microorganismos de interés en citología...

Microorganismos de interés en Citología Hematológica

Club Català de Citologia Hematològica

ASOCIACIÓN ESPAÑOLA DE HEMATOLOGÍA Y HEMOTERAPIA

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FUNDACIÓN ESPAÑOLA DE HEMATOLOGÍA Y HEMOTERAPIA

FEHH

Fernández de la Hoz, 61, entreplanta. 28003 Madrid. Tfno.: 91 536 08 14 - Fax: 91 536 06 07. e-mail: [email protected], 21-25, bajos, oficina 1. 08024 Barcelona. Luis Montoto, 95, 2º A. 41018 Sevilla.ISBN: 84-88336-47-0 Depósito Legal:

Reservados todos los derechos. Ninguna parte de esta publicación puede ser reproducida, transmitida en ninguna forma o medio alguno, electrónico o mecánico, incluyendo fotocopias, grabaciones o cualquier sistema de producción, sin la autorización por escrito de los titulares del Copyright.

©Copyright 2005 de los autores y de la Fundación Española de Hematología y Hemoterapia (FEHH).

Miembros del Club

Alonso, Esther

Aventín, Anna

Ayats, Ramón

Cabezudo, Elena

De la Banda, Esmeralda

Domingo-Claros, Alicia

Feliu, Evarist

Fernández, Cristalina

Ferrer, Ana

Florensa, Lourdes

Gallart, Miquel

Irriguible, Dolores

Larriba, Itziar

Merino, Anna

Millá, Fuensanta

Muñoz, Luz

Navarro, Dolores

Navarro, José Tomás

Pérez-Vila, M.ª Encarnación

Romero, Pilar

Rozman, María

Sánchez Morata, Carme

Soto, Rafael

Tuset, Esperanza

Vallespí, Teresa

Woessner, Soledad

IV

V

Índice de Autores

Aguilar, Josep LluísUnidad de Hematopatología. Servicios de Hematología y Anatomía Patológica. IDIBAPS. Hospital Clínic. Barcelona

Alonso, EstherServicio de Hematología. Hospital de Bellvitge. Hospitalet de Llobregat, Barcelona

Ayats, RamónServicio de Hematología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

Bordes, RamónServicio de Patología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

De la Banda, EsmeraldaServicio de Hematología. Hospital de Bellvitge. Hospitalet de Llobregat, Barcelona

Domingo-Claros, AliciaServicio de Hematología. Hospital de Bellvitge. Hospitalet de Llobregat, Barcelona

Ferrer, AnaLaboratori de Citologia Hematològica. Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona

Florensa, LourdesLaboratori de Citologia Hematològica. Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona

Índice de Autores

VI

Gallart, MiquelServicio de Hematologia. Hospital Arnau de Vilanova. Lleida

Irriguible, DoloresServicio de Hematología. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona

Menéndez Jándula, BárbaraServicio de Hematología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

Merino, AnnaServicio de Hemoterapia-Hemostasia. Centre de Diagnòstic Biomédic. Hospital Clínic. Barcelona

Millá, FuensantaLaboratorio de Hematología/Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona

Navarro, José TomásLaboratorio de Hematología/Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona

Pérez-Vila, M.ª EncarnaciónLaboratori de Citologia Hematològica. Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona

Rozman, MaríaUnidad de Hematopatología. Servicios de Hematología y Anatomía Patológica. IDIBAPS. Hospital Clínic. Barcelona

Sánchez, FerrànServicio de Microbiología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

Sánchez Morata, CarmeServicio de Hematología-Citología especial. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona

Woessner, SoledadEscola de Citologia Hematològica Soledad Woessner. IMAS. Hospital del Mar. Barcelona

VII

Prólogo

El incremento de las infecciones parasitarias y fúngicas ob-servado en los últimos años en España es, en buena parte, debido a los grandes movimientos migratorios poblacionales y a la mayor movilidad viajera de la población autóctona hacia zonas endémicas.

Este nuevo escenario social ha obligado a hematólogos y a hemoterapeutas a un reciclaje y una ampliación de los cono-cimientos clínicos, epidemiológicos y de procedimientos diag-nósticos de este problema sanitario emergente. Muchos micro-organismos son detectados con la observación microscópica de la sangre o de los órganos hematopoyéticos. El Club Català de Citologia Hematològica ha querido plasmar su experiencia en este manual que me honro en prologar y cuya finalidad es ofrecer a los interesados en el tema una serie de imágenes y descripciones sucintas de parasitosis de alta prevalencia en diversas áreas geográficas. El estudio morfológico de los di-versos microorganismos es la etapa inicial y obligada en todo proceso taxonómico y debe complementarse con los pertinen-tes estudios serológicos y moleculares. La mayoría de las imá-genes ofrecidas se han obtenido de frotis de sangre periférica o de órganos hematopoyéticos, especialmente de médula ósea. Algunos parásitos tienen una ubicación sanguínea extracelular, en tanto que otros parasitan hematíes, polinucleares o células del sistema mononuclear fagocítico. Se comentan parásitos de interés actual, unos perfectamente conocidos entre nosotros, como los plasmodios o las leishmanias, y por los que existe

preocupación en la actualidad, debido a los casos importados de inmigrantes parasitados o a los de aeropuertos. La leish-mania, pricipalmente la Leishmania infantum, es endémica en muchas áreas de nuestra geografía; sin embargo, hay muchas otras enfermedades que son grandes desconocidos en nues-tro entorno y, por tanto, en ocasiones, no se diagnostican. Un ejemplo de lo anterior podría ser la enfermedad de Chagas o tripanosomiasis americana, enfermedad poco conocida hasta hace pocos años en nuestro país, pero cuya incidencia ha au-mentado, especialmente con la llegada de la inmigración pro-cedente de Latinoamérica.

La creciente frecuencia de hemoparasitosis muy raras y de otras no tan raras obliga a prestarles más atención; éste es el único objetivo del presente manual de bolsillo.

Dra. Soledad WoessnerDirectora de la Escola de Citologia

Hematològica Soledad Woessner. IMAS. Hospital del Mar. Barcelona

Prólogo

VIII

1

BabesiasFuensanta Millá, José Tomás Navarro / Laboratorio de Hematología/

Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona

Organismo

La Babesia es un protozoo in-traeritrocitario que consta de más de 70 especies de tamaño y mor-fología variables.

Epidemiología

La babesiosis humana es una zoonosis transmitida por picadura de diferentes especies de garra-patas, en las que se produce el ciclo sexual. La mayoría de casos son causados por Babesia bovis, B. divergens o B. microti. La in-fección también puede producir-se por una transfusión sanguínea o por transmisión materno-fetal. Las infecciones por Babesia son excepcionales en España. Las principales especies son B. mi-croti en Norteamérica y B. diver-gens en Europa.

Morfología

Las babesias infectan los hema-tíes, que aparecen pleomórficos, pero no están agrandados ni páli-dos. Los organismos miden entre 1 y 5 µm y pueden tener forma de pera, bastón o anillo redondo u ovalado, y cada hematíe puede contener uno o varios parásitos (Fi-guras 1-4). En ocasiones, se pue-de ver una forma característica en tétrada, llamada ‘cruz de Malta’.

Clínica

El periodo de incubación oscila entre 1 y 4 semanas. El paciente puede iniciar la clínica con ma-lestar general, pero después la enfermedad se suele presentar con fiebre, postración, mialgias e ictericia. En la exploración físi-

Babesias

2

ca puede encontrarse hepatoes-plenomegalia, signos de edema pulmonar e insuficiencia renal. Los hallazgos de laboratorio más frecuentes son anemia, leucoci-

tosis, parámetros de hemólisis e insuficiencia renal. El cuadro clíni-co es de gravedad variable. Los casos que aparecen en pacientes inmunodeprimidos (esplenecto-

Figura 1. Hematíe con varias babesias

en forma de anillo. Sangre periféri-

ca. Tinción de May-Grünwald-Giemsa

(sección de campo ampliada).

Figura 2. Hematíes parasitados por

babesias. En uno se observan formas

ovaladas, y en los otros dos, formas

anilladas. Sangre periférica. Tinción

de May-Grünwald-Giemsa (sección de

campo ampliada).

Figura 3. Hematíe parasitado por babe-

sias que se disponen en forma de cruz

de Malta. Sangre periférica. Tinción de

May-Grünwald-Giemsa (sección de cam-

po ampliada).

Figura 4. Hematíes parasitados por dife-

rentes formas de Babesia. Sangre peri-

férica. Tinción de May-Grünwald-Giem-

sa (sección de campo ampliada).

3

mizados o infectados por el VIH) suelen ser más graves.

Métodos diagnósticos

El diagnóstico se basa en la vi-sualización de los parásitos en los hematíes. Para que un caso se diagnostique como Babesia, se de-ben observar varias extensiones de sangre periférica teñidas con tinción panóptica, ya que la mayoría de pa-cientes tienen una parasitemia baja. La forma típica en cruz de Malta no se ve en todos los casos. Se han empleado métodos serológicos, pero se han observado reacciones cruzadas entre especies de Babe-sia y de Plasmodium. En casos de parasitemia baja, la serología acom-pañada de la PCR puede ser muy útil para realizar el diagnóstico.

Diagnóstico diferencial

Fundamentalmente se lleva a cabo con Plasmodium falciparum. En éste se observa un pigmento característico en los anillos, lo que lo diferencia de la Babesia.

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Krause PJ, Persing DH. Babesio-

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F. Millá, J.T. Navarro

5

FilariasDolores Irriguible, Carme Sánchez Morata / Servicio de Hematología-

Citología especial. Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona

Organismo

Las filarias son nematodos fili-formes pertenecientes a la familia Filaroidea, de la cual conocemos 6 géneros parásitos del hombre: Wu-chereria bancrofti, Brugia malayi, Loa loa, Onchocerca volvulus, Di-petalonema perstans y Mansonella ozzardi. Las filarias se presentan como adultos sexuados (macrofila-rias) y como larvas (microfilarias).

Epidemiología

• Vector: moscas y mosquitos de los géneros Chrysops, Culicoi-des y otros.

• Localización: en países tropi-cales y subtropicales (África sub-sahariana).

• Infección: en el momento de la picadura se inoculan las larvas (microfilarias).

El ciclo evolutivo es similar en la W. bancrofti y en la B. malayi. El mosquito pica al hombre e ingiere con la sangre las microfilarias cir-culantes (Mfc). Las Mfc atraviesan la pared gástrica del mosquito y maduran durante 2-3 semanas, aunque pueden permanecer varios meses (L. loa: 10 días), sufriendo varias mudas. Las últimas formas larvarias se dirigen a la trompa del mosquito, de manera que, al volver a picar el mosquito al hombre, la lesión cutánea constituye la puer-ta de entrada de las larvas. Éstas son arrastradas por la pequeña cantidad de linfa que rezuma en este punto. Una vez llegan a los vasos linfáticos, alcanzan el estado

Filarias

6

adulto, aproximadamente 3 meses después de su penetración. Las Mfc aparecen en la sangre un año después de la infección. Solamente la filaria adulta es patógena para el hombre, al producir engrosamien-to del endotelio de los canales lin-fáticos y, como consecuencia, su obstrucción, infección secundaria, fibrosis y calcificación.

Morfología

Las microfilarias son gusanos alargados que miden unos 230-320 µm; son cilíndricos, y sus sistemas genital, excretor y digestivo están formados por conductos tubulares que atraviesan su cuerpo en sen-tido longitudinal. Se distingue una parte cefálica y una cola. En algu-nas especies, la presencia o ausen-

cia de una vaina y de núcleos en el extremo de la cola permiten el diag-nóstico diferencial. Las filarias adul-tas se localizan, por lo general, en el tejido conjuntivo subcutáneo y los vasos linfáticos de diferentes par-tes del organismo. El macho (en la W. bancrofti y en la B. malayi) mide aproximadamente 4 cm de largo, y la hembra, 10 cm, siendo ésta vivípara (expulsa larvas en lugar de huevos, que se denominan microfi-larias) (Figuras 1 y 2 y Tabla 1).

Clínica

• Fiebre, escalofríos, dolor local y prurito.

• Obstrucción de los vasos lin-fáticos: elefantiasis, hidrocele.

• Reacciones alérgicas al pará-sito: eosinofilia pulmonar tropical.

Figuras 1 y 2. Frotis de sangre periférica en los que se observan microfilarias (tin-

ción de May-Grünwald-Giemsa).

D. Irriguible, C. Sánchez Morata

7

• Visión borrosa (eye worm).• Predominio nocturno (W. ban-

crofti), o diurno (L. loa).

Diagnóstico

• Observación directa del pará-sito en fresco.

• Frotis de sangre periférica.• Gota gruesa.• Técnicas de concentración.En la especie O. volvulus, las

microfilarias no pasan al torrente circulatorio, ya que se localizan en la dermis.

La gota gruesa de sangre peri-férica revisada cada 6 horas (día y noche, durante 36-48 horas) permite la detección de las micro-filarias, pero en los casos sugesti-vos de infección por W. bancrofti se recomienda utilizar el test ICT filariasis (ICT fil), que permite de-tectar el antígeno circulante de W. bancrofti en sangre o suero, y es negativo en otras filariasis tro-picales (test más sencillo que la gota gruesa, al obviar las determi-naciones nocturnas).

Es importante no finalizar el exa-men al visualizar un parásito a los

Tabla 1. Características diferenciales de las microfilarias (sólo para las presentes en sangre periférica)

Tipos Tamaño Vaina Extremocefálico

Núcleos delcuerpo

Extremocaudal

W. bancrofti Grande Sí Pequeño Gruesos yseparados

No núcleosPunta aguda

B. malayi Grande Sí Grande Gruesos ysuperpuestos

Dos núcleosPunta roma

L. loa Grande Sí Grande Gruesos y superpuestos

Varios núcleosPunta redonda

D. perstans Pequeño No Grande Medianos ysuperpuestos

Varios núcleosPunta redonda

M. ozzardi Pequeño No Grande Finos yseparados

No núcleosPunta aguda

Filarias

8

pocos minutos de estudio del fro-tis. Por el contrario, se recomien-da insistir en la observación, para descartar dobles parasitaciones, ya que pueden coexistir varias cla-ses de protozoos o helmintos en el mismo paciente, varios géneros o varias especies. En este senti-do, en pacientes procedentes de áreas subtropicales, hemos ob-servado la presencia simultánea de filarias y Plasmodium falcipa-rum, así como de filarias junto con P. malariae y P. falciparum.

Estudios realizados por pedia-tras del Hospital Ramón y Cajal de Madrid cifran en 31,2% los casos positivos de filariasis en niños y adolescentes subsaharianos (con predominio en Guinea Ecuatorial), no siendo infrecuente la coexis-tencia de varios parásitos.

Bibliografía

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Interna, 15ª ed. Ediciones Harcourt,

S.A. Madrid, 2004.

Sandoz. Planches d’Hématologie

Sandoz, deuxième édition.

9

LeishmaniaSoledad Woessner1, Lourdes Florensa2, M.ª Encarnación Pérez-Vila2, Ana Ferrer2 /

1 Escola de Citologia Hematològica Soledad Woessner. IMAS.2 Laboratori de Citologia Hematològica.

Servicio de Patología. Hospital del Mar. Barcelona

Organismo

La leishmania es un protozoo intracelular que pertenece al gé-nero Leishmania. Se trata de un parásito digénico.

En el interior del insecto vector y en cultivo presenta un flagelo (pro-mastigote), careciendo del mismo en las células del sistema mono-nuclear fagocítico (amastigote).

Epidemiología

Su reservorio lo constituyen múltiples vertebrados, especial-mente los perros, y el vector es un insecto (díptero) denominado ‘flebotomo’ o ‘Lutzomyas’.

En nuestro país, las principa-les zonas endémicas de leish-

maniasis visceral o kala-azar se localizan en Cataluña, Murcia y Castilla. Por otra parte, la preva-lencia de leishmaniasis cutánea o botón de Oriente es superior a la visceral.

Morfología

La leishmania tiene una forma ovalada de unos 3 µm de diá-metro, y contiene dos corpúscu-los intensamente teñidos con la tinción de Giemsa; el de mayor tamaño corresponde al trofonú-cleo, y el otro, más pequeño y situado perpendicularmente al primero, es el quinetonúcleo, a partir del cual se desarrollará el flagelo en el cultivo (Figu-ras 1-4). Es negativo a la tinción

Leishmania

10

del PAS, como la mayoría de los parásitos animales, en tan-to que los parásitos vegetales, como los hongos, son positivos a la tinción del PAS. Se deben buscar en el interior de las cé-lulas fagocíticas, especialmente monocitos y macrófagos y oca-sionalmente en los polinucleares (Figuras 1 y 2).

La observación extracelular del parásito se debe al desgarro de las células que lo contenían (Fi-guras 3 y 4).

Se conocen diversas especies de leishmanias, siendo las varie-dades infantum y donovani las responsables de la leishmania-sis visceral o kala-azar, las más frecuentes en la cuenca del Me-diterráneo.

Clínica

Existen tres tipos de enfer-medad clínica: la leishmaniasis visceral o kala-azar, la leishma-niasis cutánea o botón de Orien-te, y la leishmaniasis cutánea o cutáneo-mucosa del Nuevo mundo.

La leishmaniasis visceral o kala-azar, término hindú que significa “fiebre negra”, cursa con la tríada de fiebre alta, es-plenomegalia y leucopenia. Los primeros síntomas aparecen después de un periodo de incu-bación variable, no inferior a 2 meses. Los órganos diana son el bazo, el hígado y la médula ósea. La respuesta humoral pro-duce una elevación de anticuer-

Figura 1. Neutrófilo de sangre perifé-

rica parasitado por varias leishmanias

(tinción de May-Grünwald-Giemsa).

Figura 2. Monocito de sangre periférica

parasitado por varias leishmanias (tin-


S. Woessner, L. Florensa, M.ªE. Pérez-Vila, A. Ferrer

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pos específicos y una hiperga-mmaglobulinemia policlonal. Se precisa una adecuada respuesta de citoquinas de los linfocitos T4 para estimular los macrófagos, así como tóxicos intrafagocíticos para provocar la lisis del parási-to. La expresión clínica en pa-cientes con síndrome de inmu-nodeficiencia adquirida (SIDA) ofrece ciertas peculiaridades, entre ellas, localizaciones atípi-cas (pulmón, aparato digestivo, LCR, etc.). La forma cutánea o botón de Oriente se caracteriza por la presencia de pápulas que tienden a ulcerarse.

Diagnóstico

En el kala-azar el aspirado me-dular, en la mayoría de los casos, detecta fácilmente los parásitos intracelulares, sobre todo en los fagocitos. La forma cutánea re-quiere una biopsia de la zona afectada.

La intradermorreacción de Mon-tenegro revela una zona indurada de más de 5 mm a las 48 horas de la inoculación. Las técnicas serológicas son muy sensibles, pero existen reacciones cruzadas con Plasmodium, Trypanosoma y micobacterias, debido a que

Figura 4. Frotis de médula ósea en el que

se advierten leishmanias dentro de ma-

crófagos y algunas formas extracelulares


Figura 3. Frotis de médula ósea en el

que se observan macrófagos con abun-

dantes leishmanias. Con las flechas se

señalan leishmanias en las que se vi-

sualiza el trofonúcleo y, perpendicular-

mente y más pequeño, el quinetonúcleo


Leishmania

12

comparten antígenos de super-ficie. Se dispone de antígenos recombinantes específicos de es-pecie. Recuérdese que más del 40% de los pacientes con SIDA no producen anticuerpos, a pesar de tener parásitos en la médula ósea y, excepcionalmente, en los polinucleares de la sangre. Si se cultiva sangre medular en un me-dio específico (agar-sangre, co-nocido como medio NNN –Novy, Nicolle y McNeal–), se desarrollan los promastigotes (formas flage-ladas), al cabo de poco más de 1 semana, en el 70% de los pa-cientes. Los amastigotes de las distintas especies de leishmania son indistinguibles entre sí y, dado que el pronóstico de la infestación es distinto, conviene identificar las especies mediante técnicas de PCR, isoenzimas, sondas de ADN, etc.


Desde el punto de vista mor-fológico, se debe establecer con

otros tipos de parásitos, espe-cialmente de levaduras. Siem-pre debemos visualizar bien el trofonúcleo y el quinetonúcleo. Raramente, se pueden confundir con el Penicillium marneffei y el Histoplasma capsulatum cuando la cápsula no se aprecia correcta-mente. Las leishmanias tampoco deben confundirse con plaque-tas, cuya forma y tamaño puede ser similar.

Bibliografía

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tológico. Acción Médica. Madrid,

2000.

13

PaludismoMiquel Gallart / Servicio de Hematologia. Hospital Arnau de Vilanova. Lleida

Organismo

El Plasmodium es un parásito intraeritrocitario del género Api-complexa, del que tan sólo cuatro especies (falciparum, vivax, ovale y malariae) infectan a los humanos.

Epidemiología

Se estiman unos 300-500 millo-nes de nuevas infecciones y que causan entre 1,5 y 2,7 millones de muertes anuales. La transmi-sión depende de la presencia y abundancia de un vector mosqui-to Anopheles hembra eficaz y de un reservorio humano infectable, dependiendo del nivel de lluvia, no siendo posible fuera del ran-go de 16-33 ºC o por encima de 2.000 m de altitud. Es una enfer-medad típica de las zonas tropi-

cales. En el África subsahariana se dan la mitad de los casos y el 90% de las muertes.

El ciclo biológico del parási-to pasa por dos fases muy dife-renciadas: una de multiplicación asexuada en el hombre, y otra, sexuada, en el mosquito. Con la picadura del mosquito se inyec-tan unos 20-200 esporozoítos que circulan por la sangre du-rante unos 30 minutos hasta que algunos de ellos llegan al hígado. Una vez allí, invaden los hepato-citos y comienza la multiplicación por fisión binaria (esquizogonia exoeritrocítica o hepática) hasta que se producen unos 10.000-30.000 merozoítos, que se liberan a la circulación sanguínea a los 6-7 días en el caso de P. falciparum, llegando a tardar hasta 30 días en las otras especies. En el caso de P. vivax y P. ovale, una proporción

Paludismo

14

de los esporozoítos iniciales que invadieron los hepatocitos no se multiplican inmediatamente, sino que entran en una fase de letargo (hipnozoítos), para reproducirse tiempo después y de forma perió-dica, dando lugar a las recidivas típicas de estas especies.

Los merozoítos liberados a la sangre invaden los hematíes y comienza la segunda división asexuada (esquizogonia eritrocíti-ca). Después de 30-40 horas de crecimiento parasitario en la san-gre, el trofozoíto se transforma en esquizonte, que contiene un nú-mero determinado de merozoítos, característicos de cada especie: 12-30 en P. falciparum, 12-24 en P. vivax, 4-12 en P. ovale y 6-12 en P. malariae. El parásito maduro rompe el hematíe y libera los me-rozoítos a la sangre. Este proceso se repite de forma cíclica, cada 48 horas en P. falciparum, P. vivax y P. ovale (malarias tercianas), y cada 72 horas en P. malariae (ma-laria cuartana). La multiplicación es rápida y exponencial, y en el caso del P. falciparum puede alcanzar parasitemias > 30%, lo que deriva en la muerte del huésped.

Cuando el ciclo de esquizogonia eritrocítica se ha repetido varias veces, y al cabo de más de 15

días de la picadura, un 10% de los merozoítos se transforman en ga-metocitos femeninos y masculinos (macro- y microgametos), que son ingeridos por el mosquito con una nueva picadura, dando comien-zo la multiplicación sexuada en el seno del vector (Figura 1).

Morfología

Ver Tabla 1 y Figuras 2 y 3.

Clínica

• Consideraciones previas: se debe sospechar malaria ante todo cuadro febril, especialmente du-rante los 2-3 primeros meses des-pués de un viaje a zona palúdica. La aparición de complicaciones está muy relacionada con la demo-ra en la instauración del tratamien-to. Cuando fracasa la profilaxis, se alargan los periodos de incubación, se modifica la clínica y se hace más difícil el diagnóstico por parte del laboratorio.

• Signos y síntomas: fiebre (98-99%), escalofríos (76-81%), cefalea (67-73%), sudoración (60-67%), mialgias, tos, náuseas, vómitos, diarrea y dolor abdominal.

M. Gallart

15

• Exploración: esplenomegalia (23-29%), hepatomegalia, palidez muco-cutánea e ictericia.

• Analítica: anemia, leucope-nia, trombopenia, aumento de bilirrubina y aumento de transa-minasas.

• Criterios de gravedad en los casos de malaria complicada: postración, alteración del nivel de conciencia, coma, anemia severa (Hb < 5 g/l), fracaso renal (diuresis < 12 ml/h), edema agudo de pul-món, distrés respiratorio, hipoglu-

Figura 1. Ciclo vital del Plasmodium spp. Fuente: adaptado y redibujado de

NCDC.

Paludismo

16

cemia, shock, coagulación intra-vascular diseminada, hemorragias, convulsiones repetidas (> 2 conv./

día), acidosis, hemoglobinuria, parasitemia (> 4% en no inmune; > 20% en semi-inmune).

Tabla 1. Características morfológicas de los parásitos palúdicos en frotis finos de sangre periférica

P. falciparum P. vivax P. ovale P. malariaeGlóbulo rojo infectado

• Tamaño normal

• Manchas de Mauer

• Tamaño aumentado

• Puntos de Schüffner

• Tamaño aumentado

• Puntos de Schüffner

• Tamaño normal o más pequeño

Trofozoíto precoz (fase de anillo)

• Pequeño y delicado

• A menudo 2 o más anillos por eritrocito

• Formas adheridas frecuentes

• Bastante grande

• Puede haber 2 anillos por eritrocito

• Compacto• Raramente

2 anillos por eritrocito

• Compacto• Raramente

2 anillos por eritrocito

Trofozoíto tardío

• Tamaño moderado

• Generalmente compacto

• Pigmento en gránulos

• Grande. Ameboide

• Pigmento en forma de bastones finos

• Pequeño. No ameboide

• Pigmento granuloso

• Pequeño. Compacto

• En forma de banda


Esquizonte maduro

• Raro en S.P.• 8-26

merozoítos• Masa única

pigmento

• Grande• 12-24

merozoítos• Pigmento

coalescente

• Más pequeño• 6-12

merozoítos• Pigmento más

oscuro

• Pequeño• 6-12

merozoítos (forma de margarita)


Gametocitos • En forma semilunar

• Núcleo único

• Esféricos. Compactos

• Núcleo único• Pigmento

difuso y granuloso

• Más pequeños • Pequeños• No muy

numerosos• No puntos

de Schüffner

M. Gallart

17

Figura 2. Aspecto morfológico en un

frotis de sangre periférica de formas

asexuadas del P. falciparum. Cedida por

las doctoras S. Woessner y L. Florensa.

Figura 3. Diversos aspectos morfológi-

cos en un frotis de sangre periférica de

las formas sexuadas y asexuadas de

diversos tipos de parásitos palúdicos:

a) gametocito de P. falciparum; b) forma

anular de P. vivax; c) formas regulares,

compactas y pigmentadas de un P. vivax;

y d) de un P. malariae (tinción de May-

Grünwald-Giemsa). Cedida por las doc-

toras S. Woessner y L. Florensa.


1. Recolección de la muestra de sangre periférica: se reco-mienda la punción directa del pul-pejo del dedo o el uso de EDTA como anticoagulante. El uso de heparina como anticoagulante puede conducir a distorsiones morfológicas.

2. Examen de la sangre peri-férica: la gota gruesa es el patrón oro para la detección de parásitos. El frotis convencional de sangre periférica es el patrón oro para la identificación de la especie. La posibilidad de infecciones mixtas debe tenerse en cuenta.

3. Métodos diagnósticos al-ternativos:

Paludismo

18

Tabla 2. Técnicas diagnósticas: ventajas e inconvenientes

Tipo de técnica Ventajas Inconvenientes

Gota gruesa • Tinción • Fácil realización• Poco coste• Cuantitativa

• Personal experto• No detección para-

sitemias muy bajas• Difícil detección

parasitemias mixtas

Frotis • Tinción • Fácil realización• Poco coste• Cuantitativa• Diferenciación

de especies

• Personal experto• No detección para-

sitemias muy bajas• Difícil detección

parasitemias mixtas

QBC (quantitative buffy coat)

• Centrifugación y tinción con naranja de acridina

• Fácil realización• No necesita

personal especializado

• Equipo adecuado• Sangre fresca• No diferenciación

de especies

• Detección de HRP-2 parasitaria

• Detección de LDH parasitaria

• Inmunocro-matografía (normalmente P. falciparum contra el resto)

• Fácil realización• No necesita

personal especializado

• Baja sensibilidad con bajas parasitemias

• No cuantitativa• Persiste positividad

varios días post-tratamiento

PCR • Detección genómica por PCR múltiple

• Detección de pa-rasitemias bajas e infecciones mixtas

• Útil para control de tratamiento

• Equipo adecuado• Personal

especializado

Métodos serológicos • Serología • Útil en la investigación de malaria transfusional y estudios epidemiológicos

• No identifica especies por reacción cruzada

• Los anticuerpos pueden estar ausen-tes en fase aguda

• Su presencia puede reflejar más infección pasada que reciente

Alarmas en algunos hemocitómetros

• Hemocitometría • Útil como screening • Hay que confirmar con otros métodos

M. Gallart

19

• Tinción con naranja de acridi-na: requiere microscopía de fluo-rescencia.

• PCR: procedimientos caros y largos. Es cuantitativo y detecta parasitemias mixtas.

• Sistemas de detección anti-génica: no son cuantitativos. Hay básicamente dos: a) detección de la proteína 2 rica en histidina (HRP-2) del P. falciparum; y b) tests que usan anticuerpo mo-noclonal para capturar LDH del parásito. Distinguen P. falciparum del resto. Ambos tests tienen baja sensibilidad con parasitemias ba-jas (< 50-100/mm3).

4. Serología: no es un méto-do útil para identificar especies, a causa de la reacción cruzada entre las 4 especies, ni en el diag-nóstico clínico, ya que los anti-cuerpos pueden estar ausentes en la fase aguda y su presencia puede reflejar una infección previa en vez de reciente.

5. Interpretación y transmi-sión de resultados: la cuantifi-cación de la parasitemia es útil, ya que los pacientes con altos

niveles de parasitemia (> 3-5%) requieren terapia intensiva.

Ver Tabla 2.


Debe realizarse con otros pa-rásitos de sangre periférica, bási-camente las babesias:

• Por su morfología: es impor-tante buscar la tétrada diagnósti-ca (cruz de Malta).

• Con otras técnicas, como tests serológicos, inoculación en hámsters y PCR, entre otras.

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21

TripanosomasCarme Sánchez Morata / Servicio de Hematologia-Citologia especial.

Hospital Universitario Vall d’Hebron. Barcelona

Organismo

El Trypanosoma es un protozoario de la clase flagelado, del que exis-ten cuatro formas: T. rhodesiense en África Oriental, T. gambiense en África Occidental (ambos causan-tes de la enfermedad del sueño), T. cruzi en America Central y del Sur (causante de la enfermedad de Chagas) y T. rangeli (no patógeno).

T. africana: enfermedad del sueño

Epidemiología

• Vector: a) mosca Glossina palpalis, para el T. gambiense;

b) mosca Glossina morsitans, para el T. rhodesiense.

Estas moscas comúnmente se denominan ‘tsé-tsé’.

• Infección: por picadura de la mosca, a través de la saliva.

Morfología

Flagelado con cuerpo fusiforme y un núcleo central del que parte un flagelo que se prolonga a lo largo del cuerpo, formando una membrana ondulante que se in-serta en la extremidad posterior, costituyendo el quinetoplasto. En vivo se puede observar en movi-miento, y cuando se tiñe se obser-va el núcleo y el quinetoplasto.

Tripanosomas

22

Clínica

• Fase de chancro: en el lugar de la inoculación del Trypanosoma se produce una reacción primaria que consiste en la formación de un nódulo subcutáneo que más tarde se convierte en chancro. Esta reacción primaria se resuelve en 2-3 semanas.

• Fase hematolinfática: en el caso del T. gambiense aparecen adenopatías laterocervicales y suboccipitales (signo de Winter-bottom).

• Fase meningoencefalítica: las primeras manifestaciones clí-nicas, debidas al compromiso del SNC, son fiebre, cefalea, somno-lencia diurna, cambios psicológi-cos, temblores, e incluso coma. El T. rhodesiense presenta un curso fatal en pocos meses, mientras que el T. gambiense presenta un curso crónico.

Diagnóstico

Observación del microorganis-mo en:

• Sangre periférica (en fresco, extensión y gota gruesa).

• Aspirado ganglionar. • LCR (aumento de IgM).


Debe realizarse con el T. cruzi.

T. americana: enfermedad de Chagas

Epidemiología

• Vector: insecto reduvideo, gé-nero Triatoma (chinche, vinchuca).

• Infección: las heces del in-secto contactan con la herida causada por la picadura; de aquí pasan al torrente sanguíneo, y de éste al miocardio.

• Reservorio: armadillos, pe-rros, gatos, cerdos, etc.

Morfología

Flagelado con un gran cineto-plasto bien visible, adoptando for-ma de C o S.

También pueden observarse amastigotas.

Clínica

• Fase aguda: linfangitis y ede-ma local (chagoma). Si la puerta de entrada es la conjuntiva, ede-

C. Sánchez Morata

23

ma palpebral y conjuntivitis (signo de Romaña). En algunos casos, fiebre, malestar general y hepa-toesplenomegalia.

• Fase crónica: miocardiopatía.

Diagnóstico

• Observación en sangre periféri-ca (Figuras 1 y 2) (frotis-gota grue-sa-concentración por centrifugado).

• Técnicas de hemaglutinación y detección de anticuerpos por fluorescencia.


Debe realizarse con el T. rhode-siense y el T. gambiense. El T. cruzi presenta un flagelo más largo y el quinetoplasto más evidente.

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Figuras 1 y 2. Frotis de sangre periférica en los que se observa T. gambiense (tin-


25

Histoplasma capsulatumMaría Rozman, Josep Lluís Aguilar /

Unidad de Hematopatología. Servicios de Hematología y Anatomía Patológica.IDIBAPS. Hospital Clínic. Barcelona

Organismo

El Histoplasma capsulatum es un hongo dimórfico de distribu-ción mundial.

Epidemiología

Predomina en áreas templadas o tropicales húmedas de América, especialmente en los valles de los ríos Mississippi y Ohio, en Améri-ca Central y en algunos países de América del Sur. La infección se adquiere por inhalación de esporas del hongo, que se encuentran en suelos ricos en materia orgánica, sobre todo en cuevas donde habi-tan murciélagos y pájaros1,2.

Su prevalencia se ha incremen-tado desde la aparición del SIDA, afectando al 5% de los enfermos VIH positivos en las zonas endé-

micas. Por contra, es muy poco frecuente en enfermos sometidos a trasplante de médula ósea o de órganos sólidos, incluso en di-chas zonas3.

Morfología

Levadura ovalada o esférica unibrotante de pequeño diámetro (3-5 mm), en el interior de macró-fagos o células gigantes. La colo-ración de Giemsa no tiñe la pared celular, apareciendo un halo claro que se confunde con una cápsula, de la que carece por completo.

En tejidos, se constituye un granuloma epitelioide con células gigantes, necrosis central y fibro-sis periférica. En pacientes con deficiencia en su inmunidad celu-lar no se produce dicho granulo-

Histoplasma capsulatum

26

ma, lo que favorece que la infec-ción se disemine1,4.

Clínica

Las infecciones suelen ser asin-tomáticas o leves, aunque existen formas graves en pacientes inmu-nodeprimidos y ancianos.

La infección pulmonar aguda, pulmonar crónica e histoplasmosis sistémica son las manifestaciones más características, pero puede presentarse en formas atípicas como artritis, pericarditis, diarrea, etc., o como fiebre sin foco.

En pacientes VIH positivos se presenta como un cuadro subagudo de tos, disnea, fiebre y pérdida de peso, con adenopatías y hepatoesplenomegalia. Puede cursar con meningoencefalitis, afección gastrointestinal o cutá-nea, y su frecuencia aumenta en relación con los niveles bajos de CD41,2.


1. Observación microscópica de extensiones o secciones histoló-gicas teñidas con Giemsa, PAS

Tabla 1. Sensibilidad (%) de cada técnica para la histoplasmosis diseminada

(Fuente: adaptada de Wheat5)

No inmunodeprimidos Inmunodeprimidos SIDA

Citohistología 40-61 57-64 41-63

Serología 85-100 82 67-70

• Inmunodifusión 71-100 57-77 58-60

• Fijación del complemento

85-97 60-79 60-70

Cultivo 86-90 82-89 85-90

Detección de antígenos (orina y/o suero)

82 82 95

• Orina 80 82 95

• Suero 67 60 86

M. Rozman, J.L. Aguilar

27

o Gomori, en las que se aprecian levaduras intracelulares caracte-rísticas (Figuras 1-4).

2. Cultivo: sangre, médula ósea u otros tejidos. Verificar el dimor-fismo térmico del hongo (Figu-ras 5 y 6).

3. Detección de antigenemia y antigenuria.

4. Serología: inmunodifusión (ID) y fijación del complemento (FC). La ID es más sencilla y especí-fica, pero menos sensible que la FC.

Figuras 1-4. Se observan levaduras intramacrofágicas. Médula ósea (tinción de

May-Grünwald-Giemsa).

Histoplasma capsulatum

28

5. Detección de ADN específico del hongo por PCR. Rápido, pero debe ser confirmado me-diante cultivo6.

6. Intradermorreacción con histo-plasmina: sólo es útil cuando se demuestra un viraje2.La sensibilidad de cada técnica

varía según el tipo de huésped y de infección (Tabla 1)5.


La infección pulmonar crónica es similar a la tuberculosis pulmonar, observándose en varones adultos con EPOC.

En pacientes con SIDA, debe establecerse con otras infecciones oportunistas, como neumonía por pneumocistis, tuberculosis miliar u otras micosis1.

Morfológicamente puede con-fundirse con: Candida glabrata, Cryptococcus neoformans, Blas-tomyces dermatitidis, Toxoplasma gondii, Leishmania, Pneumocystis carinii y artefactos4.

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1. Torres Rodríguez JM.ª. Histoplasmo-

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Interna, 15ª ed. Ediciones Harcourt

Figura 5. Colonia sembrada en agar

patata (agar que se usa para la identifi-

cación) e incubada a 30 ºC, por lo que

se desarrolla la fase micelial de este

hongo dimórfico. Fuente: cortesía del

Dr. J. Puig de la Bellacasa.

Figura 6. Misma colonia de Figura 5, pero

incubada a 37 ºC en agar sangre. A esta

temperatura muestra la fase levadurifor-

me (semejante a la que se observa en las

tinciones de la muestra clínica). Fuente:

cortesía del Dr. J. Puig de la Bellacasa.

M. Rozman, J.L. Aguilar

29

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31

RhodotorulaJosé Tomás Navarro, Fuensanta Millá / Laboratorio de Hematología/

Citogenética. Hospital Germans Trias i Pujol. Badalona, Barcelona

Organismo

La Rhodotorula spp. es un gru-po de levaduras.

Epidemiología

La Rhodotorula spp. puede con-taminar la piel, la orina y las heces. Se puede aislar en algunos lugares del ambiente, tales como las cor-tinas de ducha o los cepillos den-tales. También se ha aislado de algunos alimentos, como los pro-ductos lácteos. La R. rubra y algu-nas otras especies se han aislado en pacientes en situaciones termi-nales, así como en enfermos con leucemia o post-trasplantados.

Morfología

Suelen presentarse como pe-queñas formaciones redondea-

das u ovaladas, rodeadas por una cápsula, que se suelen localizar en el interior de los macrófagos. Son positivos con la tinción de Gram. En raras ocasiones forman micelios (Figuras 1-4).

Clínica

En algunas ocasiones, se han referido como causa de septice-mia, meningitis, peritonitis asocia-da a diálisis peritoneal y sepsis en relación con catéteres centrales. Lo más frecuente es la fungemia debida a catéteres contaminados, contaminación de productos o de máquinas de diálisis. Los pacien-tes pueden presentar síntomas y signos de shock séptico, y la clí-nica suele remitir al retirar la fuente de contaminación; sin embargo, algunos casos pueden requerir tratamiento con anfotericina B.

Rhodotorula

32


El diagnóstico se basa en las características del microorganis-mo y en su aislamiento en cultivos especiales. Las principales carac-terísticas del género Rhodotorula son la presencia de pigmentos carotenoides, la imposibilidad de

asimilar inositol, la ausencia, casi siempre, de formación de micelios y la falta de fermentación.


Se debe realizar fundamentalmen-te con Cryptococcus spp., ya que

Figura 1. Médula ósea. Tinción de

May-Grünwald-Giemsa (sección de cam-

po ampliada).


May-Grünwald-Giemsa (sección de

campo ampliada).



campo ampliada).



campo ampliada).

J.T. Navarro, F. Millá

33

ambos tienen una morfología simi-lar: se muestran como levaduras re-dondeadas u ovales encapsuladas, producen ureasa y no fermentan los carbohidratos. Rhodotorula spp. se diferencia de Cryptococcus en que no puede asimilar el inositol, así como en la presencia de pigmento carotenoide. También se debe rea-lizar el diagnóstico diferencial con Hystoplasma capsulatum.

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Cryptococcus neoformansRamón Ayats1, Bárbara Menéndez Jándula1, Ferràn Sánchez2, Ramón Bordes3 /

Servicios de 1 Hematología, 2 Microbiología y 3 Patología. Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Universitat Autònoma. Barcelona

Organismo

El Cryptococcus neoformans es un hongo levaduriforme. Se des-criben tres variedades del mismo (neoformans, gattii y grubii) y 4 se-rotipos (A-D).

Epidemiología

La variedad neoformans, seroti-po D, se halla muy diseminada en el suelo y en excrementos de aves; la variedad gattii, serotipos B y C, es más frecuente en zonas subtro-picales y está relacionada con los eucaliptos. En Europa existe una mayor prevalencia del serotipo D, mientras que en EE UU existe un predominio del serotipo A.

La puerta de entrada de la infec-ción es la vía pulmonar, por inhala-

ción, con formación a este nivel de un complejo primario, similar al de la TBC, habitualmente asintomáti-co. A partir del pulmón se disemi-na vía hematógena, de forma pri-mordial a SNC, médula ósea, piel, próstata, ojos, corazón y riñón.

Se han descrito casos esporádi-cos de contaminación a través de trasplante de órganos infectados y por inoculación directa cutánea en cuidadores de palomas.

Habitualmente se presenta en pacientes con cuadro de inmuno-deficiencia celular; un 80-90% de los casos aparecen en pacientes con SIDA, sobre todo cuando el nivel de linfocitos CD4+ es inferior a 200/µl (incidencia del 7-9%). La afectación de médula ósea es rara, inferior al 1%.

Otros factores predisponentes a la infección son el tratamiento con

Cryptococcus neoformans

36

corticoides y ciertas enfermeda-des, como leucemias, linfomas y sarcoidosis.

Morfología

Corresponde a un hongo re-dondo de tamaño de 5 a 10 µm, con una cápsula de polisacáridos habitualmente grande, que puede

contener uno o varios hongos en su interior. De forma característica no presenta pseudohifas. La re-producción es por gemación.

Clínica

• El cuadro de meningoencefa-litis es la forma más habitual de pre-sentación (70-90% de casos), con

Figura 1. Frotis de médula ósea. Grumo

con abundantes criptococos (tinción

de May-Grünwald-Giemsa).

Figura 2. Frotis de médula ósea. Ma-

crófagos con abundantes criptococos


Figura 3. Frotis de médula ósea. Célu-

las gigantes con criptococos (tinción

de May-Grünwald-Giemsa).

Figura 4. Biopsia ósea: pseudogranulo-

ma con células gigantes con criptoco-

cos (tinción de hematoxilina-eosina).

R. Ayats, B. Menéndez Jándula, F. Sánchez, R. Bordes

37

clínica de cefaleas, náuseas, inesta-bilidad, irritabilidad y visión borrosa. Se han descrito cuadros de demen-cia o de parálisis de pares craneales, característicamente asimétrica.

Por punción lumbar se obtiene, normalmente, un LCR con un ni-vel de glucosa bajo, proteínas ele-vadas y una cierta pleocitosis de tipo linfoide. La tinción con tinta

china sobre este material fresco permite realizar el diagnóstico.

• La afectación pulmonar ini-cial constituye el denominado complejo primario; habitualmente es único, de localización periféri-ca y con una densidad radiológi-ca aumentada y clínicamente es asintomático. En etapas evoluti-vas posteriores, puede dar lugar

Figura 5. Biopsia ósea: células gigan-

tes con múltiples criptococos (tinción

de plata metenamina o de Gomori).

Figura 6. Biopsia ósea: aislados criptoco-

cos (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

Figura 7. Biopsia ósea: abundantes

criptococos (tinción de Gomori).

Figura 8. Líquido cefalorraquídeo: ima-

gen del hongo y su cápsula (en negati-

vo) observada mediante la preparación

de tinta china sobre material fresco.

Cryptococcus neoformans

38

a una diseminación miliar, con fie-bre, dolor torácico, tos, hemopti-sis y cuadro tóxico general.

• La afectación de médula ósea cursa habitualmente con cito-penias. Puede observarse la for-mación de pseudogranulomas con células gigantes o una disemina-ción sin reacción del huésped. Para su estudio se recomienda realizar un aspirado medular junto con una biopsia ósea. Sobre ambas mues-tras se podrán realizar tinciones es-peciales para su identificación.

• La afectación cutánea se pre-senta en un 10% de los casos. Las lesiones pueden ser muy polimor-fas, de tipo acneiforme o con pápu-las que pueden ulcerarse. Asimis-mo, se han observado casos que remedan al molusco contagioso.

• Se han descrito otras formas menos frecuentes, como prosta-titis, hepatitis, pericarditis, endolf-talmitis (neuritis óptica) y absce-sos renales.

Diagnóstico

Se debe sospechar su existencia ante un cuadro clínico de fiebre y cefalea en un paciente inmunode-ficiente. Existen diversos métodos para realizar el diagnóstico:

• La caracterización morfoló-gica presenta una sensibilidad del 50%, a realizar por visión directa del hongo a partir de diversos fluidos, gracias a su cápsula y a la ausencia de hifas. Mediante la preparación de la tinta china se

Figura 9. Líquido cefalorraquídeo (tinción

de plata metenamina o de Gomori).

Figura 10. Líquido cefalorraquídeo (ci-

tocentrifugación): células mononuclea-

das con criptococos intracelulares (tin-


R. Ayats, B. Menéndez Jándula, F. Sánchez, R. Bordes

39

consigue visualizar su imagen en negativo e intuir la presencia de la cápsula y el/los hongo/s en su in-terior. La tinción fluorescente con calcoflúor permitirá que no pasen desapercibidas tasas bajas de infección. Las tinciones de PAS y de plata metenamina (Gomori) pueden ayudar a su identificación (Figuras 1-10).

En los tejidos podemos obser-var directamente los hongos con o sin la reacción granulomatosa del huésped.

El cultivo, realizado a 37 °C, pre-senta una sensibilidad del 75%.

• La caracterización bioquími-ca se realiza por ser un hongo no fermentador, capaz de hidrolizar el almidón, y por su producción de ureasa. Es característica la forma-ción de colonias negras en el culti-vo con extractos de semillas de al-piste o girasol, por su producción de fenol-oxidasa.

• Los tests serológicos presen-tan una sensibilidad del 95%. Se trata de tests comerciales de aglu-tinación de látex, que detectan antígeno capsular en suero o LCR. Una titulación superior al 1/8 es al-tamente sugestiva de infección.

• Mediante biología molecular podemos caracterizar e identificar el ADN del hongo.

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41

BorreliasAnna Merino / Servicio de Hemoterapia-Hemostasia.

Centre de Diagnòstic Biomédic. Hospital Clínic. Barcelona

Organismo

Las fiebres recurrentes y la bo-rreliosis de Lyme constituyen un grupo de enfermedades causa-das por espiroquetas del género Borrelia, que difieren principal-mente en los distintos tipos de ar-trópodos que utilizan como reser-vorio y vector. Las borrelias son bacterias Gram-negativas helicoi-dales (4-30 espirales), microaero-fílicas y que se reproducen por fu-sión binaria en un tiempo de entre 30 y 48 horas.

Epidemiología

La fiebre recurrente se circuns-cribe a determinadas zonas de África, Asia y América. Las epide-mias se deben a condiciones de

pobreza extrema o a catástrofes socioambientales (en Europa se produjeron coincidiendo con las 2 guerras mundiales, y en Asia, con las guerras de Corea y Vietnam). La B. recurrentis es responsable de las fiebres recurrentes epidémi-cas y se encuentra en la endolinfa del piojo (vector). La transmisión al hombre es secundaria al aplasta-miento del vector con el rascado. Las fiebres recurrentes endémi-cas se transmiten por la picadura de varias especies de garrapatas del género Omithodoros y el re-servorio son las ratas y anima-les de campo. La borreliosis de Lyme se debe a la infección por B. burgdorferi (y otras genoespe-cies), transmitida por garrapatas del género Ixodes y que parasitan en diversos mamíferos y pájaros. Su incidencia en EE UU y en algu-

Borrelias

42

nos países europeos ha aumenta-do en los últimos años.

Morfología

Las espiroquetas muestran una longitud variable dependien-do de las especies y géneros (5-520 µm). Constan de un cilindro protoplásmico y de una mem-brana celular externa. Asimismo, muestran unos flagelos periplás-

micos situados externamente a la pared celular, que atraviesan toda la bacteria en sentido longitudinal y que le confieren una movilidad especial (Figura 1).

Clínica

Después de su inoculación, las espiroquetas alcanzan la sangre y se produce el episodio febril. Cuando el organismo genera la producción de anticuerpos frente a la proteína variable de mem-brana, las espiroquetas desapa-recen de la circulación general y remite la fiebre. Sin embargo, transcurridos entre 7 y 10 días, se producen nuevas variantes de este tipo de microorganismos y la fiebre aparece de nuevo. La infección por B. recurrentis sue-le asociarse a una única recaída febril y suelen observarse hemo-rragias (petequias, epistaxis, he-moptisis, hematemesis) y afecta-ción hepática.

En la fiebre recurrente transmi-tida por garrapatas los episodios febriles son cada vez más cortos y menos intensos. Los escalo-fríos y fiebre elevada suelen aso-ciarse a cefalea, vómitos, mialgia y fotofobia.

Figura 1. B. burgdorferi en el espacio in-

tercelular de un frotis sanguíneo (tinción

de May-Grünwald-Giemsa). Cedida por

las doctoras S. Woessner y L. Florensa.

A. Merino

43

La borreliosis de Lyme es una enfermedad multisistémica, con manifestaciones dermatológicas, reumáticas, neurológicas y car-diacas, y cuya característica prin-cipal es una lesión cutánea deno-minada ‘eritema migratorio’.


Las espiroquetas se observan en las extensiones de sangre periférica, a nivel extracelular, en un 70% de los casos, y se iden-tifican mediante la tinción con May-Grünwald-Giemsa. Durante la crisis febril suele observarse leucopenia, trombocitopenia y al-

teraciones de las pruebas hepáti-cas. El diagnóstico microbiológico se determina utilizando técnicas serológicas, aunque su valor es limitado debido a la variación an-tigénica. El diagnóstico diferencial se realiza con la malaria.

Bibliografía

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45

Mycobacterium avium-intracellulare (MAI)Esther Alonso, Esmeralda de la Banda, Alicia Domingo-Claros /

Servicio de Hematología. Hospital de Bellvitge.Hospitalet de Llobregat, Barcelona

Organismo

Las micobacterias que no co-rresponden al bacilo tuberculoso se empezaron a conocer como agentes infecciosos para el hom-bre a partir de los años 50 del siglo pasado. Hay muchas es-pecies diferentes y se engloban en el término Mycobacterium avium complex, o Mycobacterium avium-intracellulare (MAI), ya que no siempre es fácil diferenciarlas (se distinguen por su pigmenta-ción inducida por la luz).

Epidemiología

Esta bacteria está ampliamente distribuida en la naturaleza, sobre

todo en la tierra y el agua, y qui-zás en los animales como reser-vorio para infectar a los hombres. La transmisión de persona a per-sona es rara. Está muy extendida en la mayoría de países. Es una especie menos virulenta que el bacilo tuberculoso, siendo estos organismos más patógenos en enfermos inmunodeprimidos.

Morfología

El MAI es un bacilo corto, en forma de cinta fina, que se locali-za en el citoplasma de histiocitos o células epitelioides. Con la tin-ción de May-Grünwald-Giemsa (MGG) toma una coloración blan-co-grisácea.

Mycobacterium avium-intracellulare (MAI)

46

Clínica

La principal infección locali-zada es la pulmonar, de cuadro clínico muy similar a la tubercu-losis pulmonar. También se ha descrito la infección de piel, hue-sos (como en la enfermedad de Pott), ganglio cervical en niños, genitourinaria, meningitis, úlce-ras gastrointestinales, paniculitis, pericarditis, etc.

La infección diseminada está habitualmente asociada a SIDA (Figuras 1 y 2) (10-30% de casos pre mortem y 50% hallazgos en la autopsia). Cursa con fiebre, pérdi-da de peso y citopenias, y la clínica específica depende de los órganos afectados. La presencia de hepa-toesplenomegalia y grandes ade-

nopatías intraabdominales es muy sugestiva de infección por MAI.

Diagnóstico

El diagnóstico de la infección diseminada se basa en el aisla-miento del organismo en cultivos de sangre, médula ósea o hígado. La presencia en improntas o aspi-rados de tejidos de histiocitos o células epitelioides con bacilos in-tracelulares es muy sugestiva de infección por MAI.


El MAI es un bacilo corto con forma de cinta fina que se localiza

Figuras 1 y 2. Frotis medular con histiocitos repletos de micobacterias avium de

un paciente afecto de SIDA cuyo citoplasma ofrece un aspecto parecido al de una

célula de Gaucher (tinción de May-Grünwald-Giemsa).

E. Alonso, E. de la Banda, A. Domingo-Claros

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en el citoplasma de los histiocitos y que se tiñe de blanco grisáceo con MGG. Para demostrar que se trata de una micobacteria, se tiñe con Ziehl-Neelsen, con lo cual ad-quiere una tonalidad rojiza (Figu-ras 3 y 4).

El diagnóstico diferencial debe realizarse con otras células pseu-do-Gaucher, y se distingue de és-tas con la tinción de Ziehl-Neelsen. En el ganglio, forman el llamado mycobacterial pseudotumor, que se debe distinguir del sarcoma de Kaposi. Los histiocitos del pseu-dotumor son CD68+ y S-100+,

mientras que el sarcoma de Kapo-si es negativo para estos marca-dores y expresa CD31 y CD34.

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positive patients. J Infect Dis 1992;

165: 1082.

Figura 3. Frotis de médula ósea en el

que se advierte un gran acúmulo de

histiocitos con citoplasmas repletos de

bacilos ácido-alcohol resistentes (tin-

ción de Ziehl-Neelsen).

Figura 4. Detalle de un histiocito con

bacilos ácido-alcohol resistentes (tin-

ción de Ziehl-Neelsen).



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