Download - Diagnóstico parasitológico i
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PROFº M Sc. GUILHERME COLLARES
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DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO I
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COLETA E REMESSA DE AMOSTRAS
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COLETA DE AMOSTRAS DE FEZES
Ruminantes e Equinos – coletar 20 – 30 g de fezes diretamente do reto, utilizando luva de procedimento descartável ou saco plástico (para acondicionar material em geladeira), massageando as paredes retais. Essa luva ou saco é invertida, retirado o ar, amarrado, devidamente etiquetado (caneta de retroprojetor) e utilizado como recipiente de transporte.
* Obs.: Caso não seja possível a coleta diretamente do reto, coletar imediatamente após a defecação a porção de bolo fecal que não tenha entrado em contato com o solo.
Amostragem – quantificar o rebanho por categoria animal, coletando 10 animais de cada categoria;
Identificação – todos os dados sobre os animais (espécie, raça, resenha, data, propriedade, última medicação com antiparasitários, etc.).
Cães e Gatos – coletar 5 – 10 g de fezes a partir de superfície limpa (jornal
ou azulejo) sobre a qual o animal tenha defecado. Alternativamente, colher as fezes da porção superior do bolo fecal (que não tenha entrado em contato com o solo). Utilizar saco plástico, devidamente etiquetado.
Identificação – todos os dados sobre o animal (espécie, raça, sexo, idade, data,
propriedade, última medicação com antiparasitários, etc.);
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CONSERVAÇÃO DO MATERIAL
Conservação a Frio – armazenar as amostras em sacos plásticos, em isopor com gelo, alternando-se o material em camadas. Podem ser conservadas dessa forma ou em geladeira (sem congelar), por 24 – 48 horas.
Conservação Química – devem ser utilizados quando o tempo decorrente entre a coleta e o processamento do material for superior a 48 horas, ou quando inexistirem condições de conservação a frio. Ovos e larvas de helmintos – formol a 10% ou formol glicerinado (1:1)
5%; Fezes para pesquisa de trofozoítos e cistos de protozoários –
conservadas utilizando-se como conservador o MIF (Líquido Schaudin), na proporção de 1 parte de fezes para 3 parte de conservante. • Solução MIF
• Timerosal1:1000 .................... 200 ml. • Água destilada ........................ 200 ml. • Formol .................................... 25 ml. • Glicerina ................................. 5 ml.
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TÉCNICAS DIAGNÓSTICAS COPROPARASITOLÓGICAS
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ESQUEMA DE APLICAÇÃO DE TÉCNICAS DIAGNÓSTICAS COPROPARASITOLÓGICAS
FEZES
Observação a olho nu
NEMATÓDEOS
Ovos
Qualitativa Flutuação simples e
sedimentação
Quantitativa OPG
Larvas Técnica de Baermann
CESTÓDEOS Ovos e Proglotes Qualitativa Flutuação simples e
Sedimentação
TREMATÓDEOS Ovos
Qualitativa Sedimentação
Quantitativa Quatro Tamises
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TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO
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TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO
Todas as técnicas de flutuação, são baseadas no princípio de que os ovos de parasitas são menos densos que o meio fluido de flutuação e então, irão flutuar para o topo do recipiente, onde poderão ser coletados para avaliação microscópica (SLOSS et al., 1999).
Em geral, as técnicas de flutuação funcionam bem para nematódeos, cestódeos e alguns cistos de protozoários, mas falham na flutuação de ovos de trematódeos e distorcem trofozoítos de protozoários;
As principais soluções utilizadas para flutuação são: Solução de NaCl a 30 – 35%; Solução de acúcar – 1 kg para 1 litro de água; Solução de Sulfato de Zinco a 33%; Solução de Açúcar de Sheater – 500g açúcar para 360 ml água.
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Flutuação Simples modificada
Técnica de Willis Molley
Técnica de Faust
Técnica de Sheater
TÉCNICAS QUALITATIVAS
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Técnica de Flutuação Simples Modificada
Utiliza-se solução saturada de sal ou açúcar. Utilizada para pesquisa de ovos de nematódeos.
Material: Recipiente de plástico ou de vidro (5 cm e boca larga); Tamís ou coador (50 – 100 malhas / polegada); Tubo de ensaio comum e bastão de vidro; Lâmina de vidro e lamínula (32 – 24 mm); Furadeira com broca adaptada para homogeneização das fezes.
Técnica: Para preparar a suspensão fecal, coloca-se de 2 – 4 g de fezes no recipiente de plástico ou de
vidro. Adicionar 10 ml de água; Homogeneizar as fezes com furadeira manual e broca com ponta arredondada, adaptada, até a
completa dissolução e homogeneização com água do bolo fecal; Coar o conteúdo de fezes homogeneizadas com água no recipiente de vidro, para um tubo de
ensaio, até no máximo a metade de seu tamanho; Completar o conteúdo do tubo de ensaio com solução saturada, até a formação de um menisco
na boca do tubo; Colocar uma lamínula cuidadosamente sobre o menisco, evitando a formação de bolhas; Esperar 15 minutos sem agitar; Retirar a lamínula lentamente e virar bruscamente, evitando pingar a suspensão; Colocar a lamínula sobre a lâmina de vidro e visualizar ao microscópio ótico.
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Técnica de Sheater
Utilizada para pesquisa de ovos de nematódeos e oocistos de protozoários;
Material: 1 – 2 g de fezes; Solução de Sheather; Solução fisiológica de NaCl a 0,9%; Coador; Lâmina de vidro e lamínula; Bastão de vidro; Copo de Beaker; Tubos de centrífuga; Centrífuga; Pipeta de Pasteur.
Técnica:
Colocar as fezes num frasco; Misturar as fezes com solução fisiológica de NaCl a 0,9%, o suficiente para fluidificar e homogeneizar com
bastão de vidro; Tamisar para os tubos de centrífuga, enchendo até a metade com a suspensão coada; Adicionar uma igual quantia de Solução de Sheather; Homogeneizar, invertendo o tubos, sucessivas vezes; Centrifugar a mistura durante 3 – 5 min (1500 – 2000 rpm); Retirar os tubos, sem agitar, colocando-os em um suporte; Coletar algumas gotas da camada superficial do líquido, com pipeta de Pasteur; Examinar ao microscópio, entre lâmina e lamínula.
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Técnica de Gordon e Whitlock modificada
TÉCNICAS QUANTITATIVAS
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Ovos Por Grama de Fezes (OPG)
Utilizada para pesquisa e contagem de ovos de nematódeos gastrointestinais de ruminantes e equinos.
Material: Balança digital; Solução hipersaturada de açúcar ou sal; Pipeta coadora adaptada; Furadeira manual com broca adaptada para homogeneização de fezes; Câmara de McMaster.
Técnica: Pesar 2 g de fezes (ovinos) ou 4 g de fezes (bovinos e equinos); Colocar as fezes nos frascos de 60 ml; Adicionar 10 ml de água; Homogeneizar as fezes com furadeira manual; Completar o conteúdo do frasco com solução saturada de açúcar; Retirar uma amostra com pipeta coadora adaptada e encher os dois lados da câmara
de McMaster; Esperar 1 – 2 minutos, observar ao microscópio e contar os ovos encontrados em
ambas as áreas de contagem da câmara.
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Ovos Por Grama de Fezes (OPG)
Cálculo do OPG:
Para bovinos e equinos, utilizando-se 4 g de fezes, deve-se multiplicar o resultado total dos ovos contados por 50;
Para ovinos, utilizando-se 2 g de fezes, deve-se multiplicar o resultado total dos ovos contados por 100;
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Interpretação OPG
INTERPRETAÇÃO OPG OVINOS TIPO DE INFESTAÇÃO O.P.G. Leve < 350 Moderada 400 – 950 Moderada a Pesada 1000 – 1950 Pesada > 2000
INTERPRETAÇÃO OPG BOVINOS E EQUINOS TIPO DE INFESTAÇÃO O.P.G. Leve < 50 Moderada 50 – 350 Pesada > 400
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IDENTIFICAÇÃO DE OVOS DE PARASITAS GASTROINTESTINAIS
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OVOS DE PARASITAS DE CÃES E GATOS
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OVOS DE PARASITAS DE CÃES E GATOS
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OVOS DE PARASITAS DE CÃES E GATOS
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OVOS DE PARASITAS DE EQUINOS
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OVOS DE PARASITAS DE EQUINOS
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OVOS DE PARASITAS DE EQUINOS
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OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES
Tricostrongilídeos:
• Trichostrongylus spp. • Haemonchus spp. • Ostertagia spp. • Cooperia spp.
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OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES
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OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES
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OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES
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OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES
Bunostomum spp.