.2 FERTILIZACIÓN FOLIAR............................................................................................7

2.3 REQUERIMIENTOS DE NUTRIENTES DE FRÉJOL.................................................7

2.3.1 MACRONUTRIENTES..................................................................................................7

2.3.2 MICRONUTRIENTES....................................................................................................9

2.4 MECANISMO DE ABSORCIÓN…………………………………………………....10

2.4.1 Velocidad de absorción..................................................................................................11

2.4.2 Translocación .................................................................................................................11

2.5 FISIOLOGÍA DE LA ASIMILACIÓN FOLIAR…………………………………….12

2.5.1 La cutícula.- ....................................................................................................................12

2.5.2 La pared celular.- ...........................................................................................................12

2.5.3 Membrana protoplasmática.-………………………………………………………..13

2.6 FACTORES QUE DETERMINAN LA EFICIENCIA DE LA FERTILIZACIÓN

FOLIAR…………………………………………………………………………………...13

2.6.1 Factores de la planta.- .....................................................................................................13

2.6.2 Factores ambientales.-.....................................................................................................13

2.6.3 Factores tecnológicos de la aplicación.- .......................................................................13

2.7 LIMITACIONES DE LA FERTILIZACIÓN FOLIAR……………………………...13

2.7.1 Riesgo de fitotoxicidad:.................................................................................................13

2.7.2 Dosis limitadas de macro elementos:............................................................................14

2.7.3 Requiere de un buen desarrollo foliar:..........................................................................14

2.7.4 Lenta absorción:.............................................................................................................14

2.7.5 Pérdidas considerables en la aspersión:........................................................................14

2.7.6 Fertilización foliar correctiva o preventiva.- ................................................................14

INDICE DE CONTENIDOCAPÍTULOS PÁGINAS

1. INTRODUCCIÓN…...…………………………………………………………………1

2. REVISIÓN DE LITERATURA……………………………………………………….4

viii

2.7.7 Fertilización foliar sustitutiva.- .....................................................................................14

2.7.8 Fertilización foliar complementaria.-............................................................................15

2.8 VENTAJAS DE LA APLICACIÓN FOLIAR DE FERTILIZANTES ORGÁNICOS

(Dorliagro, 2001).………………………………………………………………………….15

2.9 FERTILIZANTES ORGÁNICOS DE ACCIÓN FOLIAR…………………………. 15

2.9.1 Seaweed extract (extracto de algas marinas Noruega) ( ).......15

2.9.2 Vigorplant.......................................................................................................................17

2.9.3 Seaweed Extract Fertilizer.............................................................................................17

2.9.4 Biol Súper 5 (casero) .....................................................................................................18

2.9.5 Evergreen........................................................................................................................18

2.10 BIOFERTILIZANTE……………………………………………………………..…19

2.10.1 Definición .....................................................................................................................19

2.10.2 Ventajas de los biofertilizantes en su uso ...................................................................19

2.10.3 TIPOS DE BIOFERTILIZANTES.............................................................................19

2.11 MICROALGAS 21

2.11.1 Microalgas utilidad ......................................................................................................21

2.11.2 Género ( .................................................................................................22

2.11.3 Género ( sp.) ...........................................................................................22

2.11.4 Parámetros del cultivo de algas...................................................................................23

2.11.5 Condiciones óptimas para su crecimiento ..................................................................24

3.1 Ubicación……………………………………………………………………………. 24

3.1.1 Fase de laboratorio………………………………………………………………….24

3.1.2 Características del sitio experimental ............................................................................24

3.1.3 Invernadero de vidrio.....................................................................................................24

3.2 MATERIALES……………………………………………………………………….25

3.2.1 Materiales de laboratorio ...............................................................................................25

3.2.2 Materiales de campo ......................................................................................................25

3.2.3 Insumos...........................................................................................................................26

3.2.4 Materiales de oficina......................................................................................................26

3.2.5 Materiales experimentales.............................................................................................26

3.3 CARACTERÍSTICAS QUÍMICAS DEL FERTILIZANTE ORGÁNICO…………..26

3.4 MATERIAL VEGETAL……………………………………………………………...27

3.5 SUSTRATO…………………………………………………………………………..27

CAPÍTULOS PÁGINAS

3. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………………………….24

Ascophyllum nodosum

……………………………………………………………………………...

Chlorella sp.)Scenedesmus

ix

3.6 MÉTODOS……………………………………………………………………………27

3.6.1 Factores en estudio.........................................................................................................27

3.6.2 Para la concentración, recuento celular y tasa de crecimiento....................................27

3.6.3 Cálculos de recuento celular..........................................................................................28

3.7.1 Variables agronómicas...................................................................................................30

3.8 ANÁLISIS FINANCIERO……………………………………………………………31

3.9 TRATAMIENTOS……………………………………………………………………31

3.10 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN………………………………………………..31

3.11 UNIDAD EXPERIMENTAL………………………………………………………..31

3.12 ANÁLISIS FUNCIONAL…………………………………………………………..32

4.1 ALTURA DE LAS PLANTAS.……………………………………………………....32

4.2 NÚMERO DE FLORES……………………………………………………………...35

4.3 NÚMERO DE VAINAS……………………………………………………………...36

4.4 TAMAÑO DE VAINAS……………………………………………………………...38

4.5 PESO DE SEMILLAS………………………………………………………………..40

4.6 LONGITUD DE RAÍCES……………………………………………………………42

4.7 PESO SECO DE LAS RAÍCES……………………………………………………...44

4.8 PESO SECO PARTE AÉREA……………………………………………………….46

4.9 RENDIMIENTO……………………………………………………………………..48

4.10 ANALISIS ECONOMICO………………………………………………………….50

CAPÍTULOS PÁGINAS

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN……………………………………………………..32

5. CONCLUSIONES……………………………………………………………………526. RECOMENDACIONES……………………………………………………………..537. RESUMEN……………………………………………………………………………54 SUMMARY…………………………………………………………………………..568. REFERENCIAS………………………………………………………………………589. ANEXOS...…………………………………………………………………………….63

x

.

1. Características nutricionales (en base seca). 6

2. Taxonomía ( .) 22

3. Taxonomía ( .) 23

4. Requerimientos principales de cultivos de microalgas 23

5. Características químicas del fertilizante orgánico microalgal

( .)27

6. Informe de resultados de análisis de la muestra del sustrato 27

7. Tratamientos y dosis de la investigación 31

8. Esquema del análisis de la varianza 31

9. Análisis de la varianza para la variable alturas de fréjol

( ), a la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

32

10. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable alturas de plantas

de fréjol ( .). Quito, Pichincha, 2017.

33

11. Análisis de la varianza de la variable número de flores por planta de fréjol

( .), a la aplicación foliar de un fertilizante y un


35

12. Prueba de Sheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable número de flores

por plantas de fréjol ( .). Quito, Pichincha, 2017.

35

13. Análisis de la varianza para la variable número vainas por planta de fréjol



36


biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable número de

vainas de plantas de frejol ( .), Quito, Pichicha, 2017.

37

15. Análisis de la varianza para la variable tamaño de vainas por planta de fréjol

( ), a la aplicación foliar de un fertilizante y un


38

LISTA DE CUADROS

CUADROS PAG

Chlorella sp

Scenedesmus sp

Chlorella sp. y Scenedesmus sp

Phaseolus vulgaris L.

Phaseolus vulgaris L






xi


biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable tamaño de vainas

por plantas de fréjol ( .). Quito, Pichincha, 2017.

38

17. Análisis de la varianza para la variable peso de semillas por plantas de fréjol



40


biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable peso semillas por

plantas de fréjol ( L.) . Quito, Pichincha, 2017.

40

19. Análisis de la varianza para la variable longitud de raíz por plantas de fréjol



42


biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable longitud de raíz por

plantas de fréjol ( L.). Quito, Pichincha, 2017.

42

21. Análisis de la varianza para la variable peso seco de raíces por plantas de fréjol



44


biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable peso seco de raíces

por plantas de fréjol ( L.). Quito, Pichincha, 2017.

44

23. Análisis de la varianza para la variable peso seco parte aérea por plantas de

fréjol ( L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un


46


biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable peso seco parte

aérea plantas de fréjol ( .). Quito, Pichincha, 2017.

47

25. Análisis para la variable rendimiento en el cultivo de fréjol (.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas.

Quito, Pichincha, 2017.

48

26. Análisis económico para la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas en fréjol ( .). Quito,

Pichincha, 2017.

50

27. Costos de producción para la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas en el estudio en fréjol ( .).


50

28. Cálculo de la relación Beneficio costo para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en fréjol

( ) . Quito, Pichincha, 2017.

51

CUADROS PÁG.



Phaseolus vulgaris


Phaseolus vulgaris


Phaseolus vulgaris

Phaseolus vulgaris






xii

.

1. Promedios alturas de fréjol , a la aplicación foliar de

un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

34

2. Promedio tamaño vainas de fréjol , a la aplicación

foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito,

Pichincha, 2017.

39

3. Promedio peso semillas de fréjol , a la aplicación


Pichincha, 2017.

41

4. Promedio longitud raíz de fréjol , a la aplicación


Pichincha, 2017.

43

5. Promedio peso seco de raíz de fréjol , a la aplicación


Pichincha, 2017.

45

6. Promedio peso seco parte aérea de fréjol , a la

aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas.


47

7. Rendimiento en toneladas por hectáreas para la aplicación foliar de un

fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio plantas de

fréjol ( .). Quito, Pichincha, 2017.

49

LISTA DE GRÁFICOS

GRÁFICOS PAG

(Phaseolus vulgaris L.)







xiii

.1. Rejilla de Neubauer

2. Diseño de la distribución de las plantas de fréjol ( .) en el

invernadero.

3. Etapas fenológicas del fréjol ( .). V0, V1, V2, V3 y V4.

4. Etapas fenológicas de fréjol ( .). R5, R6, R7, R8 y R9.

5. Datos obtenidos en la investigación de las siguientes variables.

6. Datos de las variables vainas y número de flores.

7. Datos de variables evaluadas del biofertizante, tamaño de la vaina, peso de

semillas, longitud de las raíces, peso seco de las raíces, peso seco de la parte aérea

y rendimiento.

LISTA DE FIGURAS

FIGURASPAG




28

79

80

81

82

84

87

PAG.

xiv

.

1 Observación al microscopio y cámara Neubauer ( 63

2 Preparación del biofertilizante en botellones ( 63

3 Preparación del fertisol para nutrir a las microalgas. 64

4 Preparación del lugar para la obtención de la multiplicación (

), en el laboratorio de ficología #5 de la

Universidad Central del Ecuador. 64

5 Fertisol para masificacion de las microalgas y fertilizante (18 – 46 - 0)

para la germinación. 65

6 Preparación del invernadero de vidrio donde se realizo la investigación. 65

7 Producto de Extracto de algas para la investigación y semillas frejól ( .) INIAP rojo del valle. 66

8 Materiales utilizados en la investigación, estufa y balanza electrónica. 66

9 Materiales utilizados en la investigación aspersores de 400 ml y cinta

métrica.

66

10 Plantas germinadas de fréjol ( ). 67

11 Investigación establecida en el invernadero. 68

12 Cultivo de fréjol ( .), en las diferentes etapas de

desarrollo.

68

13 Tratamiento testigo T0 se aplico agua. 72

14 Tratamiento T1 se aplico el biofertilizante comprendido debiofertilizante Microalgal ( .), con una

dosis: (3’000000 células/mililitro). 72

15 Tratamiento T2 se aplico el fetilizante extracto de algas marinas ( ). 73

16 Mediciones de alturas. 73

17 Etapa de floración. 74

ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS

FOTOGRAFÍAS PAGChlorella sp. y

Scenedesmus sp.).

Chlorella sp. y Scenedesmus sp.).

Chlorella sp. y Scenedesmus sp.




Chlorella sp. y Scenedesmus sp

Ascophyllum nodosum

xv

.

18 Etapa de envainamiento. 74

19 Muestra de raices para tratamiento T0. 75



22 Muestra para el análisis de la parte aérea foliar. 76

23 Granos secos de fréjol ( ) INIAP rojo del valle del

testigo T0.77

24 Granos secos de fréjol ( .) INIAP rojo del valle del testigo T1.

77

25 Granos secos de fréjol ( ) INIAP rojo del valle del

testigo T2.

78

FOTOGRAFIAS PAG




xvi

Con el fin de determinar la respuesta de un fertilizante extracto de algas ( ) y

un biofertilizante ( en el cultivo de fréjol ( .)

Rojo del Valle, se instaló un ensayo en el Centro de Biología, Universidad Central del Ecuador.

Los tratamientos consistieron en la aplicación foliar del fertilizante con una dosis: (7.5ml en 1l de

agua), biofertilizante con una dosis:(3’000000 células/mililitro) y un testigo absoluto. El diseño

estadístico fue completamente al azar con tres tratamientos y 20 observaciones. Para las variables

evaluadas el biofertilizante obtuvo mejores promedios: Altura de plantas, número de flores, número

de vainas, tamaño de vainas, peso de semillas, longitud de raíces, peso seco raíces, peso seco parte

aérea y rendimiento. Para el análisis económico relación Beneficio costo del biofertilizante por

cada dólar invertido se obtuvo 47 centavos y para el extracto de algas 20 centavos.

: BIOFERTILIZANTE / MICROALGAS / RENDIMIENTO DE CULTIVOS / ANALISIS DE COSTOS Y BENEFICIOS

TEMA: Evaluación de la respuesta del fréjol ( .) a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas.

Autor: Byron Marcelo Maila Maila

Tutor: Valdano Leopoldo Tafur Recalde

RESUMEN

PALABRAS CLAVES

Phaseolus vulgaris l

Ascophyllum nodosumChlorella sp. y Scenedesmus sp.) Phaseolus vulgaris L

xvii

To determine the response of an extract algae fertilizer ( ) and a

biofertilizer ( And .) in the growing of the Red Valley bean

( .) a testing was installed at the Biology Center, Central University of

Ecuador. The treatments were about the foliar application with a dose: (7.5l in 1L of

water), biofertilizer, with a dose: (3'000000 cells / milliliter) and an absolute witness. The

statistical design was totally at random with three treatments and 20 observations. The

biofertilizer obtained the best averages for the evaluated variables: Height of plants,

number of flowers, number of pods, size of the pods, weight of seeds, roots length, dry

weight of roots, dry weight of an aerial part and performance. To the economic analysis

related to the cost benefit of the biofertilizer of every dollar invested was obtained and the

algae extract 20 cents.

TOPIC: Evaluation to the response of the bean ( .) to the foliar application of a fertilizer and a biofertilizer based on algae.

Author: Byron Marcelo Maila MailaMentor: Valdano Leopoldo Tafur Recalde

ABSTRACT

Phaseolus Vulgaris L

Ascophyllum nodosumChlorella sp. Scenedesmus sp


KEY WORDS: BIOFERTILIZER / MICROALGAE / GROWING PERFOMANCE / COST AND BENEFITS ANALYSIS.

UNIVERSIDAD POLITÉCNICA

SALESIANA- ECUADOR SALESIANOS

DON BOSCO

TOPIC: Evaluation to the response of the bean (Phaseolus vulgaris) to thefoliar application of a fertilizer and a biofertilizer based on algae.

ABSTRACT

To determine the response of an extract algae fertilizer (Ascophyllum nodosum)and a biofertilizer (Chlorella sp. And Scenedesmus) in the growing of the RedValley bean (Phaseolus vulgaris L) a testing was installed at the BiologyCenter, Central University of Ecuador. The treatments were about the foliarapplication with a dose: (7.5ml in 11 of water), biofertilizer with a dose:(3000000 cells/milliliter) and an absolute witness. The statistical design wastotally at random with three treatments and 20 observations. The biofertilizerobtained the best averages for the evaluated variables: Height of plants,number of flowers, number of pods, size of the pods, weight of seeds, rootslength, dry weight of roots, dry weight of an aerial part and performance. Tothe economic analysis related to the cost benefit of the biofertilizer of everydollar invested was obtained 47 cents and the algae extract 20 cents.

KEY WORDS: BIOFERTILIZER / MICROALGAEPERFORMANCE / COST AND BENEFITS ANALYSIS.

/ GROWING

INSTITUTO DE IDIOMAS

Campus El Girón, Av. 12 de Octubre N24-22 y Wilson, bloque A, Ser piso. Teléfonos: 3962 800 / 3962 900 ext. 2651Teléfono directo: 3962 875. Correo electrónico: [email protected]. Código postal 170517 Quito - Ecuador.

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C.l. 17146966/19Tran

1

1. INTRODUCCIÓN

El fréjol (Phaseolus vulgaris L.) es nativo de América, principalmente de México en donde se obtiene cerca del 35% de la producción mundial. Se desarrolla en climas cálidos y templados, bajo condiciones ecológicas muy variables, de las cuales ha resultado la selección y desarrollo de una gran cantidad de genotipos cultivados con características muy diferentes. Esta especie es sensible a la humedad ambiental, pues le afecta el frío y los cambios bruscos de temperatura; no es muy exigente en cuanto al suelo, es altamente susceptible a enfermedades, las mismas que limitan la productividad, especialmente en los trópicos (Mazón, 2009).

En Ecuador, es una de las principales fuentes de proteína y carbohidratos para la población urbana y rural, especialmente para las familias de escasos recursos económicos, que no pueden acceder fácilmente a proteínas de origen animal. Desde el año 2000 al 2012, la producción nacional de fréjol tierno en el Ecuador se incrementó en 82.42%, debido a la creciente demanda de este producto por ser considerado como un alimento básico en la dieta de la población. En el censo del año 2000 se reportó una producción de 8.45 mil toneladas y en la encuesta del 2012 (ESPAC-INEC) se incrementó a 15.92 mil toneladas, registrando así una tasa de crecimiento promedio anual de 11.64%. Mientas que, en este mismo periodo de tiempo la producción nacional de fréjol seco registró una disminución de 44.65%. En el censo del año 2000 se reportó una producción de 18 mil toneladas y en la encuesta del 2012 (ESPAC-INEC) se redujo a 9.99 mil toneladas. El censo del año 2000 reveló una superficie cosechada de fréjol tierno de alrededor de 13.6 mil hectáreas, que comparadas con las 30 mil hectáreas de la encuesta del 2012 (ESPAC-INEC) significa un aumento del 122%. En este mismo periodo la productividad disminuyó en un 15% (de 0.62 a 0.53 tm/ha). A su vez, en el censo del año 2000 se registró una superficie cosechada de frejol seco de alrededor de 89.7 mil hectáreas, mientras que en la encuesta del 2012 (ESPAC-INEC) se reportó una superficie de 35 mil hectáreas, lo que significa una reducción de 61%. Cabe destacar, que en este mismo período la productividad aumento en un 42% (de 0.20 a 0.28 tm/ha) (SINAGAP, 2012).

Los principales problemas para la producción de fréjol están relacionados con la alta incidencia de enfermedades y plagas, que se agravan por el uso generalizado de semilla de variedades regionales susceptibles, lo cual exige un alto uso de agroquímicos para su manejo con consecuencias negativas como la alta exposición y riesgo de los trabajadores a intoxicaciones, la contaminación del medio ambiente con estos productos y los riesgos de que el fréjol producido bajo estas condiciones pueda contener residuos tóxicos en niveles superiores a los permitidos. Esto ha elevado los costos de producción y es una de las causas de la pérdida de competitividad (Arias, Martinéz, & Carmona, 2007).

De acuerdo con esta problemática las tendencias actuales sugieren el empleo de estrategias de producción como el manejo integrado de plagas, el manejo integrado de cultivos, la producción limpia mediante el uso de abonos orgánicos y biofertilizantes, la producción ecológica, y la producción con Buenas Prácticas Agrícolas (BPA) (Arias, Martinéz, & Carmona, 2007).

Los biofertilizantes y bioestimuladores representan un componente vital de los sistemas agrícolas sustentables, constituyendo un medio económicamente atractivo y ecológicamente aceptable, permitiendo reducir los insumos externos y mejorar la cantidad y calidad de los recursos internos, mediante la utilización de microorganismos del suelo debidamente seleccionados, capaces de aportar a los cultivos nitrógeno fijado de la atmósfera, fósforo transformado a partir del que está fijado en el suelo y sustancias fisiológicamente activas que, al interactuar con la planta, ocasionan una mayor activación del metabolismo vegetal (Hurtado & López, 2013).

2

Entre los beneficios del uso de microorganismos en la agricultura están su capacidad de fijar nitrógeno atmosférico, la descomposición de residuos orgánicos, la desintoxicación de plaguicidas, la supresión de enfermedades en las plantas, el aporte de nutrientes al suelo y la producción de compuestos bioactivos como vitaminas y hormonas que estimulan el crecimiento de las plantas (Terry, Leyva, & Annia, 2005).

Una de las técnicas de biofertilización empleando extractos de microalgas, se presentan como alternativas potenciales dados sus contenidos micro y macro nutrientes, y otros compuestos de interés para el desarrollo de cultivos, como aminoácidos y sustancias promotoras de crecimiento (Stirk, 2002).

En estudios llevados a cabo en la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Central del Ecuador, se realizó una investigación dirigida a probar la utilidad que tiene las microalgas en el campo de la agricultura; siendo estas utilizadas como biofertilizantes en cultivos hortícolas bajo invernadero, este tipo de alternativas puede contribuir a reducir el impacto ambiental y direccionarnos hacia una agricultura sustentable (Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación, 2012) considera que las microalgas es una actividad que contribuye a la utilización eficaz de los recursos naturales, a la seguridad alimentaria y al desarrollo económico, con un limitado y controlable impacto sobre el medio ambiente (Fierro, 2015).

Además las microalgas mejoran el suelo y vigorizan las plantas, incrementando los rendimientos y la calidad de las cosechas, por lo que en la medida que esta práctica se extienda irá sustituyendo el uso de los productos químicos de síntesis orgánicos, favoreciendo así una agricultura sostenible (Fierro, 2015). El presente trabajo de investigación estuvo enfocado en evaluar el efecto de la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas, en el cultivo de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) INIAP Rojo del valle, a través de mediciones fisiológicas y de rendimiento.

3

OBJETIVOS

Objetivo general Evaluar la respuesta del cultivo de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) INIAP Rojo del valle a la aplicación foliar de un biofertilizante con base en algas: (Chlorella sp. asociada con Scenedesmus sp.) y un fertilizante (Seaweed extract) extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum).

1.1.2 Objetivos específicos

Evaluar las variables agronómicas del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a la aplicación foliar del biofertilizante con base en algas: (Chlorella sp. asociada con Scenedesmus sp.) y un fertilizante (Seaweed extract) extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum).

Realizar un análisis económico comparativo entre el producto comercial (Seaweed extract) extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum). frente a un biofertilizante con base en algas: (Chlorella sp. asociada con Scenedesmus sp.).

.

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2. REVISIÓN DE LITERATURA

CULTIVO DE FRÉJOL

Generalidades El fréjol (Phaseolus vulgaris L.), es considerado como una fuente importante de proteína en América Latina, en especial en las regiones donde existen estratos económicos bajos, llegando al 22% dependiendo de la variedad, siendo más barata al compararla con la de origen animal. El Fréjol (Phaseolus vulgaris L.), puede mejorar la fertilidad del suelo porque un microorganismo llamado rizobia conjuntamente con la raíz del fréjol puede convertir el nitrógeno del aire en una forma que es útil para las plantas (Escobar, 2015). El fréjol es una especie dicotiledónea, de la familia de las fabáceas cuyo nombre científico es Phaseolus vulgaris. Es una de las leguminosas que más se consumen en los países de Latinoamérica (MAGAP, 2005). En el país se cultivan dos tipos de fréjol: arbustivos y volubles. Los arbustivos se siembran en valles de la sierra y en la región costa, son de ciclo corto y están orientados mayormente al cultivo comercial. Los volubles de otra forma se siembran a lo largo de callejón interandino, en asociación con maíz principalmente y bajo el sistema de espaldera o tutores, son tardíos y están destinados en su mayoría al autoconsumo, sin embargo tienen gran diversidad y generalmente posee alta variabilidad genética. Los mejoradores tienen interés en los frejoles arbustivos y han desarrollado variedades comerciales como INIAP 414 Yunguilla, INIAP 418 Jema, INIAP 427 Libertador, INIAP 430 Portilla, INIAP 481 Rojo del Valle, INIAP 420 Canario del Chota, además desarrollaron variedades comerciales volubles como INIAP 412 Toa, INIAP 426 Siete Colinas, INIAP 421 Bolívar y Cargamanto. Según el Instituto Nacional de Estadísticas y Censos (INEC) para el 2012, la superficie nacional sembrada de fréjol (arbustivos y volubles) fue de 38 158 ha y la superficie cosechada de fréjol seco fue de 35 108 ha; es decir se pierden 3 050 ha (8.0 %). Entre las áreas de producción de fréjol se encuentra la provincia de Imbabura, la superficie sembrada fue de 1 711 ha y la superficie cosechada de fréjol seco fue de 1 546 ha; es decir se pierden 165 ha (9.6 %). Se asume que gran parte de la superficie perdida se debe a la presencia de enfermedades. (Lépiz, Peralta, Minchala, & Jimenéz, 1995).

2.1.2 Clasificación taxonómica: Clasificación taxonómica del fréjol se detalla de la siguiente manera según (Valladares, 2010). Reino: Plantae División: Magnoliophyta Clase: Magnoliopsida Subclase: Rosidae Orden: Fabales Familia: Fabaceae Subfamilia: Faboideae Tribu: Phaseoleae Subtribu: Phaseolinae Género: Phaseolus Sección: P. sect. Phaseolus Especie: P. vulgaris Nombre binomial: Phaseolus vulgaris L. Nombres comunes: fréjol, fríjol, poroto, habichuela, judía, ejote, alubia, caraota.

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2.1.3 INIAP 481 ROJO DEL VALLE Origen: La variedad INIAP 481 Rojo del Valle proviene de la cruza entre SEL 1308/Red Hawk/Red Hawk/Je.Ma./Paragachi/Paragachi, realizada en el año 2002 en Michigan State University (EEUU). De esta cruza se generó la línea TP6 de fréjol arbustivo de color de grano rojo moteado de hábito de crecimiento tipo 2 (con guía pequeña). La variedad se encuentra registrada en el Departamento Nacional de Recursos Fitogenéticos (DENAREF) del INIAP con el código ECU-17995 (Peralta, Murillo, Mazón, Pinzón, & Villacrés, 2013).

2.1.3.1 Características importantes:

2.1.3.1.1 Morfológicas

Hábito de crecimiento: Indeterminado tipo II (con guía pequeña)

Altura de planta (cm): 45 a 50

Color de flor: Blanca

Color de grano seco: Rojo moteado con crema

Color de grano tierno: Blanco/rosado

Tamaño del grano seco: Grande

Forma del grano: Arriñonado Largo de la vaina (cm): 11 a 13

2.1.3.1.2 Agronómicas

Días a floración (dds)*: 45 a 52

Días a madurez fisiológica (dds): 85 a 95

Días a cosecha en seco (dds): 100 a 110

Número de vainas por planta: 10 a 12

Número de granos por vaina: 4 a 5

Peso de 100 granos secos (g): 40 a 45

Peso hectolítrico (kg/hl): 70 a 75 *= días después de la siembra

Adaptabilidad a los ambientes de valles y estribaciones (1400 a 2400 m.s.n.m.).

Buen rendimiento en grano seco: 1437 kg/ha (32 qq/ha) en promedio.

Con buen manejo agronómico: uso de semilla de buena calidad, abonamiento al suelo, control de malezas, deshierba, aporque oportuno, control de plagas y enfermedades (mustia, bacteriosis) y buena humedad en el suelo, los rendimientos en grano seco van de buenos a muy buenos en los valles de Chota, Mira y en Urcuquí (1072 kg/ha a 1802 kg/ha).

Demanda nacional para consumo directo en grano seco o tierno y para el mercado externo.

2.1.3.1.3 Manejo del cultivo

Época de siembra: febrero a marzo y septiembre a octubre

Cantidad de semilla por hectárea: 90 kg

Distancia entre surcos: 60 cm

Distancia entre sitios: 30 cm

No de semillas por sitio: 3

Fertilización: 200 kg (4 sacos) de 11-52-00 de N y P2O5 o 4 a 5 t de gallinaza por ha y 1 kg/ha

de quelatos de zinc a la floración y llenado de vainas.

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2.1.3.1.4 Reacción a enfermedades importantes:

Resistente a enfermedades: roya (Uromyces appendiculatus) y pudriciones de raíz (Fusarium oxysporum). Resistente a plagas: lorito verde (Empoasca kraemeri) y trips.

2.1.3.1.5 Características nutricionales de fréjol en grano seco.

En el siguiente cuadro se detalla la base nutricional en grano seco de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), variedad INIAP 481 Rojo del Valle.

Cuadro 1. Características nutricionales (en base seca)

Humedad (%): 12,62 Hierro (ppm): 41

Fibra (%): 5,14 Proteína (%): 25,50

Cenizas (%): 4,02 Zinc (ppm): 33

Carbohidratos (%): 64 Grasa (%): 1,35

Fuente: (INIAP, 2012)

2.2 FERTILIZACIÓN DEL CULTIVO DE FRÉJOL La recomendación general para su fertilización según la Estación Experimental Santa Catalina del INIAP es aplicar a la siembra, 200 kg. hectárea de 18-46-00 (4 sacos), que equivale a 36 y 92 kg. /ha de N y P2O5, respectivamente. El fréjol tiene una excelente respuesta al uso de quelatos de zinc, aplicados en floración y llenado de vainas; en dosis de 2 kg. /ha, en cada estado del desarrollo (Peralta, Murillo, Mazón, Pinzón, & Villacrés, 2013).

2.2.1 FERTILIZACIÓN ORGÁNICA Se define como abono orgánico a todo material de origen animal o vegetal (compost, estiércoles, abono natural, hojas podridas e incluso basuras), que pueda ser descompuesto por la acción de microbios y el trabajo del ser humano, incluyendo además al estiércol de las lombrices y el de millones de hongos, bacterias y actinomicetos que ayudan a mantener la fertilidad del suelo (Tellez, 2003). La incorporación de materia orgánica promueve la biodiversidad de microorganismos, pues de estos depende que los nutrientes queden disponibles para las plantas, existiendo una estrecha relación entre suelo, planta y el balance del agro ecosistema en general, dependiendo del equilibrio que haya entre los elementos vivos y no vivos del suelo (Acuña & Torres, 2002). El objetivo de esta fertilización cosiste en efectuar los aportes necesarios para que el suelo sea capaz, por medio de los fenómenos físicos-químicos y bioquímicos que tienen lugar en su seno, proporcionar a las plantas una alimentación suficiente y equilibrada (Suquilanda, Producción Orgánica de Hortalizas en la Sierra Norte y Central del Ecuador, 2003).

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2.2.2 FERTILIZACIÓN FOLIAR La "fertilización foliar", llamada también epigea, no radicular, extra-radical, consiste en aportar nutrientes a las plantas a través de las hojas, básicamente en disoluciones acuosas. (Trinidad & Manjarrez, 1999).Según (Guaras, 2008), señala que la fertilización o abonamiento foliar consiste en aplicar sustancias fertilizantes mediante la aspersión al follaje con soluciones nutritivas (Narváez, 2008), menciona que la fertilización foliar es una aplicación suplementaria de nutrientes a las plantas, que no puede reemplazar total o parcial a una fertilización de fondo. El objetivo de esta práctica es estimular el crecimiento de las plantas acelerando su actividad. De esta forma, las raíces de las plantas pueden absorber más nutrientes del suelo y además favorecer el traslado de nutrientes acumulados en el interior de la planta para la formación de nuevos tejidos y frutos. Es factible alimentar a las plantas vía foliar particularmente para corregir deficiencias de elementos menores y en el caso de elementos mayores, N–P–K, es necesario recalcar que el abonamientos foliar solamente puede ser complementario y en ningún caso puede sustituir la fertilización al suelo; debido a que las dosis de aplicación por vía foliar son muy pequeños en relación a las exigencias del cultivo. La fertilización foliar es una forma eficiente y rápida de aportar nutrientes al cultivo, su empleo reduce la cantidad de fertilizante y el riesgo de contaminación ambiental y pérdidas económicas. Adecuados niveles complementan una mejor reacción de la planta a las adversidades. Su propósito es activar y estimular el crecimiento. De esta forma, las raíces de las plantas pueden absorber más nutrientes del suelo y favorecer el traslado de nutrientes acumulados en el interior de la planta para la formación de nuevos tejidos y frutos (Hartman, Sinclair, & Rupe, 2000). Los nutrientes disueltos en los fertilizantes foliares penetran en las hojas por los estomas y la cutícula misma, así como también por los espacios sub microscópicos. La velocidad de absorción es tal que la mayor parte penetra en el transcurso de varias horas de un día y dependerá del tipo de nutriente y las condiciones ambientales (Verdezoto, 1995).

2.3 REQUERIMIENTOS DE NUTRIENTES DE FRÉJOL El nitrógeno es un elemento muy importante en el cultivo de fréjol pero se debe recordar que el cultivo es capaz de tomarlo del aire mediante los nódulos en su raíz con bacterias del género rhizobium. Si requiere aplicación de N, este se lo realiza en dos etapas a la siembra un 50% y el resto a los 30 días. También necesita cantidades pequeñas de fósforo; sin embargo, este elemento, en la mayoría de los casos, no se encuentra disponible en el suelo. Para lo cual debemos incorporarlo de manera ordenada y suficiente en el suelo. El cultivo tiene necesidades grandes de potasio y calcio y requiere de una relación K: Ca de 15:1 en la parte apical. Estos elementos y otros se pueden suplir por medio del abonamiento con fórmulas comerciales. (CASTAÑEDA, 2000).

2.3.1 MACRONUTRIENTES

Llamados también elementos mayores, son nutrientes que las plantas necesitan en grandes cantidades, son indispensables para la formación de las células que conforman los diferentes tejidos y órganos de las plantas. Dentro del grupo de los macronutrientes, necesarios que requiere las plantas son: nitrógeno, fósforo, potasio, calcio y magnesio (Ballesteros, 2011).

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2.3.1.1 Nitrógeno

El nitrógeno (N) favorece el crecimiento vegetativo, produce suculencia, da el color verde a las hojas, gobierna en las plantas el uso de potasio, fósforo y otros elementos. El N presente en el suelo bajo formas orgánicas tampoco está disponible como tal para las plantas, sino que para ser absorbido tiene que pasar a formas inorgánicas. El N inorgánico representa un 2% del N total del

suelo, encontrándose en formas de nitrato (NO3-), amonio (NH4

+) y nitrito (NO2-). Estas formas

inorgánicas son transitorias en el suelo, por lo cual las cantidades de N inorgánico del suelo son extremadamente variables, pudiendo existir desde unos pocos gramos hasta más de 100 kg.ha-1 de N. Debido a que ésta es la forma en que el N es absorbido por las plantas, el N inorgánico es muy importante para la nutrición vegetal (Perdomo, 2000).

2.3.1.2 Fósforo

El fósforo (P) es un nutriente esencial para el crecimiento de las plantas y su funcionamiento, interviene en la dinámica del suelo, fisiología del cultivo, interviene en numerosos procesos bioquímicos a nivel celular, contribuye a las raíces y a las plántulas a desarrollarse rápidamente y mejora su resistencia a las bajas temperaturas, incrementa la eficiencia del uso del agua, contribuye a la resistencia de algunas plantas a enfermedades (Munera, 2012).

El fósforo orgánico, cuyo porcentaje varía entre un 20 % y un 70 %, está presente combinado con los ácidos húmicos del suelo o como parte integrante de moléculas orgánicas fitina, cefálina, ácidos nucleicos. El fósforo inorgánico procede de la descomposición y transformación del fósforo orgánico realizada por diferentes bacterias y hongos. Podemos encontrarlo: • Fósforo (P) insoluble: iones ortofosfato trivalente. • Fósforo (P) soluble: iones ortofosfato bivalente, monovalente.

2.3.1.3 Potasio

El potasio (K) cumple funciones trascendentes en la fisiología de las plantas. Actúa a nivel del proceso de la fotosíntesis, en la translocación de fotosintatos, síntesis de proteínas, activación de enzimas claves para varias funciones bioquímicas, mejora la nodulación de las leguminosas. Asimismo, una buena nutrición potásica aumenta la resistencia a condiciones adversas como sequías o presencia de enfermedades (Jaurixje, 2013). Se debe aplicar a la siembra a chorro continuo al fondo del surco y cubrir con una capa delgada de tierra. En suelos arenosos o franco arenosos con alto potencial de pérdida de K, por lixiviación, se recomienda fraccionar la aplicación, la mitad a la siembra y la otra mitad al medio aporque, en banda lateral, a 10 cm de las plantas (PUMISACHO & SHERWOOD, 2002).

2.3.1.4 Calcio

El calcio (Ca) tiene la función formar la pared celular, indispensable en el funcionamiento y estructura de la membrana celular. Se transporta en la planta principalmente a través del xilema, junto con el agua, por lo tanto, la absorción de Ca, está directamente relacionada con la tasa de transpiración de la planta. La absorción de calcio por la planta es pasiva y no requiere energía. El calcio es absorbido por las plantas en forma del catión Ca++, estimula el desarrollo de las raíces y de las hojas, forma compuestos de las paredes celulares, ayuda a reducir el nitrato (NO 3

- ) en las plantas, activar varios sistemas de enzimas, neutralizar los ácidos orgánicos en la planta e influye indirectamente en el rendimiento al reducir la acidez del suelo. Esto reduce la solubilidad y toxicidad del manganeso, cobre y aluminio, es requerido en grandes cantidades por las bacterias fijadoras de Nitrógeno (FORTALEZA, 2009).

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2.3.1.5 Magnesio

El Magnesio (Mg) ocupa la posición central de la molécula de la clorofila, siendo que es un pigmento verde de la planta que interviene en la producción de materia orgánica utilizando la energía solar. De hecho, un adecuado suministro de Mg a las plantas intensifica claramente la actividad fotosintética de las hojas (Robinson, 2010). Proviene de minerales como biotita, hornablenda, dolomita y clorita, está sujeto a intercambio catiónico, se encuentra en la solución del suelo y se absorbe en las superficies de las arcillas y la materia orgánica, los suelos generalmente contienen menos Mg que Ca debido a que el Mg no es absorbido tan fuertemente como el Ca por los coloides del suelo y puede perderse más fácilmente por lixiviación (Andina, 2002).

2.3.2 MICRONUTRIENTES

Llamados también elementos menores, son los que las planta necesitan en pequeñas cantidades, pero aun así forman parte de las sustancias claves para su crecimiento y desarrollo, pero su deficiencia puede causar disminución en el crecimiento y producción de las plantas cultivables

(Ballesteros, 2011). A continuación, se presenta de manera muy general las principales funciones de los seis micronutrientes:

2.3.2.1 Zinc (Zn):

Interviene en la formación de hormonas que afectan el crecimiento de las plantas. Participa en la formación de proteínas. Si no hay una cantidad adecuada de Zinc en la planta, no se aprovechan bien el Nitrógeno ni el Fósforo. Favorece un mejor tamaño de los frutos (Ballesteros, 2011). En Zinc se encuentra en suelos y rocas en la forma divalente Zn 2+. El contenido de Zinc soluble aumenta al disminuir el pH y viceversa. El carbonato de calcio también reduce fuertemente su disponibilidad. El encalado excesivo produce una deficiencia del elemento. Es adsorbido de una forma intercambiable por los minerales y la materia orgánica del suelo. Se puede fijar sobre ciertos minerales como la bentonita, kaolinita, moscovita, biotita, arcilla magnética y vermiculita, bajo esa forma no es aprovechable por las plantas. En la fracción mineral de los suelos el Zinc se encuentra principalmente en minerales ferromagnéticos, tales como la biotita, magnetita, hornblenda y sulfuro de cinc (ZnS). Muchos de estos minerales son meteorizados y el Zinc liberado se absorbe probablemente a los coloides, como un catión divalente (Zn 2+) o forma complejos con la materia orgánica (HERNÁNDEZ, 2002).

2.3.2.2 Boro (B):

Se relaciona con el transporte de azúcares en la planta. Afecta la fotosíntesis, el aprovechamiento del Nitrógeno y la síntesis de proteínas. Interviene en el proceso de floración y en la formación del sistema radicular de la planta y regula su contenido de agua (Ballesteros, 2011).

2.3.2.3 Hierro (Fe):

Es necesario para la formación de la clorofila, es un constituyente importante de algunas proteínas y enzimas. Es catalizador en los procesos de oxidación y reducción de la planta (Ballesteros, 2011).

2.3.2.4 Cobre (Cu):

Catalizador para la respiración y constituyente de enzimas. Interviene en el metabolismo de carbohidratos y proteínas y en la síntesis de proteínas (Ballesteros, 2011).

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2.3.2.5 Manganeso (Mn):

Influye en el aprovechamiento del nitrógeno por la planta, actúa en la reducción de los nitratos. Importante en la asimilación del anhídrido carbónico (fotosíntesis) y en la formación de caróteno, riboflavina y ácido ascórbico (Ballesteros, 2011).

2.3.2.6 Molibdeno (Mo):

Es importante en la síntesis de proteínas y en la fijación simbiótica del Nitrógeno. También ha sido asociado a los mecanismos de absorción y traslación del hierro (Ballesteros, 2011).

2.4 MECANISMO DE ABSORCIÓN. Según (Ortega, 2000), señala que las plantas tienen capacidad de ser nutridas o estimuladas y absorber elementos nutritivos minerales que se les aplica a las hojas y a otros órganos aéreos. Los elementos nutritivos como son N, P y K, son absorbidos por la planta y movilizados con rapidez hacia los puntos de crecimiento, tanto en tallos como en raíces, así como hacia los frutos. Una fertilización foliar de plantas en buen estado puede activar el metabolismo de ellos, incrementando así el aprovechamiento de los nutrientes del suelo. La absorción foliar de nutrimentos es un proceso de múltiples pasos, e involucra la absorción superficial, penetración pasiva a través de la cutícula y absorción activa por las células de las hojas debajo de la cutícula. La cutícula foliar es más permeable a los cationes que a los aniones. La hidratación de la cutícula permite que ésta se expanda, apartando las concreciones cerosas sobre su superficie y facilitando con ello la penetración (Melgar, 2005).

Una vez que los nutrimentos pasan la cutícula, se encuentran con las membranas celulares de la epidermis, que presentan prolongaciones plasmáticas o hectocítidos, antiguamente llamados ectodermos. Los ectocítodos son espacios interfibrilares que aparecen en las paredes celulares que rodean espacios llenos de aire. Los ectocítodos forman un continuo que se extiende desde la parte externa de las membranas celulares hasta el límite interno de la cutícula, sin penetrar en ella. Cuando los nutrimentos se encuentran en los ectocítodos, son translocados a las células epidérmicas por un proceso complejo de difusión y mediante gasto de energía metabólica (Melgar, 2005). Los agentes humectantes favorecen la absorción al disminuir la tensión superficial de las gotas, mientras que los agentes activos pueden desplazar el aire que se encuentra en los estomas permitiendo la entrada de los nutrientes. La característica principal del abono foliar es que sea muy soluble en agua y que no cause efecto fitotóxico (Melgar, 2005). Según (MONÓMEROS, 1989), el proceso de absorción de nutrientes por vía foliar tiene lugar en tres etapas:

Primera etapa: Las sustancias nutritivas aplicadas a la superficie penetran la cutícula y la pared celular por difusión libre.

Segunda etapa: Las sustancias son absorbidas por la superficie de la membrana plasmática.

Tercera etapa: Las sustancias pasan al citoplasma a través de un proceso metabólico.

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2.4.1 Velocidad de absorción Según (Verdezoto, 1995), señala que la velocidad de absorción de los nutrientes por vía foliar es variable ya que depende de varios factores, siendo los principales:

El tipo de nutriente o nutrientes involucrados.

La especie vegetal cultivada.

El ión acompañante.

Las condiciones ambientales: Temperatura, humedad relativa, incidencia de lluvia, etc.

Condiciones tecnológicas de la aspersión.

(Bertsch, 1995), manifiesta, que según su movilidad los nutrientes se agrupan de la siguiente manera:

Movilidad muy alta: Nitrógeno, potasio y sodio.

Movilidad alta: Fósforo, cloro y azufre.

Movilidad mediana/escasa: Zinc, cobre, hierro, molibdeno, manganeso.

Movilidad muy escasa: Boro, magnesio y calcio.

Según (Ortega, 2000), menciona que las experiencias prueban que la absorción comienza a los tres segundos de mojar las hojas con la solución nutritiva, siendo absorbida con mayor velocidad y en mayor proporción que la fertilización al suelo. La velocidad de absorción es mayor en las hojas y tejidos jóvenes, varía con la especie vegetal y el elemento químico absorbido. La absorción es proporcional al área foliar.

2.4.2 Translocación (Verdezoto, 1995), manifiesta que las sustancias nutritivas se mueven dentro de la planta utilizando las siguientes vías:

La corriente de transpiración del xilema.

Las paredes celulares.

El floema y otras células vivas.

Los espacios intercelulares. (Ortega, 2000), señala que los nutrientes pueden movilizarse después de haber sido absorbidas por las raíces o por las hojas a través de:

El xilema, está constituido por células muertas, por lo tanto es poco afectado por las actividades metabólicas. Los productos aplicados al suelo se mueven principalmente de esta manera.

El floema, puede movilizar los nutrientes hacia el ápice o hacia la raíz, siendo el principal medio de transporte para los materiales aplicados a las hojas, las sustancias se mueven principalmente a través del citoplasma.

El movimiento por el floema se realiza de lugares de síntesis de compuestos orgánicos a lugares de utilización.

Según (Verdezoto, 1995), indica que la principal vía de translocación de los nutrientes aplicados al follaje es por el floema.

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El movimiento de célula a célula ocurre a través del protoplasma, por las paredes o espacios intercelulares. El movimiento por el floema toma lugar desde la hoja, donde se sintetizan los compuestos orgánicos, hacia los lugares de utilización o almacenamiento. En consecuencia, las soluciones nutritivas aplicadas al follaje no se moverán hacia otras estructuras de la planta hasta tanto se produzca movimiento de sustancias orgánicas resultantes de la fotosíntesis.

2.5 FISIOLOGÍA DE LA ASIMILACIÓN FOLIAR La absorción foliar de nutrimentos es un proceso de múltiples pasos, e involucra la absorción superficial, penetración pasiva a través de la cutícula y absorción activa por las células de las hojas debajo de la cutícula. La cutícula foliar es más permeable a los cationes que a los aniones. La hidratación de la cutícula permite que ésta se expanda, apartando las concreciones cerosas sobre su superficie y facilitando con ello la penetración (Melgar, 2005). La penetración de los abonos a través de las hojas tiene lugar de día y de noche por las dos caras de las mismas, pero se realiza con más intensidad por el haz, sin que en ello tenga intervención alguna la apertura y cierre de los estomas. Se verifica también por los tallos, flores, frutos, cortezas de ramas y troncos (Ortega, 2000) . Según (MONÓMEROS, 1989), menciona que la ruta seguida por las sustancias que penetran desde la superficie de las hojas a los protoplasmas de las células de la epidermis, se efectúa a través de tres sitios:

2.5.1 La cutícula.- Está presente no solamente en la superficie de las células de la epidermis, sino también en la superficie de las células del mesófilo y empalizada dentro de la hoja. Está constituida principalmente por ácidos grasos polimerizados, ésteres y jabones La cutícula puede ser penetrable vía espacios intermoleculares. La penetración de los iones es determinada por la clase de carga, absorbilidad y radio iónico. El mecanismo de penetración de la cutícula es un proceso físico de difusión, siendo más lenta en membranas aisladas que en tejidos intactos (MONÓMEROS, 1989).

2.5.2 La pared celular.- Es un componente típico de las células eucarióticas vegetales. Entre las embriofitas (plantas terrestres), las únicas células que no la tienen son los gametos masculinos y a veces los gametos femeninos. En las células vivas las paredes tienen un papel importante en actividades celulares tan significativas como absorción, transpiración, secreción y reacciones de reconocimiento, como en los casos de germinación de tubos polínicos y defensa contra bacterias u otros patógenos. Son persistentes y se preservan bien, por lo cual se pueden estudiar fácilmente en plantas secas y también en los fósiles. Inclusive en células muertas las paredes celulares son funcionales. Así, en los árboles, la mayor parte de la madera y la corteza está formada sólo de paredes celulares, ya que el protoplasto muere y degenera. En la corteza las paredes celulares contienen materiales que protegen las células subyacentes de la desecación. En la madera las paredes celulares son gruesas y rígidas y sirven como soporte mecánico de los órganos vegetales (Silva, 2014). Está constituido por una capa extrema de pectina y una interna de fibras celulósicas embebidas en pectina y otros polisacáridos no celulósicos. El mecanismo de penetración a través de la pared celular debe ser de difusión (MONÓMEROS, 1989).

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2.5.3 Membrana protoplasmática.- Compuesta por una capa de naturaleza grasosa entre dos capas proteínicas, el paso de sustancias por difusión se realiza a través de los poros que tiene la capa grasosa, las cuales son solubilizadas y transportadas dentro de la membrana (MONÓMEROS, 1989).

2.6 FACTORES QUE DETERMINAN LA EFICIENCIA DE LA FERTILIZACIÓN FOLIAR La eficiencia de una aspersión de nutrientes generalmente se evalúa en relación con su penetración y tasa de disponibilidad, reducción de fitotoxicidad , la capacidad de corrección de la eficiencia, la tasa de procesos fisiológicos, el efecto sobre el rendimiento y los parámetros de calidad (Fernández & Eichert, 2009).

Según (MONÓMEROS, 1989), indica que varios factores influyen en esta práctica y que es necesario conocer y en ciertos casos controlar para asegurar respuestas favorables, estos factores son:

2.6.1 Factores de la planta.- Destacan aquellos que influyen en la penetración de los nutrientes al follaje, tales como las características de la cutícula en lo pertinente a grosor y permeabilidad, también el número y distribución de los estomas, vellosidad o pubescencia de la superficie foliar, ángulo de inserción de las hojas, edad, turgencia y humedad de las hojas. El nivel nutricional y el estado fenológico de la planta también influyen (MONÓMEROS, 1989).

2.6.2 Factores ambientales.- Este es un grupo amplio y por lo general no controlable como la temperatura, luminosidad y fotoperiodo, humedad, sequía, hora del día, succión osmótica del suelo y la fertilidad del suelo (MONÓMEROS, 1989).

2.6.3 Factores tecnológicos de la aplicación.- Son factores controlables y de gran importancia que se encuentran estrechamente vinculados con los elementos ya descritos. Entre los principales se destacan: Tipo de solución nutritiva, concentración de la solución, dosis de aplicación, técnica de aplicación, pH de la solución, polaridad e higroscopicidad, sales utilizadas, relación nutricional, penetrante, humectante y adherente que se usen (MONÓMEROS, 1989).

2.7 LIMITACIONES DE LA FERTILIZACIÓN FOLIAR Según (MONÓMEROS, 1989), menciona que existen ciertos factores que limitan la aplicación foliar del nutriente, entre los principales se pueden señalar los siguientes:

2.7.1 Riesgo de fitotoxicidad: Se presenta al utilizar altas concentraciones de soluciones nutritivas, donde las especies vegetales están expuestas a daños por quemazón del follaje (MONÓMEROS, 1989).

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2.7.2 Dosis limitadas de macro elementos:

Para evitar la fitotoxicidad se determina que las dosis de aplicación sean muy bajas en relación con los requerimientos de elementos mayores, por esta razón, el suministro de nutrientes por vía foliar es complementaria y nunca sustitutivo de la fertilización radicular (MONÓMEROS, 1989).

2.7.3 Requiere de un buen desarrollo foliar: La nutrición foliar resulta de la interacción entre el follaje y la solución nutritiva; por lo cual, la efectividad de la absorción de nutrientes será directamente proporcional al área foliar disponible. En estados tempranos de desarrollo del cultivo, cuando el área foliar es aún muy limitada y el suministro de nutrientes es importante, se espera que el abonamiento foliar sea poco efectivo (MONÓMEROS, 1989).

2.7.4 Lenta absorción: Varios elementos como el fósforo son absorbidos incluso hasta en cinco días; mientras que, otros son absorbidos en cuestión de horas como el nitrógeno, que puede ser usado por la planta en un lapso de una a dos horas (MONÓMEROS, 1989).

2.7.5 Pérdidas considerables en la aspersión: Debido a la lentitud con que penetran los nutrientes, estos pueden ser lavados del follaje por la lluvia, arrastre por el viento o por acción de la gravedad. Cuando la planta es pequeña y dispone de poco follaje se estima que solo del 10 al 30% es usado por la planta. Por esta razón, es necesario el uso de aditivos que consigan una buena adherencia y mejor penetración de las sustancias nutritivas

(MONÓMEROS, 1989).

2.7.6 Fertilización foliar correctiva o preventiva.- Tiene como objetivo corregir las deficiencias de micronutrientes, los cultivos de ciclo corto y de variedades precoces no presentan síntomas visibles de deficiencia, a menos que se haga un análisis químico previo (MONÓMEROS, 1989). Es aquella en la cual se suministran elementos para superar deficiencias evidentes, generalmente se realiza en un momento determinado de la fenología de las plantas y su efecto es de corta duración cuando las causas de la deficiencia no son corregidas (BOARETTO & ROSOLEM, 1989).

2.7.7 Fertilización foliar sustitutiva.- Se pretende suplir las exigencias del cultivo exclusivamente por vía foliar, un buen ejemplo es el manejo del cultivo de la piña. En la mayoría de los casos es poco factible suplir a las plantas con todos sus requerimientos nutritivos utilizando exclusivamente la vía foliar, debido a la imposibilidad de aplicar dosis altas de macro nutrimentos. En el cultivo del café con el uso de, solamente, fertilizantes foliares, sin abonamiento al suelo (seis aplicaciones por año), se ha obtenido una producción equivalente al 18% de lo que se obtiene con fertilización al suelo (BOARETTO & ROSOLEM, 1989). Se sustituye aquellos nutrientes que se lixivian por el suelo (MONÓMEROS, 1989).

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2.7.8 Fertilización foliar complementaria.- Complementa la fertilización base ya que los nutrientes demandados por los cultivos son aplicados en el suelo sin embargo la aplicación foliar mejora la calidad y rendimiento (MONÓMEROS, 1989). Consiste en aplicar una fracción del abono al suelo y otra al follaje, generalmente se utiliza para suplir micro nutrimentos y es uno de los métodos más utilizados en una gran cantidad de cultivos (BOARETTO & ROSOLEM, 1989).

2.8 VENTAJAS DE LA APLICACIÓN FOLIAR DE FERTILIZANTES ORGÁNICOS (Dorliagro, 2001).

Hacen que los elementos nutricionales (Macro y micro) sean más solubles.

Confieren a los elementos movilidad tanto en el suelo como en los tejidos de la planta con mayor eficacia.

Los elementos mayores y menores son más eficientes en la planta.

Los nutrientes una vez transformados a quelatos son completamente disponibles y absorbidos por la superficie de la hoja o por el sistema radicular ya que no está fijado por los coloides del suelo o formen compuestos insolubles como fosfatos, carbonatos, hidróxidos, etc.

Los fertilizantes orgánicos foliares, son recomendados para corregir deficiencias específicas con síntomas visuales o cuando el análisis de suelo o foliar indican la falta de algún nutriente.

Los quelatos orgánicos siempre están enriquecidos y potencializados con N-P-K y elementos menores para una mejor y rápida asimilación.

2.9 FERTILIZANTES ORGÁNICOS DE ACCIÓN FOLIAR

2.9.1 Seaweed extract (extracto de algas marinas Noruega) (Ascophyllum nodosum)

Es un extracto de algas marina de Noruega este bioestimulante es considerado como una selección superlativa para uso de cultivos extendidos, en hortalizas, frutales y ornamentales. El extracto tiene más de 60 nutrientes, especialmente N – P – K además de calcio, magnesio, azufre, micronutrientes, aminoácidos, citoquininas, gibelinas y auxinas promotoras de crecimiento (GrowMore, 2013).

2.9.1.1 Análisis de contenido:

Ingredientes activos.........................................................12.00 % (Incluyendo bioestimulantes)

2.9.1.2 Macronutrientes y oligoelementos:

Nitrógeno (N)...........................................................0.10 - 0.38 % Fósforo (P2O5).........................................................0.10 - 0.20 % Potasio (K2O)...........................................................0.96 - 1.80 % Calcio (Ca)................................................................0.88 - 2.60 % Magnesio (Mg).........................................................0.41 - 0.88 % Azufre (S).................................................................1.70 - 2.00 % Cloro (Cl)..................................................................0.24 - 0.48 % Sodio (Na)................................................................0.28 - 0.40 %

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2.9.1.3 Micronutrientes:

Boro (B)................................................................9.60 - 12.0 ppm Manganeso (Mn)..................................................1.20 - 6.00 ppm Hierro (Fe)......................................................................18.0 ppm Cobre (Cu).............................................................0.48 - 1.8 ppm Cobalto (Co)...........................................................0.12 - 1.3 ppm Zinc (Zn).................................................................4.2 - 12.0 ppm

2.9.1.4 Compuestos reguladores de crecimiento:

Auxinas:..............................................0.12 - 0.14g/galón de extracto AIA:................................................……0.22 - 0.26g/galón de extracto Citoquininas:...................................... Aproximadamente 100 ppm Giberelinas: ....................................... Activas

2.9.1.5 Carbohidratos, proteínas y ácidos orgánicos:

Manitol.................................................................................1.0 % Ácido Algínico.......................................................................3.5 % Proteína cruda............................................................0.48 - 1.2 % Fibra cruda....................................................................0.6 - 1.2 % Cenizas.............................................................................2.0-2.6% Azúcares................................................................................6.0 %

2.9.1.6 Vitaminas:

VitaminaE.....................................................0.24-4.20mg/100g Tiamina.................................................................0.14 - 0.29 ppm Niacina..................................................................2.50 - 4.00 ppm Caroteno.............................................................3.00 - 10.00 ppm Ácido fólico.....................................................................0.04 ppm Biotina..................................................................0.02 - 0.09 ppm Vitamina C......................................................12.00 - 240.00 ppm Riboflavina...........................................................1.00 - 2.00 ppm

AMINOÁCIDOS EN TRAZAS: Alanina, Lisina, Arginina, Metionina, Ácido aspártico Ormitina, Citrulina, Fenilalanina, Cisteína, Prolina, Glicina, Serina, Ácido glutámico Treonina, Histidina, Triptófano, Isoleucina, Triosina, Leucina y Valina.

2.9.1.7 Dosificación en aplicación foliar para Cultivos extensivos y hortalizas:

Las hortalizas son plantas de rápido crecimiento y responden bien a las aplicaciones foliares. Usar 1 litro de SEAWEED EXTRACT en 500-1 000 litros de agua/ha. La primera aplicación comienza cuando las plantas están en el estado de 4 hojas y luego cada 14 días o como se requiera (GrowMore, 2013).

2.9.1.8 Dosificación en aplicación foliar para Viveros e invernaderos:

Las plantas hortícolas se benefician de aspersiones foliares o por sistemas de riego al suelo, lo cual da como resultado hojas de un verdor más acentuado, mejor estructura radicular, mejor floración, un mejoramiento del vigor y mayor resistencia a enfermedades (GrowMore, 2013).

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2.9.1.9 Dosificación en aplicación foliar por Aspersiones:

Usar 5 - 10 litros de extracto por 1 000 litros de agua; aplicar cubriendo completamente el follaje de las plantas (GrowMore, 2013).

2.9.2 Vigorplant Es un bioestimulante orgánico natural que ayuda a la planta a la absorción y utilización de nutrientes, obteniendo plantas más robustas que permiten una mayor producción y una mejor calidad de cosecha tanto de plantas, hortalizas y ornamentales. Que Contiene Nitrógeno, Fósforo, Potasio, micronutrientes, fitohormonas (auxinas y citoquininas), proteínas, vitaminas,

carbohidratos y aminoácidos (Dorliagro, 2001).

2.9.2.1 Aplicación

Sólo para etapa de crecimiento vegetativo. Vía foliar (hojas) por aspersión. Vía Radicular (raíces) por fertirrigación (riego).

Dosificación: Intercalar aplicación vía foliar y vía radicular. Vigorplant se comienza a usar desde el momento en que trasplantas tu planta. La dosificación es de 5ml por litro de agua, debe ser aplicado riego por medio (un riego con vigor y otro con agua) (Dorliagro, 2001).

2.9.3 Seaweed Extract Fertilizer Fertilizante orgánico del alga marina, escama del fertilizante del extracto del alga marina , es no tóxica y sin hormonas. Podría promover la absorción de componentes inorgánicos del suelo, más resistencia a las condiciones de la tensión, crecimiento vegetal, el florecimiento y el ajuste de la fruta y contiene el polisacárido rico, el fucoxanthin, los ingredientes activos y el micro elemento (magnesio, potasio, cinc, hierro) del océano. Como fertilizante orgánico soluble en agua, él uso amplio en campos de la agricultura y del jardín. Puede ser utilizada como vapor foliar o para el uso directo al suelo como biofertilizante. El alga marina se extrae con agua y entonces con el álcali bajo temperatura y presión específicas. El extracto se filtra y se concentra de las algas marrones marinas (Dorliagro, 2001).

2.9.3.1 Dosis

Un litro de Seaweed extract fertilizer por tanque de 200 litros de agua.  

Usos: Mejora la materia orgánica y el microorganismo del suelo a los suelos orgánicos deficientes. Aumenta la germinación de la semilla. Formación de la raíz. Aumenta la capacidad de anti-waterlog y de anti-enfermedades. Aumenta el florecimiento y la caída de la flor del reductor. Absorción y fotosíntesis nutritivas mejoradas. Retención creciente del fertilizante. Plantas más sanas y producciones mejoradas. 

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2.9.4 Biol Súper 5 (casero) Es un activador fisiológico, que se obtiene como producto del proceso de descomposición anaeróbica de los desechos orgánicos. También se lo define como un activador orgánico, que de acuerdo a su composición química, incide como activador de semillas, enraizamiento, follaje, floración y fructificación. (Suquilanda, Hortalizas manual para la producción orgánica, 1995).

2.9.4.1 Dosis

Mezclar de 3 a 5 litros de biol en un tanque de 200 litros de agua.

2.9.5 Evergreen Fertilizante sintético Complejo Nutricional balanceado y bioestimulante de origen vegetal, que contiene las tres principales hormonas de crecimiento de las plantas, todas presentes en una forma balanceada y que actúan como las promotoras de crecimiento y maduración de las plantas tratadas permitiendo un mejor desarrollo y producción de los cultivos (Moncayo, 1994).

2.9.5.1 Características generales

Es un complejo nutricional balanceado y bioestimulante de origen vegetal, que contiene las tres principales hormonas decrecimiento de las plantas (Giberelinas, Citoquininas y Auxinas) todas presentes en una forma balanceada y que actúan como las promotoras del crecimiento y la maduración de las plantas tratadas permitiendo un mejor desarrollo y producción de los cultivos. Posee un complejo nutricional balanceado de macro elementos: nitrógeno, fosforo y potasio; y micro elementos quelatados como son boro, cobre, hierro zinc, magnesio, manganeso y molibdeno, todos estos importantes para la alimentación y vigor de las plantas (Dorliagro, 2001). También contiene siete vitaminas de origen vegetal que ayudan a la salud de las plantas tratadas fortaleciendo su sistema inmunológico permitiéndoles soportar mejor el ataque de las diversas plagas y factores ambientales (sequia, bajas temperaturas, etc.) Todos estos elementos están formulados especialmente en una suspensión de ácido húmico de alta calidad que permite mejorar la eficiencia del producto (Dorliagro, 2001).

Beneficios de su uso Promueve el desarrollo e incrementa el vigor de las plantas tratadas. Incrementa el desarrollo radicular. Maximiza la absorción de nutrientes del suelo. Estimula precocidad, con lo que reduce el ciclo vegetativo del cultivo. Incrementa rendimiento en peso. Incrementa solidos solubles en cultivos como caña de azúcar, maracuyá, vid, fresas, etc. Uniformiza la calidad y tamaño de los frutos. Incrementa el nivel de proteína en las cosechas (alfalfa, soya y otros). En arroz, incrementa la capacidad de macollamiento. Relación costo – beneficio significativa (Dorliagro, 2001).

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2.10 BIOFERTILIZANTE

2.10.1 Definición Los biofertilizantes son insumos formulados con uno o varios microorganismos, los cuales, de una forma u otra, proveen o mejoran la disponibilidad de nutrientes cuando se aplican a los cultivos (Acuña O. , 2002). Estos biofertilizantes microbianos representan un componente vital de los sistemas sustentables, ya que constituyen un medio económicamente atractivo y ecológicamente aceptable, de reducir los insumos externos y mejorar la cantidad y calidad de los recursos internos mediante la utilización de microorganismos del suelo debidamente seleccionados, capaces de fijar nitrógeno atmosférico, solubilizar fósforo y producir sustancias fisiológicamente activas que al interactuar con la planta, desencadenan una mayor activación del metabolismo vegetal (Burdman, 2000). De manera sintética, podemos decir que los biofertilizantes son productos con base a microorganismos benéficos, que viven asociados o en simbiosis con las plantas y ayudan a su proceso natural de nutrición, además de ser regeneradores de suelo. Estos microorganismos se encuentran de forma natural en suelos que no han sido afectados por el uso excesivo de fertilizantes químicos u otros agroquímicos, que disminuyen o eliminan dicha población. Obviamente, se trata de productos que no contaminan ni degradan la capacidad productiva del suelo, por el contrario, son regeneradores de la población microbiana; asimismo, estos productos tienen una función protectora del sistema radicular de la planta contra microorganismos patógenos (Morales, 2008).

2.10.2 Ventajas de los biofertilizantes en su uso La sostenibilidad de los sistemas agrícolas a largo plazo debe fomentar el uso y manejo efectivo de los recursos internos de los agros ecosistemas. En este sentido, los biofertilizantes constituyen un componente vital de los sistemas sostenibles, ya que son un medio económicamente atractivo y aceptable de reducir los insumos externos y de mejorar la cantidad y calidad de los recursos internos (Terry, Leyva, & Annia, 2005). Uno de los elementos más valiosos que puede utilizar la agricultura ecológica es el uso de biofertilizantes, lo cual en los sistemas productivos es una alternativa viable y sumamente importante para lograr un desarrollo agrícola ecológicamente sostenible, ya que permite una producción a bajo costo, no contamina el ambiente y mantiene la conservación del suelo desde el punto de vista de fertilidad y biodiversidad (Acuña O. , 2002). Además, los biofertilizantes son considerados como “Biotecnologías apropiables” ya que son factibles dentro del desarrollo técnico científico del país; al proveer beneficios tangibles a los destinatarios finales, son ambientalmente seguras, socioeconómicamente justas y culturalmente aceptables, es decir, son biotecnologías que promueven un desarrollo sustentable (Izquierdo & Garcia, 1995). Según (Acuña O. , 2002), las ventajas del uso de los biofertilizantes en uso son: 1- Permiten una producción a bajo costo. 2- Protección del medio ambiente. 3-Mantienen la conservación del suelo desde el punto de vista de fertilidad y biodiversidad.

2.10.3 TIPOS DE BIOFERTILIZANTES Según (Acuña O. , 2002) los tipos de biofertilizantes en las que los clasifica son:

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2.10.3.1 Fijadores de nitrógeno

Estos microorganismos tienen la capacidad de transformar el N atmosférico a amonio y suministrarlo a los cultivos mediante varios procesos:

Fijación simbiótica de N Se presenta una relación mutualista entre el microorganismo (huésped) y la planta

(hospedero).

El proceso de realiza en estructuras especializadas (nódulos).

Relación leguminosa y Rhizobium.

Puede suplir de 40 a más de 300 kg de N/ha/año, dependiendo del cultivo.

Fijación no simbiótica de N Este proceso se presenta sin necesidad de una relación mutualista.

La asociación se encuentra en una amplia gama de cultivos de interés agrícola.

Dentro de los microorganismos que tienen ésta capacidad se encuentran: a. Bacterias de vida libre (Azotobacter, Azospirillum, Clostridium) b. Algas azul verdosas (Anabaena, Nostoc)

2.10.3.2 Solubilizadores de fósforo

Paso de formas orgánicas a inorgánicas, insolubles o solubles mediado por microorganismos. Esta liberación de fosfatos insolubles a formas disponibles para las plantas se obtiene mediante los siguientes procesos: Quelación: Quelatos de Ca, Mg y Fe hechos por microorganismos. Se logra desestabilizar el P mineral y lo hace soluble. Reducción del Fe: La forma de Hierro Fe+

2 es más soluble que Fe+3, el fosfato de Fe se desestabiliza y se libera el

difosfato. Producción de ácidos orgánicos: Los microorganismos producen y liberan algunos ácidos orgánicos que reaccionan con aniones fosfato fijado, lo que permite su solubilización. Algunos ejemplos de éste proceso son: •Ácido Nítrico (Nitrosomonas) •Acido carbónico (todos los productores de CO2) ALGUNOS SOLUBILIZADORES Los microorganismos que actúan en la solubilización ocupan el 10% de la población del suelo. Se encuentran en la rizosfera y algunos géneros son: • Pseudomonas putida, Mycobacterium, Micrococcus, Bacillus subtilis. • Thiobacillus, Penicillium bilaji, Aspergillus niger.

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2.10.3.3 Captación de fosforo

Otro grupo de microorganismos, ampliamente conocidos y estudiados, tienen la capacidad de aumentar el área de captación y absorción de nutrientes, principalmente fósforo, a través de las raíces. Micorrizas: Asociación simbiótica donde la micorriza aumenta la velocidad de captación de P y otros nutrientes (N, Fe y Cu). TIPOS: • Ectotrópicas (árboles de zonas templadas) • Entrópicas (cultivos de interés económico)

2.10.3.4 Promotores de crecimiento

Estos son microorganismos que, durante su actividad metabólica, son capaces de producir y liberar sustancias reguladoras de crecimiento para las plantas (Acuña O. , 2002).

2.11 MICROALGAS. Los protoctistas comprenden los organismos tradicionalmente llamados protozoos, así como todas las algas. El término “alga” es una denominación vulgar que incluye los eucariotas foto autótrofos que no son plantas ni cianobacterias. Las algas unicelulares representan un porcentaje muy notable del fitoplancton de los océanos y aguas dulces, que es donde se lleva a cabo no menos del 50% del total de la fotosíntesis que se realiza en nuestro planeta. Son muy importantes especialmente las diatomeas, dinoflagelados y clorofitas unicelulares porque son los principales productores de alimentos del ecosistema marino, que es donde se encuentra la principal reserva de alimentos y fuente renovadora del oxígeno de la atmósfera terrestre (Gama Fuentes, 2004). Las microalgas son organismos eucariontes fotosintéticos muy diversos en color, forma, tamaño y capacidad de adaptación a distintos ambientes. Se encuentran casi en cualquier hábitat donde el agua y la luz solar coinciden, incluyendo suelos, hielo, lagos, ríos, aguas termales y el océano. Las microalgas junto con las cianobacterias representan solamente alrededor de 1-2% de la biomasa de carbono en el mundo, pero se estima que fijan entre 30 y 50 ×1015 g del carbón anualmente que es cerca de 40% de la fijación mundial de carbono y forman una parte esencial en el primer eslabón de la cadena trófica de organismos. El fitoplancton (microalgas y cianobacterias) juega un papel esencial en carbono global. Por estas razones y por su influencia global en la biósfera, el estudio de las microalgas es de interés fundamental para los científicos del mundo (Córdoba Matson, 2011).

2.11.1 Microalgas utilidad

Biofertilizantes y acondicionadores de suelo.

Metabolitos de interés biotecnológico: vitaminas, proteínas, lípidos, pigmentos: carotenoides, clorofilas, ficobiliproteínas.

Depuración de aguas residuales, contaminadas con fertilizantes o metales pesados.

Alimento.

Combustibles biológicos: aceites para obtener biodiesel, etanol.

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2.11.2 Género (Chlorella sp.) Se ha reportado que el riego de cultivos de trigo y arroz con suspensiones de microalgas tiene numerosos beneficios para los mismos, de igual manera que el remojado de semillas antes de su siembra en suspensiones de microalgas incrementando sus tasas de germinación y productividad.

Chlorella es una alga no motil unicelular esférica, de 2-10µm de diámetro. Se conoce por su potencialidad como alimento dado su contenido en proteína y otros nutrientes, en forma seca, contienen alrededor de un 45% de proteína 20% lípidos, 20% carbohidratos y 10% entre varios minerales y vitaminas (Raja et al. 2008). Se ha reportado el uso de extractos de células de (Chlorella vulgaris), y sus efectos sobre algunos cultivos de banano, observándose una ligera mejora en la calidad y productividad de los mismos (Abd & Moniem, 2008).

En el caso de (Chlorella vulgaris), es una especie con un alto rango fotosintético, puede fijar grandes cantidades de CO2, gas que por sus altas concentraciones en la atmósfera está ocasionando lo que conocemos como efecto invernadero. Debido a su alto contenido de proteínas, vitaminas, minerales, fibras dietéticas, componentes antioxidantes y a sus componentes desintoxicadores, se ha empleado como suplemento alimenticio y también se emplea en el tratamiento de aguas residuales. Dadas las propiedades atribuidas a esta microalga, se pretende cultivar, bajo condiciones de laboratorio, en distintos medios para determinar su óptimo crecimiento, elaborar un producto comestible a partir de su biomasa y encapsularla.

Cuadro 2. Taxonomía (Chlorella sp.)

Reino: Protista (Primoplantae)

División: Chlorophyta

Clase: Trebouxiophyceae

Orden: Chlorellales

Familia: Chlorellaceae

Género: Chlorella sp.

Fuente: (Bold & Wynne, 1987)

2.11.3 Género (Scenedesmus sp.) Scenedesmus es una microalga verde, no motil, que se pueden encontrar en forma unicelular, o formando colonias de entre 2 y 4 células. Pueden tener forma cilíndrica, pero generalmente son ovoides terminando en punta en los extremos. Generalmente es empleada en tratamientos de aguas, puesto que ayuda a degradar materia orgánica, tiene propiedades bactericidas, y es productora de polisacáridos exógenos, que se han evaluado por su posibilidad en estructuración de suelos (Abd & Moniem, 2008).

Las microalgas se consideran como alimentos funcionales, capaces no sólo de elevar el contenido nutricional de los alimentos tradicionales, sino también de afectar positivamente la salud de animales y humanos. Poseen cantidades apreciables de carbohidratos, lípidos, vitaminas, minerales, ácidos grasos poliinsaturados (omega – 3 y omega – 6) y antioxidantes (carotenos). Algunas tienen, incluso, un contenido aminoacídico superior al presentado por alimentos convencionales; tal es el caso de Scenedesmus, que posee niveles de aminoácidos esenciales

https://es.wikipedia.org/wiki/Reino_%28biolog%C3%ADa%29

https://es.wikipedia.org/wiki/Protista

https://es.wikipedia.org/wiki/Primoplantae

https://es.wikipedia.org/wiki/Divisi%C3%B3n_%28biolog%C3%ADa%29

https://es.wikipedia.org/wiki/Chlorophyta

https://es.wikipedia.org/wiki/Clase_%28biolog%C3%ADa%29

https://es.wikipedia.org/wiki/Trebouxiophyceae

https://es.wikipedia.org/wiki/Orden_%28biolog%C3%ADa%29

https://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Chlorellales&action=edit&redlink=1

https://es.wikipedia.org/wiki/Familia_%28biolog%C3%ADa%29

https://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Chlorellaceae&action=edit&redlink=1

https://es.wikipedia.org/wiki/G%C3%A9nero_%28biolog%C3%ADa%29

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superiores al patrón de la FAO; además, niveles de proteína entre 25 y 65 % lo que la convierte en una atractiva fuente de proteína.

Algunas microalgas incluso tienen un contenido aminoacídico superior al presentado por alimentos convencionales; tal es el caso de Scenedesmus sp. que posee niveles de lisina superiores al patrón de la Food and Agriculture Organization of the United Nations. (FAO)

Cuadro 3. Taxonomía (Scenedesmus sp.)

Fuente: (Bold & Wynne, 1987)

2.11.4 Parámetros del cultivo de algas Un cultivo tiene tres diferentes componentes: un medio de cultivo contenido en un recipiente adecuado; las algas creciendo en el medio y aire, para permitir el intercambio de dióxido de carbono entre el medio y la atmósfera. Los parámetros más importantes que regulan el crecimiento de las algas son, cantidad y calidad de nutrientes, luz, pH, turbulencia, salinidad y temperatura (Barsanti & Gualtieri, 2006).

Cuadro 4. Requerimientos principales de cultivos de microalgas

Requerimientos Compuestos químicos Valores

C CO2,CO3 g/100ml

O,H O2,H2O g/100ml

N N2,NH4,NO3 g/100ml

P PO4 g/100ml

S SO4 g/100ml

Na,K,Ca,Mg Sales g/100ml

Fe,Zn,Mn,B,Br,Si Sales mg/100ml

Cu,Co,Cl,I,Sr,Rb,Al,et Sales µ/100ml

Vitaminas B12,Tiamina y Biotina µ/100ml

Fuente: (Barsanti & Gualtieri, 2006)

Reino: Plantae

División: Chlorophyta

Clase: Chlorophyceae

Orden: Sphaeropleales

Familia: Scenedesmacea

Género: Scenedesmus sp.

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2.11.5 Condiciones óptimas para su crecimiento

2.11.5.1 Temperatura

La mayoría de la especies de microalgas toleran temperaturas entre 16 y 27ºC, aunque esto puede variar de acuerdo a la composición del medio de cultivo o la especie cultivada. Un valor intermedio de 18-20ºC es frecuentemente empleado. Temperaturas por debajo de los 16ºC pueden retardar el crecimiento, mientras que aquellas por arriba de los 35ºC. son letales para cierto número de especies (Arredondo & Voltolina, 2007).

2.11.5.2 Luz

Como en las plantas, la luz es la fuente de energía que promueve las reacciones fotosintéticas en las algas. Aquí, la intensidad, la calidad espectral y el fotoperiodo deben ser considerados (Arredondo & Voltolina, 2007).

2.11.5.3 pH

El rango del pH para la mayoría de las especies de algas cultivadas es entre 7 y 9, siendo el rango óptimo 8.2-8.7. Para mantener un pH aceptable es necesario airear el medio de cultivo (Arredondo & Voltolina, 2007).

2.11.5.4 Aireación

La aireación es necesaria para prevenir la sedimentación de las algas, para asegurar que todas las células de la población están igualmente expuestas a la luz y los nutrientes, y para mejorar el intercambio de gases entre el medio de cultivo y el aire (Arredondo & Voltolina, 2007).

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1 Ubicación

3.1.1 Fase de laboratorio En la Provincia de Pichincha, Cantón Quito, parroquia Santa Prisca, Universidad Central del Ecuador, Centro de Biología- DGIP, Sub área de Ficología Laboratorios, el biofertilizante de (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.) se realizó el conteo, escalamiento, masificación de las células microalgales para la utilización en el cultivo de fréjol.

Provincia: Pichincha Cantón: Quito Parroquia: Santa Prisca

3.1.2 Características del sitio experimental

3.1.3 Invernadero de vidrio

En el invernadero de vidrio localizado en la Universidad Central del Ecuador frente al Centro de Biología se realizó el experimento que consistió en la aplicación foliar del biofertilizante (obtenido en el laboratorio) y extracto de alga (comercial), en el cultivo de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) INIAP Rojo del valle.

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3.2 MATERIALES

3.2.1 Materiales de laboratorio

Tubos de ensayo.

Cubre objetos

Porta objetos

Matraces (1 000 ml)

Probetas (1000 ml)

Goteros graduadas (1 ml, 5 ml)

Vasos de precipitación (500 ml)

Guantes quirúrgicos

Cámara fotográfica

Balanza

Computador

Destilador de agua

Micro pipetas (1000ul, 100ul) con sus respectivas puntas

Papel envolvente

Estufa

Cronometro

Baldes (5lt, 10lt, 20lt)

Motor de aireación de doble salida

Mangueras

Recipientes botellas de vidrio con boca corta (20lt)

Cámara de Neubaver

Contador manual (conteo de algas)

3.2.2 Materiales de campo

Fundas plásticas (cap. 3kg)

Pala

Sustrato (esterilizado)

Libro de campo

Aspersor manual 400 ml (atomizador)

Colador

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3.2.3 Insumos

Semilla INIAP –ROJO DEL VALLE

Sustrato esterilizado (tierra negra y pomina)

Fertilizante (18 – 46 - 0) para el sustrato que esta esterilizado para ayudar a la germinación,

se puso en cantidades iguales en todas las fundas para que no haya una variación en el

sustrato y halla homogeneidad.

Fertisol se utilizó para nutrir a las microalgas en la reproducción y masificación.

3.2.4 Materiales de oficina

Computador

Flash memory

Marcadores y bolígrafos

Lápiz

Resaltador

Libreta de campo

3.2.5 Materiales experimentales Biofertilizante con base en (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), se aplicó de forma foliar en el cultivo de fréjol.

Fertilizante Seaweed extract (extracto de algas marinas Noruega) (Ascophyllum nodosum) es un fertilizante bioestimulante se aplicó de forma foliar en el cultivo de fréjol.

3.3 CARACTERÍSTICAS QUÍMICAS DEL FERTILIZANTE ORGÁNICO

Los resultados del análisis químico del fertilizante orgánico (biofertilizante), se presentan en el cuadro 5; se observa que el fertilizante orgánico posee un valor de pH ligeramente ácido (6,32), el cual está dentro del rango que proporciona mejores condiciones de asimilabilidad (Ginés, Mariscal, & Sancho, 2002).

El fertilizante orgánico presenta una conductividad eléctrica (CE) de 3,12 dS m-1, la cual es adecuada, ya que una CE mayor que 6 dS m-1 induce diferente absorción entre los nutrimentos y, por lo tanto, desbalance entre éstos; pero una CE menor que 2 dS m-1, es deficiente, sobre todo en los lugares o temporadas frías (Herrera & Carpio, 1999).

El análisis reportó valores altos de manganeso, hierro, boro y de cobre, los cuales están involucrados en importantes procesos metabólicos de las plantas. El Boro está involucrado en tres procesos principales que incluyen: preservación de la estructura de la pared celular, mantenimiento de las funciones de la membrana y como cofactor de las actividades metabólicas (Malave & Carrero, 2007).

El nutriente con el valor más alto fue el manganeso, el cual interviene en la síntesis de clorofila. El cobre es importante en procesos tales como la fotosíntesis, respiración y desintoxicación de radicales y lignificación, en el metabolismo secundario es importante para incrementar la resistencia de la planta a enfermedades, debido a la producción de lignina interpone una barrera mecánica contra la entrada de organismos (Kirkby & Römheld, 2008).

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Cuadro 5. Características químicas del fertilizante orgánico microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.)

dS m-1 g por 100 ml (%) Mg L-1 (ppm)

pH N Total P K Ca Mg S B Zn Cu Fe Mn 6,32 3,12 0,10 0,13 0,19 0,09 0,02 0,03 3,4 0,2 3,2 3,8 6,4

Fuente: Laboratorio de suelos INIAP Santa Catalina

3.4 MATERIAL VEGETAL Se trabajó con plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) Var. ROJO DEL VALLE, que se las sembró en bolsas plásticas negras con tres kg de sustrato estéril.

3.5 SUSTRATO Se trabajó con sustrato esterilizado, un suelo de tipo franco-arcilloso, que tuvo las siguientes características:

Cuadro 6. Informe de resultados de análisis de la muestra del sustrato

No.

Identificación

pH

dS/m R g/100ml (%) mgl(ppm)

Laborat. C.E

C/N

N-NH4 P K Ca

Mg S M.O B

Zn Cu Fe Mn

104458 Muestra 1 5.9

4 0.16 12 1.85 14.2 11.0

7 4.1 18.9 0 0 0.0

8 35.

1 0.12

Fuente: Laboratorio de suelos INIAP Santa Catalina

3.6 MÉTODOS

3.6.1 Factores en estudio La investigación se realizó en el invernadero de vidrio en el área de botánica general, con un total de 60 fundas con dos semillas (para la investigación se dejó en cada funda una sola planta) por cada funda de fréjol (INIAP – ROJO DEL VALLE), los tres tratamientos se aplicaron de forma foliar dos veces por semana, durante 11 semanas.

T0 = fréjol + sin aplicación

T1 = fréjol + microalgas (3’000000 células/mililitro)

T2 = fréjol + extracto algas marinas (7.5 ml por 1 litro)

3.6.2 Para la concentración, recuento celular y tasa de crecimiento Se utilizo la cámara de Neubauer para el coteo de las células microalgales que se utiliza es el hematocitómetro de 0.1 mm de profundidad con rejilla de Neubauer, la cual consta de 9 cuadros con lados de 1 mm (área total del recuento = 0.9 mm2), cada uno de los cuales corresponde a un volumen de 1 µL. Los cuatro extremos están subdivididos en 16 cuadros pequeños. El cuadro central contiene 25 cuadros cada uno con un área de 0.04 mm2 (0.2 mm x 0.2 mm), a su vez divididos en 16 cuadros más pequeños (Andersen, 2005).

28

Para células de 6µm como es el de (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.) se utilizaran los cuadros marcados como A, B, C, D.

Figura 1. Rejilla de Neubauer

Para células mayores a 6µm y con cultivos relativamente poco concentrados, recomienda que el recuento se haga en los cuadros marcados como A, B, C y D.

3.6.3 Cálculos de recuento celular.

Según (Arredondo & Voltolina, 2007), para realizar el recuento celular se han diseñado diferentes equipos que contienen un volumen determinado de muestra entre una lámina y una laminilla rígida (cubreobjetos especial) colocada sobre plataformas laterales a una altura establecida.Si se contaron todas las células presentes en los 4 cuadros de 1mm2 marcados como A, B, C y D, la concentración celular se calcula de acuerdo a la fórmula:

C=(N)(105)(dilución)

En donde:

C=células/mililitro

N= Promedio de células presentes en 1mm2 (0.1µl), esta es la media sacada del promedio de los 4 cuadrantes A, B, C y D

A= 52, B=48, C=50 y D = 50 N = 50

Dil= Factor de dilución (cuando se consideró necesario diluir la muestra).

Factor de conversión de 0.1µl a 1ml.

Esta fórmula sirve para el conteo de las células microalgales para saber con qué cantidad contamos en la solución.

C = 50 cel/ml (105)

C= 5000000 cel/ml

Las disoluciones se realizaron de acuerdo al número de células contadas de (Chorella sp.) y (Scenedesmus sp.) en los días de aplicación.

Pasos de cómo realizar una disolución para obtener los 3’000.000 de microalgas, (Chlorella sp.) y (Scenedesmus sp.)

Una vez obtenido el número de células de microalgas (Chlorella sp.) y (Scenedesmus sp.) se

realizó lo siguiente:

29

a. Se tomó 1000 ml de microalgas (Chlorella sp.) y (Scenedesmus sp.). de los tanques

de cultivo de 500 L y se los coloca en una probeta de 1000 ml respectivamente

lavado y secado,

b. Los 1000 ml de microalgas (Chlorella sp.) y (Scenedesmus sp.). son colocados en un

balde transparente de 20 L respectivamente lavado y secado.

c. De acuerdo al número de células obtenidas se realizó las disoluciones al 105,

añadiendo 10 L de agua para bajar la concentración microalgal

d. Por ejemplo si se obtuvo 5’000.000 de células de microalgas (Chlorella sp.) y

(Scenedesmus sp.) se desea obtener 3’000000 de células microalgales se coloca

obtiene una mezcla de los 1000 ml de células de (Chlorella sp.) y (Scenedesmus sp.).

se añade 10 L de agua. Hasta ese momento se obtienen 5’000000 de células

microalgales de (Chlorella sp.) y (Scenedesmus sp.) De aquella disolución se coge

1000 ml de la primera disolución y se los coloca en otro balde con 10 L de agua, en

esta última disolución se obtiene los 3’000.000 células microalgales.

Aplicación del biofertilizante con base en (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.)

Para la aplicación foliar del biofertilizante se utilizó un aspersor manual (atomizador) de 400ml.

Se realizó dos veces por semana aplicado de forma foliar en la mañana o en la tarde ya que a estas horas se evita la pérdida del biofertilizante, por evaporación además que las plantas abren sus estomas para una mejor asimilación de nutrientes.

Las fundas con las plantas se las colocaron a una distancia de 15 cm entre sí, para que un tratamiento no influyen al otro ya que la aplicación del biofertilizante y extracto de alga se lo realizo por aspersión, y además en el momento de la aplicación de cada tratamiento se dispuso una barrera física (cuadrado de cartón) para evitar que las aspersiones de cada tratamiento se alteren los resultados entre sí.

Las aplicaciones se las hizo en el tratamiento uno (T1), las aspersiones foliares fueron en las 20 fundas que contenían una planta por funda.

Aplicación para el extracto Seaweed extract (extracto de algas marinas Noruega) (Ascophyllum nodosum).

El fertilizante foliar se diluyo 7.5 ml por litro de agua y se aplicó de forma foliar por aspersión dos veces por semana en la mañana o en la tarde respectivamente debido a las condiciones óptimas que se mencionaron para el biofertilizante. Las fertilizaciones foliares por aspersión se las hizo en aspersor manual (atomizador) de 400 ml.

Las aspersiones foliares fueron en las 20 fundas que contenían una planta por funda.

Se realizó dos veces por semana aplicado de forma foliar en la mañana o en la tarde ya que a estas horas se evita la pérdida del extracto de alga, por evaporación además que las plantas abren sus estomas para una mejor asimilación de nutrientes.

Las aplicaciones se las hizo en el tratamiento dos (T2), las aspersiones foliares fueron en las 20 fundas que contenían una planta por funda.

30

3.7 VARIABLES EN ESTUDIO

3.7.1 Variables agronómicas

3.7.1.1 Altura de planta

La altura se midió con un flexómetro una vez por semana desde el nivel del suelo hasta el punto apical de las plantas y se expresó en centímetros (Escobar, 2015).

3.7.1.2 Número de flores

El conteo se realizó según fueron apareciendo las flores una vez por semana (Escobar, 2015).

3.7.1.3 Número de vainas por planta

Se tomaron de cada tratamiento la totalidad de plantas y se cuantificara el número de vainas por planta (Escobar, 2015).

3.7.1.4 Tamaño de la vaina

Se tomaron de cada tratamiento la totalidad de vainas, las mismas que se midió utilizando un flexómetro, cuyo tamaño es expresado en centímetros a la madurez fisiológica (Escobar, 2015).

3.7.1.5 Peso de semillas

De cada tratamiento se tomaron todas las semillas en grano seco cuya humedad según el INIAP es de 12,62 % y se pesaron en una balanza expresada en gramos. (Escobar, 2015).

3.7.1.6 Longitud de las raíces

Para obtener la longitud de las raíces se utilizó un colador para que no haya muchas pérdidas de raíces y se midió con un flexómetro la raíz principal, todo estos datos se obtuvieron al final de la

cosecha (Ramírez, Acosta J, & Domingo, 2005).

3.7.1.7 Peso seco de las raíces

Para obtener los datos el peso seco de las raíces se utilizó un colador para que no haya muchas pérdidas de raíces, se las seco en una estufa y se pesó en una balanza electrónica, todo esto se realizó al final de la cosecha (Ramírez, Acosta J, & Domingo, 2005).

3.7.1.8 Peso seco de la parte aérea de las plantas

Para obtener los datos del peso seco de la parte aérea se recolecto la parte foliar de cada y se as seco en una estufa y se las peso en una balanza electrónica, todo esto se realizó al final de la cosecha (Ramírez, Acosta J, & Domingo, 2005).

3.7.1.9 Rendimiento

Con una balanza graduada en gramos, se pesó la producción de grano seco, de cada uno de los tratamientos, (Escobar, 2015).

31

3.8 ANÁLISIS FINANCIERO Se calcularon los Costos de producción para cada uno de los tratamientos en estudio y se determinó la relación Beneficio / Costo (Escobar, 2015).

El análisis financiero se realizó una comparación entre el producto comercial Seaweed extract extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum) frente al biofertilizante con base en algas: (Chlorella sp. asociada con Scenedesmus sp.).

No se tomó en cuenta el testigo ya que la investigación se realizó para determinar que tratamiento es más viable entre el producto comercial y el biofertilizante producido en laboratorio.

3.9 TRATAMIENTOS Se evaluaron tres tratamientos, el biofertilizante, el extracto de algas y el testigo sin ninguna

aplicación.

Las dosis se aplicaran desde la aparición de las primeras hojas verdades hasta el envainado dos

veces por semana.

Cuadro 7. Tratamientos y dosis de la investigación

N Tratamiento Dosis

1 T 0 Sin aplicación

2 T 1 Microalgas (3’000000 células/mililitro)

3 T 2 extracto algas marinas (7.5 ml en 1 litro) Fuente: El Autor

3.10 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN El diseño experimental para la investigación en el cultivo de frejol fue un Diseño completamente al azar (DCA) con tres tratamientos y 20 Observaciones por tratamiento, obteniendo 60 unidades experimentales, las mismas que corresponden a una planta en una funda con dos kilogramos de sustrato.

3.11 UNIDAD EXPERIMENTAL

La unidad experimental fue una planta por bolsa con 3kg de sustrato (todas las mediciones se realizaron al final del ciclo productivo). Cuadro 8. Esquema del análisis de la varianza

Fuentes de variación Grados de libertad

Total

Tratamientos

Error

59

2

57

Fuente: El Autor

32

3.12 ANÁLISIS FUNCIONAL Se utilizó la prueba de Scheffé al 5 % para las variables en estudios la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas alturas de plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1 ALTURA DE LAS PLANTAS.

Cuadro 9. Análisis de la varianza para la variable alturas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Días 46 días Semana 1

52 días Semana 2

59 días Semana 3

63 días Semana 4

69 días Semana 5

72 días Semana 6

76 días Semana 7

79 días Semana 8

Total 0.13 0.1 0.07 0.06 0.07 0.071 0.08 0.15

Tratamientos 0.43* 0.32* 0.27* 0.2* 0.18* 0.14 NS 0.22 NS 0.18 NS

Error 0.08 0.06 0.04 0.03 0.05 0.59 0.06 0.14

Promedios

15.24 17.24 20.81 24.36 28.54 32 37.7 45.57

Promedios (t) 2.66 2.80 3.00 3.16 3.32 3.42 3.59 3.74

CV % 10.5 9.2 6.01 3.16 6.62 6.99 7.69 10.1

Fuente: El autor

Para el análisis de la variable altura de plantas del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.) tomado en

ocho semanas para el factor tratamientos se observó significancia estadística, para las semanas: 1,

2, 3, 4 y 5. Teniendo como promedios para la dicha variable: 15.24, 17.24, 20.81, 24.36 y 28.54 cm

para las semanas primera hasta la quinta. Con coeficientes de variación de 10.5, 9.2, 6.01, 3.16 y

6.62 para las semanas primera hasta la quinta semana. Con un promedio general de altura de planta

de 27.68 cm y un coeficiente de variación promedio de 7.5 % para la variable altura de planta.

Según (Escobar, 2015) en la investigación respuesta del cultivo de fréjol caraota (Phaseolus vulgaris

L.) a la aplicación foliar complementaria de tres bioestimulantes expresa un coeficiente de variación

de 10.56 % para la variable altura, con lo cual los coeficientes de variación obtenidos en la 1, 2, 3, 4

y 5 semana están dentro del rango aceptado por este autor.

33

Cuadro 10. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable alturas de plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable altura plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.)

46 días Semana

1

52 días Semana

2

59 días Semana

3

63 días Semana

4

69 días Semana

5

72 días Semana

6

76 días Semana

7

79 días semana

8

Testigo 12.04 b 14.2 b 18 b 22.82 b 29.98 a 34.6 43.3 52.42

Biofertilizante 20.2 a 22.1 a 26.4 a 29.72 a 32.32 a 34.92 41.22 47..87

Extracto de algas

13.48 b 15.44 b 18.04 b 20.56 b 23.32 b 26.5 28.78 36.9

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % se obtuvo los promedio más altos para el tratamiento comprendido

de biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.) con una dosis: (3’000000

células/mililitro) frente al extracto de algas y testigo, esto debido a los nutrientes que contiene el

biofertilizante que influyo en los procesos fisiológicos en la altura de platas con los siguientes

resultados : para los 46 días 20.2 cm con un rango de significación a , para los 52 días 22.1 cm con

un rango de significación a, para los 59 días 26.4 cm con un rango de significación a, para los 63

días 29.72 cm con un rango de significación a, para los 69 días 32.32 cm con un rango de

significación a, para los 72 días 34.92 cm , para los 76 días 41.22 cm, y finalmente para los 79 días

47.87 cm.

Para el tratamiento extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum) con una dosis: (7.5 ml por 1l

de agua), se obtuvo los siguientes promedios, para los 46 días 13.48 cm con un rango de

significación b , para los 52 días 15.44 cm con un rango de significación b, para los 59 días 18.04 cm

con un rango de significación b, para los 63 días 20.56 cm con un rango de significación b, para los

69 días 23.32 cm, para los 72 días 26.5 cm, para los 76 días 28.78 cm y finalmente para los 79 días

36.9 cm.

34

Gráfico 1. Promedios alturas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

En el Gráfico 1. Se observa el crecimiento de las plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) expuesta a

tres tratamientos, observando que el mejor tratamiento es el comprendido de biofertilizante

Microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000 células/mililitro).Teniendo

un modelo tendencial lineal (y= 3.7792X + 14.838).

y = 5.7752x + 2.4314

y = 3.7792x + 14.838y = 3.0807x + 9.0143

2.2

12.2

22.2

32.2

42.2

52.2

62.2

46 días 52dias 59 días 63 días 69 días 72 días 76 días 79 días

Cen

tim

etro

s (c

m)

Altura de plantas

Testigo Biofertilizante Extracto de algas

35

4.2 NÚMERO DE FLORES

Cuadro 11. Análisis de la varianza de la variable número de flores por planta de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Flores

Días 76 días 83 días 93 días

Total 0.27 0.77 1.17

Tratamientos 0.77* 2.11* 5.08*

Error

0.11 0.33 0.3

Promedio 2.44 3.44 3.58

CV % 13.5 16 21

Fuente: El Autor

Para el análisis de la variable número de flores por planta del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.)

tomado a los 76, 83, y 93 días, para el factor tratamientos se observó significancia estadística, para

los 76, 83 y 93 días. Teniendo como promedio para la variable número de flores por planta 2.44,

3.44 y 3.58 flores respectivamente. Teniendo un coeficiente de variación (%) para la variable

número de flores por planta de 13.5, 16 y 21% respectivamente. Con un promedio general de

número de flores por planta de 3.15 flores y un coeficiente de variación de 16.8 % para la variable

número de flores por planta.

Cuadro 12. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable número de flores por plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable número de flores plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.)

Días 76 días 83 días 93 días

Testigo 2.33 b 3.33 b 2.5 c

Biofertilizante 3 a 4.33 a 4.75 a

Extracto de algas 2 b 2.66 c 3.5 b

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % se obtuvo los promedios más alto para el tratamiento comprendido

de biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000

células/mililitro) frente al extracto de algas y testigo, esto debido a los nutrientes del biofertilizante

y al sitio donde se realizó la investigación, obteniendo los siguientes resultados : para los 76 días

con un numero de 3 flores con un rango de significación a, para los 83 días con un numero de 4.33

flores con un rango de significación a, y para los 93 días con un numero de 4.75 flores con un rango

de significación a. Esta diferencia puede deberse a la concentración de nutrientes que estimulan la

inducción y desarrollo de flores y frutos (Sponsel & Hedden, 2004).

36

Para el tratamiento extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum) con una dosis: (7.5ml por 1l

de agua), se obtuvo los siguientes promedios, para los 76 días con un numero de 2 flores con un

rango de significación b, para los 83 días con un numero de 2.66 flores con un rango de significación

c, y para los 93 días con un numero de 3.5 flores con un rango de significación b.

4.3 NÚMERO DE VAINAS

Cuadro 13. Análisis de la varianza para la variable número vainas por planta de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Vainas

Días 83 días 90 días 93 días 98 días 104 días 112 días

Total 0.54 1 1.17 0.87 1.06 1.06

Tratamientos 1.75* 4* 5.08* 3.58* 4.08* 3.58*

Error 0.27 0.33 0.3 0.27 0.38 0.5

Promedio 3 3.5 3.58 3.83 3.83 3.5

CV % 17 16.2 15.3 13.5 16.1 18.2

Fuente: El Autor

Para el análisis de la variable vainas por planta del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.) tomado en

los 83, 90, 93, 98, 104 y 112 días para el factor tratamientos se observó significancia estadística

para todos estos días. Teniendo como promedio para la variable vainas por planta 3, 3.5, 3.58, 3.83,

3.83 y 3.5 vainas desde los 83 días hasta los 112 días. Teniendo un coeficiente de variación (%) para

la variable vainas por planta de 17, 16.5 , 15.3, 13.5, 16.1 y 18.2 desde los 83 días hasta los 112

días.. Con un promedio general de vainas por planta de 3.54 vainas y un coeficiente de variación de

16.05 % para la variable vainas por planta.

37

Cuadro 14. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable número de vainas de plantas de frejol (Phaseolus vulgaris L.), Quito, Pichicha, 2017.

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable vainas de plantas

Días 83 días 90 días 93 días 98 días 104 días 112 días

Testigo 2.5 b 2.5 c 2.5 c 2.75 b 2.75 c 2.75 c

Biofertilizante 3.75 a 4.5 a 4.75 a 4.5 a 4.75 a 4.5 a

Extracto de algas 2.75b 3.5 b 3.5 b 4.25 a 4b 3.25 b

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % se obtuvo los promedios más altos para el tratamiento

comprendido de biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis:

(3’000000 células/mililitro), teniendo los promedios más altos para los 83 días 3.75 vainas con un

rango de significancia a, para los 90 días 4.5 vainas con un rango de significancia a, para los 93 días

4.75 vainas con un rango de significación a, para los 98 días 4.5 vainas con un rango de significancia

ab, para los 104 días 4.75 vainas con un rango de significación a y para los 112 días 4.5 vainas con

un rango de significancia b.

Para el tratamiento extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum) con una dosis: (7.5ml en 1l

de agua), se obtuvo los siguientes promedios, para los 83 días 2.75 vainas con un rango de

significancia ab, para los 90 días 3.5 vainas con un rango de significancia b, para los 93 días 3.5

vainas con un rango de significación b , para los 98 días 4.25 vainas con un rango de significancia ab

, para los 104 días 4 vainas con un rango de significación ab y para los 112 días 3.25 vainas con un

rango de significancia b. En cuanto al testigo se obtuvieron los promedios más bajos.

Esta diferencia del biofertilizante frente al extracto de algas en la variable número de vainas se

puede atribuir a la mayor cantidad de micronutrientes que pudieron estar presentes en el

biofertilizante. Esos resultados concuerdan con lo expuesto por (Terán, 2009) quién alcanzo un

mayor número de vainas con su biol enriquecido con MgSO4 + FeSO4.

38

4.4 TAMAÑO DE VAINAS

Cuadro 15. Análisis de la varianza para la variable tamaño de vainas por planta de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Tamaño de la vaina

Días 134 días

Total 0.58

Tratamientos 1.46*

Error 0.29

Promedio 11.12

CV % 5

Fuente: El Autor

Para el análisis de la variable tamaño de vainas por planta del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a

los 134 días, para el factor tratamientos se obtuvo significancia estadística. Teniendo un coeficiente

de variación (%) para la variable tamaño de vainas por planta de 5. Con un promedio de vainas por

planta de 11.12 vainas.

Según (Escobar, 2015)En la investigación respuesta del cultivo de fréjol caraota (Phaseolus vulgaris

L.) a la aplicación foliar complementaria de tres bioestimulantes se observa alta significación

estadística para tratamientos, dosis, función cuadrática; y significancia estadística para

Bioestimulantes. El coeficiente de variación fue de 2.30 %, siendo aceptable el rango obtenido en

el número de vainas en esta investigación y el promedio general fue de 9.45 cm/vaina.

Cuadro 16. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable tamaño de vainas por plantas

de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable tamaño de la vaina

Días 134 días

Testigo 10.01 b

Biofertilizante 11.34 a

Extracto de algas 11.03 a

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % se obtuvo el promedio más alto para el tratamiento comprendido

de biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), frente al extracto de algas y testigo,

con una dosis: (3’000000 células/mililitro), para los 134 días con un tamaño de vaina de 11.34 cm

con un rango de significación a.

39

Para el tratamiento extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum) con una dosis: (3ml en 400

ml de agua), se obtuvo los siguientes promedios, para los 134 días con un tamaño de vaina de 11.03

cm con un rango de significación ab.

Para el testigo el promedio fue a los 134 días con un tamaño de vaina de 10.01 cm, y su rango de

significancia c siendo este el de menor promedio.

Según (Lépiz, Peralta, Minchala, & Jimenéz, 1995), mencionan que la variedad de fréjol INIAP 481 Rojo del valle se encuentra en un rango de 11 a 13 cm tamaños vainas por planta, para nuestra investigación los datos obtenidos son parecidos, esto pude deberse a la mayor carga hormonal y nutricional que se aporta con el biofertilizante. (Srivastava, 2002), argumenta que las hormonas vegetales regulan fenómenos fisiológicos como la floración, formación de frutos y germinación.

Gráfico 2. Promedio tamaño vainas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

En el Gráfico 4. Se observa el promedio del tamaño de vainas plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris

L.) expuesta a tres tratamientos, observando que el mejor tratamiento es el comprendido de

biofertilizante Microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000

células/mililitro).

10.01

11.34

11.03

9

9.5

10

10.5

11

11.5

Testigo Biofertilizante Extracto dealgas

cen

tim

etr

os

Promedio tamaño de la vaina (cm)

Testigo

Biofertilizante

Extracto de algas

40

4.5 PESO DE SEMILLAS

Cuadro 17. Análisis de la varianza para la variable peso de semillas por plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Peso de semillas

Días 165

Total 2.61

Tratamientos 8.92*

Error 0.51

Promedio 8.13

CV % 8.73

Fuente: El Autor

Al analizar la variable peso de semillas por planta del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.), se

obtuvieron los siguientes resultados: para los 165 días de edad expresa significancia estadística para

el factor tratamientos con un promedio de 8.13 g y un coeficiente de variación de 8.73 %. Esta

diferencia puede atribuirse a que en el lugar del ensayo hubo la disponibilidad suficiente de

nutrientes para esta etapa del cultivo.

Cuadro 18. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable peso semillas por plantas de

fréjol (Phaseolus vulgaris L.) . Quito, Pichincha, 2017.

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % para se obtuvo el promedio más alto y mejor para el tratamiento

comprendido de biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), frente al extracto de

algas y testigo con una dosis: (3’000000 células/mililitro), para los 165 días con un peso de semillas

de 10.03 g / planta con un rango de significación a.

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable peso de semillas

Días 165 días

Testigo 6.66 c


Extracto de algas 7.7 b

41


de agua), se obtuvo el siguiente promedio, para los 165 días con un peso de semillas de 7.7 g/planta

con un rango de significación b.

Para el testigo el promedio fue a los 165 días con un peso de semillas de 6.66 g/planta siendo este

el de menor promedio, y su rango de significancia c.

Para nuestra investigación esta diferencia puede deberse al aporte de micronutrientes del biofertilizante que influyeron de forma positivamente en el llenado de las vainas. Estos resultados

concuerdan con lo expuesto por (Rodríguez, 2009), que obtuvo el mejor resultado con su biol Aborganliq obteniendo 100.21 g/100semillas.

Gráfico 3. Promedio peso semillas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

En el Gráfico 5. Se observa el promedio peso semillas de plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.)

expuesta a tres tratamientos, observando que el mejor tratamiento es el comprendido de



6.66

10.03

7.7

0

2

4

6

8

10

12


gram

os

Promedio peso de semillas (g)

Testigo

Biofertilizante

Extracto de algas

42

4.6 LONGITUD DE RAÍCES

Cuadro 19. Análisis de la varianza para la variable longitud de raíz por plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Fuente: El Autor

Al analizar la variable longitud raíces por planta del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.), se


el factor tratamientos con un promedio de 31.33 cm y un coeficiente de variación de 7.97 %.

Cuadro 20. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable longitud de raíz por plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable longitud de raíz

Días 154 días

Testigo 28 c

Biofertilizante 35 a

Extracto de algas 31 b

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % se obtuvo el promedio más alto y mejor para el tratamiento

comprendido de biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis:

(3’000000 células/mililitro), frente al extracto de algas y testigo: para los 154 días con una longitud

de raíz de 35 cm con un rango de significación a.

Para el tratamiento extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum) con una dosis: (7.5ml por 1l

de agua), en el segundo rango se obtuvo los siguientes promedios, para los 154 días con una

longitud de 31 cm con un rango de significación b.

Longitud de raíz

Días 154 días

Total 14.25

Tratamientos 37*

Error 6.66

Promedio 31.33

CV % 8.23

43

Para el testigo el promedio fue a los 154 días con una longitud de 28 cm, y su rango de significancia

c siendo este el de menor promedio.

A lo largo de los últimos años se han aportado gran cantidad de pruebas que demuestran que los

microorganismos, incluyendo algas, levaduras, actinomicetos, hongos y bacterias son capaces de

producir sustancias reguladoras del crecimiento tales como auxinas, giberelinas, citoquininas,

etileno y ácido abscísico en cantidades apreciables que inducen el crecimiento de raíces adventicias

(Arshad & Frankenberger, 1993).

Gráfico 4. Promedio longitud raíz de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

En el Gráfico 6. Se observa el promedio longitud raíz de plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.)




28

35

31

0

5

10

15

20

25

30

35

40


Promedio longitud de raíz (cm)

Testigo

Biofertilizante

Extracto de algas

44

4.7 PESO SECO DE LAS RAÍCES

Cuadro 21. Análisis de la varianza para la variable peso seco de raíces por plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Peso seco raíz

Días 157 días

Total 0.25

Tratamientos 0.79*

Error 0.07

Promedio 5.98

Promedio (t) 1.74

CV % 13.36

Fuente: El Autor

Al analizar la variable peso seco de raíces por planta del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.), se


el factor tratamientos con un promedio de 5.98 g y un coeficiente de variación de 13.36 %.

Cuadro 22. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable peso seco de raíces por plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % se obtuvo el promedio más alto para el tratamiento comprendido

de biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000

células/mililitro), frente al extracto de algas y testigo: para los 157 días con un peso seco de raíz de

8.26 g. con un rango de significación a.

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable Peso seco raíz

Días 157 días

Testigo 4.5 b



45


de agua), en un segundo rango se obtuvo los siguientes promedios, para los 157 días con un peso

seco de raíz de 5.2 g. con un rango de significación b.

Para el testigo el promedio peso seco de raíz a los 157 días es 4.5 g y su rango de significancia b

siendo este el de menor promedio.

Según (Nelson & Van Staden, 1984), demostraron un aumento en la longitud y peso seco de la raíz

con la aplicación de microalgas, lo que indica que los componentes tenían un efecto en el desarrollo

radicular esto puede corroborar el efecto del biofertilizante en nuestra investigación.

Gráfico 5. Promedio peso seco de raíz de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

En el gráfico 7. Se observa el promedio peso seco raíz de plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.)




4.5

8.26

5.2

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9


gram

os

Promedio peso seco raiz (g)

Testigo

Biofertilizante

Extracto de algas

46

4.8 PESO SECO PARTE AÉREA

Cuadro 23. Análisis de la varianza para la variable peso seco parte aérea por plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Fuente: El Autor

Al analizar la variable peso seco parte aérea por planta del cultivo fréjol (Phaseolus vulgaris L.), se

obtuvo los siguientes resultados: para los 165 días de edad expresa significancia estadística para el

factor tratamientos con un promedio de 6.13 g y un coeficiente de variación de 8.93 %.

Según (Ponce, 2013), en un ensayo para evaluar el efecto de la fertilización orgánica sobre el

crecimiento de la albahaca encontró mayor (P<0,05) significancia estadística peso de follaje cuando

aplicó 50% de composta natural a base de residuo de cosecha y estiércol de animales. Según lo

citado podemos decir que el biofertilizante tuvo efecto en la parte foliar debido a los nutrientes

que posee.

Peso seco parte aérea

Días 150 días

Total 0.04

Tratamientos 0.088*

Error 0.028

Promedio 6.13

Promedio (t) 1.78

CV % 8.93

47

Cuadro 24. Prueba de Scheffé al 5 % para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio de la variable peso seco parte aérea plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

Fuente: El Autor

Para la prueba de Scheffé al 5 % se obtuvo el mejor promedio para el tratamiento comprendido de

biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), frente al extracto de algas y testigo con

una dosis: (3’000000 células/mililitro), para los 150 días con un peso seco parte aérea de 1.97 g con

un rango de significación a.


de agua), en un segundo rango se obtuvo los siguientes promedios, para los 150 días con un peso

seco de parte aérea de 1.75 g. con un rango de significación b.

Para el testigo el promedio peso seco parte aérea a los 150 días es 1.64 g y su rango de significancia

b siendo este el de menor promedio.

Gráfico 6. Promedio peso seco parte aérea de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

En el gráfico 8. Se observa el promedio peso seco parte aérea de plantas de fréjol (Phaseolus

vulgaris L.) expuesta a tres tratamientos, observando que el mejor tratamiento es el comprendido

de biofertilizante Microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000

células/mililitro)

5.3

7.2

5.8

2

3

4

5

6

7

8


gram

os

Promedio peso seco parte aérea (gr.)

Testigo

Biofertilizante

Extracto de algas

Prueba de Scheffé al 5 % para la variable peso seco parte aérea

Días 150 días

Testigo 5.3 b



48

4.9 RENDIMIENTO

Cuadro 25. Análisis para la variable rendimiento en el cultivo de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas. Quito, Pichincha, 2017.

Rendimiento

Tratamientos Promedio de kg/ha

T0 Testigo 1990

T1 Biofertilizante 2220

T2 Extracto de algas 2180

Fuente: El Autor

En el cuadro 25. Se expresa en kg por hectárea de grano seco de frejol (Phaseolus vulgaris L.) INIAP

ROJO DEL VALLE con los siguientes promedios de rendimiento:

El mejor promedio para la variable rendimiento fue el tratamiento comprendido de biofertilizante

microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000 células/mililitro), frente al

extracto de algas y testigo con 2220 kg /ha.


de agua), en un segundo rango se obtuvo el siguiente promedios, para el rendimiento fue de 2180

kg/ha.

Para el testigo el promedio de rendimiento fue 1990 kg/ha, siendo este el menor entre los tres

tratamientos.

Según (García, 2013) reportó que en relación al rendimiento se obtuvieron diferencias

Significativas, con aumentos cercanos al 100%, entre tratamientos con aplicación de composta y el

testigo, teniendo en primer lugar al tratamiento tres con un rendimiento de 2.91 t. ℎ𝑎−1, seguido

del tratamiento dos con 2.89 t.ha-1, el tratamiento cuatro con 2.85 t. ℎ𝑎−1, y por último el testigo

con 1.4 t.ha-1. Según lo citado podemos decir que nuestro biofertilizante tuvo efecto frente al

rendimiento debido a los nutrientes que este posee.

El (INIAP, 2012), los rendimientos en grano seco van de buenos a muy buenos en los valles de Chota, Mira y en Urcuquí (1072 kg/ha a 1802 kg/ha), teniendo el INIAP ROJO DEL VALLE un rendimiento en grano seco: 1437 kg/ha (32 qq/ha) en promedio. Siendo nuestros datos obtenidos en rendimiento buenos frente a lo citado.

49

Gráfico 7. Rendimiento en toneladas por hectáreas para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el estudio plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

El Gráfico 9. Podemos observar que el biofertilizante tiene un rendimiento de 2200 kg/ha siendo

mayor frente a los tres tratamientos. La diferencia se debe a que las microalgas hicieron efecto en

todas las variables debido a que poseen macro y micronutrientes.

1990

22002180

1850

1900

1950

2000

2050

2100

2150

2200

2250


T0 T1 T2

kilo

gram

os

Promedio rendimiento de plantas cultivo de fréjol (kg/ha)

50

4.10 ANALISIS ECONOMICO

Cuadro 26. Análisis económico para la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito, Pichincha, 2017.

Rubro Cantidad Unidad Valor unitario dólares Valor total dólares

Sustrato esterilizado 180 kg 0,055 9,9

Semilla certificada fréjol INIAP ROJO DEL VALLE 0,5 kg 3 1,5

Fundas 100 u 0,025 2,5

Análisis químico micro algas 1 u 30 30

Fertilizante (18 – 46 - 0) 0,5 kg 2 1

Fertisol 1 kg 1,5 1,5

Extracto de algas 1 lt 5 5

Análisis del sustrato 1 u 20 20

Total 71,4

Fuente: Autor

Cuadro 27. Costos de producción para la aplicación foliar de un fertilizante y un

biofertilizante con base en algas en el estudio en fréjol (Phaseolus vulgaris L.). Quito,

Pichincha, 2017.

Rubros Biofertilizante Extracto de algas

Área Cultivo 1 1

Ciclo/Mes 3,5 3,5

Costo Kg 2 2

Preparación De Terreno 60 60

Siembra 112 112

Fertilización 1833 2444

Labores Culturales 426 426

Control 150 150

Cosecha 90 90

Arriendo De Terreno 250 250

Costos Directos 2927,5 3538,5

Cosos Indirectos 80 80

Costos Totales 3007,5 3618,5

Fuente: Autor

51

Cuadro 28. Cálculo de la relación Beneficio costo para la aplicación foliar de un fertilizante

y un biofertilizante con base en algas en fréjol (Phaseolus vulgaris L.) . Quito, Pichincha,

2017.

Biofertilizante Extracto de algas

Rendimiento kg 2220 2180

Costo 2 2

Ingreso bruto 4440 4360

Ingreso neto Ib-Cp Ib-Cp

Ingreso neto 1432,5 741,5

Relación B/C 1,476309227 1,204919165

B/C 1/0,47 1/0,20

Fuente: Autor

En el cuadro 28. Se determina la relación Beneficio costo para el biofertilizante 1,47 dólares y para el extracto de algas 1,20 dólares que tiene la producción de frejol de variedad INIAP Rojo del valle, obteniendo una relación para el biofertilizante de que por cada dólar invertido se obtiene 47 centavos, mientras tanto que para el extracto de algas se obtiene que por cada dólar invertido se obtiene 20 centavos. Dando una relación positiva y tornándose viable el cultivo de frejol con la aplicación de biofertilizante, y extracto de algas.

52

5. CONCLUSIONES

Para las variables analizadas en la investigación fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a la aplicación foliar de

un fertilizante y un biofertilizante con base en algas, se obtuvo los siguientes resultados, el factor

tratamiento comprendido por biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una

dosis: (3’000000 células/mililitro) alcanzo los mejores promedios para todas las variables en estudio

frente al extracto de algas y testigo.

Los promedios para las variables altura de planta a los 69 días 32.32 cm, Número de flores a los 93

días 4.75, numero de vainas a los 112 días 4.5, tamaño de vaina a los 134 días 11,34cm, peso

semillas granos secos a los 165 días 10.03g, longitud de raíz a los 154 días 35 cm, peso seco raíz a

los 157 días 8. 26 g, peso seco parte aérea a los 150 días 7. 2 g y para el rendimiento se obtuvo 2220

kg/ha, mientras que el tratamiento comprendido por extracto de algas estuvo en un segundo rango,

el testigo obtuvo los promedios bajos el cual solo fue tratado con agua.

Al analizar la relación beneficio costo para la producción de frejol (Phaseolus vulgaris L.) INIAP Rojo del valle, a la aplicación foliar de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas se obtiene para el biofertilizante una relación de 1/0,47 dólares siendo viable la siembra con la adición del biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), mientras que para el extracto de algas marinas la relación fue de 1/0,20 dólares siendo el valor más bajo comparado con el biofertilizante.

53

6. RECOMENDACIONES

Se recomienda para el cultivo de frejol la adición del biofertilizante comprendido de biofertilizante

microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000 células/mililitro), con el cuál

se obtuvo los mejores promedios en todas las variables frente al extracto de algas y testigo.

Estudiar el biofertilizantes en cultivo de frejol (Phaseolus vulgaris L.) INIAP Rojo del valle con dosis más bajas y más altas a la utilizada en esta investigación para validar la información obtenida.

54

7. RESUMEN

El fréjol (Phaseolus vulgaris L.) es nativo de América, principalmente de México en donde se obtiene cerca del 35% de la producción mundial. Se desarrolla en climas cálidos y templados, bajo condiciones ecológicas muy variables, de las cuales ha resultado la selección y desarrollo de una gran cantidad de genotipos cultivados con características muy diferentes. Esta especie es sensible a la humedad ambiental, pues le afecta el frío y los cambios bruscos de temperatura; no es muy exigente en cuanto al suelo, es altamente susceptible a enfermedades, las mismas que limitan la productividad, especialmente en los trópicos.

Los principales problemas para la producción de fréjol están relacionados con la alta incidencia de enfermedades y plagas, que se agravan por el uso generalizado de semilla de variedades regionales susceptibles, lo cual exige un alto uso de agroquímicos para su manejo con consecuencias negativas como la alta exposición y riesgo de los trabajadores a intoxicaciones, la contaminación del medio ambiente con estos productos y los riesgos de que el fréjol producido bajo estas condiciones pueda contener residuos tóxicos en niveles superiores a los permitidos. Esto ha elevado los costos de producción y es una de las causas de la pérdida de competitividad.

La variedad INIAP 481 Rojo del Valle proviene de la cruza entre SEL 1308/Red Hawk/Red Hawk/Je.Ma./Paragachi/Paragachi, realizada en el año 2002 en Michigan State University (EEUU). De esta cruza se generó la línea TP6 de fréjol arbustivo de color de grano rojo moteado de hábito de crecimiento tipo 2 (con guía pequeña). La variedad se encuentra registrada en el Departamento Nacional de Recursos Fitogenéticos (DENAREF) del INIAP con el código ECU-17995.

La "fertilización foliar", llamada también epigea, no radicular, extra radical, consiste en aportar nutrientes a las plantas a través de las hojas, básicamente en disoluciones acuosas.

Las microalgas son organismos eucariontes fotosintéticos muy diversos en color, forma, tamaño y capacidad de adaptación a distintos ambientes. Se encuentran casi en cualquier hábitat donde el agua y la luz solar coinciden, incluyendo suelos, hielo, lagos, ríos, aguas termales y el océano. Las microalgas junto con las cianobacterias representan solamente alrededor de 1-2% de la biomasa de carbono en el mundo, pero se estima que fijan entre 30 y 50 ×1015 g del carbón anualmente que es cerca de 40% de la fijación mundial de carbono y forman una parte esencial en el primer eslabón de la cadena trófica de organismos. El fitoplancton (microalgas y cianobacterias) juega un papel esencial en carbono global. Por estas razones y por su influencia global en la biósfera, el estudio de las microalgas es de interés fundamental para los científicos del mundo. La respuesta de un fertilizante y un biofertilizante con base en algas en el cultivo de fréjol

(Phaseolus vulgaris L.) INIAP Rojo del Valle, se instaló un ensayo en el Centro de Biología,

Universidad Central del Ecuador. Los tratamientos consistieron en las aplicación foliar del

fertilizante extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum) con una dosis: (7.5ml en 1 l de agua),

biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000

células/mililitro) con aspersor manual (atomizador) de 400ml y un testigo absoluto. El diseño

estadístico fue completamente al azar con tres tratamientos y 20 observaciones.

Para las variables analizadas en la investigación fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a la aplicación foliar de

un fertilizante y un biofertilizante con base en algas, se obtuvo los siguientes resultados, el factor

tratamiento comprendido por biofertilizante microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una

dosis: (3’000000 células/mililitro) alcanzo los mejores promedios para todas las variables en estudio

frente al extracto de algas y testigo.

55

Los promedios para las variables altura de planta a los 69 días 32.32 cm, Número de flores a los 93

días 4.75, numero de vainas a los 112 días 4.5, tamaño de vaina a los 134 días 11,34cm, peso

semillas granos secos a los 165 días 10.03g, longitud de raíz a los 154 días 35 cm, peso seco raíz a

los 157 días 8. 26 g, peso seco parte aérea a los 150 días 7. 2 g y para el rendimiento se obtuvo 2220

kg/ha, mientras que el tratamiento comprendido por extracto de algas estuvo en un segundo rango,

el testigo obtuvo los promedios bajos el cual solo fue tratado con agua.

Para el análisis económico la relación beneficio costo el biofertilizante de que por cada dólar invertido se obtiene 47 centavos, mientras tanto que para el extracto de algas se obtiene que por cada dólar invertido se obtiene 20 centavos. Dando una relación positiva y tornándose viable el cultivo de frejol con la aplicación de biofertilizante, y extracto de algas.

56

SUMMARY

The bean (Phaseolus vulgaris L.) is native to America, mainly from Mexico, where about 35% of the world production is obtained. It grows in warm and temperate climates, under very variable ecological conditions, from which the selection and development of a large number of cultivated genotypes with very different characteristics has resulted. This species is sensitive to environmental humidity, as it is affected by cold and sudden changes in temperature; it is not very demanding in terms of soil, it is highly susceptible to diseases, the same ones that limit productivity, especially in the tropics. The main problems for the production of beans are related to the high incidence of diseases and pests, which are aggravated by the widespread use of seeds of susceptible regional varieties, which requires a high use of agrochemicals for their management with negative consequences such as high exposure and risk of workers to poisoning, the contamination of the environment with these products and the risks that the beans produced under these conditions may contain toxic residues at levels higher than those allowed. This has increased production costs and is one of the causes of the loss of competitiveness. The variety INIAP 481 Rojo del Valle comes from the cross between SEL 1308 / Red Hawk / Red Hawk / Je.Ma./ Paragachi / Paragachi, made in 2002 at Michigan State University (USA). From this cross, the line TP6 of shrubby beans of red grain color speckled with growth habit type 2 (with small guide) was generated. The variety is registered in the National Department of Plant Genetic Resources (DENAREF) of the INIAP with the code ECU-17995. The "foliar fertilization", also called epigea, not radicular, extra radical, consists of providing nutrients to the plants through the leaves, basically in aqueous solutions. The microalgae are photosynthetic eukaryotic organisms very diverse in color, shape, size and adaptability to different environments. They are found almost in any habitat where water and sunlight coincide, including soils, ice, lakes, rivers, hot springs and the ocean. The microalgae together with the cyanobacteria represent only about 1-2% of the carbon biomass in the world, but it is estimated that they fix between 30 and 50 × 1015 g of carbon annually, which is about 40% of the global carbon fixation, and they form an essential part in the first link of the trophic chain of organisms. Phytoplankton (microalgae and cyanobacteria) play an essential role in global carbon. For these reasons and for its global influence in the biosphere, the study of microalgae is of fundamental interest to scientists around the world. The response of a fertilizer and a biofertilizer based on algae in the cultivation of beans (Phaseolus vulgaris L.) INIAP Rojo del Valle, an assay was installed in the Center of Biology, Central University of Ecuador. The treatments consisted in the foliar application of the seaweed extract fertilizer (Ascophyllum nodosum) with a dose: (7.5ml in 1 l of water), microalgal biofertilizer (Chlorella sp. and Scenedesmus sp.), with a dose: (3 ') 000000 cells / milliliter) with manual spray (atomizer) of 400ml and an absolute control. The statistical design was completely randomized with three treatments and 20 observations.

57

For the variables analyzed in the research bean (Phaseolus vulgaris L.) to the foliar application of a fertilizer and a biofertilizer based on algae, the following results were obtained: the treatment factor comprised of microalgal biofertilizer (Chlorella sp. and Scenedesmus sp.), with a dose: (3'000000 cells / milliliter) reached the best averages for all the variables under study against the algae and control extract. The averages for the variables height of the plant at 69 days 32.32 cm, number of flowers at 93 days 4.75, number of pods at 112 days 4.5, pod size at 134 days 11.34 cm, weight seeds dry grains at 165 days 10.03g, root length at 154 days 35 cm, root dry weight at 157 days 8. 26 g, dry weight aerial part at 150 days 7. 2 g and for yield 2220 kg / ha was obtained, while that the treatment comprised by seaweed extract was in a second range, the control obtained the low averages which was only treated with water. For the economic analysis, the benefit-cost ratio of the biofertilizer shows that for every dollar invested, 47 cents is obtained, meanwhile for the algae extract, it is obtained that for every dollar invested, 20 cents is obtained. Giving a positive relationship and becoming viable bean crop with the application of biofertilizer, and seaweed extract.

58

8. REFERENCIAS

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63

9. ANEXOS

Fotografía 1. Observación al microscopio y cámara Neubauer (Chlorella sp y Scenedesmus sp).

Fotografía 2. Preparación del biofertilizante en botellones (Chlorella sp y Scenedesmus sp).

64

Fotografía 3. Preparación del fertisol para nutrir a las microalgas.

Fotografía 4. Preparación del lugar para la obtención de la multiplicación (Chlorella sp y Scenedesmus sp), en el laboratorio de ficología #5 de la Universidad Central del Ecuador.

65

Fotografía 5. Fertisol para masificacion de las microalgas y fertilizante (18 – 46 - 0) para la germinación.

Fotografía 6. Preparación del invernadero de vidrio donde se realizo la investigación.

66

Fotografía 7. Producto de Extracto de algas para la investigación y semillas frejól (Phaseolus vulgaris L.) INIAP rojo del valle.

Fotografía 8. Materiales utilizados en la investigación, estufa y balanza electrónica.

67

Fotografía 9. Materiales utilizados en la investigación aspersores de 400 ml y cinta métrica.

Fotografía 10. Plantas germinadas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.).

68

Fotografía 11. Investigación establecida en el invernadero.

Fotografía 12. Cultivo de fréjol (Phaseolus vulgaris L.), en las diferentes etapas de desarrollo.

69

Etapas de desarrollo

70


71


72

Fotografía 13. Tratamiento testigo T0 se aplico agua.

Fotografía 14. Tratamiento T1 se aplico el biofertilizante comprendido de biofertilizante Microalgal (Chlorella sp. y Scenedesmus sp.), con una dosis: (3’000000 células/mililitro).

73

Fotografía 15. Tratamiento T2 se aplico el fetilizante extracto de algas marinas (Ascophyllum nodosum)

Fotografía 16. Mediciones de alturas.

74

Fotografía 17. Etapa de floración.

Fotografía 18. Etapa de envainamiento.

75

Fotografía 19. Muestra de raices para tratamiento T0.

Fotografía 20. Muestra de raices para tratamiento T1.

76

Fotografía 21. Muestra de raices para tratamiento T2

Fotografía 22. Muestra para el análisis de la parte aérea foliar.

77

Fotografía 23. Granos secos de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) INIAP rojo del valle del testigo T0.


78


79

Figura 2. Diseño de la distribución de las plantas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) en el invernadero.

TO= Sin aplicación, T1= Biofertilizante, T2= Extracto de algas

tt

7

5 8

10

9

11

12

10 11

9 12

18 19

17 20

18 19

17 20

2 3 14

16 13

15 14

8 5

7 6

5

7 6

2 3

1

1 4

4

10

12 9

11

4 1

3 2

16 13

15

8

20 17

19 18

16 13

15 14

T1 T2 T1 T0 T2

T2 T0 T1 T0

T0 T1 T2 T0 T1

T2

6

80

Figura 3. Etapas fenológicas del fréjol (Phaseolus vulgaris L.). V0, V1, V2, V3 y V4.

81

Figura 4. Etapas fenológicas de fréjol (Phaseolus vulgaris L.). R5, R6, R7, R8 y R9.

82

Figura 5. Datos obtenidos en la investigación de las siguientes variables.

ALTURA DE PLANTA

Tratamiento N. planta A1 (46 días) A2 (52 días) A3(59 días) A4(63 días) A5(69 días) A6 (72 días) A7(76 días) A8 (79 días)

T0 1 16 20 22.5 23.4 23.8 24.5 26 27.1

T0 2 8.5 9.7 10 10.3 10.3 10.3

T0 3

T0 4 14.5 17.5 20.5 23.5 25.6 27.5 30 32

T0 5

T0 6 7 8 10 11 13 17 27 35

T0 7 12 12.5 17 24.7 28.5 33 45 60

T0 8 9 10 10.2 10.5 10.5 10.5 11.2 12.5

T0 9 5.2 5.6 6.5 6.5 6.5 6.5

T0 10 16.3 17.5 20.5 25 28 29.5 36.5 40

T0 11 9 10 11.4 13 14.4 17 23.5 30

T0 12

T0 13 9.2 11 15.6 23.5 34 48 50.5 70

T0 14 4 4 4 6 7.4 9.4 12.2 14

T0 15 22 25 35 50 67.5 69 90 99

T0 16 20 22 24 25.5 26.9 28 32.5 35

T0 17 19 20.5 25.3 28.5 35 41.5 57.8 70.1

T0 18 8.5 10 14.4 19 38 40 65 73

T0 19 10 11 13.2 15 16 17 19 21.5

T0 20

T1 1 19.5 21 25.4 27.4 28.8 31.6 41 50

T1 2 16 18 24.4 29.5 35 38.2 49 59

T1 3 17 17.8 19 21.5 23 25.2 30 33

T1 4 20.5 23 28.5 34 38 42.5 50 56

T1 5

T1 6 17 18.5 24.6 31.9 37.5 43 56

T1 7 19.5 21 23.7 27.6 31 33 38

T1 8 19.5 21.5 25.6 30 35.4 40 50 61

T1 9 15 17 21 26 32.5 38.4 43.5 70

83

Tratamiento N. planta A1 (46 días) A2 (52 días) A3(59 días) A4(63 días) A5(69 días) A6 (72 días) A7(76 días) A8 (79 días)

T1 10 17 17.5 19.9 21.3 22.3 22.9 26.5 31.3

T1 11 19.3 20.5 23.8 27.5 29 31.2 34.5 36

T1 12

T1 13 22.5 24.5 29.4 32.4 34.8 36.5 41.2 46

T1 14 16 17 21.5 23.7 27 29 45.2 41.5

T1 15 15 16 18.8 23 28.5 37 56 70

T1 16 25 27 36 40 46 52.4 65 70

T1 17 18 20 23.5 25.5 27.4 29 34 37.5

T1 18 19 21 25 27.2 29 31 35.9 39.5

T1 19 16 17.5 23 27 30 33.6 41.6 50

T1 20 21 23 27.5 31.5 34.4 38 47 50.5

T2 1 13.5 16.5 20.2 20.9 22.5 24.8 26 27.5

T2 2 6 7 7.2 7.2 7.2 7.2

T2 3

T2 4 6.4 8.7 11.4 13.3 16 21.4 30 30

T2 5 15 19 20.3 21.5 22.5 24 26.5 29

T2 6

T2 7 14 15 16.5 17.6 18.1 20 22.5 23.5

T2 8 18 20.5 23.5 24.4 25.5 26.2 31.5 39.7

T2 9 23 29 34.5 36.7 38.8 42.5 51 59

T2 10 8 9 9.1 9.2 9.2 9.2

T2 11 17.5 20 24.3 27.7 34.5 40.5 56 68

T2 12 11 12 14.2 17.5 21 27.9 42 59

T2 13 14 15 16.5 20 23 24 29.5 34.5

T2 14 18 19.5 21.6 23.9 24.5 27 29 30

T2 15

T2 16 8.5 8.8 9 9 9

T2 17 2.5 2.5

T2 18 19.5 22 25.6 31 37 42.3 35.9 69

T2 19 16 18 20.6 24 26.5 32.5 46 58

T2 20 16.5 18 21.9 25.4 27.5 33 49 64

84

Figura 6. Datos de las variables vainas y número de flores.

NUMERO DE FLORES NUMERO DE VAINAS

Tratamiento N. planta N1 N2 N3 V1 V2 V3 V4 V5 V6

T0 1 4 7 5 4 5 5 5 5 4

T0 2

T0 3

T0 4 3 4 4 2 4 4 4 4 4

T0 5

T0 6 1 4 4 2 2 2

T0 7 3 3 1 3 3 3 3 3

T0 8 1

T0 9

T0 10 1 4 5 1 4 5 5 5 5

T0 11 2 2 5 4 4

T0 12

T0 13 1 3 4 2 2 2 2 2

T0 14

T0 15 2 8 1 2 3

T0 16 3 4 4 3 5 5 5 5 4

T0 17 3 2 2 4 6 6 6 6 6

T0 18 2 4 1 2 2 2 2

T0 19

T0 20 3 2 2

T1 1 3 4 4 4 5 5 5 5 5

T1 2 2 5 4 3 3 3 3 3

T1 3 2 5 3 3 3 3 3 3

T1 4 2 4 4 2 3 3 3 3

T1 5

85


T1 6 2 5 5 4 6 6 7 7 7

T1 7 3 5 3 2 4 4 5 5 5

T1 8 2 3 3 1 2 2 2 3

T1 9 3 5 3 1 2 2 2 2 3

T1 10 1 3 2 3 3 3 3 3

T1 11 3 5 2 3 5 5 5 5 5

T1 12

T1 13 4 6 4 2 5 5 5 5 5

T1 14 1 3 2 4 4 4 4 4

T1 15 2 3 2 2 2 2 4 4

T1 16 2 4 2 3 4 4 5 5 5

T1 17 2 3 2 2 4 4 4 4 4

T1 18 3 5 3 4 4 6 6 6 6

T1 19 3 4 3 3 5 5 6 6 5

T1 20 1 3 1 2 4 4 4 4 4

T2 1 2 3 1 2 1 3 4 4 4

T2 2

T2 3

T2 4 2 3 2 3 3 3

T2 5 3 5 2 1 3 3 5 5 5

T2 6

T2 7 2 4 1 3 3 3 4 4 4

T2 8 2 5 2 4 4 5 6 6 6

T2 9 4 7 2 3 5 5 7 7 7

T2 10

T2 11 2 3 1 1 2 2 2

T2 12 2 3 3 2 3

T2 13 3 5 2 3 5 5 6 6 6

86


T2 14 4 5 1 4 4 6 6 6 5

T2 15

T2 16

T2 17

T2 18 2 4 2 3 4 4 7 7 6

T2 19 3 4 1 4 4 4 4 4

T2 20 2 3 1 1 3 3 4 4 4

87

Figura 7. Datos de variables evaluadas del biofertizante, tamaño de la vaina, peso de semillas, longitud de las raíces, peso seco de las raíces, peso seco de la parte aérea y rendimiento.

N.

planta No

Semillas Peso seco

semillas (g.) Peso g parte

aérea Long. raíz

(cm ) Peso g.

peso raíz long. vainas

(cm) peso de semillas kg/ha

Rendimiento, ton/ha

T0 1 13 7 4.9 30 4.7 10.2 53.84 1842.30 1.84

T0 2

T0 3

T0 4 15 8.7 5.5 31 4.6 11.16 58 1984.42 1.98

T0 5

T0 6 9 6.1 4.1 25 2.6 11.5 67.77 2318.96 2.31

T0 7 11 6.7 5.6 29 6.3 11.1 60.90 2083.96 2.08

T0 8 3.1 26 1.5

T0 9

T0 10 15 9.3 5.1 28 4.1 10.62 62 2121.28 2.12

T0 11 12 6.9 5.4 22 4 10.83 57.5 1967.32 1.96

T0 12

T0 13 10 3.7 5.4 26 5 12 37 1265.92 1.26

T0 14 5.1 25 1.7

T0 15 10 4.3 4.9 25 4.3 9.5 43 1471.21 1.47

T0 16 11 6.7 5.5 30 4.4 10.16 60.90 2083.96 2.08

T0 17 10 6.9 4.9 35 2.7 10.3 69 2360.78 2.36

T0 18 5 3.6 6.2 29 1.8 9.5 72 2463.42 2.46

T0 19 4.4 23 3.2

T0 20 6 3.4 9.33 56.66 1938.80 1.93

T1 1 16 10.7 7 35 9 11.37 66.87 2288.08 2.28

T1 2 11 7 10 37 8 13 63.63 2177.27 2.17

T1 3 9 6.9 5.9 27 3.5 11 76.66 2623.05 2.6

T1 4 12 7.4 5.5 30 3.2 9 61.66 2109.88 2.10

88

N.

planta No

Semillas Peso seco


aérea Long. raíz

(cm ) Peso g.



Rendimiento, ton/ha

T1 5

T1 6 17 11 5.2 31 1.8 10.5 64.70 2213.86 2.21

T1 7 13 7.7 5.1 24 1.3 11.5 59.23 2026.53 2.02

T1 8 10 6.5 6 34 4.6 12 65 2223.92 2.22

T1 9 11 7.3 8.4 35 7.4 12.5 66.36 2270.58 2.27

T1 10 9 5.8 4.9 30 4.6 12.5 64.44 2204.92 2.20

T1 11 11 7 5.3 36 7.7 9.75 63.63 2177.27 2.17

T1 12

T1 13 16 11 5.1 36 3.8 10.83 68.75 2352.23 2.35

T1 14 14 8.9 5.5 34 5.8 10.66 63.57 2175.05 2.17

T1 15 11 7.6 4.9 32 6.5 11.5 69.09 2363.89 2.36

T1 16 13 7.6 6.6 26 5.4 9.5 58.46 2000.21 2.00

T1 17 11 7.2 5.4 32 4.5 10.83 65.45 2239.48 2.23

T1 18 10 7 8.2 32 9.3 10.3 70 2395 2.39

T1 19 14 7.8 5.4 33 5.8 11.5 55.71 1906.24 1.90

T1 20 10 6.6 5.7 37 5.7 9.75 66 2258.14 2.25

T2 1 15 8 7.7 33 8.1 11 53.33 1824.76 1.82

T2 2

T2 3

T2 4 10 6.3 8.8 37 7.6 11 63 2155.5 2.15

T2 5 12 7.2 6.6 31 9 10.75 60 2052.85 2.05

T2 6

T2 7 14 10.7 5.1 33 9.1 10.83 76.42 2614.94 2.61

T2 8 15 9 6.9 30 11.6 10.8 60 2052.85 2.05

T2 9 16 12.3 7.9 36 11.7 11.1 76.87 2630.22 2.63

T2 10

T2 11 6 4.1 5.6 29 4.3 11 68.33 2337.97 2.33

T2 12 7.1 29 11.5

89

N.

planta No

Semillas Peso seco


aérea Long. raíz

(cm ) Peso g.



Rendimiento, ton/ha

T2 13 15 11.1 4.9 38 5.5 9.75 74 2531.85 2.53

T2 14 13 9.1 4.1 37 4.8 11.33 70 2395 2.39

T2 15

T2 16

T2 17

T2 18 16 9 7.5 39 7 10.9 56.25 1924.55 1.92

T2 19 14 7.6 7 36 9.2 11 54.28 1857.34 1.85

T2 20 14 9.7 8.3 34 4.7 10.83 69.28 2370.56 2.37

universidad central del ecuador … · este proyecto. a la dra. ... en el proyecto hasta el final...

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