these - bu.umc.edu.dz · a la mémoire de ma mère a mon père a ma femme et mes enfants....

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE

MINISTERE DE L'ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHE RCHE SCIENTIFIQUE

UNIVERSITE MENTOURI-CONSTANTINE

FACULTE DES SCIENCES

DEPARTEMENT DE CHIMIE

N° d'ordre:…………..

Série: ……………….

THESE

PRESENTEE A L'UNIVERSITE MENTOURI- CONSTANTINE

POUR L'OBTENTION DU TITRE DE

DOCTORAT en SCIENCES

SPECIALITE: CHIMIE ORGANIQUE

OPTION: PHYTOCHIMIE

Présenté par

Brahim Harkati

THEME

Soutenue le 17 janvier 2011

Devant la commission d'examen: K. Medjroubi Prof. Université Mentouri, Constantine Président S. Akkal Prof. Université Mentouri, Constantine Rapporteur M-G. Dijoux-Franca Prof. Université de Lyon, France Co-encadreur N. Ghuerraf MC Université larbi ben M'hidi, Oum El- Bouaghi Examinateur D. Harzallah Prof Université Ferhat Abbas, Sétif Examinateur

VALORISATION ET IDENTIFICATION STRUCTURALE DES

PRINCIPES ACTIFS DE LA PLANTE DE LA FAMILLE ASTERACEAE: Scorzonera Undulata.

Dédicace

Cette thèse est dédiée à :

A la mémoire de ma mère

A mon père

A ma femme et mes enfants

Remerciements

Je tiens tout d’abord à remercier mon directeur de thèse, Monsieur le Professeur

AKKAL Salah pour m’avoir accueilli au sein de son groupe de recherche et permis de faire

mon travail de thèse dans l’environnement stimulant d’un groupe de recherche très

dynamique. Je le remercie également de m’avoir donné la possibilité de présenter mes

résultats dans une publication scientifique.

J’ai eu la chance et aussi le plaisir d’effectuer ce travail de recherche dans le laboratoire

de Botanique et Pharmacognosie, faculté de médecine et pharmacie de Lyon France dirigé par

le professeur M-Geneviève Dijoux-Franca. Je tiens à lui exprimer mes sincères

remerciements pour m’avoir accueilli au sein du laboratoire de pharmacognosie, pour m’avoir

fait confiance et m’avoir permis de réaliser ce travail dans de meilleures conditions tout en me

laissant une grande liberté, pour son soutien et sa grande générosité. Je le remercie également

d’avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse.

Mes vifs remerciements vont également à Monsieur le professeur Kamel Medjroubi de

l’Université Mentouri de Constantine pour le grand honneur qu’il nous a fait en acceptant de

présider le jury de ma soutenance de thèse de doctorat.

J’aimerais également remercier Monsieur le Professeur D. Harzallah de l’Université de

Sétif pour avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse.

J’adresse également mes remerciements à Monsieur Nour-eddinne Gherraf Maître de

conférences à l’Université de Oum El Bouaghi pour avoir accepté de juger ce travail.

Je remercie sincèrement Monsieur le Professeur Hocine Laouar de l’Université de Sétif pour l’identification du matériel végétal.

Je remercie sincèrement madame Christine bayat ingénieur du laboratoire de Botanique

et Pharmacognosie de la faculté de médecine et pharmacie de Lyon, qui m’a guidé tout au long

de ce travail travail au laboratoire de pharmacognosie Lyon. Recevez ici l’expression de ma

profonde gratitude.

Je remercie également Monsieur Floriant bellevert ingénieur du laboratoire de

pharmacognosie de Lyon pour la réalisation des huiles essentielles.

. Je remercie également tous les membres du laboratoire de Lyon pour leur soutien et

les facilités accordées pour la réalisation de ce travail : Monsieur le Maître de conférences

Joël, Monsieur le Dr Serge et Madame Monique et Darbour

J’exprime également mes remerciements à mes collègues de laboratoire qui participent

au bon fonctionnement du laboratoire, avec lesquels il est possible d’échanger conseils et

informations, et qui assurent une atmosphère agréable de travail : Noufou, Zabat, Safa,

stéphane et Michelle.

Sommaire

Introduction générale ……………………………………………….. 1 Référence …………………………………………………………….. 3

Chapitre I

I Etude botanique ……………………………………………………… 4 I.1 Caractère généraux des Astéracées …………………………………… 4 I.1.2 Appareil reproductif …………………………………………………... 4 • L’inflorescence …………………………………………………...….. 4 • La fleur ……………………………………………………………….. 5 • Fruits ………………………………………………………………….. 5 • Graine ……………………………………………………………….... 5 I.1.3 Classification des Astéracées …………………………………………. 5

I. 2 Travaux antérieurs et principaux métabolites secondaires isolés du genre Scorsonera

6

I. 2.1 Triterpènes ………………………………………………………......... 6 I. 2.2 Les flavonoïdes ………………………………………………………. 08 I. 2.3 Les coumarines ……………………………………………………….. 10 I. 2.4 Les sesquiterpènes ………………………………………………......... 11 I. 2.5 Divers ……………………………………………………………......... 12 I. 2.6 Les huiles essentielles ………………………………………………… 13 I. 3 Les terpènes …………………………………………………………... 14 I. 3.1 Généralités ………………………………………………………......... 14 I. 3.2 Classification …………………………………………………………. 14 I. 3.2.1 Hémiterpènes ……………………………………………………......... 14 I. 3.2.2 Monoterpènes ……………………………………………………........ 14 I. 3.2.3 Sesquiterpènes …………………………………………....................... 14 I. 3.2.4 Diterpènes …………………………………………………………….. 15 I. 3.2.5 Triterpènes ………………………………………………………......... 16 I. 3.2.5.1 Introduction …………………………………………………………... 16 I. 3.2.5.2 Biosynthèse des triterpènes …………………………………………... 18 I. 3.2.5.3 Intérêts des triterpènes ………………………………………………... 22 I. 3.2.6 Tetraterpènes…………………………………………………………... 22 I. 3.2.7 Polyterpènes…………………………………………………………… 22 I.4 Les flavonoïdes ……………….…………………………………......... 22 I.4.1 Variation de la structure de l’élément centrale en C3 des flavonoïdes 23 I.4.2 Intérêt des flavonoïdes …………………………………………….….. 25 I.4.3 Analyse structurale des flavonoïdes ………………………………….. 26 I. 4.3.1 Spectroscopie UV-Visible ………………………………………..…... 26

I.4.3.2 Résonance Magnétique Nucléaire (R. M. N) ……………………...…...

28

I.4.3.2. a R. M. N. du proton ………………………………………………...….. 28 I.4.3.2. b Analyse des signaux provenant des protons de la partie osidique 29 I.5 Coumarine ……………………………………………………………. 29 I.5.1 Classification …………………………………………………………. 29 I.5.1.1 Coumarines simples ……………………………………………….….. 30 I.5.1.2 Furanocoumarines …………………………………………………….. 30 I.5.1.3 Pyranocoumarines …………………………………………………….. 31

I.5.1.4 Dicoumarines ……………………………………………………...….. 32 I.5.1.5 Tricoumarines ……………………………………………………..….. 32 I.5.2 Biosynthèse des coumarines ………………………………………….. 33 I.5.3 Intérêt des coumarines …………………………………………….….. 36 I.6 Les huiles essentielles …………………………………………….…... 37

I.6.1 Procède classique d’extraction des huiles essentielles…………….….. 37 I.6.2 Production des huiles essentielle : l’hydrodistillation…………….…... 38 I.6.4 Principales structures chimiques des huiles essentielles………….…... 39

I.6.5 Analyse chromatographique et identification des constituants dans un mélange

42

I.6.6 Les huiles essentielles et leur activité anti-microbienne…………......... 43 I.7 Activité antiradicalaire sur DPPH…………………………………….. 44

Référence …………………………………………………………….. 45

Chapitre II

II Etude phytochimique de Scorzonera Undulata………….................. 52 II.1 Introduction …………………………………………………………… 52 II.1.2 Position systématique ……………………………………………........ 52 II.1.3 Synonymie du Scorsonera Undulata …………………………………. 53 II.1.4 Description de la plante Scorsonera Undulata ………………………. 53 II.1.5 Air géographique …………………………………………………….. 53 II.1.6 Utilisation traditionnelle de Scorzonera Undulata …………………… 55

II.2 Travaux personnels …………………………………………………… 55 II.2.1 Récolte de la plantes Scorsonera Undulata ………………………….. 55 II.2.2 Extraction des racines de Scorsonera Undulata …………………....... 55 II.2.3 Fractionnement et Séparation Grossière de L’extrait DCM ………….. 55 II.2.4 Étude de la fraction su14b ……………………………………………. 57 II.2.4 .1 Colonne ouverte pour la faction SU14b………………………………. 57 II.2.5 Etude de la fraction SU15e …………………………………………. 60 II.2.6 Etude de la fraction SU14d …………………………………………. 61 II.2.6 Etude de la fraction SU14g………………………………………….. 61 II.2.7 Etude l'extrait méthanolique ………………………………………….. 62 II.2.7.1 Chromatographie liquide à haute performance (HPLC)………………. 63 II.2.7.1 Purification de l’extrait MeOH ……………………………………….. 64 II.2.7.1.a. Purification par colonne ………………………………………………. 64 II.2.7.2 Etude la fraction SU49a ………………………………………………. 65 II.2.7.3 Etude de la fraction SU50 n …………………………………………... 66 II.2.7.4 Etude de la fraction SU49e …………………………………………… 67 II.2.8 Détermination des huiles essentielles dans Scorsonera Undulata 67 II.2.8.1 Mode opératoire …………………………………………………......... 68 II.2.8.2 Analyse par spectrométrie de masse.………………………………….. 69 II.2.9 Activité antioxydant ………………………………………………….. 71 II.2.9.1 Technique …………………………………………………………….. 72 II.2.9.2 Résultats …………………………………………………………......... 73 II.2.10 Activité microbienne …………………………………………………. 76 II.2.10.1 Préparation des dilutions des huiles essentielles…………………........ 76 II.2.10.2 Ensemencement de la souche bactérienne…………………………….. 76 II.2.10.2 Ensemencement de la souche bactérienne…………………………….. 76 II.2.10.3 Teste de l’activité inhibitrice………………………………………….. 76

Référence ……………………………………………………………... 78

Chapitre III

III Détermination structurale des composés isolés ……………………… 80 Appareillage…………………………………………………………… 80 III.1 le composé SU 23a …………………………………………………… 81 III.2 le composé SU 37a …………………………………………................ 91 III.3 le compose SU50i ……………………………………………………. 95 III.4 le composé SU56C …………………………………………………… 101 III.5 le compose SU 70a …………………………………………................ 110 III.6 le compose SU 28C …………………………………………………... 120 III.7 Interprétation des huiles ………………………………………………. 123

III.7.1 Etude comparative ……………………………………………………. 124 III.7.2 Test antibactérien sur Escherichia coli………………………………... 124

III.8 Interprétation de l’activité biologique………………………………… 125 Référence……………………………………………………………… 126 Conclusion générale………………………………………….............. 128

Abréviations et symboles

1, 2, … Symboles utilisés pour les composés mentionnés dans la littérature

SU 23, 37 Symboles utilisés pour les composés identifiés dans cette étude

MeOH Méthanol

DMSO Diméthylsulfoxyde

CDCl3 Chloroforme deutérié

TFA acide trifluoroacétique

GC-MS chromatographie gazeuse coupleé à la spectrométrie de masse

SM Spectroscopie de masse

EI impact électronique

uma Unité de masse atomique

UV Ultraviolet

RMN Résonance Magnétique Nucléaire

RMN 1H Spectre Résonance Magnétique Nucléaire du proton

RMN 13C Spectre Résonance Magnétique Nucléaire de carbone 13

DEPT 135 Spectre de carbone 13 réalisé en Distortionaless Enhancement by Polarisation transfer

HMQC Heteronuclear multiple Quantum Corrélation

HMBC Heteronuclear multiple Bond Connectivity

COSY Spectroscopie de corrélation

Et al. Et autre auteurs

CCM Chromatographie sur couche mince

ppm Partie par million

δ Déplacement chimique

nm Nanomètre

Hz Hertz

J Constante de couplage

s Singulet

d Doublet

dd Doublet des doublets

m Multiplet

t Triplet

HPLC chromatographie liquide haute performance

MPLC chromatographie moyen pression

VLC chromatographie liquide sous vide

RP18 Silice greffée

CI50 Concentration inhibitrice 50 %

DPPH 1-1 Diphényl 2- Picril Hydrazine

Rf Rapport frontal

I indice de Kovats

HE huile essentiel

NADPH nicotinamide adénine dinucléotide phosphate

IPP isopentényl diphosphate

Na sodium

Introduction générale


1

Introduction

Dans le règne végétal, les métabolites secondaires jouent des rôles écologiques

importants, notamment en contribuant aux phénomènes de communication et de défense.

Depuis l’antiquité, quelques caractéristiques des principes actifs étaient connues pour

l’homme et certaines épices ont été utilisées pour leurs particularités de parfum, leur saveur et

leur effet de conservateur Bauer et al [1]. L’exploitation de ces composés s’effectuait sous

forme d’huiles extraites de plantes (huiles essentielles) par le moyen de la distillation, cette

technique étant employée en Inde et Perse il y a plus de 2000 ans [2].

La majorité des populations ont recours à des plantes médicinales pour se soigner, par

manque d’accès aux médicaments prescrits par la médecine moderne mais aussi parce que ces

plantes ont souvent une réelle efficacité. Aujourd’hui, le savoir des tradipraticiens est de

moins en moins transmis et tend à disparaître. C’est pour cela que l’ethnobotanique et

l’ethnopharmacologie s’emploient à recenser, partout dans le monde, des plantes réputées

actives et dont il appartient à la recherche moderne de préciser les propriétés et valider les

usages Pelt [3]. La recherche de nouvelles molécules doit être entreprise au sein de la

biodiversité végétale en se servant de données ethnopharmacologiques. Cette approche permet

de sélectionner des plantes potentiellement actives et d’augmenter significativement le

nombre de découvertes de nouveaux actifs [4].

L’Algérie, pays connu par ces ressources naturelles, dispose d’une flore

singulièrement riche et variée. On compte environ 3000 espèces de plantes dont 15%

endémique et appartenant à plusieurs familles botaniques [5].

L’objectif de mon travail de thèse consiste à la valorisation de la flore de la région

aride de l’Est Algérien, par la recherche des composés qui peuvent trouver une utilisation

thérapeutique. Pour cela, une plante, de la famille Asteraceae, a fait l’objet d’une étude

phytochimique : scorzonera undulata

Ce travail sera présenté comme suit :

L’état des connaissances bibliographiques botaniques et phytochimiques sur le

genre Scorzonera et leur famille Asteraceae sera présenté dans un premier chapitre


2

Dans un deuxième chapitre, nous aborderons un aperçu général sur les composés

terpéniques, notamment, les triterpènes et les flavonoïdes

Le troisième chapitre sera consacré au travail personnel consistant en la séparation

et la purification des composés obtenus. Nous présenterons également dans ce chapitre une

activité antioxydante d’extrait apolaire et polaire et une activité antimicrobienne des huiles

essentielles.

L’interprétation des résultats et la détermination structurale des composés isolés

seront détaillées dans le quatrième chapitre.

Enfin, une conclusion générale qui portera sur une lecture attentive des différents

résultats obtenus.


3

Références

1. Bauer, K., D. Garbe, and H. Surburg. 2001. Common Fragrance and Flavour Materials: Preparation, Properties and Uses Wiley-VCH,, Weinheim

2. Guichard, E. 2002. Interactions between flavor compounds and food ingredients and their influence on flavor perception. Food Reviews International 18: 49-70.

3. Amélie, L (2007). Contribution a l’étude phytochimique de quatre plantes malgaches

4. Pelt J.M. (2001) Les nouveaux actifs naturels. Marabout. Paris

5. Gaussen H., and Leroy H. F., (1982). Précis de botanique, végétaux supérieurs, 2eme Ed., 426.

.

Chapitre I

Chapitre I

4

I ETUDE BOTANIQUE

I.1 Caractère généraux des Asteraceae

Le mot « Aster » du grec signifie étoile, en relation avec la forme de la fleur.

Les Asteraceae (anciennement appelées Composées) sont une famille appartenant aux

Dicotylédones comprenant plus de 1500 genres et plus de 25000 espèces décrites dont

750 endémiques, C'est une des familles la plus importante des Angiospermes. Ce sont

presque toujours des plantes herbacées avec souvent des racines charnues :

rhizomateuses, tubéreuses ou pivotantes [1].

Cette famille présente des caractères morphologiques divers : herbes annuelles

ou vivaces, plus rarement des arbustes, arbres ou plantes grimpantes et quelques fois,

plantes charnues [2]. Bien que généralement ce soit des plantes herbacées à feuilles

isolées [1]. L'aspect de l’appareil végétatif est trop variable pour caractériser les

Asteraceae sur ce seul critère. En revanche, cette famille est très homogène au niveau de

ses inflorescences très caractéristiques : le capitule.

Le fruit est un akène généralement surmonté d’un pappus provenant du calice.

I.1.2 Appareil reproductif

• L’inflorescence

L’inflorescence des Asteraceae est le capitule.

Un capitule comprend un réceptacle plan ou plus moins bombé sur lequel sont insérés de

l'extérieur vers l'intérieur, en ordre spirale :

- D’abord des bractées stériles vertes (parfois écailleuses, à crochets ou épineuses)

formant un involucre.

- Ensuite des petites bractées fertiles non vertes ou paillettes, axillant chacune une

fleur.L’ensemble forme une inflorescence composée, d’où l’ancien nom de la famille.

Les capitules sont parfois isolées (pâquerette), mais, plus généralement ils sont à leur

tour diversement regroupés :

- en grappe, en épi, en cyme, ou encore en corymbe chez le groupe des Radiées, voire en

capitule.

Chapitre I

5

Figure [I.1] : Inflorescence en capitule.

• La fleur

Les fleurs sont donc regroupées en capitules qui peuvent compter plusieurs

centaines de fleurs. Les capitules sont parfois réduits à quelques fleurs (genre Achillea)

voire, exceptionnellement à une seule fleur (genre Echinops) [2].

Les fleurs sont sessiles, axillées par une bractée mère.

Le calice est très réduit.

Ces fleurs, à pétales soudées, peuvent être tubuleuses (on parle de fleurons)

ligulées (on parle de demi-fleurons) ou très rarement bilabiées.

Il y a 5 étamines dont les anthères sont soudées en tubes (androcée synanthérée).

L'ovaire, formé de 2 carpelles est uniloculaire et ne possède qu'un ovule.

• Fruits

Ce sont des akènes (fruits secs indéhiscents uniséminés) possédant, le plus

souvent, un pappus provenant du développement du calice après la fécondation.

• Graines

Elles sont exalbuminées. I.1.3 Classification des Asteraceae On distingue quatre sous familles [2]:

• Tubuliflores ou carduacées

• Liguliflores ou chicoracées

• Labiactiflores

• Radiées ou corymbifére

Chapitre I

6

Tableau [I.1] : Classification des Asteraceae [3].

I. 2 Travaux antérieurs et principaux métabolites secondaires isolés du genre

Scorsonera

Le genre Scorsonera fait partie de la famille Asteraceae dont les représentants, de part

leur intérêt économique et thérapeutique, ont fait l’objet de nombreuses études

phytochimiques. Néanmoins, vu le nombre d’espèces non encore étudiées, ce genre constitue

encore une source importante des produits naturels tel que les terpènes, les coumarines, les

flavonoïdes et d’autres métabolites secondaires tels que, les sesquiterpènes etc…. Voici

quelques exemples de molécules des principales classes de métabolites secondaires dans le

genre Scorsonera.

I. 2.1 Triterpènes

Les espèces du genre Scozonera renferment des triterpenoïdes en particulier à squelette

tétracyclique telle que: β-sitosterol, β-D-glucopyranoside, (3 β, 22E)-stigmasta-5,22-dien-3-

yl, stigmasta-5,22-diene, stigmasterol 3-O-β-glucoside,…. Des triterpènes à squelette

SOUS-FAMILLE

TUBULIFLORES LIGULIFLORES LABIATIFLORES RADIEES

Capitules

homogames homogames

homogames ou hétérogames

hétérogames

Fleurs Tubuleuses +/-

Fleurons Ligulées à 5 dents

Demi-Fleurons

Bilabiées en périphérie

Tubuleuses au centre ou seulement

Bilabiées

Ligulées à 3 dents à la périphérie, tubuleuses au

centre

Libre interne non non non non

Canaux sécréteur

Dans l’endoderme dédoublé

non non Dans l’endoderme

dédoublé

Lactifères non Articulés, en

réseau non non

Cellules sécrétrices isolée

Dans le liber de la tige

non non non

Canaux oléifère oui oui oui oui

Chapitre I

7

pentacyclique sont également présents dans le genre de scozonera tel que: lup-20(29)-en-3-ol,

acide oléan-12-én-28-oïque.

Les composés terpéniques (tableau I.2) ont été également isolés des plantes : S. columnae,

tomentosa, hispanica …etc

Tableau [I.2] : Triterpènes tétracycliques et pentacycliques de quelques espèces du genre Scorzonera.

Plante Structure Réf

Scorzonera columnae

pr-i

HO

Me H

MeH

Me

Et

H

1 Stigmast-5-en-3 β -ol

Me

O

HO

MeMe

H Me

H Me

Me

H

2 Lup-20(29)-en-3 β -ol

4

pr-i

O

Me H

MeH

Me

Et

H

O

HO

OH

HO

HO

3 Stigmasta-5,22-diene, 3 β -( β -D-glucopyranosyloxy)-

Me

O

AcO

MeMe

H Me

H Me

Me

4 Lup-20(29)-en-3 β -ol, acetate

Scorzonera tomentosa

pr-i

HO

Me H

MeH

Me

Et

H


Me

O

HO

MeMe

H Me

H Me

Me

H

2 Lup-20(29)-en-3 β -ol

5

Scorzonera hispanica

MeMe

Me Me

HO

Me Me CO 2HH

H

H Me

5 Olean-12-en-28-oic acid, 3 β -hydroxy-

pr-i

O

Me H

MeH

Me

Et

H

O

HO

OH

HO

HO

6 β -D-Glucopyranoside, (3β)-

stigmast-5-en-3-yl

6

Chapitre I

8

I. 2.2 Les flavonoïdes Les flavonoïdes sont des composés phénoliques moins répandus dans ce genre. Ils sont

présents dans presque tous les organes de la plante (racines, fleurs, tiges et jouent un rôle

pr-i

HO

Me H

MeH

Me

Et

H

7 Stigmasta-5,22-dien-3-ol, (3β,22E)-

pr-i

HO

Me H

MeH

Me

Et

H


Scorzonera mongolica

CH 2OH

R

R=

O

O

8 3β-tetradecanoyloxy-28-hydroxylolean-18-ene

R=

O

O

9 3 β -dodecanoyl-28-hydroxylolean-18-ene

7

Chapitre I

9

important dans le système de défense comme antioxydants. Chez le genre Scorsonera,

les flavonoïdes sont surtout représentés comme flavones et flavonols.

Tableau [I.3] : Structures chimiques des flavonoïdes isolés de quelques espèces du genre Scorsonera.


OH O

OH

OH

OH

10 Quercétine

OH O

OH

OH

OH

HO

11 Luteoline

Scorzonera columnae

OH O

OH

HO

OH

12 Apigenine

O

O

O

O

HO

HO

OH

O

OH

OH

HO

OH

O

OH

OHS

R

RSR

13 Quercetine 3-(6-E-p-coumaroyl-β-D- glucopyranoside)

4

Scorzonera austriaca

O

OH

HO

O

OH

O

O

OHOACHO

CH2O C

O

C C OH

H H

14 luteolin 3′-(6-E-p-coumaroyl-β-D-glucopyranoside)

8

Chapitre I

10

I. 2.3 Les coumarines Les coumarines sont très répandues dans le genre Scorzonera, on les trouve sous

forme de coumarines simples et pyrano-coumarines ainsi que de dimères de coumarines

avec liaisons C-C ou éther [9].

Tableau [I.4] : Les coumarines isolées de quelques espèces du genre Scorzonera.


Scorzonera tomentosa

O

O

O

O

OH

OH

OH

OH

OMe 15 1H-2-Benzopyran-1-one, 3-[4-(β-

D-glucopyranosyloxy)phenyl]-3,4- dihydro-8-methoxy-, (3S)-

O

O

OH

OMe 16 1H-2-Benzopyran-1-one, 3,4-

dihydro-3-(4-hydroxyphenyl)-8-methoxy-

10

O

O

HO

OCH3

OH

17 1H-2-Benzopyran-1-one, 3,4-dihydro-6,8-dihydroxy-3-(4-

methoxyphenyl)-

O

OOO

HO

HO

H

HO

OCH 3

OH

18 1H-2-Benzopyran-1-one, 8-(β-D-glucopyranosyloxy)-3,4-

dihydro-6-hydroxy-3-(4-methoxyphenyl)-,

Scorzonera cretica

O

OOO

O

O

HO

HO

OHH

HO

OCH3OHHO

HOH3C

19 1H-2-Benzopyran-1-one, 8-[[6-O-(6-deoxy-α-L-mannopyranosyl))- β

-D-glucopyranosyl] oxy]-3,4-dihydro-6-hydroxy-3-(4-methoxyphenyl)-

11


O O

20 Daphnetin

8

Chapitre I

11

I. 2.4 Les sesquiterpènes

Les sesquiterpènes constituent un groupe de substances naturelles très

importantes dans le genre de Scorzonera ayant une large variété d’activités biologiques.

Ils ont possèdent des propriétés ; neurotoxique [12], anti-inflammatoire [13], anti-

leucémique [14], antifungique [15], anti-tumoral [16].

Tableau [I.5] : Les sesquiterpènes isolées de quelques espèces du genre Scorzonera.



Me

Me

HO

O

H2C

OH

O

H

H

H

H

RRS

R

R

R

S

21 Azuleno[4,5-b]furan-2(3H)-one, decahydro-3,8-dihydroxy-3,9-

dimethyl-6- methylene-

17

Me

H 2 C

O

CH 2

O

O

OHO

CH 2HO OH

OH 22 Azuleno[4,5-b]furan-2(3H)-one, -(β-D-

glucopyranosyloxy)decahydro-3- methyl-6,9-bis(methylene)-,

18

Scorzonera hispanica H2C

O

CH 2H2C

O

O

OHO

HOOH

OH

H

H H

H

H

R

S R

S

R

RR

RSS

23 Azuleno[4,5-b]furan-2(3H)-one, 5-(β-D-

glucopyranosyloxy)decahydro-3,6,9-tris(methylene)-,

19

Chapitre I

12

I. 2.5 Divers

Tableau [I.6] : Les diverses isolées de quelques espèces du genre Scorzonera.

Scorzonera Tomentosa

-

MeO

CO 2HOH

E

24 Benzoic acid, 2-[(1E)-2 -(4-hydroxyphenyl)ethenyl]-6-methoxy

O

O

OH

OH

OH

H

SR

25 1(3H)-Isobenzofuranone, 7-

hydroxy-3-[(R)-hydroxy(4-hydroxyphenyl)methyl]-

10


Me Me

Me

CHO

O

26 2-Heptenal, 2-methyl-6-(4-methyl-2-oxo-3-cyclohexen-1-yl)-

19

Scorzonera columnae

OMeCH CH C

O

OH

HO

27 2-Propenoic acid, 3-(3,4-dihydroxyphenyl)-, methyl ester

4


HO

O

OH

OMe

O

O

OH

OH

OH

OH

OMe

28 β-D-glucopyranoside, 4-[(2R,3S)-2,3-dihydro-3-(hydroxymethyl)-5-[(1E)-3-hydroxy-1-propen-1-yl]-7-methoxy-2-benzofuranyl]-2-methoxyphenyl

6

Chapitre I

13

I. 2.6 Les huiles essentielles Le genre Scorzonera est connu pour produire des huiles essentielles.

- Les travaux de Boussaada et al [20] sur la partie aérienne de Scorzonera undulata.

Ont permis d’identifier une quarantaine de composés tels que le méthyle hexadecanoate

(30.4%), le méthyle Linolenate (23.9 %), le Heneicosane (12.2 %), le Octadecane (4.4

%), méthyle Octadecanoate (2.2 %), acide Dodecane (1.7 %), β-Bisabolol (1.2 %), et le

Benyle Salicylate (1,3 %) sont les plus abondants. On peut conclure que la composition

chimique de cette huile essentielle est :

• Hydrocarbure (alcane, alcène, alcool, alddehydes) 23.3 %

• Terpène 3.4 %

• Composés aromatiques 60.1 %

Cette huile essentielle s’est révélée active in vitro contre le champignon

microscopique.

- Les composés majoritaires des huiles essentielles dans Scorzonera mongolica sont:

Hentriacontane (34.75%), A'- neogammacer-22 (29)-en-3β-ol (21.47%) [21].

HO

O

OH

OMe

O

O

OH

OH

OH

OH

OMe

OMe

29 β -D-glucopyranoside, 4-[(2R,3S)-2,3-dihydro-3-(hydroxymethyl)-5-[(1E)-

3-hydroxy-1-propenyl]-7-methoxy-2-benzofuranyl]-2,6-dimethoxyphenyl


HO

O

OH

OCH 3

30 12-Hydroy-desmethoxyyangonin

GLUO

O

OH

OCH 3

31 12-β-d-glucopyranoside-

desmethoxyyangonin

8

Chapitre I

14

I. 3 les terpènes

I. 3.1 Généralités

Dans le règne végétal, les terpènes sont classés dans la catégorie des métabolites

secondaires. Leur classification est basée sur le nombre de répétitions de l’unité de base

isoprène (à 5 atomes de carbone) [22, 23, 24]. A ce jour, avec plus de 30 000 molécules

identifiées, les terpènes constituent l’une des plus polymorphes et des plus grandes

familles de composés naturels: hémiterpènes (C5), monoterpènes (C10), sesquiterpènes

(C15), diterpènes (C20), sesterpènes (C25), triterpènes (C30), tetraterpènes,(C40) et

polyterpènes.

I. 3.2 Classification I. 3.2.1 Hémiterpènes

Dans la nature, il existe peu de composés naturels ayant une formule de C5

ramifiée; parmi certains composés naturels trouvés chez les plantes qui peuvent être

considérés comme hémyterpène, seul l’isoprène à toutes les caractéristiques

biogénétiques des terpènes [25].

I. 3.2.2 Monoterpènes Les monoterpènes contiennent plus de 900 composés connus se trouvent

principalement dans 3 catégories structurelles: les monoterpènes linéaires (acyclique),

les monoterpènes avec un cycle unique (monocycliques) et ceux avec deux cycles

(bicycliques). Ils résultent d’une fusion typique tête-à-queue des unités d’isoprène [26].

I. 3.2.3 Sesquiterpene

Sesquiterpenoids sont des composés de 15 carbone formée de 3 unités isopérene

et comme formule moléculaire C15H24. Ils se trouvent principalement dans les parties

ariennes des plantes. Comme les monoterpènes, une molécule de sesquiterpène peut être

acyclique ou contenir 1 à 2 cycles (comme le polygodial), de très nombreuses

combinaisons sont possibles. Les dérivés des sesquiterpènes obtenus par biochimie ou

synthèse (oxydation ou réarrangement) sont appelés sesquiterpenoïdes. Les

sesquiterpènes sont présent dans les essences végétales aromatiques ou huiles

Chapitre I

15

essentielles, par exemple le farnésol dans l'huile essentielle de citronelle. Dans les

plantes, ils ont le rôle d'agent de défense.

OH

HO

32 Farnésol 33 Nerolidol

34 Acide Abscisique

35 Cadalene

HO

HO

CHO OH OH CHO

OH

OH

36 Gossypol Figure [I.2] : Structures des quelques sesquiterpènes.

I. 3.2.4 Diterpènes Les diterpènes sont des substances avec 20 atomes de carbone (C20) présentant

une très grande variété structurale. Ces composés sont principalement présents dans les

plantes supérieures dans les résines, ainsi que dans les champignons. Il existe environ

2700 diterpènes dans la nature dont la majorité est sous forme cycliques. Parmi les

diterpènes cycliques, Le rétinol et le rétinal, deux formes de la vitamine A sont les plus

connues dans cette famille.

CO2H

O

OH

Chapitre I

16

I. 3.2.5 Triterpènes

I. 3.2.5.1 Introduction Les triterpènes contiennent plus de 4000 composés construits sur plus de 40

squelettes hydrocarbonés différents. Ce sont des composés en C-30 issus de la

cyclisation du 3S-2,3-époxysqualène, ou plus rarement du squalène lui-même [22,

23,24]. Ils sont presque toujours hydroxylés en position C-3 du fait de l’ouverture de

l’époxyde. Les triterpènes présentent une très forte unité structurale, les différences

majeures sont d’ordre stéréochimiques ayant trait à la conformation adoptée par

l’époxysqualène avant la cyclisation initiale. Le cation formé lors de cette cyclisation

peut ensuite subir une série de déplacement 1, 2 de protons et de méthyles conduisant

aux différents squelettes tétra- et pentacycliques qui caractérisent ce groupe de

substances naturelles [22, 23,24].

HO

H

H

37 Euferol 38 Cycloeucalénol

HHHO2C

H

O

H

O

H

H

OH

39 acide 3,4-seco-8βH-ferna-4(23) ,9(11)-dièn-3-oïque 40 antiquol

Figure [I.3] : Triterpène tétracycliques.

HO

Chapitre I

17

H

H

H

AcO

41 D: C-friedomadeir-7 42 Isomadeiranyl acétate

H

H

H

OH

43 Taraxéryl acétate 44 Taraxérone

H

H

H

OH

45 β-amyrine

Figure [I.4] : Triterpènes pentacycliques.

H

H

H

O

H

H

H

O

Chapitre I

18

I. 3.2.5.2 Biosynthèse des triterpènes

Les organismes végétaux ont la possibilité de cycliser l’époxysqualène qui

conduit spécifiquement aussi bien aux triterpènes tétracycliques libres des plantes de la

famille des Euphorbiaceae et des Laticiferes qu’aux saponosides à génine triterpénique

pentacyclique ou aux triterpènes modifiés des Rutales [22,23].

Le couplage queue-à-queue de deux unités en C-15, farnésylpyrophosphate (FPP) suivi

d’une oxydation permet l’élaboration de l’époxysqualène (figure I.5), précurseur des

triterpènes et des stéroïdes [22, 23,24].

OPP

squalène Oxydation

O

46 2,3-époxydosqualène

Figure [I.5] : Formation du squalène.

L’ouverture de l’époxyde amorce la cyclisation, l’enzyme responsable de cette

cyclisation stabilise la conformation du polyisoprène de telle sorte que les impératifs

stéréoélectroniques soient respectés. C’est de la conformation initiale de

l’époxysqualène sur la surface de l’enzyme (figure I.6) que dépend l’orientation de la

biosynthèse vers les triterpènes tétra- et pentacycliques et les stéroïdes [22, 23,24].

- Si l’époxysqualène est dans une conformation chaise-bateau-chaise-bateau, la

cyclisation conduit à un cation protostanyle précurseur des cycloartanes, des lanostanes

et des cucurbitanes.

OPP

+

Chapitre I

19

- Si l’époxysqualène adopte la conformation chaise-chaise-chaise-bateau, la cyclisation

aboutit à un autre cation appelé dammaranyle. Ce dernier peut évoluer afin de donner

naissance aux triterpènes tétracycliques à squelette euphane et tirucallane et le plus

souvent il conduit aux triterpènes pentacycliques de type oléanane, ursane, lupane,

multiflorane, taraxérane, taraxastane,….etc.

O

O

H

HO

H

R+

H

HO

H

R+

cation protostanyle cation dammaranyle

1 2

O

R

Chapitre I

20

1 2

HO

H

47 Cucurbitanes 48 cycloartanes

Stéroïdes

cation dammaranyle

HO

H

H

H

+

HO

H

H

H

H

49 cations lupanyle

Figure [I.6] : Biosynthèse des triterpènes.

HO

H H

HO

H

H

Chapitre I

21

cation lupanyle

HOH

H

H

H +

HOH

H

H

H

44 multiflorénol

HOH

H

H

HO

H

H

H

+

HO

H

H

H

45 β-amyrine 50 taraxastérol

HOH

H

H

51 α- amyrine

HOH

H

H

Chapitre I

22

I. 3.2.5.3 Intérêts des triterpènes L’utilisation industrielle et l’intérêt thérapeutique des triterpènes et stéroïdes

représentent un enjeu capital dans le domaine de la recherche des substances naturelles.

Les propriétés pharmacologiques diverses [22,24] attribuées à ces composés ont permis

leur classement en tant qu’un groupe de métabolites secondaires de grande importance.

Ces composés manifestent entre autres :

- des potentialités thérapeutiques dans les différents domaines : cytostatiques, anti-

inflammatoires, analgésiques, insecticides, molluscicides, …..etc.

-un intérêt considérable dans le secteur de l’industrie pharmaceutique particulièrement la

production de médicaments stéroïdiques ayant des propriétés : contraceptifs,

anabolisants, antiinflammatoires,…etc.

- un intérêt thérapeutique concernant l’extraction des molécules bioactives, pour

l’obtention des formes galéniques simples ou pour celle de préparation phytothérapique.

- une importance économique du fait de leur utilisation dans les industries

agroalimentaires.

I. 3.2.6 Tetraterpènes

Les caroténoïdes sont des tetraterpènes, les plus typiques étant les

apocaroténoïdes, les diapocaroténoïdes, les mégastigmanes.

I. 3.2.7 Polyterpènes

Les polyterpènes ou polyisoprènes se composent de plus de 8 unités d’isoprène.

Ces terpènes se trouvent souvent sous deux formes isomèriques cis- et trans. Le cis-

polyisoprène se trouve dans le caoutchouc indien, alors que le polyisoprène-trans est la

partie principale de gutta-percha. En plus Chicle représente un mélange de 1:2 de deux

isomères cis- et trans-. Les prenylchoinones sont des polyterpènes comptant jusqu'à 10

unités d’isoprène, parmi eux, on rencontre les vitamines K1 et K2 et la vitamine E.

I.4 Les flavonoïdes Les flavonoïdes sont une classe de composés ubiquitaires dans les plantes

vasculaires et représentent un des plus grands groupes de produits naturels phénoliques.

Ils sont considérés comme les pigments universels des végétaux. La protection des

plantes contre les radiations UV de type B et leur défense contre les herbivores et les

Chapitre I

23

attaques microbiennes Harborne et al. [27]. Certains flavonoïdes ont parallèlement une

activité antioxydante, anti-inflammatoire, vasculaire, oestrogénique et antitumorale.

Pour ne citer que leurs principales propriétés pharmacologiques [27]. Ces composés se

divisent en différents types : flavones, isoflavones, flavonols, flavanones, flavanes,

chalcones, anthocyanidines, catechines, ptérocarpanes, aurones.

I.4.1 Variation de la structure de l’élément centrale en C3 des flavonoïdes

La figure (I.7) donne le schéma des réactions qui permettant d’interpréter la

formation des principaux flavonoïdes à partir des chalcones [28]. La cyclisation de la

chalcones s’effectue aisément, par isomérisation sous forme de flavonone qui est

stabilisée par formation d’une liaison hydrogène entre CO et un groupement OH en

position 5. Les flavonoïdes et plus particulièrement leur produit d’hydroxylation, les

flavonoïdes (ou dihydrovonols), joueraient le rôle d’intermédiaire dans la formation des

différents types de flavonoïdes [29].

Chapitre I

24

C

CH

HC

O

HOOH

OH

C

CH

C

O

O

HO

OH

OH

Chalcone Flavone

Isomérisation -2H

C

CH 2

CH

O

O

HO

OH

OH

C

C

C

O

O

HO

OH

OH

OH

Flavonone -2H Flavonal

Hydroxylation

C

CH

CH

O

O

HO

OH

OH

OH

CH

CH

CH

O

OH

HO

OH

OH

OH

Dihydroflavonal (flavononol) Flavonediol-3,4 Enolisation

CH

O

OH

OH

CH

O

OH

OH

CH

C

C

OHO

OH

OH

OH

+

+ H2O

Figure [I.7] : Formation des différents types de flavonoïdes à partir des chalcones [28].

Les réactions de la figure (I.7) restant en grande partie hypothétiques ; cependant

elles ont été, dans la majorité des cas, réalisées au laboratoire. Plusieurs faits sont en

faveur de ce schéma :

+2H

Chapitre I

25

a) Une enzyme susceptible d’isoméries les chalcones en flavonone a été isolée dans les

germinations de soja par Wong et Moustapha [30]

b) L'hydroxylation des flavononols en flavonols, a été obtenue par Mahesh et Seeshadri

[31]

c) La réduction des flavononols en flavonols ne présente pas de difficulté ; en effet, les

carbones 2 et 3 possèdent une configuration trans et par conséquent la déshydrogénation.

d) Pachéco et Grouiller [32] ont réalise la synthèse chimique de différent hétérosides des

flavonols à partir des chalcones correspondants ; d’autre part, Wong et al [33]. Ont

montré que des germinations de pois chiches transforment un flavononol en flavonol.

e) Pachéco [34] a synthétisé des anthocyanidines à partir des flavononols ; pour interpréter

la réaction, cet auteur envisage le passage par les flavanediols-3,4.

I.4.2 Intérêt des flavonoïdes

Les flavonoïdes sont l'un des plus grands groupes de métabolites secondaires qui

jouent un rôle important dans les plantes. Ils interviennent comme des composés de

défense ainsi que dans la signalisation de la reproduction, de la pathogenèse et de la

symbiose [35, 36]. Les flavonoïdes végétaux sont impliqués dans le mécanisme

d'intervention contre l'infection par des micro-organismes [37] ou l’attaque par les

herbivores [38]. Les flavonoïdes sont également impliqués dans la production de

nodosités des racines comme un système de fixation de l'azote après l'infection par la

bactérie Rhizobium dans une variété de plantes légumineuses [39]. Ils sont des sources

de pigments pour la coloration des composés de fleurs [40] et jouent un rôle important

dans les interactions avec les insectes [41]. Vu l’intérêt pharmacologique des

flavonoïdes, de nombreux travaux semblent indiquer qu’ils possèdent des propriétés

anti-oxydantes [42, 43], anti-inflammatoires [44, 45], anti-VIH [46, 47], antitumorals

spécialement lorsqu’ils sont utilisés conjointement avec d’autres agents

chimiothérapeutiques [48, 49], antiviraux [50], antibactériens [51], antiallergiques [52].

Chapitre I

26

I.4.3 Analyse structurale des flavonoïdes

Les méthodes d’analyse structurale comprennent des méthodes chimiques et

physico-chimiques. Les techniques les plus couramment utilisées sont :

I.4.3.1 Spectroscopie UV-Visible

La spectrophotométrie UV-Visible est basée sur le principe suivant : en milieu

alcoolique, chaque famille de flavonoïdes a un spectre d’absorption caractéristique,

susceptible d’être modifié par l’addition des réactifs. D’après Jurd et al. [53] et Voirin et

al. [54], la nature du réactif et l’effet qu’il produit sur le spectre d’absorption apportent

des indications sur la structure des flavonoïdes. Les étapes d’enregistrement des spectres

en présence de réactifs sont effectuées selon les étapes suivantes :

Première étape : On enregistre le spectre d’absorption dans le méthanol neutre puis

immédiatement après l’ajout d’une goutte de NaOH (0,5 N), ensuite on enregistre après

5 minutes.

Deuxième étape : On enregistre une première fois le spectre d’absorption dans le

méthanol, puis à cette solution on additionne AlCl3 (1%) et on enregistre le spectre

d’absorption. Après cette opération on rajoute quelques gouttes d’acide chlorhydrique

(6N) puis on enregistre le spectre de cette nouvelle solution.

Troisième étape : On enregistre dans la solution méthanolique puis on ajoute NaOAc

(sec) et on enregistre le spectre, après cette opération on rajoute à cette solution quelques

gouttes de solution saturée d’acide borique puis on enregistre le spectre d’absorption.

Types de bandes dans les flavonoïdes

On distingue deux types de bandes :

� La bande I correspond à l'absorption du système cinnamoyle en faisant intervenir la

conjugaison du groupement carbonyle C4 avec le noyau B [55].

� La bande II correspond à l’absorption du système benzoyle en faisant intervenir la

conjugaison du groupement carbonyle avec le noyau A [56-57].

Chapitre I

27

� Le déplacement exact et l’intensité des deux bandes I et II du spectre effectué

dans le méthanol illustrent la nature de la structure du flavonoïde ainsi que sa

substitution, conformément au tableau I. 7.

Tableau [I.7] : Interprétation des déplacements des maximums des bandes I et II après

addition des réactifs [58].

Réactifs Déplacement (nm)

Bande I Bande II

Interprétation

MeOH

310-350 250-280

330-360 250-280

350-385 250-280

Flavone

Flavonol (3-OR)

Flavonol (3-OH)

NaOH

+45 à +60 sans diminution d’intensité optique

+45 à +60 avec diminution d’intensité optique

Apparition d’une nouvelle bande entre 320-

335 nm

4'-OH

3-OH, 4'-OR

7-OH

NaOAc

+5 à +20 de la bande II

Déplacement faible de la bande II

7-OH

7-OH avec substituant en C-6 ou

C-8

NaOAc

+ H3BO3

+12 à +36 de la bande I

Faible déplacement bathochromique de la

bande I

3', 4' –diOH

Orthodihydroxylé sur le noyau A

AlCl 3

+30 à +36 de la bande I par rapport au spectre

AlCl3+HCl

+20 à 40 de la bande I par rapport au spectre

AlCl3+ HCl

Orthodihydroxylé sur le noyau B

6, 7 ou 7, 8 di - OH +

Orthodihydroxylé sur le noyau B

AlCl 3 +

HCl




5-OH

5-OH (avec 6-oxygénation)

3-OH ou 3-OH et 5-OH

Chapitre I

28

I.4.3.2 Résonance Magnétique Nucléaire (R. M. N)

I.4.3.2.a R. M. N. du proton

Concernant l’analyse des flavonoïdes, la spectroscopie de résonance magnétique

nucléaire de proton (RMN 1H) permet de visualiser les relations existant entre les

protons des différents noyaux et déduire leur degré de substitution.

Elle permet également de repérer les groupements méthoxylés, de dénombrer les

sucres et d’envisager leur mode de liaison à la génine.

a. Analyse des signaux provenant des protons de la génine.

Les positions relatives des protons sur les noyaux A et B sont facilement

déductibles grâce aux valeurs des constantes de couplage.

Protons du noyau A

Lorsque le noyau A est disubstitué par des OH en 5 et 7, les protons H-6 et H-8

présentent deux doublet, respectivement, entre 6.16 et 6.25 ppm avec une constante de

couplage J = 2,5 Hz et entre 6.39 et 6.56 ppm avec la même constante de couplage. La

substitution des OH en positions 5 et/ou 7 conduit au déblindage des deux protons

voisins [59].

Protons du noyau B

Le déplacement chimique des protons du noyau B se trouve entre 6,7-7,9 ppm.

Ce déplacement chimique est basé sur les substituants dans le noyau B et le degré

d’oxydation du noyau C.

Quand le noyau B est monosubstitué en 4', les quatre protons H-2', H-3', H-5' et

H-6' présentent deux doublets dont les constantes de couplages sont identiques (8.5 Hz).

Les protons H-2' et H-6' résonnent toujours à des champs inférieurs à ceux des protons

H-3' et H-5'.

Protons du cycle C

Le proton H-3 d’une structure flavone résonne entre 6 et 7 ppm sous forme

d’un singulet [59], pouvant être confondu avec les protons H-6 et H-8.

Chapitre I

29

I.4.3.2.b. Analyse des signaux provenant des protons de la partie osidique.

Proton anomérique

Le proton anomérique apparaît sur le spectre sous forme d’un doublet déblindé par

rapport aux autres protons osidiques. La valeur de la constante de couplage permet de

distinguer les anomères β (J = 7-8 Hz) des anomères α ((J = 3-4 Hz) [60].

Le proton anomèrique lié à un autre ose, devient relativement loin de l’influence du

noyau flavonique, et résonne à champ plus fort que le proton anomérique lié à la génine.

A titre d’exemple dans le cas de Kampférol 3-O-α-L-rhamnopyranosyl-(1 6)-β-D-

glucopyranoside le proton H-1"' du rhamnose résonne à 4,54 ppm dans le méthanol

deutérié [61] alors que dans le cas du Kampférol-3-O-rhamnoside le proton anomérique

H-1" résonne à 5,43 ppm avec une constante de couplage J = 2.1 Hz [62].

I.5 Coumarine

Les coumarines sont des substances naturelles connues, Il s’agit de composés à

neuf atomes de carbone possédant le noyau benzo (2 H)-1 pyrannone-2. Ce composé

dériverait de la cyclisation de l’acide cis cinnamique oxygéné en C-2 [63]. Les

coumarines tirent son nom de kumarú, nom vernaculaire de la fève tonka Coumarouna

odorata encore appelée Disteryx odorata Willd. Elles sont très largement distribuées

dans le règne végétal. La coumarine et ses dérivés dont plus de 300 structures sont

connues, se répartissent dans 9 familles de Monocotylédones et plus 70 familles

Dicotylédones. Ils participent dans les racines des plantes symbiotiques hébergeant

Rhizobium, à la formation des nodules. Elles sont responsables de l’odeur

caractéristique de l’aspérule odorante et du mélilot desséché.

I.5.1 Classification

Les coumarines sont substituées par un hydroxyle ou plus sur les six positions

disponibles. La majorité des coumarines sont substituées en C-7 par un hydroxyle.

Les auteurs [64 - 65] ont classé les coumarines selon la nature des substituants sur leurs

structures en cinq catégories :

Chapitre I

30

I.5.1.1 Coumarines simples Les coumarines les plus répandues dans le règne végétal possèdent des

substitutions (OH ou OCH3) en 6 et 7.

OO

R1

R2

R3

23

4

1

56

7 88a

4a

Figure [I.8] : Squelette de coumarine.

Les génines :

Les hétérosides :

I.5.1.2 Furanocoumarines :

Les furocoumarines (appelées encore furanocoumarines) constituent une

famille de composés synthétisés par certaines espèces de végétaux supérieurs

Elles dérivent principalement de l’Ombelliférone par condensation isopronoides

en C5, et souvent liposolubles [67]. Le cycle furane peut être fusionné au cycle

R1 R2 R3

Ombelliférone H OH H

Esculétol OH OH H

Scopolétol OCH3 OH H

Herniarine H OCH3 H

Fraxétol OCH3 OH OH

R1 R2 R3

Esculoside (=Esculine) O-Glu OH H

Cichorioside(=Cichorine) OH O-Glu H

Scopoloside(=Scopoline) OCH3 O-Glu H

Fraxoside OCH3 O-Glu OH

Chapitre I

31

benzénique dans deux positions linéaire (dérivant de la molécule de psoralène),

angulaire basées sur la structure de l’angélicine. De nombreux dérivés de ces

structures de base existent avec des ajouts de résidus sur les carbones des

positions 2, 5 et/ou 8 [68]. Ces résidus peuvent être assez simples, comme dans

les cas des hydroxypsoralènes et desméthoxypsoralènes, ou bien plus complexes

comme par exemple pour l’athamantine ou lacolumbianadine. La plupart des

furocoumarines ont cependant des dénominations reprenant le nom des plantes

dans lesquelles elles ont été décrites pour la première fois (le bergaptène présent

dans Citrus bergamia, la rutarétine ou la rutarine dans Ruta graveolens), ou bien

encore liées à leurs propriétés (la xanthotoxine pour sa couleur et son activité

biologique). On désigne dans certains cas l’isomère linéaire ou angulaire d’une

molécule par le préfixe iso- comme par exemple dans le cas de l’isopimpinelline.

OOO

52 Psoralène 53 Angélicine

OOO

O

O Me

Me

Me

Me

OOO

O-isovalérylMe

MeO-isovaléryl

54 Columbianadine 55 Athamantine

Figure [I.9] : Structures de quelques furanocoumarines.

I .5.1.3 Pyranocoumarines : composés formés par la fusion d'un hétérocycle pyrane

avec la coumarine

OO

O

Chapitre I

32

1- soit dans le prolongement (forme linéaire) : xanthylétine

2- soit latéralement (forme angulaire) : séseline, visnadine

OO

56 Xanthylétine 57 Séseline I.5.1.4 Dicoumarines (coumarines dimériques)

Ce sont des composés formés par la liaison deux unités coumarininques simples

O

H

HO

H3CO

O

OO O

O

H

HO

HO

O

OO O

58 Daphnorétine 59 Edgeworthine

I.5.1.5 Tricoumarines (coumarines trimériques)

Ce sont des composés issus de l’union de trois entités coumariques.

OO

O

O

HO

OH

60 Triumbéllatine

OO

Chapitre I

33

I.5.2 Biosynthèse des coumarines

Les coumarines constituent avec les flavonoïdes, les chromones et les

isocoumarines, un très vaste groupe de composés. L’élément structural qui les

caractérisent la présence d’un noyau benzopyrane [69]. Les structures simples des

coumarines dérivées de l’acide cinnamique via l’acide aminé phénylalanine, par

exemple la coumarine et l’umbelliférone, sont trouvées dans plusieurs plantes [70].

L’hydroxylation en ortho de l’acide trans-cinnamique est la voie directe qui conduit aux

coumarines simples. D’autres coumarines qui ont subi un changement dans leurs

structures de base, se rencontrent dans peu de familles. En effet, la participation du

précurseur est possible pour donner des dérivés mixtes de l’acide chikimique et

mévalonique que sont les furano et pyranocoumarines [71, 72].

La première réaction est la condensation du phosphoénol pyruvate (PEP) avec

l’érythrose-4-phosphate pour former un composé de sept carbones : le 3-désoxy-D-

arabino-heptulosonate-7-phosphate (DAHP) [71]. La cyclisation du DAHP en 3-

déhydroquinate met en jeu une condensation aldolique intramoléculaire intervenant

après l’élimination du phosphate [73].

+ PO CH 2

COO -

COO -

OH

OH

PO

O

O

COO -

OH

OH

O

HO

PEP Erythrose-4-phosphate DAHP

3-déhydroquinate

COO -

OH

OH

O

hydroshikimateéd-3 61

Une réduction du carbonyle du 3-déhydroshikimate se déroule pour donner le

shikimate. Cette réduction se fait par l’intermédiaire du NADPH et de la shikimate

oxydoréductase. Le shikimate résultant est ensuite phosphorylé par l’ATP, lui cédant un

groupe phosphate pour former le shikimate 3-phosphate. Ce dernier, en présence d’une

O

OH

HO

PO

Chapitre I

34

enzyme condensante, fixe une nouvelle molécule de PEP pour donner un ester d’énol, le

5-enolpyruvyl-shikimate3-phosphate (EPSP). Ce dernier conduit au chorismate, via une

trans élimination.

COO -

OH

OH

O

COO -

OH

OH

HO

COO -

OH

OH

PO

COO-

O

OH

O

COO-

COO -

O

OH

PO

CH2

COO -

Chorismate

Le réarrangement précyclique du chorismate donne le préphénate. Ce

réarrangement est catalysé par une enzyme (chorismate mutase) capable de transférer la

chaîne latérale dérivée du PEP pour qu’elle soit directement liée sur le cycle.

COO-

O

OH

O

COO-

OH

-O O C

O

COO -

OH

O

COO -

Chorismate Préphénate

La transamination de l’acide phénylpyruvique conduit à la formation de la

phénylalanine

OH

CH 2 CO COOH

NH 3

OH

CH 2

COOH

Ac. phénylpyruvique phénylalanine

Chapitre I

35

Par contre, la thyrosine se forme de l’acide préphénique

CH 2 -CO-COOHHO

O

OHNAD+

NADPH, H+ O

CH 2-CO-COOHHO

O

OH

COOH

NH 2

OH

CH 2 -CO-COOH

Figure [I.10] : Biosynthèse des coumarines.

Une désamination de la phénylalanine et de la tyrosine conduit respectivement à

l’acide trans cinnamique et l’acide coumarique.

COOH

COOH

OH 62 Ac. cinnamique 63 ac. para-coumarique

La formation de la phénylalanine à partir de l’acide chorismique implique un

réarrangement de Claisen catalysé par l’enzyme, cet acide aminé est transformé en

intermédiaire phénylpropanoique (acide coumarinique) qui donne la coumarine après

une isomérisation et lactonisation.

Chapitre I

36

COOH

COOH

OH Ac. Cinnamique ac. ortho-coumarique

O

O O-Glucoside

COOH

COOH

O-Glucoside Coumarine ac-β-D-glucoside O-Coumarine

La structure de coumarine est dérivée de l'acide cinnamique par l'intermédiaire de

l'ortho-hydroxylation (a), de l'isomérisation trans-cis de la chaîne latérale (b) et (c), et de

la lactonisation (d). La forme trans est stable et ne pourrait pas cycliser, donc, il devrait y

avoir d'isomérisation d'une certaine sorte et l'isomérase d'enzymes est impliquée.

I.5.3 Intérêt des coumarines

Les coumarines ont des propriétés antipyrétique, analgésique, sédative, anti-

oedémateuses et anti convulsivante. Ils sont probablement responsables de l’effet

anticonvulsivante [74]. Les coumarines ont indiquées dans les cas de lymphoedème du

membre supérieur après traitement radiochirurgical du cancer du sein. Concernant les

dérivés coumariniques, certains d’entre-eux possèdent des activités pharmacologiques,

principalement anticoagulantes. Les plus connus sont le dicoumarol et l’esculoside, tout

deux veinotoniques et vasculoprotecteurs (Hostettmann, 1997) [75].

hν

∆

d

C b

a

Chapitre I

37

I.6 Les huiles essentielles

Les huiles essentielles sont des produits obtenus soit à partir des matières

premières naturelles par distillation à l’eau, soit à partir des fruits de citrus par des

procédés mécaniques et qui sont séparés de la phase aqueuse par des procédés

physiques[76].

Dans la plante, les huiles essentielles peuvent être stockées dans divers organes : fleurs

(origan), feuilles (citronnelle, eucalyptus), écorces (cannelier), bois (bois de rose,

santal), racines (vétiver), rhizomes (acore), fruits (badiane) ou graines (carvi) [77]. La

synthèse et l’accumulation des huiles essentielles, classées parmi les métabolites

secondaires, se font généralement au niveau des structures histologiques spécialisées,

souvent localisées sur la surface de la plante [78].

Parmi les composants majoritaires des huiles essentielles, nous trouvons les

terpénoïdes qui possèdent un rôle écologique lors des interactions végétales, comme

agents allélopathiques, c’est-à-dire inhibiteur de la germination, mais aussi lors des

interactions végétal-animal, comme agent de protection contre les prédateurs tels que les

insectes. Ils interviennent également, par leurs odeurs caractéristiques, dans l’attraction

de pollinisateurs [79].

Une variété de produits à odeur plus ou moins formulée selon la concentration en

composés et en composés volatils récoltés, est alors obtenue. Les huiles essentielles

produites par hydrodistillation, entraînement à la vapeur ou expression de l’écorce des

fruits, sont les produits les plus concentrés en composés olfactifs [80].

Chacun de ces composés de part leur volatilité dégage une odeur propre. Ainsi

certaines plantes peuvent avoir une odeur similaire due à une molécule commune

présente en quantité notable dans l’huile essentielle. Dans ces conditions, une fois le ou

les composés responsables d’une odeur identifié, si le caractère olfactif de ces composés

s’avère intéressant, il serait alors rentable, selon le contexte économique, de produire

des espèces végétales susceptibles de fournir une huile essentielle à haute teneur

moléculaire en composés recherchés, et donc généralement de meilleure qualité [79].

I.6.1 Procède classique d’extraction des huiles essentielles

La distillation est un procédé de séparation basé sur la différence de composition

entre un liquide et la vapeur engendrée. La technique implique la condensation de la

vapeur et la récupération des fractions liquides résultantes. On parle de distillation

Chapitre I

38

simple ou fractionnée lorsqu’il s’agit de liquides miscibles. On peut également procéder

à la distillation de liquides non miscibles. C’est le cas de l’hydrodistillation des huiles

essentielles [81].

I.6.2 Production des huiles essentielle : l’hydrodistillation L’entraînement à la vapeur d’eau est l’une des méthodes officielles pour

l’obtention des huiles essentielles. A la différence de l’hydrodistillation, cette technique

ne met pas en contact direct l’eau et la matière végétale à traiter. De la vapeur d’eau

fournie par une chaudière traverse la matière végétale située au dessus d’une grille.

Durant le passage de la vapeur à travers le matériel, les cellules éclatent et libèrent

l’huile essentielle qui est vaporisée sous l’action de la chaleur pour former un mélange

« eau + huile essentielle ».

Le mélange est ensuite véhiculé vers le condenseur et l’essencier avant d’être séparé en

une phase aqueuse et une phase organique : l’huile essentielle. L’absence de contact

direct entre l’eau et la matière végétale, puis entre l’eau et les molécules aromatiques

évite certains phénomènes d’hydrolyse ou de dégradation pouvant nuire à la qualité de

l’huile. L’hydrodiffusion est une variante de l’entraînement à la vapeur (figure I.11).

Figure [I.11] : Appareillage utilisé pendant l’hydrodistillation d’huile essentielle [82]. Le montage de type Schilcher [82] (figure I.11) est composé de quatre parties

principales:

1. le réacteur, un ballon dans lequel on introduit la matière végétale et l’eau.

2. la colonne, un cylindre en verre placé au-dessus du réacteur qui recueille la phase

vapeur.

Chapitre I

39

3. le réfrigérant dans lequel se recondensent les vapeurs.

4. le vase florentin où vont se séparer la phase organique (huile essentielle) et la phase

aqueuse (eau florale).

Ce système peut être équipé d’un recyclage ou cohobage : un principe de siphon

renvoie l’eau florale du vase florentin vers le réacteur. Un simple robinet au bas du vase

permet de recueillir l’huile essentielle à la fin de la réaction.

Le milieu réactionnel constitué par la matière végétale et l’eau est porté à ébullition

grâce à un chauffe-ballon.

La température est limitée par la température d’ébullition de l’eau 100°C.

La composition chimique des huiles essentielles dépend largement de l’influence des

conditions d’hydrodistillation sur l’essence contenue dans la plante.

I.6.4 Principales structures chimiques des huiles essentielles [83] Les huiles essentielles sont constituées principalement de deux groupes de

composés odorants distincts selon la voie métabolique empruntée ou utilisée. Il s’agit

des terpènes, prépondérants dans la plupart des essences, et des dérivés du

phénylpropane, retrouvé en tant que composé majoritaire dans quelques unes, telles que

les essences d’anis, de cannelle, de girofle, etc… Divers autres constituants minoritaires

leurs sont associés. De nombreux dérivés porteurs de fonctions diverses sont également

considérés comme des composés terpéniques.

Les composés terpéniques sont issus d’une voie métabolique secondaire de l’acide

mévalonique. Suivant le nombre entier d'unités pentacarbonés (C5) ramifiées, dérivées

du 2-méthylbutadiène (isoprène), nous pouvons réaliser la classification suivante :

C 2H C 2H

C 3H

Figure [I.12] : L’isoprène.

Pour n = 2: les monoterpènes. Ces terpènes proprement dits sont des

hydrocarbures en C10. Ils peuvent être acycliques, monocycliques ou bicycliques. A ces

Chapitre I

40

terpènes se rattachent un certain nombre de produits naturels à fonctions chimiques

spéciales, surtout alcool et aldéhyde.

COOH

CH 2 OH

64 acide transgéranique 65 citronellol 66 β- phellandrène

Figure [I.13] : Exemple des composants monoterpéniques.

Pour n = 3: les sesquiterpènes. Ce sont des hydrocarbures de formule C15, soit

une fois et demie (sesqui-) la molécule des terpènes (en C10H16). Un groupe particulier

de sesquiterpènes est représenté par les azulènes, composés instables dont le nom vient

de leur coloration bleue et qui sont importants en pharmacognosie en raison de leurs

propriétés anti-inflammatoires. Ces composés, non saturés, sont constitués par deux

cycles penta et hepta carbonés. Nous retrouvons dans ce groupe le chamazulène (des

essences de camomille et de matricaire).

67 Cadinene 68 Eudesmol

Figure [I.14] : Exemple des composants sesquiterpéniques

Pour n = 4: les diterpènes qui sont des dérivés d’hydrocarbures en C20. Ces

composés, à point d'ébullition élevé, se rencontrent surtout dans les résines.

69 Acide abiétique

Figure [I.15] : Exemple des composants diterpéniques.

Chapitre I

41

Pour n = 5: les sesterpènes. Ce sont des dérivés d’hydrocarbures en C25.

Pour n = 6: les triterpènes. Ces composés en C30 sont très répandus, notamment

dans les résines, à l'état libre, estérifiés, ou sous forme hétérosidique.

70 Squaléne

Figure [I.16] : Exemple des composants triterpéniques.

Pour n = 8 et les polyterpènes le caoutchouc naturel est l’exemple plus nomme. Le

caoutchouc naturel est un polymère de l'isoprène. Il est produit par la coagulation par la

chaleur de la sève de l'hévéa.

71 Caoutchouc naturel.

Figure [I.17] : Exemple des composants polyterpènes.

Dans une huile essentielle, nous retrouvons presque exclusivement des mono- et

sesquiterpènes.

Les dérivés du phénylpropane sont moins abondants que les terpénoïdes, ce sont

des arènes issues d’une voie métabolique secondaire dite de l’acide shikimique lui-

même intermédiaire de la synthèse de la lignine à partir du phénylpropane.

Les composés sont néanmoins importants sur le plan qualitatif et quantitatif chez

certaines espèces. Par exemple, le trans-anéthole qui est la molécule responsable en

grande partie de l’arôme d’anis, constitue environ 80% de l’huile essentielle de fenouil

(1-3% d’essence), et d’anis vrai (3% d’essence). Les dérivés phénylpropanoïques et les

terpénoïdes sont associés en nombre et en proportions très variables de telle sorte que le

Chapitre I

42

produit est hétérogène et complexe sur le plan chimique. Ils sont biosynthétisés au sein

des mêmes organes sécréteurs où ils forment l’essence naturelle [84].

I.6.5 Analyse chromatographique et identification des constituants dans un mélange

La séparation des composés s’effectue en général par CPG notamment pour les

composes volatils (mono-et sesquiterpènes) et par HPLC pour les composés pas ou peu

volatiles. Les colonnes utilisées sont souvent apolaires exemple HP-5 et DB-5 du fait

des caractéristiques apolaires de la majorité des composés mono-et sesquiterpènes [85].

La méthode couramment utilisée pour l’identification des huiles essentielles est le

couplage CPG/SM. Il permet de connaître, dans la grande majorité des cas, la masse

moléculaire d’un composé et d’obtenir des informations structurales relatives à une

molécule à partir de sa fragmentation (86, 87). En parallèle, une expression

mathématique générale qui donne une meilleure approximation des indices de Kovts,

recommandée par la firme "Chromatographic Society" est la suivante (Evans et al, 1989)

[88]. Les indices de Kovats sont les temps de rétention relatifs des substances analysées

par rapport à celles des alcanes. La formule ci-dessous décrit le calcul des indices de

Kovats à partir des temps de rétentions des composés cibles et ceux des alcanes :

+

−−

=+

Ztt

ttI

RzzR

RzRi

)1(

100

Où I : indice de Kovats d'une substance A

z = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui sort avant le composé inconnu

t R = temps de rétention,

i = molécule inconnue,

z = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui sort avant le composé inconnu

(z +1) = nombre d’atomes de carbone de l’alcane qui a été élué après le composé

inconnu.

Chapitre I

43

I.6.6 Les huiles essentielles et leur activité anti-microbienne

Les huiles essentielles ou les volatiles, sont des produits naturels obtenus à partir

de différentes parties de plantes (fleurs, graines, feuilles, écorce, fruits, herbes et racines)

le plus souvent par la méthode de distillation à la vapeur d’eau [89]. Les terpénoïdes et

les phénylpropanoïdes ont montré une activité antimicrobienne plus élevée des terpènes

oxygénés en comparaison des terpènes hydrocarbures a été observée [90-93]. Les

composants oxygénés purs ont aussi montré une activité supérieure par rapport aux

huiles essentielles dans lesquelles ils se trouvent. Ceci a été observé pour la géraniol et

citronéllol de l’huile de géranium [94] et également pour le thymol et le carvacrol des

HE du poivron [95].

Les huiles essentielles peuvent aussi inhiber la synthèse de DNA, RNA, des

protéines et des polysaccharides [96]. Le tableau (I. 8) montre quelques molécules

aromatiques selon leur fonction chimique et activité biologique.

Tableau [I.8] : Classement et activité biologique de molécules aromatiques selon leur fonction chimique.

Composé aromatique

développées Propriétés

Phénol

OH

72 Carvacrol

Alcool Terpénique

OH

73 Géraniol

Stimulantes, Toniques Antiseptiques Bactéricides, Fongicides, Anti-virale, Antiparasitaires, Irritantes

Ether-oxide, péroxyde

CH 3

CH 3H 3 C

O

74 Cinéole

Antibactériens Antifongiques Insecticides, L’ascaridole est fortement réactif et toxique (par la liaison –O-O-)

Chapitre I

44

I.7 Activité antiradicalaire sur DPPH L'utilisation d'antioxydants est nécessaire dans les industries cosmétiques,

agroalimentaires… en tant que conservateurs des corps gras. Or, dans l'oxydation d'un

corps gras, en contact avec l'oxygène de l'air, ou inclus dans une membrane biologique,

intervient un type particulier d'intermédiaires à courte durée de vie, les radicaux libres,

qu'il convient de neutraliser pour assurer sa protection. C'est pourquoi les substances

antioxydantes sont souvent antiradicalaires [97]. Les radicaux libres sont également

produits dans notre organisme sous l'action de facteurs déclenchants externes (UV,

fumées de combustion, solvants….), mais également dans le cadre de phénomènes

biologiques importants, comme la respiration cellulaire. La production permanente de

ces molécules réactives dans notre corps est généralement contrôlée par l'action de

systèmes enzymatiques ou d'antioxydants. Lorsque cet équilibre précaire est rompu en

faveur des radicaux libres, il se produit un stress oxydatif. Par les dommages ainsi causés

à nos cellules, ces différents mécanismes semblent jouer un rôle prépondérant dans les

phénomènes du vieillissement et engendrer des pathologies telles que des cancers et de

troubles neurodégénératifs. L'apport exogène d'antioxydants pourrait donc ralentir, voire

prévenir, ces désordres physiologiques [98].

Cétones

O

CH 3

H 3 CCH 3

75 Carvone

Calmantes, Antivirales, Antifongiques Neurotoxiques Anti-épileptique

Hydrocarbures aliphatiques,

sesquiterpènes

CH 3

H 3 CCH 2

76 Limonene

Fongistatique Bactériostatique Insecticides Nematicide Herbicide

Chapitre I

45

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Chapitre II

Chapitre II

52

II. Etude phytochimique de Scorzonera Undulata II.1.1 L'introduction

Le genre Scorzonera (Asteraceae) se trouve principalement dans les régions de

sécheresse de l'Europe et de l'Asie. Elle se compose de 90 espèces européennes distribuant

partout le continent, 23 espèces distribuant en Chine et représente en Algérie 8 espèces,

Scorzonera alexendrina Boiss, Scorzonera caespiosa Pomel, Scorzonera coronopifolia desf ,

Scorzonera fasciata pomel , Scorzonera lacinrata L, Scorzonera pygmoria S. et Sm, Scorzonera

undulata Vahl , Scorzonera undulata Ball. non Vahl, ssp alexendrina Boiss, et ssp deliciosa

Guiss arbitrant dans les zone aride, les hautes plateaux et dans le Sahara [1].

Quelques espèces de scorsonère ont été employées dans la cuisine comme des légumes ou

comme des plantes médicinales en Europe et en Asie [2].

II.1.2 Position systématique

Sous-embranchement : Angiosperme

Classe : Dicotylédones

Sous-classe : Gamopétales

Ordre : Asterales

Famille : Asteraceae

Genre : Scorzonera Undulata Vahl

Sous espèce deliciosa

Nom Douiri : Alemen

Nom Arabe : Guiz

Nom Français : Scorzonère à feuilles ondulées

Chapitre II

53

II.1.3 Synonymie du Scorzonera Undulata

Scorzonera Undulata subsp. deliciosa (Guss.) Maire

Scorzonera Undulata subsp. Undulata

Scorzonera Undulata Vahl

Scorzonera Undulata subsp. alexandrina (Boiss.) Maire

Scorzonera Undulata var. alexandrina (Boiss.) Baratte

Scorzonera Undulata var. filifolia Batt.

Scorzonera Undulata var. lancifolia Pomel

Scorzonera Undulata var. tetuanensis (Webb) Pau

II.1.4 Description de la plante Scorzonera Undulata

Plante vivace, atteignant 20 cm environ de haut. Feuilles en rosette d’un vert grisâtre

longues, étroites et à bords ondulés. Fleurs, toutes ligulées, réunies en capitules pédoncules,

pouvant mesurer plus de 5 cm de diamètre involucre à bractées vertes lancéolées à bords

membraneux à pointe recourbée, les internes plus longues que les externes. Ligules d’un rose

violacé, à base souvent plus foncée, à sommet tronqué et denté. 5 étamines à anthères pour-

prées formant un tube autour de style à 2 branches. Fruites; à rênes allongés à augettes

plusieurs. Dont 5 soies plus grand .que le reste [3].

II.1.5 Air géographique

Espèce se rencontrant dans les zones arides, hautes plateaux (Algérie) et Sahara

septentrional.

Chapitre II

54

Figure [II.1] : Répartition géographique de scorzonera Undulata. P : présence de scorzonera Undulata

Figure [II.2] : Photos de la plante scorzonera Undulata dans la région de la récolte.

Chapitre II

55

II.1.6 Utilisation traditionnelle de Scorzonera Undulata

Réputée efficace contre les morsure de serpents, les Scorsonéres tirent leur nom de celui du

symbole de la guérison, appelé scorsone en Italien.

Undulata s’applique aux feuilles de l’espèce, tandis que la sous espèce des régions aride est

Alexandrina [3].

II.2 Travaux personnels

II.2.1 Récolte de la plantes Scorzonera Undulata

La plante a été récolté dans la région de El-Aouinet Est de l’Algérie au mois d’Avril de

l’année 2006 dans une zone Aride. Elle est identifiée par le Professeur Hocine Laouer

Université de Sétif. Le séchage est effectué dans un endroit sec et à l’abri des rayons solaires,

les racines ont été broyées et pesées : 980 gramme.

II.2.2 Extraction des racines de Scorzonera Undulata

Nous avons versé 3500 ml Dichorométhane (DCM) sur 970 g de poudre des racines

contenue dans un bécher pendant 24 h à la température ambiante. Cette opération a été répétée 3

fois avec le même volume. Après filtration et évaporation du solvant, l’extrait Dichorométhane

sec est 23g. Les CCM effectuée sur l’extrait dans différents systèmes de solvants, montre que

l’extrait DCM contient plusieurs tâches.

II.2.3 Fractionnement et Séparation Grossière de L’extrait DCM

Cette technique est utilisée la première fois par Call et al. (1986) [4] pour obtenir un

fractionnement grossier de l’extrait brut. Elle est rapide et économique, une chromatographie de

partage avec une phase stationnaire de La silice Kieselgel Merck (70-230 mesh, 63-200 µm) a

été réalisé selon le principe de la chromatographie liquide sous vide. La quantité de la phase

stationnaire de gel de silice par rapport à la masse d’extrait était d’un facteur 1 à 30. L'extrait

DCM est introduite sous forme solide après l’adsorption avec une quantité de silice de rapport 1

à 5 dans un entonnoir Büchner, un vide léger est crée par une pompe à palet. Des mélanges de

Chapitre II

56

solvants ont été préparés de gradient de polarité croissante de Dichorométhane dans l’hexane

ont été utilisés pour la séparation. Le filtrat de chaque gradient de solvants est sécher.

.

Figure [II.3] : L’extraction de la plante Scorsonera Undulata.

Poudre de Racines de scorzonera undulata

970 gr

Filtration Filtrat

Résidu Distillation sous vide

23 gr

Extrait DCM

Macération dans le DCM

Macération dans le MeOH

54 gr

Extrait MeOH

Chapitre II

57

VLC

90Hexane 70 Hexane 50 Hexane 100 DCM 50 DCM

10 DCM 30DCM 50 DCM 50MeOH 100MeOH

Figure [II.4] : VLC de l’extrait DCM.

II.2.4 Étude de la fraction su14b

II.2.4.1 Colonne ouverte pour la faction SU14b

L’examen en chromatographie sur couche mince de Gel de silice 60 F254 Merck, 0,2

mm sur support d’aluminium de la fraction SU 14b. Le révélateur avec le réactif de Godin,

composé de deux solutions A (Vanilline à 1% dans l’éthanol) et B (solution éthanolique d’acide

sulfurique à 10%). La plaque est chauffée longuement à une température de 1000c après une

première pulvérisation par la solution A puis une deuxième par la solution B, une couleur

voilette apparait dans le visible. On remarque que les tâches ne sont pas visible dans la lumière

UV (254 et 365 nm) et le meilleur système de séparation obtenue était avec le système de

solvant Hexane : Dichloraméthane (7 :3).

Concentrât 11.5 gr

Extrait DCM

SU14a 0.01mg SU14b

3, 57 g

SU14c 33.3 mg

SU14d 5.2g

Chapitre II

58

Le mécanisme de séparation des fractions complexes est la chromatographie sur colonne

ouverte. Le choix de taille de colonne selon la masse de la fraction est : la longueur de la

colonne est 47 cm le diamètre est 1.75 cm, la granulométrie de la phase stationnaire est du gel

silice 40-63 µm, l’entassement de la colonne a commence par le dépôt de la verre de laine dans

l’embouchure d’écoulement. Le gel de silice est moulé dans solvant de départ puis versé dans la

colonne en plusieurs fois jusqu’à stabilisation au niveau désiré.

L’introduction de l’échantillon est adsorbé dans une quantité de gel de silice puis déposé

dans la colonne, l’éluant est préparé selon un gradient de polarité Hexane / Dichlorométhane

(100:0 à 0 :100) Le fractionnement de cette colonne est rassemblée dans le tableau (II.1).

Chapitre II

59

Tableau [II.1] : Résultats de la séparation par chromatographie sur colonne de la fraction SU14b de Scorzonera Undulata.

Systèmes de solvant

Volume utilisé en ml

fractions Fraction

regroupée

Poids

gr

100% Hexane 900 f1-f15 F34-f41 0.001

95% Hexane 05% DCM

450 f16-f27 F42-f49 0.0793 SU15a

92% Hexane 08% DCM

600 f28-f37 F50-f56 0.6788 SU15b

90% Hexane 10% DCM

600 f38-f47 F57-f66 1.847 SU15c

88% Hexane 12% DCM

600 f 48-f55 F67-f69 0.094 SU15d

87% Hexane 13% DCM

600 f 56-f63 F70-f74 0.2766 SU15e

85% Hexane 15% DCM

600 f 64-f71 F75-f82 0.2256 SU15f

83% Hexane 17% DCM

600 f 72-f81 F83-f89 0.1121 SU15g

81% Hexane 19% DCM

600 f 82-f90 F90-f98 0.1143 SU15k

79% Hexane 21% DCM

600 f 91-f98 f106-f107 0.013 SU15l

50% Hexane 50% DCM

600 f 99-f107 f109-f112 0.005 SU15i

100% DCM 600 f 108-f112 - - -

100% MeOH 600 f 113-f102

- - -

Chapitre II

60

II.2.5 Etude de la fraction SU15e

La fraction SU15e de masse 276.6 mg est fractionnée par chromatographie sur une

colonne ouverte de gel de silice de diamètre 17.5 mm et de hauteur 470 mm la quantité de la

phase mobile est de 80 gr. L’élution est effectuée avec un gradient de polarité croissante

cyclohexane / toluène (90/ 10 à 0/ 100) puis suivi d’un lavage de la colonne avec le MeOH. Le

résultat de fractionnement de la colonne est comme suit:

Colonne ouverte

9 cyclohexane 7 cyclohexane 5 cyclohexane 100 toluène 100 MeOH 1toluène 3 toluène 5 toluène

Colonne de sephadex

Deux produits purs

Figure [II.5] : Fraction SU15e de l’extrait DCM.

SU15e

F1à F24 F25à F50 F51à F68 F69à F81

F82à F91

F37à F39

F40à F48

F49à F56

F56à F62

F69à F81 F82à F91

SU 23a

9.8 mg SU 23b

10.8 mg

Chapitre II

61

II.2.6 Etude de la fraction SU14d

La fraction SU14d de masse 5.2 g est soumise à un fractionnement par une

chromatographie liquide sous vide (VLC) sur silice normale en utilisant un gradient d’élution

hexane : Dichorométhane allant de (90:10 à 0:100) puis MeOH. Cette étape s’est soldée par

l’obtention de 8 fractions (tableau II. 2).

Tableau [II.2] : Résultats de la colonne de la fraction SU14d.

Parmi les sous-fractions recueillies, seul, la sous-fraction SU 33c et SU 33d ont été étudiées

jusqu’à la détermination structurale de ces principaux composés.

Les fractions SU33c et SU33d soumissent à une purification sur plaques préparatives de silice

normale dans le système d’élution Hexane / Dichlorométhane: 70/30 aboutit un mélange de

composés SU37a (12 mg)

II.2.6 Etude de la fraction SU15g

La fraction SU15g de masse 112.1 mg est fractionnée par chromatographie sur une

colonne ouverte de gel de silice de diamètre 17.5 mm et de hauteur 470mm la quantité de la

Systèmes de solvant Volume

utilisé en ml fractions

Fraction

regroupée

Poids mg

90% cyclohexane 10% DCM 500 1- 24 1 - 12 393

80% cyclohexane 20% DCM 500 25 – 40 13 - 15 194

70% cyclohexane 30% DCM 300 41 - 50 16 - 17 52.3 SU33c

50% cyclohexane 50% DCM 300 51 - 60 18 - 25 120 SU33d

100% DCM 300 61 - 77 40- 55 396

100% MeOH 200 78 - 87 56-64 344

65-70 207

71-87 485

Chapitre II

62

phase mobile est de 80gr. L’élution est effectuée avec un gradient de polarité croissante

cyclohexane / toluène (90 :10 à 0 : 100). Le résultat de la colonne est comme suit ;

Tableau [II.3] : Résultats de la colonne de la fraction SU15g.

II.2.7 Etude de l'extrait méthanolique (MeOH)

Les résidus de l’extrait dichlorométhane subi une extraction solide-liquide par le

MeOH (3x3l) pendant 24 h. Après macération, filtration et évaporation du solvant sous pression

réduite et une température modérée, on a obtenu 54 g (rdt. 5,57 %) d’extrait méthanolique

.

L’extrait méthanoïque est testé par chromatographie sur couche mince bidimensionnelle

de polyamide DC6 (Figure II.6) dans les systèmes S.I et S.II.

- La 1èredimension S.I : Toluène-Méthanol-Méthyle éthyle cétone (4 : 3 : 3)

- La 2ème dimension S.II : Eau-Méthanol-Méthyle éthyle cétone-Acétyle acétone (13 :3 :3 :1).

Le chromatogramme après la migration bidimensionnelle est examinée sous UV à 365nm puis

la plaque est pulvérisée par le DBA est examinée encore une fois par UV à 365nm.

Le DBA est également utilisé dans la révélation des flavonoides. Ce réactif est composé

d’un mélange de (2-aminoethoxy) diphénylborane à 98% dans l’éthanol et de polyethylène

glycol. Après pulvérisation la plaque est examinée par UV à 365nm.

Systèmes de solvant Volume

utilisé en ml fractions

Fraction

regroupée Poids

90% cyclohexane 10% toluène 300 2- 12 7 - 17

80% cyclohexane 20% toluène 300 13 – 25 18 - 23

70% cyclohexane 30% toluène 300 26 - 38 24 - 28 13 mg SU28 c

50% cyclohexane 50% toluène 200 39 - 48 29 - 39

100% toluène 100 49 - 55 40- 55

Chapitre II

63

V

J

N

D2

Figure [II.6] : CCM bidimensionnelle de polyamide DC6 de l’extrait méthanoïque de S .Undulata.

X visualisée sous lampe UV à 365 nm. X pulvérisée par le DBA

N noir ; Vn vert noir ; b bleue ; j jaune.

II.2.7.1 Chromatographie liquide à haute performance (HPLC)

L’analyse HPLC a été menée sur un système « Thermo Separation Products » équipé d’une

pompe P-4000, d’un détecteur photodiode UV-6000LP. La colonne utilisée est :

• C-18 Merck Lichrospher 100 RP-18, 5 µm (125, 4 mm)

L’élution est réalisé sur la colonne C-18 avec un gradient du système (A) TFA 0.01% dans l’eau

et (B) TFA 0.01% dans l’acétonitrile, en commençant par un palier à 30 % pendant 5 min, puis

Vn

Vn

V

B

Vn

Vn

rose

V

V

b v

Vn

Vn

B

B

D1

Chapitre II

64

par un gradient linéaire de 30 % à 90% en 40 min. le débit est de 1 ml/min ; le détecteur PDA

balaye le domaine 200-400 nm.

L’extrait méthanoïque est analysé par HPLC qui donne le profil suivant :

Figures [II.7] : Profil de l’extrait MeOH.

Les Figures (II.6 et II.7) montrent que les composés présents dans le chromatogramme

bidimensionnelle et sur le profil d’HPLC sont en faibles quantités.

II.2.7.1. Purification de l’extrait MeOH

II.2.7.1. a. Purification par colonne

Cet extrait est soumis à un fractionnement par une chromatographie sur colonne

ouverte sur sephadex LH- 20 en utilisant un gradient d’élution isocratique. Le suivi des fractions

obtenues, est effectué par chromatographie sur couche mince de Gel de silice 60 F254 Merck,

0,2 mm, Polyamide F254 Merck, 0,15 mm et Gel de silice greffée RP-18 F254 Merck, 0,2 mm

sur support d’aluminium visualisé sous lumière UV (254 et 365 nm). Cette étape s’est soldée

par l’obtention de 7 fractions. Les fractions obtenues sont étudiées par Chromatographie liquide

haute performance HPLC.

Chapitre II

65

L’extrait MeOH

C C sephadex

Fraction étudiée Fraction étudiée

Figure [II.8] : L’extrait méthanolique sur colonne sephadex.

II.2.7.2 Etude de la fraction SU49b

La fraction SU49b (3.5 g) soumise à une chromatographie sur colonne de gel de silice en

phase normale et éluée avec un mélange de solvant Hexane-acétate d’éthyle : (100-0 :0-100).

Des fractions de 25 ml sont recueillies et regroupées selon leur profil en CCM en phase normale

effectuées dans le système d’élution Hexane-acétate d’éthyle, pour donner 15 fractions. La

fraction 11 (54-62) est purifiée sur une colonne sephadex LH- 20, pour conduire au composé

SU 50i (15 mg).

SU49b SU 49a SU49c SU49d SU49e SU49g SU49f

Chapitre II

66

Tableau [II.4] : Résultats de la colonne de fraction SU49b.

II.2.7.3 Etude de la fraction SU50n

La fraction SU50 n (183 mg) a été purifiée par MPLC, utilisant comme phase mobile un

mélange toluène:MeOH (20:80 – 0 :100), aboutissant à 5 fractions de 70 ml chacune. La

fraction SU56c est purifiée sur une colonne sephadex LH- 20, pour conduire au composé SU56c

(12.6 mg).

Système de solvants Volume

ml Fraction

Remarque fractions régroupé

Poids mg

80 hexane 20 acétate d’éthyle

450 1-13 1-5 26


450 14-26 6-7 41


450 27-40 8-12 6.4


450 41-50 17-21 6

100 acétate d’éthyle 450 51-61 22-27 110

50 acétate d’éthyle 50 MeOH

450 62-71 29-32 20

100 MeOH 500 71-79 33-40 42.5

100 isopropanol 200 80-89 41-45 43

46-48 71

50-52 21

54-62 15

63-74 183 SU50n

76-79 258

Chapitre II

67

Tableau [II.5] : Résultats de la colonne de fraction SU49n.

I.2.7.4 Etude de la fraction SU49e

La MPLC a été la méthode de séparation préparative la plus utilisée dans ce travail. La

fraction a été réalisée sur une colonne Büchi de dimension : (46 x36 mm). Après son adsorption

sur la phase stationnaire le soluté est déposé dans une colonne d’introduction, laquelle est soit

montée directement sur la colonne principale (pré-colonne) ou liée à celle-ci par une tubulure.

Ces colonnes sont conçues pour supporter des pressions allant jusqu’à 40 bars.L’élution a

nécessité l’utilisation de deux pompes à moyenne pression Gilson 305 et 306, alors que la

détection est réalisée grâce à un détecteur UV (Spectra System 2000, Thermo Separation

Products) fonctionnant à deux longueurs d’ondes 254 et 365nm. La phase utilisée pour les

étapes de purification en MPLC est la suivante : Gel de silice greffée. L’élution est faite avec un

gradient du système eau-méthanol en phase de polarité inverse. Un mélangeur Gilson 811B

permet de réaliser ce gradient. Les fractions sont collectées grâce à un collecteur automatique

Büchi C-660 et rassemblées sur la base des CCM. On obtient un composé pur après

purification sur une de séphadex (SU70a).

Système de solvants

Volume ml

Fraction Remarque fractions

régroupé Poids mg

80 toluène 20 MeOH

600 1-9 1-10 15.3

70 toluène 30 MeOH

360 10-15 11-13 5.8

60 toluène 40 MeOH

360 16-21 15-19 12.7 SU56c

50 toluène 50 MeOH

360 22-27 21-27 35.9

100 MeOH 360 28-39 28-39 74.5

Chapitre II

68

Figure [II.9] : Profil de HPLC de la fraction SU49e.

II.2.8 Détermination des huiles essentielles dans Scorsonera Undulata

La détermination des huiles essentielles dans les racines de Scorzonera Undulata est

effectuée par entrainement à la vapeur d’eau, dans un appareil spécial hydro distillateur, dans

des conditions bien précises. Le distillat est recueilli dans un tube gradué, tandis que la fraction

aqueuse retourne automatiquement dans le ballon générateur de vapeur.

II.2.8.1 Mode opératoire

On pesé 80 gr de matière végétale Scorzonera Undulata que l’on introduit dans un

dans le ballon, on ajoute 800 ml d’eau c.a.d chaque 1gr de matière végétale 10 ml d’eau et

quelques fragments de pierre poreuse pour assurer la distribution homogène de l’énergie.

. Pour récupéré l’huile (sous forme de gel) en rince le tube avec de DCM et hexane.

Tableau [II.6] : Conditions opératoires d’hydrodistillation des racines de Scorzonera Undulata.

Quantité de matière végétale 80 gr

Volume d’eau 800 ml

Température 100°C

Temps d’hydrodistillation 1 h

Chapitre II

69

II.2.8.2 Analyse par spectrométrie de masse

La chromatographie en phase gazeuse autorise le couplage de toute une série de détecteurs

différents qui permettent d'avoir une vision multiple d'un seul produit (Lucaccionni et al. 1993)

[6]. Le développement important de la spectrométrie de masse (SM) dans l'identification des

constituants des huiles essentielles est rendu possible grâce au couplage du CPG directement à

la spectrométrie de masse (Garnero, 1978) [7]. Lors du couplage, la chromatographie (CPG)

permet dans un premier niveau de séparer et d'isoler chacun des constituants du mélange qui est

injecté séparément dans la chambre d'ionisation de la spectrométrie de masse (deuxième

niveau). Grâce à cette innovation importante, la spectroscopie de masse est devenue la

technique la plus sensible pour obtenir des données importantes sur la structure de composés

organiques inconnus (Richard et al, 1992) [8].

Chapitre II

70

Tableau [II.7] : Composition d’huile essentielle de Scorzonera Undulata [9-18].

Tr fid Indice fid Ref % fid

Non de composé ou principaux fragmentations

1 15,36 1295,37 1295 0,04 (E,E)2,4-decadienal 2 16,10 1318,54 1317 0,08 Trans, trans-2,4-decadienal 3 17,53 1363,54 1367 0,04 Docanoic acid 4 20,31 1454,15 - 0,3 207,175, 150, 125, 83,55 5 20,53 1461,46 1455 0.11 Alpha –humulene 6 21,02 1478 1471 0.22 Dodecanol 7 21,29 1487 1481 0.53 Ar-curumene 8 21,67 1499,43 1500 0.06 Pentadecane 9 21,86 1505,83 1500 0.06 Alpha-muurolene 10 22,53 1528 1526 0.16 Delta-cadinene 11 22,91 1540,43 1542 0.03 Alpha-calacorene 12 23,51 1560,23 1567 2.71 Dodecanoic Acid 13 24,03 1577,38 - 0.04 178, 161, 148, 129, 81, 55 14 24,47 1592,05 1593.2 0.37 1-hexadecene 15 24,711 1600 1600 0.53 Hexadecane 16 24,98 1607,73 1608 0.64 Humulene epoxyde

17 25,9 1634,12 - 0.04 204,161,119,93,83,69,55

18 26,25 1644,24 - 0.12 113, 98, 85, 69,57 19 26,3 1646,59 1649 0.12 alpha-muurolol

20 26,4 1646,62 - 0.04 207, 169, 141, 113, 85,57

21 26,77 1658,97 - 0.1 171,152,137,129,110,82,68,55 22 26,85 1661,26 - 0.17 110,137,98,57,82,69,191,163 23 27,13 1669,37 1674 0.11 Cadalene 24 27,53 1681 1686 0.12 alpha- Bisabolol 25 28,18 1699,45 1700 0.64 Heptadecane

26 28,40 1705,1 1705 0.22 Pentadecane, 2, 6, 10,14-

tetramethyl-

27 28,76 1714,19 - 0.27 180, 137, 124, 109, 82, 69, 57 28 29,01 1720,63 - 0.08 206,192,177,91,71,57 29 29,15 1724,24 1727 0.29 Methyl tetradecanoate 30 29,43 1731,12 - 0.17 175, 148, 145, 132, 119, 105, 69, 55 31 29,88 1742,56 - 0.47 216,187,161,137,110,96,86,68,57 32 30,14 1749,36 - 2.35 220, 177,137, 110, 95, 69,55 33 30,69 1763,12 1768 11.16 n-Tetradecanoic acid

34 30,84 1792,51 1795 0.22 1-octadecene 35 31,12 1800 1800 0.58 Octadecane 36 32,52 1809 1810 0.17 2, 6, 10, 14 tetramethyl Hexadecane 37 33,08 1821,82 - 0.4 213,185,141,115,97,82,67,57

Chapitre II

71

II.2.9 Activité antioxydante

But : Détermination in vitro du pouvoir antioxydant d’extraits DCM et méthanolique de la

plante Scorzonera Undulata par la réduction du radical organique DPPH.

Principe :

La méthode de mesure du pouvoir antioxydant par le DPPH repose sur la capacité d’un

composé à réduire le DPPH° [19]:

38 34,06 1844,36 1845 1.07 6, 10,14-Trimethyl-2-pentadecanone

39 34,67 1858,52 1856 1.46 Pentadecanoic acid

40 35,12 1868,77 1863.8 1.38 1,2 benzenedicarboxylic acid, bis(2-

methylpropyl) ester

41 36,45 1899,56 1900 0.46 Nonadecane 42 36,69 1904,69 1895 0.28 11-hexadecenoic acid, methyl ester 43 36,99 1911,21 - 0.07 257, 216, 187, 161, 131, 105, 81, 55 44 37,11 1913,89 - 0.28 236,194,152,125,111,96,83,55 45 37,16 1915,04 - 0.15 249, 223, 192, 149,104, 57 46 37,66 1925,89 1929 2.32 Hexadecanoic acide methyl ester

47 38,34 1940,5 1945 4.38 9-hexadecenoic acide

48 38,72 1948,70 1953 0.11 11-hexadecenoic acide

49 39,68 1969,50 1975 42.19 Hexadecanoic acid

50 40,76 1992,96 - 0.13 256, 213, 185, 157, 129, 111, 83, 55

51 41,05 1999,24 2000 0.22 Eicosane 52 43,92 2060,042 2065 0.11 Heptadecanoic acid

53 45,52 2093,96 2095,2 0.66 9,12- octadecdienoic acid, methyl

ester

54 45,83 2100,63 2092 1.31 9-octadecenoic acid, methyl ester

55 47,28 2137,14 2135 1.7 9.12-octadecdienoic acid,(Z,Z),

methyl ester 56 47,59 2144,87 2143.9 7.72 9-octadecenoic acid

57 48,48 2167,35 - 0.31 284, 241, 213, 185, 157, 129,106, 83,

55

58 50,46 2226,83 - 0.04 281, 256, 233, 207,165, 137, 109, 82,

55 59 52,35 2299,65 2300 0.13 Tricosane 60 56,03 2499,11 2500 0.16 Pentadecane

Chapitre II

72

La réduction se traduit par un changement de couleur de la solution qui vire du violet au

jaune. La réaction est alors quantifiée en mesurant l’absorbance de la solution par

spectrophotométrie à 515 nm. Chaque composé antioxydant réagit avec le DPPH (1,1-diphenyl-

2-picryl-hydrayl) selon une cinétique qui lui est propre.

Un test est réalisé avec un échantillon de la solution antioxydante à des dilutions

différentes. A l’aide de l’appareil : thermo electron multiskan et le logiciel Ascent Software,

l’absorbance est mesurée à λ 515 nm toutes les minutes jusqu’à atteindre un plateau.

On détermine alors par lecture graphique la quantité d’oxydant /mg DPPH nécessaire pour

dégrader 50% du DPPH soit IC50 ainsi que le pouvoir anti radicalaire (Anti Radical Power :

ARP).

II.2.9.1 Technique

Matériel :

Microplaque avec 96 puits

Appareil Multiskan Ex (Thermo electron corporation)

Logiciel : Ascent Software 2.6

Essai effectué 1 fois d’abord pour savoir si l’échantillon répond au test ; puis si réponse

positive, effectuer le test 2 ou 3 fois sur le même échantillon.

Echantillons à tester : peser environ exactement 10 mg de l’échantillon à tester dans 1 mL de

méthanol (solution mère E1) ; vérifier la dissolution.

Expérience effectuée sur 6 concentrations différentes de l’échantillon en ordre décroissant,

dilués dans le méthanol :

c'est-à-dire à partir de la solution mère (E1) effectuer une dilution au ½ (soit E2 au 1/2), puis

de E2 effectuer une dilution au ½ (soit E3 au 1/4),

puis de E3 effectuer une solution au 1/2 (soit E4 au 1/8),

puis de E4 une dilution au 1/2 (soit E5 au 1/16),

puis de E5 une dilution au 1/2 (soit E6 au 1/32).

DPPH° + AH DPPH – H + A°

Chapitre II

73

• Témoin 100% DPPH dans le méthanol (environ exactement 4 mg de DPPH dans 50 mL de

méthanol) ; à préparer extemporanément.

• Blanc réactif : 100% de méthanol

• Témoin Trolox : peser environ exactement 50 mg dans 10 mL de méthanol.

Effectuer les dilutions au ½, ¼, 1/8, 1/16, 1/32 comme pour les essais.

• Témoin Acide chlorogénique : peser environ exactement 10 mg dans 10 mL de méthanol

Effectuer les dilutions au ½, ¼, 1/8, 1/16, 1/32 comme pour les essais.

• Préparer la feuille de route ci-jointe.

• Remplir la microplaque à 96 puits selon le tableau

• Lecture à 515 nm en effectuant une cinétique durant 45 minutes environ jusqu’à stabilisation

de la réaction, lecture toutes les 10 secondes.

II.2.9.2 Résultats

• Tracer la courbe de la cinétique de la disparition du DPPH en présence de l’échantillon à

tester en fonction du temps pour déterminer le temps de stabilisation de la réaction et pouvoir

effectuer la lecture de l’absorbance du produit.

Convertir les mesures d’absorbance en % DPPH restant

• Tracer la courbe % DPPH restant en fonction da la quantité de l’échantillon antioxydant/mole

DPPH ou mg DPPH

a. Déterminer par lecture graphique la quantité d’antioxydant/mole DPPH nécessaire pour

dégrader 50% de DPPH soit IC50 exprimée en mg/mg de DPPH

A. Calcul du pouvoir antiradicalaire (AntiRadical Power = ARP)

ARP=1/IC50

Remarque : on peut calculer IC50 en mg/ml d’antioxydant en faisant alors le calcul inverse.

B. [DPPH dans l’essai]

[DPPH] en mg/mL (peser environ 4 mg dans 50 mL de méthanol)

Soit PE : 200µL et volume final 220µL

Chapitre II

74

[DPPH dans l’essai] = [DPPH] en mg/mg * 200

220 = [DPPH] en mg/mg

1,1

C. [essai à tester]

Soit x mg d’antioxydant à tester dilué dans y mL de méthanol et on effectue 5 dilutions

décroissantes de cette solution

PE 20µL et volume final 220µL

[Solution à tester] = [solution dans la fiole] en mg/mL * 20

220 =

[solution dans la fiole] en mg/mL 11

[essai 1] [DPPH] =

[solution dans la fiole] en mg/mL * 0,1 [DPPH]

Absorbance DPPH restant en =

moyenne des absorbances de l’essai à [1] – blanc réactif * 100 moyenne des absorbances du 100% DPPH – blanc réactif dans le milieu réactionnel%

Tableau [II. 8] : Résultats activité antioxydante d’extrait DCM

Pesée en mg Dissous dans x ml Mg /ml, ou µg/ l 10.16 1 10.16

1 2 3 4 5 6 Quantité d’oxydant testée / fiole 10.16 5.08 2.54 1.27 1 0

[essai 1] / [DPPH] 9.86 4.93 2.47 1.23 0.62 0.31 0 0.514 0.725 0.893 1.015 1.117 1.164 Moyenne des absorbances Iues 0.514 0.725 0.893 1.015 1.117 1.164 Moyenne – Blanc Réactif 0.480 0.691 0.859 0.981 1.083 1.130 Absorbance DPPH restant en % 48.37 69.63 86.56 98.86 109.14 113.87 100

Chapitre II

75

.

Figure [II.10] : Evaluation de l’activité antioxydante des d’extrait DCM.

Tableau [II.9] : Résultats activité antioxydante d’extrait méthanolique.

Figure [II.11] : Evaluation de l’activité antioxydante des d’extrait méthanolique.

Pesée en mg Dissous dans x ml Mg /ml, ou µg/ l 13 1 13 1 2 3 4 5 6

Quantité d’oxydant testée fiole 13 6.5 3.25 1.625 1 0 [essai 1] / [DPPH] 12 ,62 6.31 3.16 1.58 0.79 0.39 0

0.131 0.123 0.109 0.109 0.334 0.659 0.143 0.119 0.108 0.103 0.465 0.67 Moyenne des absorbances Iues 0.137 0.121 0.109 0.106 0.400 0.665 Moyenne – Blanc Réactif 0.103 0.087 0.075 0.072 0.366 0.631 Absorbance DPPH restant en % 10.38 8.77 7.51 7.26 36.83 63.54 100

Chapitre II

76

II.2.10 Activité antimicrobienne

II.2.10.1 préparation des dilutions des huiles essentielles

Après extraction de l’HE par hydrodistillation, on prépare plusieurs dilution à 1/2 , 1/4

, 1/8, 1/16, pour avoir 4 concentrations.

II.2.10.2 Ensemencement de la souche bactérienne

La souche Escherichia coli fournie par le laboratoire de bactériologie de l’hôpital Ain

Beida a été ensemencée dans un bouillon nutritif dans l’étuve à 370C pendant 18 h, avant de

l’utiliser pour l’activité antibactérienne.

II.2.10.3 Teste de l’activité inhibitrice

a. Culture de la bactérie

On prend quelques gouttes du bouillon nutritif contenant la souche bactérienne à l’aide

d’une pipette pasteur, puis on les met sur gélose nutritive dans une boite de pétri, on agite

légèrement pour favoriser une bonne répartition du bouillon nutritif.

b. Application des disques

Dans chaque concentration des huiles, un disque stérilisé a été trompé jusqu'à saturation.

Puis les quatre disques à différentes concentrations ont été placés sur la boite de pétri ce dernier

est mise à 37o C pendant 18 h.

c. La lecture

La lecture se fait en mesurant le diamètre d’inhibition en millimètre, ce diamètre

détermine l’efficacité de la matière active.

Chapitre II

77

Escherichia coli

Figure [II.12] : La zone d’inhibition est très claire dans les concentrations.

d. Résultats

1/2 : diamètre d’inhibition est de 1,6 cm

1/4 : diamètre est de 1,3 cm

1/8: diamètre est de 1,1 cm

1/16: pas d’inhibition

1/2 1/4

1/8 1/16

Chapitre II

78

Référence

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79

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Chapitre III

Chapitre III

80

III. Détermination structurale des composés isolés

• Appareillages

1. Spectrométrie de masse :

Les spectres de masse à haute résolution en ionisation chimique (CI) ont été réalisés

sur un spectromètre Thermo-Finnigan Mat 95XL, alors que les spectres de masse à basse

résolution et en mode électrospray (ESI) sont enregistrés sur un spectromètre à trap d’ion

Thermo LCQ Advantage.

2. Spectroscopie de RMN :

Les spectres RMN ont été enregistrés sur les spectromètres Bruker soit DRX 500 ou

DRX 300 MHz pour 1H et 125 ou 75 pour 13C, respectivement. Les solvants deutérés

utilisés sont précisés, selon la solubilité des composés. Les données sont traitées à l’aide du

logiciel WIN-NMR.

3. Spectrométrie UV-Visible

Les spectres UV-visible des composés isolés sont enregistrés dans le MeOH sur un

spectrophotomètre Shimadzu UV-1240.

Chapitre III

81

III.1 Le composé SU23a

3

1

5

8

12

15

17

19 21

2423

25

27

28

29 30

O

O

1,2 ,

26

Figure [III.1] : Acétate de β-amyrine (Oléan-12-èn-3β-ol, acétate).

Il s’agit d’un triterpène pentacyclique acylé à squelette amyrine appelé également

12-oléanèn-3-yl acétate. Composé répandu dans le règne végétal, il a été isolé notamment

de Cynanchum thesioides [1].

Sa formule brute C32H52O2 a été déduite du spectre de masse enregistré en mode

(EI+). Il montre un pic à m/z 468, correspondant au poids moléculaire de l’acétate de β-

amyrine (figure III.2).

Figure [III.2] : Spectre de masse du composé SU23a.

Chapitre III

82

Ce spectre est en accord avec les données de la banque de données interrogée (figure

III.3). Par ailleurs, on y retrouve les fragments caractéristiques et décrits dans la littérature

(figure III.4) [2].

Figure [III.3] : Spectre de masse de l’acétate de β-amyrine (spectre de la banque de données).

Chapitre III

83

H3COO

m/z 468 m/z 408

E

DC

-

E

DC+

m/z 218 m/z 203

-

E

DC

+

m/z 189

Figure [III.4] : Les principales fragmentations d’acétate de β-amyrine [2].

Le spectre RMN 13C (figure III.5) du produit SU23a montre dans la région

« blindée », 8 signaux entre 15.7 et 28.7 ppm correspondant aux huit méthyles angulaires

d’un squelette triterpénique pentacyclique et dans la région « déblindée », trois signaux

[- OOCH3]

Chapitre III

84

résonnant à 124,3, 139,6 et 171,0 ppm attribuables respectivement à un carbone éthylénique

(CH) et deux carbones quaternaires.

Figure [III.5] : Spectre de RMN 13C (CDCl3, 75 MHz) du composé SU23a.

C-,1

C-13

C-12

C-3

Chapitre III

85

Figure [III.6] : Spectre de DEPT135 du composé SU23a.

Le spectre RMN 1H (figure III.7) présente à champ fort huit signaux singulets

fins attribuables aux groupements méthyles résonant à δ 0.87 (3H, s, H-23), 0.88 (3H, s,

H-24), 0.98 (3H, s, H-25), 1.01 (3H, s, H-26), 1.07 (3H, s, H-27), 0.80 (3H, s, H-28), 0.80

(3H, s, H-29), 0.91 (3H, s, H-30) et un massif de protons résonant entre 0.91 à 1.90 ppm

correspondant aux -CH et -CH2 des cinq cycles. Il montre aussi à champ faible, deux

signaux résonant sous forme de triplet à 5.12 et multiplet à 4.4 ppm, correspondant

respectivement à un proton de type oxyméthine (H-3) et un proton éthylénique. La valeur

du déplacement chimique de H-3 suggère une acylation au niveau du carbone C-3, plus

précisément par un groupement CH3CO au regard d’un signal singulet d’intégration 3H

résonant à 2.05 ppm. L’expérience HSQC permet d’identifier les carbones qui les portent

(figure III.11). Ils résonnent respectivement à 80.9 (C-3) et 124.3 ppm. La multiplicité de

H-12 (t, J= 3.57 Hz).

8 méthyles

C-2,

C-12 C-3

10 méthylènes

Chapitre III

86

Figure [III.7] : Spectre de 1H-RMN (CDCl3, 300 MHz) du composé SU23a.

L’élucidation structurale du composé est initiée à partir d’un carbone bien

identifiable tel que C-3. Ce dernier présente en HMBC (figure III.8a-b), des corrélations

avec les protons H-1 (δ 1.64-1.90), H-2 (δ 1.60-1.63), H-5 (δ 0.83), les protons des

groupements méthyles Me-23 (δ 0.88) et Me-24 (δ 0.87) ainsi qu’avec les protons du

groupement acétoxy CH3COO résonant à 2.05 ppm lié au carbone C-3. Le proton H-3

corrèle avec les carbones C-2 (δ 23.6), C-23 (δ 28.1), C-24 (δ 16.7) et un carbone

quaternaire fortement « déblindé » résonant à 171,0 ppm attribuable au carbonyle du

groupement acyle Me-CO.

H-12

CH3CO

H-3

8 méthyles

Chapitre III

87

Figure [III.8a] : Spectre HMBC du composé SU23a.

O

OH3C

HCH3H3C

CH3

H

CH3H3C

CH3

H

CH3H

Figure [III.9] : Principales corrélations HMBC du composé SU23a.

H-3 :C1,

CH3CO : 1,

H-12 : C-18

H-12 : C-8

H-12 : C-9

H-27 : C13 H-11 : C13

Chapitre III

88

Figure [III.8b] : Agrandissement du spectre HMBC du composé SU23a.

L’expérience de corrélation COSY 1H-1H (figure III.10) montre les couplages entre

le proton H-9 et les protons H-11 (δ 1.55-1.90). Ces derniers corrèlent à leur tour avec un

proton déblindé résonant à 5.12 ppm qui ne peut être que le proton éthylénique H-12 porté

par le carbone C-12 résonant à 124.3 ppm d’après le spectre HSQC (figure III.11). Le

deuxième carbone éthylénique C-13 est repéré à 139.6 ppm en vertu de sa corrélation

HMBC avec les protons du groupement méthyle Me-27 (δ 1.07). Ces derniers corrèlent

avec les carbones quaternaires C-8 (δ 41.5) et C-13 (δ 139.6), C-14 (δ 42.1) et carbone

méthylénique C-15 (δ 26.6). La double liaison se trouve ainsi localisée en ∆12-13, suggérant

en conséquence qu’on est en présence d’un triterpène pentacyclique à squelette amyrine.

.

H-23: C-3/ H-24:C-3

H-28: C-18

H-25 : C-9 /H-26 : C-9

H-23: C-4/ H-24:C-4

Chapitre III

89

Figure [III.10] : Spectre COSY du composé SU23a.

Figure [III.11] : Les principales corrélations HSQC du composé SU23a.

H-11 ; H-12

H-12 : C-12

H-3 : C-3

H-2, :C-2

,

H-2 : H-3

H-9 : H-11

Chapitre III

90

Tableau [III.1] : Données spectrales du composé SU23a

Position

δH m J Hz δC

1 1 .64 - 1.90 m 38.4 2 1.60 - 1.63 m 23.6 3 4.5 m 80.9 4 - 37.7 5 0.83 m 55.2 6 1.52 m 18.2 7 1.56 -1.37 m 32.8 8 - 41.5 9 1.55 m 47.6 10 - 36.8 11 1.90 - 2.00 m 28.1 12 5.12 t 3.57 124.3 13 - 139.6 14 - 42.1 15 0.92 m 26.6 16 1.261 m 31.2 17 - 40,0 18 1.32 m 59,0 19 0.92 m 28.1 20 - 33.7 21 0.91 m 39.6 22 1.32 m 39.6 23 0.88 s 28.1 24 0.87 s 16.7 25 0.98 s 15.7 26 1.01 s 16.8 27 1.07 s 23.2 28 0.8 s 17.5 29 0.8 s 28.7 30 0.91 s 21.3 1, - 171 2, 2.04 s 21.3

Chapitre III

91

III.2 Identification du mélange SU 37a

Isolé sous forme de poudre blanche, SU37a absorbe peu sous UV à 254 nm et à

366 nm ; sur CCM, il se colore en violette après révélation à la vanilline sulfurique et

chauffage. On observe un Rf de 0,45 dans un système hexane : dichlorométhane (70:30)

sur silice normale.

Le spectre de masse (figure III-12 à III.14) réalisé en impact électronique (EI +

VE+ LMR) donne les fragments suivants qui caractérisent un mélange composé du :

- β Sitosterol avec : (m/z) : 414 (M+), 396, 329, 303, 255 (figure III.13).

et

- Stigmasterol, dont les fragmentations principales sont : (m/z) : 412 (M+), 396, 351, 327,

300, 271, 255, 231 (figure III.14).

Figure [III.12] : Spectre de masse du SU37a.

Chapitre III

92

Figure [III.13] : Spectre de masse du composé β-sitostérol.

Figure [III.14] : Spectre de masse du composé Stigmastérol.

Chapitre III

93

Le spectre RMN du proton 1H (CDCl3, 300 MHz) (figure III.16) présente des

signaux allant de 0.68 à 5.3 ppm. On peut distinguer une série de pics très denses dans

l’intervalle 0.68 ppm à 2.28 ppm. Ceci signe la présence de protons aliphatiques. Ce spectre

est caractéristique des dérivés stéroïdiques. Un multiplet observé à 3.53 ppm correspondant

à un proton porté par un carbone en alpha d’un groupement hydroxyle. Le signal à 5.11

ppm et 5.14 ppm, correspondant aux déplacements chimiques des protons éthyléniques.

D’autre part, nous identifions un doublet éthylénique à δ 5.35 ppm.

La comparaison avec les bases de données de la littérature (bases de données

Sigma-Aldrich) (figure III.17 et III.18) nous oriente vers les phytostérols. Du fait des

éthyléniques présents, notre attention se porte plus particulièrement vers le stigmastérol et

le β-sitostérol. .

HO 3 57

11

15

19

18

17

20

21

23

10

HO 3 5 7

10

11

15

17

20

19

18

21

23

β-sitostérol Stigmastérol

Figure [III.15] : Structures du mélange SU37a.

Figure [III.16] : Spectre 1H-RMN (CDCl3, 300 MHz) du SU37a.

Chapitre III

94

Figure [III.17] : Spectre 1H-RMN (CDCl3, 300 MHz) du β-sitostérol.

(Source : www.sigmaaldrich.com)

Figure [III.18] : Spectre 1H-RMN (CDCl3, 300 MHz) du stigmastérol.

(Source : www.sigmaaldrich.com)

Ainsi, le mélange SU37a est constitué de β-sitostérol et de stigmastérol. Ces

composés font partie des stérols largement répandus dans le règne végétal, et ont déjà été

mentionnés notamment dans les parties aériennes (feuilles et tiges) de Mirabilis jalapa

Linn. [3]; et également dans les racines où les auteurs décrivent un mélange identique à

celui décrit dans notre étude [4].

Chapitre III

95

III.3 Interprétation de produit SU50 i

O

O

2

34

4a

8a

3,

1,

H

H

H

2,

OH

HO7

OCH 3

4,

5,

6,

H 5

6

OCH 3

8

H

H

Figure [III.19] : (Galangustin) (Isoscutellarein-8,4' -diméthyle éther).

Le composé SU50i se présente sous forme de laine de verre jaune. Il a été isolé

notamment de G. angustifolia [5].

Tableau [III.2] : Données spectrales du composé SU50i.

Le spectre d’absorption UV-visible montrait un maximum à 275.5 nm relatif à la

bande II, autre à 319.5nm, relatif à la bande I. La valeur du maximum d'adsorption de la

bande I à 319.5 nm du spectre UV-visible enregistré dans le méthanol montre qu'on est en

présence d'un proton en position 3 qu’il s’agit d’un flavonoïde de type flavone [6].

Réactif Bande II Bande I

MeOH 275.5 296.5 - 319.5 359.5 -

MeOH + NaOH 211 284 302 374 - -

AlCl 3 283 308 - 343 397 -

AlCl 3 + HCl 282.5 307 .5 - 340.5 395.5 -

NaOAc 276 284 302 346 - -

NaOAc +H3BO3

276 - 300 320 349 450

Chapitre III

96

Le spectre méthanol en présence de AlCl3 présente un déplacement bathochrome de

la bande I par rapport au spectre méthanol neutre de 40 nm ce qui montre la présence de

l'hydroxyle libre en position 5. Le spectre AlCl3 + HCl ne s'accompagne pas d'un effet

hypsochrome de la bande I par rapport au spectre AlCl3 ce qui milite pour l’absence d'un

système orthodihydroxylé sur les noyaux A et B.

Le spectre méthanol après addition de NaOAc présente un déplacement de la bande

II par rapport au spectre méthanol (8.5 nm) ce qui montre la substitution de la position 7.

Le spectre méthanol après addition de NaOH présente un déplacement bathochrome

de la bande I par rapport au spectre méthanol (54.5 nm) avec diminution de la densité

optique ce qui montre la substitution de la position 4'.

MeOH MeOH + NaOAc

AlCl3

AlCl3 + HCl

Chapitre III

97

Figure [III.20] : Spectres UV avec les réactifs de déplacement du composé SU50i.

C’est grâce aux donnés spectrales RMN du 1H et du 13C, (tableau III.3), que l’on

peut confirmer que le composé SU50 i est un flavonoïde. Cette molécule a un spectre RMN 1H (300 Hz dans le DMSO-d6) (figure III.21) qui comporte un signal à δ 6.28 (1H, s) qui est

caractéristique d’un proton aromatique. Il correspond à H-6 du cycle A du noyau de base

des flavonoïdes. La substitution du noyau B est indiquée par la présence de deux couples de

doublets couplant en position ortho à 7.98 (d, J = 8.9 Hz) et 7.98 (d, J = 8.9 Hz) pour H-2’

et H-6’, et δ 7.10 (d, J = 8.9 Hz) et 7.1 (d, J = 8.9 Hz) pour H-3’ et H-5’. Un signal à 6,85

ppm (1H, s) correspond au H-3 du cycle C. On observe aussi un signal sous forme de

singulet à 3,84 ppm (intégration pour 6 protons), correspondant à deux groupements

méthoxyle. Par ailleurs, on observe un signal déblindé résonant à 12.58 ppm sous forme

d’un singulet : ceci est caractéristique d’une fonction OH-C5 en position 5, au voisinage (en

γ) d’un groupement carbonyle.

MeOH + NaOH

5 min aprés

MeOH + NaOAc

+ H3BO3

Chapitre III

98

Figure [III.21] : Spectre de 1H-RMN (DMSO-d6, 300 Hz) du composé SU50i.

Le spectre RMN du 13C (DMSO-d6, 75 MHz) (figure III.22), indique la présence

de 17 carbones. Parmi ceux-ci, nous distinguons neuf carbones quaternaires dont un

groupement carbonyle (δ C 181.9 ppm), le carbone-3 caractéristique d’un flavone (δ C

103.3 ppm), et cinq CH aromatiques δ 99.0 ; δ 128.2 ; δ 2×114.7 et à δ 128.2 .La présence

de deux groupements méthoxyles est confirmée par les carbones situés à 55.5 et δ 61.0

ppm [7]. La formule brute est déterminée comme étant C17H14O6.

OH-C5

2×OMe

H-6 H-3 H-2

//6

/

H-3//5

/

Chapitre III

99

Figure [III.22] : Spectre de 13C-RMN (DMSO-d6, 75 MHz) du composé SU50i.

Ainsi, l’ensemble des données UV-visible et RMN permettent de définir le

composé SU 50i comme étant l’isoscutellarine. Ce composé fait partie des flavonoïdes très

rarement répandus dans le règne végétal, et a déjà été mentionné notamment dans les

parties aériennes de G. angustifolia [5].

solvant

OMe

OMe

C-4

C-2

C-4 /

C-7 C-5

C-8a

C-2//6

,

C-8

C-1/

C-3//5

,

C-4a

C-3

C-6

Chapitre III

100

Tableau [III.3] : Données spectrales du composé SU50i.

Position 1H, δ (ppm), m J (Hz) 13C, δ (ppm) 2 - - 163.1

3 6.85 s - 103.3

4 - - 181.9

5 12.58 OH-C5 - 156.2

6 6.28 s - 99

7 - - 157.1

8 - - 127.7

8a - - 149.5

4a - - 103.5

1, - - 122.9

2, 7.98 d 8.9 128.2

3, 7.1d 8.9 114.7

4, - - 162.3

5, 7.1d 8.9 114.7

6, 7.98 d 8.9 128.2

OMe-C8 3.84 - 60

OMe-C-4, 3.84 - 55.6

Chapitre III

101

III.4 Interprétation de composé SU56c

O O

H

HH

H

O

O

HOH

HOHO

HO

H

H

H

H

HO

2

3

44 a

5

6

78

1,2,3,

5,

6,

4,

8 a

Figure [III.23] : Cichoriine (esculoside-7-O-β-D-glucoside) (2H-1-Benzopyran-2- (β-D-glucopyranosyloxy)-6-hydroxy).

Tableau [III.4] : Données des spectres UV avec les réactifs de déplacement du composé SU56c.

Le composé SU56c se présente sous forme d’une poudre blanche. Le spectre

d’absorption UV dans le méthanol (figure III.24) montre quatre maxima à 226.5, 257.5,

287.5 et 346.6 nm caractéristiques d'une coumarine [8].

Me OH 226.5 257 287.5 339.5

MeOH + AlCl3 226.5 257.5 288.5 346.6

Me OH + AlCl 3 + HCl

226.5 - 289.5 340.5

Me OH + NaOH

215 246.0 273.5 – 302 384.5

Me OH + NaOH + 5,

215 - 273.5 – 302 385

MeOH + acétate de Na

214.5 246.5 281.5 346.5

Me OH + acétate de Na

+ H3BO3 216 257 286 343

Chapitre III

102

Figure [III.24] : Spectres UV-visible du composé SU56c.

Chapitre III

103

Figure [III.25] : Spectre de 1H-RMN (500 Hz, DMSO-d6) du composé SU56c.

Le spectre RMN 1H (500 Hz, DMSO-d6) (figure III.25) permet de mettre en

évidence la présence de deux signaux qui apparaissent à δ 7.90 ppm (1H, d, J = 9.9 Hz) et

6.28 ppm (1H, d, J = 8.8 Hz) sont attribués aux protons du cycle pyranne H-4 et H-3. Deux

autres signaux à δ 7.08 ppm (1H, s) et 7.12 ppm (1H, s) correspondent aux protons du cycle

aromatique, H-5 et H-8. Ceci est confirmé par les résultats de l’expérience COSY (figure

III.28) qui représente les points de corrélations entre les protons H-4 (7.90 ppm) et H-3

(6.28 ppm). La partie osidique est représentée par le pic anomérique résonant à 4,92 ppm

avec une constante de couplage de 7,2 Hz : ceci montre que le sucre est de configuration β.

Le proton H-2’ (3,32 ppm) est localisé grâce à la corrélation avec H-1’ (4,92 ppm).

Protons de Sucre

H-4

H-5

H-8

H-3

H-1,

Chapitre III

104

Figure [III.26] : Spectre de carbone (DMSO-d6, 75 MHz) du composé SU56c.

L’analyse de spectre RMN 13C (DMSO-d6, 75 MHz) (figure III.26) révèle la présence

de quinze atomes de carbone dans la structure du composé SU56c. L'analyse du spectre

DEPT 135 (figure III.27) a fourni plus d'indications, parmi ces atomes de carbone : on

dénombre un CH2 et, par déduction, sept carbones quaternaires. On y observe également un

signal à δ 143.6 relatif au groupement hydroxyle liée au carbone 6.

Le spectre RMN 13C montre bien la présence du sucre dont la majorité des carbones

résonnent entre 60.8 et 101.0 ppm, correspondant au carbone anomérique C1'. Le proton

anomérique corrèle avec ce carbone sur le spectre HSQC (figure III.29).

C-2 C-6

C-8 Sucre C-7

C-8a

c-4

O-Sucre

Chapitre III

105

Figure [III.27] : Spectre de DEPT 135 du compose SU56c.

La réalisation de l’expérience HSQC (figure III.29) a conduit à l’établissement des

connections géminales 1H-13C (1JC-H). Il a pu être démontré que les protons localisés à δ

7.90, 7.08, 7.12 et 4.92 étaient liés aux carbones respectivement situés à δ 144.3, 112.7,

103.4 et 101.0.

6,

C-5

C-3 C-4

C-8

C-1,

C-1,

C-3,

C-5,

C-2,

C-4,

Chapitre III

106

Figure [III.28] : Spectre COSY 1H-1H du composé SU56c.

Figure [III.29] : Spectre HSQC du composé SU56c.

H3 :H4

H-5 : C-5

H-1, : C-1

,

H-4 : C-4

H1, :H2

,,

H-8 : C-8

Chapitre III

107

L’enregistrement du spectre HMBC (observation des corrélations hétéronucléaires

longue distance (2JC-H et 3JC-H)) (figure III.30) a montré les corrélations entre les protons

résonant à 4.92 ppm et le carbone situé à 148.8 ppm. Cette expérience a montré aussi des

crêtes de corrélation entre le carbone résonant à 160.7 ppm et le proton à 7.90 ppm. Pour

confirmer la position de sucre, l’expérience nOe différentielle (figure III.31) a montré le

couplage entre le proton anomérique (4.93 ppm) et proton à 7.12 ppm (H-8).

Figure [III.30] : Spectre HMBC du composé SU56c.

H-4 : C-2

H-1,: C-7

H-3 : C-2

H-4 : C-3

H-5,: C-3

H-1,: C-3

,

Chapitre III

108

Figure [III.31] : nOe différentielle du composé SU56c.

Couplage entre le proton H-8 : H-1,

Chapitre III

109

Tableau [III.5] : Données spectrales du composé du composé SU56c.

Position 1H J 13C COSY HMBC

1 - - - - -

2 - - 160.7 - -

3 6.28 d 9.8 113.5 - -

4 7.90 d 9.8 144.3 6,28-7.90 103.4 – 112.7 – 147.8 – 160.7

4a - - 113.0 - -

5 7.08 s - 112.7 - 113.0 –143.6 – 148.8 -160.7

6 - - 143.6 - -

7 - - 148.8 - -

8 7.12 s - 103.4 3.45 - 6.28 113.0 – 143.6 – 147.8 – 148.8

8a - - 147 .8 - -

1, 4.92 d 7.2 101 - 69.8 -75.8 -77.3 – 148.8

2, 3.32 - 73.2 - -

3, 3.45 - 77.3 60.8 – 69.8 – 75.8 – 101.0

4, 3.16 - 69.8 - -

5, 3 .31 - 75.8 - -

6, 3.30 - 60.8 - -

Chapitre III

110

III.5 le composé SU70a

O

O

O

O

OH

HHO

HO

Me

OH

O

OH

OH

OH

O

OH

HO

B

A6

12

3

54

7 8

9

8,

7,

R6G6

G5

1,

2,3,

4,

5,

6,

G4

G3G2

G1R1

R2

R3

R4

R5

Figure [III.32] : Actéoside (β-D-glucopyranoside, 2-(3,4-dihydroxyphenyl)ethyl 3-O- (6-deoxy-α-L-mannopyranosyl)-, 4-[(2E)-3-(3,4-

dihydroxyphenyl)-2-propenoate] ).

Il s’agit actéoside. Il a été isolé notamment d’Acanthus ilicifolius [9].

Le spectre de masse ESI-MS du composé SU70a montre en modes positif (figure III.33) et

négatif respectivement des ions à m/z 647.2 [M+Na]+ et 1270.8 [2M+Na]+, m/z 623.2

[M-H] - et 658.9 [M+Cl]+, m/z 1246.7 [2M-H]+ et 1382.7 [2M+Cl]+. Ceci correspond à une

masse moléculaire de 624 uma et une formule brute C29 H36 O15

Figure [III.33] : Spectre de masse du composé SU70a.

Chapitre III

111

Tableau [III.6] : Données des spectres UV avec les réactifs de déplacement du composé SU70a.

MeOH 205 219 247 291 331

AlCl 3 207 - 263 303 364

AlCl 3 + HCl 205 220 249 290 332

NaOH Après 5\

210 - 260 297 380

NaOAc 210 - 249 290 331

NaOAc + H3BO3

212 - 256 294 354

MeOH

+ NaOH

5 min après

+ AlCl3 + AlCl3 + HCl

Chapitre III

112

Figure [III.34] : Spectres UV-visible du composé SU70a.

Le spectre d’absorption UV montrait quatre maximums à 205, 219, 247, 291 et 331

nm, caractéristiques d’un actéoside [10].

Le spectre méthanol après addition de NaOH présente un déplacement bathochrome

de la bande I par rapport au spectre méthanol (49 nm) avec diminution de la densité

optique ce qui montre la substitution de la position 4'.

Le spectre méthanol en présence de AlCl3 présente un déplacement de la bande I par

rapport au spectre (MeOH + AlCl3 + HCl) (32 nm) ce qui montre pour la présence d'un

système orthodihydroxylé sur les noyaux B.

Le spectre H3BO3 s'accompagne d'un effet bathochrome de la bande I par rapport au

spectre méthanol (24 nm) ce qui milite pour la présence d'un système orthodihydroxylé sur

les noyaux A (4, 5 -diOH).

+ NaOAc + NaOAc + H3BO3

Chapitre III

113

Figure [III.35] : Spectre RMN-1H (CD3OD, 300 MHz) du composé SU70a.

Le spectre RMN 1H dans le (CD3OD, 300 MHz) (figure III.35) présente différents

signaux s’étalant de 1.07 à 7.61 ppm :

- δ 2.77 ppm un signal résonnant sous forme de triplet (J= 7.0 Hz) et un autre signal à

4.04 ppm sous forme de multiplet intégrant pour 2 H correspondent à des CH2

aliphatiques.

- Entre 6.24 et 7.58 ppm, de nombreux signaux intégrant chacun pour 1H,

correspondent à des protons aromatiques et également éthyléniques : on peut en effet

identifier des doublets résonnant avec des constantes correspondant à des protons

éthyléniques : à δ 7.58 et δ 6.24 doublets avec un constante J= 15,8 Hz. Les protons

aromatiques ont des multiplicités variées, du fait des nombreux signaux, tous ne sont pas

précisément identifiables. Cependant des systèmes de spin faisant penser à des noyaux

aromatiques meta/para substitués peuvent être mis en évidence : δ 7.04 (1H, s) ; δ 6.76 (1H,

d, J= 8.1 Hz); δ 6.94 (1H, dd, J1 = 8.2 Hz; J2= 1.8 Hz) pour le cycle A; et également à δ 6.65

(1H, d, J = 8.8 Hz); δ 6.68 (1H, d, J= 1.5 Hz) ; δ 6.54 (1H, dd, J1= 8.1 Hz ; J2= 2.1 Hz).

H-7 H-8

H-6’ H-6

H-2

H-3

R6 H-2’

H-5’

H-R1

H-7’

H-G1

Chapitre III

114

La partie osidique est représentée par les deux pics anomériques H-G1 et H-R1. Les

déplacements dans la région des sucres sont caractéristiques d’un glucose et d’un rhamnose.

Pour le glucose, on note la configuration β grâce à la constante de couplage typique de son

proton anomérique H-G1 à δ 4.36 (1H, d, J= 7.7 Hz) [11]. Le rhamnose est identifié par son

proton anomérique qui résonne à δ 5.18 ppm. Les autres protons des sucres sont situés entre

4.91 et 1.07 ppm. Le doublet résonnant à δ 1.07 ppm, intégrant pour trois protons, est

typique d’un groupe méthyle.

Le spectre RMN 13C (CD3OD, 75 MHz) (figure III.36) présente 29 signaux distincts

répartis entre 18.4 et 168.3 ppm, le spectre DEPT 135 (figure III.37) a fournit plus

d'indications, parmi ces atomes de carbone on en dénombre trois carbones secondaires

(CH2): δ 36.5 (C- 7’) ; δ 62.3 (C- G6) et δ 72.2 (C- 8’) à δ 168.3 un signal attribué C-9;

et parmi les 25 signaux restant, 07 s’avèrent être des carbones quaternaires.

Chapitre III

115

Figure [III.36] : Spectre RMN 13C (CD3OD, 75 MHz) du composé SU70a.

C7’

R6

C9

G1 R1

C4 C7

C5

C3’

C1’

C1

C2

C6’

C4’ C5’ C3

C2’

C6

C8

G3G6

G5 G2

R4

Chapitre III

116

Figure [III.37] : Spectre DEPT 135 du composé SU70a.

L’attribution des déplacements chimiques des protons est corroborée par les

expériences homonucléaire COSY, hétéronucléaire HSQC et HMBC.

L’expérience COSY 1H-1H (figure III.38) montre une corrélation entre :

- Les éthyléniques couplent entre eux, les points de corrélations entre les protons H-7

(7.58 ppm) et H-8 (6.24 ppm).

- On peut également déterminer des corrélations entre les protons H-R5 (3.55 ppm) et H- R6

(1.07 ppm) ainsi que H-R1 (5.18 ppm), H-R2 (3.58ppm) est corrélé avec H-R3 (3.91 ppm)

pour le rhamnose. L’on observe aussi des crêtes de corrélation entre le proton situé δ 4.36

ppm et celui résonnant 3.38 ppm et δ 3.80 ppm et celui résonnant 4.91 ppm pour le

glucose.

Sur le spectre de corrélation hétéronucléaire HSQC (figure III.39), le carbone (C-7)

résonnant à δ 148.0 ppm est corrélé avec le proton (H-7) situé à δ 7.58 ppm, le carbone

(C-8) localisé à 114.6.ppm avec (H-8) à δ 6.24 ppm, δ C 115.2 ppm (C-6) avec δ 7,04 ppm

(H-6), δ C 103.0 ppm (C- R1) avec δ 5.18 ppm (H- R1), δ C 104.1 ppm (C-G1) avec δ 4.36

ppm (H- G1) et. δ 18.4 ppm (C-R6) avec δ 1.07 ppm (H- R6).

La mesure du spectre de corrélations hétéronucléaires observées à longue distance HMBC

C7’

R6

G6

C8’

C9 G1 R1

Chapitre III

117

(figure III.40) a montré une crête de corrélation entre le proton résonant à δ 7.58 ppm et le

carbone situé à 168.3 ppm Ces derniers corrèlent avec le carbone 127.6 et 115.2. Cette

dernière expérience a permis de mettre en évidence la corrélation entre le proton H-7,

résonnant à δ 36.5 ppm et le carbone situé à δ 131.4 ppm confirmant l’attachement de du

carbone C-7, au cycle B. le proton éthylénique résonant à δ 7.58 ppm avec le carbone 127.6

ppm confirmant l’attachement de du carbone C-7 au cycle A comme le montre

l'expérience HMBC.

Figure [III.38] : Spectre COSY du composé SU70a.

H-7:H-8

H-R5 : H-R6

H-R1 : H- R 2

H-G1 : H-G2 H- G3 : H- G4

H- R2 : H- R3

Chapitre III

118

Figure [III.39] : Spectre HSQC du composé SU70a.

Figure [III.40] : Spectre HMBC du composé SU70a.

H-7 : C-7

H-R6: C-R6

H-8: C-8

H-R1: C- R1 H-G1: C- G1

H-8: C-9

H- G6 : C- G5

H-7, : C-1’

H- R1: C- G3 H-G1: C- 8

,

H-7: C-1

H-7: C-9

H-6 : C-6

Chapitre III

119

Tableau [III.7] : Données spectrales du composé SU70a.

Ce composé fait partie des composés phénoliques répandus dans le règne végétal, et

ont déjà été mentionnés notamment dans les parties aériennes (feuilles et tiges) de Acanthus

ilicifolius. [9]; et également dans plantago asiatica [12].

Position 13C 1H HMBC C1 127.6 - - C2 123.2 6.94 (1H, dd, J= 8.2 ; 1.8 Hz) 116.5-123.2-146.7-149.7 C3 116.5 6.76 (1H, d, J= 8.1 Hz) C4 149.7 - - C5 146.7 - 127.6-146.7-149.7 C6 115.2 7.04 (1H) 116.5-148.0-149.7 C7 148.0 7.58 (1H, d, J= 15.8 Hz) 115.2-123.2-127.6-168.3 C8 114.6 6.24 (1H, d, J= 15.8 Hz) 127.6-148.0-168.3 C9 168.3 - - C1’ 131.4 - - C2’ 116.2 6.65 (1H, d, J= 8.8 Hz) 117.1-131.4-146.0 C3’ 146.0 - - C4’ 144.6 - - C5’ 117.1 6.68 (1H, d, J= 1.5 Hz) 121.2-131.4-146.0 C6’ 121.2 6.54 (1H, dd, J= 8.1 ; 2.1 Hz) 117.1-144.6-146.0 C7’ 36.5 2.77 - 2.78 (2H, t, J= 7.0 Hz) 72.2-117.1-121.2-131.4 C8’ 72.2 4.04 - 3.72 (1H chacun, m) 36.5-104.0-131.4 G1 104.1 4.36 (1H, d, J= 7.7 Hz) 72.2-75.9 ou 76.1 G2 76.1 3.38 81.6-104.1 G3 81.6 3.80 (1H, t) 70.3-72.0-75.9 ou 76.1-103.0 G4 70.3 4.91 (1H, t) 62.3-75.9 ou76.1-81.6 G5 75.9 3.53 - G6 62.3 3.537 - 3.60 (1H chacun, dd) - R1 103.0 5.18 (1H) 70.5-72.0-81.6 R2 72.0 3.58 - R3 72.3 3.91 - R4 73.7 3.30 18.4-70.5 R5 70.5 3.55 - R6 18.4 1.07 (3H, d, J= 6 Hz) 70.5-73.7

Chapitre III

120

III.6 Le mélange SU28c

C’est un mélange de deux composés avec un gras sous forme de poudre blanche,

n’absorbe pas sous UV à 254 nm et à 365 nm; sur CCM, il se colore en violet après

révélation à la vanilline sulfurique et chauffage. On observe un Rf de 0,40 dans un système

hexane dichlorométhane: (75:25) sur silice normale.

Le spectre de masse (figure III.41) réalisé par impact électronique (IE) donne les fragments

suivants qui caractérisent : méthyle ursolate et méthyle oleanate : (m/z): [MH] += 469, 409,

209, 218 [13].

Figure [III. 41] : Spectre de masse du mélange SU28c.

Chapitre III

121

HO

m/z 468 m/z 409

HO

+

m/z 208 m/z 218

Figure [III.42] : Principales fragmentations du mélange SU28c.

O

HO

O

méthyle oléanote méthyle ursolate

Figure [III.43] : Structures du mélange SU28c.

O

HO

O

[- OOCCH3] O

HO

Chapitre III

122

Le spectre RMN du proton 1H (CDCl3; 300 MHz) (figure III.44) présente des signaux

allant de 0,73 à 5,3 ppm. On peut distinguer une série de pics très massif dans l’intervalle

0,73 ppm à 2,04 ppm. Le triplet observé à 4,45 ppm correspond à un proton porté par un

carbone en alpha d’un groupement hydroxyle. Le signal à 5.3 ppm, correspond au

déplacement chimique de proton éthylénique. La valeur du déplacement chimique de H-17

suggère une acylation au niveau du carbone C-17, plus précisément par un groupement

CH3CO [13].

Figure [III.44] : Spectre de proton (CDCl3, 300 MHz) du mélange SU28c.

Chapitre III

123

III.7 Interprétation des résultats des huiles essentielles

Figure [III.45] : Chromatogramme de l’huile essentielle des racines de Scorzonera undulata.

Dans l’huile essentielle des racines de scorzonera undulata les composants

majoritaires sont :

Les acides gras: acide hexadecanoique (42.19%) et d’autres composants appartenant

à la famille d’acide gras n- acide tetradecanoique (11.16%) et acide 9-hexadecenoique

(4.38%).

Les esters font une partie considérable dans la composition de l’huile : acide

hexadecanoique methyle ester (2.32%), 9- acide octadecenoique methyle ester (1.31%),

Octadecanoate (2.2 %), 1,2 acide benzenedicarboxylique, bis(2-methylpropyl) ester

(1.38%).

Les alcools : β-Bisabolol (1.2 %), dodecanol (0.22 %) et alpha-muurolol (0.12 %).

Les hydrocarbures saturés : Heptadecane (0.64%), Nonadecane (0. 46%), Eicosane

(0. 22%), Pentadecane, (0. 16%) et Tricosane (0. 11%).

On remarque que l’acide hexadecanoique est le produit majoritaire et d’après Marzi la

plante scozonera undulata considère comme une source de l’acide palmitique [14].

Les produits majoritaires sont des acides gras (60.2 %), on remarque l’absence des

monoterpènes, la présence des ester (5.85), hydrocarbure (1.96) et des sesquiterpènes.

49

56

33

12

47

32

46

55

Chapitre III

124

III.7.1 Etude comparative

Une étude comparative des huiles essentielles entre la partie aérienne et les

racines de la plante Scorzonera undulata subsp. deliciosa (Guss.) Maire est comment suit :

Tableau [III.8] : Etude comparative des huiles essentielles.

III.7.2 Test antibactérien sur Escherichia coli

Un autre paramètre important déterminant l’activité antimicrobienne des huiles

essentielles dépend en premier lieu du type et des caractéristiques des composants actifs, en

particulier leur propriété hydrophobe qui leur permet de pénétrer dans la double couche

phospholipidique de la membrane de la cellule bactérienne. Parmi les bactéries, Escherichia

coli a été la plus étudié. Escherichia coli [15]. HE a montré la plus forte activité avec un

diamètre de croissance de 16 mm à la dose de concentration 100 µg.

Scorzonera undulata

Composés partie aérienne les racines

2,4-decadienal % 0.5 0.12

Dodecanol % 0.4 0.22

Delta cadinene % Tr 0.16

acide Hexadecanoique methyl ester % 30 .4 2.32

acide octadecdienoique, methyl ester % 2.2 3 .67

Hydrocarbone % 13 1.85

Chapitre III

125

III.8 Discussion des résultats d’activité antioxydante

L’extrait DCM de Scorzonera Undulata n’a montré aucune activité antioxydante (IC50

non calculable) Ceci s’explique par la présence des composés pentacyclique triterpènes.

L’extrait méthanoliques de Scorzonera Undulata a réagi légèrement au test

antioxydant avec le DPPH (IC50 = 0.56) Ceci s’explique par la présence des composés

phénoliques dans les extraits polaires, dont l’activité antiradicalaire a été largement étudiée

[16].

Il faut cependant noter que cet extrait méthanolique n’ayant pas été débarrassé de leur

sucre, il se pourrait que l’activité potentielle soit masquée, ce ci explique un effet

légererement antiradicalaire.

Chapitre III

126

Référence

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14. Marzi L., Cowper L., Takei Y., Lindert K., Lamasters J.J., and Thurman R.G. (1990):

Methyl palmitate prevents Kuppffer cell activation and improves survival after orthopic liver transplantation in the rat. Transplant. Int ., 4 215-220

Chapitre III

127

15. Keita R. M. (2002): Etude de l’activité antifongique et antibactérienne de 14 plantes utilisées dans le traitement des I.S.T. Thèse de pharmacie, Bamako, 130 p

16. Cuendet, M., Hostettmann, K., Potterat, O. (1997): Iridoid glucosides with free radical scavenging properties from Fagraea blumei. Helvetica Chimica Acta 80 1144-1151.

CONCLUSION GENERALE

CONCLUSION GENERALE

128

CONCLUSION GENERALE

L’objet de notre étude a porté sur l’étude phytochimique de la plante Scorsonera

undulata , ainsi que sur l’évaluation de l’activité antioxydant de l’extrait apolaire et

polaire.

L’étude bibliographique préalable réalisée sur espèce a montré que l’on disposait que de

peu d’information de nature chimique et/ou biologique. Au cours de nos travaux, nous

avons isolé les métabolites secondaires majoritaires d’espèce Scorsonera.

La méthodologie de purification a été essentiellement fondée sur la combinaison

de différentes méthodes chromatographiques solides-liquides sur différents supports

(chromatographie sur couche mince, chromatographie sur colonne ouverte,

Chromatographie liquide sous vide, Chromatographie liquide à moyenne pression

(MPLC), chromatographie par filtration sur le gel de Sephadex LH-20 et

chromatographie liquide de haute performance).

La détermination structurale des métabolites secondaires isolés a été réalisée

grâce à l’utilisation de techniques physicochimiques et spectroscopiques incluant la

spectroscopie ultraviolette (UV), la spectroscopie de masse (SM) et la spectroscopie de

résonance magnétique (RMN). En ce qui concerne la spectrométrie de masse, des

techniques telles que l’ionisation électronique, l’ionisation chimique et les techniques de

haute résolution ont rendu possible la détermination du poids moléculaire ainsi que la

formule brute des métabolites secondaires isolés. Pour la spectroscopie RMN, les

techniques monodimensionnelles (1H, 13C, DEPT 135) et bidimensionnelles (COSY, nOe

différentielle, HSQC, HMBC) auxquelles nous avons fait appel, nous ont permis de

réaliser la détermination structurale définitive et sans équivoque de la plupart des

métabolites secondaires isolés. La spectroscopie UV permis de confirmé la structure de

flavonoïde et de coumarine. l’HPLC analytique, a été utilisé pour étudiée les différents

fractions d’extraits polaire.

L’étude phytochimique des racines de Scorsonera undulata a permis d’isoler

pour la première fois dans le genre de Scorzonera deux composés: Galangustin et

Actéoside et six autres composés un coumarine cinq triterpènes a été identifié et deux

autres est en cours de l’identification (flavonoide et triterpène).

• Acétate de β amyrine

CONCLUSION GENERALE

129

• methyl Oleanate

• methyl Ursolate

• β-Stigmasterol

• β-Sitosterol

• Coumarin-O-glycoside

Pour les huiles essentielles malheureusement les produits majoritaires sont des acides gras

avec bien sur des sesquiterpènes et les hydrocarbures.

L’activité antioxydante de l’extrait apolaire est inactif par contre l’extrait polaire

est légèrement actif. L’activité antimicrobienne des huiles est légèrement actif.

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�� ا�ن ��آ��ت �� ت Scorsonera Undulata و �� ه#ا ا�� ا��"! ��را� ا��اد ا�

�� و .أ./�� ا& ا�!.�ت درا� إ�, ا�+*�ق �� آ�� . Galangustin et Acteoside ا�") ��ة &ول�

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(DPPH) 6�2+<2= ا�>*�� 6وي� IC50 = 0.56

Scorzonera undulata ssp deliciousa (Guss.) Maire, Asteraceae : ح� ا��ت ا��

Galangustin, Actéoside, Huiles essentielles, Activité antioxydante.

Summary

From the shade-dried and powdered roots of S. undulata ssp. deliciosa eight known

compounds; β-Amyrin acetate, methyl Oleanate, methyl Ursolate, Stigmasterol, β-Sitosterol,

Galangustin, Coumarin-O-β-glycoside and Acteoside were isolated. Their structures were

elucidated on the basis of extensive spectroscopic analysis, including 1D and 2D NMR,

chemical transformation and comparison with the related known compounds. This is the first

report of occurrence of these compounds in S. undulate ssp. deliciosa. The methanol extract of

the roots of S. undulata ssp. Deliciosa was examined for in vitro antioxidant properties using

DPPH test (radical scavenging). For essential oils the majority products are fatty acids and

Sesquiterpenes.

Key Words: Asteraceae, Scorzonera undulata ssp. deliciousa (Guss.) Maire, Galangustin, Actéoside, essential oils, antioxidant activities.

Résumé

Ce travail est consacré à l’étude phytochimique des racines de Scorzonera undulata ssp.

deliciousa (Guss.) de la famille des Asteraceae. Huit composés ont été isolés, dont deux pour

la première fois du genre de Scorzonera: Galangustin et Actéoside. Cette étude a permis

l’isolement par les méthodes chromatographiques. La détermination des structures ont été

élucidées par les méthodes spectroscopies (RMN, Masse et UV).

les produits majoritaires des huiles essentielles sont des acides gras acides et des

sesquiterpènes.

Mots clés : Asteraceae, Scorzonera undulata ssp. deliciousa (Guss.) Maire, Galangustin, Actéoside, Huiles essentielles, Activité antioxydant.

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