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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

Facultad de Medicina

Departamento de Microbiología y Parasitología

X DIPLOMADO EN MICOLOGÍA MÉDICA

“DR. ANTONIO GONZÁLEZ OCHOA”

Del 9 de junio al 4 de julio de 2014

PROGRAMA

Profesor Titular: Dr. Rubén López Martínez

Profesores Adjuntos: Dra. Francisca Hernández Hernández

Dr. Luis Javier Méndez Tovar

2

DIRECTORIO

FACULTAD DE MEDICINA

Dr. Enrique Luis Graue Wiechers

Director

Dra. Rosalinda Guevara Guzmán

Secretaria General

Dr. Pelayo Vilar Puig

Jefe de la División de Estudios de Posgrado

Dr. Jaime Mas Oliva

Jefe de la División de Investigación

Lic. Graciela Zúñiga González

Secretaria Administrativa

Dr. Melchor Sánchez Mendiola

Secretaría de Educación Médica

Dr. Leobardo Ruíz Pérez

Secretaría de Enseñanza Clínica, Internado y Servicio Social

3

COORDINACIÓN DE EDUCACIÓN MÉDICA CONTINUA

Dr. Julio M. Cacho Salazar

Subdivisión de Educación Continua

Dr. Melchor Sánchez Mendiola

Secretaría de Educación Médica

DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA

Dra. Patricia Tato Zaldívar

Jefa del Departamento

Dr. Javier Rolando Ambrosio Hernández

Coordinador de Investigación

Q.F.B. Yolanda García Yáñez

Coordinadora de Enseñanza

4

LABORATORIO DE MICOLOGÍA MÉDICA

Dr. Rubén López Martínez

Jefe del Laboratorio. Profesor Titular “C” T.C.

Dra. Francisca Hernández Hernández

Profesora Titular “B” T.C.

Dra. Laura Rosio Castañón Olivares

Profesora Titular “A” T.C.

Dra. Patricia Manzano Gayosso

Profesora Titular “A” T.C.

Biól. Elva Bazán Mora

Técnica Académica Asociada “C” T.C.

Q.F.B. Érika Córdova Martínez

Técnica Académica Asociada “B” T.C.

5

PROFESORES EXTRANJEROS

Dr. Rubén López Benítez. Hospital Universitario de Berna INSELSPITAL, Berna,

Suiza.

PROFESORES NACIONALES

Dr. Aarón Vázquez Hernández. Hospital de Especialidades, Centro Médico

Nacional Siglo XXI, Instituto Mexicano del Seguro Social, México, D. F.

Dra. Adriana Montoya Esquivel. Centro de Investigación en Ciencias Biológicas

y Posgrado en Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma de Tlaxcala.

M. en C. Alexandro Bonifaz. Servicio de Dermatología, Hospital General de

México, O.D., México, D. F.

M. en C. Alejandra Espinosa Texis. Centro de Investigaciones en Ciencias

Microbiológicas, Benemérita Universidad Autónoma de Puebla, Puebla.

Dra. Alicia Lemini López. Hospital General de Zona No. 8, Instituto Mexicano del

Seguro Social, México D. F.

Dr. Aureliano Castillo Solana. Hospital General de Acapulco, S.S., Acapulco,

Gro.

Dra. Blanca Edith Millán Chiu. Departamento de Microbiología y Parasitología,

Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.

Dra. Carolina Segundo Zaragoza. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia,

Universidad Nacional Autónoma de México, México, D. F.

6

Dra. Conchita Toriello Nájera. Departamento de Microbiología y Parasitología,


Q.F.B. Cudberto Contreras Pérez. Instituto Nacional de Diagnóstico y Referencia

Epidemiología, México D. F.

Dr. Dionisio Felix

Ex alumno del Dr. Antonio González Ochoa

Dra. Elsa Vázquez del Mercado. Hospital General Dr. Manuel Gea González,

S.S., México D. F.

Biol. Elva Bazán Mora. Departamento de Microbiología y Parasitología, Facultad

de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México, México D. F.

Q.F.B. Érika Córdova Martínez. Departamento de Microbiología y Parasitología,


Dra. Francisca Hernández Hernández. Departamento de Microbiología y

Parasitología, Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México,

México D. F.

Dra. Gabriela Moreno Coutiño. Hospital General Dr. Manuel Gea González, S.S.,

México D. F.

Dr. Gerardo Mata. Instituto de Ecología, A.C., Xalapa, Ver.

Dra. Gisela Navarrete Franco. Centro Dermatológico Dr. Ladislao de la Pascua.

7

Dr. Héctor Manuel Barragán Campos. Unidad de Resonancia Magnética.

Instituto de Neurobiología, Universidad Nacional Autónoma de México, Campus

Juriquilla, Querétaro, Qro.

QFB. Israel Silva González. Hospital de Especialidades, CMN Siglo XXI, IMSS.

Q.F.B. Javier Araiza Santibañez. Hospital General de México, S.S., México, D. F.

Dra. Josefina Carbajosa. Instituto Nacional de Ciencias Médicas y Nutrición

Salvador Zubirán, México D. F.

Biól. Jorge Mayorga. Instituto Dermatológico de Jalisco Dr. José Barba Rubio,

Guadalajara, Jal.

Dra. Laura Castrillón Rivera. Universidad Autónoma Metropolitana, Unidad

Xochimilco, México D. F.

Dra. Laura Rosio Castañón Olivares. Departamento de Microbiología y


México D. F.

Dr. Leonel del Rivero. Servicio de Inmunología y Alergología, Hospital de

Especialidades, Centro Médico Nacional Siglo XXI, Instituto Mexicano del Seguro

Social, México, D. F.

Dr. Lucio Vera. Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de Nuevo León, N.

L.

Dr. Luis Javier Méndez Tovar. Hospital de Especialidades, Centro Médico

Nacional Siglo XXI, Instituto Mexicano del Seguro Social, México, D. F.

8

Dra. Magda Carvajal Moreno. Instituto de Biología, Universidad Nacional

Autónoma de México, México D. F.

Dra. Margarita Villegas Ríos. Facultad de Ciencias, Universidad Nacional


Dra. María del Carmen Padilla Desgarennes. Centro Dermatológico Dr. Ladislao

de la Pascua, México D. F.

Dra. María de los Ángeles Martínez Rivera. Escuela Nacional de Ciencias

Biológicas, I.P.N., México D. F.

Dra. María Lucia Taylor Da Cunha E Mello. Departamento de Microbiología y


México D.F.

Dra. Marina Romero. Hospital General de Acapulco, S.S., Acapulco, Gro.

Dr. Oliverio Welsh Lozano. Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de

Nuevo León, N. L.

Dra. Patricia Manzano Gayosso. Departamento de Microbiología y Parasitología,


Dr. Ramón Fernández. Hospital General “Manuel Gea González”, S.S., México,

D. F.

Dr. Roberto Arenas Guzmán. Hospital General Dr. Manuel Gea González, S.S.,

México D. F.

9

Dr. Roberto Cervantes Olivares. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia,

Universidad Nacional Autónoma de México, México, D. F.

Dra. Rocío Orozco Topete. Instituto Nacional de Ciencias Médicas y Nutrición

Salvador Zubirán, México D. F.

Dr. Rubén López Martínez. Departamento de Microbiología y Parasitología,


Dr. Sigfrido Sierra Galván. Facultad de Ciencias, Universidad Nacional


Dr. Víctor M. Tarango Martínez. Instituto Dermatológico de Jalisco Dr. José

Barba Rubio, Guadalajara, Jal.

Dra. Virginia Vanzzini Zago. Asociación para Evitar la Ceguera en México Dr.

Luis Sánchez Bulnes, S.S., México D.F.

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SESIONES TEÓRICAS

Lunes 9 de junio

9:00 - 9:30 h InauguraciónDra. Paz María Salazar Schettino

9:30 - 10:00 h Introducción al Curso de Micología MédicaDr. Rubén López Martínez

MÓDULO I. GENERALIDADES DE HONGOS

10:00 - 11:30 h Morfología general de los hongosDra. Francisca Hernández Hernández

11:30 - 12:00 h Receso

12:00 - 13:30 h Estructura y fisiología de los hongos Dr. Luis J. Méndez Tovar

Martes 10 de junio

9:00 - 10:00 h Taxonomía en la Micología MédicaDra. Margarita Villegas Ríos

10:00 - 11:00 h Reproducción sexualBiól. Elva Bazán Mora

11:00 - 11:30 h Receso

11:30 - 13:30 h Reproducción asexual: conidiogénesis y esporangiosporogénesisDra. Blanca Edith Millán Chiu

Miércoles 11 de junio

9:00 - 10:00 h Dimorfismo en los hongos patógenosDra. Conchita Toriello Nájera

10:00 – 11:30 h Campos de estudio de la micologíaDr. Gerardo Mata

11: 30 - 12:00 h Receso

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12:00 - 13:30 h Ecología de los hongosDr. Sigfrido Sierra Galván

MÓDULO II. GENERALIDADES DE MICOLOGÍA MÉDICA

Jueves 12 de junio

09:00 - 10:30 h Factores de virulencia y mecanismos de patogenicidad de los hongosDra. Conchita Toriello Nájera

10:30 - 11:30 h Técnicas de laboratorio para el diagnóstico micológicoQ.F.B. Israel Silva González

11:30 - 12:00 h Receso

12:00 - 13:30 h La respuesta inmune en las micosisDra. Laura Castrillón Rivera

MODULO III. MICOSIS SUPERFICIALES

Viernes 13 de junio

09:00 - 10:00 h Propedéutica dermatológicaDr. Aarón Vázquez Hernández

10:00 – 11:00 h Dermatofitos: ecología y morfologíaDra. Patricia Manzano Gayosso

11:00 - 11:30 h Receso

11:30 - 12:30 h Dermatofitosis: epidemiología y cuadros clínicosDr. Víctor M. Tarango Martínez

12:30 - 13:30 h Dermatofitosis: diagnóstico de laboratorio y tratamientoDra. Patricia Manzano Gayosso

Lunes 16 de junio

09:00 - 10:00 h Tiña negra y piedrasDra. Marina Romero

12

10:00 - 11:00 El género Malassezia y patologías asociadasDra. Francisca Hernández Hernández

11:00 – 11:30 Receso

11:30 - 12:30 Pitiriasis versicolor y dermatitis seborreicaDra. Guadalupe Chávez

12:30-13:30 Diagnóstico diferencial de las micosis superficialesDra. María del Carmen Padilla

15:00 – 16:00 El género Sporothrix y epidemiología de la esporotricosisM. en C. Alejandra Espinosa Texis

Martes 17 de junio

9:00 - 11:00 Histopatología de las micosisDra. Gisela Navarrete

11:00 - 11:30 Receso

MÓDULO IV. MICOSIS SUBCUTÁNEAS

11:30 - 12:30 Pseudomicosis superficialesDra. Elsa Vázquez del Mercado

12:30 - 13:30 Esporotricosis: clínica, diagnóstico y tratamientoDr. Roberto Estrada


09:00 – 10:00 h Micetoma: etiología y epidemiologíaDra. Francisca Hernández Hernández

10:00 – 11:00 h Micetoma: clínica y diagnóstico diferencialDr. Luis J. Méndez Tovar

11:00 – 11:30 h Receso

11:30 – 12:30 h Micetoma: diagnóstico de laboratorio e imagenologíaDr. Edoardo Torres

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12:30 – 13:30 Micetoma: tratamientoDr. Oliverio Welsh Lozano

Jueves 19 de junio

9:00 – 10:00 NocardiosisDr. Lucio Vera

10:00 – 11:00 CromoblastomicosisQFB Javier ARAIZA

11:00 – 11:30 Receso

11.30 – 12:30 Conidiobolomicosis, basidiobolomicosisBiól. Jorge Mayorga

12:30 – 13:30 Sesión de casos clínicosBiól. Jorge Mayorga

Viernes 20 de junio

9:00 – 10:00 Seminario

10:00 – 11:00 MicotoxicosisDra. Magda Carvajal Moreno

11:00 – 11:30 Receso

MÓDULO V. MICOSIS SISTÉMICAS

11.30 – 12.30 El género CoccidioidesLaura Rosio Castañón Olivares

12:30 – 13:30 Coccidioidomicosis: clínica, diagnóstico y tratamientoRubén López Martínez

Lunes 23 de junio

9:00 – 10:00 ActinomicosisLuis J. Méndez Tovar

10:00 – 11:00 Ecología de Histoplasma capsulatum y epidemiología de la histoplasmosis.Dra. María Lucia Taylor Da Cunha E Mello

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11:00 – 11:30 Receso

11:30 - 12:30 h Histoplasmosis: clínica, diagnóstico y tratamientoDr. Rubén López Martínez

12:30 - 13:30 h

Martes 24 de junio

9:00 – 10:00 Paracoccidioidomicosis Dr. Ramón Fernández

10:00 – 11:00 BlastomicosisDra. Gabriela Moreno Coutiño

11:00 – 11:30 Receso

11:30 – 12:30 El género AspergillusDra. Rocío Reyes Montes

12:30 – 13:30 Examen

MÓDULO VI. MICOSIS OPORTUNISTAS


09:00 – 10:00 h AspergilosisM. en C. Alexandro Bonifaz

10:00 - 11:00 h El género CandidaDra. Ma. de los Ángeles Martínez Rivera

11:00 – 11:30 RECESO

11:30 – 12:30 h Candidosis: clínica, diagnóstico y tratamiento.Dr. Roberto Arenas Guzmán

12:30 - 13:30 h MucormicosisDr. Roberto Arenas Guzmán

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Jueves 26 de junio

9:00 – 10:00 El género CryptococcusDra. Laura Rosio Castañón Olivares

10:00 – 11:00 CriptococosisM. en C. Alexandro Bonifaz

11:00 – 11:30 Receso

11:30 – 12:30 El género Pneumocystis Dra. Francisca Hernández Hernández

12:30 – 13:30 h NeumocistosisDr. Luis Javier Méndez Tovar

Viernes 27 de junio

09:00 – 10:30 h Seminario

MÓDULO VII. TEMAS SELECTOS DE MICOLOGÍA MÉDICA

10:30 – 12:00 Fundamentos de Biología Molecular aplicada a laMicología MédicaDr. Leonel Mendoza

12:00 – 12:30 Receso

12:30 - 13:30 h La epidemiología como una herramienta de la micologíamédicaDr. Aureliano Castillo Solana

Lunes 30 de junio

9:00 - 10:00 h Hongos contaminantesDr. Rubén López Martínez

10:00 - 11:00 h Micosis de manejo quirúrgicoDra. Josefina Carbajosa

11:00 - 11:30 h Receso

11:30 - 12:30 h Micosis en pacientes con inmunodeficienciasDra. Rocío Orozco Topete

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12:30 – 13:30 PRESENTACIÓN DE TESINAS I

Martes 1 de julio

9:00 – 10:00 Micosis en animales y su transmisión al humanoDr. Roberto Cervantes Olivares

10:00 – 11:00 Manejo de animales de bioterio en micología médicaDra. Carolina Segundo Zaragoza

11:00 - 11:30 h Receso

11:30 – 12:30 Micetismos faloidiano, muscarínico, inconstante ygastrointestinalDra. Adriana Montoya Esquivel

12:30 – 13:30 Micosis ocularesDra. Virginia Vanzzini Zago

Miércoles 2 de julio

9:00 – 10:00 Hialohifomicosis y FeohifomicosisDra. Patricia Manzano Gayosso

10:00 – 11:00 AntimicóticosDra. Alicia Lemini

11:00 – 11:30 Receso

11:30 – 13:30 PRESENTACIÓN DE TESINAS II

Jueves 3 de julio

09:00 – 10:00 h Micetismo cerebralDr. Gastón Guzmán

10:00 - 11:00 h Alergias por hongosDr. Leonel del Rivero

11:00 – 11:30 Receso

11:30 – 12:30 h SEMINARIO

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12:30 - 13:30 h Métodos de estudio in vitro de la sensibilidad a los antifúngicosDra. Patricia Manzano Gayosso

Viernes 4 de julio

10:00 – 11:00 La Imagenología en Micología MédicaDr. Rubén López Benítez

11:00 – 11:30 Fotografía de grupo

12:00 – 13:00 Homenaje al Dr. Antonio GonzálezOchoa

Dr. Dionisio Félix

Dr. Rubén López Martínez

Q.F.B. Cudberto Contreras

13:00 – 14:00 Entrega de CertificadosClausura

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SESIONES PRÁCTICAS

LABORATORIO 4 (EDIFICIO A, PRIMER PISO)

PRIMERA SEMANA

Lunes 9 de junioMORFOLOGIA GENERAL DE LOS HONGOS

Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Patricia Manzano GayossoQ.F.B. Érika Córdova Martínez

Actividades:

1. Procedimientos generales para la identificación de los hongos.

2. Estudio macroscópico de diferentes colonias fúngicas:

Colonia algodonosa (Trichophyton rubrum, Monilia sp.)

Colonia costrosa, membranosa (Sporothrix schenckii)

Colonia aterciopelada (Cladophialophora sp.)

Colonia levaduriforme (Candida sp., Rhodotorula sp.)

Colonia pulverulenta (Penicillium sp.)

Colonias productoras de pigmento (M. mycetomatis)

3. Hacer un frotis de una levadura y teñirlo con Gram.

4. Observación microscópica del talo filamentoso (multicelular) y del talo levaduriforme

(unicelular) de los cultivos proporcionados

5. Observación microscópica de diferentes modalidades de filamentos:

Hifas septadas e hifas no septadas: Cladophialophora sp. y Mucor sp.

Hifas en espiral: Trichophyton mentagrophytes

Hifas moniliformes: Monilia sp.

6. Identificación de otras estructuras frecuentes en diversos hongos:

Vesículas: Madurella mycetomatis

Clamidoconidios: C. albicans

Pseudomicelio: C. albicans

7. Hacer un sub-cultivo de C. albicans y Monilia sp. en ADS con y sin antibiótico.

8. Tomar muestra del oído externo para el aislamiento de Malassezia sp.; sembrarla

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en agar Dixon e incubarla a 32°C. Revisar este cultivo el martes 12.

Martes 10 de junioCONIDIOGÉNESIS

Responsables: Dra. Blanca E. Millán ChiuBiól. Elva Bazán MoraDr. Luis Javier Méndez Tovar

Actividades:

1. Observación de los diferentes tipos de conidiación:

Conidiación blástica solitaria: Trichophyton sp.

Conidiación blástica acrópeta: Cladophialophora sp.

Conidiación blástica simpodial: Beauveria sp, S.schenckii

Conidiación enteroblástica fialídica: Penicillium sp.

Conidiación blástica anelídica: Scopulariopsis sp.

Conidiación blástica retrogresiva: Trichothecium roseum

Conidiación tálica ártrica: Geotrichum sp.

Conidiación tálica solitaria: Microsporum gypseum

2. Observación de diferentes agregaciones miceliales:

Esclerotes: Madurella mycetomatis

Coremios (sinemas): Penicillium clavatus

3) Hacer un micro-cultivo de alguna de los siguientes aislados: Trichopyton sp, Penicillium,

Scopulariopsis.

Miércoles 11 de junioREPRODUCCION SEXUAL

Responsables: Biól. Elva Bazán MoraDra. Francisca Hernández HernandezQ.F.B. Érika Córdova Martínez

Actividades:

Observación microscópica de las siguientes estructuras:

Ascas y ascosporas de Saccharomyces cerevisiae con tinción verde de malaquita.

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Peritecios, ascas y ascosporas en Sordaria fimicola.

Cleistotecios, ascas y ascosporas en Talaromyces sp, (P. crysogenum).

Apotecios (ascas con ascosporas) en Morquella sp.

Fíbulas en el micelio de Pleurotus sp.

Basidios y basidiosporas en Agaricus sp. y Pleurotus sp.

Cigosporas (zigosporas) en Mucor sp. y Zygorhynchus sp.

Jueves 12 de junioESPORANGIOSPOROGÉNESIS

Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Laura Rosio Castañón OlivaresQ.F.B. Érika Córdova Martínez

Actividades:

1. Observación macroscópica de Rhizopus sp., Mucor sp., Absidia sp., Cunninghamella sp.

y Syncephalastrum sp.

2. Observación microscópica de las estructuras características de Rhizopus sp., Mucor sp.,

Absidia sp., Cunninghamella sp. y Syncephalastrum sp.

3. Diferenciar microscópicamente las siguientes estructuras: esporangios, esporangiolos,

merosporangios, columela, estolones, rizoides y vesículas.

4. Revisar y en caso necesario desmontar los micro-cultivos hechos durante la segunda

práctica; contrastarlos con azul de algodón.

Viernes 13 de junioFUNDAMENTOS DE HISTOPATOLOGIA

Responsables: Dr. Luis Javier Méndez TovarDra. Patricia Manzano GayossoDra. Francisca Hernández Hernández

Actividades:

1. Observar los cortes histopatológicos de tejido sano.

2. Diferenciar las tinciones de hematoxilina-eosina (HE), Grocott y ácido peryódico de

21

Schiff (PAS).

3. Observar e identificar la reacción tisular de un proceso inflamatorio, de un proceso

granulomatoso, de un absceso y de un proceso fibrótico en cortes con diversas

micosis.

4. Sembrar 2 especies de Malassezia y una de Candida en agar urea y en agar Dixon;

incubar a 32°C. Revisar el martes 12.

5. Explicar procedimiento de toma de muestras de uñas, piel o pelo. Los alumnos deberán

traer especímenes biológicos el próximo lunes 11.

SEGUNDA SEMANA

Lunes 16 de junioDERMATOFITOS Y DERMATOFITOSIS

Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoQ.F.B. Érika Córdova MartínezDra. Francisca Hernández Hernández

Actividades:

1. Procedimientos para la obtención de pelo, escamas de uñas y de piel parasitados.

2. Procesamiento de especímenes para el examen microscópico y cultivo de pelos, uñas y

escamas parasitados.

3. Observación de las colonias de dermatofitos: Microsporum canis, Trichophyton

mentagrophytes, T. tonsurans, Epidermophyton floccosum, M. gypseum.

4. Observación microscópica de los cultivos de dermatofitos proporcionados.

5. Observación macro y microscópica de las variedades de Trichophyton rubrum.

6. Hacer un microcultivo de dos de los dermatofitos de interés médico.

7. Observación de pelo infectado in vitro con T. rubrum y T. mentagrophytes.

Martes 17 de junio

MALASSEZIA SPP.

Responsables: Dra. Francisca Hernández Hernández

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Biól. Elva Bazán MoraQ.F.B. Érika Córdova Martínez

Actividades:

1. Observación microscópica de escamas de pacientes con pitiriasis versicolor y dermatitis

seborreica.

2. Revisar y hacer examen de los cultivos hechos el lunes 4 y de estos resembrar las

colonias sugestivas de Malassezia en Caldo Dixon; incubar a 32°C. Revisar estos

cultivos el viernes 22.

3. Observación macroscópica de cultivos de Malassezia spp.

4. Realizar la tinción de Gram a partir de cultivos proporcionados en caldo Dixon.

5. Observar la prueba de ureasa incubada el viernes 8.

6. Hacer la prueba de catalasa a los aislados proporcionados de Malassezia spp.

Miércoles 18 de junioESPOROTRICOSIS

Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDr. Luis Javier Méndez TovarBiol. Elda Cortés González

Actividades:

1. Observación macro y microscópica de cultivos de Sporothrix spp. Comparar morfología

con especies morfológicamente similares.

2. Observar levaduras de S. schenckii producidas en caldo BHI; hacer un frotis y teñirlo con

Giemsa.

3. Examinar cortes histológicos de tejidos con esporotricosis.

Jueves 19 de junio

15 – 15:45 h Revisión de casos clínicos Biól. Jorge Mayorga

MICETOMA

Responsables: Dr. Luis Javier Méndez Tovar

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Dra. Blanca Millán ChiuBiól. Laura Verónica Jasso Escutia

Actividades:

1. Examen directo de granos de pacientes con micetoma.

2. Observación macroscópica de cultivos de Nocardia asteroides, N. brasiliensis, N. otitidis

caviarum (N. caviae), A. madurae, A. pelletieri.

3. Teñir micro-cultivos de Nocardia sp y de Actinomadura sp (uno de cada uno por equipo)

con Kinyoun (Ziehl-Neelsen modificado) y Gram; observarlos al microscopio.

4. Observación macro y microscópica de los hongos causantes de micetoma: Madurella

grisea, M. mycetomatis, Pyrenochaeta romeroi y Scedosporium apiospermum.

5. Observación microscópica de cortes histológicos de pacientes con micetoma.

6. Observar los medios de caseína, xantina, hipoxantina, urea y gelatina inoculados con N.

asteroides, N. brasiliensis y N. otitidis caviarum (caviae).

Viernes 20 de junioCROMOBLASTOMICOSIS

Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoDra. Blanca Edith Millán ChiuQ.F.B. Érika Córdova Martínez

Actividades:

1. Observación de escamas de pacientes con cromoblastomicosis.

2. Examen microscópico de cortes histológicos de pacientes con cromoblastomicosis.

3. Examen macro y microscópico de cultivos de Fonsecaea pedrosoi, Phialophora

verrucosa, Cladophialophora carrionii y Rhinocladiella sp.

TERCERA SEMANA

Lunes 23 de junio

COCCIDIOIDOMICOSIS, CONIDIOBOLOMICOSIS Y BASIDIOBOLOMICOSIS

Responsables: Dra. Laura Rosio Castañón Olivares

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Dra. Patricia Manzano GayossoBiól. Elva Bazán Mora

Actividades:

1. Observación de cortes de tejido infectado con Coccidioides sp.

2. Observación macro y microscópica de cultivos (inactivados con formalina) de

Coccidioides sp.

3. Inocular Cryptococcus spp y Candida sp en agar urea y en agar Staib (niger) e incubar a

30°C. Revisar el próximo jueves 21.

4. Inocular Cryptococcus neoformans y C. gattii en agar canavanina-azul de bromotimol.

Se revisará el próximo jueves 21.

Martes 24 de junio

PARACOCCIDIOIDOMICOSIS, HISTOPLASMOSIS Y MUCORMICOSIS

Responsables: Dr. Luis Javier Méndez TovarM. en C. Saúl Cruz RabadanDra. Francisca Hernández Hernández

Actividades:

1. Observación de cortes histológicos de pacientes con paracoccidioidomicosis e

histoplasmosis.

2. Observación macro y microscópica de cultivos de Histoplasma capsulatum (inactivados

con formalina).

3. Teñir un frotis de levaduras de H. capsulatum obtenidas in vitro usando la técnica de

Giemsa.

4. Aplicación de intradermorreacciones: histoplasmina, coccidioidina, candidina.

5. Inocular placas de agar Staib y agar harina de maíz con las cepas de Candida spp.

proporcionadas. La lectura se realizará el próximo viernes 22.

6. Observación macro y microscópica de cultivos de Mucor sp, Rhizopus sp, Absidia sp,

Cunninghamella sp.

7. Observación de cortes histológicos con zigomicosis.

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Miércoles 25 de junioCANDIDA SPP., CANDIDOSIS

Y PRUEBA DE SENSIBILIDAD A ANTIFÚNGICOS I

Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoBiól. Elva Bazán MoraBiól. Elda Cortés González

Actividades:

1. Observación macroscópica de cultivos de Candida spp en agar dextrosa Sabouraud con y sin antibióticos.

2. A partir de una suspensión de levaduras proporcionada, realizar un frotis y teñirlo con

Gram.

3. Inocular 10 µl de la misma suspensión en medio cromógeno (ChromID Candida) y

distribuirla por estría separada. Incubar en oscuridad 48 h a 37°C.

4. A partir de un exudado de paciente o de individuo sano, hacer un frotis con tinción de

Gram.

5. A partir de escamas proporcionadas, hacer un examen directo con KOH.

6. Dividir en dos partes una placa de agar Dextrosa Sabouraud con y sin antibióticos, e

nocularla por estría cerrada las cepas A y B. Incubar por 48 h a 30°C.

7. Prueba de sensibilidad a antifúngicos con el kit ATB-Fungus 3. Seguir las

instrucciones dadas durante la práctica.

8. Auxanograma por el método API-20 C Aux. Seguir las instrucciones dadas durante la

práctica.

Jueves 26 de junio

CRYPTOCOCCUS SPP. Y CRIPTOCOCOSIS

Responsables: Dra. Laura Rosio Castañón OlivaresQ.F.B. Érika Córdova MartínezDra. Francisca Hernández Hernández

Actividades:

1. Examen macroscópico de colonias de Cryptococcus spp.

2. Examen microscópico de Cryptococcus spp. contrastado con tinta china.

26

3. Diferenciar C. neoformans de C. laurenti inoculados en agar Staib (níger).

4. Diferenciar las especies C. neoformans y C. gatti en agar canavanina-azul

de bromotimol.

5. Observación microscópica de cortes de tejido infectado con C. neoformans.

6. Observar la prueba de ureasa de C. neoformans inoculada el lunes 18.

7. Sembrar diversas semillas y cereales en agar malta sal e incubar a temperatura ambiente.

Observar el lunes 25.

8. Mantener abierta durante 10 minutos una placa de agar Sabouraud por persona, en un

punto diferente de las instalaciones en que se encuentra e incubarlas a temperatura

ambiente. El lunes 25, identificar los géneros crecidos.

Viernes 27 de junio

CANDIDA SPP., CANDIDOSIS Y PRUEBA DE SENSIBILIDAD A ANTIFÚNGICOS II

Responsables: Dra. Patricia Manzano GayossoDra. Blanca Millán ChiuDr. Luis Javier Méndez Tovar

Actividades:

1. Realizar la prueba de filamentación en suero con las cepas A y B proporcionadas. Para

ello, inocular cada cepa en un tubo conteniendo 1 ml de suero humano; incubar 2 h

a 37°C y hacer un examen microscópico para la búsqueda de tubo germinativo.

2. Observación macroscópica de cultivos de Candida spp en agar Staib, en agar harina de

maíz y en medio cromógeno.

3. Hacer examen microscópico a partir de los cultivos en agar Staib y agar harina de maíz-

Tween 80 para la búsqueda de clamidoconidios.

4. Examinar cortes histológicos infectados con Candida albicans.

5. Hacer las lecturas de la CMI del método de sensibilidad a antifúngicos (kit ATB-Fungus

3) realizada el miércoles anterior.

6. Revisar el resultado de la prueba de Auxanograma realizada el miércoles anterior.

7. Revisar los cultivos de Malassezia hechos en caldo Dixon el martes 12.

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CUARTA SEMANA

Lunes 30 de junio

ASPERGILOSIS Y HONGOS CONTAMINANTES

Responsables: Dr. Luis Javier Méndez TovarDr. Rubén López MartínezBiól. Elva Bazán Mora

Actividades:

1. Observación macroscópica (microscopio estereoscópico) de cultivos de Aspergillus

flavus, A. fumigatus, A. niger, A. ochraceus, A. terreus, A. nidulans, A. clavatus.

2. Observación microscópica de los cultivos anteriores e identificar las cabezas aspergilares

uniseriadas, biseriadas o mixtas. Diferenciar las paredes lisas u ornamentadas de los

conidióforos y conidios.

3. Observación de cortes histológicos con aspergilosis.

4. Observar e identificar los cultivos obtenidos de semillas, cereales y ambiente realizados

el jueves 21 de junio.

5. Observación macro y microscópica de Penicillium sp., Trichoderma sp., Scopulariopsis

sp., Acremonium sp., Fusarium sp., Chrysosporium sp., Alternaria sp.

Martes 1 de julioTECNICAS DE DIAGNÓSTICO INMUNOLÓGICO

Responsables: Q.B.P. Patricia Marín MercadoQ.F.B. Iván Rivas MoralesDr. Luis Javier Méndez TovarDra. Blanca Edith Millán Chiu

Actividades:

Diagnóstico inmunológico de:CandidosisCriptococosisAspergilosis

Las instrucciones serán dadas durante la práctica.

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Miércoles 2 de julio

BASES DE BIOLOGIA MOLECULAR ISe dará instructivo.

Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Patricia Manzano GayossoQFB. Érika Córdova Martínez

Actividades:Extracción de ADN y ARN.Preparación de reacción para PCR.

Jueves 3 de julio

BASES DE BIOLOGIA MOLECULAR IISe dará instructivo.

Responsables: Dra. Francisca Hernández HernándezDra. Patricia Manzano GayossoQFB. Érika Córdova Martínez

Actividades:Visualización del ADN y ARN extraídos.Visualización de productos de PCR.

Viernes 4 de julio

EVALUACIÓN GENERAL DEL CURSOTodos los profesores responsables del Diplomado

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