TECNOLÓGICO DE COSTA RICA
ESCUELA DE QUÍMICA - INGENIERÍA AMBIENTAL
UNIVERSITÄT LEIPZIG
FAKULTÄT FÜR CHEMIE UND MINERALOGIE
Proyecto Final de Graduación para optar por el grado de
Licenciatura en Ingeniería Ambiental
Estudio teórico de la química de espines aplicada a organismos
fotosintéticos para su eventual uso como fuente de energía
MONSERRATH VEGA CÁRDENAS
Cartago, junio 2020
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DEDICATORIA
Quiero dedicar esta tesis a mis papás que siempre han sido un apoyo incondicional en mi
formación académica y en cada aspecto de mi vida, me han enseñado que con carácter y
voluntad puedo lograr grandes cosas y que el trabajo duro es recompensado con una gran
satisfacción. Ellos, con gran esfuerzo, han trabajado toda su vida para darme la mejor
educación posible y me han formado para ser una gran profesional y persona en el futuro.
Gracias por darme tantas oportunidades increíbles y por inspirarme a ser una mejor versión
de mí. También quiero agradecer a mis hermanas, Mariana y María José, que sin duda han
sido un soporte durante toda mi vida y han sabido apoyarme en momentos cruciales y por
supuesto, a mi prometido, que me ha apoyado durante toda mi carrera universitaria y me ha
mostrado que soy una mujer capaz de todo lo que me propongo, gracias por estar siempre
empujándome para seguir adelante y motivándome para nunca renunciar cuando el camino
se pone difícil. Por último, quiero dedicar mi tesis al resto de mi familia, porque son lo más
importante para mí y siempre han estado presentes en todo momento de mi vida y sin duda
no sería la persona que soy sin ellos.
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AGRADECIMIENTOS
Quiero agradecer a la Vicerrectoría de Vida Estudiantil y Asuntos Académicos (VIESA) del
Tecnológico de Costa Rica por la beca otorgada para viajar a la Universidad de Leipzig,
Alemania y así permitirme ampliar mis conocimientos en el área de Resonancia Magnética
Nuclear, para una mejor comprensión de mi tema de tesis y una experiencia de
enriquecimiento profesional y personal. A mi profesor tutor, el Dr. Isaac Céspedes Camacho,
por su apoyo durante todo el proceso y por permitirme desarrollar un tema fuera de nuestro
campo cotidiano de conocimiento, permitiéndome conocer los alcances que puedo tener con
mucha dedicación y trabajo y ampliando el campo de acción de una futura ingeniera
ambiental. También quiero extender un especial agradecimiento a las personas que dedicaron
parte de su tiempo a explicarme sobre Resonancia Magnética Nuclear, tanto de forma teórica
como práctica, y recibiéndome en su equipo de trabajo de manera tan amena: Prof. Dr. Jörg
Matysik, M.Sc. Lisa Köhler, Prof. Dr. Chen Song, M.Sc. Patrick Kurle, M.Sc. YongHong
Ding, Dr. Pavlo Bielytskyi y a todo el equipo del grupo de investigación del Prof. Matysik,
quienes me hicieron sentir bienvenida en la Universidad de Leipzig. Un agradecimiento
personal a Rico Warias por su incondicional ayuda con mi estadía en Leipzig y en la
Universidad.
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TABLA DE CONTENIDO
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................... 15
1.1. Objetivos ............................................................................................................... 16
2. MARCO CONCEPTUAL ..................................................................................... 18
2.1. Principios de la Resonancia Magnética Nuclear (RMN) y Química de Espines ...... 18 2.1.1. Espín de un núcleo atómico ....................................................................................................... 18 2.1.2. Momentos magnéticos nucleares ............................................................................................... 19 2.1.3. Absorción de energía ................................................................................................................. 20 2.1.4. Densidad de población en los estados de espín nuclear ............................................................. 24 2.1.5. Equipo de espectroscopia de RMN ............................................................................................ 25 2.1.6. Resonancia Magnética Nuclear en estado sólido ....................................................................... 28
2.2. Aplicaciones de la espectroscopia de RMN ............................................................ 32
2.3. Fotosíntesis ............................................................................................................ 36 2.3.1. Longitudes de onda utilizadas en la fotosíntesis ........................................................................ 36 2.3.2. Pigmentos fotosintéticos ............................................................................................................ 37 2.3.3. Lugar de desarrollo de la fotosíntesis ........................................................................................ 39 2.3.4. Fases de la fotosíntesis ............................................................................................................... 40 2.3.5. Fotosistemas ............................................................................................................................... 40 2.3.6. Diferencias entre los fotosistemas I y II .................................................................................... 45 2.3.7. Reacciones dependientes de la luz ............................................................................................. 46
3. MATERIALES Y MÉTODOS .............................................................................. 48
4. DISCUSIÓN Y ANÁLISIS DE RESULTADOS .................................................... 50
4.1. Espines en la fotosíntesis ........................................................................................ 50
4.2. Hiperpolarización: Efecto photo-CIDNP ............................................................... 53 4.1.1. Experimentos de RMN con photo-CIDNP en estado sólido ..................................................... 56
4.3. ¿Qué se puede obtener a partir de los espectros de RMN en estado sólido con el
efecto photo-CIDNP? ......................................................................................................... 63
4.4. Aplicaciones actuales relacionadas a la obtención de energía a partir de organismos
fotosintéticos ...................................................................................................................... 64
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ...................................................... 73
6. REFERENCIAS CONSULTADAS....................................................................... 75
6
LISTA DE TABLAS
Tabla 2.1 Número cuántico de espín de algunos de los isótopos más comunes estudiados
mediante RMN. .................................................................................................................... 18
Tabla 2.2.Valores de campos magnéticos (B0) y frecuencias (υ) en los que un núcleo
presenta resonancia nuclear. ................................................................................................. 22
Tabla 2.3. Variación del exceso de núcleos de 1H según la frecuencia de operación. ......... 25
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LISTA DE FIGURAS
Figura 2.1. Estados de espín de un protón en ausencia y presencia de B0 (Laurella, 2017). 19 Figura 2.2. Estados de espín permitidos para un protón (“Introdución ao RMN”, s/f). ....... 20 Figura 2.3. (a) Precesión de un trompo debido al campo magnético de la Tierra, (b)
Precesión de un núcleo tras absorber energía (Pavia et al., 2009). ....................................... 23 Figura 2.4. Diagrama del proceso de Resonancia Magnética Nuclear (Pavia et al., 2009). . 24 Figura 2.5. Equipo de espectroscopia de RMN de 200 MHz para protones con sonda de
estado sólido presente en el Instituto de Química Analítica de la Universidad de Leipzig
(Fuente: Propia). ................................................................................................................... 26 Figura 2.6. Diagrama de la intensidad del pulso corto en el tiempo (Lambert & Mazzola,
2004). .................................................................................................................................... 27 Figura 2.7. Diagrama del rango de frecuencias contenidas en un pulso (Lambert &
Mazzola, 2004). .................................................................................................................... 27 Figura 2.8. Señal de Caída de Inducción Libre para los 1H del fenilacetato de etilo a 300
MHz (Lambert & Mazzola, 2004). ....................................................................................... 28 Figura 2.9. Representación esquemática de la disposición experimental para el giro de la
muestra con el MAS θ=54°44' (Cruz Díaz, 2017). ............................................................... 30 Figura 2.10. Espectro de RMN de 31P del óxido de trifenilfosfina en estado sólido, a
diferentes frecuencias de MAS. Donde: (a) sin giro, (b) giro a 1.5 kHz y (c) giro a 3.0 kHz
(Escudero-Belmonte, 2005). ................................................................................................. 30 Figura 2.11. Distribución energética del conjunto de las ondas electromagnéticas conocido
como Espectro Electromagnético. ........................................................................................ 37 Figura 2.12. Molécula Chl A y B, pigmento principal en el proceso fotosintético. ............. 38
Figura 2.13. Molécula de caroneto, pigmento accesorio en la captación de energía
lumínica y disipador de energía excedente. .......................................................................... 39 Figura 2.14. Microscopía electrónica de un cloroplasto y sus componentes principales. .... 39 Figura 2.15. Esquema simplificado del complejo pigmento-proteína, conocido como
fotosistema, formado por el CR y el complejo antena (Fuente: Propia). ............................. 42 Figura 2.16. Estados de oxidación de la quinona, molécula aceptora de electrones (Berg,
Tymoczko, & Stryer, 2007). ................................................................................................. 43 Figura 2.17. Estructura 3D del CR fotosintético del FII (Mamedov et al., 2015). ............... 44 Figura 2.18. Estructura 3D del CR fotosintético del FI (Mamedov et al., 2015). ................ 44 Figura 2.19. Diagramas del FI y del FII de un organismo fotosintético (Khan, s/f). ........... 46 Figura 2.20. Diagrama de las reacciones dependientes de la luz en el proceso fotosintético
(Khan, s/f). ............................................................................................................................ 47 Figura 4.1. Modelo vectorial de los estados de espín (Céspedes-Camacho & Matysik,
2014). .................................................................................................................................... 51 Figura 4.2. Esquema simplificado del Radical-Pair Mechanism (RPM), útil para
comprender el proceso fotosintético (Fuente: Matysik, J.). ................................................. 52 Figura 4.3. Espectros de 13C MAS RMN del CR con agotamiento de quinona de R.
sphaeroides WT (A1, A2) y del mutante R26 sin carotenoides (B1, B2) en la oscuridad (A1,
B1) y bajo iluminación continua con luz blanca (A2, B2) a 4.7 T (Wang et al., 2016). ...... 54
8
Figura 4.4. Fotografía de la fibra óptima para iluminación de la muestra dentro de la sonda.
Del lado derecho también se puede observar el ángulo mágico (Fuente: Propia). ............... 55 Figura 4.5. Espectros de 13C MAS RMN del CR con agotamiento de quinona de R.
sphaeroides WT en la oscuridad (negro) y bajo iluminación (rojo) a 17.6 T (A), 9.4 T (B),
4.7 T (C) y 2.4 T (D) a 235 K y bajo una frecuencia de MAS de 8 kHz y desacoplamiento
de 1H (Thamarath, Bode, et al., 2012). ................................................................................. 56 Figura 4.6. Espectros de 13C MAS RMN del CR con agotamiento de quinona de R.
sphaeroides R26 en la oscuridad (negro) y bajo iluminación (rojo) a 17.6 T (A), 9.4 T (B),
4.7 T (C) y 2.4 T (D) a 235 K y bajo una frecuencia de MAS de 8 kHz y desacoplamiento
de 1H (Thamarath, Bode, et al., 2012). ................................................................................. 57 Figura 4.7. Espectros de 13C MAS RMN de fragmentos de membrana de Hb. mobilis en la
oscuridad (a) y bajo iluminación continua (b) a 17.6 T (A), 9.4 T (B) y 4.7 T (C) y bajo una
frecuencia de MAS de 8 kHz (Roy et al., 2008)................................................................... 58 Figura 4.8. Espectros de 13C MAS RMN de células enteras Hb. mobilis Braunstoff en la
oscuridad (A) y bajo iluminación (B) y de Hb. mobilis Grünstoff en la oscuridad (C) y bajo
iluminación (D) a 4.7 T y 235 K (Thamarath, Alia, et al., 2012). ........................................ 59 Figura 4.9. Espectros de 15N MAS RMN del FI y FII de Spinacia oleracea. Se obtuvieron
espectros del FI (A, oscuro; B, bajo iluminación) a 9,6 T y los espectros del FII (C, oscuro;
D, bajo iluminación) a 4,7 T (Diller et al., 2007). ................................................................ 60 Figura 4.10. Patrones de densidad de espín de los electrones basados en las intensidades del
15N photo-CIDNP. Se pueden observar los patrones de densidad de espín de los cofactores
donantes de FI (A) y FII (B). El tamaño de los círculos es proporcional a la intensidad
relativa de la señal (Diller et al., 2007)................................................................................. 61 Figura 4.11. Árbol filogenético de la vida (Kelk, Stamoulis, & Wu, 2018) (Hasegawa,
2017) (Horiike, 2016) (Niranjan, 2011) (Edwards, 2019). Los cuadrados señalan los grupos
con organismos fotosintéticos y los grupos señalados con rojo tienen organismos en los
cuáles se ha estudiado el efecto photo-CIDNP (Blankenship, 2014). .................................. 62 Figura 4.12. Espectros de 15N MAS RMN de R. sphaeroides R26 en la oscuridad (negro) y
bajo iluminación (rojo) a 247 K, 9.4 T y 8176 Hz (Bielytskyi, Grasing, Zahn, Alia, et al.,
2019). .................................................................................................................................... 63 Figura 4.13. Ilustración del funcionamiento de Bioo-Lite (“Bioo-Lite, la planta inteligente
con la que podrás cargar tu celular”, s/f). ............................................................................. 66 Figura 4.14. Diagrama de una celda solar microbiana donde (A) es una celda de
combustible microbiano (P-MFC) y (B) es un tipo específico de P-MFC, con plantas como
organismos fotosintéticos (Helder, 2012). ............................................................................ 66 Figura 4.15. Sección transversal del experimento con plantas de arroz y compostaje
(Moqsud et al., 2014). ........................................................................................................... 67 Figura 4.16. Ilustración del mecanismo para la conversión de energía sobre la base de la
triboelectrificación que ocurre en la cutícula cuando se toca con un material dieléctrico
(representado en gris) (Meder et al., 2018). ......................................................................... 68 Figura 4.17. Modelaje del comportamiento del flujo de iones en la LFC de acuerdo con el
principio de electroquímica con consideración sobre el efecto de eficiencia (Ying-Ying &
Dayou, 2016). ....................................................................................................................... 68 Figura 4.18. Ilustración de la hoja artificial compuesta por una lámina de Si de triple unión
recubierta con NiMoZn y Co-OEC (Nocera, 2012). ............................................................ 71
9
Figura 4.19. Diagrama de la construcción de la hoja artificial compuesta por una lámina de
Si de triple unión recubierta con NiMoZn y Co-OEC (Fountain, 2016). ............................. 71
10
SIGLAS Y ACRÓNIMOS
in situ En el lugar
in vivo Dentro de lo vivo
in vitro Dentro del vidrio
i.e. id est (Esto es)
e.g. exempli gratia (Por ejemplo)
vide infra Ver abajo
vide supra Ver arriba
CO2 Dióxido de carbono
RMN Resonancia Magnética Nuclear
I Número cuántico de espín nuclear
B0 Campo magnético aplicado/externo
μ Momento magnético
h Constante de Planck
J Constante de acoplamiento (según el
contexto)
υ Frecuencia
E Energía
∆E Diferencia de energía
γ Relación giromagnética
rad Radianes: Unidad de medida para ángulos
T Tesla: Unidad de inducción magnética o
densidad de flujo magnético (según el
contexto)
G Gauss: Unidad de inducción magnética o
densidad de flujo magnético
Hz Hertz: Unidad de medida de frecuencia
ω Frecuencia de Larmor
k Constante de Boltzmann
N Población (según el contexto)
11
T Temperatura (según el contexto)
K Kelvin
ºC Grados Celsius
J Joule (según el contexto)
s Segundo
ppm Partes por millón
mol Mol: Unidad de medida de la cantidad de
sustancia
V Voltio: Unidad de medida de la tensión y
fuerza electromotriz
W Watt: Unidad de medida de la potencia
eléctrica
m2 Metro cuadrado: Unidad de medida de área
N Newton: Unidad de cantidad de fuerza
aplicada (según el contexto)
CIL Señal de Caída de Inducción Libre
J Constante de acoplamiento (según el
contexto)
MAS Magic-angle spinning - Ángulo mágico
H2O Agua
O2 Oxígeno
km Kilómetro
λ Longitud de onda
nm Nanómetro
FI Fotosistema I
FII Fotosistema II
CR Centro de reacción
Chl Clorofila
BChl Bacterioclorofila
Phe Feofitina
BPhe Bacteriofeofitina
12
P700 Par especial del FI
P680 Par especial del FII
NADP+ Coenzima nicotinamida adenina
dinucleótido fosfato en su forma oxidada
NADPH Coenzima nicotinamida adenina
dinucleótido fosfato en su forma reducida
ADP Nucleótido adenosín difosfato
ATP Nucleótido adenosín trifosfato
3D Tercera dimensión
P Pigmento
P* Pigmento excitado
QA Quinona A
QB Quinona B
TE Transporte de electrones
D Donador de electrones
RPM Radical-Pair Mechanism
ISC Intersystem Crossing
Photo-CIDNP Photochemically induced dynamic nuclear
polarization
RuBisCo Ribulosa-1,5-bisfosfato
carboxilasa/oxigenasa. Enzima que se
encuentra en los cloroplastos de los
organismos autótrofos
MFC Celda de combustible microbiano
P-MFC Celda de combustible microbiano-vegetal
TENG Nanogeneradores triboeléctricos
LFC Celda de Combustible de Planta Viva
WT Tipo natural
R26 Mutante sin carotenoides
OEC Complejo evolutivo del oxígeno
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RESUMEN
Durante muchos años el consumo de combustibles fósiles, como principal fuente de energía,
ha liberado grandes cantidades de gases de efecto invernadero, lo que ha generado cambios
significativos en las condiciones climáticas y una búsqueda de fuentes de energía alternativas.
La simulación de los procesos fotosintéticos a partir del uso y aprovechamiento de
organismos biológicos es una opción cada vez más viable para obtener energía. No obstante,
en el desarrollo de estas tecnologías, se hace omisión del aporte que la química de espines
puede brindar en la comprensión y optimización de la fotosíntesis artificial. Gracias al estudio
de la técnica conocida como Resonancia Magnética Nuclear (RMN) es posible evaluar el
papel que la química de espines tiene en el desarrollo de los procesos fotosintéticos. Mediante
una revisión bibliográfica exhaustiva de fuentes primarias y secundarias, apoyadas en
entrevistas con expertos internacionales, se ha efectuado un análisis del papel que la química
de espines tiene en una serie de organismos que realizan el proceso de fotosíntesis. Al
analizar varios espectros de RMN en estado sólido de los centros de reacción de los
cloroplastos de ciertas plantas y bacterias, que han sido expuestos a iluminación continua, se
han encontrado densidades electrónicas significativas en sitios moleculares específicos. Esta
información, junto a un análisis de una serie de proyectos en los que se han desarrollado
prototipos para obtener energía mediante fotosíntesis artificial, permite concluir que es
necesario (y justificado) considerar a la química de espines como un actor clave para la
optimización de los procesos y estudios en fotosíntesis artificial y, por tanto, vital en un
proceso de obtención de energía.
Palabras clave: Resonancia Magnética Nuclear, Fotosíntesis, Química de espines,
Hiperpolarización, Energías renovables.
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ABSTRACT
For many years the consumption of fossil fuels, as the main source of energy, has released
large amounts of greenhouse gases, which has generated significant changes in climate
conditions and a constant search for alternative energy sources. The simulation of
photosynthetic processes through the use and exploitation of biological organisms is a viable
option for obtaining energy. However, in the development of these technologies, the
contribution that spin chemistry can provide in the understanding and optimization of
artificial photosynthesis has been omitted. Thanks to the study of the technique known as
Nuclear Magnetic Resonance (NMR) it is possible to evaluate the role that spin chemistry
has in the development of photosynthetic processes. Through an exhaustive literature review
of primary and secondary sources, supported by interviews with international experts, an
analysis of the role of spin chemistry in a number of organisms that perform the process of
photosynthesis has been performed. By analyzing several solid-state NMR spectra of the
reaction centers of chloroplasts in certain plants and bacteria -which have been exposed to
continuous illumination- significant electronic densities have been found at specific
molecular sites. This information, together with an analysis of a series of projects in which
prototypes have been developed to obtain energy through artificial photosynthesis, allows us
to conclude that it is necessary (and justified) to consider the chemistry of spines as a key
actor for the optimization of the processes and studies in artificial photosynthesis and,
therefore, vital in a process of obtaining energy.
Keywords: Nuclear Magnetic Resonance, Photosynthesis, Spin Chemistry,
Hyperpolarization, Renewable energy.
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1. INTRODUCCIÓN
Durante muchos años el consumo de combustibles fósiles, como principal fuente de energía,
ha liberado grandes cantidades de gases de efecto invernadero, suficientes para retener más
calor en las capas inferiores de la atmósfera y alterar el clima mundial. Dicha situación ha
originado que durante los últimos años cada década sea más cálida que cualquier década
anterior desde 1850 (IPCC, 2019) (OMS, 2018) (IPCC, 2018). Es por esta razón que, en los
últimos años, se ha hecho un mayor esfuerzo por desarrollar tecnologías que permitan
explorar otras fuentes energéticas.
En Costa Rica la matriz energética eléctrica se basa en cinco fuentes renovables principales
(ICE, 2015), en 2018 el Instituto Costarricense de Electricidad reportó una producción de
energía compuesta en un 73.48% hidroeléctrica, 15.84% eólica, 8.52% geotérmica, 0.67% a
partir de la biomasa, 0.09% solar y finalmente, como medio de respaldo, un 1.4% a partir de
combustibles fósiles (Madrigal, 2019). Estas fuentes de energía renovables, como lo son la
hidroeléctrica, solar, eólica, geotérmica y la proveniente de biomasa, son utilizadas como un
medio para reducir el uso de combustibles fósiles (Stigka, Paravantis, & Mihalakakou, 2014)
pero no como medio para sustituir su uso y esto se debe a ciertas limitaciones importantes
que presentan cada una de estas fuentes renovables.
La principal limitación que tiene la energía hidráulica, solar y eólica es que se ven afectadas
por las variaciones climatológicas, e.g., para el caso de la energía hidroeléctrica puede haber
una disminución en la generación de energía debido a la escasez de agua durante las épocas
más secas; en el caso de la energía solar, además de que requiere de un terreno
significativamente grande para poder operar de manera rentable, es una fuente de energía
intermitente, ya que depende del clima y del número de horas-sol al año. Para el caso de la
energía eólica, esta depende del viento en la zona, por lo que se debe realizar un estudio de
mediciones de éste para tener una evaluación del potencial energético del lugar. Por otro lado,
el caso de la energía geotérmica se debe a que no puede ser instalada en cualquier punto, si
no que debe cumplir ciertos requisitos para poder desarrollarse. Finalmente, en el caso de la
energía a partir de desechos biomásicos, resulta ser poco competitiva si se requiere de una
16
alta generación a gran escala, ya que depende de los residuos generados en un proceso de
manufacturación (Contreras & Sauma, 2017) (Castillo-Wagemann, 2013).
Por otra parte, en Costa Rica, se creó el Plan Nacional de Energía 2015-2030, el cual aspira
tanto a enfrentar los retos actuales más urgentes en materia energética, como a inducir
transformaciones profundas en los procesos de producción, distribución y consumo de
energía. En concreto, se busca provocar un salto hacia un futuro caracterizado por un bajo
nivel de emisiones en la economía nacional, el desarrollo de procesos de generación y uso de
energía más respetuosos de los límites del entorno natural, la construcción de una matriz
energética más capaz de sostener la competitividad de las industrias nacionales y una mayor
contribución del sector de energía a la calidad de vida de la población (MINAE & PNUD,
2015).
Por estas razones, se considera necesaria la búsqueda de nuevas fuentes de energía que
permitan la disminución de la dependencia de los combustibles fósiles para la generación de
electricidad. Por lo tanto, se desea estudiar si la química de espines puede ser un actor clave
para la optimización de los procesos de obtención de energía a partir de organismos
fotosintéticos.
1.1.Objetivos
Objetivo General:
Analizar el papel de la química de espines en la optimización de los procesos de obtención
de energía a partir de organismos fotosintéticos.
Objetivos Específicos:
1. Identificar los principales fenómenos de la Resonancia Magnética Nuclear y la
química de espines.
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2. Conocer los principios del proceso fotosintético y la transferencia de electrones que
ocurre en el mismo.
3. Examinar el papel de la química de espines en los procesos fotosintéticos.
4. Presentar a los organismos fotosintéticos como una posible fuente de energía a partir
de estudios e investigaciones realizadas a la fecha.
18
2. MARCO CONCEPTUAL
2.1.Principios de la Resonancia Magnética Nuclear (RMN) y Química de Espines
Para poner en contexto y generar un marco de referencia, a continuación, se presentan los
principios de RMN y cómo se desarrolla esta técnica para lograr comprender su papel en el
estudio teórico de la química de espines aplicada a organismos fotosintéticos para su eventual
uso como fuente de energía.
2.1.1. Espín de un núcleo atómico
Los núcleos de los átomos tienen carga eléctrica y se comportan como imanes, dado que
tienen un momento magnético intrínseco, llamado espín nuclear (Laurella, 2017). Esta
propiedad hace que el núcleo se comporte como si estuviera girando y solo sucede cuando el
núcleo atómico posee masa y/o número atómico (i.e. cantidad de protones) impar, así es como
va a poseer un momento angular de espín cuantificado (Shoolery, 2008).
Cada núcleo con espín tiene permitida una cantidad de estados de espín específica y está
determinada por el número cuántico de espín nuclear I. Para cada núcleo hay 2I + 1 estados
de espín permitidos (ver tabla 2.1) que van desde +I hasta -I (Levitt, 2008).
Tabla 2.1 Número cuántico de espín de algunos de los isótopos más comunes estudiados
mediante RMN.
Isótopos
1H 13C 15N 19F 31P 27Al 29Si
Número cuántico de espín nuclear (I) 1
2 1
2
1
2
1
2 1
2
5
2
1
2
Estados de espín 2 2 2 2 2 6 2
Fuente: (Iggo & Luzyanin, 2020) (Pavia, Lampman, Kriz, & Vyvyan, 2009).
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2.1.2. Momentos magnéticos nucleares
En ausencia de un campo magnético externo aplicado (B0), todos los estados de espín de un
núcleo están degenerados (i.e. tienen la misma energía), pero en el momento en que se aplica
un B0, se elimina la degeneración y la energía de dichos estados es ligeramente diferente
entre ellos (ver figura 2.1); este escenario se da debido al efecto Zeeman (Halse, 2016) y la
diferencia de energía entre un estado y otro es conocida como división de Zeeman, la cual
depende de la intensidad de B0, tal y como se observa en la figura 2.1 (Levitt, 2008). Zeeman
descubrió que, si uno expone un electrón a un campo magnético externo, el electrón puede
tomar los valores de estados estables conocidos como eigenstates, es decir, puede tomar un
valor identificado como -1/2, que se podría llamar estado menos estable o excitado (ya que
está opuesto a la dirección de B0) o +1/2, que se suele llamar estado estable (ya que está
alineado con el B0). Al aumentar B0 la diferencia de energía entre el estado estable y el
excitado aumenta.
Figura 2.1. Estados de espín de un protón en ausencia y presencia de B0 (Laurella, 2017).
Por lo tanto, al aplicar B0, el núcleo va a tener un momento magnético 𝜇, alineado u opuesto
a la dirección de dicho campo, como se observa en la figura 2.2, ya que el núcleo es una
partícula cargada (Lambert & Mazzola, 2004).
20
Figura 2.2. Estados de espín permitidos para un protón (“Introdución ao RMN”, s/f).
El Prof. Matysik, de la Universidad de Leipzig, indica que al menos así funcionaba en los
inicios de la RMN, pero esto solo era eficiente cuando se utilizaba una onda continua con
diferentes frecuencias para irradiar la muestra, en cambio, ahora se utiliza una radiación
pulsada. Este pulso no solo induce el cambio hacia los eigenstates (±1/2) sino que, según
el ángulo del pulso, este puede tomar otros valores no estables (no eigenstates), e.g., 90º, el
cual toma un valor transversal con la frecuencia de Larmor (vide infra) y luego será detectado
por una bobina.
2.1.3. Absorción de energía
El fenómeno de RMN en realidad ocurre cuando el núcleo está expuesto a un B0 y, por lo
tanto, es incitado a absorber energía y cambiar la orientación del espín. Esta energía que
absorbe el núcleo debe igualar la diferencia de energía entre los estados de espín involucrados
para poder cambiar dicha orientación (Pavia et al., 2009).
Eabsorbida = (Eestado −12− E
estado +12) = f(B0)
(1.1)
La magnitud de la diferencia de energía entre los estados de espín también depende de la
carga y masa del núcleo, ya que estas son diferentes para cada núcleo, presentan una relación
21
de momento magnético y momento angular particular para cada uno. Esta relación, llamada
relación giromagnética (γ), es constante para cada núcleo y determina la dependencia de
energía con B0 (Pavia et al., 2009).
∆E = f(γB0) = hυ (1.2)
donde h es la constante de Plank (6.624 × 10−34 J ∙ s) y υ es la frecuencia.
Dado que el momento angular del núcleo es cuantificado en unidades de h
2π, la ecuación final
sería:
∆E = γ(h
2π)B0 = hυ
(1.3)
υ = (γ
2π)B0
(1.4)
En la Tabla 2.2 se presentan los valores de B0 y υ, en los cuales los núcleos de algunos átomos
presentan resonancia.
Sin la aplicación de un B0, los espines giran aleatoriamente. Al absorber energía inician un
proceso de precesión (i.e. fenómeno similar al del movimiento de un trompo) que se da en el
momento en que se aplica un B0, tal y como se observa en la figura 2.3 (Pavia et al., 2009).
22
Tabla 2.2.Valores de campos magnéticos (B0) y frecuencias (υ) en los que un núcleo
presenta resonancia nuclear.
Isótopo Abundancia
natural (%)
Tasa giromagnética
(γ) (rad/T)
Campo
magnéticos (B0)
(T)
Frecuencia (υ)
(MHz)
1H
99.08 267.53
1.41
2.35
4.70
7.05
60.0
100.0
200.0
300.0
13C
1.108 67.28
1.41
2.35
4.70
7.05
15.1
25.0
50.0
75.0
15N
0.364 -27.1 9.4 40.5
19F
100 251.7 1.00 40.0
31P
100 108.3 1.00 17.2
27Al
100 69.763 11.74 130.318
29Si
4.685 -53.190 11.74 99.362
Fuente: (Iggo & Luzyanin, 2020) (Pavia et al., 2009).
23
Figura 2.3. (a) Precesión de un trompo debido al campo magnético de la Tierra, (b)
Precesión de un núcleo tras absorber energía (Pavia et al., 2009).
Cuando B0 es aplicado, el núcleo comienza a precesar sobre su propio eje de espín con una
frecuencia angular ω, llamada frecuencia de Larmor (Lambert & Mazzola, 2004). Esta
frecuencia de precesión es directamente proporcional a la fuerza de B0 (Pérez, 2009), es decir,
entre más fuerte sea B0, mayor será la tasa de precesión ω (Corredor, 2016) y como el núcleo
tiene carga, la precesión genera un campo eléctrico oscilante con la misma frecuencia, por lo
tanto, al suministrarle ondas de radiofrecuencia de esta misma frecuencia al protón, la energía
puede ser absorbida. Es decir, cuando la frecuencia del campo eléctrico oscilante de la
radiación que se suministra coincide con la frecuencia del campo eléctrico generado por la
precesión del núcleo, los dos campos eléctricos se acoplan y la energía puede ser transferida
de la radiación entrante al núcleo, lo que provoca un cambio de espín; esta condición se
conoce como resonancia (ver figura 2.4). Es en este momento cuando se dice que el núcleo
está en resonancia con la onda magnética entrante (Pavia et al., 2009).
24
Figura 2.4. Diagrama del proceso de Resonancia Magnética Nuclear (Pavia et al., 2009).
2.1.4. Densidad de población en los estados de espín nuclear
Existe un ligero exceso de núcleos en el estado de espín de menor energía y la magnitud de
esta diferencia puede calcularse usando las ecuaciones de distribución de Boltzmann (Pavia
et al., 2009).
NsuperiorNinferior
= e−∆EkT = e
−hυkT
(1.5)
donde h es la constante de Plank, k es la constante de Boltzmann (1.380 × 10−23 J
K), T es
la temperatura absoluta (en Kelvin) y υ es la frecuencia de operación del instrumento.
Por lo que usando la ecuación 1.5 se puede calcular que a 25ºC (298 K) para un instrumento
operando a una frecuencia de 60 MHz:
NsuperiorNinferior
= e−(6.624×10−34 J∙s)(60 MHz)(1.380×10−23 J/K)(298 K)
NsuperiorNinferior
= 0.999991 =1 000 000
1 000 009
25
Existen 1 000 009 núcleos en el estado de espín de menor energía (Ninferior) por cada
1 000 000 de núcleos en el estado de espín de mayor energía (Nsuperior). En otras palabras,
existe un exceso de población de 9 núcleos en el estado inferior de energía.
Este mínimo exceso de núcleos es el que permite observar el fenómeno de resonancia, es
decir, que si la población estuviera saturada (i.e. la población en ambos estados de energía
fuera la misma) no se obtendría ninguna señal, es por esto que durante los experimentos de
RMN hay que evitar la saturación, y esta se alcanza rápidamente si la potencia de la señal de
radiofrecuencia es demasiado alta. De hecho, si se aumenta B0 y como consecuencia la
frecuencia de resonancia del isótopo, la diferencia de energía entre los dos estados de espín
aumenta, lo que causa que aumente el exceso de núcleos en el nivel inferior como se muestra
en la tabla 2.3 (Pavia et al., 2009).
Tabla 2.3. Variación del exceso de núcleos de 1H según la frecuencia de operación.
Frecuencia (MHz) Exceso de núcleos
100 16
200 32
300 48
600 96
Fuente: (Pavia et al., 2009).
2.1.5. Equipo de espectroscopia de RMN
El poder de la técnica de espectroscopia de RMN se manifiesta en su aplicabilidad a muestras
de tamaños cada vez más pequeños, además de que proporciona un método preciso y no
destructivo (Khandpur, 2006).
En los primeros años después de su descubrimiento, la RMN se observó, principalmente,
mediante un campo de radiación estacionario, pero pronto, gracias al perfeccionamiento de
26
tecnologías, la aparición de computadoras potentes de alta velocidad y finalmente con la
transformación matemática, llamada Transformada de Fourier, se desarrolló la
espectroscopia de RMN por Transformada de Fourier Pulsado (Bakhmutov, 2012) (Chiznik
et al., 2014) (ver figura 2.5). El método consiste en aplicar una secuencia de pulsos cortos de
radiofrecuencia a la muestra que se va a investigar y transformar la respuesta del sistema por
medio de la transformación de Fourier, obteniendo ventajas como: menor tiempo para
registrar un espectro y mayor sensibilidad inherente (Ernst & A, 1966).
Figura 2.5. Equipo de espectroscopia de RMN de 200 MHz para protones con sonda de
estado sólido presente en el Instituto de Química Analítica de la Universidad de Leipzig
(Fuente: Propia).
El equipo de espectroscopia de RMN por Transformada de Fourier Pulsado utiliza una breve,
pero potente ráfaga de energía (Lambert & Mazzola, 2004), llamada pulso, que excita todos
los núcleos magnéticos de la molécula a la vez. Esto quiere decir que, en una molécula
orgánica todos los núcleos elegidos son inducidos a experimentar resonancia
simultáneamente y para lograrlo se utiliza un instrumento con un B0 determinado que utiliza
una ráfaga corta de radiofrecuencia de entre 1 μs y 10 μs. La fuente se enciende y apaga
rápidamente, generando un pulso similar al que se muestra en la figura 2.6 (Pavia et al.,
2009).
27
Figura 2.6. Diagrama de la intensidad del pulso corto en el tiempo (Lambert & Mazzola,
2004).
De acuerdo con una variación del Principio de Incertidumbre de Heisenberg, aunque la
frecuencia del oscilador que genera este pulso sea, e.g 90 MHz, si la duración del pulso es
muy corta, la frecuencia es en realidad incierta, por lo tanto, el pulso contiene en realidad un
rango de frecuencias como el que se observa en la figura 2.7. Este rango de frecuencias es lo
suficientemente grande como para excitar todos los diferentes tipos de núcleos en una
molécula al mismo tiempo, con una sola ráfaga de energía (Pavia et al., 2009).
Figura 2.7. Diagrama del rango de frecuencias contenidas en un pulso (Lambert &
Mazzola, 2004).
Cuando se interrumpe el pulso, los núcleos excitados comienzan a perder su energía de
excitación y vuelven a su estado de espín original (i.e. se relajan), a medida que esto sucede
se emite energía en forma de radiación electromagnética. Dado que el espín contiene muchos
ambientes diferentes a su alrededor, es por lo que se emiten muchas frecuencias diferentes
28
de radiación electromagnética (ver figura 2.8). Esta emisión se denomina Señal de Caída de
Inducción Libre (CIL) (Pavia et al., 2009).
Figura 2.8. Señal de Caída de Inducción Libre para los 1H del fenilacetato de etilo a 300
MHz (Lambert & Mazzola, 2004).
Como se puede observar, la intensidad de la CIL decae con el tiempo ya que todos los núcleos
eventualmente pierden su excitación (ver figura 2.8). Esta CIL es una combinación de todas
las frecuencias emitidas y puede ser bastante compleja. Usualmente se extraen las frecuencias
individuales debido a diferentes núcleos usando una computadora y aplicando el método
matemático de la transformada de Fourier que permite obtener representaciones gráficas
(espectros) en el dominio de la frecuencia (Pavia et al., 2009).
2.1.6. Resonancia Magnética Nuclear en estado sólido
Si bien es necesario conocer los principios básicos de la RMN en estado líquido, las muestras
que se toman en consideración en esta memoria suelen encontrarse en estado sólido, lo que
cambia considerablemente muchos de los fundamentos teóricos que se consideran al estudiar
la RMN.
Mientras que en muestras en estado líquido se obtienen, en general, espectros de alta
resolución, con picos estrechos, donde se puede observar fácilmente los acoplamientos (i.e.
interacción entre núcleos vecinos, definida por una constante de acoplamiento J), determinar
29
los átomos unidos y otros datos relevantes, en estado sólido aparecen bandas anchas poco
definidas que complican la obtención de información debido a los efectos anisotrópicos (i.e.
aquellos generados por un movimiento limitado en la fase condensada) por su estructura
atómica y molecular regular. La principal causa de este problema se debe a que las diferentes
interacciones entre los momentos magnéticos nucleares y el campo magnético dependen de
la orientación de los mismos, y en una muestra sólida no es posible promediar estos efectos,
como sucede en líquidos (Escudero-Belmonte, 2005).
Escudero-Belmonte (2005) indica que existen varios aspectos a considerar durante una RMN
en estado sólido para disminuir las consecuencias de los efectos anisotrópicos, dentro de los
cuales es útil mencionar los siguientes:
A. Ángulo mágico (MAS): Todas las interacciones que se dan en RMN poseen un
componente isotrópico (i.e. que no depende de la orientación del campo magnético)
y otro anisotrópico (i.e. que depende de la orientación del campo magnético). Muchas
de estas partes anisotrópicas de las interacciones dependen de la expresión 1.6
3 cos2 θ − 1 (1.6)
donde la interacción del campo magnético con las moléculas en las distintas
orientaciones en estado sólido se mide por ese ángulo 𝜃. Por lo tanto, si la ecuación
1.6 se iguala a cero para que todas las interacciones anisotrópicas se anulen, el ángulo
θ = 54°44′ (ver figura 2.9 y 4.4) (Escudero-Belmonte, 2005) (Laws, Bitter, &
Jerschow, 2002). Este ángulo, denominado ángulo mágico, evita la pérdida de
información por las interacciones dipolares producidas por la heterogeneidad de las
muestras y parámetros residuales anisotrópicos, las cuales, en muestras líquidas, son
promediadas por el movimiento Browniano. A grandes rasgos, el ángulo mágico
permite la reducción de la anchura de banda efectiva de las resonancias a valores
comparables a los obtenidos con muestra líquidas (Cruz Díaz, 2017) (Sabín-López,
2017).
30
Figura 2.9. Representación esquemática de la disposición experimental para el giro de la
muestra con el MAS θ=54°44' (Cruz Díaz, 2017).
B. Anisotropía del desplazamiento químico (entre núcleo y nube electrónica): Esta
interacción se puede eliminar con el ángulo mágico y la resolución del espectro
depende de la velocidad de giro como se muestra en la figura 2.10 (Sabín-López,
2017) (Escudero-Belmonte, 2005).
Figura 2.10. Espectro de RMN de 31P del óxido de trifenilfosfina en estado sólido, a
diferentes frecuencias de MAS. Donde: (a) sin giro, (b) giro a 1.5 kHz y (c) giro a 3.0 kHz
(Escudero-Belmonte, 2005).
(a)
(b)
(c)
31
C. Acoplamiento escalar: Son los acoplamientos a través de los enlaces y en estado
sólido son despreciables (Escudero-Belmonte, 2005).
D. Acoplamiento dipolar: Son los acoplamientos entre núcleos activos en RMN a través
del espacio. Estos acoplamientos no tienen parte isotrópica, es decir, que no existen
en estado líquido. Para su eliminación se requiere de secuencias de pulsos (Escudero-
Belmonte, 2005).
E. Interacciones cuadrupolares: Se dan entre núcleos con valores de I mayor a 1/2 (e.g.,
27Al) y solo se pueden observar en estado sólido. Estas se puede minimizar usando
campos magnéticos altos (Escudero-Belmonte, 2005).
Finalmente, la diferencia tecnológica más significativa entre la RMN en estado sólido y
líquido, es la sonda que se utiliza (ver figura 4.4). La sonda es la parte más importante del
equipo, ya que con ella se logra la excitación de espínes nucleares y la detección de la señal
mediante bobinas (Colorado, s/f-b).
Las sondas para RMN en estado sólido permiten el uso del ángulo mágico y el ingreso de la
muestra, al rotor (SCAI, s/f) (Bruker, s/f), el cual a su vez se inserta en el estator, donde aire
comprimido pasa a través de pequeños agujeros permitiendo que la muestra gire (a mayor
frecuencia de giro, se presenta una mayor resolución en el espectro obtenido) para luego ser
irradiada por radiofrecuencias.
Las sondas de RMN de estado sólido están diseñadas para manejar una potencia de
radiofrecuencia mucho más alta, necesaria para excitar y desacoplar los anchos de banda de
frecuencia necesarios para la RMN de estado sólido (Colorado, s/f-a). Conociendo estos
aspectos se pueden considerar las condiciones necesarias para analizar las muestras
fotosintéticas en estado sólido bajo RMN.
32
2.2.Aplicaciones de la espectroscopia de RMN
La RMN presenta una amplia variedad de aplicaciones teóricas y prácticas, donde son
muchos los campos de acción de la técnica. En las siguientes líneas se enumeran algunas de
ellas, ya sea por su uso generalizado o bien por la extensión de dicha aplicación a aspectos
medio ambientales.
2.2.1. En análisis estructural y estereoquímico para la caracterización de
compuestos químicos
Una de las principales aplicaciones la RMN es la caracterización estructural. Dicha
caracterización puede ser estructural, utilizando la RMN en líquidos, o bien electrónica, a
partir de la RMN en estado sólido, e.g.: se ha realizado la caracterización de 27Al y 39K
(Alahmari, Dey, Emwas, Davaasuren, & Rothenberger, 2019), al igual que la de la lignina
de la especie de bambú D. sinicus (Shi et al., 2019) y en materiales porosos (Marti, 2018).
Además, se han realizado estudios para caracterizar el kerógeno (i.e. mezcla de compuestos
químicos orgánicos presente en las rocas sedimentarias) debido a su heterogeneidad,
complejidad, e insolubilidad, utilizando espectroscopía de RMN en estado sólido debido a la
capacidad de la técnica de RMN de proveer información estructural completa no destructiva
(Cao, Yang, & Mao, 2011). Otro estudio ha analizado la estructura de los puntos cuánticos
coloidales (i.e. nanocristales coloidales semiconductores) (Piveteau et al., 2015), igualmente
se ha utilizado para descifrar la estructura de entidades celulares (Renault et al., 2012), la
caracterización del polímero de lignina (Jia-Long, Shao-Long, Bai-Liang, & Run-Cang,
2013), la caracterización petrofísica de carbones por RMN de campo bajo (Yao et al., 2010),
entre otras.
2.2.2. En control de calidad y autenticidad de alimentos
En materia de calidad y autenticidad de alimentos se han realizado distintos estudios debido
a los avances en la sensibilidad instrumental de la técnica, la estabilidad electrónica y el
33
rápido crecimiento en nuevos algoritmos para el análisis de datos multivariantes para
observar el metaboloma (i.e. conjunto de metabolitos) de alimentos. Existen estudios sobre
las ventajas y limitaciones de la técnica de RMN para el análisis de alimentos (Laghi, Picone,
& Capozzi, 2014) (Marcone et al., 2013).
Por otra parte, esta herramienta de análisis se ha utilizado en la evaluación del deterioro
oxidativo de los aceites de pescado (Giese, Winkelmann, Rohn, & Fritsche, 2016),
igualmente se ha utilizado para determinar cuantitativamente la composición de la cadena de
ácidos grasos en productos de carne de cerdo (Siciliano et al., 2012) o en la discriminación
de aceites vegetales (Popescu et al., 2015), para citar algunos casos.
2.2.3. En medicina y farmacia
La RMN es una herramienta analítica enormemente versátil que se puede aplicar a una amplia
gama de problemas biomédicos y farmacéuticos, esto debido a una serie de factores, entre
los que se pueden mencionar: i) su apreciable sensibilidad, ii) su capacidad de analizar tanto
in vitro como in vivo, iii) no es una herramienta selectiva (i.e. todos los compuestos de bajo
peso molecular en la muestra se detectan simultáneamente en una sola ejecución), iv)
proporciona información estructural amplia y v) es una técnica cuantitativa (Simmler,
Napolitano, McAlpine, Chen, & Pauli, 2014) (Malet-Martino & Holzgrabe, 2011).
Debido a estas características que se han realizado estudios en metabolómica, con énfasis en
la investigación de trazadores enriquecidos con isótopos estables para determinar las rutas
bioquímicas y las redes de la bioquímica de nucleótidos (Lane & Fan, 2017); además, se ha
utilizado la herramienta para asegurar sustancias farmacológicas puras, y conocer a fondo las
impurezas que acompañan a sus sustancias y productos farmacéuticos fabricados (Maggio,
Calvo, Vignaduzzo, & Kaufman, 2014).
Por otro lado, se ha utilizado la espectroscopia de RMN de campo alto para diferenciar
catinonas (i.e. sales de baño) para identificación forense (Krummel, Russell, Haase, Schelble,
& Tsai, 2015), para evaluar la variabilidad fenotípica metabólica en la orina de los niños
34
(Maitre et al., 2017), para detección y perfilado de células tumorales circulantes (Castro et al.,
2014), y para estudiar la dinámica de enzimas (Palmer, 2015), entre otras aplicaciones.
2.2.4. En estudios de RMN a nivel de nanoescala
Un enfoque prometedor para la RMN aprovecha las mediciones ópticas de los “nitrogen-
vacancy colour centres in diamond”, facilitando una combinación de sensibilidad de campo
magnético y resolución espacial a escala nanométrica, mientras opera bajo condiciones
ambientales en un sistema robusto de estado sólido (Aslam et al., 2017) (DeVience et al.,
2015) (Loretz, Pezzagna, Meijer, & Degen, 2014).
Se han realizado estudios que permiten la exploración de imágenes de la sonda de la
composición química y la estructura molecular de muestras arbitrarias, generando un método
con aplicación generalizada en la ciencia de materiales, incluso en muestras biológicas hasta
el nivel de macromoléculas individuales (Haberle, Schmid-Lorch, Reinhard, & Wrachtrup,
2015).
2.2.5. En análisis ambientales
Debido a la capacidad de la RMN para proporcionar información molecular en muestras que
tienen múltiples fases y en muestras que han tenido poco o ningún pretratamiento (A. J.
Simpson, McNally, & Simpson, 2011), la técnica de RMN se ha utilizado en investigaciones
ambientales, específicamente, para la caracterización de materia orgánica natural (Mao, Cao,
Olk, Chu, & Schmidt-Rohr, 2017), además se ha utilizado para la caracterización a escala
molecular de los componentes macromoleculares del suelo y la materia orgánica
sedimentaria (Zhong, Sleighter, Salmon, McKee, & Hatcher, 2010). Así mismo, se han
realizado investigaciones para caracterizar los componentes químicos orgánicos de la
descomposición de los desechos de madera de diferentes regiones climáticas (Hishinuma,
Osono, Fukasawa, Azuma, & Takeda, 2015) e incluso para el estudios de la caracterización
y germinación de semillas (Lam, 2014).
35
Adicionalmente se ha realizado la caracterización de sustancias húmicas que se forman a
partir de los residuos orgánicos mediante la acción de la actividad microbiana y análisis de
los contaminantes ambientales y sus productos de transformación (Cardoza, Korir, Otto,
Wurrey, & Larive, 2004).
Un estudio ha determinado que la técnica de RMN puede utilizarse para muestras de materia
orgánica del suelo (permitiendo comprender la estructura de los agregados del suelo, los
procesos de humidificación, la fertilidad y la estabilidad y, a su vez, pronosticar cómo
responde este reservorio de carbono al cambio climático, la agricultura intensiva y el cambio
de uso de la tierra), materia orgánica disuelta (una de las mezclas más complejas conocidas,
en donde la comprensión de su estructura y función permite entender el ciclo global del
carbono, el transporte de contaminantes y la química oceánica en general) y materia orgánica
atmosférica (para comprender procesos como la formación secundaria de aerosoles, la
formación de la lluvia y las reacciones en la superficie, y para comprender las interfaces, la
estratificación y la composición de las partículas de aire in situ) (A. J. Simpson, Simpson, &
Soong, 2012), además tiene papel evaluación de la materia prima para la producción de
biocombustibles, en la elucidación de propiedades estáticas y dinámicas de los minerales de
arcilla y sus reactividades químicas, interacciones entre el suelo y el agua y mecanismos y
dinámicas de los contaminantes orgánicos e inorgánicos en el medio ambiente con otras
biogeomoléculas y minerales (M. J. Simpson & Simpson, 2014).
La RMN permite seguir el destino de cada átomo de una molécula durante la bioconversión,
permite estudiar la eliminación de nutriente biológicos y metales pesados como el 27Al, el
65Zn y el 113Cd. Además, la RMN se ha utilizado para ayudar a la ingeniería ambiental en el
estudio y la optimización del tratamiento de residuos sólidos y lodos y ofrece la posibilidad
de estudiar los procesos de la difusión y el flujo en los biorreactores (Lens & Hemminga,
1998), entre muchas más aplicaciones.
36
2.3.Fotosíntesis
Considerando el interés de esta memoria en utilizar organismos fotosintéticos como fuente
de energía a partir del estudio de la química de espines (vide supra), resulta imprescindible
presentar la fotosíntesis, cómo funciona y qué organismos en los dominios biológicos poseen
la capacidad de llevar a cabo dicho proceso.
La fotosíntesis es un proceso biológico dentro de un organismo, en el cual la energía solar es
capturada y, mediante una serie de procesos, es convertida en energía bioquímica para luego
almacenarla y utilizarla en múltiples procesos celulares (Mirkovic et al., 2017) (Mahdi
Najafpour, Carpentier, & Allakhverdiev, 2015). En general, la fotosíntesis se puede
representar de la siguiente forma (Yahia, Carrillo-López, Malda-Barrera, Suzán-Azpiri, &
Queijeiro-Bolaños, 2019):
n CO2 + n H2Ohυ→ (CH2O)n + n O2
El carbohidrato producido, (CH2O)n, representa la materia prima esencial para la vida de los
organismos fotosintéticos, que junto con los nutrientes que extraen del suelo, permiten
cumplir los procesos químicos y biológicos que les permiten existir (Reinoso, Tordable, &
Grosso, s/f).
2.3.1. Longitudes de onda utilizadas en la fotosíntesis
Como se mencionó anteriormente, la luz utilizada para llevar a cabo el proceso fotosintético
es la emitida por el Sol. La biosfera (i.e. capa del planeta Tierra que comprende desde unos
10 km de altitud en la atmósfera hasta los fondos oceánicos) recibe radiación solar que va
desde los 290 nm hasta los 3000 nm de longitud de onda, aunque alrededor de un 45 % de la
energía está agrupada entre los 380 nm y los 710 nm como se muestra en la figura 2.11
(Manrique, 2003). Esto puede visualizarse de mejor manera al recordar la ecuación de Planck
(ecuación 1.7), en la que se relacionan la energía con las frecuencias y las longitudes de onda.
Dicha ecuación puede expresarse de la siguiente manera:
37
∆E = hυ =ℎ𝑐
𝜆
(1.7)
donde h es la constante de Planck, 𝜐 es frecuencia y 𝜆 la longitud de onda.
Figura 2.11. Distribución energética del conjunto de las ondas electromagnéticas conocido
como Espectro Electromagnético.
La radiación llega a la tierra en paquetes de energía conocidos como fotones (Zwinkels,
2015), los cuales tienen una energía inversamente proporcional a su longitud de onda, es
decir, los fotones con longitud de onda corta tienen mucha energía y los fotones con longitud
de onda larga tienen baja energía (Reinoso et al., s/f).
Por lo general, solo se utiliza un rango estrecho del espectro solar para la fotosíntesis debido
a las propiedades de los pigmentos fotosintéticos, los cuales se especializan en la absorción
de longitudes de onda dentro del rango de luz visible del espectro (Nowicka, Ciura,
Szymanska, & Kruk, 2018).
2.3.2. Pigmentos fotosintéticos
La energía lumínica es absorbida por los pigmentos, sustancias que absorben longitudes de
onda específicas de luz. Los principales pigmentos fotosintéticos son la clorofila, que absorbe
la luz violeta (380-435 nm), azul (435-500 nm) y roja (625-740 nm) y refleja la verde (520-
38
565 nm), las ficocianinas (presentes sólo en algas y cianobacterias) y los carotenoides, los
cuales absorben la luz azul (435-500 nm) y verde (520-565 nm) y reflejan amarilla (565-590
nm), anaranjada (590-625) o roja (625-740 nm) (Mirkovic et al., 2017).
La clorofila (Chl) es una molécula formada por un anillo de porfirina, que tiene como función
absorber la luz, y una larga cadena de fitol, que mantiene a la clorofila unida al interior de la
membrana fotosintética. De este pigmento se encuentran distintas clases que difieren entre sí
por los grupos laterales unidos al anillo de porfirina. La Chl A (ver figura 2.12) está presente
en todos los organismos fotosintéticos productores de oxígeno, pero está ausente en las
sulfobacterias (i.e. bacterias púrpuras fotosintéticas que requieren niveles de oxígeno
menores a los que hay en la atmósfera, no usan H2O como agente reductor, por lo que no
producen oxígeno, en su lugar usa ácido sulfhídrico que produce gránulos de ácido sulfúrico).
Además de la Chl A, en todas las plantas y en las algas verdes, se encuentra la Chl B y en
algas pardas, diatomeas (i.e. grupo de algas unicelulares) y ciertos protozoarios (i.e.
microorganismos unicelulares primitivos de ambientes húmedos o acuáticos) se puede
encontrar la Chl C. (Reinoso et al., s/f).
Figura 2.12. Molécula Chl A y B, pigmento principal en el proceso fotosintético.
Los carotenoides (ver figura 2.13) son indispensable debido a sus funciones como pigmentos
accesorios en la captación de energía lumínica, que luego transfieren a las Chl, y como
moléculas capaces de disipar la energía de excitación excedente, en forma de calor, con el
fin de evitar posibles daños en la planta (Reinoso et al., s/f) y en la desintoxicación de las
formas reactivas del oxígeno que se forman durante la fotosíntesis (Manrique, 2003).
39
Figura 2.13. Molécula de caroneto, pigmento accesorio en la captación de energía
lumínica y disipador de energía excedente.
2.3.3. Lugar de desarrollo de la fotosíntesis
El proceso de fotosíntesis se lleva a cabo en las organelas llamadas cloroplastos (ver figura
2.14). Esta estructura contiene todos los pigmentos y en la mayoría de los organismos lleva
a cabo todas las fases principales del proceso fotosintético (Wayne, 2019).
Figura 2.14. Microscopía electrónica de un cloroplasto y sus componentes principales.
Dentro del cloroplasto se encuentra un amplio sistema de membranas conocidas como
tilacoides. Estos se pueden encontrar apilados en conjuntos conocidos como grana (Zamora
Silva, 2017), en donde se encuentran los pigmentos, por lo que estas membranas tilacoides
son los sitios donde se absorbe la luz y se desatan las primeras reacciones de la fotosíntesis
(León & Guevara-García, 2007). Adicionalmente, los cloroplastos tienen un interior acuoso
40
conocido como estroma, que permite las reacciones fijación del carbono (i.e. Ciclo de Calvin)
en forma de productos que pueden usarse para otros procesos celulares más tarde (Vigo, s/f).
En los organismos fotosintéticos procariotas más primitivos, las primeras etapas de la
fotosíntesis se llevan a cabo en las membranas especializadas de la membrana plasmática de
la célula y las reacciones del metabolismo del carbono se dan en el citoplasma celular (Pérez-
Urria Carril, 2009).
2.3.4. Fases de la fotosíntesis
La fotosíntesis se lleva a cabo en dos etapas: una serie de reacciones que dependen de la luz
y otra serie de reacciones que son independientes de la luz (Yahia et al., 2019). Cada reacción
se lleva a cabo en un lugar distinto del cloroplasto, pero ambas etapas se acoplan mediante
moléculas portadoras de energía (Reinoso et al., s/f). Por el alcance que se está desarrollando
dentro de esta memoria, solamente se discutirán las reacciones dependientes de la luz y, por
ende, de los fotosistemas en donde se llevan a cabo estas reacciones.
2.3.5. Fotosistemas
Un fotosistema se trata de un complejo pigmento-proteína impulsado por la luz y localizado
en la membrana tilacoide, el cual está formado por un centro de reacción (CR) y un complejo
antena, como se observa en la figura 2.15 (Mamedov, Govindjee, Nadtochenko, & Semenov,
2015). En las plantas superiores (i.e. planta con órganos diferenciados y con tejidos
especializados para realizar el proceso de fotosíntesis y la conducción de savia y de agua) se
presentan dos fotosistemas llamados fotosistema I (FI) y fotosistema II (FII) (Krüger,
Novoderezhkin, Romero, & van Grondelle, 2014).
2.3.5.1. Complejo antena
Los pigmentos fotosintéticos, como la Chl A, la Chl B y los carotenoides, son moléculas que
absorben la luz (Yahia et al., 2019) y se encuentran en la membrana tilacoide (Sánchez
41
Barajas, 2016). Estos pigmentos están organizados junto con proteínas en complejos
llamados complejos antena (Krüger et al., 2014).
Cuando un pigmento del complejo antena absorbe un fotón, uno de sus electrones se eleva a
un orbital de mayor energía (Herek & Mahi, 2005) y se transfiere energía a un pigmento
vecino a través de interacciones electromagnéticas (i.e. reacciones redox). El pigmento
vecino, a su vez, puede transferir energía a uno de sus vecinos y así sucesivamente (Sánchez
Barajas, 2016).
En conjunto, las moléculas de pigmento aumentan la cantidad de energía que se puede
absorber en comparación con un solo pigmento (McConnell, Li, & Brudvig, 2010) y la
transportan hacia la parte central del fotosistema llamada centro de reacción (CR) (Cogdell,
Gardiner, Yukihira, & Hashimoto, 2018) (McConnell et al., 2010).
El CR de un fotosistema contiene un único par de moléculas de Chl A, que suele denominarse
par especial. Una vez que se aumenta el nivel de energía en el par especial, ya no pasará a
otros pigmentos mediante la transferencia de energía por resonancia, sino que el par especial
perderá un electrón al excitarse y este pasará a otra molécula llamada aceptor primario de
electrones (Khan, s/f). Con esta transferencia, el electrón comenzará su recorrido por una
cadena de transporte de electrones (Herek & Mahi, 2005).
En realidad, el complejo antena no realiza ninguna reacción química, sino que se encarga de
recolectar y transportar la energía, por lo que es más importante centrarse en el estudio del
CR.
42
Figura 2.15. Esquema simplificado del complejo pigmento-proteína, conocido como
fotosistema, formado por el CR y el complejo antena (Fuente: Propia).
2.3.5.2. Centro de reacción
El CR contiene un dímero (i.e. molécula compuesta por dos unidades similares) especial de
pigmentos, el cual es el principal donante de electrones para la cadena de transporte de los
mismos (Gelzinis, Abramavicius, Ogilvie, & Valkunas, 2017). Estos pigmentos son
químicamente idénticos a las Chl que se encuentran en el complejo antena, pero su entorno
en la proteína del 𝐶𝑅 les atribuye propiedades especiales. El último paso en el sistema de
antena es la transferencia de energía a este dímero, creando un dímero excitado
electrónicamente (Blankenship, 2002).
En todos los CR de organismos fotosintéticos se realiza un proceso básico, el cual se
desarrolla de la siguiente manera: un pigmento similar a la Chl (P) se promueve a un estado
electrónico excitado (P*) (Blankenship, 2002), ya sea por absorción directa de fotones o por
transferencia de energía desde el complejo antena (McConnell et al., 2010). El P* es una
especie reductora extremadamente fuerte, por lo que dona rápidamente un electrón a una
molécula aceptora de electrones cercana (quinona) (QA) (ver figura 2.16), generando un
estado de par iónico P·+QA·- (Prakash et al., 2007). Esta separación de cargas es la reacción
primaria de la fotosíntesis (Gisriel et al., 2017). En este momento puede pasar que el electrón
simplemente se transfiere de nuevo a P·+ desde QA·- y la energía se convierte en calor y se
43
pierde y esto es posible porque ambas especies, P·+ altamente oxidante y QA·- altamente
reductora, están físicamente una al lado de la otra (Blankenship, 2002).
Figura 2.16. Estados de oxidación de la quinona, molécula aceptora de electrones (Berg,
Tymoczko, & Stryer, 2007).
El sistema evita estas pérdidas por recombinación mediante una serie de reacciones
secundarias extremadamente rápidas (nanosegundos) que separan espacialmente las cargas
positivas de las negativas (Blankenship, 2002). Luego, los procesos más lentos pueden
apropiarse y estabilizar el almacenamiento de energía y convertirlo en formas más sencillas
de utilizar (Blankenship, 2002).
44
Figura 2.17. Estructura 3D del CR fotosintético del FII (Mamedov et al., 2015).
Como se puede observar en la figura 2.17, el CR del FII cuenta con dos ramas, la rama D1
(cuadro de color azul) y la rama D2 (cuadro de color anaranjado), pero la transferencia de
electrones en FII se da solamente a lo largo de la rama D1 (a pesar de tener cofactores
idénticos a lo largo de la rama D2) para la formación de P680·+Phe·- (ya que la feofitina es el
primer aceptor de electrones en el FII) y luego P680·+QA·- (Mamedov et al., 2015) (Gruszecki
& Wardak, 2003). La preferencia por la rama D1 sobre la D2 puede deberse al entorno
proteico alrededor de los cofactores, que puede alterar sus potenciales redox, lo que hace que
la transferencia de electrones a esos cofactores sea favorable para D1 (Mamedov et al., 2015),
aunque esta asimetría sigue siendo estudiada.
Figura 2.18. Estructura 3D del CR fotosintético del FI (Mamedov et al., 2015).
45
Como se observa en la figura 2.18, la cadena de transferencia de electrones del FI consiste
en pasar de P700 (Chl1A/Chl1B) al aceptor primerio de electrones A0 (Chl2A/Chl3A y
Chl2B/Chl3B), luego a A1 (moléculas de filoquinona designadas A1A y A1B) y finalmente a
los grupos de hierro-azufre FX, FA y FB. Adicionalmente, se sabe que la transferencia de
electrones en FI se produce a través de ambas ramas de los cofactores redox desde P700 hasta
FX (Mamedov et al., 2015).
2.3.6. Diferencias entre los fotosistemas I y II
En el FI las moléculas de Chl A del CR, es decir, el par especial, son conocidas como P700
en donde P proviene de pigmento y 700 hace referencia al pico de absorción óptimo en
700 𝑛𝑚. En el FII las moléculas de clorofila A del CR son conocidas como P680 en donde
680 indica el pico de absorción óptimo en 680 𝑛𝑚 (Zamora Silva, 2017) (Pribil & Leister,
2017).
Por otra parte, el par especial de cada fotosistema transfiere electrones a un aceptor primario
diferente. El aceptor primario de electrones del FII es la feofitina (Phe), una molécula
orgánica que se asemeja a la Chl, mientras que el aceptor primario de electrones del FI es
una Chl llamada A0 (Khan, s/f) y además una vez perdido un electrón, cada fotosistema se
abastece con electrones de una fuente distinta: el CR del FII obtiene electrones del H2O,
mientras que el CR del FI se abastece con los electrones que fluyen hacia abajo de una cadena
de transporte de electrones del FII (ver figura 2.19) (Krewald, Retegan, & Pantazis, 2015).
46
Figura 2.19. Diagramas del FI y del FII de un organismo fotosintético (Khan, s/f).
2.3.7. Reacciones dependientes de la luz
Estas reacciones son un proceso en el cual se toman electrones del H2O que pasan a través
del FII y el FI hasta terminar en NADPH. Este proceso requiere que se absorba luz, una vez
en cada fotosistema, y finalmente se crea ATP a partir de ADP (ver figura 2.20) (Zamora
Silva, 2017) (Kalyanasundaram & Graetzel, 2010). Este proceso se resume a continuación:
Uno de los pigmentos del FII absorbe la energía de los fotones, esta pasa de un pigmento a
otro hasta llegar al CR. Aquí la energía se transfiere al P680 y se impulsa a un electrón a un
nivel de energía superior, este electrón pasa a una molécula aceptora y es reemplazado por
un electrón del H2O (Khan, s/f). Esta división del H2O libera oxígeno e iones H+ (Krewald
et al., 2015). A continuación, el electrón de alta energía recorre una cadena de transporte de
electrones, perdiendo energía a medida que avanza y utilizándola para bombardear iones H+
del estroma hacia el lumen tilacoidal y formar un gradiente (los iones H+ de la división del
H2O también se incorporan al gradiente). A medida que los iones H+ fluyen de nuevo hacia
el estroma, pasan a través del complejo ATP sintasa, que estimula la producción de ATP
(Leegood, 2013) en un proceso conocido como quimiosmosis (Krewald et al., 2015).
El electrón llega al FI y se une al par especial de Chl P700 en el CR (El-Khouly, El-
Mohsnawy, & Fukuzumi, 2017). Cuando los pigmentos absorben la energía y esta llega al
47
CR, el electrón en P700 es impulsado a un nivel mucho más alto de energía y se transfiere a
una molécula aceptora. El electrón que falta del par especial es reemplazado por un nuevo
electrón proveniente del FII (Khan, s/f). Este electrón de alta energía recorre la cadena de
transporte de electrones para finalmente pasar al NADP+, junto con un segundo electrón, para
formar NADPH (Khan, s/f).
El objetivo principal de estos pasos es convertir la energía luminosa en energía química en
forma de ATP y NADPH, los cuales se utilizan para formar azúcares en el ciclo de Calvin
(Khan, s/f).
Figura 2.20. Diagrama de las reacciones dependientes de la luz en el proceso fotosintético
(Khan, s/f).
48
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1.Entrevistas a expertos
Debido a la falta de información referente al uso de la RMN en organismos fotosintéticos, y
la teoría de espines asociada, las cuales son escasas en la literatura, se realizaron entrevistas
no estructuradas a expertos en el tema y visitas a un equipo de Resonancia Magnética Nuclear
del Instituto de Química Analítica de la Facultad de Química y Mineralogía de la Universidad
de Leipzig, Alemania. Los expertos entrevistados fueron: Prof. Dr. Jörg Matysik, Prof. Dr.
Chen Song, Dr. Pavlo Bielytskyi, M.Sc. Lisa Köhler, M.Sc. Patrick Kurle y M.Sc. YongHong
Ding. El objetivo de estas entrevistas no estructuradas fue el de conocer más sobre el
funcionamiento del equipo de RMN en estado sólido, los principios de la técnica y sus
aplicaciones, particularmente en organismos fotosintéticos.
3.2.Revisión de la literatura
La revisión bibliográfica realizada se centró en fuentes primarias y secundarias. La misma se
centró en varios tópicos: RMN (tanto en estado líquido como sólido), principios de la
fotosíntesis, el papel de los espines en la fotosíntesis, hiperpolarización (específicamente la
técnica photo-CIDNP), así como estudios y aplicaciones en las que se hayan implementado
organismos fotosintéticos para la extracción de energía u otros productos (principalmente la
fotosíntesis artificial).
La información obtenida proviene principalmente de libros, artículos científicos, entrevistas
con expertos, trabajos universitarios, revistas científicas y diferentes bases de datos.
3.3.Análisis de datos cualitativos
Toda la información recolectada se examinó, organizó y sintetizó para realizar filtros
temáticos, con los cuales poder realizar un análisis multidisciplinar del estado del arte. A
partir de análisis espectrales (con ayuda de las entrevistas y la observación durante
49
mediciones de RMN), y de una selección de proyectos vigentes, se propusieron las
conclusiones y recomendaciones del caso bajo estudio.
50
4. DISCUSIÓN Y ANÁLISIS DE RESULTADOS
4.1.Espines en la fotosíntesis
Durante mucho tiempo el estudio de la fotosíntesis se ha centrado en el análisis del transporte
de electrones (TE) y se ha pensado que los espines no desempeñan un papel significativo en
el proceso fotosintético. En realidad el TE resulta en una transferencia de carga y de espín
(Céspedes-Camacho & Matysik, 2014), por lo que es necesario su estudio para entender la
conversión de la energía en la fotosíntesis.
El paso inicial en el TE se produce en los CR en unos pocos picosegundos entre el donador
de electrones primario BChl (en el caso de Rhodobacter (R.) sphaeroides se trata de una
bacterioclorofila conocida como par especial) y el primer aceptor de electrones BPhe, (en el
caso de R. sphaeroides se trata de una bacteriofeofitina con un monómero de bacterioclorofila
accesorio), continuando a través de las dos quinonas QA y QB (Schulten et al., 2002).
Esta fotorreacción en el CR de R. sphaeroides (vide infra) puede expresarse como:
𝐵𝐶ℎ𝑙 𝐵𝑃ℎ𝑒 𝑄𝐴 𝑄𝐵ℎ𝜐→ 𝐵𝐶ℎ𝑙·+ 𝐵𝑃ℎ𝑒·− 𝑄𝐴 𝑄𝐵 → 𝐵𝐶ℎ𝑙
·+ 𝐵𝑃ℎ𝑒 𝑄𝐴·− 𝑄𝐵 → 𝐵𝐶ℎ𝑙
·+ 𝐵𝑃ℎ𝑒 𝑄𝐴 𝑄𝐵·−
En plantas superiores se requiere de dos complejos de proteína fotosintética, mencionados
anteriormente, FI y FII, que operan en serie.
En el TE durante la fotosíntesis, las reacciones se producen a partir del estado singulete
excitado (𝑆 = 0) en el orden de los picosegundos (relacionado con la alta eficiencia de la
reacción primaria). Sin embargo, si se bloquea la reacción (debido a un exceso de electrones),
la fotoexcitación (i.e. excitación producida por luz) forma moléculas de Chl y BChl en sus
estados tripletes (𝑆 = 1), lo que representa un peligro para los fotosistemas porque
reaccionan con el oxígeno molecular creando oxígeno singulete, una especie
extremadamente reactiva que puede dañar la proteína; por lo que se debe evitar la formación
de estados tripletes de Chl en todos los fotosistemas, que es en realidad lo que sucede
51
naturalmente. Para evitar la formación de ese oxígeno singulete, existen dos pasos de la
reacción que son altamente optimizados y rápidos: (1) la transferencia de energía singulete
en el complejo antena y (2) la separación de carga en el CR. Adicionalmente, existe una
protección natural adjudicada a los carotenoides cerca de las moléculas de Chl que permiten
la transferencia eficiente de la energía del triplete de las Chl a los carotenoides (vide sufra),
ya que estos estados triplete de carotenoides se desintegran al estado basal singulete por
disipación de energía (ver figura 4.1) (Céspedes-Camacho & Matysik, 2014) (McConnell
et al., 2010).
Figura 4.1. Modelo vectorial de los estados de espín (Céspedes-Camacho & Matysik,
2014).
Para entender mejor cómo el espín juega un papel importante en el proceso fotosintético se
puede estudiar el mecanismo conocido como Radical-Pair Mechanism (RPM), como se
muestra en figura 4.2. Según el Prof. Matysik (Universidad de Leipzig), dicho mecanismo
explica que cuando se tiene un pigmento (1P), el cual se encuentra en estado singulete, es
decir, los electrones del orbital están apareados ↑↓, y es bombardeado con un fotón, este se
excita electrónicamente a 1P*, es decir un estado singulete excitado en el que un electrón de
un orbital se va a otro orbital de mayor energía, pero sin cambiar su dirección. A
continuación, lo que puede pasar es que 1P*, tiene suficiente tiempo para cambiar su
estructura electrónica y pasar a un estado triplete 3P (↑↑o ↓↓), en un proceso denominado
Intersystem Crossing (ISC). Dicho estado triplete puede vivir bastante tiempo ya que no
52
puede volver al estado singulete debido a que la recombinación es prohibida por el principio
de exclusión de Pauli.
Figura 4.2. Esquema simplificado del Radical-Pair Mechanism (RPM), útil para
comprender el proceso fotosintético (Fuente: Matysik, J.).
Ahora bien, si 3P es reactivo, ya que tiene espacio vacío en el orbital en que un electrón subió
a otro orbital, este atrae electrones y si se tiene una molécula donadora de electrones (D), lo
que puede pasar es que se dé una transferencia de electrones y se genere un Spin-Correlated
Radical-Pair, es decir, un par radical triplete 3[𝑃·− + 𝐷·+], donde P·- es un radical anión y
D·+ es un radical catión, y este, bajo ciertas circunstancias, puede formar un par radical
singulete 1[𝑃·− + 𝐷·+]; esto pasa debido a la velocidad a la que se mueven ambas moléculas,
es decir, si ambas se movieran a la misma velocidad siempre se tendría un estado triplete.
Ahora bien, 1[𝑃·− + 𝐷·+] tiene permitido la recombinación, pero no así 3[𝑃·− +𝐷·+], el cual
solo puede separarse en P·- y D·+ y participar en otros procesos o incluso pueden volver a
recombinarse, proceso que se conoce como Escape Reaction. Dependiendo de las
condiciones, incluso 1[𝑃·− +𝐷·+] puede realizar Escape Reaction.
Según el Prof. Matysik indica, que suceda todo esto es atípico ya que, al pensar en un proceso
químico normal, solo se necesita de la energía suficiente para convertir ciertos reactivos en
los productos correspondientes. En este punto puede llegarse a pensar que la química de
53
espines no juega un papel importante, ya que las energías de espín (J/mol) no son tan grandes
comparadas con las energías de reacción (kJ/mol), pero la misma se lleva a cabo más por un
factor cinético que por un factor termodinámico.
Es decir, la termodinámica diría que la recombinación en 3[𝑃·− +𝐷·+] debería pasar, ya que
3[𝑃·− +𝐷·+] y 1[𝑃·− +𝐷·+] tienen casi la misma energía, pero la recombinación es prohibida
para el estado triplete. Es así como finalmente, las pequeñas energías de espín pueden decidir
el futuro químico de una reacción.
4.2.Hiperpolarización: Efecto photo-CIDNP
La RMN es capaz de facilitar un alto contenido de información, pero cuenta con la desventaja
de tener una baja sensibilidad inherente (entre otros factores) en comparación con otras
técnicas analíticas estándar, como la espectrometría de masas, y esto se debe a que la señal
en un experimento de RMN se origina gracias a un desequilibrio de la población a través de
un conjunto de estados de espín nuclear (vide supra) pero, la señal de RMN puede ampliarse
significativamente aumentando la polarización nuclear más allá de la dictada por Boltzmann
en el campo de detección (una amplificación menor se puede obtener aumentando B0 o
disminuyendo la temperatura, pero la misma no es tan considerable), mediante procesos
conocidos como de hiperpolarización (Halse, 2016).
Existen diferentes métodos para lograr la hiperpolarización, aunque en esta memoria se
desarrollará más en detalle la conocida como Photochemically induced dynamic nuclear
polarization (photo-CIDNP), debido a su aplicabilidad y utilidad en estudios de organismos
fotosintéticos.
Photo-CIDNP es un efecto que produce una polarización nuclear de espín “anti Boltzmann”
que puede observarse en un espectro de RMN como señales absortivas (positivas) o emisivas
(negativas). El efecto photo-CIDNP se produce durante una reacción química (Wang,
Thamarath, Alia, Bode, & Matysik, 2016) al iluminar la muestra con una fuente de luz (Paul,
Bode, Matysik, & Alia, 2015).
54
A partir de los datos mostrados en la figura 4.3, donde se midieron los espectros de 13C MAS
RMN del CR de la bacteria R. sphaeroides WT (i.e. tipo natural) y R26 (i.e. mutante sin
carotenoides) en la oscuridad y bajo iluminación, respectivamente (Wang et al., 2016), es
posible visualizar la importancia del efecto photo-CIDNP.
Figura 4.3. Espectros de 13C MAS RMN del CR con agotamiento de quinona de R.
sphaeroides WT (A1, A2) y del mutante R26 sin carotenoides (B1, B2) en la oscuridad
(A1, B1) y bajo iluminación continua con luz blanca (A2, B2) a 4.7 T (Wang et al., 2016).
En el espectro obtenido en la oscuridad (A1, B1), aparecen las resonancias esperadas de la
proteína pero al iluminar la muestra con luz blanca continua (ver figura 4.4), generada a partir
de una lámpara de Xe, (A2, B2), se muestran varias señales fuertes inducidas por la luz,
generadas debido al efecto photo-CIDNP de estado sólido (Wang et al., 2016).
55
Figura 4.4. Fotografía de la fibra óptima para iluminación de la muestra dentro de la sonda.
Del lado derecho también se puede observar el ángulo mágico (Fuente: Propia).
Es importante considerar que el efecto photo-CIDNP depende de la magnitud del campo
magnético y, aparentemente, es posible que la dependencia del campo magnético del efecto
también se deba a la diferencia entre los CR tipo I y tipo II, por lo que no se puede determinar
si un campo magnético más bajo podría ser indicativo de una mejoraría mayor a la señal de
todos los CR de los organismo fotosintéticos (Najdanova, Janssen, de Groot, Matysik, &
Alia, 2015). Estudios recientes han reportado que el campo magnético terrestre (~50 μT)
podría ser utilizado, pero, aunque se han realizado experimentos para disminuir los campos
magnéticos, esta disminución no es sencilla de lograr. Actualmente, se ha observado el efecto
photo-CIDNP en unidades de mT mediante un equipo llamado “Shuttle system” (Gräsing
et al., 2017) (Barnes & Greenebaum, 2015) (Jeschke, Anger, Bode, & Matysik, 2011)
(Mohorič & Stepišnik, 2009). Dicho resultado, y la observación del efecto photo-CIDNP en
1H, permite acercar la química de espines a condiciones fotosintéticas naturales (Bielytskyi,
Grasing, Zahn, Alia, & Matysik, 2019) (Bielytskyi, Grasing, Zahn, Mote, et al., 2019).
𝜃
56
4.1.1. Experimentos de RMN con photo-CIDNP en estado sólido
A continuación, y con el fin de demostrar la versatilidad de esta técnica de hiperpolarización
y su papel en los procesos energéticos inherentes a la fotosíntesis, se mencionarán algunos
organismos fotosintéticos a los que se les han realizado experimentos con photo-CIDNP en
estado sólido.
4.1.1.1. Experimentos de RMN con photo-CIDNP en estado sólido en
Rhodobacter sphaeroides WT y R26
El CR de la bacteria púrpura R. sphaeroides ha sido estudiado debido a que, aunque el arreglo
de cofactores es altamente simétrico, la transferencia de electrones, como se vio
anteriormente, ocurre solamente a lo largo de una de las dos ramas (ver figuras 4.5 y 4.6)
(Bielytskyi, Grasing, Zahn, Alia, et al., 2019) (Thamarath, Bode, et al., 2012) (Daviso et al.,
2010) (Prakash et al., 2007) (Prakash et al., 2006) (Prakash et al., 2005).
Figura 4.5. Espectros de 13C MAS RMN del CR con agotamiento de quinona de R.
sphaeroides WT en la oscuridad (negro) y bajo iluminación (rojo) a 17.6 T (A), 9.4 T (B),
4.7 T (C) y 2.4 T (D) a 235 K y bajo una frecuencia de MAS de 8 kHz y desacoplamiento
de 1H (Thamarath, Bode, et al., 2012).
57
Figura 4.6. Espectros de 13C MAS RMN del CR con agotamiento de quinona de R.
sphaeroides R26 en la oscuridad (negro) y bajo iluminación (rojo) a 17.6 T (A), 9.4 T (B),
4.7 T (C) y 2.4 T (D) a 235 K y bajo una frecuencia de MAS de 8 kHz y desacoplamiento
de 1H (Thamarath, Bode, et al., 2012).
En las figuras 4.5 y 4.6 se pueden observar los espectros de 13C MAS RMN del
CR de la bacteria púrpura R. sphaeroides WT y R26, respectivamente. En el caso de los
espectros en color negro, estos se obtuvieron en la oscuridad, es decir, sin utilizar photo-
CIDNP y en el caso de los espectros en color rojo se puede observar, para la misma muestra,
el efecto en las señales al utilizar photo-CIDNP, es decir, bajo la influencia de la iluminación.
Claramente, al comparar los espectros negros con los rojos se observa un enhancement de la
señal, debido a que se supera la baja sensibilidad intrínseca y la no selectividad de la
espectroscopia de RMN mediante la inducción fotoquímica de la población “anti Boltzmann”
en los estados de espín nuclear, lo cual permite una lectura más sencilla de los mismos. Los
cuatro espectros (A, B, C y D) se diferencian en el campo magnético externo al que la muestra
fue expuesta. En el espectro A, la muestra fue expuesta a 17.6 T, en el B fue expuesta a 9.4
T, C fue expuesta a 4.7 T y D fue expuesta a 2.4 T. Observando los diferentes campos
magnéticos también se puede observar la influencia del mismo en el espectro final, para el
caso de los espectros de la muestra en oscuridad se puede observar un enhancement de la
señal a mayor campo magnético y al contrario, en la muestra bajo efecto de la iluminación,
se puede observar un enhancement de la señal a menor campo magnético. Por otro lado, se
58
puede observar que, en los picos más intensos del espectro, existe una mayor densidad
electrónica que se manifiesta aún más al iluminar la muestra.
Los espectros de la figura 4.5 y la figura 4.6 se diferencian en que en la figura 4.5 el CR se
obtuvo de una R. sphaeroides WT y en la figura 4.6 se obtuvo de un R. sphaeroides R26. La
R. sphaeroides WT es la bacteria que se encuentra de forma natural y la R. sphaeroides R26
es una bacteria mutante sin carotenoides, esto es así debido a que la vida útil de un pigmento
en estado triplete depende de los canales de relajación proporcionados por el entorno, por lo
que su vida es corta en un CR WT, ya que tiene carotenoides cercanos, y significativamente
más largo en el mutante sin carotenoides R26.
4.1.1.2. Experimentos de RMN con photo-CIDNP en estado sólido en otras
bacterias
También se han estudiado CR de otras bacterias fotosintéticas como Rhodopseudomonas
(Rps.) acidophila, Chlorobium (C.) tepidum y Heliobacillus (Hb.) mobilis (ver figura 4.7 y
4.8) (Thamarath, Alia, et al., 2012) (Roy et al., 2008) (Diller, Alia, Gast, Jeschke, & Matysik,
2008) (Roy et al., 2007).
Figura 4.7. Espectros de 13C MAS RMN de fragmentos de membrana de Hb. mobilis en la
oscuridad (a) y bajo iluminación continua (b) a 17.6 T (A), 9.4 T (B) y 4.7 T (C) y bajo una
frecuencia de MAS de 8 kHz (Roy et al., 2008).
59
En la figura 4.7 se puede ver el espectro de 13C MAS RMN de fragmentos de membrana de
Hb. mobilis, en la imagen a se puede apreciar el espectro en la oscuridad bajo la influencia
de distintos campos magnéticos, en el caso de A, el campo magnético es de 17.6 T, en B, el
campo magnético es de 9.4 T y en C es de 4.7 T. Aquí se observa una señal más intensa en
el caso de A, es decir, bajo un campo magnético más alto. Al contrario, en la imagen b, la
muestra se encuentra bajo iluminación continua, en este caso se puede evaluar cómo el efecto
photo-CIDNP mejora las señales del espectro sin importar el campo magnético. Ahora bien,
en esta muestra se puede observar que el espectro más claro de leer debido a la intensidad de
sus señales es C, es decir, el que se encuentra a un menor campo magnético.
Figura 4.8. Espectros de 13C MAS RMN de células enteras Hb. mobilis Braunstoff en la
oscuridad (A) y bajo iluminación (B) y de Hb. mobilis Grünstoff en la oscuridad (C) y bajo
iluminación (D) a 4.7 T y 235 K (Thamarath, Alia, et al., 2012).
En la figura 4.8 se puede ver el espectro de 13C MAS RMN de células enteras de Hb. mobilis
Braunstoff y Hb. mobilis Grünstoff, en el caso de los espectros A y C estos muestran las
señales de la muestra sin ninguna iluminación y en el caso de los espectros B y D, se puede
ver el efecto de la iluminación con luz blanca proveniente de una lámpara de xenón.
La diferencia entre Hb. mobilis Braunstoff y Hb. mobilis Grünstoff radica en que Braunstoff
(en alemán, sustancia café) es un cultivo conservado anaeróbicamente y después de ser
60
expuesto al oxígeno se convierte en Grünstoff (en alemán, sustancia verde) (Thamarath, Alia,
et al., 2012).
4.1.1.3. Experimentos de RMN con photo-CIDNP en estado sólidoen
fotosistemas de plantas
En plantas superiores y algas, la fotosíntesis se lleva a cabo en dos fotosistemas, FI y FII, los
cuales también han sido analizados y estudiados bajo el efecto photo-CIDNP (ver figura 4.9
y 4.10) (Diller et al., 2007) (Alia et al., 2004).
Figura 4.9. Espectros de 15N MAS RMN del FI y FII de Spinacia oleracea. Se obtuvieron
espectros del FI (A, oscuro; B, bajo iluminación) a 9,6 T y los espectros del FII (C, oscuro;
D, bajo iluminación) a 4,7 T (Diller et al., 2007).
En la figura 4.9 se pueden ver los espectros de 15N MAS RMN del FI y el FII. En los espectros
A y C se observan las señales para el FI y FII, respectivamente, obtenidos en la oscuridad y
en el caso de los espectros B y D se observan las mismas muestras, respectivamente, bajo
iluminación. Para el espectro B del FI, hay un mejoramiento significativo en las señales cerca
de 200 ppm asociada al Nitrógeno N-II (asignado a una Chl). En el caso del espectro D, para
FII, las señales más intensas se obtienen a 250 ppm y 300 ppm, y pueden asociarse al pirrol
del Nitrógeno N-IV (asignado a una Chl) y al Nitrógeno N-IV (asignado al aceptor primario
de electrones Phe), respectivamente, como se observa en la figura 4.10.
61
Figura 4.10. Patrones de densidad de espín de los electrones basados en las intensidades del
15N photo-CIDNP. Se pueden observar los patrones de densidad de espín de los cofactores
donantes de FI (A) y FII (B). El tamaño de los círculos es proporcional a la intensidad
relativa de la señal (Diller et al., 2007).
Gracias a la pequeña división de Zeeman que resulta al aplicar B0 y la desfavorable
distribución de Boltzmann, la RMN cuenta con una baja sensibilidad intrínseca pero, al
analizar estos espectros de RMN en estado sólido bajo los efectos photo-CIDNP se demuestra
que al aplicar iluminación en las muestras fotosintéticas aparecen señales mucho más
específicas y es que, el efecto photo-CIDNP en estado sólido supera estas limitaciones
mediante la inducción fotoquímica de estados de espín nuclear “anti Boltzmann”,
permitiendo un estudio más minucioso de las muestras fotosintéticas (Matysik, Diller, Roy,
& Alia, 2009).
62
El importante aumento (enhancement) de la señal debido al efecto photo-CIDNP en estado
sólido permite un análisis detallado de la estructura electrónica de los cofactores activos; los
desplazamientos químicos de la RMN están relacionados con la estructura electrónica del
estado electrónico basal después del foto-ciclo, y las intensidades del efecto están
relacionadas con las densidades locales de los espines de los electrones. Por lo tanto, la RMN
del efecto photo-CIDNP en estado sólido, permite la investigación, tanto del estado
electrónico basal como del estado de par radical (Matysik et al., 2009).
Como se observa en la figura 4.11, el efecto photo-CIDNP se ha utilizado en muestras de
organismos pertenecientes a diferentes grupos dentro del árbol filogenético de la vida como
lo son las cianobacterias (e.g., Synechocystis (Janssen et al., 2010)), batericas púrpuras (e.g.,
R. sphaeroides WT y R26 y Rps. acidophila), bacterias verdes del azufre (e.g., C. tepidum),
gram positivas (e.g., Hb. mobilis) y plantas (e.g., Spinacia oleracea, conocida comúnmente
como espinaca, y Spirodela oligorrhiza, conocida como “duckweed” (Janssen et al., 2018),
tanto en el FI como el FII).
Figura 4.11. Árbol filogenético de la vida (Kelk, Stamoulis, & Wu, 2018) (Hasegawa,
2017) (Horiike, 2016) (Niranjan, 2011) (Edwards, 2019). Los cuadrados señalan los grupos
con organismos fotosintéticos y los grupos señalados con rojo tienen organismos en los
cuáles se ha estudiado el efecto photo-CIDNP (Blankenship, 2014).
63
4.3.¿Qué se puede obtener a partir de los espectros de RMN en estado sólido con el
efecto photo-CIDNP?
Desplazamiento químico Asignación
(ppm) Átomo Cofactor
127 N-I 𝐵𝑃ℎ𝑒
137 N-III 𝐵𝑃ℎ𝑒
187 N-I 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝐿
189 N-I 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝑀
190 N-III 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝑀
198 N-III 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝐿
260 N-IV 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝐿
261 N-II 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝑀
262 N-IV 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝑀
263 N-II 𝐵𝐶ℎ𝑙 𝑃𝐿
299 N-II 𝐵𝑃ℎ𝑒
300 N-IV 𝐵𝑃ℎ𝑒
Figura 4.12. Espectros de 15N MAS RMN de R. sphaeroides R26 en la oscuridad (negro) y
bajo iluminación (rojo) a 247 K, 9.4 T y 8176 Hz (Bielytskyi, Grasing, Zahn, Alia, et al.,
2019).
64
Usando los espectros de RMN con el efecto photo-CIDNP de los CR fotosintéticos es posible
ver que existe una densidad electrónica que se manifiesta al iluminar la muestra. Esta
densidad electrónica es la que se puede apreciar gracias a los picos más sobresalientes en el
espectro de la figura 4.12. En esta figura 4.12 se puede observar el espectro de 15N MAS
RMN de R. sphaeroides R26, en el cual los picos más sobresalientes se encuentran a los 260
ppm y 263 ppm, esto indica que en estas bacterioclorofilas existe una mayor densidad
electrónica y, por lo tanto, es posible pensar que existe una mayor cantidad de energía en las
mismas, lo que permite generar la pregunta de si es posible utilizar esta energía fotosintética
como una fuente energética adicional a las existentes.
4.4.Aplicaciones actuales relacionadas a la obtención de energía a partir de organismos
fotosintéticos
Ahora bien, ¿Cómo podría ser utilizado este conocimiento sobre RMN y química de espines
para obtener energía a partir de organismos fotosintéticos?
Actualmente, existen diferentes aplicaciones relacionadas con la obtención de energía a partir
de organismos fotosintéticos, como se muestran a continuación.
Existen aplicaciones como Bioo-Lite, de la compañía española Arkyne Technologies, la cual
trata de una planta capaz de generar energía usando como fuente el proceso de fotosíntesis.
En un proceso químico, las bacterias presentes en la tierra de la planta rompen los compuestos
orgánicos liberando electrones que viajan a través de nanocables y la electricidad resultante
de este proceso podrá proporcionar energía suficiente para abastecer un puerto USB, con el
que se podrá cargar el celular o Tablet (“Bioo-Lite, la planta inteligente con la que podrás
cargar tu celular”, s/f) (“Bioo”, s/f). Otro proyecto bajo el mismo funcionamiento es el
conocido como E-Kaia, desarrollado en Chile en 2009, semifinalistas de The International
Business Model Competition (organizado por las universidades de Harvard, Stanford y
Brigham Young University) y que recibió el Premio Nacional Avonni a la Innovacion en el
2014, otorgado por el gobierno chileno. En Holanda, Plant-e se desarrolla como un proyecto
65
con el mismo concepto, pero a una escala distinta, ya que utiliza grandes extensiones de
plantas como fuente de energía limpia. Plant-e, fundada en 2009, como una empresa derivada
del departamento de Tecnología Ambiental de la Universidad de Wageningen, se ha dedicado
a alimentar segmentos del alumbrado público, dispositivos de wifi en espacios abiertos y
cargadores de celulares (BBC, 2015) (“Científicos desarrollan plantas que producen
electricidad”, 2015) (Schrama, 2015) (“About Plant-e”, s/f).
Plant-e explica que la celda de combustible microbiano-vegetal, llamada P-MFC, utiliza
plantas y bacterias vivas para generar electricidad. El P-MFC hace uso de procesos naturales
alrededor de las raíces de las plantas para generar electricidad directamente. Esto se debe a
que la planta genera materia orgánica a partir del proceso de fotosíntesis, en el que
aproximadamente un 70 % de esta materia termina en el suelo como material de raíz muerta,
lisados, mucílagos y exudados. Dicha materia orgánica puede ser oxidada por bacterias que
viven cerca de las raíces o en las mismas, liberando CO2, protones y electrones. Estos
electrones liberados son donados por las bacterias al ánodo de la P-MFC, el cual está
acoplado, a través de una carga externa, a un cátodo y los protones que se liberaron en el lado
del ánodo viajan a través de una membrana hacia el cátodo. Es decir, las P-MFC son una
forma específica de celdas solares microbianas, es decir un sistemas en que las celdas de
combustible microbianas o las celdas de electrólisis microbiana funcionan con energía solar
(ver figura 4.13 y 4.14) (Helder, 2012) (Quick, 2012).
Helder explica que se utilizaron Spartina anglica y Arundinella anomala para producir la
electricidad. Estas plantas se utilizaron ya que son de pantano y por lo tanto son capaces de
sobrevivir y crecer bajo condiciones de saturación de agua como se impone en las P-MFC.
S. anglica y A. anomala produjeron simultáneamente biomasa y bioelectricidad durante seis
meses consecutivos, para S. anglica la producción media de energía de la P-MFC durante 13
semanas fue del 16 % de la potencia máxima teórica y para A. anomala del 8 % durante 7
semanas. La mayor densidad de potencia obtenida en una P-MFC fue de 222 mW/m2 de
superficie de membrana con S. anglica.
66
Figura 4.13. Ilustración del funcionamiento de Bioo-Lite (“Bioo-Lite, la planta inteligente
con la que podrás cargar tu celular”, s/f).
Figura 4.14. Diagrama de una celda solar microbiana donde (A) es una celda de
combustible microbiano (P-MFC) y (B) es un tipo específico de P-MFC, con plantas como
organismos fotosintéticos (Helder, 2012).
Así como es el caso de Bioo-Lite, E-Kaia y Plant-E se encontró un estudio que, utilizando la
misma tecnología, experimentó la variación de generación de electricidad mediante el uso de
compostaje en plantas de arroz, registrando un pico de voltaje en las P-MFC de alrededor de
700 mV, y concluyendo que la densidad de potencia se hizo 3 veces más alta cuando se usó
compost, ya que el contenido orgánico agregado por el mismo, brinda capacidad adicional
para generar bioelectricidad (ver figura 4.15). Por otra parte, el crecimiento del arroz fue
importante, alcanzando una longitud máxima de 100 cm permitiendo ver que la cosecha de
67
bioelectricidad no tuvo influencia negativa en el crecimiento de la planta (Moqsud et al.,
2014).
Figura 4.15. Sección transversal del experimento con plantas de arroz y compostaje
(Moqsud et al., 2014).
La búsqueda de fuentes de energía alternativa, idealmente verdes y autónomas, incluye el
aprovechamiento de sistemas vivos y tejidos biológicos. Recientemente se descubrió que la
bicapa del tejido celular (i.e. cutícula) en las hojas de las plantas superiores funciona como
una pareja de conductores generadores triboeléctricos (i.e. electrificación causado por el
contacto con otro material) integrados, los cuales son capaces de convertir estímulos
mecánicos en electricidad. Existen estudios que investigan por primera vez cómo se produce
la generación de carga en la hoja de la planta viva, y cómo se podrían usar plantas completas
en la cosecha de energía. Al parecer, esta conversión de energía, se puede utilizar para
estimular directamente diodos emisores de luz, cargar un capacitor o cosechar energía eólica.
Esto se debe a que las plantas traducen los estímulos externos en señales eléctricas y, por lo
tanto, ciertas estructuras de la planta (más allá del aparato fotosintético), evolucionaron para
operar como convertidores de energía. Este mecanismo se explota para construir recolectores
de energía artificial, es decir, nanogeneradores triboeléctricos (TENG), que consiste en al
menos un electrodo que generalmente está recubierto con una capa dieléctrica y luego se
pone en contacto con otro material. Debido al efecto triboeléctrico, las cargas se generan en
la superficie dieléctrica y se inducen electrostáticamente en el electrodo, donde se pueden
usar como energía eléctrica (ver figura 4.16). Las salidas de potencia en una sola hoja llegan
68
a ≈ 15 μW cm2 N. Esta potencia depende de la especie de la planta, la estructura de la hoja
y el tipo de material que toca las hojas (Meder et al., 2018).
Figura 4.16. Ilustración del mecanismo para la conversión de energía sobre la base de la
triboelectrificación que ocurre en la cutícula cuando se toca con un material dieléctrico
(representado en gris) (Meder et al., 2018).
Por otro lado, en un estudio se descubrió que el proceso electroquímico de las plantas es
responsable de su mecanismo de producción de energía (ver figura 4.17). Esta fuente de
energía denominada Celda de Combustible de Planta Viva (LFC) convierte la energía
química en energía eléctrica al incorporar un par de electrodos en la planta permitiendo el
flujo de iones. Para este propósito, el sistema de recolección de energía consiste en electrodos
de Zn-Cu que se sumergieron en la hoja de Aloe Vera (Ying-Ying & Dayou, 2016) (Ying-
Ying & Dayou, 2013).
Figura 4.17. Modelaje del comportamiento del flujo de iones en la LFC de acuerdo con el
principio de electroquímica con consideración sobre el efecto de eficiencia (Ying-Ying &
Dayou, 2016).
69
Finalmente existe un campo de investigación, que puede llegar a tener un potencial realmente
importante si se logran avances sustanciales en la química de espines, el cual es comúnmente
conocido como fotosíntesis artificial. Esta área de la investigación científica, como su
nombre lo indica, se originó de la ambición de imitar los procesos fotosintéticos de la
naturaleza para almacenar energía de la luz solar en enlaces químicos de alta energía (Kim,
Sakimoto, Hong, & Yang, 2015). Esta investigación sobre fotosíntesis artificial busca
descubrir formas factibles de convertir la luz solar en combustibles solares almacenables
debido a que, actualmente, la electricidad se puede producir de manera eficiente a partir de
fuentes limpias de energía renovable utilizando paneles solares, turbinas eólicas, entre otras
(Cogdell et al., 2018) (Xu et al., 2017). Sin embargo, en este campo de investigación, quedan
grandes desafíos por enfrentar, entre ellos el descubrimiento de catalizadores de oxidación
de H2O baratos, robustos y eficientes y una eficiente separación de cargas (McConnell et al.,
2010).
Actualmente, esta investigación de la fotosíntesis artificial se centra principalmente en la
comprensión y la imitación de los pasos empleados por la fotosíntesis natural para producir
combustibles ricos en energía al dividir el H2O (Bonke, Wiechen, MacFarlane, & Spiccia,
2015) (Llansola-Portoles, Gust, Moore, & Moore, 2017). En la naturaleza, estos procesos
están vinculados a membranas fotosintéticas donde los pigmentos de la antena convierten los
fotones solares en estados excitados, ajustan el flujo de energía de excitación recolectada en
los CR y finalmente producen oxígeno e hidrógeno en forma de NADPH. Los equivalentes
reductores de NADPH se combinan con CO2 para finalmente producir carbohidratos. (Xu
et al., 2017). Hoy en día, han surgido ideas sobre la optimización de los pasos y se han
sintetizado sistemas modelo artificiales para la recolección de luz, la separación y
transferencia de cargas y las reacciones catalíticas finales (El-Khouly et al., 2017) (Fingerhut,
Zinth, & de Vivie-Riedle, 2008) (El-Khouly et al., 2017).
Avances en este campo no están muy lejos de la realidad. El 11 de octubre de 2019 se realizó
un comunicado sobre el proyecto Rheticus II, de Evonik y Siemens, este combina un
biorreactor (i.e. recipiente en el que se lleva a cabo un proceso químico que involucra
70
organismos o sustancias bioquímicamente activas) y un electrolizador (i.e. que produce
hidrógeno y oxígeno a partir del H2O) de energía renovable para producir sustancias químicas
industriales a partir de CO2. Este proyecto ha entrado en su segunda fase, donde ambas
compañías combinan el biorreactor y electrolizador de la primera fase en una instalación de
prueba, programada para comenzar a operar durante el 2020, que utilizará energía renovable
y microorganismos para convertir CO2 y H2O en sustancias químicas y combustibles. El
proyecto está financiado por el Ministerio Federal de Educación e Investigación de Alemania.
Esta planta se construirá en Evonik en Marl, cerca de Münster. En su primera etapa,
utilizando tecnología desarrollada por Siemens, el CO2 y el H2O se convierten en monóxido
de carbono e hidrógeno mediante electrolizadores. Estos gases pasan a un biorreactor,
desarrollado por Evonik, donde los microorganismos los convierten en compuestos químicos
útiles. Las compañías se refieren a esto como fotosíntesis artificial porque combina pasos
químicos y biológicos aunque, a diferencia de la fotosíntesis natural, la energía no es en forma
de luz (“Artificial photosynthesis transforms carbon dioxide into liquefiable fuels”, 2019).
Por otra parte, químicos de la Universidad de Illinois han producido exitosamente
combustibles utilizando H2O, CO2 y luz visible a través de fotosíntesis artificial, convirtiendo
el CO2 en moléculas más complejas como el propano, aunque este proceso de fotosíntesis
artificial no es tan eficiente como en las plantas. Así es posible pensar que se está cada vez
más cerca de usar el exceso de CO2 para almacenar energía solar en forma de enlaces
químicos cuando el sol no brilla (Nocera, 2012).
Adicionalmente, el científico y profesor de la Instituto Tecnológico de Massachusetts, Daniel
Nocera, busca convertir la energía de la luz solar en energía química mediante la creación de
una hoja artificial (ver figuras 4.18 y 4.19). Este dispositivo simple e independiente,
compuesto por materiales abundantes en la tierra, proporciona un primer paso, gracias a la
ingeniería y la fabricación de sistemas de bajo costo, para la conversión de energía solar a
combustibles. El objetivo de este desarrollo es llevar la energía a los pobres, dirigiendo a la
sociedad mundial hacia un futuro energético sostenible. Esta hoja artificial funciona mediante
la inmersión de una lámina de Si de triple unión recubierta con NiMoZn y Co-OEC
(Complejo Evolutivo del Oxígeno, por sus siglas en inglés) en el agua y su mantenimiento a
71
la luz solar logrando la conversión directa de la energía solar a través de la división del agua.
La membrana fotosintética es reemplazada por dicha unión de Si, que realiza la captura de
luz y la conversión a una corriente inalámbrica. El complejo evolutivo de oxígeno y la
ferodoxina reductasa de la membrana fotosintética son reemplazados por catalizadores de
Co-OEC y NiMoZn, respectivamente, para realizar la división del H2O (Nocera, 2012).
Figura 4.18. Ilustración de la hoja artificial compuesta por una lámina de Si de triple unión
recubierta con NiMoZn y Co-OEC (Nocera, 2012).
Figura 4.19. Diagrama de la construcción de la hoja artificial compuesta por una lámina de
Si de triple unión recubierta con NiMoZn y Co-OEC (Fountain, 2016).
El tema de fotosíntesis artificial no es desconocido para el público. En 2016, el New York
Times publicó un artículo titulado: “Los investigadores tienen como objetivo volver a poner
en funcionamiento el dióxido de carbono”, en este artículo se menciona la idea de capturar
el CO2 para generar productos útiles e igualmente figuran esfuerzos realizados como el del
laboratorio Lawrence Berkeley y el Dr. Atwater, quien lidera un equipo de científicos que
trata de imitar lo que hacen las plantas a través de la fotosíntesis para obtener combustible
72
mediante un dispositivo que pueda generar un solo producto, como en la fotosíntesis natural,
pero de manera más eficiente, al mismo tiempo que cuenta con un largo período de vida útil,
así este dispositivo podría reciclar CO2 capturado de plantas de energía e incluso
directamente de la atmósfera (Andrei, Reuillard, & Reisner, 2019).
Por otro lado, en el 2019 se publicó una investigación sobre la producción fotoelectroquímica
de gas de síntesis (i.e. combustible gaseoso compuesto por CO y H2, obtenido a partir de
sustancias ricas en carbono sometidas a un proceso químico a alta temperatura) a partir de
H2O, CO2 y luz solar como una tecnología afín a una economía de carbono circular. Esta se
produce mediante la integración de un catalizador (i.e. que acelera o retarda una reacción
química sin participar en ella) de porfirina de cobalto inmovilizado en nanotubos de carbono
con perovskita de haluro mixto de triple catión y fotoabsorbedores de vanadato de bismuto
(BiVO4). Sin embargo, el alto potencial que debe superarse para la reducción simultánea de
CO2 y la oxidación del H2O, la baja selectividad y el costo de los catalizadores comúnmente
empleados presentan desafíos para este proceso sostenible de conversión de energía que en
la actualidad es producido a partir de combustibles fósiles, altas temperaturas y presiones y
la gasificación de la biomasa .
Así como estas investigaciones existen muchas más, pero, como se ha visto, la química de
espines no ha sido profundamente estudiada en ninguno de los estudios anteriores, esto
demuestra que en realidad el proceso fotosintético no está siendo estudiado en su totalidad
durante las investigaciones y el desarrollo de prototipos. Como vimos anteriormente, los
espines juegan un papel verdaderamente importante en el proceso fotosintético y este podría
ser un indicativo del camino que puede recorrerse en búsqueda de la optimización del cultivo
de energía en organismos fotosintéticos.
73
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
Gracias a la intensa revisión bibliográfica y al trabajo con expertos en los temas discutidos
en esta memoria, es posible determinar que existe una relación directa entre la química de
espines y los procesos fotosintéticos, y que para una apropiada optimización de la fotosíntesis
artificial –con el fin de que la misma sea una fuente viable de energía– es necesario el
desarrollo de más líneas de investigación, en las que la RMN sea piedra angular.
No cabe duda de que las investigaciones realizadas hasta la fecha se han llevado a cabo en
condiciones de laboratorio (e.g. bajas temperaturas, intensos campos magnéticos), pero se
están realizado avances significativos en los que la química de espines se acerca cada vez
más a condiciones biológicas.
La baja sensibilidad inherente a la RMN se ve subsanada por la aplicación de fenómenos de
hiperpolarización, que incrementan considerablemente las señales, que por cualquier otra
técnica espectroscópica serían imposibles de obtener e identificar. El efecto photo-CIDNP
en estado sólido es uno de dichos fenómenos y que, aplicado en organismos fotosintéticos,
ha permitido una profundización en cómo el transporte electrónico dentro de los centros de
reacción se ve fuertemente influenciado por la química de espines.
Un estudio detallado del árbol filogenético, y de los organismos en los cuales la fotosíntesis
es clave, ha demostrado que el efecto photo-CIDNP se presenta en prácticamente todos ellos,
situación que permite una lectura en la cual dicho efecto de hiperpolarización puede ser una
propiedad inherente evolutiva a los organismos fotosintéticos, lo que revaloriza su papel en
estudios de la fotosíntesis.
El papel de esta memoria ha sido el de demostrar que, si se estudia a profundidad la química
de espines y la caracterización electrónica de cofactores en centros de reacción, y se
promueve una inversión en I+D+i en las técnicas y propiedades de la RMN, la optimización
de los procesos fotosintéticos será una realidad y, con ella, alcanzar un eficiente uso del
proceso de fotosíntesis como fuente primaria de energía en las sociedades contemporáneas.
74
El papel de la Ingeniería Ambiental es brindar soluciones científicas, tecnológicas y sociales
a problemas medioambientales. Esta tesis permite demostrar que para la resolución de la
problemática energética –tanto a nivel mundial como en Costa Rica– es necesaria una
vinculación inter y multidisciplinar con la cual dicha situación sea tratada desde diferentes
ángulos y generando una solución integral. El hacer entes activos a distintas áreas del
conocimiento permite ofrecer un valor agregado a proyectos de investigación que, si no fuera
por esta simbiosis, no generarían los resultados ideales y aplicables que la sociedad requiere
de un ingeniero ambiental.
¿Es la química de espines necesaria para optimizar los procesos de fotosíntesis y generar con
esto un producto que pueda ofrecer la tan ansiada energía limpia y universal requerida por la
humanidad? Luego de analizar los aportes dados por tantos grupos de investigación a nivel
mundial, gracias a grupos y proyectos de emprendimiento, la autora de esta tesis se suma a
aquellos cuya respuesta es Sí.
Esta memoria presenta por primera vez, en idioma español, terminología nunca traducida a
la lengua castellana. Ojalá y sea de apoyo para grupos de investigación en Costa Rica y en
América Latina.
75
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