santamaría-del-Ángel e., r. millán-núñez, a. gonzález-silvera y r. cajal-medrano (2005)...

M A N U A L E S D E L C U E R P O A C A D E M I C O D E E C O L O G I A F I T O P L A N C T O N F A C U L T A D D E C I E N C I A S M A R I N A S U A B C . S E R I E S W H I T E P A P E R S P O P E Y E

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Estimación de la taxocenósis fitoplanctónicas. Algunas consideraciones generales al método

Uthermöhl en estudios costeros

Eduardo Santamaría-del-Ángel, Roberto Millán-Núñez,

Adriana González-Silvera, Ramon Cajal-Medrano

“Escucho y Olvido, Veo y Recuerdo, Hago y Entiendo” Tao Te King

[email protected]; [email protected]; [email protected]; [email protected]

Facultad de Ciencias Marinas Universidad Autónoma de Baja California Ensenada, B.C. México.

Manera de citarse:

Santamaría-del-Ángel E., R. Millán-Núñez, A. González-Silvera y R. Cajal-Medrano (2005) Estimación de la taxocenósis fitoplanctónicas. Algunas consideraciones generales al método Uthermöhl en estudios costeros. En Manuales del cuerpo Académico de Ecología del Fitoplancton de la Facultad de Ciencias Marinas de la Universidad Autónoma de Baja California. Series White Papers POPEYE 28 p. DOI .

En los últimos años, se han originado una gran cantidad de

proyectos para la explotación de los recursos comprendidos en las lagunas costeras. Dichos proyectos pueden ocasionar serios daños ecológicos, tales como el agotamiento biológico del recurso, que muy posiblemente sea irreversible en este tipo de ambientes. De aquí, nace la necesidad de regular racionalmente la explotación de los recursos, basándose en el conocimiento de las variaciones espacio-temporales de éstos y de las variaciones de la estructura fisicoquímica y biológica que actúa directa o indirectamente sobre ellos.

Capítulo 1

fitoplancton


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Uno de los primeros trabajos, a nivel mundial, que trataron de explicar el

medio lagunar, fue la recopilación de Ayala-Castañares y Phleger (1969), el cual de una manera global trató de establecer las fluctuaciones bióticas y abióticas lagunares. Desgraciadamente, no se pudieron determinar los patrones de variación dada la insuficiente información. A partir de entonces, se han producido una gran cantidad de trabajos que tratan, de alguna manera, de explicar la dinámica propia de estos cuerpos de agua.

En la década de los 80’s, la UNESCO tomó interés en el asunto y uno de

los primeros pasos fue aplicar un cuestionario, a nivel internacional, sobre los proyectos de investigación en lagunas costeras (UNESCO, 1980). Dicho cuestionario dio, como resultado un primer lugar mundial en número de programas de investigación para los EE.UU 25 programas y el segundo lugar con 22 programas fue para México. Así mismo, en dicho reporte, se planteó que el problema para poder entender los patrones de fluctuación, no es ya la falta de información, sino la heterogeneidad metodológica existente, que pueden mal estimar los parámetros de estudio. Por esto, surge el llamado urgente de homogeneizar e intercalibrar las metodologías de estudio. Esta misma petición, es repetida por la UNESCO, año tras año, sin ningún resultado tangible (UNESCO, 1981,1982, 1983, 1986a, 1986b, 1987).

Un esclarecimiento metodológico, se debe enfocar a los productores

primarios, pues van a ser éstos los que rijan el flujo de carbono a los niveles superiores. Enfocando el problema al fitoplancton lagunar, la consecuencia de la heterogeneidad metodológica es la dificultad para poder realizar una exhaustiva y buena comparación de los resultados obtenidos y los que están reportados, aún para una misma laguna, lo que origina una carencia de continuidad en el entendimiento de la complejidad ecológica lagunar. Lo anterior solamente es superado, cuando un autor (o su equipo que trabaja con una metodología uniforme) estudian la zona y por lo tanto, sus resultados son comparables entre sí. Otra alternativa es seguir metodologías estandarizadas y aceptadas por la comunidad científica o modificada y aplicarlas de manera consistente especificando las similitudes o diferencias correspondientes.

Es por lo anterior, que este capitulo tiene como finalidad analizar la

heterogeneidad metodológica en el estudio de la estructura del fitoplancton costero.

DE CAMPO Y LABORATORIO.


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Fig. 1. Microscopio Invertido.

Fig.3. Detalle de cámara de sedimentación con muestra preservada con Lugol.

Fig. 2. Cámaras de sedimentación de 10, 25 y 50 ml.

Las Cuantificaciones. El método más común para cuantificar al fitoplancton, es la técnica Utermöhl (1958), la cual se basa en el conteo de muestras usando microscopio invertido (Fig. 1). La característica principal del microscopio invertido es que la fuente de luz queda en la parte superior y el revolver de objetivos en la parte inferior, lo que permite contar el fondo de una cámara. Las muestras de agua se vierten en cámaras de sedimentación que son columnas cilíndricas de volúmenes que pueden variar entre 2 ml a 100 ml (Figs. 2 y 3) siendo los mas comunes de 5, 10, 25, 50 y 100 ml.

Las muestras de agua fijas-preservadas

son homogenizadas sin agitar, girando la botella que contiene la muestra, evitando la formación de burbujas que pueden alterar el conteo al microscopio (Fig. 4). Las cámaras deben ser colocadas sobre una superficie horizontal, en un lugar cerrado, donde no sean expuestas a cambios de temperatura ni a

la luz directa. Es muy importante que la superficie no sufra vibraciones, pues esto puede provocar que las células se concentren en los bordes de la cámara lo que perjudicaría el conteo. Cualquier movimiento o calentamiento provoca que las células ya sedimentadas se resuspendan en el agua, lo que que provoca una

subestimación del número de partículas. El tiempo de sedimentación, varía con

la altura de la cámara (volumen sedimentado y con el preservativo utilizado (Hasle, 1978; Rott, 1981). En general, para muestras preservadas con lugol, se recomienda seguir la siguiente tabla:

Volumen de Altura de la Tiempo de


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la Cámara (ml)

Cámara (cm)

Sedimentación (horas)

2 1 3 10 2 8 50 10 24 100 20 48

La elección de los volúmenes de sedimentación depende de la abundancia de especies así como de la cantidad de material particulado no fitoplanctónico (Venrick, 1978a). Se propone un análisis preliminar, en el cual se toma una muestra al azar y se sedimenta un juego completo de columnas de sedimentación (de distintos volúmenes).

La decisión más acertada es la de escoger la columna que proporcione

campos (en el microscopio) visuales cómodos, buscando que existan ejemplares de fitoplancton en él sin llegar a una saturación del campo. Esta característica puede ser evaluada cuando al contar varias veces esta cámara, se obtenga una mayor variedad de taxa con una menor desviación estándar. Este volumen servirá para cuantificar los taxa bien representados.

Muchos trabajos (v.gr.

Campos y Mariño 1984; Mariño et al., 1985; entre otros) utilizan solamente un volumen de conteo el cual es revisado bajo un sólo aumento, con el fin de estimar la composición cualitativa y cuantitativa de la estructura del fitoplancton. Hasle (1978) señala que usualmente las muestras se deben de examinar a un aumento de 400x para las células pequeñas y 200x para las medianas y grandes. Así mismo, menciona que el taxón

o los taxa abundantes, se pueden estimar en un volumen pequeño y los que no se encuentran bien representados, se deben de contar en un volumen mayor. Este es el criterio para seleccionar el volumen.

El conteo ecológico ideal, es aquel en el que se pueden enumerar el total

de los entes que comprenden la población (estadística), lo cual en el caso del estudio del fitoplancton, es completamente imposible. Por esto, se toma una

Fig.4. Camara para conteo en microscopio invertido.


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muestra, la que se supone que es representativa de la población a estimar. Esta muestra, es submuestreada cuando se selecciona aleatoriamente un volumen de ella que se sedimenta. Si la población fuese constante y homogénea en la proporción aritmética de sus parámetros, la cuantificación de esta submuestra, sería suficientemente representativa por sí sola para estimar el total poblacional. Este estado hipotético de las poblaciones, se da muy rara vez en la naturaleza, por lo que se podría pensar que un estado más común, sería cuando la población a estimar es el resultado de complejas relaciones sinérgicas de sus entes constitutivos. Esto, da el esquema formado por la conjugación de entes escasos y abundantes. En otras palabras, la abundancia y calidad de los taxa poblacionales varía en un conjunto de muestras (Santamaría-del Ángel y Millán-Núñez, 1991). Por lo anterior, si sólo se cuantifica un volumen, se estaría, de alguna manera, subestimando a algunos taxa de la población. Este problema se agrava cuando solamente se revisa ese volumen a un solo aumento, ya que si éste es pequeño, se subestimaría los taxa pequeños.

La estimación de la estructura fitoplanctónica costera recomendada está

basada en dos volúmenes de conteo (dos cámaras de sedimentación, por ejemplo 5 y 50 ml) revisados a tres distintos aumentos. El volumen menor (5 ml) servirá para estimar los taxa bien representados y se realizarán conteos a un aumento de 200x y 400x. Con el aumento de 200x se contarán los taxa grandes (microplancton y células en cadena) en todo el fondo de la cámara de sedimentación y con el aumento de 400x se contarán los taxa pequeños (ej. nanoflageladas) en dos transectos diametrales en cruz (Santamaría-del Ángel y Millán-Núñez, 1991). La cámara de volumen mayor (50 ml) se contará por completo a un aumento de 100x, donde se incluirá a todos los taxa que no hayan sido reportados en los primeros conteos. Todo lo anterior da un total de 3 conteos por muestra tratando de disminuir al mínimo los errores en la cuantificación de la muestra.

Al contar toda la cámara en la cuantificación del fitoplancton a 100x o a

200x, los cálculos de abundancia (en número de células entre volumen) se dan por una regla de tres considerando el volumen sedimentado, expresado en la siguiente ecuación:

*1000NcelAbundancia l vol

Donde N es el número de células de un taxon determinado en todo el

fondo de la cámara, vol es el volumen sedimentado en ml y 1000 es el factor de conversión a litro.


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Para los conteos realizados a 400x, en

dos transectos diametrales en cruz, se determina el volumen de muestra asociado a cada transecto. Para el cálculo de dicho volumen, se considera geométricamente como un Ortoedro (Fig. 5) donde su volumen esta expresado por:

* *vol a b c

Donde a es el diámetro de la cámara de

sedimentación (en decímetros), b es el diámetro del campo visual del microscopio a 400x (en decímetros) y c es la altura de la cámara de sedimentación (en decímetros).

Una vez se tenga este volumen (en dm3), se recuerda que 1 dm3 es igual

a 1 litro y el cálculo del número de células por litro se realiza como se indicó anteriormente, (notar que en la ecuación anterior el volumen es introducido en ml).

El número de células a contar es variable y depende de su concentración

en la muestra. Se recomienda contar por lo menos 50 células de cada taxon dominante, y el conteo total debe exceder el de 500 células. El límite de confianza de 95% puede ser determinado de la siguiente manera:

%100

2..%95n

xnCL

donde n es el número de unidades contadas (Venrick 1978a, 1978b). Esta

estadística asume que las células están distribuidas de forma uniforme en el fondo de la cámara, lo que no siempre es el caso. En especial esto ocurre con células que forman colonias, cadenas (diatomeas y dinoflagelados) o que forman filamentos (cianobacterias). La varianza puede ser entonces mayor y la precisión menor. Se debe aumentar el número de células contadas para disminuir este error.

Al contar el fitoplancton en cámaras de sedimentación es recomendable contar el protozooplancton (como ciliados), por su papel en la cadena trófica al pastorear sobre el fitoplancton. Sin embargo, al hacer reportes de conteos de fitoplancton, la presencia de estos organismos debe ser reportada separadamente.

a

Ortoedro

V = abc

c

b

Fig. 5. Diagrama de un ortoedro.


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El Fijador-preservador. Existen diferentes formas de fijar o preservar

la muestra, y la utilización de un determinado fijador puede ejercer una selección en la taxocenosis a estudiar, como fue evaluado en el trabajo de Menden-Deuel et al. (2001). Por esta razón, es importante tomarlo en cuenta al inicio de cualquier trabajo. Para fijar y preservar muestras de agua se puede utilizar formaldehído neutralizado con borato de sodio o acidificado con ácido acético, o solución de Lugol (Throndsen, 1978). El Lugol es uno de los fijadores que tienen uso mas amplio, donde se podría citar entre los trabajos mas recientes a Montagnes et al. (1994), Brandini et al. (2000), Lavaniegos et al. (2003), Chang et al. (2003), Roberts et al. (2003), Tyrrell et al. (2003), Badylak y Phlips (2004), Llewellyn et al. (2004), Höglander et al. (2004), entre muchos otros.

La concentración en que se usa el formaldehído varía entre los trabajos,

donde se aplican concentraciones de 0.4% (Millán-Nuñez et al., 2004a), 1% (Sevigny et al., 1979), 3% (Van-Valkenburg et al., 1976; Bruno et al., 1980; Mezquita, 1983; Mukai y Takimoto, 1985), 4% (Arredondo-Gómez, 1983; Nienhuis y Guerrero-Caballero, 1985) hasta 5% (Jegadeesan y Ayyakkannu, 1986), existiendo trabajos que no especifican la concentración (Voltolina et al., 1986; Venrick, 1998). Al ser un producto de bajo costo aunado a que puede conservar por largos periodos de tiempo, este se le puede recomendar para estudios cualitativos (Martin, 2004). Hay que mencionar que los dinoflagelados desnudos no son bien preservados en esta solución (Gifford y Caron, 2000). Throndsen (1978) menciona que el formaldehído neutralizado con borato de sodio es excelente para fijar y preservar el plancton muestreado con red, pero éste es en alto grado selectivo, pues deforma y/o destruye células pequeñas, especialmente las flageladas. Para muestras de agua, el mismo autor recomienda el uso del lugol con base de acetato.

Existen tres maneras de preparar el lugol:

La primera es la clásica fórmula de lugol neutro, obtenida de la mezcla de iodina (yodo) más yoduro de potasio. Este lugol neutro es un excelente fijador y es recomendado cuando las muestras van a ser analizadas inmediatamente, debido a que esta solución al paso del tiempo cambia su pH neutro a ácido (Throndsen, 1978) y afecta la muestra de forma similar al formaldehído.


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La segunda versión, es la de lugol ácido (iodina, más yoduro de potasio, más ácido acético), el cual también tiene el inconveniente de la formula neutra y del formaldehído, pues el pH ácido afecta a los dinoflagelados desnudos, aunque es apropiado para preservar las diatomeas, que según Martin, (2004), cuando el pH es alcalino, las frustulas de las diatomeas son destruidas.

La tercera fórmula es la del lugol con base en acetato de sodio, la cual es la más versátil para el estudio de la estructura fitoplanctónica en general, ya que cuenta con la cualidad de ser un excelente fijador (como la fórmula neutra), más la ventaja que el acetato de sodio funciona como un sistema de amortiguación, manteniendo así siempre la solución neutra a lo largo del tiempo, lo que lo convierte en un perfecto preservador. Para preparar la solución de Lugol ácido se requiere lo siguiente:

200 ml de agua destilada y des-ionizada; 20 g de Yoduro de Potasio (KI); 10 g de yodo bisublimado (I2);

20 ml de acido glacial acético (CH3COOH).

Se mezcla en el orden presentado por un tiempo suficiente como para que los reactivos estén bien disueltos. La mezcla debe ser guardada en recipiente de vidrio oscuro. La concentración a ser usada varia entre 0.5 a 1.0 ml para 200 ml de muestra.

La solución con base de acetato de sodio se prepara substituyendo el

ácido acético por 50 g de acetato de sodio (CH3COONa). Se recomienda disolver el acetato con un poco de agua antes de adicionarlo a los reactivos anteriores. Esta solución se usa en una proporción de 1 ml por cada 100 ml de muestra.

Es recomendable recordar que el iodo de todas las soluciones de lugol se

descompone en presencia de la luz, por lo que se recomienda almacenar las muestras de agua en botellas plásticas obscuras, dado que si son de vidrio las células con partes silíceas pueden quedar adheridas a las paredes del recipiente. Además, se recomienda contar las muestras lo mas pronto posible tomando como máximo un año.


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Fig. 6. Imágenes de la diatomea Skeletonema costatum.

La importancia de la correcta elección del fijador adecuado, resalta al analizar el trabajo de Nienhuis y Guerrero-Caballero (1985), quienes trabajaron en el complejo lagunar de Bahía Magdalena, Baja California, con el objetivo de visualizar la fuerza del nanoplancton en la estructura fitoplanctónica. Su único y más grave error, lo constituye el haber fijado con formaldehído al 4%, con el cual dañaron y destruyeron las células pequeñas que debían evaluar, dando como resultado una alta subestimación del grupo y como consecuencia concluyen que estos taxa, no tenía importancia alguna en el medio lagunar.

Identificación. Es necesario tomar en cuenta que la identificación de

los organismos del fitoplancton está limitada según la técnica que se aplique por lo que se recomienda que en primer lugar se observen las formas vivas y una vez terminado el análisis preliminar de la muestra se subdivida en diferentes alícuotas que se destinarán a diferente tipos de análisis de cuerdo al tipo de identificación que se tenga como objetivo.

La mayoría de las diatomeas y

dinoflagelados pueden ser identificados a nivel de género y especie, pero algunos organismos presentan estructuras submicroscopicas que apenas pueden ser vistas en microscopio electrónico. Además, no es posible identificar organismos con tamaño inferior a 5 m, por lo que existe una subestimativa de la importancia de los organismos del nano (2 a 20 m) y picoplancton (< 2m), en la que se incluyen nanoflageladas y bacterias. Este fitoplancton de pequeño tamaño (< 10 m) puede ser contado

con microscopio de epifluorescencia, el cual además permite diferenciar células vivas de partículas detríticas, pero requiere un procedimiento específico para fijar la muestra (Porter y Feig, 1980; Kemp et al., 1993).

Después de la fijación con formaldehído concentrado, si se aplica rojo de

acridina como colorante, en el microscopio de epifluorescencia es posible cuantificar a los organismos micro heterótrofos (Morales-Zamorano et al., 1998).

Para diferenciar las bacterias que fotosintetizan del resto se utiliza el

complejo denominado DAPI (4’6-diamino-2-phenylindole) que reacciona con


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Fig. 7. Imagen del dinoflagelado Ceratium tripos.

el ADN celular el cual, dependiendo de la longitud de onda de excitación, presenta fluorescencia de diferente color que permite su diferenciación.

La citometría de flujo como una forma de complementar la información

obtenida con el microscopio de epifluorescencia (Yentsch y Campbell, 1991), permitiendo diferenciar tamaño y forma (Jochem, 2001), en la actualidad es ampliamente utilizada (Troussellier et al., 1995; Sieracki et al., 1995; Marie et al., 1997, Gasol y Giorgio, 2000, entre otros). Otra forma de compensar las deficiencias del método de Uthermöl ha sido el uso de la técnica de Cromatografía Liquida de Alta Resolución (HPLC por sus iniciales en ingles) que permite determinar los principales pigmentos fotosintéticos (Mantoura y Llewellyn, 1983). Este método se basa en la premisa de que las diferentes clases del fitoplancton tienen una asignatura diferente o pigmentos diagnósticos. Por ejemplo, la fucoxanthina identifica a las diatomeas (Orellana-Cepeda et al., 1990), la zeaxanthina a las cianobacterias y la clorofila-b a las clorofitas (algas verdes) (Stauber y Jeffrey, 1988; Millie et al., 1983; Jeffrey y Vest, 1997). Tomando esto en cuenta se desarrolló un programa en ambiente MATLAB, denominado ChemTax, de “Chemical Taxonomy” (Mackey et al., 1996; Wright et al., 1996). El mismo genera una matriz de salida que contiene la contribución porcentual de cada grupo taxonómico con respecto a la clorofila-a de la muestra. Viene siendo utilizado en muchos estudios y se ha mostrado de especial utilidad para identificar organismos de pequeño tamaño (Millán-Nuñez et al., 2004b).

Estos métodos han surgido para complementar la información obtenida

con el método de Uthermöl, pero no son substitutos (Havskum et al., 2004). Por ejemplo, el uso del ChemTax inicia con una matriz que contiene una Razón de Pigmentos Inicial (RPI) que indica el contenido relativo de pigmentos para cada grupo taxonómico. Se prepara una segunda matriz con la concentración de pigmentos para cada muestra. Una matriz de salida contiene la contribución porcentual de cada grupo taxonómico con respecto a la clorofila-a de la muestra. La preparación de la matriz de RPI es clave para que el análisis represente la realidad del ambiente. Regiones diferentes tendrán diferentes matrices relacionadas a diferentes grupos fitoplanctónicos presentes. Por esta razón, se recomienda el desarrollo de matrices específicas para diferentes áreas de estudio, comparando análisis en microscopio con el análisis de la composición de pigmentos por HPLC.


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Debido a la gran diversidad específica del fitoplancton, es difícil y

también toma mucho tiempo aprender a identificar. Además, las referencias existentes para identificación no están condensadas en una clave única, si no que se diversifican con respecto a los grandes grupos. Se puede citar a Thomas (1997) y Horner (2002) como las guías actualizadas más accesibles. Asi mismo para la identificación de especies formadoras de floraciones nocivas Hallegraef (1991), Larson y Moestrup (1989), y Gaines y Taylor (1986) son una buena opción. Para diatomeas Hasle y Syvertsen (1996), dinoflagelados Steidenger y Tangen (1996), dinoflagelados desnudos Thronsden (1993) y cocolitoforidos Heimdal (1993). Entretanto, hay otros, muchas veces específicos para determinadas regiones, por lo que el identificador puede buscar soporte en floras regionales y colecciones de referencia así como asistencia en red de los curadores.

OTROS PROBLEMAS A CONCEPTUAR. Clasificaciones de la taxocenosis lagunar.

Uno de los criterios más aplicados para referirse al fitoplancton lagunar

es el de Whittaker (1980) quien plantea que lo que en realidad cuenta los eventos de sucesiones de especies, son los mecanismos de amortiguación que reducen las pérdidas netas. Así muchos investigadores consideran dentro de la estructura fitoplanctónica costera y lagunar a taxa propios o autóctonos, temporales o regulares y esporádicos o raros (v.gr. Margalef, 1969 y Perkins, 1974). Esta clasificación implica que los taxa propios deben tener una velocidad de reproducción mayor a las velocidades de reflujo, para así poderse mantener dentro del cuerpo costero. Algunos autores que han aplicado esta clasificación en México son: Licea-Durán (1974); Gómez-Aguirre (1974); Signoret y Santoyo (1980); Arredondo-Gómez (1983); Nienhuis y Guerrero-Caballero (1985), entre otros.

Harris (1986), menciona que en condiciones óptimas, la tasa de crecimiento calculada a partir de cultivos y del medio natural, podrían ser similares, solamente si se encontrara de antemano las condiciones óptimas naturales.

El tratar de evaluar la interacciones ecológicas en cultivos continuos

(v.gr. Titman et al., 1981), es un problema imposible de estimar, ya que depende del tipo de organismos con los que se ensaye. Por lo anterior, el tratar de


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clasificar la taxocenosis costera, es un tópico del cual hacen falta aún muchas bases fundamentadas en la gran variación que presentan estos cuerpos de agua.

Escala de muestreo. Si la descripción detallada de la variabilidad

fitoplanctónica en medios costeros es uno de los puntos a estudiar en la compresión de los ciclos de carbono, uno de los principales detalles que se observan es la escala de muestreo. Se puede mencionar un trabajo en las lagunas costeras de Baja California donde se aplica una sola muestra por cuerpo de agua (Gilmartin y Revelante, 1978), aquellos trabajos en los que se utiliza una intensidad de muestreo de una vez por estación climática (Ayala-Sánchez, 1984 y Merino-Paredes, 1987, entre otros), o aquellos que plantean una intensidad de una muestra bimensual (Sanders y Kuenzler, 1979; Marshall, 1980), o los que plantean dos muestras al mes (Lechuga-Deveze et al., 1986), o en un período de 24 horas (Galindo-Bect y Flores-Báez, 1982).

Existen otros autores que trabajan con una intensidad de muestreo

mensual con una toma de muestras al mes (Nienhuis y Guerrero-Caballero, 1985; Brandini, 1985; Smetacek, 1985; Mukai, 1987 entre muchos otros); con dos muestreos, ya sea con uno al principio del mes y otra al final (Cortéz-Altamirano y Pasten-Miranda, 1984), o una muestra quincenal (Martínez-Peñalver, 1982), o una bisemanal (Vaulot y Frisini, 1986), o en una marea alta y su correspondiente en marea baja (Miyao et al., 1986), o con cuatro muestreos, ya sea uno cada semana (Blanco, 1985; Taguchi y Laws, 1987), o en una marea alta y baja a la quincena (Jegadeesan y Ayyakkannu, 1986).

Cuando la intensidad de muestreo cae en intervalos mensuales no se

pueden detectar eventos importantes que se dan intersemanalmente, tales como las variaciones por el prisma de mareas (Margalef, 1978a), como se observa en: Nienhuis (1980); Martínez-Peñalver (1982); Ayala-Sánchez (1984); Nienhuis y Guerrero-Caballero (1985), entre otros.

En zonas costeras, con fines de monitoreo de fitoplancton nocivo, se ha

aplicado una frecuencia casi diaria (Orellana-Cepeda et al., 2004) En la mayoría de las lagunas costeras, se considera a la marea como un

factor hidrodinámico importante, por lo cual algunos autores trabajan con una muestra diaria (Sournia et al., 1987) y otros con todas las mares altas y bajas del mes (Riaux y Douvillé, 1980; Carr y Blackley, 1986), o solamente en reflujo de la marea (Jonge, 1985).


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Otros autores trabajan con intervalos de horas, como Millán-Núñez et al. (1982); Garcón et al. (1986); Demers et al. (1987); Hitchcock et al. (1987); Santamaría-del-Ángel y Millán Núñez (1991), entre otros.

Demers et al., (1979) minimiza el intervalo de toma de muestras a cada

cuatro minutos por 148 horas y actualmente es posible tener registro prácticamente continuo de su variabilidad (Donaghay, 2004).

Por otra parte, autores que trabajan en escalas menores a días han

reportado, para los parámetros fitoplanctónicos, diferencias entre mareas altas y bajas (Vatova, 1961; Voltolina, 1973; Riaux y Douvellé, 1980; Jegadeesann y Ayyakkannu, 1986), cada hora (Millán-Núñez y Alvarez-Borrego, 1978), además de diferencias diurnas y semidiurnas (Álvarez-Borrego y Nájera de Muñoz, 1979; Fréchette y Legendre, 1982), dando como consecuencia que existan diferencias dentro del ciclo de mareas (Blanco, 1985; Santamaría-del Ángel y Millan-Núñez, 1991; Bustos-Serrano, et al., 1996).

Santamaría-del Ángel y Millán-Núñez (1991) encontraron que la

estructura fitoplanctónica en mareas vivas está homogéneamente distribuida en la columna de agua y a medida que la amplitud de la marea decreció, se detectaron diferencias entre las dos profundidades de estudio. También reportan que en el período de estudio, las especies dominantes se mantienen en la laguna, independientes de los cambios diarios, mientras que las no dominantes dependen de los cambios del medio. Así mismo a nivel taxonómico, los cambios del medio se ven reflejados en la estructura fitoplanctónica, principalmente a nivel género, además de que en la superficie aún y cuando los procesos del viento fueron mínimos, la interface agua-aire crea efectos de fricción considerables, los cuales pueden enmascarar los verdaderos patrones de asociación natural de los parches superficiales.

En las variación espacial que describen Santamaría-del Ángel et al.,

(1992), encontró que los valores altos de los parámetros de la estructura fitoplanctónica hacia el interior de la laguna, son el resultado de un proceso de concentración que se presenta cuando los parches de fitoplancton son transportados a una zona de baja energía cinética turbulenta.

Legendre et al., (1985) mencionan que existen adaptaciones biológicas a

los procesos advectivos. Una de estas adaptaciones, podría ser la que se origina por la relación de estos procesos, los cuales crean turbidez, con la penetración de la luz, lo cual repercute en la productividad orgánica primaria lagunar (Lara-Lara y Álvarez-Borrego, 1975; Sirois y Walker, 1978; Álvarez-Borrego y Nájera


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de Muñoz, 1979; Stockner y Cliff, 1979; Bruno et al., 1980; Lara-Lara et al., 1980; Millán-Núñez et al., 1982; Blanco, 1985; Lechuga-Deveze et al., 1986; UNESCO, 1986b; Campbell y Bate, 1987). Estudios sobre turbidez, indican que el fitoplancton puede estar controlado por los cambios de luz en el año (Bruno et al., 1980). Un ejemplo de las adaptaciones arriba mencionadas, es la variación de la fotosíntesis máxima (Pmax.) (Frechette y Legendre, 1982; Bustos-Serrano et al., 1996; Santamaría-del-Ángel et al, 1996).

Por otro lado hay autores que indican que la influencia de los procesos

advectivos sobre la estructura fitoplanctónica, estriba únicamente en que los procesos físicos enriquecen y renuevan la parcela de agua en la cual se encuentra el fitoplancton (Gould et al., 1986; Demers et al., 1987). En otras palabras, los procesos advectivos se ven reflejados a corto plazo en una parcela de agua (Sevigny et al., 1979; Simpson et al., 1979; Hitchcock et al., 1987; Lindahl y Perissinotto, 1987), lo cual afecta a toda la estructura fitoplanctónica, incluso al zooplancton (Lindahl y Perissinotto, 1987).

De estas observaciones se deduce que la frecuencia de muestreo deseable

depende de los objetivos de cada investigación. Energía cinética turbulenta (TKE). Sournia et al. (1987) mencionan

que las variaciones locales, pueden ser explicadas por algunas hipótesis de las fuerzas hidrodinámicas que prevalecen sobre la biología. Antes de empezar a explicar estas hipótesis, se puede utilizar la consideración de Garcón et al. (1986), la cual establece que si los componentes del fitoplancton se comportan como partículas flotantes, neutras y pasivas, su distribución se puede explicar solo en bases hidrodinámicas.

Lo que Sournia et al. (1987) clasificaron como modernas teorías, en

realidad tienen su origen en la década de los 70`s, cuando varios investigadores (Platt 1972; Denman y Platt, 1975; Powell et al., 1975; Steel y Henderson, 1976) estudiaron la influencia de los procesos físicos en la estructura espacial del fitoplancton, comparándola con el espectro de potencia de varianza in vivo de la clorofila a en escalas de tiempo corto.

Margalef (1978b( da las bases de ka teoría, al mencionar que la energía

cinética turbulenta, es el factor que controla la productividad orgánica primaria dado que, de alguna manera, contribuye a la organización vertical del ecosistema, de la cual depende la verdadera ecología evolutiva del fitoplancton. Todos los cuerpos de agua, sin importar su tamaño, son básicamente medios turbulentos, aunque la TKE varia con su tamaño, originando que los cuerpos


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pequeños cuenten con alta TKE (Harris, 1986). El único problema es entender la respuesta biológica del fitoplancton a escalas de variación donde operen los diferentes componentes de la TKE.

A las fluctuaciones en el tiempo se pueden integrar mecanismos

fisiológicos, lo cual origina una buena ponderación en asociaciones competitivas y en general en la diversidad de la comunidad (Huston, 1979). A lo anterior cabe agregar que, las verdaderas fuentes de variación del sistema, pueden no ser detectadas debido a simples problemas causados por la técnica de muestreo o la frecuencia de los intervalos de tiempo en que este se realiza (Harris, 1983).

La mayoría de los estudios en los cuales se determinó que las

condiciones físicas en la superficie del agua son las que mayormente determinan los cambios de la composición de la estructura fitoplanctónica, han sido realizados en el dominio oceánico (Margalef, 1987b; Reynolds, 1980) donde la intensidad de la TKE se ve afectada por la distancia al continente (UNESCO 1984).

Algunos investigadores han trabajado en lagos, donde se eliminan

algunos componentes del TKE marino. Crawford et al. (1979), mencionan que, aún en lagos es necesario enfatizar que para poder determinar cambios y concluir en patrones estacionales de la productividad orgánica primaria y de la estructura fitoplanctónica, son necesarios varios años de estudio. Paloheimo y Fulthope (1987), reportan que en el lago que ellos estudiaron, la variación de la estructura fisico-química es más importantes que los procesos biológicos (v.gr. depredación) en la determinación del fitoplancton, comentando además que la TKE desestabilizo cualquier análisis biológico que ellos trataron de realizar.

Un trabajo clásico sobre la TKE es el de Harris (1980), el cual aunque

fue realizado en lagos sirve de sobremanera para la explicación del medio marino. Versa sobre un modelo para el estudio del fitoplancton, dependiendo de la correcta escala de perturbación algal. Este modelo denominado KISS (Kiersted, Slobodkin y Shella), es un modelo teórico el cual relaciona la tasa de difusión horizontal y supone las tasas de crecimiento algal a de cultivos obteniendo inferencias con base al tamaño del parche, bajo la destrucción originada por la difusión y atenuada por el crecimiento. Resultados arrojados por este modelo, indican que en parches menores a 100 m pueden ser rápidamente destruidos por la TKE, pues el crecimiento fitoplanctónico no es lo suficientemente rápido para neutralizar la difusión originada. Así mismo, en


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parches de igual o mayor tamaño de 1 Km., los procesos biológicos pesan más que la TKE.

Uno de los principales problemas de este modelo, lo constituye el que

toma las tasas de crecimiento obtenidas en cultivo, sin ninguna restricción ecológica, por lo que el mismo autor propone el modelo de Desequilibrio Contemporáneo, el cual considera la respuesta unitaria de cada célula (por lo que hay que considerar también su tamaño). Ambos modelos subestiman a las relaciones tróficas, por lo que Kamykowski (1974, 1976 y 1979) trata de hacer modelos más realistas, aunque solo para dinoflagelados.

En síntesis, aún y cuando existan gran cantidad de modelos que

relacionen la TKE con el fitoplancton, éstos, por sí solos, no son lo suficientemente estructurados como para dar una integración de la relación. Más bien, solamente aclaran ciertos puntos que dan una idea global de la interacción. Por todo lo anterior, se puede pensar que los estudios que tienen un periodo de toma de muestras mayor a días, no son representativos de las condiciones lagunares. Se tiene que cambiar la manera de estudiar las variaciones anuales del fitoplancton lagunar y ya no plantear esta en un sólo trabajo, sino más bien deben de ser la integración de varios trabajos, los cuales describan confiablemente intervalos de tiempo menores. Esto implica aumentar el número de muestras considerablemente, ya que series de tiempo de aproximadamente un día, no son lo suficientemente representativas de las variaciones del ciclo de mareas (Millán-Núñez y Álvarez-Borrego, 1978).

Una buena manera de estudiar las variaciones a corto plazo, podría ser el

utilizar la fluorescencia in vivo dada la rapidez de obtención de los datos, sin embargo, Harris (1980), menciona que esta técnica presenta serios problemas en zonas de alta TKE dadas las respuestas fisiológicas con las que cuenta el fitoplancton de estas zonas. En la acualidad en la zona costera se trabaja con mediciones simultáneas para evaluar estas relaciones a microescala como en los trabajos de Donaghay (2004) quien ha trbajado tanto en los fiordos de Norte de Europa como en la zona costera de California.

La marea como principal componente del TKE, es algo no bien

establecido, por el contrario, Santamaría-del Ángel y Millán-Núñez (1991) al realizar la correlación cruzada con el coeficiente de Pearson entre la altura del nivel del mar y los parámetros fitoplanctónicos, encontró que los coeficientes estadísticamente significativos era muy pocos, que estos eran muy bajos y se presentaban a desfases muy desiguales, dando al conjunto de éstos resultados una carencia interpretativa en el sentido biológico. Esto normalmente se


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interpreta con análisis fino de los diferentes componentes del fitoplancton cuya interacción es compleja y presenta diferentes velocidades de respuesta frente a las variables abióticas y bióticas que lo circundan.

Más bien, es recomendable pensar en el TKE como el resultado de

complejas interacciones entre marea, viento, fricción atmosférica, pendientes de la laguna, así como otras componentes propias de la laguna (como afluentes continentales). En otras palabras: la composición y fuerza del TKE varía de laguna en laguna y es muy probable que de tiempo en tiempo. Así pues, si se considera a la marea como principal componente de esta energía, es porque constituye uno de los componentes más fácilmente predecible (aunque solamente en su porción astronómica) al realizar un diseño experimental adecuado considerarla como base facilita el contraste de hipótesis en algunos cuerpos costeros donde es componente más estudiado y conocido.

Cabe aclarar que, el medio lagunar es complejo dada la gran interacción

de sus componentes bióticos y abióticos y además de que, la estructura fitoplanctónica está regulada en diferentes proporciones por todos y cada uno de estos componentes.

El estudio del fitoplancton lagunar y su variación en base al TKE,

corresponden a una pequeña porción de toda la complejidad ecológica lagunar.


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LITERATURA CITADA. ALVAREZ-BORREGO S. y S. Nájera de Muñoz. (1979) Series de tiempo de

fitoplancton en dos lagunas costeras de Baja California. Ciencias Marinas 6: 75-88.

ARREDONDO-GOMEZ F. (1983) Variación cuantitativa y cualitativa del fitoplancton del Estero del Cardón, Baja California Sur (Noviembre, 1978 a Junio de 1979). Tesis de licenciatura de la Facultad de Ciencias Marinas. UABC. Ensenada. 72 p.

AYALA-CASTAÑARES A. y B.F. Phleger. (1969) Lagunas costeras, un simposium. Universidad Autónoma de México. México D.F. 686 p.

AYALA-SANCHEZ N.E. (1984) Estudio planctonológico de la Bahía de los Ángeles, B.C. Tesis de licenciatura de la Escuela de Biología. UAG-UNAM. Guadalajara. 92 p.

BADYLAK, S. and E. J. Phlips (2004) Spatial and temporal patterns of phytoplankton composition in subtropical coastal lagoon, the Indian River Lagoon, Florida, USA. J. Plankton Res. 26: 1229 - 1247.

BLANCO J. (1985) Algunas características del fitoplancton de Lorbé (Ría de Ares y Betanzos) en primavera. Bol. Inst. Esp. Oceanog. 2: 17-26.

BRANDINI, F., D. Boltovskoy, A.R. Piola, S. Kocmur, R. Rottgers, P. Abreu and R. Mendes Lopes (2000) Multiannual trends in fronts and distribution of nutrients and chlorophyll in the Southwestern Atlantic. Deep-Sea Research, 47:1015-1033.

BRANDINI F.B. (1985) Ecological studies in the bay of Paranaguá. I Horizontal distribution and seasonal dynamics of the phytoplankton. Bolm. Inst. Oceanog., S. Paulo 33:139-147.

BRUNO, F.S., R.D. Staker and G.M. Sharma. (1980) Dynamics of phytoplankton productivity in Peconic Bay Estuary, Long Island. Estuarine and Coastal Marine Science. 10:247-263.

BUSTOS-SERRANO H., R. Millán-Núñez y R. Cajal-Medrano (1996) Efecto de la Marea en la Productividad Orgánica Primaria en una Laguna Costera del Canal de Ballenas, Golfo de California. Ciencias Marinas, 22 (2): 215-233.

CAMPBELL E.E. and G.C. Bate. (1987) Factors influencing the magnitude of phytoplankton primary production in a high-energy surf zone. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 24:741-750.

CAMPOS M.J. y J. Mariño. (1984) El ciclo anual del fitoplancton en la Ría de Arosa (1978-1979). Bol. Inst. Esp. Oceanog. 1: 20-30.

CARR A.P. y W.L. Blackley. (1986) The effects and implication of tides and rainfall on the circulation of water within salt marsh sediments. Limnol. Oceanogr. 31:266-276.


19

CHANG, F.H. J. ZELDIS, M. G. Y J. HALL (2003) Seasonal and spatial variation of phytoplankton assemblages, biomass and cell size from spring to summer across the north-eastern New Zealand continental shelf. J. Plank. Res. 25: 737 - 758.

CORTEZ-ALTAMIRANO R. y N. Pasten-Miranda. (1984) Composición, abundancia y distribución del fitoplancton del Estero URIAS, Sin. México. II Periodo de Verano (1980). Memorias del III Simpo. Bio. Mar. UABS: 185-210.

CRAWFORD, R.M., A.E. Dorey, C. Little and R.S.K. Barnes. (1979) Ecology of Swanpool falmounth. V. Phytoplankton and nutrients. Estuarine and Coastal Marine Science. 9:135-160.

DEMERS S., P.E. Lafleur, L. Legendre and C.L. Trump. (1979) Short-term covariability of chlorophyll and temperature in St. Lawrence Estuary. J. Fish. Res. Board Can. 36:568-573.

DEMERS S., J.C. Therriault, E. Bourget and A. Bah. (1987) Resuspension in the shallow sublittoral zone of macrotidal estuarine environment: Wind influence. Limnol. Oceanogr. 32:327-339.

DONAGHAY, P. L. 2004. Fine-scale measurements an vertical stratification in thin layers in embayments. GEOHAB. Abst. Pp. 37.

FRECHETTE, M. and L. Legendre. (1982) Phytoplankton photosynthetic response to light in an internal tide dominated enviromental. Estuaries 5: 287-293.

GAINES, G. and F.J.R. TAYLOR (1986) A mariculturist's guide to potentially harmful marine phytoplankton of the Pacific coast of North America. Prov. B.C. Ministry of Environment Information Rept 10. 53pp.

GALINDO-BECT S. y B.P. Florez-Baez. (1982) Hidrología comparativa en la boca de dos sistemas antiestuarinos de Baja California durante otoño e invierno. Ciencias Marinas 8:97-108.

GARCON V.C., K.D. Stolzenbach and D.M. Anderson. (1986) Tidal flushing of an estuarine embayment subject to recurrent dinoflagellate blooms. Estuaries. 9:179-187.

GASOL J.M, and Giorgio PA (2000) Using flow cytometry for counting natural planktonic bacteria and understanding the structure of planktonic bacterial communities. Sci. Mar. 64:197–224.

GILMARTIN M.N. and N. Revelante. (1978) The phytoplankton of the barrier island lagoons of the Gulf of California. Estuarine, Coastal Marine Science. 7:29-47.

GOMEZ-AGUIRRE S. (1974) Reconocimientos estacionales de hidrología y plancton en la laguna de Términos Campeche, México (1964/1965). An. Centro Cienc. del mar y Limnol. UNAM 1 :61-82.


20

GOULD R.W., Jr. E.R. Balmori and G.A. Fryxel. (1986) Multivariate statistics applied to phytoplankton data from two Gulf Stream warm core rings. Limnol. Oceanogr. 31:951-968.

GIFFORD D.J. and D.A. Caron (2000) Sampling, preservation, enumeration and biomass of marine protozooplankton. Cap. 5 pag 193-221 In. ICES Zooplankton Methodology Manual. Harris R., P. Wiebe, J. Lenz, H.R. Skjoldal, M. Huntley. Academic Press 684 p.

HALLEGRAEFF, G. (1991) Aquaculturists' guide to harmful australian microalgae. Fishing Industry Training Board of Tasmania/CSIRO. Division of Fisheries. Hobart.

HARRIS G.P. (1980) Temporal and spatial scales in phytoplankton ecology. Mechanims, methods, models and managment. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 37: 877-900.

HARRIS G.P. (1983) Mixed layer physics and phytoplankton populations studies in equilibrium and non-equilibrium ecology. Prog. Phys. Reg. 2: 1-52.

HARRIS G.P. (1986) Phytoplankton Ecology Estructure, Function and fluctuation. Ed. Chapman and Hall. N.Y. 384 p.

HASLE G.R. (1978) Using the inverted microscope. Cap. 7.3 pag. 191-196 In: Phytoplankton Manual. A. Sournia (ed.) UNESCO. París. 337 p.

HASLE, G. AND E. SYVERTSEN. (1996) Marine Diatoms. In: Identifying marine diatoms and dinoflagella(tes. Ed. Carmelo R. Tomas. Academic Press, Inc. San Diego, California. pp. 5-385.

HAVSKUM, H., Schlüter, L., Scharek, R., Berdalet, E. and Jacquet, S. (2004) Routine quantification of phytoplankton groups--microscopy or pigment analyses? Mar. Ecol. Progr. Ser. 273: 31-42.

HEIMDAL, B. R. (1993) Modern coccolithophorids. In: Marine Phytoplankton, a guide to naked flagellates and coccolithophorids. Ed. Carmelo R. Tomas. Academic Press, Inc. San Diego, California. pp.7-146.

HUSTON M. (1979) A general hypothesis of species diversity. Am. Nat. 133: 81-101.

HÖGLANDER, H. U. Larsson and S. Hajdu (2004) Vertical distribution and settling of spring phytoplankton in the offshore NW Baltic Sea proper. Mar. Ecol. Progr. Ser. 283: 15-27.

HORNER, R. A. 2002. A taxonomic guide to some common marine phytoplankton . Biopress Ltd., 195 p.

JEFFREY, S.W. and M. Vest. (1997) Introduction to marine phytoplankton and their pigment signatures. In S.W. Jeffrey, R.F.C. Mantoura, and S.W. Wright (eds.), Phytoplankton Pigments in Oceanography, UNESCO, Paris, pp. 37-84.


21

JEGADEESAN P. and K. Ayyakkannu. (1986) Phytoplankton studies in Vettar back-waters (Coleroon estuarine complex) of coasts of Southeast India. Ciencias Marinas 12: 33-49.

JOCHEM, F.J. (2001) Morphology and DNA content of bacterioplankton in the northern Gulf of Mexico: analysis by epifluorescence microscopy and flow cytometry. Aquat. Microb. Ecol. 25: 179-194.

JONGE V.N. (1985) The occurrence of `epipsammic` diatom population; A result of interaction between physical sorting of sediments and certain properties of diatoms species. Estuarine, Coastal and Shelf Science 21:607-622.

KAMYKOWSKI D. (1974) Possible interactions between phytoplankton and semidiurnal internal tide. J. Mar. Res. 32: 67-89.

KAMYKOWSKI D. (1976) Possible interactions between plankton and semidiurnal internal tides. II Deep thermoclines and trophic effects. J. Mar. Res. 34:499-509.

KAMYKOWSKI D. (1979) The growth response of a model Gymnodinium splendens in stationary and wavy water columns. Mar. Biol. 50: 289-303.

KEMP, P. F., B. F. Sherr, , E. B. Sherr, and J. J. Cole, (1993) Handbook of methods in aquatic microbial ecology, Lewis publishers, Boca Raton, Florida.

LARA-LARA J.R. y S. Álvarez-Borrego. (1975) Ciclo anual de clorofilas y producción orgánica primaria en Bahía de San Quintín B.C. Ciencias Marinas 2:77-97.

LARA-LARA J.R., S. Álvarez-Borrego and L.F. Small. (1980) Variability and tidal exchange of ecological propeties in a coastal lagoon. Estuarine and Coastal Marine Science. 11: 613-637.

LARSON, J. and O. MOESTRUP (1989) Guide to toxic and potentially toxic marine algae. Fish. Inspect. Serv., Min. Fish. June. 61pp.

LAVANIEGOS, B.E., G. Gaxiola-Castro, L. C. Jiménez-Pérez, M. R. González-Esparza, T. Baumgartner y J. García-Cordova (2003) 1997-98 El Niño effects on the pelagic ecosystem of the California current off Baja California, Mexico. Geofísica Internacional (2003), Vol. 42, 3:483-494

LECHUGA-DEVEZE C.H., J. García-Pámanes y J.J. Bustillos-Guzmán. (1986) Condiciones ecológicas de una laguna costera de la costa oeste del Golfo de California. Turbiedad y Clorofila a. Ciencias Marinas 12: 19-31.

LEGENDRE L., S. Demers, J.C. Therriault and C.A. Boudreau. (1985) Tidal variations in photosynthesis of estuarine phytoplankton isolated in a tank. Mar. Biol. 83: 301-309.


22

LICEA-DURÁN S. (1974) Sistemática y distribución de diatomeas de la laguna de Agiabampo, Son./Sin. México. An. Centro Cienc. del Mar y Limnol. UNAM 1: 99-156.

LLEWELLYN, C.A. J. R. Fishwick and J. C. Blackford (2004) Phytoplankton community assemblage in the English Channel: a comparison using chlorophyll-a derived from HPLC-CHEMTAX and carbon derived from microscopy cell counts. J. Plankton Res. Advance Access published on November 22, 2004: doi: 10.1093/plankt/fbh158.

MACKEY M.D., D.J. Mackey, H.W. Higgins and, S.W. Wright (1996) CHEMTAX – a program for estimating class abundances from chemical markers: application to HPLC measurements of phytoplankton. Mar Ecol Prog Ser 144: 265-283.

MANTOURA, R.F.C. and C.A. Llewellyn. (1983) The rapid determination of algal chlorophyll and carotenoid pigments and their breakdown products in natural waters by reversephase high-performance liquid chromatography. Anal. Chim. Acta. 151: 297-314.

MORALES-ZAMORANO, L.A., R. Cajal-Medrano, E. Orellana-Cepeda and L.C. Jiménez-Pérez (1991) Effect of tidal dynamics on planckton comunita in a coastal lagoon of Baja California, México. Marine Ecology Progress series 78: 229-239.

MARGALEF R. (1969) Comunidades planctónicas en lagunas litorales. Mem. Simp. Inter. Lagunas Costeras UNAM-UNESCO. 545-562.

MARGALEF R. (1978a) Some examples. Cap. 2.2 pag. 17-31 En: Phytoplankton Manual. A. Sournia (ed.) UNESCO. París 337 p.

MARGALEF R. (1978b) Life-forms of phytoplankton as survival alternatives in an unstable enviromental. Oceanol. Acta 1: 493-509. MARSHALL H.G. (1980) Seasonal phytoplankton composition in lower Chesapeake Bay and old plantation creek, Cape, Charles Virginia. Estuaries 3: 207-216.

MARIE D, F. Partensky, S. Jacquet, and D. Vaulot. (1997) Enumeration and cell cycle analysis of natural populations of marine picoplankton by flow cytometry using the nucleic acid stain SYBR Green I. Appl Environ Microbiol 63: 186-193.

MARIÑO J., M.J. Campos, M.T. Nunes y M.L. Iglesias. (1985) Variación estacional de los factores ambientales y del fitoplancton en la zona de Lórbe (Ría de Area y Betazos) en 1978. Bol. Inst. Esp. Oceanogr. 2: 88-99.

MARTIN, J.L. (2004) Protocol for Monitoring Phytoplankton. A Report by the marine biodiversity monitoring committee (Atlantic Maritime Ecological Science Cooperative, Huntsman Marine Science Center)


23

to the Ecological Monitoring and assessment network of environmental Canada. http://www.eman-rese.ca /eman /ecotools /protocols/marine/phytoplankton/intro.html. 15pp.

MARTÍNEZ-PEÑALVER R. (1982) Abundancia del fitoplancton en el embalse San Juan de la Sierra del Rosario, en los años 1971-1974. Rev. Cub. Inv. Pesq. 7: 65-76.

MENDEN-DEUER, S. E. J. Lessard and J. Satterberg (2004) Effect of preservation on dinoflagellate and diatom cell volume and consequences for carbon biomass predictions Mar. Ecol. Progr. Ser. 222: 41–50.

MERINO-PAREDES I.M. (1987) Variación estacional de la producción primaria, clorofila y seston en la Bahía Willard, costa oeste del Golfo de California. Tesis de licenciatura de la Facultad de Ciencias Marinas. UABC. Ensenada. 68 p.

MESQUITA H. de S.L. (1983) Suspended particulate organic carbon and phytoplankton in the Cananéia Estuary (25 S, 48 W), Brazil. Océanogr. Trop. 18:55-68.

MILLÁN-NÚÑEZ E. y R. Millán-Núñez. (1987) Composición y variabilidad fitoplanctónica a finales de primavera, 1985 en el Estero de Punta Banda, Baja California, México. Ciencias Marinas 13:21-34.

MILLÁN-NÚÑEZ R. y S. Álvarez-Borrego. (1978) Series de tiempo de clorofilas a, b y c y sus feofitinas en las bocas de dos lagunas costeras. Ciencias Marinas 5:41-52.

MILLÁN-NÚÑEZ R., S. Álvarez-Borrego and D.M. Nelson. (1982) Effects of physical phenomena on the distribution of nutrients and phytoplankton productivity in a coastal lagoon. Estuarine, Coastal and Shelf Science 15: 317-335.

MILLÁN-NUÑEZ, E., M. E. Sieracki, R. Millán-Nuñez, J.R. Lara-Lara, G. Gaxiola-Castro and C. C. Trees (2004a) Specific absorption coefficient and phytoplankton biomass in the southern region of the California Current Deep-Sea Research II 51: 817–826.

MILLAN-NUÑEZ R., E. Millan-Nuñez, S. Alvarez-Borreego, C.C. Trees Y E. Santamaria del-Angel (2004b) Variabilidad de la Comunidad del fitoplancton en Bahía San Quintin estimada mediante el análisis de pigmentos por HPLC. Ciencias Marinas 30(1A): 35-43.

MILLIE, D.F., H.W. Paerl, J.P. Hurley, and G.J. Kirkpatrick. (1993) Algal pigment determinations in aquatic ecosystems: analytical evaluations, applications and recommendations. Current Topics Bot. Res. 1: 1-13.

MIYAO S.Y., L. Nishihara and C.C. Sarti. (1986) Características físicas e químicas do sistema estuarino-lagunar de Cananéia-Iguape. Bolm. Inst. Oceanogr. S. Paulo 34:23-36.


24

MONTAGNES, D.J.S., D.A. Berges P.A. Harrison and F.J.R. Taylor (1994) Estimating C, nitrogen, protein and chlorophyll a from volume in marine phytoplankton. Limnol Oceanogr 39: 1044–1060.

MUKAI T. (1987) Effects of micro-scale in situ enviromental gradients concerning water qualites on the structure of phytoplankton community in a coastal Embayment. Estuarine, Coastal and Shelf Science 25: 447-458.

MUKAI T. and K. Takimoto. (1985) Effects of enviromental gradients concerning water qualites on the structure of the phytoplankton community in coastal sea. Estuarine, Coastal and Shelf Science 20: 169-181.

NIENHUIS H.J. (1980) Some aspects of the phytoplankton ecology of ensenada of La Paz. B.C.S. México. Mem. Cibcasio Sim. 6: 152-186.

NIENHUIS H.J. and R. Guerrero-Caballero. (1985) A qualitative analysis of the annual phytoplankton cycle of the Magdalena lagoon complex (México). J. Plankton Res. 7: 427-441.

ORELLANA-CEPEDA E., E.H. Renger, J. Nelson, and R.W. Eppley.(1990) Particulate Biogenic Silica in the Euphotic Zone off Southern California. Ciencias Marinas 16 (1):69-89.

ORELLANA-CEPEDA E., M., Avalos-Borja, C., Granados-Machuca, L.A. Morales-Zamorano, and J. Serrano-Esquer. (2004) Phytoplankton and HAB Monitoring Program at a Tuna Farm in Puerto Escondido, B.C., México. 11th International Conference on Harmful Algae,. Cape Town, S.A. Abstract, pp. 202.

PALOHEIMO J.E. and R.R. Fulthorpe. (1987) Factors influencing plankton community structure and production in fresh-water lakes. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 44: 650-657.

PERKINS E.J. (1974) Plankton. Cap. 4 pag. 71-104 En: The biology of estuaries and coastal waters Academia Press. Londres 678 p.

PLATT T. (1972) Local phytoplankton abundance and turbulence. Deep Sea Res. 19: 183-187.

PORTER, K. G., and Y. S. Feig, (1980) The use of DAPI for identifying and counting aquatic microflora. Limnol. Oceanogr. 25: 943-948.

POWELL T.M., P.J. Richerson, T.M. Dillon, B.A. Agae, B.J. Dozier, D.A. Golden and L.O. Myrup. (1975) Spatial scales of current speed and phytoplankton biomass fluctuations in Lake Tahoe. Science 189: 1088-1090.

REYNOLDS C.S. (1980) Phytoplankton assamblages and their periodicity in stratifing lake sistems. Hol. Ecol. 3: 141-159.


25

RIAUX C. and J.L. Douvillé. (1980) Short term variation in phytoplankton biomass in a tidal estuary in North Brittany. Estuaryne y Coastal Marine Science 10: 85-92.

ROBERTS, E.C. K. Davidson y L. C. Gilpin (2003) Response of temperate microplankton communities to N:Si ratio perturbation. J. Plank. Res. 25: 1485 - 1495.

ROTT, E. (1981) Some results from phytoplankton counting intercalibrations. Schweiz. S. Hydrol. 43: 34-62.

SANDERS J.G. and E.J. Kuenzler. (1979) Phytoplankton population dynamics and productivity in a Sewage-Enriched tidal creek in Noth Carolina. Estuaries 2: 87-96.

SANTAMARÍA-DEL-ÁNGEL E. and R. Millan-Núñez (1991). Variation of the phytoplankton structure in Puerto Don Juan, Bahía de los Ángeles, Baja California, México. Ciencias Marinas. 17 (2): 1-24.

SANTAMARÍA-DEL-ÁNGEL E., R. Millan-Núñez y R. Caja-Medrano (1992). Efecto de la energía cinética turbulenta sobre la distribución espacial de la clorofila a en una pequeña laguna costera. Ciencias Marinas. 18 (4): 1-16.

SANTAMARÍA-DEL-ÁNGEL E., R. Millan-Núñez y G. De-la-Peña-Nettel (1996) Efecto de la turbidez en la Productividad primaria en dos estaciones en el área del Delta del Río Colorado. Ciencias Marinas. 22 (4): 483-493.

SEVIGNY J.M., M. Sinclair, M.I. El-Sabh, S. Poulet and A. Coote. (1979) Summer plankton distribution associated with the physical and nutrient propieties of Northwestern Gulf of St. Lawrence. J. Fish. Res. Board Can. 36: 187-203.

SIERACKI M.E, E.M. Haugen and T.L. Cucci (1995) Overestimation of heterotrophic bacteria in the Sargasso Sea: Direct evidence by flow and imaging cytometry. Deep-Sea Res 42: 1399-1409.

SIGNORET M. y H. Santoyo. (1980) Aspectos ecológicos del plancton de la Bahía de la Paz Baja California Sur. An. Centro Cienc. del Mar y Limnol. UNAM 7: 217-248.

SIROIS D.L. and S.F. Walker. (1978) Phytoplankton and primary production in the lower Hudson river estuary. Estuarine and Coastal Marine Science 7: 413-423.

SMETACEK V. (1985) The annual cycle of Kiel Bight plankton; A long-term analysis. Estuaries 8: 145-157.

SOURNIA A., J.L. Birrien, J.L. Douvillé, B. Klein and M. Violler. (1987) A daily study of diatom spring bloom at Roscoff (France) in 1985. I. The spring bloom within the annual cycle. Estuarine, Coastal and Shelf Science 25:355-367.


26

STAUBER, J.L. and S.W. Jeffrey. (1988) Photosynthetic pigments in fifty-one species of marine diatoms. J. Phycol. 24: 158- 172.

STEEL J.H. and E.W. Henderson. (1976) Plankton patches in the northern Noth Seas. En: Fisheries Mathematics. Steel J.H. (ed.) American Press N.Y.

STEIDENGER, K. and K. Tangen (1996) Dinoflagellates. In: Identifying marine diatoms and dinoflagellates. Ed. Carmelo R. Thomas. Academic Press, Inc. San Diego, California. pp. 387-585.

STOCKNER J.G. and D.D. Cliff. (1979) Phytoplankton ecology of Vancouver Harbor. J. Fish. Res. Board Can. 36: 1-10.

TAGUCHI S. and E.A. Laws. (1987) Patterns and cause of temporal variability in the physiological condition of phytoplankton community in Kaneohe Bay, Hawaii. J. Plankton Res. 9: 1143-1157.

THRONDSEN J. (1978) Preservation and storage. Cap. 4 pag. 69-74 En: Phytoplankton Manual. A. Sournia (ed.) UNESCO. París 337 p.

THRONDSEN J. (1993) The Planktonic marine flagellates. In: Marine Phytoplankton, a guide to naked flagellates and coccolithophorids. Ed. Carmelo R. Tomas. Academic Press, Inc. San Diego, California. pp.7-146.

THOMAS, C.R. (1993) Marine Phytoplankton, a guide to naked flagellates and coccolithophorids. Academic Press, Inc. San Diego, California. pp.1-6.

THOMAS C.R. (1997). Identifying marine Phytoplankton. Academic Press, Harcourt Brace and Company, San Diego, New York, Boston, London, Sydney, Tokyo, Toronto. 858p.

TITMAN D., M. Mattson and S. Langer. (1981) Competition and nutrient kinetics along a temperature gradient; An experimental test of a mechanistic approach to niche theory. Limnol. Oceanogr. 26: 1020-1033.

TROUSSELLIER M, C. Courties, and S. Zettelmaier (1995) Flow cytometric analysis of coastal lagoon bacterioplankton and picophytoplankton: fixation and storage effects. Estuar Coast Shelf Sci 40: 621-633.

TYRRELL, T. E. Marañón A. J. Poulton A. R. Bowie D. S. Harbour and E. Malcolm S. Woodward (2003) Large-scale latitudinal distribution of Trichodesmium spp. in the Atlantic Ocean. J. Plank. Res. 25: 405 - 416.

UNESCO. (1980) Etudes sur les cótiérs. Enquete rélisée por le groupe consultatif {ad} {hoc} SCOR/UNESCO Technical papers in marine SCIENCE #31, París, 280p.

UNESCO. (1981) Les écosystémes cótiérs de l'Afrique de l'ouest; lagunes estuaires et mangroves. Rapport d'un atelier Dakar 11-15 juin 1979. Unesco reports in marine science #17 París 58p.


27

UNESCO. (1982) Simposio internacional sobre las lagunas costeras. Burdeos Francia, 8-14 de septiembre de 1981. Unesco technical papers in marine science #43. París 16p.

UNESCO. (1983) Los ecosistemas costeros de América Latina y el Caribe. Los objetivos, prioridades y actividades del proyecto Unesco-Comar para la región de la América Latina y el Caribe. Caracas, Venezuela, 15-19 de noviembre de 1982. Unesco reports in marine science #24 París 54p.

UNESCO. (1986a) Méthodologie d'étude des lagunes cótiéres résultats d' un atelier régional réuni á Abidjan du 6 au 11 mai 1985. Unesco reports in marine science #36 París 30p.

UNESCO. (1986b) Coastal offshore ecosystems relationships. Final report of SCOR/IABO/UNESCO Working Group 65 TEXEL, NETHERLANDS. September 1983. Unesco Technical papers in marine science #48 París 30p.

UNESCO. (1987) Research on coastal marine systems review and recommendations for UNESCO programme 1987-1989. Report of the fourth meeting of the UNESCO/SCOR/IABO Consultive panel on coastal systems. Dakar, 15-17 December 1986. Unesco technical papers in marine science #52 París 47p.

UTERMÖHL H. (1958) Zur velvollkommung der quantitative phytoplankton-Methodik. Mitt. Int. Ver. Theor. Angew. Limnol. 9: 1-38.

VAN-VALKENBURG S.D., J.K. Jones and D.R. Heinle. (1976) A comparison by size class and volumen of detritus versus phytoplankton in Chesapeake Bay. Estuarine and Coastal Marine Science. 6: 569-582.

VATOVA A.(1961) Primary production in the high Venice lagoon. J. Cons. Int. Eplor. Mer. 26: 148-155.

VAULOT D. and G.F. Frisini. (1986) Phytoplanktonic productivity and nutrients in five Mediterranean lagoons. Oceanol. Acta. 9: 57-63.

VENRICK E.L. (1978a) How many cell to count? Cap. 7.1.2 pag. 167-180. En: Phytoplankton Manual. A. Sournia (ed.) UNESCO. París. 337 p.

VENRICK E.L. (1978b) The implications of subsampling. En: Sournia, A. (ed.): Phytoplankton manual. UNESCO Monogr. Oceanogr. Method. 6: 75-87.

VENRICK, E.L. (1998) The phytoplankton of the Santa Barbara basin: patterns of chlorophyll and species structure and their relationships with those of sourrounding stations. CalCOFl Rep. 39.

VOLTOLINA D. (1973) A phytoplankton bloom in the lagoon of Venice. Arch. Oceanog. Limnol. 18:18-37.

VOLTOLINA D., L.N. Brown and M.G. Robison. (1985) Vertical variations of chlorophyll maximum during a red tide in a shallow lagoon. Estuarine, Coastal and Shelf Science 21:817-822.


28

VOLTOLINA D., J. Beardall and P. Foster. (1986) The phytoplankton of Liverpool Bay (1977-1978) 4. Geographic distribution and seasonal variations. Nova Hedwigia 43: 11-28.

WHITTAKER R.H. (1980) El diseño y la estabilidad de las comunidades vegetales. En: Conceptos Unificadores en Ecología W.H. Van Dobben y R.H. Lower-McConell (eds.). Blume. Barcelona. 397 p.

WRIGHT SW, D.P., Thomas, H.J., Marchant, H.W., Higgins, M.D., Mackey and D.J., Mackey (1996) Analysis of phytoplankton of the Australian sector of the Southern Ocean: comparisons of microscopy and size frequency data with interpretations of pigment HPLC data using the ‘CHEMTAX” matrix factorisation program. Mar Ecol Prog Ser 144: 285-298.

YENTSCH, C.M. and J.W. Campbell. (1991) Phytoplankton growth: perspectives gained by flow cytometry. J. Plank. Res. 13: 83-108.

santamaría-del-Ángel e., r. millán-núñez, a. gonzález-silvera y r. cajal-medrano (2005)...

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