universidad central del ecuador · 2017-05-02 · 125 x 109/l for absolute reticulocyte count,...
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i
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO
E HISTOTECNOLÓGICO
“Determinación de valores de referencia para reticulocitos tomando como muestra
representativa pacientes que acudieron al Laboratorio Clínico del Hospital de
Especialidades Eugenio Espejo durante el periodo Enero-Julio 2016”
Trabajo de fin de carrera presentado previo a la obtención del Título de Licenciada en
Laboratorio Clínico e Histotecnológico
Autora: Jacqueline Marisol Morales Chasipanta
Directora de tesis: Msc. Mercedes Elisabeth Tapia Cadena
Quito, Diciembre 2016
ii
© DERECHOS DE AUTOR
Yo, Morales Chasipanta Jacqueline Marisol, en calidad de autora del Trabajo de Investigación
realizada sobre: “DETERMINACIÓN DE VALORES DE REFERENCIA PARA
RETICULOCITOS TOMANDO COMO MUESTRA REPRESENTATIVA
PACIENTES QUE ACUDIERON AL LABORATORIO CLÍNICO DEL HOSPITAL
DE ESPECIALIDADES EUGENIO ESPEJO DURANTE EL PERIODO ENERO-
JULIO 2016, autorizo a la Universidad Central del Ecuador, a hacer uso de todos los
contenidos que me pertenecen o parte de los que contiene esta obra, con fines estrictamente
académicos o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,
seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8, 19 y
demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.
También, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a realizar la digitalización y
publicación 8de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo
dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
Firma:
Jacqueline Marisol Morales Chasipanta
C.I. 1724988751
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR
Yo Mercedes Tapia Cadena en mi calidad de tutora del trabajo de titulación, modalidad
Proyecto de Investigación, elaborado por la Srta. Morales Chasipanta Jacqueline Marisol;
cuyo título es: “DETERMINACIÓN DE VALORES DE REFERENCIA PARA
RETICULOCITOS TOMANDO COMO MUESTRA REPRESENTATIVA
PACIENTES QUE ACUDIERON AL LABORATORIO CLÍNICO DEL HOSPITAL
DE ESPECIALIDADES EUGENIO ESPEJO DURANTE EL PERIODO ENERO-
JULIO 2016”, previo a la obtención del Grado de Licenciada en Laboratorio Clínico e
Histotecnológico, considero que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el
campo metodológico y epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal
examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado
para continuar con el proceso de titulación determinado por la Universidad Central del
Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 14 días del mes de Octubre del año 2016.
Firma
Msc. Mercedes Tapia Cadena
C.I. 1712764453
iv
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL
El Tribunal constituido por: Lcda. Eliana Champutiz, Msc. Cristina Toscano, Msc. Bernardita
Ulloa.
Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previa a la obtención del título
o grado académico de Licenciada en Laboratorio Clínico e Histotecnológico, presentado por la
Srta. MORALES CHASIPANTA JACQUELINE MARISOL.
Con el Título:
“DETERMINACIÓN DE VALORES DE REFERENCIA PARA RETICULOCITOS
TOMANDO COMO MUESTRA REPRESENTATIVA PACIENTES QUE
ACUDIERON AL LABORATORIO CLÍNICO DEL HOSPITAL DE
ESPECIALIDADES EUGENIO ESPEJO DURANTE EL PERIODO ENERO-JULIO
2016,
Emite el siguiente veredicto: APROBADO
En la Ciudad de Quito a los 12 días del mes de Diciembre del 2016
Para constancia de lo actuado firman:
v
DEDICATORIA
Dedico este trabajo, a Dios y a mi familia.
A Dios por su infinito amor, y por ser lo más maravilloso en mi vida.
A mis padres, Adán Morales y Gladys Chasipanta quienes han velado por mi bienestar y
educación, enseñándome que el trabajo duro siempre da buenos frutos.
A mis hermanos Liliana y Fernando que han sido un estímulo permanente de superación y
que de una u otra manera me han dado su apoyo para cumplir con esta meta.
Con mucho cariño
Jacqueline
vi
AGRADECIMIENTOS
Quiero empezar agradeciendo de manera especial a Dios por ser mi creador y mi mejor
maestro.
A mi madre quién ha dedicado su vida a cuidar que nada falte en la mía.
Agradezco a la Universidad Central del Ecuador, por la oportunidad que se me ha dado de
realizar mis estudios en sus aulas y formarme como profesional.
De la misma manera mi gratitud es para mi Directora de Tesis: Msc. Mercedes Tapia por su
tiempo, su valiosa colaboración y guía para culminar este trabajo.
A la Dra. Karina Reinoso, Jefe del Laboratorio clínico del Hospital de Especialidades
Eugenio Espejo, por la apertura de las puertas de la institución y por las facilidades
brindadas para la realización de la presente tesis, de la misma manera quiero agradecer a la
Lcda. Raquel Enríquez quien me ha compartido sus conocimientos y me ha brindado su apoyo
incondicional.
Finalmente, agradezco a mis compañeros, amigos, maestros y a cada una de las personas que
directa e indirectamente han contribuido para la culminación de mi carrera, especialmente a
aquellos que me brindaron cariño, comprensión y apoyo, dándome con ellos, momentos muy
gratos.
Jacqueline Morales
vii
ÍNDICE DE CONTENIDO
© DERECHOS DE AUTOR ............................................................................................. ii
APROBACIÓN DEL TUTOR ......................................................................................... iii
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ................................... iv
DEDICATORIA ................................................................................................................ v
AGRADECIMIENTOS .................................................................................................... vi
ÍNDICE DE CONTENIDO ............................................................................................. vii
LISTA DE TABLAS ........................................................................................................ ix
LISTA DE FIGURAS ........................................................................................................ x
LISTA DE GRÁFICOS .................................................................................................... xi
LISTA DE ANEXOS ...................................................................................................... xii
RESUMEN ..................................................................................................................... xiii
ABSTRACT ................................................................................................................... xiv
INTRODUCCIÓN ............................................................................................................. 1
CAPITULO I .................................................................................................................... 2
EL PROBLEMA DE LA INVESTIGACIÓN ................................................................... 2
1.1 Planteamiento del problema ........................................................................................ 2
1.2 Formulación del problema ........................................................................................... 4
1.3 Preguntas directrices .................................................................................................... 4
1.4 Delimitación del problema .......................................................................................... 4
1.5 OBJETIVOS ................................................................................................................ 5
1.5.1 Objetivo General ....................................................................................................... 5
1.5.2 Objetivos Específicos ............................................................................................... 5
1.6 Justificación e Importancia .......................................................................................... 6
CAPITULO II ................................................................................................................... 8
MARCO TEORICO .......................................................................................................... 8
2.1-Marco Legal ................................................................................................................ 8
2.2- Marco Conceptual .................................................................................................... 10
2.2.1 La sangre .............................................................................................................. 10
2.2.2 Hematopoyesis ..................................................................................................... 10
viii
2.2.3 Eritropoyesis ......................................................................................................... 11
2.2.4 Recuento de reticulocitos ..................................................................................... 15
2.2.5 Fracción de reticulocitos inmaduros ..................................................................... 17
2.2.6 Hemoglobina reticulocitaria ................................................................................. 18
2.2.7 Anemia ................................................................................................................. 19
2.2.8 Valores de referencia ............................................................................................ 21
2.2.9 Técnica para la determinación de reticulocitos y sus diferentes parámetros .......... 23
CAPITULO III ................................................................................................................ 25
METODOLOGÍA ............................................................................................................ 25
3.1 Diseño de la Investigación ......................................................................................... 25
3.2 Población y muestra ................................................................................................... 25
3.3 Muestra ...................................................................................................................... 26
3.4 Criterios de inclusión y exclusión .............................................................................. 26
3.5 Variables .................................................................................................................... 26
3.6 Matriz de operacionalización de variables. ............................................................... 27
3.7 Técnicas e Instrumentos de recolección de datos ...................................................... 28
3.8 Técnicas para el procesamiento de datos y análisis de resultados ............................. 28
CAPITULO IV ............................................................................................................... 30
RESULTADOS ............................................................................................................... 30
4.1 Análisis y resultados .................................................................................................. 30
4.2 DISCUSIÓN .............................................................................................................. 40
4.3 CONCLUSIONES ..................................................................................................... 42
4.4 RECOMENDACIONES ............................................................................................ 43
CAPITULO V .................................................................................................................. 44
ASPECTOS ADMINISTRATIVOS ............................................................................... 44
6.1 Cronograma ............................................................................................................... 44
6.2 Recursos ..................................................................................................................... 45
6.3 Presupuesto y financiamiento .................................................................................... 45
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................. 46
ANEXOS ......................................................................................................................... 49
ix
LISTA DE TABLAS
Tabla Nº 1. Promedios y desviaciones estándar por parámetro al inicio y luego de la limpieza
de valores atípicos. .................................................................................................................... 34
Tabla Nº 2. Pruebas de normalidad para la determinación de reticulocitos % .......................... 35
Tabla Nº 3. Pruebas de normalidad para valor absoluto de reticulocitos ................................. 36
Tabla Nº 4. Pruebas de normalidad para la determinación de fracción de reticulocitos
inmaduros .................................................................................................................................. 37
Tabla Nº 5. Pruebas de normalidad para la determinación de hemoglobina reticulocitaria ..... 38
Tabla Nº 6. Valores de referencia de reticulocitos en la población que acudió al Laboratorio
Clínico del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo durante el período Enero-Julio 2016 39
Tabla Nº 7. Valores de referencia para reticulocitos reportados por diferentes autores .......... 40
x
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Representación gráfica del proceso de eritropoyesis ............................................ 14
Figura 2. Reticulocitos ......................................................................................................... 15
Figura 3. Analizador automático de hematología Sysmex XN-3000 utilizado en el contaje de
reticulocitos .......................................................................................................................... 24
xi
LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico Nº 1. Diagrama de caja y bigotes de reticulocitos %. ........................................... ….. 30
Gráfico Nº 2. Diagrama d caja y bigotes de valor absoluto de reticulocitos con valores
aberrantes ................................................................................................................................... 31
Gráfico Nº 3. Diagrama de caja y bigotes de valor absoluto de reticulocitos sin valores
aberrantes ................................................................................................................................... 31
Gráfico Nº 4. Diagrama de caja y bigotes de fracción de reticulocitos inmaduros ................... 32
Gráfico Nº 5. Diagrama de caja y bigotes de hemoglobina reticulocitaria con valores atípicos
................................................................................................................................................... 33
Gráfico Nº 6. Diagrama de caja y bigotes de hemoglobina reticulocitaria sin valores atípicos 33
Gráfico Nº 7. Histograma de la distribución de reticulocitos % y curva de comprobación ..... 35
Gráfico Nº 8. Histograma de la distribución de valor absoluto de reticulocitos y curva de
comprobación. ........................................................................................................................... 36
Gráfico Nº 9. Histograma de la distribución de Fracción de reticulocitos inmaduros y curva de
comprobación ............................................................................................................................ 37
Gráfico Nº 10. Histograma de la distribución de Hemoglobina Reticulocitaria y curva de
comprobación. ........................................................................................................................... 38
xii
LISTA DE ANEXOS
ANEXO 1. VARIABLES POR ENFERMEDAD ............................................................... 50
ANEXO 2. VARIABLES POR FÁRMACOS .................................................................... 50
ANEXO 3. MATRIZ DE RECOLECCIÓN DE DATOS ................................................... 51
xiii
TEMA: “Determinación de valores de referencia para reticulocitos tomando como muestra
representativa pacientes que acudieron al laboratorio clínico del Hospital de Especialidades
Eugenio Espejo durante el periodo Enero-Julio 2016”
AUTORA: Morales Chasipanta Jacqueline Marisol.
TUTOR: Msc. Mercedes Tapia Cadena.
RESUMEN
El contaje de reticulocitos es un parámetro hematológico imprescindible en la evaluación de la
actividad eritropoyética de la médula ósea y en el estudio y clasificación de anemias. El
objetivo de este estudio fue determinar los valores de referencia para reticulocitos en la
población que acudió al laboratorio clínico del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo
durante el período Enero-Julio 2016. Se seleccionó una muestra de 286 individuos de ambos
sexos para lo cual la metodología utilizada fue en base a las recomendaciones establecidas por
el CLSI (Instituto de Estándares clínicos y de Laboratorio) EP28-A3. Los resultados obtenidos
fueron: 0.7-2.6% para reticulocitos, 30-125 x 109/L para el absoluto de reticulocitos, 3.9-
16.8% para la Fracción de reticulocitos Inmaduros y 30.8-38.3 pg para Hemoglobina
Reticulocitaria, ofreciendo datos relevantes para ser tomados como guía, sobretodo en
laboratorios ubicados a la altura de la ciudad de Quito y siendo necesario que cada laboratorio
establezca sus propios valores de referencia, por diferir unos a otros.
Palabras clave: RETICULOCITOS/VALORES DE REFERENCIA/FRACCIÓN DE
RETICULOCITOS INMADUROS/HEMOGLOBINA RETICULOCITARIA.
xiv
TOPIC: “Determining reference values for reticulocytes, taking as a sample group patients
who were treated at the clinical laboratory of the Hospital de Especialidades Eugenio Espejo
during the period from January-July 2016”
AUTHOR: Jacqueline Marisol Morales Chasipanta
MENTOR: Mercedes Tapia Cardenas MSc.
ABSTRACT
Reticulocyte count is an essential hematological parameter for the assessment of bone marrow
Erythropoietic activity and for the study and classification of anemias. The aim of this study
was to determine reticulocyte reference values in a sample population that was treated at the
clinical laboratory of the Hospital de Especialidades Eugenio Espejo during the period from
January-July 2016. A sample of 286 patients, of both sexes, was selected and the methodology
used was based on the recommendations established by the CLSI (Institute of clinical and
Laboratory Standards) EP28-A3. The results obtained were: 0.7-2.6% for reticulocytes, 30-
125 x 109/L for absolute reticulocyte count, 3.9-16.8% for immature reticulocyte fraction and
30.8-38.3 pg for reticulocyte hemoglobin content, offering relevant data to be taken as a
guideline, especially in laboratories located in areas of high altitude as is the case of the city of
Quito; it being necessary for each laboratory to establish its own reference values due to
differences exiting among laboratories.
Key words: RETICULOCYTES / REFERENCE VALUES / IMMATURE RETICULOCYTE
FRACTION / RETICULOCYTE HEMOGLOBIN
1
INTRODUCCIÓN
Los valores de referencia son de uso extendido en la práctica clínica ya que contribuyen
directamente en las decisiones médicas ya sea para el diagnóstico, tratamiento y prevención de
las enfermedades, permitiendo comparar e interpretar el valor obtenido en una medición y
reflejando de esta manera el estado de salud de una persona. (Olay et al, 2013)
En la práctica clínica, la biometría hemática es una de las pruebas más solicitadas ya que
permite contar con una visión general de las condiciones de salud en las que se encuentra un
individuo a través de los elementos celulares hemáticos. Un parámetro complementario dentro
de la biometría hemática y de vital importancia para el estudio y clasificación de las anemias
como regenerativas o arregenerativas valorando la actividad eritropoyética de la médula ósea
son los reticulocitos, los mismos que representan a los eritrocitos inmaduros en la etapa final
de maduración. Sin embargo los valores de estos parámetros pueden variar de una población a
otra ya sea por la metodología, la población de estudio y varios factores entre los cuales
cuentan: sexo, uso de fármacos, estados patológicos y la altitud geográfica. (Saenz, 2012)
En la actualidad los autoanalizadores hematológicos de últimas generaciones ofrecen
hemogramas con alto grado de precisión, exactitud y, sobre todo, de gran utilidad clínica que
han incrementado significativamente la capacidad de análisis y brindan una serie de
parámetros reticulocitarios que contribuyen a una mejor orientación diagnóstica, dentro de
estos parámetros se encuentran; recuentos absolutos y porcentaje de reticulocitos, fracción de
reticulocitos inmaduros y hemoglobina reticulocitaria siendo necesario obtener valores de
referencia para cada prueba con muestras provenientes de cada población. (Hernandez, T, &
M, 2015)
El presente trabajo tiene como finalidad determinar los valores de referencia para reticulocitos
tomando como muestra representativa la población del Hospital de Especialidades Eugenio
Espejo de la Ciudad de Quito que acudió al laboratorio clínico durante el período Enero a Julio
2016, el cual es considerado un hospital de referencia nacional.
2
CAPITULO I
EL PROBLEMA DE LA INVESTIGACIÓN
1.1 Planteamiento del problema
El recuento de reticulocitos es un parámetro de gran valor en el estudio de la anemia, la cual es
considerada como un problema de salud pública a nivel mundial, con importantes
consecuencias para la salud humana tanto social como económica y según la OMS (2008)
afecta a 1620 millones de personas en todo el mundo lo que corresponde al 24.8% de la
población. (Gómez et al, 2014)
Los valores de referencia de magnitudes biológicas pueden estar asociados con condiciones de
salud o con cualquier otra condición fisiológica o patológica y pueden ser usados por
diferentes razones. En el campo clínico reflejan aquellos en los cuales un individuo se
encuentra sano o hay probabilidad de encontrarse enfermo al comparar los hallazgos
realizados frente a valores de referencia obtenidos de poblaciones de referencia, formadas por
individuos de referencia, a partir de los cuales se obtienen distribuciones, límites e intervalos
de referencia. (Sáenz, L., & M, 2008)
Al ser el laboratorio clínico indispensable previo a la toma de decisiones para emitir un
diagnostico mediante la interpretación médica de los resultados obtenidos es necesario
determinar los valores de referencia propios para cada población contribuyendo con una
interpretación más confiable y generando un aporte estandarizado de los límites de referencia
para cada prueba permitiendo de esta manera que en la práctica clínica se elimine en lo posible
los errores post-analíticos que pueden influir en la salud y la vida de un individuo. (Olay et
al, 2013)
3
En la actualidad en el Ecuador no hay datos establecidos de valores de referencia para
reticulocitos a nivel nacional y local lo cual deja en constancia el limitado proceso de
investigación en nuestro sistema de salud, por ende es primordial la estandarización de valores
reticulocitarios propios para lo cual se ha tomado como muestra representativa la población
del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo ubicado en la ciudad de Quito.
4
1.2 Formulación del problema
¿Por qué es importante establecer en cada población de estudio valores de referencia propios
de reticulocitos?
1.3 Preguntas directrices
¿Cuánto varían los valores calculados con otras poblaciones y otros autores que han
establecido rangos de referencia para estos parámetros hematológicos?
¿Cuáles son los factores más influyentes en los resultados de los valores de referencia
determinados para los diferentes parámetros reticulocitarios?
¿Cuál es el mejor método para calcular los valores de referencia en esta población?
1.4 Delimitación del problema
CAMPO: Laboratorio Clínico
ÁREA: Hematología
TEMA: Determinación de valores de referencia para reticulocitos tomando como muestra
representativa pacientes que acudieron al laboratorio clínico del Hospital de Especialidades
Eugenio Espejo durante el periodo Enero-Julio 2016.
5
1.5 OBJETIVOS
1.5.1 Objetivo General
Determinar los valores de referencia para reticulocitos en la población del Hospital de
Especialidades Eugenio Espejo que acudió al laboratorio clínico en el período Enero-Julio
2016 el cual es considerado un hospital de referencia nacional.
1.5.2 Objetivos Específicos
a) Establecer valores de referencia para Fracción de reticulocitos inmaduros (IRF) y
Hemoglobina Reticulocitaria (Ret-He)
b) Conocer la utilidad clínica de los índices reticulocitarios: IRF, Ret-He determinados en
los autoanalizadores de últimas generaciones
c) Comparar los valores obtenidos con otras poblaciones y otros autores que han
establecido valores de referencia para los diferentes parámetros reticulocitarios.
6
1.6 Justificación e Importancia
Los parámetros hematológicos dentro de los cuales se encuentran los reticulocitos, por su
comportamiento de variación biológica, son analitos de poca individualidad, es decir, la
variación esperada intra e interidividual, frente a la variación total del grupo poblacional son
próximas, lo que les hace analitos particularmente aptos para la aplicación del concepto
poblacional de valor de referencia. (Saenz, 2012)
Es importante que cada laboratorio clínico defina sus respectivos valores de referencia de
acuerdo con la población, la metodología, los factores que pueden modificar el valor esperado
de un lugar a otro, de una institución a otra y de un instrumento a otro y otras consideraciones
que puedan estar asociadas con la validez del resultado. (Campuzano, 2013)
El instituto de Estándares Clínicos y Laboratorios (Clinical and Laboratory Standards Institute
o CLSI, por sus siglas en inglés) en su guía EP28-A3, que establece la definición,
establecimiento y verificación de intervalos de referencia en el laboratorio clínico, recomienda
que el mejor medio para establecer un intervalo de referencia es recoger muestras de un
número suficiente de individuos de referencia calificados para dar un mínimo de 120 muestras
para el análisis, por medios no paramétricos, por cada partición. (CLSI, 2010)
En una entidad privada de Medellín, Colombia según Campuzano (2013) establecieron los
valores de referencia para el recuento de reticulocitos con el autoanalizador de hematología
Sysmex XE-2100® por citometría de flujo con colorantes fluorescentes cuyos valores
resultaron los siguientes: valor relativo: 0,6% a 2,7%; valor absoluto: 30.000 a 70.000 por μl.
Los valores de referencia para la fracción de reticulocitos inmaduros, corresponde de 3,0% a
15,9%.
De acuerdo con lo reportado en la literatura mundial, los valores de referencia para la
hemoglobina reticulocitaria están entre 24,1 a 35,8 pg.
7
Según Alonso, Mirta (2013) en el Servicio de Laboratorio del Hospital Británico de Buenos
Aires, los intervalos de referencia obtenidos para pacientes adultos son: Reticulocitos %: 0.5 a
1.5% para ambos sexos.
Según Bustamante, et al (2006) se determinaron los intervalos de referencia para el
autoanalizador GEN-S Coulter cuya población de estudio estuvo compuesta por individuos
aparentemente sanos del área metropolitana de Caracas. Para ello se procesaron un total de
236 muestras cuyos valores de referencia obtenidos fueron: valores relativos de 0,4 % a 2,1 %.
Para el análisis estadístico se utilizaron técnicas de estadística descriptiva e inferencial,
paramétrica y no paramétrica.
8
CAPITULO II
MARCO TEORICO
2.1-Marco Legal
Para el desarrollo del Proyecto de Investigación de Fin de Carrera se sustentó en base a las
leyes establecidas en la Constitución de la República del Ecuador, que impulsan y aseguran la
adquisición de conocimientos nuevos así como el desarrollo de estos.
CONSTITUCIÓN DE LA REPÚBLICA DEL ECUADOR
TÍTULO VII-CAPITULO PRIMERO
Sección primera
Educación
Art. 343: El sistema nacional de educación tendrá como finalidad el desarrollo de
capacidades y potencialidades individuales y colectivas de la población, que posibiliten el
aprendizaje, y la generación y utilización de conocimientos, técnicas, saberes, artes y cultura.
El sistema tendrá como centro al sujeto que aprende, y funcionará de manera flexible y
dinámica, incluyente, eficaz y eficiente (Constitución de la republica del ecuador, 2008)
Art. 350: El sistema de educación superior tiene como finalidad la formación académica y
profesional con visión científica y humanista; la investigación científica y tecnológica; la
innovación, promoción, desarrollo y difusión de los saberes y las culturas; la construcción de
soluciones para los problemas del país, en relación con los objetivos del régimen de desarrollo.
9
TÍTULO VII-CAPITULO PRIMERO
Sección segunda
Salud
Art. 358.- El sistema nacional de salud tendrá por finalidad el desarrollo, protección y
recuperación de las capacidades y potencialidades para una vida saludable e integral, tanto
individual como colectiva, y reconocerá la diversidad social y cultural. El sistema se guiará
por los principios generales del sistema nacional de inclusión y equidad social, y por los de
bioética, suficiencia e interculturalidad, con enfoque de género y generacional. (Constitución
de la República del Ecuador, 2008)
Art. 360.- El sistema garantizará, a través de las instituciones que lo conforman, la
promoción de la salud, prevención y atención integral, familiar y comunitaria, con base en la
atención primaria de salud; articulará los diferentes niveles de atención; y promoverá la
complementariedad con las medicinas ancestrales y alternativas.
Sección octava
Ciencia, tecnología, innovación y saberes ancestrales
Art. 385: El sistema nacional de ciencia, tecnología, innovación y saberes ancestrales,
en el marco del respeto al ambiente, la naturaleza, la vida, las culturas y la soberanía, tendrá
como finalidad:
1. Generar, adaptar y difundir conocimientos científicos y tecnológicos.
2. Recuperar, fortalecer y potenciar los saberes ancestrales.
Desarrollar tecnologías e innovaciones que impulsen la producción nacional, eleven la
eficiencia y productividad, mejoren la calidad de vida y contribuyan a la realización del buen
vivir. (Constitución de la República del Ecuador, 2008)
10
2.2- Marco Conceptual
2.2.1 La sangre
La sangre es un tipo de tejido conjuntivo bombeado por el corazón que circula continuamente
a través del sistema vascular (arterias, venas y capilares), está formada por plasma en un 55%
y elementos celulares (eritrocitos 45%, leucocitos y plaquetas 1%). (McKenzie, 2000)
El plasma es la parte líquida en el que están suspendidas las células sanguíneas, está
compuesto en más del 90% por agua que tiene la función de disolvente y medio de transporte,
el resto del plasma está formado por proteínas, lípidos, glúcidos, sales minerales y otras
sustancias disueltas. (Merí Vived, 2005)
Los elementos celuares entre los que se incluyen:
Glóbulos rojos o Eritrocitos.- trasporte de gas (O2-CO2)
Glóbulos blancos o Leucocitos.- forman parte del sistema defensivo
Trombocitos o Plaquetas.- forman parte del sitema de coagulación
Un adulto normal tiene alrededor de 6 litros de este líquido vital, el cual representa de 7 a 8%
del peso corporal total. (Beutler et al, 2007)
2.2.2 Hematopoyesis
La hematopoyesis es el proceso responsable de la formación, el desarrollo y la especialización
de todas las células sanguíneas funcionales que se liberan desde la médula ósea a la
circulación (Rodak, G., & E, 2014). El sistema hematopoyético está compuesto de la médula
ósea, el bazo, el hígado, los ganglios linfáticos y el timo. (Arif et al, 2013)
Durante la etapa embrionaria y fetal el sitema hematopoyetico se desarrolla en diferentes
localizaciones anatómicas, al comienzo, es un fenómeno extraembrionario, para acabar
11
asentandose dentro del embrión, primero en el hígado y en el bazo y después definitivamente
en la médula ósea. Durante los dos primeros años de vida, la medula ósea activa (médula roja)
se localiza en todos los huesos y gradualmente es reemplazada por tejido medular inactivo
(medula amarilla o grasa). Este proceso se inicia en las diáfisis de los huesos largos y, en los
adultos jóvenes, la médula roja se localiza en las epífisis de los huesos largos, el esternón, las
costillas, el cráneo, las vértebras y la pelvis. La expansión del tejido hematopoyetico finaliza
en la infancia. (Sans, C., & J.L., 2006)
El proceso de hematopoyesis es regulado a través de una serie de pasos que empiezan con una
célula madre totipotencial también conocida como stem cell o células troncal o tronco, que
poseen la capacidad de autorrenovación, diferenciación y maduración, es decir conservan
copias de la célula madre tras su división al tiempo que darán origen a nuevas células; se
diferencian en células pluripotenciales: las CMP-célula progenitora mieloide de donde se
derivan los polimorfonucleares neutrófilos, los polimorfonucleares eosinófilos y los
polimorfonucleares basófilos, y las CLP-célula progenitora linfoide de donde se derivan los
linfocitos que forman parte del timo, bazo y ganglios linfáticos, entre otros órganos (Ruiz A &
Ruiz D, 2014) (Longo, 2010). A su vez, cada una de éstas dan origen a unidades formadoras
de colonias (CFU) unipotenciales o bipotenciales que dan lugar a células precursoras de
eritrocitos, granulocitos, monocitos, linfocitos y plaquetas. Una vez definidas como células
precursoras, mediante procesos de maduración, adquieren las características morfológicas y
funcionales y son «liberadas» a la circulación sanguínea. (Osorio, 2007)
2.2.3 Eritropoyesis
La eritropoyesis es el proceso mediante el cual se forman los eritrocitos en islotes
eritroblásticos dentro de la médula ósea. Estos contienen uno o dos macrófagos, que aportan
hierro a las células progenitoras eritroides que los rodean. (Osorio, 2007)
La diferenciación de la serie eritropoyética se inicia con la célula madre pluripotente que da
lugar al progenitor BFU- GEMM (granulocito, eritrocito, monocito, megacariocito) del que
surge la primera colonia identificable de eritrocitos llamada unidad formadora de colonias
eritroides “en ramillete” BFU-E que produce agregados de colonias de gran tamaño, siendo
12
capaz de formar una colonia con más de 1.000 células eritroides, más tarde esta da lugar a
CFU-E (colony forming unit erythroid- unidad formadora de colonias eritroides) célula
sumamente sensible a la acción de la eritropoyetina que puede producir colonias individuales
de hasta 100 células y, por tanto, su tamaño es mucho menor que las BFU-E (burst-forming
unit-erythroid), la diferenciación de CFU-E a proeritroblasto y el proceso madurativo de éste
hasta su transformación final en eritrocito, requieren la acción de una hormona denominada
eritropoyetina (Epo), una glucoproteína específica de linaje que evita la apoptosis de los
precursores eritroides, producida en las células intersticiales renales. (Sans, C., & J.L., 2006)
(Osorio, 2007)
Se necesita alrededor de 18 a 21 días para producir un eritrocito maduro a partir de la BFU-E.
(Rodak, G., & E, 2014)
Secuencia de maduración (ver Figura 1)
Pronormoblasto
Son las células más inmaduras dentro de la eritropoyesis con un diámetro entre 12 a 20µm. El
núcleo ocupa cerca del 80% del volumen celular total, es redondo u oval, y contiene una fina
red de cromatina distribuida en pequeños acumulos observandose uno o dos nucleólos. El
citoplasma es azúl debido a la alta concentración de polirribosomas. (Beutler et al, 2007)
Comienza a acumular el componente necesario para la produción de hemoglobina. Se
producen las proteínas y las enzimas necesarias para la captación de hierrro y la síntesis de
protoporfirina. (Rodak, G., & E, 2014)
Normoblasto basófilo
Es más pequeño que el pronormoblasto, mide entre 10-16 µm (McKenzie, 2000). La
cromatina comienza a condensarse y presenta grumos en toda la periferia de la membrana
nuclear y algunos en el interior, los cuales están unidos entre sí por bandas irregulares lo que
13
le da el aspecto al núcleo de rueda o reloj (Beutler et al, 2007). La reacción a la tinción adopta
un color violeta rojizo intenso. El nucleólo puede estar presente y el citoplasma es más
abundante, adopta un color azul más oscuro e intenso que el pronormoblasto, de allí el nombre
basófilo. (Rodak, G., & E, 2014)
Normoblasto policromatófilo
Es más reducido en tamaño mide de 10 a 12µm. Caracterizado por la presencia de abundante
citoplasma azúl grisáceo que se debe a la síntesis de grandes cantidades de hemoglobina
(acidófilo) y cantidades disminuidas de ribosomas (basófilo) (McKenzie, 2000). La cromatina
está en agrupaciones bien definidas separadas alrededor del núcleo y ya no se observa
nucleolo (Beutler et al, 2007). El nombre (Abbott Laboratories de México S.A, 2002) de esta
célula indica la combinación de varios colores porque “policromatófilo” significa “afinidad
por muchos colores”. (Rodak, G., & E, 2014)
Normoblasto ortocromático
Esta célula mide aproximadamente entre 8 a 10µm de diámetro. El núcleo es excéntrico,
contiene cromatina muy condensada (picnótico) (McKenzie, 2000). El citoplasma es de color
rosa anaranjado lo que refleja la producción casi completa de hemoglobina. Estas células no
pueden sintetizar DNA, y por tanto, no pueden dividirse. Al final de este estadio, el núcleo es
expulsado de la célula a tráves de proyeccciones que aparecen en su periferia y se separan
rápidamente de la misma con el núcleo envuelto que es fagocitado después por macrófagos.
El prefijo orto significa “igual” y se refiere al hecho de que el color de la célula es igual al
color de la eosina, que es roja. (Rodak, G., & E, 2014)
Reticulocito
Es un eritrocito jóven descrito de manera apropiada como un eritrocito policromatófilo que
mide de 8 a 10µm. (McKenzie, 2000). Se origina del normoblasto ortocromático luego de la
eyección del núcleo, presenta restos de RNA con lo que completa la producción de
14
hemoglobina y le da a la célula el mismo color que el eritrocito maduro, rosa salmón. (Rodak,
G., & E, 2014)
Eritrocito
Es un disco bicóncavo de más o menos 7 a 7.5 µm de diámetro. (McKenzie, 2000) En el frotis
de sangre teñido, aparece como una célula de color rosa salmón o rojo con una zona central
pálida que corresponde a la concavidad. El interior del eritrocito contiene hemoglobina que
transporta oxígeno desde los pulmones a los tejidos y dióxido de carbono desde los tejidos a
los pulmones. Esta célula permanece activa en la circulación durante 120 días. (Rodak, G., &
E, 2014)
(Abbott Laboratories de México S.A, 2002)
Figura 1. Representación gráfica del proceso de eritropoyesis
15
2.2.4 Recuento de reticulocitos
Los reticulocitos son eritrocitos jóvenes e
inmaduros que a diferencia de los eritrocitos
maduros, contienen ácido ribonucleico (ARN) en
su citoplasma presente en cantidad considerable en
las células nucleadas que le preceden. Maduran
gradualmente, parte en la médula ósea durante tres
días aproximadamente y durante un día en la
sangre periférica lo que implica la eliminación
paulatina del material reticular intracitoplasmático.
(Hernandez, T, & M, 2015) (ver Figura 2) (Maluenda, 2015)
En 1932 se clasificó la población reticulocitaria en cuatro estadios madurativos de acuerdo con
su contenido reticulofilamentoso (mitocondrias, ribosomas y RNA residual). (Hernandez, T,
& M, 2015)
Estadio I: retículo con coágulos densos
Estadio II: retículo laxo
Estadio III: retículo difuso
Estadio IV: algunos gránulos dispersos
La pequeña cantidad de RNA residual puede identificarse in vitro con un colorante supravital
(las células se tiñen mientras estén viables en suspensión), el nuevo azúl de metileno o el azúl
brillante de cresilo. Los ribosomas residuales aparecen como una malla de pequeños
filamentos azules o simplemente como puntos azules, unidos en hilos reticulares, dando así al
reticulocito su nombre. (Rodak, G., & E, 2014)
Los reticulocitos se miden de forma directa y su valor se ofrece en cifras absolutas o en
porcentaje (%) con respecto al conteo de eritrocitos. El recuento absoluto de reticulocitos
(RAR) es el número real de reticulocitos en 1 L de sangre entera. (Rodak, G., & E, 2014)
Figura 2. Reticulocitos
16
Utilidad clínica
El recuento de reticulocitos es la prueba no invasiva más simple para evaluar la actividad
eritropoyética de la medula ósea. (Campuzano, 2013)
Los indicaciones principales para realizar el recuento de reticulocitos son:
Diagnóstico básico en cualquier tipo de anemia
Así, las anemias en donde hay aumento de reticulocitos se consideran que son regenerativas
(hay respuesta por parte de la medula ósea), mientras que cuando están bajos son
arregenerativas (no hay respuesta medular) es por eso que el recuento de reticulocitos
constituye un parámetro complementario indispensable para el estudio y la clasificación de las
anemias. (Campuzano, 2013)
Monitoreo terapéutico durante tratamientos anti-anémicos con hierro, vitamina B12 o
ácido fólico (Roche, 2013)
Monitoreo terapéutico bajo el tratamiento con eritropoyetina (Roche, 2013)
Monitoreo de la médula ósea cuando es objeto de agresión, como sucede después de la
radioterapia o de la quimioterapia antineoplásica, ya que permite evaluar la capacidad de
respuesta de la medula ósea y predice el momento de la recuperación. (Campuzano, 2013)
Evaluación de la regeneración medular luego del trasplante de médula ósea o de células
madre. (Hernandez, T, & M, 2015)
Observaciones adicionales
Si bien el recuento de reticulocitos se puede realizar por métodos manuales, tienen una amplia
variación entre los observadores, que de acuerdo con estudios del Colegio Americano de
Patólogos está alrededor del 30% a pesar de que se hagan dentro de los mejores estándares de
calidad, y son muy laboriosos, por lo que no se recomiendan en la rutina del laboratorio
clínico. Por lo anterior, la prueba manual no solo ha perdido vigencia, sino que ha sido
17
remplazada por autoanalizadores hematológicos de últimas generaciones que cuentan con
otros parámetros reticulocitarios como: Fracción de reticulocitos inmaduros y Hemoglobina
reticulocitaria. (Campuzano, 2013)
2.2.5 Fracción de reticulocitos inmaduros
La fracción de reticulocitos inmaduros, también denominada índice de maduración de los
reticulocitos (IRF por su significado en inglés Inmmature Reticulocyte Fraction), corresponde
a los reticulocitos que se producen más recientemente en la medula ósea. (Campuzano, 2013).
Durante el procesamiento automático por el método de citometría de flujo y la utilización de
colorantes fluorescentes, la población reticulocitaria sujeta a análisis es dividida de acuerdo
con el grado de absorción de la luz y la intensidad de la fluorescencia en relación con la
magnitud de la tinción y la cantidad de ARN, lo que define su estado de madurez, de manera
que aquellos que llevan menos tiempo en circulación tienen más ARN y captan con mayor
intensidad el colorante fluorescente. Es así como se obtienen tres poblaciones reticulocitarias:
la primera, de baja fluorescencia y madurez próxima al hematíe maduro; la segunda, de
fluorescencia y madurez intermedias y la tercera, de mayor fluorescencia e inmadurez. La
suma de las fracciones de media y alta fluorescencia, que contienen la mayor cantidad de
ARN, corresponde a la IRF que se expresa en porcentaje. (Hernandez, T, & M, 2015)
Utilidad clínica
La fracción de reticulocitos inmaduros es un marcador precoz de la actividad eritropoyética,
durante la regeneración medular, por lo que su evaluación resulta muy útil después de un
trasplante de progenitores hematopoyéticos o después de la quimioterapia. (Hernandez, T, &
M, 2015)
También es de utilidad para el seguimiento de pacientes que se encuentran en tratamiento de
anemias por déficit nutricional para evaluar y ajustar la terapia administrada ya que aumenta el
valor de este parámetro en sangre periférica antes del incremento absoluto del número de
reticulocitos (Campuzano, 2013)
18
Adicionalmente, en conjunto con el recuento total de reticulocitos, la fracción de reticulocitos
inmaduros permite diferenciar las anemias en las que hay respuesta medular, como las
anemias hemolíticas y las causadas por hemorragias, de aquellas en la que la producción
medular de masa eritroide es insuficiente, como en la anemia por enfermedad crónica. Una
excepción a esta situación es la esferocitosis hereditaria, que a pesar de ser una anemia
hemolítica, cursa con reticulocitosis sin un aumento de la fracción de reticulocitos inmaduros
y esta diferencia contribuye al diagnóstico de esta enfermedad. (Campuzano, 2013)
Observaciones adicionales
La fracción de reticulocitos inmaduros es uno de los índices reticulocitarios con más futuro en
el ámbito clínico, permitiendo identificar con mayor antelación la recuperación medular
postrasplante, puesto que aparecen a los 13 días, a diferencia de los neutrófilos que aparecen a
los 27 días y de las plaquetas a los 38 días; en este sentido, se considera que un incremento del
2% en la fracción de reticulocitos inmaduros durante dos días consecutivos al procedimiento
es un buen indicador de la recuperación de la actividad de la medula ósea. (Campuzano, 2013)
2.2.6 Hemoglobina reticulocitaria
La hemoglobina reticulocitaria es un nuevo parámetro de los reticulocitos, de gran importancia
clínica que como su nombre lo indica, corresponde al grado de hemoglobinización de los
reticulocitos circulantes, de las últimas 48 a 72 horas (Campuzano, 2013). Este parámetro se
obtiene como producto del volumen corpuscular medio reticulocitario (VCMr) y la
concentración de hemoglobina corpuscular media reticulocitaria (CHbCMr) cuyos valores se
expresan en picogramos (pg.). (Hernandez, T, & M, 2015)
Utilidad clínica
La hemoglobina reticulocitaria es de particular importancia en la detección precoz de la
disminución del depósito de hierro, ya que es uno de los parámetros más sensibles para
detectarla y, similar a la ferritina, sus valores disminuyen aun cuando los parámetros
eritrocitarios básicos y el ancho de distribución de los eritrocitos continúan normales. Por ello,
19
la hemoglobina reticulocitaria se emplea para el tamizaje de ferropenia en la población general
y resulta de gran utilidad para evaluar los depósitos de hierro en los pacientes con enfermedad
renal que reciben eritropoyetina. Por otra parte, la hemoglobina reticulocitaria es útil en la
detección del doping por eritropoyetina. (Campuzano, 2013)
Observaciones adicionales
A pesar de que la disminución de la hemoglobina reticulocitaria se relaciona estrechamente
con el déficit de hierro, los pacientes con β talasemia heterocigota tienen disminución en los
valores de este parámetro, independiente del estado de los depósitos de hierro. (Campuzano,
2013)
2.2.7 Anemia
La anemia se define como la disminución del número de eritrocitos o del contenido de
hemoglobina por debajo de los rangos de referencia para las personas sanas. (Rodak, G., & E,
2014)
La clasificación fisiopatológica (según su mecanismo de producción) de una anemia se basa
en la capacidad de la médula ósea para adaptarse al descenso de la concentración de
hemoglobina en sangre. El recuento de reticulocitos (que son las células precursoras de los
glóbulos rojos), indica cuál es la capacidad de respuesta de la médula ósea frente a la anemia.
La disminución de la concentración de hemoglobina en sangre siempre origina un
aumento compensador de la eritropoyesis por aumento de la Epo. Por ello, cuando la médula
presenta una capacidad regenerativa normal, siempre debe existir una relación inversa entre
disminución de hemoglobina y aumento del número de reticulocitos (anemia regenerativa).
(Martin, 2016)
Por el contrario, cuando la anemia no se acompaña de un aumento proporcional del número de
reticulocitos, es que la capacidad regenerativa de la médula ósea se halla disminuida (anemia
arregenerativa). (Martin, 2016)
Algunas de las causas más frecuentes de anemia se exponen a continuación:
20
A) REGENERATIVAS
Se producen por pérdida aguda de sangre causando anemia aguda después de una hemorragia
cuando aumenta la destrucción de los hematíes ya sea de forma:
Corpuscular (por alteraciones en el propio hematíe):
Alteraciones de la membrana. Ejemplo: esferocitosis hereditaria.
Deficiencia de enzimas. Ejemplo: déficit de glucosa 6-fosfato deshidrogenasa.
Alteraciones de la hemoglobina. Ejemplos: anemia falciforme o las talasemias.
Extracorpuscular (por causas fuera del hematíe):
Tóxicos. Ejemplo: venenos de serpientes o cloratos.
Agentes infecciosos: bacterias o parásitos (paludismo).
Causas mecánicas. Ejemplo: problemas vasculares.
Inmunológicas. Ejemplos: transfusiones, enfermedad hemolítica del recién nacido,
anemias por autoanticuerpos o por fármacos.
Hiperesplenismo (el bazo aumenta de tamaño y destruye muchos glóbulos rojos).
B) ANEMIAS ARREGENERATIVAS
Se producen por:
Alteración de la célula germinal o precursora de glóbulos rojos:
Aplasias medulares.
Síndromes mielodisplásicos.
Infiltración de médula ósea.
Defectos de los factores hematopoyéticos (necesarios para formar la hemoglobina):
Algunos ejemplos:
Déficit de hierro (anemia ferropénica).
Déficit de vitamina B12.
Déficit de ácido fólico.
Déficit de eritropoyetina. (Martin, 2016)
21
2.2.8 Valores de referencia
Definición.- Los valores de referencia son un conjunto de valores medidos que se obtienen a
partir de los individuos de referencia que se encuentra en una situación de salud definida.
(Fernández, Y., & G, 2006)
Importancia.- Estos valores son importantes para la interpretación de los resultados emitidos
por el laboratorio clínico, permitiendo tomar una decisión del dato medido u observado de un
individuo, con relación a un intervalo de referencia confiable, siendo el medio más frecuente
para determinar si un valor observado sugiere la presencia o ausencia de enfermedad.
(Fernández & Mazziotta, 2005)
Definición de la población de referencia y selección de individuos de referencia
Para seleccionar los individuos de referencia es necesario que antes se haya definido la
población de referencia. (Fuentes, 2011)
Población de Referencia.- Es el conjunto de todos los posibles Individuos de Referencia.
Individuo de Referencia.- Es un individuo seleccionado con fines de comparación mediante
criterios definidos.
Para ello es preciso especificar el estado de salud y las propiedades biológicas que más suelen
influir en los valores de las magnitudes biológicas, como el sexo, la edad o la raza. También
deben especificarse claramente cuáles son los criterios que se seguirán para excluir a un
posible individuo de referencia. (Fuentes, 2011)
Número Mínimo de individuos de referencia para el tamaño de la muestra
Para la estimación de los intervalos de referencia biológicos se usan distintos métodos
estadísticos dependiendo de que la distribución de los valores de referencia biológicos, siga la
ley Gaussiana es decir una distribución normal (método paramétrico) o no siga (método no
22
paramétrico). Cuando se utiliza el método paramétrico, el número de individuos de referencia
seleccionados para cada grupo homogéneo para cada partición, si existe debe ser de 20 como
mínimo, pero si se utiliza el método no paramétrico, 120 es el número mínimo. Por lo tanto, es
razonable seleccionar inicialmente 20 como mínimo y estudiar si los datos siguen la ley de
Laplace-Gauss. Si los datos siguen esa ley, 20 valores (no aberrantes) ya es suficiente; si no se
debe obtener un mínimo de 120 valores (no aberrantes). En cualquier caso, cuanto mayor sea
el número de valores de referencia biológicos obtenidos, mejor será la estimación del intervalo
de referencia. Por otra parte, para establecer intervalos separados por grupos, ya sea por sexo
o grupo de edades se debe cumplir con el mismo número de muestras para cada grupo. (CLSI,
2010)
Eliminación de los valores aberrantes
Una vez obtenidos los valores de referencia biológicos, hay que eliminar, los valores
aberrantes. Un valor aberrante también denominado valor atípico o valor extremo es un valor
extremadamente alto o bajo comparado con los demás. (Galindo, 2015)
Distribución de frecuencias de los valores de referencia biológicos
Es la representación gráfica de los valores obtenidos. Para verificar si un conjunto de valores
de referencia biológicos se distribuye siguiendo la ley de Laplace-Gauss que consiste en la
media y la desviación estándar. (CLSI, 2010)
Estimación de los límites de referencia biológicos
Los límites de referencia biológicos poblacionales son los valores extremos del intervalo de
referencia que comprende habitual y convencionalmente el 95% central de todos los valores
de referencia biológicos; es decir son los percentiles 2.5 y 97.5. Estos percentiles se estiman de
formas distintas dependiendo de si la distribución de los valores de referencia biológicos, o
una transformación matemática de los mismos, sigue o no la ley de Laplace-Gauss: si sigue la
23
ley se aplica un método paramétrico; si no la sigue se aplica un el método no paramétrico.
(CLSI, 2010)
Estimación paramétrica
La estimación paramétrica de los percentiles 2.5 y 97.5 se basa en la propiedad que tiene las
distribuciones de Laplace-Gauss de que el intervalo definido por x 1,96 s contiene el 95%
central de los valores y que, por lo tanto, x - 1,96 s y x + 1,96 s coinciden con los
percentiles citados. Así, cuando la distribución de los valores de referencia biológicos, o los de
una transformada matemática de los mismos, sigue la ley de Laplace-Gauss, la estimación de
los límites de referencia biológicos queda reducida esencialmente al cálculo de la x y las de
los valores de referencia biológicos, después de eliminar los valores aberrantes si los hubiera.
(CLSI, 2010 (Clinical and Laboratory Standards Institute , 2010))
Estimación no paramétrica
Si los valores de referencia biológicos, o sus transformadas matemáticas, no siguen la ley de
Laplace-Gauss, se debe recurrir a la estimación no paramétrica de los percentiles 2.5 y 9.75,
utilizando para ello un mínimo de 120 datos. Esta estimación se realiza ordenando los valores
de referencia biológicos y tomando el valor con número de orden igual a 0,025(n+1),
correspondiente al percentil 2.5, y el valor con número de orden igual a 0,975(n+1),
correspondiente al percentil 97.5 (CLSI, 2010)
Donde N son los datos de referencia que se ordenan en forma ascendente y de esta manera
obtenemos el Intervalo de referencia, por el método no paramétrico.
2.2.9 Técnica para la determinación de reticulocitos y sus diferentes parámetros
La técnica analítica empleada para la determinación de reticulocitos, es mediante citometría de
flujo fluorescente mediante el equipo Sysmex XN 3000.
24
Sysmex (2012) Figura 3. Analizador automático de hematología Sysmex XN-3000 utilizado en el contaje de reticulocitos
25
CAPITULO III
METODOLOGÍA
3.1 Diseño de la Investigación
Este estudio es de tipo descriptivo, analítico, de cohorte transversal, debido a que se recolectó
los valores de los diferentes parámetros hematológicos de interés como son: recuento absoluto
y porcentaje de reticulocitos, fracción de reticulocitos inmaduros y hemoglobina
reticulocitaria, obtenidos con sangre entera con EDTA mediante citometría de flujo
fluorescente en pacientes que acudieron al laboratorio clínico del Hospital de Especialidades
Eugenio Espejo de la Ciudad de Quito durante el período Enero a Julio 2016 para emitir
valores de referencia.
3.2 Población y muestra
La población de estudio estuvo integrada por pacientes que acudieron a realizarse exámenes
de laboratorio, incluida la biometría hemática con reticulocitos, en el Hospital Eugenio Espejo
durante el período Enero a Julio 2016, con una población promedio de 978 pacientes de la cual
se obtuvo la muestra a partir d la siguiente fórmula:
Dónde:
Tamaño de la población N 978
Constante del nivel de confianza 95% K 1.96
Error muestral deseado e 0.05
Probabilidad de éxito p 0.5
Probabilidad de fracaso q 0.5
Tamaño de la muestra n 276
26
3.3 Muestra
Se seleccionó una muestra a conveniencia de 286 pacientes de uno u otro sexo a los cuales se
les realizó la determinación de parámetros reticulocitarios en el servicio de Laboratorio
Clínico del Hospital Eugenio Espejo atendidos en el período Enero a Julio 2016. La muestra
seleccionada sobrepasa el valor calculado del tamaño de la muestra que fue de 276, la misma
que se consideró para dar mayor valides al estudio. Además el tamaño de la muestra estudiada
cumple con las recomendaciones establecidas por el protocolo CLSI (Clinical Laboratory
Standards Institute) EP28-A3 (n=120).
3.4 Criterios de inclusión y exclusión
Criterios de Inclusión
Individuos aparentemente sanos que presentaron una biometría hemática normal con
valores dentro de los rangos establecidos por el laboratorio clínico del Hospital Eugenio
Espejo.
Todas las edades
Ambos sexos.
Criterios de exclusión
Individuos que presentaron trastornos y situaciones clínicas patológicas. Ver anexo 1
Ingesta de fármacos. Ver anexo 2
3.5 Variables
Cuantitativas
Valores referenciales de reticulocitos
-Valor relativo
-Valor absoluto
Valores referenciales de Fracción inmadura de reticulocitos
Valores referenciales de hemoglobina reticulocitaria
27
3.6 Matriz de operacionalización de variables.
VARIABLE DEFINICIÓN DIMENSIÓN INDICADOR
Valores de
referencia relativos
de reticulocitos
Rango considerado
como normal para
eritrocitos
inmaduros en
estadío final de
diferenciación.
Valor cuantitativo
Valores de
reticulocitos
expresado en %
Valores de
referencia
absolutos de
reticulocitos
Rango considerado
como normal para
eritrocitos
inmaduros en
estadío final de
diferenciación.
Valor cuantitativo
Valores de
reticulocitos
expresado en 109/L
Valores de
referencia para
Fracción de
reticulocitos
inmaduros
Rango considerado
como normal que
corresponde a los
reticulocitos que han
sido producidos más
recientemente en la
medula ósea.
Valor cuantitativo
Valores de Fracción
de reticulocitos
inmaduos
expresados en %
Valores de
referencia para
hemoglobina
reticulocitaria
Rango considerado
como normal que
corresponde al
grado de
hemoglobinización
de los reticulocitos
circulantes, durante
las últimas 48 a 72
horas.
Valor cuantitativo
Valores de
hemoglobina
reticulocitaria
expresados en pg
28
3.7 Técnicas e Instrumentos de recolección de datos
Para la recolección de datos del sistema de información laboratorial Datal@b, a través de la
interfase de Sysmex XN 3000, se realizó una hoja de recolección la misma que fue diseñada
para cada una de las variables que se desean calcular. Los datos fueron anonimizados. Para lo
cual, se asignó a cada paciente, un número, con lo que los lectores no conocerán a los
participantes. Ver anexo 3
3.8 Técnicas para el procesamiento de datos y análisis de resultados
Con la finalidad de facilitar el análisis de los resultados de la presente investigación se utilizó
el programa Microsoft Excel 2010 y SPSS 20 para todos los análisis.
Los intervalos de referencia, se calcularon siguiendo los criterios del CLSI en su guía EP28-
A3:
1) Determinación de valores aberrantes “outliers”
Se empleó la gráfica de caja y bigotes que permite identificar los posibles valores atípicos y se
comprobó aplicando un método no paramétrico propuesto por Tukey que consiste en calcular
los cuartiles inferior (Q1, percentil 25%) y superior (Q3, percentil 75%) del conjunto de datos,
así como el rango intercuartílico (RIC), obtenido de Q3-Q1. Este proceso se realizó una y otra
vez hasta eliminar todos los valores aberrantes.
Se calculó con la siguiente fórmula:
Límite inferior = Q1 - 1.5 x RIC
Límite superior = Q3 – 1.5 x RIC
Se consideró como valor aberrante a todos los datos que se encontraron fuera del límite
superior e inferior calculados, se eliminó estos valores y no se consideró para la determinación
de los intervalos de referencia. Esta prueba se aplicó en todas la variables a calcular.
29
2) Elaboración del histograma y comprobación de la normalidad de los datos
El histograma permite ver una distribución de los datos, si presenta una distribución simétrica
se observa una curva en forma de campana y si presenta una distribución asimétrica se
observará la curva hacia un lado ya sea hacia la derecha o la izquierda.
Se determinó la normalidad de los datos mediante pruebas no paramétricas, Kolmogorov-
Smirnov y Shapiro-Wilk que consisten en la aceptación o rechazo de la hipótesis nula, de
acuerdo al “nivel de significación observada” (p). (Murray, J., & R, 2013)
Se consideró un nivel de significancia de 95% (α=0.05)
Si: p < 0.05 se rechaza la Ho
p > 0.05 se acepta la H1 (Johnson, 2012)
Dónde:
Ho: La distribución de la variable NO difiere de la distribución normal.
H1: La distribución de la variable en estudio difiere de la distribución normal.
3) Determinación de intervalos de referencia
Se utilizó el metódo no paramétrico recomendado por el CLSI en su guía EP28-A3 que
consiste en ordenar los valores del conjunto de datos en forma ascendente para luego
determinar los valores de referencia con el percentil 2.5 para el límite de referencia inferior y
el pencentil 97.5 para el límite de referencia superior. A través de las siguientes fórmulas:
Límite de referencia inferior (r1) = 0.025 x (n+1)
Límite de referencia superior (r2) = 0.975 x (n+1)
30
CAPITULO IV
RESULTADOS
4.1 Análisis y resultados
DETERMINACIÓN DE VALORES ABERRANTES “OUTLIERS”
Determinación de valores aberrantes de reticulocitos %
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº. 1 Se observa que no existen datos fuera de los bigotes superior e inferior y
por lo tanto no se encuentran valores aberrantes.
Gráfico Nº 1. Diagrama de caja y bigotes de reticulocitos %.
31
Determinación de valores aberrantes para valor absoluto de reticulocitos
Gráfico Nº 2. Diagrama d caja y bigotes de valor absoluto de reticulocitos con valores aberrantes
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Gráfico Nº 3. Diagrama de caja y bigotes de valor absoluto de reticulocitos sin valores aberrantes
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº 2. Se observan la presencia de valores aberrantes correspondientes al valor
absoluto de reticulocitos que se encuentran fuera de los bigotes superior e inferior, luego de la
eliminación de estos valores se puede observar el gráfico Nº 3 sin valores extremos con los cuales
se puede realizar el estudio.
32
Determinación de valores aberrantes para la Fracción de reticulocitos inmaduros
Gráfico Nº 4. Diagrama de caja y bigotes de fracción de reticulocitos inmaduros
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº 4. Se observa que no hay datos fuera de los bigotes superior e inferior y por
lo tanto no hay valores aberrantes.
33
Determinación de valores aberrantes para Hemoglobina Reticulocitaria
Gráfico Nº 5. Diagrama de caja y bigotes de hemoglobina reticulocitaria con valores atípicos
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Gráfico Nº 6. Diagrama de caja y bigotes de hemoglobina reticulocitaria sin valores atípicos
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº 5. Se observa la presencia de valores aberrantes correspondientes a la
Hemoglobina Reticulocitaria los cuales se encuentran fuera del bigote inferior, luego de la
eliminación de estos valores se puede observar el gráfico Nº 6 sin valores extremos con los cuales
se puede realizar el estudio.
34
Tabla Nº 1. Promedios y desviaciones estándar por parámetro al inicio y luego de la
limpieza de valores atípicos.
Parámetro Inicio
n Promedio DE
Post limpieza
n Promedio DE
Reticulocitos % 286 1.60 0.523 286 1.60 0.523
Valor absoluto de
Reticulocitos 286 76.25 25.87 274 75.58 22.74
Fracción de
reticulocitos
Inmaduros %
286 11.14 3.897 286 11.14 3.897
Hemoglobina
Reticulocitaria 286 34.49 2.818 261 35.12 1.996
Fuente: Base de datos del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según la Tabla Nº. 1 Luego de la eliminación de los valores atípicos, se observa que en los
parámetros de valor absoluto de reticulocitos y Hemoglobina reticulocitaria disminuyó el
número de datos para ambas determinaciones, contando con 274 y 261 muestras para el
estudio; con respecto a los Reticulocitos expresados en porcentaje y la Fracción de
Reticulocitos Inmaduros no presentaron valores atípicos por lo que su número de datos a
estudiar corresponde a los del inicio 286.
HISTOGRAMA Y COMPROBACIÓN DE LA NORMALIDAD DE LOS DATOS
Luego de analizar el tipo de distribución de los datos hematológicos se encontró que mediante los
histogramas se observa una distribución simétrica en los Gráficos Nº 8 y 9 correspondiente al
valor absoluto de reticulocitos y a las Fracción de reticulocitos inmaduros que siguen
aparentemente una distribución normal, en los Gráficos Nº 7 y 10 correspondientes a reticulocitos
% y la Hemoglobina Reticulocitaria se observa una distribución asimétrica yéndose ligeramente a
la derecha o izquierda.
35
Histograma y pruebas de normalidad para reticulocitos%
Gráfico Nº 7. Histograma de la distribución de reticulocitos % y curva de comprobación
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº 7 Se puede observar que los datos no siguen una distribución normal ya que
se encuentran inclinados ligeramente hacia la izquierda.
Tabla Nº 2. Pruebas de normalidad para la determinación de reticulocitos %
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 201
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según la Tabla Nº 2. El valor de significación es < 0.05 de los datos de reticulocitos en las
pruebas de Kolmogorov y Shapiro por lo que se rechaza la hipótesis nula, es decir los datos no
siguen una distribución normal.
Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk
Estadístico Gl Sig. Estadístico gl Sig.
RETICULOCITO% ,071 286 ,001 ,984 286 ,003
36
Histograma y pruebas de normalidad para valor absoluto de reticulocitos
Gráfico Nº 8. Histograma de la distribución de valor absoluto de reticulocitos y curva de comprobación.
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº 8 Se puede observar que los datos siguen aparentemente una distribución
normal.
Tabla Nº 3. Pruebas de normalidad para valor absoluto de reticulocitos
Kolmogorov-Smirnova Shapiro-Wilk
Estadístico Gl Sig. Estadístico gl Sig.
RETICULOCITOS
VALOR ABSOLUTO
,062 274 ,013 ,981 274 ,001
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según la Tabla Nº 3. El valor de significación es < 0,05 de los datos de valor absoluto de
reticulocitos en las pruebas de Kolmogorov y Shapiro por lo que se rechaza la hipótesis nula, es
decir los datos no siguen una distribución normal.
37
Histograma y pruebas de normalidad para Fracción de Reticulocitos Inmaduros
Gráfico Nº 9. Histograma de la distribución de Fracción de reticulocitos inmaduros y curva de
comprobación Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº 9. Se puede observar que los datos siguen aparentemente una distribución
normal.
Tabla Nº 4. Pruebas de normalidad para la determinación de fracción de reticulocitos
inmaduros
Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk
Estadístico Gl Sig. Estadístico gl Sig.
FRACCIÓN DE
RETICULOCITOS
INMADUROS
,064 286 ,006 ,987 286 ,010
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según la Tabla Nº 4 el valor de significación es < 0,05 de los datos de Fracción de Reticulocitos
Inmaduros en las pruebas de Kolmogorov y Shapiro por lo que se rechaza la hipótesis nula, es
decir los datos no siguen una distribución normal.
38
Histograma y pruebas de normalidad para hemoglobina reticulocitaria
Gráfico Nº 10. Histograma de la distribución de Hemoglobina Reticulocitaria y curva de comprobación. Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016 Elaborado por: Jacqueline Morales
Según el Gráfico Nº 10. Se puede observar que los datos no siguen una distribución normal, se
encuentran inclinados hacia la derecha.
Tabla Nº 5. Pruebas de normalidad para la determinación de hemoglobina
reticulocitaria
Kolmogorov-Smirnova Shapiro-Wilk
Estadístico Gl Sig. Estadístico gl Sig.
HEMOGLOBINA
RETICULOCITARIA.
,064 261 ,011 ,968 261 ,000
Fuente: Base de datos del H.E.E. Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Morales
Según la Tabla No. 5 el valor de significación es < 0,05 de los datos de Hemoglobina
Reticulocitaria en las pruebas de Kolmogorov y Shapiro por lo que se rechaza la hipótesis nula, es
decir los datos no siguen una distribución normal
39
Tabla Nº 6. Valores de referencia de reticulocitos en la población que acudió al
Laboratorio Clínico del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo durante el período
Enero-Julio 2016
PARÁMETRO VALORES DE
REFERENCIA
UNIDADES EN QUE
SE EXPRESA
Reticulocitos 0.7-2.6 %
Valor absoluto de
Reticulocitos 30-125 10
9/L
Fracción de
Reticulocitos
Inmaduros
3.9-16.8 %
Hemoglobina
Reticulocitaria 30.8-38.3 Pg
Fuente: Base de datos del H.E.E Enero-Julio 2016
Elaborado por: Jacqueline Marisol Morales Chasipanta
ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS
En la tabla Nº 6 se observa que los valores de referencia obtenidos en la población del
Hospital Eugenio Espejo son: 0.7-2,6 % para reticulocitos; 30-125 x 109/L para valor absoluto
de reticulocitos; 3.9-16.8 % para Fracción de Reticulocitos Inmaduros y 30.8-38.3 pg. para
Hemoglobina Reticulocitaria.
40
4.2 DISCUSIÓN
Los valores de referencia de reticulocitos obtenidos en la población de este estudio que es de
0.7-2.6%, con relación a otros estudios realizados en Buenos Aires-Argentina con valores de
0.5-1.5 %; Caracas-Venezuela con valores de 0.4-2.1% y Medellín-Colombia cuyos valores
calculados están entre 0,6- 2,7% se observa una similitud con el estudio realizado en
Colombia, ya que son dos poblaciones que están a mayor altitud sobre el nivel del mar con
respecto a Venezuela y Argentina y por ende los valores difieren unos de otros.
Tabla Nº 7. Valores de referencia para reticulocitos reportados por diferentes autores
(Fernández, Y., & G, 2006)
Los reticulocitos pueden ser realizados por diferentes metodologías y los datos reportados por
estos autores no especifican que métodos utilizaron para obtener sus valores de referencia.
Solamente Wintrobe y Van den Bossche muestran diferencia en los reticulocitos relativos por
sexo, el resto de los autores no hacen ninguna diferencia. En este estudio no se realizó una
diferencia por sexo debido a que la muestra estuvo constituida por más casos de mujeres que
de hombres y según el CLSI en su guía EP28-A3 para obtener valores de referencia por sexo
recomienda utilizar el mismo número de muestras para ambos sexos, pese a que no se obtuvo
los datos por separado se logró obtener valores de reticulocitos relativos similares al de los
autores consultados.
20-120
0,5-2,2
0,5-2,2 20-120
41
Cuatro de los seis autores reportan valores absolutos de reticulocitos. Van den Bossche y
Farreras reportan valores más estrechos pero Van den Bossche es el único que muestra
diferencia por sexo, en nuestro estudio los valores de referencia con respecto a los dos autores
son más extremos. En Caracas-Venezuela el valor absoluto de reticulocitos es de 20 a 98 x
109/L para mujeres y de 22 a 115 x 10
9/L para hombres, en Medellín- Colombia se reportan
valores de 30 a 70 x 109/L determinándose que hay diferencia entre autores, poblaciones y
sexo en este parámetro hematológico ya que la ubicación geográfica, la metodología utilizada
así como el sexo influyen en la variación de los valores de referencia.
Con respecto a la Fracción Inmadura de Reticulocitos cuyos valores determinados en Medellín
Colombia que son de 3,0% a 15,9% se puede apreciar que hay diferencia pero no extrema con
relación a nuestro estudio.
Según lo reportado en la literatura mundial, los valores de referencia para Hemoglobina
Reticulocitaria que se encuentran entre 24,1 a 35,8 pg difieren con los resultados obtenidos en
este estudio, determinándose valores más altos en nuestra población por la altura geográfica lo
que indica una vez más que cada población debe calcular sus propios valores de referencia.
42
4.3 CONCLUSIONES
Este estudio ha aportado con valores de referencia de reticulocitos y sus diferentes parámetros
como son Fracción de Reticulocitos Inmaduros y Hemoglobina Reticulocitaria no establecidos
previamente en otras poblaciones de Ecuador siendo pruebas complementarias dentro de la
biometría hemática realizadas en los autoanalizadores hematológicos de última generación,
aportando en la práctica clínica en la evaluación de la actividad eritropoyética de la médula
ósea y siendo imprescindibles para el estudio y clasificación de anemias, también estos
parámetros contribuirán de una manera más específica en la detección precoz de la
disminución del depósito de hierro, después de un trasplante de progenitores hematopoyéticos
o de tratamientos con quimioterapias.
Sobre los resultados encontrados en los diferentes parámetros , se enfocó en el valor absoluto
de reticulocitos y en la hemoglobina reticulocitaria encontrándose valores más altos en
relación con otras poblaciones, estos parámetro pueden modificarse por la aplicación de la
metodología utilizada , la población de estudio y otros factores como la ubicación geográfica
siendo la más importante, por lo que es necesario que los laboratorios clínicos establezcan
sus propios valores de referencia, por diferir unos a otros.
El uso de valores calculados en otras poblaciones y que habitualmente son tomados de las
recomendaciones de los fabricantes o de otras fuentes bibliográficas, sin previo estudio
pueden impactar en la toma de decisiones clínicas debido a que no siempre reflejan la realidad
de la población cubierta por los laboratorios.
43
4.4 RECOMENDACIONES
Realizar investigaciones de este tipo en otras poblaciones de Ecuador para así comparar
entre ellas, y obtener datos más acorde a nuestra realidad.
Los laboratorios clínicos deben establecer los valores de referencia de acuerdo a la
población que se atiende, la metodología utilizada y los factores que pueden modificar los
valores de una población a otra.
Se debe sustentar con evidencia el uso de valores de referencia que habitualmente son
tomados de las recomendaciones de los fabricantes o de otras fuentes bibliográficas.
Se recomienda que los valores de referencia sean revisados periódicamente cuando un
laboratorio clínico cambie de método analítico.
Es recomendable también determinar los intervalos de referencia en cada laboratorio
clínico mediante el procedimiento establecido por el CLSI en su guía EP28-A3.
44
CAPITULO V
ASPECTOS ADMINISTRATIVOS
6.1 Cronograma
ACTIVIDADES
FE
BR
ER
O
MA
RZ
O
AB
RIL
MA
YO
JU
NIO
JU
LIO
AG
OS
TO
SE
PT
IEM
BR
E
OC
TU
BR
E
Planteamiento
del tema X
Desarrollo de
protocolo
x
Aprobación del
protocolo x
Desarrollo de
Marco teórico x x
Metodología y
recolección de
datos
x x
Análisis de
Resultados ,
Discusión
x
Conclusiones y
Recomendaciones X
45
6.2 Recursos
Recursos humanos Cantidad Costo unitario Costo total
Director 1 -
Tutor metodológico 1 -
Investigadores 1 -
Recursos técnicos
Transporte 100
Internet para
investigación 60
Recursos
materiales e
insumos
Material de oficina 30
Resma de papel
bond 2 6 12
Impresiones de tesis 3 3 9
Anillado,
Empastado 3 12 40
TOTAL 251
6.3 Presupuesto y financiamiento
Para el presente estudio se requirió doscientos cincuenta y un dólares americanos los mismos
que fueron autofinanciados.
46
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49
ANEXOS
50
ANEXO 1. VARIABLES POR ENFERMEDAD
(Bayer HealthCare, 2013)
ANEXO 2. VARIABLES POR FÁRMACOS
Aumentado Disminuido
Allopurinol, aminopirina, antipiréticos,
antipirina, arseniales, aspirina
Cloranfenicol, clorpropamida,
citaralina
Corticotropina, levodopa, metil-dopa Datinomicina
Noproxeno, nitrofuranos Metatrexato
Penicilina, Procainamida, quinidina,
sulfonas
Rinblastina
(Bayer HealthCare, 2013)
Aumentado
Anemias hemolíticas, posthemorrágicas
y carenciales en tratamiento
Hepatitis viral
Tripanosomiasis, histoplasmosis
Enfermedad de Hodking
Leucemia
Policitemia vera
Déficit de vitamina C
Talasemia mayor y menor
Mielofibrosis
Disminuido
Aplasia medular
Anemias carenciales
(megaloblástica y ferropénica)
Anemias diseritropoyéticas
(adquiridas y congénitas)
(Bayer HealthCare, 2013)
51
ANEXO 3. MATRIZ DE RECOLECCIÓN DE DATOS
Nº SEXO RET% RET# IRF HB
RETICULOCITARIA
1 F 0,36 16 1,4 25
2 F 0,43 19 1,9 25,5
3 F 0,66 19 1,9 26,3
4 F 0,67 20 2 26,4
5 F 0,68 30 2,8 26,5
6 F 0,7 32 3 26,6
7 F 0,71 34 4,1 26,9
8 F 0,72 35 4,5 27
9 F 0,74 35 4,9 27,2
10 F 0,74 36 4,9 27,2
11 F 0,77 36 5 27,7
12 F 0,78 37 5,1 28
13 F 0,81 37 5,1 28,1
14 F 0,81 37 5,2 28,3
15 F 0,82 37 5,2 28,5
16 F 0,82 38 5,2 28,8
17 M 0,84 39 5,3 28,9
18 F 0,84 39 5,3 29,1
19 F 0,85 41 5,5 29,2
20 F 0,87 41 5,6 29,2
21 F 0,87 41 5,7 29,3
22 F 0,88 41 5,8 29,5
23 F 0,89 42 5,8 29,6
24 F 0,89 43 5,9 29,6
25 M 0,9 44 6 29,9
26 F 0,9 45 6,1 30,1
27 F 0,92 45 6,1 30,4
28 F 0,92 45 6,2 30,4
29 F 0,94 46 6,2 30,5
30 M 0,94 46 6,2 30,7
31 M 0,95 46 6,3 30,7
32 F 0,96 46 6,4 30,8
33 M 0,97 47 6,4 30,9
34 F 0,98 47 6,4 31
35 F 0,98 47 6,5 31
36 F 0,99 47 6,6 31
37 F 0,99 48 6,6 31
52
38 F 1,02 48 6,7 31,4
39 F 1,03 48 6,7 31,5
40 F 1,03 49 6,7 31,5
41 F 1,04 49 6,8 31,5
42 F 1,04 50 6,8 31,6
43 F 1,04 51 6,9 31,6
44 F 1,05 51 6,9 31,6
45 F 1,05 51 6,9 31,6
46 F 1,06 51 7,1 31,7
47 F 1,07 51 7,1 31,7
48 F 1,07 53 7,2 31,8
49 F 1,07 53 7,2 31,9
50 M 1,08 53 7,2 31,9
51 M 1,09 53 7,2 32
52 M 1,09 53 7,2 32
53 M 1,09 54 7,3 32,1
54 F 1,11 54 7,3 32,2
55 F 1,12 54 7,4 32,3
56 M 1,12 54 7,4 32,3
57 F 1,14 54 7,6 32,3
58 M 1,15 54 7,6 32,4
59 F 1,15 55 7,6 32,5
60 F 1,16 55 7,6 32,6
61 M 1,17 55 7,6 32,6
62 F 1,17 55 7,7 32,6
63 F 1,17 55 7,7 32,7
64 F 1,17 55 7,7 32,7
65 F 1,18 56 7,7 32,8
66 F 1,18 56 7,7 32,9
67 F 1,19 56 7,7 33,1
68 F 1,2 57 7,8 33,1
69 F 1,21 57 7,8 33,2
70 F 1,22 58 7,8 33,2
71 F 1,23 58 7,9 33,2
72 F 1,23 58 8 33,3
73 F 1,23 59 8 33,4
74 F 1,24 59 8,2 33,5
75 F 1,24 60 8,2 33,5
76 F 1,24 60 8,2 33,5
77 F 1,24 60 8,3 33,5
78 F 1,24 60 8,3 33,6
53
79 M 1,24 61 8,4 33,6
80 F 1,24 61 8,4 33,6
81 F 1,27 61 8,4 33,7
82 M 1,27 61 8,5 33,7
83 F 1,27 62 8,6 33,7
84 F 1,28 62 8,7 33,9
85 F 1,31 62 8,7 33,9
86 F 1,32 63 8,7 33,9
87 M 1,32 63 8,8 33,9
88 F 1,32 64 8,8 33,9
89 F 1,32 64 8,9 34
90 F 1,32 64 8,9 34
91 F 1,32 64 9,3 34
92 F 1,33 64 9,3 34
93 F 1,33 64 9,3 34,1
94 F 1,33 64 9,3 34,1
95 M 1,35 65 9,3 34,2
96 F 1,35 65 9,3 34,2
97 F 1,37 65 9,4 34,2
98 F 1,37 65 9,5 34,3
99 F 1,37 65 9,5 34,3
100 F 1,37 65 9,5 34,3
101 F 1,37 65 9,6 34,3
102 M 1,38 66 9,7 34,3
103 F 1,38 66 9,7 34,3
104 F 1,38 66 9,7 34,3
105 F 1,38 66 9,8 34,4
106 F 1,38 67 9,8 34,4
107 M 1,38 67 9,8 34,4
108 F 1,38 67 9,8 34,4
109 F 1,39 67 9,8 34,4
110 F 1,39 67 9,9 34,4
111 F 1,39 68 9,9 34,4
112 F 1,4 68 9,9 34,4
113 F 1,4 68 9,9 34,5
114 F 1,4 68 9,9 34,5
115 F 1,4 68 9,9 34,5
116 F 1,4 68 10 34,5
117 F 1,41 68 10 34,5
118 F 1,41 68 10,1 34,5
119 F 1,41 68 10,1 34,5
54
120 F 1,42 69 10,1 34,6
121 M 1,42 69 10,2 34,6
122 F 1,43 69 10,2 34,6
123 F 1,43 69 10,2 34,6
124 F 1,43 69 10,2 34,6
125 F 1,43 70 10,4 34,6
126 F 1,43 70 10,4 34,7
127 F 1,44 70 10,4 34,7
128 F 1,45 71 10,5 34,7
129 F 1,45 71 10,5 34,7
130 M 1,46 71 10,5 34,7
131 F 1,46 71 10,5 34,7
132 F 1,48 71 10,5 34,8
133 F 1,49 71 10,6 34,8
134 F 1,49 71 10,6 34,8
135 F 1,5 72 10,7 34,9
136 M 1,5 72 10,7 35
137 F 1,5 72 10,8 35
138 M 1,51 72 10,8 35
139 F 1,51 73 10,8 35
140 F 1,52 73 10,9 35
141 F 1,52 73 11 35,1
142 F 1,52 73 11 35,1
143 F 1,53 73 11,1 35,1
144 F 1,53 73 11,1 35,1
145 F 1,53 74 11,3 35,1
146 M 1,54 74 11,4 35,1
147 F 1,54 74 11,4 35,1
148 F 1,54 74 11,4 35,1
149 F 1,57 74 11,5 35,1
150 F 1,57 75 11,5 35,2
151 M 1,59 75 11,6 35,2
152 F 1,6 75 11,6 35,2
153 M 1,61 75 11,6 35,2
154 F 1,61 76 11,7 35,2
155 F 1,62 76 11,7 35,2
156 M 1,63 76 11,7 35,2
157 M 1,63 76 11,7 35,3
158 F 1,64 76 11,7 35,3
159 M 1,65 76 11,8 35,3
160 M 1,65 76 11,8 35,3
55
161 F 1,65 77 11,8 35,3
162 F 1,66 77 11,8 35,3
163 F 1,66 78 11,8 35,3
164 F 1,67 79 11,9 35,4
165 F 1,67 79 11,9 35,4
166 F 1,67 80 11,9 35,4
167 F 1,67 80 12 35,4
168 F 1,68 80 12,1 35,4
169 M 1,68 81 12,1 35,5
170 F 1,68 81 12,1 35,5
171 F 1,69 81 12,1 35,6
172 F 1,69 82 12,2 35,6
173 F 1,69 82 12,3 35,6
174 F 1,7 82 12,3 35,6
175 F 1,73 82 12,4 35,6
176 F 1,74 83 12,4 35,6
177 F 1,75 83 12,4 35,6
178 F 1,76 83 12,5 35,6
179 F 1,77 83 12,5 35,7
180 F 1,78 84 12,5 35,7
181 M 1,79 84 12,6 35,7
182 F 1,79 84 12,6 35,8
183 F 1,8 84 12,7 35,8
184 M 1,81 84 12,7 35,9
185 M 1,81 85 12,8 35,9
186 F 1,82 86 12,9 35,9
187 F 1,82 86 12,9 35,9
188 F 1,83 86 12,9 36
189 F 1,83 87 12,9 36
190 F 1,84 87 12,9 36
191 F 1,85 87 12,9 36
192 M 1,85 87 13 36
193 F 1,86 87 13 36
194 F 1,9 87 13 36
195 F 1,9 87 13 36,1
196 F 1,9 88 13 36,1
197 F 1,9 88 13,1 36,1
198 F 1,91 88 13,1 36,1
199 M 1,91 88 13,2 36,1
200 F 1,91 88 13,3 36,1
201 F 1,92 89 13,4 36,2
56
202 M 1,92 90 13,4 36,2
203 F 1,93 90 13,4 36,2
204 F 1,93 90 13,5 36,2
205 F 1,93 90 13,5 36,3
206 F 1,94 91 13,5 36,3
207 F 1,94 91 13,7 36,4
208 F 1,94 92 13,8 36,4
209 F 1,95 92 13,8 36,4
210 F 1,96 92 13,8 36,4
211 M 1,96 92 13,9 36,4
212 M 1,98 92 13,9 36,4
213 F 1,98 92 13,9 36,5
214 F 1,99 92 13,9 36,5
215 F 1,99 92 14 36,5
216 F 2,01 93 14 36,5
217 F 2,01 93 14 36,5
218 F 2,02 93 14 36,5
219 F 2,02 94 14,1 36,6
220 F 2,02 94 14,1 36,6
221 M 2,02 94 14,1 36,6
222 F 2,03 95 14,1 36,7
223 F 2,03 95 14,2 36,7
224 M 2,03 95 14,2 36,7
225 F 2,04 96 14,3 36,7
226 F 2,04 96 14,3 36,8
227 F 2,04 96 14,3 36,9
228 M 2,05 96 14,3 36,9
229 M 2,06 98 14,4 36,9
230 F 2,06 98 14,4 36,9
231 M 2,07 99 14,5 36,9
232 M 2,08 99 14,5 36,9
233 F 2,08 100 14,6 37
234 F 2,1 101 14,7 37
235 F 2,1 101 14,8 37
236 F 2,11 102 14,8 37,1
237 F 2,11 102 14,9 37,1
238 F 2,12 102 15,1 37,1
239 F 2,13 102 15,1 37,1
240 F 2,13 102 15,1 37,2
241 F 2,14 102 15,2 37,2
242 F 2,15 103 15,2 37,3
57
243 F 2,15 103 15,3 37,3
244 F 2,16 104 15,3 37,3
245 F 2,16 104 15,4 37,3
246 M 2,18 105 15,4 37,4
247 F 2,18 105 15,6 37,4
248 F 2,19 106 15,6 37,5
249 M 2,21 108 15,7 37,5
250 M 2,25 109 15,7 37,5
251 F 2,28 109 16 37,6
252 F 2,28 109 16,1 37,6
253 M 2,29 111 16,1 37,7
254 F 2,31 111 16,1 37,7
255 F 2,33 112 16,3 37,7
256 F 2,33 112 16,3 37,7
257 F 2,35 112 16,4 37,7
258 F 2,37 113 16,5 37,8
259 F 2,4 113 16,7 37,8
260 M 2,41 114 16,8 37,9
261 M 2,41 114 16,8 37,9
262 F 2,45 114 16,9 37,9
263 F 2,45 115 17 38
264 F 2,46 116 17,1 38
265 M 2,47 117 17,2 38
266 F 2,47 118 17,3 38
267 F 2,51 119 17,3 38
268 M 2,51 119 17,4 38,1
269 M 2,51 120 17,4 38,1
270 F 2,52 121 17,5 38,2
271 M 2,53 121 17,6 38,2
272 M 2,53 122 17,6 38,3
273 M 2,53 122 17,7 38,3
274 F 2,57 123 17,9 38,4
275 F 2,57 124 17,9 38,4
276 F 2,58 126 18,2 38,5
277 M 2,6 126 18,2 38,5
278 F 2,62 127 18,6 38,6
279 F 2,66 131 18,9 38,6
280 F 2,67 132 19 38,6
281 F 2,67 133 19,1 38,7
282 M 2,69 134 19,3 38,8
283 F 2,7 135 19,4 39,2
58
284 F 2,77 138 19,7 39,4
285 M 2,82 144 19,8 39,4
286 M 2,85 153 20 39,8