Praktikumsbericht

zu einem Biologischen Praktikum im

Naturreservat Un poco del Chocó

Von Anna-Maria Kutta und Rebecca Mehrwald

1

Inhalt

1. Einleitung ............................................................................................................. 2

1.1 Einführung in die Tropenökologie .................................................................. 2

1.2 Das Ökosystem Regenwald .......................................................................... 3

1.3 Biodiversität und Evolution ............................................................................ 4

2. Vogelmonitoring ................................................................................................... 6

2.1 Einleitung ....................................................................................................... 6

2.2 Material und Methoden .................................................................................. 6

2.3 Ergebnisse .................................................................................................... 8

2.4 Diskussion ................................................................................................... 13

2.5 Ausblick ....................................................................................................... 14

3. Schmetterlinge ................................................................................................... 15

3.1 Einleitung ..................................................................................................... 15

3.2 Material und Methoden ................................................................................ 15

3.3 Ergebnisse .................................................................................................. 16

3.4 Diskussion ................................................................................................... 18

4. Nektarmessungen an Rubiaceen ....................................................................... 20

4.1 Einleitung ..................................................................................................... 20

4.2 Material und Methode .................................................................................. 21

4.3 Ergebnisse .................................................................................................. 23

4.4 Diskussion ................................................................................................... 26

5. Literatur .............................................................................................................. 29

6. Anhang ............................................................................................................... 29

2

1. Einleitung

Vom 23.August bis zum 17.September 2010 machten wir ein biologisches Praktikum

im Regenwald. Für vier Wochen arbeiteten wir auf der biologischen Station „Un Poco

del Chocó“ an verschiedenen Forschungsprojekten. Das Grundstück ist 15 Hektar

groß und da die biologische Station erst vor zwei Jahren gegründet wurde, galt das

Praktikum in weiten Teilen der noch nicht erfolgten Bestandsaufnahme von hier

lebenden Tierarten.

In der ersten Woche erhielten wir von unserer Praktikumsleiterin, Dipl.-Biologin

Nicole Büttner, eine Einführung in die Tropenökologie, das Ökosystem Regenwald,

Biodiversität und Evolution.

In der zweiten Woche beschäftigten wir uns mit dem Fang, Vermessen, Markieren

und Bestimmen von Vögeln während wir in der dritten Woche Schmetterlinge

fotografierten und mit Hilfe einer Datenbank bestimmten. In der letzten Woche

führten wir Nektarmessungen an verschiedenen Rubiaceen durch, um die

Nektarproduktion im Tagesverlauf zu bestimmen.

Insgesamt waren acht Praktikanten auf der Station, die jeweils in Zweiergruppen

wöchentlich rotierend an einem der genannten Projekte arbeiteten.

1.1 Einführung in die Tropenökologie

Das Gebiet der Tropen liegt wie ein breiter Gürtel um den Äquator und ist nach

Norden und Süden bei 23,5° durch die Wendekreise der Sonne begrenzt. Der

Bereich liegt zwischen den beiden randtropischen Hochdruckgürteln und ist von der

Innertropischen Konvergenz geprägt. Das bedeutet, dass hier die durch ihren langen

Weg über die Ozeane stark mit Wasser angereicherten nordöstlichen Passatwinde

der Nordhalbkugel mit den südöstlichen Passaten der Südhalbkugel konvergieren.

Die starke Einstrahlung der senkrecht stehenden Sonne verursacht die Erwärmung

der Luftmassen. Diese steigen nach oben, wodurch sie das äquatoriale

Tiefdrucksystem erzeugen, kühlen sich dabei ab und geben Feuchtigkeit in Form von

starken Niederschlägen ab. So kommt es täglich entlang der Innertropischen

Konvergenzzone (ITC = innertropical convergence zone) zu starken Regenfällen und

Gewittern. Die abgekühlte Luft fließt in der Höhe in Richtung Wendekreise, wo sie

absinkt und die beständigen Hochdruckgebiete im Bereich der Wendekreise

verursacht. Da sich die Innertropische Konvergenzzone im Bereich der größten

3

Erwärmung der Erdoberfläche bildet, folgt sie dem Zenitstand der Sonne. Somit ist

die Lage der ITC jahreszeitenabhängig.

Die Innertropische Konvergenz führt zur Ausbildung von tropischen Regenwäldern

(ab 2000 mm Jahresniederschlag) in Äquatornähe und der Entstehung von Wüsten

im Gebiet der Wendekreise. Diese Zonierung (Regenwald, Feucht- und

Trockensavanne, Wüste) ist in Afrika am besten zu beobachten, in Südamerika wird

die einheitliche Ausbildung dieser Vegetationszonen durch den Verlauf der Anden

verhindert.

Es gibt innerhalb der Tropen keine ausgeprägten Jahreszeiten. Es herrschen

konstant hohe Temperaturen und die mittlere Temperatur des kältesten Monats liegt

über 18°C. Der Unterschied zwischen der Durchschnittstemperatur des kältesten und

des wärmsten Monats im Jahr liegt bei maximal 5°C. Folglich spricht man von einem

Tageszeitenklima, da die Unterschiede zwischen Tag und Nacht größer sind als die

im Verlauf des Jahres.

1.2 Das Ökosystem Regenwald

Für die Flora und Fauna des tropischen Regenwaldes hat die Abwesenheit von

Jahreszeiten entsprechende Folgen. So gibt es viele immergrüne Pflanzen oder

Bäume, die ihr Laub über das Jahr verteilt abwerfen. Außerdem sind in den Tropen

viele Fruchtfresser (z.B. Fledermäuse, Papageien) zu finden, die in den gemäßigten

Breiten aufgrund der kalten Jahreszeit und dem damit verbundenen Früchtemangel

nicht überleben könnten.

Regenwaldpflanzen weisen häufig die folgenden Merkmale und Anpassungen auf:

Bäume haben oftmals schmale Stämme, die sich erst weit oben verzweigen. Als

Stabilisator und / oder Atemhilfe dienen ihnen Brett- und Stelzwurzeln. Meist wurzeln

sie flach in den nährstoffarmen Böden.

Abb. 1: Stelz- und Brettwurzeln (aus: Reichholf, 1991)

4

Sie weisen flache und breite Baumkronen auf und sind oft radial verzweigt. Da die

Samenverbreitung zu einem Großteil über Tiere erfolgt, gibt es viele außerordentlich

große Früchte, die das ganze Jahr über heranreifen.

Bedingt durch Lichtmangel sind im Regenwald viele große Blätter zu finden. Manche

Blätter haben außerdem eine reflektierende (violette) Unterseite, um das Licht

zweimal nutzen zu können. Die Blattform ist oft durch Träufelspitzen gekennzeichnet,

die dafür sorgen, dass das Regenwasser besser abläuft, damit der Gasaustausch

ungehindert stattfinden kann. Aufgrund des Lichtmangels am Boden gibt es eine

Vielzahl von Kletterpflanzen, die 50 Prozent der Biomasse ausmachen, sowie

Lianen, Stammkletterer, Würge- und Aufsitzerpflanzen.

Prinzipiell ist es wichtig, Primärwald von Sekundärwald zu unterscheiden. Primärwald

ist der vom Menschen nicht oder nur wenig beeinflusste Wald, während

Sekundärwald den Waldtyp bezeichnet, der sich nach Zerstörung des ursprünglichen

Primärwalds bildet und sich meist aus wenigen schnellwüchsigen Arten

zusammensetzt. In Ecuador ist bereits 80 Prozent des Primärwaldes durch den

Menschen zerstört worden, um Straßen zu bauen, Plantagen anzupflanzen oder

Pipelines zu verlegen.

1.3 Biodiversität und Evolution

Die Chocóregion zählt zu den vom Umweltverband Conservation International

identifizierten „Biodiversitäts-Hotspots“. Diese besitzen jeweils eine hohe Dichte

verschiedener Arten sowie eine Vielzahl endemischer Arten und haben mindestens

70 Prozent ihrer ursprünglichen Habitate verloren (Mackay, S. 92).

Der Begriff Biodiversität bezeichnet die biologische Vielfalt und umfasst die

genetische Variabilität innerhalb einer Art, die Mannigfaltigkeit der Arten und die

Vielfalt von Ökosystemen (Lexikon der Biologie, Band 2). Diese hohe Artenvielfalt ist

das Ergebnis der adaptiven Radiation. Das bedeutet, dass Tierarten unter

bestimmten Bedingungen bei fehlender Konkurrenz die vorhandenen ökologischen

Nischen nutzen und sich so in Anpassung an unterschiedliche Nischen in

verschiedene Richtungen entwickeln können. Trotz ökologischer und

morphologischer Divergenz bleiben dabei wesentliche Grundmustermerkmale einer

Stammart bestehen. Beispiele für adaptive Radiation in Südamerika sind die

Fledermäuse, die mit 75 Gattungen vertreten sind und sich in ihrer Nahrungswahl

5

und auch ihrer Übernachtungsstätte stark spezialisiert haben. Während etwa

Vampyrum spectrum schlafende Vögel, Nagetiere und kleinere Fledermäuse frisst

und in Baumhöhlen schläft, hat sich Noctilio lepornis auf kleine Fische, Insekten und

Schalentiere spezialisiert und verbringt den Tag in Höhlen.

Beispiele für Koevolution sind bei Blüten und ihren Bestäubern zu finden, die sich im

Laufe der Evolution gegenseitig aneinander angepasst haben. So sind ornithophile

Blüten meist röhrenförmig, locken über ihre Farbe an (rot oder gelb), riechen nicht,

sind exponiert und derb gebaut und blühen tagsüber. Kolibris haben

dementsprechend an die Blütenform angepasste außerordentlich lange Schnäbel

und Zungen und können auf der Stelle fliegen, um den Nektar zu trinken.

Adaptive Radiation und Koevolution liefern Erklärungen, wie sich verschiedene Arten

während der Evolution entwickelten. Das gleichbleibende Klima und die große

Verfügbarkeit an ökologischen Nischen können eine Erklärung dafür bieten, warum

eine solch hohe biologische Vielfalt im Regenwald überhaupt möglich ist. Denn

obwohl die tropischen Regenwälder nur sieben Prozent der Fläche der Erde

bedecken, beherbergen sie 50 Prozent der Artenvielfalt.

6

2. Vogelmonitoring

2.1 Einleitung

Gemäß der Enzyklopädie der Vögel gibt es weltweit 9723 Vogelarten. Ecuador

besitzt mit über 1600 Vogelarten eine beeindruckend hohe Diversität und das

nahegelegene Gebiet um Mindo weist allein über 530 Arten auf. „[E]xceptional areas

in the upper Amazon basin in Ecuador . . . may have over 500 species” (Forsyth, S.

140). Darunter stellen die Tyrannidae die größte Vogelfamilie dar.

Die Aufgabe bestand nun darin, die Diversität von Vogelarten im

Untersuchungsgebiet zu erfassen. Dies geschah zum einen durch Beobachtung und

zum anderen durch Vogelfänge in entsprechenden Vogelnetzen.

2.2 Material und Methoden

Für die Vogelbeobachtung benötigten wir neben Schreibmaterialien nur ein Fernglas

und das Bestimmungsbuch Aves del Ecuador von Robert S. Ridgeley und Paul J.

Greenfield. Für den Vogelfang wurden darüber hinaus folgende Materialien

verwendet:

- Vogelfangnetze in den Größen

a) 2,10 m x 6,30 m

b) 2,30 m x 9,20 m

c) 3,50 m x 6,00 m

- Holzbalken (ca. 3 m)

- Schieblehre (150 mm)

- Zahnstocher

- Taschenmesser

- Kunststoffpipette

- Glasgefäße

- Zuckerwasser

- Edding

Abb. 2: Schieblehre zum Vermessen der Vögel

7

An drei Tagen beobachteten wir größtenteils in Begleitung von Nicole Büttner Vögel

von unterschiedlichen Standorten auf einem insgesamt ca. zwei Kilometer langen

Wegabschnitt in Richtung des Ortes Las Tolas. Die Beobachtungszeiten waren

einmal sehr früh morgens von 05.30 Uhr bis10.30 Uhr, einmal vormittags von 09.00

bis 12.00 Uhr sowie einmal nachmittags von 15.00 bis 17.00 Uhr. Wir beobachteten

Vögel mit Hilfe von Ferngläsern, fotografierten sie wenn möglich und bestimmten sie

anschließend mit Hilfe der angegebenen Literatur. Die beobachteten Vögel wurden

zusammen mit den in Netzen gefangenen in eine Liste aufgenommen (Anhang 1).

An drei weiteren Tagen bauten wir an jeweils zwei Standorten Vogelfangnetze auf.

Von insgesamt vier ausgewählten Standorten erwiesen sich nur zwei als tauglich für

unsere Zwecke (Standort 1 mit Netz (a) und Standort 4 mit Netz (c)). Beide befanden

sich in Waldschneisen, die von dichtem Wald und viel Unterwuchs umgeben waren.

Die anderen zwei Standorte befanden sich in einem lichten Waldstück und einem

breiten, nur wenig bewachsenen Weg vor dem Haus. Die Netze wurden jeweils von

06.00 bis 08.00 Uhr, von 09.00 bis 12.00 Uhr sowie von 14.30 bis 16.30 Uhr

aufgespannt. Sie wurden mit Hilfe von zwei Holzbalken so aufgespannt, dass die

jeweils kürzere Seite vertikal an den Stäben befestigt und die längere Seite

horizontal angeordnet wurde und ca. 20 Zentimeter über dem Boden hing. Die Netze

mussten dabei so gespannt werden, dass sich drei bis vier Taschen bildeten, in

denen die Vögel hängen bleiben.

Abb. 3: Standort 1 in dichtem Wald Abb. 4: Standort 4 in dichtem Wald

8

Da die Netze ca. fünf Gehminuten voneinander entfernt waren, liefen wir immer

wieder von einem zum anderen, um hängen gebliebene Vögel schnellstmöglich zu

befreien. Sobald ein Vogel im Netz hängen geblieben war, nahmen wir ihn in eine

Hand, sodass der Kopf zwischen Zeige- und Mittelfinger fixiert war. Mit Hilfe eines

Zahnstochers wurde der Vogel dann so schnell wie möglich aus dem Netz befreit. In

zwei Fällen, beanspruchte dies so viel Zeit, dass wir den Vogel mit Hilfe eines

Taschenmessers aus dem Netz herausschneiden mussten, um ihn nicht unnötig

leiden zu lassen. Anschließend folgten vier weitere Schritte:

1. Der Vogel wurde an der Unterseite eines Flügels mit einem Edding markiert,

um ihn bei einem nächsten Fang in Zukunft wiederzuerkennen.

2. Mit Hilfe eines Messgerätes wurden Körper, Schnabel, Kopf, Flügel, Tarsus

und Schwanz vermessen und notiert.

3. Der Vogel wurde fotografiert und anschließend frei gelassen.

4. Mit Hilfe des Bestimmungsbuches wurde der Vogel bestimmt. Name und

Uhrzeit des Fangs wurden notiert.

Da Kolibris auf permanente Energiezufuhr aus Blütennektar angewiesen sind,

führten wir ihnen während des Vermessens mit Hilfe einer Pipette ca.

zwanzigprozentiges Zuckerwasser aus einem Glasgefäß zu.

2.3 Ergebnisse

Die Artenliste der von uns beobachteten und eingefangenen Vogelarten mit

Abbildungen aus der benutzten Bestimmungshilfe ist im Anhang 1 zu finden.

In der folgenden Tabelle sind die Ergebnisse der anderen Studenten mit einbezogen

(06.09.2010 und 08.09.2010).

9

Artname

(englisch)

Datum

und

Uhrzeit

des

Fangs

Netz Körper-

länge

(mm)

Schnabel-

oberlänge

(mm)

Kopf-

länge

(mm)

Flügel-

länge

(mm)

Tarsen-

länge

(mm)

Schwanz-

länge

(mm)

Three-

striped

Warbler

31.08.

06:30

(a) - 12,74 18,75 62,64 20,75 59,43

Green-

crowned

Woodnymph

31.08.

06:45

(a) - 21,80 14,27 47,78 2,95 29,56

Three-

striped

Warbler

31.08.

07:10

(a) 128,79 10,92 17,40 52,96 20,89 53,08

Three-

striped

Warbler

31.08.

07:45

(a) 131,87 11,65 16,73 65,59 22,25 55,76

White-tipped

Sicklebill

31.08.

09:15

(a) 113,68 26,36 18,87 75,78 6,76 50,14

White-

throated

Spadebill

31.08.

09:15

(a) Leider

vor

Vermes

sung

weggefl

ogen

- - - - -

Southern

Nightingale-

Wren

02.09.

06:55

(a) 107,68 18,29 21,14 49,10 25,55 20,96

Scale-

crested

Pygmy-

Tyrant

02.09.

10:40

(a) 91,49 11,41 18,39 42,39 16,58 33,49

White-

throated

Spadebill

02.09.

10:40

(a) 108,34 13,61 18,90 62,23 16,50 34,43

Lineated

Foliage-

Gleaner

03.09.

06:40

(a) 163,70 20,04 21,77 82,60 21,22 73,44

Slaty

Antwren

03.09.

07:30

(a) 87,56 13,74 14,92 53,47 14,57 27,18

10

Three-

Striped

Warbler

03.09.

07:30

(a) 116,62 11,68 17,12 54,11 23,53 49,94

Golden-

faced

Tyrannulet

03.09.

09:45

(a) 96,51 7,50 16,35 47,77 16,78 36,33

Orange-

billed

Sparrow

03.09.

10:15

(c) 142,19 19,08 23,17 68,00 26,54 57,48

Rufous-

tailed

Humming-

bird

(Weibchen)

03.09.

10:30

(c) 94,67 24,42 14,77 54,13 4,84 35,15

Stripe-

throated

Hermit

03.09.

11:30

(c) 92,45 22,27 9,95 37,70 2,77 36,23

White-

throated

Spadebill

06.09.

07:40

(c) 90,83 10,57 17,61 50,70 14,07 26,68

Orange-

billed

Sparrow

06.09.

11:40

(c) 147,3 13,48 19,63 76,03 23,62 67,00

Buff-fronted

Foliage-

Gleaner

06.09.

14:45

(c) 180,00 19,32 23,14 84,14 73,61 24,53

Wedge-billed

Wood-

creeper

08.09

15:05

(c) 128,80 12,23 17,04 64,60 16,64 63,32

Tabelle 1: Vogelarten in den Fangnetzen

Von den insgesamt 20 in den Netzen gefangenen Vögeln wurden von Orange-billed

Sparrow (Arremon aurantiirostris), Three-Stiped Warbler (Basileuterus tristiatus) und

White-throated Spadebill (Platyrinchus mystaceus) jeweils zwei oder mehr Vertreter

in den Netzen gefangen, was den Schluss zulässt, dass diese im dichten

Unterwuchs des untersuchten Regenwaldgebiets nicht selten sind.

11

Abb. 5: Three-striped Warbler (Basileuterus tristiatus)

Abb. 6: Green-crowned Woodnymph (Thalurania fannyi)

Abb. 7: White-tipped Sicklebill (Eutoxeres aquila)

Abb. 8: Southern Nightingale-Wren (Microcerculus marginatus)

Abb. 9: Scale-crested Pygmy-Tyrant (Lophotriccus pileatus)

Abb. 10: White-throated Spadebill (Platyrinchus mystaceus)

12

Abb. 11: Lineated Foliage-gleaner (Syndactyla subalaris)

Abb. 12: Slaty Antwren (Myrmotherula pacifica)

Abb. 13: Golden-faced Tyrannulet (Zimmerius chrysops)

Abb. 14: Rufous-tailed Hummingbird (Amazilia tzacatl)

Abb. 15: Stripe-throated Hermit (Phaethornis stringularis)

13

Abb. 16: Anzahl der Vögel im Netz zu verschiedenen Tageszeiten

Abbildung 16 zeigt, dass in den frühen Morgenstunden die Vogelfangrate am

günstigsten war. Wurden am Vormittag insgesamt 18 Vögeln gefangen, so waren es

am Nachmittag nur noch zwei.

Abb. 17: Verhältnis der Vogelfänge in den Netzen (a) und (c)

Abbildung 17 lässt erkennen, dass im Netz (a) an Standort 1 fast doppelt so viele

Vögel hängen blieben wie im Netz (c) an Standort 4.

2.4 Diskussion

Sowohl die Vogelbeobachtung als auch der Vogelfang zeigten, dass die Vögel in den

frühen Morgenstunden besonders aktiv sind. Die niedrige Fangrate in den

Nachmittagsstunden ist zum einen mit der geringeren Aktivität der Vögel während

14

der häufigen Regenfälle am Nachmittag zu erklären, was unter anderem auf die

geringere Aktivität der Insekten und somit ein niedrigeres Nahrungsangebot

zurückzuführen ist. Zum anderen mussten wir den Vogelfang an zwei Nachmittagen

abbrechen, da die Netze bei Regen stark verklebten und ein Befreien der Vögel

zusätzlich erschwerten.

Die höheren Vogelzahlen am Standort 1 lassen sich eventuell dadurch erklären, dass

hier ein dichterer Unterwuchs als an Standort 4 vorherrscht. Es ist ebenfalls denkbar,

dass unterschiedliche Lichtverhältnisse je nach vorhandener Vegetation dazu

beitragen, dass die Vögel das Netz rechtzeitig erkennen oder es nicht sehen und

hineinfliegen. Dafür spricht auch, dass an den Standorten 2 und 3, einer Lichtung im

Wald und einer freien Fläche vor dem Haus, relativ gute Lichtverhältnisse

vorherrschten und wir dort keine Vögel im Netz entdeckten. Als wir nach zwei Tagen

noch keine Fänge in diesen Netzen vorweisen konnten, beschlossen wir, sie

abzubauen. Möglicherweise waren sie zu niedrig für diese freien Flächen und sind

besser geeignet, um Unterholzvögel im Wald zu fangen.

Die Tatsache, dass ein Netz am ersten Versuchstag beziehungsweise nach längerer

Versuchsunterbrechung die meisten Fänge einbringt, deutet darauf hin, dass die

Vögel sich den Standort des Netzes einprägen, sodass am darauffolgenden Tag

weniger Flüge ins Netz registriert werden.

Um den Vögeln beim Fang so wenig Schaden wie möglich zuzufügen, mussten

bestimmte Bedürfnisse der Tiere beachtet werden. Daher war etwa die Zufuhr von

Zuckerwasser für die Kolibris absolut notwendig. Der Kolibri trinkt nämlich bis zu

fünfzehnmal pro Stunde. „80 Prozent der ausgenommenen Menge mu[ss] er als

Überschu[ss]wasser über die Nieren wieder abscheiden. Aber der Rest ist

energetisch hochwertiger Zucker; Brennstoff für den unmittelbaren Betrieb der

Brustmuskulatur. Der Zucker im Nektar liefert die Energiemenge, die der so

aufwendige Flug erfordert“ (Reichholf, S. 130).

2.5 Ausblick

Bei diesem Projekt handelt es sich um eine Langzeitstudie, zu der wir nur einen

kleinen Beitrag geleistet haben. Nur wenn der Vogelfang über einen längeren

Zeitraum fortgeführt wird, können daraus verwendbare Daten gewonnen werden und

eine Bestandsaufnahme vorhandener Vogelarten im Untersuchungsgebiet erfolgen.

15

3. Schmetterlinge

3.1 Einleitung

„Wenn man den Stammbaum allen Lebens auf Erden betrachtet, dann gehören die

Schmetterlinge zur größten Klasse, die diese Systematik aufweist, den Insekten

(Insecta)“ (butterflycorner.net). Weltweit sind etwa 160 000 Schmetterlingsarten

(Lepidoptera) bekannt, geschätzt werden weit mehr.

Der Lebenszyklus eines Schmetterlings besteht aus vier verschiedenen Stadien (Ei,

Raupe, Puppe und Imago), weshalb man in diesem Zusammenhang auch von

vollständiger Metamorphose spricht. Auf den ersten Blick ist nicht ersichtlich, dass

aus einer Raupe ein prächtiger Schmetterling schlüpft, da eine vollständige

Umwandlung erfolgt.

In den artenreichen tropischen Wäldern des Chocó ist eine Vielzahl an

Schmetterlingsarten zu finden, da aufgrund des Klimas das ganze Jahr über

Pflanzen blühen und die Temperatur relativ konstant bleibt. Allerdings ist es durch

die unzureichende Versorgung an Bestimmungsliteratur schwierig die verschiedenen

Schmetterlingsarten genau zu bestimmen.

Unsere Aufgabe bestand nun darin, die Diversität im Untersuchungsgebiet rund um

die biologische Station zu erfassen und eine Artenliste zu erstellen. Außerdem sollte

herausgefunden werden, welche Raupe sich zu welchem Schmetterling entwickelt

beziehungsweise welches Erscheinungsbild die zu den bestimmten

Schmetterlingsarten entsprechende Raupe aufweist.

3.2 Material und Methoden

Um die verschiedenen Schmetterlinge zu fangen, zu fotografieren und zu bestimmen

standen uns folgende Materialien zur Verfügung:

- Digitalkameras Power Shot SX120

- Fangnetz aus Moskitonetz

- Raupenkäfige

- Pinzette

- Schieblehre (150 mm)

- Pinnwand mit Nadeln

- Bestimmungshilfe: www.neotropicalbutterflies.com

16

Die Schmetterlinge wurden von uns in ihrer natürlichen Umgebung mit einer

Digitalkamera fotografiert und die Bilder anschließend auf ein Notebook geladen.

Dort erfolgte die Bestimmung mit Hilfe der Internetseite

www.neotropicalbutterflies.com. Wir konzentrierten uns mit der Suche nach

Schmetterlingsarten vor allem auf die offenen Flächen am Wegesrand, da die Suche

im Unterholz technisch nicht möglich war.

Die Raupen, die wir unterwegs sammelten, wurden im Labor in eigens dafür

gebauten Käfigen mit Moskitonetzen gehalten. Um ihnen die entsprechende Nahrung

zu bieten, wurden genügend Blätter der Pflanzen, auf denen sie gefunden wurden, in

die Käfige mit hineingelegt und in regelmäßigen Abständen durch frische Blätter

ersetzt. Die Puppen wurden an einer Styroporwand unbeschädigt befestigt und

täglich auf Veränderungen hin beobachtet.

3.3 Ergebnisse

Art Familie Englischer Name

Adelpha cytherea Nymphalidae Smooth-banded Sister

Anartia amathea Nymphalidae Scarlet Peacock

Caligo atreus Nymphalidae Atreus Owl

Callithomia lenea Nymphalidae Lenea Clearwing

Castilia spec. Nymphalidae Crescent spec.

Detritivora spec. Riodinidae Detritivora Metalmark

Diaethria clymena Nymphalidae Clymena Eighty-eight

Dismorphia zaela Pieridae Zaela Mimic White

Elzunia pavonii Nymphalidae Pavoni's Clearwing

Eresia phillyra Nymphalidae Square-tipped Crescent

Eurema xantochlora Pieridae Tropical Yellow

Godyris mantura Nymphalidae Mantura Clearwing

Heliconius doris Nymphalidae Doris Longwing

Heliconius sapho Nymphalidae Sapho Longwing

Heraclides thoas Papilionidae Thoas Swallowtail

Lieinix nemesis Pieridae Frosted Mimic White

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Marpesia merops Nymphalidae Merops Daggerwing

Methona confusa psamathe Nymphalidae Confused Amberwing

Pareuptychia hesionides Nymphalidae Hesionides Satyr

Pareuptychia metaleuca Nymphalidae One-banded Satyr

Parides iphidamas Papilionidae Iphidamas Cattleheart

Perisama alicia Nymphalidae Alicia Perisama

Pyrisitia proterpia Pieridae Tailed Orange

Rhetus dysonii Riodinidae Dyson's Swordtail

Siproeta epaphus Nymphalidae Rusty-tipped Page

Tegosa claudina Nymphalidae Claudina Crescent

Urbanus esmeraldus Hesperiidae Esmeraldus Longtail

Urbanus proteus Hesperiidae Long-tailed Skipper

Urbanus teleus Hesperiidae Teleus Longtail

Xenophanes tryxus Hesperiidae Glassy-winged Skipper

Tab. 2: Artenliste der bestimmten Schmetterlinge rund um die biologische Station

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

Hesp

eriida

e

Rio

dinida

e

Pierid

ae

Pap

ilion

idae

Nym

phalidae

Schmetterlingsfamilie

ab

so

lute

Häu

fig

keit

Abb.18: Häufigkeitsverteilung der gefundenen Schmetterlingsfamilien im Untersuchungsgebiet rund

um die biologische Station

Aus dieser Abbildung geht hervor, dass Schmetterlinge aus der Familie der

Nymphalidae am häufigsten gefunden wurden. Aus anderen Familien konnten wir

nur zwei oder vier Arten erfassen und bestimmen.

18

Die Beobachtung der Raupen und Puppen lieferte uns leider keine nennenswerten

Ergebnisse, da der Beobachtungszeitraum hierfür nicht ausreichend war.

3.4 Diskussion

Die Artenliste der gefundenen Schmetterlinge (Tabelle 2) zeigt, dass eine große

Artenvielfalt rund um die Station herrscht, da insgesamt 30 verschiedene Arten aus

fünf Familien bestimmt werden konnten. Die Nymphalidae stellen dabei die Familie

mit den meisten gefundenen Arten dar. Weltweit ist sie mit mehr als 5000 Arten

verbreitet. Typisch für diese Schmetterlingsgruppe ist das zu „Putzpfoten“

umgewandelte vordere Beinpaar, sodass nur zwei Paar Laufbeine sichtbar sind. Die

demnach Putzpfoten- oder Edelfalter genannten Arten weisen die Ausbildung von

Stürzpuppen auf, die mit dem Kopf nach unten hängen. Viele der bei uns

einheimischen Schmetterlinge, zum Beispiel Tagpfauenauge (Inachis io) oder

Admiral (Vanessa atalanta), gehören zu den Edelfaltern. Einige der zahlreichen

Unterfamilien wie etwa die Morphinae und Heliconiinae kommen jedoch

ausschließlich in den Tropen der Neuen Welt vor.

Eine weitere artenreiche Familie stellt mit weltweit über 1000 Arten die der Pieridae

dar. Diese Weißlinge zeichnen sich durch die vorherrschenden Flügelfarben Weiß,

Gelb und Orange aus.

Einige der größten Tagfalter gehören zur Familie der Papilionidae, der Ritterfalter.

Hier ist auch der größte Tagfalter überhaupt einzuordnen, der Vogelflügler

(Ornithoptera alexandrae), der eine Flügelspannweite von bis zu 28 cm aufweist.

Wegen der langen Fortsätze an den Hinterflügeln vieler Arten werden sie auch

Schwalbenschwänze genannt. Im Gegensatz zu den Nymphalidae sind in dieser

Familie alle drei Beinpaare voll entwickelt.

Um die Artenliste weiter zu vervollständigen, müsste man weiterhin nach neuen

Schmetterlingsarten Ausschau halten, da in der kurzen Zeit von vier Wochen keine

komplette und vollständige Artenerfassung in dem großen Gebiet möglich ist. Die

Schmetterlingsarten, die eher selten vorkommen, sind auch schwerer zu entdecken

und da man gleichzeitig auf ein gutes Foto zum genauen Bestimmen angewiesen ist,

stellt dies eine große Herausforderung dar. Von einigen Schmetterlingsarten gelang

es uns nicht, ein gutes Foto zu machen, sodass die Bestandsaufnahme über einen

längeren Zeitraum erfolgen muss. Bei einer Beobachtung der Raupen und Puppen

19

über eine längere Zeit hinweg könnten ebenfalls Datenbanken erstellt werden, die

zeigen, welche Raupe sich zu welchem Schmetterling entwickelt.

Das schwere Entdecken einiger Arten ist außerdem darauf zurückzuführen, dass sie

ihre Umgebung in Farbe, Form und Muster so perfekt nachahmen, dass sie für uns

nur nach langem Suchen oder bei Bewegung sichtbar werden. Diese Form der

Tarnung wird als Mimese bezeichnet. Tagfalter stellen ihre Flügel in Ruhe senkrecht,

die dann sichtbar werdenden Flügelunterseiten weisen oftmals Tarnfarben auf.

20

4. Nektarmessungen an Rubiaceen

4.1 Einleitung

Eine sehr artenreiche Pflanzenfamilie der Tropen sind die Rubiaceen, welche

weltweit mit 500 Gattungen und ca. 10 000 Arten vertreten sind. Es handelt sich

hierbei meist um Bäume oder Sträucher und viele Nutzpflanzen lassen sich in diese

Familie einordnen (z.B. Kaffe, Coffea arabica). Die Rubiaceen-Gattung Palicourea,

die wir in diesem Praktikumsteil untersuchten, ist kolibribestäubt und besitzt daher

kleine gelb-rote röhrenförmige Blüten. Pro Infloreszenz blühen die verschiedenen

Blüten zeitversetzt nur einen Tag lang und fallen anschließend ab. Somit weist eine

Infloreszenz jeden Tag eine andere Anzahl an Blüten auf.

Da diese Pflanzen durch Kolibris bestäubt werden, besteht eine große Abhängigkeit

seitens der Pflanze. Sie stellt dem Kolibri den benötigten zuckerreichen Nektar zur

Verfügung, den dieser braucht, um seinen hohen Energiebedarf am Tag zu decken.

Durch die Verbreitung von sogenannten „Feedern“ ist jedoch das Gleichgewicht

gefährdet. Dabei handelt es sich um mit Zuckerwasser gefüllte Behälter, die in Form

und Farbe eine kolibribestäubte Blüte nachahmen. Diese „Feeder“ enthalten

konzentriertes Zuckerwasser, sodass die Kolibris auf längere Sicht hin nicht mehr die

Blüten der Pflanzen sondern die „Feeder“ anfliegen. Diese werden vor allem als

Touristenattraktion eingesetzt. Es ist noch nicht genauer untersucht, inwieweit sich

der Einsatz von „Feedern“ auf die Bestäubung und die Verbreitung der Pflanzen

auswirkt, die auf die Besuche der Kolibris angewiesen sind (Thema der

Bachelorarbeit eines anderen Studenten auf der Station). Daher widmeten wir uns in

diesem letzten Teil unseres Praktikums der Blüten- und Bestäubungsökologie, indem

wir die Nektarproduktion verschiedener kolibribestäubter Blütenpflanzen der Gattung

Palicourea anhand von Nektarmessungen bestimmten.

Dabei untersuchten wir auch einen möglichen

Zusammenhang mit der Blütenlänge, der

Kolibribesuchszeiten und der Attraktivität einzelner

Pflanzen.

Abb.19: Infloreszenz der untersuchten

Rubiaceeen-Gattung Palicourea spec.

21

4.2 Material und Methode

In diesem Praktikumsabschnitt standen uns folgende Materialien zur Verfügung:

- Moskitonetzsäckchen zum Abhängen der Infloreszenzen

- Glasgefäße zum Aufbewahren der Infloreszenzen

- Ethanol

- Refraktometer

- Hamilton 25 µl Spritze

- Schieblehre (150mm)

- Marker (verschiedene Farben)

- Pinzette Abb. 20: Refraktometer und

- Skalpell 25 µl Spritze

Für unsere Untersuchungen suchten wir uns zwei Pflanzen der Gattung Palicourea

spec. aus, die entlang des Weges standen. Wir nannten sie R2 (die zweite

Rubiaceae auf der rechten Seite) und R5 (die fünfte Rubiaceae auf der rechten

Seite). An R2 wählten wir drei und an R5 zwei Infloreszenzen aus, die wir die

nächsten Wochen untersuchen wollten. An R5 wurden nur zwei Infloreszenzen

ausgewählt, da es sich hierbei um eine jüngere Pflanze handelte, die überwiegend

noch knospende und nur sehr wenige blühende Infloreszenzen aufwies. Damit die

genaue Nektarproduktion über den Tag verteilt gemessen werden konnte, wurden

die Infloreszenzen über die gesamte Versuchszeit mit Moskitonetzsäckchen

abgehängt. So konnte kein Nektar durch Kolibribesuche verloren gehen.

Die Messungen fanden vier Mal am Tag zu verschiedenen Zeiten statt, die zu Beginn

der Untersuchungen festgelegt wurden. Die Nektarmessungen erfolgten jeweils um

08:30 Uhr, 10:30 Uhr, 13:30 Uhr und 15:30 Uhr an jeder einzelnen Blüte. Zu Beginn

eines jeden Tages wurden die vorhandenen Blüten pro Infloreszenz mit Markern in

verschiedenen Farben markiert, sodass man bei jeder erneuten Messung an diesem

Tag die einzelnen Blüten auseinander halten konnte. Mit einer Hamilton-

Mikroliterspritze wurde der Nektar aus den einzelnen Blüten entnommen und mit

Hilfe eines Refraktometers der Zuckergehalt bestimmt. Nachdem der Nektargehalt

und die Zuckerkonzentration aller Blüten einer Infloreszenz bestimmt worden waren,

folgten die Messungen an der nächsten Infloreszenz und anschließend am nächsten

Individuum.

22

Bei der letzten Tagesmessung um 15:30 Uhr wurden alle Blüten in beschriftete

Gläschen mit Ethanol eingelegt, damit sie am nächsten Tag vermessen werden

konnten. Aus Zeitgründen wurden die Blüten erst am nächsten Tag in der

Mittagspause vermessen und anschließend entsorgt. Mit einer Schieblehre wurden

Blütenlänge, Durchmesser der Blütenöffnung sowie die Längen von Staub- und

Fruchtblättern gemessen.

Mit Hilfe von Excel wurden die Ergebnisse dokumentiert und mehrere Rechnungen

vorgenommen, sodass anschließend die Effizienz und Attraktivität der beiden

Individuen bestimmt und verglichen werden konnten. Außerdem sollte ein möglicher

Zusammenhang zwischen Blütenlänge und Energieproduktion untersucht werden.

Aus Gründen der Übersichtlichkeit befindet sich im Anhang nur ein Auszug aus den

gesamten Daten, die insgesamt 116 Seiten umfassen.

Rechnungen:

µg/µl: Abgelesen aus der Umrechnungstabelle (siehe Anhang 3)

µg/Messung: µg/µl x Nektarmenge (µl) pro Messung

µg/Blüte: 4

1

(µg pro Messung)

Joule/Blüte: µg pro Blüte x 0.01648 (Umrechnungsfaktor)

Energieproduktion pro Infloreszenz pro Tag (Joule): Summe aus Joule/Blüte an

einer Infloreszenz

Energieproduktion pro Individuum pro Messung:

1.Messung: nBlüte

Blüte1

(µg/Messung 1) x 0,01648

Energieproduktion pro Individuum pro Tag:

4

1

Energieproduktion/Individuum/Messung

Energiegehalt pro Messung pro Blüte pro Tag: Energieproduktion pro Individuum

pro Messung pro Tag : Anzahl der Blüten

23

4.3 Ergebnisse

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

40,00

45,00

50,00

08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00

Uhrzeit Mittel

En

erg

ie p

ro M

essu

ng

pro

Blü

te

(Jo

ule

)

31.08.2010

01.09.2010

02.09.2010

03.09.2010

06.09.2010

07.09.2010

08.09.2010

09.09.2010

13.09.2010

14.09.2010

15.09.2010

16.09.2010

Abb. 21: Tägliche Energieproduktionen der Rubiaceae R2 an den verschiedenen Versuchstagen

In Abbildung 21 sieht man die Energieproduktion pro Messung an den verschiedenen

Versuchstagen und zu den verschiedenen Messzeitpunkten. Die größte

Energiemenge wurde morgens produziert. Bei der zweiten Messung um 10:30 Uhr ist

nur noch sehr wenig Nektar in den Blüten enthalten und erst bei der dritten Messung

um 13:30 Uhr steigt die Energiemenge pro Messung wieder leicht auf maximal 9,44

Joule (am 15.09.10) an. Die letzte Messung erbrachte nur noch einen geringen

Energiegehalt unter 5 Joule.

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00

Uhrzeit Mittel

En

erg

ie p

ro M

essu

ng

pro

Blü

te

(Jo

ule

)

31.08.2010

01.09.2010

02.09.2010

03.09.2010

06.09.2010

07.09.2010

08.09.2010

09.09.2010

13.09.2010

14.09.2010

15.09.2010

16.09.2010

Abb. 22: Tägliche Energieproduktionen der Rubiaceae R5 an den verschiedenen Versuchstagen

24

Abbildung 22 zeigt die Energieproduktion pro Messung und Blüte bei Individuum R5.

Genau wie bei R2 ist morgens die produzierte Energiemenge am höchsten und sinkt

anschließend stark ab. Mittags erfolgt nochmals ein geringer Anstieg, bevor es bei

der letzten Tagesmessung wieder absinkt.

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

40,00

08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00

Uhrzeit Mittel

En

erg

ie p

ro M

essu

ng

pro

Blü

te

(Jo

ule

)

Durchschnitt R2

Durchschnitt R5

Abb. 23: Vergleich der Energieproduktion der Rubiaceen R2 und R5 im Durchschnitt

In Abbildung 23 ist deutlich zu sehen, dass Individuum R2 mehr Energie pro

Messung produziert als Individuum R5. Besonders morgens ist dieser Unterschied

sehr deutlich ausgeprägt. Bei der zweiten Messung sinkt die Energieproduktion von

R2 so stark, dass sie dich nur gering über der Produktion von R5 befindet. Gegen

Mittag ist wieder ein leichter Anstieg bei beiden Individuen zu verzeichnen. Bei der

letzten Messung haben beide Rubiaceen dieselbe Energieproduktion pro Messung

und Blüte im Durchschnitt.

25

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

0,00 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00 80,00 90,00

Joule pro Blüte

Blü

ten

län

ge (

mm

)

Abb. 24: Verhältnis von Blütenlänge und Energieproduktion

Ein mögliches Verhältnis von Blütenlänge und der produzierten Energiemenge

konnte in unserer Untersuchung nicht festgestellt werden (siehe Abb. 24). Die

Blütenlängen befinden sich überwiegend in dem Bereich zwischen 12 mm und 14

mm. Der Energiegehalt pro Blüte ist auf ein weites Spektrum zwischen 0 und 83

Joule verteilt. Die Regressionsgerade weist eine minimale Steigung auf.

Uhrzeit Kolibri-Art

06:00 - 07:30

06:17 Thalurania fannyi

06:55 Thalurania fannyi

06:57 Phaethornis stiingularis

07:03 Thalurania fannyi

07:05 Thalurania fannyi

07:21 Thalurania fannyi

08:30-10:00

08:45 Thalurania fannyi

08:48 Thalurania fannyi

09:00 Thalurania fannyi

09:07 Thalurania fannyi

26

09:27 Thalurania fannyi

09:38 Thalurania fannyi

09:43 Thalurania fannyi

11:00-12:00

11:00 Thalurania fannyi

11:33 Thalurania fannyi

12:03 Thalurania fannyi

13:30-15:00

13:45 Thalurania fannyi

14:08 Thalurania fannyi

14:52 Thalurania fannyi

Tab.3: Kolibribesuche an Rubiaceae R2 zu verschiedenen Tageszeiten

0

1

2

3

4

5

6

7

8

06:00-07:30 08:30-10:00 11:00-12:00 13:30-15:00

Uhrzeit

ab

so

lute

An

zah

l an

Ko

lib

rib

esu

ch

en

Abb. 25: Anzahl der Kolibribesuche an einer Rubiaceae im Tagesverlauf

Die letzte Abbildung zeigt, dass morgens die Anzahl der Kolibribesuche deutlich

höher ist als gegen Mittag und am Nachmittag. Die meisten Besuche sind zwischen

08:30 Uhr und 10:00 zu verzeichnen.

4.4 Diskussion

Die Ergebnisse der Nektarmessungen und der daraus folgenden Energieproduktion

pro Messung und pro Blüte bei Individuum R2 (Abb.21) zeigen, dass morgens am

27

meisten Nektar in der Blüte vorhanden ist und die Produktion anschließend stark

absinkt. Dies hängt damit zusammen, dass über Nacht über einen längeren Zeitraum

Nektar gebildet werden kann, der dann morgens den Kolibris zur Verfügung steht.

Bei der zweiten Messung um 10:30 Uhr wurde in den dazwischen liegenden Stunden

nur eine geringe Menge an Energie neu produziert. Bei der dritten Messung um

13:30 Uhr ist ein leichter Anstieg der Produktion zu verzeichnen, da zwischen der

zweiten und der dritten Messung nun drei volle Stunden lagen.

Auch bei der Energieproduktion von Individuum R5 (Abb.22) ist ein ähnlicher Verlauf

zu erkennen, allerdings wird insgesamt weniger Energie produziert. Dieser

Unterschied in der Energieproduktion wird auch in der Abb. 23 deutlich, was

vermutlich mit dem Alter der Individuen zu erklären ist. Die Rubiaceae R2 ist ein

älterer und größerer Baum, mit zahlreichen Infloreszenzen, die zum größten Teil

auch schon verblüht waren. Dieses Individuum befand sich also schon am Ende der

Hochblütezeit im Gegensatz zu Individuum R5, welches noch wesentlich jünger und

kleiner war. Die meisten Infloreszenzen an R5 blühten noch nicht.

Ein weiterer Grund könnte der Standort der beiden Pflanzen sein. R2 befindet sich

an einem sonnenexponierten Standort, wohingegen R5 mehr im Dickicht des Waldes

steht und von den Seiten stärker zugewachsen ist als R2. Damit lässt sich auch die

unterschiedliche Energieproduktion erklären.

Insgesamt deuten die Ergebnisse darauf hin, dass das Individuum R2 attraktiver ist

als R5, da es im Durchschnitt mehr Energie produziert und an einem exponierteren

Standort steht.

Abb. 24 zeigt, dass wir keinen eindeutigen Zusammenhang zwischen Blütenlänge

und Nektarproduktion feststellen konnten. Die Blüten weisen alle eine Länge

zwischen 12 mm und 14 mm unabhängig von der jeweiligen Energieproduktion auf.

Die Regressionsgerade zeigt zwar eine geringe Steigung, allerdings ist das

vermutlich Zufall, da ansonsten kein eindeutiger Zusammenhang zu erkennen ist.

Dies lässt sich auch anhand der durchschnittlichen Blütenlänge von R2 (12,95) und

R5 (12,94mm) belegen (siehe Anhang 3), da sich die Länge kaum unterscheidet,

obwohl das Individuum R2 eine deutlich höhere Energieproduktion aufweist (Abb.

23). Somit ist ein eindeutiger Zusammenhang nicht ersichtlich.

In Tabelle 3 sind die Kolibribesuche über den Tag verteilt dargestellt. Zusammen mit

Abb. 25 ist deutlich zu erkennen, dass die meisten Kolibribesuche morgens und

vormittags stattfinden. Dies hängt auch mit der Nektarproduktion zusammen, die am

28

Morgen deutlich höher ist als nachmittags (Abb. 23). Zwar benötigen die Kolibris den

ganzen Tag über den zuckerreichen Nektar um ihren Energiebedarf zu decken,

allerdings ist der Nektarbedarf nach der nächtlichen Pause am Morgen besonders

hoch. Somit ist ein eindeutiger Zusammenhang zwischen der Anzahl der

Kolibribesuche und der Energieproduktion zu verzeichnen.

Das Besucherspektrum der Gattung Palicourea lässt sich aus den Ergebnissen der

Tab.3 bestimmen, da fast ausschließlich die Kolibriart Thalurania fannyi als Besucher

zu verzeichnen und damit die bestäubende Kolibriart für diese Gattung ist.

29

5. Literatur

Forsyth, Adrian und Ken Miyata (1995): Tropical Nature: Life and Death in the Rain

Forests of Central and South America. New York: Touchstone.

Hogue, Charles L. (1993): Latin American Insects and Entomology. Berkeley:

University California Press.

http://www.biologie.uni-ulm.de/lehre/bestueb/rubiacea.htm

Kearns, Carol Ann und David William Inouye (1993): Techniques for Pollination

Biologists. University Press of Colorado.

Kricher, John C. und Mark J. Plotkin (1999): A Neotropical Companion: An

Introduction to the Animals, Plants, and Ecosystems of the New World

Tropics. 2. Aufl. Princeton University Press.

Mackay, Richard (2009): Atlas der bedrohten Arten. Bern: Haupt Verlag.

Reichholf, Josef H. (1991): Der Tropische Regenwald: Die Ökobiologie des

artenreichsten Naturraums der Erde. 3.Aufl. München: Deutscher

Taschenbuch Verlag.

Ridgeley, Robert S. und Paul J. Greenfield (2001): Aves del Ecuador: Guia de

Campo I. Jocotoco: Fundación de Conservation.

Sauermost, Rolf (1999): Lexikon der Biologie. Band 2. Heidelberg: Spektrum

Akademischer Verlag.

Schodde, Dr. Richard und Dr. Fred Cooke (2008): Die Enzyklopädie der Vögel.

Hamburg: National Geographic.

Steindorf, Astrid (2006): Tropische Schmetterlinge im Palmengarten. 2.Aufl.

Frankfurt.

Whitmore, Timothy C. (1998): An Introduction to Tropical Rain Forests. 2.Aufl.

Oxford: Oxford University Press.

www.butterflycorner.net

www.neotropicalbutterflies.com

6. Anhang

30

Anhang 1: Liste der beobachteten Vogelarten

Art Familie Englischer Name Bild Aglaiocercus coelestis Trochilidae Violet-tailed Sylph

Aglaiocercus kingi Trochilidae Long-tailed Sylph

Amazilia tzacatl Trochilidae Rufous-tailed

Hummingbird

Anisognathus notabilis Thraupidae Black-chinned Mountain

Tanager

Arremon aurantiirostris Emberizidae Orange-billed Sparrow

Arremonops conirostris Emberizidae Black-striped Sparrow

Aulacorhynchus haematopygus

Ramphastidae Crimson-rumped Toucanet

Basileuterus chlorophrys

Parulidae Chocó-Warbler

Basileuterus tristiatus Parulidae Three-striped Warbler

Bubulcus ibis Ardeidae Cattle Egret

31

Buteo magnirostris Accipitridae Roadside Hawk

Campephilus rubricollis Picidae Guayaquil Woodpecker

Cathartes aura Cathartidae Turkey Vulture

Cephalopterus penduliger

Cotingidae Long-wattled Umbrella Bird

Coeligena Wilsoni Trochilidae Brown Inca

Columba plumbea Columbidae Ruddy Pigeon

Coragyps atratus Cathartidae Black Vulture

Cranioleuca erythrops Furnariidae Red-faced Spintail

Crotophaga ani Cuculidae Smooth-billed Ani

Dendrocincla fuliginosa Dendrocolaptidae Plain-brown

Woodcreeper

32

Dives warszewiczi Icteridae Scrub Blackbird

Dryocopus lineatus Picidae Lineated Woodpecker

Elanoides forficatus Accipitridae Swallow-tailed Kite

Embucco bourcierii Ramphastidae Red-headed Barbet

Euphonia laniirostris Thraupidae Thick-billed Euphonia

Euphonia xanthogaster Thraupidae Orange-bellied

Euphonia

Eutoxeres aquila Trochilidae White-tipped Sicklebill

Geothlypis semiflava Parulidae Olive-crowned

Yellowthroat

Glyphorynchus spirurus Furnariidae Wedge-billed

Woodcreeper

Harpagus bidentatus Accipitridae Double-toothed Kite

33

Heliodoxa imperatrix Trochilidae Empress Brilliant

Heliodoxa jacula Trochilidae Green-crowned Brilliant

Heliothryx barroti Trochilidae Purple-crowned Fairy

Herpetotheres cachinnans

Falconidae Laughing Falcon

Lepidocolaptes lacrymiger

Furnariidae Montane Woodcreeper

Lophotriccus pileatus Tyrannidae Scale-crested Pygmy-

Tyrant

Melanerpes pucherani Picidae Black-cheeked

Woodpecker

Microcerculus marginatus

Troglodytidae Southern Nightingale-Wren

Mionectes oleagineus Tyrannidae Ochre-bellied Flycatcher

Myiarchus tuberculifer Tyrannidae Dusky-capped

Flycatcher

Myioborus miniatus Parulidae Slate-throated

Whitestart

34

Myiotriccus ornatus Tyrannidae Ornate Flycatcher

Myiozetetes cayanensis

Tyrannidae Rusty-margined Flycatcher

Myrmeciza immaculata Thamnophilidae Immaculate Antbird

Myrmotherula pacifica Thamnophilidae Pacific Antwren

Myrmotherula schisticolor

Thamnophilidae Slaty Antwren

Pachyramphus cinnamomeus

Tityridae Cinnamon Becard

Penelope purpurascens Cracidae Crested Guan

Phaethornis striigularis Trochilidae Stripe-throated Hermit

Phaethornis yaruqui Trochilidae White-wiskered Hermit

Philydor rufus Furnariidae Buff-fronted Foliage-

gleaner

Piaya cayana Cuculidae Squirrel Cuckoo

35

Piculus rubiginosus Picidae Golden-olive Woodpecker

Pionus chalcopterus Psitaccidae Bronze-winged Parrot

Piranga leucoptera Thraupidae White-winged Tanager

Platyrinchus mystaceus Tyrannidae White-throated

Spadebill

Pseudocolaptes johnsoni

Furnariidae Pacific Tuftedcheek

Pteroglossus erythropygius

Ramphastidae Pale-mandibled Aracari

Pyrrhura melanura Psitaccidae Maroon-tailed Parakeet

Ramphastos brevis Ramphastidae Chocó Toucan

Ramphastos swainsonii Ramphastidae Chestnut-mandibled

Toucan

Ramphocelus icteronotus

Thraupidae Lemon-rumped Tanager

36

Saltator atripennis Cardinalidae Black-winged Saltator

Saltator grossus Cardinalidae Slate-colored Grosbeak

Saltator maximus Cardinalidae Buff-throated Saltator

Schistes geoffroyi Trochilidae Wedge-billed

Hummingbird

Semnoris ramphastinus Semnornithidae Toucan Barbet

Sporophila luctuosa Thraupidae Yellow-bellied

Seedeater

Streptoprocne zonaris Apodidae White-collared Swift

Syndactyla subalaris Furnariidae Lineated Foliage-

gleaner

Tangara arthus aequatorialis

Thraupidae Golder Tanager

Tangara icterocephala Thraupidae Silver-throated Tanager

Tangara parzudakii Thraupidae Flame-faced Tanager

37

Tangara rufigula Thraupidae Rufous-throated Tanager

Tersina viridis Thraupidae Swallow Tanager

Thalurania fannyi Trochilidae Green-crowned

Woodnymph

Thalurania furcata Trochilidae Fork-tailed Woodnymph

Thraupis episcopus Thraupidae Blue-gray Tanager

Thryothorus nigricapillus

Troglodytidae Bay Wren

Tityra semifasciata Tityridae Masked Tityra

Todirostrum cinereum Tyrannidae Common Tody-

Flycatcher

Trogon comptus Trogonidae Chocó-Trogon

Turdus maculirostris Turdidae Ecuadorian Thrush

38

Tyrannus melancholicus

Tyrannidae Tropical Kingbird

Tyrannus niveigularis Tyrannidae Snowy-throated

Kingbird

Xiphorhynchus erythropygius

Dendrocolaptidae Spotted Woodcreeper

Zimmerius chrysops Tyrannidae Golden-faced

Tyrannulet

39

Anhang 2: Liste beobachteter Schmetterlingsarten

Art Familie Englischer Name Bild

Adelpha cytherea Nymphalidae Smooth-banded

Sister

Anartia amathea Nymphalidae Scarlet Peacock

Caligo atreus Nymphalidae Atreus Owl

Callithomia lenea Nymphalidae Lenea Clearwing

Castilia spec. Nymphalidae Crescent spec.

Detritivora spec. Riodinidae Detritivora

Metalmark

Diaethria clymena Nymphalidae Clymena Eighty-

eight

40

Dismorphia zaela Pieridae Zaela Mimic White

Elzunia pavonii Nymphalidae Pavoni's Clearwing

Eresia phillyra Nymphalidae Square-tipped

Crescent

Eurema xantochlora Pieridae Tropical Yellow

Godyris mantura Nymphalidae Mantura Clearwing

Heliconius doris Nymphalidae Doris Longwing

Heliconius sapho Nymphalidae Sapho Longwing

Heraclides thoas Papilionidae Thoas Swallowtail

41

Lieinix nemesis Pieridae Frosted Mimic

White

Marpesia merops Nymphalidae Merops

Daggerwing

Methona confusa

psamathe

Nymphalidae Confused

Amberwing

Pareuptychia

hesionides

Nymphalidae Hesionides Satyr

Pareuptychia

metaleuca

Nymphalidae One-banded Satyr

Parides iphidamas Papilionidae Iphidamas

Cattleheart

Perisama alicia Nymphalidae Alicia Perisama

Pyrisitia proterpia Pieridae Tailed Orange

42

Rhetus dysonii Riodinidae Dyson's Swordtail

Siproeta epaphus Nymphalidae Rusty-tipped Page

Tegosa claudina Nymphalidae Claudina Crescent

Urbanus esmeraldus Hesperiidae Esmeraldus

Longtail

Urbanus proteus Hesperiidae Long-tailed Skipper

Urbanus teleus Hesperiidae Teleus Longtail

Xenophanes tryxus Hesperiidae Glassy-winged

Skipper

43

Anhang 3: Nektarmessungen und Energieberechnung

44

45

46