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SEGUIMIENTO MICROBIOLÓGICO

GRUPO BIOINDICACIÓN SEVILLA

Fecha:

RESULTADOS DEL ANÁLISIS BIOLÓGICO

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INFORME CORRESPONDIENTE A UNA MUESTRA PUNTUAL DE

FANGO ACTIVO.

1. Antecedentes

Este estudio se llevó a cabo en las instalaciones de GBS en Sevilla, donde se realizó un

análisis de la macro y micro estructura de una muestra de fango activo de la unidad de

tratamiento de efluentes líquidos de la planta de bioetanol . La fecha de envío de

la muestra fue el jueves 5 de febrero, recepcionándose al día siguiente y realizándose el análisis

ese mismo día. Para el estudio de las características macroscópicas, se realizó la prueba de la

V30, a la vez que se analizaron las características microscópicas empleando un microscopio

óptico con el objetivo de 100x. Los resultados de estas pruebas permitieron dar un pronóstico del

valor del índice de fago, que define la calidad del fango y cuyo valor oscila entre 0 y 100,

dependiendo de las características. A continuación, se realizó un análisis de la población

protozoaria, determinándose la densidad de microfauna, el número de especies detectadas, el

índice de Madoni (SBI), el índice de Shannon y finalmente el reparto porcentual de los grupos de

protozoos presentes. Igualmente, se llevó a cabo la identificación y cuantificación de la

población bacteriana dominante y secundaria mediante el empleo de diferentes técnicas de

tinción (Gram, Neisser, PHB y Polifosfatos) y visualización al microscopio óptico con el

objetivo de inmersión de 1000x.

2. Material y métodos

El análisis macroscópico se lleva a cabo mediante la prueba de la V30, estudiándose

cuatro parámetros: turbidez, flóculos en suspensión del clarificado, sedimentabilidad y olor. Para

estas características se le dan una serie de valores, que ayudan a describir el fango (Isac L. et al.

2007).

Respecto al análisis microscópico, es necesario utilizar un microscopio óptico,

visualizando a través del objetivo de 100x, sobre 25 microlitros de muestra. Se lleva a cabo un

análisis de las características del flóculo (Isac L. et al. 2007) y a continuación se estudia la

diversidad de protozoos del fango a través de la identificación de las diferentes especies

presentes (Pérez B. et al, 2005).

Por último, realiza un estudio de la diversidad de las bacterias filamentosas. Se analiza la

presencia de la especie dominante y secundaria que se encuentran en el fango (Estévez F.S.

2005). Previamente es necesaria una observación in situ de la muestra sin teñir a 1000x, para

describir las especies más usuales en función de sus diferentes características morfológicas.

Posteriormente se llevan a cabo las cuatro técnicas de tinción (Gram, Neisser, PHB y

Polifosfatos), necesarias para la identificación definitiva de las especies bacterianas.


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3. Objetivos

La planta de efluentes de BIOETANOL es una planta cuyo esquema es el siguiente.

Despues de la llegada del agua residual al flotador, esta pasa a un reactor anaerobio.

Seguidamente hay dos reactores aerobios en serie y un decantador final. Dentro del proceso de

producción está el uso de concentraciones variables de sosa. Debido a esta situación los efluentes

generados presentan elevadas conductividades como se refleja en el valor final medido en el

último reactor aerobio (9.220 uS/cm) que normalmente suelen afectar al proceso biológico de la

planta de efluentes por estrés osmótico de los microorganismos. Consideramos que este puede

ser uno de los aspectos importantes a valorar y que puede ser uno de los causantes de problemas

puntuales en la planta.

A continuación, se detallan los resultados de la caracterización de la muestra, y

seguidamente se exponen algunas medidas operacionales que se pueden llevar a cabo en la

planta para optimizar el proceso.

4. Resultados

Evaluación de las características macroscópicas.

El estudio de las características macroscópicas realizado sobre esta muestra de fango

activo a través de la prueba de la V30, nos revela un fango con una turbidez media como se

observa en la Figura 1, en la que se determina un clarificado aceptable, pero en el que resulta

algo dificultoso observar el objeto colocado por detrás de la probeta. También se determina que

el nivel de flóculos en suspensión es medio, aunque dicha turbidez no está provocada por la

presencia de estos flóculos en el clarificado, siendo la presencia de crecimiento disperso

bacteriano la causa de ese cierto nivel de turbidez. Se determina que gran parte de los flóculos en

suspensión observados en el clarificado se encuentran adheridos a la superficie de la probeta

(Figura 2), por tanto podría existir ciertos problemas de viscosidad en el fango.

Figura 1: Turbidez media en la V30. Figura 2: Floculos en suspensión en la V30.


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La capacidad de decantación de la muestra es buena, alcanzando una categoría alta tras la

prueba de la V30. Tras realizar la curva de decantabilidad (Figuras 3-6), se pone de manifiesto

un valor de V30 de 300 ml/l (Figura 4) para la muestra. Estos valores demuestran una

sedimentabilidad buena del fango.

Figura 3: V5: 600 ml/l Figura 4: V30: 300 ml/l

Figura 5: V45: 260 ml/l Figura 6: V60: 250 ml/l


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La curva de decantabilidad de la muestra (Gráfica 1), se mantuvo a lo largo de una hora

con el fin de determinar fenómenos de desnitrificación que pudieran levantar la manta de fango,

sin llegar apreciarse fenómenos de este tipo a lo largo de la hora.

Gráfica 1: Curva de decantabilidad de la muestra.

Sin embargo, sí se ha llegado a observar el fenómeno de desnitrificación y con ello el

levantamiento de la totalidad de la manta de fango (Figuras 7 y 8) una vez transcurrido un día

tras el análisis de la muestra.

Figura 7: Levantamiento de la manta de fango por desnitrificación Figura 8: Presencia de burbujas de nitrógeno gas.


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En la Figura 9 se determina la presencia de partículas oscuras de pequeño tamaño en el

fango, siendo su presencia abundante. Este tipo de partículas también han sido determinadas en

muestras de fangos activos industriales que cuentan con un reactor anaerobio y que suelen

generarse ante la existencia de procesos anaerobios en los reactores.

Figura 9: Presencia de partículas de tamaño oscuro (sombreado).

Se ha determinado también una ligera capa de espumas blancas en la superficie de la

probeta (Figura 10). Estas espumas se deben a la presencia de algún producto tensoactivo o

detergente, pero que no es de importancia y en ningún caso se debe a un problema de

crecimiento de bacterias filamentosas.

Figura 10: Ligera capa de espumas en la superficie de la probeta.

El olor de la muestra es correcto, sin llegar a apreciarse olores a putrefacción ni picantes,

en los que se pudieran intuir algún tipo de problema en la planta. Respecto al color de la muestra

es anaranjado, semejante a muestras de fango activo de algunas industrias papeleras que hemos

estudiado. Este color puede deberse al proceso de producción, cuyo origen puede proceder de la


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materia prima utilizada o de productos químicos utilizados en la producción. También podría

deberse a problemas de deficiencia de nitrógeno (Jenkins habla de fangos naranjas por

deficiencia de nitrógeno).

Estos resultados, nos lleva a definir las características macroscópicas con una puntuación

de 21 respecto al índice del fango (IF). Tomando como referencia que el valor máximo que

podemos obtener respecto al IF es de 30 unidades, se obtiene un valor aceptable por encima de la

media. Los niveles medios de turbidez y de flóculos en suspensión presentes en el clarificado,

son la causa de que esta puntuación no sea mayor.

A continuación, se van a valorar las características microscópicas del fango, que nos

permitirán entender las condiciones macroscópicas observadas en la muestra.

Evaluación de las características microscópicas.

El análisis de las características del flóculo son las siguientes:

El flóculo determinado presenta una morfología irregular como consecuencia del

crecimiento filamentoso asociado, provocando que la morfología sea variable.

El tamaño flocular predominante es el medio (Figuras 13-17). También se ha

determinado la presencia de flóculos de tamaño pequeño (Figuras 11 y 12) que aparecen en

menor proporción. La presencia mayoritaria de flóculos de tamaño medio es la correcta y la que

favorece la decantación, ya que flóculos de gran tamaño que se viesen afectados por un proceso

de Bulking filamentoso no decantarían correctamente y los flóculos de pequeño tamaño, al tener

poco peso, tampoco decantarían rápidamente pudiendo quedar éstos en el sobrenadante, sin

embargo, la situación es esta muestra es la correcta respecto al tamaño flocular.

La estructura del flóculo es compacta, ya que como se observan en las imágenes,

presentan núcleos muy densos de color oscuro, presentando algunos flóculos estructuras

multinucleadas, lo que facilita la decantación de los mismos. Esta situación es observada

normalmente en depuradoras que trabajan con edades del fango elevadas como es el caso, ya que

en el histórico de analíticas adjuntadas, la edad media del fango observada se encuentra en torno

a los 15 días.

La concentración de filamentos en los flóculos es media, con un valor por lo general de

entre 5 y 20 filamentos por flóculo. Esto influye enormemente en la textura de los flóculos,

siendo fuerte y dándole consistencia a los mismos, ya que en estos casos la presencia filamentosa

actuá como “armazón” para el flóculo a partir del cual se asienta.

La cobertura de la muestra es media, entre el 10-50% del campo de visión normalmente.

Figura 11: Flóculo sde pequeño tamaño. Figura 12: Flóculos de pequeño tamaño. In vivo. 100x. Contraste de fases. In vivo. 100x. Contraste de fases.


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Figura 13: Flóculo de tamaño medio. Figura 14: Flóculo de tamaño medio.

In vivo. 100x. Contraste de fases. In vivo. 100x. Contraste de fases.

Figura 15: Flóculo de tamaño medio. Figura 16: Flóculo de tamaño medio.


Figura 17: Flóculo de tamaño medio. In vivo. 100x. Contraste de fases.


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Como ya se ha comentado, se determina un crecimiento filamentoso medio que por lo

general, está asociado principalmente a los flóculos, sin embargo, entre los diferentes morfotipos

filamentosos observados, se ha determinado la presencia de un morfotipo filamentoso (el

morfotipo T0803) cuyos filamentos se encuentran asociados tanto al flóculo, como libres en los

espacios interfloculares (Figura 19). También se ha determinado libre en los espacios entre los

flóculos la presencia de un elevado crecimiento disperso a lo largo del muestreo (Figura 18).

La presencia tanto del crecimiento disperso, como del morfotipo T0803 libre en los

espacios interfloculares, son el origen del ligero nivel de turbidez que hemos determinado en el

clarificado, ya que al no estar asociados al flóculo se mantienen en suspensión.

Figura 18: Elevada presencia de crecimiento disperso. Figura 19: Elevada presencia de bacterias filamentosas dispersas. In vivo. 1000x. Contraste de fases. In vivo. 400x. Contraste de fases.

Respecto a la diversidad de protozoos, éste ha sido el aspecto más deficiente que hemos

encontrado, ya que apenas hemos llegado a determinar la presencia de protistas en el análisis,

asignándole para esta característica un valor bajo.

El valor microscópico obtenido en total es de 43 unidades respecto al índice del fango

(IF). Tomando como referencia que el valor máximo que podemos obtener respecto al IF es de

70 unidades, hemos obtenido un valor medio, ligeramente por encima de la mitad. Se ha

determinado por lo general que la formación flocular es la correcta, lo que condiciona a que la

decantación observada sea la adecuada. La presencia de filamentos es también correcta y está

integrada principalmente en el interior de los flóculos, por tanto, no repercute en la decantación

del fango. La presencia de protozoos ha sido el aspecto deficiente, ya apenas se han llegado a

identificar protozoos en el medio.

Sumando ambos datos, el valor total del Índice de Fango (IF) es entonces de 64 unidades

considerándose este resultado como indicador de un fango bueno, cuyos valores oscilan entre 60

y 80 unidades.


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Población de Protistas y Metazoos.

Respecto al estudio más profundo de la densidad y diversidad de la microfauna, nos

determina unos valores inadecuados en esta muestra de fango.

En total se han llegado a determinar la presencia de 2 especies de protistas y una de

metazoos en la muestra.

Es posible que uno de los factores que influyen en este aspecto sea la elevada

conductividad. En estudios en plantas industriales donde los niveles de conductividad

observados han sido semejantes a este caso, se ha observado que el crecimiento de bacterias

filamentosas apenas se encuentra inhibido, pero en el caso de los protozoos, éstos si se ven

afectados enormemente por los niveles de conductividad, que genera un estrés osmótico en estos

microorganismos lo que puede provocar su desaparición, como podría ser el caso. Se han llegado

a observar fangos con una conductividad elevada y que presentan gran diversidad de protozoos,

ya que estos se pueden adaptar a condiciones de conductividades elevadas siempre que sean

estables, sin embargo, si las condiciones son variables de un día para otro o en el mismo días en

lo que respecta a la conductividad, lo que se genera es el estrés osmótico en los microorganismos

y con ello su muerte.

Las especies observadas han sido:

Vorticella sp. (Figuras 22 y 23) (20%). Esta especie es típica del fango activo,

pero como venimos comentado, presenta un cierto grado de estrés que hace que el

organismo se cotraiga o esté muerto como es el caso. Sólo se llegaron a observar

3 microorganismos en el análisis.

Cyclidium sp. (sin imagen). Esta especie suele aparecer en las primeras fases de

colonización de un fango o en periodos de una carga fuerte. Sólo se llegaron a

observar 2 microorganismos en el análisis.

Nematodo (Figura 20). Este organismo suele aparecer en fangos que presentan

elevadas edades del fango como es el caso.

Es destacable que se ha llegado a observar gran cantidad de pequeños flagelados

(Figura 21). Estos aparecen normalmente en dos situaciones: normalmente suelen

aparecer en las fases iniciales de colonización de un fango activo, aunque también

pueden aparecer en fangos de cierta madurez indicando un empeoramiento en el

estado de depuración del fango activo, como podría ser el caso, donde el fango

estudiado presenta cierto grado de madurez por la elevada edad del fango y a su

vez el nivel de pequeños flagelados es elevado.

Por tanto, se puede concluir mediante la presencia de estos protistas y pequeños

flagelados que el fango se encuentra en una nueva fase colonización, tras la desaparición de los

protistas en el medio causada por algún tipo de situación estresante, siendo posiblemente la

elevada conductividad del medio como la causa de esta situación.

Para poder llevar un control de esta situación, resultaría interesante realizar un

seguimiento diario mediante microsocopía y observar la evolución de la presencia de protozoos

en el medio, ya que de esta forma nos aseguramos si las condiciones de conductividad de la

planta inhiben a los protozoos presentes.


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Figura 20: Nematodo. Figura 21: Pequeño Flagelado In vivo. 400x. Contraste de fases. In vivo. 400x. Contraste de fases.

Figura 22: Vorticella sp. (Estresada) Figura 23: Vorticella sp. (Estresada)


Población de bacterias filamentosas.

La identificación de bacterias filamentosas en la muestra se ha valorado, atendiendo al

criterio de Jenkins et al. (1993) y Eikelboom (2006).

Los datos del conteo de la muestra indican una densidad media de bacterias filamentosas

alcanzando un valor de 69.3 m/ml.

La localización de estos filamentos es principalmente intraflocular (en el interior de los

flóculos), y por tanto, estos filamentos no influyen de forma negativa en la decantación del

fango.

La mayoría de las especies determinadas, son típicas del fango de EDARs urbanas que

también se observan en plantas industriales, aunque también se han observado especies que

únicamente suelen ser descritas en plantas industriales.

Las condiciones de dominancia y representatividad de las diferentes especies se

especifican a continuación:

El morfotipo filamentoso principal que se ha determinado, ha sido Haliscomenobacter

hydrossis (Figuras 24-35). Este filamento presenta un valor de abundancia relativa de cuatro,

indicando la presencia media entre 5 y 20 fil/floc. La presencia de este filamento está asociada

principalmente a condiciones de baja carga de oxígeno, baja carga másica y/o deficiencia de

nutrientes.


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El siguiente filamento en dominancia es Microthrix parvicella (Figuras 36-47). Para este

filamento el valor medio de abundancia relativa también es de cuatro, indicando la presencia

media entre 5 y 20 fil/floc. Este filamento está asociado a multitud de situaciones siendo

posiblemente dos de ellas las que podrían estar involucradas, por una parte, la presencia de bajas

cargas másicas y por otra parte, la presencia de influentes ricos en grasas (la capacidad

metabólica de este filamento es muy alta y está especializada en sustratos hidrofóbicos). En este

caso, la tinción de PHB muestra mucha intensidad, por lo que podría haber mucho PHB en el

fango que podría proceder de escapes de AGV del anaerobio hacia los reactores biológicos. Este

filamento también se encuentra favorecido por la presencia de bajas temperaturas.

A continuación, con una dominancia menor se determina la presencia del morfotipo

T0803 (Figuras 48-54). El valor medio de abundancia relativa para este filamento es de tres,

indicando la presencia media entre 1 y 5 fil/floc. Su presencia está asociada principalmente a

bajas cargas másicas. Este filamento en esta muestra se caracteriza porque se presenta de dos

maneras: libres entre los flóculos (suele pasar con influentes de origen industrial como es el

caso) o pueden crecer proyectándose desde la superficie del flóculo hacia el exterior. La

presencia de este filamento en su forma libre, como ya hemos comentado es la causante del

cierto nivel de turbidez observado en el clarificado de la muestra tras la decantación de la V30.

Por último, se ha determinado la presencia de un morfotipo filamentoso perteneciente al

Phyllum Alphaproteobacteria (sonda ALF-968 negativa) (Figuras 55-57). Debido a la poca

información existente de estos morfotipos filamentosos, resulta difícil averiguar cuál es la

especie observada, sin embargo, sí podemos englobarla dentro del grupo al que pertenece. Esta

especie no tiene descrita su presencia en plantas urbanas, sino sólo en las industriales. La

abundancia de este filamento es baja y sólo se han determinado en algunos flóculos.

Comentar que en otras plantas estudiadas que operan con conductividades semejantes

incuso superiores, la presencia filamentosa en cuanto a densidad de filamentos es semejante a la

observada en esta planta, por tanto, se puede deducir que estas especies se pueden adaptar

perfectamente a la hora de operar con elevadas conductividades sin que sufran síntomas de

inhibición, como sí ocurre con los protozoos.

Figura 24: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 25: Haliscomenobacter hydrossis. In vivo. 1000x. Contraste de fases. In vivo. 1000x. Contraste de fases.


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Figura 26: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 27: Haliscomenobacter hydrossis.


Figura 28: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 29: Haliscomenobacter hydrossis.


Figura 30: Tinción Gram: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 31: Tinción Gram: Haliscomenobacter hydrossis.

(Gram -). 1000x. Campo claro. (Gram -). 1000x. Campo claro.


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Figura 32: Tinción Neisser: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 33: Tinción Neisser: Haliscomenobacter hydrossis.

(Neisser -). 1000x. Campo claro. (Neisser -). 1000x. Campo claro.

Figura 34: Tinción PHB: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 35: Tinción PHB: Haliscomenobacter hydrossis. (PHB -). 1000x. Campo claro. (PHB -). 1000x. Campo claro.

Figura 36: Microthrix parvicella. Figura 37: Microthrix parvicella.



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Figura 38: Microthrix parvicella. Figura 39: Microthrix parvicella. In vivo. 1000x. Contraste de fases. In vivo. 1000x. Contraste de fases.

Figura 40: Tinción Gram: Microthrix parvicella. Figura 41: Tinción Gram: Microthrix parvicella.

(Gram +). 1000x. Campo claro. (Gram +). 1000x. Campo claro.

Figura 42: Tinción Gram: Microthrix parvicella. Figura 43: Tinción Gram: Microthrix parvicella.

(Gram +). 1000x. Campo claro. (Gram +). 1000x. Campo claro.


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Figura 44: Tinción Neisser: Microthrix parvicella. Figura 45: Tinción Neisser: Microthrix parvicella. (Neisser -). 1000x. Campo claro. (Neisser -). 1000x. Campo claro.

Figura 46: Tinción PHB: Microthrix parvicella. Figura 47: Tinción PHB: Microthrix parvicella.

(PHB +). 1000x. Campo claro. (PHB +). 1000x. Campo claro.

Figura 48: T0803 Figura 49: T0803



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Figura 50: T0803 Figura 51: T0803 In vivo. 1000x. Contraste de fases. In vivo. 1000x. Contraste de fases.

Figura 52: Tinción Gram: T0803 Figura 53: Tinción Gram: T0803

(Gram -). 1000x. Campo claro. (Gram -). 1000x. Campo claro.

Figura 54: Tinción Neisser: T0803

(Neisser -). 1000x. Campo claro.


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Figura 55: Phyllum Alphaproteobacteria (probe ALF-968 negativo). Figura 56: Phyllum Alphaproteobacteria (probe ALF-968 negativo).


Figura 57: Tinción Gram: P. Alpha. (probe ALF-968 negativo).

(Gram +). 1000x. Campo claro.

Por último, resaltar que se ha determinado la presencia de agrupaciones bacterianas

(Figuras 58-61), normalmente asociadas al flóculo. Estas formaciones bacterianas, que tienen

una presencia media en el fango, son productoras de exopolisacáridos o polímeros extracelulares

(EPS), que a concentraciones elevadas pueden generar viscosidad en el fango, pudiendo

desencadenar fenómenos de bulking viscoso, sin darse el caso actualmente. La presencia de estas

agrupaciones pueden deberse a un posible Tiempo de Residencia Hidráulico (TRH) elevado en la

planta.

Una planta donde el TRH es alto, éste afecta a las agrupaciones bacterianas

presentándose un metabolismo endógeno por parte de las bacterias, que también es origen del

bulking viscoso. En esta muestra se ha determinado ligeros síntomas de viscosidad cuando tras la

decantación del fango, se han observado números flóculos en suspensión en el clarificado que se

han quedado adheridos a la superficie de la probeta. En este caso, la viscosidad actúa como una

especie de “pegamento”.


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Figura 58: Agrupaciones bacterianas. Figura 59: Agrupaciones bacterianas.


Figura 60: Agrupaciones bacterianas. Figura 61: Agrupaciones bacterianas. In vivo. 1000x. Contraste de fases. In vivo. 1000x. Contraste de fases.

Además, también se ha realizado la tinción de polifosfatos, que pone de manifiesto una

presencia media de polímeros extracelulares (EPS) (Figuras 62-65). Estos EPS, son polímeros

segregados por las agrupaciones bacterianas como medida de protección ante situaciones de

estrés de las bacterias y contribuyen normalmente a aumentar los niveles de viscosidad de las

muestras de fango, que podrían desencadenar en problemas de bulking viscoso, como se ha

comentado anteriormente, sin darse el caso en la actualidad.


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Figura 62: Tinción Polifosfatos: EPS. Figura 63: Tinción Polifosfatos: EPS. 1000x. Campo claro. 1000x. Campo claro.

Figura 64: Tinción Polifosfatos: EPS. Figura 65: Tinción Polifosfatos: EPS.

1000x. Campo claro. 1000x. Campo claro.


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5. Conclusiones

Características macroscópicas: 21 unidades

Características microscópicas: 43 unidades

IF: 64 unidades (categoría buena)

Filamentos Dominantes: Haliscomenobacter hydrossis.

Filamento Secundario: Microthrix parvicella, T0803 y Phyllum Alphaproteobacteria

(sonda ALF-968 negativa)

Abundancia de bacterias filamentosas: Categoría numérica 4 (5-20 filamentos/flóculo)

m/mL de Filamentos: 69.3 m/ml

Principal efecto del crecimiento filamentoso: formación flocular.

Densidad protozoaria: deficiente

Grupo Dominante: Imposibilidad de valorarlo (ausencia de protozoos).

SBI: Imposibilidad de valorarlo (ausencia de protozoos).

H: Imposibilidad de valorarlo (ausencia de protozoos).

Una vez realizado el estudio microbiológico, se establecen varias conclusiones

determinantes para optimizar el funcionamiento de la misma:

Se establece que valores elevados de conductividad es un factor estresante para la

microbiota presente en el fango activo. Se determina que el grupo de protozoos

observado presenta síntomas de inhibición llegando incluso a desaparecer. La presencia

de bacterias filamentosas es la correcta y no se ve afectada por este aspecto.

La presencia de oxígeno en los reactores debe de ser continua y los más homogénea

posible. Hay que asegurarse siempre de que no existan zonas de los reactores en las que

pueda producirse procesos anaerobios ante la falta de oxígeno. Se recomienda que la

consigna de oxígeno no baje nunca de 1 ppm.

En las gráficas y analíticas adjuntadas, se observa una enorme variabilidad en cuanto a

los parámetros en días consecutivos. Los niveles de SST oscilan entre los 3000 y 7000

mg/l e igual pasa con los valores de DQO (entre 400 y 1000 mg/l). Estas oscilaciones,

pueden afectar enormemente a los organismos filamentosos, pudiendo desencadenar en


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un crecimiento masivo de filamentos. Por tanto, se recomienda que lo ideal es que las

condiciones del medio no fuesen tan cambiantes.

Existe la posibilidad de que las condiciones de entrada a la conductividad a la planta

también fuesen muy variables. Sería recomendable que se llevara a cabo a partir de ahora

un histórico junto con el resto de las analíticas de los niveles de conductividad tanto al

efluente de entrada, como en los reactores y valorar si existen oscilaciones bruscas que

influyan en un posible estrés osmótico. Sería interesante saber también cual de las líneas

de llegada al tanque de homogeneización presenta mayor conductividad, por si fuera

posible desviarla de la planta. En numerosas ocasiones coincide que la línea de

producción que aporta más conductividad a la planta es la que menos caudal tiene de

todas y es posible un tratamiento particular y específico.

Respecto al fenómeno de desnitrificación observado en la probeta y como comentado,

ocurre en el decantador secundario, al no contar con un reactor anóxico, existe la

posibilidad en muchos plantas de trabajar con marchas y paradas programadas en los

reactores aerobios, lo cual permite en la fase de marcha (aerobia) oxidar el nitrógeno

amoniacal y transformarlo en nitratos y nitritos y en la fase de parada (anóxica-parada de

las bombas de oxigenación y de recirculación) se permite la reducción de las bacterias, y

por tanto la liberación del nitrógeno gas en el reactor y no en el decantador con el

inconveniente del escape de sólidos en la salida. Si esto no es posible, se recomienda que

el tiempo de residencia del fango en el decantador sea lo menor posible para poder evitar

los fenómenos de desnitrificación.


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6. Bibliografía.

Pérez-Uz B.; Serrano S.; Arregui L.; Calvo P.; Guinea A. 2005. Identificación de protistas en

E.D.A.R.

Estévez F.S. 2005. Descripción de microorganismos filamentosos. Características morfológicas y

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Isac L.; Fernández N.; Rodríguez E. 2007. Características morfológicas y tinciones de

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Ramalho, R.S. 1993. Tratamiento de aguas residuales. Faculty of Science and Engineering.

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Tratamiento de Aguas Residuales.

Pedro Infante Romero. Colaborador de GBS. Sede: Estación depuradora La Ranilla. Barriada San José de Palmete s/n. 41006-Sevilla CIF: G-91450742. E-mail: [email protected]. www.grupobioindicacionsevilla.com

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