ENFERMEDADES Y PLAGAS QUE ATACAN AL BANANO

INTRODUCCIÓN

Los bananos y plátanos son unos de los más importantes cultivos estudiados, constituyen la base de la economía para millones de personas en los países en desarrollo de los trópicos. Crecen en aproximadamente 10 millones de hectáreas, con una producción anual alrededor de 88 millones de toneladas métricas. Los bananos y plátanos son el cuarto cultivo más importante a escala mundial.

Los bananos para exportación son exclusivamente de la variedad “Cavendish”, ocupando un poco más del 10 % de la producción global. El restante 87 % de la producción es un extenso rango de variedades, cada una adaptada a una específica región y seleccionada por consumidores específicos y por sus cualidades culinarias (INIBAP, 2000).

Las plantas son afectadas por enfermedades y plagas que reducen su productividad, fecundidad y sobrevivencia, esto sucede tanto en ecosistemas agrícolas como en ecosistemas naturales. En los sistemas agrícolas estas reducciones se transforman en pérdidas económicas para los agricultores, precios más altos para los consumidores, y en algunos casos a generado la ruina y hambruna en regiones enteras. Enfermedades como el tizón tardío de la papa, la moniliasis del cacao, el amarillamiento letal del cocotero, la roya del cafeto, el cancro bacteriano de los cítricos y muchas otras han provocado consecuencias sociales y económicas desastrosas en regiones enteras de todo el mundo. Cabe recalcar, que las enfermedades tienen un mayor impacto económico en condiciones tropicales donde el ambiente es más favorable para su desarrollo (Arauz, 1998).

En la actualidad una de las mayores causas de la reducción en la producción de banano en el mundo son las plagas y enfermedades que afectan a este cultivo, que día con día van en aumento. Por lo tanto, se requiere de un amplio conocimiento de ellas para poder atacarlas y reducir su daño en la producción.

La formulación económica y efectiva de estrategias de control de enfermedades y plagas requiere un conocimiento fundamental de las causas de los patógenos, sus ciclos de vida, los síntomas que causan a las plantas y las principales medidas de control. Por lo tanto, se hará una breve descripción de los factores que causan las enfermedades.

Causas de las enfermedades

Enfermedades de origen biótico

En este caso el desarrollo de la enfermedad depende de las interacciones entre el patógeno, planta hospedera y el ambiente. Es decir, tienen que existir un hospedero susceptible, un patógeno virulento y condiciones ambientales favorables para que este patógeno pueda invadir los tejidos del hospedero (Arauz, 1998; Balasubramaniam, 2000).

Las enfermedades pueden ser causadas por varios agentes (vivos o no vivos), los cuales actúan solos o en combinación con algún otro. Los hongos causan la mayoría de

las enfermedades, pero estas también pueden ser causadas por bacteria y virus. A los organismos causantes de las enfermedades se les llama Patógenos.

Las enfermedades ocurren cuando los patógenos alteran uno o muchos procesos fisiológicos en la planta hospedera, eventualmente manifiestan cambios morfológicos denominados síntomas. Estos resultan de la interacción entre los mecanismos de ataque del patógeno y los mecanismos de defensa del hospedero, y de los efectos fisiológicos de la enfermedad. Los cuales se pueden ubicar dentro de las siguiente categorías:

Alteraciones del crecimiento:

Enanismo: Plantas de tamaño inferior al normal.Deformaciones: Organos de forma anormal.Agallas: Protuberancias en raíces o tallos, por crecimiento o multiplicación celular exagerada.Escobas de bruja: Proliferación anormal de los brotes laterales, cerca del ápice del tallo.

Alteraciones en la coloración: La coloración amarillenta en el follaje por la ausencia de clorofila se denomina clorosis. La clorosis puede presentarse en forma definida o en forma irregular. Algunos autores diferencian clorosis de amarillamiento, considerándose que clorosis es la falta de clorofila debido a las alteraciones en la síntesis de ella, y amarillamiento cuando la clorofila ya formada es destruida.

Muerte de tejido:

Necrosis: Se caracteriza por la presencia de tejidos secos de color blanquecino, grisáceo, pardo o rojizo. Es común en el follaje.Pudrición: Es cuando el tejido muere y adquiere una consistencia suave, húmeda y a menudo acuosa.Cancro o Chancro: Tejido muerto hundido en ramas leñosas y troncos.Muerte descendente: Muerte de las ramas de un árbol, que empieza de las ramillas terminales y avanza de fuera hacia el tronco.

Marchitez: La planta pierde turgencia y eventualmente muere.

Algunas veces la presencia de los patógenos es más obvia que un cambio morfológico en la planta; el crecimiento visible de los patógenos en las plantas es denominado signos de las enfermedades. Entre los signos más comúnmente asociados con las enfermedades están las estructuras reproductoras o vegetativas de los hongos, los exudados bacterianos y las masas de huevos de nemátodos (Arauz, 1998; Balasubramaniam, 2000).

Enfermedades de origen abiótico

Algunos desórdenes en las plantas no son causados por organismos vivos; sino más bien por la escasez o ausencia de algún factor necesario para el crecimiento y la producción adecuada de un cultivo, o la presencia de algún factor en niveles superiores a los que las plantas pueden tolerar. Este tema es tratado en el Capítulo 3 y 8.

El control de las enfermedades se refiere a la prevención de éstas, o reducir/prevenir el incremento de la incidencia y/o severidad de las enfermedades. El control satisfactorio de las enfermedades requiere de la adopción de múltiples medidas de

combate, incluyendo un aprovechamiento integrado de los factores ambientales, biológicos y químicos.

Un buen programa de control debe estar basado en el conocimiento de las características del patógeno y de la planta hospedera, de las condiciones culturales y climáticas del medio; y el conocimiento de los procedimientos de control de las enfermedades, incluyendo cultural, genético, químico, y biológico (Balasubramaniam, 2000).

Un aspecto muy importante a tomar en cuenta para el control de una enfermedad es el ciclo de ésta, se da por medio de una serie de etapas sucesivas que se repiten cíclicamente. El ciclo de una enfermedad puede incluir uno o varios ciclos del patógeno por ciclo del hospedante. Involucra una etapa de supervivencia, en la cual el patógeno puede sobrevivir en otros hospedantes. En esta etapa se da la producción de estructuras del patógeno, que serán diseminadas; se le llama inóculo a la población del patógeno que tiene posibilidad de entrar en contacto con el hospedante, y las estructuras donde el patógeno sobrevive se llama fuente de inóculo. Cuando el inóculo llega al hospedante se da la inoculación. Posteriormente se da la infección, que es el establecimiento de la relación activa entre el patógeno y el hospedante. Luego de esta se produce el desarrollo de la enfermedad (Arauz, 1998). Entonces, se requiere de un conocimiento básico sobre el ciclo de desarrollo de la enfermedad para poder determinar en que momento y de que manera es más conveniente atacarla y poder prevenir su diseminación en toda la plantación.

Tácticas de combate de enfermedades

Evitación: Consiste en evitar que los tejidos susceptibles presenten condiciones favorables para el patógeno. El mejor ejemplo es la siembra en épocas o áreas desfavorables para el patógeno.

Exclusión: Consiste en evitar la entrada del patógeno en un área no infectada (Cuarentena, tratar material de siembra, usar material de siembra certificado, eliminación de vectores).

Erradicación: Consiste en reducir, eliminar o inactivar el inóculo en su fuente o en eliminar las plantas o partes de ellas donde se ha establecido (Deshoja en el banano para el control de sigatoka negra, rotación de cultivos, control biológico y químico, eliminación de hospederos alternos).

Protección: Consiste en interponer una barrera física o química entre el hospedero y el patógeno, que impida la colonización de los tejidos sanos (Control de los insectos vectores del patógeno, modificaciones en la nutrición y el ambiente).

Resistencia: Es la reducción del desarrollo de la enfermedad mediante los mecanismos de defensa de la misma planta (FHIA 1 es resistente a la sigatoka negra).

Terapia: Es la eliminación del patógeno dentro del tejido de la planta sin destruir los tejidos de la misma (Arauz, 1998; Balasubramaniam, 2000).

Causas del ataque de las plagas a los cultivos

Un aspecto muy importante es la biodiversidad en los agroecosistemas, ésta se refiere a todas las especies de plantas, animales y microorganismo existentes dentro de un ecosistema. Una de las principales amenazas globales que afecta la biodiversidad es la agricultura, esto es resultante del hecho que la agricultura simplifica la estructura del medio ambiente de vasta áreas reemplazando la diversidad natural con un pequeño número de plantas cultivadas y animales domésticos. Otra forma con la cual la agricultura afecta a la biodiversidad es a través del uso excesivo de agroquímicos y tecnologías mecanizadas para aumentar la producción de los cultivos (Altieri, 2000).

Las consecuencias de la reducción de la biodiversidad son particularmente evidentes en el campo del manejo de plagas agrícolas. Debido a que la estabilidad ecológica inherente a los ecosistemas y su autorregulación característica, se ha perdido desde el momento en que el hombre ha modificado las comunidades naturales a través de la ruptura del frágil tejido de interacciones entre ellas (Altieri, 2000; Nicholls y Altieri, 2000).

Las comunidades de plantas que son modificadas para satisfacer las necesidades particulares de los seres humanos se hacen vulnerables a daños intensos de plagas y generalmente, mientras más modificadas son dichas comunidades, más abundantes y serias resultan las plagas (Altieri, 2000).

Andrews (1989), plantea 8 pasos para poder tener un control eficaz de las plagas:

1. El agroecosistema: es una serie de componentes interrelacionados. Los insectos son parte integral del agroecosistema, y cuando estos son perturbados otros elementos son modificados.

2. Control natural: es indispensable para el control racional y rentable de insectos dañinos. Ayuda a reducir la población de plagas reales y es la clave en la prevención de brotes de plagas potenciales.

3. Biología y ecología de los organismos: se requiere entender a profundidad la biología y ecología de los organismos presentes en el agroecosistema para poder tener la habilidad de manipularlos y dirigirlos.

4. El cultivo un enfoque central: los insectos no tienen importancia económica excepto en el sentido que ellos afectan la productividad de un cultivo.

5. El muestreo y uso de niveles críticos: el muestreo de cultivos y plagas y el uso de niveles críticos permite tomar decisiones inteligentes y racionales

6. El uso de tácticas compatibles: una combinación integrada de varios procedimientos provee un control mejor, más rentable, menos perjudicial y más completo de plagas que al aplicar un sólo procedimiento de combate en forma aislada.

7. La integración de disciplinas: los científicos de diferentes áreas deben de trabajar en conjunto, ya que lo que uno haga puede afectar a las otras disciplinas.

8. Los efectos secundarios de la fitoprotección: se requiere desarrollar técnicas de manejo de plagas que sean compatibles con las restricciones sociales y ambientales predominantes.

Estrategias para el combate de plagas

Convivencia: Es posible dejar el control a las fuerzas enteramente naturales, simplemente tolerando cualquier daño que pueda ser causado por insectos. Es aplicada también para todas aquellas plagas potenciales que nunca alcanzan densidades de población suficientemente altas como para causar daño económico.

Prevención o Profilaxis: Se puede hacer algo con anticipación para evitar o prevenir el ataque de una plaga. Además, ciertas técnicas tienen que ser aplicadas con anticipación para que surtan efecto.

Erradicación: Implica un aniquilamiento de las plagas. Los gobiernos pueden emprender programas de erradicación usando liberaciones de machos estériles u otros procedimientos.

Supresión: Cuando la densidad de población de una plaga alcanza niveles no tolerables, se le pude reducir o suprimir por algún tiempo.

Manejo: Se pretende eliminar la nocividad de las poblaciones de plagas y no erradicarlas. En vez de suprimir las poblaciones se pretende mantenerlas a niveles específicos por medio de preservación, restauración o aumento de los moderadores y equilibrantes presentes en el agroecosistema.

Manejo integrado de plagas: trata de causar una reducción general del promedio de la densidad poblacional de la plaga, luego emplea procedimientos supresivos cuando la población exceda un nivel crítico. Emplea varias estrategias según la exigencia del caso (Andrews, 1989).

Al poseer todas las herramientas necesarias para el conocimiento de los organismos, se puede decir que es posible realizar un manejo adecuado y efectivo de las plagas y enfermedades en un cultivo. A continuación se hace una descripción de las principales plagas y enfermedades que afectan al banano, características del patógeno y medidas de control.

I. PRINCIPALES HONGOS QUE ATACAN AL BANANO

SIGATOKA NEGRA, Mycosphaerella fijiensis

Importancia del Hongo

La Sigatoka Negra ha sido encontrada en Brasil y en otras regiones del planeta, es considerada como el mayor problema fitosanitario del banano. Fue observada por primera vez en las islas Fiji en 1963. Fue encontrado en Honduras en 1972 y en Costa Rica en 1979. A partir de allí se diseminó por toda América Central, Colombia y Ecuador, estando también distribuida por varias regiones de Africa y Asia (Cordeiro, 1985; Vargas y Calderón; Bureau et al, 1992; citados por Maciel, 1997). Actualmente, ya se encuentra en Venezuela, que como Colombia también es frontera con el Brasil. Este patógeno es más virulento que la sigatoka amarilla. Por tal motivo es necesario prepararse para enfrentar el más grave problema, tratando de buscar nuevas formas de control y aplicación, nuevos productos y mejorar la infraestructura existente (Maciel, 1997).

Esta enfermedad es de tal importancia que puede causar pérdidas hasta de 80 % en las plantaciones. Además, en la actualidad ninguno de los países bananeros se encuentran exentos a la presencia de dicha enfermedad (con excepción de las Islas Canarias), y los que todavía gozan de la ausencia de la misma se ven obligados a guardar procedimientos cuarentenarios sumamente estrictos para evitar su entrada (IITA, 1997).

Cabe recalcar, que según Robinson (1996), los costos para el control de sigatoka negra son altamente elevados, causan daños al ambiente y pueden provocar un rápido desarrollo de resistencia al producto. Por lo tanto, la producción de cultivares resistentes a dicha enfermedad se hace urgente y necesario. Ya han sacado al mercado varios cultivares con alta tolerancia tales como, ABB “Pisang Awak", ABB “Pelipeta” y BBB “Saba”, pero estos no siempre son aceptados por los consumidores en algunos países con la enfermedad. Asimismo, agrega que lo primordial es buscar cultivares resistentes y no realizar mayores aplicaciones de fungicidas que podrían traer daños irreversibles al medio ambiente.

Ciclo de Vida del Hongo

La Sigatoka Negra es causada por el hongo Mycosphaerella fijiensis Morelet, el cual pertenece a la clase de los Ascomycetos, subclase Loculoascomycetidae, orden Dothideales, de la familia Dotidaceae, y del género Mycosphaerella (Alexopoulos et al, 1996).

ascosporas CONTAMINACIÓN conidios

CICLO SEXUAL REPRODUCCIÓN CICLO ASEXUAL

heterotalismo

Mycosphaerella fijiensis Sigatoka negra Paracercospora fijiensis

Mycosphaerella musicola Sigatoka negra Pseudocecospora musae

ConidióforosPeritecio

FIGURA 1. CICLO DE INFECCIÓN DE M. fijiensis Y M. musicola.Fuente: Mourichon, Carlier y Fouré, (1997); INIBAP.

Produce espermacios en espermatogonios, ascosporas en peritecios y conidios del tipo de Cercospora en esporodoquios. Forma esporodoquios en las manchas recién desarrolladas y sus hifas se desplazan de un estoma a otro y originan lesiones sobre toda la superficie de las hojas de su hospedante con mucho más frecuencia que Mycosphaerella musicola. Son diseminados por el viento y salpicados por la lluvia. Aún cuando los conidios se forman durante todo el año, su liberación y germinación depende del agua de una humedad relativa alta. Los peritecios, que se forman debido a la fecundación de las hifas sexuales mediante espermacios compatibles, se forman durante el tiempo cálido húmedo y expulsan violentamente sus ascosporas cuando se humedecen. Las ascosporas son diseminadas por el viento, y a ellas se debe el avance de la enfermedad a grandes distancias; mientras que, los conidios son los medios más importantes de propagación local de la enfermedad. La infección, ya sea mediante ascosporas o conidios produce el mismo tipo de mancha y el subsecuente desarrollo de la enfermedad (Agrios, 1995).

Síntomas

Según Arauz (1998), los síntomas de la sigatoka negra empiezan con pequeños puntos cloróticos en las hojas jóvenes del banano, que luego dan lugar a lesiones necróticas elípticas; además pueden llegar a coalecer y formar grandes áreas necróticas en el follaje. En los tejidos necróticos se producen conidios en conidióforos simples y ascosporas en seudoperitecios (ascostromas unicelulares).

Hoja con infección avanzada de Mycosphaerella fijiensis.

Por otro lado, González (1987), dice que los primeros síntomas visibles son puntos café rojizos en la superficie interior de la hoja ( menores a 0,25 mm de diámetro). Cuando la infección es severa, los síntomas aparecen en la segunda hoja de plantas sin fructificar. Estos puntos se alargan y forman estrías café rojizas. En condiciones de clima húmedo y cálido estas estrías aparecen entre 10 y 14 días después de la infección. Posteriormente estas estrías se alargan y cambian de color café rojizo oscuro a café oscuro o casi negro, haciéndose claramente visibles en la superficie superior de la hoja.

En Fiji la enfermedad fue descrita como pecas diminutas y pequeñas rayas longitudinales de color pardo al inicio, con tendencia a concentrarse alrededor de la nervadura central en un patrón muy característico de distribución (Rhodes y Leach, 1964; citados por Pérez, 1983). Stover y Dickson y Mulder y Stover, hicieron una descripción similar de los primeros síntomas sobre la epidemia en Fiji dados por Rhodes en 1964.

En 1966, Stover y Simmonds, describieron los primeros síntomas de las sigatoka negra como la aparición de manchas color café oscuro en la parte inferior de la superficie de la hoja de 1 a 2 mm de largo; posteriormente se alargan hasta 5 y 10 mm de largo, cambiando de café oscuro a negro con un borde bien definido.

Lesiones causadas por Sigatoka Negra. Obsérvese las manchas color marrón con un halo bien definido.

Fases de desarrollo de la enfermedad.(A) Fase 1; (B) Final de fase 2; (C) Fase 3; (D) Fase 4; (E) Fase 4; (F) Fase 5; (G) Inicio de fase 6; (H) Coalescencia lenta en fase 6; (I) Coalescencia rápida en el final de fase 6.Fotos: Fouré, (1985); IRFA-CIRAD.

Control Cultural

Para un buen control de la Sigatoka Negra es conveniente comenzar con la aplicación de buenas prácticas agronómicas desde los inicios de la plantación, esto con el objetivo de tratar de disminuir las aplicaciones de fungicidas al máximo, ya que representan un alto costo de producción. A continuación se mencionan algunos aspectos que deben ser tomados en cuenta para el control de Sigatoka Negra.

1. Selección de Suelos

Para lograr obtener buenos rendimientos se requieren de suelos profundos con no menos de 1,2 a 1,5 m de profundidad, con buena estructura, buen drenaje interno y alta fertilidad. Los mejores suelos son los que tienen las siguientes texturas: franco-arenoso

muy fino, franco-arenoso-fino, franco-arcilloso-limoso y franco-limoso; con un pH ideal de 6,5 y tolerable de 5,5 a 7,5.

2. Preparación del Suelo

Se recomienda que la preparación del suelo con equipo mecanizado sólo para terrenos que hayan sido pastoreados anteriormente y que hayan sido sembrados por otros cultivos de ciclo corto. No es conveniente hacerlo en terrenos que están en bosque para no perturbar el perfil natural del suelo con su alto contenido de materia orgánica distribuido de manera uniforme, y también porque resulta muy costosa.

3. Semilleros y Tipos de Semilla

El área del semillero debe estar bien localizada, con suelos de primera clase (francos), con buen drenaje y con agua de riego que esté libre de enfermedades y plagas del banano.

Como semilla se usan normalmente los hijos que no fueron seleccionadas para producción, éste es recomendable que esté localizado detrás de la planta madre para que disminuir el daño que se podría causar al sistema radicular del hijo de cosecha.

Cabe recalcar, que el tipo de semilla que se utiliza tiene una repercusión directa son el rendimiento y el vigor de la futura plantación. Por lo tanto, se prefiere semilla de hijo de espesa con un peso mínimo de 6 libras; así como también se pueden utilizar semillas de plantas adultas sin parir, ya que las yemas conservan su vitalidad y producen retoños muy vigorosos.

4. Densidad de Poblaciones

Según Soto (1992), la densidad de población va a depender del clon a utilizar, las condiciones ecológicas de la región, las necesidades del mercado y el período de duración de la plantación.

Los clones enanos o semi enanos, permiten mayores poblaciones que los gigantes; por lo tanto el “Gran Enano” resiste poblaciones de 1750 a 2000 plantas/ha, el “Valery” soporta de 1400 a 1700 plantas/ha, y el “Lacatán” entre 625 a 850 plantas (Soto, 1992).

Otro factor a considerar, es que altas poblaciones pueden aumentar la incidencia de Sigatoka Negra y otras enfermedades. Asimismo, aumenta el tiempo entre parición y cosecha, y se produce una fruta pequeña y con mala formación. Generalmente, un traslape del 25 % es tolerable (Velastegui et al, 1992).

5. Sistema de Siembra

Existen varios sistemas de siembra que son muy utilizados, entre ellos se pueden mencionar, el de triángulo equilátero o hexagonal, cuadro, rectángulo y doble surco.

En general, el objetivo perseguido es obtener una distribución homogénea de la plantación, para que cada unidad de producción reciba la luminosidad suficiente. Cada unidad debe tener a su disposición un área de terreno equivalente a la de su follaje (Ver Capítulo 7).

6. Drenaje

El drenaje tiene influencia directa sobre el rendimiento y calidad de una plantación, asimismo lo tiene sobre el control de sigatoka. Además, tiene influencia sobre la cantidad de humedad en la plantación y en la superficie de la hoja, afectando así la incidencia de sigatoka negra y otras enfermedades (Ver Capítulo 6).

7. Riego

Con la implementación de un sistema de riego se tiene como principal objetivo mantener un balance adecuado de agua en la planta; ya que éste afecta el crecimiento vegetativo y desarrollo floral, la producción de hojas, altura de la planta, el diámetro del pseudotallo, y el peso y la calidad del racimo. Las necesidades de agua de la planta de banano y las cantidades de agua que deben aplicarse al suelo varía en cada zona, dependiendo de las condiciones climáticas (lluvia, temperatura, entre otras), tipo de suelo, sistema de aplicación y la variedad que se cultiva (Ver Capítulo 6).

Control Químico

Según González (1997), para alcanzar un buen control de la enfermedad es necesario combinar un buen programa de aspersiones aéreas de fungicidas con prácticas culturales.

Para el control de sigatoka en banano sólo son permitidos los productos que están aprobados por la EPA para bananos exportados a Estados Unidos y Europa, así que su número es limitado. Enseguida se describen algunos de los fungicidas más utilizados en el Ecuador:

Protectante

Ditahane – F – MB: Es una suspensión concentrada de mancozeb, que contiene 430 g de ingrediente activo por litro de formulación. Contiene además, 120 cc de aceite por litro de producto. Es compatible con el aceite agrícola y fungicidas sistémicos. No es fitotóxico, atenúa la toxicidad del aceite y además se ha comprobado el efecto nutricional del Zn contenido en su fórmula.

Para el control de sigatoka negra se utiliza en verano alternado con otros productos, y siempre en mezcla con un fungicida sistémico como protector de una posible resistencia especialmente a los Benzimidazoles.

Dosis: 2,5 l/ha; en mezcla con fungicida sistémico y aceite agrícola.

Sistémicos

Bumper 25 C.E. (Propiconazole): Es un fungicida sistémico perteneciente al grupo químico de los triazoles. Su característica de aplicación foliar y amplio rango de patógenos controlados (Ascomycetes, Basiomycetes, Deuteromycetes), lo hacen apropiado para su utilización en el control de enfermedades de difícil tratamiento como la sigatoka en banano.

Dosis: Es un producto preventivo, curativo y erradicante, y se recomienda aplicarlo en una dosis de 0,4 l/ha bajo cualquier condición climática.

Baycor 300 CE (Biloxazol): Otro fungicida del grupo de los triazoles. Es altamente efectivo con amplio espectro de acción.

Para obtener los mejores resultados se recomienda empezar la primera aplicación de los triazoles al inicio de la estación lluviosa, y por lo tanto permitiéndole al patógeno incrementar su inóculo, es necesario alternar los ciclos con otros productos de acción diferente.

Dosis: Baycor 300 CE se aplica con una dosis de 0,5 L/ha mezclado con 5 a 8 L de aceite agrícola más 0,5 L al 1 % de emulsificante y agua hasta completar los 20 L de mezcla.

Penetrante

Calixin: Fungicida perteneciente al grupo de los derivados de la Morfolina. Es eficaz para el control de todos los hongos que causan daño a la planta de banano, entre ellos Mycosphaerella musicola y Mycosphaerella fijiensis Morelet.

A pesar del bajo riesgo de resistencia con Calixin, se recomienda la alternación de aplicaciones de este producto con otros fungicidas de modo de acción diferente.

Dosis: 0,6 L/ha

Benomyl: Impide la realización de la mitosis, detiene cualquier tipo de desarrollo, ya sea de germinación de esporas, crecimiento de micelios, formación de apresorios o haustorios, quedándose el patógeno totalmente impedido de tomar alimento a su alrededor (Fernández, 1994).

En 1970, en Honduras se presentó resistencia del hongo a Benomyl, por lo que se tuvieron que utilizar otros fungicidas para controlar la sigatoka, como Bravo 6-F (Clorotalonil), en dosis de 2,3 L de producto comercial por hectárea. Un año después de utilizar Bravo 6-F, la resistencia de las ascosporas a Benomyl disminuyó de 300 a 10 ppm y 15 meses después, solamente el 10 % de las ascosporas eran todavía tolerantes a Benomyl.

Este producto ha sido un excelente fungicida para el control de la sigatoka, por lo que se recomienda manejarlo de la mejor manera posible, alternándolo con otros productos para no provocar la resistencia y/o tolerancia de presuntas nuevas razas del patógeno (González, 1987).

En un estudio sobre las estrategias para el combate de sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) y el impacto sobre la resistencia a los benzimidazoles realizado por Romero y Marín, ASBANA (1990), se concluyó que:

“Bajo la estrategia de empleo de fungicidas sistémicos (utilizando dosis de mayor incidencia de la enfermedad), se demostró que el nivel de sigatoka negra fue muy bueno, con una reducción muy importante en el número de aplicaciones. Esto también conllevó a una importante disminución en el costo del combate. Se puede esperar con un alto grado de seguridad, que a escala comercial el sistema de preaviso biológico será una

herramienta muy útil en la definición de cuándo es necesario hacer una aplicación de tal forma que no haya tratamientos innecesarios.

En un estudio realizado por ACORBAT (Soffia y Abaunza, 1990), sobre la implementación del sistema de preaviso biológico para el combate de la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) en banano en Santa Marta, Colombia, se determinó que este sistema permitió una reducción del 47 % en el número de ciclos y 43 % en los costos con relación al combate tradicional en las fincas vecinas, además de aparentar las fincas bajo preaviso un mejor estado fitosanitario y se concluyó que dicho sistema es altamente eficiente.

Uno de los mayores inconvenientes que se le han planteado al sistema de preaviso biológico utilizado para el combate de la sigatoka negra en los cultivos de plátano y banano, es la problemática que se presenta cuando éste se intenta adaptar a plantaciones comerciales con grandes áreas de siembra. El hecho de tener que evaluar continuamente un gran número de parcelas (para áreas extensas), y luego procesar una cantidad importante de información es, en algunos casos tediosos; y para la gran mayoría de agricultores muy complicado.

Con el objetivo de contrarrestar ese inconveniente, CORBANA (Corrales y Marín, 1989), realizaron un estudio sobre la modificación del sistema de preaviso biológico para el combate de sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) para banano y plátano en Costa Rica; en el cual se determinó que la hoja III es la que representa con mayor precisión el nivel de infección de la planta. La modificación involucra la evolución de la hoja III de las plantas del área monitoreada, la obtención de la suma bruta con esos datos y el posterior uso de ese valor en la ecuación: y = 492,8518 x e0,001749x para tener finalmente el valor de “y” que corresponde al estado de Evolución. La coincidencia de los valores obtenidos con este método con respecto al sistema tradicional tiene un alto grado de exactitud, con tan sólo 10 % de error, lo cual es bastante bajo sobretodo si se considera el tipo de organismo con el que se trabaja y las condiciones en las que se desarrolla.

Recientemente se han realizado varios estudias al respecto de la efectividad de los fungicidas en el control de la sigatoka negra. Coni y Young (2000), en Jamaica hicieron un estudio sobre la efectividad de una nueva formulacion de tridemoph Calixin-86 OL, Fenpropimorph, epoxiconazole, hexaconazole y la estrobilurin azoxystrobin, bajo condiciones de alta presión de inóculo, y se comparó con lo triazoles y morpholinas qu están siendo utilizados en la actualidad en Jamaica. Todos los tratamientos fueron aplicados con aceite a un volumen de 22,5 L/Ha. Se concluyó que todos mostraron niveles variados de control, pero con niveles de control aceptables para los parámetros críticos.

Entre 1997 y 1999 en Cuba se realizó un experimento para determinar el efecto del azoxystrobin (100 g de i.a./Ha) y el trifloxystrobin (75 y 90 g de i.a./Ha) en el control de sigatoka negra en banano y plátano, en poblaciones sensibles (clases de sensibilidad 2 y 3) y resistentes (clases 7 y 8) a los triazoles. El trifloxystrobin presentó una eficacia comparable a la propiconazol y benomil en presencia de poblaciones de Mf sensible y resultó superior al azoxystrobin en estas mismas poblaciones. El azoxystrobin mostró una eficacia superior a los triazoles en presencia de poblaciones resistentes éste último. Cabe recalcar que el trifloxystrobin produjo un alargamiento significativo de la evolución de los síntomas en las hojas tratadas en relación con los triazoles (Pérez-Vicente et al, 2000).

Los fungicidas utilizados para el control de sigatoka son aplicados con aceite agrícola como producto adherente; sin embargo, debe de tomarse en cuenta las dosis de aceite que se aplica, siendo por lo general alta innecesariamente, ya que pueden causar fitotoxicidades, que fácilmente son confundidas con deficiencia de magnesio (Ver Fotos) (Soto, 2000).

Fitotoxicidad producida por la aplicación excesiva de aceite agrícola.

En un estudio realizado por Corrales (2000) tratando de ver la efectividad del trifloxystrobin con dosis reducidas de aceite, se demostró que el control de la sigatoka no se vio afectado al reducir la dosis de 12 a 3 L de aceite agrícola/Ha por aplicación. Entonces se puede decir que no es necesario aplicar en la mezcla tanto aceite, ya que en vez de causar un beneficio en la plantación se provoca un daño que reduce de cierta forma la capacidad fotosintética de las hojas.

Control Biológico

Este tipo de control incluye el manejo de las poblaciones residentes de microorganismos, así como aquellas poblaciones específicas que se introducen para el combate de la enfermedad (Parke, 1998). Según Bravo y Victoria (1981), está fundamentado en el equilibrio de la biodiversidad y se ha tratado de hacer de dos maneras, introduciendo microorganismos antagónicos ya sean bacterias, levaduras y hongos en la superficie vegetal capaz de multiplicarse y colonizar, y la segunda manipulando el microambiente físico y nutricional.

El conocimiento de los mecanismos de acción de los agentes patógenos es indispensable para la formulación de un control biológico exitoso. Tal información sirve de base en el momento de especificar los agentes microbianos antagonistas más eficaces, de desarrollar protocolos y formulaciones para asegurar la acción antagonista y especificar los requerimientos y procedimientos en el uso comercial de los mismos (Lepoivre, 1998; citado por Meléndez, 1999).

Los estudios más recientes en controles biológicos en Sigatoka Negra muestran que el uso de microorganismos productores de enzimas que destruyen las membranas celulares de los hongos tienen éxito en el control de la Sigatoka Negra. Mediante el uso de un sistema de Stover Modificado, se determinó que en el caso de Serratia marcescens, actúa alargando el período de incubación de Mycosphaerella fijiensis y también reduce en cierta medida las lesiones provocadas por el patógeno (Vega, 1996).

Asimismo, se han utilizado otros microorganismos quitinolíticos como controladores de la Sigatoka Negra. Existe el caso del Bacillus sp., Serratia entomophyla, Costelytra zcalardica, los cuales además de ser compatibles con algunos fungicidas utilizados en banano, tuvieron una efectividad de 78 y 84 % en el control de la enfermedad (González, 1995).

Por otro lado, en un estudio sobre el control biológico de Sigatoka negra en Musa AAA con EM realizado en la zona atlántica de Costa Rica, se encontró que el mejor tratamiento para el control de la sigatoka negra fue el que tenía EM y melaza al 1 % aplicado cada 3 días con bomba de motor, ya que mostró mayor número de hojas en la gran parte del experimento (alrededor de 10,1), y también presentó la hoja más joven enferma en hojas de mayor edad; y el tratamiento que demostró el mayor grado de infección y el menor número de hojas fue el que tenía EM al 10 % y melaza mezclado con EM al 10 % (Moino, 1998).

Agricultura de precisión en plantaciones de banano y plátano

Calima S. A. en conjunto con el coordinadores de sanidad vegetal han desarrollado estrategias para controlar la amenaza de la Sigatoka Negra. El primer paso es determinar los intervalos entre las aplicaciones y la cantidad de agroquímicos a utilizar. Se recorre la plantación y se revisan plantas a azar para concluir cuántas y cuáles hojas tienen en hongo. Se recorre la plantación en zigzag capturando información de las plantas de banano, contando el número de hojas en cada una, lo cual permite evaluar el grado de infestación de la Sigatoka Negra en cada hoja revisada.

Tradicionalmente se recoge la información de forma manual, los inspectores van al campo y apuntan la información, siendo algo un poco ineficiente. Por lo tanto, se introdujo el sistema GPS de precisión para poder aumentar la eficiencia del monitoreo de plantaciones. Este sistema consta de un receptor GPS de radiógrafo, de onda integrada, antena de radiógrafo, recolectores de datos y software para el procesamiento de la información.

Las ventajas de esta tecnología con respecto a la tradicional son obvias, la información recogida por el empleado puede ser procesada el mismo día, permitiendo la visualización del área recorrida por el trabajador con el fin de garantizar que el área asignada fue cubierta. Además, es posible determinar la ubicación exacta de los lotes de la plantación, cables de la red eléctrica, carreteras, empacadoras, canales de drenaje, árboles y otros obstáculos, así como sistemas de riego; áreas totales y localizar con exactitud los linderos de los lotes.

Con esta información se puede obtener una descripción muy detallada de la plantación; además posibilitan la generación de mapas para la visualización de todos los detalles para tomar decisiones con rapidez y precisión. El programa estadístico proyecta el nivel de infección de Sigatoka Negra, las cuales se identifican: Verde (tranquilidad), amarillo (precaución) y el rojo (peligro).

Este sistema ha probado ser una herramienta poderosa para la utilización en los programas de control fitosanitario, debido a los excelentes resultados del monitoreo de área y de la Sigatoka Negra en las plantaciones de banano y plátano, Calima piensa adaptar el uso de este sistema al cultivo de caña de azúcar (Valle et al, 2000).

MAL DE PAMANÁ, Fusarium oxysporum

Importancia del Hongo

Esta enfermedad causada por el hongo del suelo Fusarium oxysporum Schlecht f. sp cubense (E.F. Smith) Snyd. & Hans (Foc.), es considerada como una de las más destructivas. Fue vista por primera vez en Australia en 1874; y actualmente se encuentra difundida en todas las partes del mundo donde se cultiva banano, con excepción de Papúa Nueva Guinea, las Islas del Pacífico Sur y algunos países que bordean el Mediterráneo (Moore et al, 1995). Presenta 4 razas distintas, las cuales parasitan específicamente en determinado grupo de cultivares. Estas razas sólo pueden ser identificadas en el laboratorio, ya que en el campo el resultado es uno solo: la muerte del bananal.

La raza 1 ha sido encontrada en el cultivar “Gros Michel”, la raza 2 en el Subgrupo Figo (Bluggoe) y la raza 4 ha sido descubierta en los cultivares del Subgrupo “Cavendish” en varios países. Por otro lado, la raza 3 fue encontrada en cultivares salvajes y plantas ornamentales.

En los inicios del comercio bananero para la exportación de América Latina la base de la producción fue el “Gros Michel”. Sin embargo, la aparición de Fusarium en los años 40 ´s provocó la destrucción de las bananares sembradas con este cultivar, como consecuencia, se tuvo que adoptar a cultivares del Subgrupo “Cavendish” AAA, como los principales tipos de banano para la exportación. Actualmente, se llegó a la conclusión de que bajo condiciones tropicales otras razas de esta enfermedad son capaces de infectar, sistemáticamente cultivares como el “Valery”, “Gran Enano” y “Williams”. A pesar, que no se a reportado que el “Cavendish” que se cultiva en América Latina y el Caribe, sucumba en gran escala a esta enfermedad, nuevamente el comercio mundial se ve afectado por este patógeno.

Ciclo de Vida del Hongo

El mal de Panamá es causado por el agente patógeno Fusarium oxysporum f. sp. cubense. El micelio de este hongo es incoloro al principio, pero conforme madura va adquiriendo un color crema o amarillo pálido, y bajo ciertas condiciones adquiere una tonalidad rosa pálido o algo púrpura. Produce 3 tipos de esporas asexuales: Microconidios, que tienen de una a dos células y son las esporas que el hongo produce con mayor frecuencia y en mayor abundancia en todas las condiciones. Macroconodios, con las esporas típicas de “Fusarium”, están constituidas de 3 a 5 células, se adelgazan gradualmente y se encorvan hacia ambos extremos. Estos aparecen con gran frecuencia sobre la superficie de plantas que han sido destruidas por el patógeno, y por lo común se forman en grupos similares a los esporodoquios. El último tipo de esporas son las clamidosporas, que están constituidas por 1 ó 2 células y de pared gruesa; son esporas que se forman terminal o intercalarmente en el micelio más viejo o en los macroconidios del hongo. Estos 3 tipos de esporas se forman en los cultivos del hongo y quizá también en el suelo, aunque cabe decir que sólo las clamidosporas sobreviven en este último sustrato durante más tiempo( Agrios, 1995).

Síntomas causados por el hongo

Una vez que el patógeno se ha instalado en el rizoma su desarrollo es rápido, el hongo se propaga a través de los haces vasculares, dándoles una coloración café, rojo oscura o púrpura (Ver Foto). Tan pronto, cuando la invasión del cormo ha ocurrido, la planta presenta algunos síntomas en las hojas, éstas colapsan en la base de los pecíolos o en la parte baja del nervio central, las láminas se caen y se marchitan. A menudo, todas las hojas colapsan en esta forma, la hoja central queda sola con postura erecta. No se produce ninguna hoja nueva (el crecimiento no cesa inmediatamente) se cubre de manchas color amarillo y es usual una distorsión y arrugamiento de la lámina (Simmonds, 1966).

El Mal de Panamá produce un anillo oscuro alrededor de la vela en el pseudotallo, que tiene un fuerte olor a caña de azúcar fermentada.

Moore et al (1995), dicen que los síntomas externos clásicos del marchitamiento por Fusarium aparecen primeramente en forma de amarillamiento en las orillas de las hojas más viejas, agregan que en al inicio se puede confundir con la deficiencia de potasio, especialmente bajo condiciones de sequía o de frío; dicho amarillamiento se extiende de las hojas más viejas a las más jóvenes. Estas colapsan gradualmente en el pecíolo, o más comúnmente, hacia la base de la nervadura central y cuelgan hasta formar una “camisa” de hojas muertas alrededor del pseudotallo. En ciertos cultivares, las hojas de las plantas infectadas permanecen verdes hasta que los pecíolos se doblan y las hojas se colapsan. Las últimas en mostrar los síntomas son las hojas más jóvenes, que frecuentemente permanecen erectas, dándole a la planta un apariencia “erizada”. Se pueden formar fisuras longitudinales en el pseudotallo (Ver foto). Una planta de banano infectada con este hongo rara vez se recupera; sin embargo, se puede presentar desarrollo escaso por algún tiempo, y producir hijuelos infectados antes de morir.

A medida que la planta va muriendo, el hongo sale del xilema y se introduce en los tejidos cercanos, formando muchas calmidosporas, las cuales al podrirse la planta retornan al suelo. Este hongo es capaz de sobrevivir durante un período de 30 años en el suelo en forma de calmidosporas, las cuales se alojan en los rastrojos de las plantas infectadas o en las raíces de los hospederos alternativos.

Control

Moore et al (1995), mencionan que los métodos de control químico, las inundaciones, la rotación de cultivos y el uso de enmiendas orgánicas no han sido efectivos en el combate de esta enfermedad. Actualmente, existe un consenso de que el único método de control para el marchitamiento por Fusarium es la resistencia del hospedero.

Igualmente Robinson (1996), comenta que no son económicamente viables los métodos químicos y culturales para el control del Mal de Panamá cuando una plantación ya está infectada. La única solución es el uso de plantas cultivadas in vitro libre de la enfermedad, pero la reinfección puede ser fácil por medio de suelos infectados con el hongo y a través de agua de riego. La resistencia y tolerancia a dicha enfermedad son las alternativas a largo plazo para poder controlarla.

Asimismo, Maciel (1997), dice que la única forma segura de convivir con el Mal de Panamá es el uso de variedades resistentes. Entre las variedades más conocidas se pueden destacar como resistentes: Nanica, Nanicao y Gran Enano, pertenecientes al Subgrupo Cavendish y susceptibles a la raza 4 del patógeno; Mysore y Yagambí con resistencia comprobada. Las variedades consideradas como medio susceptibles son Prata, Pacovan y Pionera.

Dentro de la línea de control genético el CNPMF está generando una serie de híbridos tetraploides a través del programa de mejoramiento genético de banano, contando con una serie de genotipos resistentes que posteriormente podrán ser recomendados para su cultivo. Igualmente existen otros híbridos tetraploides que han sido introducidos en Honduras, tales como el FHIA 1, FHIA 2 y FHIA 18 (Maciel, 1997; FHIA, 2000). Según Moore et al (1995), fue demostrado en Australia que el FHIA 1 (Gold Finger) presenta resistencia a la raza 1 y 4 del Mal de Panamá. Por otro lado Robinson (1996),

Un síntoma típico del Mal de Panamá es el agrietamiento vertical del pseudotallo, que se inicia siempre entre 10 y 20 cm por encima del rizoma y se elonga hacia lo alto, rompiendo al mismo tiempo la vaina.

dice que el cultivar GCTVC 215-1 “Tai Chiao” de Taiwan es muy prometedor para el cultivo de banano libre de esta enfermedad tan destructiva.

II. PRINCIPALES BACTERIAS QUE ATACAN AL BANANO

MARCHITEZ BACTERIANA (MOKO), Pseudomonas solanacearum

Importancia

Considerando las pérdidas causadas por esta enfermedad, su facilidad de diseminación, su amplio círculo de hospederos dentro de los bananos u otras familias botánicas, el moko es sin duda una de las enfermedades más graves de estos tiempos.

Esta enfermedad puede llegar a causar la pérdida total de la plantación, una vez que los frutos son afectados se tornan inservibles para el consumo. Además, todas las variedades comerciales de banano son susceptibles a esta enfermedad en cualquier etapa de desarrollo, dificultando las medidas de control. Otro aspecto a tomar en cuenta es la posibilidad de diseminación por insectos, lo que aumenta sobremanera las probabilidades de una rápida diseminación.

Ciclo de Vida

La inoculación ocurre cuando la bacteria entra en contacto con los elementos vasculares del sistema radical, por medio de heridas, o llevada la sistema vascular de la inflorescencia por medio de insectos. No se conoce con detalle el modo de entrada de este patógeno al banano y plátano (Thurston y Galindo, 1989).

Se cree que para que el patógeno pueda entrar a las raíces del banano se necesitan heridas, y no sucede como en el caso del tomate que se da una transmisión raíz a raíz (Kelman y Sequeira, 1965; Sequeira, 1958; citados por Thurston y Galindo, 1989). Por lo tanto, las prácticas culturales como remoción de hojas e hijos, cosecha de fruta y remoción de yemas florales e una importante vía de transmisión de P. solanacearum.

La fuente de la transmisión por medio de insectos es la parte masculina de la inflorescencia, al caerse las brácteas la bacteria exuda de los pedúnculos enfermos y de la base de las brácteas en gotas blancas lechosas (Buddenhagen y Elasser, 1962; citados por Thurston y Galindo, 1989).

En el trópico la alta humedad del suelo favorece la enfermedad, al incrementar la sobrevivencia y diseminación de la bacteria en el suelo y aumentar la cantidad de infección. Esta bacteria puede existir en el suelo aunque no haya existido banano ni plátano anteriormente, ya que tiene más de 200 hospederos (Thurston y Galindo, 1989; IICA, 1989).

Síntomas de la Enfermedad

Las plantas jóvenes se marchitan con rapidez y mueren, las hojas centrales se doblan en ángulo agudo sin que se amarillenten. En las plantas adultas, las hojas internas en primer término adquieren un color amarillo sucio casi a nivel del peciolo, ésta se degrada y la hoja se marchita y muere. Al mismo tiempo, un número cada vez mayor de las hojas circunvecinas se debilita y muere desde el centro hacia fuera, hasta que todas

las hojas se debilitan y desecan. El crecimiento de los frutos en las plantas infectadas, en caso de que hubiese iniciado se detiene. Los dedos se deforman, ennegrecen y arrugan; en caso de que los frutos casi hayan llegado a la madurez cuando son infectados, es posible que no muestren síntomas externos, pero la pulpa de algunos dedos pueden estar manchada y descompuesta (Ver Foto).

Destrucción de una plantación a causa de Pseudomonas solanacearum. Obsérvese el amarillamiento de las hojas, y el quiebre en la base de éstas mismas.

Según Simmonds (1966), los síntomas causados por Pseudomonas solanacearum

son muy parecidos a los del Mal de Panamá, por lo que frecuentemente son confundidas estas dos enfermedades. Dice Gavilán (2000), que la principal diferencia entre el Moko y el Mal de Panamá es que en este último el amarillamiento y la marchitez de la hoja, así como la decoloración vascular, ocurren primeramente en las hojas y vainas más externas, lo cual es opuesto en el caso del Moko.

Ennegrecimiento de la pulpa causado por el Moko.

Necrozamiento del tejido vascular provocado por Pseudomonas

solanacearum.

Cuando ocurre una transmisión por medio de insectos no se percatan los síntomas de la infección hasta que se produce el fruto. Generalmente la fruta presenta amarillez prematura y cuando se corta, se ve en el tejido una coloración seca de color café (Ver Foto). Las plantas jóvenes se pueden tomar un color amarillo y marchitarse posteriormente, mientras que los hijos que rebrotan tienen la vaina de la hoja partida y de color negro (Thurstan y Galindo, 1989).

Control

La enfermedad del Moko no se presenta en todos los países productores de banano y plátano, por lo tanto se deben tener las precauciones necesarias para evitar su diseminación a otros continentes (cuarentena); en América Tropical es un poco difícil, ya que la diseminación de la enfermedad por insectos es imposible de evitar. Eventualmente esta enfermedad se distribuirá a todas las áreas de productoras importantes de banano y plátano.

Kelman (1953) indica que Pseudomonas solanacearum puede sobrevivir en el suelo aun en ausencia de sus plantas hospederas. Sin embargo, estudios posteriores demostraron que con un barbecho de 24 meses en suelos infectados se puede hacer un control efectivo en la población de la bacteria, ya sea con malezas nativas de la zona a alguna otra especie sembrada.

Según Thurston y Galindo (1989), la sanidad es el principal método para el control del moko en las plantaciones; Gavilán (2000), concuerda con esta aseveración, ya que recomienda desinfectar los machetes y otras herramientas utilizadas en las labores culturales de la plantación para evitar la diseminación de la bacteria en toda la zona. Buddenhagen y Sequeira (1958), mostraron que el formaldehído fue el químico más eficaz para la esterilización de los machetes entre cortes de la poda de hijos.

Gavilán (2000), propone las siguientes precauciones para evitar la infección con la bacteria en plátanos ABB:

Dejar en barbecho suelos infectados durante un período de 18 meses por lo menos. Eliminar plantas enfermas y vecinas con herbicidas sistémicos para eliminar los focos

de infección. Asegurarse de que la semilla a sembrar viene de un plantio sano. Pelar la semilla hasta que quede totalmente blanca, manchas negras es señal de la

presencia de plagas y enfermedades en ella, en este caso es mejor desecharla. Después de esto se debe desinfectar.

Eliminar la flor masculina del racimo, ya que es una vía de entrada de la enfermedad por medio de los insectos.

Otra posibilidad es sembrar variedades resistentes al moko.

Buddenhagen y Kelman (1964), citados por Thurstan y Galindo (1989), dicen que entre los cultivares comestibles de banano no se conoce ninguno que sea resistente a P. solanacearum, sin embargo se ha encontrado un diploide resistente. Por otro lado Stover y Richardson (1968) informaron sobre un cultivar del tipo cuadrado “Pelipita” que es resistente a la marchitez causada por Pseudomonas y Fusarium, ya que retiene las flores masculinas y por lo tanto no se producen focos de infección.

Otra alternativa según Robinson (1996), es utilizar el FHIA-3 para reemplazar el plátano ABB tipo Buggloe, ya que presentó resistencia a la bacteria después de haber sido sembrado en un suelo infectado que había destruido plantaciones del plátano ABB, además es un excelente banano para cocción capaz de reemplazar al “Bluggloe” en la dieta. Su resistencia también se extiende a la sigatoka negra, y además es productivo en condiciones de suelo y manejo que no son favorables para otras Musáceas (FHIA, 2000).

PODREDUMBRE BACTERIANA, Erwinia musae

Generalidades

Síntomas

III. PRINCIPALES NEMÁTODOS QUE ATACAN AL BANANO

Radophulus similis

Importancia

Fue descubierto por primera vez en Fiji parasitando plantas de banano en el año 1893, y probablemente fue introducido a América por la expansión de este cultivo a dicha región (Cepeda, 1996; citado por Quezada, 1999).

Al reemplazar el “Gros Michel” por el “Cavendish” a causa de la aparición del Mal de Panamá, Radophulus similis se convirtió en una plaga de importancia económica en el banano. Por ser un endoparásito migratorio se puede encontrar en todas sus fases en las raíces de las plantas de banano o bien alrededor de ellas en la tierra (Cepeda, 1996; citado por Quezada, 1999).

Las pérdidas provocadas por el ataque de este patógeno al cultivo del banano pueden variar entre las diferentes regiones de acuerdo a sus condiciones ambientales. El clima puede actuar de manera variada sobre la dinámica de población de este nemátodo en diferentes regiones, lo cual puede estar acompañado de otros factores del lugar.

Dice Soto (1999), citado por Quezada (1999), que las fitotoxicidades por hierro, manganeso y aluminio, pueden constituir un factor importante en la infestación de las raíces del cultivo del banano por fitonemétodos.

Ciclo de Vida

Es comúnmente conocido como nemátodo barrenador, es un organismo vermiforme que mide aproximadamente 0,65 mm de largo por 25 mm de ancho. Vive y se reproduce en el interior de las cavidades de la corteza de la raíz, donde concluye su ciclo de vida alrededor de los 20 días. Todas las larvas y adultos pueden infectar a las raíces y, aun cuando emerjan de estas últimas y se diseminan por el suelo, la mayoría de ellos se dispersan de planta en planta cuando las raíces de éstas se encuentran en contacto o muy próximas entre sí. La dispersión del nemátodo a grandes distancias se efectúa principalmente a través de los órganos de plantas infectadas, tales como plátanos. Aunque los nemátodos que infectan a los cultivos de cítricos y plátanos son morfológicamente idénticos, la “raza del plátano” puede atacar al plátano pero no a los cítricos, mientras que la “raza de los cítricos” puede atacar tanto a los cítricos como al plátano e incluso a varias otras plantas hospedantes. Sin embargo, hasta ahora se sabe que la raza de los cítricos sólo se encuentra en Florida. Es probable que existan otras razas en otras partes del mundo (Agrios, 1995).

Cada hembra ovoposita uno o unos cuantos huevecillos al día durante varios días y a medida que se incuban, desarrollan y reproducen, las poblaciones de nemátodos aumentan con rapidez. Pueden haber 8000 nemátodos en una sola lesión, y un sólo árbol puede sufrir el ataque de cientos de miles de ellos. Todos los estados juveniles y la hembra adulta son infectivos. El ciclo dura entre 20 y 25 días (Agrios, 1995; Arauz, 1998).

Síntomas

Penetra en las raíces alimentadoras y se mueve intercelularmente por el parénquima cortical alimentándose de las células vecinas, destruyéndolas y ocasionando la formación de cavidades. Conforme los nemátodos se van alimentando, las cavidades se agrandan y coleasen con otras formando túneles largos y laterales. En las plantas del plátano, los túneles se limitan a la corteza entre la epidermis y la endodermis. Desde las raíces alimentadoras, los nemátodos se mueven también al rizoma.

Síntomas típicos de necrosis causados por Radophulus similis.

Según Arauz (1998), los principales síntomas en las plantas de banano es la pérdida de vigor y la baja producción. Aunque el síntoma más obvio es el volcamiento con exposición de las raíces, debido al deficiente anclaje. En las raíces se observan lesiones rojizas que coleasen y se tornan casi negras, en la parte interna de éstas se notan también tejido necróticos (Ver Foto). Cabe recalcar que el ciclo biológico del nemátodo lo puede completarse dentro de la planta.

Meloidogyne

Importancia

Los nemátodos formadores de nódulos están presentes con mayor frecuencia en regiones del mundo con clima cálido y tórrido e inviernos cortos y moderados. Se encuentran también en invernaderos donde se usan suelos no esterilizados. Atacan a más de 2000 especies de plantas, incluyendo a la mayoría de plantas cultivadas (Agrios, 1995).

De Waele y Davine (1998), dicen que Meloidogyne se presenta a menudo en las regiones del sureste de Asia, que se considera el centro de origen de Musa, y son los más comunes y abundantes en muchas variedades diploides y triploides nativas cultivadas como postre o para cocción. En Malasia, los cultivares más populares localmente como el Pisang Mas (AA, sin. Sucrier), Pisang Berangan (AA, sin. Lakatan), Pisang Rastali (AAB, subgrupo Silk), Pisang Nangka (AAB), y Pisang Embung (AAA, sin. “Gros Michel”) son susceptibles a M. incognita.

Ciclo de vida

Los nemátodos adultos macho y hembra del nódulo de la raíz son fáciles de distribuir morfológicamente. Los machos son veriformes y miden aproximadamente de 1,2 a 1,5 mm de largo y 30 a 36 mm de diámetro. Las hembras tiene forma de pera y un tamaño aproximado de 0,40 a 1,30 mm de largo por un ancho de 0,27 a 0,75 mm. Cada hembra deposita aproximadamente 500 huevecillos en una sustancia gelatinosa que ella misma produce. La primera etapa larvaria se desarrolla en el interior del huevecillo y después de sufrir la primera muda dentro de él se desarrolla en la segunda etapa larvaria. Esta última forma emerge del huevecillo y llega al suelo, donde se desplaza hasta que encuentra una raíz susceptible. La segunda etapa larvaria es vermiforme y es la única

etapa infectiva de este nemátodo. En caso de que un hospedante susceptible se encuentre en sus alrededores, la larva penetra en la raíz, se vuelve sedentaria y aumenta de grosor, tomando la forma de una salchicha. El nemátodo se alimenta de las células que se encuentran en torno a su cabeza al insertar su estilete y secretar saliva en ellas. La saliva estimula a las células para que crezcan y también licúa parte de su contenido, el cual succiona a través de su estilete. Sufre una segunda muda, lo cual da lugar a la tercera etapa larvaria, siendo similar a la segunda, con la única diferencia de no poseer estilete y ser más grueso. Después sufre la tercera muda, pasando a la cuarta etapa larvaria, donde ya se distinguen como individuo hembra o macho; el macho tiene aspecto vermiforme, sufre la cuarta muda y última muda y emerge de la raíz y vive libremente en el suelo. La hembra adulta continua hinchándose y, ya sea o no fecundada por el macho produce huevecillos, los cuales pueden ser depositados dentro o fuera de la raíz, dependiendo de la posición que tenga la madre. El ciclo de vida del nemátodo concluye a los 25 días a una temperatura de 27° C (Agrios, 1995).

Síntomas

Este nemátodo endoparásito penetra en la raíz del banano, las larvas permanecen en una zona del sistema vascular alimentándose; y las hembras al hincharse producen agallas en las raíces ( Ver Foto). Dichas agallas impiden el paso de agua y nutrientes en la raíz; sin embargo, lo que provoca la necrosis es la invasión de otros patógenos (Mundo Agropecuario, 1991).

Igualmente, De Waele y Davine (1998), dicen que los síntomas más evidentes de la infección de Meloidogyne spp. Son la presencia de llagas en las raíces secundarias y primarias hinchadas. En ocasiones algunas raíces que son infectadas presentan pocas llagas, pero el crecimiento de las puntas de las raíces se detiene y nuevas raíces proliferan justo encima de los tejidos infectados. Las plantas infectadas tienen una cantidad de raíces secundarias y terciarias mucho más baja de lo normal. En Pakistán, se observaron síntomas externos de amarillamiento de las partes aéreas, hojas más angostas, detención del crecimiento de las plantas y producción reducida de la fruta.

Agallas formadas por Meloidogyne en las raíces del banano.

Por otro lado, Agrios (1995), dice que además de dañar las raíces de las plantas e inhibir el desarrollo o estimular una formación radical excesiva, inducen la formación de hinchamientos en las raíces, las cuales privan a las plantas de sus nutrientes; y si son infectadas en las primeras etapas del desarrollo pueden ocasionar la pérdida de todo el

cultivo. Dice además que se presentan síntomas de amarillamiento y marchitamiento de las partes aéreas de las plantas, las inflorescencias y frutos no se forman o se atrofian y son de baja calidad.

Pratylenchus coffeae

Importancia

Este nemátodo está ampliamente difundido por todo el mundo, se creo que su origen fue en la región del pacífico, y que se ha propagado por medio de material de siembra comercial. En los países centro y sur americanos esta especie se muestra especialmente destructiva en los cultivares Cavendish (Musa AAA). En Africa del Sur se le reconocen importantes daños, y en Ghana han sufrido pérdidas de producción del 60 % en plantaciones de plátano (Musa AAB).

Ciclo de Vida

Estos nemátodos tienen aproximadamente 0,4 a 0,7 mm de longitud y de 20 a 25 mm de diámetro. Son organismos cilindroides fuertes con una cabeza roma, un fuerte estilete y cola notablemente redondeada. El desarrollo y reproducción son un poco lentos, ya que el ciclo de vida de varias de sus especies dura entre 45 ó 65 días. Estos son capaces de invernar en forma de huevecillos, larvas o adultos, excepto las hembras productoras que son incapaces de sobrevivir el invierno. Las larvas y los machos pueden salir y entrar de las raíces de los hospedantes susceptibles. Las hembras hayan sido o no fecundadas ponen los huevecillos individualmente o en pequeños grupos en el interior de las raíces infectadas; allí mismo son incubados o cuando son liberados por la degradación de los tejido de las raíces. La primera etapa larvaria y la primera muda ocurre en el huevecillo; la segunda etapa que emerge del huevecillo se mueve en el suelo o penetra a la raíz, en ambos casos se desarrolla hasta llegar a adultos (Agrios, 1995).

Síntomas

Es un endoparásito migratorio que coloniza los tejidos de la corteza de la raíz y el rizoma del banano, en cuyos tejidos se nutren y multiplican, provocando achaparramiento y clorosis, asemejándose a los síntomas de deficiencias minerales o déficit hídrico (Agrios, 1995; Bridge et al, 1997).

Además, provoca una reducción en el crecimiento de los racimos, el alargamiento en el ciclo de producción y la caída o desraizamiento de las plantas. Frecuentemente son afectadas varias plantas en una misma área, produciendo un parche en la plantación de hojas verde amarillentas que se divisa a gran distancia. Posteriormente, las hojas adquieren un tono café amarillento, siendo muy fácil arrancar las plantas, debido a que su sistema radicular a sido severamente destruido.

Síntomas causados por Pratylenchus en raíces de banano. Obsérvese el necrosamiento de los tejidos radiculares.

Los síntomas de la raíz de las plantas afectadas se presentan como lesiones en forma de manchas diminutas, alargadas y anguanosas o de color amarillo oscuro, las cuales posteriormente cambian a café y llegan a adquirir hasta un tono casi negro (Agrios, 1995). Según Bridge et al (1997), los síntomas se asemejan mucho a los ocasionados por Radophulus similis, se observa una necrosis extensiva en los tejidos de la epidermis y corticales de las raíces, que provocan lesiones y rupturas de éstas; asimismo se pueden presentar lesiones necróticas en el rizoma.

Estas lesiones acarrean consigo la infección de hongos tales como, Fusarium spp., Nigrospora musae y Rhizoctonia solani. Está también asociado al marchitamiento bacteriano en Ensete. Dicha enfermedad, ocasionada por Xanthomonas campestri, es altamente destructiva, ya que mata a las plantas en todas sus etapas de desarrollo (Bridge et al, 1997).

Control de Nemátodos

En la actualidad se dispone de varios métodos para controlar a los nemátodos, aunque ciertos factores tales como los costos y los tipos de cultivo, limitan su aplicabilidad. Se emplean cuatro tipos generales de métodos de control, mediante métodos de cultivo, control biológico a través de variedades resistentes, mediante agentes físicos y por medio de compuestos químicos (Agrios, 1995).

Antes de la siembra lo más importante para el control de nemátodos es tratar de reducir la población al máximo, y utilizar material vegetativo libre de ellos. Dichas poblaciones pueden reducirse dejando un año en barbecho el terreno con una planta no hospedera como Chromolaena odorata (Asteracea), lo cual es muy efectivo en Africa, en el caso de R. similis (Sarah et al, 1996). Pratylenchus tiene una alta gama de hospederos, sin embargo con un barbecho de más de un año e posible reducir la población a un nemátodo por 100 mL de suelo (Bridge et al, 1997). Asimismo, dicen Waele y Davine (1998), que la población de Meloidogyne se puede reducir mediante un barbecho de un año, teniendo cuidado en mantenerlo libre de malezas hospederas, como es el caso de plantas dicotiledóneas, y tratando de hacer una buena selección de coberturas, cultivos asociados o cultivos intercalados. Cabe recalcar, que existe el método de la aplicación de

nematicidas para la reducción de las poblaciones de nemátodos, sin embargo son muy pocos los que están aprobados en la actualidad y los costos de aplicación pueden ser prohibitivos; además estos son biocidas de amplio espectro con efectos perjudiciales para la microflora del suelo (Sarah et al, 1996).

La manera más común de tratar la semilla antes de la siembra, consiste en eliminación de las raíces, pelarla y quitarle las partes lesionadas, exponerla a la luz solar, lo cual permite la disminución de la población residual de nemátodos. Sin embargo, se debe tomar una precaución para poder estar totalmente seguro de la eliminación de todas las especies de nemátodos por medio de la sumersión del material vegetativo en agua caliente a una temperatura entre 53 y 55° C por 20 minutos (Bridge et al, 1997). Esta práctica requiere de mucha mano de obra, y un control cuidadoso sobre la temperatura y el tiempo de inmersión para que sean efectivos y limitar el daño adicional a la planta. Existe la opción de sumergir el material vegetativo en una mezcla de nematicida (2500 ppm) por 30 minutos; la técnica conocida como “pralinage” ha sido muy efectiva, involucra una mezcla de nematicida barrosa, elaborada con bentonita (15 kg en 100 l de agua + 400-500 g de ingrediente activo) (Sarah et al, 1996).

No cabe duda que la mejor forma de estar seguro que el material vegetativo a usar está libre de nemátodos y otras plagas es la utilización de plantas in vitro para la siembra de nuevas plantaciones. Esta forma de propagación se está transformando en la fuente más común de material de siembra en muchas regiones productoras (Sarah et al, 1996). Al sembrar material libre de nemátodos se puede garantizar una plantación sana durante un período de 3 a 4 años (Tarté y Pinochet, 1981).

El combate químico es el más utilizado para la erradicación de nemátodos en el cultivo del banano, desde la aparición de los hidrocarburos halogenados como el DBCP (dibromocloropropano) y continuándose más recientemente con los nematicidas no volátiles del grupo de los carbamatos y organo-fosforados en formulaciones granuladas o líquidas (Temik, Mocap, Vydate, Furadan, Nemacur, entre otros). Las aplicaciones de nematicidas se realizan al suelo alrededor de la planta, mediante inyección en el caso de los fumigantes (DBCP), manualmente o por medio de aplicadores especiales como en el caso de los granulados (Tarté y Pinochet, 1981). Cabe recalcar, las abundantes críticas que se han generado con respecto a la utilización de los nematicidas en cuanto a la acción dañina que puede traer al medio ambiente. Por tal motivo, se han realizado muchas investigaciones buscando medios alternativos que sean más sostenibles y amigables con el medio ambiente.

Uno de ellos a sido el uso de materia orgánica como supresora de fitonemátodos. En un estudio realizado por Quezada (1999) en supervisión del autor, se logró demostrar el efecto supresor que tienen algunos abonos orgánicos en los principales nemátodos que atacan al banano. Al final del experimento el nematicida utilizado carboturato 10 G se comportó muy parecido a los tratamientos con abonos orgánicos (gallinaza, bokashi de gallinaza, bokashi de desecho de banano y desecho de banano verde); el mayor control de nemátodos totales se obtuvo con la aplicación de EM, a una dosis de 2 litros/planta al 1 % a partir de la solución matriz. Se realizó un mayor control de R. similis y Helicotylenchus con el EM igualmente, con un porcentaje de eficiencia del 45 y 73 respectivamente. Sin embargo, la población de Meloidogyne se redujo con las aplicaciones de bokashi de gallinaza en un 460 %, el segundo fue el nematicida y el tercero la gallinaza, con una reducción del 440 y 420 % respectivamente.

En otro ensayo Dubón (1998), realizó algo parecido para el control de R. similis, obteniendo resultados semejantes con los siguientes tratamientos: Furadan 10G, Nemout (complejo fungoso), Bokashi, Bokashi + Paecilomyces lilacinus, Paecilomyces lilacinus y un testigo absoluto. Obteniendo resultados realmente sorprendentes de la acción controladora que pueden poseer algunos productos orgánicos sobre los nemátodos. En este caso todos los tratamientos bajaron la población de nemátodos con respecto al testigo, pero el nematicida disminuyó su efecto, llegando a igualarse con el testigo al final del experimento; el bokashi tuvo una acción más efectiva y sostenible en el control de la población de nemátodos totales.

Ufer (1997), realizó un ensayo para el control del nemátodo doblamiento Radophulus similis con Paecilomyces lilacinus en diferentes sustratos (banano, yuca, arroz, vinaza, melaza), comparándolos con un testigo absoluto y el nematicida sintético (Furadan 10G); cabe recalcar que cada sustrato fue aplicado sin P. lilacinus para verificar la verdadera acción de este microorganismo. El tratamiento que tuvo un mejor comportamiento fue el de banano+yuca+P. lilacinus, reduciendo la población en un 47,9 %; y el tratamiento de banano y yuca aumentó la población de nemátodos en un 267,1 %, lo cual indica que dicho sustrato no tuvo ninguna influencia en el control de nemátodos. El nematicida controló la población de nemátodos en un 60,7 %, cifra superior a los otros tratamientos. Sin embargo, el control de nemátodos por medio de P. lilacinus es una muy buena alternativa para la sustitución de los productos químicos; cabe recalcar que si la población inicial de nemátodos es muy alta, el control mediante este microorganismo se reducirá a corto plazo, por lo cual no se dará una disminución inmediata de la población.

IV. PRINCIPALES VIRUS QUE ATACAN AL BANANO

BANANA BUNCHY TOP (BBTV), (COGOLLO RACIMOSO)

Importancia

BBTV es la enfermedad viral más importante del banano. Fue encontrada por primera vez en Fiji en 1889, el virus después fue progresivamente reportando en el transcurso del siglo en Taiwan, Egipto, Sri Lanka y Australia. Asimismo, ha aparecido en el sudeste de Asia y en muchos países del hemisferio norte, incluyendo Filipinas y la India. BBTV no ha aparecido en Centro y Sur América, las Islas Canarias, Israel y en Sudáfrica. El vector es el áfido del banano Pentalonia nigronervosa, por medio del cual se difunde, y no hay transmisión mecánica exceptuando a través de material de reproducción infectado (Robinson, 1996).

El BBTD ha sido asociado con un virus de pequeñas partículas isométricas (20 nm) y un genoma multicompuesto ssADN (virus del cogollo racemoso del banano, BBTV); sin embargo, los experimentos de transmisión, efectuados hasta la fecha, con partículas purificadas, no han sido capaces de demostrar que este sea su agente causal (Thomas et al, 1994).

Síntomas

Las hojas de las plantas infectadas muestran estrías irregulares de color verde oscuro a lo largo de las nervaduras pequeñas, y se amontonan en la punta del árbol, formando arrosetamiento (Ver Foto). Las plantas quedan achaparradas y no producen frutos. El virus que produce esta enfermedad es un luteovirus, es decir, es un virus

isométrico que mide 30 nm de diámetro. Se transmite mediante propagación vegetativa y por áfidos en forma semipersistente.

Thomas et al (1994), dicen que las plantas con infección avanzada tienen la apariencia de roseta, con hojas más angostas, verticales y progresivamente más cortas, lo cual da el origen de “cogollo racemoso” (bunchy top). Los bordes de las hojas generalmente se enrollan hacia arriba y muestran un amarillamiento marginal.

Planta en forma de roseta a causa del Banana Bunchy Top.

Usualmente se encuentran rayas de color verde oscuro en la nervadura central y en el peciolo, las cuales se extienden hacia abajo hasta el pseudotallo (Ver Foto). Dichas rayas se observan mejor después de quitar la cera, los síntomas más comunes para el reconocimiento de la enfermedad son puntos pequeños de color verde oscuro y rayas a lo largo de las venas más pequeñas de las hojas, las cuales forman como ganchos a medida que llegan al borde de la nervadura central (Thomas et al, 1994).

Síntomas de Banana Bunchy Top Virus en hojas infectadas. Obsérvese las estrías de color verde intenso.

Las plantas afectadas en las primeras etapas de desarrollo raramente producen racimo, y las que son afectadas en estados avanzados del desarrollo fisiológico producen racimos de baja calidad que no pueden ser exportados; y en infecciones muy tardías el único síntoma que se presenta son rayas de color verde oscuro en las puntas de las brácteas florales de la bellota (Thomas et al, 1994; Robinson, 1996).

Control

Las plantas enfermas se pueden se deberán rociar primero con queroseno o con algún insecticida con el propósito de matar a los áfidos. Toda la unidad de producción, incluyendo el cormo y todos los retoños, deberán ser destruidos, sacando de raíz la planta y cortándola en pequeños trozos, o utilizando un tratamiento con herbicida, puesto que el virus se disemina por toda la planta. Estas medidas de control deben de implementarse en toda el área de cultivo para evitar la rápida diseminación del virus (Thomas et al, 1994).

En Australia en control se logró mediante de inspecciones regulares, legislaciones gubernamentales que controlan la fuente y movimiento del material de siembra, los permisos para sembrar y obliga a la destrucción de plantas enfermas. Se está iniciando un ambicioso programa de erradición, por medio del cual se pretende resembrar las áreas donde aparece regularmente el BBTV, con material libre de virus. En los países en donde no se observan estas medidas fitosanitarias en forma estricta, el patógeno continúa diseminándose y causa graves pérdidas (Thurston y Galindo, 1989; Thomas et al, 1994).

Hasta ahora todas las especies y cultivares de Musa evaluados son susceptibles al virus, aunque el período de incubación puede variar. Por lo cual es necesario tomar las debidas precauciones para evitar la diseminación y entrada de la enfermedad en lugares donde no existe todavía, como en América, donde no se ha encontrado el BBTD, pero el áfido vector si se está presente.

VIRUS DEL MOSAICO DEL PEPINO (CMV)

Importancia

El virus del mosaico del pepino (CMV), también es conocido como clorosis infecciosa, pudrición del corazón o mosaico común, fue reportado por primera vez en el año de 1930 en Australia. Actualmente se encuentra distribuido en Trinidad, Guadalupe, Haití, Costa de Marfil, Islas Canarias, Brasil, Borneo, Camerún, Filipinas, Israel, Panamá, Colombia y Venezuela.

Esta enfermedad fue reconocida en Costa Rica en el año 1956, aparentemente ha permanecido en una situación de expresión de síntomas leves, sin embargo, en la región atlántica de Costa Rica en 1986 se observó una sintomatología más severa en el plátano y en ciertas áreas de banano.

A pesar de su amplia distribución los informes de ataques severos con muy escasos y esporádicos, por lo tanto no han tenido una implicación fuerte en la producción bananera mundial.

El virus se transmite por medio de insectos de las familias Aphididae (áfidos); Las especies Aphis gossypii, Rhopalosiphum maidis, Rhopalosiphum prunifoliae y Myzus persicae son los más importantes transmisores del virus.

No obstante ninguna de estas especies se alimenta en forma habitual de la planta de banano, pero es posible encontrarlas en malezas presentes en la plantación; es por ello que la transmisión entre plantas de banano es mínima, y el nivel de incidencia de virus también, ya que si se mantiene un control adecuado de malezas en la plantación nunca se presentará el virus en ella (Romero, 1987).

Una teoría para que ocurra la infección en el cultivo del banano es que el áfido cambie sus hábitos alimenticios, dirigiéndose desde las malezas infectadas hasta el banano. Esto se puede pasar en casos en donde se establecen plantaciones en donde ha habido abundantes malezas hospederas portadoras del virus, principalmente en los primeros estadíos de desarrollo del cultivo. Los principales hospederos son: incluyendo a las cucurbitáceas, Canna indica, Panicum colonum, Paspalum conjugatum, Digitaria sanguinalis, Commelina spp, Zea mays, Phaseolus vulgaris, Passilfora spp, Amarantus spp, Sida spp, Bidens pilosa, Desmodium spp, Momordica spp, Crotolaria spp, entre otras (Romero, 1987; Maciel, 1997; Moreira, 1999).

Síntomas

Normalmente se ven síntomas leves de la enfermedad, que se limitan un corrugamiento de las hojas y engrosamiento de las nervaduras secundarias, generalmente después de los días más fríos, ya que las temperaturas altas enmascaran los síntomas provocados por el virus (Romero, 1987).

Según Moreira (1999), la forma básica con la que se identifica el virus es en las hojas ya formadas por medio de la presencia de estrías de color verde pálido, dispuestas paralelamente a las nervaduras secundarias, con un ancho de 2 a 5 nm por 0,5 a 1 nm de largo, con contornos bien definidos, dispuestas en cualquier parte de la hoja (Ver Foto).

Maciel (1997), dice que los síntomas varían desde suaves estrías formando mosaico hasta severas necrosis internas, enanismo y muerte de las plantas; en muchos casos las hojas atrofiadas se ponen cloróticas. Los retoños de las plantas con síntomas pueden o no presentarlos, y la presencia de síntomas en el fruto es muy rara, aunque puede haber distorsión de los dedos estrías cloróticas o necrosis interna.

Las estrías producidas por el virus se parecen mucho a las de la sigatoka amarilla, que normalmente son encontradas entre las hojas 2 a 5 y nunca antes, como ocurre con el CMV. Sin embargo, las estrías del CMV no evolucionan de tamaño como las de la sigatoka. Estas estrías pueden necrosarse cuando las hojas se hacen más viejas (Ver Foto) (Moreira, 1999).

Control

La infección con el virus puede ocurrir en plantas de cualquier edad, pero el problema normalmente se presenta con daños económicos en plantaciones nuevas donde hubo malezas portadoras del virus (Romero, 1987; Maciel, 1997). Por lo tanto, al establecer plantaciones nuevas además de tener cuidado en la procedencia del material de propagación, debe estar libre de enfermedades para no infectar la nueva plantación; y procurar eliminar las malezas, especialmente las de hoja ancha que son hospederas del virus.

En el caso que se presente el virus, la única alternativa es la eliminación de las plantas con síntomas severos, que puedan limitar la producción de racimos aceptables. Esta práctica debe hacerse inyectan el herbicida glifosato en solución al 20 %, a razón de 20-30 cc por planta adulta y 5-10 cc por hijo. La inyección debe hacerse en diferentes puntos del pseudotallo, siguiendo preferiblemente un patrón helicoidal (Moreira, 1987; Maciel, 1997).

CMV no mata las hojas, sólo impide la formación de clorofila, por eso da la

impresión de estar seca.

Estrías de color verde pálido provocadas por el virus del

mosaico del pepino.

MOSAICO DE LA BRÁCTEA DEL BANANO (BBrMV)

Importancia

Esta enfermedad se observó por primera vez en 1979 en Filipinas, en la región de Davao en la isla de Mindanao; después se determinó que se había propagado al resto de las Filipinas y además a la India, Sri Lanka, Vietnam y Samoa occidental. Se supone que el agente causal de esta enfermedad es un potivirus aislado de plantas infectadas, conocido como mosaico de la bráctea del banano (BBrMV). Este virus es transmitido en forma no persistente por varias especies de áfidos, entre las cuales están: Aphis gossypii, Pentalonia nigronervosa y Rhopalosiphum maidis (Thomas y Magnaye, 1996).

En los cultivares Cardaba (ABB/BBB) y Lacatán (AA) se han registrado pérdidas de hasta un 40 % en Filipinas.

Síntomas

Los síntomas pueden ser difíciles de detectar en el campo en plantas sin racimos, ya que los síntomas son más evidentes en las brácteas, y su presencia en este órgano es suficiente para definir precisamente que se trata de este virus (Ver Foto). Este también ha sido encontrado asociado con el CMV, pero las estrías en las brácteas lo caracteriza (Thomas y Magnaye, 1996; Moreira, 1999).

Los síntomas en las hojas y pecíolos pueden no ser muy visibles y en el mejor de los casos no aparecen, y en ausencia de las brácteas los únicos síntomas que pueden observarse son el pseudotallo cubierto por las vainas externas secas de las hojas (Thomas y Magnaye, 1996).

Síntomas típicos de BBrMV.Fuente: INIBAP, (1993).

Recientemente se ha detectado el BBrMV en algunas plantas de la India, Vietnam y Samoa occidental, las cuales presentan síntomas parecidos al virus del mosaico del pepino, pero no presenta el patrón básico del mosaico de las brácteas en la inflorescencia. Mediante pruebas microscópicas y serológicas, este virus ha sido detectado en plantas completamente asintomáticas (Thomas y Magnaye, 1996).

Control

VIRUS DE ESTRÍAS DEL BANANO (BSV)

Generalidades

El virus conocido como el virus de las estrías del banano fue descrito por primera vez en la variedad Poyo, proveniente de Costa de Marfil en 1968; desde entonces ha sido observado en innumerables países y diferentes cultivares. Este virus fue identificado en Marrocos en 1986 en la variedad Nanica, con una infestación de más del 50 % en una plantación de “Dwarf Cavendish”. En Brasil la historia de este virus está íntimamente ligada a la variedad Mysore (AAB), que es particularmente sensible (Robinson, 1996; Maciel, 1997; Moreira, 1999).

Este virus pertenece aun grupo de badnavirus, siendo virus baciliforme con ADN; es transmitido por la cochinilla blanca (Pseudococcus spp), sin embargo, el principal medio de transmisión es por el material de reproducción, justificando la importancia de la producción de técnicas in vitro en plantas (Robinson, 1996; Maciel, 1997; Moreira, 1999).

Síntomas

Los síntomas foliares iniciales son similares a los causados por el virus del mosaico del pepino, evolucionando posteriormente as estrías necróticas. La distribución es errática en toda la planta y los síntomas son más pronunciados en las hojas que fueron producidas en verano. Se conoce poco sobre las consecuencias en el crecimiento y producción, pero lo más general es que las plantas afectadas presentan crecimiento reducido y producen racimos menores. A veces ocurre muerte en las plantas jóvenes de Mysore, con intensos síntomas de la enfermedad.

El cuadro más clásico en su fase final es el aparecimiento de áreas amarillas (semejantes a la deficiencia de K), con necrosis a lo largo de las nervaduras secundarias, éstas se deshidratan tanto que se retuercen. Las necrosis se pueden observar en las vainas internas y externas, de modo superficial o también en el interior del pseudopecíolo (Moreira, 1999).

Control

Para el control de este virus lo más recomendable la eliminación de las plantas infectas. Así mismo, se están realizando experimentos de mejoramiento genético en banano en la Universidad de Minnesota para producir plantas resistentes al virus (INIBAP, 1994; citado por Robinson, 1996).

V. INSECTOS QUE ATACAN AL BANANO

DEFOLIADORES

A escala mundial se han catalogado por lo menos 250 especies de insectos y ácaros como plagas de la hoja. La planta de banano puede soportar hasta un 20 % de defoliación antes que el peso de la fruta se reduzca (Ostmark, 1989). Sin embargo, los frutos pueden madurar prematuramente a causa de severas defoliaciones.

Antichloris (Ceramidia) viridis

Generalidades

Las larvas de Antichloris son peludas, de color blanco verdoso a plateado, de aproximadamente 2 cm de longitud (Ver Foto). Esta larva se encuentra normalmente en la superficie inferior de las hojas. Los adultos son mariposas que parecen avispas y tienen una coloración oscura con brillo metálico (Ostmark, 1989; Fancelli, 1997).

Larvas de Antichloris viridis.

Anteriormente se consideraba que estas larvas eran extremadamente destructivas, pero en la actualidad se ha demostrado que se pueden soportar hasta 30 larvas por hoja, las cuales se alimentan hasta alcanzar su completo desarrollo, aún en tres generaciones sucesivas. En efecto los racimos de banano pasan tres meses desde que pare la planta sin que se produzcan más hojas en el transcurso de ese tiempo; y estas larvas necesitan e un mes para completar una generación, tres ciclos de 30 larvas no exceden el 20 % de defoliación necesaria para reducir el peso del fruto (Ostmark, 1989).

Daños provocados

La larva causa daños altamente visibles en las hojas del banano en Centro y Sur América. Cortan agujeros ovalados típicos en las hojas, transformándola en una verdadera red (Ver Foto) (Robinson 1996; Fancelli, 1997).

Daño típico de la larva de Antichloris.

Combate

Escasas veces es suficiente el daño causado por esta plaga para alcanzar el umbral de necesidad de combate químico, ya que es muy susceptible al ataque de depredadores y parásitos Los huevos el insecto son parasitados por Trichogramma; las orugas son atacadas por varios insectos y un hongo (Entomophora) y las pupas son parasitadas por dos avispas y dos moscas tachínidas. Para determinar cuando es necesario la aplicación de insecticidas se deben de hacer conteos de larvas y huevos durante los períodos de máxima defoliación; algunos de los productos utilizados para el combate de Ceramidia son: diazinon (60 % E.C.), trichlorfon (Dipterex 95 % P.S.), entre otros (Pardo, 1983).

Caligo memnon (Brassolidae)

Generalidades

Las larvas de Caligo pueden alcanzar hasta 12 cm de longitud y poseen una coloración parda; están provistas de 4 pares de apófises cefálicos, y un par de apéndices filiformes en el último segmento abdominal y una serie de cinco apófises cuticulares sobre el dorso (Ver Foto) (Fancelli, 1997). Los adultos de esta especie son las mariposas “buhos”, y normalmente se encuentran en bajas cantidades. Se pueden dar grandes explosiones en las poblaciones de estas larvas, éstas se dan normalmente antes de sequías o lluvias extremas que afectan los parásitos y depredadores que regulan estas poblaciones (Ostmark, 1989).

Larvas de Caligo.

Defoliación producida por larvasde Caligo.

Monturita, Sibine spp. (Limacodidae)

Generalidades

Según Ostmark (1989), por lo menos unas cuatro especies de gusanos “monturita” se alimentan en los márgenes de las hojas del banano. La oruga tiene forma cuadrada, color café verdoso, y una especie es de color verde brillante. Además posee espinas venenosas que producen irritaciones a los trabajadores que las tocan. Estas orugas comen en grupos en los márgenes de las hojas más viejas, y cuando las poblaciones son numerosas, todas las hojas y hasta la fruta son atacadas.

Daño causado

Estas larvas pueden devorar las hojas hasta dejar solamente las venas, esto sucede cuando se dan las grandes explosiones en las poblaciones. Produce agujeros grandes en las hojas con mayor incidencia en las áreas marginales de éstas, donde una oruga puede consumir hasta 500 cm2 de superficie foliar. Cabe recalcar que esta plaga no es de importancia económica, porque cuando sus enemigos naturales están presentes las poblaciones se mantiene bajo control. Sin embargo, en algunos casos, debido a desequilibrios ecológicos, ha sido necesario la aplicación de agroquímicos para su control. Se pueden utilizar los mismos insecticidas que combaten Ceramidia (Pardo, 1983; Ostmark, 1989).

Monturita, Sibine apicalisMonturita rayada, Metraga determinata

Daño causado

Debido a que estas orugas no se mueven mucho de hoja en hoja, cuando su ataque se vuelve serio ya las hojas de la planta han envejecido o se han caído. La población de larvas entra casi simultánea a su fase de pupa, lo que le da tiempo a la plantación de reponer sus hojas. Aunque el daño producido es realmente insignificante, las infestaciones son tratadas con insecticidas para evitar las quejas de los trabajadores (Ostmark, 1989).

Control

En la zona atlántica de Costa Rica, el combate de esta plaga se efectúa por medio de la aplicación de Bacillus thuringiensis, que es una bacteria que parasita este insecto. Además, el carbaryl y el toxafeno pueden ayudar a exterminar los gusanos monturas (Pardo, 1983).

Cabe recalcar, que el control químico de estos defoliadores exige mucha cautela, pues estos insectos rara vez llegan a tener niveles de daño económico en el cultivo. La fauna benéfica llega a tener un suficiente control natural, manteniéndolos en equilibrio (Cuadro 1).

CUADRO 1.

ENEMIGOS NATURALES DE LAS LARVAS DEFOLIADORAS DEL BANANO.

Insecto Enemigo naturalCaligo spp. Hemimasipoda sp. (Dip. Tachinidae), Apilochalcis sp. (Hym. Chalcididae)Antichloris spp. Telenomus sp. (Hym. Scelionidae) Calocarcelia sp. (Dip. Tachinidae)

Meteorus sp. (Hym. Braconidae)Sibine spp. Apanteles sp (Hym. Braconidae), Trichogramma sp. Telenomus sp.

(Hymenoptera)Fuente: Mesquita y Alves, (1984); citados por Fancelli, (1997).

Arañita roja, Tetranichus spp. (Acarina: Tetranychidae)

Generalidades

Normalmente las arañitas rojas son de escasa presencia en plátano y banano, sus poblaciones están asociadas con la época seca. Se localizan en el envés y en los bordes de las hojas succionando la savia (Belálcazar, 1991). Perforan el envés de las hojas haciendo que parezcan como quemadas. Su presencia es notoria, al inicio por una clorosis parcial y posteriormente por las manchas rojas que quedan sobre la hoja donde se alimentan. En ocasiones dañan al fruto dejando una manchas similares a las de las hojas, deteriorando su calidad.

Arañita roja, Tetranichus spp. Colonia de Arachita roja.

Los ataques aparecen con rapidez y generalmente son provocados por condiciones adversas de sus enemigos naturales, principalmente coccinélidos; una de las causas más comunes son las aplicaciones de insecticidas contra los defoliadores. Los ataques de los ácaros disminuyen cuando la humedad que acompaña a las lluvias actúa inhibiendo la ovoposición o desarrollo de las ninfas, permitiendo además a sus depredadores renovar su acción reguladora. Tienen un buen control biológico ejercido por ácaros de la familia Phytoseiidae y los coleópteros Stethorus sp. y Oligota sp. Las aspersiones para control los ácaros son raramente necesarias (Ostmark, 1989; Belalcázar, 1991).

TALADRADORES

PICUDO DEL BANANO, Cosmopolites sordidus (Curculionidae)

Generalidades

El picudo negro es quizá el insecto de mayor impacto económico en las plantaciones bananeras, y es específico para todas las especies y cultivares de Musa (Robinson, 1996). Según INIBAP (1992), en algunas plataneras en la zona de Milagro verificaron poblaciones y daños del picudo negro de hasta 8 adultos por trampa y 30 % de daño en las cepas de las plantas recién cosechadas.

Está distribuido en Centro y Sudamérica y en toda Africa, el Caribe, Australia, la India y las Islas del Océano Pacífico y Asia. Según Aleu y Silveira Neto (1984), y Sarah (1990), citados por Fancelli (1997), existen muchas informaciones sobre la distribución geográfica y hospederos, así como también estudios de su biología y métodos de control.

El centro de origen probablemente se encuentra en la región del sudeste de Asia (Saravia, 1964; citado por Fancelli, 1997).

Aspectos biológicos

El insecto adulto es de coloración negra con 9 a 13 mm de ancho y 3 a 5 mm de largo, presenta puntos en casi todo el cuerpo y rayas longitudinales, una cáscara dura y un pico pronunciado. El adulto recientemente nacido es marrón rojizo, pero con frecuencia se vuelve uniformemente negro en su hábitat húmedo, el rizoma del banano. Cuando se deseca tiene aspecto grisáceo (Fancelli, 1997; Tazán, 1995).

Picudo negro, Cosmopolites sordidus.

Los adultos son de hábitos nocturnos, habitan en localidades húmedas, en el día se esconden en el rizoma, o entre las vainas de las hojas de la planta, sobre el suelo. En las noches salen para alimentarse de las plantas y poner los huevos, las hembras hacen un agujero en el cormo con su rostro y depositan el huevo en él, cuando la larva eclosiona comienza a taladrar el cormo (Ostmark, 1989; Tazán, 1995; Fancelli, 1997). Cuando son capturados no se mueven, aparentando estar muertos.

La longevidad de estos insectos varía de algunos meses hasta dos años, pudiendo sobrevivir varios meses sin alimentación (Simmonds, 1959; citado por Fancelli, 1997). La tasa de ovoposición es más acentuada en insectos jóvenes, pudiendo la hembra poner de 10 a 50 huevos, en función e la temperatura, de la alimentación y el número de individuos agrupados (Simmonds, 1959; Saraiva, 1964; citados por Fancelli, 1997).

La larva tiene aproximadamente 13 mm de largo, es un gusano de color blanco cremosos, grueso, carnoso, carece de patas, con el cuerpo claramente curvado e hinchado en el centro. La ninfa tiene aproximadamente 12 mm de largo y ancho, y es de color blanco; en el interior del caparazón de la ninfa se ve claramente la estructura del futuro picudo: el pico, las antenas, las alas y las patas muy prominentes.

Daño causado

Las hembras ponen los huevos durante la noche, en tallos cortados o en la base de las plantas, prefiriendo la corona del cormo; son colocados en forma indivudual en las heridas de la zona basal de las plantas o en pequeñas perforaciones que la hembra

fabrica con la ayuda de su pico, las cuales tapa luego con detritos de la planta. El estado de huevo dura de 5 a 8 días. Pasa todo el estado larval dentro del rizoma de la planta, sin embargo cuando ésta es pequeña, ya sea una planta recién sembrada o un hijo de agua la larva migra hacia arriba a lo largo del pseudotallo destruyendo el tejido parenquimatoso (Lara, 1970; Belalcázar, 1991).

Rizoma con lesiones causadas por Cosmopolites sordidus.Fuente: CATI, (1998).

Estas larvas son responsables de daños directos, producen galerías en el rizoma, las cuales debilitan la planta, haciéndola susceptibles al ataque de organismos patógenos, daños indirectos. Las galerías son de diámetros diferentes, dependiendo del tamaño de la larva, se encuentran en cualquier dirección, interrumpen la conexión entre la raíz y el tallo, favorecen además el volcamiento y son la puerta de entrada de otras plagas como Castniorum humboldti, y la marchitez, F. oxysporum, que al establecerse ocasionan daños al cormo, y en casos extremos a toda la plantación (Belalcázar, 1991; Fancelli, 1997).

Las bananeras instaladas con material infectado pueden ser completamente destruidos por la broca en poco tiempo después de haber sido plantados, teniendo que hacer nuevos gastos para la resiembra (Fancelli, 1997). Esto sucede cuando los cormos son dejados expuestos por la noche (el picudo tiene hábitos nocturnos), y puedes recibir abundantes ovoposiciones antes de ser plantados, para evitar esto es mejor no dejar los cormos recién secados destinados para la siembra expuestos al ataque de estas plagas (Ostmark, 1989).

Aparentemente, este insecto sólo ataca a los miembros del género Musa, y no se conoce ningún cultivar alguno que posea un grado de resistencia a esta plaga. Hord y Flippin (1956), citados por Simmonds (1973), describieron experimentos en los cuales el “Gros Michel” es más susceptible al ataque del picudo que el “Lacatán”, y los plátanos que por regla se reconoce que son los más de todos.

Los síntomas externos del ataque del picudo se pueden observar en semillas recién sembradas de 10 días a 2 semanas cuando estas no germinan, túneles en la semillas con pudrición causada por organismos secundarios, el amarillamiento de las plantas pequeñas, enanismo y amarillamiento de la hoja nueva. Y en plantas desarrolladas por medio de túneles concentrados en la periferia del rizoma, en casos más avanzados estos

túneles penetran al centro y los organismos secundarios provocan el colapso de los tejidos dejando una cavidad con tejido necrótico en todos sus alrededores (Lara, 1970).

Control

Para el combate eficaz de esta plaga es necesario integrar diferentes tipos métodos de control, tales como: cultural, biológico, con trampas e insecticidas (Simmonds, 1973).

Control Cultural

Este control es el más importante, y en algunos lugares es suficiente para mantener las poblaciones a niveles tan bajos que no producen daños. Según Simmonds (1973), es recomendable eliminar los tallos de las plantas recién cosechadas, si es posible hasta la base, ya que es una medida para eliminar los lugares donde se alberga y alimenta el insecto; sin embargo, (Ostmark, 1989), dice que esta práctica es innecesaria, debido a que la plaga sólo se desarrollo en el material del cormo.

Otro aspecto muy importante es plantar material libre de la infección del insecto, cerciorándose de que los hijos o cormos vengan de plantaciones donde no haya existencia del picudo. Procurara no dejar la semilla expuesta durante la noche, para que las hembras de picudo no tengan la oportunidad de ovopositar durante la noche.

Control biológico

En la actualidad los métodos de control biológico han recibido una considerable atención. Ya en muchos lugares se está practicando el control biológico como medida de combate de este insecto, para evitar las aplicaciones de insecticidas que podrían provocar en algunos casos un desequilibrio biológico en las plantaciones bananeras.

En Dole hicieron pruebas con diferentes dosis de Beauveria bassiana para el control del picudo negro en el laboratorio, en el cuadro siguiente se muestran los resultados

CUADRO 2.

EFECTO DE DOS FORMULACIONES DE Beauveria bassiana SOBRE LA MORTALIDAD DE PICUDO EN CONDICIONES DE LABORATORIO. HONDURAS, 1997.

Tratamiento Dosis/litro % Mortalidad1- B. bassiana WP 1 g 33,02- B. bassiana WP 10 g 44,03- B. bassiana WP 50 g 100,04- B. bassiana ES 1 mL 100,05- B. bassiana ES 10 mL 100,06-Testigo 0,0Fuente: Fallas et al, (1998).

Pruebas posteriores fueron realizadas en el campo, en las cuales se demostró que el hongo controla picudos, aunque se requiere de mayor tiempo para observar el efecto comparados con los insecticidas sintéticos (Fallas et al, 1998). Como se puede notar el control del picudo con Beauveria bassiana es realmente efectivo. También en Colombia se está realizando un control integrado de Cosmopolites en plátano, en el cual se utilizan B. bassiana y el nemátodo Steinernema carpocapse, ambos se colocan en trampas

separadamente; el hongo lo colocan en forma de pasta concentrada de arroz precocido en 5 trampas, y el nemátodo se asperja sobre otra 5 trampas, empleando una concentración de 400n/mL; dichos tratamientos los hacen cada 2 semanas. Según los resultados se concluye que si puede producir una infección de los picudos que llegan a las trampas tratadas, y que esta progresa a medida que aumenta el inóculo de los entomopatógeno; ya que en los 100 días de evaluación se ha logrado infectar un 39 % de adultos por B. bassiana y un 32 % por S. carpocapse. Además, se observa un desplazamiento de los picudos infectados por el hongo y el nemátodp dentro de la plantación, situación que podría favorecer la diseminación del inóculo (García et al, 1995).

Asimismo, en Ecuador se han realizado varios experimentos para el control del picudo con B. bassiana y Metarryzium anisopliae, obteniendo muy buenos resultados. B. bassiana causó mortalidad del 37,4 % en el mes de marzo con dosis de 3 g por planta y 60,5 % en el mes de agosto con dosis de 5 g. Con Metarrizium la mortalidad fue de 50,3 % con 3 g y 59,4 % con 5 g por trampa en el mes de abril. Ambos entomopatógenos tienen la característica de multiplicarse a mayor medida en la época lluviosa, coincidiendo con las altas poblaciones de el picudo en ese mismo período (Arias et al, 1998).

Según Belálcazar (1991), el picudo del banano tiene varios enemigos naturales, hay predadores de larvas y huevos como los coleópteros Hololepta sp. y Alegoria dilatata, cucarrones que frecuentemente se encuentran en los sitios donde se desarrollan las larvas de Cosmopolites. También las hormigas del género Camponotus y Sarcodexia innota (Diptera: Sarcophagidae) pueden encontrarse depredando larvas. Además bajo condiciones naturales existen lo entomopátogenos Beauveria bassiana y Metarrizium anisopliae.

Control etológico

El control etológico es el aprovechamiento del comportamiento de las plagas para su control. Los insectos se desenvuelven en su medio ambiente respondiendo en forma característica, y a menudo estereotípica a una diversidad de señales o estímulos visuales, físicos y químicos. Existen compuestos que emanan los organismos y actúan sobre otro evocando una determinada respuesta, estos se han denominado semioquímicos, entre los cuales se encuentran las feromonas, kairomonas y alomonas. Las feromonas sirven como medio de comunicación entre individuos de la misma especie; las kairomonas benefician a la especie receptora, y las alomonas benefician a la especie emisora. Por lo tanto, estos compuesto pueden ser utilizados como medida de control de insectos atrayéndolos a ciertas trampas. Los insectos perciben las feromonas, que actúan a concentraciones bajas, mediante quimioreceptores localizados en diversas partes del cuerpo, que pueden ser tipo placas, sesilas o setas; entonces el insecto vuela en contra del viento hasta llegar al sitio, lo que involucra dos mecanismos de orientación, quimotaxis (orientación hacia un estímulo químico) y anemotaxis (orientación en contra del viento). En este caso el tipo utilizada es la de feromona de agregación, que atrae a individuos de ambos sexos hacia la fuente alimenticia para que sea aprovechada por todos (Chiri, 1989).

En fincas propiedad de Standard Fruit Company en conjunto con la compañía ChemTica se experimentó con una feromona de nombre comercial Cosmolure para el control del picudo del banano; que en la actualidad está incluida en el programa de manejo del insecto. Después de 5 días de colocación de la feromona a razón de 4/Ha los valores promedios fueron de 66 picudos/trampa, con máximos de hasta 130 picudos en

algunas trampas.. Aproximadamente 14 semanas después de la colocación de la feromona, las poblaciones fueron reducidas significativamente demostrando la efectividad de esta práctica (Fallas et al, 1998).

Control con Trampas

Con los residuos de cosecha, principalmente los pseudotallos, se pueden construir diferentes tipos de trampas para capturar adultos de picudo, disminuyendo de esta forma la población de esta plaga. Las trampas más comunes son las tipo semicilindro, tipo sandwich y en V (Figura 2)(Belalcázar, 1991; Tazán, 1995).

Tipo semicilindro

Son fragmentos de pseudotallo de una planta recién cosechada cortados por la mitad en sentido longitudinal, y colocados cada mitad en la base del pseudotallo, en lados opuestos de las plantas a evaluar, con la cara hacia el suelo, el cual debe de estar limpio y desprovisto de malezas (Figura 2).

Tipo Sandwich

Se corta a 20 cm de altura del pseudotallo de una planta recién cosechada y se coloca encima a manera de tapa una rodaja del mismo material de 10 cm de espesor (Figura 2).

Tipo V

Similar a la anterior con la diferencia de que el corte del pseudotallo se hace en forma de V con el vértice hacia abajo. Se coloca igualmente otro fragmento del mismo material de 20 cm de longitud de tal forma que coincida con la base del pseudotallo (Figura 2) (Tazán, 1995).

Pueden colocarse de 25 trampas por cada 10 hectáreas. Estas trampas pueden utilizarse de diferente forma, es decir, ya sea poner en ellas organismo entomopatógenos, insecticidas o utilizar feromonas para atraer y combatir estos insectos; cabe recalcar, que con la adición de estos otros métodos se agiliza el combate de los insectos, porque además de poner las feromonas se le puede añadir algún insecticida para matar de uan vez a esta plaga; o bien utilizando solamente organismos entomopatógenos.

Fuente: Tazán, (1995).

Control Químico

No se recomienda la utilización de productos clorados, porque la población de picudos puede crear resistencia a estos productos. Además hay evidencia de resistencias de C. sordidus a productos organofosforados y carmabatos, en Australia, por lo tanto se están buscando medias alternativas de control de este insecto (Fancelli, 1997).

Además, se cree que con la utilización de trampas con organismo entomopatógenos y/o feromonas es suficiente para el control del picudo del banano, y es innecesario la aplicación de insecticidas, que más bien puede llegar a perjudicar más a la plantación.

TALADRADOR DEL TALLO, Castniomera humboldti (Castnidae)

Generalidades

Daño causado

VI. PLAGAS Y ENFERMEDADES DEL FRUTO Y LA CORONA

Debido a un mercado mundial que exige frutos de mínimos daños, las pérdidas más serias relacionadas a insectos son causadas por aquellos que se alimentan de los frutos o que raspan u ovopositan en la cáscara. Ningún insecto en realidad penetra hasta la pulpa,

Trampa Semicilindros

Semicilindros de fragmentos de pseudotallo

Colocación de los semicilindros

FIGURA 2. TIPOS DE TRAMPAS PARA EL CONTROL DEL PICUDO NEGRO DEL BANANO.

Trampa de Sandwich

Corte en V del pseudotallo “destallado” y vuelto a colocar encima de la planta basal.

Tapa de 10 cm de grueso

Trampa en V

Vástago de una planta recién cosechada 20 cm

pero varias especies hacen que la fruta no pueda venderse al producir cicatrices en la cáscara (Ostmark, 1989).

PLAGAS

TRIPS DE LA FLOR, Frankliniella spp

Generaldiades

Por lo menos una especie de este trips se encuentra en cada plantación de banano de la región; de acuerdo al daño que causa estos insectos son también llamados “trips de la erupción del fruto”. Son insectos pequeños (2 mm), extremadamente rápidos y de coloración blanca a marrón oscura, es fácilmente visible a pesar de su agilidad (Ostmark, 1989; Fancelli, 1997).

Los adultos son encontrados generalmente en las flores nuevas, las formas jóvenes se alimentan de los pétalos, brácteas y algunas veces de los nuevos frutos.

Daño causado

Los daños causados por este insecto son proporcionales a su población, siendo muy variable de una región a otra. En los inviernos secos hay menores cantidades de trips, debido a que su ciclo de desarrollo es más largo.

Los daños causados en las flores pueden ser observados en los frutos con el desarrollo o aparición de puntos marrones y ásperos la tacto, que desvalorizan comercialmente el producto (Ver Foto) (Fancelli, 1997).

Daños ocasionados por Trips en frutos de banano.

Ostmark (1989), dice que el daño consiste en que marcas de ovoposición aparecen como prominencias negras elevadas. En raras ocasiones esas prominencias pueden ser suficientemente numerosas para hacer que la fruta sea rechazada, aunque nunca se han

necesitado medidas de control. Debido a que este trips entra en las yemas terminales del racimo antes de que este salga del interior del pseudotallo, no existe un medio práctico para controlarlo. El daño puede reducirse cubriendo los racimos un poco más temprano (antes de que las brácteas se desprendan) con bolsas de polietileno espolvoreadas de insecticida, aunque debe tomarse en cuanta que en la actualidad ya no se tratan las bolsas de polietileno con insecticidas debido a su alta toxicidad en los trabajadores.

Según Moreira (1987), citado por Fancelli (1997), la utilización de insecticidas pulverizados en la inflorescencia con intervalos de 15 días, se han mencionado como eficientes en el control de trips de la flor. Otra medida de control auxiliar de los trips es la eliminación de la chira.

TRIPS RASPADOR ROJO, Chaetanaphothrips signipennis, C. orchidii (Thripidae)

Generalidades

El trips del plátano tiene importancia económica sólo en Queensland. Aparentemente es originario del norte tropical de ese Estado en la Musa acuminata subespecie banksii silvestre, de la cual se propagó a los plátanos cultivados. Apareció en proporciones epidémicas en 1924, y desde entonces se ha convertido en una plaga grave, aunque su importante varía de año con año, y de un lugar a otro (Simmonds, 1973). Esta plaga también ha aparecido en Brasil, fue vista por primera vez en un bananal del subgrupo “Cavendish” en el litoral del estado de Sao Paulo (Fancelli, 1997). También ha sido registrada en Fiji, Panamá, Trinidad, Honduras, Costa Rica y Florida, además ha sido encontrada en invernaderos en Inglaterra, Bélgica y Francia (Hood, 1954, citado por Simmonds, 1973).

Es un insecto pequeño que se alimenta de frutos, las larvas son depositadas en la epidermis de las plantas; en los frutos el insecto prefiere las caras protegidas por los frutos adyacentes como sitio para poner los huevos, la incubación dura entre 1 ó 2 semanas. Al emerger, la larva se arrastra y alimenta del plátano durante un período de 1 semana, y desciende al suelo para convertirse en ninfa, el estado ninfal es de 7 a 12 días. El adulto vive en cualquier parte de la planta, en el racimo, bajo las vainas, en las hojas jóvenes y pecíolos. Tanto los adultos como las larvas necesitan de comer para vivir, en caso contrario mueren a las 36 horas (Simmonds, 1973).

Daño causado

Estas dos especies de trips, llamadas colectivamente trips raspador rojo constituyen las plagas de la cáscara más importantes de la región, ya que al alimentarse imparten una capa rojiza sobre la cáscara. El daño comienza donde se tocan dos frutos y gradualmente se extiende por toda la superficie (Ostmark, 1989).

Daños producidos por el trips raspador rojo.Fuente: Moreira, (1999).

Este daño es provocado principalmente por la ovoposición en los frutos jóvenes, lo que produce en su madures unas manchas pardas; este ataque aunque afecta seriamente el valor de venta de la fruta daña poco o nada sus cualidades comestibles (Simmonds, 1973; Fancelli, 1997).

La práctica del embolse a las dos semanas de emergidos mantiene bajo control a la especie C. orchidii, pero C. signipennis es capaz de mantener su población en pseudotallos y brotes (Ostmark, 1989); sin embargo, se debe recordar que tanto la larva como el adulto necesitan de comer para vivir, y si se les corta su medio de alimentación (el fruto) ellos morirán a las 36 horas.

Control

No se conoce ningún enemigo natural para poder controlar las poblaciones de los trips; los métodos de control están basados en labores culturales, tales como, limpieza de la plantación y extracción de la basura, lo que provoca la exposición de las ninfas hasta la desecación, esto puede reducir hasta cierto punto las poblaciones de trips, pero no logra un control eficiente de la plaga. En Brasil las aspersiones con fosforados en las flores y frutos han sido una medida eficaz, con el complementándose con la eliminación de los restos florales y de la chira después de la formación del racimo, la erradicación de hospederos (Xanthosomas, abacá y platanillo, Heliconia sp) y la protección del racimo con bolsas de plástico, ésta última medida sirve como barrera mecánica para otras plagas y enfermedades y crea un microclima favorable para el desarrollo del fruto (Simmonds, 1973; Pardo, 1983; Fancelli, 1997).

Cabe recalcar, que en la mayoría de la literatura recomiendan la utilización de bolsas de polietileno impregnadas de insecticida, sin embargo esta forma de combatir plagas está obsoleta, ya que causa serios daños a los trabajadores que realizan esta labor; por lo tanto en la actualidad se están utilizando bolsas plásticas sin insecticidas.

ESCARABAJOS DE LA CÁSCARA, Colaspis, Metachroma spp. (Chrysomelidae)

Generalidades

De los crisomélidos que dañan la cáscara, el escarabajo come cáscara es uno de los más importante (Pardo, 1983). Estos crisomélidos son pardos o negros de aproximadamente 5 a 8 mm de largo; todos tienen estados larvales que desarrollan en las raíces, pero el daño es causado por adultos que se alimentan de los frutos que tienen entre 8 y 21 días, y lo que puede provocar la pérdida de hasta un 50 % de la producción, ya que no alcanza las calidades deseadas para la exportación (Ostmark, 1989; Robinson, 1996).

Este insecto está distribuido en México, Nicaragua, Honduras, Guatemala, Costa Rica, Panamá, Colombia y la Guyana Inglesa. Apareció por primera vez como plaga en plátano en Colombia en el año 1922, este brote alcanzó su máximo esplendor entre los años 1924 y 1925, declinando en los años siguientes (Simmonds, 1973).

La larva es de forma curva, de color blanco grisáceo con 1 mm de longitud. Generalmente se encuentra a una profundidad entre 7,6 y 12,7 cm de la superficie del suelo, en donde se alimenta de las raíces de gramíneas y del banano. En el suelo se transforman en ninfas. Los adultos son de color café claro, del mismo tamaño de las ninfas, los cuales al salir se alimentan de las hojas de gramíneas y de los frutos jóvenes del banano, ellos pueden vivir hasta varios meses, pudiendo vivir sin alimentarse has 12 días (Simmonds, 1973; Pardo, 1983).

Probablemente, los aspectos más importantes de la ecología de este insecto son su dependencia a la humedad y a la presencia de raíces de malas hierbas (Simmonds, 1973).

Daño causado

Este insecto se alimenta de la cáscara del fruto y de las hojas, causando un severo daño (IICA, 1989). Producen cicatrices profundas a lo largo de las superficies planas y de los bordes de los dedos tiernos, los agujeros se rodean de un halo acuoso y dan mal aspecto a la fruta, lo que obliga en ciertas ocasiones a cortar todo el racimo (Pardo, 1983). En el campo las escarificaciones se en los frutos se dan en mayor grado en plantas que están cerca de los drenajes, en lugares donde existen abundantes malas hierbas y en las cuentas cubiertas de vegetación (Simmonds, 1973).

Control

Según Pardo (1983), no existe método de combate efectivo; solamente se recomienda el embolse prematuro de la fruta para protegerla del ataque de los escarabajos.

Simmonds (1973), recomienda como medida efectiva para el control de esta plaga, que en la actualidad hasta cierto punto es carente de importancia, la utilización de métodos culturales como la eliminación de malas hierbas y limpieza de drenajes, con lo que la población puede ser satisfactoriamente reducida como para tener sobre ella un control efectivo.

GUSANO DE LA CÁSCARA, Platynota rostrana (Tortricidae)

Generalidades

Estos gusanos tienen 1 cm de longitud, son de color blanco verdoso y tienen la cabeza negra (Bullock y Roberts, 1961; citados por Ostmark, 1989). Generalmente se encuentran comiendo sobre las malezas de la plantación. En los tiempos cuando se hacían controles químicos para los defoliadores y el trips raspador de la fruta los enemigos naturales de este insecto se redujeron o desaparecieron. Con lo cual se volvió plaga del banano, alimentándose de la cáscara entre frutos, causando graves daños. Actualmente, la reducción en el uso de insecticidas y en la práctica de control de malezas han traído como resultado que los ataques de este insecto sean muy raros (Ostmark, 1989).

ORUGA DE LA CÁSCARA, Spodoptera lituralis (Noctuidae)

Generalidades

Oruga de la cáscara, Spodoptera lituralis.

Daño causado

Daño causado por Spodoptera lituralis.

FUMAGINA, Pentalonia nigronervosa

Generalidades

La fumagina o negrilla es causada por el áfido Pentalonia nigronervosa. Esta plaga está distribuida en la India, Ceilán, Filipinas, Fiji, Samoa, Queesland, Nueva Gales del Sur, Egipto, Sierra Leona, Islas Canarias, Jamaica, Trinidad, Puerto Rico, Honduras, Colombia y Brasil. Probablemente es tropical, e incluso se ha observado en invernaderos de Francia e Inglaterra, donde fue introducida seguramente por retoños infectados (Simmonds, 1973).

El áfido Pentalonia nigronervosa.

La reproducción de este áfido depende mucho del clima, durante la sequía el apareamiento se reduce y los insectos sobrevivientes buscan refugios. Existen cuatro formas de ninfas, la última es la que produce un adulto alado o carente de alas. El período ninfal es de alrededor de 10 días, la longevidad de los adultos es de 11 días, y las hembras producen una media de 18 descendentes (Simmonds, 1973; Fancelli, 1997).

Daños causados

Este insecto se encuentra asociado con la diseminación de la virosis conocida con el nombre de “Bunchy Top”, y según Simmonds (1973), es una plaga intrascendente y sólo en ese aspecto radica su importancia. También en otros lugares, como en Australia, la India y Brasil se le ha visto asociada a la transmisión del Virus del Mosaico del Pepino. Por lo tanto en un área donde no exista el virus que produce el “Bunchy Top” el áfido carece de importancia (Ver Bunchy Top).

Daño indirecto causado por el áfido Pentalonia nigronervosa.

Además, este áfido es el causante de la enfermedad conocida como fumagina, la cual abunda en todas las fincas de banano. Sus poblaciones no son de importancia económica y su daño en la fruta es indirecto. Generalmente se encuentra en los tejidos jóvenes de la planta, y entre estos en la fruta. Entre los meses de enero y octubre se concentran grandes colonias en los pinzotes y las coronas. Estos áfidos secretan una sustancia azucarada que es un medio propicio para el cultivo de hongos, lo cual produce una mancha negra en la base de la corona y los dedos, provocada por el hongo Capnodium sp; dándole un mal aspecto a la fruta, que al presentar este daño es rechazada inmediatamente para la exportación (Lara, 1970; Belalcázar, 1991).

Se dice que el embolsado aumenta las poblaciones de P. nigronervosa, por lo que hace algún tiempo se empezó a impregnar las bolsas con Diazinón en polvo para poder combatirlos (Lara, 1970). Sin embargo, como es sabido por todos en la actualidad el uso de bolsas impregnadas con insecticidas es obsoleto, debido a que se tuvo que eliminar los insecticidas por su alta toxicidad para los trabajadores que realizan esta práctica tan común en las bananeras.

Según Belalcázar (1991), existe un equilibrio biológico entre insectos benéficos y plagas en todas las plantaciones de cultivos perennes, y la excepción no son el plátano y el banano, a menos que el hombre destruya dicho equilibrio; por lo tanto las plagas se pueden mantener en niveles subeconómicos practicando las labores culturales que respeten y favorezcan la fauna benéfica. Además, agrega que el uso de insecticidas debe de limitarse a casos especiales, pero nunca haciendo aplicaciones regulares, las cuales no sólo destruyen los parásitos y a los predadores, sino que dejan residuos en el fruto, produciendo daños tanto en humanos como animales. Asimismo, se puede crear una resistencia de las plagas a los insecticidas, y puede provocar la aparición de nuevas plagas, consecuencia del desequilibrio ecológico.

POLILLA DEL BANANO, Opogona sacchari (Lepidoptera: Lyonetidae)

Esta plaga provocó grandes pérdidas en la década de 1970 a partir de su introducción, que está estimada entre los años 1965 y 1970 (Maciel, 1997). Es un microlepidótero de hábitos nocturnos, de la familia Lyonetidae, clasificado como Opogona sacchari.

Según ITAL (1995), es una plaga de importancia considerable, causando graves perjuicios a los racimos de banano en los casos en que su parasitismo es elevado. Los adultos miden de13 a 14 mm de ancho y 30 mm de largo, siendo por lo general de color castaño amarillo, con las partes posteriores un poco más claras.

Racimo atacado por la polilla de los frutos del banano.Fuente: CATI, (1998).

La longevidad de los adultos alcanza hasta 15 días. Los huevos son colocados individualmente o en agrupaciones; la larva en su máximo desarrollo tiene 21 a 26 mm de largo, las pupas poseen coloración pardo oscura y miden aproximadamente 9 mm de largo.

Esta mariposa deposita los huevos en agrupaciones en la parte estilar del fruto en formación, casi después de 24 las larvas penetran en la parte interior abriendo galerías. Esta plaga es capaz de atacar todas las partes de la planta, con excepción de las raíces y hojas, pero en los frutos se concentran los mayores daños. Estos se caracterizan por la formación de galerías en la pulpa del fruto provocando su pudrición, y como consecuencia inutilizando al producto comercialmente (Ver Foto). También pueden causar la aparición de otras enfermedades en la parte aérea, o provocar el quiebre de los pecíolos de las hojas. Los daños son más graves si la fruta está destinada para la exportación, debido a que se debe eliminar todo el racimo infectado, ya que los países importadores rechazan los frutos atacados (ITAL, 1995; Maciel, 1997).

Esta plaga ataca generalmente en el período de plena floración, la época de mayor ataque es entre junio y diciembre, pudiendo ocurrir parasitismo en otros meses del año. Como hospederos destacan la caña de azúcar, gladiolas, dalias, bambú y los tubérculos (ITAL, 1995).

La aparición de esta plaga en el bananal puede ser detectada por la maduración prematura en relación con los demás frutos de la misma edad, además por la observación de residuos oscuros en la región estilar (Maciel, 1997).

Según Moreira (1979 a) y Moreira (1987), citados por Maciel (1997), el control debe e hacerse entre los meses de febrero y junio, período que coincide con la máxima

actividad ovopositora del insecto, evitándose con eso la aparición de desequilibrios ecológicos.

La utilización de bolsas de polietileno para cubrir los frutos no es suficiente para el control de esta plaga. Se recomienda eliminar los restos florales, así como la destrucción de los desechos dejados por la cosecha, se deben picar bien para acelerar su descomposición (ITAL, 1995).

Una nueva opción que se presenta es el uso de feromonas sexuales con trampas envenenadas como alternativa para el control de esta plaga (Maciel, 1997). Por medio de las cuales se puede distraer al macho hacia las trampas, para evitar el apareamiento con la hembra. En los lepidópteros la hembra segrega est a feromona atrayendo al macho desde largas distancias, por medio de sus antenas el macho se guía, cuando llega al lugar donde hay mayor concentración se detiene, y en algunos casos segrega una sustancia para preparar a la hembra, y entonces se inicia la cópula (Chiri, 1989).

CARACOL DEL BANANO

Daño causado por el caracol del banano.Fuente: CATI, (1998).

ENFERMEDADES

PUDRICIÓN DE LA CORONA

Generalidades

Desde 1960 hubo una rápida conversión en la forma de exportar los bananos, se empezó a cortar las manos para ser empacadas en cajas y enviarlas a los mercados internacionales; quedando la corona expuesta al ataque de diversos hongos (Stover, 1972).

La pudrición de la corona es la más importante enfermedad postcosecha en los bananos en todo el mundo, pero particularmente en empacadoras donde no se practican estrictas normas de sanidad (Robinson, 1996).

Usualmente la pudrición está confinada a la corona, pero ocasionalmente se extiende hasta los pedicelos de los dedos. Todas las variedades comerciales de bananos

(AAA) son susceptibles a la pudrición de la corona; sin embargo es un raro problema los plátanos (AAB) (Stover, 1972).

Este daño está asociado con diversos microorganismos en Centroamérica y el oeste de la India, entre los cuales se pueden mencionar: Botryodiploida theobromae, Gloesporium musarum, Fusarium roseum, Fusarium moniliforme, Verticillium thebromae, Deightoniella tolurosa, y Thielaviopsis paradoxa, los cuales atacan la superficie cortada de las manos (Stover, 1972; Pardo, 1983; Soto, 1992; Kader, 2000).

Daño causado

Los hongos atacan a las manos y penetran principalmente por los cortes que se producen por el desmane de la fruta (Fernández, 1994). La infección se inicia como un ablandamiento del tejido de corte de la corona que se propaga hasta el pedicelo del fruto. En casos severos, la pudrición avanza hasta los dedos de las manos del racimo (Ver Foto) (Pardo, 1983).

Pudrición de la corona. Obsérvese la coloración blanquecina (esporas de los hongos) sobre la corona.

Una característica significativa de esta enfermedad es la aparición de un micelio gris-blanquecino en la superficie del tejido necrosado. En el puerto de desembarque de la fruta a los 7 días ya se nota la presencia de la pudrición; y después de 14 días es mucho más intensa y se incrementa con la maduración (Ver Foto). Esta enfermedad se incrementa frecuentemente durante la época seca (Stover, 1972; Pardo, 1983).

Por otro lado, la fruta, además de venir contaminada del campo puede ser inoculada en la planta empacadora. La mayor o menor presencia de la pudrición está determinada por la presencia de estos microorganismos y de las condiciones sanitarias de las instalaciones (Soto, 1992).

Control

Según Pardo (1983), se para reducir la incidencia de la enfermedad se deben seguir las siguientes recomendaciones:

Sanidad vegetal de la plantación. Higiene en la planta empacadora. Aspersión de la corona con fungicidas. Uso de agua clorada en los tanques de selección e la fruta. Aspersiones de alumbre (sulfato de aluminio) para reducir la secreción de látex que

actúa como medio de cultivo de los hongos.

Se debe tomar muy en cuenta que ningún método de control de enfermedades utilizado aisladamente es 100 % eficaz; Para la reducción directa o indirecta de las enfermedades en la etapa de cosecha interactúan factores tecnológicos, fisiológicos y patológicos, de los cuales dependerá la calidad ofrecida al consumidor, por lo tanto el control de éstas debe ser un sistema integrado (Arauz, 1994). Entonces se debe procurar mantener una adecuada limpieza en las plantas empacadoras para disminuir la exposición de las coronas a los agentes causales de la enfermedad, removiendo la basura y también los desechos acumulados en las pilas de desmane. Sin embargo, estas medidas no son suficiente para evitar la infección, por lo tanto se recurre a la aplicación de productos químicos. A continuación se detallan algunas experiencias al respecto.

Los productos que son normalmente utilizados son el Mertec 22 SL, conocido con el nombre de benlate o benzimidazol, además algunas plantas empacadoras agregan el imadazol, comercializado con el nombre de MCW Imazalil 75 SG. La solución la preparan en tanques para después ser asperjada en las frutas. Además, para inhibir el derrame de látex se agrega un producto coagulante que cierre los vasos conductores de látex, el más utilizado es el sulfato amónico de aluminio, conocido más comúnmente como alumbre.

Según Soto (1992), la metodología más utilizada es la aplicación mediante el uso de bombas accionadas manualmente a presiones de 6,23 k/cm3, con boquillas 8001, para crear una cortina de pequeñas gotas capaces de cubrir en forma casi homogénea la totalidad de los cortes expuestos; la fruta es asperjada un tiempo de 7 minutos aproximadamente. En algunas plantas empacadoras para disminuir la contaminación que estos productos podrían ocasionar en el agua, hacen las aplicaciones por medio de brochas impregnadas. Sin embargo, se crea el beneficio de la duda, sería conveniente estudiar más detalladamente con cuál de los dos métodos existe menos derrame del producto, y por lo tanto provoca menos contaminación de aguas.

Las concentraciones de los productos dependen del destino final que tendrá la fruta; para Estados Unidos es de 200 ppm de thiabendazole y 1 % de alumbre, y para Europa es de 400 ppm de thiabendazole o benzimidazol y 1 % de alumbre (Soto, 1992).

De Lapeyre y Nolin (1995), hicieron ensayos sobre tratamiento de pudrición de coronas con varios productos con distintas concentraciones y diferentes sistemas de aplicación. Los fungicidas utilizados fueron Imazalil (Fungaflor 75), Thiabendazole (Mertect 45 FW, 450 g/L), Thiabendazole (Mertect 20 s, 220 g/L), Fenbuconazole (Indar, 240 g/L), Tebuconazole (Folicur, 300 g/L), y Propiconazole (Tilt 250 EC, 250 g/L), Bitertanol (Baycor 300 EC, 300 g/L), Diniconazole (Sumi 8, 120 g/L), Fenpropimorphe (Corbel Basf, 750 g/L), Myclobutanil (Systhane 40 W, 2244 g/L) y Fluzilazole (Punch 40 EC, 400 g/L) con dosis de 150, 300 y 500 ppm, utilizando como testigos los tres primeros; aplicados por medio de remojo, pulverizaciones finas y gruesas y atomización. Los

resultados demostraron que los mejores fungicidas para el tratamiento de la pudrición de corona son el tebuconazole y el fenbuconazole. En cuanto a las concentraciones, algunos mostraron buenos resultados con dosis de 50 ppm, ese el caso del propiconazole, flusilazole y el bitertanol, el único que obtuvo una eficacia bastante elevada a dosis de 1500 ppm fue el myclobutanil. Hablando en términos de los sistemas de aplicación, los mejores fueron el remojo y la pulverización gruesa exponiendo la fruta tiempos muy reducidos, entre 15 y 30 segundos.

Se han realizado ensayos sobre métodos alternativos para el control de la pudrición de la corona, tales como tratamiento térmico, uso de ceras, control biológico y el uso de productos orgánicos (Kilol). Sasaki (1997), realizó un estudio en la Escuela de Agricultura de la Región Tropical Húmeda (EARTH), para determinar la efectividad de estos métodos en el tratamiento de la pudrición de corona. El tratamiento 1 fue la sumersión de la fruta por 10 minutos en una solución de 250 ppm de Kilol; el 2 era de kilol 250 ppm más 1 bolsa de permanganato de potasio como atrapador de etileno, agregada al momento del empaque. Para el tratamiento 3 se calentó cera entre 85 y 90° C, y se enceraron las coronas de la fruta; con un testigo tratado con fungicida (Mertec, Imazalil y alumbre) y un control absoluto sin tratamiento alguno. La inmersión en una solución de kilol con una concentración de 250 ppm, y el posterior empaque con el atrapador de etileno KmnO4, presentó una eficacia del 75 % en el control de pudrición de corona. Al igual que el encerado de las coronas con cera de abeja fue eficaz; cabe recalcar que el encerado y el testigo con fungicida tuvieron un comportamiento similar en el tratamiento de la pudrición de corona.

ANTRACNOSIS DEL BANANO, Collectotrichum musae.

La antracnosis del banano es causada por el hongo Collectotrichum musae, formalmente llamado Gloeosporium musarum provoca manchas negras en la cáscara del banano. Este hongo daña a los bananos cuando están maduros, y la contaminación ocurre espontáneamente en el campo (Moreira, 1999).

Según Qimio (1976), citado por Maciel (1997), existen dos formas de antracnosis:

La antracnosis de los frutos maduros, resultante de la infección latente ocurrida en el campo través de heridas, y permanece dormida hasta la maduración del fruto.

La antracnosis no latente resultante de la invasión de C. musae a través de heridas en frutos verdes en tránsito. No produce lesiones en el campo.

Antracnosis del banano.

La enfermedad se caracteriza por la formación de lesiones oscuras y deprimidas, sobre las cuales hay condiciones de alta humedad. Con el desarrollo de la enfermedad las lesiones aumentan de tamaño, pudiendo coalescer (Ver Foto). Generalmente la pulpa no es afectada, excepto en condiciones de lata temperatura o cuando sobrepasa el punto óptimo de maduración (Maciel, 1997). Estas lesiones pueden desarrollarse en los frutos verdes, pero usualmente sólo sucede cuando estos sufren daños mecánicos, ya sea en el transporte del campo a la planta, o en la misma planta de empaque (Robinson, 1996).

Según Robinson (1996), se puede controlar con los mismos fungicidas utilizados para la pudrición de corona. Stover (1972), dice que los apresorios tienen estructuras resistentes que son difícilmente destruidas por los tratamientos químicos. La temperatura óptima de desarrollo y esporulación de los conidios es entre 27 y 30° C. Sin embargo, con buenas prácticas culturales se puede efectuar un control satisfactorio del hongo, lo cual impide su desarrollo y diseminación.

PUNTA DE CIGARRO, Trachysphaera fructigena, Verticillium theobromae, Fusarium roseum

Según Maciel (1997), dos hongos están asociados con este problema: Verticillium theobromae y Trachysphaera fructigena. Por otro lado, Moreira (1999), dice que también el hongo Fusarium roseum es otro agente causal de esta enfermedad.

En Africa la aparición de la punta de cigarro en variedades del Subgrupo “Cavendish” ha sido asociada con períodos de alta humedad, desapareciendo en períodos secos. En 1938 fue descrita por Deslandes en bananos “Nanica” en el litoral Paulista y en el altiplano brasileño. También ocurre con frecuencia en el Subgrupo “Terra” (Maciel, 1997).

Punta de cigarro.

Ha sido reportada en muchos países productores de banano, tales como el oeste de Africa y Egipto, además síntomas similares fueron reportados en Jamaica, Trinidad, Australia, Panamá, Colombia, Israel e Islas Canarias. Principalmente sólo se presenta las variedades “Gros Michel” y “Cavendish” (Stover, 1972).

La enfermedad aparece en frutos verdes a partir de los estadíos inmaduros. Se caracteriza por una necrosis iniciada en el perianto hasta atacar toda la punta del fruto. El tejido necrótico arrugado se cubre con las esporas del hongo, asemejándose a la ceniza de la punta de un cigarro; esta lesión rara vez sobrepasa los 2 cm (Stover, 1972; Maciel, 1997).

MUÑECA JOHNSON, Pyricularia grisae

La lesión johnson causada por Pyricularia grisea es seria en la post-cosecha, debido a la naturaleza latente del hongo, el cual desarrolla la infección después de la cosecha de la fruta. Llegó a ser un problema importante en el Valle de la Estrella, en Costa Rica en el año 1958, pero el organismo fue identificado hasta 1963. Después fue un problema grave en el área de Guápiles en 1965 y en las plantaciones de United Fruit Company, conforme avanzaban más siembras con las nuevas variedades (Lara, 1970).

El parasitismo se inicia cuando los frutos están verdes, principalmente en localidades donde llueve mucho, hace bastante calor, en general en plantíos con altas densidades de siembra (Stover, 1972).

El síntoma de la enfermedad comienza con pequeños puntos café, que llegan a tener de 6 a 7 mm de diámetro (Ver Foto). En el centro de esa mancha aparece una coloración más intensa que progresivamente se alarga en sentido longitudinal del tejido que está siendo infectado. Esa mancha se continúa desenvolviendo después de la cosecha. Su parasitismo es grave en los frutos, pero puede atacar también la nervadura principal y lóbulos de las hojas con los mismos síntomas. Cuando la infección aparece en

las hojas las manchas son mucho mayores, los cultivares del Subgrupo “Cavendish” son más infectados que los del Subgrupo “Prata”.

Fruta infectada de Pyricularia grisae.

Según Lara (1970), el primer síntoma que aparece es un punto café oscuro a negro en la piel del banano; aproximadamente 24 horas después, este punto aumenta de tamaño y se convierte en una pequeña hondonada redonda, rodeada de una aureola verde oscuro producto de la acción reciente de las hifas del hongo sobre el tejido. Finalmente de 24 a 36 horas después aparece la lesión madura teniendo un tamaño entre 6 a 7 mm. Esta es oscura, casi negra, hacia su límite externo mientras que hacia adentro y cerca de la concavidad se torna más claro. La concavidad es café oscuro casi negro y húmeda.

Normalmente las lesiones de Pyricularia se producen en las caras externas y lateral de los dedos. Pueden haber casos de una sola lesión en un racimo o hasta varias decenas de lesiones en un solo dedo y centenas en un racimo. En esto últimos casos como las lesiones están muy cerca, al crecer coalescen formando manchas conspicuas de color café oscuro.

Las lesiones de Pyricularia son comúnmente confundidas con aquellas conocidas como diamante o mancha diagonal; la cual es causada por Cercospora hayi asociado con Fusarium spp, debido a que su desarrollo está ligado con las mismas condiciones climáticas y tienen el mismo control (Moreira, 1999).

Control de Antracnosis, Punta de Cigarro y Muñeca Johnson

Maciel (1997), dice que se deben tener ciertos cuidados para evitar la infección de la fruta desde el campo, tales como:

Eliminación periódica de las hojas muertas o senescentes, brácteas y restos florales, que funcionan cono depositario del hongo.

Control de malas hierbas.

Drenajes limpios.

Cubrir el fruto con bolsas de polietileno perforadas.

Hacer limpieza y desinfección de las pilas de lavado en la planta empacadora.

Renovar periódicamente el agua de las pilas de lavado, para evitar el lavado de los frutos en altas concentraciones de inóculo.

Hacer inmersión o pulverización de los frutos con fungicidas como thiabendazole, benomil o tiofanato metílico, en concentraciones que pueden variar de 200 a 400 ppm.

Realizando un buen control cultural es suficiente para detener a estas tres enfermedades y evitar que causen daños económicos de consideración en la producción de bananos. Asimismo, se recomienda minimizar las magulladuras, rápido enfriamiento a 14 ° C (58° F), eficiente sanidad en las instalaciones para el manejo, tratamiento con agua caliente [(Por ejemplo, 5 minutos en agua a 50 °C (120 ° F)], y/o fungicida (tal como tratamiento con imazalil) para el control de pudrición de corona (Kader, 2000).

PUNTO NEGRO, (Speckle) Deightoniella tolurosa

El punto negro producido por Deightoniella no es un problema importante, con excepciones ocasionales, después de períodos con altas y prolongadas precipitaciones, o bien cuando la bolsa de polietileno que cubre la fruta tiene abundantes perforaciones. También tiende a ser severo el ataque de Deightoniella cuando las plantaciones tienen un mal mantenimiento, cuando hay escasez de drenaje y las hojas están muy dañadas. Todas las variedades de bananos y plátanos son afectadas por este hongo; en Jamaica se le llama “swamp spot” (Stover, 1972).

Según Maciel (1997), la infección con este hongo ocurre cuando los frutos están en desarrollo; se caracteriza por diminutas lesiones circulares de color marrón, rodeada por un halo verde oscuro con menos de 2 mm de diámetro (Ver Foto). Dice Meredith (1961), citado por Maciel (1997), que las esporas en presencia de agua colocadas en la superficie de los frutos producen lesiones en 72 horas aproximadamente.

Daño causado por Deightoniella tolurosa en frutos de banano.

El hongo ataca la piel de los dedos jóvenes formando puntos oscuros pequeños con una aureola acuosa. Algunos puntos son apenas visibles, otros pueden llegar a tener 2 y 3 mm de diámetro. Este hongo es un habitante común de los bananales atacando las hojas y el fruto (Lara, 1970). La resistencia al ataque de este hongo aumenta con la edad de la fruta, dedos de 10 a 30 días son más infectados que dedos de 70 a 100 días (Meredith, 1961a; citado por Stover, 1972).

La sanidad vegetal y el embolsado actúan efectivamente para controlar el punto negro sobre la fruta (Lara, 1970). Una práctica eficaz para el combate de Deightoniella es la eliminación de las hojas viejas ya muertas, debido a que las hojas son la mayor fuente de inóculo, principalmente en los días con fuertes lluvias (DA - Information Division, 2000). Factores como pobre drenaje, altas densidades de población, un control inadecuado de malezas ayudan a mantener un ambiente en la plantación favorable para incrementar la incidencia del speckling (Stover, 1972).

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