tese de doutorado desenvolvimento de indicador...
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE FEDERAL DE PELOTAS
Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel
Departamento de Ciência e Tecnologia Agroindustrial
Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos
TESE DE DOUTORADO
DESENVOLVIMENTO DE INDICADOR DE pH UTILIZANDO ANTOCIANINAS
COMO CORANTE PARA APLICAÇÃO EM EMBALAGEM INTELIGENTE
Luciana Prietto Prietsch
Engenheira de Alimentos
Mestre em Engenharia e Ciência de Alimentos
Pelotas, 2016
2
Luciana Prietto Prietsch
Desenvolvimento de indicador de pH utilizando antocianinas como
corante para aplicação em embalagem inteligente
Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos da Universidade Federal de Pelotas, como requisito parcial à obtenção do Título de Doutor em Ciência e Tecnologia de Alimentos.
Comitê de orientação: Prof. Dra. Elessandra da Rosa Zavareze (DCTA-UFPEL)
Prof. Dr. Alvaro Renato Guerra Dias (DCTA-UFPEL)
Pelotas, 2016
Universidade Federal de Pelotas / Sistema de BibliotecasCatalogação na Publicação
P948d Prietsch, Luciana PriettoPriDesenvolvimento de indicador de pH utilizandoantocianinas como corante para aplicação em embalageminteligente / Luciana Prietto Prietsch ; Elessandra da RosaZavareze, Alvaro Renato Guerra Dias, orientadores. —Pelotas, 2016.Pri97 f.
PriTese (Doutorado) — Programa de Pós-Graduação emCiência e Tecnologia de Alimentos, Faculdade deAgronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas,2016.
Pri1. Casting. 2. Embalagem inteligente. 3. Electrospinning.4. Avaliação da qualidade de carnes. 5. Indicador de pH. I.Zavareze, Elessandra da Rosa, orient. II. Dias, AlvaroRenato Guerra, orient. III. Título.
CDD : 664.7
Elaborada por Gabriela Machado Lopes CRB: 10/1842
3
Luciana Prietto Prietsch
Desenvolvimento de indicador de pH utilizando antocianinas como corante
para aplicação em embalagem inteligente
Tese aprovada, como requisito parcial, para obtenção do grau de Doutor em Ciência
e Tecnologia de Alimentos, Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de
Alimentos, Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas.
Data da Defesa: 02/12/2016
Banca examinadora:
........................................................................................................................................
Prof. Dr. Alvaro Renato Guerra Dias (Orientador), Doutor em Tecnologia de Alimentos
pela Universidade Estadual de Campinas.
........................................................................................................................................
Prof. Dr. Nathan Levien Vanier – DCTA - UFPel (Orientador) Doutor em Ciência e
Tecnologia de Alimentos pela Universidade Federal de Pelotas.
........................................................................................................................................
Prof. Dr. André Ricardo Fajardo Doutor em Ciência pela Universidade Estadual de
Maringá.
........................................................................................................................................
Dr. Ricardo Scherer Pohndorf Doutor em Engenharia e Ciência de Alimentos pela
Universidade Federal do Rio Grande.
........................................................................................................................................
Dra. Rosana Colussi, Doutora em Ciência e Tecnologia de Alimentos pela
Universidade Federal de Pelotas.
4
Agradecimentos
À Deus por sempre me acompanhar e ter me colocado no meio de uma família
e amigos maravilhosos.
Aos meus pais Julio Cesar e Eloci obrigada pelo amor, compreensão,
motivação, paciência e confiança. Amo muito vocês!
Ao meu esposo Leonardo pelo amor, compreensão e companheirismo durante
todos esses anos.
As minhas irmãs Juliana e Caroline e demais familiares pelo carinho e apoio.
Aos meus queridos orientadores Elessandra e Alvaro Renato desde a
oportunidade em fazer parte de seu grupo de pesquisa, como pela confiança, pelas
orientações, pela paciência e pela amizade. Vocês sempre serão pessoas muito
especiais na minha vida.
À Vania por transferir conhecimento e amor pela pesquisa, especialmente
quando tratando-se do electrospinning e pela amizade.
À Shanise pela incansável ajuda e pela amizade.
As colegas e amigas Jarine, Mariana e Taiane por toda ajuda experimental,
amizade e carinho.
À UFPEL e a CAPES por proporcionar o desenvolvimento deste trabalho.
À FURG pelo auxilio com análises.
Aos amigos que mesmo não fazendo parte do laboratório sempre me ajudaram
no que precisei, e também por saber que posso contar com vocês. Em especial
Adriana, Helen e Renata.
À todos os integrantes do laboratório de Pós-Colheita, Industrialização e
Qualidade de Grãos pela disposição todas as vezes que precisei, e pela amizade.
Aos professores do programa da Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de
Alimentos pelos ensinamentos, disposição e amizade.
A todos aqueles que de alguma forma contribuíram para o desenvolvimento
deste trabalho.
Muito obrigada!!!
5
Resumo
PRIETTO-PRIETSCH, Luciana. Desenvolvimento de indicador de pH utilizando antocianinas como corante para aplicação em embalagem inteligente. 2016, 97 f. Tese (Doutorado em Ciência e Tecnologia de Alimentos) – Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos, Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel, Universidade Federal de Pelotas, Pelotas, 2016. As embalagens inteligentes monitoram e informam a qualidade dos alimentos em tempo real aos consumidores. Alguns alimentos, como produtos cárneos, deterioram-se pelo aumento da população microbiana e apresentam alteração no pH, podendo o pH ser utilizado, portanto, como indicador de qualidade. Indicadores de pH são formados por compostos halocrômicos, que tem capacidade de mudar de cor quando submetidos a mudanças de pH. O desenvolvimento desse tipo de indicador geralmente emprega técnicas simples de aprisionamento do corante em um meio sólido, como, por exemplo, por casting e electrospinning. Diante disso, objetivou-se com o presente trabalho desenvolver indicadores de pH pelas técnicas de casting e electrospinning, utilizando corante natural, para o desenvolvimento de embalagens inteligentes. A tese foi dividida em dois capítulos, o primeiro descreve o desenvolvimento de indicadores de pH pela técnica de casting e o segundo pela técnica de electrospinning. No primeiro capítulo, os indicadores de pH no formato de filmes foram desenvolvidos empregando amido de milho e antocianinas do tegumento de feijão preto e repolho roxo. Os filmes foram avaliados quanto a estrutura química, morfologia, propriedades físicas, mecânicas, térmicas e estabilidade de cor em função do tempo, temperatura e luz. Os filmes apresentaram variação de cor entre rosa, lilás, roxo e azul, em função do pH de soluções tampões. Os filmes desenvolvidos com antocianinas de feijão preto, em comparação aos filmes com antocianinas de repolho roxo, apresentaram maior instabilidade quando armazenados em temperatura ambiente e com incidência de luz. Independente da fonte de antocianinas, os filmes indicadores de pH apresentaram maior estabilidade de cor, quando armazenados sob refrigeração. O segundo capitulo é referente a utilização zeína e antocianinas de repolho roxo para desenvolvimento de indicadores de pH pela técnica de electrospinning. As fibras ultrafinas indicadoras de pH foram utilizadas para monitorar a qualidade de carne moída. As fibras ultrafinas foram avaliadas quanto a morfologia, a alteração de cor em pH variando de 1-10, grupos funcionais, hidrofilicidade e capacidade de indicar a qualidade de carne moída. As fibras ultrafinas apresentaram variação de cor, de rosa em meio ácido para verde em meio alcalino, e apresentaram capacidade de responder as alterações do pH da carne por variação de cor. Os indicadores de pH, desenvolvidos pelas duas técnicas, permitiram a determinação do pH em função de respostas colorimétricas, apresentando potencial para aplicação em diversas áreas, em especial no desenvolvimento de embalagens inteligentes. Palavras-chave: casting, electrospinning, indicador de pH, embalagem inteligente, antocianinas, avaliação da qualidade de carnes.
6
Abstract
PRIETTO-PRIETSCH, Luciana. Development of pH indicator using anthocyanins as dye for application in smart packaging. 2016, 97 f. Thesis (Doctoral Degree in Food Science and Technology) - Graduate Program in Food Science and Technology, Agronomy School Eliseu Maciel, Federal University of Pelotas, Pelotas, 2016. Intelligent packaging monitors and reports the quality of food in real time to consumers. Some foods, such as meat products, deteriorate by increasing the microbial population and present alterations in pH, and pH can therefore be used as an indicator of quality. pH indicators are formed by halocromic compounds, which have the ability to change color when subjected to pH changes. The development of this type of indicator generally employs simple dye trapping techniques in a solid medium, such as by casting and electrospinning. Therefore, the objective of this work was to develop pH indicators by the techniques of casting and electrospinning, using natural dye, for the development of intelligent packaging. The thesis was divided into two chapters, the first describes the development of pH indicators by the casting technique and the second by the electrospinning technique. In the first chapter, pH indicators in the film format were developed using corn starch and anthocyanins from the black bean and red cabbage. The films were evaluated for chemical structure, morphology, physical, mechanical, thermal and color stability as a function of time, temperature and light. The films showed color variation between pink, lilac, purple and blue, as a function of buffer pH. The films developed with black bean anthocyanins, compared to the films with anthocyanins of red cabbage, presented greater instability when stored at room temperature and with light incidence. Regardless of the source of anthocyanins, the pH indicator films presented higher color stability when stored under refrigeration. The second chapter refers to the use of zein and anthocyanins of red cabbage for the development of pH indicators by the electrospinning technique. The ultrafine pH indicator fibers were used to monitor the quality of ground meat. Ultrafine fibers were evaluated for morphology, color change at pH ranging from 1-10, functional groups, hydrophilicity and ability to indicate ground meat quality. The ultrafine fibers presented a color variation from pink in acid to green in alkaline medium and were able to respond to changes in the pH of the meat by color variation. The pH indicators, developed by the two techniques, allowed the determination of pH as a function of colorimetric responses, presenting potential for application in several areas, especially in the development of intelligent packaging. Key-words: casting, electrospinning, pH indicator, intelligent packaging, anthocyanins, evaluation of meat quality.
7
Lista de Figuras
Figura 1 Estrutura básica das antocianinas e antocianidinas....................... 19
Figura 2 Cor visível das antocianidinas mais comumente encontradas na
natureza.........................................................................................
21
Figura 3 Transformação das estruturas de antocianinas em extratos
aquosos com respectiva cor predominante....................................
22
Figura 4 Modelo de uma estação de electrospinning para a formação de
fibras ultrafinas..............................................................................
27
Figura 5 Etapas do processo de eletrofiação............................................... 28
Figura 6 Emaranhamento das cadeias de polímeros em solução em
função da concentração de polímeros. Nesse exemplo, a solução
testada foi polivinilpirrolidona em água/etanol com vários pesos
moleculares...................................................................................
35
Figura 7 Micrografias das superfícies (A, C, E) e das seções transversais
(B, D, F) dos filmes de amido sem antocianinas (controle) (A, B),
com antocianinas de feijão preto (C, D) e com antocianinas do
repolho roxo (E, F).........................................................................
49
Figura 8 Variação de cor dos filmes indicadores de pH com antocianinas
de feijão preto durante armazenamento, em temperatura
ambiente com incidência de luz (A), temperatura ambiente sem
incidência de luz (B), sob refrigeração com incidência de luz (C)
e sob refrigeração sem incidência de luz (D), em comparação ao
filme no tempo inicial......................................................................
57
Figura 9 Variação de cor dos filmes indicadores de pH com antocianinas
do repolho durante armazenamento, em temperatura ambiente e
com incidência de luz (A), temperatura ambiente sem incidência
de luz (B), sob refrigeração com incidência de luz (C) e sob
refrigeração sem incidência de luz (D), em comparação ao filme
no tempo inicial..............................................................................
59
Figura 10 Morfologia das fibras ultrafinas e respectiva distribuição de
tamanho: zeína pura (A), zeína com 3% de antocianinas (B),
zeína com 4% de antocianinas (C), e zeína com 5% de
antocianinas (D).............................................................................
71
8
Figura 11 Imagens obtidas em microscópio confocal para as fibras
ultrafinas de zeína pura (A), zeína com 3% de antocianinas (B),
zeína com 4% de antocianinas (C), e zeína com 5% de
antocianinas (D). Verde zeína, vermelho antoxianinas..................
72
Figura 12 Variação de cor entre cada valor de pH do extrato de
antocianinas (A); fibras ultrafinas de zeína com 3% de
antocianinas (B); fibras ultrafinas de zeína com 4% de
antocianinas (C) e fibras ultrafinas de zeína com 5% de
antocianinas (D).............................................................................
74
Figura 13 Valores de RGB para solução de antocianinas pH 1-10 (A), fibras
ultrafinas de zeína com antocianinas 5% (B)..................................
75
Figura 14 Espectros de FTIR-ATR para fibras ultrafinas de zeína pura (A),
zeína com 3% de antocianinas (B), zeína com 4% de
antocianinas 4% (C) e zeína com 5% de antocianinas (D).............
76
9
Lista de Tabelas
Tabela 1 Exemplos de indicadores utilizados em embalagens de alimentos 18
Tabela 2 Antocianinas e suas respectivas fontes em alimentos................... 20
Tabela 3 Diferentes polímeros e seus respectivos solventes utilizados no
processo de electrospinning..........................................................
30
Tabela 4 Efeito dos parâmetros do electrospinning sobre a morfologia e
diâmetro das fibras formadas........................................................
32
Tabela 5 Características das antocianinas encontradas no tegumento do
feijão preto e repolho roxo e suas quantidades
relativas.........................................................................................
47
Tabela 6 Solubilidade, espessura e propriedades mecânicas dos filmes
indicadores de pH, utilizando extratos de antocianinas de feijão
preto e repolho roxo.......................................................................
50
Tabela 7 Análise termogravimétrica dos filmes indicadores de pH,
utilizando extratos de antocianinas de feijão preto e repolho
roxo...............................................................................................
52
Tabela 8 Espetro de cor dos filmes a base de amido e extratos de
antocianinas de feijão preto e repolho roxo em função do pH e
variação de cor dos filmes em comparação ao filme pH
5....................................................................................................
54
Tabela 9 Influência do tempo, temperatura e incidência de luz sobre a cor
dos filmes indicadores de pH a base de amido e extratos de
antocianinas de feijão preto e repolho
roxo...............................................................................................
57
Tabela 10 Condutividade elétrica e viscosidade aparente das soluções
poliméricas....................................................................................
69
Tabela 11 Variação de cor (ΔE) entre cada valor de pH (1-10) para extrato
de antocianinas e fibras ultrafinas de zeína contendo 5% de
antocianinas..................................................................................
74
Tabela 12 Parâmetros de cor das fibras ultrafinas durante processo de
monitoramento da qualidade de carne moída................................
78
10
Sumário
1. Introdução .......................................................................................................... 133
2. Objetivos .............................................................................................................. 15
2.1. Objetivo geral .................................................................................................. 15
2.2. Objetivos específicos ...................................................................................... 15
3. Revisão Bibliográfica .......................................................................................... 16
3.1. Embalagens inteligentes .............................................................................. 16
3.2. Antocianinas .................................................................................................. 18
3.2.1. Estabilidade das antocianinas................................................................... 22
3.3. Casting ........................................................................................................... 24
3.4. Electrospinning ............................................................................................. 26
3.4.1. Polímeros utilizados em electrospinning ................................................... 28
3.4.2. Solventes utilizados no preparo das soluções .......................................... 28
3.4.3. Efeitos dos parâmetros no processo de electrospinning ........................... 31
3.4.3.1. Parâmetros da solução .......................................................................... 33
3.4.3.1.1. Viscosidade......................................................................................... 33
3.4.3.1.2. Concentração do polímero .................................................................. 33
3.4.3.1.3. Peso molecular do polímero ............................................................... 33
3.4.3.1.4. Tensão superficial ............................................................................... 35
3.4.3.2. Parâmetros do processamento .............................................................. 35
3.4.3.2.1. Tensão ................................................................................................ 35
3.4.3.2.2. Taxa de alimentação ........................................................................... 36
3.4.3.2.3. Distância do coletor ............................................................................ 36
3.4.3.3. Parâmetros ambientais .......................................................................... 37
3.4.4. Aplicações ................................................................................................ 38
CAPITULO I - FILMES INDICADORES DE pH A BASE DE AMIDO DE MILHO E
ANTOCIANINAS DE FEIJÃO PRETO E REPOLHO ROXO: ESTABILIDADE DA
COR AO LONGO DO ARMAZENAMENTO ............................................................. 39
Resumo .................................................................................................................... 39
1. Introdução ............................................................................................................ 40
2. Material e Métodos .............................................................................................. 41
2.1. Material ........................................................................................................... 41
2.2. Extração de antocianinas ................................................................................ 42
11
2.3. Identificação e quantificação relativa das antocianinas ................................... 42
2.4. Elaboração dos filmes indicadores de pH ....................................................... 43
2.5. Morfologia ....................................................................................................... 43
2.6. Solubilidade, espessura e propriedades mecânicas ....................................... 44
2.7. Propriedades térmicas .................................................................................... 45
2.8. Espectro de cor dos filmes em diferentes pHs ................................................ 45
2.9. Estabilidade de cor dos filmes em função do tempo, temperatura e luz ......... 45
2.10. Análise estatística ......................................................................................... 46
3. Resultados e discussão ...................................................................................... 46
3.1. Identificação e quantificação relativa das antocianinas ................................... 46
3.2. Morfologia ....................................................................................................... 49
3.3. Solubilidade, espessura e propriedades mecânicas dos filmes ...................... 50
3.4. Propriedades térmicas dos filmes ................................................................... 52
3.5. Espectro de cor dos filmes em diferentes pHs ................................................ 53
3.6. Estabilidade de cor dos filmes em função do tempo, temperatura, luz e pH ... 55
4. Conclusão ............................................................................................................ 61
CAPITULO II - DESENVOLVIMENTO DE INDICADOR NATURAL DE pH PELA
TÉCNICA DE ELECTROSPINNING E SUA APLICAÇÃO NO MONITORAMENTO
DA QUALIDADE DE CARNE MOÍDA ...................................................................... 62
Resumo .................................................................................................................... 62
1. Introdução ............................................................................................................ 63
2. Material e Métodos ............................................................................................. 64
2.1. Material ........................................................................................................... 64
2.2. Extração das antocianinas .............................................................................. 64
2.3. Preparo das solução para electrospinning ...................................................... 65
2.4. Caracterização das soluções polímericas ....................................................... 65
2.5. Imobilização do corante por electrospinning ................................................... 65
2.6. Morfologia e diâmetro das fibras ultrafinas...................................................... 65
2.7. Variação de cor e RGB das fibras ultrafinas ................................................... 66
2.8. Espectroscopia de Infravermelho com transformada de Fourier das fibras
ultrafinas ................................................................................................................ 67
2.9. Ângulo de contato das fibras ultrafinas ........................................................... 67
12
2.10. Aplicação das fibras ultrafinas para monitoramento da qualidade de carne
moída ..................................................................................................................... 67
2.11. Análise Estatística ......................................................................................... 68
3. Resultados e Discussão ..................................................................................... 68
3.1. Caracterização de soluções poliméricas ......................................................... 68
3.2. Morfologia e diâmetro das fibras ultrafinas...................................................... 69
3.2. Variação de cor e RGB das fibras ultrafinas ................................................... 72
3.4. Espectrometria de infravermelho com transformada de Fourier ..................... 76
3.5. Ângulo de contato das fibras ultrafinas ........................................................... 77
3.6 Aplicação das fibras ultrafinas para monitoramento da qualidade de carne moída
............................................................................................................................... 77
4. Conclusão ............................................................................................................ 79
4. Conclusão Geral .................................................................................................. 80
Referências Bibliográficas ..................................................................................... 81
13
1. Introdução
A demanda por alimentos seguros e de boa qualidade, bem como as mudanças
nas preferências dos consumidores, têm levado ao desenvolvimento de abordagens
inovadoras na área de embalagens para alimentos. Neste contexto, as embalagens
inteligentes tornam-se uma tecnologia promissora, por acompanhar e informar em
tempo real sobre a qualidade dos alimentos (PULIGUNDLA; JUNG; KO, 2012).
Os alimentos em processo de deterioração, em especial produtos cárneos e
lácteos, apresentam crescimento microbiano, que alteram o pH do alimento ao longo
do período de armazenamento. Portanto, a variação do pH no mesmo, pode ser
utilizada como indicador de frescor de diversos produtos. Geralmente, os indicadores
de pH são compostos por um corante sensível ao pH, preso em um suporte sólido,
podendo ser utilizadas diferentes técnicas de imobilização do corante para seu
desenvolvimento.
A técnica casting é uma forma simples que permite a elaboração de filmes, e
pode ser utilizada para o desenvolvimento de indicadores. Basicamente, consiste na
dispersão ou solubilização de polímeros em um solvente por agitação termomecânica,
que após secagem pode ser removida do suporte de moldagem para posterior
utilização (GONTARD; GUILBERT; CUQ, 1992). Entre os materiais de imobilização
utilizando a técnica de casting, o amido é uma alternativa interessante, por ser de
baixo custo, biodegradável, de fácil obtenção e permitir a formação de filmes finos e
flexíveis (ZHANG; LU; CHEN, 2014).
Além dessa, outras técnicas podem ser utilizadas para o desenvolvimento de
indicadores, inclusive vem sendo reportado que materiais com tamanho nanométrico
podem melhorar a funcionalidade de diversos compostos devido aos efeitos em escala
nano. Nanoindicadores respondem às alterações ambientais com maior precisão
quando comparado a técnicas simples (AZEREDO, 2009). Vários processos podem
ser utilizados para a produção de nanomateriais, dentre estes está o electrospinning.
Electrospinning é um processo simples e direto, que envolve o emprego de campo
elétrico para aplicar continuamente uma solução polimérica a partir de uma agulha de
seringa em direção a um coletor. Como resultado, fibras ultrafinas são recolhidos
como uma membrana sobre uma placa coletora (FERNANDEZ; TORRES-GINE;
LAGARON, 2009; LI; LIM; KAKUDA, 2009; MORAIS et al. 2010; STEFFENS et al.
2014).
14
As fibras resultantes do processo de electrospinning podem ser obtidas com a
utilização de diferentes polímeros. Os polímeros podem ser naturais, tais como,
amido, proteína de soja, zeína do milho e glúten de trigo, ou sintéticos, como, poli
(ácido lático) e poli (etileno glicol) (BHARDWAJ; KUNDU, 2010). O tipo de polímero
utilizado para elaboração das fibras ultrafinas está relacionado às propriedades
mecânicas, térmicas, de barreira e solubilidade, entre outros, da membrana final
(RHIM; PARK; HÁ, 2013). Assim, para definir o tipo de polímero a ser utilizado no
desenvolvimento das membranas, deve ser levada em consideração a aplicação final
do produto.
Dessa forma, os indicadores de pH podem ser elaborados tanto pela técnica
casting como pelo processo de electrospinning, através da incorporação dos corantes,
sensíveis as mudanças de pH, nas soluções poliméricas antes da moldagem em
suporte sólido ou do estiramento das fibras, respectivamente (FANTINI; COSTA,
2009; MORONI et al. 2006). Os indicadores de pH possuem ampla faixa de aplicação.
Além do desenvolvimento de embalagens inteligentes para alimentos e bebidas,
também podem ser utilizados para avaliação de processos de filtragem de água e
utilização em estudos microbiológicos, entre outros. Agarwal et al. (2012)
desenvolveram indicadores de pH pelo método de electrospinning utilizando nylon e
cinco tipos de corantes (vermelho de fenol, vermelho de metila, azul de bromotimol,
fenolftaleína e verde de bromocresol) e relataram que as características das fibras,
tais como elevada área superficial e elevada porosidade, contribuem para esse tipo
de aplicação. Os autores também relataram que os indicadores não afetaram a
formação das fibras usando a técnica de electrospinning, além de que o
comportamento halocrômico dos corantes não foi afetado, destacando também que
os indicadores apresentaram uma ampla gama de cores em relação aos valores de
pH.
A escolha do tipo de corante para o desenvolvimento de indicadores de pH, é
uma etapa importante, pois corantes sintéticos comumente utilizados para este fim,
estão sendo relacionados a efeitos tóxicos, devido a seu acumulo no organismo
humano. De acordo com relatos da literatura, corantes contidos em tecidos de plantas
podem ser utilizados para determinação colorimétrica de pH (BROTTO; TERCI;
ROSSI, 2002, CHIGURUPATI et al. 2002; MOHD; KHAN; FAROOQUI, 2011). As
mudanças de cor em tais corantes se devem à presença de substâncias fenólicas ou
15
conjugados, tais como as antocianinas, as quais são submetidas a mudanças
estruturais quando há uma variação de pH (SHAHID; MOHAMMAD, 2013). Assim,
extratos de algumas plantas que contêm antocianinas, como do repolho roxo e do
tegumento de feijão preto, podem ser utilizados como indicadores naturais de pH.
2. Objetivos
2.1. Objetivo geral
Extrair antocianinas de repolho roxo e do tegumento do feijão preto e incorpora-
las em matriz sólida utilizando os métodos de casting e electrospinning, a fim de
desenvolver embalagem inteligente através de dispositivo indicador de pH.
2.2. Objetivos específicos
Extrair, quantificar e identificar antocianinas de repolho roxo e tegumento do
feijão preto;
Avaliar o efeito de diferentes pH no espectro de cor das antocianinas;
Desenvolver dispositivos indicadores de pH a partir de amido de milho e
antocianinas pela técnica casting;
Desenvolver dispositivos indicadores de pH com zeína e antocianinas pela
técnica de electrospinning;
Caracterizar os indicadores de pH e o efeito das fibras no espectro de cor das
antocianinas empregadas;
Avaliar a morfologia, a estabilidade e as propriedades térmicas dos indicadores
de pH;
Utilizar indicadores de pH para monitoramento da qualidade de carne moída.
16
3. Revisão Bibliográfica
3.1. Embalagens inteligentes
As embalagens inteligentes têm a função de monitorar o estado dos alimentos
embalados ou do ambiente que os envolve, sendo capaz de detectar, gravar e
comunicar sobre a qualidade do produto durante toda a cadeia alimentar (REALINI;
MARCOS, 2014). A embalagem irá fornecer informações não só sobre o próprio
produto embalado (origem, data de validade teórica, composição), mas também será
capaz de informar sobre a história do produto (condições de armazenamento,
composição, crescimento microbiano, etc.). Embalagens inteligentes são, portanto,
um sistema que fornece ao usuário informações reais sobre as condições do alimento,
ambiente e/ou a integridade da embalagem (HAN; HO; RODRIGUES, 2005;
VANDERROOST et al. 2014).
Pesquisas sobre embalagens inteligentes são recentes, as primeiras
publicações foram realizados em meados da década de 70 no Japão. Apenas nos
anos 90 esse tipo de embalagem passou a atrair a indústria Européia e dos EUA.
Nesse período, houve um aumento de patentes e testes de mercado que criaram
grandes expectativas de crescimento comercial (VANDERROOST et al. 2014).
Embora no Brasil esteja sendo observado um crescente interesse por embalagens
inteligentes, resultando em um crescimento no número de pesquisas, o número de
publicações ainda é baixo, além disso, produtos disponíveis no mercado com esse
tipo de tecnologia ainda são bastante escassos.
Basicamente existem dois tipos de embalagens inteligentes, uma baseada na
medição das condições no exterior da embalagem, e outro na medição direta da
qualidade do produto no interior da embalagem (YAM; TAKHISTOV; MILTZ, 2005). A
função inteligente pode ser obtida por meio de indicadores, sensores ou identificador
por rádio frequência (RFID).
Os indicadores informam sobre uma mudança que ocorre no produto ou no
ambiente em que o mesmo está acondicionado. A temperatura e o pH, por exemplo,
podem ser monitorados por meio de alterações visuais, geralmente sistemas
colorimétricos. Os sensores são dispositivos capazes de detectar, registrar e transmitir
informações que ocorrem no produto com grande precisão (YAM; TAKHISTOV;
MILTZ, 2005). A RFID utiliza campos eletromagnéticos de rádio frequência para
17
armazenar e transmitir informações em tempo real do produto para identificação
automática de produtos e rastreabilidade. As etiquetas consistem de um circuito
integrado ligado a uma antena para a transmissão da informação armazenada no chip
a um leitor (REALINI; MARCOS, 2014).
Os sistemas mais comuns utilizados para o desenvolvimento de embalagens
inteligentes são formados por indicadores de tempo-temperatura, integridade
mecânica e frescor. Indicadores de tempo-temperatura são utilizados para monitorar
continuamente o histórico do tempo e da temperatura de produtos alimentícios
refrigerado ou congelados, podendo ser utilizado em toda cadeia produtiva (PEREIRA;
ARRUDA; STEFANI, 2015). 3M™ MonitorMark™ é um exemplo de indicador tempo-
temperatura comercial. Esse indicador foi desenvolvido utilizando um éster de ácido
graxo com ponto de fusão bem estabelecido, junto com um corante azul. Quando o
indicador é exposto a uma temperatura superior ao ponto de fusão do ácido graxo, a
substância derrete e começa a se difundir através do indicador, permitindo que a
coloração azul apareça (3M, 2016; REALINI; MARCOS, 2014).
Os indicadores de integridade mais simples são os indicadores de tempo, que
fornecem informações sobre quanto tempo uma embalagem foi aberta. O rótulo é
ativado no momento do consumo, geralmente por sistema mecânico, quando um
dispositivo é quebrado causando contato de um corante líquido sobre um material
sólido poroso, com taxa de penetração previamente estabelecida. Sendo a mudança
de coloração da etiqueta relacionada ao tempo de abertura da embalagem.
Indicadores de gás também são utilizados como indicadores de integridade.
Basicamente, tem a função de monitorar o gás presente no interior da embalagem,
dessa forma quando a composição muda, geralmente por abertura ou ruptura da
embalagem, a composição de gás em seu interior é alterada e identificada por esses
sistemas. Entre os vários tipos de indicadores de gás, os indicadores de oxigênio são
os mais comuns (REALINI; MARCOS, 2014; YAM; TAKHISTOV; MILTZ, 2005).
Os indicadores de frescor são aqueles que monitoram a qualidade dos
alimentos embalados por reagir com as mudanças que ocorrem desde o produto
alimentar em estado fresco até deteriorado. Na carne, por exemplo, durante o
armazenamento ocorrem alterações na concentração de metabólitos, tais como
glicose, ácidos orgânicos (por exemplo, ácido L -láctico), etanol, dióxido de carbono,
aminas biogênicas, compostos nitrogenados, compostos voláteis sulfurados,
18
apresentando a possibilidade de serem usados como indicadores de frescura para
produtos de carne (SILVA-PEREIRA et al. 2015).
Alguns exemplos de indicadores utilizados em embalagens inteligentes, bem
como seu princípio, informações dadas e possíveis aplicações estão apresentadas na
Tabela 1.
Tabela 1 - Exemplos de indicadores utilizados em embalagens de alimentos Indicadores Principio Informações dadas Aplicação
Tempo-Temperatura
Mecânico, químico, enzimático
Condições de armazenamento
Alimentos armazenados em condições de resfriamento e
congelamento
Oxigênio Químico Condições de
armazenamento/ruptura da embalagem
Alimentos armazenados em embalagens com
concentração de oxigênio reduzida
Dióxido de carbono Químico
Condições de armazenamento/ruptura
da embalagem
Alimentos armazenados em atmosfera modificada ou
atmosfera controlada
Frescor
Corantes de pH, Todos corantes que tem capacidade de
reagir com determinados metabolitos
Qualidade microbiológica de alimentos
Alimentos perecíveis, como carne, peixes e aves
Patógenos
Vários métodos químicos e de
imunoquímica que reagem com toxinas
Bactérias patogénicas específicas, tais como a Escherichia coli O157
Alimentos perecíveis, como carne, peixe e aves
Fonte: HAN; HO; RODRIGUES, 2005 adaptado de OHLSSON; BENGTSSON, 2002.
3.2. Antocianinas
As antocianinas englobam um conjunto de pigmentos vegetais, solúveis em
água, responsável pelas cores vermelha, azul e roxa de flores, frutos, caules, algumas
folhas e raízes. O termo antocianinas vem do grego anthos que significa flor e Kianos
azul (MALACRIDA; MOTTA, 2006). São metabólitos secundários, sintetizado pela via
dos flavonóides, considerados compostos fenólicos, caracterizados por possuir um
núcleo básico flavílio (Figura 1). São moléculas glicosiladas, podendo ou não ser
aciladas, característica que difere das antocianidinas (FRANCIS, 2000).
19
Figura 1 - Estrutura básica das antocianinas e antocianidinas. Fonte: ANANGA et al. 2013.
A molécula de açúcar, da fração glicosídica na molécula de antocianina, pode
ainda ser ligada a outros açúcares através de ligações glicosídicas ou a ácidos
orgânicos aromáticos ou alifáticos (ácido cinâmico, ácido malónico, ácido acético)
através de ligações éster. A glicosilação pode ocorrer em várias posições da estrutura
das antocianinas, sendo observada com maior frequência na posição 3 (posição
identificada na Figura 1). O segundo açúcar quando presente na molécula encontra-
se na posição 5, porém podem ocorrer glicosilações nas posições 7, 3’, 4’ e 5’. A
glicose, a ramnose, a xilose, a galactose, a arabinose e a frutose são os açúcares
mais comumente ligados às antocianidinas, ocorrendo como monoglicosídios,
diglicosídios e triglicosídios glicosilados diretamente na aglicona (MALACRIDA;
MOTTA, 2006; FRANCIS, 1989).
Os açúcares das antocianinas podem ser acilados pelos ácidos p-cumárico,
ferúlico, caféico, p-hidroxibenzóico, sinápico, malônico, acético, succínico, oxálico e
málico. Os substituintes acila encontram-se usualmente ligados à hidroxila do açúcar
na posição 3 e com menor frequência nas posições 4 e 6. A metoxilação é mais
frequente nas posições 3’ e 5’ e menos comum nas posições 5 e 7. É importante
salientar que a antocianina natural nunca apresenta as hidroxilas das posições 5, 7 e
4’ substituídas ao mesmo tempo. Um dos grupos hidroxila deve permanecer livre
numa dessas posições para a formação da estrutura quinoidal, responsável pela cor
(FRANCIS, 1989). Algumas das antocianinas frequentemente encontradas em
alimentos estão apresentadas na Tabela 2, junto as suas respectivas fontes.
20
Tabela 2 - Antocianinas e suas respectivas fontes em alimentos. Antocianinas Fontes Cianidina-3-glicosídio Uva, vinho, cereja, jambolão, morango, azeitona Cianidina-3,5-diglicosídio Uva, vinho, cereja, figo, marmelo Peonidina-3-glicosídeo Uva, vinho, cereja, jabuticaba Malvidina-3-glicosídeo Uva, vinho Malvidina-3,5-diglicosídio Uva, vinho, feijão, inhame Cianidina-3-galactosídio Maçã, cacau Cianidina-3-p-cumarilsoforasídio-5-glicosídio Repolho roxo Pelargonidina-3-soforosídio-5-glicosídio Rabanete Pelargonidina-3-glicosídio Morango, tamarindo Delfinidina-3,5-diglicosídio Berinjela, feijão, uva, romã Delfinidina-3-cafeoilglicosídio-5-glicosídio Berinjela Petunidina-3-glicosídio Uva, vinho, feijão, mirtilo, laranja
Fonte: MALACRIDA; MOTTA, 2006
A glicosilação e a acilação afetam as propriedades físicas e químicas das
antocianinas. A glicosilação aumenta a solubilidade em água, enquanto a acilação
diminui a solubilidade. A forma de aglicona de antocianinas é raramente encontrada
na natureza devido à sua fraca estabilidade, a luz, temperatura, entre outros. A
glicosilação, através da formação de uma rede de ligações de hidrogênio
intramolecular no interior da molécula de antocianina, melhora a estabilidade quando
comparado a forma aglicona da antocianina (BORKOWSKI et al. 2005).
Os vários tipos de açúcares e ácidos que podem ser ligados à molécula de
antocianidinas, bem como os diferentes números de substituições que pode ser ligado
à molécula, são responsáveis pela grande variabilidade de estruturas químicas de
antocianina relatadas na natureza. Aproximadamente 25 antocianidinas foram
encontradas, sendo apenas 6 destas (cianidina, peonidina, pelargonidina, malvidina,
delfinidina, e petunidina) comumente encontradas na natureza. Com relação às
antocianinas, até o momento, aproximadamente 635 compostos foram encontrados,
sendo 95% destas são derivadas dessas 6 antocianidinas (KONG et al. 2003;
ANDERSEN; JORDHEIM, 2009).
As antocianinas são aplicadas em produtos farmacêuticos e cosméticos.
Alguns estudos têm sido focado na utilização das antocianinas como fonte de
compostos bioativos, capazes de reduzir o risco de doenças cardiovasculares e
alguns tipos de câncer (ANANGA et al. 2013). Além disso, são comumente utilizadas
como aditivos em alimentos e bebidas conferindo atraente coloração natural. No
entanto, sua utilização ainda é restrita devido a sua baixa estabilidade em meios
aquosos e pH acima de 2, que são condições bastante comuns durante o
processamento e estocagem dos alimentos (FALCÃO et al. 2003; FRANCIS, 1989).
21
As distintas cores das antocianinas em um mesmo valor de pH podem ser
atribuídas a variação na estrutura molecular. A Figura 2 mostra diferentes estruturas
de antocianidinas, podendo ser observado que o aumento de grupos hidroxilas ligado
a estrutura principal é responsável pela mudança de cor visível de laranja para violeta.
A glicosilação das moléculas de antocianinas causa o aumento da cor vermelha,
enquanto que a presença de grupos acilo alifáticos ou aromáticos geralmente não
causa mudança de coloração ou causa apenas um pequeno deslocamento para o azul
(ANANGA et al. 2013).
Figura 2 - Cor visível das antocianidinas mais comumente encontradas na natureza. Fonte: Adaptado de ANANGA et al. 2013.
As antocianinas e as antocianidinas quando submetidas a alterações de pH,
sofrem transformações estruturais reversíveis, causando drástico efeito sobre a cor,
conforme pode ser visualizado na Figura 3, e isso vem despertando interesse de
pesquisadores para seu emprego em embalagens inteligentes (ANANGA et al. 2013).
22
Figura 3 -Transformação das estruturas de antocianinas em extratos aquosos com respectiva cor predominante. Fonte: ANANGA et al. 2013.
Em solução aquosa podem existir quatro formas estruturais de antocianinas em
equilíbrio (Figura 3), ou seja, o cátion flavílio, a base quinoidal, a pseudobase ou
carbinol e a chalcona (BROUILLARD; DUBOIS, 1977). Em pH inferior a 2, as
antocianinas existem principalmente na forma de cátio flavílio, de cor vermelha.
Elevando-se o pH, ocorre a rápida perda do próton para produzir as formas quinoidais
de cor azuis ou violetas. Em paralelo ocorre a hidratação do cátion flavílio, gerando a
pseudobase incolor; ou geração do carbinol que atinge o equilíbrio lentamente com a
chalcona amarela. As quantidades relativas de cátion, formas quinoidais, pseudobase
e chalcona, na condição de equilíbrio, variam conforme o pH e a estrutura da
antocianina (IACOBUCCI; SWEENY, 1983).
3.2.1. Estabilidade das antocianinas
De acordo com Francis (1989), os principais fatores que influenciam a
estabilidade das antocianinas são a estrutura química, o pH, a temperatura, a luz, a
presença de oxigênio, a degradação enzimática e as interações entre os componentes
dos alimentos, tais como ácido ascórbico, íons metálicos, açúcares e copigmentos. As
antocianidinas são menos estáveis do que as antocianinas. A cianidina-3-glicosídio,
23
por exemplo, apresenta tempo de meia-vida em solução de ácido cítrico 0,01 mol.L-1
(pH 2,8) de 65 dias, enquanto que sua aglicona livre alcança apenas 12 horas nas
mesmas condições (IACOBUCCI; SWEENY, 1983).
O grau de hidroxilação exerce importante efeito na estabilidade das
antocianinas, sendo que aquelas que contêm mais grupos hidroxilas em sua estrutura
são menos estáveis. Inversamente, o alto grau de metoxilação aumenta a estabilidade
das antocianinas. O pH exerce profunda influência na cor das antocianinas, assim
como na sua estabilidade. As antocianinas são mais estáveis em soluções ácidas do
que em neutras e alcalinas (FRANCIS, 1989).
As antocianinas são geralmente instáveis quando expostas à luz ultravioleta e
visível, ou outras fontes de radiação ionizante. As antocianinas substituídas no grupo
hidroxílico do C-5 são mais susceptíveis a decomposição fotoquímica do que as
não substituídas nessa posição (IACOBUCCI; SWEENY, 1983). Palamidis; Markakis
(1975) observaram que a presença de luz acelerou a destruição das antocianinas de
polpa de uva em bebidas carbonatadas. Nas bebidas armazenadas no escuro, o
tempo de meia-vida das antocianinas a 20ºC foi de 416 dias, no entanto, quando
expostas à luz ambiente nas mesmas condições de temperatura, o tempo de meia
vida das antocianinas diminuiu para 197 dias.
O oxigênio pode causar degradação das antocianinas por mecanismos de
oxidação direta ou indireta (MALACRIDA; MOTTA, 2006). A oxidação do ácido
ascórbico na presença de oxigênio e íons cobre forma o peróxido de hidrogênio
(H2O2), que causa a descoloração das antocianinas. Esse fato sugere que a
degradação das antocianinas seja mediada pelo H2O2. Outra possibilidade da causa
da degradação das antocianinas é a ocorrência da reação de condensação entre o
ácido ascórbico e a antocianina, formando produtos instáveis que se degradam em
compostos incolores (FALCÃO et al. 2003).
As antocianinas aciladas são mais estáveis do que as não-aciladas frente à
degradação térmica. Dyrby, Westergard e Stapelfeldt (2001) investigaram a
estabilidade térmica de diferentes extratos de antocianinas em sistemas tampão pH
3,0 e temperaturas entre 25º e 80ºC. Um dos extratos investigados nesse estudo foi
o de repolho roxo (Brassica oleraceae L.), na qual as antocianidinas cianidina-3,5-
diglicosídio e cianidina-3- sorofosídio-3-glicosídio, aciladas com os ácidos cinâmico,
ferúlico, pcumárico, caféico ou malônico, são predominantes. Segundo os autores, o
24
repolho roxo apresentou maior estabilidade à degradação térmica, quando comparado
aos extratos de groselha, uva e sabugueiro. A excelente estabilidade das
antocianinas de repolho roxo se deve às moléculas ricas em copigmentos que
protegem o cátion flavilium do ataque nucleofílico da água. Em contraste, os extratos
de groselha, uva e sabugueiro não apresentam antocianinas aciladas com ácidos
aromáticos.
A estabilidade de antocianinas não-aciladas foi demonstrada no trabalho de
Sarni-Manchado et al. (1996), no qual o extrato bruto de uva (Vitis vinifera var.
Grenache noir) foi purificado e analisado por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência.
O estudo da estabilidade da fração, contendo malvidina 3-glicosídio, foi realizado com
solução tampão pH 3,0 e 5,0, na presença de oxigênio e ausência de luz a 55ºC. Após
8 dias foi verificada uma redução de 80-90% da cor inicial das soluções, indicando
pouca estabilidade. O aumento da estabilidade ocorre porque o copigmento compete
com a água e interage com as antocianinas, complexando as formas coloridas e
modificando a natureza do copigmento (FALCÃO et al. 2003).
3.3. Casting
A técnica casting vem recebendo atenção nos últimos anos por permitir a
formação de filmes finos geralmente com emprego de polímeros biodegradáveis. Os
polímeros mais comumente utilizados são polissacarídeos, proteínas, lipídeos e
derivados, apresentando vantagens com relação aos filmes sintéticos, devido
contribuir para a redução da poluição do ambiente (SOUZA et al. 2010).
A obtenção de filmes por essa técnica consiste basicamente na dispersão ou
solubilização de polímeros em um solvente (água, etanol ou ácidos orgânicos) com a
posterior adição de aditivos (plastificantes, agentes de ligação, entre outros), obtendo-
se assim uma solução filmogênica (GONTARD; GUILBERT; CUQ, 1992). Essa
solução é então colocada sobre um suporte e levada para a estufa, em condições
controladas, para a desidratação da solução filmogênica. Nesta etapa, ocorre o
aumento da concentração do polímero na solução, devido à evaporação do solvente,
e consequentemente a agregação das moléculas, levando à formação de uma rede
tridimensional. Após a completa evaporação do solvente, o filme seco pode ser
removido do suporte, para posterior utilização (GONTARD; GUILBERT; CUQ, 1992).
25
As características finais destes filmes estão relacionadas às propriedades dos
polímeros utilizados como base (PIRAN et al. 2008; MONTERREY; SOBRAL, 1999).
A adição de um plastificante é necessária para melhorar as propriedades dos
filmes, sendo o glicerol e sorbitol os plastificantes de grau alimentício mais usados
(KOKOSZKA et al. 2010). O plastificante é uma molécula pequena de baixa
volatilidade, que modifica a organização tridimensional das moléculas, diminuindo as
forças intermoleculares atrativas e aumentando o volume livre e mobilidade da cadeia
polimérica. Dessa forma, o plastificante promove uma maior flexibilidade do filme,
diminui a resistência á tração e a rigidez do mesmo.
Geralmente os filmes elaborados a partir de polissacarídeos ou proteínas pela
técnica casting possuem boas propriedades mecânicas e menor opacidade quando
comparado aos filmes elaborados com lipídeos. No entanto, são sensíveis à umidade
e apresentam alto coeficiente de permeabilidade ao vapor d’água. Já os filmes de
lipídeos apresentam boas propriedades de barreiras ao vapor d’água, mas são opacos
e pouco flexíveis (FAKHOURI et al. 2007).
Os filmes à base de amido têm sido muito investigados por se tratar de uma
matéria-prima abundante na natureza e apresentar baixo custo (MÜLLER;
LAURINDO; YAMASHITA, 2009, ABDORREZA; CHENG; KARIM, 2011; ZAVAREZE
et al. 2012). No amido após a gelatinização, as moléculas de amilose, tendem a se
orientar paralelamente, devido à sua linearidade, aproximando-se de maneira que
favorece a formação de ligações de hidrogênio entre as hidroxilas de cadeias
adjacentes. Com isso, há diminuição de volume e a afinidade do polímero pela água
é reduzida, o que permite ao amido gelatinizado formar filmes estáveis e flexíveis
(ABDORREZA; CHENG; KARIM, 2011).
Uma das principais vantagens da utilização de filmes como embalagens para
produtos alimentícios é que vários ingredientes ativos podem ser incorporados na
matriz polimérica, aumentando assim a segurança ou até mesmo os atributos
nutricionais e sensoriais dos mesmos. Os filmes apresentam um elevado potencial
para transportar ingredientes ativos, tais como agentes ante escurecimento, corantes,
sabores, nutrientes, especiarias e compostos antimicrobianos, que podem estender a
vida útil do produto e reduzir o risco de crescimento de patógenos nas superfícies dos
alimentos (ROJAS-GRAU; SOLIVA-FORTUNY; MARTÍN-BELLOSO, 2009). No
entanto, estes aditivos podem alterar adversamente a resistência ao vapor de água,
26
gás ou transporte de soluto dos filmes. A influência de um aditivo nas propriedades
dos filmes dependerá de sua concentração, estrutura química, grau de dispersão e da
extensão desta interação com o polímero (RIGO, 2006).
O uso desses filmes em embalagens para alimentos depende, além de
parâmetros como custo e disponibilidade, de suas propriedades funcionais, tais como:
propriedades mecânicas (resistência e flexibilidade), ópticas (cor e opacidade) e de
barreira (permeabilidades ao vapor de água, ao O2 e ao CO2), e ainda da solubilidade
em água e das propriedades sensoriais, que estão ligadas ao tipo de produto ao qual
o mesmo será aplicado.
Essas propriedades dos filmes dependem do biopolímero usado (conformação,
peso molecular, distribuição de cargas, polaridade), das condições de fabricação (pH,
concentração de biopolímerona solução filmogênica, tratamento térmico da solução,
tipo e teor de aditivos, como os plastificantes) e das condições ambientais
(temperatura e umidade relativa) (GARCÍA et al. 2009; MAHMOUD; SAVELLO, 1992).
3.4. Electrospinning
O electrospinning é uma das técnicas utilizadas para preparo de micro e
ultrafinas fibras poliméricas, que emprega a utilização de campo elétrico para sua
formação (WANG; FU; LI, 2009). A técnica de electrospinning foi inicialmente proposta
por Formhal em 1938, no entanto, começou a ser estudada em 1995, por Doshi;
Reneker (1995), e atualmente vem chamando a atenção de diversos pesquisadores
(COSTA; RIBEIRO; MATTOSO, 2010). A técnica consiste na utilização de um
equipamento constituído de quatro componentes principais, ou seja, uma fonte de alta
tensão, uma bomba de infusão, uma seringa com agulha de aço inoxidável e um
coletor que pode ser uma placa fixa ou cilindro rotativo (BHUSHANI;
ANANDHARAMAKRISHNAN, 2014; COSTA et al. 2012). Um esquema do
equipamento pode ser visualizado na Figura 4.
27
Figura 4 - Modelo de uma estação de electrospinning para a formação de fibras ultrafinas.
Fonte: MIHINDUKULASURIYA; LIM, 2013.
Nesse sistema, uma solução polimérica é colocada em uma seringa acoplada
a uma bomba para controle da taxa de liberação da solução para o sistema. Uma
agulha de aço inoxidável encaixada na seringa recebe descarga geralmente positiva
da fonte de alta tensão, dessa forma a solução polimérica é induzida por um potencial
elétrico até o coletor, carregado negativamente ou apenas aterrado. Devido às forças
eletrostáticas, na ponta da agulha, a superfície hemisférica da gotícula é distorcida
numa forma cônica, conhecida como cone de Taylor. Uma vez que a força eletrostática
neutraliza a tensão superficial, um jato de polímero carregado é ejetado da ponta do
cone de Taylor em direção ao coletor. A solução é distribuída de forma desigual em
função de movimentos de flexão do jato (chicote), esse comportamento pode ser
visualizado na Figura 5. O alongamento do jato associado à rápida evaporação do
solvente resulta em fibras finas depositadas sobre o coletor (BHUSHANI;
ANANDHARAMAKRISHNAN, 2014; COSTA et al. 2012; RENEKER; YARIN, 2008).
Estas fibras podem ser recolhidas sob a forma de uma membrana.
O electrospinning pode ser utilizado para produzir fibras com propriedades
funcionais, por permitir o aprisionamento de diversos compostos, e com a vantagem
do aprimoramento da funcionalidade devido aos efeitos da escala manométrica
(RENEKER; CHUN, 1996, SHEN et al. 2011).
28
Figura 5 - Etapas do processo de eletrofiação. Fonte: COSTA et al. 2012.
Com electrospinning, uma variedade de fibras com formas e tamanhos de
seção transversal podem ser obtidas. As fibras preparadas por esta técnica
geralmente apresentam seções transversais cilíndricas, no entanto, sob algumas
condições específicas outras formas podem ser observadas. Alguns autores relataram
a obtenção de fibras com morfologias ramificadas, fitas planas e dobrada, bem como
cilindro oco (FRENOT; CHRONAKIS, 2003; KOOMBHONGSE; LIU; RENEKER,
2001). Diferentes fatores podem contribuir para tal resultado, como o tipo de polímero
e tipo de solvente empregado para o preparo das soluções poliméricas.
3.4.1. Polímeros utilizados em electrospinning
Vários polímeros sintéticos, polímeros naturais ou mistura de ambos, incluindo
proteínas e polissacarídeos vêm sendo utilizados para formação de fibras ultrafinas
por electrospinning (OHGO et al. 2003). Ao longo dos anos, mais de 200 polímeros
foram utilizados com êxito no processo de produção de fibras por electrospinning
(JIANG et al. 2004). Os polímeros usualmente utilizados são: colágeno, quitosana,
gelatina, caseína, acetato de celulose, zeína, quitina, fibrinogênio, poli (ácido-L-lático),
náilon, acetato de polivinila, entre outros (BHARDWAJ; KUNDU, 2010).
3.4.2. Solventes utilizados no preparo das soluções
O primeiro e mais importante passo no processo de electrospinning é a
dissolução do polímero no solvente adequado. A volatilidade do solvente desempenha
um papel significativo, uma vez que influencia no processo de separação de fases.
29
Diferentes solventes podem contribuir com diferentes tensões superficiais. A
viscosidade da solução é determinada pela concentração do polímero, mas o valor da
tensão superficial depende tanto do polímero quanto do solvente (RENEKER; CHUN,
1996, YANG et al. 2004). A tensão superficial da solução depende mais da
composição do solventes do que da concentração do polímero (FONG; RENEKER,
1999; LIU; HSIEH, 2002).
Basicamente, o solvente tem como objetivo durante o processo de
electrospinning: dissolver as moléculas de polímero para permitir a formação do jato
e transportar as moléculas de polímero dissolvidas até o coletor (OHKAWA et al.
2004).
Os solventes utilizados podem fornecer informações muito úteis
compreendendo os efeitos de propriedades da solução, tais como a condutividade.
Dimetilformamida (DMF), um solvente aprótico, que tem um alta constante dielétrica
e momento dipolar, é usado com bastante frequência para dissolver uma diversidade
de polímeros como: poli (acrilonitrila), poliuretano-ureia, poli (etileno glicol) entre
outros, sua adição aumenta a condutividade da solução que é um pré-requisito para
a formação de fibras uniformes livres de gotas (BUCHKO et al. 1999; DEMIR et al.
2002; BHATTARAI et al. 2004).
Uma solução típica utilizada em processos de electrospinning consiste em
aproximadamente 80 a 90% em peso de solvente e 10 e 20% de polímero, de modo
que a seleção de solventes para electrospinning e sua influência na morfologia das
fibras é uma das principais áreas de pesquisa nos últimos anos (GHORANI;
RUSSELL; GOSWAMI, 2013, LU et al. 2006).
A Tabela 3 demonstra alguns polímeros, e seus respectivos solventes utilizados
no processo de electrospinning. Além disso, a Tabela 3 demonstra os diâmetros
médios das fibras produzidas por esses polímeros.
30
Tabela 3 - Diferentes polímeros e seus respectivos solventes utilizados no processo de electrospinning Polímeros Solventes Diâmetro das fibras (nm) Aplicações
Fibroína de seda/PEO Água 590 + 60* Engenharia de tecidos ósseos Gelatina Ácido acético/fórmico 109 a 761 Engenharia de tecidos
Colágeno tipo I HFPa 100 a 600 Ciência e engenharia de materiais Colágeno tipo II HFP 496 Engenharia de cartilagem
Gelatina/Álcool polivinílico Ácido fórmico 133 a 447 Libertação controlada de drogas Chitosana Ácido acético 130 Aplicações biomédicas
Álcool polivinílico Água 250 a 300 Entrega de drogas Chitosana/Álcool polivinílico Ácido fórmico, TFAb, HCL 330 Engenharia de tecidos
Acetato de celulose Acetona, DMFc, trifluoroetano 200 a 1000 Filtração Ácido hialurônico/gelatina DMF/água 190 a 500 Engenharia de tecidos
Fibrogenio HFP 80 + 30* Reparação de feridas Poliamida-6 m-cresol, Ácido fórmico 98,3 + 8,2* Aplicações biomédicas Poliuretano Água 100 a 500 Engenharia de tecidos
Policaprolactona DMF + Cloridrato de metileno 200 Cicatrização de feridas Colágeno/chitosana HFP/TFA 300 a 500 Engenharia de tecidos
Quitina HFP 163 Cicatrização de feridas Policaprolactona /Gelatina TFEd 470 + 120* Cicatrização de feridas
Polianilina HFP 61 + 13* Engenharia de tecidos aHexafluoroisopropanol, bÁcido trifluoroacético, cDimetilformamida, dTrifluoroetileno, *+ desvio padrão. Fonte: Bhardwaj; Kundu, (2010)
31
3.4.3. Efeitos dos parâmetros no processo de electrospinning
Diversos parâmetros afetam a morfologia e o diâmetro das fibras formadas
durante o processo de electrospinning (CHONG et al. 2007). Esses parâmetros podem
ser divido em três grupos, ou seja, parâmetros de solução (viscosidade,
condutividade, peso molecular e tensão superficial), do processo (campo elétrico
aplicado, distância do coletor e taxa de alimentação) e ambientais (umidade e
temperatura) (LI; XIA, 2004). Resumidamente, o efeito dos parâmetros do
electrospinning sobre a morfologia e diâmetro das fibras é demonstrado na Tabela 4.
32
Tabela 4 - Efeito dos parâmetros do electrospinning sobre a morfologia e diâmetro das fibras formadas Parâmetros Efeito na morfologia das fibras
Parâmetros da solução Viscosidade Baixa geração de grânulos, alto aumento no diâmetro da fibra.
Concentração de polímero Aumento do diâmetro da fibra com aumento da concentração Peso molecular de polímero Redução do número de esferas e gotículas com aumento de peso.
Condutividade Diminuição do diâmetro da fibra com aumento da condutividade. Tensão superficial Nenhuma ligação conclusiva com a morfologia das fibras, a alta tensão Instabilidade dos jatos.
Parâmetros do processo
Tensão Diminuição do diâmetro da fibra com aumento da tensão. Distância entre a ponta e coletor Geração de esferas com distância muito pequena e muito grande, distância mínima Para fibras uniformes.
Taxa de alimentação Diminuição do diâmetro da fibra com diminuição da taxa de fluxo, geração de esferas com taxa de fluxo muito alta.
Parâmetros ambientais Umidade A umidade elevada resulta em poros circulares nas fibras.
Temperatura O aumento da temperatura resulta na diminuição do diâmetro da fibra. Fonte: BHARDWAJ; KUNDU, 2010
33
3.4.3.1. Parâmetros da solução
3.4.3.1.1. Viscosidade
A viscosidade da solução desempenha um papel importante no tamanho e na
morfologia das fibras. Tem sido sugerido que soluções com viscosidades muito baixa
não permitem a formação de fibras contínuas. No entanto, com viscosidade muito alta,
ocorre dificuldade para saída de jatos da solução polimérica a partir do orifício de
saída, portanto existe uma viscosidade ótima para processo de electrospinning, que
está relacionado a cada polímero. Fong; Chun; Reneker (1999) estudaram diferentes
viscosidades de óxido de polietileno (PEO) na formação de nanofibras e verificaram
que um intervalo de viscosidade entre 1 e 20 poise foi adequado para a produção de
nanofibras uniformes por electrospinning. A viscosidade, a concentração e o peso do
polímero estão correlacionados entre si. O aumento na viscosidade ou a concentração
da solução originam fibras com maior diâmetro e maior uniformidade (DEITZEL et al.
2001). No electrospinning, a viscosidade da solução desempenha um papel
importante na determinação da gama de concentrações a partir da qual são obtidas
fibras.
3.4.3.1.2. Concentração do polímero
No processo de electrospinning, para que ocorra a formação de fibras é
necessária uma concentração mínima da solução polimérica. Quando utilizado baixa
concentração da solução polimérica (associado a cada polímero) são obtidas
partículas esféricas e à medida que a concentração aumenta começa a formação de
fibras, num primeiro momento formam-se fibras com partículas esféricas até atingir
uma concentração que forma fibras contínuas e uniformes (DEITZEL et al. 2001, LIU;
HSIEH, 2002, RYU et al. 2003; MCKEE et al. 2004; KI et al. 2005; HAGHI; AKBARI,
2007). Estudos mostraram que a concentração da solução apresenta relação direta
com o diâmetro das fibras, ou seja, o aumento da concentração da solução polimérica
aumenta o diâmetro das fibras formadas (KI et al. 2005, JUN et al. 2003).
3.4.3.1.3. Peso molecular do polímero
O peso molecular do polímero tem um efeito significativo sobre as propriedades
reológicas e elétricas tais como viscosidade, tensão superficial, condutividade e
rigidez dielétrica (HAGHI; AKBARI, 2007), e consequentemente sobre a formação das
34
fibras. Polímeros de elevado peso molecular, como o poli (ácido-L-láctico) de alto peso
molecular, tem sido utilizado em electrospinning, pois fornecem viscosidade desejada
para formação de fibras. Enquanto polímeros de baixo peso molécular, tende a formar
gotas ou partículas esféricas, ao invés de fibras. O peso molecular do polímero reflete
o número de emaranhados das cadeias de polímeros em uma solução,
desempenhando papel importante durante processo de electrospinning. Deve-se
manter um número suficiente de emaranhados das cadeias de polímero, a fim de
assegurar viscosidade da solução suficiente para produzir um jato uniforme durante o
electrospinning e restringir os efeitos da tensão, que desempenha um papel
significativo na formação de fibras (TAN et al. 2005). Gupta et al. (2005) avaliaram o
efeito do peso molecular de polimetil-metacrilato, com variação entre 12,47 a 365,7
kDa, sobre a formação de fibras por electrospinning. Os autores observaram que à
medida que o peso molecular aumentava, o número de gotas diminuía. Os autores
ainda relataram que pesos moleculares altos não são necessariamente essências
para processo de electrospinning, quando se tem interações intermoleculares
suficientes para manter conectividade entre as cadeias. Efeitos do peso molecular
sobre a morfologia das fibras obtidas por electrospinning podem ser observados na
Figura 6.
35
Figura 6 - Emaranhamento das cadeias de polímeros em solução em função da concentração de polímeros. Nesse exemplo, a solução testada foi polivinilpirrolidona em água/etanol com vários pesos moleculares. Fonte: MUNIR et al. 2009.
3.4.3.1.4. Tensão superficial
A tensão superficial da solução desempenha um papel crítico no processo de
electrospinning, pois reduzindo a tensão superficial, fibras podem ser obtidas sem
gotas. Diferentes solventes podem contribuir com diferentes tensões superficiais.
Geralmente, a elevada tensão superficial inibe o processo de electrospinning, devido
à instabilidade do jato e favorece a geração de gotículas pulverizadas
(electrospraying) (HOHMAN et al. 2001).
3.4.3.2. Parâmetros do processamento
3.4.3.2.1. Tensão
Um elemento essencial no processo de electrospinning é a aplicação de alta
tensão, a fim de gerar um campo elétrico do orifício de saída da solução até o coletor.
Dependendo da taxa de alimentação da solução, uma tensão mais alta pode ser
necessária para que o cone Taylor estável seja formado (ZONG et al. 2002). Podem
ser aplicados tanto tensão positiva quanto negativa, e geralmente valores superiores
a 6kV são capazes de distorcer a gota, formada pela solução polimérica, para forma
36
de cone de Taylor. A tensão aplicada e o campo elétrico formado têm influência sobre
o alongamento e aceleração do jato de polímero, e consequentemente têm influência
sobre a morfologia e diâmetro das fibras formadas (MEGELSKI et al. 2002). O
diâmetro médio das fibras geralmente diminui após um aumento inicial na tensão
aplicada. Lin et al. (2008) explicaram que as fibras atingem um diâmetro mínimo após
um aumento inicial na tensão e, em seguida, torna-se maior à medida que a tensão
aumenta. Esta tendência tem sido atribuída ao menor tempo de deformação
disponível para formação fibras quando a tensão aumenta. O aumento demasiado da
tensão torna o jato instável resultando em fibras irregulares (LINNEMANN; RANA;
GRIES, 2005, YUAN et al. 2004).
3.4.3.2.2. Taxa de alimentação
A taxa de alimentação determina a quantidade de solução polimérica disponível
no orifício de saída durante o processo de electrospinning. As taxas de alimentação
altas geralmente resultam em fibras grossas, e taxas baixas frequentemente
produzem fibras finas e uniformes (BALLENGEE; PINTAURO, 2011; DOTTI et al.
2007; MEGELSKI et al. 2002). Além disso, quando a taxa de alimentação é alta, a
gota hemisférica formada no orifício de saída também é grande, consequentemente
maior quantidade de solvente deve ser removido durante o processo de
electrospinning, resultando em fibras grossas e com presença de gotas ou partículas
esféricas. As baixas vazões proporcionam mais tempo para a evaporação do solvente,
e a formação de esferas é reduzida. Outro aspecto que vem sendo relatado é o
aumento dos poros nas fibras obtidas com altas taxas de fluxo, provavelmente
relacionadas aos maiores diâmetros das fibra (YUAN et al. 2004).
3.4.3.2.3. Distância do coletor
O alongamento do jato de polímero ocorre entre a ponta da agulha, onde o cone
Taylor é formado e o coletor. A distância do coletor tem influência direta no tempo para
deposito da fibra sobre o coletor e na intensidade do campo eletrostático. A distância
entre a ponta da agulha e o coletor deve ter um valor mínimo para garantir a total
evaporação do solvente, e, um valor máximo para que o campo elétrico seja efetivo
na estabilização do cone de Taylor e, consequentemente, na formação das fibras
(BHUSHANI; ANANDHARAMAKRISHNAN, 2014).
37
A secagem inadequada da fibra pode ser atribuída à distância insuficiente entre
a ponta da agulha e o coletor. Neste caso, o tempo de secagem não é suficiente para
evaporar o solvente antes das fibras serem depositadas no coletor e
consequentemente fibras parcialmente secas com fibra fundidas nas intersecções são
observadas (BARHATE; LOONG; RAMAKRISHNA, 2006). O aumento da distância do
coletor resulta em maior estiramento da solução polimérica e maior tempo para
evaporação do solvente, que tende a diminuir a formação de gotas e o diâmetro médio
das fibras (AHN et al. 2006; DOSHI; RENEKER, 1995; JARUSUWANNAPOOM et al.
2005; YUAN et al. 2004). Ying et al. (2006) relataram que quando a umidade ambiente
é baixa, o aumento da distância do coletor pode levar a uma redução no diâmetro das
fibras, pois mais solvente evapora sobre a maior distância. Por outro lado, quando a
umidade ambiente é alta, o aumento da distância não amplia a taxa de evaporação,
mas reduz a intensidade do campo.
3.4.3.3. Parâmetros ambientais
Além dos parâmetros da solução e do processamento, os parâmetros
ambientais como a umidade e a temperatura também influenciam sobre as fibras
formadas por electrospinning. Mit-Uppatham, Nithitanakul e Supaphol (2004)
investigaram o efeito da temperatura (25 a 60°C) no processo de electrospinning
durante formação de fibras de poliamida-6 e constataram que o aumento da
temperatura diminuiu o diâmetro das fibras. Os autores atribuíram a redução do
diâmetro dessas fibras à diminuição da viscosidade das soluções poliméricas e á alta
temperatura, já que existe uma relação inversa entre viscosidade e temperatura.
A variação na umidade durante a formação de fibras de poliestireno foi
estudada. O aumento da umidade atribuiu ás fibras pequenos poros circulares na
superfície, chegando a verificar a junção dos poros formados (CASPER et al. 2004).
Em umidades baixas, os solventes voláteis tendem a secar rapidamente. Muitas vezes
a taxa de evaporação do solvente é tão alta que surge o problema de obstrução no
orifício de saída da solução polimérica, devido à secagem e aglomeração de polímero,
sendo necessário uma limpeza para dar continuidade ao processo (BAUMGARTEN,
1971).
38
3.4.4. Aplicações
Diversas são as aplicações das fibras produzidas pelo processo de
electrospinning. Essas fibras apresentam elevada relação entre superfície e volume,
elevada porosidade, maleabilidade, grande variação de tamanho e formas, o que
possibilita a incorporação de compostos com diversas funções e elevada resistência
mecânicas. As características das fibras podem ser manipuladas em função da
variação dos parâmetros de solução, processamento e ambiente durante processo de
electrospinning (BHUSHANI; ANANDHARAMAKRISHNAN, 2014).
Além disso, o que facilita sua aplicação em diversas áreas é a possibilidade da
utilização de grande variedade de polímeros (DOSHI; RENEKER, 1995; KIM;
RENEKER, 1999). As fibras produzidas por electrospinning são aplicadas na área
biomédicas, em processos de filtração, na imobilização de enzimas, na biotecnologia,
na engenharia ambiental, em embalagens, em alimentos e na armazenagem e
geração de energia, entre outras (RENEKER et al. 2000, STITZEL et al. 2001, SMITH;
MA, 2004; RAMAKRISHNA et al. 2006). De todas as aplicações utilizando fibras
obtidas via electrospinning aproximadamente dois terços do número de patentes estão
relacionadas ao campo médico e das restantes, metade estão relacionadas a
aplicações em processos de filtração (BURGER et al. 2006).
39
CAPITULO I - FILMES INDICADORES DE pH A BASE DE AMIDO DE MILHO E
ANTOCIANINAS DE FEIJÃO PRETO E REPOLHO ROXO: ESTABILIDADE DA
COR AO LONGO DO ARMAZENAMENTO
Resumo
Os filmes indicadores de pH podem ser utilizados em embalagens inteligentes com a
finalidade de informar em tempo real sobre a qualidade dos alimentos. As antocianinas
são compostos que apresentam variação de cor em função do pH devido ás suas
mudanças estruturais, sendo uma alternativa interessante para o desenvolvimento de
indicadores. O objetivo deste trabalho foi desenvolver filmes indicadores de pH a base
de amido de milho e antocianinas de tegumento de feijão preto e de repolho roxo e
avaliar a estabilidade de cor durante o armazenamento de 28 dias, na presença ou
não de iluminação e com ou sem refrigeração. Além disso, os filmes indicadores de
pH foram avaliados quanto a estrutura química e as propriedades morfológicas,
físicas, mecânicas e térmicas. As antocianinas extraídas do tegumento do feijão preto
e repolho roxo foram quantificadas em espectrofotômetro e identificadas por
cromatografia liquida acoplada a espectrômetro de massas. Os filmes indicadores de
pH foram desenvolvidos utilizando amido de milho, glicerol e extrato de antocianinas,
sob aquecimento e agitação mecânica, utilizando pH 5. Os filmes apresentaram
variação de cor entre rosa, lilás, roxo, azul em função da variação de pH. Os filmes
desenvolvidos com antocianinas de feijão preto, em comparação aos filmes com
antocianinas de repolho roxo, apresentaram maior instabilidade quando armazenados
em temperatura ambiente e com incidência de luz, ocorrendo aumento da tonalidade
amarela, que dificultou a diferenciação da cor dos filmes após 28 dias. Independente
da fonte de antocianinas, os filmes indicadores de pH apresentaram maior
estabilidade de cor, quando armazenados sob refrigeração quando comparados ao
armazenamento em temperatura ambiente.
Palavras-chave: Embalagem inteligente, estabilidade de cor, luz, pH, tempo,
temperatura.
40
1. Introdução
As embalagens inteligentes podem fornecer ao consumidor informações sobre a
qualidade em tempo real dos produtos alimentícios (PACQUIT et al. 2007; RUKCHON
et al. 2014). Os indicadores de pH caracterizam este tipo de produto, são de fácil
utilização e podem ser integrados como parte ou total da embalagem permitindo aos
consumidores verificar a qualidade dos alimentos pela mudança de cor (RAOUFI et
al. 2014; SILVA-PEREIRA et al. 2015).
A utilização de polímeros naturais para o desenvolvimento de embalagens vem
sendo bastante investigada, devido a sua biodegradabilidade e redução do acúmulo
de resíduos no meio ambiente. O amido é um dos biopolímeros mais utilizados na
produção de filmes biodegradáveis (PRACHAYAWARAKORN; POMDAGE, 2014).
Os corantes naturais, tais como antocianinas, podem ser adicionados em filmes
biodegradáveis a base de amido para fornecer propriedades específicas como
indicadores de pH. As antocianinas são metabólitos secundários, amplamente
distribuídas em frutas e produtos hortícolas, incluindo repolho roxo, batata doce,
tegumento de feijão, uva, entre outros. As antocianinas são compostos promissores
para utilização como corantes naturais em função do seu amplo espectro de cor que
varia entre laranja, vermelho, verde e azul em função do pH (ANANGA et al. 2013).
Existem alguns estudos sobre a utilização de biopolímeros e antocianinas para
produção de indicadores de pH. Veiga-Santos; Ditchfield; Tadini (2011)
desenvolveram um filme biodegradável indicador de pH à base de amido de mandioca
plastificado com sacarose e açúcar invertido, contendo extratos de uva e de espinafre
(fonte de antocianinas e clorofila), e reportaram que os filmes contendo extratos de
antocianinas, apresentaram maior variação de cor, sendo mais eficientes para
monitoramento do pH em comparação com os filmes contendo clorofila ou mistura
deles. Silva-Pereira et al. (2015) desenvolveram um sistema para monitoramento da
deterioração de pescado em função da variação de pH, a base de quitosana, amido
de milho e extrato de repolho roxo. Os filmes foram aplicados em filés de pescado e
os resultados mostraram que o indicador apresentou propriedades ópticas e
morfológicas sensíveis as variações de pH, apresentando potencial para ser utilizado
como indicador de qualidade.
No entanto, estudos têm demonstrado que as antocianinas são compostos
instáveis, sensíveis a variações de temperatura, luz e oxigênio. Esses fatores podem
41
influenciar na sua aplicação no desenvolvimento de indicadores de pH, por exigir
resposta confiável aos consumidores (CEVALLOS-CASALS; CISNEROS-
ZEVALLOS, 2004). Além disso, as fontes de antocianinas também podem influenciar
sobre a intensidade e estabilidade de cor de indicadores de pH, uma vez que possuem
diferentes estruturas predominantes, que apresentam comportamento diferente
(ANANGA et al. 2013). A literatura é restrita em estudos que avaliem o efeito do tempo,
temperatura e iluminação na estabilidade de cor de indicadores de pH desenvolvidos
com antocianinas.
Nesse contexto, objetivou-se com o trabalho desenvolver filmes indicadores de pH
a base de amido de milho e antocianinas de tegumento de feijão preto e repolho roxo.
Os filmes foram avaliados quanto à estrutura química e ás propriedades morfológicas,
físicas, mecânicas e térmicas. A estabilidade de cor dos filmes indicadores de pH foi
avaliada durante o armazenamento de 28 dias com variação de temperatura e
iluminação.
2. Material e Métodos
2.1. Material
Amido de milho comercial (amilose igual a 30,97 + 5,58%) foi utilizado para
elaboração dos filmes e amostras de feijão preto e repolho roxo para extração de
antocianinas, adquiridas em comércio local da cidade de Pelotas, Brasil. O tegumento
do feijão preto foi separado manualmente com auxílio de bisturi. As amostras foram
congeladas com nitrogênio líquido e após trituradas em moinho de bola (Marconi, MA
350, Brasil) até a obtenção de um pó fino, para posterior extração das antocianinas
(DAVIS; RODRIGUEZ-SAONA; WROLSTAD, 2001). Para as determinações
cromatográficas foi utilizada a coluna Cogent Phenyl Hydride (2,1x50mm, 4mm,
100A), fabricada por MicroSolv Technology Corporation (Eatontown, NJ, USA). A água
ultrapura utilizada foi obtida a partir do sistema de purificação de água Megapurity
(Megapurity, Brasil). Acetonitrila e ácido fórmico foram adquiridos da Panreac Química
S.L.U. (Castellar del Vallès, CT, Espanha) e Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, EUA),
respectivamente, sendo ambos de grau HPLC. O padrão de Pelargonidina foi
adquirido da Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, EUA) no mais elevado grau de pureza
42
disponível. O eluente foi filtrado com um filtro de nylon de 0,45um (Sigma-Aldrich, St.
Louis, MO, EUA).
2.2. Extração de antocianinas
A extração e quantificação das antocianinas foi realizada de acordo com o
método descrito por Francis (1982). As antocianinas presentes em cada amostra
foram extraídas com etanol acidificado (85mL de etanol P.A. e 15mL de HCl 1,5mol.L-
1). Em tubos falcon foi pesado 1g de amostra, adicionado 30mL de etanol acidificado
e submetido a agitação constante (Phoenix, AP-22, Brasil) por 1h. O sobrenadante foi
separado e 20mL de etanol acidificado foi adicionado novamente na amostra, afim de
garantir completa extração, sendo submetido a agitação constante. Após as etapas
de extração, as frações de solvente foram misturadas, filtradas e realizadas as leituras
em espectrofotômetro (Jenway, 6705, Inglaterra) a 525nm para quantificação.
2.3. Identificação e quantificação relativa das antocianinas
A análise em cromatógrafo líquido acoplado a um espectrômetro de massas
(LC-MS) foi realizada num sistema UFLC (Cromatógrafo Líquido Ultra Rápido
Prominence, Shimadzu, Japão), incluindo desgaseificador, bomba binária, amostrador
automático e compartimento de coluna com temperatura controlada. O sistema de
espectrômetria de massa (MS) utilizado o micrOTOF Impacto HD Bruker (Bruker
Daltonics, Alemanha) com uma fonte de ionização por electrospray. A detecção foi
feita no modo de ionização positivo. A fase móvel A foi constituída de 0,1% de ácido
fórmico em água e fase móvel B foi constituído de 0,1% de ácido fórmico em
acetonitrila. A taxa de fluxo foi de 0,4mL.min-1 e 1µL de extratos foi injetado no
cromatógrafo. A temperatura da coluna foi fixada em 35°C. O gradiente usado no
presente estudo foi: 0min – 5% B; 4min – 80% B; 6min – 80% B; 7min – 15% B; e 15
min – 15% B. O tempo de equilíbrio entre as execuções sucessivas foi de 5min.
Parâmetros para a análise de MS foram criados usando o modo de ionização
positiva com espectros adquiridos ao longo de uma faixa de massa de m/z 50 a 1200.
Os parâmetros foram: tensão capilar de 4,0kV; temperatura do gás de secagem a
180°C; fluxo de gás de secagem a 8,0L.min-1; nebulização de pressão de gás, 2bar;
colisão RF, 150Vpp; tempo de transferência 70ms e armazenamento pré-pulso, 5µs.
Além disso, experimentos automáticos de MS/MS foram realizadas ajustando os
43
valores de energia de colisão como se segue: m/z 100, 15 eV; m/z 500, 35 eV; m/z
1000, 50 eV, e usando azoto como gás de colisão. Os dados de MS foram
processados através do software de Análise de Dados 4.0 (Bruker Daltonics, Bermen,
Alemanha), que forneceu uma lista de possíveis fórmulas elementares usando o editor
de Fórmula Inteligente.
Antocianinas do tegumento do feijão e repolho foram caracterizadas por seus
espectros de massas UV/Vis padrões de fragmentação MSn UV/Vis (220-800 nm), e
comparados com os dados do banco de dados (Metlin, MassBank, Kegg Composto)
e livros de referência. Curva na matriz foi desenvolvida com o padrão de pelargonidina,
e as demais antocianinas presentes na amostras foram quantificadas levando em
consideração a área do pico de pelargonidina e sua concentração.
2.4. Elaboração dos filmes indicadores de pH
Os filmes indicadores de pH foram elaborados pela técnica casting, segundo
metodologia descrita por Silva-Pereira et al. (2015) e Golasz; Silva; Silva (2013), com
algumas modificações. A solução filmogênica foi preparada com 3 g de amido de milho
comercial, 0,9g de glicerol e 80mL de água destilada. A solução filmogênica foi
submetida ao aquecimento em banho-maria (Fisatam, 550, Brasil) a 85°C durante
15min. Após arrefecimento a 40°C, foi adicionado 20mL de extrato de antocianinas
0,07mg.mL-1, e o pH ajustado para 5 utilizando solução de NaOH 1mol.L-1.
Posteriormente a solução foi homogeneizada em ultraturrax (IKA, T18 Basic,
Germany) a 14000rpm durante 10min. Uma amostra de 20g da solução filmogênica
foi espelhada em placa de acrílico de 9cm de diâmetro e seca em estufa com
circulação de ar (Ethik, 420TD, Brasil) a 30°C por aproximadamente 16h. Os filmes
foram armazenados em ambiente com temperatura de 16°C e umidade relativa
próximo a 60% durante 48h e após submetido as avaliações. Filme controle foi
desenvolvido nas mesmas condições, sendo o extrato de antocianinas substituído por
etanol acidificado.
2.5. Morfologia
A morfologia dos filmes indicadores de pH, tanto a superfície como a seção
transversal, foi avaliada em microscópio eletrônico de varredura (Jeol, JSM-6610LV,
USA), sob tensão de aceleração igual a 10kV e magnificação de 500 vezes. Para
44
estas avaliações os filmes foram fixados em stubs com auxílio de fita dupla face e
cobertas com ouro utilizando um metalizador (Sputtering, Deston Vacuum Deskv,
USA). A fim de permitir a avaliação da seção transversal dos filmes, os mesmos foram
imersos em nitrogênio líquido, fraturados e fixados na lateral dos stubs.
2.6. Solubilidade, espessura e propriedades mecânicas
A solubilidade dos filmes indicadores de pH foi determinada de acordo com
método proposto por Gontard et al. (1994). Os filmes foram recortados em círculo com
diâmetro igual a 2,5cm e mantidos em estufa a 105°C por 24h. Em seguida as
amostras foram imergidas em 50mL de água destilada em tubos Falcon, e submetidas
a agitação constante em mesa agitadora horizontal a 175rpm e temperatura de 25°C
por um período de 24h. Após os filmes resultantes foram retirados dos tubos, e secos
a 105°C até peso constante. A solubilidade foi expressa em termos de massa
solubilizada, através da relação entre a massa inicial e final dos filmes.
A espessura foi determinada através de dez medidas aleatórias de filmes de
cada tratamento utilizando um micrômetro digital, sendo os resultados expressos em
mm.
As propriedades mecânicas dos filmes (resistência a tração e porcentagem de
elongação) foram avaliadas utilizando texturômetro (TA.TX Plus, Texture Analyzer),
de acordo com o método ATM D 882 (ASTM, 1995). Dez filmes de cada tratamento
foram recortados, em dimensões de 2,5cm de largura e 8,5cm de comprimento, e
fixados no texturômetro com separação inicial das garras igual a 5cm e velocidade do
“probe” de 1mm.s-1. A resistência a tração foi calculada através do quociente entre a
força máxima no momento da ruptura do filme e a área da seção transversal, conforme
Equação 1. A elongação (Equação 2) foi determinada através da distância alcançada
pelo “probe” no momento da ruptura em relação a distância inicial (5cm), sendo os
resultados expresso em porcentagem.
𝑅𝑇 = 𝐹𝑚/𝐴 Eq. (1)
Onde RT é resistência à tração (MPa); Fm é a força máxima no momento da
ruptura do filme (N); e A é área da secção transversal (m²).
45
𝐸 =𝑑𝑟
𝑑𝑖 𝑥 100 Eq. (2)
Onde E é elongação (%); di é distância inicial de separação (cm); e dr é distância
no momento da ruptura (cm).
2.7. Propriedades térmicas
As propriedades térmicas dos filmes indicadores de pH foram avaliadas
utilizando um equipamento termogravimétrico (TGA, TA-60WS, Shimadzu, Kyoto,
Japão). Uma amostra de filme, entre 6 a 10mg, foi pesada em cápsula de platina,
submetido ao aquecimento até 600°C a taxa de aquecimento de 10°C.min-1 e fluxo de
nitrogênio de 50mL.min-1. Uma cápsula de platina vazia foi utilizada como referência.
2.8. Espectro de cor dos filmes em diferentes pHs
O espectro de cor dos filmes em função dos diferentes pHs foi determinado
utilizando colorímetro (MINOLTA, CR 400, Japão), através de cinco medidas
aleatórias dos filmes. Os filmes foram colocados sobre o padrão branco para
determinação da cor e os resultados expressos em termos das coordenadas L* que
indica a claridade da amostra e varia de 0 (preto) a 100 (branco), croma a* que varia
do verde (-) ao vermelho (+) e croma b* que varia do azul (-) ao amarelo (+) (SOBRAL,
1999). A variação de cor dos filmes expostos em diferentes pHs foi calculada em
comparação a cor do filme em pH 5 (conforme produzido) utilizando a Equação 3.
∆𝐸 = √(Δ𝐿 ∗)2 + (Δ𝑎 ∗)2 + (Δ𝑐 ∗)² Eq. (3)
Onde: ∆L* = L – L0; ∆a* = a – a0; e ∆b* = b – b0.
2.9. Estabilidade de cor dos filmes em função do tempo, temperatura e luz
Os filmes indicadores de pH foram avaliados quanto a sua estabilidade de cor
em função do tempo, temperatura e luz. Os filmes anteriormente preparados (em pH
5) foram recortados em círculos com diâmetro de 8cm, divididos em 3 partes,
posteriormente imergidos em tampões com pH variando de 1 a 10. Os filmes foram
armazenados durante 28 dias, em temperatura ambiente (25 + 2°C) e sob refrigeração
46
(4 + 2°C) e com e sem incidência de luz (lâmpada fluorescente 12w). Os parâmetros
de cor dos filmes foram monitorados a cada dois dias. A variação de cor dos filmes
durante o armazenamento foi calculada (Eq. 3) em comparação a cor inicial, ou seja,
dos filmes no primeiro dia de armazenamento, a fim de verificar a capacidade das
antocianinas quando preso a um suporte sólido de manter a cor em cada um dos pH
avaliados, sob diferentes condições ambientais.
2.10. Análise estatística
Os dados foram analisados utilizando a Análise de Variância (ANOVA) pelo
programa computacional Statistica 7.0 e a comparação entre as médias foi analisada
utilizando o teste de Tukey utilizando nível de significância de 5%.
3. Resultados e discussão
3.1. Identificação e quantificação relativa das antocianinas
A Tabela 5 apresenta os resultados da identificação e da quantificação relativa
das antocianinas presentes no tegumento do feijão preto e no repolho roxo.
47
Tabela 5 - Características das antocianinas encontradas no tegumento do feijão preto e repolho roxo e suas quantidades relativas.
Composto Fórmula molecular [M+H]+
Tempo de retenção
(min)
Tegumento feijão preto Repolho roxo Área do
pico Quantificação
Relativa (μg/g)* Área do
pico Quantificação
Relativa (μg/g)*
Peonidina-3-O-glicosideo C22H22O11 463,13 0,67 nd** nd 7906 2,39±0,12
Petunidina-3-O-p-coumarylglicosideo C31H28O14 625,16 0,84 3565 7,86±0,45 nd nd
Delfinidina-3-O-glicosideo C21H20O12 465,10 1,02 826430 1822,02±60,71 nd nd
Petunidina-3-O-glicosideo C22H22O12 479,12 1,29 602918 1329,24±12,73 2530 5,36±0,67
Malvidina-3-O-glicosideo C23H24O12 493,13 1,66 507466 1118,80±17,62 nd nd
Cianidina-3-O-glicosideo C21H21O11 449,11 2,17 5294 11,67±0,47 7774 16,47±1,23
Pelargonidina C15H11O5 271,24 4,81 131173 289,19±5,00 84720 179,43±3,46 Cianidina-3,5-O-diglicosideo C27H31O16 612,17 5,25 3737 8,24±0,56 16008 33,90±2,37 Cianidina-3-(sinapoyl)(sinapoyl)-diglicosideo-5-glicosideo C43H64N2O36 1185 2,52 nd nd 6651 14,02+2,00
* A quantificação relativa foi realizada utilizando a pelargonidina como padrão interno **nd = Não detectado.
48
Sete estruturas de antocianinas foram identificadas no extrato de tegumento de
feijão preto e seis no extrato de repolho roxo (Tabela 5). Delfinidina-3-O-glicosídeo foi
a estrutura predominante no extrato de feijão preto, representando 40% com relação
as demais, seguida da petunidina-3-O-glicosideo, malvidina-3-O-glicosídeo e
pelargonidina com 29%, 24% e 6%, respectivamente. As demais estruturas
identificadas no extrato de feijão preto apresentaram pequena quantidade atingindo
valor menor que 1% (Tabela 5). Esses resultados estão de acordo com a literatura
que menciona delfinidina-3-glicosideo como uma das principais antocianinas em grão
de feijão (CHOUNG et al. 2003; TAKEOKA et al. 1997; TSUDA et al. 1994).
As antocianinas individuais diferiram em função da fonte avaliada. Nos extratos
de repolho roxo foi observada a predominância da estrutura de pelargonidina
representando 71% das estruturas encontradas, seguido de cianidina-3,5-O-
diglicosideo (14%), cianidina-3-O-glicosideo (7%) e cianidina-3-(sinapoyl)(sinapoyl)-
diglicosideo-5-glicosideo (5%). De acordo com Wiczkowski; Szawara-Nowak;
Topolska (2013), a estrutura básica identificada no repolho roxo é a cianidina-3,5-
diglicosideo, podendo seus resíduos glicosídeos ser não acilados, monoacilados e
diacilados e os ácidos fenólicos sinápico, ferúlico, cafeico e ρ-cumárico, os principais
ligados a essas estrutura. A diferença entre os resultados observados nesse trabalho
quando comparado com a literatura, possivelmente é resultado da estimativa da
concentração de antocianinas ter sido realizada em relação ao padrão de
pelargonidina. Portanto, a Tabela 5 também demonstra a área do pico de cada um
dos compostos identificados. Apenas o extrato de repolho roxo apresentou a presença
de moléculas aciladas (cianidina-3-(sinapoyl)(sinapoyl)-diglicosideo-5-glicosideo),
conforme preconizado na literatura.
As antocianinas possuem uma estrutura básica caracterizada pelo núcleo
flavilio e a diferença entre as diversas antocianinas presentes na natureza está
relacionada aos radicais que são ligados a molécula, conforme pode ser verificado
nesse trabalho. Além disso, esses radicais contribuem com o espectro de cor
resultante, por isso a necessidade da seleção das fontes de antocianinas, justificando
a escolha do tegumento do feijão preto e repolho roxo como fontes de antocianinas
para o desenvolvimento desse trabalho.
49
3.2. Morfologia
A morfologia da superfície e da seção transversal dos filmes a base de amido
com e sem antocianinas de feijão preto e repolho roxo está apresentada na Figura 7.
Figura 7 - Micrografias das superfícies (A, C, E) e das seções transversais (B, D, F) dos filmes de amido sem antocianinas (controle) (A, B), com antocianinas de feijão preto (C, D) e com antocianinas do repolho roxo (E, F).
O filme com antocianina de repolho roxo (Figura 7E) apresentou superfície
rugosa. Os filmes com antocianinas de feijão preto apresentaram superfície e seção
transversal (Figura 7C e 7D) mais homogênea e uniforme quando comparadas aos
demais filmes. A rugosidade e desuniformidade dos filmes (Figuras 7E e 7F) pode ser
50
atribuída a menor interação do amido e glicerol com as antocianinas. Luchese et al.
(2015) desenvolveram filmes com amido de pinhão e farinha de jabuticaba, fonte de
antocianinas, e também observaram superfície rugosa, no entanto eles reportaram
que a rugosidade da superfície não influenciou na variação de cor dos filmes em
função do pH.
3.3. Solubilidade, espessura e propriedades mecânicas dos filmes
Os resultados das características de solubilidade, espessura e propriedades
mecânicas dos filmes controle e com indicadores de pH estão apresentados na Tabela
6.
Tabela 6 - Solubilidade, espessura e propriedades mecânicas dos filmes indicadores de pH, utilizando extratos de antocianinas de feijão preto e repolho roxo.
Parâmetros a Controle Fonte de antocianinas
Feijão preto Repolho roxo Solubilidade (%) 21,56 + 0,47 c 66,30 + 2,58 a 48,60 + 1,07 b Espessura (mm) 0,107 + 0,005 b 0,119 + 0,005 a 0,119 + 0,007 a
Resistência a tração (MPa) 1,24 + 0,13 ab 0,80 + 0,14 c 1,08 + 0,18 b Elongação (%) 78,33 + 6,13 a 88,80 + 6,76 a 91,00 + 7,10 a
a Valores com a mesma letra, na mesma linha, não diferem significativamente (p ≤ 0,05).
A medida da solubilidade é importante porque expressa as interações do filme
com a água, estabelecendo a integridade do mesmo. Dependendo da solubilidade dos
filmes indicadores de pH, é possível direcionar sua aplicação como um indicador com
cobertura parcial do produto e que apenas indica a qualidade do alimento ou como
indicador e protetor de alimentos. A incorporação de antocianinas,
independentemente da fonte, aos filmes a base de amido aumentou sua solubilidade
em água (Tabela 6). Esse comportamento pode ser atribuído a um aumento do
número de locais disponíveis para absorção de água após as interações entre o amido
e as antocianinas. A alta solubilidade pode ser um problema caso esses filmes, além
da função de indicador de pH, sejam utilizados como material de revestimento de um
produto, devido a necessidade de proteção contra agentes externos. O filme indicador
de pH a base de antocianinas do tegumento de feijão preto apresentou maior
solubilidade em comparação ao filme a base de antocianinas de repolho roxo (Tabela
6). De acordo com Borkowski et al. (2005), a glicosilação das antocianinas aumenta a
solubilidade em água, enquanto a acilação diminui a solubilidade. Dessa forma,
embora entre as antocianinas encontradas no repolho estejam presentes moléculas
51
diglicosídicas e no feijão preto prevaleçam monoglicosídicas, as antocianinas do
repolho roxo são moléculas aciladas, o que confere menor solubilidade em água.
A espessura dos filmes aumentou com a adição de antocianinas (Tabela 6).
Segundo Mali et al. (2005), a espessura dos filmes é diretamente proporcional a
concentração de sólidos presentes na formulação, dessa forma, a presença de
antocianinas contribuíram com o aumento da espessura dos filmes.
A adição de antocianinas de feijão preto reduziu a resistência á tração dos
filmes em comparação ao filme controle, enquanto que a adição de antocianinas de
repolho roxo não afetou significativamente esta propriedade (Tabela 6). A resistência
a tração foi inversamente proporcional a solubilidade, possivelmente a hidrofilicidade
das moléculas de antocianinas tenha contribuído para a menor resistência a tração.
Além disso, quando o filme é formado apenas por amido, após a gelatinização as
moléculas formam uma rede tridimensional organizada com interações
intermoleculares, no entanto a presença de antocianinas pode tornar essa rede com
interações intermoleculares mais fracas e consequentemente afetar suas
propriedades mecânicas. Pereira; Arruda; Stefani (2015) desenvolveram filme
indicador de tempo temperatura com quitosana, PVA e antocianinas de repolho roxo
e reportaram que a resistência a tração diminuiu quando comparado ao filme controle,
mostrando que as interações entre as antocianinas e polímeros influenciam na
resistência de filmes.
A elongação dos filmes não foi afetada pela presença de antocianinas (Tabela
6). Bertuzzi; Armada; Gottifredi (2007) e Flores et al. (2007) relataram que a
associação intermolecular de amido, especialmente cadeias de amilose, diminui o
alongamento dos filmes. Kim et al. (2014) avaliaram o efeito da adição do
polissacarídeo populano, em filmes de amido de mandioca, e observaram um
aumento no percentual de elongação com o aumento do percentual de pululano, os
autores justificaram que as interações entre amido e pululano podem dificultar a
associação entre as cadeias de amido de tal forma que os filmes tornem mais flexíveis
e elásticos com o aumento do teor de pululano. Efeito semelhante pode ser causado
pelas antocianinas, no entanto devido ao baixo percentual utilizado na elaboração do
filme, esse efeito não foi observado.
52
3.4. Propriedades térmicas dos filmes
A Tabela 7 mostra a estabilidade térmica dos componentes dos filmes
indicadores de pH a partir da análise termogravimétrica.
Tabela 7 - Análise termogravimétrica dos filmes indicadores de pH, utilizando extratos de antocianinas de feijão preto e repolho roxo.
Parâmetros Temperatura de decomposição (ºC)
Filme controle
Filmes com antocianinas Feijão preto Repolho roxo
Temperatura inicial (°C) 272,67 272,26 257,30
Picos DTA (°C)
341,49 376,75 476,29 506,15
341,69 363,79 451,34 520,13
329,00 427,40 474,92
Resíduos (%) 200 87,33 88,75 88,71 400 19,06 26,67 22,45 600 0 10,29 15,44
A primeira perda de massa dos filmes ocorreu entre 75ºC a 90°C, que
corresponde à água adsorvida na amostra. As temperaturas de início de
decomposição dos filmes controle e com antocianinas de feijão preto foram
semelhantes (próximo a 272°C), no entanto o filme com antocianinas de repolho roxo
apresentou temperatura inicial de decomposição menor (257°C), mostrando menor
estabilidade térmica (Tabela 7). Resultado semelhante foi mencionado por Silva-
Pereira; Arruda; Stefani (2015), que avaliaram filmes de quitosana e amido de milho
incorporados com antocianinas de repolho roxo e reportaram perda de massa superior
dos filmes incorporados com antocianinas quando comparados ao filme controle, a
uma mesma temperatura, indicando que o extrato teve baixa estabilidade térmica.
A partir da derivada das curvas de decomposição térmica, foram observados os
principais picos de decomposição. O filme controle e o filme com antocianinas de feijão
preto apresentaram comportamentos semelhantes, apresentando 4 picos
característicos, enquanto o filme de repolho roxo apresentou apenas 3 picos de
decomposição (Tabela 7). Esses resultados sugerem que a adição de antocianinas
de feijão preto no filme praticamente não influenciou na sua estabilidade térmica,
contrário as antocianinas do repolho roxo que apresentaram picos característicos
diferentes, sendo resultado da predominância de antocianinas diferentes em cada
matriz.
Os resíduos de amostras após 200ºC, 400ºC e 600°C foram calculados e
expressos em porcentagem (Tabela 7). Os filmes apresentaram comportamento
53
semelhante até 200°C, perdendo em torno de 11% a 13% de massa. A maior perda
de massa dos filmes ocorreu até 400ºC. O filme com antocianinas de feijão preto
apresentou maior estabilidade térmica, uma vez que apresentou maior massa
residual, seguido do filme com antocianinas de repolho roxo e do filme controle com
maior perda de massa, consequentemente menor estabilidade térmica. Quando
avaliado os resíduos até 600°C, esse comportamento foi inverso, uma vez que o filme
com antocianinas de repolho roxo apresentou maior massa residual sugerindo maior
estabilidade nessa temperatura, seguido do filme com antocianinas de feijão preto, e
na sequência o filme controle com completa decomposição.
3.5. Espectro de cor dos filmes em diferentes pHs
O espectro de cor dos filmes está apresentado na Tabela 8 e a variação de cor
foi calculada levando em consideração a cor do filme em pH 5, devido ser a cor
resultante logo após o preparo.
Os filmes elaborados com antocianinas do feijão preto apresentaram maior
sensibilidade quando expostos aos tampões com diferentes pHs, ocorrendo variação
de cor logo após o contato, sendo estimado tempo de 5 segundos para tal mudança.
Ao contrário, os filmes com antocianinas do repolho roxo, apresentaram maior
estabilidade sendo necessários 2 minutos de contato para variação completa da cor.
Esses resultados estão relacionados à composição de antocianinas individuais em
cada fonte (Tabela 5). De acordo com Giusti; Wrolstad (2001), as antocianinas
aciladas conferem maior estabilidade a molécula frente à variação de pH, o que
explica os resultados encontrados neste trabalho.
54
Tabela 8 - Espetro de cor dos filmes a base de amido e extratos de antocianinas de feijão preto e repolho roxo em função do pH e variação de cor dos filmes em comparação ao filme pH 5.
Fonte de antocianina a
pH Cor L* a* b* ∆E
Feijão preto
1
73,40 c 32,64 a 4,19 bc 28,91 a
2
79,99 ab 11,91 c 3,17 bd 7,16 d
3
79,41 ab 15,43 b 3,36 bcd 10,73 bc
4
81,06 ab 10,41 c 3,62 bc 5,52 d
5
81,64 ab 4,94 de 3,21 bcd 0,00 e
6
82,49 a 5,54 d 3,50 bcd 1,08 e
7
80,22 ab 4,41 de 3,58 bcd 1,56 e
8
80,77 ab 2,27 fg 2,45 d 2,91 e
9
75,11 c -1,70 h 4,34 b 9,38 c
10
80,59 ab 0,07 gh 14,13 a 12,00 b
Repolho roxo
1
76,94 d 33,72 a -0,77 a 26,81 a
2
79,38 cd 23,09 b -3,72 bc 15,70 b
3
79,07 d 22,83 b -3,30 bc 15,56 b
4
84,04 abc 16,13 c -3,31 bc 8,21 c
5
83,63 ab 7,99 d -4,32 bc 0,00 d
6
83,96 ab 8,59 d -4,27 bc 0,69 d
7
84,36 a 5,89 d -4,25 bc 2,23 d
8
83,81 ab 1,67 e -5,30 c 6,40 c
9
76,41 d -8,53 f -10,82 d 19,17 b
10
78,23 bcd -10,69 f -1,35 a 19,67 b
a Valores com a mesma letra na mesma coluna, para cada fonte de antocianina, não diferem significativamente (p ≤ 0,05).
Os filmes indicadores de pH apresentaram elevado valor de L*, mostrando alta
luminosidade. Os resultados de croma a* apresentaram relação contrária aos valores
55
de pH, ou seja, os maiores valores de a* foram observados nos filmes com menor pH,
mostrando que a cor vermelha tem maior intensidade em valores baixos de pH e a cor
verde predomina em pH mais elevado, independente da fonte de antocianinas. Os
resultados de croma b* foram os que mais contribuíram para a diferença de cor entre
as duas fontes de antocianinas. Os filmes com antocianinas do repolho roxo
apresentaram valores negativos indicando maior intensidade do azul, enquanto os
filmes com antocianinas de feijão preto apresentaram valores positivos indicando
maior tendência ao amarelo (Tabela 8).
A variação de cor dos filmes (∆E) foi calculada usando como referência a cor
dos filmes em pH 5, pois este representa a cor inicial logo após o preparo. De acordo
com Ramos; Gomide (2007), a variação de cor maior que 5 pode ser facilmente
detectáveis pelo olho humano e valores acima de 12 implica em diferença de cor
absoluta, perceptíveis até mesmo por julgadores não treinados. Portanto, a ∆E dos
filmes com antocianinas de feijão preto são detectais pelo olho humano em uma
grande faixa de pH, tendo limitações apenas entre os pH 6, 7 e 8, que apresentaram
∆E menor que 5. Para os filmes elaborados com antocianinas de repolho roxo, foi
observado maior ∆E quando comparado aos filmes elaborados com antocianinas de
feijão preto, além disso, a faixa de limitação é menor ficando apenas entre os pH 6 e
7 (Tabela 8).
As antocianinas apresentaram capacidade de alterar a coloração em função do
pH devido a mudanças em sua estrutura. Em condições ácidas predomina o cátion
flavílio, que contribui com as cores roxa e vermelha, essa estrutura predomina em pH
de 1-3. Na faixa de pH de 4-5 a forma predominante é carbinol pseudobase, obtida
através da hidratação da molécula, e apresenta coloração incolor. O aumento do pH
para 6-7, transforma a estrutura em base quinoidal de coloração roxa e essa estrutura
na forma aniônica em pH 7-8, confere cor azul. Em pH 8-9 ocorre a abertura do anel
central com a formação da chalcona de coloração amarela (ANANGA, 2013).
3.6. Estabilidade de cor dos filmes em função do tempo, temperatura, luz e pH
As antocianinas são compostos instáveis frente a variações temperatura, luz e
pH. Este estudo visa verificar quais condições o indicador poderia ser melhor aplicado
em produto alimentício, a fim de fornecer uma resposta confiável aos consumidores,
ou seja, manter a cor do filme em um determinado pH durante o armazenamento. Para
56
isso, após o preparo dos filmes, os mesmos foram submetidos a diferentes condições
de pH, temperatura e luminosidade, sendo monitorada a cor ao longo de 28 dias de
armazenamento. Os resultados das cores avaliadas no tempo inicial e após 28 dias
de armazenamento sob diferentes condições de temperatura, luz e pH estão
apresentados na Tabela 9.
A cor dos filmes indicadores de pH com antocianinas de feijão preto
apresentaram maior instabilidade (ocorrendo perda da coloração) ao ser comparado
aos filmes com antocianinas de repolho roxo, quando armazenados em temperatura
ambiente e com incidência de luz (Tabela 9). Todos os filmes com antocianinas do
feijão apresentaram um aumento do parâmetro b*, em função do tempo de
armazenamento, mostrando aumento da tonalidade amarela, dificultando a
diferenciação da cor dos filmes após 28 dias.
Os filmes com antocianinas de repolho roxo apresentaram maior estabilidade
de cor mesmo quando armazenados em temperatura ambiente, possivelmente pela
presença de antocianinas aciladas, que conferem maior estabilidade a molécula. Além
disso, as antocianinas diglicosídicas presentes no repolho roxo (cianidina-3,5-
diglicosídeo), são mais estáveis do que as monoglicosídicas presentes no feijão preto
(delfinidina-3-glicosídeo), devido aos açúcares limitar a formação de intermediários
instáveis que são degradados em ácidos fenólicos e aldeídos (FLESCHHUT et al.
2006).
A maior variação de cor após 28 dias de armazenamento ocorreu nos filmes
em pH 8, 9 e 10, independente da fonte de antocianina (Tabela 9). Segundo Ananga
et al. (2013), em pH básicos, as antocianinas predominam na forma de chalcona e
nessas condições ocorre a abertura do anel pirano central e a estrutura pode ser
degradada.
Para poder visualizar melhor o comportamento da degradação das
antocianinas nos filmes em função do tempo de armazenamento, temperatura e
iluminação, foi calculada a variação de cor com relação à cor inicial dos filmes em
cada valor de pH, a cada 2 dias de armazenamento, os resultados estão expressos
graficamente nas Figuras 8 e 9.
57
Tabela 9 - Influência do tempo, temperatura e incidência de luz sobre a cor dos filmes indicadores de pH a base de amido e extratos de antocianinas de feijão preto e repolho roxo.
Fonte de antocianinas Tempo (dias) Temperatura Iluminação
pH 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
0
28
Ambiente (25ºC)
Com luz
Feijão preto Sem luz
Refrigerado (4ºC)
Com luz
Sem luz
0
28
Ambiente (25ºC)
Com luz
Repolho roxo Sem luz
Refrigerado (4 ºC)
Com luz
Sem luz
58
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16Va
riaçã
o de
Cor
Tempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
A
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Varia
ção
de C
or
Tempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
C
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Varia
ção
de C
or
Tempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
B
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Varia
ção
de C
or
Tempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
D
Figura 8 - Variação de cor dos filmes indicadores de pH com antocianinas de feijão preto durante armazenamento, em temperatura ambiente com incidência de luz (A), temperatura ambiente sem incidência de luz (B), sob refrigeração com incidência de luz (C) e sob refrigeração sem incidência de luz (D), em comparação ao filme no tempo inicial.
59
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16Va
riaçã
o de
Cor
Tempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
A
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Varia
ção
de C
or
Tempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
B
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Varia
ção
de C
or
Tempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
C
0 4 8 12 16 20 24 28
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Varia
ção
de C
orTempo (dias)
pH1 pH2 pH3 pH4 pH5 pH6 pH7 pH8 pH9 pH10
D
Figura 9 - Variação de cor dos filmes indicadores de pH com antocianinas do repolho durante armazenamento, em temperatura ambiente e com incidência de luz (A), temperatura ambiente sem incidência de luz (B), sob refrigeração com incidência de luz (C) e sob refrigeração sem incidência de luz (D), em comparação ao filme no tempo inicial.
60
Caso esse indicador seja utilizado para o desenvolvimento de embalagens
inteligentes, se faz necessário conhecer além do seu espectro de cor, mas sua
capacidade em manter essa cor até o final do armazenamento de um produto, a fim
de fornecer uma resposta confiável ao consumidor. A cor dos filmes com antocianinas
de feijão preto foi influenciada pela presença de luz e pela temperatura ambiente
durante o armazenamento (Figura 8A), estes filmes apresentaram maior instabilidade
quando expostos a esses parâmetros concomitantemente, conforme discutido
anteriormente. Ao levar em consideração que a variação de cor somente é percebida
pelo olho humano quando apresenta ∆E superior a 5 (RAMOS; GOMIDE 2007), a
utilização de indicadores de pH com antocianinas de feijão preto fica indicado para
alimentos refrigerados, tanto com ou sem a incidência de luz, uma vez que a ∆E foi
menor que 5, mantendo-se estáveis ao longo de 28 dias (Figura 8C e 8D).
Comportamento semelhante foi observado para os filmes elaborados com
antocianinas do repolho roxo, na qual as maiores variações também foram verificadas
em temperatura ambiente e com incidência de luz (Figura 9 A), seguido de
temperatura ambiente sem incidência de luz (Figura 9B). Esse comportamento
demonstra que os filmes nessas condições perdem a intensidade da cor durante o
armazenamento. Os filmes submetidos à refrigeração e incidência de luz
apresentaram máxima ∆E próximo a 5 no decorrer do armazenamento (Figura 9 C),
portanto podem ser utilizados com segurança em embalagens inteligentes.
Os filmes indicadores de pH apresentaram maior estabilidade da cor quando
armazenados refrigerados e sem a incidência de luz. A instabilidade está de acordo
com os resultados encontrados por Sui; Dong; Zhou (2014), que avaliaram o efeito da
temperatura (100, 121, 135 e 165°C) e pH (2,2; 3,0; 4,0; 5,0 e 6,0) sobre cianidina-3-
glicosideo e cianidina-3-rutinosideo em solução e obtiveram crescente taxa de
degradação com o aumento da temperatura em todas as condições de pH. Estes
autores também constataram que as antocianinas são mais estáveis em pH baixo e
instáveis em condições de pH mais elevado.
Em função dos resultados desse trabalho, a utilização dos indicadores de pH a
base de amido e antocianinas é indicado para monitoramento da qualidade de
alimentos refrigerados, podendo os mesmos receberem ou não incidência de luz.
Além disso, considerando que as antocianinas presentes no tegumento de feijão preto
são moléculas simples e mudam de cor rapidamente após o contato com tampões e
61
que as antocianinas do repolho roxo são moléculas aciladas, mais estáveis a variação
de cor, uma alternativa interessante está em associar esses compostos a fim de obter
um indicador com resposta imediata a variação de pH do alimento, maior intensidade
da cor e maior durabilidade. Além disso, como as fontes apresentaram diferença no
espectro de cor, a associação das duas poderia fornecer melhor variação de cor na
faixa crítica de utilização em alimentos (pH 5, 6, 7 e 8).
4. Conclusão
Os filmes a base de amido e antocianinas mostraram-se promissores para o
desenvolvimento de embalagens inteligentes, em especial como etiquetas
indicadoras, devido sua alta solubilidade em água. Os filmes apresentaram estrutura
fina, flexível, superfície rugosa, além disso, mostraram-se estáveis até 75°C. Os
espectros de cor diferiram em função da fonte de antocianinas utilizada nos filmes, no
entanto as duas fontes podem ser empregadas para o desenvolvimento de
indicadores de pH. Em função da estabilidade das antocianinas, os filmes são
indicados para monitoramento da qualidade de alimentos refrigerados que ao serem
degradados causem variação de pH, como monitoramento de produtos cárneos. Uma
alternativa interessante está em associar as antocianinas do feijão preto com as
antocianinas de repolho roxo a fim de obter um indicador com resposta imediata a
variação de pH do alimento, maior intensidade da cor e maior durabilidade.
62
CAPITULO II - DESENVOLVIMENTO DE INDICADOR NATURAL DE pH PELA
TÉCNICA DE ELECTROSPINNING E SUA APLICAÇÃO NO MONITORAMENTO
DA QUALIDADE DE CARNE MOÍDA
Resumo
Objetivou-se com esse trabalho desenvolver um indicador de pH natural, utilizando
zeína e antocianinas pela técnica de electrospinning e utiliza-lo para monitoramento
da qualidade de carne moída. As antocianinas de repolho roxo foram incorporadas em
soluções poliméricas de zeína 30% (p/v) nas concentrações de 3, 4 e 5% (p/v) e
submetidas ao processo de electrospinning com taxa de alimentação igual a 1 mL/h,
tensão de 16kV e distância do coletor igual a 16cm. As fibras ultrafinas foram avaliadas
quanto a morfologia, variação de cor em pH de 1-10, espectroscopia de infravermelho
com transformada de Fourier (FTIR), propriedades térmicas e ângulo de contanto. As
fibras, como indicadores de pH, foram utilizadas para avaliar a qualidade de carne
moída armazenada por 12 dias. As fibras ultrafinas apresentaram diâmetros médios
na ordem de 444 e 510 nm para as fibras ultrafinas de zeína pura e zeína com 5% de
antocianinas, respectivamente. As fibras ultrafinas apresentaram variação de cor, de
rosa em meio ácido para verde em meio alcalino. O ângulo de contato foi igual a zero
após 10 e 2seg para as fibras ultrafinas de zeina e fibras ultrafinas de zeína com 5%
de antocianinas, respectivamente. A fibras ultrafinas apresentaram variação de cor,
de rosa para verde, em função do pH da carne. As fibras podem ser utilizadas para
monitoramento da qualidade de carne moída.
Palavras chave: antocianinas, zeína, fibras ultrafinas, halocrômico, variação de cor,
pH.
63
1. Introdução
As membranas sensíveis ao pH são formadas por compostos halocrômicos,
que tem capacidade de mudar de cor quando submetidas a mudanças de pH
(DEVARAYAN; KIM, 2015; AGARWAL et al. 2012). Esses indicadores possuem uma
ampla faixa de aplicação como por exemplo, em desenvolvimento de embalagens
inteligentes para alimentos e bebidas (SILVA- PEREIRA; ARRUDA; STEFANI, 2015;
YOSHIDA et al. 2014), no acompanhamento de estudos microbiológicos (NAKAO et
al. 1996), no tratamento de águas residuais (WEN et al., 2016) no desenvolvimento
de produtos na área farmacêutica (DASHDORJ et al. 2015, ONO et al. 2015). Até o
momento a maioria dos corantes utilizados para o desenvolvimento de indicadores de
pH são sintéticos, podendo causar alergias e intoxicações em função da sua aplicação
(KAMALJIT; SUCHARITA, 2011). Além disso, o comportamento halocrômico de
corantes sintéticos geralmente possui faixa limitada de aplicação, exigindo a
associação de diversos corantes para possibilitar informação do pH através da
variação de cor (AGARWAL et al. 2012).
O desenvolvimento de indicadores com materiais em escala nanométrica,
devido as característica da escala nano, podem aprimorar a funcionalidade dos
mesmos (SHEN et al. 2011). Electrospinning é uma técnica que permite a formação
de fibras ultrafinas com elevada área de superfície específica, elevada porosidade,
tamanho de poro pequeno e elevada capacidade de absorção, características
atraentes para o desenvolvimento de indicadores (BHARDWAJ; KUNDU, 2010).
Basicamente, electrospinning é um processo que envolve a aplicação de campo
elétrico para aplicar continuamente uma solução polimérica a partir de uma agulha de
seringa em direção a um coletor. Como resultado, as fibras ultrafinas são recolhidos
como uma membrana sobre uma placa coletora. Além disso, antes do estiramento das
fibras compostos podem ser incorporados a solução a fim de produzir efeitos
específicos como: indicadores, antioxidantes, antimicrobianos, para aplicação em
diversas áreas (BHARDWAJ; KUNDU, 2010). A técnica de electrospinning tem
mostrado ser um método promissor para desenvolvimento de indicadores de pH
(DEVARAYAN; KIM, 2015; AGARWAL et al. 2012).
O desenvolvimento de fibras ultrafinas por electrospinning tem sido relatado
com o emprego de diversos polímeros. Por exemplo, a zeína, proteína hidrofóbica
extraída do milho, conhecida por sua alta resistência térmica, grande barreira ao
64
oxigênio, baixo custo, atóxica, tem sido utilizada para diversas aplicações (SHUKLA;
CHERYAN, 2001). Juntamente com a zeína, as antocianinas podem ser utilizadas
com função halocrômica. As antocianinas englobam um conjunto de pigmentos
naturais, solúveis em água, não são tóxicas e são de fácil obtenção. São responsáveis
pela cor de muitas frutas, flores, legumes e grãos, e alteram sua cor entre rosa, verde,
azul e amarelo em função da mudança de pH, devido a mudanças estruturais
(ANANGA et al. 2013). Neste trabalho fibras ultrafinas sensíveis a variação de pH
foram desenvolvidas, mediante da incorporação de diferente concentrações de
antocianinas de repolho roxo, em fibras ultrafinas de zeína, pelo processo de
electrospinning. Além disso, essas fibras ultrafinas, indicadores de pH, foram
utilizadas para monitoramento da qualidade de carne moída durante armazenamento
por 12 dias.
2. Material e Métodos
2.1. Material
Repolho roxo (Brassicaoleracea L.) foi adquirido no comércio local da cidade
de Pelotas/RS. Os reagentes HCl, metanol e etanol utilizados foram da marca Synth,
e zeína da Sigma-Aldrich.
2.2. Extração das antocianinas
A extração e quantificação das antocianinas foi realizada de acordo com o
método descrito por (FRANCIS, 1982). As antocianinas foram extraídas de repolho
roxo com metanol acidificado 1% com HCl (PA). Em tubos Falcon foram pesados 10g
de amostra, adicionados 30mL de metanol acidificado e submetido a agitação
constante (Phoenix, AP-22, Brasil) por 1h. O sobrenadante foi separado e 20mL de
metanol acidificado foi adicionado novamente na amostra, afim de garantir completa
extração, sendo submetido a agitação constante. Após as etapas de extração, as
frações de solvente foram misturadas, filtradas e o solvente eliminado em
rotaevaporador. O resíduo com antocianinas foi colocado em estufa a 30°C por 24h,
para garantir completa evaporação do solvente e água.
65
2.3. Preparo das solução para electrospinning
As soluções de zeína pura e zeína com antocianias foram utilizadas para
estiramento das fibras ultrafinas por electrospinning. Zeína na concentração de 30%
(p/v) foi preparada, pela dissolução do polímero em etanol 75% (v/v), sob agitação
magnética durante 2h. As soluções de zeína com antocianinas foram preparadas nas
mesmas condições anteriores, porém com acréscimo de antocianinas nas
concentrações de 3, 4 e 5% (p/v).
2.4. Caracterização das soluções polímericas
As soluções foram caracterizadas quanto à viscosidade aparente e
condutividade elétrica. A viscosidade aparente foi determinada em viscosímetro digital
Brookfield com spindle n°18 (Model DV – II, USA). A condutividade elétrica foi avaliada
através de um condutivímetro (Medidor CON500 de condutividade em µS/cm
&mS/cm). Aproximadamente 10mL de amostra foram necessárias para cada análise,
sento todas realizadas em triplicata e em temperatura ambiente (±23°C).
2.5. Imobilização do corante por electrospinning
O equipamento, localizado dentro de uma câmara fechada, constituído de uma
fonte de alta tensão (-30/+30 kV,Instor,Inglaterra),uma bomba de infusão (kdScientific,
Modelo 200, Inglaterra) e um coletor fixo, montado na horizontal, foi utilizado para
elaboração das fibras ultrafinas. Cada solução polimérica, individualmente, foi
colocada em uma seringa de 1mL com orifício de saída de aço inoxidável com
diâmetro de 0,7mm. A taxa de alimentação foi igual a 1mL/h, tensão de 16kV sobre
orifício metálico de saída da solução, distância do coletor de 16cm e conectado ao
polo negativo da fonte. As fibras ultrafinas foram formadas através da diferença de
potencial elétrico entre o polo positivo (orifício de saída da solução) e negativo
(coletor), que permitia o transporte da solução polimérica. O coletor foi coberto com
papel alumínio para facilitar a retirada das fibras ultrafinas para posterior análise. As
condições utilizadas no electrospinning foram obtidas em testes preliminares.
2.6. Morfologia e diâmetro das fibras ultrafinas
A morfologia das fibras ultrafinas foi avaliada como Microscópico Eletrônico de
Varredura (MEV) (Jeol, JSM-6610LV, USA) e Microscopio Confocal (Olympus
66
FV1000, Japan). A partir do MEV também foram obtidos os diâmetros das fibras
ultrafinas.
Na análise da morfologia e do diâmetro das fibras ultrafinas em MEV, as
mesmas foram recortadas e fixadas em stubs com auxílio de uma fita dupla face e
cobertas com ouro utilizando um metalizador (Sputtering, DestonVacuumDeskv,
USA). As imagens foram feitas sob tensão de aceleração igual a 10kV e amplitudes
de 3000 e 6000 vezes. O diâmetro médio das fibras ultrafinas foi obtido a partir das
imagens utilizando o programa computacional ImageJ, através da medida do diâmetro
de 50 fibras ultrafinas. Após foi calculada a frequência que os diâmetros das fibras
ultrafinas apareciam na ordem de 100, 200, 300 até 1000nm, e os resultados foram
expressos graficamente. O diâmetro médio foi calculado pela equação de Sauter,
conforme equação 4 (FOUST et al. 1980).
𝐷 𝑆𝑎𝑢𝑡𝑒𝑟 = 1
∑𝑥𝑖
𝐷𝑚𝑖
Eq. (4)
em que: D Sauter representa o diametro médio de Sauter; Xi representa a frequência
relativa entre a classe de diâmetros adotada (%) e o Dmi representa o diâmetro médio
aritmético entre a classe de diâmetros adotada na distribuição de frequência.
Para a análise da morfologia das fibras ultrafinas em microscopio confocal, as
amostras foram depositadas sobre laminas de vidro e visualisadas com aumento de
40%.
2.7. Variação de cor e RGB das fibras ultrafinas
Para a avaliação de cor, as fibras ultrafinas foram recortadas em quadrados de
3x3cm e mergulhadas em soluções tampões com pH variando de 1 – 10 e a cor
determinada com colorímetro (MINOLTA, CR 400, Japão) através de cinco medidas.
Os resultados foram obtidos em termos da coordenadas L* que indica a luminosidade
da amostra e varia de 0 (preto) a 100 (branco), croma a* que varia do verde (-) ao
vermelho (+) e croma b* que varia do azul (-) ao amarelo (+) (SOBRAL, 1999). Os
resultados de L*, a* e b* foram utilizados para cálculo da variação de cor (∆E)
conforme equação 5.
67
∆𝐸 = √(Δ𝐿 ∗)2 + (Δ𝑎 ∗)2 + (Δ𝑐 ∗)² Eq. (5)
em que: ∆L* = L – L0; ∆a* = a – a0; e ∆b* = b – b0.
As fotografias, das soluções de antocianinas e fibras ultrafinas indicadoras em
diferentes pHs, foram tiradas sob mesma condição de iluminação e analisadas quanto
aos valores de RGB pelo Adobe Photoshop 7.0. Os valores de RGB representam a
intensidade de cor vermelha, verde e azul de uma determinada amostra em um
espaço de cor (DEVARAYAN; KIM, 2015).
2.8. Espectroscopia de Infravermelho com transformada de Fourier das fibras
ultrafinas
As fibras ultrafinas foram avaliadas em um espectrômetro na região do
infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) (Shimadzu, IRAffinity, Japão), com
acessório ATR (Refletância Total Atenuada). Varreduras na faixa espectral de 700 a
4000cm-1 foram realizadas e recolhidas 32 leituras a uma resolução de 2cm–1.
2.9. Ângulo de contato das fibras ultrafinas
A hidrofilicidade das fibras ultrafinas foi avaliada através da medida do ângulo
de contato, utilizando goniómetro (Labometric, LB-DX) em temperatura ambiente. As
fibras ultrafinas foram depositas sobre laminas de vidro para posterior análise. Uma
gota de água destilada de 3,0µL foi colocada sobre a amostra. O tempo para absorção
da água foi registrado em câmera digital.
2.10. Aplicação das fibras ultrafinas para monitoramento da qualidade de carne
moída
As fibras ultrafinas com 5% de antocianinas foram recortadas em pedaços de
aproximadamente 3,5 x 2,5cm. Carne moída foi colocada em placas de petri estéril.
Amostras de fibras foram colocadas em contato direto com a superfície da carne
moída e aderidas a tampa da placa de petri pelo lado interno, evitando contato direto
com a carne. Os experimentos foram realizados em triplicata. As placas foram
fechadas e seladas com auxílio de filme pvc. As amostras foram mantidas sobre
68
refrigeração, aproximadamente 4°C, por 12 dias. A variação de cor das membranas
foi acompanhada por medida em calorímetro Minolta e o pH por medida em pHmetro.
2.11. Análise Estatística
A análise estatística dos dados foi realizada pelo teste de ANOVA seguida de
Tukey, utilizando o programa estatística.
3. Resultados e Discussão
3.1. Caracterização de soluções poliméricas
A caracterização das soluções poliméricas quanto a viscosidade aparente e
condutividade elétrica (Tabela 10), é importante porque está relacionada com a
morfologia das fibras ultrafinas desenvolvida por electrospinning. A condutividade das
soluções aumentou com a adição de antocianinas (Tabela 10). De acordo com
Bhardwaj; Kundu (2010) a condutividade da solução é influenciada pelo tipo e
concentração de polímero, pelo solvente e pela disponibilidade de compostos
ionizáveis. Possivelmente o aumento na condutividade pode ter sido devido á
presença de ácido clorídrico residual derivado do processo de extração das
antocianinas, que formam íons em solução e, consequentemente, influencia na
condutividade. No entanto, independente da solução utilizada, considera-se que a
condutividade estava apropriada para desenvolvimento da fibras por electrospinning,
pois as mesmas permitiram a formação de jato continuo e estável, levando a formação
de fibras ultrafinas continuas e sem gotas.
A viscosidade das soluções aumentou significativamente pela adição de
antocianinas, o que era esperado pois o aumento da viscosidade geralmente é
proporcional ao aumento de sólidos em solução (Tabela 10). A viscosidade da solução
de zeína pura foi semelhante ao relatado por Neo et al. (2013), que desenvolveram
fibras ultrafinas de zeína contendo ácido gálico como antioxidante, pela técnica de
electrospinning. Esses autores relataram uma viscosidade de 165,7cP para solução
de zeína pura 25% (p/v). De acordo com Bhardwaje; Kundu (2010), existe uma
viscosidade ótima para a solução ser submetido ao processo de electrospinning, que
está relacionado a cada solução polimérica, que permite a formação de fibras
contínuas, uniformes e sem a presença de gotas. Soluções com viscosidade muito
69
baixa não permitem a formação de fibras contínuas. Por outro lado, soluções com
viscosidades muito elevada tornam o alongamento das fibras mais difícil e mais lento,
além de resultar no aumento do diâmetro das mesmas. Nesse trabalho, o aumento da
viscosidade, resultado da adição de antocianinas na solução, não influenciou sobre o
processo de formação das fibras, porém causou um aumento no diâmetro das
mesmas.
Tabela 10 - Condutividade elétrica e viscosidade aparente das soluções poliméricas. Solução polimérica Condutividade elétrica(µS/cm) Viscosidade aparente (cP)
Zeína 0,360± 0,002d 124,8 ± 1,6d Zeína + 3% antocianinas 0,380 ± 0,002c 238,7 ± 1,3c Zeína + 4% antocianinas 0,390 ± 0,008b 304,3 ± 0,3b Zeína + 5% antocianinas 0,440 ± 0,004ª 346,2 ± 0,9a
Letras iguais na coluna não apresentam diferença significativa (p > 5%) pelo teste de Tukey.
3.2. Morfologia e diâmetro das fibras ultrafinas
As condições utilizadas no electrospinning permitiram a formação de fibras
ultrafinas contínuas, sem fragmentação, sem formação de bolhas e com superfícies
lisas (Figura 10). O diâmetro médio variou de 444 a 510nm, para as fibras ultrafinas
de zeína pura e fibras ultrafinas de zeína contendo 5% de antocianinas,
respectivamente. Em todos os casos as fibras ultrafinas com antocianinas
apresentaram diâmetro médio superior às fibras ultrafinas apenas de zeína, devido a
espessura das fibras ser proporcional a concentração de sólidos presentes na solução
(YAO et al. 2016).
Os resultados de diâmetro médio encontrados no presente trabalho foram
inferiores aos relatados por Yilmaz et al. (2016), que desenvolveram fibras ultrafinas
de zeína com cumarina com potencial antimicrobiano e obtiveram diâmetro variando
na ordem de 600 a 1400nm. Diversos fatores podem influenciar sobre o diâmetro das
fibras ultrafinas, entre eles as condições de operação do electrospinning, como a taxa
de alimentação, a tensão e a distância do coletor, bem como as características das
soluções (viscosidade e condutividade elétrica), entre outros (BHARDWAJ; KUNDU,
2010).
As imagens obtidas em microscópio confocal permitiram verificar a distribuição
de antocianinas nas fibras ultrafinas (Figura 11). As fibras ultrafinas de zeína
apresentaram fluorescência verde, enquanto as fibras contendo antocianinas
apresentaram fluorescência vermelha, ambas são naturais, não sendo necessário o
70
uso de indicadores. A adição de antocianinas conferiu o aparecimento de regiões com
cor vermelha nas fibras ultrafinas, que aumentou conforme o aumento da
concentração de antocianinas (Figuras 11B, 11C, 11D).
A partir das imagens em microscópio confocal foi possível observar, também
que as fibras ultrafinas apresentaram uma distribuição desuniforme de antocianinas,
com formação de aglomerados, possivelmente resultado da solubilização incompleta
durante o preparo da solução. Mesmo assim, quando as fibras ultrafinas foram
submetidas a diferentes pHs, a mudança de cor foi homogênea, sendo uma
promissora tecnologia para o desenvolvimento de indicadores de pH.
71
Figura 10 - Morfologia das fibras ultrafinas e respectiva distribuição de tamanho: zeína pura (A), zeína com 3% de antocianinas (B), zeína com 4% de antocianinas (C), e zeína com 5% de antocianinas (D).
A
X 6000
B
X 6000
C
X 6000
D
X 6000
72
Figura 11 - Imagens obtidas em microscópio confocal para as fibras ultrafinas de zeína pura (A), zeína com 3% de antocianinas (B), zeína com 4% de antocianinas (C), e zeína com 5% de antocianinas (D). Verde zeína, vermelho antoxianinas.
3.2. Variação de cor e RGB das fibras ultrafinas
A alteração de cor do extrato de antocianinas está ilustrada na Figura 12A e
das fibras ultrafinas de zeína com antocianinas nas Figuras 12B, 12C e 12E. O tempo
necessário para mudança de cor das fibras ultrafinas, quando mergulhadas em
soluções tampão, foi cerca de 3 a 5seg (Fig 12B – 12D). Este resultado foi semelhante
ao relatado por Agarwal et al. (2012), que utilizaram nylon e corantes sintéticos para
desenvolvimento de indicadores de pH e observaram que em 3seg ocorria a mudança
de cor das fibras mergulhadas em soluções tampões. O aumento da concentração de
antocianinas nas fibras ultrafinas, de 3% (Fig 12B) para 5% (Fig 12D), acarretou em
maior variação de cor entre os pHs.
A B
C D
73
A variação de cor (ΔE) foi calculada a partir dos valores de L, a* e b* obtidos
para o extrato de antocianinas e fibras ultrafinas de zeína com 5% de antocianinas,
entre os diferentes pHs (Tabela 11). O cálculo da variação de cor foi realizada apenas
com as fibras com 5% de antocianinas, devido a variação de cor ter sido visivelmente
maior entre cada pH. Os resultados sugerem que tanto o extrato quanto as fibras
ultrafinas, permitem distinguir uma ampla faixa de pH pela cor. As fibras ultrafinas
apresentaram 66% dos resultados de ΔE maiores a 12 e 93% maiores que 5. De
acordo com Tassanawat et al. (2007) a ΔE maior que 5 implica em diferença de cor
perceptível pelo olho humano e maior que 12 indica diferença de cor absoluta, ou seja,
que cada cor pertence a um espaço completamente diferente. As membranas
desenvolvidas nesse trabalho apresentam resultados promissores para avaliação de
pH.
Os valores de RGB foram obtidos para o extrato de antocianinas e fibras
ultrafinas com 5% de antocianinas (Figura 13). A cor vermelha predominou em pHs
ácidos tanto no extrato quanto para as fibras ultrafinas. Em pHs intermediários e
básico, antocianinas em solução predominaram na cor azul, apenas em pH 10
predominou a cor verde (Figura 13). Para as fibras ultrafinas em pHs intermediários e
básicos predominou a cor verde. Essa diferença possivelmente foi devido a mistura
das antocianinas com zeína. As fibras ultrafinas de zeína pura apresentam coloração
levemente amarela e isso acarreta em mudanças de cor das antocianinas quando em
solução aquosa ou membrana solidas de zeína.
74
pH 1 pH 2 pH 3 pH 4 pH 5 pH 6 pH 7 pH 8 pH 9 pH 10
A
B
C
D
Figura 12 - Variação de cor entre cada valor de pH do extrato de antocianinas (A); fibras ultrafinas de zeína com 3% de antocianinas (B); fibras ultrafinas de zeína com 4% de antocianinas (C) e fibras ultrafinas de zeína com 5% de antocianinas (D). Tabela 11 - Variação de cor (ΔE) entre cada valor de pH (1-10) para extrato de antocianinas e fibras ultrafinas de zeína contendo 5% de antocianinas.
pH 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Extrato de antocianinas
1 4,74 6,41 11,98 14,93 18,13 25,55 28,81 28,93 29,03 2 1,72 7,47 10,57 13,75 21,17 24,46 24,73 24,98 3 5,93 9,09 12,32 19,87 23,19 23,54 23,82 4 3,20 6,55 15,03 18,79 18,97 18,77 5 3,77 13,14 17,21 17,16 16,42 6 9,68 13,96 13,67 12,72 7 4,52 4,23 6,17 8 3,30 8,14 9 5,21
Fibras ultrafinas com 5% de antocianina 1 5,97 11,74 21,55 29,01 22,11 32,58 36,66 36,77 39,22 2 5,94 15,70 23,14 16,32 26,99 31,35 31,31 33,55 3 10,66 17,77 10,40 21,35 26,08 25,78 27,84 4 7,55 6,92 16,71 22,47 21,37 21,86 5 9,90 14,31 20,21 18,38 17,46 6 11,77 17,39 16,40 17,86 7 6,22 4,70 6,74 8 3,00 6,72 9 4,30
75
Figura 13 - Valores de RGB para solução de antocianinas pH 1-10 (A), fibras ultrafinas de zeína com antocianinas 5% (B).
A
B
76
3.4. Espectrometria de infravermelho com transformada de Fourier
A Figura 14 mostra os espectros de FTIR obtidos para fibras ultrafinas de zeína
e fibras ultrafinas com diferentes concentrações de antocianinas.
Figura 14 - Espectros de FTIR-ATR para fibras ultrafinas de zeína pura (A), zeína com 3% de antocianinas (B), zeína com 4% de antocianinas 4% (C) e zeína com 5% de antocianinas (D).
As bandas de amida I e II, características de zeína pura, foram identificadas em
1647cm-1 e 1535cm-1, respectivamente (Figura 14). A banda de absorção de amida I
está associada ao estiramento axial da ligação C=O e a banda de absorção da amida
II está associada à deformação angular simétrica da ligação N-H. As bandas fracas
de estiramento axial na faixa de 3000 a 2780cm-1 são referentes às ligações C-H dos
grupos funcionais CH2 e CH3, sendo decorrentes de ácidos graxos livres presentes na
zeína (DASHDORJ et al. 2015). A banda forte de estiramento axial em 3295cm-1
refere-se às ligações O-H sobreposta à banda de estiramento da ligação N-H
(DASHDORJ et al. 2015). Os espectros se apresentaram semelhantes com exceção
da faixa de 1144 a 960cm-1 onde encontram-se bandas características referente as
deformações aromáticas, possivelmente das antocianinas (SILVA-PEREIRA et al.
2015).
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000
D
C
B
Abs
orba
nce
Wavenumbers (cm-1
)
AO-H C-H
C=O
N-H
Compostos aromáticos
Comprimento de onda
Abs
orbâ
ncia
77
3.5. Ângulo de contato das fibras ultrafinas
Os ângulos de contato das amostras foram considerados zero nos tempos de
10, 5, 4 e 2 segundos, para as fibras ultrafinas de zeína pura, zeína com 3% de
antocianinas, zeína com 4% de antocianinas e zeína com 5% de antocianinas,
respectivamente. A diferença de hidrofilicidade entre as fibras ultrafinas pode ser
atribuída à concentração de antocianinas, que são compostos hidrofílicos, pois quanto
maior a concentração de antocianinas, maior a molhabilidade da fibra ultrafina. Além
disso a morfologia das membranas e o tamanho das fibras ultrafinas podem ter
contribuído com a hidrofilicidade das fibras ultrafinas.
A molhabilidade pode ser considerada uma característica interessante para
aplicação das fibras ultrafinas com função indicador de pH, pois ao mesmo tempo que
as fibras ultrafinas de zeína não são solúveis em meio aquoso, também apresentam
alta molhabilidade, permitindo a interação do meio com os compostos halocrômicos
e, assim, permitindo a variação de cor.
3.6 Aplicação das fibras ultrafinas para monitoramento da qualidade de carne moída
As fibras ultrafinas indicadoras de pH foram utilizadas para monitoramento da
qualidade de carne moída. Inicialmente as fibras apresentavam-se secas, semelhante
a uma folha de papel, e apresentavam cor rosa claro, resultado da presença de
antocianinas em meio ácido. Quando estas foram colocadas em contanto direto com
a carne, aproximadamente 10 minutos foram necessários para que a membrana
ficasse úmida pela fração aquosa da carne. A cor rosa rapidamente foi mudando para
verde claro, em função da mudança de pH das fibras para atingir pH inicial da carne
(pH inicial 5,98). A cor inicial da membrana foi medida após esse período. Após essa
mudança de cor inicial, as fibras apresentaram pouca variação de cor com o decorrer
do armazenamento. As fibras ultrafinas entre o pH 6 e 8 apresentaram baixa ΔE
(Tabela 12), que é pouco perceptível ao olho humano. Em virtude da carne apresentar
cor predominantemente vermelha, também pode ter dificultado a observação da ΔE
das fibras.
Em contrapartida, a utilização das fibras no lado interno da tampa da placa de
petri, sem contato direto com a carne, apresentou variação de cor suficiente para ser
distinguida pelo olho humano, apresentando ótimo potencial para monitoramento da
qualidade de carne moída. Inicialmente, as fibras, assim como na aplicação anterior,
78
apresentavam-se secas com cor rosa claro. Após serem aplicadas no interior da
embalagem, parte da fração líquida da carne condensou na tampa da placa, fazendo
com que a cor rosa das fibras fosse intensificada. O líquido condensado na tampa
permitiu alterar o pH da fibra, fazendo com que a etiqueta mudasse de coloração. A
utilização das etiquetas sem contato direto com a carne pode apresentar algumas
vantagens, como: menor influência da cor da carne sobre as fibras, como
possivelmente pode minimizar a migração de compostos das fibras para o produto
alimentício. A variação de cor das fibras durante o armazenamento pode ser
visualizado na Tabela 12.
Tabela 12 - Parâmetros de cor das fibras ultrafinas durante processo de monitoramento da qualidade de carne moída
Amostra Dias de armazenamento
pH Carne moída
Parâmetros de cor L a* b* ΔE
Fibras ultrafinas aplicadas sobre a
superfície do carne moída
1° 5,98 53,76 8,31 3,61 0 3° 6,27 57,76 4,07 6,29 6,41 6° 6,75 56,1 2,05 5,45 6,93 9° 7,18 56,42 2,12 5,77 7,08 12° 7,46 56,23 1,51 5,07 7,38
Fibras ultrafinas aplicadas na tampa das placas de petri
1° 5,98 69,93 23,56 4,86 0 3° 6,27 76,78 16,56 4,19 9,81 6° 6,75 79,5 6,44 5,03 19,61 9° 7,18 78,01 -1,60 5,01 26,42 12° 7,46 80,02 -6,23 4,89 31,45
ΔE: Calculado tomando como referência a cor das fibras no primeiro dia de armazenamento
79
4. Conclusão
As soluções de zeína 30% (p/v) com antocianinas 3, 4 e 5% (p/v) permitiram a
formação de fibras ultrafinas continuas com diâmetro variando entre 444nm e 510nm
para as fibras ultrafinas de zeína pura e fibras ultrafinas de zeína com 5% de
antocianinas, pela técnica de electrospinning. As fibras ultrafinas elaboradas com 5%
de antocianinas mudaram de cor em função do pH, de rosa em meio ácido para verde
em meio básico, apresentando 66% dos resultadas de ΔE maiores que 5, confirmando
que a mudança de cor é perceptível pelo olho humano. As fibras ultrafinas
responderam as alterações da variação de pH da carne moída, com a mudança de
cor de rosa para verde, apresentando potencial para monitoramento da qualidade de
carne moída.
80
4. Conclusão Geral As antocianinas de repolho roxo e tegumento de feijão preto são compostos
que podem ser utilizados como corantes naturais em função do seu amplo espectro
de cor que variou entre vermelho, verde e azul, em função do pH. As antocianinas do
repolho roxo apresentaram-se mais estáveis frente a temperatura e a luz, quando
comparado as antocianinas do tegumento do feijão preto, decorrente da presença de
moléculas aciladas.
Os filmes a base de amido e antocianinas, elaborados pela técnica casting,
mostraram-se promissores para avaliação do pH. Os filmes apresentaram estrutura
fina, flexível, superfície rugosa e mostraram-se estáveis até 75°C. Os espectros de
cor diferiram em função da fonte de antocianinas, sendo que os filmes elaborados com
antocianinas de repolho roxo foram mais estáveis em temperatura ambiente,
mantendo sua coloração em cada valor de pH.
A técnica de electrospinning permitiu a formação de fibras ultrafinas de zeína
incorporadas com antocianinas com função indicador de pH. As fibras apresentaram
variação de cor de rosa em meio ácido para verde em meio básico e responderam as
alterações do pH da carne com informação colorimétrica, podendo ser utilizado para
monitoramento da vida útil de carne moída.
81
Referências Bibliográficas
3M, disponível em http://solutions.3m.com.br/wps/portal/3M/pt_BR/Microbiology/ FoodSafety/product-information/product-catalog-br/?PC_Z7_RJH9U5230GD 8A0I8TS8AOO2C43000000_nid=NFNLL5PG88be8K9B686W96gl> Acesso 20 de novembro de 2016. ABDORREZA, M. N.; CHENG, L. H.; KARIM, A. A. Effects of plasticizers on thermal properties and heat sealability of sago starch films. Food Hydrocolloids, v. 25, n. 1, p. 56–60, 2011. AGARWAL, A.; RAHEJA, A.; NATARAJAN, T. S.; CHANDRA, T. S. Development of universal pH sensing electrospun nanofibers. Sensors and Actuators B: Chemical, v. 161, p. 1097– 1101, 2012. AHN, Y. C.; PARK, S. K.; KIM, G. T.; HWANG, Y. J.; LEE, C. G.; SHIN, H. S.; LEE, J. K. Development of high efficiency nanofilters made of nanofibers. Current Applied Physics, v. 6, p.1030–1035, 2006. ANANGA, A.; GEORGIEV, V.; OCHIENG, J.; PHILLS, B.; TSOLOVA, V. Production of anthocyanins in grape cell cultures: A potential source of raw material for pharmaceutical, food, and cosmetic industries. In: The Mediterranean Genetic Code - Grapevine and Olive. United States of America, 2013, pp. 247-287. ANDERSEN, O. M.; JORDHEIM, M. Anthocyanins—food applications. Presented at Proc. 5th Int. Congr. Pigments Foods: For Quality and Health, 14–16 Aug., Helsinki, Finl. 2009. AZEREDO, H. M. C. Nanocomposites for food packaging applications. Food Research International, v. 42, p. 1240–1253, 2009. BALLENGEE, J. B.; PINTAURO, P. N. Morphological control of electrospun Nafion nanofiber mats. Journal of the Electrochemical Society, v. 158, n. 5, p. B568-B572, 2011.
82
BARHATE, R. S.; LOONG, C. K.; RAMAKRISHNA, S. Preparation and characterization of nanofibrous filtering media. Journal of Membrane Science, v. 283, p. 209-218, 2006. BAUMGARTEN, P. K. Electrostatic spinning of acrylic microfibers. Journal of Colloid Interface Science, v. 36, p. 71–79, 1971. BERTUZZI, M. A.; ARMADA, M.; GOTTIFREDI, J. C. Physicochemical characterization of starch based films. Journal of Food Engineering, v. 82, n. 1, p. 17-25, 2007. BHARDWAJ, N.; KUNDU, S. C. Electrospinning: A fascinating fiber fabrication technique. Biotechnology Advances, v. 28, p. 325–347, 2010. BHATTARAI, S. R.; BHATTARAI, N.; YI, H. K.; HWANG, P. H.; CHA, D. I.; KIM, H. Y. Novel biodegradable electrospun membrane: scaffold for tissue engineering. Biomaterials, v. 25, p. 2595–2602, 2004. BHUSHANI, J. A.; ANANDHARAMAKRISHNAN, C. Electrospinning and electrospraying techniques: Potential food based applications. Food Science & Technology, v. 38, n. 1, p. 1-13, 2014. BORKOWSKI, T.; SZYMUSIAK, H.; GLISZCZYNSKA-SWIGLO, A.; TYRAKOWSKA, B. The effect of 3-O-beta-glycosylation on structural transformations of anthocyanins. Food Research International, v. 38, p. 1031–1037, 2005. BROTTO, D.; TERCI, L.; ROSSI, V. Indicadores naturais de pH: usar papel ou solução? Química Nova, v. 25, n. 4, p. 684–688, 2002. BROUILLARD, R.; DUBOIS, J. E. Mechanism of the structural transformations of anthocyanins in aqueous media. Journal of American Chemistry Society, v. 99, p. 1359-1363, 1977.
83
BUCHKO, C. J.; CHEN, L. C.; SHEN, Y.; MARTIN, D. C. Processing and microstructural characterization of porous biocompatible protein polymer thin films. Polymer, v. 40, p. 7397–7407, 1999. BURGER, C.; HSIAO, B. S.; CHU, B. Nanofibrous marterials and their applications. Annual Review Materials Research, v. 36, p. 333–368, 2006. CASPER, C. L.; STEPHENS, J. S.; TASSI, N. G.; CHASE, D. B.; RABOLT, J. F. Controlling surface morphology of electrospun polystyrene fibers: effect of humidity andmolecular weight in the electrospinning process. Macromolecules, v. 37, p. 573–578, 2004. CEVALLOS-CASALS, B. A.; CISNEROS-ZEVALLOS, L. Stability of anthocyanin-based aqueous extracts of Andean purple corn and red-fleshed sweet potato compared to synthetic and natural colorants. Food Chemistry, v. 86, p. 69–77, 2004. CHIGURUPATI, N.; SAIKI, L.; GAYSER, C.; DASH, A. K. Evaluation of red cabbage dye as a potential natural colour for pharmaceutical use. International Journal of Pharmaceutics, v. 241, n. 2, p. 293 - 299, 2002. CHONG, E. J.; PHAN, T. T.; LIM, I. J.; ZHANG, Y. Z.; BAY, B. H.; RAMAKRISHNA, S; LIM, C. T. Evaluation of electrospun PCL/gelatin nanofibrous scaffold for wound healing and layered dermal reconstitution. Acta Biomaterialia, v. 3, p. 321–330, 2007. CHOUNG, M. G.; CHOI, B. R.; AN, Y. N.; CHU, Y. H.; CHO, Y. S. Anthocyanin profile of Korean cultivated kidney bean (Phaseolus vulgaris L.). Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 51, p. 7040–7043, 2003. COSTA, R. G. F.; OLIVEIRA, J. E.; PAULA, G. F.; PICCIANI, P. H. S.; MEDEIROS, E. S.; RIBEIRO, C.; MATTOSO, L. H. C. Eletrofiação de Polímeros em Solução. Parte I: Fundamentação Teórica. Polímeros, v. 22, n. 2, p. 170-177, 2012.
84
COSTA, R. G. F.; RIBEIRO, C.; MATTOSO, L. H. C. Morphological and Photocatalytic Properties of PVA/TiO2 Nanocomposite Fibers Produced by Electrospinning. Journal of Nanoscience and Nanotechnology, v. 10, n. 8, p. 5144-5152, 2010. DASHDORJ, U.; REYES, M. K.; UNNITHAN, A. R.; TIWARI, A. P.; TUMURBAATAR, B.; PARK, C. H.; KIM, C. S. Fabrication and characterization of electrospun zein/Agnanocomposite mats for wound dressing applications, International Journal of Biological Macromolecules, v. 80, p. 1–7, 2015. DAVIS, J. W.; RODRIGUEZ-SAONA, L. E.; WROLSTAD, R. E. Extraction, isolation, and purification of anthocyanins. In: Current Protocols in Food Analytical Chemistry, p. 672-682, 2001. DEITZEL, J. M.; KLEINMEYER, J.; HARRIS, D.; TAN, N. C. B. The effect of processing variables on the morphology of electrospun nanofibers and textiles. Polymer, v. 42, p. 261–272, 2001. DEMIR, M. M.; YILGOR, I.; YILGOR, E.; ERMAN, B. Electrospinning of polyurethane fibers. Polymer, v. 43, p. 3303–3309, 2002. DEVARAYAN, K.; KIM, B. S. Reversible and universal pH sensing cellulose nanofibers for healthmonito. Sensors and Actuators B: Chemical, v. 209, p 281–
286, 2015. DOSHI, J.; RENEKER, D. H. Electrospinning process and applications of electrospun fibers. Journal Electrostatics, v. 35, p. 151–156, 1995. DOTTI, F.; VARESANO, A.; MONTARSOLO, A.; ALUIGI, A.; TONIN, C.; MAZZUCHETTI, G. Electrospun porous mats for high efficiency filtration. Journal of Industrial Textiles, v. 37, n. 2, p. 151-162, 2007.
85
DYRBY, M.; WESTERGARD, N.; STAPELFELDT, H. Light and heat sensitivity of red cabbage extract in soft drink models systems. Food Chemistry, v. 72, p. 431-437, 2001. FAKHOURI, F. M.; FONTES, L. C. B.; GONÇALVES, P. V. M.; MILANEZ, R. F.; STEEL, C. J.; COLLARES-QUEIROZ, F. P. Filmes e coberturas comestíveis compostas à base de amidos nativos e gelatina na conservação e aceitação sensorial de uvas Crimson. Ciência e Tecnologia Alimentos, v. 27, n. 2, p. 369-375, 2007. FALCÃO, L. D.; BARROS, D. M.; GAUCHE, C.; LUIZ, M. T. B. Copigmentação intra e intermolecular de antocianinas: uma revisão. Boletin da Ceppa, v.21, n. 2, 2003. FANTINI, D.; COSTA, L. Dye, fluorophores and pigment coloration of nanofibers produced by electrospinning. Polymers for Advanced Technologies, v. 20, n. 2, p. 111–121, 2009. FERNANDEZ, A.; TORRES-GINER, S.; LAGARON, J. M. Novel route to stabilization of bioactive antioxidants by encapsulation in electrospun fibres of zein prolamine. Food Hydrocolloids, v. 23, n. 5, p. 1427–1432, 2009. FLESCHHUT, J.; KRATZER, F.; RECHKEMMER, G.; KULLING, S. E. Stability and biotransformation of various dietary anthocyanins in vitro. European Journal of Nutrition, v. 45, p. 7–18, 2006. FLORES, S.; FAMÁ, L.; ROJAS, A. M.; GOYANES, S.; GERSCHENSON, L. Physical properties of tapioca-starch edible films: influence of filmmaking and potassium sorbate. Food Research International, v. 40, n. 2, p. 257-265, 2007. FONG, H.; CHUN, I.; RENEKER, D. H. Beaded nanofibers formed during electrospinning. Polymer, v. 40, v. 16, p. 4585 - 4592, 1999.
86
FONG, H.; RENEKER, D. H. Elastomeric nanofibers of styrene–butadiene–styrene tri-block copolymers. Journal Polymer Science Part B: Polym Physics, v. 37, p. 3488–3493, 1999. FOUST, A. S.; WENZEL, L. A.; CLUMP, C. W.; MAUS, L.; ANDERSEN, L. B. Principles of Unit Operations. (2nd ed.). New York: John Wiley & Sons, 1980. FRANCIS, F. J. Analysis of anthocyanins. In: MARKAKIS, P. (ed.) Anthocyanins as foodcolors. New York: Academic Press, 1982. p. 181-207. FRANCIS, F. J. Anthocyanins and betalains: composition and applications. Cereal Foods World, v. 45, p. 208-213, 2000. FRANCIS, F. J. Food colorants: anthocyanins. Critical Review of Food Science and Nutrition, v. 28, p. 273-314, 1989. FRENOT, A.; CHRONAKIS, I. S. Polymer nanofibers assembled by electrospinning. Current Opinion in Colloid & Interface Science, v. 8, n. 1, p. 64-75, 2003. GARCÍA, M. A.; PINOTTI, A.; MARTINO, M. N.; ZARITZKY, N. E. Characterization of starch and composite edible films and coatings. In Edible Films and Coatings for Food Applications. Springer, eds. Embuscado, M. E.; Huber, K. C., 2009. GHORANI, B.; RUSSELL, S. J.; GOSWAMI, P. Controlled morphology and mechanical characterisation of electrospun cellulose acetate fibre webs. International Journal of Polymer Science, v. 2013, p. 1-2, 2013. GIUSTI, M.; WROLSTAD, R. E. Characterization and measurement of anthocyanins by UV-visible spectroscopy. In: Current Protocols in Food Analytical Chemistry, p. 683-695, 2001.
87
GOLASZ, L. B.; SILVA, J.; SILVA, S. B. Film with anthocyanins as an indicator of chilled pork deterioration. Science and Technology Food, v. 33, p. 155-162, 2013. GONTARD, N.; DUCHEZ, C.; CUQ, J.L.; GUILBERT, S. Edible composite films of wheat gluten and lipids: water vapor permeability and other physical properties. International Journal of Food Science and Technology, v. 29, p. 39-50, 1994. GONTARD, N.; GUILBERT, S.; CUQ, J. L. Edible wheat gluten films: influence of the main process variables on film properties using response surface methodology. Journal of Food Science, v. 57, n. 1, p. 190-199, 1992. GUPTA, P.; ELKINS, C.; LONG, T. E.; WILKES, G. L. Electrospinning of linear homopolymers of poly(methyl methacrylate): exploring relationships between fiber formation, viscosity, molecular weight and concentration in a good solvent. Polymer, v. 46, n. 13, p. 4799-4810, 2005. HAGHI, A. K.; AKBARI, M. Trends in electrospinning of natural nanofibers. Physica Status Solidi, v. 204, p. 1830–1834, 2007. HAN, J. H.; HO, C. H. L.; RODRIGUES, E. T. Intelligent packaging. Innovation in Food Packaging, ISBN: 0-12-311632-5, 2005. HOHMAN, M.M.; SHIN, M.; RUTLEDGE, G.; BRENNER, M.P. Electrospinning and electrically forced jets. II. Applications. Physics of Fluids, v. 13, p. 2221–2236, 2001. IACOBUCCI, G. A.; SWEENY, J. G. The chemistry of anthocyanins, anthocyanidins, and related flavilium salts. Tetrahedron Letters, v. 39, p. 3005-3012, 1983. JARUSUWANNAPOOM, T.; HONGROIJANAWIWAT, W.; JITJAICHAM, S.; WANNATONG, L.; NITHITANAKUL, M.; PATTAMAPROM, C.; KOOMBHONGSE, P.; RANGKUPAN, R.; SUPAPHOL, P. Effect of solvents on electro-spinnability of polystyrene solutions and morphological appearance of resulting electrospun polystyrene fibers. European Polymer Jounal, v. 41, p. 409–421, 2005.
88
JIANG, H. L.; FANG, D. F.; HSIAO, B. S.; CHU, B.; CHEN, W. L. Optimization and characterization of dextran membranes prepared by electrospinning. Biomacromolecules, v. 5, p. 326-333, 2004. JUN, Z.; HOU, H.; SCHAPER, A.; WENDORFF, J. H.; GREINER, A. Poly-L-lactide nanofibers by electrospinning — influence of solution viscosity and electrical conductivity on fiber diameter and fiber morphology. e-Polymers, v. 9, p. 1–9, 2003. KAMALJIT, S.; SUCHARITA, A. Removal of synthetic textile dyes from wastewaters: A critical review on present treatment technologies. Journal Critical Reviews in Environmental Science and Technology, v.41, n. 9, p 807-878, 2011. KI, C. S.; BAEK, D. H.; GANG, K.D.; LEE, K. H.; UM, I. C.; PARK, Y. H. Characterization of gelatin nanofiber prepared from gelatin-formic acid solution. Polymer, v. 46, p. 5094–5102, 2005. KIM, J. S.; RENEKER, D. H. Mechanical properties of composites using ultrafine electrospun fibers. Polymer Composites, v. 20, p. 124–131, 1999. KIM, J. Y.; CHOI, Y. G.; KIM, S. R. B.; LIM, S. T. Humidity stability of tapioca starch-pullulan composite films. Food Hydrocolloids, v. 41, p. 140-145, 2014. KOKOSZKA, S.; DEBEAUFORT, F.; HAMBLETON, A.; LENART, A.; VOILLEY, A. Protein and glycerol contents affect physico-chemical properties of soy protein isolate-based edible films. Innovative Food Science and Emerging Technologies, v. 11, p. 503–510, 2010. KONG, J. M; LIAN-SAI CHIA, L. S.; GOH, N. K.; CHIA, T. F.; BROUILLARD, R. Analysis and biological activities of anthocyanins. Phytochemistry, v. 64, n. 5, p. 923-933, 2003. KOOMBHONGSE, S.; LIU, W.; RENEKER, D. H. Flat polymer ribbons and other shapes by electrospinning. Journal of Polymer Science Part B: Polymer Physics, v. 39, n. 21, p. 2598-2606, 2001.
89
LI, D.; XIA, Y. Electrospinning of nanofibers: reinventing the wheel. Advanced Materials, v. 16, p. 1151–1170, 2004. LI, Y.; LIM, L. T.; KAKUDA, Y. Electrospun zein fibers as carriers to stabilize epigallocatechin gallate. Journal of Food Science, v. 74, n. 3, p. C233–C240, 2009. LIN, Y.; YAO, Y.; YANG, X.; WEI, N.; LI, X.; GONG, P.; LI, R.; WU, D. Preparation of poly(-ether sulfone) nanofibers by gas-jet/electrospinning. Journal of Applied Polymer Science, v. 107, n. 2, p. 909-917, 2008. LINNEMANN, B.; RANA, A.; GRIES, T. Electrospinning: nanofiber from polycaprolactone (PCL). Chemical Fibres International, v. 55, n. 6, p. 370-372, 2005. LIU, H. Q.; HSIEH, Y. L. Ultrafine fibrous cellulose membranes from electrospinning of cellulose acetate. Journal of Polymer Science Part B: Polym Physics, v. 40, p. 2119–2129, 2002. LU, C.; CHEN, P.; LI, J.; ZHANG, Y. Computer simulation of electrospinning. Part I. Effect of solvent in electrospinning. Polymer, v. 47, n. 3, p. 915-921, 2006. LUCHESE, C. L.; FRICK, J. M.; PATZER, V. L.; SPADA, J. C.; TESSARO, I. C. Synthesis and characterization of biofilms using native and modified pinhão starch. Food Hydrocolloids, v. 45, p. 203-210, 2015. MAHMOUD, R.; SAVELLO, P. A. Mechanical properties of water vapor transferability through whey protein films. Journal of Dairy Science, v. 75, n. 4, p. 942-946, 1992. MALACRIDA, C. R.; MOTTA, S. Antocianinas em suco de uva: composição e estabilidade. Boletin da Ceppa, v. 24, n. 1, p. 59-82, 2006.
90
MALI, S.; GROSSMANN, M. V. E.; GARCIA, M. A.; MARTINO, M. N.; ZARITZKY, N. E. Mechanical and thermal properties of yam starch films. Food Hydrocolloids, v.19, n. 1, p. 157-164. 2005. MCKEE, M. G.; WILKES, G. L.; COLBY, R. H.; LONG, T. E. Correlations of solution rheology with electrospun fiber formation of linear and branched polyesters. Macromolecules, v. 37, p. 1760–1767, 2004. MEGELSKI, S.; STEPHENS, J. S.; CHASE, D. B.; RABOLT, J. F. Micro and nanostructured surface morphology on electrospun polymer fibers. Macromolecules, v. 35, n. 22, p. 8456-8466, 2002. MIHINDUKULASURIYA, S. D. F.; LIM, L. –T. Nanotechnology development in food packaging: A review. Trends in Food Science & Technology, v. 40, p. 149-167, 2014. MIT-UPPATHAM, C.; NITHITANAKUL, M.; SUPAPHOL, P. Ultrafine electrospun polyamide-6 fibers: effect of solution conditions on morphology and average fiber diameter. Macromolecular Chemistry and Physics, v. 205, p. 2327–2338, 2004. MOHD, P.; KHAN, A.; FAROOQUI, M. Analytical Applications of Plant Extract as Natural pH Indicator: A Review. Journal of Advanced Scientific Research, v. 2, n. 4, p. 20–27, 2011. MONTERREY, E. S.; SOBRAL, P. J. A. Caracterização de propriedades mecânicas e óticas de biofilmes a base de proteínas miofibrilares de tilápia do Nilo usando uma metodologia de superfície-resposta. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 19, n. 2, p. 294-301, 1999. MORAIS , M. G.; STILLINGS, C.; DERSCH, R.; RUDISILE, M.; PRANKE, P.; COSTA, J. A. V.; WENDORFF, J. Preparation of nanofibers containing the microalga Spirulina (Arthrospira). Tecnologia Bioresource, v. 101, n. 8, p. 2972-2876, 2010.
91
MORONI, L.; LICHT, R.; DE BOER, J.; DE WIJN, J. R.; VAN BLITTERSWIJK, C. A. Fiber diameter and texture of electrospun PEOT/PBT scaffolds influence human mesenchymal stem cell proliferation and morphology, and the release of incorporated compounds. Biomaterials, v. 27, n. 28, p. 4911–4922, 2006. MÜLLER, C. M. O.; LAURINDO, J. B.; YAMASHITA, F. Effect of cellulose fibers addition on the mechanical properties and water vapor barrier of starch-based films. Food Hydrocolloids, v. 23, p. 1328-1333, 2009. MUNIR, M. M.; SURYAMAS, A. B.; ISKANDAR, F.; OKUYAMA, K. Scaling law on particle-to-fiber formation during electrospinning. Polymer, v. 50, n. 20, p. 4935-4943, 2009. NAKAO, M.; INOUE, S.; YOSHINOBU, T.; IWASAKI, H. High-resolution pH imaging sensor for microscopic observation of microorganisms. Sensors and Actuators B: Chemical, v. 34, p. 234–239, 1996. NEO, Y. P.; RAY, S.; JIN, J.; NIKOLAIDIS, M. G.; NIEUWOUDT, M. K.; LIU, D.; QUEK, S. Y. Encapsulation of food grade antioxidant in natural biopolymer by electrospinning technique: A physicochemical study based on zein–gallic acid system. Food Chemistry, v. 136, p. 1013–1021, 2013. OHGO, K.; ZHAO, C.; KOBAYASHI, M.; ASAKURA, T. Preperation of non- woven nanofibers for Bombyx mori silk, Samia cythia ricini silk and recombinant hybrid silk with electrospinnning method. Polymer, n. 44, p. 841–846, 2003. OHKAWA, K.; KIM, H.; LEE, K.; YAMAMOTO H. Electrospun non-woven fabrics of poly (ecaprolactone) and their biodegradation by pure cultures of soil filamentous fungi. Macromolecular Symposia, v. 216, p. 301–306, 2004. OHLSSON, T.; BENGTSSON, N. (2002). Minimal Processing Technologies in the Food Industry, pp. 88-89, 110-111. Woodhead Publishing, Cambridge, UK. ONO, S.; IMAI, R.; IDA, Y.; SHIBATA, D.; KOMIYA, T.; MATSUMURA, H. Increased wound pH as an indicator of local wound infection in second degree burns. Burns, v. 41, n. 4, p. 820-824, 2015.
92
PACQUIT, A.; FRISBY, J.; DIAMOND, D.; LAU, K. T.; FARRELL, A.; QUILTY, B.; DIAMOND, D. Development of a smart packaging for the monitoring of fish spoilage. Food Chemistry, v. 102, p. 466–470, 2007. PALAMIDIS, N.; MARKAKIS, P. Stability of grape anthocyanin in a carbonated beverage. Journal of Food Science, v. 40, p. 1047-1049, 1975.
PEREIRA JR., V. A.; ARRUDA, I. N. Q.; STEFANI, R. Active chitosan/PVA films with anthocyanins from Brassica oleraceae (red cabbage) as time–temperature indicators for application in intelligent food packaging. Food Hydrocolloids, v. 43, p. 180-188, 2015. PIRAN, A. P.; RIGO, L.; CARDOSO, J. C.; ALMEIDA, M. S.; JACQUES, R A.; PADILHA, F. F. Avaliação de filmes fortificados com ferro. Brazilian Journal of Food Technology, p. 152-157, 2008. PRACHAYAWARAKORN, J.; POMDAGE, W. Efeito da carragena nas propriedades de compósitos de polietileno termoplástico amido de mandioca/baixa densidade biodegradáveis reforçados por fibras de algodão. Materiais e Design, v. 61, p. 264-269, 2014. PULIGUNDLA, P.; JUNG, J.; KO, S. Carbon dioxide sensors for intelligent food packaging applications. Food Control, v. 25, n.1, p. 328–333, 2012. RAMAKRISHNA, S.; FUJIHARA, K.; TEO, W. E.; YONG, T.; MA, Z.; RAMASESHAN, R. Electrospun nanofibers: solving global issues. Materials Today, v. 9, p. 40–50, 2006. RAMOS, E. M.; GOMIDE, L. A. de M. Avaliação da qualidade de carnes: fundamentos e metodologias. Viçosa: Ed. da UFV, 2007. 599 p RAOUFI, N.; SURRE, F.; RAJARAJAN, M.; SUN, T.; GRATTAN, K. T. V. Optical sensor for pH monitoring using a layer-by-layer deposition technique emphasizing
93
enhanced stability and re-usability. Sensors and Actuators B: Chemical, v. 195, p. 692–701, 2014. REALINI, C. E.; MARCOS, B. Active and intelligent packaging systems for a modern society. Meat Science, v. 98, p. 404–419, 2014. RENEKER, D. H.; CHUN, I. Nanometre diameter fibres of polymer produced by electrospinning. Nanotechnology, v. 7, p. 216–223, 1996. RENEKER, D. H.; YARIN, A. L. Electrospinning jets and polymer nanofibers. Polymer, v.49, n. 10, p. 2387-2425, 2008. RENEKER, D. H.; YARIN, A. L.; FONG, H.; KOOMBHONGSE, S. Bending instability of electrically charged liquid jets of polymer solutions in electrospinning. Journal of Applied Physics, v. 87, n. 9, p. 4531-4547, 2000. RHIM, J. W.; PARK, H. M.; HA, C. S. Bio-nanocomposites for food packaging applications. Progress in Polymer Science, v. 38, p.1629–1652, 2013. RIGO, L. N. Desenvolvimento e caracterização de biofilmes. Dissertação de Mestrado. Universidade Regional Integrada do Alto Uruguai e das Missões, 2006. ROJAS-GRAU, M. A.; SOLIVA-FORTUNY, R.; MARTÍN-BELLOSO, O. Edible coatings to incorporate active ingredients to fresh cut fruits: a review. Trends in Food Science & Technology, v. 20, p. 438- 447, 2009. RUKCHON, C.; NOPWINYUWONG, A.; TREVANICH, S.; JINKARN, T.; SUPPAKUL, P. Development of a food spoilage indicator for monitoring freshness of skinless chicken breast. Talanta, v. 130, p. 547–554, 2014.
94
RYU, Y. J.; KIM, H. Y.; LEE, K. H.; PARK, H. C.; LEE, D.R. Transport properties of electrospun nylon 6 non-woven mats. European Polymer Journal, v .39, p.1883–1889, 2003. SARNI-MANCHADO, P. S.; FULCRAND, H.; SOUQUET, J.M.; CHEYNIER, V.; MOUTOUNET, M. Stability and color of unreported wine anthocyanin-derived pigments. Journal of Food Science, v. 61, n. 5, p. 938-941, 1996. SHAHID, M., MOHAMMAD, F. Recent advancements in natural dye applications: a review. Journal of Cleaner Production, v. 53, p. 310–331, 2013. SHEN, X.; YU, D.; ZHU, L.; BRANFORD-WHITE, C.; WHITE, K.; CHATTERTON, N. P. Electrospun diclofenac sodium loaded Eudragit_ L 100–55 nanofibers for colontargeted drug delivery. International Journal of Pharmaceutics, v. 408, p. 200–207, 2011. SHUKLA, R.; CHERYAN, M. Zein: The industrial protein from corn. Industrial Crops and Products, v. 13, n. 3, p. 171–192, 2001. SILVA-PEREIRA, M. C.; TEIXEIRA, J. A.; PEREIRA-JÚNIOR, V. A.; STEFANI, R. Chitosan/corn starch blend films with extract from Brassica oleraceae (red cabbage) as a visual indicator of fish deterioration. LWT - Food Science and Technology, v. 61, p. 258-262, 2015. SMITH, L. A.; MA, P. X. Nano-fibrous scaffolds for tissue engineering. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, v. 39, p. 125–131, 2004. SOBRAL, P. J. A. Propriedades funcionais de biofilmes de gelatina em função da espessura. Ciência e Engenharia, v. 8, n. 1, p. 60-67, 1999. SOUZA, B. W. S.; CERQUEIRA, M. A.; TEIXEIRA, J. A.; VICENTE, A. A. The Use of Electric Fields for Edible Coatings and Films Development and Production: A Review. Food Engineering Reviews, v. 2, p. 244 - 255, 2010.
95
STEFFENS, D.; LEONARDI, D.; SOSTER, P. R. L.; LERSCH, M.; ROSA, A.; CRESTANI, T.; SCHER, C.; MORAIS, M. G.; COSTA, J. A. V.; PRANKE, P. Development of a new nanofiber scaffold for use with stem cells in a third degree burn animal model. Burns, v. 40, n. 8, p. 1650-1660, 2014. STITZEL, J.; PAWLOWSKI, K.; WNEK, G.; SIMPSON, D.; BOWLIN, G. Arterial smooth muscle cell proliferation on a novel biomimicking, biodegradable vascular graft scaffold. Journal Biomaterials Applications, v. 16, p. 22–33, 2001. SUI, X.; DONG, X.; ZHOU, W. Combined effect of pH and high temperature on the stability and antioxidant capacity of two anthocyanins in aqueous solution. Food Chemistry, v. 163, p. 163–170, 2014. TAKEOKA, G. R.; DAO, L. T.; FULL, G. H.; WONG, R. Y.; HARDEN, L. A.; EDWARDS, R. H.; BERRIOS, J. J. Characterization of black bean (Phaseolus vulgaris L.) anthocyanins. Journal of Agricultural & Food Chemistry, v. 45, p. 3395–3400, 1997. TAN, S. H.; INAI, R.; KOTAKI, M.; RAMAKRISHNA, S. Systematic parameter study for ultra-fine fiber fabrication via electrospinning process. Polymer, v. 46, p. 6128–6134, 2005. TASSANAWAT, S.; PHANDEE, A.; MAGARAPHAN, R.; NITHITANAKUL, M.; MANUSPIYA, H. pH-sensitive PP/clay nanocomposites for beverage smart packaging, in: Proceedings of the 2nd IEEE International, Conference on Nano/Micro Engineered and Molecular Systems, 2007. TSUDA, T.; OSAWA, T.; OSHIMA, K.; KAWAKISHI, S. Antioxidative pigments isolated from the seeds of Phaseolus vulgaris L. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 42, p. 248–251, 1994. VANDERROOST, M.; RAGAERT, P.; DEVLIEGHERE, F.; MEULENAER, B. Intelligent food packaging: The next generation. Trends in Food Science & Technology, v. 39, p. 47-62, 2014.
96
VEIGA-SANTOS, P., DITCHFIELD, C., TADINI, C. C. Development and evaluation of a novel pH indicator biodegradable film based on cassava starch. Journal of Applied Polymer Science, v. 120, 1069-1079, 2011. WANG, H. S.; FU, G. D.; LI, S. X. Functional polymeric nanofibers from electrospinning. Recents Patents on Nanotechnology, v. 3, p. 21–31, 2009. WEN, H. F.; YANG, C.; YU, D. G.; LI, X. Y.; ZHANG, D. F. Electrospun zein nanoribbons for treatment of lead-contained Wastewater. Chemical Engineering Journal, v. 290, p. 263–272, 2016. WICZKOWSKI, W.; SZAWARA-NOWAK, D.; TOPOLSKA, J. Red cabbage anthocyanins: Profile, isolation, identification, and antioxidant activity. Food Research International, v. 51, p. 303–309, 2013. YAM, K. L., TAKHISTOV, P. T.; MILTZ, J. Intelligent packaging: Concepts and applications. Journal of Food Science, v. 70, n.1, p. 1–10, 2005. YANG, Q.; LI, Z.; HONG, Y.; ZHAO, Y.; QIU, S.; WANG, C.; WEI, Y. Influence of solvents on the formation of ultrathin uniform poly (vinyl pyrrolidone) nanofibers with electrospinning. Journal of Polymer Science Part B: Polym Physics, v. 42, p. 3721–3726, 2004. YAO, Z. C.; CHAN, M. W.; AHMAD, Z.; LI, J. S. Encapsulation of rose hip seed oil into fibrous zein films for ambient and on demand food preservation via coaxial electrospinning. Journal of Food Engineering, v. 191, p. 115-123, 2016. YILMAZ, A.; BOZKURT, F.; CICEK, P. K.; DERTLI, E.; DURAK, M. Z.; YILMAZ, M. T. A novel antifungal surface-coating application to limit postharvest decay on coated apples: Molecular, thermal and morphological properties of electrospun zein–nanofiber mats loaded with curcumin. Innovative Food Science and Emerging Technologies, v. 37, p. 74-83, 2016.
97
YING, Y.; ZHIDONG, J.; QIANG, L.; ZHICHENG, G. Experimental investigation of the governing parameters in the electrospinning of polyethylene oxide solution. Dielectrics and Electrical Insulation, IEEE Transactions on, v. 13, n. 3, p. 580-585, 2006. YOSHIDA, C. M. P.; MACIEL, V. B. V.; MENDONÇA, M. E. D.; FRANCO, T. T. Chitosan biobased and intelligent films: Monitoring pH variations. LWT - Food Science and Technology, v. 55, p. 83-89, 2014. YUAN, X. Y.; ZHANG, Y. Y.; DONG, C. H.; SHENG, J. Morphology of ultrafine polysulfone fibers prepared by electrospinning. Polymer, v. 53, p. 1704–1710, 2004. ZAVAREZE, E. R.; PINTO, V. Z.; KLEIN, B.; HALAL, S. L. M.; ELIAS, M. C.; PRENTICE-HERNÁNDEZ, C.; DIAS, A. R. G. Development of oxidised and heat–moisture treated potato starch film. Food Chemistry, v. 132, n. 1, p. 344–350, 2012. ZHANG, X.; LU, S.; CHEN, X. A visual pH sensing film using natural dyes from Bauhinia blakeana Dunn. Sensors and Actuators B, v. 198, p. 268–273, 2014. ZONG, X.; KIM, K.; FANG, D.; RAN, S.; HSIAO, B. S.; CHU, B. Structure and process relationship of electrospun bioadsorbable nanofiber membrane. Polymer, v. 439, p. 4403–4412, 2002.