extraccion de residuos de plaguicidas en suelos asistida por ultrasonido

EXTRACCIÓN DE RESIDUOS DE PLAGUICIDAS EN SUELOSASISTIDA POR ULTRASONIDO

EXTRACTION OF PESTICIDE RESIDUES IN SOIL BY ULTRASOUNDASSISTED

EXTRAÇÃO DE RESÍDUOS DE PESTICIDAS EM SOLOS ASSISTIDAPOR ULTRA-SOM

Andrea Mojica1,, Jairo A. Guerrero

1,2

Recibido: 31/05/10 – Aceptado: 22/11/10

Se desarrolló un método multirresiduo parala determinación de diferentes tipos de pla-guicidas en suelos. El proceso de extrac-ción consistió en una doble extracción conacetato de etilo y metanol asistido con ultra-sonido. Los plaguicidas fueron determina-dos por cromatografía de gases con detec-ción por microcaptura de electrones(�-ECD) y nitrógeno fósforo (NPD). Seevaluaron los porcentajes de recuperaciónde la metodología, en un rango de concen-traciones entre 0,09 mg/kg y 14,60 mg/kg,y se determinó que la mayoría se encuen-tran entre 79% y 105%, a excepción de me-tamidofos, monocrotofos y oxadixyl, cuyosporcentajes de recuperación se encontraronentre 43% y 64%. Por otra parte, los lími-tes de detección del método se encontraronen un rango de 0,02 mg/kg y 1,59 mg/kg, ylos límites de cuantificación entre 0,07mg/kg y 5,25 mg/kg. En el estudio de linea-lidad y precisión se encontraron resultados

adecuados en el rango de concentraciónevaluado. Finalmente, se empleó esta me-todología para evaluar los porcentajes derecuperación en 5 suelos de diferentes ca-racterísticas fisicoquímicas.

plaguicidas, suelo,método multirresiduo, validación, cro-matografía de gases.

A multiresidue method for determinationof pesticides in soil was developed by adouble extraction process with ethyl ace-tate and methanol assisted with ultra-sound. Pesticides were determined by gaschromatography with micro-electroncapture detection (�-ECD) and nitrogenphosphorus detection (NPD). The reco-very values of the most of pesticides werebetween 79% and 105%, at concentrationlevels ranging 0.09-14.60 mg/kg, exceptfor metamidophos, monochrotophos and

371

REVISTA COLOMBIANA DE QUÍMICA, VOLUMEN 39, nro. 3 DE 2010

Ap

licad

ay

Anal

ític

a

1 Departamento de Química, Facultad de Ciencias, Universidad Nacional de Colombia, sede Bogotá. Carrera 30 No.45-03. Bogotá, Colombia.

2 [email protected]

oxadixyl, whose values were found at ra-tes between 43% and 64%. The detectionlimits were rated at 0.02 mg/kg and 1.59mg/kg. The quantification limits werebetween 0.07 mg/kg and 5.25 mg/kg. Li-nearity and precision studies showed ade-quate results in the concentration rangeevaluated. Finally, this methodology wasused to evaluate recovery percentages infive soils with different physicochemicalcharacteristics.

: pesticides, soils, multire-sidual method, validation, gas chromato-graphy.

Desenvolveu-se um método multi-resi-dual para a determinação de diferentestipos de agrotóxicos em solos. Reali-zou-se uma dupla extração com acetatode etilo e metanol assistido com ul-tra-som. Os agrotóxicos são determina-dos por cromatografia de gases com de-tecção por micro-captura de elétrons(�-ECD) e nitrogênio fósforo (NPD).Avaliaram-se as porcentagens de recu-peração do método, num grau de con-centrações entre 0,09 mg/kg e 14,60mg/kg. Foi determinado que estes se en-contram entre 79% e 105%, a exceçãode metamidofós, monocrotofós e oxadi-xil, cujas percentagens de recuperaçãoencontraram-se entre 43% e 64%. Os li-mites de detecção da metodologia en-contraram-se em um grau entre 0,02mg/kg e 1,59 mg/kg e os limites dequantificação entre 0,07 mg/kg e 5,25mg/kg. No estudo de linearidade e pre-cisão da metodologia para todos os pra-guicidas, encontraram-se resultadosadequados no grau de concentração ava-liado. Finalmente, usou-se esta metodo-

logia para avaliar as percentagens derecuperação em 5 solos de diferentescaracterísticas físico-químicas.

: agrotóxicos, solo,método multi-resídual, validação, cro-matografia de gases.

Desde el resurgimiento de los plaguici-das en la década de los cuarenta, sonevidentes los grandes beneficios que hapresentado la utilización de estos com-puestos para la lucha contra las plagasen la agricultura. Los resultados obte-nidos en el mantenimiento y aumentode las cosechas han hecho que su em-pleo en la actualidad sea de tal magni-tud, que para la mayoría de los usua-rios, la utilización de otros métodos nosean una alternativa, por considerarsede menor efectividad.

El uso de los plaguicidas en la agri-cultura, ocasiona su liberación al medioambiente, lo cual implica que se denprocesos de descomposición y/o degra-dación en los diferentes compartimien-tos ambientales (1). Por otro lado, mu-chos de estos plaguicidas presentantiempos de vida media altos, lo cual au-menta la posibilidad de encontrar resi-duos de estos compuestos en el aire, elagua, los sedimentos, la vegetación y lossuelos (2, 3). Este hecho, unido al surgi-miento en los últimos años de políticasde conservación del medio ambiente, hadado lugar al desarrollo de diversas me-todologías analíticas para la extracción ydeterminación de residuos de plaguici-das en diferentes matrices ambientales,entre estas el suelo (4, 5).

372


El método clásico para la determina-ción de estos residuos en suelo, corres-ponde a la extracción sólido-líquido condiferentes tipos de solventes; limpieza yposterior análisis por cromatografía degases (6, 7). También se han desarrolladometodologías que requieren menores can-tidades de solventes como es el caso de laextracción con fluidos supercríticos(8-10), extracción en fase sólida (SPE,por sus siglas en inglés) (11-14) y extrac-ción asistida con microondas (15, 16).Los métodos cromatográficos brindan lamejor alternativa para el análisis simultá-neo de varios compuestos o sus familias,por ejemplo, cromatografía de gases condetectores nitrógeno-fósforo (NPD) (17),captura de electrones (ECD) y espectro-metría de masas (18, 19). En los últimosaños se han planteado excelentes alterna-tivas mediante el empleo de cromatogra-fía líquida de alta eficiencia acoplada a es-pectrometría de masas.

En el presente trabajo se muestran losresultados en el análisis de 19 plaguicidasmediante doble extracción con acetato deetilo y metanol, asistida con ultrasonido,y su empleo en la evaluación de los por-centajes de recuperación en suelos con di-ferentes características fisicoquímicas.La determinación de estos plaguicidas serealizó por cromatografía de gases condetección por �ECD y NPD.

Los estándares de plaguicidas empleadosen este trabajo fueron obtenidos del Dr.Ehrenstorfer y de Chemservice, cada unode estos con una pureza superior a 95%.

Las soluciones madre fueron preparadascon concentraciones cercanas a 500mg/mL en acetato de etilo, y fueron alma-cenadas en frascos ámbar a -20 ºC. Lamezcla de plaguicidas se preparó en ace-tato de etilo tomando diferentes volúme-nes de cada una de las soluciones madre,hasta obtener un rango de concentracio-nes entre 1,5 �g/mL y 44 �g/mL. Esta sealmacenó en frascos ámbar a -20 ºC. To-dos los solventes empleados en este estu-dio fueron J. T. Baker grado residuos.

El proceso de extracción de plaguicidasse realizó mediante una extracción sóli-do-líquido asistida por ultrasonido; paraello, se empleó un equipo marca Elmacon una frecuencia de 35 kHz o potenciaabsorbida de 30 vatios.

La determinación de los plaguicidasestudiados se realizó por cromatografíade gases con un equipo HP6890 plus coninyector automático 7683 Agilent Tech-nologies (Palo Alto, CA, EUA) con con-trol electrónico de presión, equipado coninyector split/splitless conectado a un di-visor de flujo (Y) de borosilicato unido auna columna capilar HP-5 ( 30 m, 0,32mm d.i, 0,25 �m) acoplada a un detectorde microcaptura electrónica �-ECD63Ni yuna columna capilar HP-50 (30 m, 0,32mm d.i, 0,25 �m) acoplada a un detectorde nitrógeno-fosforo NPD en paralelo.Las condiciones cromatográficas emplea-das en el análisis de los plaguicidas fue-ron las siguientes: volumen de inyección2 �L, inyección en modo splitless pulsadocon presión de pulso de 65 psi durante 0,8min, tiempo de purga de 0,6 min, flujo depurga 40 mL/min y temperatura de inyec-tor de 256 ºC. El gas de transporte fue ni-

373


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

trógeno, el programa de temperatura enel horno fue de 52 ºC (0 min) a 100 ºC auna velocidad de 4 ºC/min, consecutiva-mente se incremento la temperatura hasta110 ºC a 2 ºC/min, a continuación se in-cremento hasta 130 ºC a una velocidad de20 ºC/min, luego se llevó hasta 195 ºC a4 ºC/min y, finalmente, se alcanzó unatemperatura de 280 ºC a una velocidad de5 ºC/min. El tiempo total del análisis fuede 64,25 min.

Muestra y preparación de suelo blanco

La muestra de suelo blanco, libre de pla-guicidas, se tomó del horizonte superfi-cial a una profundidad de 0-20 cm en lasinmediaciones de la Universidad Nacio-nal de Colombia, sede Bogotá, cuyo sue-lo no tiene historia de aplicación de pla-guicidas. Se secó a temperaturaambiente, se eliminaron ramas, hojas ypiedras y se tamizó por una malla nº. 10(2 mm U.S. Standard Sieve Series). Elsuelo fue caracterizado como un suelofranco arcilloso (20,88% arena, 46,88%arcilla y 32,24% limo) con un bajo con-tenido de materia orgánica (3,24%), conuna humedad de 4,04% y un pH en suelosaturado de 5,29.

Muestras fortificadas: se tomaron 5 g demuestra, se adicionó 1 mL de la mezclade plaguicidas y se dejó en reposo durante20 min. Al cabo de este tiempo, se adicio-naron 30 mL de acetato de etilo y la solu-ción se llevó al ultrasonido durante 30min. Luego de la extracción la fracción desolvente se filtró sobre sulfato de sodioanhidro y se recolectaron 15 mL de ex-tracto. La fracción de suelo se secó concorriente de nitrógeno y se adicionaron30 mL de metanol para realizar una se-

gunda extracción con el ultrasonido du-rante 30 min. El extracto metanólico sefiltró sobre sulfato de sodio anhidro y serecolectaron 15 mL de este. Las fraccio-nes de acetato de etilo y metanol se reu-nieron y se concentraron en el evaporadorrotatorio a una temperatura de 35 ºC. Lafracción concentrada se llevó a sequedadcon corriente de nitrógeno. Se realizó unatransferencia cuatitativa a un balón afora-do de 2 mL con acetato de etilo. Por últi-mo, se realizó una dilución de 0,25 mL a2 mL y se inyectó la solución en el siste-ma cromatográfico (20).

Para realizar la validación de la metodo-logía se evaluó la especificidad y la se-lectividad. Para ello, se utilizaron blan-cos de matriz y blancos de matrizfortificados con plaguicidas. Para eva-luar la exactitud y la precisión se fortifi-caron muestras de suelo con tres diferen-tes niveles de concentración. La Tabla 1presenta las concentraciones de los pla-guicidas en los niveles de concentración1, 3 y 5 de la curva de calibración, y losvalores correspondientes a las muestrasfortificadas en el suelo.

La evaluación de la linealidad se rea-lizó mediante la elaboración de una cur-va de calibración de 5 niveles con 3 ré-plicas por cada nivel. Los límites dedetección y cuantificación se obtuvieronmediante la evaluación de la relación se-ñal/ruido y posterior fortificación delsuelo blanco con las concentraciones es-timadas para evaluar la exactitud y laprecisión de estos límites críticos. Final-mente, para evaluar la robustez del mé-todo se empleó el modelo de YoudenSteiner.

374


La Figura 1 presenta los cromatogramas deun blanco de matriz y un nivel 2 de la curvade calibración de la mezcla de plaguicidas enextracto de blanco de matriz. La evaluaciónde la especificidad de la metodología se esta-bleció observando la presencia de señalescromatográficas en el blanco de matriz enlos mismos tiempos de retención que los pla-guicidas estudiados.En laFigura 1, se puedeobservar que no se encuentran señales cro-matográficas considerables y/o interferentesen ninguno de los detectores para los blancosde suelo inyectados, lo cual indica que la me-

todología es específica para los compuestosde interés. De otra parte, bajo las condicio-nes cromatográficas empleadas se muestraque la metodología es selectiva, ya que todaslas señales cromatográficas se encuentranseparadas (resolución superior a 1,5). Esimportante resaltar que azoxistrobin y dime-tomorf no se pudieron separar en la columna5% fenilmetilsilicona, pero en la columna50% fenilmetil silicona sí se presentó una re-solución satisfactoria.

Finalmente, cabe destacar que el mé-todo desarrollado proporciona extractosde blanco de matriz sin interferencias,por lo que la metodología no requiere unalimpieza adicional del extracto.

375


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

� � �

Clorotalonil 0,07 0,44 0,21 1,32 0,34 2,2

Dimetoato 0,2 1,26 0,59 3,79 0,99 6,32

Malation 0,09 0,55 0,26 1,65 0,43 2,74

Metalaxil 0,28 1,77 0,83 5,3 1,38 8,83

Metamidofos 0,46 2,92 1,37 8,76 2,28 14,6

Monocrotofos 0,19 1,23 0,58 3,68 0,96 6,14

m-paration 0,1 0,65 0,3 1,94 0,5 3,23

Profenofos 0,06 0,38 0,18 1,14 0,3 1,89

Deltametrina 0,03 0,19 0,09 0,56 0,14 0,93

Difenoconazol 0,15 0,95 0,45 2,86 0,74 4,76

�-Cihalotrina 0,01 0,09 0,04 0,28 0,07 0,47

Tebuconazol 0,08 0,51 0,24 1,52 0,4 2,53

Ciproconazol 0,17 1,12 0,52 3,35 0,87 5,59

Folpet 0,06 0,41 0,19 1,22 0,32 2,03

Azoxistrobina 0,15 0,97 0,45 2,91 0,76 4,85

Cimoxanil 0,31 2,01 0,94 6,02 1,57 10,04

Dimetomorf 0,42 2,71 1,27 8,13 2,12 13,55

Oxadixyl 0,16 1 0,47 2,99 0,78 4,99

Propiconazol 0,03 0,21 0,1 0,63 0,16 1,04

Concentraciones de tres niveles de la curva de calibración y sus valores correspondientesen el suelo

Este parámetro de validación se evaluópor medio de estudios de repetibilidad yprecisión intermedia con muestras de sue-lo blanco fortificadas en un rango de con-centración comprendido entre 0,09mg/kg y 14,60 mg/kg. En la Figura 2 seobserva que tanto en los estudios de preci-sión intermedia como en los de repetibili-dad, las mayores dispersiones se presen-

tan para cimoxanyl, clorotalonil, m-para-tión, folpet, oxadixyl y propiconazol (de-tectados por �ECD) y monocrotofos,metalaxyl, dimetoato y dimetomorf (de-tectados por NPD). En las pruebas de re-petibilidad, la relación HorRat presentóvalores menores que 2 para los plaguici-das estudiados, indicando que la metodo-logía es precisa para los compuestos ana-lizados (21). Por su parte, aunque en losestudios de precisión intermedia, com-

376


1,5e+08

Res

pu

esta

(Hz)

1,2e+08

9e+07

6e+07

3e+07

Tiempo (min) 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54

Dim

etoat

o

Cim

oxan

yl

Clo

rota

lonil

m-p

arat

ión

Mal

atió

n

Pro

fen

ofo

s

Folp

et

Pro

pic

onaz

ol

Cip

roco

naz

ol

Ox

adix

yl

Dif

enoco

naz

ol

L-C

ihal

otr

ina

Del

tam

etri

na

Dim

etom

orf

2

Muestra de suelo fortificada

Muestra de suelo blanco

a.

56

Res

pu

esta

(pA

)

38

43

33

Tiempo (min)

28

20 24 28 32 36 40 44 48 52 60

Mo

no

cro

tofo

s

Met

amid

ofo

s

Dim

etoat

o

m-P

arat

ión

Met

alax

il

Pro

fen

ofo

s

Mal

atió

n

Teb

uco

naz

ol

Ox

adix

yl

Cip

roco

naz

ol

Dif

enoco

naz

ol

Dim

etom

orf

2

Azo

xis

tro

bin

a

Dim

etom

orf

1

Muestra de suelo fortificada

Muestra de suelo blanco

b.

. Perfiles cromatográficos para las muestras de suelo blanco fortificadas y los extractos blanco de ma-triz. Señal cromatográfica por detección µECD (columna 5% fenilmitilslicona). señal cromatográficapor detección NPD (columna 50% fenilmitilslicona).

puestos como cimoxanyl, m-paratión,folpet y oxadixyl presentan un valor de larelación HorRat mayor que 2, guías devalidación de metodologías analíticas dela Unión Europea establecen que en el

análisis de residuos, con menores con-centraciones, se presentan mayoresporcentajes de CV, y para las concentra-ciones estudiadas estas deben ser inferio-res a 20% (22). Estas variaciones se pue-

377


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

11,55

7,37

10,14

11,48

7,43

10,79

7,02

6,03

11,311,82

7,78 8,38

9,33

16,05

11,87

15,64

16,98

11,93

15,29

11,52

10,53

16,817,32

11,21

12,72

13,83

%CV max Repetibilidad %CV max Precisión intermedia

Cim

oxan

yl

Dim

etoa

to

Clo

rota

loni

l

m-p

arat

ión

Mal

atió

n

Folpe

t

Profe

nofo

s

Oxa

dixy

l

Cyp

roco

nazo

l

Propi

cona

zol

Dife

noco

nazo

l

Del

tam

etrin

a

a.

6,42

12,45

10,89

9,54

11,35

9,8

7,76

9,09

11,2510,58

8,5

10,05

12,16

10,92

15,45 15,39

14,04

15,85

12,8

10,76

13,09

14,2513,58

13,1413,22

17,66

%CV max Repetibilidad %CV max Precisión intermedia

Mal

atió

n

Dim

etoa

to

m-p

arat

ión

Profe

nofo

s

Cyp

roco

nazo

l

Oxa

dixy

l

Dife

noco

nazo

l

b.

Met

amid

ofos

Mon

ocro

tofo

s

Met

alax

yl

Dim

etom

orf 1

Dim

etom

orf 2

Tebuc

onaz

ol

. Gráficas que presentan los coeficientes de variación para plaguicidas detectados por µECD ( ) pla-guicidas detectados por NPD ( ).

den atribuir a fenómenos de dispersión yperturbaciones en las respuestas cromato-gráficas con la estabilidad del sistemacromatográfico (23), pues estos 4 com-puestos se caracterizan por ser sensibles aprocesos de adsorción y/o descomposi-ción tanto en el puerto de inyección comoen la columna cromatográfica (24, 25).

Para realizar la determinación del efectomatriz se prepararon curvas de calibra-ción en solvente y en extracto blanco desuelo. Cada una de las curvas estabaconstituida por 5 niveles de calibración, ycada uno de estos niveles presentaba 3 ré-plicas. De esta manera, para determinarla presencia de efecto matriz se realizóuna prueba pareada que se contrasta conel estadístico t Student; por medio de estaprueba se encontró que 17 señales croma-tográficas (de un total de 27 señales) pre-sentaron diferencias significativas(�=0,05), entre las respuestas en solven-te y las respuestas en matriz, lo cual evi-dencia la presencia del efecto matriz. Espor ello que se hace indispensable prepa-rar las curvas de calibración en extractoblanco de matriz.

La linealidad de los plaguicidas fue deter-minada preparando curvas de calibraciónen extracto blanco de suelo; la respuestapara todos los plaguicidas fue lineal en elrango de concentraciones evaluado.

En la Tabla 2 se presenta el rango deconcentración para cada uno de los pla-guicidas estudiados, los valores del inter-cepto y de la pendiente (a y b), así como elvalor del coeficiente de correlación dePearson (r). Todos los análisis estadísti-

cos se realizaron mediante el paquete es-tadístico SAS®.

Por medio de una prueba t Student

(�=0,05) se encontró que existía correla-ción lineal entre la respuesta del detectory la concentración del plaguicida para to-dos los compuestos en estudio. Para esta-blecer si la regresión es significativa y sise presenta falta de ajuste o desvío de la li-nealidad, se realizó un análisis de varian-za (Anava), a partir del cual se encontróque para todas las curvas de calibraciónse tiene que la regresión lineal es signifi-cativa (�=0,05), y en ningún caso se pre-sentó desvío de linealidad. Por otro lado,para los interceptos y las pendientes de lascurvas de calibración, se estableció me-diante una prueba t Student (�=0,05),que los interceptos son estadísticamenteiguales a cero y las pendientes son esta-dísticamente diferentes a cero.

La exactitud de la metodología se evaluómediante la determinación del porcentajede recuperación en muestras blanco forti-ficadas en el rango de concentración com-prendido entre 0,09 mg/kg y 14,60mg/kg. En la Figura 3 se presentan los va-lores obtenidos para los porcentajes derecuperación; se observa que para la ma-yoría de compuestos se presentan recupe-raciones superiores a 70%, lo cual indicaque la metodología presenta valores deexactitud adecuados (27). Solo para elcaso de metamidofos, monocrotofos yoxadixyl se encontraron porcentajes derecuperación entre 42% y 64%.

Por medio de la prueba estadística deLevenne, se estableció que se presentahomogeneidad de varianzas entre los di-ferentes niveles de concentración evalua-

378


379


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

�

�b a r

Cimoxanyl 0,469-1,400 363427 -80090 0,997

Dimetoato 0,197-0,987 586830 -14219 0,999

Clorotalonil 0,069-0,344 3093547 -57945 0,999

m-paratión 0,101-0,505 461167 -9811 0,995

Malatión 0,086-0,429 364589 -897 1,000

Folpet 0,096-0,288 830127 -44369 0,997

Profenofos 0,059-0,296 853096 -1671 0,999

Oxadixyl 0,156-0,779 28635 -347 0,999

�-cihalotrina 0,014-0,072 1907199 -7977 0,998

Difenoconazol 0,149-0,744 735164 -25368 0,998

Ciproconazol 0,175-0,873 60150 2987 0,998

Propiconazol 0,033-0,163 954602 -3327 0,999

Deltametrina 0,029-0,145 1636144 -19203 0,996

Plaguicida�

b

�

a r

Metamidofos 0,460-2,280 1250,3 -99,4 0,994

Monocrotofos 0,408-1,220 668,5 -52,3 0,999

m-paratión 0,101-0,505 264,2 -5,7 0,999

Malatión 0,086-0,429 746,4 -1,5 0,974

Metalaxyl 0,276-1,380 50,4 0,1 0,998

Profenofos 0,059-0,296 377,5 -1,6 0,992

Oxadixyl 0,156-0,779 33 -0,7 0,993

Difenoconazol 0,149-0,744 31,1 1,1 0,972

Dimetomorf 1 0,423-2,117 13,6 0,6 0,997

Dimetomorf 2 0,423-2,117 13,6 0,6 0,997

Azoxistrobina 0,152-0,758 28,1 2 0,967

Ciproconazol 0,174-0,873 35,7 0,2 0,997

Tebuconazol 0,079-0,395 34,5 0,3 0,986

Parámetros de linealidad para las curvas de calibración y límites de detección y cuantifi-cación de la metodología.

dos, es decir que la variabilidad de los re-sultados no se ve afectada por laconcentración. Por su parte, mediante elestadístico t Student se encontró que loscompuestos metamidofos, monocrotofos,dimetoato, metalaxyl, ciproconazol, te-buconazol, oxadixyl, dimetomorf y azo-xistrobina presentan diferencias signifi-cativas con respecto a un 100% derecuperación (�=0,05), lo cual indica

que para estos plaguicidas posiblementese presentan pérdidas en el proceso deextracción.

La determinación de límites de detección(LD) y cuantificación (LC) se realizó deacuerdo con la aproximación propuestapor la Environmental Protective Agency

380


78,8785,66

96,87 99,14 99,191,84

99,36 97,1

62,59

91,64 94,68

82,72

96,51

a.

Cim

oxan

yl

Dim

etoa

to

Clo

rota

loni

l

m-p

arat

ión

Mal

atió

n

Folpe

t

Profe

nofo

s

Oxa

dixy

l

Cyp

roco

nazo

l

Dife

noco

nazo

l

Del

tam

etrin

a

Propi

cona

zol

b.

Mal

atió

n

Dim

etoa

to

m-p

arat

ión

Profe

nofo

s

Cyp

roco

nazo

l

Oxa

dixy

l

Dife

noco

nazo

l

Met

amid

ofos

Mon

ocro

tofo

s

Met

alax

yl

Dim

etom

orf 1

Azo

xistro

bina

Tebuc

onaz

ol

Dim

etom

orf 2

60.76

94.73

42.45

98.75 93.03

104.98

63.84

101.9392.12 91.1

96.62

92.7288.9387.81

Porcentajes de recuperación obtenidos en los estudios de exactitud para los plaguicidas detectadospor �ECD y NPD (+/- �).

US (US EPA) (28), la cual indica haceruna estimación previa del límite de detec-ción y el límite de cuantificación con elvalor promedio del ruido de cinco répli-cas del blanco de matriz y luego corrobo-rar estas concentraciones experimental-mente. Mediante el empleo de lasrelaciones 1 y 2 se realizó la estimacióncorrespondiente.

LDRuido C

h�

�3 [1]

Donde: C = concentración del nivel 1(�g/mL) y h= altura del pico cromato-gráfico.

LCRuido C

hFc�

�10* [2]

Donde: C = concentración del nivel 1(�g/mL); Fc = factor de corrección del

porcentaje de recuperación y h = alturadel pico cromatográfico.

En la Tabla 3 se presentan los valorespara LD y LC encontrados, así como suprecisión y exactitud. En esta tabla sepuede observar que los valores obtenidosen los ensayos de recuperación para lasmuestras fortificadas a las concentracio-nes correspondientes al LC, se encuen-tran entre 70% y 110%, y los coeficientesde variación son menores que 20%, locual es acorde con lo establecido en la li-teratura (29).

Los valores encontrados para los lími-tes de detección y cuantificación se en-cuentran del mismo orden que los repor-tados por diversos autores para lasmetodologías de extracción de plaguici-das en suelos con solventes y detectoresconvencionales (17-18).

381


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

�

LD LC LD LC

Cimoxanyl 0,57 1,99 79 8,14 Metamidofos 1,59 5,25 64 3,66

Dimetoato 0,47 1,64 91 5,1 Monocrotofos 0,81 2,67 46 2,66

Clorotalonil 0,02 0,07 99 9,84 Dimetoato 0,39 1,27 98 3,15

m-paratión 0,1 0,35 104 12,5 M-paration 0,22 0,72 104 9,96

Malatión 0,06 0,22 100 6,5 Metalaxil 0,68 2,24 91 5,79

Folpet 0,34 1,2 89 8,76 Malation 0,18 0,59 101 13,07

Profenofos 0,07 0,24 101 7,34 Profenofos 0,13 0,43 94 4,26

Ciproconazol 0,31 1,09 96 6,14 Cyproconazol 0,4 1,31 99 14,22

Oxadixyl 0,68 2,37 64 11,89 Oxadixyl 0,72 2,37 90 2,33

Propiconazol 0,05 0,19 98 10,74 Tebuconazol 0,18 0,61 92 8,5

�-cihalotrina 0,03 0,1 94 6,98 Difenoconazol 0,37 1,22 96 10,75

Difenoconazol 0,02 0,07 83 8,14 Dimetomorf 1 1,17 3,88 107 11,99

Deltametrina 0,05 0,19 100 8,14 Dimetomorf 2 1,19 3,93 104 12,4

Azoxistrobin 0,51 1,67 103 10,16

Límites de detección y cuantificación de la metodología con su precisión y exactitud

Para evaluar la robustez, se seleccionaron 7factores determinantes que podrían ser crí-ticos en el desarrollo de la metodología y sehicieron variaciones a los valores estableci-dos en el método. Se aplicó el diseño expe-rimental de Youden-Steiner (30) y se anali-zó la influencia de cada factor sobre elporcentaje de recuperación de los analitos.Para determinar la influencia de cada unade las variables ingresadas al modelo, secomparó la diferencia de medias obtenidaen el cambio efectuado para ese parámetroy la expresiónS 2, donde S corresponde ala desviación estándar obtenida en el ensayode repetibilidad del método. La Tabla 4muestra las variables y los cambios realiza-dos en cada una de estas. Este ensayo mos-tró que la metodología propuesta es robustafrente a los factores estudiados.

Para evaluar el comportamiento de la me-todología desarrollada frente a suelos dediferentes características fisicoquímicas,se realizó un diseño completamente alazar con cinco réplicas para cada trata-miento. Para ello, se fortificó con la mez-cla de plaguicidas con un nivel 2 de la cur-va de calibración, cada uno de los suelosque se presenta en la Tabla 5.

El objetivo de este ensayo fue determi-nar si se presentan diferencias significativasen los porcentajes de recuperación, con di-versos tipos de suelos, empleando la meto-dología desarrollada. El procesamiento delos resultados obtenidos se realizó mediante

382


�

1 U1 (A) 30 (B) 150 ( C) 20 (D) SA (E) 29.77 (F) 60 (G) s

2 U1 (A) 30 (B) 2380 (c ) 20 (D) SB (e ) 29.21(f) 50 (g) t

3 U1 (A) 20 (b) 150 (C) 30 (d) SA (E) 29.21(f) 50 (g) u

4 U1 (A) 20 (b) 2380 (c ) 30 (d) SB (e ) 29.77 (F) 60 (G) v

5 U2 (a) 30 (B) 150 ( C ) 30 (d) SB (e ) 29.77 (F) 50 (g) w

6 U2 (a) 30 (B) 2380 (c) 30 (d) SA (E) 29.21(f) 60 (G) x

7 U2 (a) 20 (b) 150 (C ) 20 (D) SB (e ) 29.21(f) 60 (G) y

8 U2 (a) 20 (b) 2380 (c ) 20 (D) SA (E) 29.77 (F) 50 (g) z

Matriz basada en el diseño de Youden - Steiner para la evaluación de la robustez de la me-todología

1 U1 corresponde a un baño ultrasonido marca Elma con una frecuencia de 35 KHz o potencia absorbida de 30vatios. U2 corresponde a un baño ultrasonido marca Ultrasonik, NEY-19H, con una frecuencia de 20 KHz.2 El suelo A (SA) presenta un porcentaje de CO=3,4 y el suelo B (SB) presenta un porcentaje de CO= 13,0.

el paquete estadístico SAS® y se trabajó conun nivel de confianza de 95%.

Para el análisis estadístico se realizó unanálisis de varianza, y de acuerdo con losresultados encontrados (si P<0,05), serealizó una prueba de Tukey (�=0,05),con el propósito de identificar el o los sue-los que ocasionaban las diferencias.

Para el Anava se establecieron las si-guientes hipótesis:

H0: no hay diferencias significativasen los porcentajes de recuperación paralos diferentes suelos estudiados.

H1: existen diferencias significativasen el porcentaje de recuperación para almenos un suelo.

Se encontró que para folpet, metamido-fos, metalaxil, tebuconazol, dimetomorf,ciproconazol y oxadixyl no se presentarondiferencias significativas por medio deAnava, lo que indica que el porcentaje derecuperación para estos compuestos no seve afectado por el tipo de suelo.

La Tabla 6 muestra los resultados de laprueba de Tukey para los compuestos enlos que hubo diferencias significativasmediante Anava.

La Tabla 6 muestra que compuestoscomo malatión, monocrotofos, m-para-tión, profenofos y clorotalonil, presentantres diferentes promedios, es decir, pre-sentan tres porcentajes de recuperacióncon diferencias estadísticas (�=0,05),esto indica que la exactitud de la metodo-logía para estos compuestos se ve afecta-da por el tipo de suelo.

En la Tabla 6 se muestra que para el sue-lo 1 se tiene la mayoría de las veces el ma-yor porcentaje de recuperación (mayor nú-mero de veces la letra A únicamente), estohace pensar que debido a las propiedades fi-sicoquímicas de este suelo, se presenta unamenor interacción de los plaguicidas coneste y, por consiguiente, se obtienen mayo-res porcentajes de recuperación. Por suparte, para los suelos 2, 4 y 5, solamentepara monocrotofos se presentan diferenciasestadísticas en los porcentajes de recupera-ción, lo cual indica que para estos suelos laexactitud de la metodología es independien-te de las propiedades fisicoquímicas de es-tos tres suelos.

El suelo 3 presenta la mayor frecuen-cia de porcentajes de recuperación bajos(mayor número de veces la letra C), locual implica que de alguna manera estesuelo afecta el proceso de extracción,bien sea (i) adsorbiendo los plaguicidas

383


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

pH 6,4 5,29 4,59 5,2 5,8

Carbono orgánico (%) 5,2 3,4 1,82 13,0 4,7

Humedad (%) 9,85 4,04 4,55 15,78 2,85

Arcillas (%) 25,42 46,88 32,37 23,5 11,3

Arenas (%) 31,2 20,88 20,65 46,29 71,25

Limos (%) 43,38 32,24 46,98 30,21 17,46

Resultados de la caracterización fisicoquímica de los suelos empleados

en mayor proporción; (ii) afectando elproceso de transferencia de masa hacia elsolvente de extracción, debido a una ma-yor compactación o a sus propiedadestexturales; (iii) mayores interacciones es-pecíficas con las arcillas favorecidas porsu bajo contenido de materia orgánica;y/o (iv) posible degradación de algunosplaguicidas, lo que se reflejaría en su por-centaje de recuperación.

Finalmente, aunque se presentaron di-ferencias estadísticas para varios com-puestos, se encuentra que en general losporcentajes de recuperación de la meto-dología propuesta no cambian de maneradesfavorable, pues ninguno de los com-puestos, a excepción de los ya conocidos,presentaba valores inferiores a 70%, esdecir, la exactitud de la metodología esindependiente del tipo de suelo.

Se encontró que la metodología desarro-llada es específica, selectiva y presentauna exactitud entre 79% y 105%, a excep-ción de metamidofos, monocrotofos yoxadixyl, para los cuales se encontraronporcentajes inferiores a 70%. En los estu-dios de repetibilidad se encontró que todoslos plaguicidas presentan porcentajes deCV inferiores a 20%. Por otro lado, se en-contró que los límites de detección se en-cuentran entre 0,02 mg/kg-1,59 mg/kg, ylos límites de cuantificación entre 0,07mg/kg-5,25 mg/kg. Finalmente, aunquelas pruebas de robustez indicaron que lametodología no se ve afectada por las va-riables estudiadas, se encontró que losporcentajes de recuperación cambian conlas propiedades fisicoquímicas de los sue-los, pero la metodología no deja de serexacta para el análisis de residuos de pla-guicidas en suelos.

384


Difenoconazol A,B B B A A,B

Malatión A B C A,B,C A,B

Monocrotofos C B C A A,B

M-paratión A B,C C A,B,C A,B

Profenofos A B C B B

Azoxistrobin A,B A,B B A A,B

�-cihalotrina A A B A A

Deltametrina A A,B B A A,B

Cimoxanyl A B B A B

Propiconazol A B B A,B B

Clorotalonil A B,C C A,B A,B

. Prueba de Tukey para los compuestos que presentaron diferencias significativas

Señales con diferente letra presenta diferencias significativas (� = 0,05). El promedio de porcentaje de recu-peración se representa por una letra (A o B o C y A >B>C).

Expresamos nuestro agradecimiento alDepartamento de Química de la Universi-dad Nacional de Colombia, sede Bogotá,y a la Agencia Internacional de EnergíaAtómica (IAEA).

1. Vanclooster, M.; Boesten, J. J. T. I.Application of pesticide simulationmodels to the Vredepeel dataset: I.water, solute and heat transport.Agricultural Water Management.2000. (1-3): 105-117.

2. Zhang, R.; Krzyszowska-Waitkus,A. J.; Vance, G. F.; Qi, J. Pesticidetransport in field soils. Advances in

Environmental Research. 2000.(1): 57-65.

3. Arias-Estévez, M.; López-Periago,E.; Martínez-Carballo, E.; Si-mal-Gándara, J.; Mejuto, J-C.; Gar-cía-Río, L. The mobility and degra-dation of pesticides in soils and thepollution of groundwater resources.Agriculture, Ecosystems & Environ-

ment. 2008. (4): 247-260.

4. Motohashi, N.; Nagashima, H.; Pár-kányi, C.; Subrahmanyam, B.;Zhang, G-W. Official multiresiduemethods of pesticide analysis in ve-getables, fruits and soil. J Chroma-

togr A. 1996. (1-2): 333-346.

5. Lesueur, C.; Gartner, M.; Mentler,A.; Fuerhacker, M. Comparison offour extraction methods for theanalysis of 24 pesticides in soil sam-ples with gas chromatography-massspectrometry and liquid chromato-

graphy-ion trap-mass spectrometry.Talanta. 2008. (1): 284-293.

6. Babic, S.; Petrovic, M.; Kaste-lan-Macan, M. Ultrasonic solventextraction of pesticides from soil. J

Chromatogr A. 1998. (1-2): 3-9.

7. Concha-Graña, E.; Turnes-Carou,M. I.; Muniategui-Lorenzo, S.; Ló-pez-Mahía, P.; Fernández-Fernán-dez, E.; Prada-Rodríguez, D. Deve-lopment of pressurized liquidextraction and cleanup proceduresfor determination of organochlorinepesticides in soils. J Chromatogr A.

2004. (1): 147-155.

8. Gonçalves, C.; Carvalho, J. J.;Azenha, M. A.; Alpendurada, M. F.Optimization of supercritical fluidextraction of pesticide residues insoil by means of central compositedesign and analysis by gas chromato-graphy-tandem mass spectrometry. J

Chromatogr. A. 2006. (1-2):6-14.

9. Kreuzig, R.; Koinecke, A.; Bahadir,M. Use of supercritical fluid extrac-tion in the analysis of pesticides insoil. J. Biochem. Biophys. Methods.

2000. (1-3): 403-409.

10. Van der Velde, E. G.; Dietvorst,M.; Swart, C. P.; Ramlal, M. R.;Kootstra, P. R. Optimization of su-percritical fluid extraction of orga-nochlorine pesticides from real soilsamples. J Chromatogr. A. 1994.

(1): 167-174.

11. Zhu, X.; Yang, J.; Su, Q.; Cai, J.;Gao, Y. Selective solid-phase ex-traction using molecularly imprinted

385


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

polymer for the analysis of polar or-ganophosphorus pesticides in waterand soil samples. J Chromatog. A.

2005. (2): 161-169.

12. Bouaid, A.; Ramos, L.; Gonzalez,M. J.; Fernández, P.; Cámara, C.Solid-phase microextraction methodfor the determination of atrazine andfour organophosphorus pesticides insoil samples by gas chromatography.

J Cromatogr A. 2001.(1-2):13-21.

13. Ruiz, M. J.; Redondo, M. J.; Font,G. Solid-phase extraction disks fordetermining pesticides from soil lea-chates. J Chromatogr. A. 1997.(2): 348-354.

14. Asensio-Ramos, M.; Hernán-dez-Borges, J.; Borges-Miquel, T.M.; Rodríguez-Delgado, M. A. Eva-luation of multi-walled carbon nano-tubes as solid-phase extraction ad-sorbents of pesticides fromagricultural, ornamental and forestalsoils. Anal. Chim. Acta. 2009.(2):167-176.

15. Fuentes, E.; Báez, M. E.; Labra, R.Parameters affecting microwave-as-sisted extraction of organophospho-rus pesticides from agricultural soil.J Chromatogr. A. 2007. (1-2):40-46.

16. Fuentes, E.; Báez, M. E.; Reyes, D.Microwave-assisted extractionthrough an aqueous medium and si-multaneous cleanup by partition onhexane for determining pesticides inagricultural soils by gas chromato-graphy: a critical study. Anal. Chim.

Acta. 2006. (2): 122-130.

17. Kjølholt, J. Determination of traceamounts of organophosphorus pesti-cides and related compounds in soilsand sediments using capillary gaschromatography and a nitro-gen-phosphorus detector. J Chroma-

togr. A. 1985. : 231-238.

18. Wang, X.; Zhao, X.; Liu, X. Homo-geneous liquid-liquid extractioncombined with gas chromato-graphy-electron capture detector forthe determination of three pesticideresidues in soils. Anal. Chim. Acta.

2008. (1-2): 162-169.

19. Sánchez-Brunete, C.; Miguel, E.;Tadeo, J. L. Multiresidue analysis offungicides in soil by sonication-as-sisted extraction in small columnsand gas chromatography. J Chroma-

togr. A. 2002. (1-2): 319-327.

20. Mojica, A.; Guerrero, J. A. Extrac-tion procedure for pesticide analysisin soil. En: 2nd Latin American Pes-

ticide Residue Workshop. Food and

Environment. Santa Fe-Argentina:Poster. 2009.

21. Horwitz-William, R. A. The horwitzratio (HorRat): a useful index of met-hod performance with respect to pre-cision. J. AOAC Int. 2006. (4):1095-1109.

22. SANCO. Method Validation andquality control procedures for pesti-cide residues analysis in food andfeed. 2009. [cited 2009 28 Noviem-bre]. Disponible en: http://ec.euro-

pa.eu/food/plant/protection/resour-

ces/qualcontrol_en.pdf.

386


23. Berezkin, V. G. Capillary gas ad-sorption chromatography. VerlagGmbH, Wiley-VCH. 2002. pp. 247.

24. Kirchner, M.; Húsková, R.; Matiso-vá, E.; Mocák, J. Fast gas chromato-graphy for pesticide residues analy-sis using analyte protectants. J

Chromatogr. A. 2008. (1-2):271-280.

25. Ahumada, D.; Guerrero, J. A. Estu-dio del efecto matriz en el análisis deplaguicidas por cromatografía de ga-ses. VITAE, 2010. (1): 51-58.

26. Hajlová, J.; Holadová, K.; Kocou-rek, V. Matrix-induced effects: a cri-tical point in the gas chromatograp-hic analysis of pesticide residues. J

Chromatogr. A. 1998. (2):283-295.

27. Hernández-Borges, J.; Cabrera, J.;Rodríguez Delgado, M. A.; Hernán-

dez-Suarez, E. M.; Galán, V.Analysis of pesticide residues in ba-nanas harvested in the CanaryIslands (Spain). Food Chemistry,2009. (1): 313-319.

28. Lee, P. W. Handbook of residueanalytical methods for agrochemi-cals. Reino Unido, Jonh Wiley &Sons. 2003. p. 352.

29. Guidance Document on EstimatingPersistence and Degradation Kine-tics from Environmental Fate Stu-dies on Pesticides in EU Registra-tion. Report of the FOCUS Work

Group on Degradation Kinetics,2005. EC Document Reference San-co/10058/2005 version 2.0.

30. Aguirre, L.; García, T.; Illera, M.;Juncadella, M. Validación de méto-dos analíticos AEFI. Madrid, Aso-ciación Española de Farmaceúticosde la Industria. 2001. p. 87.

387


Ap

licad

ay

Anal

ític

a

extraccion de residuos de plaguicidas en suelos asistida por ultrasonido

Documents

mgkg and

mtodo multirresiduo

nearity and precision

the reco

cromatografia de gases

um mtodo multi

were found at ra

nitrognio fsforo npd