isolamento, caracterização bioquímica e avaliação do potencial … · 2015. 12. 14. · resumo...
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
FACULDADE DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS DE RIBEIRÃO PRETO
Isolamento, caracterização bioquímica e avaliação do potencial
inflamatório de uma proteína secretada rica em cisteína (CRISP) da
peçonha de Bothrops jararaca
Marina Escoque Lodovicho
Ribeirão Preto
2015
UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
FACULDADE DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS DE RIBEIRÃO PRETO
Isolamento, caracterização bioquímica e avaliação do potencial
inflamatório de uma proteína secretada rica em cisteína (CRISP) da
peçonha de Bothrops jararaca
Dissertação de Mestrado apresentada
ao Programa de Pós-Graduação em
Toxicologia para obtenção do Título
de Mestre em Ciências.
Área de concentração: Toxicologia
Versão corrigida da Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Toxicologia no dia 06/11/2015. A versão original encontra-se
disponível na Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto/USP.
Orientada: Marina Escoque Lodovicho
Orientadora: Profa. Dra. Suely Vilela
Ribeirão Preto
2015
FICHA CATALOGRÁFICA
AUTORIZO A REPRODUÇÃO E DIVULGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE
TRABALHO, POR QUALQUER MEIO CONVENCIONAL OU ELETRÔNICO, PARA
FINS DE ESTUDO E PESQUISA, DESDE QUE CITADA A FONTE.
Lodovicho, Marina Escoque Isolamento, caracterização bioquímica e avaliação do potencial
inflamatório de uma proteína secretada rica em cisteína (CRISP) da peçonha de
Bothrops jararaca. Ribeirão Preto, 2015.
103p. : il. ; 30 cm
Dissertação de Mestrado apresentada à Faculdade de Ciências
Farmacêuticas de Ribeirão Preto/USP - Área de concentração: Toxicologia.
Orientadora: Vilela, Suely
1. Bothrops jararaca, 2. BJ-CRP, 3. CRISP, 4.Caracterização bioquímica,
5. Potencial inflamatório, 6. Sistema complemento
FOLHA DE APROVAÇÃO
Nome do aluno: Marina Escoque Lodovicho
Título do trabalho: Isolamento, caracterização bioquímica e avaliação do
potencial inflamatório de uma proteína secretada rica em cisteína (CRISP) da
peçonha de Bothrops jararaca.
Dissertação de Mestrado apresentada
ao Programa de Pós-Graduação em
Toxicologia para obtenção do Título
de Mestre em Ciências.
Área de Concentração: Toxicologia
Orientadora: Profa. Dra. Suely Vilela
Aprovado em:
Banca Examinadora
Prof. Dr. ____________________________________________________________
Instituição:_____________________________Assinatura: _____________________
Prof. Dr. ____________________________________________________________
Instituição:_____________________________Assinatura: _____________________
Prof. Dr. ____________________________________________________________
Instituição:_____________________________Assinatura: _____________________
RESUMO
LODOVICHO, M. E. Isolamento, caracterização bioquímica e avaliação do potencial inflamatório de uma proteína secretada rica em cisteína (CRISP) da peçonha de Bothrops jararaca. 2015. 103f. Dissertação (Mestrado). Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto – Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2015.
Envenenamentos por serpentes do gênero Bothrops provocam reações sistêmicas e locais como coagulopatias, hemorragias, reação inflamatória, dor e mionecrose. Proteínas secretadas ricas em cisteínas (CRISPs) estão presentes nas peçonhas de serpentes e estão amplamente distribuídas entre mamíferos, répteis e anfíbios. Estão envolvidas em algumas reações biológicas, porém muitas funções ainda são desconhecidas. O presente trabalho objetivou o isolamento, a caracterização bioquímica/estrutural, enzimática e funcional, a avaliação do potencial inflamatório e avaliação da atividade sobre o sistema complemento de uma CRISP isolada da peçonha de Bothrops jararaca. A CRISP denominada BJ-CRP, foi isolada da peçonha de Bothrops jararaca através da combinação de três etapas cromatográficas: exclusão molecular em Sephacryl S-200, cromatografia de troca aniônica em coluna Source 15Q e cromatografia de fase reversa em coluna C18. O grau de homogeneidade foi determinado e confirmado por eletroforese SDS-PAGE, que mostrou uma banda única de 25,19 kDa, e por MALDI-TOF/TOF que apresentou a massa molecular de 24,6 kDa. A sequência N-terminal e a análise dos peptídeos trípticos por MALDI TOF/TOF demonstrou a presença de 100 resíduos de aminoácidos, os quais apresentaram até 96% de similaridade com sequências de outras CRISPs já descritas, porém de outros gêneros e espécies de serpentes, pois ainda não há CRISPs isoladas do gênero Bothrops. A BJ-CRP não possui atividade proteolítica sobre a azocaseína, o fibrinogênio e a fibrina. Também não apresentou atividade coagulante e hemorrágica, e não demonstrou atividade quando testada na concentração de 1µM em 13 diferentes canais para potássio dependentes de voltagem. Por outro lado, esta toxina foi capaz de induzir um processo inflamatório agudo (tempos de 1 e 4 horas), observado pelo recrutamento de neutrófilos e aumento da citocina pró-inflamatória IL-6 na cavidade peritoneal de camundongos. Ensaios realizados com a BJ-CRP e a peçonha de Bothrops jararaca mostraram modulação na atividade hemolítica promovida pela via clássica do sistema complemento. A BJ-CRP também promoveu ação direta sobre alguns componentes isolados do sistema complemento, como C3 e C4, conforme avaliado por SDS-PAGE e Western blot. O presente trabalho descreve a purificação da BJ-CRP, a primeira CRISP isolada da peçonha da serpente do gênero Bothrops. Os resultados obtidos são promissores e abrem perspectivas para o melhor entendimento desta classe de proteínas, e para a compreensão do mecanismo de ação desta classe de toxinas na resposta inflamatória induzida pelo envenenamento botrópico.
Palavras Chave: CRISP, BJ-CRP, Bothrops jararaca, caracterização bioquímica, potencial
inflamatório, sistema complemento.
ABSTRACT
Lodovicho, M. E. Isolation, biochemical characterization and evaluation of the
inflammatory potential of acysteine rich secretory protein (CRISP) from Bothrops jararaca. 2015. 103f. Dissertation (Master). Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto – Universidade de São Paulo, Ribeirão Preto, 2015.
Envenomation by snakes from Bothrops genus is characterized by systemic and local effects such as coagulopathies, bleeding disorders, inflammation, pain and myonecrosis.The cysteine rich secretory proteins (CRISPs) are present in snake venoms and are widely distributed mammals, reptiles and amphibians. They are involved in certain biological activities, however many of their functions are still unknown. The aim of the present study was to isolate a CRISP from Bothrops jararaca and to biochemically/functionally characterize it by evaluating its involvement on inflammatory responses and on the complement system. The CRISP named BJ-CRP was isolated from Bothrops jararaca crude venom through the combination of three chromatographic steps: molecular exclusion on Sephacryl S-200 column, anion exchange chromatography on Source 15Q and reverse phase chromatography using C18 column. A high purity degree was obtained as confirmed by SDS-PAGE, showing a single band of 25.19 kDa, and by MALDI-TOF/MS showing a molecular mass of 24.6 kDa. The N-terminal sequence and analysis of tryptic peptides by MALDI TOF/ MS resulted in the determination of 100 amino acid residues, which had up to 96% similarity to sequences from other snake venom CRISPs that were previously described, but from other genus and snake species. The BJ-CRP did not have proteolytic activity on azocasein, fibrinogen or fibrin. It did not show coagulant or hemorrhagic activity, and also did not show activity on 13 different voltage dependent potassium channels when tested at a concentration of 1µM. Moreover, this toxin was able to induce an acute inflammatory response (1 and 4 hours after injection), observed by the recruitment of neutrophils and increase of interleukin-6 into the peritoneal cavity of mice. BJ-CRP and B. jararaca crude venom were capable of modulating the hemolytic activity promoted by the classical pathway of the complement system, and BJ-CRP also showed direct action on some complement system components, such as C3 and C4 as evaluated by SDS-PAGE and Western blot. The present work describes the purification of BJ-CRP, the first CRISP isolated from a Bothrops snake venom. The results obtained showed to be promising and open up prospects in order to better understand the involvement of this class of toxins in the inflammatory response induced by Bothrops envenomation.
Keywords: CRISP, BJ-CRP, Bothrops jararaca, inflammatory potential, complement system.
1. INTRODUÇÃO
1.1. Ofidismo
Acidentes ofídicos afetam milhões de pessoas anualmente, sendo que no Brasil,
segundo dados do Ministério da Saúde, no período de 2000 a 2013 foram notificados 360.506
acidentes e 1.487 óbitos. A maior incidência de casos concentra-se nas regiões Norte e
Sudeste ultrapassando o número de 90.000 casos, porém o maior número de óbitos está
registrado nas regiões Norte e Nordeste, ficando em torno de 500 óbitos no período
mencionado (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2014). Esse contraste pode ocorrer devido às
diferenças de acesso ao tratamento em cada localidade, pois encontramos os mesmos gêneros
distribuídos em todo o território nacional e, sendo o gênero o meio pelo qual se baseia o
tratamento.
Em 2009 a Organização Mundial de Saúde (OMS) acrescentou o envenenamento por
serpentes à lista de doenças tropicais negligenciadas, pois assim como a malária, a
tuberculose, a dengue e algumas doenças parasitárias, o risco de um acidente com serpentes
está sempre presente, sendo que a mortalidade associada a acidentes peçonhentos é muito
maior quando comparada a outras doenças tropicais negligenciadas (WILLIAMS et al., 2010).
Em uma análise de âmbito mundial, sabe-se que o maior número de acidentes por
serpentes encontra-se no Sul e no Sudeste da Ásia e na África subsaariana (CHIPPAUX,
1998; KASTURIRATNE et al., 2008). O DALYs (Disability Adjusted Life Years) é um
indicador conhecido mundialmente que avalia a carga de uma doença. Na avaliação do
envenenamento por serpentes, constatou-se um impacto elevado, pois a maioria dos
acometidos são crianças ou jovens trabalhadores agrícolas que devido ao envenenamento
evoluem com sequelas permanentes, sejam elas físicas e/ou psicológicas (HARRISON et al.,
2009). Estimativas sobre a incidência, a morbidade e a mortalidade por acidentes ofídicos são
baseadas muitas vezes em dados hospitalares que não retratam o verdadeiro impacto deste
agravo, pois muitas pessoas acometidas não procuram atendimento adequado e utilizam-se de
tratamentos tradicionais (WHO, 2010).
O animal causador do acidente sempre deve ser identificado, pois ajudará no
reconhecimento de espécies de importância médica em nível regional, auxiliando na indicação
mais precisa do antiveneno a ser administrado. O tratamento para acidentes ofídicos consiste
na infusão endovenosa de soro específico que depende do gênero da serpente, e quando há
falta de soros específicos, o tratamento pode ser realizado por meio das associações de outros
soros, porém este pode não ser capaz de neutralizar de maneira eficiente a ação da peçonha
(BRASIL, 1998). A terapia com antiveneno baseia-se na neutralização das ações tóxicas dos
diversos componentes da peçonha, reduzindo os efeitos sistêmicos causados pelo
envenenamento (CARDOSO et al., 1993; JORGE; RIBEIRO, 1997).
As toxinas presentes nas peçonhas de serpentes podem induzir uma série de efeitos
fisiológicos no indivíduo acometido, como distúrbios neurotóxicos, cardiotóxicos, miotóxicos
hemorrágicos, hemostáticos, coagulantes, ações nefrotóxicas e hepatotóxicas, que combinados
podem levar a digestão/morte da presa ou vítima (CHIPPAUX; WILLIAMS, 1991;
CALKOSINSKI et al., 2010).
Os efeitos clínicos observados no envenenamento humano causado por peçonha de
serpentes podem ser agrupados em categorias de acordo com a sua significância clínica: (1)
paralisia flácida; (2) miólise sistêmica; (3) coagulopatia e hemorragia; (4) falhas e danos
renais; (5) cardiotoxicidade e, (6) danos teciduais no local da picada (WHITE, 2004). Cada
um desses efeitos pode causar diversos efeitos secundários, contribuindo potencialmente para
danos locais do envenenamento e mortalidade (WHITE, 2005).
1.2. Serpentes
As serpentes constituem um grupo de répteis que apresentam um longo corpo flexível,
cabeça recoberta de escamas ou placas; olhos redondos, com pupila vertical ou circular; uma
narina de cada lado da cabeça; boca com grande extensibilidade e fosseta loreal, um orgão
termorreceptor posicionado entre os olhos e a narina (FRANCO, 2003). Serpentes
peçonhentas apresentam pupilas em fenda; presas anteriores com orifício central ou sulco;
fosseta loreal, sendo a cabeça destacada do corpo. A maioria possuem hábitos noturnos e são
vagarosas (PINHO; PERREIRA, 2001).
O Brasil apresenta uma fauna rica em serpentes, as quais estão atualmente divididas
em 10 famílias: Anomalepididae (6 espécies), Leptotyphlopidae (14), Typhlopidae (6),
Aniliidae (1), Tropidophiidae (1), Boidae (12), Colubridae (34), Dipsadidae (237), Elapidae
(27) e Viperidae (28) (BERNARDE, 2011), contudo apenas as famílias Viperidae e Elapidae
são consideradas peçonhentas, sendo os gêneros Bothrops, Crotalus e Lachesis pertencentes à
família Viperidae e o gênero Micrurus pertencente à família Elapidae (MELGAREJO, 2003).
Costa e Bérnils (2012) discutiram alguns argumentos contrários à nomenclatura de
gêneros e famílias sumarizada por Bernarde (2011). Dos argumentos utilizados contra a
nomenclatura, estão o fato da futura necessidade da republicação de materiais educativos e
banco de dados, uma possível confusão de assimilação dessas alterações pelos profissionais
não familiarizados com a taxonomia e os erros já existentes quanto ao uso de nomes populares
para as serpentes brasileiras.
A classificação das serpentes sofreu modificações nos últimos anos, devido à
descoberta de novas espécies e novas informações taxonômicas (WHO, 2010; CARRASCO et
al., 2012). Fernwick e colaboradores (2009) propuseram uma nova classificação para as
serpentes do gênero Bothrops da família Viperidae. Esta foi dividida em cinco gêneros:
Bothriopsis, Bothrocophias, Bothropoiodes, Bothrops e Rhinocerophis baseada em
informações taxonômicas, dados moleculares e morfológicos, porém esta nova classificação
ainda não está bem aceita na comunidade científica. A árvore filogenética de Fernwick e
colaboradores (2009) é semelhante à de outros autores, como Parkinson e colaboradores
(2002) e Wüster e colaboradores (2005), os quais concordam que Bothrocophias é um gênero
válido, entretanto os autores também possuem opiniões divergentes. Parkinson e
colaboradores (2009) preferem não realizar mudanças que afetem a nomenclatura e
argumentam que são necessários maiores estudos. Já Wüster e colaboradores (2005) optaram
por invalidar o gênero Bothriopsis.
Serpentes da família Viperidae apresentam um complexo sistema de produção e
estocagem da peçonha devido ao maior grau de especialização no aparelho venenífero
(PINHO; PERREIRA, 2001). Nos acidentes ofídicos, a peçonha é injetada na vítima via seus
dentes afiados e causa danos de forma grave. As serpentes usam a peçonha para imobilizar e
matar suas presas, sendo o mecanismo de defesa de menor importância quando consideramos
a composição do veneno (KARLSSON, 1979).
As peçonhas de serpentes são constituídas por uma mistura de componentes biológicos
que compreendem enzimas hidrolíticas, proteínas não enzimáticas, moléculas orgânicas e
inorgânicas (AIRD, 2002). As toxinas presentes na peçonha de serpentes são resultados da
duplicação de genes de proteínas ou peptídeos tipicamente usados em outras regiões do corpo
e que são expressos na glândula de veneno (FRY, 2005). Os componentes da peçonha variam
de acordo com a localização geográfica da serpente, as estações do ano, também em relação a
espécie e a idade da serpente (CHIPPAUX; WILLIAMS, 1991; SHASHIDHARAMURTHY
et al., 2002).
1.3. O gênero Bothrops
O gênero Bothrops compreende diversas espécies, como: Bothrops jararaca
(jararaca), Bothrops jararacussu (jararacussu), Bothrops alternatus (urutu-cruzeiro), Bothrops
neuwiedi (jararaca-pintada), e Bothrops moojeni (caiçara) (MELGAREJO, 2003), e estão
amplamente distribuídas por todo o território nacional (BRASIL, 2001).
Peçonhas de serpentes do gênero Bothrops possuem ação proteolítica, coagulante e
hemorrágica. A atividade proteolítica é derivada de frações heterogêneas da peçonha, como
proteases, hialuronidases e fosfolipases, que atuam promovendo alterações no local da picada
e proximidades, caracterizando uma atividade inflamatória aguda com a presença de edema,
bolhas e necrose. A ação coagulante é caracterizada por distúrbios na coagulação através da
ativação de fatores como protrombina e Fator X. O consumo de fatores de coagulação e a
geração de produtos de degradação de fibrinogênio e fibrina podem ocasionar a
incoagulabilidade sanguínea. Na peçonha de filhotes, a atividade coagulante é predominante,
assim, manifestações locais podem não existir ou serem discretas. A atividade hemorrágica
ocorre devido às hemorraginas presentes na peçonha que provocam lesões na membrana basal
dos capilares (FRANÇA; MÁLAQUE, 2003; FUNASA, 2001).
O envenenamento botrópico causa inflamação, equimose, bolhas e necrose na região
da picada. Sistemicamente ocorrem alterações na coagulação sanguínea e sangramento
(RIBEIRO; JORGE,1997). Além do quadro clínico citado, podem ocorrer complicações
locais, como necrose do local afetado e formação de abscesso; complicações sistêmicas, como
choque e insuficiência renal aguda (IRA) (BRASIL, 2001). Os acidentes botrópicos são
clinicamente classificados como leve, moderado ou severo, de acordo com as manifestações
clínicas apresentadas. A classificação baseia-se no tamanho do edema local, no tempo de
coagulação que se apresenta normal ou alterado, e na presença/ausência e grau de hemorragia
apresentada (CARDOSO et al., 2009). O gênero Bothrops é responsável pela maioria dos
acidentes ofídicos por serpentes peçonhentas no país. Apesar do gênero Crotalus apresentar
maior porcentagem de letalidade, a maior porcentagem de morbidade fica atribuída ao gênero
Bothrops (PINHO; PERREIRA, 2001; BERNARDE, 2011).
A detecção sistêmica do envenenamento por Bothrops pode ser feita pelo ensaio
imunoenzimático ELISA (THEAKSTONet al., 1992), e também pelos testes de tempo de
coagulação sanguínea (TC), tempo de protrombina (TP), tempo de protrombina parcial
ativada (TPPA), tempo de coagulação ativado (TCA) e aumento dos produtos de degradação
de fibrinogênio/fibrina (PDF) devido aos distúrbios relacionados com os fatores de
coagulação ocasionados por esses acidentes (TAKAHIRA, 1999). O hemograma completo do
paciente pode ajudar a detectar variações provenientes do envenenamento e avaliar a eficácia
do tratamento. A dose de antiveneno administrada é baseada de acordo com a severidade dos
sinais e sintomas apresentados pelo paciente (FRANÇA; MÁLAQUE, 2003), no entanto, o
tratamento não é 100% eficaz no controle das manifestações locais, mas se mostra eficaz no
controle de sintomas sistêmicos (GONÇALVES; MARIANO, 2000). Em casos de
hemorragias locais ou sistêmicas a administração do antiveneno estabelece os níveis normais
de plaquetas (SANTORO et al., 2008). O soro utilizado no tratamento botrópico é constituído
pela mistura da peçonha de 5 espécies do gênero Bothrops: B. jararaca (50%), B. alternatus
(12,5%), B. moojeni (12,5%), B. neuwiedi (12,5%) e B. jararacussu (12,5%), produzido a
partir da imunização em cavalos (CARDOSO; YAMAGUCHI; SILVA, 2003).
1.4. Bothrops jararaca
A serpente Bothrops jararaca é popularmente conhecida como jararaca e pertence à
família Viperidae. Possui coloração variada, desde tons castanhos claros a preto, com
manchas em forma de “v” invertido ao longo do corpo. Possuem tamanho médio de
aproximadamente 1 metro. São vivíperas, alimentam-se de pequenos roedores e possuem
hábitos noturnos. É característica das regiões sul e sudeste do Brasil, sendo responsável pela
maioria dos casos de acidentes ofídicos (FRANÇA, MÁLAQUE, 2009) (Fig.1A). É
encontrada em algumas localidades das regiões Nordeste, Sudeste e Sul do Brasil (Fig.1B).
Apresentam dentição do tipo solenóglifo, como qualquer serpente da família Viperidae, sendo
capazes de injetar a peçonha armazenada em duas glândulas localizadas na parte posterior da
mandíbula (JACKSON, 2007; VONK et al., 2008).
Figura 1. Foto da espécie Bothrops jararaca e distribuição da espécie Bothrops jararaca no
Brasil. (A) Bothrops jararaca. Fonte: http://www.cobrasbrasileiras.com.br/viperidae.html; (B)
Distribuição da espécie Bothrops jararca no Brasil. Fonte: BRASIL, 2001.
A peçonha de Bothrops jararaca é constituída por diversos componentes, sendo que
mais de 80% do peso seco é constituído pela fração proteica (ESCALANTE et al., 2003). A
fração não proteica é representada por carboidratos, lipídeos, metais, aminas biogênicas,
nucleotídeos e aminoácidos livres (FRANÇA; MÁLAQUE, 2009).
A peçonha da serpente de B. jararaca pode provocar lesões no local da picada, tais
como sangramento local, dor, aparecimento de bolhas e edema. Complicações também podem
ocorrer levando a necrose do local. Os sinais sistêmicos incluem sangramentos,
incoagulabilidade sanguínea e plaquetopenia (SANTORO et al., 2008). O indivíduo
acometido também pode apresentar quadros de vômitos, sudorese, hipotensão arterial,
insuficiência renal e choque (SANTORO et al., 2008; FRANÇA, MÁLAQUE, 2003;
CARDOSO et al., 1993).
Os primeiros estudos sobre a composição da peçonha de B. jararaca datam de 1949,
quando pesquisadores observaram que ao incubar o plasma com a peçonha de B. jararaca,
ocorria a geração de um fator hipotensor e espasmogênico para a musculatura lisa, o qual foi
denominado bradicinina (ROCHA e SILVA; BERLADO; ANDRADE, 1949). A partir disso,
várias toxinas foram identificadas na peçonha de B. jararaca e divididas em diferentes
classes.
Na tabela 1 podemos destacar algumas toxinas de diferentes classes presente na
peçonha de B. jararaca.
Tabela 1. Diferentes classes de toxinas encontradas na peçonha de Bothrops jararaca.
Cada uma das famílias de proteínas presentes nas peçonhas do gênero Bothrops
possuem características específicas. As metaloproteases, por exemplo, possuem participação
nas atividades hemorrágica, fibrinogenolítica e colagenolítica (MARUYAMA et al., 1992b).
As serinoproteases são capazes de agir na agregação plaquetária, coagulação sanguínea e na
fibrinólise (SANO-MARTINS, SANTORO, 2003). O grupo das fosfolipases A2 presentes no
gênero Bothrops desencadeiam uma reação inflamatória intensa com liberação de mediadores
inflamatórios (OLIVEIRA, 2009) e também possuem atividade miotóxica (TEIXEIRA et al.,
2003). Lectinas tipo-C estão relacionadas às atividades pró-coagulante e anticoagulante,
também podem ser agonistas e antagonistas da ativação plaquetária (MORITA, 2004).
Embora a peçonha de Bothrops jararaca seja alvo de vários estudos, a composição da
peçonha ainda é pouco estudada. Estudos mostraram que o veneno de filhotes apresenta uma
atividade coagulante sobre o plasma 12 vezes maior do que a observada em serpentes adultas
dessa espécie (FURTADO et al., 1991). Menezes e colaboradores (2006) avaliaram de forma
individual o proteoma da peçonha de 18 espécimes de Bothrops jararaca, de uma única
ninhada, utilizando técnicas de eletroforese e avaliação da atividade proteolítica,
demonstrando assim que a peçonha de fêmeas possui um perfil eletroforético mais
Classes Classificação Proteína Referência
1 Fosfolipase A2 BJ-PLA2
BJ-PLA2-I
Serrano et al.,1999,
Araújo, 2014
2 Serinoprotease
KN-BJ1 e KN-BJ2
Bothrombina
TL-BJ
Serrano et al.,1998
Nishida et al., 1994
Serrano et al., 2000
3 Lectina like Bothrojaracina cadeia A Zingali et al.,1993
4 Lectina do tipo C Proteína de ligação ao fator IX/X Mizuno et al.,1997
5 Lectina α-GPIb-BP Fujimura et al.,1995
6 Metaloprotease
Jararagina
Bothrojaractivase
Jararafibrase I
Maruyama et al., 1992a
Berger et al., 2008
Maruyama et al., 1992a
7 Nucleotidase NPP-BJ Santoro et al., 2009
homogêneo e uma maior atividade proteolítica sobre a caseína, quando comparada com a
peçonha dos machos. Zelanis (2011) em uma análise proteômica demonstrou que a
porcentagem de toxinas na peçonha de Bothrops jararaca possui variações dependentes do
sexo e da idade das serpentes. Metaloproteases por exemplo, estão presentes na porcentagem
de 53,2% nos filhotes, 29,9% nas serpentes adultas, 25,4% em adultos machos e 33,1% em
fêmeas adultas; já as serinoproteases estão presentes na porcentagem de 3,3% nos filhotes,
8,1% nos adultos, sendo 8,6% nos adultos machos e 7,7% em fêmeas adultas. Em relação às
CRISPs que serão abordadas posteriormente, foi demonstrado que as maiores porcentagens
são encontradas nos filhotes (2,7%) e nas fêmeas adultas (1,5%) (ZELANIS, 2011).
Uma análise transcriptômica da glândula da serpente Bothrops jararaca demonstrou
1,6% de CRISPs; 53,1% de metaloproteases; 28,5% de serinoproteases; 0,5% de LAAOs;
8,3% de lectina tipo-C; 0,7% de PLA2; 0,9% de inibidor de PLA2;6,2% de precursor de
peptídeo potenciador de bradicinina (PPB) e 0,2% de svVEGF (fator de crescimento vascular
endotelial de peçonha de serpentes) do total de transcritos (CIDADE et al., 2006).
Toxinas presentes em peçonhas de serpentes já foram descritas como agentes
terapêuticos. No caso da serpente Bothrops jararaca, um peptídeo potenciador de bradicinina
foi descoberto através do estudo do envenenamento desta serpente, dando origem ao fármaco
captopril utilizado para tratar a hipertensão (CUSHMAN, ONDETTI, 1991). Porém devido a
escassez da peçonha e suas variações de composição, a alternativa foi sintetizar uma
substância com a mesma fórmula da toxina para a produção do medicamento em massa.
Peçonhas de serpentes são ricas em compostos bioativos, os quais podem ser
estudados e posteriormente contribuírem para o desenvolvimento de novos fármacos,
entretanto a ação conjunta das toxinas que compõem a peçonha de animais pode exercer
intoxicação e afetar o sistema fisiológico de um indivíduo, não sendo adequada para o uso
terapêutico (KOH; ARMUGAN; JEYASEELAN, 2006).
A maioria das toxinas já descritas, isoladas da peçonha de Bothrops jararaca
pertencem às classes das fosfolipases, metaloproteases e serinoproteases, sendo que até o
presente momento não há dados na literatura referentes ao isolamento de uma CRISP da
peçonha de Bothrops jararaca.
1.5. Proteína secretada rica em cisteína (CRISP) de peçonha de serpentes
As CRISPs são proteínas amplamente distribuídas entre mamíferos, répteis e anfíbios.
Apresentam massa molecular entre 20 e 30 kDa e uma sequência homóloga de aminoácidos
contendo 16 resíduos de cisteína conservados que formam 8 pontes dissulfeto, sendo que dez
desses resíduos de cisteína estão localizados na sua porção C-terminal (YAMAZAKI,
MORITA, 2004; GUO et al., 2005).
O nome CRISP é devido ao conjunto de resíduos de cisteína que residem na sua
porção C-terminal, formando um domínio compacto (EBERSPAECHER et al., 1995).
Com base em algumas estruturas tridimensionais já estudadas, as CRISPs apresentam
dois domínios: o domínio N-terminal e o domínio C-terminal rico em cisteína (CRD)
(GIBBS, O‟ BRYAN, 2007). O domínio N-terminal faz parte da superfamília de proteínas
CAP (CRISPs, Antigen 5, Pathogenesis Related (PR-1) Proteins) e está envolvido na
formação de uma estrutura em forma de fenda formando um sítio ativo que contém três pontes
dissulfeto intramoleculares (HENRIKSEN et al, 2001; SHIKAMOTO et al., 2005), no entanto
a função deste domínio ainda não está bem definida. Sabe-se que algumas CAPs estão
relacionadas com agentes antifúngicos em plantas (NIDERMAN et al., 1995) e significantes
alergenos em humanos (KING et al., 1978; LU et al., 1993). Já o domínio CRD contém duas
sub-regiões, uma região dobrável composta por duas pontes dissulfeto cruzadas que formam
um elo com o domínio CAP, e a região reguladora de canais iônicos (ICR) (GUO et al.,2005;
SHIKAMOTO et al., 2005; GIBBS et al., 2006), a qual parece ser essencial para a atividade
de bloqueio de canais dessas proteínas (WANG et al., 2005, 2006; ZHOU et al., 2008;
SHIKAMOTO et al., 2005; GUO et al., 2005; GIBBS et al., 2006). A região N-terminal é
mais conservada quando comparada com outras regiões da CRISP (OSIPOV et al., 2005). São
proteínas de natureza básica, com exceção de uma CRISP (CRVP-25h-A) isolada da peçonha
de Naja haje (OSIPOVet al., 2005), a qual apresenta caráter ácido.
As CRISPs encontradas nos mamíferos estão distribuídas em 4 classes baseando-se na
similaridade da sequência dos aminoácidos (CRISP 1; CRISP 2; CRISP 3 e CRISP 4
(KRATZSCHMAR et al., 1996; JALKANEM et al., 2005), porém autores como Sunagar e
colaboradores (2014) descreveram somente três tipos, pelo fato da CRISP 4 ter sido descrita
somente em ratos. A CRISP foi identificada pela primeira vez em epidídimo de mamíferos e
recebeu o nome de glicoproteína epididimal ácida (AEG), também conhecida como CRISP 1
(KIERSZENBAUM et al., 1981), podendo ser encontrada também nos testículos, sendo sua
função sugerida como maturação do esperma (KASAHARA et al., 1989) e inibição da fusão
dos gametas (ELLERMAN et al., 2002).
Estudos demonstraram que a CRISP 1 quando incubada com gametas de
camundongos, ratos e humanos, seja ela nativa ou recombinante, é capaz de se ligar na
superfície do ovo impedindo a fusão dos gametas (COHEN et al., 2000b, 2001; ELLERMAN
et al., 2002), porém a CRISP 1 não afeta a ligação dos gametas, sugere-se que ela possui ação
em eventos subsequentes que levam à fusão (COHEN, ELLERMAN, CUASNICU, 2000a,
COHEN et al., 2001). Em experimentos com a epididymal sperm protein DE isolada por
Cameo e Blaquier (1976) semelhante às outras CRISPs 1, foi demonstrado que as pontes
dissulfeto são necessárias para a atividade biológica da proteína, pois quando a proteína foi
reduzida e alquilada para evitar a restauração das pontes dissulfeto, observou-se a diminuição
da capacidade da proteína de inibir a fusão dos gametas (ELLERMAN et al., 2002). Estudos
mais recentes também demonstraram que a CRISP 1 de humanos pode ser futuramente
considerada um método imunocontraceptivo, pois a imunização com a proteína em primatas
produziu um elevado título de anticorpos, os quais demonstraram capacidade de entrar no
trato reprodutivo masculino e também de se ligar às células in vivo, podendo assim interferir
no processo de fertilização (ELLERMAN et al., 2010).
A CRISP 2, também conhecida como TPX-1 e testis-specific protein 1 (KASAHARA
et al., 1989) é expressada somente nos testículos, produzida e secretada a partir de células
espermatogências nos vários estágios de diferenciação, a qual pode estar envolvida com a
interação entre células espermatogênicas e células de Sertoli, pois observou-se uma redução
de 50% na interação dessas células na presença de um anticorpo anti- TPX-1 (MAEDA,
1998), sendo esta interação necessária para que as células espermatogências se diferenciem,
uma vez que as células de Sertoli proporcionam todas as condições necessárias para que
ocorra a diferenciação de células durante a espermatogênese (FRANÇA, RUSSELL, 1998).
Em uma análise de estrutura-função foi observado que resíduos de aminoácido da porção N-
terminal dessa proteína eram suficientes para a atividade de adesão celular, enquanto a região
rica em resíduos de cisteína da porção C-terminal eram dispensáveis (MAEDA, NISHIDA,
NAKANISHI, 1991).
A CRISP 3 (specific granule protein of 28 kDa; SGP 28) (KJELDSEN et al., 1996)
indica uma possível relação com a defesa inata do hospedeiro, pois sua distribuição inclui:
glândulas salivares (HAENDLER et al., 1993), grânulos de neutrófilos humanos (KJELDSEN
et al., 1996), epidídimo, ovário, timo e cólon (KRATZSCHMAR et al., 1996), também pelo
fato de sua expressão estar aumentada no câncer de próstata (KOSARI et al., 2002) e na
pancreatite crônica (LIAO et al., 2003), no entanto seu papel na fisiopatologia dessas doenças
ainda não foi confirmado. Recentemente, a CRISP 3 foi descrita por apresentar uma possível
relação com o vírus da hepatite C (VHC), onde constataram que esta proteína inibe a fase
inicial da infecção, ou seja, a entrada do vírus na célula hospedeira. Porém o mecanismo pelo
qual ocorre essa inibição ainda não foi definido. Acredita-se que ela pode se ligar ao envelope
do vírus impedindo assim sua fixação à receptores da célula hospedeira, ou pode se ligar a
superfície da célula hospedeira interferindo com o processo de endocitose do vírus (LEE et
al., 2014).
A CRISP 4 isolada de ratos é expressada exclusivamente no epitélio do epidídimo de
uma forma andrógeno dependente que começa na puberdade juntamente com a maturação do
esperma. Possui alta similaridade com a CRISP-1 de humanos, podendo estar envolvida nos
mesmos processos, porém a comparação dos padrões de expressão das CRISPs entre ratos e
humanos torna-se complicado, uma vez que a estrutura dos epidídimos de cada um são
diferentes (JALKANEN et al., 2005).
A primeira CRISP identificada em répteis foi a Helothermine (HLX), isolada da saliva
do lagarto mexicano Heloderma horridum horridum (MOCHCA-MORALES, MARTIN,
POSSANI, 1990) responsável por modular canais iônicos, como canais de cálcio e potássio
dependentes de voltagem, e receptores rianodina (MORRISSETTE et al., 1995; NOBILE et
al., 1994 e 1996).
Em relação às serpentes, Yamazaki e colaboradores (2003), isolaram CRISPs de
diferentes espécies de serpentes, demonstrando assim que esta proteína possui grande
distribuição entre as serpentes das famílias Viperidae e Elapidae de diferentes continentes. Na
tabela 2 estão representadas algumas CRISPs isoladas de peçonha de serpentes.
Tabela 2. CRISPs isoladas de peçonhas de serpentes.
Proteína isolada Espécie Referência
Ophanin Ophiophagus hannah Yamazaki et al., 2003
catrin-1/ catrin-2 Crotalus atrox Yamazaki et al., 2003
Triflin Trimeresurus flavoviridis Yamazaki et al., 2002b
Piscivorin Agkistrodon p. piscivorus Yamazaki et al., 2003
NA-CRVP1/NA-CRVP2 Naja atra Jin et al., 2003
Tigrin Rhabdophis t. tigrinus Yamazaki et al., 2002b
Ablomin Agkistrodon blomhoffi Yamazaki et al., 2002b
Latisemin Laticauda semifasciata Yamazaki et al., 2002b
pseudechetoxin (PsTx) Pseudechis australis Brown et al., 1999
pseudecin (Pdc) Pseudechis porphyriacus Yamazaki et al., 2002a
Stecrisp Trimeresurus stejnegeri Tu et al., 2004
TJ-CRVP Trimeresurus jerdonii Jin et al., 2003
CRVP-25h-A Naja haje Osipov et al., 2005
CRVP-23K Naja kaouthia Osipov et al., 2005
CRVP-24K Naja kaouthia Osipov at el., 2005
Inflamin Aipysurus eydouxii Barnwal e Kini, 2013
Natrin Naja atra Wang et al., 2010
Peçonhas de serpentes já demonstraram um potencial como novos agentes para o
combate de doenças negligenciadas. Podemos citar a peçonha da serpente Bothrops moojeni,
que demonstrou ser capaz de matar as promastigotas, mas não as amastigotas da leishmaniose
in vitro devido a ação do peróxido de hidrogênio da L-aminoácido oxidase (LAAO)
(TEMPONE et al., 2001) e a peçonha de Bothrops jararaca que demonstrou potencial para
inibição do crescimento dos parasitas de Trypanosoma cruzi e de Leishmania major
possivelmente relacionado com o comprometimento mitocondrial (GONÇALVES et al.,
2002). Adade e colaboradores (2014) testaram a CRISP crovirin isolada da peçonha da
serpente Crotalus viridis viridis quanto a sua atividade nos parasitas de Leishmania
amazonensis, Trypanosoma cruzie Trypanosoma brucei rhodesiense, e constataram a
atividade leishmanicida e tripanomicida principalmente contra as formas intracelulares,
podendo então futuramente ser usada para o tratamento da Leishmaniose e da doença de
Chagas, uma vez que ela também apresenta baixa toxicidade para as células hospedeiras.
Lecht e colaboradores (2015) demonstraram que a CRISP denominada ES-CRISP, isolada da
peçonha de Echis carinatus sochureki é capaz de inibir a angiogênese por meio da interação
direta com células endoteliais, inibindo alguns fatores reguladores deste processo, podendo
contribuir para a compreensão de mecanismos envolvidos na progressão da angiogênese.
Em relação a outras possíveis atividades biológicas das CRISPs de serpentes, podemos
citar a CRISP patagonin isolada da peçonha de Philodryas patagonienses, a qual demonstrou
atividade miotóxica, pois quando injetada em ratos via intramuscular causou danos ao
músculo gastrocnêmio, uma atividade ainda não descrita para as CRISPs. Quando
administrada uma dose mais elevada, observaram fibras musculares necrosadas com
desorganização do material miofibrilar juntamente com edema e uma reação inflamatória,
devido à presença de um infiltrado polimorfonuclear, porém não foi observado hemorragia. A
injeção de patagonin também não causou danos nos tecidos do cérebro, cerebelo, coração,
fígado, baço e pulmão (PEICHOTO et al., 2009).
Estudos sugerem que a maioria das CRISPs com funções já descritas estão envolvidas
com o bloqueio de canais iônicos. Por exemplo, a helothermine (HLX) de Heloderma
horridum horridum bloqueia canais para cálcio (NOBILE et al., 1996) e potássio dependentes
de voltagem (NOBILE et al., 1994) e, receptores rianodina (MORRISSETTE et al., 1995). As
CRISPs ablomim (Agkistrodon blomhoffi), latisemin (Laticauda semifasciata) e triflin
(Trimeresurus flavoviridis) estão relacionadas ao bloqueio de canais para cálcio tipo-L, já
tigrin (Rhabdophis t. Tigrinus) não demonstrou essa atividade. Opanin (Ophiophagus
hannah), catrin-2 (Crotalus atrox) e piscivorin (Agkistrodon p. piscivorus) possuem uma
baixa, mas significante inibição da contração das células do músculo liso devido às altas
concentrações de potássio (YAMAZAKI et al., 2002b, 2003). Em relação aos canais CNG
(canais dependente de nucleotídeos cíclicos), as CRISPs PsTx (Pseudechetoxin) de
Pseudechis australise e Pseudecin (Pdc) de Pseudechis porphyriacus podem atuar como
bloqueadoras, enquanto triflin (Trimeresurus flavoviridis), latisemin (Laticauda semifasciata),
piscivorin (Agkistrodon piscivorus piscivorus) e tigrin (Rhabdophis t. tigrinus) não bloqueiam
esse canal (BROWN et al., 1999; YAMAZAKI et al., 2002a; YAMAZAKI et al., 2003;
ZAGOTTA, SIEGELBAUM, 1996).
A comparação entre PsTx e Pdc demonstrou que elas se diferem em apenas sete
resíduos de aminoácidos e bloqueiam o canal CNG com afinidades diferentes (YAMAZAKI
et al., 2002a), o que sugere a existência de uma região específica nessas proteínas que pode
ser crítica para a inibição do canal. Estudos demonstraram que algumas toxinas que inibem
canais apresentam o resíduo Glu 186. Quando essas toxinas apresentam o resíduo Phe 189
além do Glu 186 elas são consideradas fortes bloqueadoras, porém outros estudos ainda são
necessários para confirmar tal suspeita (YAMAZAKI et al., 2003).
Estudos com a toxina PsTx demonstraram que ela inibe o fluxo de corrente através dos
canais CNG, funcionando como um bloqueador de alta afinidade pelo poro do canal
(BROWN et al. (1999); (2003). Yamazaki e colaboradores (2002b) demonstraram que a
CRISP ablomin é capaz de bloquear canais para potássio devido à inibição do potencial
elétrico, bem como a contração, promovida pela interação de proteínas com receptores.
O presente trabalho traz contribuições para o conhecimento mais aprofundado dessa
família de proteínas amplamente distribuída, mas pouco caracterizada, e ainda destacar
funções como indução do processo inflamatório e modulação do sistema complemento.
1.6. O processo inflamatório e peçonhas de serpentes
A inflamação constitui um processo homeostático desencadeado pelo organismo com
o objetivo de reduzir a lesão, isolar ou destruir o agente agressor após uma lesão tecidual ou
infecção local (LEVY, 1996). Desencadeado o processo inflamatório, ocorre a ativação de
mecanismos de reparo necessários para garantir o restabelecimento das funções normais do
organismo (ROCHA e SILVA, 1978). A resposta inflamatória aguda pode ser dividida em
imunidade inata, não imunológica, englobando os eventos que ocorrem localmente no interior
dos tecidos, como os eventos vasculares e celulares; e a imunidade adquirida que contribui
com a defesa do organismo por meio da produção de anticorpos, células T auxiliares e
linfócitos T citotóxicos (TLASKALOVA-HOGENOVA et al., 2005).
A imunidade inata é a primeira linha de defesa do organismo contra agentes
infecciosos e suas principais células efetoras são os macrófagos, neutrófilos, células
dendríticas, células NK (natural killers), proteínas do sistema complemento e citocinas
(CRUVINEL et al., 2010). Macrófagos e neutrófilos possuem receptores responsáveis pelo
reconhecimento de moléculas como lipopolissacarídeos, resíduos de manose e ácidos
teicóicos, conhecidos como PAMPS (Padrões Moleculares Associados a Patógenos) que estão
presentes na superfície dos microorganismos, ativando assim a resposta imune inata e
conduzindo a fagocitose dos microorganismos (CRUVINEL et al., 2010; MEDZHITOV,
JANEWAY, 1997). Esses receptores também podem ser encontrados nas células dendríticas,
as quais são responsáveis pela captura e apresentação de antígenos para os linfócitos, já as
células NK reconhecem e lisam células infectadas e também são responsáveis pelo
recrutamento de macrófagos e neutrófilos (CRUVINEL et al., 2010).
As alterações decorrentes do processo inflamatório são reguladas pela liberação
imediata e sequencial de mediadores inflamatórios, os quais são produzidos principalmente
por células inflamatórias (SHARMA, BUCHANAN, 1994). Os mediadores são responsáveis
por promoverem os sinais característicos da resposta inflamatória: dor, calor, rubor e tumor,
que podem vir acompanhados ou não de perda de função do tecido ou órgão afetado (ROCHA
e SILVA, 1978). Os mediadores inflamatórios são classificados em: aminas vasoativas
(histamina e serotonina), neuropeptídeos, mediadores derivados de lipídios (eicosanoides,
leucotrienos e prostaglandinas), óxido nítrico, citocinas e quimiocinas, cascata de proteínas
plasmáticas (fatores do complemento) e fator de ativação plaquetária (PAF) (KING, 2007).
Em relação à sua liberação, são classificados como intermediários e finais. Mediadores
intermediários são liberados no ínicio e durante o processo inflamatório, incluem as citocinas
TNF-α e IL-1, a quimiocina IL-8 (CUNHA et al., 2008), fatores do complemento C3a e C5a
(JANG et al., 2010), e bradicinina (FERREIRA et al., 1965; TONUSSI, FERREIRA, 1997),
sendo responsáveis pela liberação de outros mediadores, sejam eles intermediários e/ou finais.
Os mediadores finais são representados pelas prostaglandinas e eicosanoides, responsáveis
pela dor (FERREIRA, 1973), tais como: histamina, serotonina, fator de agregação plaquetária
(CEVIKBAS, STEINHOFF, IKOMA, 2010) e leucotrienos (CUNHA et al., 2003).
As citocinas constituem um grupo de proteínas solúveis de curta atividade, são
glicoproteínas e peptídeos produzidos por várias células imunes e células vasculares, que
através de uma baixa concentração são capazes de ativar receptores específicos e modular as
funções de células e tecidos. Diferentes tipos de células podem secretar algumas citocinas, e
uma citocina específica também pode agir em vários tipos de células e desencadear várias
atividades biológicas dependendo do tipo de célula, tempo e contexto (HIRANO, 1999). As
citocinas podem ser divididas em pró inflamatórias, como é o caso da IL-6, IL-1 e TNF- α, as
quais se caracterizam como uma potente defesa contra patógenos exógenos; e as citocinas
anti-inflamatórias, como a IL-10 que são importantes para a regulação do processo
inflamatório e manutenção da homeostasia do organismo (HOWARD et al., 1993).
Concomitantemente com os eventos celulares, ocorrem os eventos vasculares que
compreendem a vasodilatação e o aumento da permeabilidade da vênula com consequente
exsudação plasmática, promovendo um aumento local da concentração de mediadores de
origem plasmática (ROCHA e SILVA, 1978). Inicialmente ocorre uma vasoconstrição,
seguida de uma vasodilatação favorecendo o aumento do fluxo sanguíneo no local e
promovendo sinais como calor e vermelhidão local. Mudanças estruturais na parede do vaso
levam ao aumento da permeabilidade vascular e ao extravasamento de proteínas, evento pelo
qual forma o edema (KOWAL-VERN et al., 1997; RANKIN, 2004; ROITT, BROSTOFF,
MALE, 1999). Ocorre o aumento da viscosidade do sangue e a redução do fluxo sanguíneo,
fazendo com que os leucócitos circulantes no interior do vaso migrem para a periferia, dando
início ao processo de migração leucocitária (CONTRAN, KUMAR, COLLINS, 1999).
Como dito anteriormente, a vasodilatação decorrente da inflamação faz com que o
fluxo sanguíneo diminua, assim as células circulantes colidem mais frequentemente com as
células endoteliais ativadas que expressam moléculas de superfície capazes de se ligarem aos
leucócitos. Estes são então atraídos para a periferia do vaso e entram em contato com o
endotélio (CRUVINEL et al., 2010) e, posteriormente participam da fagocitose e destruição
de agentes patogênicos, levando à resolução do processo inflamatório (BROCHE,
TELLADO, 2001). A migração dos leucócitos circulantes para o local da inflamação é
dependente de moléculas endoteliais e mediadores quimiotáticos (SPRINGER, 1994;
WEBER, 2003).
Por outro lado, a resposta imune adquirida é estimulada pela exposição a certos
agentes, aumentando a capacidade de defesa após cada exposição sucessiva e sempre
“lembrando” do agente que o organismo entrou em contato (LAROSA, ORANGE, 2008). A
imunidade adaptativa se divide em humoral, na qual anticorpos são secretados pelos linfócitos
B, reconhecendo antígenos e os neutralizando, impedindo que infectem outras células, porém
este tipo de imunidade atua somente contra patógenos extracelulares e toxinas, e a imunidade
adquirida, a qual é mediada por linfócitos T que atuam contra patógenos intracelulares,
osquais sobrevivem e se proliferam dentro dos fagócitos, não podendo, portanto, serem
alcançados por anticorpos (MESQUITA et al., 2010).
Peçonhas de algumas serpentes estão relacionadas com o processo inflamatório. As
serpentes do gênero Bothrops apresentam diversos componentes na sua peçonha, que
contribuem para os efeitos hemorrágicos e coagulantes (NEIVA et al., 2009; DE
ALVARENGA et al., 2011). As fosfolipases A2 (PLA2) presentes na peçonha são capazes de
desencadear alguns efeitos inflamatórios como: aumento da permeabilidade microvascular,
recrutamento de leucócitos nos tecidos, nocicepção e liberação de mediadores inflamatórios
(TEIXEIRA et al., 2003). As metaloproteases são responsáveis pelos efeitos de origem
inflamatória, mediada por metabólitos do ácido araquidônico (prostaglandinas e leucotrienos)
no edema induzido pelo envenenamento (TEIXEIRA et al., 2005). Zychar e colaboradores
(2010) demonstraram que metaloproteases, fosfolipases e serinoproteases presentes na
peçonha de serpentes possuem participação na resposta inflamatória, sendo que a maior ação
se deve às metaloproteases, que contribuem para os efeitos inflamatórios locais e
nociceptivos. As fosfolipases A2 apresentaram um efeito menor, limitado a nocicepção, já as
serinoproteases não contribuíram significativamente para a resposta inflamatória, mas seu
papel não deve ser descartado.
Em relação às CRISPs, Barnwal e Kini (2013) identificaram a CRISP inflamin a partir
da biblioteca de cDNA da glândula da serpente Aipysurus eydouxii. Inflamin foi injetada na
cavidade peritoneal de camundongos e demonstrou a ativação de cPLA2 (fosfolipase A2
dependente de cálcio) conduzindo a biossíntese de prostanóides e a indução de edema quando
injetada na pata de camundongos. Wang e colaboradores (2010) isolaram a CRISP natrin da
peçonha da serpente Naja atra, a qual demonstou atuação na regulação da expressão de
moléculas de adesão em células endoteliais, participando assim do processo inflamatório.
Contudo, ainda pouco se sabe sobre a participação das CRISPs no processo
inflamatório causado pelo envenenamento por serpentes. Como há outros componentes na
peçonha que também participam deste processo, suas funções precisam ser estudadas
isoladamente.
1.7. O sistema complemento e peçonhas de serpentes
O sistema complemento (SC) consiste em um conjunto de mais de 30 proteínas que
interagem com outras moléculas do sistema imune de uma maneira altamente regulada para
gerar componentes ativos com funções de promover a inflamação e destruir microorganismos
invasores (WAGNER; FRANK, 2010; WALPORT, 2001). Suas proteínas são sintetizadas
principalmente nos hepatócitos e nos monócitos (BURGER, 1988; COLE, COLTEN, 1988),
já proteínas reguladoras ligadas à membrana são sintetizadas nas células que são expressas
(CAMPBELL, 1988). A ativação do SC leva à formação de produtos de clivagem, como as
anafilatoxinas C3a e C5a, que são importantes na iniciação da resposta inflamatória contra
microorganismos invasores e na quimiotaxia dos leucócitos (HAAS, STRIJP, 2007). Além
das anafilatoxinas, a ativação do sistema complemento também leva à formação do MAC
(membrane attack complex), através da ligação de C5b a C6 e posteriormente a ligação com
as últimas proteínas do SC (SIM, 1992).
A ativação do sistema complemento pode ocorrer por três vias distintas dependendo
do estímulo, são elas: via clássica (VC), via alternativa (VA) e via das lectinas (VL)
(WAGNER; FRANK, 2010) (Fig. 2). Na via clássica (VC) um antígeno e um anticorpo
específico (IgM ou IgG) se interagem formando um imunocomplexo que é reconhecido pelo
componente C1. A ativação da via das lectinas (VL) ocorre pela ligação de uma lectina tipo-C
ligante de manose (MBL, mannose-binding lectin) a glicoproteínas ou polissacarídeos
encontrados na superfície de microorganismos. A ligação de MBL a serinoproteases
circulantes associadas (MASP) forma um complexo que leva à clivagem dos componentes C4
e C2, resultando na geração de uma C3 convertase similar à da VC. A via alternativa (VA) é
iniciada por hidrólise espontânea do componente circulante C3, independente do
reconhecimento de patógenos por anticorpos. A ligação de proteínas específicas da VA levam
a ativação de C3 que irá interagir com polissacarídeos e proteínas de superfície de células
alteradas ou microorganismos para gerar o MAC (WAGNER; FRANK, 2010).
As três vias tornam-se iguais e segue-se uma via comum quando o complexo C3
convertase é formado. Assim, ocorre a clivagem de mais moléculas de C3 e a formação do
complexo C5 convertase que é capaz de clivar moléculas de C5 dando origem aos fragmentos
C5a e C5b. Enquanto o fragmento C5a é uma importante anafilatoxina, o C5b se liga às
últimas proteínas do SC (C6, C7, C8 e C9), resultando na formação do complexo de ataque à
membrana (MAC) (ABBAS, LICHTMAN, PILLAI, 2011). As proteínas C6, C7, C8 e C9 não
possuem atividade enzimática, apenas fazem parte da estrutura de formação do MAC, que se
deposita na superfície das células, onde forma poros permitindo a livre passagem de água e
íons, resultando no aumento do volume osmótico e a consequentemente ruptura das células
(CARROLL; SIM, 2011). O sistema complemento é caracterizado como uma cascata
enzimática capaz de gerar complexos que estão envolvidos com a anafilaxia, quimiotaxia,
opsonização, remoção de imunocomplexos e a modulação da resposta imune (WALPORT,
2001).
É fundamental que haja uma regulação precisa desse sistema a fim de evitar o
consumo exagerado de proteínas do complemento e a ocorrência de danos às células
hospedeiras, portanto paralelo à ativação do SC ocorre também o processo de regulação. A
regulação pode ocorrer por meio de fatores plasmáticos, como o fator C4b Binding Protein
(C4BP) que atua na via clássica e na via das lectinas; o Fator H (FH) que atua na via
alternativa, os quais impedem a continuidade das três vias, pois aceleram o decaimento das
C3 convertases e atuam como co-fatores do Fator I (FI) na clivagem dos fragmentos C3b e
C4b (BLOM et al., 2002; MORGAN, HARRIS, 1999; RODRÍGUEZ DE CÓRDOBA et al.,
2004), e também por meio de reguladores presentes na membrana das células, como o
complement receptor 1 (CR1), o membrane co-factor protein (MCP), que atuam como co-
fatores do Fator 1 na clivagem dos fragmentos C3b e C4b; o decay accelerating factor (DAF),
responsável pelo decaimento de C3 e C5 convertase e a protectina (CD59) que inibe a
incorporação do C9 ao complexo que posteriormente formaria o MAC (KIM; SONG, 2006).
Figura 2. Vias de ativação do sistema complemento (WAGNER; FRANK, 2010).
Alguns compostos das peçonhas de animais são capazes de modular o sistema
complemento, seja pela clivagem direta de um componente específico ou pela formação de
complexos capazes de ativar a cascata do complemento (DIAS DA SILVA et al., 1995),
porém essa atividade ainda é pouco estudada. A literatura nos mostra alguns exemplos de
toxinas ou peçonhas que possuem atividades sobre o sistema complemento. A serinoprotease
flavoxobin, isolada da peçonha da serpente Trimeresurus flavoviridis demonstrou ser capaz de
ativar o sistema complemento, atráves da clivagem da molécula de C3 em dois fragmentos
(YAMAMOTO et al., 2002). A glicoproteína oxiagin da peçonha de Naja oxiana demonstrou
através de ensaios, que inibe a lise de eritrócitos e a formação da C3 convertase, pois impede
a interação de C2 com C4b (SHOIBONOV et al., 2005). Já a peçonha de Crotalus atrox
demonstrou ser capaz de gerar anafilatoxinas C3a a partir do componente C3 e C5a a partir
dos componentes C5 (MAN, MINTA, 1977).
Pidde-Queiroz e colaboradores (2013) demonstraram que a metaloprotease P-I de
Bothrops pirajai ativa preferencialmente a via clássica do sistema complemento pela
clivagem direta dos componentes C3, C4 e C5, gerando fragmentos biologicamente ativos.
Na literatura não encontramos estudos de CRISPs relacionadas com o sistema
complemento, sendo assim é de grande importância o seu isolamento e a caracterização
funcional, bem como os estudos sobre o processo inflamatório e sobre a modulação do
sistema complemento.
1.8. Canais iônicos e toxinas animais
Os canais iônicos são formados por glicoproteínas de membrana que permitem a
passagem seletiva de íons através de um poro. Esses canais respondem a estímulos elétricos,
químicos, mecânicos, alterações da concentração de ligantes (neurotransmissores, peptídeos e
hormônios) e mudanças de voltagem (HILLE, 1992). Canais iônicos sensíveis à voltagem são
responsáveis pela geração e propagação de sinais elétricos em neurônios e outras células
excitáveis; mudam sua conformação (abertos, fechados ou inativos) em função do potencial
de membrana. Assim, ocorre a despolarização ou repolarização da membrana devido à
passagem de correntes iônicas para dentro ou para fora das células (CATTERALL, 1984).
Os canais para cálcio (Ca+) dependentes de voltagem estão presentes no sistema
nervoso, endócrino e cardiovascular. Atuam regulando processos intracelulares, como:
neurotransmissão e expressão gênica, liberação de hormônios e contração da musculatura
cardíaca por meio do influxo do íon cálcio em resposta a despolarização da membrana
(McDONOUGH, 2007). São canais formados por uma subunidade α1 tetramérica,
responsável pela formação do poro do canal e por várias subunidades reguladoras que são
responsáveis pelas propriedades eletrofisiológicas e cinéticas do canal (BELEBONI et al.,
2004, ESCOUBAS, DIOCHOT, CORZO, 2000).
Os canais para sódio (Na+) dependentes de voltagem são responsáveis pela geração e
propagação do potencial de ação. São encontrados na maioria das células excitáveis
(BELEBONI et al., 2004). São constituídos por proteínas transmembrana compostas de uma
subunidade α e pelo menos 3 subunidades β. A subunidade α é o local onde existem sítios
receptores para os agentes farmacológicos que agem nesse tipo de canal. As subunidades β
são responsáveis pela dependência de voltagem e pela cinética de abertura do canal
(CESTÈLE, CATTERALL, 2000).
Os canais para potássio (K+) são proteínas que permitem o movimento de íons K
+
através da membrana plasmática (JAN, JAN, 1992). Quatro tipos distintos de canais de K+ são
identificados no músculo liso arterial, entre eles: canais para potássio sensíveis ao cálcio
(Kca), canais para potássio dependentes de voltagem (Kv), canais de potássio de retificação
interna (Kir) e os canais de potássio sensíveis ao ATP (KATP). Canais para potássio
dependentes de voltagem (Kv) são importantes em alguns processos fisiológicos, como:
ativação de linfócitos, liberação de neurotransmissores e excitabilidade celular (GUTMAN et
al., 2005), são capazes de regular o potencial de membrana do músculo liso em resposta à
estímulos despolarizantes, promovendo a repolarização do potencial de ação nas células
excitáveis (NELSON, QUAYLE, 1995).
Os canais para potássio são formados por mais de 40 tipos diferentes de canais, e
classificados de acordo com sua homologia na sequência de aminoácidos em pelo menos 12
subfamílias (Kv1-Kv12) (GUTMAN et al., 2005). A subfamília Kv1 (Shaker) e seus subtipos
(Kv1.1-Kv1.8) são os mais estudados, e encontrados no cérebro, coração, rim, pâncreas,
pulmão, sistema nervoso periférico, retina, linfócitos, osteoclastos e células hematopoiéticas.
A subfamília Shaw (Kv3.1-Kv3.4) pode ser encontrada principlamente no cérebro e interage
com toxinas de anêmonas do mar. A subfamília Kv7 (Kv7.1-Kv7.5) é encontrada no coração,
músculo esquelético e sistema nervoso central. Já a subfamília hERG (Eag) (Kv10, Kv11,
Kv12) é pouco estudada, e encontrada principlamente no sistema nervoso central (MOUHAT
et al., 2008).
As toxinas animais possuem alta especificidade por certos subtipos de canais iônicos
ou receptores de membrana. Como existem poucas drogas com ação específica sobre canais
iônicos, esse mecanismo de ação das toxinas animais serve como ferramenta para elucidar o
papel fisiológico ou patologias relacionadas aos canais iônicos e receptores de membrana
(HARVEY et al., 1998). Existem dois mecanismos nos quais as toxinas animais atuam nos
canais iônicos dependentes de voltagem. A toxina pode se ligar em alguma região do canal
provocando mudanças conformacionais que alteram a abertura, fechamento e inativação do
canal (WANG, STRICHARTZ, 1983), ou a toxina pode se ligar na porção extracelular do
canal, causando obstrução do poro condutor e impedindo o fluxo de íons (GARCIA et al.,
1991).
A peçonha de aranhas do gênero Lasiodora já foi descrita com ações farmacológicas,
como o bloqueio do canal para cálcio (Ca2+
) do tipo-L e alteração da cinética e voltagem de
canais para sódio (Na+) (KUSHMERICK et al., 2001). Alguns exemplos de toxinas de
aranhas ativas em canais para sódio (Na+), são as μ-agatoxinas (μ-Aga I a μ-Aga VI), isoladas
da peçonha da espécie Agelenopsis aperta (SKINNER et al., 1989). A toxina Argiotoxina 636
(Argiope sp.), que é capaz de inibir canais para potássio dependentes de ligantes e
dependentes de voltagem (LEE, JOHN, WEISS, 1999). E a toxina denominada stromatoxina
(ScTx1) isolada da peçonha da aranha caranguejeira africana Stromatopelma calceata
(ESCOUBAS et al., 2002), que é um potente inibidor de canais para potássio dos subtipos
Kv4.2 e Kv2.2.
Toxinas presentes na peçonha do escorpião Tityus serrulatus também já foram
descritas pela capacidade de atuar em canais para potássio (K+), como: Ts6, Ts7, Ts8, Ts9 e
Ts15 (COLOGNA et al., 2001, MARCUSSI et al., 2011). As toxinas IpTxA e IpTxi
(Pandinus imperator) isoladas por Valdivia e Possani (1998), e a toxina maurocalcina (Mca)
do escorpião Maurus palmatus, isolada por Fajloun e colaboradores (2000) são exemplos de
toxinas específicas para canais de cálcio (Ca+), elas ativam o receptor de rianodina (Ryr), um
canal de liberação de cálcio intracelular. As toxinas escorpiônicas que atuam em canais para
sódio (Na+) são divididas em dois grupos de acordo com seus efeitos farmacológicos, as
toxinas α que agem diminuindo ou bloqueando o mecanismo de inativação desses canais, e as
toxinas β que afetam a ativação do canal (JOVER, COURAUD, ROCHAT, 1980;
COURAUD et al., 1982; CATTERALL , 1986).
Em relação às serpentes, a toxina crotamina isolada da peçonha da serpente Crotalus
durissus terrificus, demonstrou atividade sobre canais de sódio (Na+) dependentes de
voltagem (CHEYMOL, 1978a, 1978b; CHANG, TSENG, 1978). Ainda na peçonha de
Crotalus durissus terrificus, a toxina isolada crotoxina demonstrou ser capaz de modular a
corrente em canais de cálcio do tipo-L (ZHANG et al., 2010). Em relação às CRISPs, a toxina
Natrin purificada da peçonha de Naja atra é conhecida por bloquear canais para potássio do
subtipo Kv1.3 (WANG et al., 2006) e também canais para potássio ativados por cálcio (BKCa)
(WANG et al., 2005). Yamazaki e colaboradores (2003) testaram a atividade de algumas
CRISPs (ophanin, piscivorin, catrin-1 e catrin-2) sobre a contração da artéria caudal de ratos,
e observaram que as CRISPs ophanin, piscivorin e catrin-2 demonstraram uma inibição dos
canais para potássio em diferentes graus.
2. REFERÊNCIAS
ABBAS, A. K.; LICHTMAN, A. H.; PILLAI, S. Imnunologia Celular e Molecular, 7a
ed.Tradução Tatiana Ferreira Robaina. Rio de Janeiro: Elsevier, 592, 2011.
ACIKALIN, A.; GOKEL, Y. Serum IL-6, TNF α levels in snakebite cases occurring in
Southern Turkey. Emerg Med J. v. 28, p. 208-211, 2011.
ADADE, C. M.; CARVALHO, A. L.; TOMAZ, M. A.; COSTA, T. F.; GODINHO, J. L.;
MELO, P. A.; LIMA, A. P.; RODRIGUES. J. C.; ZINGALI, R. B.; SOUTO-PADRÓN, T.
Crovirin, a snake venom cysteine-rich secretory protein (CRISP) with promising activity
against Trypanosomes and Leishmania. PLoS Negl Trop Dis. v.8, p.3252, 2014.
ADERKA, D. The potential biological and clinical significance of the soluble tumor necrosis
factor receptors. Cytokine Growth Factor Rev. v. 7, p. 231-40, 1996.
AIRD, S. D. Ophidian envenomation strategies and the role of purines. Toxicon. v. 40, p.
335-393, 2002.
ALLEN, T. D.; RUTHERFORD, S. A.; MURRAY, S.; SANDERSON, H. S.; GARDINER,
F.; KISELEVA, E.; GOLDBERG, M. W.; DRUMMOND, S. P. A protocol for isolating
Xenopusoocyte nuclear envelope for visualization and characterization by scanning electron
microscopy (SEM) or transmission electron microscopy (TEM). Nat Protoc. v. 2, p. 1166-
1172, 2007.
ALMEIDA, J.O.; FIFE JR., E.H. Quantitatively standardized complement-fixation methods
for critical evaluation of antigens prepared from Trypanosoma cruzi. Pan Am. Health Org.
no. 319, 86 p., 1976.
ARAÚJO, R. C. C. Isolamento e caracterização funcional de uma fosfolipase A2 de Bothrops
jararaca: avaliação do potencial antitumoral e inflamatório. Faculdade de Ciências
Farmacêuticas de Ribeirão Preto. Dissertação de Mestrado. Ribeirão Preto, 2014.
ATAIE-KACHOIE, P.; POURGHOLAMI, M. H.; MORRIS, D. L. Inhibition of the IL-6
signaling pathway: a strategy to combat chronic inflammatory diseases and cancer. Cytokine
Growth Factor Rev v. 24, p.163-173, 2013.
ÁVILA-AGUERO, M. L.; PARIS, M. M.; HU, S.; PETERSON, P. K.; GUTIERREZ, J.M.; et
al. Systemic cytokine response in children bitten by snakes in Costa Rica. Pediatr Emerg
Care.v. 17, p. 425- 429, 2001.
AYRES, L.R. Modulação de eventos da imunidade humoral e celular por venenos brutos e
componentes dos venenos de Bothrops jararacussu e Bothrops pirajai. Faculdade de Ciências
Farmacêuticas de Ribeirão Preto. Dissertação de Mestrado. Ribeirão Preto, 2014.
BARNWAL, B.; KINI, R. M. Characterization of inflamin, the first member of
a new family of snake venom proteins that inducesinflammation. Biochem J. v.455, p. 239-
250, 2013.
BARRAVIEIRA, B.; LOMONTE, B.; TARKKOWSKI, A. et al. Acute-phase reactions,
including cytokines, in patients bitten by Bothrops and Crotalus snakes in Brazil. J. Venom.
Anim. Toxins, v.1, p.1-11, 1995.
BELEBONI, R. O.; PIZZO, A. B.; FONTANA, A. C. K.; CAROLINO, R. O. G.;
COUTINHONETTO, J.; SANTOS, W.F. Spider and wasp neurotoxins: pharmacological and
biochemical aspects. European Journal of Pharmacology.v. 493, p. 1- 17, 2004.
BERGER, M.; PINTO, A. F.; GUIMARÃES, J. A..Purification and functional
characterization of bothrojaractivase, a prothrombin-activating metalloproteinase isolated
from Bothrops jararaca snake venom. Toxicon. v. 51, p. 488-501, 2008.
BERNARDE, P. S. Mudanças na classificação de serpentes peçonhentas brasileiras e suas
implicações na literatura médica. Gazeta médica da Bahia. p. 55-63, 2011.
BERNARDES, C. P.; SANTOS-FILHO, N. A.; COSTA, T. R.; GOMES, M. S.; TORRES, F.
S.; COSTA, J.; BORGES, M. H.; RICHARDSON, M.; DOS SANTOS, D. M.; DE CASTRO
PIMENTA, A. M.; HOMSI-BRANDEBURGO, M. I.; SOARES, A. M.; DE OLIVEIRA, F.
Isolation and structural characterization of a new fibrin(ogen)olytic metalloproteinase from
Bothrops moojeni snake venom. Toxicon. v.51, p. 574-584, 2008.
BLOM, A. M. Structural and functional studies of complement inhibidor C4b-binding
protein. Biochem Soc Trans. v. 30, p. 978-982, 2002.
BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de diagnóstico e tratamento de acidentes por animais
peçonhentos. Fundação Nacional de Saúde, 1998.
BRASIL. Fundação Nacional da Saúde. Manual de diagnóstico e tratamento de acidentes
por animais peçonhentos. 2ed. Brasília: FUNASA, 2001.
BROCHE, F.; TELLADO, J. M. Defense mechanisms of the peritoneal cavity. Curr Opin.
Crit. Care. v. 7, p. 105-116, 2001.
BROWN, R. L.; HALEY, T. L.; WEST, K. A.; CRABB, J. W. Pseudechetoxin: a peptide
blocker of cyclic nucleotide-gated ion channels. Proc. Natl Acad. Sci. v. 96, p.754-759,
1999.
BROWN, R. L.; LYNCH, L. L.; HALEY, T. L.; ARSANJANI, R. Pseudechetoxin binds to
the pore turret of cyclic nucleotide-gated ion channels. J. Gen. Physiol. v. 122, 749-760,
2003.
BURGER, R. Complement biosynthesis.Factors of the alternative pathway.In ROTHER, K.;
TILL, GO, ed. The complement system.1ª ed. Berlin, Springer-Verlag, p. 70-80, 1988.
CALKOSINSKI, I.; SEWERYN, E.; ZASADOWSKI, A.; MALOLEPSZA-
JARMOLOWSKA, K.; DZIERZBA, K.; BRONOWICKA-SZYDELKO, A.; MIERZCHLA,
M.; CEREMUGA, I.; ROSINCZUK-TONDERYS, J.; DOBRZYNSKI, M.; GAMIAN, A.
The composition, biochemical properties and toxicity of snake venoms. Postepy Hig Med
Dosw (Online). v. 64, p. 262-272, 2010.
CAMEO, M. S.; BLAQUIER, J. A. Androgen-controlled specific proteins in rat epididymis. J
Endocrinol. v. 69, p. 47-55, 1976.
CAMPBELL, R. D.; LAW, S. W.; REID, K. B.; SIM, R. B. Structure, organization, and
regulation of the complement genes. Annu Rev Immunol. v. 6, p.161-95, 1998.
CARDOSO, J. L.; FAN, H. W.; FRANÇA, F. O.; JORGE, M. T.; LEITE, R. P.; NISHIOKA,
S. A.; AVILA, A.; SANO-MARTINS, I. S.; TOMY, S. C.; SANTORO, M. L. Randomized
comparative trial of three antivenoms in the treatment of envenoming by lance-headed vipers
(Bothrops jararaca) in São Paulo, Brazil. The Quarterly journal of medicine.v. 86, p. 315-
325, 1993.
CARDOSO, J. L. C.; FRANÇA, F. O. S.; WEN, F. H.; MÁLAQUE, C. M. S.; HADDAD, V.
Animais peçonhentos no Brasil. Biologia, clínica e terapêutica dos acidentes. 2th ed. São
Paulo: Sarvier, 2009.
CARDOSO, D. F.; YAMAGUCHI, I. K.; SILVA, A.M.M. Produção de soros antitoxinas e
perspectivas de modernização por técnicas de biologia molecular. In: CARDOSO, J. L. C.;
FRANÇA, F. O. S.; WEN, F. H.; MÁLAQUE, C. M. S.; HADDAD JR V, editors. Animais
peçonhentos no Brasil – Bilogia, clínica e terapêutica dos acidentes. 1ed. São Paulo:
Sarvier; p. 367-379, 2003.
CARNEIRO, A. S.; RIBEIRO, O. G.; De FRANCO, M.; CABRERA, W. H. K.; VORRARO,
F.; SIQUEIRA, M.; IBAÑEZ, O. M.; STAROBINAS, N. Local inflammatory reaction
induced by Bothrops jararaca venom differs in mice selected for acute inflammatory
response. Toxicon.v.40, p.1571-1579, 2002.
CARRASCO, P. A.; MATTONI, C. I.; LEYNAUD, G. C. & SCROCCHI, G. J. Morphology,
phylogeny and taxonomy of South American bothropoid pitvipers (Serpentes, Viperidae).
Zoologica Scripta, v. 41, p. 109-124, 2012.
CARROL, M. V.; SIM, R. B. Complement in health and disease. Adv. Drug Deliv. Rev.,
Amsterdam, v. 63, p. 965-975, 2011.
CATTERALL, W. A. Molecular properties of voltage-sensitive sodium channels. Rev
Biochem. v. 55, p. 953-985, 1986.
CATTERALL, W. A. The molecular basis of neuronal excitability. Science. v. 223, p. 653-
661, 1984.
CESTÈLE, S.; CATTERALL, W. A. Molecular mechanism of neurotoxin action on voltage
gated sodium channels. Biochimie. v. 82, p. 883- 892, 2000.
CEVIKBAS, F.; STEINHOFF, N.; IKOMA, A. Role of Spinal Neurotransmitter Recptors in
Itch: New Insights into Therapies and Drug Development. CNS Neurosci Ther, 2010.
CHANG, C. C.; TSENG, K. H. Effect of crotamine, a toxin of south american rattlesnake
venom, on the sodium channel ofmurine skeletal muscle. Br. J. Pharmacol. v. 63, p. 551-
559, 1978.
CHEYMOL, J.; GONÇALVES, J. M.; BOURILLET, F.; ROCH-ARVEILLER, M.A
comparison of the neuromuscolar action of crotamine and the venom of Crotalus durissus
terrificus var. crotaminicus 1.Neuromuscular preparations in situ. Toxicon. v. 9, p. 279-286,
1971a.
CHEYMOL, J.; GONÇALVES, J. M.; BOURILLET, F.; ROCH-ARVEILLER, M.A
comparison of the neuromuscolar action of crotamine and the venom of crotalus durissus
terrificus var. crotaminicus 2. Isolated preparations. Toxicon. v. 9, p. 287–289, 1971b.
CHIPPAUX, J. P. Snakebites: appraisal of the global situation. Bull. World Health Organ.
v. 76, p. 515-524, 1998.
CHIPPAUX, J. P., WILLIAMS, V., and WHITE, J.Snake venom variability: methods of
study, results and interpretation. Toxicon. v. 29, p. 1279-1303, 1991.
CIDADE, D. A.; SIMÃO, T. DÁVILA, A. M.; WAGNER, G.; JUNQUEIRA-DE-
AZEVEDO, I. L.; HO, P. L.; BON, C.; ZINGALI, R. B.; ALBANO, R. M.
Bothrops jararaca venom gland transcriptome: analysis of the gene expression pattern.
Toxicon. v. 48, p. 437-461, 2006.
CLISSA, P. B.; LAING, G. D.; THEAKSTON, R. D.; MOTA, I.; TAYLOR, M. J.;
MOURA-DA-SILVA, A. M. The effect of jararhagin, a metalloproteinase from Bothrops
jararaca venom, on proinflammatory cytokines released by murine peritoneal adherent cells.
Toxicon. v. 39, p. 1567-1573, 2001.
CLISSA, P. B.; LOPES-FERREIRA, M.; DELLA-CASA, M. S.; FARSKY, S. H.; MOURA-
DA-SILVA, A. M. Importance of jararhagin disintegrin-like and cysteine-rich domains in the
early events of local inflammatory response. Toxicon. v. 47, p. 591-596, 2006.
COHEN, D. J.; ELLERMAN, D. A.; BUSSO, D.; MORGENFELD, M. M.; PIAZZA, A. D.;
HAYASHI, M.; YOUNG, E. T.; KASAHARA, M.; CUASNICU, P. S. Evidence that human
epididymal protein ARP plays a role in gamete fusion through complementary sites on the
surface of the human egg. Biol Reprod. v. 65, p. 1000-1005, 2001.
COHEN, D. J.; ELLERMAN, D. A.; CUASNICU, P. S. Mammalian sperm-egg fusion:
evidence that epididymal protein DE plays a role in mouse gamete fusion. Biol Reprod. v.
63, p. 462-468, 2000a.
COHEN, D. J.; ROCHWERGER, L.; ELLERMAN, D. A.; MORGENFELD, M. M.; BUSSO,
D.; CUASNICU, P. S. Relationship between the association of rat epididymalprotein „„DE‟‟
with spermatozoa and the behavior and function of the protein. Mol Reprod Dev. v. 56, p.
180-188, 2000b.
COLE, F. S.; COLTEN, H. R. Complement biosynthesis.Factors of the classical pathway.In
Rother K, Till GO, ed. The complement system. Law SKA, Reid KBM. Complement.
Oxford, Ilpress, p. 44-70, 1988.
COLOGNA, C. T.; PEIGNEUR, S.; ROSA, J. C.; SELISTRE-DE-ARAUJO, H. S.;
VARANDA, W. A.; TYTGAT, J.; ARANTES, E. C. Purification and characterization
of Ts15, the first member of a new α-KTX subfamily from the venom of the Brazilian
scorpion Tityus serrulatus. Toxicon. v.58, p. 54-61, 2011.
CONTRAN, R. SM; KUMAR, V.; COLLINS, T. Robins pathologic basis of diseases.6
edition, USA-Saunders Company, p. 69-75, 1999.
COSTA, H. C.; BÉRNILS, R. S. Devemos aplicar, na literatura médica, as mudanças recentes
na classificação das serpentes? Gazeta Médica da Bahia. v. 82, p. 28-32, 2012.
COURAUD, F.; JOVER, E.; DUBOIS, J. M.; ROCHAT, H.Two types of scorpion receptor
sites, one related to the activation, the other to the inactivation of the action potential sodium
channel. Toxicon. v.20, p. 9-16, 1982.
CROCKER, P.; ZAD, O.; MILLING, T.; MAXSON, T.; KING, B.; WHORTON, E. Human
cytokine response to Texas crotaline envenomation before and after antivenom
administration. Am J Emerg Med. v. 28, p. 871–879. 15, 2010.
CRUVINEL, W. M.; MESQUITA, D. JR., ARAÚJO, J. A. P.; CATELAN, T. T. T.; SOUZA,
A. W. S.; SILVA, N. P.; ANDRADE, L. E. C. Sistema imunitário – Parte 1: Fundamentos da
imunidade inata com ênfase nos mecanismos moleculares e celulares da resposta inflamatória.
Rev Bras Reumatol. v. 50, p. 434-461, 2010.
CUNHA, J. M.; SACHS, D.; CANETTI, C. A.; POOLE, S.; FERREIRA, S. H.; CUNHA, F.
Q. The critical role of leukotriene B-4 in antigen-induced mechanical hyperalgesia in
immunised rats. British Journal of Pharmacology. v. 139, p. 1135-1144, 2003.
CUNHA, T. M.; VERRI, W. A. JR.; VALÉRIO, D. A.; GUERRERO, A.T.; NOGUEIRA, L.
G.; VIEIRA, S. M.; SOUA, D. G.; TEIXEIRA, M. M.; POOLE, S.; FERREIRA, S. H.;
CUNHA, F. Q. Role of cytokines in mediating mechanical hypernociception in a model of
delayed-type hypersensitivity in mice. European Journal of Pain. v.12, p. 1059-1068, 2008.
CUSHMAN, D. W.; ONDETTI, M.A. History of design of captopril and related inhibitors of
angiotensin converting enzyme. Hypertension. v. 17, p. 589-592, 1991.
DE ALVARENGA, E. S. et al. Synthesis and evaluation of sesquiterpene lactone inhibitors of
phospholipase A2 from Bothrops jararacussu. Toxicon, vol. 57, n. 1, p. 100-108, 2011.
DIAS DA SILVA, W.; TAMBOURGI, D.V.; CAMPOS, A.C.M.R.; MAGNOLI, F.;
PETRICEVICH, V.L.; KIPNIS, T.L. Complement activation by animal venoms. J. Toxicol.
Toxin Rev. v. 14, p. 375-400, 1995.
EBERSPAECHER, U.; ROOSTERMAN, D.; KRATZSCHMAR, J.; HAENDLER,
B.; HABENICHT, U. F.; BECKER, A.; QUENSEL, C.; PETRI, T.; SCHLEUNING, W.
D.;DONNER, P. Mouse androgen-dependent epididymal glycoprotein CRISP-1 (DE/AEG):
isolation, biochemical characterization, and expression in recombinant form. Mol Reprod
Dev. v. 42, p. 157-72, 1995.
EDGAR, W.; PRENTICE, C. R. M. The proteolytic action of ancrod on human fibrinogen
and its polypeptide chains. Thromb.Res. v. 2, p. 85-95, 1973.
EDMAN, P.; BEGG, G.A protein sequenator. Eur. J. Biochem.v. 1, p. 80-91, 1967.
ELLERMAN, D. A.; COHEN, D. J.; WEIGEL, MUÑOZ, M.; DA ROS, V. G.; ERNESTO, J.
I.; TOLLNER, T. L.; CUASNICU, P. S. Immunologic behavior of human cysteine-rich
secretory protein 1 (hCRISP1) in primates: prospects for immunocontraception. Fertil Steril.
v. 93, p. 2551-2556, 2010.
ELLERMAN, D. A.; DA ROS, V. G.; COHEN, D. J.; BUSSO, D.; MORGENFELD, M. M.;
CUASNICU, P. S. Expression and structure-function analysis of DE, a sperm cysteine-rich
secretory protein that mediates gamete fusion. Biol. Reprod. v. 67, p.1225-1231, 2002.
ESCALANTE, T.; NUNEZ, J.; MOURA DA SILVA, A. M.; RUCAVADO, A.; THEKSTON
R.D.; GUTIÉRREZ, J. M. Pulmonary hemorrhage induced by jararhagin, a metalloproteinase
form Bothrops jararaca snake venom. Toxicol Appl Pharmacol. v. 193, p. 17-28, 2003.
ESCOUBAS, P.; DIOCHOT, S.; CÉLÉRIER, M. L.; NAKAJIMA, T.; LAZDUNSKI, M.
Novel tarantula toxins for subtypes of voltage-dependent potassium channels in the Kv2 and
Kv4 subfamilies. Mol Pharmacol. v. 62, p. 48-57, 2002.
ESCOUBAS, P.; DIOCHOT, S.; CORZO, G. Structure and pharmacology of spider venom
neurotoxins. Biochimie. v. 82, p. 893-907, 2000.
FAJLOUN, Z.; FERRAT, G.; CARLIER, E.; FATHALLAH, M.; LECOMTE, C.; SANDOZ,
G.; DI LUCCIO, E.; MABROUK, K.; LEGROS, C.; DARBON, H.; ROCHAT, H.;
SABATIER, J. M.; DE WAARD, M. Synthesis, 1H NMR structure, and activity of a three-
disulfide-bridged maurotoxin analog designed to restore the consensus motif of scorpion
toxins. J Biol Chem. v. 275, p. 13605-12, 2000.
FARSKY, S.H.; GONÇALVES, L.R.; GUTIÉRREZ, J.M.; CORREA, A.P.; RUCAVADO,
A.; GASQUE, P.; TAMBOURGI, D.V. Bothrops asper snake venom and its
metalloproteinase BaP-1 activate the complement system. Role in leucocyte recruitment.
Mediators Inflamm. v.9, p. 213-221, 2000.
FERREIRA, S. H. A bradykinin-potentiating factor (BFP) present in the venom of Bothrops
jararaca. Br J Pharmacol. v. 24, p. 163-169, 1965.
FERREIRA, S. H. Inflammation, prostaglandins and aspirin-like drug. Trans Med Soc Lond.
v. 89, p. 20-31, 1973.
FENWICK, A. M.; GUTBERLET, R. L.; JR., EVANS, J. A.; PARKINSON, C. L.
Morphological and molecular evidencefor phylogeny and classification of South American
pitvipers, genera Bothrops, Bothriopsis, and Bothrocophias (Serpentes: Viperidae).
Zoological Journalof the Linnnean Society. v. 156, p. 617-640, 2009.
FIELDING, C. A.; MCLOUGHLIN, R. M.; MCLEOD, L.; COLMONT, C. S.;
NAJDOVSKA, M.; GRAIL, D.; ERNST, M.; JONES, S. A.; TOPLEY, N.; JENKIN, B. J. IL-
6 regulates neutrophil trafficking during acute inflammation via STAT3. J Immunol, v. 181,
p. 2189-95, 2008.
FLORES, C.A.; ZAPPELLINI, A.; PRADO-FRANCESCHI, J. Lipoxygenase-derived
mediators may be involved in in vivo neutrophil migration induced by Bothrops erytromelas
andBothrops alternatus venoms. Toxicon v. 31, p. 1551-1559, 1993.
FOX, J. W.; MA, L.; NELSON, K.; SHERMAN, N. E.; SERRANO, S. M. Comparison of
indirect and direct approaches using ion-trap and Fourier transform ion cyclotron resonance
mass spectrometry for exploring viperid venom proteomes. Toxicon.v. 47, p. 700-714, 2006.
FRANÇA, F.O.S; MÁLAQUE, C.M.S. Animais peçonhentos no Brasil. In: CARDOSO, J. L.
C; FRANÇA F. O. S; FAN, H. V; MÁLAQUE, C. M. S; HADDAD JR. V, editors. Acidente
botrópico. 1ed. São Paulo: Sarvier; p. 72-86, 2003.
FRANÇA, F. O. S.; MÁLAQUE, C.M.S. Acidente botrópico. In: CARDOSO, J.L. C.,
FRANÇA, F.O. S., WEN, F. H., MÁLAQUE, C.M.S. HADDAD JR. V, editors. Animais
peçonhentos no Brasil- Biologia, clínica e terapêutica dos acidentes. 2 ed. São Paulo:
Sarvier; p. 81-95, 2009.
FRANÇA, L.R. & RUSSELL, L.D.The testis of domestic animals.In: Regadera, J. &
Martinez-Garcia (eds.). Male reproduction. A multidisciplinary overview. Churchill
Livingstone, Madrid, p.197-219, 1998.
FRANCO, F. L. Origem e Diversidade das Serpentes. In: CARDOSO, J. L. C.; FRANÇA, F.
O. S.; WEN, F. H.; MÁLAQUE, C. M. S.; HADDAD JR, V. Animais peçonhentos no
Brasil. São Paulo: Sarvier, p. 22-41, 2003.
FRY B, G. From genome to „„venome‟‟: molecular origin and evolution of the snake venom
proteome inferred from phylogenetic analysis of toxin sequences and related body proteins.
Genome Res v.15, p.403-420, 2005.
FUJIMURA, Y.; IKEDA, Y.; MIURA, S.; YOSHIDA, E.; SHIMA, H.; NISHIDA, S.;
SUZUKI, M.; TITANI, K.; TANIUCHI, Y.; KAWASAKI, T. Isolation and characterization
of jararaca GPIb-BP, a snake venom antagonist specific to platelet glycoprotein Ib. Thromb
Haemost. v. 74, p. 743-750, 1995.
FURTADO, M. F.; MARUYAMA, M.; KAMIGUTI, A. S.; ANTONIO, L. C. Comparative
study of nine Bothrops snake venoms from adult female snakes and their offspring. Toxicon.
v. 29, p. 219-226, 1991.
GADIENT, R. A.; PATTERSON, P. H. Leukemia inhibitory factor, Interleukin 6, and other
cytokines using the GP130 transducing receptor: roles in inflammation and injury. Stem
Cells. v. 17, p. 127-137, 1999.
GALVÃO NASCIMENTO, N.; SAMPAIO, M. C.; AMARAL OLIVO, R.; TEIXEIRA, C.
Contribution of mast cells to the oedema induced by Bothrops moojeni snake venom and a
pharmacological assessment of the inflammatory mediators involved. Toxicon. v. 55, p. 343–
352, 2010.
GARCIA, M. L.; GALVEZ, A.; GARCIA-CALVO, M.; KING, V. F.; VAZQUEZ, J.;
KACZOROWSKI, G. J. Use of toxins to study potassium channels. J Bioenerg
Biomembr. v. 23, p. 615-46, 1991.
GIBBS, G. M.; O‟BRYAN, M. K. Cysteine rich secretory proteins in reproduction and
venom. Soc Reprod Fertil Suppl. v. 65, p. 261-267, 2007.
GIBBS, G. M.; SCANLON, M. J.; SWARBRICK, J.; CURTIS, S.; GALLANT, E.;
DULHUNTY, A. F.; O‟BRYAN, M. K. The cysteine-rich secretory protein domain of Tpx-1
is related to ion channel toxins and regulates ryanodine receptor Ca2+
signaling. J Biol Chem.
v. 281, p. 4156-4163, 2006.
GONÇALVEZ, L.R; MARIANO, M. Local haemorrhage induced by Bothrops jararaca
venom: relationship to neurogenic inflammation. Mediators inflamm. v. 9, p. 101-107, 2000.
GONÇALVES, A. R.; SOARES, M. J.; DE SOUZA, W.; DA MATTA, R. A.; ALVES, E. W.
Ultrastructural alterations and growth inihition of Trypanosoma cruzi and Leishmania major
indeced by Bothrops jararaca venom. Parasitol Res. v. 88, p. 598-602, 2002.
GREEN, L. C.; LUZURIAGA, K. R.; WAGNER, D. A.; RAND, W.; ISTFAN, N.; YOUNG,
V. R.; TANNENBAUM, S.R. Nitrate biosynthesis in man. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. v.
78, p. 7764-7768, 1981.
GUO, M.; TENG, M.; NIU, L.; LIU, Q.; HUANG, Q.; HAO, Q. Crystal structure of the
cysteine-rich secretory protein stecrisp reveals that the cysteine-rich domain has a K+ channel
inhibitor-like fold. J Biol Chem. v. 280, p. 12405-12, 2005.
GUTIÉRREZ, J.M.; CHAVES, F.; CERDAS, L. Inflammatory infiltrate in skeletal muscle
injected with Bothrops asper venom. Rev. Biol. Trop. v. 34, p. 209-214, 1986.
GUTMAN, G. A.; CHANDY, K. G.; GRISSMER, S.; LAZDUNSKI, M.; MCKINNON, D.;
PARDO, L.A.; ROBERTSON, G. A.; RUDY, B.; SANGUINETTI, M. C.; STÜHMER, W.;
WANG, X. International Union of Pharmacology. LIII. Nomenclature and molecular
relationships of voltage-gated potassium channels. Pharmacol Rev. v. 57, p. 473-508, 2005.
HAAS, P. J.; VAN STRIJP, J. Anaphylatoxins: their role in bacterial infection and
inflammation. Immunol Res. v. 37, p. 161-175, 2007.
HAENDLER, B.; KRATZSCHMAR, J.; THEURING, F.; SCHLEUNING, W. D. Transcripts
for cysteine-rich secretory protein-1 (CRISP-1; DE/AEG) and the novel related CRISP-3 are
expressed under androgen control in the mouse salivary gland. Endocrinology.v.133, p. 192-
198, 1993.
HARRISON, R. A; HARGREAVES, A.; WAGSTAFF, S. C.; FARAGHER, B.; LALLOO,
D. G. Snake Envenoming: A Disease of Poverty. PLoS Neglected Trop Dis. v. 3, 2009.
HARVEY, A. L.; BRADLEY, K. N.; COCHRAN, S. A.; ROWAN, E. G.; PRATT, J. A.;
QUILLFELDT, J. A.; JERUSALINSKY, D. A. What can toxins tell us about drug discovery?
Toxicon. v. 36, p.1635-1640, 1998.
HENRIKSEN, A.; KING, T. P.; MIRZA, O.; MONSALVE, R. I.; MENO, K.; IPSEN, H.;
LARSEN, J. N.; GAJHEDE, M.; SPANGFORT, M. D. Major venom allergen of yellow
jackets, Ves v 5: structural characterization of a pathogenesis- related protein superfamily.
Proteins. v. 45, p. 438-448, 2001.
HERNANDEZ CRUZ, A.; GARCIA-JIMENEZ, S.; ZUCATELLI MENDONÇA, R.;
PETRICEVICH, V. L. Pro-and anti-inflammatory cytokines release in mice injected with
Crotalus durissus terrificus venom. Mediators Inflamm, 2008:874962, 2008.
HILLE, B. Ion channels of excitable cells. 3. Ed, Sinauer Associates: Sunderland,
Massachusetts, p.83-114, 1992.
HIRANO, T. Molecular basis underlying functional pleiotropy of cytokines and growth
factors. Biochem Biophys Res Commun. v. 260, p. 303-308, 1999.
HOWARD, M. T.; MUCHAMUEL, S.; ANDRADE, S.; MENON, S. Interleukin 10 protects
mice from lethal endotoxemia. J Exp Med. vol. 177, p. 1205-1208, 1993.
JACKSON, K. The evolution of venom-conducting fangs: Insights from developmental
biology. Toxicon. v. 49, p. 975-981, 2007.
JALKANEN, J.; HUHTANIEMI, I.; POUTANEN, M. Mouse cysteine-rich secretory protein
4 (CRISP4): a member of the Crisp family exclusively expressed in the epididymis in an
androgen-dependent manner. Biol. Reprod.v. 72, p. 1268-1274, 2005.
JAN, L. Y.; JAN, Y. N. Structural elements involved in specific K+ channel functions.
Annu.Rev. Physiol. v. 54, p. 537-555, 1992.
JANG, J. H.; CLARK, J. D.; LI, X.; YOREK, M. S.; USACHEV, Y. M.; BRENNAN, T. J.
Nociceptive sensitization by complement C5a and C3a in mouse. Pain. v.148, p. 343-52,
2010.
JIN, Y.;LU, Q.; ZHOU, X.; ZHU, S.; LI, R.; WANG, W.; XIONG, Y. Purification and
cloning of cysteine rich proteins from Trimeresurus jerdonii and Naja atra venoms. Toxicon.
v.42, p. 539-547, 2003.
JORGE, M. T.; RIBEIRO, L. A. Acidentes por serpentes peçonhentas do Brasil. Revista da
Associação Médica Brasileira. v. 36, p. 66-77,1990.
JORGE, M.T.; RIBEIRO, L.A. Antivenom serum doses in the treatment of poisoning by a
venomous snake of the genus Bothrops. Revista de Associação Médica Brasileira.v. 43, p.
74-76, 1997.
JOVER, E.; COURAUD, F.; ROCHAT, H.Two types of scorpion neurotoxins characterized
by their binding to two separate receptor sites on rat brain synaptosomes. Biochem
BiophysRes Commun. v. 95, p. 1607-14, 1980.
JUNQUEIRA-DE-AZEVEDO, I.; HO, P. L.A survey of gene expression and diversity in the
venom glands of the pit viper snake Bothrops insularis through the generation of expressed
sequence tags (ESTs). Gene. v. 299, 279–291, 2002.
KARLSSON, E. Chemistry of protein toxins in snake venoms. In: LEE, C. Y. Snake Venoms,
Handbook of Exp. Pharm. Springer- Verlag, Berlin,v. 52, p. 159-212, 1979.
KASAHARA, M.; GUTKNECHT, J.; BREW, K.; SPURR, N.; GOODFELLOW, P. N.
Cloning and mapping of a testis-specific gene with sequence similarity to a sperm-coating
glycoprotein gene. Genomics. v. 5, p. 527-534, 1989.
KASHIMA, S.; ROBERTO, P. G.; SOARES, A. M.; ASTOLFI-FILHO, S.; PEREIRA, J. O.;
GIULIATI, S.; FARIA, M. JR.; FONTES, M. R.; GIGLIO, J. R.; FRANÇA, S. C. Analysis
of Bothrops jararacussu venomous gland transcriptome focusing on structural and functional
aspects: I--gene expression profile of highly expressed phospholipases A2. Biochimie. v. 86,
p. 211-219, 2004.
KASTURIRATNE, A.; WICKREMASINGLE, A. R.; SILVA, N.; GUNAWARDENA, N.
K.; PATHMESWARAN, A.; PREMARATNA, R.; SAVIOLI, L.; LALLOO, D. G.; SILVA,
J. Estimation of the global burden of snakebite: a literature analysis and modelling based on
regional estimates of envenoming and deaths. PLoS Medicine.v. 5, e218, 2008.
KIERSZENBAUM, A. L.; LEA, O.; PETRUSZ, P.; FRENCH, F. S.; TRES, L. L. Isolation,
culture, and immunocytochemical characterization of epididymal epithelial cells from
pubertal and adult rats. Proc. Natl Acad. Sci. USA. v. 78, p. 1675-1679, 1981.
KIM, D. D.; SONG, W. C. Membrane complement regulatory proteins. Clin Immunol. v.
118, p. 127-136, 2006.
KING, T. P.; SOBOTKA, A. K.; ALAGON, A.; KOCHOUMIAN, L.; LICHTENSTEIN, L.
M. Protein allergens of white-faced hornet, yellow hornet, and yellow jacket venoms.
Biochemistry. v. 17, p. 5165–5174, 1978.
KING, T.C. Patologia. Rio de Janeiro: Elsevier, 2007.
KISHIMOTO, T. Interleukin-6: discovery of a pleiotropic cytokine. Arthritis Res Ther; v.
8(Suppl 2): S2, 2006.
KJELDSEN, L.; COWLAND, J. B.; JOHNSEN, A. H.; BORREGAARD, N. SGP28, a novel
matrix glycoprotein in specific granules of human neutrophils with similarity to a human
testis-specific gene product and a rodent sperm-coating glycoprotein. Febs Lett. v. 380, p.
246-250, 1996.
KOH, D. C.; ARMUGAM, A.; JEYASEELAN, K. Snake venom components and their
applications in biomedicine. Cell Mol Life Sci. v. 63, p. 3030-3041, 2006.
KOSARI, F.; ASMANN, Y. W.; CHEVILLE, J. C.; VASMATZIS, G. Cysteine-rich
secretory protein-3: a potential biomarker for prostate cancer. Cancer Epidemiol
Biomarkers Prev. v. 11, p. 1419-1426, 2002.
KOWAL-VERN, A.; WLANGA, J. M.; SHAPR-PUCCI, M.; HOPPENSTEADT, D.;
GAMELLI, R. L. Postburn edema and related changes in interlukin-2, leukocytes, platelet
activation, endothelin-1, and C1 esterase inhibitor. J Burn Care Rehabil. v. 18, p. 99-103,
1997.
KRATZSCHMAR, J., HAENDLER, B., EBERSPAECHER, U.; ROOSTERMAN, D.;
DONNER, P.; SCHLEUNING, W. D. The human cysteine-rich secretory protein (CRISP)
family.Primary structure and tissue distribution of CRISP-1.CRISP-2 and CRISP-3. Eur. J.
Biochem.v. 236, p. 827–836, 1996.
KUSHMERICK, C.; MESQUITA DE CARVALHO, F.; DE MARIA, M.; MASSENSINI,
AR. R.; ROMANO-SILVA, M. A.; GOMES, M. V.; KALAPOTHAKIS, E.; PRADO, M. A.
Effects of a Lasiodora spider venom on Ca2+ and Na+ channels. Toxicon. v. 39, p. 991-1002,
2001.
LAEMMLI, U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of
bacteriophage T4. Nature. v. 227, p. 680-685, 1970.
LAROSA, D. F.; ORANGE, J. S. 1. Lymphocytes. J Allergy Clin Imunol. v. 121, p. 364-
369, 2007.
LECHT, S.; CHIAVERELLI, R. A.; GERSTENHABER, J.; CALVETE, J. J.;
LAZAROVICI, P.; CASEWELL, N. R.; HARRISON, R.; LELKES, P. I.;
MARCINKIEWICZ, C. Anti-angiogenic activities of snake venom CRISP isolated from
Echis carinatus sochureki. Biochim Biophys Acta. v. 1850, p. 1169-1179, 2015.
LEE, J. K.; JOHN, S. A.; WEISS, J. N. Novel gating mechanism of polyamine block in the
strong inward rectifier K+channel Kir2.1 J. Gen. Physiol. v. 113, p. 555-564, 1999.
LEE, U.; NAM, Y. R.; YE, J. S.; LEE, K. J.; KIM, N.; JOO, C. H. Cysteine-rich secretory
protein 3 inhibits hepatitis C virus at the intial phase of infection. Biochem Biophys Res
Commun. v. 450, p.1076-1082, 2014.
LEITÃO, D. P.; POLIZELLO, A. C.; ROTHSCHILD, Z. Coagulation and fibrinolysis in
capybara (Hydrochaeris hydrochaeris), a close relative of the guinea-pig (Cavia porcellus).
Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. v. 125, p. 113-120, 2000.
LEVY, J. H. The human inflammatory response. J. Cardiovasc. Pharmacol., 27 (supl. 1)
S31-S37, 1996.
LIAO, Q.; KLEEFF, J.; XIAO, Y.; GUWEIDHI, A.; SCHAMBONY, A.; TOPFER-
PETERSEN, E.; ZIMMERMANN, A.; BUCHLER, M. W.; FRIESS, H. Preferential
expression of cysteine-rich secretory protein-3 (CRISP-3) in chronic pancreatitis.
Histopathol. v. 18, p. 425-433, 2003.
LOMONTE, B.; TARKOWSKI, A.; HANSON, L.A. Host response to Bothrops asper snake
venom.Analysis of edema formation, inflammatory cells, and cytokine release in a mouse
model. Inflammation, v.17, p.93-105, 1993.
LU, G.; VILLALBA, M.; COSCIA, M. R, HOFFMAN, D. R, KING, T. P. Sequence analysis
and antigenic cross-reactivity of a venom allergen, antigen 5, from hornets, wasps, and yellow
jackets. J Immunol. v. 150, p. 2823–2830, 1993.
MAEDA, T.; NISHIDA, J.; NAKANISHI, Y. Expression pattern, subcellular localization and
structure-function relationship of rat Tpx-1, a spermatogenic cell adhesion molecule
responsible for association with Sertoli cells. Dev Growth Differ. v.41, p.715-722, 1991.
MAEDA, T.; SAKASHITA, M.; OHBA, Y.; NAKANISHI, Y. Molecular cloning of the rat
Tpx-1 responsible for the interaction between spermatogenic and Sertoli cells. Biochem.
Biophys. Res. Commun. v. 248, p. 140-146, 1998.
MAN, D. P.; MINTA, J. O. Purification, characterization, and analysis of the mechanism of
action of four anti-complementary factors in Crolalus atrox venom. Immunochemistry,
Oxford. v. 14, p. 521-527, 1977.
MARCUSSI, S.; ARANTES, E. C.; SOARES, A. M.; GIGLIO, J. R.; MAZZI, M. V.
Escorpiões: Biologia, envenenamento e mecanismos de ação de suas toxinas. São Paulo.
FUNPEC, 2011.
MARUYAMA, M.; SUGIKI, M.; YOSHIDA, E.; MIHARA, H.; NAKAJIMA, N.
Purification and characterization of two fibrinolytic enzymes from Bothrops jararaca
(jararaca) venom. Toxicon. v. 30, p. 853-864, 1992a.
MARUYAMA, M.; SUGIKI, M.; YOSHIDA, E.; SHIMAYA, K.; MIHARA, H. Broad
substrate specificity of snake venom fibrinolytic enzymes: possible role in haemorrhage.
Toxicon. v. 30, p. 1387- 1397, 1992b.
McDONOUGH, S. I. Gating modifier toxins of voltage-gated calcium channels. Toxicon. v.
49, p. 202-212, 2007.
MEDZHITOV, R.; JANEWAY, C. A. Innate immunity: imapct of immune response.
Current Opinion in Immunology. v. 9, p. 4-9, 1997.
MELGAREJO, A. R. Serpentes peçonhentas do Brasil. In: João Luiz Costa Cardoso (ed.)
Animais peçonhentos no Brasil. Biologia, clínica e terapêutica dos acidentes. São Paulo:
Sarvier; p. 33-61, 2003.
MENALDO, D. L.; BERNARDES, C. P.; PEREIRA, J. C.; SILVEIRA, D. S.; MAMADE,
C.C.; STANZIOLA, L.; OLIVEIRA, F.D., PEREIRA-CROTT, L.S.; FACCIOLI, L. H.;
SAMPAIO, S.V. Effects of two serine proteases from Bothrops pirajai snake venom on the
complement system and the inflammatory response. Int Immunopharmacol. v. 15, p.764-
771, 2013.
MENEZES, M. C.; FURTADO, M. F.; TRAVAGLIA-CARDOSO, S. R.; CAMARGO, A.C;
SERRANO, S. M. Sex-based individual variation of snake venom proteome among
eighteen Bothrops jararaca siblings. Toxicon. v. 47, p. 304-312, 2006.
MESQUITA, D. Jr.; ARAÚJO, J. A. P.; CATELAN, T. T. T.; SOUZA, A. W. S.;
CRUVINEL, W. M.; ANDRADE, L. E. C.; SILVA, N. P. Sistema Imunitário- Parte II:
Fundamentos da resposta imunológica mediada por lpinfócitos T e B. Rev Bras Reumatol. v.
50, p. 552-580, 2010.
MINISTÉRIO DA SAÚDE. Situação epidemiológica- Dados, 2014. Disponível
emhttp://portalsaude.saude.gov.br/index.php/o-ministerio/principal/leia-mais-o
ministerio/1025-secretaria-svs/vigilancia-de-a-az/animais-peconhentos-serpentes/l2animais-
peconhentos serpentes/13712-situacao-epidemiologica-dados Acesso em: 12 Maio, 2015.
MIZUNO, H.; FUJIMOTO, Z.; KOIZUMI, M.; KANO, H.; ATODA, H.; MORITA, T.
Structure of coagulation factors IX/X-binding protein, a heterodimer of C-type lectin
domains. Nat. Struct. Biol, v. 4, p. 438-441, 1997.
MOCHCA-MORALES, J.; MARTIN, B. M. & POSSANI, L. D. Isolation and
characterization of helothermine, a novel toxin from Heloderma horridum horridum (Mexican
beaded lizard) venom. Toxicon. v. 28, p. 299-309, 1990.
MOREIRA, V.; DOS-SANTOS, M. C.; NASCIMENTO, N. G, BORGES DA SILVA, H.;
FERNANDES, C. M.; D‟ IMPERIO LIMA, M. R.; TEIXEIRA, C. Local inflammatory
events induced by Bothrops atrox snake venom and the release of distinct classes of
inflammatory mediators. Toxicon. v. 60, p. 12–20, 2012.
MOREIRA, V.; ZAMUNER, S. R.; WALLACE, J. L.; TEIXEIRA, C de F. Bothrops
jararaca and Crotalus durissus terrificus venoms elicit distinct responses regarding to
production of prostaglandins E2 and D2, and expression of cyclooxygenases. Toxicon. v. 49,
p. 615-624, 2007.
MORGAN, B. P.; HARRIS, C. L. Complement regulatory proteins. Academic Press.
London. 382p, 1999.
MORITA, T. C-type lection related proteins from snake venom. Curr Drug Targets
Cardiovasc Haematol Disord. v. 4, p. 357-373, 2004.
MORRISSETTE, J.; KRATZSCHMAR, J.; HAENDLER, B.; el-HAYEK, R.; MOCHCA-
MORALES, J.; MARTIN, B. M.; PATEL, J. R.; MOSS, R. L.; SCHLEUNING, W, D.;
CORONADO, R. et al. Primary structure and properties of helothermine, a peptide toxin that
blocks ryanodine receptors. Biophys J. v. 68, p. 2280-2288, 1995.
MOUHAT, S.; ANDREOTTI, N.; JOUIROU, B.; SABATIER, J. M. Aniaml toxins acting on
voltage-gated potassium channels. Curr Pharm Des. v. 14, p. 2503-18, 2008.
MOURA-DA-SILVA, A. M.; BUTERA, D.; TANJONI, I. Importance of snake venom
metalloproteinases in cell biology: effects on platelets, inflammatory and endothelial cells.
Curr Pharm Des. v. 13, p. 2893-2905, 2007.
MOURA-DA-SILVA, A. M.; DELLA-CASA, M. S.; DAVID, A. S.; ASSAKURA, M. T.;
BUTERA, D.; LEBRUN, I.; SHANNON, J. D.; SERRANO, S. M.; FOX, J. W. Evidence for
heterogeneousforms of the snake venom metalloproteinase jararhagin: a factor contributing to
snake venom variability. Arch Biochem Biophys. v. 409, P. 395-401, 2003.
NEIVA, M. et al. Transcriptome analysis of the Amazonian viper Bothrops atrox venom
gland using expressed sequence tags (ESTs). Toxicon. v. 53, n. 4, p. 427-436, 2009.
NELSON, M. T, QUAYLE, J. M. Physiological roles and properties of potassium channels in
arterial smooth muscle. Am J Physiol. v. 268, p. 799-822, 1995.
NIDERMAN, T.; GENETET, I.; BRUYERE, T.; GEES, R.; STINTZI, A.; LEGRAND, M.;
FRITIG, B.; MOSINGER, E. Pathogenesis-related PR-1 proteins are antifungal. Isolation and
characterization of three 14-kilodalton proteins of tomato and of a basic PR-1 of tobacco with
inhibitory activity against Phytophthora infestans. Plant Physiol v. 108, p.17–27, 1995.
NIKAI, T.; MORI, N.; KISHIDA, M.; SUGIHARA, H.; TU, A. T. Isolation and biochemical
characterization of hemorrhagic toxin f from the venom of Crotalus atrox (western
diamondback rattlesnake). Arch Biochem Biophys. v. 231, p. 309-319, 1984.
NISHIDA, S,. FUJIMURA, Y., MIURA, S.; OZAKI, Y.; USAMI, Y.; SUZUKI, M.;
TITANI, K.; YOSHIDA, E.; SUGIMOTO, M.; YOSHIOKA, A.; et al. Purification and
characterization of bothrombin, a fibrinogen-clotting serine protease from the venom of
Bothrops jararaca. Biochemistry. v. 33, p. 1843-1849, 1994.
NOBILE, M.; MAGNELLI, V.; LAGOSTENA, L.; MOCHCA-MORALES, J.; POSSANI, L.
D.; PRESTIPINO, G. The toxin helothermine affects potassium currents in newborn rat
cerebellar granule cells. J. Membr. Biol. v. 139, p. 49-55, 1994.
NOBILE, M.; NOCETI, F.; PRESTIPINO, G.; POSSANI, L. D.Helothermine, a lizard venom
toxin, inhibits calcium current in cerebellar granules. Exp Brain Res. v. 110, p.15-20, 1996.
OBERHOLZER, A.; OBERHOLZER, C.; MOLDAWER, L. L. Interleukin 10: A complex
role in the pathogenesis of sepsis syndromes and its potential as an antiinflamatory drugs.
Crit. Care Med. v.30, p. 58-63, 2002.
OLIVEIRA, C. Z. Caracterização funcional e estrutural de inibidores de fosfolipases A2
isolados do plasma de serpente Bothrops jararacussu. Faculdade de Ciências Farmacêuticas
de Ribeirão Preto. Tese de Doutorado. Ribeirão Preto, 2009.
OSIPOV, A. V.; LEVASHOV, M. Y.; TSETLIN, V.I.; UTKIN, Y. N. Cobra venom contains
a pool of cysteine-rich secretory proteins. Biochemical and Biophysical Research
Communications. v. 328, p. 177-182, 2005.
PARKINSON, C. L.; CAMPBELL, J. A.; CHIPPINDALE, P. T. Multigene phylogenetic
analysis of Pitvipers, with comments on their biogeography.In: SCHUETT, G. W.;
HOGGREN, M.; DOUGLAS, M. E.; GREENE, H. W. (ed.). Biologyof the vipers.Eagle
Mountain Publ., p. 93-110, 2002.
PEICHOTO, M. E.; MACKESSY, S. P.; TEIBLER, P.; TAVARES, F. L.; BURCKHARDT,
P. L.; BRENO, M. C.; ACOSTA. O.; SANTORO, M. L. Purification and characterization of a
cysteine rich secretory protein from Philodryas patagoniensis snake venom. Comp Biochem
Physiol C Toxicol Pharmacol. v. 150, p. 79-84, 2009.
PETRICEVICH, V. L.; TEIXEIRA, C. F.; TAMBOURGI, D. V.; GUTIÉRREZ, J. M.
Increments in serum cytokine and nitric oxide levels in mice injected with Bothrops asper and
Bothrops jararaca snake venoms. Toxicon. v. 38, p. 1253-1266, 2000.
PIDDE-QUEIROZ, G.; FURTADO, M.F.; FILGUEIRAS, C.F.; PESSOA, L.A.;
SPADAFORA-FERREIRA, M.; VAN DEN BERG, C.W.; TAMBOURGI, D.V. Human
complement activation and anaphylatoxins generation induced by snake venom toxins from
Bothrops genus. Mol Immunol. v. 47, p. 2537-2544, 2010.
PIDDE-QUEIROZ, G.; MAGNOLI, F. C.; PORTARO, F. C, SERRANO, S. M.; LOPES, A.
S.; PAES LEME, A. F.; VAN DEN BERG, C. W.; TAMBOURGI, D. V. P-I snake venom
metalloproteinase is able to activate the complement system by direct cleavage of central
components of the cascade. PLoS Negl Trop Dis.v. 7, p. 1-11, 2013.
PINHO, F.M.O.; PEREIRA, I.D. Ofidismo. Ass.Med. Bras.v. 47, p. 24-29, 2001.
RANGEL-SANTOS, A.; LIMA, A.; LOPES-FERREIRA, M.; CARDOSO, D.F.
Immunosuprresive role of principal toxin (crotoxin) of Crotalus durissus terrificus venom.
Toxicon. v.44, p. 609-616, 2004.
RANKIN, J. A. Biological mediators of acute inflammation. AACN Clinical issues. v. 15, p.
3-17, 2004.
RIBEIRO, L. A, JORGE, M. T. Acidentes por serpentes do gênero Bothrops série de 3139
casos. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. v. 30, p. 475-480, 1997.
ROCHA E SILVA, M. A brief survery of the history of inflammation. Agents Actions. v. 8,
p. 45-49, 1978.
ROCHA E SILVA M, BERALDO WT, ROSENFELD G. Bradykinin, a hypotensive and
smooth muscle stimulating factor released from plasma globulin by snake venoms and by
trypsin. Am J Physiol. v. 156, p. 261-73, 1949.
RODRIGUES, V. M.; SOARES, A. M.; GUERRA-SÁ, R.; RODRIGUES, V.; FONTES, M.
R. M.; GIGLIO, J. R. Structural and Functional Characterization of Neuwiedase, a
Nonhemorrhagic Fibrin(ogen)olytic Metalloprotease from Bothrops neuwiedi Snake Venom.
Arch Biochem Biophys. v. 381, p. 213-224, 2000.
RODRÍGUEZ DE CÓRDOBA, S.; ESPARZA-GORDILLO, J.; GOICOECHEA DE JORGE,
E.; LOPEZ- TRASCASA, M.; SÁNCHEZ-CORRAL, P. The human complement factor H:
functional roles, genetic variations and disease associations. Mol Immunol. v. 41, p. 355-367,
2004.
ROITT, I.M.; BROSTOFF, J.; MALE, D. K. Imunologia.5a edição, editora Manole, p.61-69,
1999.
SALVEMINI, D.; WANG, Z. Q.; WYATT, P. S.; BOURDON, D. M.; MARINO, M. H.;
MANNING, P. T.; CURRIE, M. G. Nitric oxide: a key mediator in the early and late phase of
carrageenan-induced rat paw inflammation. Br J Pharmacol. v. 118, p. 829-38, 1996.
SANO-MARTINS, I.S.; FAN, H. W.; CASTRO, S. C. B.; TOMY, S. C.; FRANÇA, F. O. S.;
JORGE, M. T.; KAMIGUTI, A. S.; WARRELL, D. A.; THEAKSTON, R. D. G.; BIASG.
Reliability of the simple 20 min whole blood clotting test (WBCT20) as an indicator of low
plasma fibrinogen concentration in patients envenomed by Bothrops snakes. Toxicon. v. 32,
p. 1045-1050,1994.
SANTORO, M. L.; SANO-MARTINS, I. S.; FAN, H. W.; CARDOSO, J. L.; THEAKSTON,
R. D.; WARRELL, D. A. Haematological evaluation of patients bitten by the jararaca,
Bothrops jararaca, in Brazil. Toxicon. v. 51, p. 1440-1448, 2008.
SANTORO, M. L.; VAQUERO, T. S.; PAES LEME, A. F, SERRANO, S. M. NPP-BJ, a
nucleotide pyrophosphatase/phosphodiesterase from Bothrops jararaca snake venom, inhibits
platelet aggregation. Toxicon. v. 54, p. 499-512, 2009.
SANO-MARTINS, I. S.; SANTORO, M. L. Distúrbios hemostáticos em envenenamentos por
animais peçonhentos no Brasil. In: Cardoso, J. L. C.; FRANÇA, F. O. S.; WEN, F. H.;
MÁLAQUE, C. M. S.; HADDAD Jr. V. Editors. Animais peçonhentos no Brasil. São
Paulo: Sarvier, p. 289-309, 2003.
SCOPES, R. K. Measurement of protein by spectrophotometry at 205-nm. Analytical
Biochemistry, v. 59, p. 277-282, 1974.
SELISTRE, H. S.; GIGLIO, J. R.; HAMSI-BRANDEBURGO, M. I. Atividade
anticoagulante de toxinas de venenos de Bothrops insularis e B. jararacussu. M. Inst.
Butantan v. 52, p.73-74, 1990.
SERRANO, S.M.; HAGIWARA, Y.; MURAYAMA, N.; HIGUCHI, S.; MENTELE, R.;
SAMPAIO, C.A.; CAMARGO, A. C.; FINK, E. Purification and characterization of a kinin-
releasing and fibrinogen-clotting serine proteinase (KN-BJ) from the venom of Bothrops
jararaca, and molecular cloning and sequence analysis of its cDNA. Eur. J. Biochem. v.
251, p. 845-853, 1998.
SERRANO, S. M.; MAROUN, R. C.Snake venom serine proteinases: sequence homology vs.
substrate specificity, a paradox to be solved. Toxicon. v. 45, p. 1115-1132, 2005.
SERRANO, S. M.; REICHL, A. P.; MENTELE, R.; AUERSWALD, E. A.; SANTORO, M.
L.; SAMPAIO, C. A.; CAMARGO, A. C.; ASSAKURA, M. T. A novel phospholipase
A2, BJ-PLA2, from the venom of the snake Bothrops jararaca: purification, primary structure
analysis, and its characterization as a platelet-aggregation-inhibiting factor. Arch Biochem
Biophys.v. 367, p. 26-32, 1999.
SERRANO, S. M.; SAMPAIO, C. A.; MENTELE, R.; CAMARGO, A. C.; FINK, E. A novel
fibrinogen-clotting enzyme, TL-BJ, from the venom of the snake Bothrops jararaca:
purification and characterization. Thromb Haemost. v. 83, p. 438-444, 2000.
SHARMA, J.N., BUCHANAN, W.W. Pathogenic responses of bradykinin system in chronic
inflammatory rheumatoid disease. Exp. Toxicol. Pathol. v. 46, p. 421- 433, 1994.
SHASHIDHARAMURTHY, R., JAGADEESHA, D. K., GIRISH, K. S., and KEMPARAJU,
K. Variations in biochemical and pharmacological properties of Indian cobra (Naja naja naja)
venom due to geographical distribution. Mol. Cell Biochem v. 229, p. 93-101, 2002.
SHIKAMOTO, Y.; SUTO, K.; YAMAZAKI, Y.; MORITA, T.; MIZUNO, H. Crystal
structure of a CRISP family Ca2+
channel blocker derived from snake venom. J Mol Biol. v.
350, p.735-743, 2005.
SHOIBONOV, B. B.; OSIPOV, A. V.; KRYUKOVA, E. V.; ZINCHENKO, A. A.;
LAKHTIN, V. M.; TSETLIN, V. I.; UTKIN, Y. M. Oxiagin from Najaoxiana cobra venom is
the first reprolysin inhibiting the classical pathway of complement. Mol Immunol, Oxford, v.
42, p. 1141-1145, 2005.
SIM, R.B. Complement, classical pathway. In: ROITT, I. M.; DELVES, P. J. Encyclopedia of
Immunology. 2nd ed. London: Academic Press. p. 373-377, 1992.
SKINNER, W. S.; ADAMS, M. E.; QUISTAD, G. B.; KATAOKA, H.; CESARIN, B. J.;
EDERLIN, F. E.; SCHOOLEY, D. A. Purification and characterization of two classes of
neurotoxins from the funnel web spider Agelenopsis aperta. Journal Biol. Chem.v.264, p.
2150-2155, 1989.
SMITH, P. K.; KROHN, R. I.; HERMANSON, G. T.; MALLIA, A. K.; GARTNER, F. H.;
PROVENZANO, M. D.; FUJIMOTO, E. K.; GOEKE, N. M.; OLSON, B. J.; KLENK, D.
C. Measurementof protein using Bicinchoninic Acid. Anal. Biochem., v.150, p. 76-86, 1985.
SPRAGUE, A. H.; KHALIL, R. A. Inflammatory cytokines in vascular dysfunction and
vascular disease. Biochem Pharmacol. v. 78, p. 539-52, 2009.
SPRINGER, T. A. Traffic signals for lymphocyte recirculation and leukocyte emigration:
The multistep paradigm. Cell. v. 76, p. 301-314, 1994.
STONE, S. F.; ISBISTER, G. K.; SHAHMY, S.; MOHAMED, F.; ABEYSINGHE, C.;
KARUNATHILAKE, H.; ARIARATNAM, A.; JACOBY-ALNER, T. E.; COTTERELL, C.
L.; BROWN, S. G. Immune response to snake envenoming and tratment with antivenom;
complement activation, cytokineproduction an d mast cell desgranulation. PloS Negl Trop
Dis. v. 7, e2326, 2013.
SUNAGAR, K.; JOHNSON, W. E.; O‟BRIEN, S. J.; VASCONCELOS, V.; ANTUNES, A.
Evolution of CRISPs associated with toxicoferan-reptilian venom and mammalian
reproduction. Mol Biol Evol. v.29, p. 1807-1822, 2012.
SUWA, T.; HOGG, J. C.; QUINLAN, K. B.; VAN EEDEN, S. F. The effect of interleukin-6
on L-selectin levels on polymorphonuclear leukocytes. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol.
v.283, p.879-884, 2002.
TAKAHIRA, R. K. Perfil hematológico, hemostático, bioquímico e histopatológico do
envenenamento experimental de cães porBothrops alternatus (Duméril, 1854) e Bothrops
moojeni (Hoge, 1966). Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade
Estadual Paulista. Tese de Doutorado. Botucatu, 1999.
TEDGUI, A.; MALLAT, Z. Anti-inflammatory mechanism in the vascular wall. Circ Res. v.
88, p. 877-887, 2006.
TEIXEIRA, C. F.; CHAVES, F.; ZAMUNÉR, S. R.; FERNANDES, C. M.; ZULIANI, J. P.;
CRUZ-HOFLING, M. A.; FERNANDES, I.; GUTIÉRREZ, J. M. Effects of neutrophil
depletion in the local pathological alterations and muscle regeneration in mice injected with
Bothrops jararaca snake venom. Int. J. Exp. Pathol. v. 86, p. 107-15, 2005.
TEIXEIRA, C.; CURY, Y.; MOREIRA, V. et al. Inflammation induced by Bothrops asper
venom.Toxicon, v.54, p. 988-997, 2009.
TEIXEIRA, C. F.; LANDUCCI, E. C.; ANTUNES, E.; CHACUR, M.; CURY, Y.
Inflammatory effects of snake venom myotoxic phospholipases A2. Toxicon v. 42, p. 947-
962, 2003.
TEMPONE, A. G.; ANDRADE, H. F, SPENCER, P. J, LOURENÇO, C. O, ROGERO, J. R,
et al. Bothrops moojeni venom kills Leishmania spp. with hydrogen peroxide generated by its
L-amino acid oxidase. Biochem Biophys Res Commun. v. 280, p. 620-624, 2001.
THEAKSTON, R. D. G.; FAN, H. W.; WARELL, D. A.; DIAS DA SILVA, W. D.; WARD,
S. A.; HIGASHI, H. G.; BIASG. Use of enzyme immunoassays to compare the effect and
assess the dosage regimens of three Brazilian Bothrops antivenoms. Am. J. Trop. Med. Hyg.
v. 47, p. 593-604, 1992.
THEAKSTON, R. D.; KAMIGUTI, A. S.A list of animal toxins and some other natural
products with biological activity. Toxicon. v. 40, p. 579-651, 2002.
TLASKALOVA-HOGENOVA, H.; TUCKOVA, L.; STEPANKOVA, R.; HUDCOVIC, T.;
PALOVAJELINKOVA, L.; KOZAKOVA, H.; ROSSMANN, P.; SANCHEZ, D.; CINOVA,
J.; HRNCU, T.; KVERKA, M.; FROLOVA, L.; UHLIZ, H.; POWRIE, F.; BLAND, P.
Involvement of innate immunity in the development diseases. Ann. N. Y. Acad. Sci. v. 1051,
p. 787-798, 2005.
TONUSSI, C. R.; FERREIRA, S. H. Bradynin-induced knee joint incapacitation involves
bradykinin B2 receptor mediated hyperalgesia and bradykinin B1 receptor-mediated
nociceptoin. European Journal of Pharmacology. v. 326, p. 61-61, 1997.
TU, X.; WANG, J.; GUO, M.; ZHENG, D.; TENG, M.; NIU, L.; LIU, Q.; HUANG, Q.;HAO,
Q. Purification, partial characterization, crystallization and preliminary X-ray diffraction of
two cysteine-rich secretory proteins from Naja atra and Trimeresurus stejnegeri venoms.
Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. v. 60, p. 1108-1111, 2004.
ULLOA, L.; TRACEY, J. L. The “cytokine profile”: a code for sepsis. Trends Mol Med. v.
11, p. 56-63, 2005.
VALDIVIA, H. H.; POSSANI, L. D. Peptide toxins as probes of ryanodine receptor structure
and function. Trends Cardiovasc Med. v. 8, p. 111-118, 1998.
VASSALLI, P. The pathophysiology of tumor necrosis factors. Annu Rev immunol. v. 10, p.
411-452, 1992.
VESTERBERG, O. Isoeletric focusing of proteins in polyacrylamide gels. Biochimica Et
Biophysica Acta. v. 257, 11- 19, 1972.
VIEIRA, D. F.; WATANABE, L.; SANT'ANA, C. D.; MARCUSSI, S.; SAMPAIO, S.V.;
SOARES, A. M.; ARNI, R. K. Purification and characterization of jararassin-I, a thrombin-
like enzyme from Bothrops jararaca snake venom. Acta Biochim.Biophys.Sin.v. 36, p. 798-
802, 2004.
VONK, F. J.; ADMIRAAL, J. F.; JACKSON, K.; RESHEF, R.; DE BAKKER, M. A. G.;
VANDERSCHOOT, K.; VAN DEN BERGE, I.; VAN ATTEN, M.; BURGERHOUT, E.;
BECK, A.; MIRTSCHIN, P. J.; KOCHVA, E.; WITTE, F.; FRY, B. G.; WOODS, A. E. &
RICHARDSON, M. K. Evolutionary origin and development of snake fangs. Nature. v. 454,
p. 630-633, 2008.
WAGNER, E.; FRANK, M. M. Therapeutic potential of complement modulation. Nat. Rev.
Drug Discov. v. 9, p. 43-53, 2010.
WALPORT, M.J. Complement. First of two parts. N. Engl. J. Med. v. 334, p. 1058-1066,
2001.
WALPORT, M.J. Complement. Second of two parts. N. Engl. J. Med. v. 334, p. 1140-1144,
2001.
WANG, Y. L.; KUO, J. H.; LEE, S. C.; LIU, J. S.; HSIEH, Y. C.; SHIH, Y. T.; CHEN, C.
J.; CHIU, J. J.; WU, W. G. Cobra CRISP functions as an inflammatory modulator via a novel
Zn2+- and heparan sulfate-dependent transcriptional regulation of endothelial cell adhesion
molecules. J Biol Chem.v. 285, p. 37872-37883, 2010.
WANG, F., LI, H., LIU, M. N., SONG, H., HAN, H. M.,WANG, Q. L., YIN, C. C., ZHOU,
Y. C., QI, Z., SHU, Y. Y., LIN, Z. J., JIANG, T. Structural and functional analysis of natrin, a
venom protein that targets various ion channels. Biochem.Biophys. Res. Commun. v. 351,
443-448, 2006.
WANG, J.; SHEN, B.; GUO, M.; LOU, X.; DUAN, Y.; CHENG, X. P.; TENG, M.; NIU, L.;
LIU, Q.; HUANG, Q.; HAO, Q. Blocking effect and crystal structure of natrin toxin, a
cysteine-rich secretory protein from Naja atra venom that targets the BKCa channel.
Biochemistry. v. 44, 10145-10152, 2005.
WANG, G. K.; STRICHARTZ, G. R. Purification and physiological characterization of
neurotoxins from venoms of the scorpions centruroides sculpturatus and leiurus
quinquestriatus. Mol Pharmacol. v. 23, p. 519-33, 1983.
WEBER, C. Novel mechanistic concepts for the control of leukocyte transmigration:
specialization of integrins, chemokines, and junctional molecules. J. Mol. Med. v. 81, p. 4-
19, 2003.
WHITE, J. Overview of venomous snakes of the world. In:Dart, R. (Ed.). Medical
Toxicology. Lippincott, Williams and Wilkins, p. 1543-1559, 2004.
WHITE, J. Snake venoms and coagulopathy. Toxicon. v. 45 p. 951- 967, 2005.
WHO. World Health Organization. Guidelines for the production, control and regulation of
snake antivenom immunoglobulins.Geneva, 2010.
WILLIAMS, D.; GUTIERREZ, J. M.; HARRISON, R.; WARRELL D.A, WHITE, J,
WINKEL, K. D, et al. The Global Snake Bite Initiative: an antidote for snake bite. Lancet. v.
375, p. 89-91, 2010.
WÜSTER, W.; FERGUSON, J. E.; QUIJADA-MASCAREÑAS, J. A.; POOK, C. E,
SALOMÃO, M. G.; THORPE, R. S. Tracing an invasion: Landbridges, refugia, and the
phylogeography of the Neotropical Rattlesnake (Serpentes: Viperidae:Crotalus durissus).
Mol Ecol. v. 14, p. 1095-1108, 2005.
YAMAMOTO, C.; TSURU, D.; ODA-UEDA, N.; OHNO, M.; HATTORI, S.; KIM, S. T.
Flavoxobin, a serine protease from Trimeresurus flavoviridis (hadu snake) venom,
indenpendently cleaves Arg726-Ser727 of human C3 and acts as a novel, heterologous C3
convertase. Immunology, Oxford, v. 107, p. 111-117, 2002.
YAMAZAKI, Y.; BROWN, R. L.; MORITA, T. Purification and cloning of toxins from
elapid venoms that target cyclic nucleotide-gated ion channels. Biochemistry v. 41, p. 11331-
11337, 2002a.
YAMAZAKI, Y.; HYODO, F.; MORITA, T. Wide distribution of cysteine rich secretory
proteins in snake venoms: isolation and cloning of novel snake venom cysteine-rich secretory
proteins. Arch Biochem Biophys. v. 412, p. 133-141, 2003.
YAMAZAKI, Y.; KOIKE, H.; SUGIYAMA, Y.; MOTOYOSHI, K.; WADA, T.;
HISHINUMA, S.; MITA, M.; MORITA, T. Cloning and characterization of novel snake
venom proteins that block smooth muscle contraction. Eur. J. Biochem. v. 269, p. 2708-
2715, 2002b.
YAMAZAKI, Y.; MORITA, T. Structure and function of snake venom cysteine-rich
secretory proteins. Toxicon. v. 44, p. 227-231, 2004.
ZAGOTTA, W. N.; SIEGELBAUM, S. A. Structure and function of cyclic nucleotide-gated
channels. Annu Rev Neurosci. v. 19, p.235-263, 1996.
ZAMUNER, S. R.; TEIXEIRA, C. F. Cell adhesion molecules involved in the leukocyte
induced by venom of the snake Bothrops jararaca. Mediators Inflamm. v. 11, p. 351-357,
2002.
ZELANIS, A. P. P. Proteômica e transcriptômica aplicadas ao estudo da variabilidade do
veneno de Bothrops jararaca (Serpentes Viperidae). Universidade de São Paulo, Instituto de
Química, Programa de Pós Graduação em Ciências Biológicas (Bioquímica). Tese de
Doutorado. São Paulo, 2011.
ZHANG, P.; LADER, A. S.; ETCHEVERRY, M. A.; CANTIELLO, H. F. Crotoxin
potentiates L-type calcium currents and modulates the action potential of neonatal rat
cardiomyocytes. Toxicon. v. 55, p. 1236-1243, 2010.
ZINGALI, R. B.; JANDROT-PERRUS, M.; GUILLIN, M. C.; BON, C. Bothrojaracin, a new
thrombin inhibitor isolated from Bothrops jararaca venom: characterization and mechanism
of thrombin inhibition. Biochemistry, v. 32, p. 10794-10802, 1993.
ZOCCAL, K. F.; BITENCOURT, C DA, S.; SORGI, C. A.; BORDON Kde, C.; SAMPAIO,
S. V.; ARANTES, E. C.; FACCIOLI, L. H. Ts6 and Ts2 from Tityus serrulatus venom induce
inflammation by mechanisms dependent on lipid mediators and cytokine production.
Toxicon.v. 61, p. 1-10, 2013.
ZYCHAR, B. C.; DALE, C. S.; DEMARCHI, D. S.;GONÇALVES, L. R. Contribution of
metalloproteases, serineproteases and phospholipases A2, to the inflammatory reaction
induced by Bothrops jararaca crude venom in mice. Toxicon. v. 55, p. 227-234, 2010.