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Interne Beleuchtung von Photobioreaktoren mittels
Wireless Light Emittern
–
proof of concept, scale-up und Optimierungsansätze
Der Technischen Fakultät
der Friedrich-Alexander-Universität
Erlangen-Nürnberg
zur
Erlangung des Doktorgrades Dr.-Ing.
vorgelegt von
Martin Heining
aus Gunzenhausen
Als Dissertation genehmigt
von der Technischen Fakultät
der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg
Tag der mündlichen Prüfung: 08.07.2016
Vorsitzender des Promotionsorgans: Prof. Dr. rer. nat. Peter Greil
Gutachter: Prof. Dr. rer. nat. Rainer Buchholz
Prof. Dr.-Ing. Clemens Posten
I
Inhalt 1. Wertprodukte aus Mikroalgen, Cyanobakterien und pflanzlichen Suspensionskulturen ............ 1
2. Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung .................... 2
2.1. Biologische und verfahrenstechnische Aspekte der Kulturführung .................................... 2
2.1.1. Zusammensetzung der Kulturmedien für Mikroalgen ..................................................... 2
2.1.2. Kohlenstoffdioxid – Massentransfer ............................................................................... 5
2.1.3. Anforderungen an das Licht für photoautotrophe Mikroorganismen .............................. 6
2.2. Kultivierungssysteme für phototrophe Mikroorganismen ................................................... 8
2.3. Interne Beleuchtung von Photobioreaktoren ..................................................................... 10
2.4. Künstliche Lichtquellen für Photobioreaktoren ................................................................ 11
3. Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen ......................................................... 13
3.1. Problemstellung ................................................................................................................. 13
3.2. Lösungsansatz mittels drahtloser Energieübertragung ...................................................... 13
3.3. Herausforderungen ............................................................................................................ 16
4. Material und Methoden ............................................................................................................. 17
4.1. Verwendete phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen .......................................... 17
4.2. Prozessbegleitende analytische Methoden ........................................................................ 17
4.3. Elektrotechnische Methoden ............................................................................................. 18
4.4. Weitere Messmethoden ..................................................................................................... 20
4.5. Verwendete Photobioreaktoren ......................................................................................... 20
4.6. Methode zur Untersuchung des Einflusses elektromagnetischer Felder auf phototrophe
Mikroorganismen und Zellkulturen ................................................................................... 23
4.7. Charakterisierung der Wireless Light Emitter ................................................................... 24
4.8. Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor ...................................................................... 25
4.9. Optimierung der Lichtqualität ............................................................................................... 26
5. Ergebnisse ................................................................................................................................. 27
5.1. proof of concept ................................................................................................................. 27
5.1.1. Einfluss wechselnder Magnetfelder auf phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen
....................................................................................................................................... 27
5.1.2. Einfluss WLE induzierter Prallstöße auf einzellige und filamentöse phototrophe
Mikroorganismen und Pflanzenzellkulturen ................................................................. 31
5.2. Scale-up ............................................................................................................................. 33
5.2.1. Produktionsverfahren für Wireless Light Emitter ......................................................... 33
5.2.1.1. Fertigung und Charakterisierung der Elektronik ....................................................... 33
5.2.1.2. Verkapselung ............................................................................................................. 34
5.2.1.3. Autoklavierbarkeit und Dichteverteilung der Wireless Light Emitter....................... 39
5.2.1.4. Biofouling .................................................................................................................. 41
5.2.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser ............. 41
II
5.3. Optimierung ....................................................................................................................... 44
5.3.1. Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser und Downcomer eines 15 L – Airlift Reaktors . 44
5.3.2. Verteilung und Ausrichtung der Wireless Light Emitter ............................................... 45
5.3.3. Kultivierung von C. reinhardtii in einem 15 L – Airlift Reaktor .................................. 47
5.3.4. Kultivierung von P. patens in einem 15 L – Airlift Reaktor ......................................... 48
5.3.5. Optimierung der Wireless Light Emitter ....................................................................... 50
5.3.5.1. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii .............................. 50
5.3.5.2. Elektrotechnisches Optimierungspotential ................................................................ 52
5.3.6. Kultivierung von C. reinhardtii unter Berücksichtigung der Optimierungsergebnisse . 54
5.3.7. Energetische Betrachtung .............................................................................................. 55
6. Diskussion ................................................................................................................................. 57
6.1. Fehlerdiskussion ................................................................................................................ 57
6.2. Proof of concept ................................................................................................................ 60
6.2.1. Einfluss des verwendeten elektromagnetischen Felds auf verschiedene phototrophe
Mikroorganismen .......................................................................................................... 60
6.2.2. Einfluss mechanischer Belastung durch die WLE auf verschiedene Mikroalgen ......... 63
6.3. Scale-up ............................................................................................................................. 65
6.3.1. Produktionsverfahren und Eigenschaften der Wireless Light Emitter .......................... 65
6.3.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser ............. 67
6.4. Optimierung ....................................................................................................................... 71
6.4.1. Charakterisierung des Airlift Reaktors, Verteilung der Wireless Light Emitter und
Kultivierung im Airlift Reaktor ..................................................................................... 71
6.4.2. Kultivierung von P. patens im Airlift Reaktor .............................................................. 72
6.4.3. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii .................................. 75
6.4.4. Elektrotechnisches Optimierungspotential .................................................................... 77
6.4.5. Kultivierung unter Berücksichtigung der Optimierungsergebnisse .............................. 77
7. Abschließende Gesamtbeurteilung des Systems und Ausblick ............................................. 80
8. Literaturverzeichnis ................................................................................................................... 81
9. Anhang ...................................................................................................................................... 87
9.1. Anhang I ............................................................................................................................ 87
9.2. Anhang II ........................................................................................................................... 90
9.3. Anhang III ......................................................................................................................... 92
9.4. Geräteverzeichnis .............................................................................................................. 93
9.5. Tabellenverzeichnis ........................................................................................................... 94
9.6. Abbildungsverzeichnis ...................................................................................................... 95
III
Abkürzungs- und Symbolverzeichnis
Abkürzung / Symbol Bezeichnung Einheit
A beleuchtete Oberfläche m²
APC Allophycocyanin
B magnetische Flussdichte mT
BTM Biotrockenmassekonzentration g·l-1
C Kapazität nF
ci Konzentration der Komponente i mg·l-1, g·l-1
d Durchmesser mm, cm, m
ε Volumenverlust %
f Frequenz Hz, kHz
fres Resonanzfrequenz Hz, kHz
T Temperatur °C, K
oD optische Dichte
I photosynthetische Photonenflussdichte µmol·m-2·s-1
λ Wellenlänge nm
L Induktivität µH
LED Lichtemittierende Diode
LZA Leistungs-Zeit-Ausbeute g·W-1·d-1
m Masse mg, g
N Anzahl
µmax maximale Wachstumsrate h-1, d-1
ϕi Volumenanteil der Komponente i
p Druck bar
Pel elektrische Leistung W
PBR Photobioreakor
PC Phycocyanin
PE Phycoerythrin
PPFD photosynthetische Photonenflussdichte µmol·m-2·s-1
PS I Photosystem I
PS II Photosystem II
PSM Photobioreaktor-Screening-Modul
PUFA mehrfachungesättigte Fettsäure
Q Gütefaktor
Qρ Summenverteilung der Dichte
qρ Dichteverteilung der Dichte
ρ Dichte g·cm-3, kg·m-3
RZA Raum-Zeit-Ausbeute g·l-1·d-1
t Zeit s, min, h, d
tK Kultivierungszeit h
ug Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser cm·s-1
uL Flüssigkeitsgeschwindigkeit cm·s-1
UV ultraviolettes Licht
V Volumen µl, ml, l, m³
V̇ Volumenstrom l·min-1
V̇V Begasungsrate vvm
Vol.-% Volumenprozent Vi·Vges-1·100%
WLE Wireless Light Emitter
Ø Durchmesser mm, cm, m
IV
Zusammenfassung
Mikroalgen besitzen ein großes Potential hinsichtlich der Herstellung verschiedener
Hochwertprodukte. Licht stellt den wichtigsten Prozessparameter bei der Kultivierung phototropher
Mikroorganismen dar und wird von diesen absorbiert. Daraus ergibt sich eine Inhomogenität innerhalb
des Kulturvolumens, was zu unbeleuchteten Zonen des Reaktors führt. Aufgrund der Photoinhibierung
kann eine beliebige Erhöhung der Lichtintensität dies nicht ausgleichen. Die sich daraus ergebende
Limitierung bestehender, extern beleuchteter Photobioreaktoren hinsichtlich ihrer Geometrie auf
möglichst geringe Schichtdicken und ein hohes Verhältnis von beleuchteter Oberfläche zu
Kulturvolumen führt neben negativer Beeinträchtigung des Wärme- und Stofftransports auch dazu,
dass extern beleuchtete Photobioreaktoren nicht skaliert werden können, sondern eine
Maßstabsvergrößerung lediglich über ein numbering up geschehen kann.
Abbildung 1: Wireless Light Emitter (A), intern beleuchteter Photobioreaktor (B, C).
In der vorliegenden Arbeit wurde ein neuartiges internes Beleuchtungssystems für Photobioreaktoren
– die sogenannten Wireless Light Emitter – entwickelt. Die Idee dahinter ist es, kleine Lichtquellen
herzustellen, die durch die Begasung leicht im Kulturmedium verteilbar sind und dieses somit
gleichmäßig von innen beleuchten. Die Energieversorgung der Lichtquellen soll drahtlos mittels
resonanter induktiver Kopplung durch ein elektromagnetisches Wechselfeld erfolgen.
Die Grundvoraussetzung für ein derartiges Beleuchtungssystem ist, dass die zu kultivierenden
Mikroorganismen nicht durch das zur drahtlosen Energieübertragung eingesetzte elektromagnetische
Feld beeinflusst werden. Dies konnte für alle untersuchten Spezies (Chlamydomonas reinhardtii,
Arthrospira platensis, Porphyridium pupureum, Chromochloris zofingiensis, Physchomitrella patens)
bezüglich der spezifischen Wachstumsrate, erreichten Biotrockenmasse und ggfs. Produktbildung für
ein entsprechendes elektromagnetisches Wechselfeld (f = 178 kHz, B = 0,8-2,6 mT) gezeigt werden.
Eine weitere Herausforderung war die Entwicklung und Herstellung der Wireless Light Emitter. Dies
gelang durch eine weitgehend automatisierte Fertigung der elektrischen Baugruppe mittels SMD
Bauteilen. Zum Schutz vor dem umgebenden Kulturmedium wurde die Elektronik in zwei transparente
Halbschalen aus Polycarbonat eingeschlossen und mittels Ultraschall verschweißt. Die
Sterilisierbarkeit der Wireless Light Emitter mittels Dampf konnte ebenso gezeigt werden wie die
geringe Anfälligkeit gegenüber Biofouling.
Kernziel der Entwicklung war die Überprüfung der Skalierbarkeit des internen Beleuchtungssystems.
In intern beleuchteten Blasensäulen mit Durchmessern von 50 bis 300 mm konnten unabhängig vom
scale die gleichen Produktivitäten erreicht werden, was bei extern beleuchteten Reaktoren nicht
gelang. Als Optimierungsschritt wurde vom Blasensäulensystem auf einen Airlift-Reaktor gewechselt,
der durch seine räumliche Trennung von Riser und Downcomer für eine gleichmäßigere Verteilung
der Wireless Light Emitter entlang der Reaktorhöhe sorgte. Zudem wurde die bei filamentösen
V
Zielorganismen (A. platensis und P. patens) aufgetretene mechanische Zellschädigung drastisch
reduziert und durch das Strömungsprofil wurde für eine koplanare Ausrichtung der Wireless Light
Emitter zur externen Sendespule gesorgt und somit die Effizienz der Energieübertragung erhöht. Als
weiteren Optimierungsschritt wurde die spektrale Zusammensetzung des Lichts für die Modellalge
C. reinhardtii optimiert und durch Fertigung von roten und blauen Wireless Light Emittern umgesetzt
und angewendet.
Die erzielten Ergebnisse zeigen das Potential des entwickelten Beleuchtungssystems und eröffnen
Möglichkeiten für weitere Forschungsaktivitäten hinsichtlich der Produktion von Hochwertprodukten
aus Mikroalgen, zum Beispiel für den pharmazeutischen Bereich.
VI
Abstract
Microalgae bare a huge potential regarding the production of high-value substances. Light is the most
crucial process parameter and is absorbed by the microorganisms. Therefore, an inhomogeneous light
field arises and leads to insufficient illuminated parts of the reactor. Due to photoinhibition the light
intensity cannot be increased arbitrarily to solve this problem. Consequently, the photobioreactor’s
geometry is limited to preferably short light paths and a high ratio of the illuminated surface to the
culture volume leading to an insufficient heat and mass transfer. This excludes a scale-up of
photobioreactors and only enables a numbering up.
In this work, a novel internal illumination system – the so-called Wireless Light Emitters – was
developed. The idea is to produce small light sources which are distributed in the whole cultivation
medium by aeration and, therefore, illuminate the photobioreactor internally in a more homogeneous
way. The power supply shall be done wirelessly by near field resonant inductive coupling.
The basic condition for this novel internal illumination system is the proof that the microorganisms of
interest are not influenced by the electromagnetic field. This could be shown for all investigated
species (Chlamydomonas reinhardtii, Arthrospira platensis, Porphyridium pupureum,
Chromochloris zofingiensis, Physchomitrella patens) regarding the maximal growth rate, achieved cell
dry weight and if possible product formation for the applied electromagnetic field (f = 178 kHz,
B = 0.8-2.6 mT).
A further challenge was the development of the Wireless Light Emitters. This could be achieved by
mostly automated production of the electronic part by using SMD components. To protect the
electronics from the surrounding cultivation media it is encapsulated in two transparent hollow semi-
spheres made of polycarbonate and assembled by ultrasonic welding. The possibility to sterilize the
Wireless Light Emitters via steam as well as the low susceptibility to biofouling could be
demonstrated.
The scalability of the novel internal illumination system could be shown by cultivations of
C. reinhardtii in bubble columns with different diameters from 50 to 300 mm, which all achieved the
same biomass productivities. This was not the case for externally illuminated photobioreactors. The
optimization was done by changing the reactor system from the bubble column to an airlift reactor.
The separation into riser and downcomer led to a homogeneous distribution of the Wireless Light
Emitters along the reactor height and reduced the mechanical stress on filamentous organisms
(A. platensis und P. patens), which occurred in the bubble columns. Furthermore, the changed reactor
system favored the coplanar alignment of the Wireless Light Emitters towards the electromagnetic
field and, therefore, improved the efficiency. In another step the spectral light composition was
optimized for C. reinhardtii and the results were applied to the novel system by producing red and
blue Wireless Light Emitters.
The achieved results show the potential of the developed internal illumination system and enable
further research regarding the production of high value compounds from microalgae.
Wertprodukte aus Mikroalgen, Cyanobakterien und pflanzlichen Suspensionskulturen
1
1. Wertprodukte aus Mikroalgen, Cyanobakterien und pflanzlichen
Suspensionskulturen Aus der biologischen Vielfalt von Mikroalgen ergibt sich eine facettenreiche Zusammensetzung ihrer
Biomasse. Dies birgt ein enormes Potential zur Entdeckung verschiedener Produkte von
kommerziellem Interesse [1]. Bereits produzierte oder im Forschungsstadium befindliche Substanzen,
die potentiell von industriellem Interesse sind, lassen sich nach ihrem Wert in low-, mid- oder high-
value Produkte unterteilen. Zu den niederpreisigen Produkten zählt beispielsweise Biodiesel, der aus
lipidreichen Algen gewonnen werden kann. Unter dem Begriff neutraceuticals werden wenig
weiterverarbeitete Gesamtbiomassepräparate aus beispielsweise der Grünalgenspezies Chlorella oder
des Cyanobakteriums Arthrospira platensis (auch als Spirulina bekannt) zusammengefasst und vor
allem in Japan, Taiwan und Mexiko als Nahrungsergänzungsmittel mit positivem Einfluss auf die
Gesundheit vertrieben [2, 3].
In den Bereich der mid-value Produkte fallen vor allem natürliche Pigmente wie β-Carotin,
Astaxanthin oder Lutein. β-Carotin ist eines der ersten Produkte, das im kommerziellen Maßstab aus
der Mikroalge Dunaliella salina gewonnen wurde und von der bestehenden Marktstruktur der
chemisch synthetisierten Variante profitieren konnte [1]. Das natürliche β-Carotin aus Mikroalgen
macht etwa 20-30% des Weltmarkts aus, wird aber nach und nach durch alternative biotechnologische
Produktionsverfahren verdrängt [1, 4].
Zu den high-value Produkten zählen vor allem mehrfach ungesättigte Fettsäuren wie γ-Linolensäure,
Arachidonsäure, Eicosapentaensäure und Docosahexaensäure. Diese sind für den Menschen essentielle
Fettsäuren und haben daher einen Markt im Bereich der functional foods oder
Nahrungsergänzungsmittel [1]. PUFAs aus Mikroalgen können als deren Primärproduzenten das
vielfach eingesetzte Fischöl ersetzen und so nicht nur einen ökologischen Beitrag leisten, sondern auch
die Sicherheit gegenüber der Anreicherung persistenter organischer Verunreinigungen in Fischöl
erhöhen [5].
Viele Mikroalgen und Cyanobakterien sind in der Lage sowohl intra- als auch extrazelluläre
Polysaccharide herzustellen, die potentielle pharmazeutische Anwendung finden können, wie von De
Jesus Raposo et al. (2015) zusammengefasst. Mit dem Cyanobakterium A. platensis kann
beispielsweise das sogenannte Calcium-Spirulan gewonnen werden, welches antivirale Eigenschaften
gegenüber dem Herpes simplex Virus Typ 1 besitzt [7]. Am Lehrstuhl für Bioverfahrenstechnik der
Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg wurden viele Spezies auf ihr antibakterielles und
~virales Potential hin untersucht. Diese zeigen die Bandbreite der möglichen bioaktiven
Substanzklassen, die aus ihnen gewonnen werden kann [8, 9].
Neben der Herstellung natürlicher Produkte bieten sich Mikroalgen, Cyanobakterien oder pflanzliche
Suspensionskulturen auch als Expressionssystem für rekombinante Proteine an [10, 11]. Durch das
wenig komplexe Kultivierungsmedium lassen sich hier Kosten gegenüber mikrobiellen oder tierischen
Produktionssystemen einsparen. Eukaryotische Mikroalgen oder pflanzliche Suspensionskulturen sind
fähig, die hergestellten Proteine im Gegensatz zu prokaryotischen Expressionssystemen post-
translational zu modifizieren. Sie kombinieren somit sowohl die Vorteile prokaryotischer
Produktionssysteme (günstiges Kultivierungsmedium) als auch die tierischer Systeme (post-
translationale Modifikation) miteinander [12, 13]. Weiterhin minimiert sich die Gefahr der
Kontamination der rekombinant erzeugten Produkte mit Humanpathogenen im Vergleich zu tierischen
Expressionssystemen durch die deutlich reduzierte Verwandtschaft zwischen Produktions- und
Anwendungsorganismus [14, 15].
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
2
2. Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische
Umsetzung
2.1. Biologische und verfahrenstechnische Aspekte der Kulturführung
Die wesentlichen Parameter zur Kultivierung von Mikroalgen sind der pH-Wert, die Temperatur, die
Zusammensetzung des Kulturmediums, ausreichend Kohlenstoffdioxid, eine effiziente Entfernung des
entstehenden Sauerstoffs und das Licht [16 – 18].
Da Einflussgrößen wie der pH-Wert und die Kultivierungstemperatur keinen Unterschied zur
klassischen Biotechnologie darstellen und somit auf langjährige Erfahrung bestehende Steuer- und
Regelungstechnik zurückgegriffen werden kann, soll an dieser Stelle nicht näher darauf eingegangen
werden.
2.1.1. Zusammensetzung der Kulturmedien für Mikroalgen
Der Nährstoffbedarf von Mikroalgen wird im Wesentlichen von 21 verschiedenen Elementen
abgedeckt, welche sich in Makro- und Mikroelemente unterteilen lassen [19]. Diese sind in Tabelle 1
zusammengefasst. Zusätzlich können weitere Substanzen wie Vitamine und Phytohormone in
Mikroalgenmedien enthalten sein.
Tabelle 1: Übersicht der von Algen benötigten Mikro- und Makroelemente, deren Konzentrationsbereich im Medium sowie die Elementarzusammensetzung der Biomasse (nach [20]).
Element Konzentrations- größenordnung
im Medium
Zusammensetzung der Biotrockenmasse in µg·mg-1
Ma
kro
ele
me
nte
C
g·L-1
175-650
N 10-140
P 0,5-33
K 1-75
Ca 0-80
Mg 0,5-75
S 1,5-16
Na 0,4-47
Cl )*
Mik
roele
me
nte
Fe
mg·L-1
0,2-34
Mn 0,02-0,24
Zn 0,005-1
B 0,001-0,25
Si 0-230
Mo
µg·L-1
0,0002-0,001
I )*
Ni )*
V )*
Co 0,0001-0,2
Cu 0,006-0,3
Se ng·L-1 )*
)* nicht ausreichend Informationen verfügbar
Kohlenstoff wird dem Medium in der Regel als Kohlenstoffdioxid kontinuierlich über die Begasung
zugeführt. In wenigen Fällen werden organische Kohlenstoffquellen hinzugesetzt, wenn eine
photomixo- oder heterotrophe Kulturführung angestrebt wird. Jedoch sind nicht alle Mikroalgen in der
Lage auf diese Weise zu wachsen oder ihre entsprechenden Wertprodukte herzustellen [16, 21]. Daher
wird hier lediglich auf die photoautotrophe Kultivierung eingegangen. Der Eintrag des
Kohlenstoffdioxids wird später im Detail behandelt.
Auf die Elemente Wasserstoff und Sauerstoff als Bestandteil des Mediums und der Biomasse wird an
dieser Stelle verzichtet, da diese im Fall des Wasserstoffs direkt aus dem Wasser und im Fall des
Sauerstoffs u.a. aus dem Kohlenstoffdioxid stammen.
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
3
Neben Ausnahmen wie der Fixierung von molekularem Stickstoff aus der Luft bei manchen
Cyanobakterien oder der Verwendung von Aminosäuren als Stickstoffquelle wird hauptsächlich
Ammonium und Nitrat zur Stickstoffversorgung herangezogen [22]. Von diesen beiden ist
Ammonium die bevorzugte Quelle, da dessen Aufnahme und Assimilierung weniger Energie
verbraucht und direkt in organische Verbindungen eingebaut werden kann. Alle anderen
anorganischen Stickstoffverbindungen müssen erst reduziert werden und werden über Ammonium als
Zwischenstufe assimiliert [22 – 24].
In den Zellen ist Stickstoff nach Kohlenstoff das am häufigsten vorkommende Element und macht
typischerweise zwischen 5 und 10% der Biotrockenmasse aus [20]. Neben Nukleinsäuren (DNA,
RNA), Pigmenten (Phycobiliproteine, Chlorophyll) dient es hauptsächlich dem Aufbau von
Aminosäuren und daraus Proteinen [22, 24].
Obwohl Ammonium aus energetischer Sicht Vorteile gegenüber Nitrat als Stickstoffquelle hat, wird in
synthetischen Medien trotzdem meist letzteres verwendet. Dies hat sowohl chemische, biologische als
auch verfahrenstechnische Gründe.
Ammonium liegt mit einem pKS-Wert von 9,25 bei 25 °C im Gleichgewicht mit Ammoniak vor. Der
pKS-Wert sinkt mit steigender Temperatur, was dazu führt, dass bei geringeren pH-Werten der freie
Ammoniak die dominante Spezies darstellt.
NH4+ +OH−
pK𝑆,𝑁𝐻4
+=9,25
↔ NH3 +H2O
Die Lage des Gleichgewichts bei verschiedenen pH-Werten ist in Abbildung 2 dargestellt. Bei pH-
Werten über 8 liegen signifikante Anteile freien Ammoniaks vor, welche über einem pH-Wert von
9,25 den Anteil der Ammoniumionen übersteigen.
Abbildung 2. Ammonium – Ammoniak – Gleichgewicht in Abhängigkeit des pH-Wertes bei 25 °C [22].
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
4
Die biologische Problematik ergibt sich aus der Toxizität von Ammoniak auf Mikroalgen ab
Konzentrationen von 25 µM bis 2 mM [25, 26]. Zudem beeinflusst er den Ablauf der Photosynthese
negativ und trägt zu Induktion der Photoinhibierung des PS II bei [27]. Nitrat hingegen zeigt in
Konzentrationen bis 100 mM keine toxischen Effekte [28]. Verfahrenstechnisch problematisch ist die
Tatsache, dass das frei vorliegende Ammoniak im Gegensatz zum Ammonium über die Begasung mit
Luft ausgestrippt werden kann und zu einem schleichenden Verlust der Stickstoffquelle führt [29].
Diese Hürden gelten allerdings nur für pH-Werte über 8, wie Abbildung 2 zeigt.
Neben Stickstoff stellt Phosphor ein weiteres wichtiges Makroelement als Bestandteil von
Algenmedien dar. Dieses ist für die Synthese von Nukleinsäuren und Phospholipiden von Bedeutung
und spielt im Energiestoffwechsel eine entscheidende Rolle [30]. Dihydrogenphosphat (H2PO4-) und
Hydrogenphosphat (HPO42-) stellen dabei die bevorzugte Phosphorquelle dar, da Phosphat (PO4
3-) nur
unter Energieverbrauch aufgenommen werden kann [24]. Die Verfügbarkeit des Phosphors muss
durch geeignete Komplexierung von Polyvalenten Kationen bzw. durch den pH-Wert und die
Anpassung der Konzentrationen gewährleistet und ein Präzipitieren verhindert werden [31, 32].
Schwefel ist ebenso ein essentielles Makroelement und spielt eine wichtige Rolle bei der Herstellung
von schwefelhaltigen Aminosäuren wie Cystein und Methionin. Des Weiteren ist es in die Synthese
von Sulfolipiden für die Zellmembran, von Vitaminen wie Biotin und Thiamin sowie dem Coenzym A
involviert [33, 34]. Der Großteil der Mikroalgenspezies nimmt Schwefel in Form des Sulfats (SO42-)
durch aktive Transporter auf und reduziert es, bevor es in organische Komponenten eingebaut wird
[22, 24, 34]. Andere Formen, wie Sulfide, können toxisch wirken, jedoch gibt es durchaus Spezies, die
ihren Schwefelbedarf aus anderen Quellen wie Methionin, Cystein, Hydrogensulfoxylat (HSO2-) oder
Sulfoxylat (SO22-) decken können [24, 35].
Neben den genannten Makroelementen stellt auch eine Reihe von Mikroelementen einen wichtigen
Bestandteil von Mikroalgenmedien dar. Sie spielen eine große Rolle als Co-Faktoren für verschiedene
Stoffwechselwege und werden nur in geringen Konzentrationen benötigt (vgl. Tabelle 1). Aufgrund
ihrer teilweise toxischen Wirkung ist ein Überschuss im Kulturmedium zu vermeiden [36].
Mikroelemente können verschiedene Komplexe mit sowohl anorganischen als auch organischen
Verbindungen eingehen, sodass deren Bioverfügbarkeit das kritische Kriterium ist [24].
Eisen ist, anhand der Menge bemessen, das wichtigste Mikroelement für Mikroalgen [37]. Es ist
wegen seines Redoxpotentials und der Rolle in der Elektronentransportkette der Photosynthese von
besonderer Bedeutung für Mikroalgen [38]. In wässrigen, leicht alkalischen Lösungen neigen
Eisenionen zum Ausfällen als Eisen-(III)-oxidhydroxid (FeO(OH)) und stehen somit nicht nur den
Mikroalgen nicht mehr zur Verfügung, sondern adsorbieren auch weitere, mitunter wichtige
Mikroelemente [24]. Um dies zu verhindern, wird das Eisen mit organischen Liganden (z.B. EDTA)
komplexiert. So stellt sich ein Gleichgewicht zwischen der komplexierten, nicht bioverfügbaren und
der freien Form ein, die von den Algen aufgenommen werden kann [39]. Die Lage des Gleichgewichts
wird aufgrund des Photoreduktionszyklus des Eisenchelats durch Licht verschoben (vgl. Abbildung 3).
Der Zyklus wird durch Lichtabsorption des EDTA-Eisen-Komplexes induziert und führt zur
Reduktion des Eisen-(III)- zum Eisen-(II)-Ion und dem oxidierten Liganden. Das Eisen-(II)-Ion kann
direkt an den Eisentransporter binden oder durch Sauerstoff wieder zum Eisen-(III)-Ion oxidiert
werden und dann an den Transporter binden. Überschüssige Eisen-(III)-Ionen können wieder mit
EDTA komplexieren und sind so vor unerwünschten Fällungen geschützt. Somit kann die
Eisenaufnahme der Zellen durch die Erhöhung der biologisch verfügbaren Eisenkonzentration erhöht
werden [39].
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
5
Abbildung 3: Zyklus der Photoreduktion von Eisenchelaten [39]. Ligand (L), oxidierte Form (ox), Eisentransporter (FeT), Cytochrom (Cyt), Eisen-Schwefel-Komplex (FeS).
2.1.2. Kohlenstoffdioxid – Massentransfer
Der Kohlenstoffanteil stellt mit 0,45 bis 0,8 den Hauptbestandteil von Algenbiomasse dar und wird
vorwiegend in den anorganischen Formen des Kohlenstoffdioxids aufgenommen [18, 22]. In
wässrigen Systemen bildet sich ein pH-abhängiges Gleichgewicht zwischen den verschiedenen CO2
Spezies aus, welches bestimmt, auf welche Art und Weise der anorganische Kohlenstoff in die
Mikroalgenzelle gelangt (vgl. Abbildung 4).
𝐶𝑂2(𝑎𝑞) + 𝐻2𝑂 ↔ 𝐻2𝐶𝑂3 ↔ 𝐻+ +𝐻𝐶𝑂3− ↔ 2𝐻+ + 𝐶𝑂3
2−
Die Kohlenstoffaufnahme erfolgt entweder aktiv oder passiv. Kohlenstoffdioxid (CO2), welches
unterhalb von pH-Werten von 6,3 als dominante Spezies vorliegt, kann passiv über Diffusion in die
Zellen aufgenommen werden, oder aber mittels aktiver Transportsysteme. Zwischen pH 6,3 und 10,3
liegt überwiegend das Hydrogencarbonat (HCO3-) vor und kann nur aktiv aufgenommen werden.
Jedoch kann es mittels der Carboanhydrase in CO2 und OH- umgewandelt werden, welches dann
wiederum sowohl passiv als auch aktiv aufgenommen werden kann. Der aktive Transport von CO2 ist
deutlich schneller und energetisch vorteilhaft gegenüber der aktiven Aufnahme von HCO3- [40, 41].
Stöchiometrisch ist der CO2 Bedarf von Mikroalgen bei 1,85 gCO2·gBiomasse-1 oder höher, was zum
Beispiel bei einer Biomassekonzentration von 1 g·L-1 und einer spezifischen Wachstumsrate von 1 d-1
zu notwendigen Kohlenstoffdioxid-Transferrate (CTR) von 1,85 g·L-1·d-1 führt [18]. Für die meisten
Mikroalgenspezies genügt eine reine Oberflächenbegasung nicht aus, da der
Konzentrationsunterschied aufgrund der geringen CO2 Konzentration in der Atmosphäre zu gering ist
[22, 42]. Um diese Limitierung zu überwinden, wird aktiv begast und somit die Phasengrenzfläche
zwischen Kulturmedium und Luft erhöht. Die Zuluft zusätzlich mit CO2 angereichert um den
Konzentrationsunterschied zu erhöhen [18, 22].
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
6
Abbildung 4: CO2-Puffersystem und Mechanismen der Aufnahme des anorganischen Kohlenstoffs. Df: Diffusion, AT: aktiver Transport, CA: Carboanhydrase, Ph: Phosphorylierung [22].
2.1.3. Anforderungen an das Licht für photoautotrophe Mikroorganismen
Licht im Wellenlängenbereich zwischen 380 und 750 nm dient als Energiequelle für autotrophe
Mikroalgen und wird in der Photosynthese zur Herstellung organischer Moleküle benötigt. Die
Lichtenergie wird durch Chlorophyll, welches sich im energetischen Grundzustand (S0) befindet,
absorbiert und regt dieses abhängig von der Energie des Photons auf den ersten (S1) oder den zweiten
(S2) Anregungszustand an. Im Fall von energiereichen Photonen (λ < 450 nm) wird das Chlorophyll
auf S2 angeregt, wonach es unter Dissipation oder Fluoreszenz auf S1 fällt. Schwächer energetische
Photonen (450 ≤ λ ≤ 700 nm) regen das Chlorophyll direkt nur auf den S1 Zustand an. Ausgehend von
S1 kann die Energiedifferenz zu S0 entweder für photochemische Prozesse genutzt werden, ein
Triplett-Zustand erreicht werden, der zu Photooxidation führen kann, oder aber ebenfalls unter
Dissipation und Fluoreszenz in den Grundzustand zurückkehren [16].
Abbildung 5: Schematische P-I-Kurve für Mikroalgen. IC: Lichtkompensation, IS: Lichtsättigung, Ih: Photoinhibierung (nach [16])
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
7
Die Abhängigkeit der Photosyntheserate von der Intensität der Beleuchtung ist in Abbildung 5
schematisch dargestellt. Der erste Bereich unterhalb der Nulllinie der Photosyntheserate bei sehr
geringen Lichtstärken wird von der Kompensationslichtstärke IC begrenzt. In diesem Bereich findet
zwar Photosynthese statt, deren Anteil ist aber kleiner als der der Zellatmung. Bei der Lichtstärke IC ist
die Netto-Photosyntheserate (P) gerade Null. Der lineare Anstieg von P bei Lichtintensitäten größer IC
wird an der Sättigungsintensität IS begrenzt und wird als lichtlimitierter Bereich bezeichnet. Die
Photosyntheserate hängt also direkt mit der Lichtintensität zusammen und Folgereaktionen sind nicht
limitierend. Bei Lichtstärken größer als IS steigt die Photosyntheserate nicht weiter an, da hier die
Photosysteme gesättigt sind. Bei weiterer Zunahme der Lichtintensität kommt es zur Photoinhibierung
(Ih) und damit zu einer Abnahme der Photosyntheserate.
In Mikroalgensuspensionen nimmt die lokale Lichtintensität mit steigendem Abstand von der
beleuchteten Oberfläche stark ab. Eine mathematische Beschreibung dieses Phänomens kann stark
vereinfacht durch das Lambert-Beer’sche Gesetz erfolgen, führt aber in der Praxis zu Abweichungen
von der Realität, gerade bei hohen Zelldichten [43, 44]. Da die Lichtabschwächung neben der
Absorption von Licht durch Chlorophyll oder anderen Pigmenten (vgl. oben), zum anderen aber auch
von der Streuung von Licht an der Oberfläche der Zellen abhängt, werden meist empirische Modelle
zur Beschreibung der Lichtverteilung in Mikroalgensuspensionen herangezogen [43, 45].
Abstand von der beleuchteten Oberfläche x (mm)
0 10 20 30 40 50 60 70
Lic
htt
ran
sm
issio
n T
(%
)
0
25
50
75
100
0.36 g·l-1
0.56 g·l-1
0.77 g·l-1
0.98 g·l-1
1.57 g·l-1
2.06 g·l-1
2.47 g·l-1
2.92 g·l-1
Abbildung 6: Abhängigkeit der Lichttransmission von der Biotrockenmasse und dem Abstand zur beleuchteten Oberfläche (eigene Messungen [46, 47]
Somit wird deutlich, dass Licht ein entscheidender Parameter für die Kultivierung von phototrophen
Mikroorganismen ist, da es bei zu hohen Intensitäten die Photosynthese inhibiert (siehe Abbildung 5),
auf der anderen Seite aber stark von den Mikroalgen absorbiert und gestreut wird (siehe Abbildung 6),
sodass zu dessen Ausgleich eine beliebige Erhöhung der Lichtintensität nicht sinnvoll ist. Weiterhin
liegt das Licht als wichtigster Prozessparameter durch die starke Absorption und Streuung inhomogen
innerhalb der Mikroalgensuspension vor.
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
8
Neben der Lichtquantität spielt dessen Qualität ebenso eine wichtige Rolle. Aus photochemischer
Sicht wird nur rotes Licht im Wellenlängenbereich zwischen 680 und 700 nm benötigt, um
Chlorophyll vom Grundzustand S0 in den angeregten S1 Zustand zu bringen [48]. Eine Verwendung
von energiereicherem Licht erscheint auf den ersten Blick wenig sinnvoll, da dies nicht nötig ist, um
den S1 Zustand zu erreichen und dissipiert wird (vgl. oben, Anregung auf S2 Zustand durch blaues
Licht). Nichtsdestotrotz zeigen viele Studien, dass rotes Licht alleine nicht für optimales Wachstum
von phototrophen Mikroorganismen ausreicht und Licht anderer Wellenlängenbereiche regulatorische
Aufgaben besitzt [49]. Blaues Licht, beispielsweise, führt zur Induktion der Carboanhydrase-Aktivität
in der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii, sowie zur Hochregulierung der Phytoenesynthase und
~desaturase, die in die Carotinoidsynthese involviert sind [50, 51]. Abhängig von der
Pigmentzusammensetzung des phototrophen Mikroorganismus kann auch grünes Licht zur
Photosynthese beitragen, da es über akzessorische Pigmente wie β-Carotin, Astaxanthin oder Lutein
und Phycobilliproteine wie Phycoerythrin oder ~cyanin absorbiert wird und zur Anregung von
Chlorophyll in den S1 Zustand genutzt wird.
Es kann also zusammengefasst werden, dass zur Kultivierung von phototrophen Mikroorganismen
abhängig vom pH-Wert des Mediums auf die Art der Stickstoffquelle geachtet werden muss, eine
ausreichende Versorgung mit CO2 und ein Austrag von überschüssigem O2 erfolgen muss, sowie im
Besonderen der Lichteintrag in Form von dessen Quantität und Qualität entscheidend ist. Die ersten
beiden Anforderungen unterscheiden sich nicht wesentlich von der klassischen Biotechnologie und
stellen bei der Kultivierung von Mikroalgen nur selten Limitierung dar. Der Lichteintrag hingegen ist
der entscheidende Unterschied zur Kultivierung heterotropher Organsimen und bedarf als wichtigster
und limitierender Faktor besonderer Berücksichtigung bei der Auslegung von
photobiotechnologischen Kultivierungssystemen.
2.2. Kultivierungssysteme für phototrophe Mikroorganismen
Die technische Umsetzung der in 2.1 dargestellten Anforderungen an die Kultivierung von
phototrophen Mikroorganismen kann in verschiedenen Systemen erfolgen. Eine mögliche Einteilung
der Kultivierungssysteme ist die in offene und geschlossene Systeme. Offene Systeme sind nicht von
der Umgebung abgetrennt und interagieren zwangsläufig mit dieser, wohingehen geschlossene
Systeme räumlich gegenüber ihrer Umwelt abgetrennt sind und somit losgelöst von dieser variabel
gestaltet werden können. Nichtsdestotroz wird einer Großteil der weltweit produzierten
Mikroalgenbiomasse in offenen Systemen erzeugt [18]. Diese sind kostengünstig, simpel gestaltet und
zeichnen sich durch geringe Betriebskosten aus [52]. Demgegenüber stehen Nachteile wie der
schlechte Stofftransport, eine hohe Wasserevaporation und mangelnde Temperierung. Entscheidender
Nachteil offener Systeme ist das hohe Kontaminations-risiko das die Produktion von
Hochwertprodukten deutlich erschwert [53, 54]. Geschlossene Systeme hingegen bieten Vorteile
hinsichtlich der Sterilisierbarkeit, dem gesteigerten Stofftransport und der höheren Prozesskontrolle.
Dadurch können höhere Biomassekonzentration erreicht werden, was sich positiv auf das Downstream
auswirkt [55, 56]. Die Beleuchtung geschieht entweder künstlich oder natürlich und in der Regel von
außen über eine transparente Reaktoroberfläche aus Glas oder Kunststoff. Auf den Spezialfall der
internen Beleuchtung von Photobioreaktoren wird in Kapitel 2.3 näher eingegangen. Auf die
Beschreibung natürlich beleuchteter Systeme soll an dieser Stelle verzichtet werden, da diese kaum
zur sinnvollen Produktion von Hochwertprodukten unter Beachtung behördlicher Regularien
eingesetzt werden können. Die wesentliche Einteilung der geschlossenen Photobioreaktoren erfolgt
gemäß ihrer Geometrie in flat-plate-, Blasensäulen- oder Röhrenreaktoren (vgl. Abbildung 7). Diese
zeichnen sich alle durch relativ geringe Schichtdicken von 2,5 bis maximal 10 cm aus und haben somit
ein Verhältnis von beleuchteter Oberfläche zu Volumen von etwa 80 – 120 m²·m³ um der in Kapitel
2.1.3 beschriebenen Problematik der Selbstabschattung entgegen zu wirken.
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
9
Abbildung 7: Einteilung geschlossener Photobioreaktoren nach Posten [18] in flat-plate- (Links), Blasensäulen- (Mitte) und Röhrenreaktoren (Rechts).
Zu diesen grundlegenden Photobioreaktoren gibt es auch eine Reihe von Sonderformen. Diese sollen
durch geschickte Strömungsführung und statische Einbauten die Turbulenz im Reaktor erhöhen und so
einen ständigen Wechsel kleiner Volumenelemente von den beleuchteten Randzonen des Reaktors zu
den schlechter beleuchteten Zonen ermöglichen.
Das grundlegende Problem dieser Reaktoren ist, dass ein scale-up mit A/V = idem nur durch eine
modulare Erweiterung, also ein numbering-up, möglich ist.
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
10
2.3. Interne Beleuchtung von Photobioreaktoren
Um die in 2.1 dargestellte Problematik des Lichteintrags in Photobioreaktoren und die sich daraus
ergebenden Hürden für ein scale-up zu überwinden, wurden verschiedene Möglichkeiten einer
internen Beleuchtung entwickelt. Die grundlegende Idee interner Beleuchtung ist das notwendige
Licht nicht extern durch eine transparente Reaktorwand in das Reaktionsmedium einzubringen,
sondern dies mittels lichtemittierender Strukturen zu realisieren. Hierdurch entfällt die Einschränkung
der Reaktorgeometrie auf geringe Schichtdicken um ein hohes Oberfläche-zu-Volumenverhältnis zu
erreichen und eröffnet die Möglichkeit etablierte Reaktortypen zur Kultivierung von phototrophen
Mikroorganismen zu verwenden.
Interne Beleuchtungssysteme lassen sich in zwei Gruppen unterteilen: Reaktoren mit internen
lichtleitenden Strukturen und solchen mit internen Lichtquellen (vgl. Abbildung 8). Erstere sind durch
ein lichtsammelndes Bauteil außerhalb des Reaktionsraums gekennzeichnet, in welches sowohl
natürliches als auch künstliches Licht eingekoppelt werden kann. Über Lichtleiter wird das
eingekoppelte Licht in den Reaktor zu einem oder mehreren Lichtverteilern geleitet, von welchen es in
das Reaktionsmedium emittiert wird. Diese Dreiteilung in Kollektor, Leiter und Emitter muss nicht
immer klar voneinander getrennt sein, sondern kann ineinander übergehen. Eine weitere Unterteilung
geschieht anhand der Gestaltung der Emitter, welche durch seitlich abstrahlende Lichtwellenleiter,
lichtemittierende Platten oder andere lichtemittierende Strukturen spezifiziert sein kann.
Systeme, die auf internen Lichtquellen basieren, zeichnen sich im Gegensatz zu oben beschriebenen
internen Beleuchtungen durch eine oder mehrere tatsächlich im Reaktor befindliche Lichtquelle/-n
aus. Deren weitere Klassifizierung kann anhand der Art der Lichtquelle (z.B. Fluoreszenzlampe,
Halogenlampe, LEDs) erfolgen.
Auf konkrete Anwendungsbeispiele verschiedener intern beleuchteter Photobioreaktoren wird an
dieser Stelle verzichtet und auf eine detaillierte Übersicht in [57] verwiesen.
Abbildung 8: Einteilung von intern beleuchteten Photobioreaktoren nach der Art der verwendeten lichtemittierenden Elemente
Da alle Arten der internen Beleuchtung einen gewissen Raum einnehmen, reduziert sich das
tatsächlich der Kultivierung zur Verfügung stehende Volumen. Dieser Anteil des Volumenverlusts ε
kann wie folgt beschrieben werden
Photobio-reaktoren
extern beleuchtet
intern beleuchtet
interne Lichtquellen
interne Lichtleiter
optische Strukturen
optische Platten
optische Fasern
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
11
𝜀 =𝑉𝑙𝑖𝑐ℎ𝑡𝑒𝑚𝑖𝑡𝑡𝑖𝑒𝑟𝑒𝑛𝑑𝑒 𝐸𝑙𝑒𝑚𝑒𝑛𝑡𝑒
𝑉𝑙𝑖𝑐ℎ𝑡𝑒𝑚𝑖𝑡𝑡𝑖𝑒𝑟𝑒𝑛𝑑𝑒 𝐸𝑙𝑒𝑚𝑒𝑛𝑡𝑒 + 𝑉𝐾𝑢𝑙𝑡𝑢𝑟
Somit lässt sich die Güte eines intern beleuchteten Reaktors durch das Oberfläche-zu-
Volumenverhältnis bezogen auf den Volumenverlust ε beschreiben.
Java
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Pals
son (1991)
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t al.
(1991)
An &
Kim
(2000)
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en (2013)
Xue e
t al.
(2013)
Ogbonna e
t al.
(1995)
Suh &
Lee (2001)
Suh &
Lee (2003)
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Kultur-1
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0,0
1,0x103
2,0x103
3,0x103
4,0x103
5,0x103
6,0x103
Abbildung 9: Vergleich verschiedener intern beleuchteter Photobioreaktoren anhand ihres Oberfläche-zu-Volumenverhältnisses bezogen auf den Volumenverlust durch die lichtemittierenden Elemente. Reaktoren mit lichtleitenden Strukturen (graue Balken). Reaktoren mit internen Lichtquellen (schwarze Balken).
2.4. Künstliche Lichtquellen für Photobioreaktoren
Auch wenn mit der natürlichen Sonneneinstrahlung eine kostengünstige Lichtquelle für die
Kultivierung von photoautotrophen Organismen zur Verfügung steht, birgt diese in mancherlei
Hinsicht gewisse Nachteile. Die Intensität und das Spektrum des Sonnenlichts an sich können nur
bedingt verändert werden, es hat einen gewissen Infrarot- und UV-Anteil und steht vor allem nicht
ständig zur Verfügung. Aus diesen Gründen wird zu Gunsten der Prozessstabilität besonders bei der
Produktion von high-value Produkten auf künstliche Lichtquellen zurückgegriffen. Diese bieten die
Vorteile der ständigen Verfügbarkeit, Kontrolle der Lichtintensität und ermöglichen die Variation des
Emissionsspektrums. Die gängigsten Lichtquellen sind in Tabelle 2 zusammengefasst. Entscheidende
Kriterien für die Wahl einer Lichtquelle zur Kultivierung von phototrophen Organismen sind deren
Emission im photosynthetisch aktiven Bereich, die Energiedissipation sowie deren Lebensdauer und
Voraussetzungen und Hürden der Kultivierung und deren technische Umsetzung
12
Kosten. Abhängig vom jeweiligen (Prozess-)Ziel kann es somit unterschiedliche optimale Lichtquellen
geben. So kann beispielsweise die Energiedissipation von Lichtquellen genutzt werden, um an anderer
Stelle Energie für die Temperierung des Kulturmediums zu sparen.
Tabelle 2: Übersicht verschiedener künstlicher Lichtquellen und derer Eigenschaften (nach [16]).
Lichtquelle Emission im Bereich 400-700 nm
Energiedissipation in Wärme
Lebensdauer Kosten
Glühbirne 4,3 % sehr hoch 750-2.000 h gering
Halogenlampe 3,6 % hoch 3.000-4.000 h gering
Fluoreszenzlampe 45,7 % gering 10.000 h 10x höher als Glühbirnen
Gro-Lux Fluoreszenzlampe
56,8 % gering 15.000 h 3-10x höher als Glühbirnen
LED 87,6-98,4 % sehr gering 35.000-50.000 h 2-10x höher als Fluoreszenzlampen
Die Rolle von LEDs zur Beleuchtung von Photobioreaktoren nimmt aktuell stark zu, da sie viele
Vorteile gegenüber anderen Lichtquellen bieten und die Kosten durch die hohe Nachfrage abnehmen.
Zu den wesentlichen Vorteilen von LEDs zählen der hohe Anteil der photosynthetisch aktiven
Strahlung an der Gesamtstrahlung, die hohe Auswahl an verschiedenen monochromatischen Modellen,
die vergleichsweise geringe Wärmedissipation und die geringe Baugröße [58].
Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen
13
3. Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen
3.1. Problemstellung
Die in 2.1 dargestellte Problematik der Skalierbarkeit von Photobioreaktoren und die nur teilweise
zufriedenstellenden Lösungen aus 2.3 haben ihren Ursprung letztendlich in der Tatsache, dass Licht
nicht mischbar ist. Dies grenzt die Photobiotechnologie klar von der klassischen Biotechnologie ab,
bei der die Substrate meist chemischer Natur sind und somit die Möglichkeit besteht, sie im
Kulturmedium zu lösen, zu dispergieren oder zu suspendieren. Dieses Grundproblem der
Photobiotechnologie ist aufgrund des Wellencharakters von Licht nicht lösbar, jedoch kann es
durchaus reduziert werden, indem hinreichend kleine Lichtquellen entwickelt werden, die sich frei im
Kultivierungsmedium verteilen lassen. Somit kann es möglich werden, die geometrischen
Limitierungen von Photobioreaktoren zu überwinden und ein System zu entwickeln, das eine
Maßstabsvergrößerung unabhängig von der Reaktorgeometrie zulässt. Zudem würde ein solches
System eine homogenere und damit effizientere Beleuchtung des gesamten Photobioreaktors
ermöglichen.
3.2. Lösungsansatz mittels drahtloser Energieübertragung
Um kleine und suspendierbare Lichtquellen zur dynamischen internen Beleuchtung von
Photobioreaktoren zu entwickeln, müssen diese drahtlos mit Energie versorgt werden. Fest integrierte
Energiespeicher wie Batterien oder Akkus scheiden aus, da diese nach einer endlichen Zeit ggfs.
demontiert und aufgeladen werden müssen. Zudem ist die Energiedichte dieser Speicher relativ gering,
sodass sich entweder die Ladeintervalle verkürzen, oder das Volumen der Energiespeicher
vergleichsweise groß sein muss. Weiterhin ist die zulässige Temperaturobergrenze der genannten
Speicherelemente mit etwa 50° C zu gering und würde die gängige thermische Sterilisation mittels
Naßdampf ausschließen.
Folglich muss die notwendige Energie instantan nach der Übertragung verbraucht werden und daher
auch ständig zugeführt werden. Dies kann mittels drahtloser Energieübertragung geschehen, welche
sich gemäß ihrer Art und Weise der Energieübertragung im Wesentlichen in drei Kategorien einteilen
lässt:
- Kapazitive Kopplung
- Ultraschall basierte Energieübertragung
- Induktive Kopplung
Kapazitive Kopplung beruht auf der Übertragung von Energie mittels eines wechselnden elektrischen
Felds zwischen zwei Metallplatten, die zusammen einen Kondensator bilden. Der Abstand zwischen
den beiden Platten stellt die Strecke der drahtlosen Energieübertragung dar. Da das elektrische Feld
zwischen beiden Platten kaum streut, ist die Übertragung sehr gerichtet und bietet sich daher für
medizinische Anwendungen an, da Störungen anderer elektrischer Geräte nahezu ausgeschlossen sind
[59]. Zur Überwindung größerer Distanzen sind aufgrund des steigenden Plattenabstandes hohe
Spannungen nötig. Daher ist diese Art der Energieübertragung auf sehr kurze Übertragungsstrecken
von wenigen Millimetern und geringe Leistungen beschränkt [59 – 61].
Drahtlose Energieübertragung mittels Ultraschall basiert auf der Anregung eines piezoelektrischen
Elements durch Schallwellen einer bestimmten Frequenz. Die Länge und die Frequenzkonstante des
piezoelektrischen Elements geben eine bestimmte Resonanzfrequenz vor. Im Resonanzfall stimmen
Resonanzfrequenz und Schallfrequenz überein und durch den piezoelektrischen Effekt wird eine
Spannung erzeugt die verschiedene Lasten mit Energie versorgen kann [62]. Anwendung findet diese
Art der Energieübertragung beispielsweise in der Medizin, da Ultraschallwellen relativ sicher sind und
keine Auswirkungen auf andere elektromagnetische Geräte haben [60]. Zha et al. (2010) stellte
Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen
14
beispielsweise ein System zur Energieversorgung eines implantierten Biosensors mit einer Leistung
von 21,4 nW vor.
Ein ähnliches Problem, wie die in Kapitel 2.1.3 beschriebene Selbstabschattung von Mikro-
algensuspensionen und der damit verbundenen reduzierten Lichtverfügbarkeit, existiert auch für viele
andere photochemische Reaktionen, zum Beispiel bei der UV-Behandlung von Abwässern. Hayashi et
al. (2010) entwickelte sogenannte dispersed-type sonocatalysts, die ebenfalls mittels Ultraschall mit
Energie versorgt werden. Diese bestehen aus vier UV-LEDs und einem piezoelektrischen Element
dessen Resonanzfrequenz bei 176 kHz liegt. Der photochemisch und sonolytisch unterstütze Abbau
von Methylenblau mittels TiO2 in einer wässrigen Lösung konnte durch den Einsatz von zehn
dispersed-type sonocatalysts um über 13% gesteigert werden, verglichen mit einer statischen
Beleuchtung und Ultraschallbehandlung. Der elektrische Leistungseintrag ist mit 160 W für ein
Volumen von 500 mL relativ hoch und zeigt den geringen Wirkungsgrad dieses Systems. Die
Anwendung Ultraschall basierter Energieübertragung zur internen Beleuchtung von Photobioreaktoren
ist nicht zuletzt dadurch eingeschränkt, dass eine gängige Aufschlussmethode von biologischem
Material auf Ultraschall beruht und somit mit einer Schädigung der Mikroalgen zu rechnen ist.
Die induktive Kopplung ist eine weitere Möglichkeit der drahtlosen Energieübertragung. Hierbei fließt
ein Wechselstrom durch eine Primärspule und erzeugt damit ein wechselndes elektromagnetisches
Feld. In einer Empfängerspule, die sich in diesem Feld befindet, wird dadurch eine Spannung
induziert, welche von einem Verbraucher genutzt werden kann [64]. Um die geringe Effizienz der rein
induktiven Energieübertragung zu erhöhen, werden nicht nur zwei Spulen miteinander gekoppelt,
sondern zwei Schwingkreise [65]. Dieser ist durch das Einbringen eines Kondensators in Reihe oder
parallel zur jeweiligen Spule gekennzeichnet und bildet gemäß der Thomsonschen
Schwingungsgleichung eine Resonanz bei einer bestimmten Frequenz aus.
𝑓𝑟𝑒𝑠 =1
2𝜋√𝐿𝐶
Stimmen die Resonanzfrequenz des primären Schwingkreises und des sekundären Schwingkreises
überein, wird die Energie deutlich effizienter übertragen [66]. Aus den Möglichkeiten der rein
induktiven, der eines Reihen- und der eines Parallelschwingkreises für sowohl die Primär- als auch die
Sekundärseite ergeben sich neun Topologien eines Systems zur drahtlosen Energieübertragung mittels
induktiver Kopplung. Die nicht-kompensierten, also rein induktiven Varianten, zeichnen sich zwar
durch eine einfachere Bauweise aus, sind aber wie bereits beschrieben ineffizienter. Die Wahl der
Kompensierung auf Sende- bzw. Empfängerseite hängt stark von der individuellen Anwendung ab.
Sekundärseitige Reihenkompensation führt zur Charakteristik einer Spannungsquelle, wohingegen
eine Parallelkompensation zu einer Stromquellencharakteristik führt. Primärseitig wird ein
Reihenschwingkreis verwendet, um die Primärspannungen auf einem handhabbaren Niveau zu halten,
Serienschwingkreise werden genutzt, um hohe Primärströme zu erreichen [67, 68]. Die Effizienz der
induktiven Energieübertragung hängt maßgeblich von der Kopplung der Sende- mit den
Empfängerspulen ab als auch von den Gütefaktoren der verwendeten Spulen [69, 70].
Neben bereits etablierten Anwendungen wie dem drahtlosen Laden elektrischer Zahnbürsten oder der
Energieversorgung von Cochlea-Implantaten wird vor allem im medizinischen Bereich an potentiellen
Anwendungen geforscht. Hier zeichnet sich das Prinzip der drahtlosen Energieübertragung durch den
Wegfall von limitierten Energiespeichern und durch die reduzierte Infektionsgefahr durch perkutane
Anschlüsse aus [64]. In der Erforschung befinden sich beispielweise endoskopische Kapseln, die zur
gerichteten Untersuchung des Magens genutzt werden können (siehe Abbildung 10 B) oder die
drahtlose Energieversorgung von Herzschrittmachern [64, 71].
Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen
15
Ein ebenfalls zur Behandlung von Abwässern mittels UV-Licht entwickeltes System stellt Kuipers et
al. (2012) vor. Hier wird ein Rohrreaktor mit einem Außendurchmesser von 20 cm mit
Sendespulenpaketen umwickelt, die im Inneren des Rohrs ein wechselndes elektromagnetisches Feld
erzeugen. Das von unten in den Reaktor eindringende Abwasser fluidisiert mehrere, mit je einer UV-
LED versehene Empfängerspulen, die drahtlos mit Energie versorgt werden und den
Reaktorinnenraum gleichmäßig mit UV-Licht bestrahlen (siehe Abbildung 10 A).
Den beschriebenen Beispielen der drahtlosen Energieübertragung ist gemein, dass die Ausrichtung der
Empfängerspule zur Sendespule koplanar sein muss, damit die Energie am effizientesten übertragen
werden kann. Um diesen Nachteil zu überwinden, verwendet Carta et al. (2009) drei Empfängerspulen
in dem drahtlos betriebenen Endoskop, die orthogonal zueinander ausgerichtet sind. Dadurch befindet
sich stets eine der drei Spulen koplanar zur Sendespule und eine ständige Energieversorgung wird
ohne zusätzliches Speicherelement möglich (siehe Abbildung 10 B).
Eine weitere Herausforderung ist die Reichweite der drahtlosen Energieübertragung mittels induktiver
Kopplung. Bei den meisten Anwendungen sind sowohl die Sende- als auch die Empfängerspule
vergleichsweise flach, da diese, wie zum Beispiel im Fall medizinischer Anwendungen implantiert,
oder im Fall des drahtlosen Ladens von elektrischen Geräten platzsparend verbaut werden müssen. Die
Energieübertragung erfolgt über die geometrischen Abmessungen der koplanaren Spulen hinweg,
wobei sich die Kopplung der Spulen mit steigendem Abstand deutlich verringert und somit auch die
Effizienz der Energieübertragung abnimmt [72].
Abbildung 10: System zur Abwasseraufbereitung bestehend aus Sendespulen um einen Rohrreaktor (1) und mehreren
Empfängerspulen mit UV-LED (2), die induktiv mit Energie versorgt werden (A) ([73]). Miniaturisiertes, frei steuerbares
Endoskop zur gerichteten Magenuntersuchung (B) [71]).
Die beiden vorgestellten Konzepte von Carta et al. (2009) und Kuipers et al. (2012) haben bei ihrer
Anwendung die Möglichkeit, die Empfängerspule/-n innerhalb der Sendespule zu verwenden, sodass
im Idealfall die Kopplung jeder Empfängerspule zur Primärspule unabhängig von der Position
konstant ist. Somit können gerade bei einer großen Anzahl von Empfängerspulen auch größere
Durchmesser für die Sendespule ermöglicht werden, ohne die Effizienz signifikant zu verschlechtern
[74].
Problemstellung, Lösungsansatz und Herausforderungen
16
Im Falle der drahtlosen Energieversorgung von kleinen Lichtquellen für die Beleuchtung von
Photobioreaktoren bietet sich also die Methode der induktiven Kopplung an, da hier nennenswerte
Leistungen übertragen werden können. Der Reaktor kann wie bei Kuipers et al. (2012) mit der
Primärspule ausgestattet werden, sodass die Energieübertragungseffizienz hoch gehalten werden kann,
da sich dann alle Empfänger innerhalb der Sendespule befinden.
3.3. Herausforderungen
Die Herausforderung besteht in der Überprüfung der Biokompatibilität des zur Energieübertragung
genutzten elektromagnetischen Felds, einer ersten Machbarkeitsprüfung und der Entwicklung eines
Verfahrens zur Herstellung der Wireless Light Emitter. Ferner soll die Skalierbarkeit des internen
Beleuchtungssystems überprüft und mit einer externen Beleuchtung verglichen werden. Abschließend
wird eine Optimierungsstrategie sowohl von elektrotechnischer als auch biologischer und
verfahrenstechnischer Seite entwickelt und überprüft.
Material und Methoden
17
4. Material und Methoden
4.1. Verwendete phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen
Für die Arbeiten wurden die in Tabelle 3 dargestellten Mikroorganismen und Zellkulturen verwendet.
Die Zusammensetzung der Kultivierungsmedien ist im Anhang unter Kapitel 9.1 zu finden.
Tabelle 3: Übersicht der verwendeten Mikroorganismen und Zellkulturen
Name Bezugsquelle Bezeichnung Kultivierungs-medium
Chlamydomonas reinhardtii WT137c Invitrogen (USA) TP
Chlamydomonas reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6
Lehrstuhleigne Transformante (Juliane Richter)
TAP
Arthrospira platensis National Institute for Enivironmental Studies (NIES, Japan)
N-39 Spirul
Porphyridium purpureum Sammlung von Algenkulturen Göttingen (SAG, Deutschland)
1380-1f ASW (2)
Chromochloris zofingiensis Sammlung von Algenkulturen Göttingen (SAG, Deutschland)
211-14 Arnon
Physchomitrella patens Lehrstuhl f. Zellbiologie, AG Kost, Dr. LeBail
(FAU Erlangen, Deutschland) mod. Knop
Synechocystis spec. Sammlung von Algenkulturen Göttingen (SAG, Deutschland)
51.79 BG-11
4.2. Prozessbegleitende analytische Methoden
- Bestimmung der optischen Dichte
Die optische Dichte wird mittels eines Spektralphotometers (SPECORD 210, Fa. Analytik Jena) und
Kunststoffküvetten (Fa. Sarstedt, REF 67.742, Polystyrol) bei einer Wellenlänge von 750 nm
bestimmt. Um im linearen Bereich der optischen Dichte zu messen, wird ggfs. mit 0,9 % (w/w)-iger
NaCl-Lösung verdünnt. Diese Lösung wird auch als Referenz verwendet.
- Bestimmung der Biotrockenmasse
Zur Bestimmung der Biotrockenmasse wurden je dreimal 10 oder 20 ml der Probe in gewogene
Glasröhrchen gegeben und bei 4000 rpm für 10 min zentrifugiert. Nach Abpipetieren des
Kulturüberstandes wurden die Glasröhrchen 24 h bei 100 °C getrocknet und nach dem Abkühlen im
Exsikkator zurückgewogen. Die Biotrockenmassekonzentration berechnet sich aus der
Massendifferenz und dem zugehörigen Volumen. Für C. reinhardtii wurde eine Korrelation der
optischen Dichte bei 750 nm und der zugehörigen Biotrockenmassekonzentration erstellt und zu deren
Bestimmung eingesetzt.
- Bestimmung der Zellzahl
Die Zellzahl wird mittels einer Neubauer – Kammer (Länge und Breite eines Großquadrates: 0,02 cm,
Tiefe: 0,01 cm) bestimmt. Ggfs. wird mit 0,9 %-iger NaCl-Lösung verdünnt. Die Bestimmung der
Zellzahl erfolgt mikroskopisch (Axiolab, Fa. Zeiss). Über das bekannte Volumen der ausgezählten
Kammern kann die Zellzahl in einem Milliliter Algensuspension errechnet werden.
Zellen
ml=
Mittelwert (gezählte Zellen)
gezählte Großquadrate ∙ 0,02cm ∙ 0,02cm ∙ 0,01cm∙ Verdünnungsfaktor
Material und Methoden
18
- Bestimmung des pH-Werts
Der pH-Wert wird mit einem pH-Meter (MP 220, Fa. Mettler Toledo) und der zugehörigen Sonde
(InLab® Pro, Fa. Mettler Toledo) bestimmt.
- Bestimmung des Phycocyanin und Phycoerythrin Gehalts
Die quantitative Bestimmung von Phycocyanin und Phycoerythrin basiert auf der photometrischen
Methode nach Bennett & Bogorad (1973). Gefrorene Biomasse wird in der Kugelmühle
aufgeschlossen und in Phosphatpuffer (0,01 M Natriumphosphat, 0,15 M NaCl, pH 7) resuspendiert.
Nach 4 h in Dunkelheit bei 4 °C wurde die Probe erneut zentrifugiert und der Überstand bei 562, 615
und 652 nm im Photometer vermessen. Die jeweiligen Konzentration berechnen sich zu:
𝑐𝑃𝐶(𝑚𝑔 ∙ 𝑙−1) =
[𝑂𝐷615 − (0,474 ∙ 𝑂𝐷652)]
5,34
𝑐𝐴𝑃𝐶(𝑚𝑔 ∙ 𝑙−1) =
[𝑂𝐷652 − (0,208 ∙ 𝑂𝐷615)]
5,09
𝑐𝑃𝐸(𝑚𝑔 ∙ 𝑙−1) =
[𝑂𝐷562 − (2,41 ∙ 𝑐𝑃𝐶) − (0,849 ∙ 𝑐𝐴𝑃𝐶)]
9,62
- Bestimmung des Gesamtproteingehalts im Kulturüberstand
Die Bestimmung des Gesamtproteingehalts im Kulturüberstand basiert auf dem colometrischen
Roti®-Quant universal Kit mittels Biuret-Reaktion. Die genaue Durchführung ist dort nachzulesen.
Zur Kalibrierung wurde bovines Serum Albumin (BSA) verwendet, sodass die ermittelte
Proteinkonzentration als äquivalente BSA-Konzentration zu sehen ist. Als Blindwert wurde das
entsprechende Kulturmedium verwendet.
4.3. Elektrotechnische Methoden
- Bestimmung der magnetischen Flussdichte
Die magnetische Flussdichte wird mit Hilfe einer Prüfspule und eines Oszilloskops ermittelt. Durch
das zeitveränderliche Magnetfeld wird in der Spule eine Spannung induziert, die mit Hilfe des
Oszilloskops gemessen werden kann.
Aus dem Induktionsgesetz leitet sich durch Umformen folgende Formel ab, mit welcher aus der
induzierten Spannung die magnetische Flussdichte berechnet werden kann.
𝐵 =𝑈
2𝜋 ∙ 𝑓 ∙ 𝑛 ∙ 𝐴
Die Prüfspule besteht aus n = 14 Windungen und hat eine Querschnittsfläche A von 1 cm². Die
Ergebnisse mit der Prüfspule können auf kleinere Festinduktivitäten mit Ferritkern umkalibriert
werden, um höhere örtliche Auflösungen und eine höhere Sensitivität zu erreichen.
- Bestimmung der Induktivität und der Kapazität
Induktivitäten und Kapazitäten wurden mit einem handheld LCR-Meter (Modell 2170, Fa. Peaktech)
bestimmt. Die Frequenz während der Messung betrug, wenn nicht anders angegeben, 100 kHz. Für
Messungen bei verschiedenen Frequenzen wurde das LCR-Meter der Firma Agilent (Modell 4284A)
verwendet.
Material und Methoden
19
- Methode zur Optimierung der Wireless Light Emitter
Zur Optimierung der Wireless Light Emitter hinsichtlich der Wahl der Empfängerspule wird ein
Versuchsaufbau verwendet, der aus einem Sendeschwingkreis besteht, in dessen Sendespule (L1)
mittig eine Vertiefung zur Fixierung der verschiedenen Empfängerspulen (L2) angebracht ist (siehe
Abbildung 11). Ein Koax-Kabel führt von der Empfängerspule zu einem Steckbrett, auf dem
entsprechend der Induktivität der Empfängerspule die passenden Kondensatoren (C2) eingesetzt
werden können. Von dort führt ein Anschluss zu der zu untersuchenden LED, welche in einem
Adapter für den planaren Lichtsensor (LiCOR LI190) fixiert ist. Durch Ändern der Amplitude am
Signalgenerator des Sendeschwingkreises lässt sich die magnetische Flussdichte an der Position der
Empfängerspule einstellen. So können für verschiedene Empfängerspulen Abhängigkeiten der
resultierenden LED Lichtstärke von der magnetischen Flussdichte aufgenommen und verglichen
werden.
Abbildung 11: Schematischer Messaufbau zur Optimierung der Empfängerspule der Wireless Light Emitter.
- Bestimmung der elektrischen Leistungsaufnahme
Zur Bestimmung der elektrischen Leistungsaufnahme wird im Falle der externen Beleuchtung ein
Wattmeter (Fa. REV Ritter GmbH) zwischen das Stromnetz und die Lichtquelle als Verbraucher
geschaltet und die entsprechende Leistungsaufnahme abgelesen.
Im Fall der internen Beleuchtung kann die Leistungsaufnahme an verschiedenen Stellen gemessen
werden. Die Leistungsaufnahme des Verstärkers (Model 1140 LA, Fa. RF Power Amplifier) wird
ebenfalls mittels des Wattmeters bestimmt. Die Wirkleistung am Ausgang des Verstärkers wird mittels
eines Oszilloskops (Rhode & Schwarz Hameg HM01024) bestimmt. Die Spannung am
Verstärkerausgang wird mit Hilfe des eines Spannungstastkopfs (Testec HVP-15HF 1000:1)
bestimmt, der fließende Strom mit Hilfe einer Stromzange (Aim I-Prober 520). Die erhaltenen zeitlich
aufgelösten Werte für Spannung U(t) und Strom I(t) lassen sich am Oszilloskop zur Leistung P(t)
multiplizieren. Der zeitliche Mittelwert der Funktion P(t) stellt die Wirkleistung am Verstärkerausgang
dar.
Material und Methoden
20
4.4. Weitere Messmethoden
- Bestimmung der photosynthetisch aktiven Photonenflussdichte
Die Lichtintensität wird mittels eines sphärischen Lichtsensors (Fa. Walz, US-SQS/L, ULM-500)
bestimmt. Im Fall externer Beleuchtung wird dieser in den mit Wasser gefüllten Reaktor getaucht und
so die Lichtstärke gemessen. Bei interner Beleuchtung wird das Messsignal mit einer Rate von 100 s-1
aufgenommen und über einen Zeitraum von 60 s gemittelt.
- Bestimmung der Leitfähigkeit von wässrigen Lösungen
Die Leitfähigkeit von wässrigen Lösungen wurde mittels einer Leitfähigkeitssonde (Cond 340i, Fa.
WTW) bestimmt.
- Bestimmung der Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser und Downcomer
Um die Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser bzw. dem Downcomer eines Airlift Reaktors zu messen,
wird eine rote Polypropylenkugel (d = 10 mm, ρ = 1020 kg·m-3) als Tracer verwendet und im Reaktor
beobachtet. Mittels Stoppuhr wird die Zeit zum Zurücklegen einer bekannten Strecke (Länge des
Leitrohrs l = 0,8 m) gemessen und somit die Geschwindigkeit ermittelt. Um Messungenauigkeiten zu
minimieren wird die Messung für einen Betriebspunkt zehnmal durchgeführt und das arithmetische
Mittel sowie die Standardabweichung gebildet. Die ermittelten Geschwindigkeiten müssen durch
Messung der Sedimentationsgeschwindigkeit des Tracers im unbegasten Zustand korrigiert werden.
4.5. Verwendete Photobioreaktoren
- Blasensäule – DN50 (Photobioreaktor Sceening Modul)
Die Blasensäule besteht aus einem Glaszylinder (QVF®) mit 50 mm Innendurchmesser und einer
Höhe von 500 mm. Boden und Deckel sind aus Edelstahl gefertigt und mittels Gegenflansch fixiert.
Die Abdichtung geschieht mittels EPDM Flachringen. Die Begasung erfolgt von unten durch eine Ein-
Loch-Düse mit einem Durchmesser von 1 mm. Die Temperierung wird durch eine Kühlschlaufe
ermöglicht.
- Blasensäule – DN150
Die 15 l Blasensäule besteht aus einem Glasrohr (QVF®) mit einem Innendurchmesser von 150 mm
und einer Höhe von 1000 mm. Die Kopf- und Bodenplatte besteht aus POM und ist mittels eines
Gegenflansches (POM) fixiert. Die Abdichtung erfolgt ebenfalls durch EPDM Flachringe. An der
Bodenplatte ist eine Glaskühlschlaufe angebracht. Die Begasung wird durch eine Glassinterplatte mit
40 mm Durchmesser gewährleistet.
- Blasensäule – DN300
Die 30 l Blasensäule ist analog zur 1 l Blasensäule aufgebaut. Der Innendurchmesser ist jedoch
300 mm. Die Begasung erfolgt durch eine 3 mm Ein-Loch-Düse von unten.
- Airlift Reaktor – DN150
Die Modifikation der 15 l Blasensäule durch den Einbau eines konzentrischen Leitrohrs (Polycarbonat,
5 mm Wandstärke) mit 110 mm Innendurchmesser und 800 mm Länge führt zum Airlift Reaktor. Das
Leitrohr ist 50 mm oberhalb der Bodenplatte angebracht. Somit ergibt sich um unbegasten Zustand ein
Flächenverhältnis des Riser zum Downcomer von 1,49.
Material und Methoden
21
Im Fall interner Beleuchtung sind die Reaktoren mit Spulen aus HF-Litze (RUPALIT V155, Rudolf
Pack GmbH & Co. KG) umwickelt. Tabelle 4 und Abbildung 12 zeigen die Bespulung im Detail. Bei
externer Beleuchtung werden die Reaktoren durch warmweiße LED-Streifen (Fa. Temtop, 60
LEDs/m, SMD 5050) beleuchtet.
Tabelle 4: Bespulung der verwendeten Photobioreaktoren. Spulenposition vom Reaktorboden aus gemessen. *)1 jeweils in Reihe geschaltet.
Spule
1-L Blasensäule 30-L Blasenäule 15-L Blasensäule / Airlift
Reaktor
Position (mm)
Induktivität L (µH)
Position (mm)
Induktivität L (µH)
Position (mm)
Induktivität L (µH)
1 40
70*)1
70 823 130 920*)1
2 80 160 885 190
3 120 260 881 250 945*)1
4 160 340 908 310
5 200 - - 370 935*)1
6 240 - - 430
7 280 - - 500 946*)1
8 320 - - 560
9 360 - - 630 945*)1
10 400 - - 690
11 440 - - 740 915*)1
12 - - - - 900
Abbildung 12: Schematische Zeichnung der 1-L Blasensäule (A), 30-L Blasensäule (B), 15-L Blasensäule (C) und des 15-L Airlift Reaktors. Für den Fall der internen Beleuchtung ist die Bespulung eingezeichnet, im extern beleuchteten Fall gilt der gleiche Aufbau ohne Spulen. Alle Bemaßungen in Millimeter.
Material und Methoden
22
Abbildung 13 zeigt den schematischen Aufbau für den Betrieb der 15-L Blasensäule mit interner
Beleuchtung. Ausgehend vom Stromnetz wird dem Verstärker (RF Power Amplifier Modell 1140 LA)
von einem Funktionsgenerator (Keysight 33220A, 1-Kanal, 20MHz) ein Sinussignal mit der Frequenz
f = 180 kHz vorgegeben. Durch Variation der Amplitude des Sinussignals wird die Ausgangsleistung
des Verstärkers bestimmt. Um die parasitäre Kapazität der Reaktorbespulung klein zu halten, werden
einzelne Segmente aus jeweils einer Induktivität mit etwa 1000 µH und einer entsprechenden
Kapazität (Plattenkondensatoren, Fa. Otto Schubert GmbH) in Reihe geschaltet. Zur Abstimmung des
Schwingkreises auf die Resonanzfrequenz der WLE und der Frequenz des Funktionsgenerators wird
ein variabler Drehkondensator verwendet.
Abbildung 13: Schematischer Aufbau für den Betrieb der 15-L Blasensäule mit interner Beleuchtung
Material und Methoden
23
4.6. Methode zur Untersuchung des Einflusses elektromagnetischer Felder auf
phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen
Da die drahtlose Energieversorgung der WLE auf resonanter induktiver Nahfeldkopplung basiert, sind
die Mikroorganismen innerhalb eines auf diese Art beleuchteten Reaktors ständig einem wechselnden
Magnetfeld ausgesetzt. Um einen eventuellen Effekt des wechselnden Magnetfelds auf verschiedene
phototrophe Mikroorganismen und Pflanzenzellkulturen zu untersuchen, werden Kultivierungen in
einem modifizierten Photobioreaktor Screening Modul durchgeführt. Hierzu wird der Glaszylinder mit
insgesamt elf Spulen aus HF-Litze (RUPALIT V155, Rudolf Pack GmbH & Co. KG) zu je sieben
Windungen mit einem Abstand von 30 mm umwickelt (L = 70 µH) und in Reihe zu einem
(C = 11,17 nF) Kondensator geschaltet. Durch Anschließen einer Signalgenerator- und
Verstärkerschaltung (siehe Anhang) wird ein wechselndes Magnetfeld mit einer Frequenz von
f = 180 kHz erzeugt.
Abbildung 14: Aufbau zur Untersuchung des Einflusses wechselnder elektromagnetischer Felder auf phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen. Links: Photobioreaktor Screening Modul mit Helmholtz-Spulen zur Erzeugung eines wechselnden Magnetfelds umwickelt. Rechts: Kontroll-Reaktor mit schwarzer Folie teilweise abgedunkelt.
Die Verteilung des Magnetfelds in einem mit VE-H2O gefüllten Reaktor auf Höhe der mittleren Spule
und zwischen zwei Spulen anhand von 16 Messpunkten ist in Abbildung 15 dargestellt und zeigt eine
Bandbreite der magnetischen Flussdichte von 0,8 bis 2,6 mT. Zwischen den Spulen ist das Magnetfeld
relativ homogen ausgeprägt, da sich die Felder der beiden angrenzenden Spulen überlagern,
wohingegen auf Spulenhöhe ein stärkeres, aber inhomogeneres Feld ausgebildet ist.
Material und Methoden
24
Abbildung 15: Verteilung des wechselnden Magnetfelds (f = 180 kHz) über den Reaktorquerschnitt auf Höhe einer Spule (links) und zwischen zwei Spulen (rechts). Messpositionen (●). Glättung durch Origin 9.0 (Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl 1000, Parameter zum Glätten 0,0001).
Die beschriebene Spulenanordnung ermöglicht eine externe Beleuchtung des Reaktors, da nur ein
geringer Teil der Reaktoroberfläche verdeckt wird. Die Glaszylinder der Reaktoren, die als Kontrolle
dienen, werden mittels schwarzer Folien an den gleichen Stellen abgeklebt, sodass in beiden
Reaktorgruppen die gleichen Abschattungsverhältnisse herrschen. Mit diesem Messaufbau werden
parallel vier Kultivierungen durchgeführt, wovon jeweils zwei dem Magnetfeld ausgesetzt sind und
zwei weitere als Kontrolle dienen.
4.7. Charakterisierung der Wireless Light Emitter
- Bestimmung der Dichteverteilung
Zur Charakterisierung der Wireless Light Emitter werden im Wesentlichen drei Faktoren untersucht.
Zum einen wird die Dichteverteilung einer Stichprobe (N = 100) bestimmt, da diese maßgeblich für
eine gleichmäßige Verteilung im Reaktionsmedium ist. Hierzu wird eine pneumatische Wanne mit
500 g destilliertem Wasser bekannter Temperatur gefüllt. Mit einer Pinzette werden 100 Wireless
Light Emitter unter das Wasser getaucht, ohne dass sich Luftblasen an der WLE anhaften. Die
auftreibenden WLE werden aus der pneumatischen Wanne entnommen und gezählt. Nach Entnahme
einer bestimmten Masse Wasser aus der pneumatischen Wanne wird die gleiche Masse einer
wässrigen Lösung mit 50 g·kg-1 Natriumchlorid hinzugegeben und vermischt. Die nun auftreibenden
WLE werden wieder abgenommen und gezählt. Dieser Vorgang wird so oft wiederholt, bis alle WLE
aufgestiegen sind. Anhand der bekannten Dichte des destillierten Wassers und der Natriumchlorid-
Lösung können die resultierenden Mischungsdichten bestimmt werden und somit eine
Dichteverteilung der WLE erstellt werden.
- Einfluss des Autoklavierens
Der Einfluss des Autoklavierens der WLE wird anhand einer Stichprobe (N = 20) ermittelt. Hierzu
wird je eine WLE in ein Glasröhrchen mit 5 ml destilliertem Wasser gegeben und insgesamt fünfmal
autoklaviert. Vor dem ersten Autoklavieren und nach jedem Autoklaviergang wird die Masse der
WLE bestimmt.
Zusätzlich wird der Einfluss des Autoklavierens auf die Lichtstärke überprüft. Ein opaker PVC-
Zylinder ist mit einer Senkbohrung versehen, sodass die WLE dort platziert werden kann. Der
Zylinder ist mit einem Sendeschwingkreis, bestehend aus einer Spule und einem entsprechenden
Kondensator, umwickelt und an eine Signalgenerator-Verstärker-Schaltung angeschlossen. Somit kann
die WLE in diesem Messaufbau drahtlos in Betrieb genommen werden und die Lichtintensität kann
direkt an der Oberfläche mittels des planaren Lichtsensors (LiCOR LI190) bestimmt werden. Dies
Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor
25
wird ebenfalls vor dem ersten und nach jedem Autoklaviergang mit derselben Stichprobe (N = 20)
durchgeführt.
4.8. Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor
Um Aussagen über die Verteilung der WLE entlang der Reaktorhöhe zu machen, wurde sich die
Tatsache zunutze gemacht, dass Luftspulen ihre Induktivität ändern, sobald sich ferromagnetisches
Material in ihrem Kern befindet. Abbildung 16 (rechts) zeigt exemplarisch das Durchlaufen eines
WLE-Schwarms durch eine Luftspule L1 mit den Zeitpunkten t1 (unterhalb der Spule), t2 (innerhalb
der Spule) und t3 (oberhalb der Spule). Auf der linken Seite ist schematisch der zugehörige Verlauf der
Induktivität für die verschiedenen Zeitpunkte dargestellt. Befindet sich der WLE-Schwarm innerhalb
der Luftspule, so steigt deren Induktivität an. Dies ist abhängig von der Anzahl der WLE.
Abbildung 16: Methode zur Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor. Durchlaufen einer Sendespule L1 von einem WLE-Schwarm (links). Induktivität der Sendespule L1 zu den verschiedenen Zeitpunkten tn.
Auf das vorliegende Reaktorsystem übertragen ergibt sich durch die Anordnung mehrerer
Spulenpakete auf verschiedenen Höhen die Möglichkeit, die relative Änderung der Induktivität der
einzelnen Spulen Ln │z = zn zu bestimmen und somit eine halbquantitative Aussage über die WLE-
Verteilung entlang der Reaktorhöhe z zu treffen.
Da sich die WLE im Betrieb nicht wie in Abbildung 16 schematisch dargestellt als plug-flow durch
den Reaktor bewegen, ergibt sich bei der Messung keine zeitliche, aber eine örtliche Auflösung ihrer
Position. Durch Vorheriges bestimmen der Induktivitäten Ln │z = zn des gefüllten und begasten Reaktors
ohne WLE ergibt sich folgender Zusammenhang
(𝐿𝑛,𝑊𝐿𝐸̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅ − 𝐿𝑛,𝑏𝑙𝑖𝑛𝑑̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ )
𝐿𝑛,𝑏𝑙𝑖𝑛𝑑̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅ ̅̅~𝑁𝑊𝐿𝐸
Die Messung erfolgt bei 100 kHz mit Hilfe der zugehörigen Software und der maximalen sampling
rate von 1 Hz.
Optimierung der Lichtqualität
26
4.9. Optimierung der Lichtqualität
Zur Optimierung der Lichtqualität wurde ein Photobioreaktor Screening Modul kontinuierlich
betrieben. Die Verdünnungsrate D wurde zu 0,023 h-1 gewählt, um geringe Zelldichten und somit eine
gute Lichtdurchflutung zu gewährleisten. Die optische Dichte wurde online in einem Bypass gemessen
(biotronix GmbH), um das Erreichen eines Gleichgewichts festzustellen. Die Beleuchtung erfolgt
mittels vier RGB-LED Streifen (LED light rigid 15 RGB, Barthelme, Germany, λdom,red = 625 nm,
λdom,green = 525 nm, λdom,blue = 490 nm) von außen. Die Gesamtlichtstärke beträgt stets 100 µmol·m-2·s-1
und lediglich der Anteil an rotem, grünem und blauem Licht wurde variiert.
𝐼𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 = 𝐼𝑟𝑒𝑑 + 𝐼𝑔𝑟𝑒𝑒𝑛 + 𝐼𝑏𝑙𝑢𝑒 = 100 µ𝑚𝑜𝑙 · 𝑚−2 · 𝑠−1
100 % = 𝛼𝑟𝑒𝑑 + 𝛼𝑔𝑟𝑒𝑒𝑛 + 𝛼𝑏𝑙𝑢𝑒
Nach Erreichen eines Gleichgewichts wird aus dem Reaktorauslauf eine Probe gezogen und die
Biotrockenmasse bestimmt. Danach wird die Lichtzusammensetzung verändert und erneut auf das sich
einstellende Gleichgewicht gewartet.
Ergebnisse
27
5. Ergebnisse
5.1. proof of concept
Dieser Teil der Arbeit behandelt die Machbarkeit des entwickelten internen Beleuchtungssystems. Da
die drahtlose Energieversorgung der Wireless Light Emitter auf resonanter induktiver Kopplung im
Nahfeld basiert, wird ein eventueller Einfluss des dafür benötigten wechselnden elektromagnetischen
Felds auf verschiedene phototrophe Mikroorganismen untersucht. Zum anderen verursachen die im
Kulturmedium suspendierten WLE Stöße – sowohl untereinander als auch gegenüber der
Reaktorwand. Daher muss untersucht werden, inwiefern sich dies auf die kultivierten Organismen
auswirkt.
5.1.1. Einfluss wechselnder Magnetfelder auf phototrophe Mikroorganismen und
Zellkulturen
Um einen möglichen Einfluss des verwendeten elektromagnetischen Felds auf verschiedene
phototrophe Mikroorganismen zu untersuchen, wurden Kultiverungen in modifizierten
Photobioreaktor Screening Modulen durchgeführt. Hierbei sind je zwei Module über mehrere
Spulenpakete mit einem elektromagnetischen Feld beaufschlagt und zwei weitere dienen als Kontrolle.
Durch Abkleben der entsprechenden Flächen bei den Kontrollreaktoren wird eine gleiche beleuchtete
Reaktoroberfläche in beiden Reaktorgruppen erreicht. In Abbildung 17 bis Abbildung 22 ist der
Wachstumsverlauf der entsprechenden Kultivierungen dargestellt. Die Ergebnisse ergeben sich jeweils
aus den zusammengefassten Daten beider Kultivierungen der jeweiligen Versuchsgruppe mit oder
ohne Magnetfeld.
Die Wachstumskurven der beiden Gruppen des Cyanobakteriums A. platensis weichen im Rahmen der
Standardabweichungen nicht voneinander ab (siehe Abbildung 17). Dies wird sowohl durch die
Wachstumsraten von 0,0332 ± 0,0061 h-1 im Magnetfeld bzw. 0,0297 ± 0,0045 h-1 in der
Kontrollgruppe, als auch durch die erreichten Biotrockenmassekonzentrationen von 3,478 ± 0,242 g·l-1
bzw. 3,214 ± 0,367 g·l-1 bestätigt. Die Phycocyaninbildung erreicht unter dem Einfluss des
Magnetfelds eine maximale Produktivität von bis zu 0,65 ± 0,05 mg·l-1·h-1 und in der
Kontrollkultivierung 0,62 ± 0,01 mg·l-1·h-1. Bei beiden Gruppen wird nach 215 h eine maximale
Phycocyaninkonzentration von 94 mg·l-1 erreicht, die am Ende der Kultivierung in der Gruppe unter
Magnetfeldeinfluss auf 65 mg·l-1 und in der Kontrolle auf 30 mg·l-1 abfällt.
Das Wachstum und die Entwicklung der Phycoerythrinkonzentration der Rotalge P. purpureum mit
und ohne Einwirken des wechselnden Magnetfelds ist in Abbildung 18 dargestellt. Die spezifischen
Wachstumsraten weichen mit 0,0219 ± 0,0023 h-1 im Magnetfeld bzw. 0,0223 ± 0,0004 h-1 in der
Kontrollgruppe im Rahmen der Standardabweichung nicht voneinander ab. Zum Kultivierungsende
nach ca. 240 h ist bei der Kultivierung unter dem Einfluss des Magnetfelds eine
Biotrockenmassekonzentration von 3,294 ± 0,244 g·l-1 erreicht. Die Kontrollgruppe erreicht eine leicht
geringere Konzentration von 3,149 ± 0,168 g·l-1. Die maximal erreichten Phycoerythrinproduktivitäten
liegen in beiden Gruppen bei 0,56 ± 0,06 mg·l-1·h-1. Die Phycoerythrinkonzentration zum Zeitpunkt
der Ernte nach 233 h liegt bei der Kultivierung im Magnetfeld mit 122 ± 12 mg·l-1 etwas tiefer als bei
der Kontrolle nach 240 h mit 132 ± 13 mg·l-1.
Abbildung 19 zeigt den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung der Grünalge
Chromochloris zofingiensis mit und ohne Einfluss des wechselnden Magnetfelds. Sowohl die
spezifischen Wachstumsraten von 0,0308 ± 0,0028 h-1 im Magnetfeld bzw. 0,0295 ± 0,0007 h-1 in der
Kontrollgruppe als auch die erreichten Biotrockenmassekonzentrationen nach ca. 550 h von
5,375 ± 0,756 g·l-1 bzw. 4,945 ± 0,573 g·l-1 zeigen im Rahmen der Standardabweichungen keinen
Unterschied beider Versuchsgruppen.
Ergebnisse
28
Das Moos Physchomitrella patens ist aufgrund seiner Anwendung als Expressionssystem für
rekombinante Proteine besonders interessant für die Anwendung des neuartigen Beleuchtungssystems.
Abbildung 20 zeigt den Verlauf der Biotrockenmassekonzentration mit und ohne Einfluss des
wechselnden Magnetfelds. In beiden Gruppen schließt sich an die Innokulation eine Lag-Phase von
70 h an, die mit einer linearen Biomassebildungsrate von 3,38 ± 0,42 mg·l-1·h-1 unter Einfluss des
Magnetfelds bzw. 3,68 ± 0,23 mg·l-1·h-1 in der Kontrollgruppe endet. Nach ca. 270 h wird eine
Biotrockenmassekonzentration von 0,740 ± 0,113 g·l-1 bzw. 0,803 ± 0,099 g·l-1 erreicht.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150 200
optisch
e D
ich
te O
D7
50
nm
(-)
0,1
1,0P
hyco
cya
nin
ko
nze
ntr
atio
n c
PC (
mg·l
-1)
0
25
50
75
100
125
Abbildung 17: Kultivierung von Arthrospira platensis mit und ohne Magnetfeld. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycocyaninkonzentration: Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). Spirulina Medium, T = 30 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1, φCO
2 = 0,03.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150 200
optisch
e D
ich
te O
D7
50
nm
(-)
0,1
1,0
Ph
yco
ery
thrinko
nze
ntr
atio
n c
PC (
mg·l
-1)
0
25
50
75
100
125
150
175
Abbildung 18: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne Magnetfeld. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycoerythrinkonzentration: Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). ASW (2) Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1, φCO
2 = 0,03.
Kultivierungszeit tK (h)
0 100 200 300 400 500
optisch
e D
ich
te O
D7
50
nm
(-)
0,1
1,0
Abbildung 19: Kultivierung von Chromochloris zofingiensis mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Arnon Medium, T = 25 °C, PPFD = 460 µmol·m-2·s-1 (ab tK = 192h PPFD = 690 µmol·m-2·s-1), V̇ = 0,5 l·min-1, φCO
2 = 0,03.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150 200 250
Bio
tro
cke
nm
asse
ko
nze
ntr
atio
n c
BT
M (
g·l
-1)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
Abbildung 20: Kultivierung von Physcomitrella patens mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Mod. Knop Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1,φCO
2 = 0,01.
Ergebnisse
29
Ein weiterer phototropher Mikroorganismus, der potentiell als Expressionssystem für rekombinante
Proteine in Betracht gezogen wird, ist die Grünalge Chlamydomonas reinhardtii. Abbildung 21 zeigt
den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung des Wildtyps 137c unter dem Einfluss des
wechselnden Magnetfelds und der Kontrolle. Beide Wachstumskurven zeigen einen analogen Verlauf,
wobei die Kultur im Magnetfeld eine spezifische Wachstumsrate von 0,0408 ± 0,0021 h-1 und die
Kontrolle eine etwas niedrigere Wachstumsrate von 0,0376 ± 0,0028 h-1 erreicht. Die
Biotrockenmassekonzentrationen zum Erntezeitpunkt betragen 1,263 ± 0,054 g·l-1 bzw.
1,245 ± 0,040 g·l-1.
Abbildung 22 zeigt zum einen den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung und zum
anderen auch den der Fluoreszenzintensität, die als Maß für das umgesetzte 4-Methyl-Umbelliferon
dient und somit auf die Bildung der β-Glucoronidase rückschließen lässt. Die spezifische
Wachstumsrate liegt bei der Kultur unter Einfluss des Magnetfelds bei 0,0654 ± 0,0059 h-1 und somit
nur geringfügig höher als bei der Kontrolle mit 0,0645 ± 0,0024 h-1. Die erreichte optische Dichte in
der stationären Phase liegt bei 3,913 ± 0,107 A.U. für die Kultivierung im Magnetfeld und bei
3,990 ± 0,213 A.U. für die Kontrolle. Die Fluoreszenzintensität steigt für beide Gruppen von
1,36·105 ± 3,58·104 A.U. wachstumsbegleitend an. Nach ca. 80 h wird ein Maximum von
3,11·106 ± 3,41·104 A.U. im Magnetfeld bzw. 2,57·106 ± 4,88·104 A.U. für die Kontrolle erreicht. In
der stationären Phase sinkt die Fluoreszenzintensität wieder stark ab.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150 200
optisch
e D
ich
te O
D7
50
nm
(-)
0,1
1,0
Abbildung 21: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT137c mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). TP-Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1, φCO
2 = 0,03.
Kultivierungszeit tK (h)
0 20 40 60 80 100
optisch
e D
ich
te O
D7
50
nm
(-)
0,1
1,0
Flu
ore
sze
nzin
ten
sitä
t I F
(A
.U.)
0,0
1,0x106
2,0x106
3,0x106
4,0x106
Abbildung 22: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6 mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Fluoreszenzintensität IF (λex = 355 nm, λem = 460 nm) als Maß für den 4-Methyl-Umbelliferon Umsatz durch rekombinante β-Glucoronidase Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). TAP-Medium + Hygromycin B (25 µg·ml-1), T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1.
Die Ergebnisse der Untersuchung eines eventuellen Einflusses des für die drahtlose Energieversorgung
der Wireless Light Emitter notwendigen wechselnden elektromagnetischen Felds sind in Tabelle 5
zusammengefasst. Bei keinem der untersuchten phototrophen Mikroorganismen bzw. deren Produkten
sind signifikante Unterschiede zwischen den Kultivierungen mit oder ohne Magnetfeld zu erkennen.
Ergebnisse
30
Tabelle 5: Übersicht der erreichten spezifischen Wachstumsrate µ und der Biotrockenmassekonzentration cBTM mit und ohne
den Einfluss eines wechselnden Magnetfelds. *) Biotrockenmassebildung d(cBTM)/dt in mg·l-1·h-1; **) optische Dichte bei 750nm.
spez. Wachstumsrate µ (h-1)
Biotrockenmassekonzentration cBTM (g·l-1)
Magnetfeld Kontrolle Magnetfeld Kontrolle
A. platensis 0,0332 ± 0,0061 0,0297 ± 0,0045 3,478 ± 0,242 3,214 ± 0,367
P. purpureum 0,0219 ± 0,0023 0,0223 ± 0,0004 3,294 ± 0,244 3,149 ± 0,168
C. zofingiensis 0,0308 ± 0,0028 0,0295 ± 0,0007 5,375 ± 0,756 4,945 ± 0,573
P. patens 3,38 ± 0,42 *) 3,68 ± 0,23 *) 0,740 ± 0,113 0,803 ± 0,099
C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6
0,0654 ± 0,0059 0,0645 ± 0,0024 3,913 ± 0,107**) 3,990 ± 0,213**)
C. reinhardtii WT137c
0,0408 ± 0,0021 0,0376 ± 0,0028 1,263 ± 0,054 1,245 ± 0,040
Ergebnisse
31
5.1.2. Einfluss WLE induzierter Prallstöße auf einzellige und filamentöse phototrophe
Mikroorganismen und Pflanzenzellkulturen
Ein weiterer Parameter neben dem Magnetfeld, der das neuartige interne Beleuchtungssystem von
anderen unterscheidet, sind die im Kulturmedium befindlichen Wireless Light Emitter. Diese sollen
die Kultur gleichmäßig von innen beleuchten und müssen daher gleichmäßig verteilt werden. Dies
führt zwangsläufig zu Stößen der WLE untereinander als auch zu Zusammenstößen mit der
Reaktorwand.
Abbildung 23 zeigt den Wachstumsverlauf der einzelligen Grünalge C. reinhardtii WT 137c in einer
extern beleuchteten Blasensäule mit 125 zugegebenen WLE und einer Kontrolle. Die spezifischen
Wachstumsraten liegen bei 0,0843 ± 0,0010 h-1 für die Kultivierung unter dem Einfluss der WLE und
bei 0,0849 ± 0,0009 h-1 für die Kontrolle und sind daher im Rahmen der Standardabweichungen
gleich. Die Biotrockenmassekonzentration nach ca. 240 h für die Kultur unter dem mechanischen
Einfluss der WLE erreicht mit 6,472 ± 0,112 g·l-1 einen 13% höheren Wert als die Kontrolle mit
5,715 ± 0,112 g·l-1.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150 200
optische D
ichte
OD
75
0n
m (
-)
0,1
1,0
Abbildung 23: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT13c mit und ohne 125 WLE bei externer Beleuchtung. Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). TP-Medium, T = 25 °C, PPFD = 170 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO
2 = 0,03.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150
optische D
ichte
OD
75
0n
m (
-)
0,1
1,0
Abbildung 24: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne 125 WLE bei externer Beleuchtung. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). ASW (2) Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO
2 = 0,03.
Eine Kultivierung von P. purpureum mit und ohne den Einfluss von 125 suspendierten WLE ist in
Abbildung 24 dargestellt. Die Kultur unter der mechanischen Beanspruchung wächst mit einer
spezifischen Wachstumsrate von 0,0350 ± 0,0034 h-1 in etwa genauso schnell wie die Kontrolle mit
0,0328 ± 0,0055 h-1. Die erreichte Biotrockenmassekonzentration ist mit 3,341 ± 0,330 g·l-1
geringfügig kleiner als die der Kontrolle mit 3,496 ± 0,243 g·l-1. Auffällig ist jedoch das Auftreten
einer Lag-Phase nach dem Innokulieren der mechanisch beanspruchten Kultur, die bei der Kontrolle
ausbleibt und sich über 25 h erstreckt. Zudem wurde eine rötliche Färbung des Kulturüberstands nach
Ende der Kultivierung im Fall der Kultivierung mit 125 WLE festgestellt, die bei der Kontrolle nicht
auftrat (vgl. Anhang).
Ergebnisse
32
Die Kultivierung von filamentösen phototrophen Organismen wie dem fadenförmigen
Cyanobakterium A. platensis und dem verzweigten Moos P. patens unter dem mechanischen Einfluss
von 125 WLE (bei einer Begasungsrate V̇ von 1,0 l·min-1) führen bereits nach 24 h zu einem
Absterben der Kulturen. Abbildung 25 C zeigt eine lichtmikroskopische Aufnahme von A. platensis
direkt nach der Innokulation, auf der die typische lange und fadenförmige Struktur des
Cyanobakteriums erkennbar ist. Nach 24 h (D) ist zu erkennen, dass diese Struktur in viele kleinere
Untereinheiten zerbrochen ist. Selbiges gilt für P. patens, dessen eingeschlossene Chloroplasten und
verzweigte Struktur in Abbildung 25 A gut zu erkennen sind. Nach 24 h (B) sieht man zwar keine
Zerstückelung in kleinere Teile, jedoch ist der mechanische Einfluss auf die Zellen gut zu erkennen, da
sie aufbrechen und ihre Chloroplasten in den Kulturüberstand verlieren. Eine Innokulation mit
entsprechend höheren Zelldichten führte zu denselben Beobachtungen.
Abbildung 25: Mikroskopische Aufnahmen von Physchomitrella patens und Arthrospira platenis nach der Innokulation (A und C)
und nach 24 h (B und D) in einem extern beleuchteten Photobioreaktor-Screening-Modul unter dem mechanischen Einfluss von
125 Wireless Light Emittern. Begasungsrate V̇ = 1,0 l·min-1.
Ergebnisse
33
5.2. Scale-up
5.2.1. Produktionsverfahren für Wireless Light Emitter
Um reproduzierbare Ergebnisse erhalten zu können und das neuartige Beleuchtungssystem skalierbar
zu machen, ist ein maschinelles Produktionsverfahren der Wireless Light Emitter unabdingbar. Dies
besteht einerseits aus der Fertigung der elektronischen Baugruppe und andererseits aus der
Verkapselung der Elektronik in geeigneter Art und Weise. Die verwendeten elektronischen
Komponenten müssen beständig gegenüber Temperaturen von 121 °C sein. Das
Verkapselungsmaterial muss transparent, autoklavierbar, biokompatibel sowie in gewissem Maße
säure- und laugenstabil sein. Die Dichte des gesamten Wireless Light Emitter darf weder zu groß noch
zu klein sein und sollte sich im Bereich der Dichte von Wasser bewegen.
5.2.1.1. Fertigung und Charakterisierung der Elektronik
Bei der automatisierten Fertigung der elektronischen Baugruppe können die einzelnen Komponenten
(Induktivität SDR0403 Fa. Bourns 10µH, Kondensator 0805 16V Fa. Yaego 82nF, LED PLCC2
warmweiß, siehe 9.2 , Abbildung 71) nicht wie bei der manuellen Fertigung direkt aufeinander gelötet
werden. Daher ist eine Platine als Trägermaterial notwendig. In Zusammenarbeit mit der Firma
PKS Systemtechnik wurde ein Design entwickelt, welches eine automatische Bestückung der Platine
und eine vergleichsweise einfache Vereinzelung der Baugruppen ermöglicht. Hierbei wird eine
165 x 165 mm große Platine aus FR4 + Cu-Kaschierung mit einer Stärke von 0,5 ± 0,15 mm so
vorgefräst, dass die einzelnen runden Platinen (d = 8 mm) für jede Baugruppe nur noch durch vier
kleine Stege in der Gesamtplatine gehalten werden. Auf einer großen Platine finden insgesamt 100
Baugruppen Platz. Nach dem automatischen beidseitigen Bestücken können die fertigen Baugruppen
einfach aus der Gesamtplatine gebrochen werden (Abbildung 26).
Ergebnisse
34
Abbildung 26: Nutzen mit Baugruppen die von je vier Stegen gehalten werden (links). Baugruppe nach der Vereinzelung (rechts
oben und unten).
Die Massensummen- bzw. ~dichteverteilung einer Stichprobe von N = 113 ist in Abbildung 27 und
Abbildung 28 dargestellt. Es ist anzumerken, dass trotz der automatisierten Herstellung eine gewisse
Schwankungsbreite bezüglich der Baugruppenmasse bestehen bleibt, die sich von 251 bis 264 mg
erstreckt. Aus der Massensummenverteilung ergibt sich ein Medianwert von 259 mg, der Modalwert
aus der Massendichteverteilung liegt bei 258,5 mg.
Masse m (mg)
252 254 256 258 260 262 264
Ma
sse
nsu
mm
enve
rte
ilung Q
m (
%)
0
20
40
60
80
100
Abbildung 27: Massensummenverteilung Qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113).
Masse m (mg)
252 254 256 258 260 262 264
Ma
sse
nd
ich
teve
rte
ilun
g q
m (
%)
0
2
4
6
8
Abbildung 28: Massendichteverteilung qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113).
5.2.1.2. Verkapselung
An das Material für die Verkapselung der Elektronik werden folgende Bedingungen gestellt:
- hohe Transparenz
Eine hohe Durchlässigkeit für Licht im photosynthetisch aktiven Wellenlängenbereich von
400 – 700 nm ist für das Verkapselungsmaterial unabdingbar, um das in den WLE erzeugte
Licht möglichst verlustfrei in das Kultivierungsmedium eintragen zu können.
- Wasserfestigkeit
Da sich die Wireless Light Emitter im Betrieb ständig und teilweise auch über längere
Zeiträume im Kulturmedium befinden, muss das Verkapselungsmaterial unbedingt wasserfest
sein. Auch ein langsames Eindiffundieren von Wasser durch das Material ist unerwünscht, da
dies die Elektronik in ihrer Funktion beeinträchtigen würde.
- Sterilisierbarkeit
Das Anwendungsgebiet des neuartigen Beleuchtungssystems soll hauptsächlich in der
Produktion von Hochwertprodukten und bioaktiven Substanzen liegen. Hierfür ist eine
monoseptische Kultivierung eine wichtige Voraussetzung und daher müssen auch die Wireless
Light Emitter als solche sterilisierbar sein. Eines der gängigsten Verfahren ist die
Heißdampfsterilisation bei 121 °C und 1 bar Überdruck, daher soll das Material für die
Verkapselung diesen Bedingungen gerecht werden.
Ergebnisse
35
- Biokompatibiliät
Das Verkapselungsmaterial muss einerseits biokompatibel gegenüber den zu kultivierenden
Organismen sein, andererseits dürfen von ihm aber auch keine Stoffe abgegeben werden, die
sich später negativ auf die Produktqualität auswirken könnten.
- Beständigkeit gegenüber Säuren und Laugen
Auch wenn viele der potentiell zu kultivierenden Organismen im neutralen pH-Bereich
wachsen, gibt es Ausnahmen wie das Cyanobakterium Arthrospira platensis oder die Rotalge
Galdieria sulphuraria, die im stark basischen bzw. sauren pH-Bereich kultiviert werden.
Daher sollte das Verkapselungsmaterial stabil gegenüber diesen Bedingungen sein.
Diesen Anforderungen genügen verschiedene Materialien, so zum Beispiel Polyamid, Polysulfon,
Polyimid, Polypropylen oder Polycarbonat. Letztgenanntes bietet sich in der Variante APEC® 1745
besonders für eine Fertigung mittels Spritzgussverfahren und anschließendem
Ultraschallverschweißen an. Zudem zeichnet es sich durch eine geringe Wasseraufnahme von 0,3 %
und mögliche Naßdampfsterilisation bis 143 °C aus. Des Weiteren ist es für pharmazeutische
Anwendungen nach United States Pharmacopeia (USP) XXII Class VI geeignet. Aus diesen Gründen
wurde sich für Polycarbonat in der Variante APEC® 1745 als Verkapselungsmaterial für die Wireless
Light Emitter entschieden.
Für das Design der Verkapselung sind vor allem folgende Gedanken maßgeblich:
- Gesamtdichte des Wireless Light Emitter
Da die elektronische Baugruppe der WLE durch die Ferritkernspule eine relativ hohe Dichte
hat und die Dichte von APEC® 1745 bei 1170 kg·m-3 liegt, muss zwangsläufig Luft in den
WLE eingeschlossen werden, um die angestrebte Dichte von 1025 kg·m-3 zu erreichen.
- Dichtigkeit
Die Verkapselung muss aus zwei Halbschalen gefertigt werden, die nach Einlegen der
Elektronik gefügt werden müssen. Um die Vorteile der Biokompatibilität und Eignung des
Verkapselungsmaterials für pharmazeutische Anwendungen zu bewahren, wurden sämtliche
Fügeverfahren, die weitere Substanzen (z.B. Klebstoffe) benötigen, ausgeschlossen. So wurde
sich für das physikalische Fügeverfahren des Ultraschallschweißens entschieden. Hierzu ist
eine gewisse Angriffsfläche für die Sonotrode in Form einer umlaufenden Krempe notwendig,
die beim Design der Verkapselung berücksichtigt werden muss. Die Druckverhältnisse im
Autoklaven und den Wireless Light Emittern über einen Temperaturbereich von 20 bis 121 °C
sind in Abbildung 29 dargestellt. Die Berechnung erfolgt gemäß dem idealen Gasgesetz und
der Dampfdrucktabelle von reinem Wasser.
Im Bereich von 20 – 100 °C steigt der Druck im Autoklaven nicht an, da der entstehende
Wasserdampf die darin befindliche Luft verdrängt. Erst ab einer Temperatur von 100 °C,
wenn der Autoklav mit Wasserdampf gesättigt ist und die gesamte Luft verdrängt ist, wird das
Auslassventil geschlossen und der Druck steigt exponentiell gemäß der
Wasserdampfdruckkurve an. Die in den WLE befindliche Luft kann und darf nicht
entweichen. Daher steigt der WLE-Druck linear gemäß dem idealen Gasgesetz über den
gesamten Temperaturbereich von 20 – 121 °C an. Der daraus resultierende Druck innerhalb
der WLE zeigt daher bei 100 °C ein Maximum von 277 mbar, der die beiden Kugelhälften
auseinanderdrückt. Oberhalb von 100 °C überwiegt der Wasserdampfdruck im Autoklaven
und wirkt dem WLE Innendruck entgegen, sodass schließlich bei 121 °C ein Effektivdruck
von -686 mbar herrscht, der die beiden Kugelhälften zusammendrückt.
Ergebnisse
36
Temperatur T (°C)
20 40 60 80 100 120
Dru
ck p
(m
bar)
-500
0
500
1000
1500
2000
Abbildung 29: Effektiv wirkender Druck auf die Wireless Light Emitter in Abhängigkeit der Temperatur. Absolutdruck im Wireless Light Emitter (···), Absolutdruck im Autoklaven (- - -), Effektivdruck auf die WLE ( ).
- Fixierung der Elektronik und Schwerpunkt
Die elektronische Baugruppe soll im Wireless Light Emitter fixiert werden und muss daher
mit geringer Toleranz eingefasst werden. Ein Problem der drahtlosen Energieübertragung
mittels induktiver Kopplung ist die Abhängigkeit vom Winkel zwischen Sende- und
Empfängerspule (siehe Abbildung 30). Bereits Auslenkungen von 35° führen zu einer
Halbierung der Lichtstärke. Dies würde in turbulent durchmischten Systemen zu einer
ständigen Schwankung der Lichtintensität führen und die Gesamteffizienz sowie die
Homogenität der Beleuchtung negativ beeinflussen. Apparativ kann man dieses Problem
beispielsweise durch ein dreidimensional variables Sendemagnetfeld oder durch drei
zueinander orthogonale Empfängerspulen lösen. Auch ein zusätzlicher Kondensator als
Energiespeicher ist denkbar. Diese Möglichkeiten führen allerdings entweder zu erheblichem
apparativen Aufwand oder wirken der Miniaturisierung der Wireless Light Emitter entgegen.
Daher wurde sich dafür entschieden, den ohnehin schon stark ausgeprägten Schwerpunkt der
elektronischen Baugruppe durch ein angepasstes Design der Verkapselung auszunutzen, um
dem Wireless Light Emitter in zumindest mäßiger Turbulenz dadurch die richtige koplanare
Ausrichtung zur Sendespule zu geben.
Ergebnisse
37
Winkel zwischen WLE- und Magnetfeldebene (°)
0 10 20 30 40 50 60 70
rela
tive L
ichtinte
nsität
I/I m
ax (
%)
0
20
40
60
80
100
Abbildung 30: Abhängigkeit der Lichtstärke vom Winkel zwischen dem Wireless Light Emitter und der Magnetfeldebene (gemessen bei B = 1 mT).
- Verhinderung der Kopplung mehrerer Wireless Light Emitter untereinander
Mehrere, nahe zueinander befindliche Empfängerspulen beeinflussen sich aufgrund
elektromagnetischer Kopplung gegenseitig. Dies führt zu einer Änderung der Induktivität der
jeweiligen Empfängerspule und führt somit zu einer Verschiebung der Resonanzfrequenz, da
die Kapazität konstant bleibt. Bei einem zeitlich variablen Abstand, wie er bei der Anwendung
als interne Beleuchtung zwangsläufig auftritt, würde dies zu einer ständig variierenden
Resonanzfrequenz führen und somit die mittlere Energieausbeute herabsetzen. Aus diesem
Grund muss die Verkapselung den für eine gegebene Empfängerspule nötigen Mindestabstand
dauerhaft gewährleisten, der gerade groß genug sein muss, um eine gegenseitige
elektromagnetische Kopplung unter den Empfängerspulen zu verhindern. Abbildung 31 zeigt
die gegenseitige Kopplung zweier Spulen als Funktion deren Kanten-Kanten-Abstands. Ab
einer Distanz von 6 mm beeinflussen diese sich kaum noch, sodass sich aus dem
Spulendurchmesser von 4 mm ein nötiger WLE-Durchmesser von 10 mm ergibt, um eine zu
starke Verschiebung der Resonanzfrequenz zu vermeiden.
Ergebnisse
38
Abstand der Spulenkanten dK (mm)
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Ko
pp
lun
gsfa
kto
r k (
-)
0,00
0,02
0,04
0,06
0,08
0,10
Abbildung 31: Einfluss des Abstands zweier Empfängerspulen (Bourns SDR 0403 100ML) auf die gegenseitige Kopplung.
Das Ergebnis, welches den obigen Anforderungen gerecht wird, ist in Abbildung 32 dargestellt. Es
wurde darauf geachtet, dass der Schwerpunkt der Verkapselung auch ohne die elektronische
Baugruppe bereits in der unteren Halbschale liegt. Die Elektronik wird an der Leiterplatte von oben
und unten durch jeweils sechs Stege gestützt, sodass ein fester Sitz gewährleistet ist. Die beiden
Halbschalen werden durch eine umlaufende Feder (oben) bzw. eine Nut (unten) aufeinander zentriert.
Der umlaufende Energiedissipationskeil der oberen Kugelschale (d = 10,6 mm) mit einer Höhe von
0,2 mm dient als Energierichtungsgeber während des Ultraschallverschweißens und sorgt für eine
stoffschlüssige Verbindung der beiden Halbschalen.
dK
Ergebnisse
39
Abbildung 32: Schnittzeichnung der oberen und unteren Halbschale für die Verkapselung (A). Explosionsdarstellung des Wireless Light Emitters (B). Schnittzeichnung des Wireless Light Emitters (C). Foto des Wireless Light Emitters (D).
Die Dimensionierung der umlaufenden Krempe für das Ultraschallschweißen erfolgte gemäß einer
Abschätzung anhand des in Abbildung 29 dargestellten Druckverlaufs und den Stoffeigenschaften von
APEC® 1745. Mit der projizierten Fläche der WLE von 78,54 mm² ergibt sich für den Fall eines
Überdrucks von 300 mbar bei 100 °C eine Kraft von 23,56 N und für den Fall des relativen
Unterdrucks von 700 mbar eine Kraft von -54,98 N. Die Breite der Schweißnaht wird auf 0,6 mm mit
einem hohen Sicherheitsfaktor angenommen und führt zu einer Schweißnahtfläche von 9,425 mm².
Die auf die Schweißnaht wirkenden Belastungen ergeben sich somit zu 2,50 bzw. -5,83 N·mm². Aus
dem Spannungsdehnungsdiagramm für APEC® 1745 ergibt sich eine zulässige Belastung von
12,5 N·mm² bei 120 °C über den Zeitraum von einer Stunde, die zu einer maximalen Dehnung von
1 % führt. Somit beträgt der Sicherheitsfaktor der Schweißnaht mindestens 2,14.
5.2.1.3. Autoklavierbarkeit und Dichteverteilung der Wireless Light Emitter
Um die vorhergehenden Überlegungen hinsichtlich der Materialwahl, der Geometrie der Verkapselung
und des Fügeverfahrens zu überprüfen, wurden die fertigen Wireless Light Emitter mehrfach unter
Realbedingungen autoklaviert.
Abbildung 33 zeigt die Masse einer Stichprobe (N = 20) in Abhängigkeit der durchlaufenen
Autoklavierzyklen normiert auf die Masse der nicht autoklavierten Wireless Light Emitter. Es ist
deutlich zu erkennen, dass die Masse nach dem ersten Autoklavieren um etwa 0,3 % zunimmt.
Weiteres Autoklavieren erhöht das Gewicht der Wireless Light Emitter nicht weiter. Nach 24h
Trocknen der Wireless Light Emitter bei Raumtemperatur sinkt die Masse wieder auf die des nicht
autoklavierten Zustands.
Neben dem Einfluss des Autoklavierens auf die Masse bzw. Wasserfestigkeit der WLE wurden auch
die Auswirkungen auf deren Funktion – sprich der Intensität des emittierten Lichts hin untersucht. In
Abbildung 34 ist dies für fünf Autoklavierzyklen dargestellt und auf die Lichtintensität im nicht
autoklavierten Zustand bezogen. Bereits nach einem Autoklaviervorgang reduziert sich die relative
Lichtintensität auf etwa 86 %. Weiteres Autoklavieren reduziert die Lichtintensität nicht weiter, sodass
sich im Mittel eine einmalige Reduzierung um etwa 10-15 % ergibt.
Ergebnisse
40
Autoklaviergänge N (-)
0 1 2 3 4 5
rela
tive
Ma
sse
mN/m
0 (
%)
0,0
20,0
99,5
100,0
100,5
Abbildung 33: Einfluss des Autoklavierens auf die Masse der Wireless Light Emitter (N = 20).
Autoklaviergänge N (-)
0 1 2 3 4 5
rela
tive
Lic
htin
ten
sitä
t I N
/I0 (
%)
0,0
20,0
40,0
60,0
80,0
100,0
Abbildung 34: Einfluss des Autoklavierens auf die Lichtintensität der Wireless Light Emitter (N = 20).
Die Dichtesummen- bzw. Dichtedichteverteilung einer Stichprobe von N = 120 Wireless Light
Emittern ist in Abbildung 35 dargestellt. Etwa 20% der WLE haben eine geringere Dichte als
998 kg·m-3, wohin-gegen etwa 50% eine größere bzw. kleiner Dichte als 1000 kg·m-3 haben. Zur
besseren Einordnung ist die entsprechende Äquivalentdichte einer NaCl-Lösung bei 20, 25 und 30 °C
angegeben. Somit ist zu erkennen, dass etwa 60 % der WLE in einer 0,5 %igen (w/w) NaCl-Lösung
bei 25 °C aufschwimmen. Bei höheren Salzkonzentrationen und niedrigeren Temperaturen schwimmt
ein entsprechend höherer Anteil auf, bei geringeren Konzentrationen und höheren Temperaturen ein
niedrigerer Anteil.
äq. NaCl-Lösung bei 20°C (% w/w)
0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8
Dic
hte
-Sum
menvert
eilu
ng Q
(
%)
Dic
hte
-Dic
hte
vert
eilu
ng q (
%)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
äq. NaCl-Lösung bei 25°C (% w/w)
0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0
äq. NaCl-Lösung bei 30°C (% w/w)
0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0 2,2
Dichte (kg·m-3
)
998 1000 1002 1004 1006 1008 1010
Abbildung 35: Dichtesummen- (hellgrau) und –dichteverteilung (grau schraffiert) der Wireless Light Emitter (N = 120) sowie Angabe der entsprechenden äquivalenten Konzentration einer NaCl-Lösung bei 20, 25 und
30 °C.
Ergebnisse
41
5.2.1.4. Biofouling
Ein Problem, das vor allem bei intern beleuchteten Photobioreaktoren auftritt, ist das sogenannte
biofouling an den submersen Beleuchtungselementen. Hierbei adhäsieren die kultivierten
Mikroorganismen teilweise an den beleuchteten Flächen der Lichtelemente und verringern so die
Intensität des austretenden Lichts.
Aus diesem Grund wurden Kultivierungen mit C. reinhardtii, A. platensis, Synecocystis sp. und
P. purpureum über einen Zeitraum von zwei Wochen durchgeführt und nach der Ernte wurde eine
optische Überprüfung der Wireless Light Emitter vorgenommen.
Abbildung 36: Biofouling an Wireless Light Emittern verursacht durch verschiedene phototrophe Spezies und Möglichkeiten für dessen Entfernung.
Abbildung 36 zeigt, dass sich bei allen getesteten Mikroorganismen (außer C. reinhardtii) leichte bis
mäßige Biofilme gebildet haben. Auffallend ist, dass das biofouling nicht an der gesamten Oberfläche
der WLE gleichmäßig ausgeprägt ist und an der umlaufenden Krempe am stärksten ausgebildet ist. Im
Fall von A. platensis und Synchocystis sp. lässt sich der leichte Biofilm durch einfaches Spülen mit
Wasser entfernen. Der durch P. purpureum verursachte Biofilm hingegen lässt sich nur durch
manuelle mechanische Reinigung mit Hilfe beispielsweise eines Zellstofftuchs entfernen und kann
daher auch als mäßiger Biofilm bezeichnet werden.
5.2.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser
Um die Skalierbarkeit des internen Beleuchtungssystems bezüglich des Reaktordurchmessers zu
überprüfen werden Kultivierungen von C. reinhardtii in Blasensäulen mit Durchmessern von 50, 150
und 300 mm durchgeführt. Dabei wird die Anzahl der WLE bezogen auf das Volumen konstant bei
100 l-1 gehalten. Zusätzlich werden die Ergebnisse mit Kultivierungen in extern beleuchteten
Blasensäulen mit Durchmessern von 50 bzw. 150 mm verglichen. Der volumenbezogene
Leistungseintrag ist sowohl bei den intern als auch bei den extern beleuchteten Reaktoren konstant bei
ca. 8,8 W·l-1 (Tabelle 6).
Ergebnisse
42
Tabelle 6: Parameter für die Kultivierung in intern oder extern beleuchteten Blasensäulen verschiedener Durchmesser.
Durchmesser D (mm)
Beleuchtung Kulturvolumen VK (l)
Anzahl WLE NWLE (-)
elektrischer Leistungseintrag Pel (W)
volumenbezogene Leistung P/V (W·l-1)
50 extern 0,900 0 8,0 8,89
intern 0,855 86 7,6 8,89
150 extern 15,00 0 132 8,80
intern 14,25 1439 125 8,78
300 intern 28,49 2878 250 8,78
Die Entwicklung der Biotrockenmassekonzentration mit der Zeit ist in Abbildung 37 dargestellt. Die
weißen Symbole stehen für die extern beleuchteten Kultivierungen, wohingegen die schwarzen
Symbole für die intern beleuchteten Kultivierungen stehen. Ausgehend von einer
Biotrockenmassekonzentration von 0,17 g·l-1 steigt diese im Fall der extern beleuchteten Blasensäule
mit 50 mm Durchmesser (○) exponentiell mit einer maximalen spezifischen Wachstumsrate von
0,056 h-1 an. Nach etwa 24 h nimmt diese allmählich ab. Die maximale RZA wird nach knapp 90 h mit
einem Wert von 0,39 g·l-1·d-1 erreicht, was einer Leistungs-Zeit-Ausbeute (LZA) von 0,044 g·W-1·d-1
entspricht. Nach ca. 140 h wird eine BTM von 2,12 g·l-1 erreicht.
𝑅𝑍𝐴𝑚𝑎𝑥 = max𝑡0≤𝑡≤𝑡𝑒𝑟𝑛𝑡𝑒
𝑐𝐵𝑇𝑀(𝑡) − 𝑐𝐵𝑇𝑀(𝑡0)
𝑡 − 𝑡0
𝐿𝑍𝐴𝑚𝑎𝑥 =𝑅𝑍𝐴𝑚𝑎𝑥 ∙ 𝑉𝐾
𝑃𝑒𝑙
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150
Bio
trockenm
asse B
TM
(g·l
-1)
0,1
1,0
Abbildung 37: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner
Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03.
D = 50 mm, extern (○); D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■); D = 300 mm, intern (▲). Die
gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).
Ergebnisse
43
Die Kultivierung in der extern beleuchteten Blasensäule mit einem Durchmesser von 150 mm (□)
startet bei einer BTM von 0,12 g·l-1 und steigt nach einer kurzen Lag-Phase mit einer spez.
Wachstumsrate von 0,021 h-1 an, welche 40 h lang stetig abnimmt. Die höchste RZA wird nach 70 h
mit 0,069 g·l-1·h-1 erreicht und entspricht einer LZA von 0,008 g·W-1·d-1. Nach 140 h wird eine BTM
von 0,46 g·l-1 erreicht.
Im Fall der intern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser (●) steigt die BTM ausgehend
von 0,14 g·l-1 mit einer Wachstumsrate von 0,052 h-1 an, welche nach 41 h stetig abnimmt. Die RZA
erreicht ein Maximum nach 62 h mit einem Wert von 0,257 g·l-1·d-1 und entspricht somit einer LZA
von 0,029 g·W-1·d-1. Nach 141 h wird eine BTM von 1,60 g·l-1 erreicht.
Bei einer Konzentration von 0,15 g·l-1 startend nimmt die BTM in der intern beleuchteten Blasensäule
mit Durchmesser 150 mm (■) mit einer Wachstumsrate von 0,046 h-1 zu und verlangsamt sich nach
30 h allmählich. Die maximale RZA von 0,217 g·l-1·d-1 entspricht einer LZA von 0,025 g·W-1·d-1 und
wird nach 74 h erreicht. Die BTM ist nach 149 h 1,35 g·l-1.
In der Blasensäule mit einem Durchmesser von 300 mm (▲) startet die Kultivierung bei einer BTM
von 0,15 g·l-1 und steigt mit einer spez. Wachstumsrate von 0,035 h-1 an. Nach 42 h verlangsamt sich
das Wachstum und die maximale RZA von 0,201 g·l-1·d-1 wird nach 50 h erreicht. Dies entspricht
einer LZA von 0,024 g·W-1·d-1. Die BTM erreicht nach 140 h einen Wert von 1,32 g·l-1.
Diese Ergebnisse sind in Tabelle 7 zusammengefasst. Es ist deutlich zu erkennen, dass eine Erhöhung
des Reaktordurchmessers von 50 auf 150 mm bei gleichbleibender volumenbezogener Leistung im
Fall der externen Beleuchtung zu einer drastischen Reduktion der spez. Wachstumsrate (-63 %), der
RZA (-82 %) und folglich der LZA (-82 %) führt. Im Fall der internen Beleuchtung führt die
Erhöhung des Reaktordurchmessers ausgehend von 50 mm um den Faktor 3 bzw. 6 zu einer deutlich
geringeren Reduktion der spez. Wachstumsrate (-11 % für DR = 150 mm bzw. -33 % für
DR = 300 mm). Die RZA wird für beide Maßstabsvergrößerungen um lediglich 15 bzw. 18 %
verringert. Selbiges gilt für die LZA, die um 14 bzw. 17 % verringert wird.
Tabelle 7: Übersicht der spezifischen Wachstumsraten µ, der Raum-Zeit-Ausbeuten RZA sowie der Leistungs-Zeit-Ausbeute
LZA für die Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner Beleuchtung.
Durchmesser D (mm)
Beleuchtung spez. Wachstumsrate µ (h-1)
Raum-Zeit-Ausbeute RZA (g·l-1·d-1)
Leistungs-Zeit-Ausbeute LZA (g·W-1·d-1)
50 extern 0,0563 ± 0,0014 0,3896 ± 0,0248 0,0438 ± 0,0028
intern 0,0522 ± 0,0016 0,2567 ± 0,0043 0,0289 ± 0,0005
150 extern 0,0210 ± 0,0045 0,0694 ± 0,0013 0,0080 ± 0,0001
intern 0,0462 ± 0,0010 0,2170 ± 0,0042 0,0247 ± 0,0005
300 intern 0,0351 ± 0,0012 0,2092 ± 0,0030 0,0238 ± 0,0003
Verglichen mit der extern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser, die als Benchmark dient,
ist eine Reduktion der spez. Wachstumsrate um 7, 18 bzw. 38 % (für DR = 50, 150, 300 mm) zu
verzeichnen. Die max. RZA und die LZA verringern sich um 34, 44 bzw. 46 %.
Ergebnisse
44
5.3. Optimierung
5.3.1. Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser und Downcomer eines 15 L – Airlift Reaktors
Als wesentlichen Optimierungsschritt wurde der Wechsel des Reaktorsystems von der Blasensäule hin
zum Airlift Reaktor ausgewählt. Dieser ist strömungsmechanisch in einen Riser und einen Downcomer
unterteilt. Im begasten Riser steigen Gasblasen auf, sodass die Mischungsdichte aus Kulturmedium
und Gasblasen geringer ist als die im Downcomer. Aus der Dichtedifferenz resultiert eine
Druckdifferenz, die einen Umlauf des Kulturmediums im Reaktor bewirkt. Da Riser und Downcomer
konstruktiv voneinander getrennt sind, tritt eine gerichtete Flüssigkeitsströmung auf, die die Wireless
Light Emitter gleichmäßig im Reaktor verteilen soll. Diese ist besonders wichtig, da die Wireless
Light Emitter eine gewisse Dichteverteilung aufweisen. Zudem ist für die Auftriebs- bzw.
Sinkgeschwindigkeit der WLE die Dichtedifferenz zum Medium entscheidend, welche abhängig vom
Salzgehalt des Kulturmediums ist. Um das Beleuchtungssystem als multi-purpose Lösung sowohl für
Süßwasseralgen als auch für halophile Organismen anwenden zu können, muss ein Großteil der WLE-
Verteilung durch die Flüssigkeitsgeschwindigkeit und nicht durch eine exakte Dichteabstimmung mit
dem Medium gewährleistet werden. Aus diesem Grund wurde die Flüssigkeitsgeschwindigkeit im
Riser und Downcomer für den beschriebenen Airlift Reaktor bestimmt (siehe Abbildung 38). Es ist gut
zu erkennen, dass bereits geringe Gasleerrohrgeschwindigkeiten ausreichen, um vergleichsweise hohe
Geschwindigkeiten der Flüssigphase in Riser und Downcomer zu erreichen. Bei der geringsten
gemessenen Gasleerrohrgeschwindigkeit (entsprechend einem Volumenstrom von 0,4 l·min-1) werden
im Riser Geschwindigkeiten von etwa 15 cm·s-1 und im Downcomer von etwa 10 cm·s-1 erreicht. Mit
steigender Gasleerrohrgeschwindigkeit nehmen auch die Flüssigkeitsgeschwindigkeiten zu und
erreichen bei 0,7 cm·s-1 einen Wert von 23 cm·s-1 im Riser bzw. 20 cm·s-1 im Downcomer.
Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser ug,riser
(cm·s-1
)
0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 1,2 1,4 1,6 1,8 2,0
Flü
ssig
keitsgeschw
indig
keit im
Ris
er
bzw
. D
ow
ncom
er
uL,r
iser bzw
. u
L,D
ow
ncom
er (c
m·s
-1)
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
Abbildung 38: Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser (●) und Downcomer (○) in Abhängigkeit der Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser. Der Pfeil deutet den Punkt an, bei dem eine vollkommene Ausgasung im Kopfbereich nicht mehr stattfindet.
Ergebnisse
45
Eine weitere nennenswerte Steigerung der Flüssigkeitsgeschwindigkeiten ist durch eine zusätzliche
Erhöhung der Begasungsrate nicht zu erreichen. Bei einer Gasleerrohrgeschwindigkeit von etwa
0,5 cm·s-1 kommt es bereits zu einer unvollständigen Entgasung im Kopfbereich des Reaktors und
erste Gasblasen werden in den Downcomer gezogen.
Somit kann festgehalten werden, dass in dem beschriebenen Airlift Reaktor etwa Flüssigkeits-
geschwindigkeiten von 20 cm·s-1 erreicht werden können.
5.3.2. Verteilung und Ausrichtung der Wireless Light Emitter
Eine gute Verteilung der WLE im Reaktionsmedium ist ein wichtiger Parameter, da nur so das
gesamte Reaktorvolumen gleichmäßig beleuchtet werden kann. Wie in 5.2.1.3 bereits dargestellt,
haben die einzelnen WLE nicht die exakt gleiche Dichte, sondern unterliegen vielmehr einer
Dichteverteilungsfunktion. Die Befürchtung liegt also nahe, dass es innerhalb des Reaktors Bereiche
geben kann, an denen sich die WLE sammeln und somit zu einer Inhomogenität der Verteilung und
daraus folgend zu einer Inhomogenität der Beleuchtung führen. Dies wird sich letzten Endes auch im
Ergebnis der Kultivierung widerspiegeln. Abbildung 39 zeigt die relative Änderung der Induktivität
einzelner Spulensegmente auf verschiedenen Höhen des Reaktors durch das Einbringen der WLE und
stellt somit ein halbquantitatives Maß für deren Verteilung dar. Je höher die Änderung ist, desto mehr
WLE befinden sich im jeweiligen Spulensegment.
Reaktorhöhe z (m)
0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9
rel. Ä
nderu
ng d
er
Induktivität
(Lz,W
LE-L
z,le
er)
/Lz,le
er (%
)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
Abbildung 39: relative Änderung der Induktivität durch die Wireless Light Emitter entlang der Höhe des Reaktors als Maß für deren Verteilung. Blasensäulenreaktor mit 7,5 l·min-1 Begasung (○), Blasensäulenreaktor mit 15 L·min-1 Begasung (□), Airlift
Reaktor mit 7,5 l·min-1 Begasung (●). Reaktorfüllhöhe zmax = 0,9 m, Anzahl WLE NWLE = 1439.
Im Fall der mit 7,5 l·min-1 begasten Blasensäule (○) zeigt die relative Änderung der Induktivität auf
Höhe des untersten Spulensegments ihren höchsten Wert mit etwa 0,95 %. Mit steigender Reaktorhöhe
nimmt diese Änderung linear ab und erreicht beim obersten Spulensegment (z = 0,79 m) nur noch
0,14 %. Durch eine Erhöhung der Begasungsrate auf 15 l·min-1 (□) verbessert sich die Verteilung der
Ergebnisse
46
WLE etwas und im untersten Spulensegment kommt es zu einer relativen Induktivitätsänderung von
0,79 % wohingegen im obersten Segment eine Änderung von 0,41 % auszumachen ist.
Nichtsdestotrotz ist in beiden Fällen eine stark inhomogene Verteilung der WLE über die Reaktorhöhe
auszumachen. Das Einbringen des Leitrohrs und somit der Umbau des Reaktors zum Airlift Reaktor
(●) zeigt eine nahezu gleichförmige Verteilung der WLE entlang der z-Achse des Reaktor. Die relative
Änderung der Induktivität bewegt sich in einem sehr engen Bereich von 0,61 bis 0,66 %. Die
Gesamtsumme der rel. Induktivitätsänderungen ist im Fall der beiden Blasensäulen 3,36
(V̇ = 7,5 l·min-1) bzw. 3,80 % (V̇ = 15 l·min-1) und 3,83 % für den Airlift Reaktor.
Abbildung 40 zeigt die relative Lichtintensität (gemessen mit sphärischem Lichtsensor und einer
Messrate vonn 100 s-1) in der Mitte der Blasensäule (○) bzw. des Airlift Reaktors (●) auf der Höhe
z = 0,8 m. Für die Blasensäule ist erkennbar, dass die relative Lichtintensität stark und mit einer hohen
Schwankungsbreite variiert. So treten mitunter über 50%ige Abweichungen vom Mittelwert auf. Im
Fall des Airlift Reaktors ist der zeitliche Verlauf der relativen Lichtintensität deutlich stabiler und
schwankt nur um maximal ± 16 % von der mittleren Lichtintensität.
Zeit t (s)
0 10 20 30 40
rela
tive
Lic
htinte
nsitä
t (%
)
0
80
100
120
140
Abbildung 40: relative Lichtintensität in der Reaktormitte für z = 0,8 m in der Blasensäule (○) und im Airlift Reaktor (●).
Ergebnisse
47
5.3.3. Kultivierung von C. reinhardtii in einem 15 L – Airlift Reaktor
Wie in Kapitel 5.3.2 beschrieben wurde, sorgt die Verwendung eines Airlift Reaktors anstelle einer
Blasensäule zu einer deutlich gleichmäßigeren Verteilung der WLE entlang der Höhe des Reaktors.
Die Kultivierung von C. reinhardtii in diesem Airlift Reaktor ist in Abbildung 41 dargestellt und mit
den bereits bekannten Ergebnissen der Kultivierung in der extern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm
Durchmesser als Benchmark und der intern beleuchteten Blasensäule mit DR = 150 mm verglichen.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150
Bio
trockenm
asse B
TM
(g·l
-1)
0,1
1,0
Abbildung 41: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem intern beleuchteten Airiftreaktor (■) im Vergleich zur extern
beleuchteten Blasensäulen mit D = 50 mm (○) und einer intern beleuchteten Blasensäule mit D = 150 mm (●) bei gleichem
elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die gestrichelten Linien zeigen
einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).
Es ist gut zu erkennen, dass die Wachstumskurve des intern beleuchteten Airlift Reaktors oberhalb der
Wachstumskurve der intern beleuchteten Blasensäule verläuft. Die spezifische Wachstums-
geschwindigkeit ist mit 0,0421 h-1 etwa genauso hoch wie die der intern beleuchteten Blasensäule und
geringer als die der extern beleuchteten Benchmark mit 0,0563 h-1. Hinsichtlich der RZA wurde ein
Wert von 0,2849 g·l-1·d-1 erzielt, der somit um 31 % im Vergleich zur Blasensäule gesteigert werden
könnte. Dieser liegt jedoch noch immer 27 % unter der RZA der Benchmark. Die LZA ist mit 0,0325
g·W-1·d-1 ebenfalls deutlich über der Blasensäule, mit nur 0,0247 g·W-1·d-1 allerdings auch hier unter
der Benchmark mit 0,0438 g·W-1·d-1.
Ergebnisse
48
5.3.4. Kultivierung von P. patens in einem 15 L – Airlift Reaktor
Um die in 5.1.2 dargestellte Problematik der mechanischen Beanspruchung der kultivierten
Mikroorganismen näher zu beschreiben, wurde das auf diese Belastung besonders sensitiv reagierende
Moos Physcomitrella patens in dem beschriebenen Airlift Reaktor kultiviert. Die relativ dicht
innokulierte Kultur erreichte nach 45 h eine Biotrockenmassekonzentration von 0,85 g·l-1 und befand
sich in der linearen Wachstumsphase. Zu diesem Zeitpunkt wurde der Reaktor geöffnet und das
Leitrohr des Airlift Reaktors entfernt, sodass dieser fortan eine Blasensäule darstellte. Zwei Stunden
vor und regelmäßig ab dem Zeitpunkt der Leitrohrentnahme wurden Proben gezogen und der
Kulturüberstand mittels Biuret-Assay auf gelöste Proteine untersucht. Abbildung 42 zeigt den Verlauf
der Proteinkonzentration im Kulturüberstand. Der Zeitpunkt t = 0 h stellt die Entnahme des Leitrohrs
dar und ist durch die vertikale gestrichelte Linie gekennzeichnet. Es ist zu erkennen, dass zur Zeit t = -
2 h (Airlift Betrieb) eine Proteinkonzentration von 24 µg·ml-1 im Kulturüberstand vorliegt. Bei der
Leitrohrentnahme (t = 0 h) befindet sich mit 23 µg·ml-1 etwa genauso viel Protein im Überstand.
Danach steigt die Konzentration rapide an und erreicht bereits nach 2 h im Blasensäulenbetrieb eine
Konzentration von 28 µg·ml-1. Die Konzentration des gelösten Proteins steigt stetig an, dieser Anstieg
verlangsamt sich jedoch zunehmend, sodass nach 8 h bereits 38 µg·ml-1 und nach 21 h über 50 µg·ml-1
vorliegen. Somit hat sich über die Dauer des Versuchs die Konzentration der gelösten Proteine mehr
als verdoppelt. Zum Vergleich wurde der Proteingehalt im Kulturüberstand einer
Blasensäulenkultivierung ohne Wireless Light Emitter mit externer Beleuchtung zu 14 µg·ml-1 bei
einer Biotrockenmassekonzentration von 1,04 g·l-1 ermittelt.
Zeit im Blasensäulen-Modus tB (h)
0 5 10 15 20
Pro
tein
im
Ku
ltu
rüb
ers
tan
d (
µg·m
l-1)
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
Abbildung 42: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivirung von P patens in einem Airlift Reaktor bzw.
Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohres zum
Zeitpunkt t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1 T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,01
Ergebnisse
49
Neben der Analyse des Proteingehalts im Kulturüberstand wurden zusätzlich mikroskopische
Aufnahmen der Biomasse von P. patens vor dem Entfernen des Leitrohrs (Airlift Betrieb) und zum
Ende des Versuchs (21 h im Blasensäulenbetrieb) erstellt. Abbildung 43 A und B zeigt die Filamente
von P. patens vor der Entnahme des Leitrohrs (t = -2 h). Es ist deutlich zu erkennen, dass die
Caulonema intakt sind und mit Chloroplasten gefüllt sind. Vereinzelt sind jedoch blasse Filamente zu
erkennen. Dies verstärkt sich nach 21 h im Blasensäulenbetrieb deutlich, wie in Abbildung 43 C und D
zu erkennen ist. Ein großer Anteil der Caulonema ist durchsichtig, was auf eine Beschädigung und das
Auslaufen der Filamente mit Chloroplastenfreigabe hinweist. Lediglich im Inneren der zum Teil
vorhandenen Biomassepellets (Abbildung 43 C, unten rechts) sind noch intakte Filamente zu
erkennen. Einzeln im Medium suspendierte Filamente hingegen sind nahezu vollkommen transparent
und frei von Chloroplasten (Abbildung 43 D).
Abbildung 43: Mikroskopische Aufnahmen von P. patens im Airlift Betrieb (A + B) und nach 21 h im Blasensäulenbetrieb
(C + D).
Die dargestellten Ergebnisse zeigen zum einen, dass auch im Airlift Betrieb eine gewisse
Proteinkonzentration im Medium vorherrscht, diese sich aber durch die Entnahme des Leitrohrs
massiv verstärkt. Ebenfalls zeigen die mikroskopischen Aufnahmen eine Zunahme der Zellschädigung
im Blasensäulenbetrieb.
Ergebnisse
50
5.3.5. Optimierung der Wireless Light Emitter
5.3.5.1. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii
Neben der Lichtintensität spielt die Lichtqualität eine entscheidende Rolle bei der Kultivierung von
Mikroalgen. Abbildung 44 zeigt ein normiertes Absorptionsspektrum für C. reinhardtii im
Wellenlängenbereich von 400 bis 700 nm. Es sind Absorptionspeaks bei 440, 478, 624 sowie 628 nm
zu erkennen. Im Bereich um 560 nm findet die Absorption ein Minimum. Dies zeigt das mögliche
Optimierungspotential durch das Einsparen des grünen Lichtanteils und das Erhöhen des roten bzw.
blauen Anteils. Um detaillierten Aufschluss über die genaue Zusammensetzung des notwendigen
Lichts zu erhalten, wurde in einem kontinuierlich betriebenen Photobioreaktor Screening Modul eine
Optimierung hinsichtlich der spektralen Lichtzusammensetzung durchgeführt. Dabei wurde stets nur
der Anteil der jeweiligen Lichtfarbe variiert, die Gesamtlichtintensität hingegen konstant gehalten. Die
Ergebnisse sind in Abbildung 45 zu sehen. Auf den drei Achsen des Dreiecksdiagramms sind jeweils
die prozentualen Anteile des roten, blauen oder grünen Lichts dargestellt. Die markierten Punkte
stellen die tatsächlich durchgeführten Experimente dar. In den Ecken des Diagramms finden sich
jeweils die Experimente mit monochromatischer Beleuchtung in der entsprechenden Lichtfarbe. Die
Farbgebung des Diagramms symbolisiert die Raum-Zeit-Ausbeute bezüglich der Biomasse. Um eine
bessere Vergleichbarkeit zu erhalten, sind alle Werte auf den Punkt mit der RGB-Zusammensetzung
20:40:40 normiert.
Wellenlänge (nm)
400 450 500 550 600 650 700
norm
iert
e A
bsorp
tion A
(-)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
Abbildung 44: Absorptionsspektrum von C. reinhardtii in der exponentiellen Wachstumsphase im sichtbaren Wellenlängenbereich von 400 bis 700 nm.
Ergebnisse
51
Abbildung 45: Einfluss verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen auf die Raum-Zeit-Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii. Die markierten Punkte stellen die tatsächlichen Messpunkte dar. Die RZA ist auf den Wert mit einem RGB-Verhältnis von 20:40:40 normiert. Die Kontur zwischen den Messpunkten ist mittels Origin 2015G gefittet (Layer als Grenze, Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl: 1000, Glättungsparameter: 0.05).
Die Bestrahlung mit monochromatischem Licht führt zu einer RZA von 160, 179 bzw. 191 mg·l-1·d-1
für grün, blau bzw. rot (siehe Tabelle 8). Somit stellt die Beleuchtung mit rotem Licht unter den
einfarbigen Beleuchtungen die beste dar. Das Ersetzen von 20 % des roten Anteils durch blaues
und/oder grünes Licht erhöht die RZA deutlich und führt zu Werten zwischen 239 und 252 mg·l-1·d-1.
Die höchste gemessene RZA wird bei einem RGB-Verhältnis von 80:10:10 erreicht und ist 76 %
höher als eine Bestrahlung mit einem Verhältnis von 20:40:40, welches in etwa der spektralen
Lichtverteilung herkömmlicher Leuchtstoffröhren entspricht. Die Lage des Optimums lässt sich auf
den Bereich von 80 % ≤ αrot ≤ 90 %, 0 % ≤ αgrün ≤ 20 % und 0 % ≤ αblau ≤ 10 % eingrenzen.
Tabelle 8: Übersicht der Raum-Zeit-Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii unter dem Einfluss verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen. TP-Medium, T = 25 °C, PPFDGesamt = 100 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO
2 = 0,03.
Lichtzusammensetzung (%)
Raum-Zeit-Ausbeute RZA
(mg·l-1·d-1)
Lichtzusammensetzung (%) Raum-Zeit-Ausbeute
RZA (mg·l-1·d-1)
rot grün blau rot grün blau
100 0 0 190,6 (133 %) 40 40 20 152,5 (106 %)
90 10 0 251,9 (176 %) 40 20 40 159,5 (111 %)
90 0 10 239,6 (167 %) 20 60 20 163,1 (114 %)
80 20 0 239,3 (167 %) 20 40 40 143,5 (100%)
80 10 10 252,2 (176 %) 20 20 60 171,0 (119 %)
80 0 20 187,6 (131 %) 0 100 0 159,6 (111 %)
60 20 20 161,2 (112 %) 0 0 100 179,0 (125 %)
60 0 40 174,9 (122 %)
Ergebnisse
52
5.3.5.2. Elektrotechnisches Optimierungspotential
Die Effizienz der drahtlosen Energieübertragung wird stark von der Güte der Sende- und
Empfängerspule bestimmt [75]. Daher ergibt sich als Optimierungsansatz bzgl. der Effizienz die
Möglichkeit, den Gütefaktor der Sendespule bei verschiedenen Frequenzen und Reaktorfüllungen zu
untersuchen und die Frequenz, an der die höchste Güte erreicht wird, als Arbeitsfrequenz zu
definieren. Selbiges wird anschließend mit verschiedenen Empfängerspulen durchgeführt, wobei hier
der Einfluss des umgebenden Mediums vernachlässigt werden kann. Diese Ergebnisse sind in
Abbildung 47 für verschiedene Empfängerspulen und in Abbildung 46 für die Sendespule der DN300
Blasensäule dargestellt. Die rot gestrichelte vertikale Linie zeigt die bisher verwendete
Arbeitsfrequenz von 180 kHz.
Im Fall der Sendespule (Abbildung 46) ist eine starke Abhängigkeit der Güte von der Frequenz und
der Leitfähigkeit des Reaktorinhalts zu erkennen. Bei allen drei Leitfähigkeiten ergeben sich
Optimumskurven, die steil ansteigen und bei Frequenzen oberhalb des Optimums flacher abfallen. Die
maximalen Güten werden für Leitfähigkeiten von 0,5, 25 und 50 mS·cm-1 bei 300, 160 und 120 kHz
erreicht. Zusätzlich zur frequenzabhängigen Lage des Optimums unterscheidet sich auch die absolute
Höhe des Optimums, sodass Maxima der Güte von 217, 139 und 115 erreicht werden.
Für die verschiedenen untersuchten Empfängerspulen ergibt sich eine ähnliche Abhängigkeit des
Gütefaktors von der Frequenz (Abbildung 47). Für Frequenzen kleiner dem Optimum steigt die Güte
stark an, wohingegen für Frequenzen oberhalb des Optimums ein flacherer Abfall zu erkennen ist.
Bezüglich der Lage unterscheiden sich die untersuchten Spulen kaum, sodass die Optima im Bereich
von 160 – 200 kHz liegen. Lediglich die Empfängerspule WE-PD2-4532 15 µH besitzt ihr Optimum
bei einer etwas höheren Frequenz von 260 kHz. Bezüglich der absoluten Höhe der Optima ist eine
Bandbreite der Güte von 30 – 42 zu erkennen, wobei die Spule WE-PD2-4532 15 µH die höchste und
die Spule WE-PD2-4532 10 µH die geringste Güte aufweist.
Frequenz f (kHz)
0 100 200 300 400 500
Güte
fakto
r Q
(-)
0
50
100
150
200
Abbildung 46: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor der Sendespule der DN300 Blasensäule mit Wasser der Leitfähigkeit 0,5 mS·cm-1 (○), 25 mS·cm-1 (●) und 50 mS·cm-1 (●).
Frequenz f (kHz)
0 100 200 300
Gü
tefa
kto
r Q
(-)
0
10
20
30
40
Abbildung 47: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor verschiedener Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-
120ML 12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽),
WE-PD2-4532 12 µH (■).
Ergebnisse
53
Ein weiterer elektrotechnischer Optimierungsansatz im Bereich der WLE liegt in der Anpassung der
Empfängerspule an die verwendete LED. Hierzu wurden verschiedene kommerziell erhältliche
Empfängerspulen mit verschiedenen Induktivitäten dahingehend untersucht, wie sich die
Lichtintensität der LED mit steigender magnetischer Flussdichte verändert. Abbildung 48 und
Abbildung 49 zeigen diesen Einfluss für die gewählte blaue (WERBL02-C1M) und rote LED
(WERRD09-CM).
Es ist ein deutlicher Einfluss der gewählten Empfängerspule auf die Lichtintensität in Abhängigkeit
der magnetischen Flussdichte zu erkennen. Für kleine Induktivitäten sind höhere Flussdichten nötig,
damit die LED zu Leuchten beginnt. Bei hohen Induktivitäten hingegen ist ein Abweichen des linearen
Zusammenhangs zwischen Lichtintensität und magnetischer Flussdichte erkennbar.
magnetische Flußdichte B (mT)
0,0 0,5 1,0 1,5 2,0
Lic
htinte
nsität
I (µ
mol·m
-2·s
-1)
0,0
20,0
40,0
60,0
Abbildung 48: Abhängigkeit der Lichtintensität der blauen LED von der magnetischen Flussdichte für verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML
12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-
4532 12 µH (■).
magnetische Flußdichte B (mT)
0,0 0,5 1,0 1,5 2,0
Lic
htinte
nsität
I (µ
mol·m
-2·s
-1)
0,0
20,0
40,0
60,0
80,0
100,0
120,0
Abbildung 49: Abhängigkeit der Lichtintensität der roten LED von der magnetischen Flussdichte für verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML
12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-
4532 12 µH (■).
Ergebnisse
54
5.3.6. Kultivierung von C. reinhardtii unter Berücksichtigung der
Optimierungsergebnisse
Abbildung 50 zeigt die Kultivierung in der extern beleuchteten Blasensäule (○) als Benchmark und die
im intern beleuchteten Airlift Reaktor mit einer Mischung aus 90 % rotem und 10 % blauem Licht (●).
Die Mischung der WLE hinsichtlich ihrer Stückzahl wurde anhand des in Kapitel 5.3.5.2 gefundenen
Zusammenhangs zwischen Lichtintensität und magnetischer Flussdichte für die jeweilige LED Farbe
angepasst und ergibt sich somit zu 85:15.
Der Verlauf der Biotrockenmasseentwicklung ist für beide Kultivierungen sehr ähnlich. In der
Benchmark wird eine spez. Wachstumsrate von 0,056 h-1 erzielt, welche im intern beleuchteten
Reaktor mit 0,051 h-1 ebenfalls nahezu erreicht wird. Die maximale RZA der Benchmark ist mit
0,39 g·l-1·d-1 nur geringfügig höher als die der Kultivierung unter optimierten Bedingungen mit
0,37 g·l-1·d-1. Ebenso sind die Leistungs-Zeit-Ausbeuten beider Systeme mit 0,044 g·W-1·d-1 bzw.
0,043 g·W-1·d-1 nahezu identisch. Die erreichte Biotrockenmasse nach 120 h ist in der extern
beleuchteten Benchmark mit 1,97 g·l-1 etwas höher als die im farbig intern beleuchteten Airlift Reaktor
mit 1,66 g·l-1.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150
Bio
tro
cke
nm
asse
BT
M (
g·l
-1)
0,1
1,0
Abbildung 50: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem durch 1223 rote und 216 blaue WLE intern beleuchteten Airlift Reaktor (●) im Vergleich zur extern beleuchteten Blasensäulen mit D = 50 mm bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).
Ergebnisse
55
5.3.7. Energetische Betrachtung
Um das neuartige interne Beleuchtungssystem aus energetischer Sicht zu beurteilen, wurde die
elektrische Leistungsaufnahme aus dem Netz, am Verstärkerausgang sowie an einer Mess-WLE im
Reaktor gemessen. Daraus lassen sich die Wirkungsgrade des Verstärkers vom Stromnetz bis zum
Verstärkerausgang (Reaktoreingang) η1 und der Wirkungsgrad der drahtlosen Energieübertragung
vom Reaktoreingang bis zu den WLEs (η2), sowie der Gesamtwirkungsgrad vom Stromnetz zu den
WLEs bestimmen (ηG).
Der verwendete Verstärker (RF Power Amplifier, Model 1140LA) nimmt im untersuchten Bereich der
Ausgangsleistung von 60 bis 140 W eine Leistung von 1400 W aus dem Stromnetz auf. Daraus ergibt
sich für den Wirkungsgrad η1 ein Wert von 4,2 bis 10 %.
Die Effizienz der drahtlosen Energieübertragung für verschiedene Leistungen am Reaktoreingang ist
in Abbildung 51 dargestellt. Sie beträgt im Fall von P = 60 W etwa 46 % und erreicht bei P = 80 W ein
Maximum von rund 85 %. Bei Eingangsleistungen von 100 bzw. 140 W nimmt die Effizienz leicht ab
und liegt bei 80 bzw. 77 %. Die Leistung, die pro WLE aufgenommen wird (Abbildung 51) ist bei
einer Eingangsleistung von 60 W bei 20 mW und steigt für P = 80 W auf 47 mW an.
Eingangsleistungen von 100 bzw. 140 W führen zu Leistungsaufnahmen pro WLE von 56 bzw.
75 mW. Es ist deutlich zu erkennen, dass sich die Leistungsaufnahme pro WLE in zwei Bereichen
proportional zur Eingangsleistung verhält. Für P ≤ 80 W nimmt die Leistungsaufnahme pro WLE
stärker mit der Eingangsleistung zu als für P ≥ 80 W.
elektrische Leistung P (W)
0 50 100 150
Energ
ieübert
ragungseff
izie
nz
0
20
40
60
80
100
Leis
tung p
ro W
LE
(m
W)
10
20
30
40
50
60
70
80
Abbildung 51: Energieübertragungseffizienz η2 (○) zwischen Sendespule des Airlift Reaktors (D = 150 mm) und den WLEs (N = 1439) und Leistungsaufnahme pro WLE (□) bei verschiedenen Eingangsleistungen P.
Neben der Effizienz ist aus verfahrenstechnischer Sicht die eingebrachte Wärmemenge durch das
Beleuchtungssystem interessant, da diese aus dem System abgeführt werden muss, um eine konstante
Ergebnisse
56
Kultivierungstemperatur aufrecht zu erhalten. Abbildung 52 zeigt die Änderung der Temperatur im
Airlift Reaktor mit D = 150 mm bei 87 W Eingangsleistung und einer Beleuchtung durch 1439 WLE.
Ausgehend von der herrschenden Raumtemperatur von 19 °C steigt die Temperatur mit maximaler
Steigung über einen Zeitraum von etwa 1,5 h linear an und erreicht einen Wert von etwa 25 °C.
Danach verlangsamt sich der Temperaturanstieg und nach 4 h wird eine Temperatur von 31 °C
erreicht.
Zeit t (h)
0 1 2 3 4
Te
mp
era
tur
T (
°C)
0
15
20
25
30
35
Abbildung 52: Änderung der Temperatur mit der Zeit im
Airlift Reaktor (D = 150 mm) mit 1439 WLE und P = 87 W
Eingangsleistung.
Radius r (mm)
0 20 40 60 80 100 120 140
Le
istu
ng p
ro W
LE
(m
W)
0
40
50
60
Abbildung 53: Leistungsaufnahme pro WLE in der Blasen-
säule mit D = 300 mm und 2878 WLE in Abhängigkeit der
WLE-Position bei P = 205 W Eingangsleistung
Um die Skalierbarkeit des Systems zu verifizieren, wurde der Blasensäulen-Reaktor mit D = 300 mm
mit 2878 WLE beleuchtet und die Leistungsaufnahme einer Mess-WLE an verschiedenen Positionen
im Reaktor gemessen. Dabei wurde zugleich der Verstärker durch ein selbst hergestelltes Netzteil inkl.
Verstärker ersetzt (siehe Kapitel 9.2, Abbildung 70) und die Effizienz bestimmt. Bei einer elektrischen
Leistungsaufnahme von 313 W aus dem Stromnetz liefert das Netzteil noch eine Leistung von 221 W
und hat somit einen Wirkungsgrad von 70 %. Der Klasse-E Verstärker liefert am Ausgang noch eine
Leistung von 205 W und hat somit eine Effizienz von 93 %. Der Gesamtwirkungsgrad der neu
aufgebauten Einheit aus Netzteil und Klasse-E Verstärker liegt somit bei 66 %.
Abhängig von der Position im Reaktor nehmen die WLE geringfügig unterschiedliche Leistungen auf.
Dies ist in Abbildung 53 dargestellt und zeigt, dass die Leistungsaufnahme im Reaktormittelpunkt
(r = 0 mm) etwa 56 mW beträgt. Am Rand des Reaktors (r = 125 mm) ist die Leistungsaufnahme bei
etwa 57 mW und bei r = 65 bzw. 95 mm bei 60 mW. Daraus ergeben sich Gesamteffizienzen von 51
bis 53 % vom Stromnetz bis zu den WLEs.
Diskussion
57
6. Diskussion
6.1. Fehlerdiskussion
In Tabelle 9 sind die verwendeten Geräte mit den zugehörigen Messungen und deren Fehler nach
Herstellerangaben dargestellt. Die Messfehler im Rahmen der Herstellung von Kulturmedien belaufen
sich im Wesentlichen auf die Messungenauigkeiten der Laborwaage, der Feinwaage, der
Messzylinder, der Glaspipetten sowie der Pipetten für kleinere Volumina. Durch Auswählen des zum
erwartenden Messwert passenden Messinstruments lassen sich diese Fehler Minimieren. Beispielweise
ist der Fehler der Pipette (100-1000 µl) beim Pipettieren eines Volumens von 100 µl bei 3 Vol.-%
(also ±3 µl) und lässt sich durch Verwendung der Pipette (20-200 µl) auf 0,6 Vol.-% (also ±0,6 µl)
reduzieren. Selbiges gilt für die Verwendung der Wagen, Messzylinder und Glaspipetten. In allen
Fällen ohne Messwertanzeige ist der Ablesefehler vermutlich größer als der Gerätefehler. Daraus
ergibt sich ein geringer Einfluss der genannten Gerätefehler bei der Herstellung der Kulturmedien.
Durch gründliches und vor allem reproduzierbares Arbeiten werden Einflüsse dieser Fehler auf die
Ergebnisse minimiert.
Tabelle 9: Gerätefehler bei den verwendeten Messungen
Gerät Verwendung / Messung Gerätefehler
Laborwaage Medienherstellung ±0,01 g
Feinwaage Medienherstellung, Biotrockenmasse ±0,1 mg
Messzylinder Medienherstellung ±1 Vol.-%
Glaspipetten Medienherstellung ±1 Vol.-%
Pipette (100-1000 µl) Medienherstellung, Verdünnung für photometrische Messung
±0,6-3 Vol.-%
Pipette (20-200 µl) Verdünnung für photometrische Messung
±0,6-2,5 Vol.-%
pH-Meter Medienherstellung ±0,05 pH-Einheiten
Leitfähigkeitssonde Medienherstellung 0,5 %
LiCOR LI189 Lichtmessung (extern) ±0,3 %
sphärische Mikroquanten Sensor Lichtmessung (intern) ≤5 %
Kryostat Temperierung der Reaktoren ±0,5 K
CO2-Analysator CO2-Messung der Zuluft ±3 %
Photometer Optischen Dichte 0,0009 A.U.
Messküvetten Optischen Dichte ≤0,5 %
LCR-Meter Induktivitäts,- Kapazitätsmessung 0,3 %
Impedance Analyzer Induktivitäts,- Kapazitäts-, Gütemessung
0,05 %
Stromzange Leistungsbestimmung ±5 %
Spannungstastkopf Leistungsbestimmung ±2 %
Oszilloskop Leistungsbestimmung ±2 %
Wattmeter Leistungsbestimmung ±2 %
Bei der Bestimmung der optischen Dichte treten neben vernachlässigbaren Ungenauigkeiten durch das
Photometer und den verwendeten Messküvetten die o.g. Gerätefehler der Pipetten auf, die ebenfalls
durch sinnvolle Auswahl der Pipetten minimiert werden können. Durch die Messung von Triplikaten
werden die Ungenauigkeiten des Pipettierens erfasst und durch das arithmetische Mittel sowie der
Diskussion
58
zugehörigen Standardabweichung in Form von Fehlerbalken dargestellt. Dies gilt für alle Messungen,
wenn nichts anderes angegeben ist.
�̅� =1
𝑁∑𝑥𝑖
𝑁
𝑖=1
𝑠 = √∑ (𝑥𝑖 − �̅�)𝑁𝑖=1
(𝑁 − 1)
Mit dem arithmetischen Mittel x̅, der Standardabweichung des Einzelmesswerte s, der Anzahl der
Einzelmessungen N und dem Einzelmesswert xi.
Der Fehler des CO2-Messgeräts äußert sich bei einem Sollwert von 3 % in einer Ungenauigkeit
zwischen 2,9 und 3,1 % und ist daher bezüglich der Fehler durch den schwankenden Vordruck der
Druckluftleitung sowie die Ungenauigkeiten der verwendeten Schwebekörperdurchflussmesser mit
2% vernachlässigbar. Durch regelmäßige Kontrolle und ggfs. Justierung der Volumenströme können
diese Ungenauigkeiten minimiert werden. Ebenso durch Auswahl von Schwebekörperdurchfluss-
messern in einem sinnvollen Bereich um den Sollwert.
Bezüglich der Ungenauigkeit des Kryostaten zur Temperierung der verwendeten Photobioreaktoren
von 0,5 K ist festzuhalten, dass dieser Einfluss vernachlässigbar gering ist und sich auf alle
Kultivierungen gleich auswirkt. Dennoch ist beachten, dass bei den Kultivierungen im 1-L Maßstab
die Temperatur des Kulturmediums nicht gemessen und geregelt wurde, sondern lediglich über die
Kühlschlaufen und der durchströmenden Temperierflüssigkeit eingestellt wurde. Durch die
Dimensionierung der Kühlschlaufe ist jedoch nur von einer geringen Differenz zwischen tatsächlicher
Reaktortemperatur und eingestellter Temperatur am Kryostaten auszugehen. Im Fall der
Kultivierungen im 15 und 30-L Maßstab wurde die Reaktortemperatur gemessen und manuell durch
die Temperatur des Vorlaufs am Kryostaten eingestellt. Die sich dadurch ergebende Ungenauigkeit ist
jedoch aufgrund häufiger Kontrollen gering und wirkt sich auf alle Kultivierungen gleichermaßen aus.
Die unabhängigen Messungenauigkeiten im Rahmen der Leistungsbestimmung der intern beleuchteten
Reaktoren pflanzen sich zu einem Gesamtfehler von ±5,7 % fort. Dieser ist im Vergleich zur
Leistungsmessung bei den extern beleuchteten Reaktoren durch das Wattmeter mit nur 2 % zwar
größer, aber im Rahmen des Messaufbaus nicht vermeidbar. Durch die online-Messung der Leistung
während der Gesamten Kultivierung im Fall der internen Beleuchtung und ggfs. Justierung der
Leistung kann eine signifikante Auswirkung der Unsicherheit auf die Kultivierungsergebnisse nahezu
ausgeschlossen werden.
Die verwendeten Induktivitäten und Kapazitäten für die Wireless Light Emitter besitzen laut Hersteller
eine hohe Toleranz von ±20 % bzw. ±10 %. Dies führt gemäß
𝑓𝑟𝑒𝑠 =1
2𝜋√𝐿𝐶
zu einer maximalen Abweichung von ±18 % von der angestrebten Resonanzfrequenz.
Stichprobenartige Messungen (N = 20) der Bauteile zeigten jedoch einer deutlich geringere Toleranz,
als die vom Hersteller angegebene. Für die Induktivitäten ergab sich eine Toleranz von maximal
±3,2 % für die Kapazitäten von ±3,4 %. Somit ergibt sich eine praktische Abweichung der
tatsächlichen von der angestrebten Resonanzfrequenz von maximal ±3,4 % in der betrachteten
Stichprobe. Unter Annahme der Normalverteilung der Toleranzen der Induktivitäten und Kapazitäten
ergibt sich zudem der Umstand, dass sich zwei Abweichungen gegenseitig ausgleichen können, sodass
insgesamt von nur einem geringen Einfluss auf die Ergebnisse auszugehen ist.
Bei den Kultivierungen mit interner Beleuchtung kann es passieren, dass sich einige WLE in der
Kühlschlaufe verfangen und dort festsitzen. Ebenso kommt es in manchen Fällen zu Blockaden und
Diskussion
59
WLE Anhäufungen in der Engstelle zwischen Leitrohr und Reaktorinnenwand (Abbildung 54 links).
Dies führt dazu, dass nicht alle ursprünglich eingesetzten WLE gleichermaßen zur der Beleuchtung
beitragen und reduzieren die Homogenität der Lichtverteilung. Diese Probleme treten in der Regel
jedoch nur beim Anfahren des Reaktors auf und können durch manuelles Pulsen der Begasung gelöst
werden. In Abbildung 54 (rechts) hingegen ist ein Problem zu erkennen, das nur schwer während der
Kultivierung behoben werden kann. Durch die plane Gestaltung des Reaktorbodens kommt es hier am
Rand zu Toträumen mit reduzierter Strömungsgeschwindigkeit. Dies kann dazu führen, dass WLE mit
höherer Dichte als das Kultivierungsmedium dort liegen bleiben. Diese tragen dann ebenfalls nicht
mehr zur Beleuchtung bei. Der Gesamtleistungseintrag ist davon allerdings nicht betroffen, da die
verbleibenden WLE dann Anteilig diese Leistung aufnehmen. Beide Effekte führen somit durch die
Reduzierung der Homogenität, wenn überhaupt, zu einer reduzierten Performance der intern
beleuchteten Reaktoren, sodass deren Ergebnisse im Zweifel eher schlechter abgebildet sind, als im
Idealfall zu erwarten wäre.
Abbildung 54: Blockaden durch WLE an der Kühlschlaufe und zwischen Reaktorinnenwand und Leitrohr (links) sowie am Reaktorboden liegende WLE (rechts).
Diskussion
60
6.2. Proof of concept
6.2.1. Einfluss des verwendeten elektromagnetischen Felds auf verschiedene
phototrophe Mikroorganismen
Elektromagnetische Felder sind in der Lage, mit vielen biologischen Systemen zu interagieren [76].
Hinsichtlich möglicher Anwendungen zur Keimreduktion führten Studien mit oszillierenden und
wechselnden elektromagnetischen Feldern mit magnetischen Flußdichten in der Größenordnung von
100-101 T und Frequenzen im Bereich von 106 Hz zu signifikanter Abtötung von
Streptococcus thermophilus, Saccharomyces, Streptomyces scabies, Alternaria solani und
Ervinia carotovora [77 – 79]. Diese Beobachtungen konnten allerdings weder für statische, für
pulsierende noch wechselnde Magnetfelder (f = 10-15 kHz) für Escherichia coli und Saccharomyces
cerevisiae nicht reproduziert werden [80, 81]. Bezüglich des Einflusses magnetischer Felder auf
phototrophe Mikroorganismen wurden für statische Magnetfelder zwischen 5 und 50 mT
wachstumssteigernde Effekte für Chlorella vulgaris und C. kessleri festgestellt [82, 83].
Auswirkungen wechselnder Magnetfelder auf Cyanobakterien im GHz-Bereich führten für A. platenis
und Nostoc commune zu Wachstumssteigerung und erhöhter Ionenaufnahme [84]. Positive Effekte
verschiedener elektromagnetischer Stimuli auf phototrophe Mikroorganismen wurden von Hunt et al.
zusammengefasst [85].
Da der gegenwärtige Stand der Literatur Einflüsse des in dieser Arbeit verwendeten Magnetfelds auf
die hier verwendeten phototrophen Mikroorganismen nur schwach abbildet, zum Teil
widersprüchliche Ergebnisse liefert und Mechanismen der beobachteten Wirkungen nur theoretischer
Natur und nicht bewiesen sind, ist eine Übertragung auf das hier vorliegende System nicht möglich.
Daher sind Untersuchungen mit den hier verwendeten Bedingungen und Mikroorganismen notwendig.
Die in 5.1.1 (Tabelle 5) dargestellten Ergebnisse zur Untersuchung des Einflusses eines wechselnden
Magnetfelds (f = 178 kHz, B = 0,8-2,6 mT) auf verschiedene phototrophe Mikroorganismen finden
sich in Abbildung 55 wieder. Hier ist die spezifische Wachstumsrate des jeweiligen Mikroorganismus
auf die der Kontrolle normiert und als Säulendiagramm dargestellt (links). Selbiges ist in der rechten
Abbildung für die erreichte Biomassekonzentration aufgetragen. Für den Fall, dass das Magnetfeld
keinen Einfluss auf die untersuchten Parameter hat, würde die normierte Wachstumsgeschwindigkeit
bzw. Biomassekonzentration der Kulturen im Magnetfeld mit der Kontrolle übereinstimmen und einen
Wert von 1 ergeben (horizontal gepunktete Linie). Bei negativen Auswirkungen würden die Werte
kleiner 1, bei positiven Effekten entsprechend größer 1 sein. Es ist deutlich zu erkennen, dass sowohl
hinsichtlich der normierten spezifischen Wachstumsrate als auch der normierten erreichten
Biomassekonzentration für keinen der untersuchten Mikroorganismen eine signifikante Abweichung
von 1 vorherrscht. Zwar treten vereinzelt Unterschiede und somit Abweichungen von 1 auf, diese sind
aber sowohl im Rahmen der Standardabweichungen der Kontrolle als auch der Kultivierung unter dem
Einfluss des Magnetfelds. Die Abweichungen bezüglich der normierten Wachstums-
geschwindigkeiten sind maximal 12 % über der Kontrolle (A. platensis) bzw. maximal 8 % unterhalb
dieser (P. patens). Hinsichtlich der normierten Biomasse ist eine maximale Abweichung von +8 %
(A. platensis) bzw. -8 % (P. patens) von der Kontrolle auszumachen. Ferner ist festzuhalten, dass diese
Abweichungen keine klare Tendenz bezüglich ihrer Lage von der Kontrolle haben, also weder
präferiert über oder unter dieser liegen.
Somit kann unter Berücksichtigung der Standardabweichungen und dem nicht vorliegenden Trend der
Abweichungen nicht auf einen negativen oder positiven Einfluss des Magnetfelds auf die spezifische
Wachstumsgeschwindigkeit und die erreichte Biotrockenmasse geschlossen werden.
Diskussion
61
A. pla
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P. purp
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C. zo
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Abbildung 55: normierte Wachstumsgeschwindigkeit bzw. Biotrockenmassekonzentration für verschiedene phototrophe
Mikroorganismen unter dem Einfluss eines wechselnden Magnetfelds. Weiße Balken stellen die Kontrolle ohne Magnetfeld dar.
Graue Balken zeigen die Ergebnisse für die Kulturen unter dem Einfluss des Magnetfelds.
Aus den in 5.1.1 dargestellten Ergebnissen lässt sich das in Abbildung 56 dargestellte Diagramm
ableiten. Hier ist die optische Dichte der Kontroll-Kultivierung ohne Magnetfeld des jeweilig
untersuchten Mikroorganismus gegenüber der optischen Dichte der Kultur unter dem Einfluss des
wechselnden Magnetfelds zum gleichen Zeitpunkt in doppelt logarithmischer Skalierung aufgetragen.
Für den Fall, dass das elektromagnetische Feld keinen Einfluss auf die optische Dichte des
untersuchten Mikroorganismus hat, würde OD750nm, Kontrolle = OD750nm, Magnetfeld gelten und es würde sich
hierfür eine Winkelhalbierende als Ausgleichsgerade ergeben (siehe schwarze Linie im Diagramm).
Für den Fall eines positiven Einflusses des Magnetfelds gilt OD750nm, Kontrolle < OD750nm, Magnetfeld und es
würde sich eine lineare Gerade mit geringerer Steigung ergeben. Im umgekehrten Fall gilt OD750nm,
Kontrolle > OD750nm, Magnetfeld und die Ausgleichsgerade würde steiler verlaufen als die Winkelhalbierende.
Es ist gut zu erkennen, dass die meisten Wertepaare auf der vorgegebenen Winkelhalbierenden
OD750nm, Kontrolle = OD750nm, Magnetfeld liegen oder sich innerhalb eines Konfidenzintervalls von ± 10 %
bewegen (schwarz punktierter Kanal). Lediglich acht der 48 Wertepaare befinden sich außerhalb
dieses Intervalls. Ein Fit über alle Wertepaare ergibt als Steigung der Ausgleichgerade einen Wert von
m = 0,9141 ± 0,0279 und ist somit weniger als 10 % flacher als die Winkelhalbierende. Hieraus lässt
sich ableiten, dass es keinen signifikanten positiven oder negativen Einfluss des eingesetzten
Magnetfelds auf den Verlauf der optischen Dichte während der Kultivierung der untersuchten
Mikroorganismen gibt.
Neben den Wachstumscharakteristika, wie spez. Wachstumsgeschwindigkeit, erreichte Biotrocken-
massekonzentration und Wachstumsverlauf wurde ebenfalls der Einfluss auf zwei Phycobilliproteine
(Phycoerythrin und Phycocyanin) sowie die rekombinant produzierte β-Glucoronidase untersucht. Die
maximalen Phycocyaninproduktivitäten liegen bei A. platensis bei 0,65 ± 0,05 mg·l-1·h-1 für die
Kontrolle und bei 0,62 ± 0,01 mg·l-1·h-1 für die Kultur unter dem Einfluss des Magnetfelds und
unterscheiden sich somit nicht signifikant voneinander. Der stärkere Abfall der
Phycocyaninkonzentration von 94 auf 30 mg·l-1 bei der Kontrolle im Vergleich zu 65 mg·l-1 unter
Einfluss des Magnetfelds stellt einen signifikanten Unterschied dar. In Anbetracht des ansonsten sehr
ähnlichen Verlaufs und den nahezu gleichen Produktivitäten ist dieser jedoch wohl auf eine
Diskussion
62
Messungenauigkeit zurückzuführen. Im Fall von P. purpureum liegen die maximalen
Phycoerythrinproduktivitäten bei 0,56 ± 0,06 mg·l-1·h-1 für die Kontrolle und die Kultur unter dem
Einfluss des Magnetfelds und sind somit ebenfalls nicht durch dieses beeinflusst. Die durch
C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6 rekombinant produzierte β-Glucoronidase wird durch den
charakteristischen 4-Methyl-Umbelliferon Umsatz halbquantitativ über die Fluoreszenz nachgewiesen.
In beiden Gruppen kann kein signifikanter Unterschied im Verlauf der Fluoreszenzintensität
festgestellt werden und im Maximum wird in der Kontrolle ein Wert von 2,57·106 ± 4,88·104 A.U.
erreicht, der sich im Rahmen der Standardabweichungen nicht signifikant von dem der Kultur unter
Einfluss des Magnetfelds mit 3,11·106 ± 3,58·104 A.U. unterscheidet.
optische Dichte im Magnetfeld OD750nm,Magnetfeld
(-)
0,1 1 10
optische D
ichte
der
Kontr
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OD
75
0n
m,K
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-)
0,1
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10
Abbildung 56: Doppelt-Logarithmische Auftragung der optischen Dichte der Kontrolle gegenüber der optischen Dichte der
entsprechenden Kultur zum gleichen Zeitpunkt unter dem Einfluss eines wechselnden Magnetfelds (● A. platensis, ■
P. purpureum, ▼ C. zofingiensis, ♦ C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6, ▲ C. reinhardtii WT137c).
Zusammenfassend kann festgehalten werden, dass das hier untersuchte Magnetfeld mit einer Frequenz
von f = 178 kHz im untersuchten Bereich der magnetischen Flußdichte von 0,8 bis 2,6 mT keinen
Einfluss auf die spezifische Wachstumsgeschwindigkeit, die erreichte Biotrockenmassekonzentration,
den Verlauf des Wachstums sowie ggfs. die Produktivität von Phycoerythrin, Phycocyanin sowie die
rekombinant produzierte β-Glucoronidase für die hier untersuchten phototrophen Mikroorganismen
hat. Mit den zugehörigen Familien der untersuchten Organismen (Rhodophyta, Chlorophyta,
Bryophyta und Cyanobacteria) wurde ein breiter Bereich der relevanten phototrophen
Mikroorganismen untersucht. Dieser stellt aber dennoch nur eine Auswahl dar, sodass diese
Ergebnisse weder mit Sicherheit auf andere Spezies und auf keinen Fall auf andere elektromagnetische
Felder transferiert werden können. Somit lassen die durchgeführten Untersuchungen keine endgültige
Aussage über generelle Einflüsse des untersuchten Magnetfelds zu, da lediglich die relevanten
makroskopischen Wachstums- und Produktionsparameter als Vergleichskriterium dienten. Dies ist
jedoch vertretbar, da nur diese für die potentielle industrielle Anwendung der Organismen
entscheidend sind. Einflüsse im Bereich der Proteomics, Transcriptomics und Genomics wurden nicht
untersucht. Nakasono et al. (2008) konnte jedoch für eine Reihe von Mikroorganismen keine
mutagenen oder co-mutagenen Effekte oder Einflüsse auf die DNA-Reparatur mit einem wechselnden
Magnetfeld (f = 2-60 kHz, B = 0,11-1,1 mT) feststellen [86].
Diskussion
63
6.2.2. Einfluss mechanischer Belastung durch die WLE auf verschiedene Mikroalgen
Neben einem Einfluss durch das elektromagnetische Wechselfeld muss auch ein eventueller Einfluss
mechanischer Belastung durch die WLE auf verschiedene phototrophe Mikroorganismen untersucht
werden. Durch die Durchmischung des Kulturvolumens treten zwangsläufig Stöße zwischen den WLE
untereinander und Stöße zwischen den WLE und der Reaktorwand auf. Zudem bilden sich
Schergradienten zwischen WLE mit unterschiedlicher Geschwindigkeit zueinander und zwischen
WLE und der Reaktorwand aus.
Zur Untersuchung dieser möglichen Effekte wurden C. reinhardtii und P. purpureum als einzellige
annähernd sphärische Testorganismen mit speziesspezifischen Durchmessern von 3-10 µm bzw. 5-
10 µm gewählt, sowie als Vertreter filamentöser Organismen das Cyanobakterium A. platensis und das
Moos P. patens mit deutlich größeren Abmessungen bis in den Millimeter-Bereich.
Die Ergebnisse aus 5.1.2 zeigen, dass sich sowohl hinsichtlich der spezifischen Wachstumsrate als
auch bezüglich der Biotrockenmassekonzentration für die einzelligen Mikroalgen keine negativen
Auswirkungen durch die zusätzliche mechanische Belastung ergeben. Im Fall von C. reinhardtii sind
die Wachstumsraten mit 0,0843 h-1 für die Kontrolle und 0,0849 h-1 unter dem Einfluss der WLE
nahezu gleich. Lediglich die erreichten Biotrockenmassekonzentrationen nach 230 h sind im Fall der
mechanischen Belastung um 13 % höher. Dies könnte an einem besseren Stofftransport bedingt durch
die WLE liegen, was jedoch eher unwahrscheinlich ist, da im Allgemeinen nicht von einer CO2
Limitierung auszugehen ist. Plausibler ist die Tatsache, dass die eingesetzte Lichtenergie durch den
Kulturvolumenverlust durch die WLE mit etwa 5-10 % einem geringeren Volumen zur Verfügung
steht und die Lichtleistung pro Volumen um diesen Prozentsatz für die Kultivierung mit WLE erhöht
ist. Dies muss nicht notwendigerweise Auswirkungen auf die Wachstumsgeschwindigkeit haben, da
diese im nicht-lichtlimitierten Bereich bestimmt wird. Die Beobachtung der Stabilität von
C. reinhardtii gegenüber der mechanischen Belastung wird auch durch Untersuchungen verschiedener
Autoren gestützt [87–89]. Gudin et al (1991) konnte Kulturen von C. reinhardtii sogar mittels
verschiedener Pumpen fördern, ohne negative Auswirkungen feststellen zu können.
Ähnliche Ergebnisse zeigen sich für die einzellige Rotalge P. Purpureum. Unter mechanischer
Beanspruchung ergibt sich nahezu die gleiche Wachstumsrate von 0,035 h-1 wie ohne Beanspruchung
mit 0,033 h-1. Die Biotrockenmassekonzentrationen von 3,34 bzw. 3,49 g·l-1 sind ebenfalls wenig
beeinflusst. Somit ist ebenfalls kein Effekt der mechanischen Beanspruchung durch die WLE auf das
Wachstum festzustellen, jedoch wurde eine leichte Rotfärbung des Kulturüberstands in den
beanspruchten Kulturen festgestellt. Dies ist auf das rote Phycobiliprotein Phycoerythrin
zurückzuführen, sodass zumindest zu einem gewissen Grad eine Beanspruchung dazu führt, das
intrazelluläre Produkt ans Medium abzugeben. Diese Beobachtungen decken sich gut mit den
Untersuchungen von Sobczuk et al. (2006), bei denen auch eine gewisse Stabilität gegenüber
mechanischer Beanspruchung durch einen Rührer festgestellt wurde, die bei einem tip-speed von
2,45 m·s-1 aber ebenfalls zu hydrodynamischer Beschädigung führte [90]. Ebenso stufen
Gudin et al. (1991) P. purpureum mit geringer Zellfragilität ein, jedoch beobachteten sie auch eine
Steigerung der Produktivität beim Wechsel von einer stark hydrodynamisch beanspruchenden
Kreiselpumpe (auch Zentrifugalpumpe) zu einer weniger beanspruchenden, volumetrisch fördernden
Schnecken- oder Exzenterschneckenpumpe [88].
Im Fall der beiden filamentösen Testorganismen A. platensis und P. patens konnte gar kein Wachstum
festgestellt werden, da beide Organismen stark durch die WLE beansprucht wurden, was durch
mikroskopische Aufnahmen bestätigt werden kann (vgl. Kapitel 5.1.2 Abbildung 25). Im Fall von
A. platensis ist die Empfindlichkeit gegenüber mechanischer Belastung ein viel in der Literatur
beschriebenes Problem. Bereits 1982 führten Bronnenmeier & Märkl Untersuchungen diesbezüglich
Diskussion
64
mittels Freistrahl- (Free-Jet) und Rührexperimenten durch. Sie konnten zeigen, dass Leistungseinträge
von 0,3-0,6 W·l-1 im Free-Jet und etwa 4 W·l-1 in den Rühreexperimenten zu ähnlichen Schädigungen
der Filamente führen, wie sie hier beobachtet wurden [87]. Ebenso stellten sie fest, dass ein Wildtyp
von C. reinhardtii in den gleichen Versuchen etwa der 10-fachen Belastung standhalten konnte. Beide
Ergebnisse decken sich sehr gut mit den hier gemachten Beobachtungen. Weitere Arbeiten bestätigen
die Anfälligkeit von A. platensis gegenüber mechanischer Beanspruchung, was zu einer Verkürzung
der Filamente und einem reduzierten oder eingestellten Wachstum führt [91, 92].
Für das Moos P. patens wird ebenfalls eine durch einen Propeller-Rührer verursachte Zellschädigung,
gerade durch dumpfe und statistische mechanische Beanspruchung beschrieben, die sich negativ auf
die Vitalität auswirkt [93, 94].
In Blasensäulenreaktoren mit WLE treten verschiedene Arten der mechanischen Beanspruchung auf,
wie eingangs beschrieben. Neben diesen gibt es aber noch Beanspruchungen durch das Platzen der
Gasblasen an der Flüssigkeitsoberfläche oder Scherbeanspruchungen beim Gaseintritt. Da diese beiden
Phänomene sowohl in den Kontrollen als auch den Reaktoren mit WLEs auftreten, können diese als
mögliche Ursache der Schädigung ausgeschlossen werden. Auch die Scherungen zwischen zwei
WLEs unterschiedlicher Geschwindigkeit und/oder Richtung oder die Scherung zwischen den WLEs
und der Reaktorwand können als vergleichsweise gering abgeschätzt werden. Der Großteil der
mechanischen Belastung rührt von den Stößen der Wireless Light Emitter untereinander her
(Abbildung 57). Nähern sich zwei WLE mit entgegensetzter Bewegungsrichtung einander an, wird die
Flüssigkeit in deren Zwischenraum verdrängt. Im Fall einzelliger kleiner Organismen wie
C. reinhardtii werden diese mit der Flüssigkeit mitgerissen, sodass sich im Augenblick des
Zusammenstoßes keine Organismen mehr zwischen den beiden WLE befinden (Abbildung 57 A). Bei
größeren oder filamentösen Organismen hingegen (wie A. platensis oder P. patens) werden diese
aufgrund ihrer Größe, Trägheit und Raumausdehnung schlechter oder gar nicht mit der Flüssigkeit
mitgerissen, sodass sich diese im Moment des Zusammenstoßes noch zwischen den WLE befinden,
und somit mechanisch beansprucht werden (Abbildung 57 B).
Abbildung 57: Möglicher Mechanismus der Zellschädigung durch wie Wireless Light Emitter in Blasensäulen.
Es kann also zusammengefasst werden, dass die zusätzliche mechanische Beanspruchung durch die
WLE im Fall einzelliger und kleiner Mikroalgen unproblematisch ist und lediglich bei größeren und
vor allem filamentösen Organismen teilweise erhebliche Schäden hervorruft. Dies stellt eine starke
Einschränkung des internen Beleuchtungssystems dar, da es nach Möglichkeit für ein breites Spektrum
von phototrophen Mikroorganismen unabhängig von deren Morphologie eingesetzt werden und als
multi-purpose System für die Kultivierung von phototrophen Organismen dienen soll. Daher bedarf
dieses Problem genauerer Betrachtung und Optimierung.
Diskussion
65
6.3. Scale-up
6.3.1. Produktionsverfahren und Eigenschaften der Wireless Light Emitter
Bevor ein scale-up im Sinne der Reaktorgröße erfolgen kann, muss sichergestellt werden, dass die
Wireless Light Emitter in ausreichender Quantität und Qualität mindestens halbautomatisiert
hergestellt werden können, um reproduzierbare Ergebnisse zu halten.
Die Elektronik wird, wie in Kapitel 5.2.1 beschrieben, automatisch auf eine vorgefräßte Platine
bestückt. Als manueller Schritt bleibt jedoch das Heraustrennen der Baugruppen aus dem Nutzen.
Die wesentlichen Spezifikationen an die WLE unterteilen sich in die an das Verkapselungsmaterial
und die an die gesamte WLE. An das Verkapselungsmaterial werden folgende Bedingungen gestellt:
- Beständigkeit gegenüber Dampfsterilisation bei 121 °C und 1 bar Überdruck
- Transparenz
- Biokompatibilität
- Stabilität gegenüber Säuren und Laugen
Die Anforderungen an die gesamte WLE sind:
- Dichte im Bereich von Wasser
- Wasserdicht bei 121 °C und 1 bar Überdruck
- schwerpunktsbedingte Ausrichtung zum Magnetfeld
Bezüglich der Verkapselungsmethode stehen im Wesentlichen zwei Methoden zur Wahl. Einerseits
das Eingießen der Elektronik in ein geeignetes Polymer, andererseits das Verkapseln der Elektronik in
zwei hohle Halbschalen. Beim Eingießen besteht der Vorteil, dass kein Fügen von Einzelteilen
stattfinden muss und somit eine Schwachstelle von vornherein ausgeschlossen werden kann.
Demgegenüber steht aber das Problem, dass die Masse der Elektronik mit etwa 258 mg bereits so groß
ist, dass eine WLE mit der angestrebten Dichte im Bereich von 1000 kg·m-3 nur durch sehr große
Kugeln oder das zusätzliche Eingießen von Lufteinschlüssen zu erreichen ist. Beide Optionen sind
nicht zweckmäßig. Aus diesem Grund wurde sich für das Verkapseln der Elektronik in zwei hohlen
Halbschalen entschieden, mit dem Nachteil der Notwendigkeit eines Fügeschrittes und der damit
verbundenen Schwachstelle. Es muss bei dieser Methode auch ein gewisses Luftvolumen
mitverkapselt werden, welches durch die exakte Fertigung der Halbschalen mittels Spritzguss
allerdings kein Problem darstellt. Als Fügemethoden der beiden Halbschalen stehen Kleben,
Laserschweißen oder Ultraschallschweißen zur Wahl. Da Kleben einen weiteren Stoff in das System
einbringt, der ebenso dampfsterilisierbar, säure- und laugenstabil und vor allem biokompatibel sein
muss, wurde diese Methode verworfen. Das Laserschweißen stellt zwar eine Fügemethode ohne
Fremdstoffe und zudem eine materialschlüssige Methode dar, ist für Fügen transparenter Materialen
aber nur in Spezialfällen anwendbar. Somit wurde sich für das Ultraschallschweißen als Fügemethode
für die beiden Halbschalen entschieden, da diese Methode ebenfalls ohne Zusatzstoffe auskommt und
auch eine materialschlüssige Verbindung herstellt.
Hinsichtlich des Materials eignen sich alle Kunststoffe, die spritzgießbar sind und die oben genannten
Anforderungen erfüllen. Neben Polycarbonat eignen sich beispielsweise Polyamid, Polyimid,
Polysulfon oder Polypropylen. Aufgrund seiner hohen Transparenz und guten Eignung zum
Spritzgießen und anschließendem Ultraschallverschweißen wurde sich für Polycarbonat in der
Variante APEC® 1745 entschieden, welches sich auch zur Dampfsterilisation eignet und darüber
hinaus für pharmazeutische Anwendungen nach USP XXII Class VI zugelassen ist.
Diskussion
66
Das Design der beiden Halbschalen ist, wie in Kapitel 5.2.1.2 beschrieben so gewählt, dass sich der
Schwerpunkt bereits ohne die elektronische Baugruppe im unteren Kugelteil befindet. In der unteren
Halbschale ist ein Sitz für die Spule und ein Auflegesteg für die Platine vorgesehen. Die obere
Halbschale ist weitegehend frei von zusätzlichen Einbauten, um ein ungehindertes Austreten des
Lichts zu ermöglichen. Beide Halbschalen können über eine Führung gegeneinander zentriert werden
und besitzen einen umlaufenden Rand als Ansatzfläche für das Ultraschallschweißen. Die Spritzguss
Halbschalen sind zu zweit noch je an einem gemeinsamen Anguss verbunden und müssen manuell von
diesem getrennt werden. Nach Einlegen der Elektronik werden die beiden Halbschalen
halbautomatisch mittels Ultraschall verschweißt.
Die Dichtigkeit während des Autoklavierens und die Aufrechterhaltung der Transparenz bzw. der
Funktion der WLE wurden in Kapitel 5.2.1.3 dargestellt. Diese Ergebnisse entsprechen den
Erwartungen durch die Herstellerangaben der elektronischen Komponenten sowie des Polycarbonats
und bestätigen die korrekte Dimensionierung der umlaufenden Krempe als Angriffsfläche für das
Ultraschallverschweißen.
Abbildung 58 zeigt zusammenfassend den Ablauf der WLE Fertigung. Auf das Herstellen der
vorgefrästen Platine für einen Nutzen wird darin nicht eingegangen, da dies von einer Zulieferfirma
von PKS Systemtechnik in einem vollautomatisierten Schritt gemacht wird. Die dunkelblau
hinterlegten Arbeitsschritte sind vollautomatisiert, die hellblauen Schritte hingegen werden manuell
erledigt. Als abschließende Bewertung der WLE Fertigung kann ein hohes Maß an Automatisierung
festgehalten wird. Jedoch finden drei Arbeitsschritte manuell statt, was bei hohen Stückzahlen (> 104)
aufwändig ist. Diese Schritte könnten jedoch zum Teil automatisiert werden, so zum Beispiel das
Vereinzeln der elektronischen Baugruppen durch eine Stanze. Für die notwendigen Stückzahlen für
diese Arbeit und weitere Arbeiten im lab-scale ist dieses Verfahren aber vollkommen
zufriedenstellend und liefert reproduzierbare Ergebnisse.
Abbildung 58: Ablauf der WLE Fertigung in manuellen (hellblau) und automatisierten (dunkelblau) Arbeitsschritten.
Diskussion
67
6.3.2. Kultivierung von C. reinhardtii in Blasensäulen verschiedener Durchmesser
Um die Skalierbarkeit des internen Beleuchtungssystems zu überprüfen, wurden Kultivierungen der
Modellalge Chlamydomonas reinhardtii in Blasensäulen mit verschiedenen Durchmessern
durchgeführt, bei denen der volumenspezifische elektrische Leistungseintrag für die Beleuchtung
konstant gehalten wurde. Um die in Kapitel 2.2 beschriebene Problematik extern beleuchteter
Photobioreaktoren zu verdeutlichen, wurden auch Kultivierungen in extern beleuchteten Blasensäulen
durchgeführt.
Kultivierungszeit tK (h)
0 50 100 150
Bio
tro
cke
nm
asse
BT
M (
g·l
-1)
0,1
1,0
Abbildung 59: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. D = 50 mm, extern (○); D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■); D = 300 mm, intern (▲). Die durchgezogene Linie zeigt einen globalen Fit über die drei intern beleuchteten Kultivierungen, die punktierten Linien zeigen eine ± 10%ige Abweichung von diesem Fit. Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t).
Die extern beleuchtete Blasensäule mit einem Durchmesser von 50 mm wird als Benchmark gesetzt,
da sie den Stand der Technik darstellt, aber eine Maßstabsvergrößerung nur über ein numbering-up
geschehen kann. Das Problem der Skalierbarkeit wird durch die Reduzierung der Wachstumsrate um
63 % sowie durch die Reduzierung der RZA und LZA um jeweils 82 % deutlich, obwohl der
elektrische Leistungseintrag für die Beleuchtung in beiden Systemen bei etwa 8,8 W·L-1 liegt. Dies
zeigt das Grundproblem von bestehenden Photobioreaktoren, welches eingangs bereits ausführlich
diskutiert wurde. Zum einen verlängert sich durch die Maßstabsvergrößerung der Lichtweg von der
Reaktorwand zu dessen Mittelpunkt von 25 auf 75 mm, was gemäß dem Lambert-Beer‘schen Gesetz
oder anderen Approximationen zum Lichttransport die Inhomogenität des Lichtfelds deutlich erhöht.
Zum anderen steht dem größeren Kulturvolumen durch diese Maßstabserhöhung eine kleinere
Oberfläche zur Verfügung, durch die das Licht eingebracht werden kann. Die entsprechende
Kenngröße ist das Oberflächen-zu-Volumen Verhältnis, welches in der Blasensäule mit DR = 50 mm
einen Wert von 80 m²·m-3 und für DR = 150 mm nur noch einen Wert von 26,7 m²·m-3 hat. Weiterhin
kommt es bei extern beleuchteten Systemen zu vermehrter Rückstreuung des einzutragenden Lichts an
Diskussion
68
der Reaktorwand, wo einmal ein Übergang vom optisch dünnen Medium (Luft) zum optisch dichten
Medium (Glas) und zum anderen vom Glas in die Algensuspension stattfindet. Abhängig vom
Einstrahlwinkel wird somit wird nur ein Teil des auf den Reaktor gestrahlten Lichts auch tatsächlich in
diesen eingekoppelt (siehe Abbildung 60). All diese Effekte führen zum einen zu einer Reduktion des
eingebrachten Lichts und zum anderen zu einem stark inhomogenen Lichtfeld.
Abbildung 60: Optische Übergange eines Lichtstrahls von der Lichtquelle in den Reaktor.
Im Fall der intern beleuchteten Reaktoren mit Durchmessern von 50, 150 und 300 mm nimmt die LZA
beim scale-up nur um 14 bzw. 17 % ab. Dies ist das zu erwartende Ergebnis, da sich bei einer
Maßstabsvergrößerung eines intern beleuchteten Systems an den Lichtverhältnissen im Reaktor im
Wesentlichen nichts ändert. In allen drei Reaktoren wurde die gleiche Anzahl an WLE pro Volumen
eingesetzt und ebenso die gleiche Leistung pro Volumen eingebracht. Somit ändert sich das Verhältnis
von beleuchteter Oberfläche zum Kulturvolumen nicht und der mittlere Lichtweg bleibt ebenso
konstant, da beide Größen lediglich von der volumenbezogenen Zahl der WLE abhängen.
Abbildung 59 zeigt nochmals den Verlauf der Biotrockenmassekonzentration für die verschiedenen
extern und intern beleuchteten Reaktoren. Die Kultivierungen in den drei intern beleuchteten
Reaktoren mit Durchmessern von 50, 150 und 300 mm wurden von einem globalen Fit der Form
𝑦(𝑡) = 𝑦0 + 𝑎 ∙ (1 − 𝑒−𝑏∙𝑡)
überlagert (durchgezogene Linie). Die gepunktete Linie zeigt eine Abweichung von diesem Fit um
± 10 %. Es ist gut zu erkennen, dass die meisten Punkte der drei Kultivierungen innerhalb dieses
Bereichs liegen, was bereits einen guten Hinweis auf eine Skalierbarkeit liefert.
Um die Skalierbarkeit besser beurteilen zu können, wird ein scale-up Faktor µ definiert. Dieser
beschreibt das Verhältnis des Volumens des hochskalierten Reaktors zu dem des kleinsten Reaktors.
Da die Höhe des Reaktors sowohl in extern als auch in intern beleuchteten Systemen in gewissen
Grenzen irrelevant ist, kann der scale-up Faktor auch als das Verhältnis der quadrierten Radien
dargestellt werden.
𝜇 =𝑉𝑔
𝑉𝑘=𝑟𝑔2 ∙ 𝜋 ∙ ℎ𝑔
𝑟𝑘2 ∙ 𝜋 ∙ ℎ𝑘
=𝑟𝑔2
𝑟𝑘2
Somit stellt die Erhöhung des Reaktordurchmessers von 50 auf 150 mm ein µ von 9 dar und die
Erhöhung auf 300 mm ein µ von 36. Ein System kann als skalierbar bezeichnet werden, wenn die
Zielgröße unabhängig vom scale-up Faktor µ ist. Als Zielgröße für die Etablierung dieses neuen
Beleuchtungssystems wird die LZA herangezogen, da sie letztlich den Algenertrag sowohl mit der
Zeit als auch mit der erforderlichen elektrischen Leistung ins Verhältnis setzt. Abbildung 61 zeigt den
Verlauf der LZA für die zwei unterschiedlichen scale-up Faktoren und zeigt deutlich, dass das interne
Beleuchtungssystem nur schwach von µ abhängt, wohingegen das extern beleuchtete System deutlich
indirekt proportional zum scale ist. Hier wird im Besonderen klar, welchen enormen Vorteil das
Diskussion
69
interne Beleuchtungssystem bietet, da sogar eine Skalierung mit µ = 36 nur eine geringe Reduzierung
der LZA nach sich zieht, wohingegen bei externer Beleuchtung bereits bei µ = 9 die LZA drastisch
reduziert wird. Somit kann festgehalten werden, dass das interne Beleuchtungssystem basierend auf
Wireless Light Emittern in sich skalierbar ist, wohingegen extern beleuchtete Reaktoren nicht
skalierbar sind. In der Literatur sind zwar intern beleuchtete Photobioreaktoren beschrieben, die sich
mit der Begründung eines konstanten Lichtwegs und einem scale-unabhängigen Oberfläche-zu-
Volumen Verhältnis auf eine gute Skalierbarkeit berufen, jedoch wurde dies nicht durch
experimentelle Arbeiten bei gleichem Leistungseintrag pro Kulturvolumen bewiesen [95, 96].
scale-up Faktor µ (-)
0 10 20 30 40
Le
istu
ng-Z
eit-A
usb
eu
te L
ZA
(g·W
-1·d
-1)
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
Abbildung 61: Auswirkungen des scale-up Faktors auf die Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern (○) und intern (●) beleuchteten Blasensäulen.
Im direkten Vergleich der Leistungs-Zeit-Ausbeute der intern beleuchteten Kultivierungen mit der
extern beleuchteten Benchmark in der Blasensäule mit DR = 50 mm reduziert sich diese allerdings um
34 bis 46 %. Dies hat mehrere Gründe, zum einen wird beim internen Beleuchtungssystem die
Leistung mittels drahtloser resonanter induktiver Kopplung übertragen, die gewisse Verluste mit sich
bringt. In der Literatur werden Effizienzen der Energieübertragung von maximal 90% beschrieben
[97]. Zum anderen wird die Energie nur effizient übertragen, wenn die Ausrichtung der WLE koplanar
zur Sendespule des Reaktors ist, wie in Kapitel 5.2.1.2 beschrieben. In Blasensäulen treten allerdings
hohe Turbulenzen auf und es bilden sich starke, ungerichtete Wirbel aus. Diese Inhomogenität des
Flüssigkeitsgeschwindigkeitsfelds führt zwangsläufig zu einer suboptimalen Ausrichtung der WLE
bezüglich der externen Sendespule und somit zu einer ineffizienteren Energieübertragung. Dies kann
auch durch die in Kapitel 5.2.1.2 beschriebene Gestaltung des tief liegenden Schwerpunkts der WLE
zur automatischen optimalen Ausrichtung zum Magnetfeld nicht verhindert werden. Somit ist kein
dauerhaftes Leuchten der WLE gewährleistet. Ein weiterer Grund für die verminderte LZA der intern
beleuchteten Reaktoren im Vergleich zur Benchmark ist die Tatsache, dass nur homogen im Reaktor
verteilte WLE wesentlich zur Beleuchtung beitragen. Wie die in Kapitel 5.2.1.3 beschriebene
Diskussion
70
Verteilung der Dichte der WLE aber zeigt, liegt hier eine relativ große Bandbreite vor. Somit kommt
es, auch durch das ungerichtete Strömungsprofil der Blasensäule bedingt, zu einer schlechten
Verteilung der WLE im Reaktor. Dies konnte auch durch Beobachtungen festgestellt werden. Obwohl
aus der Dichteverteilung der WLE hervorgeht, dass in TP-Medium etwa 80 % der WLE eine geringere
Dichte als das Medium haben und somit aufschwimmen müssten, konnten besonders im Bodenraum
des Reaktors viele WLE beobachtet werden. Dies kann dadurch erklärt werden, dass sich durch die
Bauform der Blasensäule und der relativ kleinen Begasungsfläche der gebildete Blasenschwarm
trichterförmig nach oben entwickelt und somit die mittlere Dichte oberhalb des Bodenraums geringer
ist. Zudem muss in Gas-Flüssigkeitsdispersionen die mittlere Dichte aus Gasphase und Flüssigkeit
berücksichtigt werden, die abhängig vom Gasholdup ist. Dieser ist hier zwischen 2 und 5 % wodurch
sich die effektive Dichte des Mediums verringert und dazu führt, dass sich die WLE bevorzugt im
unteren Drittel des Reaktors aufhalten. Dies führt somit zu einer ungleichmäßigeren Ausleuchtung des
Kulturvolumens.
Zusammenfassend kann festgestellt werden, dass das interne Beleuchtungssystem in sich gesehen
skalierbar ist, jedoch die Ergebnisse die Benchmark der extern beleuchteten Blasensäule mit
DR = 50 mm nicht erreichen konnten. Somit ergeben sich hieraus Optimierungspotentiale bezüglich
der Verbesserung der drahtlosen Energieübertragung, aber vor allem hinsichtlich der gleichmäßigen
Verteilung der WLE im gesamten Kulturvolumen und der Sicherstellung der korrekten Ausrichtung
der WLE zum Magnetfeld.
Diskussion
71
6.4. Optimierung
6.4.1. Charakterisierung des Airlift Reaktors, Verteilung der Wireless Light Emitter und
Kultivierung im Airlift Reaktor
Die in Kapitel 5.3.1 dargestellten Ergebnisse zur Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Airlift Reaktor
zeigen, dass sowohl im Riser, als auch im Downcomer Geschwindigkeiten von etwa 20 cm·s-1 erreicht
werden können. Aus diesen Daten kann nun die maximal erlaubte stationäre Sink- oder
Aufstiegsgeschwindigkeit einer WLE berechnet werden, die gerade noch von der
Flüssigkeitsgeschwindgkeit im Airlift Reaktor überwunden werden kann, um die WLE im Reaktor zu
verteilen.
Somit muss gelten
𝑢𝐿,𝑟𝑖𝑠𝑒𝑟 = 20 𝑐𝑚 ∙ 𝑠−1 ≥ 𝑤𝑠 = √
8
3∙(𝜌𝑊𝐿𝐸 − 𝜌𝑓) ∙ 𝑔 ∙ 𝑟
𝜌𝑓 ∙ 𝐶𝐷
bzw.
𝑢𝐿,𝑑𝑜𝑤𝑛𝑐𝑜𝑚𝑒𝑟 = −20 𝑐𝑚 ∙ 𝑠−1 ≥ 𝑤𝑠 = −√
8
3∙(𝜌𝑓 − 𝜌𝑊𝐿𝐸) ∙ 𝑔 ∙ 𝑟
𝜌𝑓 ∙ 𝐶𝐷
Als CD-Wert für eine WLE wird eine Mittelung mit der Gewichtung der Projektionsflächen der Kugel
und der Hutkrempe entsprechend dem CD-Wert einer Kugel (0,44) bzw. Scheibe (1,11) zu 0,64
angenommen. Daraus ergibt sich der in Abbildung 62 dargestellte Zusammenhang der Sink- bzw.
Aufstiegsgeschwindigkeit in Abhängigkeit der WLE Dichte für nicht begaste Kulturmedien
verschiedener Dichte.
Dichte der WLE WLE
(kg·m-3
)
800 900 1000 1100 1200 1300
sta
tionäre
Sin
k-
bzw
. A
ufs
tiegsgeschw
indig
keit w
S (
cm
·s-1
)
-20,0
-10,0
0,0
10,0
20,0
Abbildung 62: Zusammenhang der stat. Sink- bzw. Aufstiegsgeschwindigkeit in Abhängigkeit der WLE-Dichte für Medien mit der Dichte 1000 (durchgezogene Linie), 1025 (gestrichelte Linie), 1050 (gepunktete Linie) und 1075 kg·m-3 (strichpunktierte Linie).
Diskussion
72
Somit können Wireless Light Emitter mit einer Dichte von 800 bis 1180 kg·m-3 in einem
Kulturmedium der Dichte 1000 kg·m-3 gerade noch verteilt werden, wohingegen bei einem Medium
der Dichte 1075 kg·m-3 beispielsweise die Bandbreite zwischen 860 und 1280 kg·m-3 liegt. Dies zeigt
die erreichte Flexibilität des Airlift Reaktors als Kultivierungssystem unter Anwendung der internen
WLE Beleuchtung für verschiedene Kulturmedien und lässt einen gewissen Spielraum für Änderungen
an den WLEs, die sich auf deren Dichte auswirken würden.
In Kapitel 5.3.2 wurde die Verteilung der Wireless Light Emitter entlang der Höhe einer Blasensäule
und eines Airlift Reaktors dargestellt. Es konnte deutlich gezeigt werden, dass sich im Fall der
Blasensäule viele WLE im unteren Bereich des Reaktors aufhalten und es einen deutlichen Gradienten
entlang der Reaktorhöhe gibt. Dies konnte auch durch eine Steigerung der Begasungsrate von 7,5 auf
15 l·min-1 nicht nennenswert verbessert werden. Im Airlift Reaktor zeigt sich hingegen, dass die WLE
über die gesamte Reaktorhöhe gleichmäßig verteilt sind und bestätigen somit den Wechsel des
Reaktorsystems von der Blasensäule zum Airlift Reaktor als erfolgreichen Optimierungsschritt.
Ein weiterer Vorteil des Airlift Reaktors im Vergleich zur Blasensäule ist die gerichtete und weniger
turbulente Strömung. Die Annahme aus Kapitel 5.2.1, dass die WLE dadurch gemäß ihres
Schwerpunktes automatisch richtig zum Magnetfeld der Sendespule ausgerichtet sind, wird durch die
Ergebnisse der Messung der relativen Lichtstärke an einer fixen Position im Reaktor bestätigt. Dies
gelingt im Vergleich zur Blasensäule besonders gut im Airlift Reaktor, wie in Kapitel 5.3.2
beschrieben wurde. Die maximale Schwankung der rel. Lichtintensität wird von über 50 % in der
Blasensäule auf unter 20 % im Airlift Reaktor reduziert. Besonders im Hinblick auf die Messposition
im Riser des Airlift Reaktors sind diese Ergebnisse noch stärker hervorzuheben, da sich im wesentlich
weniger turbulenten Downcomer diese Schwankung noch deutlich reduziert, wie durch
Beobachtungen festgestellt werden konnte. Somit stellt der Wechsel des Reaktorsystems von der
Blasensäule zum Airlift Reaktor nicht nur die gleichmäßige Verteilung der WLE sicher, sondern
verbessert auch deren Ausrichtung zum externen Magnetfeld und sorgt somit für eine höhere
Effizienz.
Die Auswirkungen der besseren WLE-Verteilung im Reaktor wurden in Kapitel 5.3.3 durch die
Kultivierung von C. reinhardtii im Airlift Reaktor verglichen mit der intern beleuchteten Blasensäule
überprüft. Es zeigt sich deutlich, dass eine Steigerung der RZA und der LZA um über 30 % erzielt
werden konnte. Jedoch liegt die LZA mit 0,0325 g·W·d-1 unter der LZA der Benchmark (extern
beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser) mit 0,0438 g·W·d-1. Dies ist darauf
zurückzuführen, dass im Fall der Benchmark die Beleuchtung von außen mit geringen Verlusten vom
Stromnetz bis zu den LEDs behaftet ist. Lediglich ein Netzteil ist hier zwischengeschaltet, welche bei
kommerziellen Produkten hohe Wirkungsgrade von bis zu 95 % haben. Im Fall der internen
Beleuchtung sind die Verluste natürlich höher, da hier die Energie durch eine lose Kopplung von der
externen Sendespule zu den Wireless Light Emittern übertragen wird. Dies eröffnet ein wesentliches
Optimierungspotential der neuartigen Beleuchtung, zeigt aber auch, dass der bisherige Ansatz
durchaus vielversprechend ist.
6.4.2. Kultivierung von P. patens im Airlift Reaktor
Um zu überprüfen, ob der Wechsel des Reaktorsystems von der Blasensäule zum Airlift Reaktor neben
der gleichmäßigen Verteilung und der besseren Ausrichtung der WLE auch zu einer Reduktion der
mechanischen Beanspruchung der kultivierten Mikroorganismen führt, wurde das besonders sensitive
Moos Physcomitrella patens im Airlift Reaktor kultiviert und nach 45 h das Leitrohr entfernt, sodass
der Reaktor dann als Blasensäule betrieben wurde. Zur Quantifizierung der mechanischen Belastung
wurde der Kulturüberstand auf gelöste Proteine hin untersucht, die bei Beschädigung der Zellen ins
Medium gelangen. Die in 5.3.4 beschriebenen Ergebnisse zeigen, dass sowohl im Airlift Betrieb als
Diskussion
73
auch im Blasensäulenbetrieb Proteine im Kulturüberstand gelöst sind. Mit Leitrohr ist deren
Konzentration konstant bei etwa 24 µg·ml-1, wohingegen die Entnahme des Leitrohrs
(Blasensäulenbetrieb) zu einer starken Zunahme der Proteinkonzentration führt. Dies liegt an der
Schädigung der Moosfilamente durch mechanische Beanspruchung und an der Freisetzung
intrazellulärer Bestandteile, also auch löslicher und freier Proteine. Die Zellschädigung kann durch
mikroskopische Aufnahmen (Abbildung 43 Kapitel 5.3.4) nachgewiesen werden.
In Abbildung 63 sind diese Ergebnisse nochmals dargestellt und mit einem Fit der Form
𝑐𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛(𝑡) = 𝑐𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛,𝑀𝑎𝑥 − (1 − 𝑒−𝑘∙𝑡) + 𝑐𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒𝑖𝑛,𝑆𝑡𝑎𝑟𝑡
mit cProtein(t): Proteinkonzentration im Kulturüberstand in Abhängigkeit der Zeit
cProtein,Max: Maximale Proteinkonzentration im Kulturüberstand nach unendlicher Zeit
k: Geschwindigkeitskonstante der Proteinfreigabe
cProtein,Start: Proteinkonzentration im Kulturüberstand zum Zeitpunkt t = 0
überlagert, der beispielsweise zur Beschreibung von Zellaufschlusskinetiken herangezogen wird Die
Proteinkonzentration cProtein,Start wurde experimentell zu 23,0 µg·l-1 bestimmt, die beiden Parameter
cProtein,Max und k wurden mit Hilfe des Solvers in Excel und der GRG-Nichtlinearen Lösungsmethode
durch eine Minimierung der radizierten Summenquadrate der Abweichungen von den Messwerten
ermittelt.
Zeit im Blasensäulen-Modus tB (h)
0 5 10 15 20
Pro
tein
im
Ku
ltu
rüb
ers
tan
d (
µg·m
l-1)
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
cProtein (t) = cProtein,Max · (1-e-k·t) + cProtein,Start
cProtein,Max = 42,2 µg·ml-1
cProtein,Start = 23,0 µg·ml-1
k = 0,0513 h-1
Abbildung 63: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivierung von P patens in einem Airlift Reaktor bzw. Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohrs zum Zeitpunkt t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1 T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO
2 = 0,01.
Die Summe aus cProtein,Start und cProtein,Max ergibt sich somit zu 65,2 µg·l-1 und stellt diejenige
Konzentration dar, die sich einstellt, wenn alle löslichen Proteine aus 0,85 g·l-1 Biomasse von
P. patens in den Kulturüberstand übergegangen sind. Lucimi et al. (2008) beschreiben einen
Gesamtproteingehalt von P. patens zu 170 mg·g-1, was für den Fall der hier verwendeten
Biotrockenmassekonzentration einer maximalen Proteinkonzentration von 144 µg·ml-1 entspricht [93].
Diskussion
74
Die ermittelten 65,2 µg·l-1 sind zwar deutlich geringer als der theoretisch zu erwartende maximale
Proteingehalt, dies liegt jedoch zum einen daran, dass nicht alle Proteine des Mooses auch
zwangsläufig in Wasser gelöst sein müssen und zum anderen vor allem daran, dass noch ein
erheblicher Teil der Proteinfraktion an den Zellfragmenten hängen könnte. Daher kann aus diesen
Werten und den mikroskopischen Aufnahmen davon ausgegangen werden, dass die Erhöhung der
Proteinkonzentration im Kulturüberstand durch die mechanische Belastung des Mooses durch die
WLE hervorgerufen wird. Im Vergleich mit der extern beleuchteten Blasensäule, bei der ein
Proteingehalt von 14,2 µg·ml-1 bei einer Biomassekonzentration von 1,04 g·l-1 ermittelt wurde
(entspricht 11,6 µg·ml-1) zeigt sich jedoch, dass die mechanischen Belastungen durch die WLE selbst
im Airlift Reaktor nicht komplett verhindert werden konnten.
Bemerkenswert ist der starke Unterschied der Zellschädigung in den beiden Systemen Blasensäule und
Airlift. Aus strömungsmechanischer Sicht unterscheiden sich Blasensäule und Airlift Reaktor vor
allem durch die Art und Weise der Strömung. In der Blasensäule herrscht eine höhere Turbulenz und
es bilden sich dynamische Wirbel der Flüssigphase aus und bilden den sogenannten cellular flow
(Abbildung 64, links). In Airlift Reaktoren ist der Riser vom Downcomer statisch getrennt, wie in
Abbildung 64 (rechts) dargestellt ist.
Abbildung 64: Geschwindigkeitsfeld der flüssigen Phase in einer Blasensäule (links) und einem Airlift Reaktor (rechts) [98, 99].
Dadurch sind die Geschwindigkeitsfelder in beiden Bereichen sehr homogen und vor allem gerichtet.
Lediglich im begasten Riser kommt es durch die Gasblasen zu erhöhter Turbulenz, jedoch deutlich
geringer als in der Blasensäule. Allerdings kommt es auch in Airlift Reaktoren zur Ausbildung von
Wirbeln, besonders im Bereich des Kopf- und Bodenraums. Die in 6.2.2 aufgestellte Theorie der
mechanischen Beanspruchung filamentöser Organismen durch Stöße der WLE untereinander kann die
beobachteten Ergebnisse in der Blasensäule und dem Airlift Reaktor gut erklären (Abbildung 65).
Links ist der Fall in den turbulenten Wirbeln dargestellt, wie sie in der Blasensäule und dem Kopf-
und Bodenbereich des Airlift Reaktors vorkommen. Hier kann es zu entgegengesetzt gerichteten
Stößen der WLE untereinander kommen, was eine hohe Beanspruchung bewirkt. Rechts ist die
Situation in den Bereichen gerichteter Strömung dargestellt, wie sie vor allem im Downcomer des
Airlift Reaktors und auch zu großen Teilen im Riser auftritt. In diesem Fall ist die mechanische
Diskussion
75
Beanspruchung deutlich geringer, da sich zwei einander treffende WLE in die gleiche Richtung
bewegen, sodass nur deren Relativgeschwindigkeit zueinander wirksam ist.
Abbildung 65: Möglicher Mechanismus der schwächeren mechanischen Beanspruchung der Mikroorganismen in Airlift Reaktoren (links) im Vergleich zu Blasensäulen (rechts).
Somit sorgt die Änderung des Reaktorsystems von der Blasensäule zum Airlift Reaktor für eine
deutliche Reduktion der mechanischen Belastung, auch wenn diese nicht komplett verhindert werden
kann, wie im Vergleich mit einer extern beleuchteten Blasensäule klar wird. Sowohl andere
mechanische Belastungen (wie z.B. Scherung oder das Platzen der Luftblasen an der Oberfläche) als
auch die teilweise vorhandene Belastung in den turbulenten ungerichteten Zonen im Kopf- und
Bodenraum des Airlift Reaktors führen zu einer gewissen Zellschädigung, was durch den relativ hohen
Offset cProtein,Start mit 23 µg·l-1 zu erkennen ist. Dennoch konnten die Belastungen soweit reduziert
werden, dass auch die Kultivierung von filamentösen Mikroorganismen wie P. patens oder
A. platensis möglich sind, was einen wichtigen Optimierungsschritt des internen Beleuchtungssystems
hin zu einem multi-purpose System darstellt.
6.4.3. Einfluss der Lichtqualität auf das Wachstum von C. reinhardtii
Licht als wichtigster Parameter für die Kultivierung von phototrophen Mikroorganismen kann neben
seiner Quantität (Lichtstärke) und seiner gleichmäßigen Verteilung im Reaktor auch hinsichtlich seiner
Qualität optimiert werden. Dieses ist besonders interessant, da Mikroalgen nicht das gesamte
Spektrum des sichtbaren Lichts absorbieren, sondern abhängig von ihrer Pigmentzusammensetzung
nur bestimmte Bereiche.
Die Ergebnisse aus Kapitel 5.3.5.1 zeigen, dass die optimale Zusammensetzung zur Kultivierung von
C. reinhardtii im Bereich 80 % ≤ αrot ≤ 90 %, 0 % ≤ αgrün ≤ 20 % und 0 % ≤ αblau ≤ 10 % liegt. Aus
photochemischer Sicht ist nur rotes Licht mit einer Wellenlänge zwischen 680 und 700 nm notwendig,
um das Photosystem I und II anzuregen, da die überschüssige Energie kürzerer Wellenlängen in
Wärme dissipiert oder als Fluoreszenz abgegeben wird [48]. Nichtsdestotrotz sind regulatorische
Aufgaben des Lichts anderer Wellenlänge von Kianianmomeni und Hallmann beschrieben und
zusammengefasst [49]. Obwohl Dionisio et al. die Induktion der Carboanhydrase Aktivität unter
blauem Licht beschreiben, erklärt dies nicht die hier gefundenen Ergebnisse, da die Kultivierungen
hier mit CO2 angereicherter Luft durchgeführt wurden und somit aufgrund des pH-Wertes von 7 die
Aktivität der Carboanhydrase ohnehin niedrig ist [50]. Wahrscheinlicher ist eine Hochregulierung der
Phytoen-Synthase und ~Desaturase unter blauem Licht, welche in der Carotinoid Biosynthese
involviert sind [51]. Des Weiteren reagieren Cryptochrom Photorezeptoren auf blaues Licht und
triggern die Chlorophyllsynthese, die Lichtsammelkomplexe, den Stickstoffmetabolismus sowie den
Diskussion
76
Zellzyklus [100, 101]. Die Notwendigkeit einer grünen Lichtfraktion kann durch das Vorhandensein
von Carotinoiden in C. reinhardtii erklärt werden, die zur Photosynthese beitragen [102].
Wellenlänge (nm)
400 450 500 550 600 650 700
rel. A
bsorp
tion,
Em
issio
n (
-)
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
Abbildung 66: Emissionsspektrum der verwendeten RGB LED und Absorptionsspektrum von C. reinhardtii.
Abbildung 66 zeigt das Absorptionsspektrum von C. reinhardtii mit den für Chlorophyll a und b
charakteristischen Peaks bei 437, 478, 624, 653 und 681 nm. Zusätzlich ist das Emissionsspektrum der
verschiedenen LEDs angegeben. Es ist deutlich zu erkennen, dass es im blauen Bereich eine relativ
gute Übereinstimmung des Emissionsspektrums der blauen LED und dem Absorptionsspektrum von
C. reinhardtii gibt. Dennoch ist der Anteil des blauen Lichts an der optimierten
Lichtzusammensetzung mit 0 % ≤ αblau ≤ 10 % sehr gering. Dies kann durch die in Kapitel 2.1.3
beschriebene Tatsache erklärt werden, dass energiereiche Photonen (λ < 450 nm) das Chlorophyll auf
den zweiten angeregten Zustand (S2) anregen, dieses aber unter Dissipation oder Fluoreszenz auf den
ersten angeregten Zustand (S1) zurückfällt und erst dann zur Photosynthese beitragen kann ([16]).
Somit trägt die zusätzliche Energie blauer Photonen nicht zur Photosynthese, sondern nur zu
zusätzlicher Dissipation, Fluoreszenz oder regulatorischen Aufgaben, wie oben beschrieben, bei.
Auf der anderen Seite wird anhand von Abbildung 66: Emissionsspektrum der verwendeten RGB
LED und Absorptionsspektrum auch klar, dass das verwendete rote Licht zwar den kleinen Peak des
Absorptionsspektrums bei 624 nm sehr genau trifft, sich jedoch mit der etwa doppelt so stark
absorbierenden Schulter bei 653 nm und dem mehr als fünfmal so stark absorbierenden Peak bei
681 nm nicht überschneidet. Dies zeigt, dass das ermittelte Optimum im Bereich 80 % ≤ αrot ≤ 90 %,
0 % ≤ αgrün ≤ 20 % und 0 % ≤ αblau ≤ 10 % nur die optimale Zusammensetzung bezogen auf die
verwendeten LEDs widerspiegelt, allerdings kein globales Optimum. Durch Anpassung der
Emissionsspektren, besonders im roten Bereich, an die Absorptionsschulter bei 653 nm und das
~maximum bei 681 nm kann also durchaus noch eine weitere Steigerung der RZA erwartet werden. Es
Diskussion
77
sind zwar LEDs mit Emissionsmaxima in diesem Bereich verfügbar, jedoch sind die damit erzielbaren
Lichtstärken zu gering, als dass sie für die Kultivierung von Mikroalgen in Frage kommen [58, 103].
Nichtsdestotrotz stellt die durchgeführte Optimierung eine starke Verbesserung gegenüber der
Beleuchtung mit weißem Licht dar, da zu einem Großteil energiereiche blaue und grüne Lichtanteile
durch energieärmere, aber für die Photosynthese nutzbare rote Lichtanteile substituiert werden
konnten.
6.4.4. Elektrotechnisches Optimierungspotential
Wie von Czarnecki et al. (2012) beschrieben, ist die Effizienz der drahtlosen Energieübertragung
mittels resonanter induktiver Nahfeldkopplung stark vom Gütefaktor der Primär- und Sekundärspulen
abhängig. Dieser ist, wie in Kapitel 5.3.5.2 dargestellt, von der Frequenz und der Interaktion mit dem
umgebenden Medium abhängig. Im Fall der Empfängerspule ist durch den Ferritkern der Einfluss des
Mediums jedoch vernachlässigbar gering [73]. Es konnte gezeigt werden, dass die überprüften
Empfängerspulen ihre maximale Güte in einem Frequenzbereich von 160 bis 220 kHz haben. Die Güte
der verschiedenen Empfängerspulen unterscheidet sich in diesem Bereich voneinander und liegt
zwischen 30 und 42. Die verwendeten Spulen für die WLE liegen mit einer Güte von 35 mittig in
diesem Bereich. Durch einen Wechsel der Empfängerspule zum Typ WE-PD2-4532 15 µH könnte die
Güte somit um etwa 20 % erhöht werden. Wie sich jedoch in Abbildung 48 und Abbildung 49 zeigt,
führt dies zu einer geringeren Helligkeit der roten und blauen LED verglichen mit der verwendeten
Spule vom Typ WE-PD2-4532 12 µH. Somit zeigt sich, dass zwar ein Optimierungspotential besteht,
die Zielgröße jedoch maßgeblich ist. Einerseits kann durch eine höhere Güte zwar eine höhere
Energieübertragungseffizienz erreicht werden, jedoch muss dies nicht zwangsläufig zu einer Erhöhung
der Lichtintensität der WLE führen. Dies könnte darin begründet sein, dass die Helligkeit der LED von
der absolut aufgenommenen Leistung bzw. dem absolut fließenden Strom abhängt und nicht von der
relativen Effizienz der Energieübertragung.
Selbiges gilt für die Optimierung der Sendespule. Hier ist neben der Frequenzabhängigkeit noch eine
starke Abhängigkeit von der Leitfähigkeit des Mediums zu erkennen. Die starke Verschiebung des
Optimums der Güte hin zu niedrigeren Frequenzen und geringerer Güte ist durch eine niedrigere
Eigenresonanz und eine höhere parasitäre Kapazität zwischen den einzelnen Windungen durch
Kurzschlüsse der Feldlinien der Sendespule bedingt [73, 104, 105]. Der Einfluss der Leitfähigkeit ist
sehr stark, sodass das Optimum bei κ = 0,5 mS·cm-1 bei etwa 300 kHz und einer Güte von 217 liegt,
dieses für κ = 50 mS·cm-1 jedoch bei 120 kHz und einer Güte von 115 liegt. Die Wahl der
Arbeitsfrequenz zu 180 kHz stellt nichtsdestotrotz einen guten Kompromiss dar, der im Rahmen der
Entwicklung eines multi-purpose Systems getroffen werden muss.
6.4.5. Kultivierung unter Berücksichtigung der Optimierungsergebnisse
Die Auswirkungen der jeweiligen Optimierungsschritte auf die LZA sind in Abbildung 67 dargestellt
und mit der extern beleuchteten Blasensäule (d = 50 mm) als Benchmark verglichen.
Im nicht optimierten Aufbau in der intern beleuchteten Blasensäule mit 150 mm Durchmesser wurde
eine LZA von 0,025 g·W-1·d-1 erreicht, die somit 44 % unter der Benchmark mit 0,044 g·W-1·d-1 liegt.
Der erste Optimierungsschritt, der Wechsel von der Blasensäule zum Airlift Reaktor, führt zu einer
deutlichen Erhöhung der LZA auf 0,033 g·W-1·d-1 und ist somit nur noch 26 % geringer als die
Benchmark. Dies liegt in erster Linie an der deutlich verbesserten Verteilung der WLE entlang der
Reaktorhöhe sowie deren bessere Ausrichtung zum Magnetfeld, wie in Kapitel 6.4.1 diskutiert wurde.
Die Anpassung der WLE-Farbe an die in Kapitel 4.9 beschriebene optimale Zusammensetzung für
C. reinhardtii führt zu einer nochmaligen Steigerung der LZA auf 0,043 g·W-1·d-1 und erreicht somit
zu 98 % den Wert der extern beleuchteten Blasensäule mit 50 mm Durchmesser. In diesem Fall kann
Diskussion
78
diese Kultivierung jedoch nicht mehr als Benchmark gesehen werden, da hier die Beleuchtung mit
weißem Licht stattfand. Nichtsdestotrotz zeigen diese Ergebnisse die Wichtigkeit der Anpassung der
Lichtqualität an die Anforderungen des zu kultiverenden photoautotrophen Mikroorganismus. Die
Ursachen für diese Steigerung wurden bereits in Kapitel 6.4.3 diskutiert. Bemerkenswert ist der
vergleichsweise einfache Transfer der Optimierungsergebnisse hinsichtlich der Lichtqualität auf das
intern beleuchtete WLE-basierte Kultivierungssystem.
DN
50
exte
rn
DN
15
0 B
lase
nsä
ule
DN
15
0 A
irlif
t
DN
15
0 A
irlif
t (f
arb
ig)
Le
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ng-Z
eit-A
usb
eu
te L
ZA
(g·W
-1·d
-1)
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
Abbildung 67: Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern beleuchtete Benchmark (DN50) und schrittweise Optimierung der internen Beleuchtung.
6.4.6. Energetische Betrachtung
Die wesentlichen energetischen Verluste vom Stromnetz bis letztendlich hin zu den Mikroalgen ist in
Abbildung 68 dargestellt. Die Verluste teilen sich auf in die Verluste des Netzteils (η1,a), des
Verstärkers (η1,b), der Energieübertragung vom Verstärkerausgang über die Sendespule des Reaktors
zu den WLEs (η2) und von dort auf die Umsetzung der elektrischen Leistung in Licht (η3) und
abschließend zu den Mikroalgen (η4). In Kapitel 5.3.7 konnte der Wirkungsgrad vom
Verstärkerausgang bis zu den WLEs (η2) zu etwa 77 bis 85 % ausgemacht werden und entspricht
somit in der Literatur beschriebenen Werten von 75 – 90 % [74, 97, 106]. Hierbei sind bereits die
Verluste in den Kondensatoren des Schwingkreises der Sendespulen sowie die Verluste in den
Sendespulen berücksichtigt. Diese konnten aber durch die Verwendung von Plattenkondensatoren mit
Luft als Dielektrikum sowie den Gebrauch von HF-Litze bereits a priori minimiert werden. Der
Wirkungsgrad der drahtlosen Energieübertragung ist im Wesentlichen von der der Kopplung der
Diskussion
79
Sende- und Empfängerspulen, sowie deren Güte abhängig [75]. Dieser Umstand wurde durch die
Wahl der Energieübertragungsfrequenz sowie der Wahl der Empfängerspule bereits berücksichtigt,
sodass hier nur geringfügig weiteres Optimierungspotential besteht. Die Umwandlung der elektrischen
Leistung in Licht (η3) ist Maßgeblich vom Wirkungsgrad der LED dominiert, auf welchen kaum
Einfluss genommen werden kann. Dennoch ergibt sich hier künftig einerseits durch effizientere LEDs
aber auch durch Regelung der aufgenommenen Leistung der WLE Optimierungspotential, um die
LEDs stets am optimalen Arbeitspunkt zu betreiben. Die Effizienz vom Licht zu den Mikroalgen ist
durch die Photosynthese bestimmt. Darauf wurde durch die Optimierung der notwendigen
Lichtwellenlänge in Kapitel 6.4.3 eingegangen.
Der kritischste Punkt entlang dieser Kette ist jedoch der Wirkungsgrad vom Stromnetz zum
Verstärkerausgang (η1), der sich aus dem Wirkungsgrad des Netzteils (η1,a) und des Verstärkers (η1,b)
selbst zusammensetzt. Für den verwendeten Forschungsverstärker wurde in Kapitel 5.3.7 ein
Wirkungsgrad η1 von 4 bis 10 % ausgemacht. Dieser geringe Wirkungsgrad ist zu erwarten, da der
Aufbau nicht hinsichtlich der Effizienz vom Hersteller optimiert ist, sondern gemäß seiner
konzipierten Anwendung im Forschungslabor hinsichtlich Stabilität, Zuverlässigkeit und Genauigkeit.
Der Aufbau eines eigenen Klasse-E Verstärkers inklusive Netzteil führt zu einem Wirkungsgrad von
über 65 % welcher sich mit 93 % auf den E-Klasse Verstärker und mit 70 % auf das Netzteil aufteilt.
Somit konnte gezeigt werden, dass für das Gesamtsystem der Energieübertragung vom Stromnetz zu
den WLEs relativ hohe Wirkungsgrade erreicht werden können. Eine weitere Optimierung
beispielsweise durch die Verwendung eines effizienteren Netzteils (HVGC-150, Fa. MeanWell,
Wirkungsgrad laut Hersteller 91 %) würde also zu einer Effizienz vom Netz bis zu den WLEs von bis
zu 72 % führen.
Abbildung 68: Übersicht der wesentlichen energetischen Verluste in der Kette vom Stromnetz bis zu den Mikroalgen
Die in Kapitel 5.3.7 beschriebene lineare Temperaturerhöhung von 19 auf 21 °C innerhalb von 1,5 h
entspricht einer Wärmeleistung von etwa 66 W bei einer Verstärkerausgangsleistung von 87 W. Dieser
Wärmestrom muss während der Kultivierung abgeführt werden oder kann zur Temperierung des
Kulturmediums genutzt werden. Der Unterschied zwischen Verstärkerausgangsleistung und
Wärmestrom resultiert zu einem geringen Teil aus den Verlusten in den Kondensatoren und Spulen
außerhalb des Reaktors, die somit nicht bzw. schwächer zur Erwärmung des Reaktors beitragen. Der
größte Teil wird durch nicht absorbiertes Licht abgedeckt, welches den Reaktor verlässt und somit
ebenfalls nicht zur Erwärmung beiträgt. Zudem ergibt sich durch die Begasung in Abhängigkeit des
Volumenstroms und der Feuchtigkeit der Luft eine Verdunstungskälte, die der Erwärmung entgegen
wirkt.
Diskussion
80
7. Abschließende Gesamtbeurteilung des Systems und
Ausblick Mit den Wireless Light Emittern konnte ein neuartiges Beleuchtungssystem für phototrophe
Mikroorganismen und pflanzliche Suspensionskulturen entwickelt werden. Es zeigte sich, dass das
System skalierbar ist und durch verschiedene Optimierungsschritte verbessert werden konnte. Im
Bereich der high-value Produkte kann das System ein hohes Potential aufweisen, jedoch sind hierfür
weitere Forschungsarbeiten notwendig.
Zum einen sollte ein scale-up des Airlift Reaktors auf einen Durchmesser von 300 mm und ein
Volumen von mindestens 150 l erfolgen, um einen Technikums-Maßstab zu erreichen. Zum anderen
muss überprüft werden, inwiefern sich die WLE zur Herstellung von high-value Produkten als
Pharmazeutika hinsichtlich der Validierung eignen und welche Veränderungen ggfs. notwendig wären.
Bezüglich der elektrotechnischen Seite bedarf es einer weiteren Optimierung der notwendigen
Verstärkerperipherie um einerseits die Verluste zu begrenzen und andererseits einen einfachen und
stabilen Betrieb zu gewährleisten. Hinsichtlich der WLE wäre eine Steuerung der Leistungsaufnahme
zielführend, um sicherzustellen, dass die LED stets am optimalen Arbeitspunkt betrieben wird.
Eine weitere Möglichkeit jenseits einer multi-purpose Anlage hin zu einem definierten System für ein
konkretes Produkt eröffnet Potential zur Maximierung des Prozesses hinsichtlich:
- Dichte des Mediums und somit Dichte der WLE bzw. notwendige Umlaufgeschwindigkeit des
Airlift Reaktors
- Leitfähigkeit des Mediums und somit Wahl der optimalen Resonanzfrequenz
- Optimierung der Lichtqualität
- Wahl der Empfängerspule angepasst an die Resonanzfrequenz und die verwendete LED
- Optimierung der Anzahl an WLE pro Volumen
Als weitere Option müssen Anwendungen jenseits der Photobiotechnologie in Betracht gezogen
werden, so zum Beispiel die photochemische Synthese von Pharmazeutika oder anderen
Wertprodukten.
Literaturverzeichnis
81
8. Literaturverzeichnis [1] Borowitzka, M. A., High-value products from microalgae-their development and
commercialisation. J. Appl. Phycol. 2013, 25, 743–756.
[2] Leu, S., Boussiba, S., Advances in the Production of High-Value Products by Microalgae. Ind.
Biotechnol. 2014, 10, 169–183.
[3] Santillan, C., Mass production of Spirulina. Experientia 1982, 38, 40–43.
[4] Barredo, F. J. L., Cabri, W., Costa, P. J., De, L. F. M. J. L., Diez, G. B., Marcos, R. A. T.,
Peiro, C. E., Rodriguez, S. M., Method of producing beta-carotene by means of mixed culture
fermentation using (+) and (-) strains of blakeslea trispora, Google Patents, 2009.
http://www.google.com/patents/EP1367131B1?cl=en (28.01.2016)
[5] Sprague, M., Walton, J., Campbell, P. J., Strachan, F. et al., Replacement of fish oil with a
DHA-rich algal meal derived from Schizochytrium sp. on the fatty acid and persistent organic
pollutant levels in diets and flesh of Atlantic salmon (Salmo salar, L.) post-smolts. Food
Chemistry 2015, 185, 413–421.
[6] De Jesus Raposo, M. F., De Morais, A. M. B., De Morais, R. M. S. C., Marine
polysaccharides from algae with potential biomedical applications. Marine Drugs 2015, 13,
2967–3028.
[7] Mader, J., Gallo, A., Schommartz, T., Handke, W., Nagel, C.-H., Günther, P., Brune, W.,
Reich, K., Calcium spirulan derived from Spirulina platensis inhibits herpes simplex virus 1
attachment to human keratinocytes and protects against herpes labialis, 2015.
[8] Naumann, I., Sulfoquinovosyldiacylglyceride - antiviral aktive Substanzen:
Sulfoquinovosyldiacylglycerides - antiviral active substances, 2009.
[9] Sperber, F. v., Antimikrobielles Potential phototropher Mikroorganismen - Screening und
Charakterisierung: Antimicrobial potential of phototrophic microorgansims - screening and
characterization, 2012.
[10] Gong, Y., Hu, H., Gao, Y., Xu, X. et al., Microalgae as platforms for production of
recombinant proteins and valuable compounds: Progress and prospects. Journal of Industrial
Microbiology and Biotechnology 2011, 38, 1879–1890.
[11] Niederkrüger, H., Dabrowska-Schlepp, P., Schaaf, A., Suspension Culture of Plant Cells
Under Phototrophic Conditions, in: Industrial Scale Suspension Culture of Living Cells, pp.
259–292, 2014.
[12] Wijffels, R. H., Kruse, O., Hellingwerf, K. J., Potential of industrial biotechnology with
cyanobacteria and eukaryotic microalgae. Current Opinion in Biotechnology 2013, 24, 405–
413.
[13] Surzycki, R., Greenham, K., Kitayama, K., Dibal, F. et al., Factors effecting expression of
vaccines in microalgae. Biologicals 2009, 37, 133–138.
[14] Fischer, R., Stoger, E., Schillberg, S., Christou, P. et al., Plant-based production of b
iopharmaceuticals. Current Opinion in Plant Biology 2004, 7, 152–158.
[15] Wilson, S. A., Roberts, S. C., Recent advances towards development and commercialization
of plant cell culture processes for the synthesis of biomolecules. Plant Biotechnology Journal
2012, 10, 249–268.
[16] Carvalho, A. P., Silva, S. O., Baptista, J. M., Malcata, F. X., Light requirements in microalgal
photobioreactors: An overview of biophotonic aspects. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2011, 89,
1275–1288.
[17] Molina Grima, E., Fernández, F. G. A., García Camacho, F., Chisti, Y., Photobioreactors:
Light regime, mass transfer, and scaleup. J. Biotechnol. 1999, 70, 231–247.
[18] Posten, C., Design principles of photo-bioreactors for cultivation of microalgae. Eng. Life Sci.
2009, 9, 165–177.
[19] Radzun, K. A., Wolf, J., Jakob, G., Zhang, E. et al., Automated nutrient screening system
enables high-throughput optimisation of microalgae production conditions. Biotechnol.
Biofuels 2015, 8.
[20] Grobbelaar, J. U., Algal Nutrition ‒ Mineral Nutrition, in: Handbook of Microalgal Culture,
Blackwell Publishing Ltd, pp. 95–115.
[21] Chen, G.-Q., Chen, F., Growing phototrophic cells without light. Biotechnol. Lett. 2006, 28,
607–616.
Literaturverzeichnis
82
[22] Markou, G., Vandamme, D., Muylaert, K., Microalgal and cyanobacterial cultivation: The
supply of nutrients. Water Res. 2014, 65, 186–202.
[23] Boussiba, S., Gibson, J., Ammonia translocation in cyanobacteria. FEMS Microbiol. Lett.
1991, 88, 1–14.
[24] Procházková, G., Brányiková, I., Zachleder, V., Brányik, T., Effect of nutrient supply status
on biomass composition of eukaryotic green microalgae. J. Appl. Phycol. 2014, 26, 1359–
1377.
[25] Azov, Y., Goldman, J. C., Free Ammonia Inhibition of Algal Photosynthesis in Intensive
Cultures. Applied and Environmental Microbiology 1982, 43, 735–739.
[26] Barsanti, L., Gualtieri, P., Algae: Anatomy, Biochemistry, and Biotechnology, Second Edition,
CRC Press, 2014.
[27] Drath, M., Kloft, N., Batschauer, A., Marin, K. et al., Ammonia triggers photodamage of
photosystem II in the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803. Plant Physiol. 2008,
147, 206–215.
[28] Jeanfils, J., Canisius, M.-F., Burlion, N., Effect of high nitrate concentrations on growth and
nitrate uptake by free-living and immobilized Chlorella vulgaris cells. J Appl Phycol 1993, 5,
369–374.
[29] Markou, G., Vandamme, D., Muylaert, K., Ammonia inhibition on Arthrospira platensis in
relation to the initial biomass density and pH. Bioresour. Technol. 2014, 166, 259–265.
[30] Moseley, J., Grossman, A. R., Phosphate Metabolism and Responses to Phosphorus
Deficiency, in: The Chlamydomonas Sourcebook 3-Vol set, Elsevier Inc, pp. 189–215.
[31] Hartley, A. M., House, W. A., Callow, M. E., Leadbeater, B. S. C., Coprecipitation of
phosphate with calcite in the presence of photosynthesizing green algae. Water Res. 1997, 31,
2261–2268.
[32] Hoffmann, J. P., Wastewater treatment with suspended and nonsuspended algae. J. Phycol.
1998, 34, 757–763.
[33] Lindberg, P., Melis, A., The chloroplast sulfate transport system in the green alga
Chlamydomonas reinhardtii. Planta 2008, 228, 951–961.
[34] Takahashi, H., Kopriva, S., Giordano, M., Saito, K., Hell, R., Sulfur assimilation in
photosynthetic organisms: Molecular functions and regulations of transporters and
assimilatory enzymes, 2011.
[35] Oren, A., Padan, E., Malkin, S., Sulfide inhibition of Photosystem II in cyanobacteria (blue-
green algae) and tobacco chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 1979, 546, 270–279.
[36] Becker, E. W., Microalgae: Biotechnology and Microbiology, Cambridge University Press,
1994.
[37] Stefels, J., Van Leeuwe, M. A., Effects of iron and light stress on the biochemical composition
of antarctic Phaeocystis sp. (Prymnesiophyceae). I. Intracellular DMSP concentrations. J.
Phycol. 1998, 34, 486–495.
[38] Estevez, M. S., Malanga, G., Puntarulo, S., Iron-dependent oxidative stress in Chlorella
vulgaris. Plant Sci. 2001, 161, 9–17.
[39] Sunda, W. G., Neil, M. P., Francois, M. M. M., Trace metal ion buffers and their use in
culture studies, in: Algal Culturing Techniques, pp. 35–63.
[40] Matsuda, Y., Williams, T. G., Colman, B., Quantification of the rate of CO2 formation in the
periplasmic space of microalgae during photosynthesis. A comparison of whole-cell rate
constants for CO2 and HCO3 - uptake among three species of the green alga Chlorella. Plant
Cell Environ. 1999, 22, 397–405.
[41] Moazami-Goudarzi, M., Colman, B., Changes in carbon uptake mechanisms in two green
marine algae by reduced seawater pH. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 2012, 413, 94–99.
[42] Suh, I. S., Lee, C.-G., Photobioreactor engineering: Design and performance. Biotechnol.
Bioprocess Eng. 2003, 8, 313–321.
[43] Béchet, Q., Shilton, A., Guieysse, B., Modeling the effects of light and temperature on algae
growth: State of the art and critical assessment for productivity prediction during outdoor
cultivation. Biotechnology Advances 2013, 31, 1648–1663.
Literaturverzeichnis
83
[44] Acién Fernández, F. G., García Camacho, F., Sánchez Pérez, J. A., Fernández Sevilla, J. M.
et al., A model for light distribution and average solar irradiance inside outdoor tubular
photobioreactors for the microalgal mass culture. Biotechnology and Bioengineering 1997, 55,
701–714.
[45] Cornet, J.-F., Dussap, C. G., Gros, J.-B., Binois, C. et al., A simplified monodimensional
approach for modeling coupling between radiant light transfer and growth kinetics in
photobioreactors. Chemical Engineering Science 1995, 50, 1489–1500.
[46] Heene-Würl, N., Messungen und Modellierung der Lichtverteilung in Algenkulturen.
Bachelorarbeit, Erlangen, 2014.
[47] Heining, M., Sutor, A., Stute, S. C., Lindenberger, C. P., Buchholz, R., Internal illumination
of photobioreactors via wireless light emitters: a proof of concept, 2014.
[48] Stephenson, P. G., Moore, C. M., Terry, M. J., Zubkov, M. V. et al., Improving
photosynthesis for algal biofuels: Toward a green revolution. Trends in Biotechnology 2011,
29, 615–623.
[49] Kianianmomeni, A., Hallmann, A., Algal photoreceptors: In vivo functions and potential
applications. Planta 2014, 239, 1–26.
[50] Dionisio, M. L., Tsuzuki, M., Miyachi, S., Blue light induction of carbonic anhydrase activity
In Chlamydomonas reinhardtii. Plant and Cell Physiology 1989, 30, 215–219.
[51] Bohne, F., Linden, H., Regulation of carotenoid biosynthesis genes in response to light in
Chlamydomonas reinhardtii. Biochimica et Biophysica Acta - Gene Structure and Expression
2002, 1579, 26–34.
[52] Borowitzka, M. A., Commercial production of microalgae: ponds, tanks, tubes and
fermenters. Journal of Biotechnology 1999, 70, 313–321.
[53] Pulz, O., Photobioreactors: Production systems for phototrophic microorganisms. Applied
Microbiology and Biotechnology 2001, 57, 287–293.
[54] Walter, C., Steinau, T., Gerbsch, N., Buchholz, R., Monoseptic cultivation of phototrophic
microorganisms - Development and scale-up of a photobioreactor system with thermal
sterilization. Biomolecular Engineering 2003, 20, 261–271.
[55] Zittelli, G. C., Biondi, N., Rodolfi, L., Tredici, M. R., Photobioreactors for Mass Production
of Microalgae, in: Handbook of Microalgal Culture: Applied Phycology and Biotechnology,
pp. 225–266.
[56] Olivieri, G., Salatino, P., Marzocchella, A., Advances in photobioreactors for intensive
microalgal production: Configurations, operating strategies and applications. Journal of
Chemical Technology and Biotechnology 2014, 89, 178–195.
[57] Heining, M., Buchholz, R., Photobioreactors with internal illumination - A survey and
comparison, Wiley-VCH Verlag, 2015.
[58] Glemser, M., Heining, M., Schmidt, J., Becker, A., Garbe, D., Buchholz, R., Brück, T.,
Application of light-emitting diodes (LEDs) in cultivation of phototrophic microalgae: current
state and perspectives, 2015.
[59] Sodagar, A. M., Amiri, P. (Ed.), Capacitive coupling for power and data telemetry to
implantable biomedical microsystems, 2009.
[60] Hannan, M. A., Mutashar, S., Samad, S. A., Hussain, A., Energy harvesting for the
implantable biomedical devices: Issues and challenges. Biomed. Eng. Online 2014, 13.
[61] Culurciello, E., Andreou, A. G., Capacitive inter-chip data and power transfer for 3-D VLSI.
IEEE Trans. Circuits Syst. Express Briefs 2006, 53, 1348–1352.
[62] Hayashi, N., Yasutomi, R., Kasai, E., Development of dispersed-type sonophotocatalytic
process using piezoelectric effect caused by ultrasonic resonance. Ultrason. Sonochem. 2010,
17, 884–891.
[63] Zhu, Y., Moheimani, S. O. R., Yuce, M. R., Ultrasonic energy transmission and conversion
using a 2-D MEMS resonator. IEEE Electron Device Lett 2010, 31, 374–376.
[64] Si, P., Hu, A. P., Malpas, S., Budgett, D., A frequency control method for regulating wireless
power to implantable devices. IEEE Trans. Biomed. Circuits Syst. 2008, 2, 22–29.
[65] Kurs, A., Karalis, A., Moffatt, R., Joannopoulos, J. D. et al., Wireless power transfer via
strongly coupled magnetic resonances. Science 2007, 317, 83–86.
Literaturverzeichnis
84
[66] Cannon, B. L., Hoburg, J. F., Stancil, D. D., Goldstein, S. C., Magnetic resonant coupling as a
potential means for wireless power transfer to multiple small receivers. Power Electronics,
IEEE Transactions on 2009, 24, 1819–1825.
[67] Stielau, O. H., Covic, G. A. (Ed.), Design of loosely coupled inductive power transfer systems,
IEEE, 2000.
[68] Wang, C.-S., Stielau, O. H., Covic, G. A., Design considerations for a contactless electric
vehicle battery charger. IEEE Trans Ind Electron 2005, 52, 1308–1314.
[69] Ko, W. H., Liang, S. P., Fung, C. D. F., Design of radio-frequency powered coils for implant
instruments. Med. Biol. Eng. Comput. 1977, 15, 634–640.
[70] Han, S., Wentzloff, D. D. (Ed.), Wireless power transfer using resonant inductive coupling for
3D integrated ICs, 2010.
[71] Carta, R., Tortora, G., Thoné, J., Lenaerts, B. et al., Wireless powering for a self-propelled
and steerable endoscopic capsule for stomach inspection. Biosens. Bioelectron. 2009, 25, 845–
851.
[72] Li, H., Li, J., Wang, K., Chen, W. et al., A maximum efficiency point tracking control scheme
for wireless power transfer systems using magnetic resonant coupling. IEEE Trans Power
Electron 2015, 30, 3998–4008.
[73] Kuipers, J., Bruning, H., Bakker, S., Rijnaarts, H., Near field resonant inductive coupling to
power electronic devices dispersed in water. Sens Actuators A Phys 2012, 178, 217–222.
[74] Kuipers, J., Porada, S., Wireless desalination using inductively powered porous carbon
electrodes. Separation and Purification Technology 2013, 120, 6-11.
[75] Czarnecki, A. E., Efficient Inductively Coupled Resonant Power Transfer for an Implantable
Electroencephalography Recording Device. ProQuest Dissertations and Theses 2012, 99.
[76] Pilla, A. A., Markov, M. S., Bioeffects of weak electromagnetic fields. Reviews on
Environmental Health 1994, 10, 155–170.
[77] Lipiec, J., Janas, P., Barabasz, W., Effect of oscillating magnetic field pulses on the survival
of selected microorganisms. International Agrophysics 2004, 18, 325–328.
[78] Hofmann, G. A., Deactivation of microorganisms by an oscillating magnetic field, Google
Patents, 1985. http://www.google.com/patents/US4524079.
[79] Haile, M., Pan, Z., Gao, M., Luo, L., Efficacy in microbial sterilization of pulsed magnetic
field treatment. International Journal of Food Engineering 2008, 4.
[80] Harte, F., San Martin, M. F., Lacerda, A. H., Lelieveld, H. L. M. et al., Potential use of 18
tesla static and pulsed magnetic fields on Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae.
Journal of Food Processing and Preservation 2001, 25, 223–235.
[81] San Martín, M. F., Harte, F. M., Lelieveld, H., Barbosa-Cánovas, G. V. et al., Inactivation
effect of an 18-T pulsed magnetic field combined with other technologies on Escherichia coli.
Innovative Food Science and Emerging Technologies 2001, 2, 273–277.
[82] Small, D. P., Hüner, N. P. A., Wan, W., Effect of static magnetic fields on the growth,
photosynthesis and ultrastructure of Chlorella kessleri microalgae. Bioelectromagnetics 2012,
33, 298–308.
[83] Wang, H.-Y., Zeng, X.-B., Guo, S.-Y., Li, Z.-T., Effects of magnetic field on the antioxidant
defense system of recirculation-cultured Chlorella vulgaris. Bioelectromagnetics 2008, 29, 39–
46.
[84] Tambiev, A.Kh. and Skalny, A.V., Electromagnetic radiation and life: Bioelementological
point of view. Biophysics 2012, 193–220.
[85] Hunt, R. W., Zavalin, A., Bhatnagar, A., Chinnasamy, S. et al., Electromagnetic
biostimulation of living cultures for biotechnology, biofuel and bioenergy applications.
International Journal of Molecular Sciences 2009, 10, 4515–4558.
[86] Nakasono, S., Ikehata, M., Dateki, M., Yoshie, S. et al., Intermediate frequency magnetic
fields do not have mutagenic, co-mutagenic or gene conversion potentials in microbial
genotoxicity tests. Mutation Research - Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis
2008, 649, 187–200.
[87] Bronnenmeier, R., Maerkl, H., Hydrodynamic stress capacity of microorganisms.
Biotechnology and Bioengineering 1982, 24, 553–578.
[88] Gudin, C., Chaumont, D., Cell fragility - The key problem of microalgae mass production in
closed photobioreactors. Bioresource Technology 1991, 38, 145–151.
Literaturverzeichnis
85
[89] Leupold, M., Hindersin, S., Gust, G., Kerner, M. et al., Influence of mixing and shear stress
on Chlorella vulgaris, Scenedesmus obliquus, and Chlamydomonas reinhardtii. Journal of
Applied Phycology 2013, 25, 485–495.
[90] Sobczuk, T. M., Camacho, F. G., Grima, E. M., Chisti, Y., Effects of agitation on the
microalgae Phaeodactylum tricornutum and Porphyridium cruentum. Bioprocess and
Biosystems Engineering 2006, 28, 243–250.
[91] Thomas, W. H., Gibson, C. H., Effects of small-scale turbulence on microalgae. Journal of
Applied Phycology 1990, 2, 71–77.
[92] Mitsuhashi, S., Hosaka, K., Tomonaga, E., Muramatsu, H. et al., Effects of shear flow on
photosynthesis in a dilute suspension of microalgae. Applied Microbiology and Biotechnology
1995, 42, 744–749.
[93] Lucumi Hernandez, S. A., Prozesstechnische Optimierung des Molecular Farming
glykosylierter Proteine in Photo-Bioreaktoren mit dem Moos Physcomitrella patens,
Karlsruhe, Univ.-Verl. Karlsruhe, 2008.
[94] Lucumi, A., Posten, C., Pons, M.-N., Image analysis supported moss cell disruption in photo-
bioreactors. Plant Biology 2005, 7, 276–282.
[95] Sergejevová, M., Malapascua, J. R., Kopecký, J., Masojídek, J., Photobioreactors with
Internal Illumination, in: Prokop, A., Bajpai, K. R., Zappi, E. M. (Ed.). Algal Biorefineries:
Volume 2: Products and Refinery Design, Springer International Publishing, Cham, pp. 213–
236.
[96] Ogbonna, J. C., Yada, H., Masui, H., Tanaka, H., A novel internally illuminated stirred tank
photobioreactor for large- scale cultivation of photosynthetic cells. Journal of Fermentation
and Bioengineering 1996, 82, 61–67.
[97] Boeij, J. de, Lomonova, E., Duarte, J. L., Vandenput, A. J. A., Contactless power supply for
moving sensors and actuators in high-precision mechatronic systems with long-stroke power
transfer capability in x-y plane. Sensors and Actuators, A: Physical 2008, 148, 319–328.
[98] Becker, S., Sokolichin, A., Eigenberger, G., Gas-liquid flow in bubble columns and loop
reactors: Part II. Comparison of detailed experiments and flow simulations. Chemical
Engineering Science 1994, 49, 5747–5762.
[99] Sokolichin, A., Eigenberger, G., Gas-liquid flow in bubble columns and loop reactors: Part I.
Detailed modelling and numerical simulation. Chemical Engineering Science 1994, 49, 5735–
5746.
[100] Oldenhof, H., Zachleder, V., Van Den Ende, H., Blue- and red-light regulation of the cell
cycle in Chlamydomonas reinhardtii (Chlorophyta). European Journal of Phycology 2006, 41,
313–320.
[101] Beel, B., Prager, K., Spexard, M., Sasso, S. et al., A flavin binding cryptochrome
photoreceptor responds to both blue and red light in Chlamydomonas reinhardtii. Plant Cell
2012, 24, 2992–3008.
[102] Cordero, B. F., Obraztsova, I., Couso, I., Leon, R. et al., Enhancement of Lutein Production
in Chlorella sorokiniana (Chorophyta) by Improvement of Culture Conditions and Random
Mutagenesis. Marine Drugs 2011, 9, 1607–1624.
[103] Baer, S., Heining, M., Schwerna, P., Buchholz, R. et al., Optimization of spectral light quality
for growth and product formation in different microalgae using a continuous photobioreactor.
Algal Research, 2016.
[104] Lenaerts, B., Puers, R., An inductive power link for a wireless endoscope. Biosensors and
Bioelectronics 2007, 22, 1390–1395.
[105] Kuipers, J., Bruning, H., Yntema, D., Bakker, S. et al., Self-capacitance and resistive losses of
saline-water-filled inductors. IEEE Trans Ind Electron 2014, 61, 2356–2361.
[106] Casanova, J. J., Low, Z. N., Lin, J., A loosely coupled planar wireless power system for
multiple receivers. IEEE Transactions on Industrial Electronics 2009, 56, 3060–3068.
[107] Javanmardian, M., Palsson, B. O., High-density photoautotrophic algal cultures: Design,
construction, and operation of a novel photobioreactor system. Biotechnology and
Bioengineering 1991, 38, 1182–1189.
Literaturverzeichnis
86
[108] Matsunaga, T., Takeyama, H., Sudo, H., Oyama, N. et al., Glutamate production from CO2
by Marine Cyanobacterium Synechococcus sp. - Using a Novel Biosolar Reactor Employing
Light-Diffusing Optical Fibers. Applied Biochemistry and Biotechnology 1991, 28-29, 157–
167.
[109] An, J.-Y., Kim, B.-W., Biological desulfurization in an optical-fiber photobioreactor using an
automatic sunlight collection system. Journal of Biotechnology 2000, 80, 35–44.
[110] Jacobi, A., Bucharsky, E. C., Schell, K. G., Habisreuther, P., Oberacker, P., Hoffmann, M. J.,
Zarzalis, N., Posten, C., The Application of Transparent Glass Sponge for Improvement of
Light Distribution in Photobioreactors. Journal of Bioprocessing & Biotechniques 2012, 2.
[111] Xue, S., Zhang, Q., Wu, X., Yan, C. et al., A novel photobioreactor structure using optical
fibers as inner light source to fulfill flashing light effects of microalgae. Bioresource
Technology 2013, 138, 141–147.
[112] Suh, I. S., Lee, S. B., Cultivation of a cyanobacterium in an internally radiating air-lift p
hotobioreactor. Journal of Applied Phycology 2001, 13, 381–388.
[113] Suh, I. S., Lee, S. B., Optimization of radiator position in an internally radiating
photobioreactor: A model simulation study. Journal of Microbiology and Biotechnology 2003,
13, 789–793.
Anhang
87
9. Anhang
9.1. Anhang I
- Tris-Minimal (TP) Medium
Tabelle 10: Zusammensetzung des TP-Mediums
Komponente Menge
Tris-Base 2,42 g
TAP-Salt 25 ml
Phosphatlösung 375 µl
Hunter Trace Element 1 ml
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
pH auf 7,0 einstellen
Tabelle 11: TAP-Salt für TP Medium
Komponente Menge
NH4Cl 15 g
MgSO4 · 7 H2O 4,0 g
CaCl2 · 2 H2O 2,0 g
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
Tabelle 12: Phosphatlösung für TP Medium
Komponente Menge
K2HPO4 28,8 g
KH2PO4 14,4 g
VE-H2O auf 100 ml auffüllen
Tabelle 13: Hutner Trace Element für TP Medium
Komponente Masse (g) VE-H2O (ml)
Na2EDTA 50 250
ZnSO4 · 7 H2O 22 100
H3BO3 11,4 200
MnCl2 · 4 H2O 5,06 50
CoCl2 · 6 H2O 1,61 50
CuSO4 · 5 H2O 1,57 50
(NH4)6Mo7O24 · 4 H2O 1,10 50
FeSO4 · 7 H2O 4,99 50
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
pH mit KOH auf 6,7 einstellen
- Tris-Acetat-Phosphat (TAP) Medium
Vgl. Tris-Minimal (TP) Medium + 1 ml Essigsäure
Anhang
88
- Spirul Medium
Tabelle 14: Lösung 1 für Spirul Medium
Komponente Menge
NaHCO3 13,61 g
Na2CO3 4,03 g
K2HPO4 0,50 g
VE-H2O auf 500 ml auffüllen
Tabelle 15: Lösung 2 für Spirul Medium
Komponente Menge
NaNO3 2,50 g
K2SO4 1,00 g
NaCl 1,00 g
MgSO4 · 7 H2O 0,20 g
CaCl2 · 2 H2O 0,04 g
FeSO4 · 7 H2O 0,01 g
EDTA 0,08 g
Mikronährlösung 5,0 ml
VE-H2O auf 500 ml auffüllen
Tabelle 16: Mikronährlösung für Spirul Medium
Komponente Stammlösung (g/100 ml) Menge
ZnSO4 · 7 H2O 0,1 1 ml
MnSO4 · 4 H2O 0,1 2 ml
H3BO3 0,2 5 ml
Co(NO3)2 · 6 H2O 0,02 5 ml
Na2MoO4 · 2 H2O 0,02 5 ml
CuSO4 · 5 H2O 0,0005 1 ml
FeSO4 · 7 H2O 0,7 g
EDTA 0,8 g
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
Separates Autoklavieren von Lösung 1 & 2. Nach dem Abkühlen die beiden Lösungen
vereinigen und 5·10-6 g·l-1 Vitamin B12 zugeben.
- Arnon Medium
Tabelle 17: Zusammensetzung des Arnon Mediums
Komponente Menge
MgSO4 · 7 H2O 0,124 g
CaCl2 · 2 H2O 0,015 g
K2HPO4 0,7 g
NaCl 0,117 g
NaNO3 1,7 g
Mikronährlösung 5,0 ml
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
Tabelle 18: Mikronährlösung für Arnon Medium
Komponente Stammlösung (g/100 ml) Menge
ZnSO4 · 7 H2O 0,1 1 ml
MnSO4 · 4 H2O 0,1 2 ml
H3BO3 0,2 5 ml
Co(NO3)2 · 6 H2O 0,02 5 ml
Na2MO4 · 2 H2O 0,02 5 ml
CuSO4 · 5 H2O 0,0005 1 ml
FeSO4 · 7 H2O 0,7 g
EDTA 0,8 g
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
Anhang
89
- Artificial Seawater Medium ASW (2)
Tabelle 19: Zusammensetzung des ASW(2) Mediums
Komponente Menge
NaCl 27 g
MgSO4*7 H2O 6,6 g
MgCl2*6 H2O 5,6 g
CaCl2*2 H2O 1,5 g
KNO3 1,0 g
KH2PO4 0,07 g
NaHCO3 0,04 g
Tris-HCl-Puffer 20 ml
Spurenelementlösung 1 ml
FeCl3 Lösung 1 ml
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
pH auf 7,6 einstellen
Tabelle 20: Tris-HCl-Puffer für ASW(2)
Komponente Menge
Tris-(hydroxymethyl)-aminomethan 12,114 g
mit HCl auf pH = 7,6 einstellen
VE-H2O Auf 100 ml auffüllen
Tabelle 21: Spurenelementlösung für ASW(2)
Komponente Menge
ZnCl2 4,00 mg
H3BO3 60,0 mg
CoCl2 · 6 H2O 1,50 mg
CuCl2 · 2 H2O 4,00 mg
MnCl2 · 4 H2O 40,0 mg
(NH4)6Mo7O24 · 4 H2O 37,0 mg
VE-H2O auf 100 ml auffüllen
Tabelle 22: Eisenchloridlösung für ASW(2)
Komponente Stammlösung Menge
FeCl3 · 4 H2O 240,0 mg
Na2EDTA 0,5 M 100 ml
pH auf 7,6 mit 10%iger Natronlauge einstellen
- Modifiziertes Knop Medium
Tabelle 23: Zusammensetzung des mod. Knop Mediums
Komponente Menge
K2HPO4 0,25 g
KCl 0,25 g
MgSO4 · 7 H2O 0,25 g
Ca(NO3)2 1,00 g
FeSO4 · 7 H2O 12,5 mg
VE-H2O auf 1000 ml auffüllen
pH auf 5,8 einstellen
Anhang
90
9.2. Anhang II
Abbildung 69: Oszillator-Verstärker-Schaltung
Anhang
91
Abbildung 70: Schematischer Schaltplan des Klasse-E Verstärkers inkl. Ersatzschaltbild für eine beliebige Anzahl (N) an WLE
Anhang
92
Abbildung 71: Schaltplan WLE 1.0 (A), Schaltplan WLE 2.0 (B), Übersicht über die beiden WLE Typen 1.0 und 2.0 (C), Emissionsspektren der warmweißen, roten und blauen LED (D), Transmissionsspektrum einer 1,5mm dicken APEC 1745 Platte (E).
9.3. Anhang III Tabelle 24: Chemikalienverzeichnis
Komponente Formel Hersteller Artikelnummer
Ammoniumchlorid NH4Cl Roth 5470.1
Ammoniummolybdat (NH4)6Mo7O24 · 4 H2O Merck 1.59050
Borsäure H3BO3 Merck 1.00165
Calciumchlorid CaCl2 · 2 H2O Fluka 21101
Calciumnitrat Ca(NO3)2 Roth P740.1
Cobaltchlorid CoCl2 · 6 H2O Merck 1.59242
Cobaltnitrat Co(NO3)2 · 6 H2O Fluka 60833
Di-Kaliumhydrogenphosphat K2HPO4 Merck 1.05101
Eisenchlorid FeCl3 · 4 H2O Merck 1.03943
Eisensulfat FeSO4 · 7 H2O Merck 1.03965
Kaliumchlorid KCl Roth P017.2
Kalium-di-hydrogenphosphat KH2PO4 Merck 1.04873
Kaliumnitrat KNO3 Merck 1.05063
Kaliumsulfat K2SO4 Roth P022.1
Kupferchlorid CuCl2 · 2 H2O Merck 1.02733
Kupfersulfat CuSO4 · 5 H2O Merck 1.59253
Magnesiumchlorid MgCl2 · 6 H2O Merck 1.05833
Magnesiumsulfat MgSO4 · 7 H2O Merck 1.05882
Manganchlorid MnCl2 · 4 H2O Merck 1.05927
Mangansulfat MnSO4 · 4 H2O Merck 1.02786
Natriumcarbonat Na2CO3 Merck 1.06392
Natriumchlorid NaCl Fluka 71381
Natrium-EDTA Merck 1.08421
Natriumhydrogencarbonat NaHCO3 Merck 1.04873
Natriummolybdat Na2MoO4 · 2 H2O Merck 1.06521
Natriumnitrat NaNO3 Merck 1.06537
Tris-(hydroxymethyl)-aminomethan Merck 1.08387
Zinkchlorid ZnCl2 Merck 1.08816
Zinksulfat ZnSO4 · 7 H2O Merck 1.08883
Anhang
93
9.4. Geräteverzeichnis
Bezeichnung Firma Modell
pH-Elektrode Mettler-Toledo InLab 410
pH-Meter Mettler-Toledo MP 220
Leitfähigkeitssonde WTW Cond 340i
Lichtsensor LiCOR LI190
sphärische Mikroquanten Sensor Walz US-SQS/L
Photometer Analytik Jena Specord 210
LCR-Meter Peaktech 2170
Impedance Analyzer Agilent 4284A
Stromzange Aim I-prober 520
Spannungstastkopf Testec HVP-15HF 1000:1
Oszilloskop Rhode & Schwarz Hameg HM01024
Mikroskop Zeiss Axiolab
Verstärker RF Power Amplifier 1140 LA
Anhang
94
9.5. Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Übersicht der von Algen benötigten Mikro- und Makroelemente, deren
Konzentrationsbereich im Medium sowie die Elementarzusammensetzung der
Biomasse (nach [20])………………………………………………………………..…2
Tabelle 2: Übersicht verschiedener künstlicher Lichtquellen und derer Eigenschaften (nach
[16])…………………………………………………………………………………...12
Tabelle 3: Übersicht der verwendeten Mikroorganismen und Zellkulturen……………………..17
Tabelle 4: Bespulung der verwendeten Photobioreaktoren. Spulenposition vom Reaktorboden aus
gemessen. *)1 jeweils in Reihe geschaltet……………………………………………..21
Tabelle 5: Übersicht der erreichten spezifischen Wachstumsrate µ und der
Biotrockenmassekonzentration cBTM mit und ohne den Einfluss eines wechselnden
Magnetfelds. *) Biotrockenmassebildung d(cBTM)/dt in mg·l-1·h-1; **) optische Dichte
bei 750nm……………………………………………………………………………..30
Tabelle 6: Parameter für die Kultivierung in intern oder extern beleuchteten Blasensäulen
verschiedener Durchmesser………………………………………………………......42
Tabelle 7: Übersicht der spezifischen Wachstumsraten µ, der Raum-Zeit-Ausbeuten RZA sowie
der Leistungs-Zeit-Ausbeute LZA für die Kultivierung von C. reinhardtii in
Blasensäulen verschiedener Durchmesser mit externer oder interner Beleuchtung….43
Tabelle 8: Übersicht der Raum-Zeit-Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii unter dem Einfluss
verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen. TP-Medium, T = 25 °C,
PPFDGesamt = 100 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………51
Tabelle 9: Gerätefehler bei den verwendeten Messungen……………………………………….57
Tabelle 10: Zusammensetzung des TP-Mediums…………………………………………………87
Tabelle 11: TAP-Salt für TP Medium……………………………………………………….…….87
Tabelle 12: Phosphatlösung für TP Medium……………………………………………….……..87
Tabelle 13: Hutner Trace Element für TP Medium……………………………………………….87
Tabelle 14: Lösung 1 für Spirul Medium………………………………………………………….88
Tabelle 15: Lösung 2 für Spirul Medium………………………………………………………….88
Tabelle 16: Mikronährlösung für Spirul Medium…………………………………………………88
Tabelle 17: Zusammensetzung des Arnon Mediums……………………………………………...88
Tabelle 18: Mikronährlösung für Arnon Medium…………………………………………………88
Tabelle 19: Zusammensetzung des ASW(2) Mediums……………………………………………89
Tabelle 20: Tris-HCl-Puffer für ASW(2)………………………………………………………….89
Tabelle 21: Spurenelementlösung für ASW(2)……………………………………………………89
Tabelle 22: Eisenchloridlösung für ASW(2)………………………………………………………89
Tabelle 23: Zusammensetzung des mod. Knop Mediums………………………………………...89
Tabelle 24: Chemikalienverzeichnis………………………………………………………………92
Anhang
95
9.6. Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Wireless Light Emitter (A), intern beleuchteter Photobioreaktor (B,C)…...……...….IV
Abbildung 2: Ammonium – Ammoniak – Gleichgewicht in Abhängigkeit des pH-Wertes bei 25 °C
[22]......…………………………………………………………………...….…………3
Abbildung 3: Zyklus der Photoreduktion von Eisenchelaten [39]……………………..…………..…5
Abbildung 4: CO2-Puffersystem und Mechanismen der Aufnahme des anorganischen Kohlenstoffs
[22]……………………………...……………………………………………...……....6
Abbildung 5: Schematische P-I-Kurve für Mikroalgen………………………………………………6
Abbildung 6: Abhängigkeit der Lichttransmission von der Biotrockenmasse und dem Abstand zur
beleuchteten Oberfläche (eigene Messungen [46, 47])…………………………..…….7
Abbildung 7: Einteilung geschlossener Photobioreaktoren nach Posten [18] in flat-plate- (Links),
Blasensäulen- (Mitte) und Röhrenreaktoren (Rechts)……………………………….....9
Abbildung 8: Einteilung von intern beleuchteten Photobioreaktoren nach der Art der verwendeten
lichtemittierenden Elemente……………………………………………….………….10
Abbildung 9: Vergleich verschiedener intern beleuchteter Photobioreaktoren anhand ihres
Oberfläche-zu-Volumenverhältnisses bezogen auf den Volumenverlust durch die
lichtemittierenden Elemente………….……………………………………………….11
Abbildung 10: System zur Abwasseraufbereitung bestehend aus Sendespulen um einen Rohrreaktor
(1) und mehreren Empfängerspulen mit UV-LED (2), die induktiv mit Energie
versorgt werden (A) ([73]). Miniaturisiertes, frei steuerbares Endoskop zur gerichteten
Magenuntersuchung (B) [71])………………………………………………………...15
Abbildung 11: Schematischer Messaufbau zur Optimierung der Empfängerspule der Wireless Light
Emitter……………………………………………...…………………………………19
Abbildung 12: Schematische Zeichnung der 1-L Blasensäule (A), 30-L Blasensäule (B), 15-L
Blasensäule (C) und des 15-L Airlift Reaktors. Für den Fall der internen Beleuchtung
ist die Bespulung eingezeichnet, im extern beleuchteten Fall gilt der gleiche Aufbau
ohne Spulen. Alle Bemaßungen in Millimeter………………………………………..21
Abbildung 13: Schematischer Aufbau für den Betrieb der 15-L Blasensäule mit interner
Beleuchtung…………………………………………………………………………...22
Abbildung 14: Aufbau zur Untersuchung des Einflusses wechselnder elektromagnetischer Felder auf
phototrophe Mikroorganismen und Zellkulturen. Links: Photobioreaktor Screening
Modul mit Helmholtz-Spulen zur Erzeugung eines wechselnden Magnetfelds
umwickelt. Rechts: Kontroll-Reaktor mit schwarzer Folie teilweise abgedunkelt…...23
Abbildung 15: Verteilung des wechselnden Magnetfelds (f = 180 kHz) über den Reaktorquerschnitt
auf Höhe einer Spule (links) und zwischen zwei Spulen (rechts). Messpositionen (●).
Glättung durch Origin 9.0 (Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl 1000,
Parameter zum Glätten 0,0001)……………………………………………………….24
Abbildung 16: Methode zur Bestimmung der WLE Verteilung im Reaktor. Durchlaufen einer
Sendespule L1 von einem WLE-Schwarm (links). Induktivität der Sendespule L1 zu
den verschiedenen Zeitpunkten tn…………………………………………………….25
Abbildung 17: Kultivierung von Arthrospira platensis mit und ohne Magnetfeld. Optische Dichte:
Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycocyaninkonzentration: Kontrolle (□), mit
Magnetfeld (■). Spirulina Medium, T = 30 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,
V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………………………………………..28
Abbildung 18: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne Magnetfeld. Optische
Dichte: Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●); Phycoerythrinkonzentration: Kontrolle (□),
mit Magnetfeld (■). ASW (2) Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,
V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………………………………………..28
Anhang
96
Abbildung 19: Kultivierung von Chromochloris zofingiensis mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○),
mit Magnetfeld (●). Arnon Medium, T = 25 °C, PPFD = 460 µmol·m-2·s-1 (ab
tK = 192h PPFD = 690 µmol·m-2·s-1), V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………..28
Abbildung 20: Kultivierung von Physcomitrella patens mit und ohne Magnetfeld. Kontrolle (○), mit
Magnetfeld (●). Mod. Knop Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,
V̇ = 0,5 l·min-1,φCO2 = 0,01…………………………………………………………...28
Abbildung 21: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT137c mit und ohne Magnetfeld.
Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). TP-Medium, T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1,
V̇ = 0,5 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………………………………………………..29
Abbildung 22: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6 mit und ohne
Magnetfeld. Kontrolle (○), mit Magnetfeld (●). Fluoreszenzintensität IF (λex = 355 nm,
λem = 460 nm) als Maß für den 4-Methyl-Umbelliferon Umsatz durch rekombinante β-
Glucoronidase Kontrolle (□), mit Magnetfeld (■). TAP-Medium + Hygromycin B
(25 µg·ml-1), T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 0,5 l·min-1…………………29
Abbildung 23: Kultivierung von Chlamydomonas reinhardtii WT13c mit und ohne 125 WLE bei
externer Beleuchtung. Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). TP-Medium, T = 25 °C,
PPFD = 170 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO2 = 0,03………………...……………31
Abbildung 24: Kultivierung von Porphyridium purpureum mit und ohne 125 WLE bei externer
Beleuchtung. Optische Dichte: Kontrolle (○), mit 125 WLE (●). ASW (2) Medium,
T = 25 °C, PPFD = 150 µmol·m-2·s-1, V̇ = 1,0 l·min-1, φCO2 = 0,03…………………..31
Abbildung 25: Mikroskopische Aufnahmen von Physchomitrella patens und Arthrospira platenis
nach der Innokulation (A und C) und nach 24 h (B und D) in einem extern
beleuchteten Photobioreaktor-Screening-Modul unter dem mechanischen Einfluss von
125 Wireless Light Emittern. Begasungsrate V̇ = 1,0 l·min-1………………………...32
Abbildung 26: Nutzen mit Baugruppen die von je vier Stegen gehalten werden (links). Baugruppe
nach der Vereinzelung (rechts oben und unten)………………………………………34
Abbildung 27: Massensummenverteilung Qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113)……………...34
Abbildung 28: Massendichteverteilung qm der vereinzelten Baugruppen (N = 113)…………………34
Abbildung 29: Effektiv wirkender Druck auf die Wireless Light Emitter in Abhängigkeit der
Temperatur. Absolutdruck im Wireless Light Emitter (···), Absolutdruck im
Autoklaven (- - -), Effektivdruck auf die WLE ( )…………………………………..36
Abbildung 30: Abhängigkeit der Lichtstärke vom Winkel zwischen dem Wireless Light Emitter und
der Magnetfeldebene (gemessen bei B = 1 mT)……………………………………...37
Abbildung 31: Einfluss des Abstands zweier Empfängerspulen (Bourns SDR 0403 100ML) auf die
gegenseitige Kopplung………………………………………………………………..38
Abbildung 32: Schnittzeichnung der oberen und unteren Halbschale für die Verkapselung (A).
Explosionsdarstellung des Wireless Light Emitters (B). Schnittzeichnung des Wireless
Light Emitters (C). Foto des Wireless Light Emitters (D)……………………………39
Abbildung 33: Einfluss des Autoklavierens auf die Masse der Wireless Light Emitter (N = 20)……40
Abbildung 34: Einfluss des Autoklavierens auf die Lichtintensität der Wireless Light Emitter
(N = 20)……………………………………………………………………………….40
Abbildung 35: Dichtesummen- (hellgrau) und –dichteverteilung (grau schraffiert) der Wireless Light
Emitter (N = 120) sowie Angabe der entsprechenden äquivalenten Konzentration einer
NaCl-Lösung bei 20, 25 und 30 °C…………………………………………………...40
Abbildung 36: Biofouling an Wireless Light Emittern verursacht durch verschiedene phototrophe
Spezies und Möglichkeiten für dessen Entfernung...………………………………...41
Anhang
97
Abbildung 37: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser
mit externer oder interner Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro
Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. D = 50 mm, extern (○);
D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■);
D = 300 mm, intern (▲). Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form
y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)...………………………………………………….…………….42
Abbildung 38: Flüssigkeitsgeschwindigkeit im Riser (●) und Downcomer (○) in Abhängigkeit der
Gasleerrohrgeschwindigkeit im Riser. Der Pfeil deutet den Punkt an, bei dem eine
vollkommene Ausgasung im Kopfbereich nicht mehr stattfindet…………………….44
Abbildung 39: relative Änderung der Induktivität durch die Wireless Light Emitter entlang der Höhe
des Reaktors als Maß für deren Verteilung. Blasensäulenreaktor mit 7,5 l·min-1
Begasung (○), Blasensäulenreaktor mit 15 L·min-1 Begasung (□), Airlift Reaktor mit
7,5 l·min-1 Begasung (●). Reaktorfüllhöhe zmax = 0,9 m, Anzahl WLE NWLE = 1439..45
Abbildung 40: relative Lichtintensität in der Reaktormitte für z = 0,8 m in der Blasensäule (○) und im
Airlift Reaktor (●)…………………………………………………………………….46
Abbildung 41: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem intern beleuchteten Airiftreaktor (■)
im Vergleich zur extern beleuchteten Blasensäulen mit D = 50 mm (○) und einer
intern beleuchteten Blasensäule mit D = 150 mm (●) bei gleichem elektrischen
Leistungseintrag pro Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die
gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)……………….47
Abbildung 42: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivirung von P patens in
einem Airlift Reaktor bzw. Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem
elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohres zum Zeitpunkt
t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1
T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,01………………………………………………..48
Abbildung 43: Mikroskopische Aufnahmen von P. patens im Airlift Betrieb (A + B) und nach 21 h
im Blasensäulenbetrieb (C + D)………………………………………………………49
Abbildung 44: Absorptionsspektrum von C. reinhardtii in der exponentiellen Wachstumsphase im
sichtbaren Wellenlängenbereich von 400 bis 700 nm………………………………...50
Abbildung 45 Einfluss verschiedener spektraler Lichtzusammensetzungen auf die Raum-Zeit-
Ausbeute (RZA) von C. reinhardtii. Die markierten Punkte stellen die tatsächlichen
Messpunkte dar. Die RZA ist auf den Wert mit einem RGB-Verhältnis von 20:40:40
normiert. Die Kontur zwischen den Messpunkten ist mittels Origin 2015G gefittet
(Layer als Grenze, Faktor zur Erhöhung der Gesamtpunktzahl: 1000,
Glättungsparameter: 0.05)…………………………………………………………….51
Abbildung 46: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor der Sendespule der DN300 Blasensäule mit
Wasser der Leitfähigkeit 0,5 mS·cm-1 (○), 25 mS·cm-1 (●) und 50 mS·cm-1 (●)…….52
Abbildung 47: Einfluss der Frequenz auf den Gütefaktor verschiedener Empfängerspulen. WE-PD2-
4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-
4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML 6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML
10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML 12 µH (Δ), Bourns SDR0403-150ML 15 µH
(▽), WE-PD2-4532 12 µH (■)……………………………………………………….52
Abbildung 48: Abhängigkeit der Lichtintensität der blauen LED von der magnetischen Flussdichte
für verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH
(▲), WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML
6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML 12 µH (Δ),
Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-4532 12 µH (■)…………………...53
Anhang
98
Abbildung 49: Abhängigkeit der Lichtintensität der roten LED von der magnetischen Flussdichte für
verschiedene Empfängerspulen. WE-PD2-4532 10 µH (●), WE-PD2-4532 15 µH (▲),
WE-PD2-4532 27 µH (▼), WE-PD2-4532 39 µH (♦), Bourns SDR0403-6R8ML
6,8 µH (○),Bourns SDR0403-100ML 10 µH (□),Bourns SDR0403-120ML 12 µH (Δ),
Bourns SDR0403-150ML 15 µH (▽), WE-PD2-4532 12 µH (■)…………………...53
Abbildung 50: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in einem durch 1223 rote und 216 blaue
WLE intern beleuchteten Airlift Reaktor (●) im Vergleich zur extern beleuchteten
Blasensäulen mit D = 50 mm bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro Volumen
(8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. Die gestrichelten Linien zeigen
einen Fit der Form y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)……………………………………………..54
Abbildung 51: Energieübertragungseffizienz η2 (○) zwischen Sendespule des Airlift Reaktors (D =
150 mm) und den WLEs (N = 1439) und Leistungsaufnahme pro WLE (□) bei
verschiedenen Eingangsleistungen P…………………………………………………55
Abbildung 52: Änderung der Temperatur mit der Zeit im Airlift Reaktor (D = 150 mm) mit 1439
WLE und P = 87 W Eingangsleistung………………………………………………..56
Abbildung 53: Leistungsaufnahme pro WLE in der Blasen-säule mit D = 300 mm und 2878 WLE in
Abhängigkeit der WLE-Position bei P = 205 W Eingangsleistung…………………..56
Abbildung 54: Blockaden durch WLE an der Kühlschlaufe und zwischen Reaktorinnenwand und
Leitrohr (links) sowie am Reaktorboden liegende WLE (rechts)…………………….59
Abbildung 55: normierte Wachstumsgeschwindigkeit bzw. Biotrockenmassekonzentration für
verschiedene phototrophe Mikroorganismen unter dem Einfluss eines wechselnden
Magnetfelds. Weiße Balken stellen die Kontrolle ohne Magnetfeld dar. Graue Balken
zeigen die Ergebnisse für die Kulturen unter dem Einfluss des Magnetfelds………...61
Abbildung 56: Doppelt-Logarithmische Auftragung der optischen Dichte der Kontrolle gegenüber der
optischen Dichte der entsprechenden Kultur zum gleichen Zeitpunkt unter dem
Einfluss eines wechselnden Magnetfelds (● A. platensis, ■ P. purpureum, ▼
C. zofingiensis, ♦ C. reinhardtii cc400 pC1-JR17 300-6, ▲ C. reinhardtii WT137c).62
Abbildung 57: Möglicher Mechanismus der Zellschädigung durch wie Wireless Light Emitter in
Blasensäulen…………………………………………………………………………..64
Abbildung 58: Ablauf der WLE Fertigung in manuellen (hellblau) und automatisierten (dunkelblau)
Arbeitsschritten……………………………………………………………………….66
Abbildung 59: Kultivierung von C. reinhardtii WT137c in Blasensäulen verschiedener Durchmesser
mit externer oder interner Beleuchtung bei gleichem elektrischen Leistungseintrag pro
Volumen (8,9 W·l-1). T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,03. D = 50 mm, extern
(○); D = 150 mm, extern (□); D = 50 mm, intern (●); D = 150 mm, intern (■);
D = 300 mm, intern (▲). Die durchgezogene Linie zeigt einen globalen Fit über die
drei intern beleuchteten Kultivierungen, die punktierten Linien zeigen eine ± 10%ige
Abweichung von diesem Fit. Die gestrichelten Linien zeigen einen Fit der Form
y(t) = y0 + a·(1 - e-b·t)………………………………………………………………….67
Abbildung 60: Optische Übergange eines Lichtstrahls von der Lichtquelle in den Reaktor…………68
Abbildung 61: Auswirkungen des scale-up Faktors auf die Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern (○)
und intern (●) beleuchteten Blasensäulen…………………………………………….69
Abbildung 62: Zusammenhang der stat. Sink- bzw. Aufstiegsgeschwindigkeit in Abhängigkeit der
WLE-Dichte für Medien mit der Dichte 1000 (durchgezogene Linie), 1025
(gestrichelte Linie), 1050 (gepunktete Linie) und 1075 kg·m-3 (strichpunktierte
Linie)………………………………………………………………………………….71
Abbildung 63: Proteinkonzentration im Kulturüberstand während einer Kultivierung von P patens in
einem Airlift Reaktor bzw. Blasensäulenreaktor mit D = 150 mm (●) bei einem
elektrischen Leistungseintrag von 8,9 W·l-1. Entfernung des Leitrohrs zum Zeitpunkt
t = 0 und somit Wechsel vom Airlift- in den Blasensäulenmodus. cBTM = 0,85 g·l-1
T = 25 °C, V̇V = 0,5 vvm, φCO2 = 0,01………………………………………………..73
Anhang
99
Abbildung 64: Geschwindigkeitsfeld der flüssigen Phase in einer Blasensäule (links) und einem
Airlift Reaktor (rechts) [98, 99]…………………………………………….…………74
Abbildung 65: Möglicher Mechanismus der schwächeren mechanischen Beanspruchung der
Mikroorganismen in Airlift Reaktoren (links) im Vergleich zu Blasensäulen
(rechts)………………………………………………………………………………...75
Abbildung 66: Emissionsspektrum der verwendeten RGB LED und Absorptionsspektrum von
C. reinhardtii………………………………………………………………………….76
Abbildung 67: Leistungs-Zeit-Ausbeute für die extern beleuchtete Benchmark (DN50) und
schrittweise Optimierung der internen Beleuchtung………………………………….78
Abbildung 68: Übersicht der wesentlichen energetischen Verluste in der Kette vom Stromnetz bis zu
den Mikroalgen……………………………………………………………………….90