Curso de:

SALMONICULTURA

Rodger Miranda Stevenson Ingeniero en Acuicultura (ULA) Diplomado en Gestión de Empresas (UACH) Master en Medio Ambiente con Mención en Gestión y Ordenamiento Ambiental © (USACH)

Facultad de Pesquerías y Oceanógrafa Instituto de Acuicultura

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SALMONICULTURA 1. Historia 3 1.1. Historia de la salmonicultura en el mundo 3 1.2. Historia de la Salmonicultura en Chile 6 2. Estadísticas Nacionales y Mundiales 8 3. Antecedentes Generales 12 3.1. Especies de Salmón 12 3.2. Ciclo de vida 12 3.3. Etapas de Desarrollo 14 3.4. Ciclo de vida en producción 15 4. Calidad de agua para salmones 16 4.1. Parámetros de calidad de agua para salmones 16 4.1.1. Oxigeno disuelto 16 4.1.2. Temperatura 18 4.1.3. Amoniaco / Nitrito / Nitrato 18 4.1.4. pH 20 4.1.5. Alcalinidad / Dureza 20 4.1.6. Salinidad 22 4.1.7. Dióxido de Carbono y Ciclo del Carbono 23 5. Balances de masa y tasas de carga 24 5.1. Tasa de carga 27 6. Antecedentes reproductivos 28 6.1. Maduración 28 6.2. Utilización de hormonas para inducción del desove 30 6.3. Antecedentes reproductivos y de incubación 30 6.4. Sistemas de incubación 32 6.5. Desarrollo embrionario 33 6.5.1. Estructura de la ova y desarrollo embrionario 33 7. Cultivo en agua dulce 36 7.1. Esmoltificación 37 8. Fase de engorda en el mar 40 8.1. Costos de producción 41 8.2. Modelación del crecimiento de salmones 42 8.2.1. Indices de crecimiento 42 8.2.2. Indice de conversión o Factor de Conversión (FC) 46 8.2.3. Estrategia de alimentación de salmones y su control 49 8.2.3.1. Cantidad de Alimento 49 8.2.3.2. Velocidad de entrega de alimento, raciones y tamaño de partícula 49 8.3. Nutrición y pigmentación de salmones 56 8.3.1. Componentes principales de la dieta de salmones 56 8.3.2. Pigmentación de salmones 64 9. Cosecha y calidad final 74 9.1. Cosecha 74 9.2. Principales problemas de calidad de salmones 80 9.3. Principales productos realizados con salmones 81 10. Aspectos sanitarios generales 82 10.1. Enfermedades Bacterianas 82 10.2. Enfermedades Virales 83 10.3. Depredadores 84 11. Genética en la salmonicultura 89 Bibliografía 92

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1. HISTORIA 1.1. Historia de la salmonicultura en el mundo La fecha de la aparición del salmón en la tierra no está determinada con precisión; sin embargo, la información que existe señala que el grupo de los peces teleósteos, al cual pertenecen los salmones, dominaron el escenario acuático en el período Cretáceo que se inició hace unos 135 millones de años, época en la que los dinosaurios y otros torpes y gigantescos animales habitaban la tierra y ni siquiera el más remoto ancestro del hombre hacía aún su aparición. Durante un lapso de 60 millones de años los teleósteos se esparcieron por el mundo y se adaptaron mediante largos procesos evolutivos en las hoy numerosas familias, entre las que se incluyen los salmónidos, los que prefirieron aguas frías y oxigenadas ubicadas en el Hemisferio Norte. En términos evolutivos, el género Salmo es más antiguo y en términos geológicos, el género Oncorhynchus es una derivación reciente del Salmo. Se presume que la primera derivación del Salar puede ser el Oncorhynchus masu (salmón Cereza) encontrado sólo en Asia; éste tiene una biología más cercana al Salmo Salar que el resto de los salmones del Pacífico, especialmente en la composición de su sangre. De acuerdo con la teoría de Ferris Naeve, publicada en 1958, el Oncorhynchus puede haberse aislado geográficamente del stock paterno, unos 500.000 a 1.000.000 de años y algunas de las especies actuales deben tener una historia evolutiva menor que este lapso. Posiblemente hacia el final del Pleistoceno, 15.000 a 25.000 años atrás las actuales especies adquirieron las presentes características y se distribuyeron en ríos del norte asiático y noroeste americano donde se les encuentra hoy en día. Es posible concluir entonces que los miles de ríos que fluyen desde el Golfo de Korzebu en Alaska hasta la Península de Monterrey en California, sostenían corridas regulares de salmones cuando los primeros aborígenes aparecieron en América del Norte, tal vez hace unos 30.000 años. EN ambos continentes existen especies que se aventuran profundamente hacia el interior como el caso del salmón Rey (Chinook), que desova en el nacimiento del Yukon (Alaska) a 1.800 millas del mar y el salmón Perro (chum), que remonta más de 700 millas en el Río Amur hacia Machuria. Estas son razones suficientes para suponer que el salmón por su sorprendente comportamiento migratorio, constituyó, desde siempre, parte importante del sustento alimenticio del hombre primitivo. De este forma, para los Kamchatka, los Inúes de la Isla de Hokkaido, el salmón fue vital para el desarrollo de sus comunidades. Antes de la llegada del hombre blanco, los nativos de las costas del Pacífico Norte se llamaban a sí mismos "Gentes del Salmón". Aunque su dieta se componía de mariscos, osos, vendados y frutos silvestres, el salmón tenía bastante relevancia en sus vidas, a tal punto que se observa notablemente reflejado en su folclore y aparece a menudo adornado sus enseres y utensilios tradicionales. Para los indios de la actual Columbia Británica de Canadá, como también para los de la costa oeste del Pacífico Norte, el salmón representaba lo mismo que el búfalo para los indios de las planicies interiores del continente, o el, venado para los Inúes. Para nadie es un misterio que los aborígenes creían firmemente en la existencia de un alma o espíritu guardián que vivía en el interior de cada animal, árbol o fruta; alma o espíritu que era necesario aplacar antes de dar muerte a un animal, cortar un árbol o consumir una fruta. Quizás derivado de este creencia es cada tribu que conocía al salmón tenía la llamada "Ceremonia del Primer Salmón" que se traducía en poesías con versos dirigidos al alma de éste. La incidencia del salmón en la vida de los indios de la costa oeste de América del Norte también está presente en la vida de los pueblos costeros del este. Ellos pescaban salmón del Atlántico que

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retornaban a los ríos ubicados entre El Labrador y Nueva Hampshire. Los esquimales orientales, ubicados más al norte, usaban trampas y arpones para captura el Criar Ártico, especie similar a la trucha de arroyo. Todo esto sucedía antes de la llegada del hombre blanco a la parte del globo que hoy corresponde a los Estados Unidos y Canadá. Más en Europa, existe un dato curioso y contrastante; el salmón del Atlántico ya era puesto bajo protección legal en Escocia, mediante leyes dictadas por Guillermo el León, en el siglo XII. Esto revela que ha existido una pugna permanente a través de los siglos, que continúa hasta nuestros días, por asegurarse los derechos de pesca y explotar comercialmente tanto el salmón del Atlántico como los salmones del Pacífico. En Japón, la descripción más antigua conocida sobre el salmón del Pacífico se encuentra en trabajos topográficos realizados hace más de 1.300 años en la provincia de Hitachi. Si embargo, su conocimiento al mundo civilizado data solo de hace unos 250 años. Los biólogos europeos del siglo pasado tenían algún conocimiento sobre el salmón del Pacífico. Este conocimiento se derivaba principalmente de los estudios efectuados sobre el salmón del Atlántico (género Salmo) un pariente cercano al salmón del Pacífico (género Oncorhynchus). De este último género existen seis especies cuyos nombres vernaculares son sockeye, rosado, plateado, perro, rey y cereza. Sus nombres científicos son: Oncorhynchus tschawytscha Oncorhynchus nerka, Oncorhynchus kisutch, Oncorhynchus keta, Oncorhynchus gorbuscha, Oncorhynchus masou, y son de origen ruso, debido a que estas especies de salmón del Pacífico fueron identificados por primera vez por el joven naturalista alemán Goerg Wilhelm Stellar, quien siendo cirujano, fue empleado como profesor en la Academia de Ciencias de San Petersburgo. Y vaya aquí su historial. Este joven alemán, Goerg W. Stellar, en 1737 se incorpora a la segunda expedición a Siberia de Vitus Bering, un danés al servicio de la armada rusa que había partido en 1733 desde San Petersburgo. Bering viajó con más de 3.000 hombres, entre los que se contaban astrónomos, geógrafos, físicos, naturalistas, empleados y portadores de equipaje; sus instrucciones eran establecer relaciones comerciales con los habitantes del continente americano, al que esperaba llegar. Por otra parte, su misión también consistía en obtener datos para efectuar una descripción de la geografía, recursos e historia natural de Siberia y Kamchatka. Stellar, por su parte, viaja a pie, durante tres años cruza los Urales y las estepas siberianas hasta alcanzar a Vitus Bering en la de Bahía de Avacha, en la costa este de la Península de Kamchatka, justo a tiempo para cruzar con él, en el buque San Peters, lo que hoy se conoce como el Mar de Bering, hacia Alaska, constituyéndose ambos en los primeros hombres blancos en arribar a esas tierras. Este hecho estableció las bases de sustentación para que Rusia reclamara su propiedad sobre Alaska. El viaje de retorno estuvo lleno de incidentes trágicos. El San Peters naufraga muy cerca de la que es hoy Isla de Bering y allí permanece el danés con los expedicionarios que le acompañan, sufriendo las inclemencias del clima y el hambre. Pronto aparece el escorbuto, que hace presa del Capitán Bering y de parte importante de la tripulación que sobrevive. En diciembre de 1741, la situación se torna desesperada y sólo gracias al espíritu de líder y al ingenio del joven Stellar, los sobrevivientes hambrientos y extenuados logran pasar al invierno. Hacia fines de la primavera aparece el salmón en los ríos y diferentes mamíferos en el mar, con ello los náufragos recuperan sus fuerzas y emprenden el retorno definitivo a Kamchatka después de construir una nueva embarcación. Los tres años que siguen, 1742 a 1744, Stellar explora la zona del noreste de Siberia y, nuevamente en difíciles condiciones recolecta innumerables muestras de plantas y animales, escribiendo voluminosos informes y notas sobre la historia natural del lugar. De sus estudios se destacan las observaciones y la identificación de las diferentes especies de salmón del Pacífico. Stellar muere en 1744, a los 37 años, cuando regresaba a San Petersburgo. Su prematura muerte le impide dar a conocer al mundo sus descubrimientos. Es así como otro científico también participante de la expedición de Bering, Stefan P. Kracheninnikov, escribe 10 años más tarde el libro "Historia Natural de las Islas Kamchatka y Kurisilky". Parte importante de su libro tiene base en las notas y diarios de Stellar e incluye, desde

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luego, al salmón con sus nombres vernaculares en ruso, como fueron llamadas cada una de las especies por Stellar. La fecha de aparición de ese libro (1755) coincide con la que el mundo conoce los resultados de Stellar; Kracheninnkov por supuesto recibe todos los honores. Cuando en 1792, el alemán John Julius Walbaum edita la "Enciclopedia Estándar de Peces", transcribe al latín los nombres rusos asignados por Stellar para adecuarlos al ya vigente sistema binominal creado por Linneaus (género y especie): La denominación del género Oncorhynchus para el salmón del Pacífico fue establecida por el ictiólogo norteamericano George Suckley, en 1861, para diferenciarlo del salmón del Atlántico del género Salmo. El nombre Oncorhynchus deriva de la propiedad que exhiben los salmones de Pacífico de encorvar como un gancho la mandíbula superior, cuando el pez, particularmente el macho, alcanza su madurez sexual para su posterior desove. En las notas de Stellar y de la publicación de Kracheninnikov se encuentra el origen de los nombres vernaculares de las diferentes especies de salmón del pacífico. El nombre "nerka" corresponde, en el lenguaje tangus de Kamchatka, al salmón del lugar; la denominación "chavitcha" corresponde al salmón Rey o chinook y significa el salmón de mayor talla y calidad. Un salmón similar al "nerka", los kamchadales lo denomina "kaeko" o "keta", nombre que corresponde al salmón Perro o chum; el nombre "gorbuscha" significa espalda encorvada, característica propia del salmón Rosado cuando alcanza su madurez sexual. En forma paralela a las investigaciones de Stellar, en Europa se desarrollaban tecnologías de incubación artificial, liberación artificial y traslado de salmones. En esa época se encuentran las bases de las tecnologías que están actualmente en uso. Se estima que el pionero de la incubación artificial propiamente tal, fue el alemán Lientenant Jacobi, cuya tesis se publicó en el diario científico de Hannover. En 1783, el gran naturalista francés Louis Buffon traduce esa tesis y la da a conocer al mundo, dando origen de esa forma a la historia de la incubación artificial del salmón. Los ingleses se preocuparon tempranamente de los salmones y en 1653 Izaak Walton, en su obra "The complete Angler" mantiene que es posible demostrar el retorno de los salmones a sus ríos maternos, atando a la cola de los juveniles que migran hacia el mar, algún tipo de cinta o cordel. El sostiene que esta marca y su portador pueden ser recuperados en el mismo sitio de colocación del río, cuando los salmones regresan. Walton ya, en esa época, conocía los misterios del desove. Sin embargo, no fue hasta 1868 cuando se inicia el desarrollo de las pisciculturas. El crédito lo tienen los ingleses, pues son ellos los que crean el primer establecimiento piscícola del mundo, en la ciudad de Troutdale, provincia de Cumberland. En 1871, tres años más tarde, Estados Unidos anuncia la inauguración de su primera piscicultura construida en Orlando, en la atlántica provincia de Maine. Al año siguiente, 1872, construye su segunda piscicultura a orillas del Río MC Cloude, afluente del Río Sacramento de California, que a la sazón gozaba de la existencia de famosas corridas del salmón Rey (chinook). Cabe hacer notar que este último establecimiento es de gran importancia para la historia salmonera de Chile, ya que es de ese lugar desde donde se enviaron las primeras ovas de salmones del Pacífico, en 1921. Japón no se queda a la zaga en este desarrollo. En 1876, Akekiyo Sekizama realiza su primera incubación artificial con un lote de 17.000 ovas obtenidas de 17 ejemplares capturados en el Río Nakagawa, que queda cerca de la ciudad de Mito. Más tarde y hasta el año 1888 se realizan experimentos de incubación artificial y liberaciones en diferentes lugares de la isla principal, Honshu, sin lograr grandes progresos. En ese mismo año, Katusaka Itoh aprendió la técnica de la incubación del famoso inventor de sistemas de incubación C.G. Atkins, y funda la piscicultura estatal en la ciudad de Chitose, en la Isla de Hokkaido. En la actualidad esta isla es la principal abastecedora de salmón para todo Japón. Entonces, Inglaterra, Estados Unidos y Japón son los primeros países que inician la actividad de cultivo artificial, que con el pasar del tiempo experimenta un gran desarrollo, al constatarse cómo estas liberaciones conducían a la producción de una mayor cantidad de recursos salmónidos. Sin

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lugar a dudas, este hecho tuvo una particular importancia en lugares donde ya las actividades de captura habían provocado la disminución del nivel de abundancia de estas especies. Muy pronto en la historia de los salmónidos se comienza a observar el inicio de grandes esfuerzos orientados a trasplantar estas especies hacia otros lugares y otras latitudes. Primero lo hace Inglaterra con sus colonias en Nueva Zelanda y Australia. Pese a que antiguamente no existían salmones en el Hemisferio Sur los ingleses, con el apoyo de los norteamericanos, enviaron ovas de salmón del Pacífico desde California para su liberación en las posesiones inglesas del sur. La persistencia de los anglosajones dio como resultado final la introducción de salmones en estado silvestre en Nueva Zelanda, hecho que es reconocido como la primera introducción exitosa de salmón en el Hemisferio Sur. A partir de 1870, y por más de 60 años, Estados Unidos lideró los esfuerzos realizados para introducir ovas de salmón del Pacífico al Océano Atlántico, a diferentes países europeos, como también a países del Hemisferio Sur. Estas ovas eran obtenidas de la piscicultura del Río Mc Claude. Chile, al igual que Nueva Zelanda, ocupó un importante lugar de destino para esos esfuerzos. Después de la Segunda Guerra Mundial se produce una declinación en el nivel de abundancia del salmón silvestre en el Pacífico Norte, como consecuencia lógica de la creciente actividad de pesca. Esto conduce a los países como Japón, la Unión Soviética, los Estados Unidos y Canadá a iniciar importantes esfuerzos para liberar salmones cultivados artificialmente, con el fin de recuperar los niveles históricos de abundancia que permitieran mantener la actividad de captura. De esta forma se inicia el cultivo abierto de salmón a gran escala. Este sistema es definido por el científico norteamericano Thorpe (1980) como "un sistema de cultivo acuático en el cual los peces juveniles son liberados para crecer sin protección, con alimentos naturales en aguas marinas de las cuales son eventualmente cosechados". Un sistema así es casi garantía de que el Hombre y el Salmón continuarán conviviendo a través de los siglos. 1.2. Historia del salmonicultura en Chile En la historia de la Acuicultura en Chile podemos distinguir tres etapas: o 1850 – 1920: Introducción de especies exóticas

o 1921 – 1973: Introducción del Salmón Coho (Oncorhynchus kisutch).

o 1974 hasta ahora: Consolidación de la industria, apertura de mercados, nuevos desafíos. En Chile el interés por la importación de ovas se inicio en 1885 trayendo ovas de salmones y truchas con fines deportivos, no es hasta 1905 que el estado chileno comenzó a manifestar interés por este tema y durante ese año llego al país una pequeña cantidad de ovas de Salmón del Atlántico (Salmo salar) y Trucha (Salmo gairdnieri irideus; hoy Oncorhynchus mykis) compradas en Hamburgo, Alemania, pero debido al avanzado estado de desarrollo que traían fueron desembarcadas en Buenos Aires, Argentina, transportadas por tren a Mendoza y luego a lomo de mula a través de la cordillera hasta la piscicultura de los Andes (Construida en 1904). Las importaciones continuaron entre 1905 y 1910, para realizar siembras en diferentes ríos en nuestro país desde la Vª hasta Xª Región.

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Tabla 1.1. Resumen histórico de la salmonicultura en Chile.

1914 Primera captura de truchas liberadas en la piscicultura de Lautaro a orillas del Rió Cautín.

1916 Primer desove de Trucha y Salmón del Atlántico, con estos desoves se lograron establecer importantes poblaciones de trucha hasta 1937.

1930 Llegan a chile ovas de Salmón Coho (Oncorhynchus kisutch), pero esta introducción fallo, luego se comenzó a notar una reducción de los peces liberados desde Lautaro sin existir una razón aparente

1937 - 1957 Lautaro produjo ovas que fueron exportadas a diferentes países latino americanos.

1953 Comienza a funcionar la tercera piscicultura del país, Polcura, en donde se trabajo con Truchas Arco iris y Trucha Café.

60’s Se estimulo de gran manera la producción de peces para Ocean Ranching.

1968 Primer traslado aéreo de ovas de trucha desde la piscicultura de Lautaro hacia lagos cercanos a Coyhaique y la incubación fue realizada en una fosa cavada en el terreno de un vecino del sector.

1971 Hasta esta fecha continuo la importación de ovas a Chile

1974 Se inicio el cultivo comercial de Truchas para consumo y exportación, creándose la piscicultura Lago Llanquihue S.A. en donde opera GENTEC desde 1975.

1977 Comenzó el cultivo de salmones de circuito abierto en Curaco de Velez. 1978 Se crea SERNAPESCA

1979 Se crea Nichito Chile para producir salmones para Japón y realiza los primeros cultivos en balsas jaula en el mar con peces obtenidos de oves importadas desde USA (desde un comienzo utilizaron balsas metálicas)

1979 Comienza sus operaciones la Pesquera Mytilus, la que mas tarde se convertirá en Mares Australes y al final en Marine Harvest Chile.

1980 Mytilus produce las primeras 200,000 ovas nacionales provenientes de peces capturados en Puerto Domeyko.

1981 Producción total de salmones fue de 80 toneladas 1982 - 1984 Se siguió extendiendo el concepto de ranching a otras regiones del país.

1984 Comienza la exploración de Chile por parte de inversionistas extranjeros como Noruegos, Ingleses, Canadienses, etc.

1985 Existían en producción 36 centros de cultivo y se logro una producción total de 1200 toneladas

1986 De aquí en adelante se puede decir que comenzó la explosión de la producción industrial de salmones.

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2. Estadísticas Nacionales y Mundiales Producción Mundial de Acuicultura (Fuente FAO - 2002):

Figura 2.1 Producción Mundial de Acuicultura (Fuente FAO - 2004) La Acuicultura mundial ha mostrado un crecimiento sostenido en la última década mientras que la pesca muestra una tendencia a estabilizarse en una cifra cercana a los 90 millones de toneladas anuales. Tabla 2.1. Producción Mundial de Acuicultura por continente (‘000; Fuente FAO - 2004)

1990 1991 1992 1993 1994 1995 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002 Africa 82 93 101 92 95 105 122 128 190 283 405 409 460 America, North 401 461 515 537 529 559 567 641 665 732 704 788 836 America, South 186 257 295 287 342 410 556 661 678 648 749 1,004 1,028 Asia 14,502 15,949 18,830 22,104 25,256 28,402 30,841 32,547 35,527 39,241 41,618 43,998 46,861 Europe 1,612 1,451 1,379 1,363 1,482 1,593 1,674 1,752 1,928 2,074 2,053 2,090 2,046 Oceania 48 73 73 74 75 99 111 113 130 141 142 125 155 Grand total 16,832 18,283 21,193 24,457 27,778 31,168 33,871 35,841 39,117 43,120 45,670 48,414 51,386

La producción mundial de acuicultura se encuentra mayormente concentrada en Asia en donde China ostenta la mayor producción mundial correspondiendo a más del 50% de esta. Figura 2.2. La distribución según tipo de cultivo es la que se muestra en el cuadro anexo según ambiente de cultivo, en el caso de agua dulce y zonas estuarinas el cultivo principal corresponde a peces y en el caso del mar los principales cultivos son de algas y moluscos (Fuente FAO - 2002) .

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1990

1991

1992

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1995

1996

1997

1998

1999

2000

2001

2002

Prod

uctio

n (M

illio

ns T

onne

s)

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Tabla 2.2. Evolución de la producción de salmones y Trucha en el mundo

(Miles de Toneladas Brutas)

PAIS 1990 1991 1992 1993 1994 1995 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002 % 2002 Noruega 179 179 164 178 222 262 313 347 387 458 459 478 530 36.8% Chile 29 40 61 77 98 128 184 224 258 223 302 450 506 35.2% Reino Unido 44 67 54 49 64 73 83 93 100 120 134 147 133 9.2% Canadá 21 30 30 34 41 40 45 50 47 63 79 84 118 8.2% Islas Faroe 6 18 20 17 15 13 21 21 25 37 33 52 56 3.9% Estados Unidos 7 8 10 14 14 15 17 22 22 24 22 24 12 0.8% Irlanda 11 10 12 13 18 14 14 17 22 21 19 22 23 1.6% Finlandia 21 22 22 18 18 19 20 18 18 18 20 20 20* 1.4% Japón 23 30 28 23 23 14 20 11 10 12 10 12 9 0.6% Australia 3 4 5 5 6 7 8 8 11 10 14 13 8 0.6% Nueva Zelanda 2 3 4 4 4 7 7 7 8 8 6 8 9* 0.6% Suecia 9 6 6 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7* 0.5% Dinamarca 7 6 6 7 8 8 8 6 6 6 6 6 6* 0.4% Islandia 3 3 7 3 4 4 4 4 6 4 3 6 4 0.3% TOTAL 366 426 429 447 543 612 751 835 926 1,010 1,112 1,327 1,439 100% % Var. 16% 1% 4% 21% 13% 23% 11% 11% 9% 10% 19% 8% Nota: (*) estimado

Fuente: asociación de productores de salmón y trucha Tabla 2.3. Exportaciones chilenas de Salmón y Trucha por mercado de destino

MILES DE TONELADAS NETAS

MARKET 1992 1993 1994 1995 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002

JAPAN 29 34 46 58 80 93 105 92 111 158 162

UNITES STATES 15 19 22 29 41 46 52 45 65 88 108

EUROPE UNION 5 6 5 6 6 8 10 7 11 22 21

LATIN AMERICA 0 1 1 3 6 9 11 9 13 17 19

OTHER MARKETS 0 0 1 1 2 4 4 3 6 16 21

TOTAL 50 61 76 98 135 160 182 155 206 300 331

Fuente: asociación de productores de salmón y trucha

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Figura 2.3. Tendencia del valor de las exportaciones de salmón y trucha (Fuente: asociación de productores de salmón y trucha)

Figura 2.4. Distribución de las exportaciones Chilenas por especie (Fuente: asociación de productores de salmón y trucha)

159265 291

350

489 538

714818

973 964 973

1,200

668

0

200

400

600

800

1,000

1,200

1,400

1991 1992 1993 1994 1995 1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003est

Año

US$

Mill

ones

FO

B Ch

ile

Coho28.2%

Rey0.0%

Trucha22.4%

Otros0.4%

Salmon del Atlantico

49.0%

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Tabla 2.4. Producción y exportación de salmones en Chile durante el 2003, (antecedentes que consideran desde Enero a Diciembre 2003)

EXPORTADOR Miles de US$ FOB EXPORTADOR Toneladas Netas MARINE HARVEST CHILE 139,514 12.2% MARINE HARVEST CHILE 30,727 10.7% CIA. CAMANCHACA S.A. 96,391 8.4% AQUACHILE 23,146 8.1% AQUACHILE 92,145 8.0% SALMONES MAINSTREAM S.A. 22,577 7.9% SALMONES MAINSTREAM S.A. 82,750 7.2% CIA. CAMANCHACA S.A. 20,035 7.0% SALMONES MULTIEXPORT LTDA. 73,285 6.4% SALMONES MULTIEXPORT LTDA. 17,462 6.1% CULTIVOS MARINOS CHILOE S.A. 67,860 5.9% FJORD SEAFOOD CHILE S.A. 16,999 5.9% FJORD SEAFOOD CHILE S.A. 65,048 5.7% CULTIVOS MARINOS CHILOE S.A. 16,617 5.8% SALMONES ANTARTICA S.A. 54,147 4.7% PESQUERA LOS FIORDOS LTDA. 16,098 5.6% PESQUERA LOS FIORDOS LTDA. 52,862 4.6% SALMONES ANTARTICA S.A. 13,236 4.6% AGUAS CLARAS S.A. 48,967 4.3% AGUAS CLARAS S.A. 10,360 3.6% PESCA CHILE S.A. 34,987 3.0% PESCA CHILE S.A. 9,610 3.4% STOLT SEAFARM CHILE 28,914 2.5% TRUSAL 7,621 2.7% OTROS 56 EXPORTADORES 310,562 27.1% OTROS 61 EXPORTADORES 81,358 28.5% TOTAL 1,147,432 100.0% TOTAL 285,846 100.0%

Fuente: asociación de productores de salmón y trucha Tabla 2.5. Ranking Mundial de Productores de salmón en el mundo

Nacionalidad Compañía Ranking 2001 Toneladas Brutas

NUTRECO 177,000

PAN FISH 89,320

FJORD SEA FOOD 69,800

STOLT SEA FARM 56,200

AQUACHILE 44,000

CERMAQ 43,300 Fuente: Intrafish abril, 2003

Tabla 2.6. Proyecciones de producción de salmón del Atlántico en el mundo (Toneladas Brutas)

1999 2000 2001 2002* 2003* 2004* Noruega 411 422 411 445 510 490 UK 122 120 132 140 155 147 Irlanda 19 19 24 22 22 21 Faroe 36 30 41 42 40 32 Islandia 3 3 2 4 4 4 Canadá 67 79 99 112 92 74 USA 23 22 24 15 18 18 Chile 102 167 245 268 280 350 Otros 10 11 12 13 14 15 TOTAL 793 873 990 1,061 1,135 1,150 Crecimiento 16% 10% 13% 7% 7% 1%

Fuente: Danske Markets

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3. ANTECEDENTES GENERALES

3.1. Especies de salmón Tabla 3.1. En la tabla se pueden ver los nombres científicos y comunes de las diferentes especies de salmones tanto del pacifico como del atlántico. 3.2. Ciclo de Vida Los salmones del pacifico y del Atlántico son especies muy cercanas y que se asemejan bastante en todos los aspectos de su desarrollo o ciclo de vida, ambas especies desovan en agua dulce, para luego crecer en y madurar en aguas marinas (peces anádromos), pero la principal diferencia radica en que el Salmón del Atlántico retornan a los ríos maternos a desovar y luego vuelven a ir al mar para un nuevo periodo de desove. Este proceso lo pueden repetir dos o tres veces en su existencia, en cambio los salmones del pacifico retornan a los cauces de los ríos maternos para madurar, desovar y morir.

Figura 3.1. Salmón del atlántico presenta un ciclo de vida relativamente largo en comparación con las especies del Pacifico ya que podría extenderse hasta por 6 años, además esta especie puede alcanzar pesos de más de 20 Kg.

Figura 3.2. Las especies de salmón del pacifico suelen tener un ciclo de vida más corto que el del salmón del atlántico principalmente por que desovan una vez y mueren, aun así se describen periodos de retorno para el desove de entre 2 y 6 años, aunque por lo general son 4 años.

Nombre Científico Nombre Común Oncorhynchus kisutch Salmón Coho Oncorhynchus tschawytscha Salmón Chinook o Rey Oncorhynchus nerka Salmón Sockeye Oncorhynchus keta Salmón Perro o Chum Oncorhynchus gorbuscha Salmón Rosado o Jorobado Oncorhynchus masou Salmón Cereza Oncorhynchus mykiss Trucha Arco iris Salmo Salar Salmón del Atlántico

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1. Salmón Coho o Plateado (Oncorhynchus kisutch)

: El alevín de esta especie después de emerger de la grava permanece por general un año en agua dulce, donde pasa el invierno en la cuenca de los ríos, remansos, charcos o lagos. Muestra durante esta fase un comportamiento bastante territorial. En latitudes más septentrionales, la fase dulce acuícola es de dos años. A fines de la primavera una vez adquirido el estado de Smolt, migra hacia el mar, permaneciendo un corto tiempo en las aguas estuarinas, para dispersarse posteriormente, a través de grandes extensiones del océano. Allí permanece por un mínimo de tres años, para retornar a sus aguas natales, con longitudes que pueden alcanzar entre 43 a 91 cm. y con pesos que van desde los 600 gr. a los 14 Kg.

2. Salmón Chinook (Oncorhynchus tschawytscha)

: presenta diferentes corridas en el transcurso de un año. Para esta especie, cuyos padres retornaron en otoño, su permanencia en agua dulce es por lo general de 60 a 90 días, y para los salmones de primavera y verano este periodo se extiende hasta un año. El Chinook tiende a crecer mas rápido que el Plateado,, por lo que resultan excelentes nadadores; en los ríos utiliza aguas mas rápidas, en donde encuentra mayor cantidad de alimento. Una vez que alcanza el estado de Smolt migra hacia el mar, permaneciendo en la zona estuarina. Luego ingresa a mar abierto, donde se mantiene hasta cinco años. Al retornar el salmón Rey o Chinook mide entre 41 y 152 cm. y puede pesar entre 1 y 57 Kg.

3. Salmón Rosado o Pink (Oncorhynchus gorbuscha)

: comienza inmediatamente su camino rió a bajo hacia el mar. Viaja, generalmente de noche a modo de protección de los depredadores, mientras que en el día permanecen escondidos en la grava. Una vez que alcanzan el estuario, se unen en cardumen y se alimentan durante el día en este rico y productivo ecosistema. Allí permanecen por largo tiempo, hasta que se internan al océano. Su vida en los océanos toma entre 11 meses a 3 años como máximo. En promedio, esta se extiende solo por dos veranos y un invierno, las tallas de retorno suelen ser cercanas a los 2.0 Kg. con una talla de 60 cm.

4. Salmón Perro o Chum (Oncorhynchus keta)

: Esta especie permanece pocos días en agua dulce después de haber absorbido el saco vitelino. Su principal característica es la de migrar en el Océano Pacifico, en relación a sus costas de origen. Retornan una vez trascurrido un periodo de tres a cinco años, con pesos que varían desde 1.5 a 20 Kg. y con longitudes entre 43 y 94 cm.

5. Salmón Cereza o Cherry (Oncorhynchus masou)

: Esta es la mas pequeñas de las especies de salmones, su origen esta principalmente en Asia. La mayoría de estos peces madura a los tres o cuatro años de edad, después de haber pasado uno o más años en los ríos y un invierno en el océano. Luego retornan a su río natal en primavera, pasan el verano en el río y se mueven aguas arriba para desovar en otoño. La talla de los reproductores varía grandemente; 35 a 75 cm. o más en longitud y 0.3 a 5.0 Kg. o más en peso.

6. Trucha Arcoiris (Oncorhynchus mykiss): las truchas anteriormente se asociaron al genero Salmo pero esto fue modificado a partir del año 1988 cuando se adopto el genero Oncorhymchus y esto principalmente para agrupar a todas especies salmonideas del pacifico. El nombre de la especie mykiss se escogió para reemplazar gairdneri ya que se demostró que la trucha arco iris y la trucha de Kamchatka eran la misma especie, y se había descrito la trucha de Kamchatka primero. La trucha arco iris es nativa de la costa pacífico de Norteamérica. De manera natural las truchas suelen desovar en el otoño en ríos o lagos en donde depositan sus huevos en la grava después que se ha producido la eclosión suelen quedarse en el agua dulce por 2 a 3 años pudiendo migrar al mar en alguna proporción de la población, en este ambiente puede quedarse por 2 a 3 años mas para luego retornar al agua dulce a desovar, algunos peces pueden realizar este proceso por una segunda o tercera vez, la talla máxima encontrada es de 114 cm. y 19 Kg. Técnicamente no se considera que la trucha “esmoltifique”como lo hacen sus parientes cercanos pero si se puede decir que sobre ciertas tallas puede aclimatarse a la vida en el mar, esta especie

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7. Salmón del Atlántico (Salmo salar)

: El Salmón del Atlántico presenta una gran variabilidad en cuanto a su permanencia tanto en agua dulce como en el mar, es así como aquellos que se ubican en el extremo sur de su distribución se transforman en smolts con tamaños entre 12 y 15 cm. y se encuentran listos para migrar al mar en la primavera del primer año después de eclosionar. En el otro extremo, en los ríos ubicados al norte de Canadá y el Ártico de Noruega, pueden demorarse 5 a 6 años para alcanzar el estado de smolts. Esta especie permanece en el mar por periodos variables, pues vuelve una proporción después de un año de estadía con pesos de 1.3 a 1.5 Kg. (grilse) otra proporción vuelve después de dos años, con pesos de 4 a 6 Kg. y otra mas pequeña se mantiene en el mar por 3 años o mas, en este caso retorna con pesos que van de los 8 a los 14 Kg. son escasos los que exceden los 4 años en el océano.

3.3. Etapas de Desarrollo Tabla 3.2. Etapas de desarrollo de los salmonideos (Nomenclatura más utilizada)

Estado de desarrollo Descripción

Ova

Ova Verde Corresponde a la ova recién extraída o recién fertilizada e hidratada comenzando a producirse las divisiones celulares.

Ova Ojo Después de aproximadamente 300 a 350 UT la ova muestra una agrupación celular que corresponde a un ojo en formación.

Alevín

Eclosión Habiendo transcurrido alrededor de 420 a 450 UT el alevín eclosiona, dejando el huevo pero aun con saco vitelino y sin capacidad natatoria.

Inicio de alimentación

Una vez que el saco vitelino ha sido absorbido el alevín comienza a tener mayor desplazamiento en el agua a la vez que comienza a alimentarse de manera autónoma (850 – 900 UT).

Fry

Alimentación Activa En esta etapa el salmón ya presenta gran capacidad de natación además de no tener problemas para capturar su alimento.

Parr En esta etapa el pequeño salmón muestra sus características manchas laterales típicas del periodo de su vida en agua dulce (1200 UT).

Smolt Smolt

En esta etapa desaparecen las manchas Parr, aparece un borde negro alrededor de las aletas, el cuerpo del pez se torna plateado es en este momento que el pez se encuentra fisiológicamente preparado para realizar el viaje a agua de mar (3200 UT).

Engorda

Juvenil Una vez que el salmón entra al mar comienza una etapa de crecimiento importante y que puede tener variaciones de una especie a otra.

Adulto

Una vez que se ha logrado una cierta talla el salmón se encuentra listo para comenzar su proceso de maduración o de formación de gametos, esta etapa también tiene variaciones de una especie a otra.

Reproductor En esta etapa el salmón ya comenzó con el desarrollo de sus gametos y se encuentra listo o en etapa de preparación para volver al agua dulce y desovar.

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3.4. Ciclo de Vida en producción Una vez conocido el ciclo de vida natural de cada especie podemos revisar que sucede en un ciclo de producción intensiva, pero para esto debemos centrarnos en las especies salmonideas que son realmente importantes en producción en nuestro país: Salmón del Atlántico, Truchas y salmón Coho, considerando un ciclo normal sin ningún tipo de manipulación para alargar o acortar los ciclos de producción: Tabla 3.3. Esquema general del ciclo de producción de salmones en cultivo.

Fecha Aproximada Salmón del Atlántico Salmón Coho Trucha

Año 0

Verano Ene Mar Otoño Abr Jun Desove Desove Desove

Invierno Jul Sep Primavera Oct Dic Eclosión Eclosión Eclosión

Año 1

Verano Ene Mar Otoño Abr Jun

Invierno Jul Sep Primavera Oct Dic Smolt Smolts

Año 2

Verano Ene Mar Smolts Otoño Abr Jun

Invierno Jul Sep Primavera Oct Dic Grilse Maduración

Año 3

Verano Ene Mar Maduración Otoño Abr Jun Desove de Grilse Desove Desove

Invierno Jul Sep Primavera Oct Dic Maduro 2 Inviernos

Año 4

Verano Ene Mar Otoño Abr Jun Desove 2 Inviernos

Invierno Jul Sep Primavera Oct Dic Maduro 3 Inviernos

Año 5

Verano Ene Mar Otoño Abr Jun Desove 3 Inviernos

Invierno Jul Sep Primavera Oct Dic

A través de la manipulación de los reproductores durante el desove ya sea con hormonas y/o fotoperiodo o a través de la temperatura durante el periodo de alevínaje, el ciclo de producción podría ser modificado para obtener producciones de smolts durante todo el año.

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4. CALIDAD DE AGUA PARA SALMONES La cantidad de agua necesaria dependerá de diversos factores tales como: especie, densidad, prácticas de manejo, tecnología de producción y el grado de riesgo que uno esta dispuesto a aceptar, el mínimo requerido sería la cantidad necesaria para llenar los estanques de cultivo en un periodo de 24 a 48 horas, abastecer agua para la descarga de rutina y de emergencia de los estanques, enjuague de filtros, limpieza de las instalaciones y requerimientos domésticos. Un buen método es pensar en tener suficiente agua para lograr un intercambio del 100% de manera diaria (Timmons, 2000). Una alternativa para reducir el requerimiento de agua es utilizar sistemas de recirculación de agua, que no es otra cosa que una reutilización total o parcial del agua en la piscicultura después de un reacondicionamiento de esta, existen tres tipos: a) Reutilización Serial: es el mecanismo que menos agua reutiliza del sistema total, ya que solo

reutiliza el agua que pasa a través suyo, los más conocidos son los sistemas Raceways con oxigenación por cascada, aquí el factor limitante primario es el oxigeno y el secundario las concentraciones de amonio, también es posible utilizar otros mecanismos de oxigenación pero estos encarecen aun mas su uso.

b) Reutilización Parcial: este es un sistema de cultivo alternativo que puede mantener altas densidades de producción en menos del un 20% del flujo total que sería necesario para criar la misma cantidad de peces en sistema de reutilización serial. En estos sistemas los desperdicios sólidos son separados del flujo principal mediante sistemas de drenaje dual.

c) Reutilización Total: el concepto es muy similar al anterior pero los niveles de reutilización de agua son mayores y obviamente requieren de un mayor reacondicionamiento del agua.

Para utilizar esta tecnologías es muy importante considera que la limitante será siempre la calidad del agua en función de las condiciones optimas requeridas por la especie en cultivo. Los factores más importantes son las cantidades de amoníaco y los niveles de dióxido de carbono disuelto. Estos dos parámetros están interconectados. Ello se debe al efecto directo que tiene el anhídrido carbónico en el pH y la relación del pH con la toxicidad del nitrógeno amoniacal. A medida que los niveles de dióxido de carbono disminuyen, aumenta el pH, lo que a su vez aumenta la toxicidad del nitrógeno amoniacal total en el sistema. Por ejemplo, si los salmónidos fueran las especies en cultivo, el límite superior máximo de seguridad para una exposición prolongada al dióxido de carbono es desde <9 a 30 mg/L, y para el nitrógeno amoniacal no ionizado <0,0125 a 0,03 mg/L. El sistema de reutilización seleccionado debe ser capaz de mantener los niveles necesarios de oxígeno disuelto al mismo tiempo de mantener las cantidades de dióxido de carbono disuelto y el pH por debajo de sus respectivos niveles límite. 4.1. Parámetros de calidad de agua para salmones 4.1.1. Oxigeno disuelto De todos los parámetros de calidad, el oxígeno disuelto es el parámetro más crítico e importante, y requiere de un monitoreo continuo en sistemas intensivos de producción. La naturaleza le jugó una mala pasada a la acuicultura, cuando decidió que la concentración de saturación de oxígeno disuelto sería la más alta a baja temperatura y la más baja a altas temperaturas. Esta condición es exactamente contraria a la que los peces necesitan para su metabolismo basal y conversión de alimento, que es más alta a altas temperaturas y más baja a bajas temperaturas. Aunque el aire que respiramos contiene 21% de oxígeno, éste es sólo ligeramente soluble en agua. Como resultado, las especies acuáticas deben gastar una gran cantidad de energía para extraer el oxígeno disuelto en el agua, si se compara a la energía que gastan las especies que habitan la tierra para obtener oxígeno del aire. Como se mencionó previamente, la solubilidad del oxígeno disminuye a medida que aumenta la temperatura y la salinidad. Tanto la presión barométrica como

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la altura influyen directamente en la concentración de oxígeno. La siguiente Tabla muestra las concentraciones de oxígeno del agua en función de la salinidad y la temperatura. Es difícil especificar las concentraciones críticas de oxígeno disuelto, porque la respuesta a las bajas concentraciones de oxígeno disuelto no es de vida o muerte, sino un continuo de efectos fisiológicos. Estos efectos también son influenciados por el tiempo de exposición, el tamaño y la salud de los peces, la temperatura del agua, la concentración de dióxido de carbono y otras condiciones ambientales. En general, sin embargo, los peces de agua cálida se alimentan mejor, crecen más rápido, y son más sanos cuando las concentraciones de oxígeno superan los 5 mg/L no obstante, las concentraciones de oxígeno disuelto superiores a este nivel de saturación no parecen proporcionar beneficios adicionales a los peces. Las branquias sólo pueden transferir una cierta tasa de oxígeno a la sangre, y éstas están muy próximas, o en su máxima capacidad de transferencia, cuando las concentraciones de oxígeno disuelto del ambiente son iguales a las concentraciones recomendadas. Concentraciones más altas de oxígeno en el agua no dan como resultado una mayor cantidad de oxígeno en el torrente Tabla 4.1. Concentración de Oxígeno disuelto en Función de la Temperatura y Salinidad

TºC Salinidad

0 5 10 20 30 0

14.60

14.11

13.64

12.74

11.90 1

14.20

13.73

13.27

12.40

11.58

2

13.81

13.36

12.91

12.07

11.29 3

13.45

13.00

12.58

11.76

11.00

4

13.09

12.67

12.25

11.47

10.73 5

12.76

12.34

11.94

11.18

10.47

6

12.44

12.04

11.65

10.91

10.22 7

12.13

11.74

11.37

10.65

9.98

8

11.83

11.46

11.09

10.40

9.75 9

11.55

11.19

10.83

10.16

9.53

10

11.28

10.92

10.58

9.93

9.32 11

11.02

10.67

10.34

9.71

9.12

12

10.77

10.43

10.11

9.50

8.92 13

10.53

10.20

9.89

9.30

8.74

14

10.29

9.98

9.68

9.10

8.56 15

10.07

9.77

9.47

8.91

8.38

16

9.86

9.56

9.28

8.73

8.21 17

9.65

9.36

9.09

8.55

8.05

18

9.45

9.17

8.90

8.39

7.90 19

9.26

8.99

8.73

8.22

7.75

20

9.08

8.81

8.56

8.07

7.60 21

8.90

8.64

8.39

7.91

7.46

22

8.73

8.48

8.23

7.77

7.33 23

8.56

8.32

8.08

7.63

7.20

24

8.40

8.16

7.93

7.49

7.07 25

8.24

8.01

7.79

7.36

6.95

26

8.09

7.87

7.65

7.23

6.83 27

7.95

7.73

7.51

7.10

6.72

28

7.81

7.59

7.38

6.98

6.61 29

7.67

7.46

7.26

6.87

6.50

30

7.54

7.34

7.14

6.76

6.39 Conversión de clorinidad (Cl) a salinidad (S):

S =1,80655 xCl Agua de mar normal es 35 %o o 35 ppt S (19,37 ppt Cl)

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4.1.2. Temperatura Frente al oxígeno disuelto, la temperatura del agua ocupa el segundo lugar en importancia e impacto en la viabilidad económica de una empresa acuícola comercial. La temperatura influye directamente en los procesos fisiológicos, tales como tasa de respiración, eficiencia de alimentación y asimilación, crecimiento, comportamiento y reproducción. Tradicionalmente los peces han sido agrupados en tres categorías dependiendo de la temperatura que prefieren: de agua muy fría, agua fría y agua cálida. Las especies de agua muy fría prefieren temperaturas del agua que estén en el rango de los 15°C (60°F), las especies de agua fría, entre 15°C - 20°C (60°F - 68°F), y las especies de agua cálida, sobre los 20°C (68°F). Estas no son definiciones exactas y hay muchos factores involucrados en determinar la tolerancia de los peces a diferentes temperaturas; éstas incluyen las especies, edad, tamaño e historia térmica anterior. Los peces se clasifican como poiquilotérmicos o "de sangre fría", lo que significa que la temperatura de su cuerpo es muy parecida al ambiente que los rodea. Por lo tanto, cada especie tiene un rango de temperatura óptima que maximiza su crecimiento y un límite superior e inferior más allá de los cuales ellos no pueden sobrevivir. Dentro de los rangos de temperatura que toleran las especies, las tasas de crecimiento aumentan a medida que la temperatura del agua aumenta, hasta que se alcanza la temperatura óptima. Sobre la temperatura óptima, los crecientes requerimientos de energía para la conversión del alimento y otros procesos metabólicos garantizan que rige la ley decreciente. Además, a temperaturas más altas que las óptimas, las relaciones de conversión de alimentos de los peces son más bajas. Aumentos de temperatura superiores a la óptima no son beneficiosos, y de hecho pueden aproximarse a niveles letales. De modo que para asegurar un crecimiento máximo y minimizar el estrés, las temperaturas del sistema deben ser mantenidas lo más cerca posible al valor óptimo. El rango de temperatura óptima para varias especies representativas se presenta en la Tabla 4.2. 4.1.3. Amoniaco / Nitrito / Nitrato Estos derivados del nitrógeno son contaminantes en la columna de agua de los sistemas de acuicultura y deben estar presentes dentro de concentraciones aceptables. El nitrógeno es un nutriente esencial para todos los organismos vivos y se encuentra en proteínas, ácidos nucleicos, adenosin fosfatos, nucleótidos de piridina y pigmentos. Sin embargo, el nitrógeno se necesita en relativamente pequeñas cantidades, y las necesidades fisiológicas se satisfacen fácilmente. Las cantidades excedentes se convierten en desechos nitrogenados y es necesario extraerlos. Los peces producen y excretan diversos productos de desecho por difusión a través de las branquias, por intercambio de cationes en branquias y excretan orina y heces. Además de la urea, ácido úrico y aminoácidos excretados por los peces, los desechos nitrogenados se acumulan de los restos orgánicos de los organismos muertos y moribundos, alimento que no se ha ingerido y del gas nitrógeno de la atmósfera. Es particularmente importante descomponer estos compuestos nitrogenados en los sistemas intensivos de recirculación acuícola, debido a la toxicidad del amoníaco, nitritos y, hasta cierto punto, nitratos.. Tabla 4.2. Rangos de Temperatura Óptimos (°C) para Especies de Acuicultura

Especie Rango TºC Fuente

Trucha café (Salmo trutta) 12 - 14° Aston, 1981 Trucha arcoiris (Oncorhynchus mykiss) 14 - 16° Aston, 1981 Trucha de arroyo (Salvelinus fontinalis) 7 - 13° Piper, etal, 1982 Salmón rey (Oncorhynchus tschawytscha) 10 - 14° Piper, etal, 1982 Salmón coho (Oncorhynchus kisutch) 9 - 14° Piper, etal, 1982 Salmón Atlántico (Salmo salar) 15° Aston, 1981 Salmón rojo (Oncorhynchus Nerka) 15° Aston, 1981

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El amoníaco, los nitritos y nitratos son altamente solubles en agua. El amoníaco existe en dos formas: NH3 no ionizado y NH4

+ ionizado. La concentración relativa de amoníaco es principalmente una función del pH del agua, la salinidad y la temperatura. La suma de los dos (NH3 + NH4

+) se denomina amoníaco total. Es común en química expresar los compuestos inorgánicos en términos del nitrógeno que contienen, i.e. NH4

+ - N (nitrógeno amoniacal ionizado), NH3 - N (nitrógeno amoniacal no ionizado), NO2

--N (nitrógeno de nitrito) y NO3--N (nitrógeno de nitrato). Esto permite

calcular más fácilmente el nitrógeno amoniacal total (NAT = NH4+ - N + NH3 - N) y facilita la

conversión entre las diversas etapas de la nitrificación. El amoníaco (NH3 - N) es la forma más tóxica, de modo que la toxicidad del nitrógeno amoniacal total (NAT) depende del porcentaje en que se encuentra la forma no ionizada en la concentración del NAT. Un incremento del pH, temperatura o salinidad aumenta la proporción de la forma no ionizada (NH3-N) del nitrógeno amoniacal total. Por ejemplo, a 20°C y un pH de 7.0, la fracción molar de amoníaco es de sólo 0,004, pero a un pH de 10, el amoníaco aumenta a 0.8. Las fracciones de amoníaco a diferentes temperaturas y pH se incluyen en el Apéndice. El amoníaco es tóxico para los peces a bajas concentraciones, con un LC50 de 96 horas que varía ampliamente por especie, comenzando a concentraciones tan bajas como 0,08 mg/L NH3 - N para salmón rosado hasta 2,2 mg/L NH3 - N para la carpa común. En general, los peces de agua cálida toleran mejor la toxicidad del amoníaco que los peces de agua fría, y los peces de agua dulce son más tolerantes que los de agua salada. Las concentraciones de amoníaco deberían mantenerse por debajo de 0,05 mg/L mientras que las concentraciones del NAT, por debajo de 1,0 mg/L para exposiciones de largo tiempo. La Tabla 4.3. resume los efectos de la temperatura y del pH en porcentajes de amoníaco libre en agua dulce.

Tabla 4.3. Porcentaje de Amoníaco Libre (como NH3) en Agua Dulce a pH y Temperatura de agua Variables (Spotte, 1979)

pH 10ºC (50ºF) 15ºC (59ºF) 20°C (68ºF) 25°C (77ºF)

7.0 0.19 0.27 0.40 0.55

7.1 0.23 0.34 0.50 0.70

7.2 0.29 0.43 0.63 0.88

7.3 0.37 0.54 0.79 1.10

7.4 0.47 0.68 0.99 1.38

7.5 0.59 0.85 1.24 1.73

7.6 0.74 1.07 1.56 2.17

7.7 0.92 1.35 1.96 2.72

7.8 1.16 1.69 2.45 3.39

7.9 1.46 2.12 3.06 4.24

8.0 1.83 2.65 3.83 5.28

8.1 2.29 3.32 4.77 6.55

8.2 2.86 4.14 5.94 8.11

8.3 3.58 5.16 7.36 10.00

8.4 4.46 6.41 9.09 12.27

8.5 5.55 7.98 11.18 14.97

El nitrito es el producto intermedio en el proceso denitrifícación del amoníaco a nitrato. Aunque el nitrito se convierte en nitrato relativamente rápido mediante ozono y bacterias nitrifícantes en un bio-

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fíltro adecuadamente equilibrado, constituye un problema en sistemas de recirculación por que es producido constantemente, por lo que los peces están expuestos continuamente a ciertas concentraciones de esta molécula. En consecuencia, se trata de un importante parámetro de calidad del agua que hay que monitorear y corregir cuando se exceden los límites aceptables. El nitrito es tóxico porque afecta la habilidad de la hemoglobina de la sangre para transportar oxígeno. Cuando el nitrito ingresa al torrente sanguíneo, oxida el hierro de la molécula de hemoglobina desde el estado ferroso al férrico. El producto resultante se llama metahemoglobina, que tiene un color café característico, de allí el nombre común "enfermedad de la sangre café". La cantidad de nitrito que ingresa a la sangre depende de la proporción de nitrito a cloruro en el agua. Niveles crecientes de cloruro en el agua reducen la absorción de nitrito. Los niveles de cloruro pueden aumentarse agregando sal común (cloruro de sodio) o cloruro de calcio. Se recomienda una relación de 20:1 de cloruro a nitrito-N (Cl: NO2 - N) para el cultivo de bagres en lagunas, tilapia y trucha arco iris. El nitrato es el producto final de la nitrificación y es el menos tóxico de los compuestos nitrogenados, con valores de 96-h LC que generalmente exceden los 1000 mg NO3-N/L. En los sistemas de recirculación, los niveles de nitrato son generalmente controlados mediante intercambio diario de agua fresca. En los sistemas con poco intercambio de agua o grandes períodos de retención hidráulica, la desnitrificación ha llegado a ser cada vez más importante. 4.1.4. pH El valor pH expresa la intensidad de las características básicas o ácidas del agua. En términos químicos, pH es el logaritmo negativo de la concentración del ión hidrógeno. La escala de pH varía desde 0 a 14, con un pH de 7.0 que corresponde al punto neutro. Los valores de pH bajo 7,0 son ácidos (predomina el ión H), y sobre 7,0 son básicos o alcalinos (predomina el ión OH). El pH de la mayor parte de las aguas subterráneas y superficiales es regulado por el sistema tampón bicarbonato-carbonato y tienen valores de pH entre 5 y 9. Son excepciones de esto el agua subterránea con altas concentraciones de dióxido de carbono disuelto y el agua que escurre de algunas minas (drenaje ácido de minas (DAM). El DAM es el resultado de la oxidación de sulfuras minerales, que se convierten en ácido sulfúrico. El agua de mar es regulada por el sistema tampón bicarbonato-borato y tiene un pH relativamente estable, entre 8,0 y 8,5. El pH óptimo para el crecimiento y la salud de la mayoría de los animales acuáticos de agua dulce está en el rango de 6.5 a 9.0. La exposición a un pH extremo puede ser estresante o letal, pero lo más importante en acuicultura son los efectos indirectos resultantes de las interacciones del pH con otras variables. El pH controla una amplia variedad de reacciones de equilibrio y solubilidad, de las cuales la más importante es la relación entre la forma no ionizada y la ionizada del amoníaco y los nitritos. El pH también influye en la toxicidad del Ácido Sulfhídrico y de los metales tales como cobre, cadmio, zinc y aluminio. 4.1.5. Alcalinidad / Dureza En términos generales, la alcalinidad es una medida de la capacidad de neutralización del pH o la capacidad neutralizante-ácida del agua. En términos químicos, la alcalinidad se define como la cantidad total de bases tilulables en el agua expresadas como mg/L equivalente de carbonato de calcio (CaCO3). A veces la alcalinidad se expresa como miliequivalentes/litro, donde 1 meq/L es igual a 50 mg/L como CaCO3. Los iones de origen que contribuyen a la alcalinidad son el carbonato (CO3) y el bicarbonato (HCO3). En la Tabla 4.4. se proporciona una lista de aditivos comúnmente usados para la alcalinidad, su solubilidad relativa y sus bases equivalentes.

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Tabla 4.4. Propiedades de aditivos de Alcalinidad (Bisogni y Timmons, 1991) Fórmula Química

Formula Química

Nombre (s) Común (es)

Peso Equivalente

(g/eq.) Solubilidad

Taza de Solubilización

NaOH Hidróxido de sodio 40 alta rápida Na2CO3 carbonato de sodio 53 alta rápida

NaHCO3 ceniza de soda bicarbonato de sodio bicarbonato

83 alta rápida

CaCO3 carbonato de calcio calcita

50 moderada moderada

CaO cal muerta 28 alta moderada CaMg(CO3)2 dolomita 46 moderada lenta MgCO3 carbonato de magnesio 42 moderada lenta

Mg(OH)2 magnesita hidróxido de magnesio brucita

29 moderada lenta

Nota: Los compuestos de Na son muy solubles en agua mientras que los compuestos de Mg son poco solubles. Los compuestos de Ca son intermedios. Los compuestos de Mg tienden a disolverse muy lentamente, por lo tanto tienen aplicación en situaciones que requieren una aplicación de largo plazo. Puede que los compuestos de Na sean los más caros.

Basada en compuestos 100% puros. Para calcular impurezas, divida el valor tabulado por la fracción pura ({100% - % impurezas}/100 da la fracción pura) para obtener el valor real.

En términos prácticos, la alcalinidad se mide mediante titulación con ácido clorhídrico o sulfúrico al punto final naranja de metilo (pH de 4.5). La alcalinidad del agua dulce fluctúa desde menos de 5 mg/L en agua blanda a más de 500 mg/L, y es determinado por la geología del acuífero o vertiente. La alcalinidad del agua de mar es de aproximadamente 120 mg/L CaCO3, Las concentraciones necesarias de alcalinidad están ligadas directamente al pH del sistema y a las concentraciones de dióxido de carbono. El mantener concentraciones de dióxido de carbono a menos de 15 mg/L y un pH entre 7.0 y 7.4 requiere una concentración de alcalinidad menor que 70 (condición de pH alto) a 190 mg/L CaCO3 (condición de pH bajo). La relación entre las concentraciones de pH, alcalinidad y CO2 se muestra en la Fig. 2.2.

Figura 4.1. La Relación entre Concentraciones de pH, Alcalinidad y CO2 cuando la Alcalinidad es de 50, 100, 150 mg/L (Nótese que la Concentración de CO2 es Proporcional a la Alcalinidad).

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En los años recientes, a medida que la densidad de cultivo en sistemas de acuicultura y el tiempo de retención hidráulico ha aumentado, la relación entre el pH y la alcalinidad se ha convertido en un tema importante. Esta relación requiere un monitoreo y ajuste cuidadoso tanto de los niveles de alcalinidad como de los de dióxido de carbono para mantener un pH óptimo tanto para las especies acuáticas que se están cultivando como para los bio-fíltros. La alcalinidad se ajusta fácilmente mediante la adición de bicarbonato de sodio (NaHCO3), comúnmente bicarbonato. Pueden usarse otros insumos, pero el bicarbonato de sodio está disponible en el comercio en bolsas de 50 a 100 Ib, y es seguro, barato y fácil de usar. Tiene una muy alta solubilidad en agua y además se disuelve en agua rápidamente a temperatura ambiente. Una regla empírica general es que para cada kilo de alimento, debe agregarse al agua aproximadamente 0,25 Kg. de bicarbonato de sodio. Las concentraciones de dióxido de carbono se controlan en forma rutinaria a través de sistemas de desgasificación, tales como torres de desgasificación de contra flujo. "Dureza" es el término utilizado para describir la capacidad del agua para precipitar el jabón. Mientras más dura es el agua, mayor es la cantidad de jabón que debe agregarse a un volumen de agua definido para conseguir la misma acción de limpieza. En términos químicos, la dureza se define como la concentración total, en primer lugar, de calcio (Ca2+) y magnesio (Mg2+), hierro y manganeso en términos de mg/L equivalentes a carbonato de calcio En términos prácticos, la dureza se mide mediante titulación. La dureza total de las aguas naturales varía desde menos de 5 a más de 10.000 mg/L CaCO3. Las aguas han sido clasificadas tradicionalmente como blandas (0-75 mg/L), moderadamente duras (75 - 150 mg/L), duras (150-300 mg/L) o muy duras (> 300 mg/L). Con frecuencia la dureza se confunde con alcalinidad, probablemente porque ambas generalmente se definen en términos de mg/L CaCO3. En efecto, si la alcalinidad del agua proviene de piedra caliza, las concentraciones de dureza y alcalinidad pueden ser similares por no decir idénticas. Por el contrario, muchas aguas subterráneas del área de la costa tienen alta alcalinidad y muy bajas concentraciones de dureza. Las napas de las regiones de basalto y granito frecuentemente tienen agua de baja dureza total y baja alcalinidad, debido a la relativamente baja solubilidad de estos minerales. Si esta agua de baja dureza y baja alcalinidad es utilizada para la acuicultura, el agua debe ser "endurecida" añadiéndole calcio disuelto para respaldar los huevos de peces de agua dulce recién fertilizados y para favorecer la calcificación de los esqueletos de las larvas. El calcio y el magnesio también disminuyen la toxicidad de los metales disueltos. Las recomendaciones para la dureza total varían de 20 a 300 mg/L. 4.1.6. Salinidad El agua generalmente se describe como "dulce", "salobre" o "de mar". Cada uno de estos términos se refiere a la salinidad del agua y no se han identificado claramente puntos de empalme entre estas caracterizaciones. La salinidad se define como la concentración total de iones disueltos en el agua, y generalmente se expresa corno partes por mil (ppm), gramos de sal por kilogramo de agua. El calcio, el sodio, el potasio, el bicarbonato, el cloro y los sulfatos son los que contribuyen, en forma principal, con iones disueltos. La salinidad de las aguas naturales tiende a reflejar el clima, la geografía y las condiciones hidrológicas del entorno inmediato. Cada una de las especies acuáticas tiene un rango óptimo de salinidad para su reproducción y crecimiento, aunque la tolerancia a la salinidad de la mayoría de las especies acuícolas es bastante amplia. Por ejemplo, los alevines de trucha arcoiris se producen en agua dulce, se aclimatan en agua de mar y luego son engordados hasta alcanzar tamaños de mercado en jaulas marinas con salinidades que alcanzan 32 ppm. La mayoría de los peces de agua dulce de importancia comercial se reproducen y crecen bien a salinidades de a lo menos 4-5 ppm. Los peces mantienen la concentración de sales disueltas en los fluidos de su cuerpo regulando el ingreso de iones desde el ambiente y por otro lado evitando la pérdida de éstos. Este proceso se llama "osmoregulación". Los peces de agua dulce, por ejemplo, tienden a acumular agua porque tienen en su cuerpo fluidos con mayores concentraciones de iones que el agua que los rodea. Cuando están expuestos a valores de salinidad fuera de su rango óptimo, las especies acuáticas deben gastar una considerable energía para la osmoregulación a expensas de otras funciones, tales como el crecimiento. Si la salinidad se desvía muy por encima de lo óptimo, el animal no puede mantener la homeostasis y muere. La sangre de los peces de agua dulce tiene una presión

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osmótica aproximadamente igual a la presión osmótica de una solución de cloruro de sodio de 7ppm. Los sistemas de acuicultura de agua dulce generalmente se mantienen a una salinidad de 2-3ppm para disminuir los niveles de estrés y la cantidad de energía requerida para la osmoregulación, con lo cual aumentan las tasas de crecimiento. 4.1.7. Dióxido de carbono y el ciclo del carbonato El dióxido de carbono es muy soluble en agua, sin embargo, las concentraciones en agua pura son bajas (0,54 mg/L a 20 °C), debido a su baja concentración en la atmósfera (alrededor de 0,035% por volumen). La mayor parte del dióxido de carbono en la columna de agua en un sistema acuícola es producida por la respiración del animal y la descomposición de materia orgánica, con un pequeño porcentaje proveniente de la difusión atmosférica. La concentración de dióxido de carbono en agua subterránea puede variar desde O a 100 mg/L, dependiendo de la actividad biológica en la zona de recarga de la napa. La concentración de dióxido de carbono disuelto en aguas superficiales depende de la tasa de respiración, fotosíntesis e intercambio de gases con la atmósfera. El dióxido de carbono se mide generalmente mediante titulación de una muestra de agua al punto final con fenolftaleína (pH 8,3) con una base estándar. Las concentraciones aproximadas de CO2 pueden determinarse desde valores conocidos de pH, temperatura y alcalinidad ya sea usando una fórmula o los valores de una tabla. La exposición a altas concentraciones de dióxido de carbono reduce la eficiencia de la respiración y disminuye la tolerancia a concentraciones bajas de oxígeno disuelto. Niveles altos de dióxido de carbono en el agua reducen la excreción de dióxido de carbono en las branquias de los peces. Esto, a su vez, hace que aumente la concentración de CO2 en la sangre de los peces, disminuyendo el pH del plasma sanguíneo, lo que produce una enfermedad llamada acidosis respiratoria. Cuando un pez sufre esta condición, la cantidad de oxígeno que puede transportar la hemoglobina disminuye, pudiéndose gatillar la enfermedad respiratoria, incluso con altas concentraciones de oxígeno disuelto en el agua. Esto se menciona como el efecto de Bohr-Root. Se recomienda un límite superior para dióxido de carbono de 15-20 mg/L como máximo para peces en condiciones prolongadas, aunque esta recomendación no está bien sustentada por la investigación. Sin embargo, como una técnica de manejo, las concentraciones más altas (60-80 mg/L) tienen un efecto narcótico en los animales acuáticos. Tabla 4.5. Valores Ideales para el cultivo de salmones.

Prametro Unidad Trucha S. Atlántico Temperatura ºC 10 a 18 7 – 15 Oxigeno mg/L 6 a 8 6 a 8 Presión parcial de oxigeno mm Hg 90 90 CO2 mg/L 20 a 30 20 a 30 Sólidos Suspendidos Totales mg/L <10 <10 Nitrógeno Amoniacal Total mg/L <1 <1 NH3 - N mg/L <0,02 <0,02 Nitrito - N mg/L <0,1 <0,1 Cloruro mg/L >200 >200 H2S mg/L 5 5

Otros valores importantes para considerar es por ejemplo la alcalinidad la que debería mantenerse entre 5 y 200 mg/L, metales que son altamente tóxicos para los peces en concentraciones muy altas son: zinc, cobre, estaño, mercurio y cadmio, estos metales deben evitarse de cualquier fuente de agua y entre los metales de baja toxicidad, que se encuentran en bajas concentraciones en la mayoría de las fuentes de aguas naturales, están: sodio, potasio, calcio, estroncio, manganeso y bario. También es importante tener en cuenta las concentraciones de insecticidas y herbicidas, de los cuales los de mayor toxicidad para los peces son aquellos que contienen hidrocarburos clorados tales como: endrin, toxafeno, dieldrin, aldrin, DDT, heptacloro, clordano, metecicloro y lindano. Son letales en concentraciones de 0.0001 a 0.1 mg/L.

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Los herbicidas suelen ser de menor toxicidad que los insecticidas, pero su empleo, que generalmente se hace en mayores cantidades con respecto a los insecticidas, pueden significar una amenaza para la vida del pez. 5. BALANCES DE MASA Y TASAS DE CARGA El agua es el mecanismo por el cual aportamos el Oxigeno necesario para los peces y sacamos los productos residuales producidos por estos. En cualquier sistema de cultivo es importante asegurar que los parámetros que afectan la calidad del agua estén sobre los volúmenes críticos para el cultivo, una vez realizado los cálculos necesarios el sistema debe operar a la tasa mas alta de flujo posible mientras todavía mantiene un parámetro en o mas bajo que su máximo tolerable o valor de diseño, ejemplo: amoniaco. Obviamente la tasa de máximo flujo puede ser muy alta para mantener a otro. Par poder estimar o determinar como se comportaran los diferentes parámetros dentro de las unidades de cultivo se puede utilizar el balance de masas, que no es otra cosa que balancear el transporte de ingreso, la variación o producción de un parámetro particular dentro del estanque de cultivo, y el transporte de salida.

Ingreso de “X” – Salida de “X” - Producción de “X” = Variación de “X” (5.1.)

)(VC dtd VkC - QC - QC 1110 = (5.2.)

Considerando estado estacionario, quiere decir que la variación es 0.

0 VkC - QC - QC 110 = (5.3.) Por lo tanto la concentración C1 puede ser estimada como sigue:

(5.4.)

Figura 5.1. Esquema general para balance de masas Es muy importante que las ecuaciones sean alimentadas con un mismo tipo de unidades, por ejemplo:

díaOxigeno Kg

C0 Q

C1 Q C1

V

+

=

QVk 1

C C 01

25

Ejemplo de balance de unidades para transporte de oxigeno fluyendo dentro del estanque:

díaOxigeno Kg

Agua KgOxigeno Kg

díaAgua Kg QC =×= (5.5.)

Cuando se habla de “transporte” es importante mencionar que se debe considerar unidades de volumen o masa en función del tiempo:

- Galones por minuto = gpm - Litros por minuto = Lpm - Kilos por segundo = Kg / s - Metros cúbicos por segundo = m3 / s

La mayoría de los parámetros de calidad de agua son expresados en términos de mg / L o lo que es igual a ppm (partes por millón), el uso viene de:

millón parte 1 ó

101

mg 1,000g

g 1,000L

Lmg

6=×× (5.6.)

10 mg / L de oxigeno ↔ 10 ppm de oxigeno

Calcular la disponibilidad de oxigeno para sostener el crecimiento de peces asumiendo un flujo de de 100 gpm de agua saturada entrando a 60 ºF a una altura de 800 pies sobre el nivel del mar

QC0 = Oxigeno transportado al ingreso QC1 = Oxigeno transportado de salida V = Volumen del estanque C2 = Concentración de oxigeno dentro del estanque.

Primero, la ecuación para hacer una estimación de la concertación de saturación de oxigeno en aguas no salinas:

+

×=

32.8(ft) Altitud 760

760 F)º (60

132 L

mg C 0.625Sat (5.7.)

Lmg 9.89

32.8800 760

760 F)º (60

132 C 0.625Sat =

+

×= (5.8)

C0 Q

C1 Q C2

V

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Ahora para el flujo de 100 gpm de agua y con el agua entrante con una concentración de 9.89 mg/L, la masa de oxigeno transportada dentro del estanque en base diaria sería de: Transformando:

1 galón = 3.785 L

Luego calculando:

díaKg 5.39

díamg 5,390,445

díamin 1,440

Lmg 9.89

galL 3.785

mingal 100

⇒=

×××= (5.9)

Ahora el oxigeno de salida del estanque debe ser el mínimo necesario para sostener a los peces y a la acción bacteriana. Entonces dentro del estanque deberíamos mantener un mínimo de 5 mg / L por lo tanto el oxigeno de salida Csalida lo podemos calcular como sigue:

Q (Cingreso – Cestanque) Utilizando el mismo concepto que en la ecuación 5.9 tenemos

díaO Kg 2.72

Lmg 5.0

galL785.3

mingal 100 CQ

díaKg 2.66

díamin 1,440

Lmg 5)-(9.89

galL 3.785

mingal 100

2Salidasalida =××=

=

×××=

(5.10)

El oxigeno disponible para crecimiento es:

Qingreso Cingreso – Qsalida Csalida o ya que Qingreso = Qsalida

díaO Kg 2.67

díaO Kg 2.72) - (5.39 )C - Q(C 22

salidaingreso == (5.11)

Existen antecedentes de que los salmones consumen entre 0.25 a 0.30 Kg de oxigeno por Kg de alimento consumido. Tarea 1: ¿Cuántos peces de 80 g podrán ser cultivados en el estanque si consumen alimento a razón de 2.5% de su Peso Corporal al día?

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5.1. Tasa de carga (L = “Loading”) Tasa de carga de carga es la cantidad de peces que pueden ser mantenidos por unidad de flujo (Kg / Lpm), la densidad de peces (Dpeces), (Kg peces / m3), combinado con el número de recambios de agua por hora (R) a través de la unidad de cultivo entrega la tasa de carga (L).

(5.12)

0.06 = constante que convierte Lpm en m3/h (1 Lpm, 60 min / hr, 60 L, 0.006 m3/h y hay 1,000 L en un m3 Asumiendo un metabolismo de los peces en donde requieren entre 250 y 300 g de Oxigeno por cada kilogramo de alimento entregado (sin considerar nitrificación), La carga permisible (Kg de peces por Lpm de flujo) debido a las restricciones de oxigeno sería:

(5.13)

∆O2 = reducción aceptable de oxigeno entre la entrada y la salida Si entrada = OD de 11 mg / L Salida = OD de 5 mg / L Entonces esta diseñado para mantener sobre ese último valor por lo tanto ∆O2 = 5 mg / L A medida que aumenta la densidad de peces en un sistema de cultivo los niveles mínimos de oxigeno pueden ser mejor mantenidos utilizando oxigeno puro pero esto también provoca que las concentraciones de oxigeno a la entrada sean mucho mayores a la concentración atmosférica, en este caso los otros parámetros de calidad de agua serán la limitante, amoniaco, dióxido de cloro o sólidos suspendidos acumulados. 10 mg / L de oxigeno consumido producirá:

- hasta 1.4 mg / L de amoniaco - 14 mg / L de CO2 - 10 a 20 mg / L de sólidos suspendidos

RD

0.06 L peces=

%PC 250O 144 L 2

2O∆

=

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6. ANTECEDENTES REPRODUCTIVOS 6.1. Maduración La maduración es el proceso en el cual los animales y plantas desarrollan sus gametos para la posterior reproducción, el fotoperiodo y en particular los cambios en la longitud del día producen una fuerte influencia en el proceso de ciclaje de los salmones, de hecho se ha establecido que el fotoperiodo introduce un ritmo endógeno que controla la maduración en trucha arco iris (Duston y Bromage, 1988, 1991) y probablemente en el Salmón del Atlántico (Tranger, 1993). También se sugiere que el fotoperiodo puede alterar la edad de la pubertad a través de cambiar la fase del ritmo endógeno que controla la maduración. Los peces son capaces de detectar las variaciones de la longitud del día, lo cual produce una cadena de procesos hormonales que termina en el desove, en general este proceso debe ocurrir a ciertas tallas o edades de los peces pero también es posible encontrar peces maduros a tallas pequeñas (menores de 1.0 Kg.) como es el caso de lo “Jacks” típico de algunas especies de Salmón del Pacifico que maduran durante su primer otoño en el mar (esto también suele ocurrir en algunas variedades de Salmón del Atlántico).

Figura 6.1. Para que la maduración se produzca deben conjugarse varios factores como se muestra en esta figura.

Los factores que hay que considerar como condiciones externas y que involucran a factores medioambientales se pueden separar por tipo de clima, y es así como en climas templados toma gran importancia, el fotoperiodo, la temperatura y la calidad de agua; por otra parte en climas calidos debemos tener en cuenta la temperatura, el agua caída (lluvias) y la calidad del agua. En cuanto a condiciones sociales debemos considerar las densidades, proporción de machos y hembras, comportamiento al anidar y condiciones fisio-ecológicas como es la atracción por feromonas y por último las condiciones internas corresponden a factores fisiológicos como edad de la pubertad, contenido de grasa (tipo y cantidad), Nutrición adecuada, condición sanitaria y talla.

Percepción Integración Reacción

Condiciones Internas

- Fisiología

Condiciones Externas

- Medioambientales - Sociales

29

Figura 6.2. Esquema General del proceso maduración en peces o Cascada endocrina, el cerebro recibe un estimulo y libera mensajeros los que hacen que la pituitaria libere gonadotropina, las gónadas liberan esteroides y por último las gónadas forman gametos.

Figura 6.3. Derecha: Esquema general de la cadena endocrina de maduración para hembras de salmonideos. Abajo: curva típica de concentración hormonal en plasma para hembras en el hemisferio norte.

Figura 6.4. Etapas de desarrollo de los gametos masculinos y femeninos en función del tiempo y comparados con el fotoperiodo y la temperatura.

Factores Ambientales

Cerebro Hipotálamo

Gn RH

Pituitaria

GTH

Ovogénesis

Espermatogenesis

Fotoperiodo Temperatura

CEREBRO Pituitaria Gn-RH

OVARIOS Inicio de Maduración

OVARIOS Fin Maduración

OVULACION

HIGADO

GTH

Vitelogenina

17-β Estradiol

PGF2 α

Proteasa 17-α , 20 β DHP

8

10

12

14

16

18

J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J A S

Foto

perio

do (h

rs),

TºC

PPTº

IMG VTG MO OV

SPG SPIG ES EJ

IMG VTG MO OV

SPG SPIG ES EJ

30

6.2. Utilización de hormonas para la inducción del desove Este es un procedimiento ampliamente utilizado en el periodo de desove y generalmente se aplica por dos motivos: sincronizar el desove en agua dulce o mar y así evitar tener un periodo muy prolongado de obtención de ovas o para adelantar un par de semanas la obtención de gametos, las hormonas que han sido mas utilizadas en la industria son:

a) LHRH (Luteinizing Hormone Releasing Hormone): Hormona que controla la producción de hormonas sexuales

b) GnRH (Gonadotropin Relizing Hormone): Hormona que ayuda a liberar gonadotropina

desde las células de la pituitaria. La gonadotropina dirigen la maduración de las gónadas a través de de las hormonas esteroideas gonadales, además es un inhibidor de dopamina, Nombre comercial OVAPLAN y OVAPRIM.

c) Otra: Pituitaria de salmón desecada y molida, que se obtiene de retornantes o peces en

periodo de desove (ADP – Aceton Dried Pituitary). Tabla 6.1. Las dosis y suministro que ha dado buenos resultados en el uso de estas hormonas han sido:

Dosis 1 Dosis 2 20 días antes GnRH (Implante) 50 ug/kg 10 días antes 7 días antes GnRH (inyección) 10 ug/kg (0.5 ml/kg) 20 ug/kg 20 días antes LHRH (Implante) 35 ug/kg 10 días antes 7 días antes LHRH (Inyección) 10 ug/kg 20 ug/kg 10 días antes 7 días antes ADP 1,500 ug/kg 4,500 ug/kg

Al utilizar hormonas para inducir la ovulación es muy importante considerar que el resultado en términos de fertilidad no será tan bueno como el que se puede esperar con un desove normal en agua dulce, además por lo general se puede considerar que de toda la población inducida desovara entre un 60 y 80%, por otra parte para poner la hormona en los peces es muy importante conocer la fecha histórica de desove del grupo en cuestión ya que las desviaciones en esta fecha afecta aun mas el resultado en términos de calidad de las ovas, lo positivo de utilizar hormonas para inducir a los salmones es la ventaja de poder desovarlos en agua de mar y obtener la mayor cantidad de ovas en un periodo corto de tiempo. 6.3. Antecedentes reproductivos y de incubación. En un sistema de producción industrial es muy importante conocer las potencialidades de cada especie para poder realizar un buen plan de producción, a la vez que es necesario tener patrones de referencia para comparar nuestros resultados y tomar acciones correctivas en la medida que el proceso en cuestión avanza. En cuanto a la reproducción este es un proceso muy importante y que suele tener resultados variables de un año a otro, que lamentablemente muchas veces sabemos cual fue su resultado cuando ya no hay mucho que hacer, ya que el resultado del desove se conoce al momento de realizar el “Shocking” y en ese momento generalmente no es posible obtener mas ovas de nuestros reproductores, por lo tanto todo lo que hagamos debe ser en un sistema proactivo y basado en la experiencia de años anteriores, con buen control de las variables ambientales, chequeos periódicos de nuestros reproductores, del desarrollo y calidad de sus gametos.

31

Es importante que contemos con protocolos de trabajo muy bien definidos para cada una de las etapas del desove además de llevar un muy buen control y registro de aquellas variables que son importantes para nuestro resultado (Temperaturas, tiempos, concentraciones, etc.) Tabla 6.2. En la tabla anterior se resume la fecundidad esperada por especie, en números de huevos por hembra y en paréntesis la sobreviencia esperada al “shocking”, estas cifras fueron obtenidas de experiencia personal y resultados productivos de varias empresas.

1 Invierno 2 Inviernos 3 Inviernos Temperaturas Desove

Salmón del Atlántico 6,000 (50%) 8,000 (60%) 10,000 (60%) 5.0 – 10ºC Salmón Coho 4,000 (70%) 4.4 – 9.4ºC Trucha 6,000 (80%) 8.000 (80%) 7 – 13ºC

Tabla 6.3. Etapas de desarrollo embrionario de salmones, sus tiempos de desarrollo y Sobrevivencia esperada.

Etapa de Desarrollo Salmón del Atlántico

(UTA) Sobr.

Salmón Coho

(UTA) Sobr.

Trucha

(UTA) Sobr.

Ova verde – Ova Ojo 300 – 350 50% 300 - 330 70% 260 – 300 80% Ova Ojo – Eclosión 420 – 450

70%

350 – 380

70%

300 - 340

80% Eclosión – Inicio Alimentación 850 – 900 800 800 – 900

Inicio Alimentación – Fry 1,200 1,100 1000 – 1,100 Fry – Smolt 3,200 3,250 3,300

Tabla 6.4. Ejemplo estimación de Producción de ovas y reproductores para una cosecha de 1,000 toneladas brutas de salmón del atlántico.

Peso cosecha Planta 4.65 kg Perdida de peso por cosecha 7% Mortalidad Total Agua de Mar 15% Tipo de Padres 2 W Relación Machos y Hembras 60 : 40 Maduración esperada 60% Respuesta Hormona 70% Ovas por Hembra 8,000 Factor de seguridad 20% Machos x Hembra 1 : 3 Peso Hembras 7.0 kg. Peso Machos 10.0 kg

Tabla 6.5. Resumen de desarrollo

Peces a Cosechar 1,000 / (4.65 / 0.93) x 1,000 = 200,000 Smolt a Ingresar 200,000 / (1 - 0.15) = 235,294 Ova Ojo Requerida 235,294 / 0.70 = 336,134 Ova Verde Necesaria 336,134 / 0.50 = 672,268 Hembras a Desovar 672,268 / 8,000 = 84 Hembras a Inducir 84 / 0.70 = 120 Factor de seguridad 120 x 1.20 = 144 Machos a Inducir 144 / 3 = 48 Total Hembras 144 / 0.60 = 240 Total Reproductores 240 / 0.40 = 600

Tarea 2: Que Producción anual se podría esperar de un plantel de reproductores de Salmón del Atlántico de 100,000 peces ingresados como Smolt, considerando que la ova a producir será de padres de 2 y 3 inviernos y que además este stock de peces madura de la siguiente manera: Grilse 10%, 2W 60%, 3W 90% estos valores son siempre sobre el número disponible a Enero de cada año.

32

6.4. Sistemas de incubación. Una vez que las ovas han sido fecundadas, existe un periodo de tiempo de alrededor de una hora en el cual estas comienzan a hidratarse y en esta etapa se recomienda no moverlas hasta que el proceso ha terminado. El proceso de hidratación se puede realizar directamente en los incubadores en la piscicultura o en baldes previo al transporte, si la ova es transportada es importante reducir su temperatura y mantenerla entre 1 y 5ºC para evitar que las divisiones celulares ocurran rápidamente y comprometan la calidad de la ova de esta manera la ova podría resistir unas 12 horas. Sistemas de Incubación

Figura 6.6. Incubadores verticales, capacidad aproximada 10,000 ovas por bandeja (60.3 x 63.5)

Figura 6.7. Incubadores Barrel, similares a los incubadores Zuger Jar, tienen una capacidad de entre 10,000 y 12,000 ovas.

Figura 6.8. Incubador Zuger Jar, tienen una capacidad para unas 100,000 ovas de trucha.

33

6.5. Desarrollo embrionario 6.5.1. Estructura de la ova y desarrollo embrionarios La cubierta de del huevo es porosa, transparente, elástica y variable en firmeza y grosor entre ovas de diferentes hembras. La cubierta de la ova contiene un una abertura, el micrópilo, a través del cual el espermatozoide ingresa para fertilizar la ova, esta abertura fue vista pro primera vez por una científico alemán llamado Bruch, en 1896. Esta abertura es muy simple y consiste en un pequeño agujero en la base de un cráter como una depresión en la cubierta. Cuando el espermatozoide entra por el micrópilo luego atraviesa la membrana de yema para unirse con el núcleo. Figura 6.9. A, Ova recién obtenida, la cubierta externa aun no es firme, la apariencia de la ova es blanda y un poco adhesiva; B, ova después de haber sido endurecida por hidratación (generalmente absorben un 20% de su volumen inicial), la cubierta esta endurecida, el micrópilo esta cerrado.

34

Figura 6.10. Primera etapa de desarrollo embrionario de truchas considerando las unidades térmicas necesarias para cada etapa (ojo unidades térmicas en ºF)

35

Figura 6.11. Detalles del desarrollo embrionario de truchas considerando las unidades térmicas necesarias para cada etapa (ojo unidades térmicas en ºF), la equivalencia a unidades térmicas en ºC serían 977 UTA para eclosión.

36

7. CULTIVO EN AGUA DULCE Después que el alevín a eclosionado comienza la etapa de absorción del saco vitelino para posteriormente dar inicio a la alimentación de los salmones, la etapa de inicio de alimentación es muy importante ya que es aquí cuando el salmón aprende a comer las dietas comerciales que lo harán crecer de allí en adelante, generalmente para esta etapa se utilizan estanques o bateas de baja profundidad con muy buen flujo para auto limpieza además el alimento debe tener una mayor capacidad de flotación que la requerida para etapas de desarrollo posterior. Otro punto importante es que desde el inicio de la alimentación en adelante es posible aumentar las temperaturas del agua hasta unos 15ºC lo que ayudará a obtener un desarrollo de los peces en menor tiempo, por otra parte la manipulación de la temperatura da una mayor flexibilidad a los planes de producción. En la actualidad gracias a la manipulación del fotoperiodo y temperaturas podemos tener casi un total abastecimiento de smolts para todo el año. Aún tenemos ciertos problemas para tener smolts en la temporada de verano, que es donde por lo general nos abastecemos de ovas importadas, por lo que actualmente muchas empresas están desarrollando la técnica de obtención de ovas a partir de ovas nacionales enfriadas a casi 2ºC en cuanto ingresan al hatchery de esta manera se podría extender el periodo para llegar a la eclosión en 200 días o más. En agua dulce por lo general los peces son mantenidos en estanques hasta los 5 g que es cuando son transferidos a balsas jaula en lagos para continuar su desarrollo hasta smolts, aunque hoy en día debido a que no existen buenos tratamientos para mantener a los hongos (Sprolegnia sp.) bajo control y aun bajo costo, se esta optando por hacer una estadía corta o nula (en algunos casos) en los lagos para luego terminar el desarrollo de los peces en estuarios. La utilización de estuarios tiene ventajas desde el punto de vista del crecimiento de los peces y su adaptación al ambiente marino lo que se refleja en muy buenos resultados productivos en el mar (figura 7.3), pero también presenta desventajas principalmente desde el punto de vista sanitario ya que en los estuarios existe una mayor carga bacteriana que podría afectar a los peces principalmente cuando las temperaturas se incrementan en el verano, a la vez que en otras estaciones (otoño) suelen existir caídas importantes en las concentraciones de oxigeno disuelto y por último el florecimiento de algas que podrían ser nocivas para los peces. A pesar de estos inconvenientes la mayoría de las empresas productoras de smolts hoy en día están optando por utilizar los estuarios para concluir con su proceso, el manejo de los peces en estuarios es igual que en el lago en donde por lo general se utilizan jaulas metálicas de 15 x 15 m en donde se termina con 100,000 smolts para seleccionar y enviar al mar, en cuanto a la alimentación de los peces, esta es un área que aun tiene muchos paradigmas que deberían ser modificados como por ejemplo: la cantidad de raciones utilizadas, la mezcla de calibres de alimento en una misma ración y las velocidades de alimentación, obviamente los peces son los que nos deben indicar cual es la estrategia que deberíamos seguir pero como regla no olvidar:

- Los peces pueden acostumbrase a comer a mayores velocidades, si somos constantes en nuestros procedimientos.

- Los peces prefieren comer un solo calibre y el más grande que les sea posible. - Los peces comen más del 80% de su alimento diario en una sola ración. - Si no comen hoy comerán mañana.

37

7.1. Esmoltificación. Como ya sabemos los salmones tiene la característica de ser “Anádromos”, nacen en agua dulce y luego continúan su desarrollo en el mar y para ello desarrollan la capacidad de osmorregular, es decir balancear su presión osmótica en función del medio en el que se encuentran. Se han encontrado cambios ontogénicos en la tolerancia a la salinidad (definida aquí como la habilidad para sobrevivir en agua salada >30%o) prácticamente en todo las especies y variedades de salmones investigado. Aunque las ovas de salmón no pueden sobrevivir más de unos pocos días en agua de mar, el alevín recién eclosionado tiene una más pobre sobrevivencia, presumiblemente debido a la perdida del corión (Weisbart 1968). La tolerancia a la salinidad de los alevines de Salmón del Atlántico decrece así como la membrana de vitelo impermeable decrece en favor de un epitelio más permeable al agua (Parry 1960; Talbot et al. 1982). En contraste, la tolerancia a la salinidad del Salmón Chum (Oncorhynchus keta) aumenta durante el desarrollo del alevín (Kashiwagi y Sato 1969). Después de la reabsorción del saco vitelino, la tolerancia a la salinidad de todos los salmonideos aumenta con la talla y la edad con lo que esta muy relacionada, y probablemente causado por, un aumento en la habilidad para regular los iones y la osmolaridad en el plasma después de la exposición al agua salada (Parry 1958, 1960; Houston 1961; Conte and Wagner 1965; Conte et al. 1966; Wagnewr 1947b; McCormick y Naiman 1984b; Ouchi 1985). Conte y Wagner (1965) y McCormick y Naiman (1984b) concluyeron que es talla, no la edad, es factor primario determinante del incremento de la sobrevivencia en agua de mar para la Trucha Cabeza de Acero y para la Trucha de Río. Que la dependencia de la tolerancia a la salinidad sea talla dependiente puede deberse a una mas favorable relación Area - Volumen para peces mas grandes, o a un desarrollo progresivo de mecanismos de Hipo Osmoregulación con la talla, o a ambos. A través de la comparación de estudios de similar diseño McCormick y Naiman (1984b) concluyeron que la tolerancia a la salinidad también se relaciona con el género: la talla a la cual ocurre la sobrevivencia en agua de mar es más pequeña para las especies de Oncorhynchus, mas grande para especies del genero Salmo, y lo mas grande para especies del genero Salvelinus. Esta relación filogenética va muy de cerca con el tiempo de residencia de cada especie en el mar (mas corto para especies de Salvelinus). Los cambios en la esmoltificación no son dependientes de la temperatura (con la excepción que esta afecta la tasa de desarrollo) y son más dependientes o como repuesta a cambios en el fotoperiodo. El estado Parr del Salmón del Atlántico y del Salmón Coho a tallas de 10 a 12 cm pueden rutinariamente tolerar (sobrevivir por varios días) salinidades de 30%o aunque morirán al cabo de varias semanas, sumado a esto el crecimiento será muy pobre.

Figura 7.1. Cambios funcionales en los órganos osmoreguladores durante la transformación de parr a smolt. Los cambios funcionales están normalmente asociados con la osmoregulación en agua de mar que ocurren en agua dulce y resultan en un incremento de la habilidad de hipo osmoregulación y la tolerancia a la salinidad. En ausencia a la exposición al agua salada, estos cambios son reversibles.

38

Existe suficiente evidencia de la reorganización metabólica que ocurre durante la transformación de parr a Smolt. Esta evidencia se deriva principalmente de observaciones en cambios de la composición corporal, consumo de oxigeno, y actividad enzimática mitocondrial. Tabla 7.1. Algunos cambios fisiológicos y de comportamiento que coinciden con la transformación de parr a smolt.

Cambios Fisiológicos y de Comportamiento Referencia Aumento en el deposito de guanina e hipoxantina en piel y escamas (plateado) Johnston y Eales (1967)

Aumento de la boyantes debido a un incremento en el volumen de aire de la vejiga natatoria Saunders (1965); Pinder y Eales (1969)

Alteración en la hemoglobina sanguínea (aumenta rápido en formas adultas)

Vanstone et al (1964); Giles y Vanstone (1976b); Koch (1982); Sullivan et al. (1985)

Aumento del comportamiento de aprendizaje Kalleberg (1958) Aumento de la preferencia por agua con mayor salinidad Baggerman (1960); Mclnerney (1964)

Reotaxis Negativa Wagner (1974b); Eriksson y Lundqvist (1982); Lunqvist y Eriksson (1985)

Reducción de la habilidad de natación Glova y Mclnerney (1977); Smith (1982)

(a) (b) Figuras 7.2. a, Muestra la distribución del Na+ en Salmo salar para peces de diferentes tallas y para diferentes meses del año; b, Muestra la distribución del Cl- plasmático para peces de diferente talla y para diferentes meses del año (línea horizontal indica valor esperado para identificar un smolt).

(a) (b) Figuras 7.3. a y b, Muestran la variabilidad que muestra el Na+ y Cl- plasmático en el Salmón del Atlántico en función de la talla.

150160170180190200210

10 - 2

0

30 - 4

0

50 - 6

0

70 - 8

0

90 - 1

00

110 -

120

130 -

160

Rango Peso (gr)

Na+

120130140150160170

10 - 2

0

30 - 4

0

50 - 6

0

70 - 8

0

90 - 1

00

110 -

120

130 -

160

Rango Peso (gr)

Cl-

39

En las figuras 7.2 y 7.3 podemos ver datos provenientes de peces en cultivo en agua dulce en nuestro país en donde claramente se muestra la dependencia que tiene la esmoltificación de la talla más que de la época del año y que además estos parámetros tienden a estabilizarse sobre los 70 g. Figura 7.3. Comparación de crecimiento entre dos grupos de peces uno proveniente del lago y otro proveniente de un estuario.

Figura 7.4. Salmón en estado Parr con sus marcas características y luego de esmoltificar, con su característico plateado y puntas de aletas ennegrecidas.

0200400600800

10001200140016001800

05/03 06/03 08/03 10/03 11/03 01/04 03/04 04/04

Mes

Peso

med

io (g

)

Lago Estuario

40

8. FASE DE ENGORDA EN EL MAR

8.1. Costos de producción. Esta fase es la que comienza con el ingreso de los peces al mar (smolts), es una fase muy importante desde el punto de vista productivo y comercial ya que es en donde se acumula la mayor cantidad de costos en la producción de salmones (51.6%), por lo tanto es muy importante tener un muy buen control de las variables que influyen en el costo de producción (Tabla 8.1). Tabla 8.1. Estimación de costos de producción por etapa del proceso productivo.

Componentes del Costo % del costo Producción de Smolts 3.0% Cultivo de Salmones Alimento Peces 30.0% Pigmentos 6.0% Mano de Obra 6.0% Servicios Varios 4.8% Otros Insumos 4.6% Otros Gastos Engorda 0.2% Subtotal costos cultivo 51.6% Procesamiento en planta Mano de obra 12.0% Materiales de empaque 4.0% Energía 0.9% Mantención y otros 2.0% Subtotal costos planta 18.9% Transporte y ventas Fletes terrestres 1.5% Fletes aéreos internacionales 13.0% Fletes marítimos internacionales 3.0% Frigoríficos y bodegaje 0.5% Otros gastos de ventas 0.5% Subtotal transporte y ventas 18.5% Gastos administrativos y financieros 8.0% Total general gasto producción 100.0%

Fuente: Libro; La Acuicultura en Chile Tabla 8.2. Esquema general de costos de producción de salmones en la fase marina (ejemplo de costo para Salmón del Atlántico).

ITEM DE COSTOS US$/Kg % Smolts 0.2700 18% Alimento + Pigmento 0.9600 64% Mano de Obra 0.0375 2.5% Depreciación 0.0375 2.5% Gastos Varios 0.1950 13% Total 1.5000 100.0%

- Costo smolts: Corresponde al costo de compra de los smolts, este es un costo fijo y por lo

tanto va disminuyendo a medida que los peces aumentan de tamaño, pero es importante tener en cuenta que los peces cosechados al final del ciclo absorben el costo total de los smolts ya que generalmente la mortalidad se traspasa a resultado del mes.

41

Figura 8.1. Curva típica de costo de smolts (US$/Kg.) en función del tiempo

- Alimento: Este corresponde a un costo variable ya que varía en función de la producción, y

este va aumentando a medida que los preces crecen.

Figura 8.2. Curva típica de costo de Alimento (US$/Kg.) en función del tiempo - Mano de obra: En este ítem se cargan todos los costos realizados como mano de obra directa

o que actuó específicamente en el proceso en cuestión (podría ser fija o variable). - Depreciación: es normalmente reconocido (el término técnico es amortización) como

reducción de una base inicial (valor de compra de un bien), que se reduce de valor en la acción hasta llegar a cero. Toda la maquinaria, equipos, inmuebles, infraestructura, vehículos, etc. Que haya sido activada y que haya sido usada en la producción de un grupo de peces en cuestión es cargada como parte del costo de producción, pero además es importante considerar que la depreciación esta en función de la vida útil de los bienes en cuestión y esta puede ser medida en meses, años, horas de uso, kilómetros, etc.

- Gastos varios: Esto varia de una empresa a otra pero como ejemplo podemos decir que

generalmente los siguientes ítem se consideran gastos:

Gastos de Análisis y Laboratorios Seguros Combustibles y Energía Gastos de Cosecha Medicamentos

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

0.00 1.00 2.00 3.00 4.00 5.00

peso (Kg)

US$

/kg

0.0

2.0

4.0

6.0

8.0

10.0

0.00 1.00 2.00 3.00 4.00 5.00

peso (Kg)U

S$/k

g

42

Figura 8.3. Tendencia del costo total de salmones en función del peso. Como podemos ver la figura 8.3. el costos de los salmones tiene una tendencia decreciente en la medida que estos aumentan su talla pero luego de un cierto peso y dependiendo de que tan eficientes hallan sido en su conversión inicial, el costo comienza a incrementarse, en el Salmón del Atlántico este incremento de costo se encuentra aproximadamente entre los 3.0 y 3.6 Kg, en la trucha esto se da aproximadamente a los 2.5 Kg. y en el Salmón Coho también es aproximadamente a los 2.5 Kg. Es importante tener en cuenta que esto es una media referencial y que las tallas de menor costo podrían variar por diversas razones tales como: mas altas Mortalidades a mayores a tallas, Factores de conversión muy altos Al hacer un análisis del costo de producción para definir cual será la talla de cosecha optima no se puede dejar de lado cual será el mix de cosecha y el precio de venta de los productos que se exportarán, de tal manera de maximizar la utilidad, es así como el Salmón del Atlántico es cosechado preferentemente sobre 4.5 Kg. en el caso de producir filetes y no a la talla en la cual presenta el menor costo de producción. 8.2. Modelación del crecimiento de salmones Uno de los primeros pasos que se debería dar para poder hacer planes de producción en el cultivo del salmón es entender el crecimiento de estos y como se puede modelar para predecir un resultado determinado con cierta exactitud. 8.2.1. Indices de crecimiento

a) SGR (Specific Growth Rate): Tasa especifica o instantánea de crecimiento y que corresponde al porcentaje diario de crecimiento y se explica de la siguiente forma:

Donde: Ln= Logaritmo natural (neperiano) Wf= Peso final Wo= Peso inicial tf – to = ∆T = Periodo de tiempo en días

0.00.51.01.52.02.53.03.54.04.5

0 5 10 15 20

Wo

Wf

∆ t of

of

ttwwsgr

wsgrdtdw

−−

=

×=

lnln

0.01.02.03.04.05.06.07.08.09.0

10.0

0.00 1.00 2.00 3.00 4.00 5.00

peso (Kg)

US$/

kg

43

Otra forma de calcular el SGR es considerando todos los eventos a los que se sometió un grupo de peces y para ello se puede aplicar un balance de masa: Donde: Bf= Biomasa final Bh= Biomasa de Cosecha BL= Biomasa Perdida o Muerta Bout= Biomasa transferida Bo= Biomasa Inicial Bin= Biomasa Ingresada (Smolts) t= periodo de tiempo en días

b) TGC o GF3 (Thermic Growth Rate o Growth Factor 3): Este fue un modelo descrito por Iwama y Tautz en 1981, con la idea de producir un modelo de crecimiento simple para salmones y a la vez que considerara el efecto de la temperatura como un parámetro importante dentro de la predicción.

Donde: GF3= Factor de Crecimiento 3 Wf = es el peso final al tiempo t Wo= peso inicial T= Temperatura media (ºC) tf – to = ∆T = Periodo de tiempo en días

Este modelo además asume que W0.33 es lineal en función del tiempo y que la pendiente resultante entre ambos es lineal con la temperatura (T/1,000).

c) Biomasa Producida por Smolt (Bsmolt): Este más que un índice de crecimiento

corresponde a un índice productivo acumulativo, ya que nos indica cuantos kilos de peces se produjeron por cada smolt ingresado, la Bsmolt es altamente dependiente del peso medio de cosecha y de la mortalidad.

Tabla 8.3. Valores referenciales de Bsmolt para cada especie de salmonideo. Especie Bsmolt

Salmo salar 3.80 – 4.50 Oncorhynchus mykiss 2.30 – 2.60 Oncorhynchus kisutch 2.30 – 2.60

d) Modelo de crecimiento multivariado: para producir un modelo de crecimiento que sea

representativo y que haga una estimación lo más exacta posible de lo que podríamos esperar de los peces, es muy importante identificar aquellos factores que explican significativamente y en mayor cuantía la variabilidad, en este caso el crecimiento. Tomando un grupo de dato de Salmón del Atlántico (n = 7,291) correspondientes a valores medios de jaulas individuales recopilados entre el año 2002 y 2003 que fueron alimentados con la misma dieta (dieta de energía media 38/33) se pueden hacer algunos análisis:

)t(t1,000

T GF3ww of0.330.33

f o−×

×+=

)(Nº Ingresados SmoltsB (Kg) Cosecha

Bsmolt f0+

= ∑t

t

BBBBBBLn

SGRino

outLhf

++++

=

44

Figura 8.1. Indices de correlación para el SGR en función de diferentes variables.

La tasa de crecimiento o SGR también puede ser corregida por temperatura considerando lo siguiente: Figura 8.2. Se ha descrito que los salmonideos tienden a incrementar su tasa de crecimiento en función de la temperatura, dada su condición de animales poiquilotermos, y esto comienza desde 1ºC en adelante, en el caso del Salmón del Atlántico el 100% de la expresión del SGR se consigue alrededor de los 13ºC, sobre esta temperatura no se logrará mayor crecimiento y sobre los 18ºC ya sería una condición totalmente desfavorable. Basados en esto introduciremos un nuevo índice de crecimiento que servirá para corregir el SGR según la temperatura y lo llamaremos “m”: Ahora dejando m f{LnW, Fecha} obtenemos un índice de correlación multivariado de 0.629 que es equivalente al mejor valor mostrado en la figura 8.1 y además es estadísticamente significativa sobre un 95%. La razón de incluir la variable fecha en el modelo es para considerar el efecto del fotoperiodo el cual influye de manera importante en el crecimiento de los salmones. Para seguir con nuestro análisis diremos lo siguiente: Donde: m= SGR corregido por temperatura A= Intercepto de la recta B= Pendiente de la recta Ln W= Logaritmo natural del peso medio de los peces Con lo cual determinaremos una ecuación para cada mes del año:

0.00 0.20 0.40 0.60 0.80

sgr{T}

sgr{W}

sgr{W,T}

sgr{LnW,T}

sgr{LnW,T,Fecha}

Indice de Correlación (R2)

0

20

40

60

80

100

120

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20

TºC

% c

umpl

imie

nto

SGR

)1º( −=

TSGRm

LnWBAm ×+=

45

Tabla 8.4. Resumen de resultados del análisis de los datos Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic

Hr Luz 14.93 14.28 13.08 11.69 10.36 9.35 9.05 9.64 10.80 12.19 13.57 14.64 ∆ Hr Luz 0.29 -0.65 -1.20 -1.39 -1.33 -1.01 -0.30 0.59 1.17 1.39 1.38 1.08

TºC 13.03 12.98 11.58 10.95 10.48 10.48 10.33 10.19 10.32 10.79 11.34 11.81 n 587 580 577 550 569 580 593 623 639 668 669 656

W medio 1,970 2,146 2,169 2,186 2,127 2,207 2,190 2,237 2,241 2,255 2,199 2,169 W min 85 96 105 111 59 70 65 64 56 58 58 77 W Max 15,123 15,669 13,709 14,734 11,501 12,299 12,852 13,282 13,614 13,866 14,062 14,447

A 0.003032 0.003259 0.003408 0.003489 0.003477 0.002972 0.002411 0.002183 0.002231 0.002267 0.002604 0.002955 B -0.00033 -0.00034 -0.00035 -0.00037 -0.00037 -0.00030 -0.00024 -0.00021 -0.00022 -0.00023 -0.00027 -0.00032 R2 0.738 0.769 0.742 0.757 0.751 0.719 0.687 0.726 0.756 0.758 0.752 0.844

EE(+/-) 0.000322 0.000254 0.000238 0.000213 0.000247 0.002054 0.000253 0.000216 0.000212 0.000241 0.00029 0.00029 Ahora si se relaciona el intercepto de la ecuación (A) y la pendiente (B) con respecto a la fecha obtenemos lo siguiente:

Figura 8.3. Tendencia de de los parámetros de la ecuación en función de la fecha. Como podemos en la figura 8.3 A y B, los parámetros de la ecuación siguen una tendencia similar a la del fotoperiodo y además de manera continua, por lo tanto esto es modelable. Es así como podemos obtener una ecuación para cada mes, la cual alimentada del peso de los peces nos entregará un valor de m, que al ser multiplicado por la temperatura menos 1ºC tendremos el SGR.

Figura 8.4. Modelo de crecimiento multivariado para salmón del Atlántico y valor de m para peces de 2.0 Kg en los diferentes meses del año según las ecuaciones obtenidas para cada mes.

0.0000

0.0010

0.0020

0.0030

0.0040

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

mes(A)

A [g

pez

/día

/ºC]

-0.0004

-0.0003

-0.0002

-0.0001

0.00000 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

mes(B)

B [1

/día

/ºC]

0.00000.00020.00040.00060.0008

Ene

Feb

Mar

Abr

May

Jun

Jul

Ago

Sep

Oct

Nov

Dic

46

Figura 8.5. Tendencia del crecimiento para Salmón del Atlántico (2.0 Kg.) en función del fotoperiodo expresado como diferencial de horas luz entre un mes y otro. Como podemos apreciar en la figura 8.4 y 8.5 el Salmón del Atlántico crece menos cuando el fotoperiodo se incrementa, es decir a una misma talla podríamos tener tasas de crecimiento menores entre Junio y Diciembre en nuestro hemisferio, este efecto podría tener una explicación dada la baja maduración que presenta esta especie durante su primer año en el mar ya que generalmente los peces cuando no maduran retardan su crecimiento en cambio si hacemos este mismo tipo de análisis en peces de igual talla pero Truchas nos encontramos con que la tasa de crecimiento se incrementa cuando el fotoperiodo crece (Figura 8.6). Figura 8.6. Tendencia del crecimiento para Trucha (2.0 Kg.) en función del fotoperiodo expresado como diferencial de horas luz entre un mes y otro. 8.2.2. Indice de Conversión o Factor de Conversión (FC) Este es el índice más evaluado en un cultivo de peces, ya que es el que tiene directa relación con el factor de costo más importante que es el alimento, en general este es un indicador que depende en gran medida de la dieta que se esta utilizando y es posible de calcular de manera indirecta conociendo el requerimiento de energía de los peces y el aporte de energía digestible de la dieta en cuestión, pero existen otras variables que complican su determinación y que son: Control de la entrega de alimento, estado sanitario de los peces, condiciones ambientales, etapa de desarrollo de los peces etc.

R2 = 0.890.00000.00010.00020.00030.00040.00050.00060.00070.0008

-2 -1 0 1 2

∆ Fotoperiodo [hs/luz]

m [g

pez

/día

/ºC]

R2 = 0.900.0000

0.0002

0.0004

0.0006

0.0008

0.0010

-2 -1 0 1 2

∆ Fotoperiodo [hs/luz]

m [g

r/día

/ºC]

47

a) Factor de Conversión Biológico (FCb): Corresponde al calculo de la eficiencia de la

utilización del alimento respecto de la biomasa producida incluyendo la masa correspondiente a mortalidad y para cualquier momento se define como sigue: Donde: Bh= Biomasa Cosechada Bf= Biomasa final (al termino de un ciclo es 0) BL= Biomasa perdida o muerta Bo= Biomasa Inicial (al termino de un ciclo es 0) Bin= Biomasa ingresada o de Smolts Este índice también puede ser modelado de alguna forma que nos sirva para tener una referencia en nuestras predicciones, es importante mencionar que es un índice que esta sujeto a muchos factores variabilidad (tipo de dieta, estado sanitario de los peces, edad, talla, condiciones ambientales, etc.) por lo cual utilizaremos la opción que nos de un mejor ajuste a la realidad histórica. La mejor relación se da considerando el FCb en función del inverso multiplicativo de la tasa de crecimiento es decir: Al aplicar esta relación se puede explicar el 68% de la variabilidad del SGR y la función queda de la siguiente forma:

Figura 8.7. Tendencia de la conversión (FCb) en función de la tasa de crecimiento.

(Kg) )BBBB(B(Kg) Consumido AlimentoFC

inoLfhb −−++

=

SGR1 FCb f

0

2

4

6

8

10

12

14

0.00% 1.00% 2.00% 3.00% 4.00% 5.00% 6.00%

SGR

FCb

FCb (real) FCb (pred)

FCb = 0.704 + 0.0032 (1/SGR)R2= 0.679

48

b) Factor de Conversión Económico (FCe): Corresponde al calculo de la eficiencia de la

utilización del alimento respecto de la biomasa producida pero excluyendo la masa correspondiente a mortalidad, este es un indicador mas bien de tipo financiero y para cualquier momento se define como sigue:

Al momento de comparar valores de conversión entre diferentes empresas es muy importante conocer cual es la base de calculo de tal manera que los valores presentados sean comparables, es así como hay algunas empresas que la biomasa de cosecha es recalculada devolviendo la perdida de sangre y ayuno (+/- 7%), la recomendación en este punto es que si se habla de FCe se utilice el valor de la biomasa cosechada que ingreso a planta sin ningún tipo de ajuste ya que esta es la producción real y cuando se hable de FCb se consideren todos los ajustes ya que para evaluar la alimentación de los peces es necesario llevarlos a un escenario real para evitar subestimaciones del alimento.

c) Porcentaje de Peso Corporal (PC): Corresponde a la expresión de la cantidad de

alimento por pez entregado por día, en función del peso de los peces.

Este índice también se puede calcular multiplicando el FCb de un periodo por SGR del mismo periodo

Tarea 3: Completar la siguiente tabla y calcular los índices productivos tales como: FCb, FCe (mensuales y acumulados), Bsmolt, %PC, % Mortalidad (mensual y acumulada), SGR, GF3 (mensual y acumulado), etc.

Fecha TºC Ingresos Peso

Ingreso (g)

Nº Inicial

Mortalidad Nº

(+/-) Nº

Cosecha Nº

Peso Cosecha

(g) Nº Final

Peso Inicial

(g)

Peso Final (gr)

Alimento (Kg)

Mar 2001 12.0 146,389 160 0 4,336 0 162 9,675 Abr 2001 13.5 760 162 235 13,075 May 2001 12.0 468 235 310 16,425 Jun 2001 11.5 541 310 406 15,750 Jul 2001 10.0 21,651 406 560 20,475 Ago 2001 10.0 2,269 560 707 28,350 Sep 2001 10.5 674 707 896 30,475 Oct 2001 11.0 2,151 896 1,071 37,825 Nov 2001 11.0 900 1,071 1,410 47,475 Dic 2001 11.5 444 1,410 1,667 51,025 Ene 2002 12.0 510 1,667 2,112 60,500 Feb 2002 12.0 302 2,112 2,648 74,100 Mar 2002 11.2 254 2,648 3,347 92,000 Abr 2002 11.0 336 3,347 4,278 106,450 May 2002 11.0 481 4,278 5,040 114,275 Jun 2002 10.2 558 7,629 95,452 4,929 5,040 5,060 43,650 Jul 2002 10.1 0 3,094 25,025 4,760 5,060 0 0

(Kg) )BBB(B(Kg) Consumido AlimentoFC

inofhb −−+

=

100(gr) Medio Peso

ía(gr)/pez/d entregado Alimento %PC ×=

49

8.2.3. Estrategia de alimentación de Salmones y su control 8.2.3.1. Cantidad de alimento En el pasado lo normal era tener prácticamente una persona por jaula para entregar la cantidad de alimento requerida por los peces, la alimentación era durante todo el día prácticamente sin descanso, además se hacían mezclas de calibres para llegar con alimento a todos los peces de la población, a medida que la industria fue creciendo se hizo mas necesario optimizar esta etapa del proceso productivo y por lo tanto se comenzó a investigar el comportamiento de los peces durante la alimentación. Uno de los estudios que tuvo gran significancia para lo que hoy hacemos fue el realizado por Clive Talbot en donde se explica muy bien como se podría evaluar la ración de alimentación. Figura 8.7. Grafico que relaciona la eficiencia de alimentación (FCb) con el crecimiento (SGR) y con la entrega de alimento (%PC) En la figura 8.7 se esquematiza como funciona la alimentación para un salmón de un peso especifico y se puede ver que a medida que se incrementa la cantidad de alimento (%PC) la tasa de crecimiento (SGR) va aumentando hasta llegar a un nivel máximo de crecimiento y de allí en adelante, por mas alimento que se de los peces, no crecerán mas, la conversión (FCb) por otra parte a medida que aumenta la cantidad de alimento comienza a disminuir hasta llegar a un mínimo optimo, para luego, comenzar a aumentar. Una conclusión importante que se obtiene de esta figura es que es recomendable estar siempre al lado derecho de la curva (sobrealimentación moderada), ya que, la sub alimentación tiende a aumentar la conversión de manera mas acelerada lo que implica ser menos eficiente y aumenta los costos de producción, por lo tanto siempre será recomendable alimentar a saciedad pero con un muy buen sistema de control. 8.2.3.2. Velocidad de entrega del Alimento, raciones y tamaño de partícula. Este es un punto importante al momento de tener que entregar grandes cantidades de alimento teniendo solo el periodo de horas luz para hacerlo y contando con alimentadores, ya sean operarios o equipos limitados, es por esto que revisaremos formas de avaluar las velocidades de entrega del alimento

a) Kg alimento / Tonelada de pez / min.= este índice que es ampliamente utilizado en la industria permite definir un valor de velocidad fácil de entender por todas las personas que entregan el alimento, pero, no nos entrega una aproximación real de la velocidad a la que los peces están recibiendo el alimento y además se puede tener un mismo valor de de este índice para dos calibres distintos de alimento pero, para los peces, la cantidad de partículas disponibles, será totalmente distinta. Este índice, se utiliza con valores estándar prefijados, según el estudio de Talbot.

50

Figura 8.8. Tasas iniciales de alimentación recomendadas en Salmón del Atlántico en relación a la talla de los peces y a la temperatura del agua. b) Tasa Especifica de Alimentación - TEA (Pellet / Pez / min. PPM): este indicador es

mejor que el anterior, ya que nos muestra la realidad a la que los peces se enfrentan, en cuanto, a la cantidad de partículas disponibles para ser capturadas por ellos, el inconveniente que tiene, es que, es necesario saber cuantas partículas de alimento existen por unidad de masa para cada calibre pero, lo interesante de este indicador, es que es posible de ser modelado.

Este indicador nació de estudios realizados en Marine Harvest Chile (MHC) cuando la alimentación era manual y con Paletas de alimentación. Se define como sigue:

Figura 8.9. Coeficientes de determinación (R2) simples de las relaciones TEA–Frecuencia de Palas, TEA–Densidad, TEA-Pellet y múltiple de la relación TEA–Frecuencia Palas/Densidad, la ecuación antes descrita explica más del 90% de la variabilidad de la velocidad de alimentación.

0.5 0.3

0.4 0.2

Pez1

minPala

(Kg) Alimento(Pellet) Particulas

Pala(Kg) Alimento TEA ×××=

0% 20% 40% 60% 80% 100%

Frec/Den/palas

Frec/Den

Frec palas

Densidad

Pellet

15

10

5 100 2500 5000

Peso Promedio, g

Tem

pera

tura

, °C

Kg. Alimento / Toneladas Pez / minuto

51

Figura 8.10. En los gráficos podemos ver entregas de alimento a diferentes velocidades o TEA y el tiempo que los peces se mantienen comiendo o Tiempo Critico (tc). Al evaluar la velocidad a la que los peces son capaces de comer nos permite modelar este proceso para así optimizar el tiempo de alimentación, ya que esto, tiene beneficios en términos de utilización de equipos y mano de obra. Permitiendo además, mayor cantidad de tiempo para que los peces vacíen sus estómagos, lo cual, no sucede cuando la cantidad de raciones en el día son muchas o cuando terminan muy tarde.

Figura 8.11. Modelo para determinar velocidad (TEA) y tiempo critico de alimentación para la ración 1 y la ración 2 en Salmón del Atlántico. En la actualidad se utilizan nuevos sistemas de alimentación en el mercado de alimentadores, sin embargo, la utilización de la TEA como medida estándar. Basados en esta información más la experiencia de terreno hoy en día, y que considera el uso de cámaras submarinas para la alimentación de una jaula, el tiempo de una ración debería ser de entre 15 y 30 minutos hasta lograr saciedad, manejando el nivel de la TEA, relacionado al comportamiento de los peces. Un ejemplo se observa en la figura 8.10.

0

1

2

3

4

5

6

7

8 TE

I (pell

et/pe

z/min)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 Tiempo (min)

TEI TEAAD_J1

(29/Sep/97), 12:45 PM

Densidad: 11.7

Peso medio: 2,51

Número peces: 676

Alimento 8 mm

0

1

2

3

4

5

6

7

8

TEI (p

ellet/

pez/m

in)

0 2 4 6 8 10 12 14 16 Tiempo (min)

TEI TEA

BD_J9

(29/Sep/97), 10:30 AM

Densidad: 5.7

Peso medio: 2,65

Número peces: 332

Alimento 8 mm

0 2 4 6 8

10 12 14 16 18 20

tc (m

in)

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 TEA o TEI{RC} (pell./pez/min)

Modelo Experimental

Ración 1

0 2 4 6 8

10 12 14 16 18 20

tc (m

in)

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 TEA o TEI{RC} (pell./pez/min)

Modelo Experimental

Ración 2

52

Figura 8.12. Curva de velocidad de alimentación ideal. Se comienza a una velocidad alta de entrega de alimento; al obtener la primera señal de para o al determinar el cambio de comportamiento de los peces, se reduce la velocidad hasta la siguiente señal, en donde se termina la alimentación.

c) Cantidad de Raciones durante el día: este siempre es un tema de debate en producción de peces y por lo general todos tienen razón, el punto importante aquí es no perder de vista que cualquier proceso siempre debe tender a su óptimo económico y productivo, por lo tanto, debemos lograr igual o mejor resultado con el menor uso de recursos. En el pasado las raciones de alimentación eran interminables, a velocidades muy bajas y varias en el día (sobre 2), pero hoy en día, a través de conocer un poco más el comportamiento de los peces, podemos tomar varias decisiones en este proceso como por ejemplo: Alimentar una vez al día, no alimentar los domingos, e incluso en algunos casos, alimentar día por medio. Cualquier decisión que se tome es importante que esté apoyada de un buen análisis previo, ya que los peces pueden acostumbrarse a diferentes condiciones siempre y cuando estas sean constantes en el tiempo. Como sugerencia podemos decir que es optimo hacer que las raciones de alimentación tiendan a ser una sola al día en función de la talla de los peces (sobre 1.0 Kg. una vez al día), se ha descrito en varios estudios que los salmones tienden a comer entre el 80% y 90% de la cantidad de alimento requerido en una sola ración y en la mañana (ver figura 8.11.), además, la población de salmones presente en una jaula no come todos los días, generalmente es día por medio.

Figura 8.13. Consumo relativo de alimento durante el día en Salmón del Atlántico a lo largo de un ciclo de producción y su horario (Blyth et al. 1999).

53

1.0

1.5

2.0

2.5

3.0

4 6 8 10 12

Pellet Size (mm)

Labo

ur (H

ours

Man

)

0.0

0.5

1.0

1.5

2.0

SGR

(%)

HH sgr

d) Variedad de Calibres o tamaño optimo de pellets: en este tema es donde más paradigmas existen en cuanto a como debe hacerse y, por lo general, las estrategias suelen ser muy diversas, aunque para el salmón el tema es muy claro ya que siempre tiende a comer el Pellet mas grande posible, estudios en esta área han demostrado que, si se ofrece a una población de peces de igual talla, diferente variedad de tamaños de pellet, siempre escogerán en mayor proporción el más grande (ver figura 8.12.), generalmente se tiende a pensar que si un salmonero adelanta calibres de manera mas acelerada los peces tienden a dispersarse en cuanto a su talla, pero esto no se ha podido probar en ningún estudio realizado en este tema. Por último, otros resultados, en cuanto al tamaño de pellet optimo, muestran que en algunos casos los peces que comieron pellet más grande crecieron más, así como también, otro resultados muestran que no hubo diferencia significativas en cuanto al crecimiento pero si en cuanto a la utilización de mano de obra para alimentar a los peces (ver figura 8.13.).

La recomendación para este punto es que a los peces se les debe dar el tamaño de partícula más grande posible (que sean capaces de comer) y jamás hacer mezclas de calibres en una misma alimentación; el calibre se debe cambiar de una vez.

Figura 8.14. Resultados de dos experiencias que muestran el porcentaje de alimento no consumido por Salmón del Atlántico con una oferta variada de calibres.

Figura 8.13. Resultados de un ensayo en donde se alimento una población de peces marcados con pit tag, con diferentes tamaños de partículas de alimento, se comparo su crecimiento y las horas hombre requeridas para entregar la misma cantidad de alimento.

54

Tabla 8.5. Cantidad de partículas por kilo de alimento para diferentes marcas de alimento. EWOS ALITEC BIOMAR

Tipo Pellet/Kg Tipo Pellet/Kg Tipo Pellet/Kg Transfer 100 26,900 Additiva 3 mm 30,500 Classic 100 15,753 Transfer 250 7,200 Additiva 5mm 7,400 Classic 250 4,508 Omega 600 3,600 Additiva 7mm 3,500 Classic 800 1,477

Omega 1500 1,600 Additiva 9mm 1,580 Classic 1500 1,225 Omega 2500 1,100 Additiva 11m 1,000 Classic 2000 570 Omega 3500 950 Classic 2500 549

Tarea 4: utilizar datos de la Tarea 3 y calcular el tiempo requerido para alimentar a los peces por día, considerando 2 raciones diarias (1ª ración 80% del alimento y 2ª ración 20%), utilizar dos velocidades de entrega o TEA: la primera velocidad de 2.5 pellet/pez/min y la segunda 1 Pellet pez minuto, además teniendo en cuenta que los peces se encuentran distribuidos en 6 jaulas, que solamente dispone del periodo del día con luz solar para saciar a las jaulas y que cuenta con cañones de aire para hacer la entrega del alimento (60 Kg/min) ¿Cuantos sistemas de alimentación o cañones necesitará?, Nota: utilice su criterio en cuanto al calibre de alimento a utilizar.

e) Sistemas de control de la alimentación: Dado que el alimento es el ítem más importante en el costo de los salmones es muy importante poder controlar su uso de una manera efectiva, es por esto que para cubrir esta necesidad que ha nacido una industria asociada, con buenas ideas.

Tabla 8.6. Distribución de equipos utilizados para la alimentación de salmones en Chile (Fuente, Asociación de Productores de salmón y trucha)

Sistema de Alimentación Distribución %

Jaulas Cubiertas

Nº Paletas 15.9 1,508 Cañones de Aire 42.9 4,071 Individual Semi-Automático 0.8 75 Centralizado Semi-Automático 28.6 2,714 Centralizado Automático 8.7 829 Individual Automático 3.2 302 Total 100.0 9,500

Figura 8.15. Entrega de alimento de manera manual ayudado por una paleta de alimentación, control de la alimentación visual en la superficie. Con este sistema, se podía perder hasta un 20% del alimento y solo se podían alimentar aproximadamente de 1,500 a 2,000 Kg/Persona/día.

55

Figura 8.16. Uno de los primeros sistemas de control de la alimentación fueron los conos junto con una bomba de aire o “Air Lift” con el cual se cubre cada jaula de manera individual.

Figura 8.17. Sistema de control con cámaras submarinas mas un carro con monitor.

Figura 8.18. Derecha: Sistema de control de alimentación “Doppler”; Izquierda: Jaula con su manguera de distribución de alimento y su cámara área de control de superficie.

Figura 8.19. Pontón de alimentación semi automático con bodega de almace-namiento para 160 toneladas y habita-bilidad de 70 m2.

56

Figura 8.20. Hoy en día existe desarrollo de equipos de control de alimentación que trabajan bajo el concepto de reconocimiento de imágenes.

También hay algunos desarrollos que están utilizando redes neurales para definir la alimentación de los peces lo que indica que el futuro de esta área será muy prometedor. 8.3. Nutrición y Pigmentación de Salmones 8.3.1. Componentes principales de la dieta de salmones

a) Proteína: la proteína es necesaria en la dieta para proveer aminoácidos esenciales y nitrógeno para la síntesis de aminoácidos no esenciales. La proteína incorpora alrededor de 23 aminoácidos en el tejido del cuerpo de los salmones y de ellos, 10 aminoácidos deben estar siempre en la dieta, ya que el salmón no puede sintetizarlos. Los aminoácidos son necesarios para mantención, crecimiento, reproducción y formación de tejidos. una gran proporción de los aminoácidos consumidos por los peces son catabolizados para energía y los peces están muy bien adaptados para utilizar el exceso de proteína de esta forma. El catabolismo de proteína lidera la excreción de amonio. La proteína es el componente mas importante de la dieta de peces porque el consumo de proteína generalmente determina el crecimiento, tiene un alto costo por unidad y se requieren altos niveles por unidad de alimento. La deficiencia de proteína en las dietas produce: retardo en el crecimiento, afecta la resistencia a las enfermedades, reduce el mecanismo de respuesta inmune, deficiencia de triptofano produce peces escoleoticos, con curvaturas en la espina, deficiencia de metionina produce cataratas. Las dietas de salmones generalmente contienen entre 35% – 45% de Proteína Digestible (PD), o 40 – 50% de Proteína Cruda, sin embargo, lo aminoácidos o proteína deben ser suministrados en relación a la Energía Digestible (ED). La relación recomendada de energía para las dietas de salmones es 20 – 26 g PD/MJ ED (92 -102 g de proteína por Mcal). El aumentar estas proporciones puede aumentar la excreción de amonio; el requerimiento de oxigeno disuelto también aumenta por que la eficiencia con la que la energía es utilizada decrece.

57

Tabla 8.7. Requerimiento de aminoácidos esenciales para Salmonideos (g / 100 g proteína) Aminoácidos

Salmonideos

Arginina (Arg) 4.2 Histidina (His) 1.6 Isoleusina (Iso) 2.0 Leucina (Leu) 3.6 Lysina (Lys) 4.8 Threonine (Thr) 2.0 Tryptophan (Trp) 0.6 Valina (Val) 2.2 Methionina (Met) + Cysteina (Cys) 2.4 Phenylalanine (Phe) + Tyrosina (Tyr) 5.3

Tabla 8.8. Composición de aminoácidos de recursos proteicos comunes (g / 100 g proteína).

PC Met (+Cys) Lys Trp Thr Iso His Val Leu Arg Phe

(+Tyr)

Requerimiento 1.7 (2.4) 4.8 0.6 2.0 2.0 1.6 2.2 3.6 4.2 2.7

(5.3) Harina de Pescado 68 3.1 7.9 1.1 4.0 4.2 8.8 7.9 7.1 8.3 3.6 Harina de Soya 48 1.6 6.7 1.3 4.2 5.5 2.7 5.7 8.0 8.0 5.7 Gluten de Maíz 60 3.2 1.7 0.5 3.3 3.8 2.0 4.5 15.7 3.2 6.3 Harina de Sangre 85 1.2 6.3 1.2 4.5 0.9 3.6 6.1 12.2 2.8 6.0 Harina de Sangre y Huesos 50 1.2 4.9 0.4 4.0 3.8 3.3 5.3 5.7 6.0 4.0 Harina de Sub Productos de Pollo 65 1.7 5.9 0.9 4.0 2.9 2.2 4.8 5.7 7.5 2.5 Harina de Plumas 85 0.7 1.2 0.5 3.3 3.1 0.3 5.4 9.2 4.6 3.1

b) Lípidos: Los lípidos juegan varios roles importantes para los peces, tales como: suministro de energía (rápida), formación de estructura, precursor de varias sustancias reactivas, etc. En el cuerpo de los salmones los lípidos pueden ser encontrados como triglicéridos, fosfolípidos y algunas veces como esteroles. Los triglicéridos están compuestos de una molécula de glicerol a la cual se adhieren tres ácidos grasos, los fosfolípidos también están compuestos de una molécula de glicerol pero solo con dos ácidos grasos y en vez de un tercer ácido graso se adhiere una ácido fosfórico mas otro tipo de molécula (colina, inositol, etc.). Los esteroles están conformados de una molécula de ácido graso y una cadena larga de alcohol y son comunes como deposito de lípidos en ciertas especies de zooplancton. El rol principal de de los triglicéridos es para almacenar lípidos (ácidos grasos). Los fosfolípidos son responsables de la estructura de las membranas celulares (lípidos de bi - capa). Los ácidos grasos son los principales componentes activos de los lípidos dietarios. Los peces no son capaces de sintetizar ácidos grasos insaturados en la posición n-3 y n-6 y estos son esenciales para muchas de sus funciones. Estos dos tipos de ácidos grasos son, por lo tanto, esenciales para los salmones y deben ser suministrados en la dieta. La deficiencia en ácidos grasos esenciales generalmente resulta en, una reducción del crecimiento y en un sin numero de otros signos de deficiencia incluyendo perdida de pigmentación, erosión de aletas, miopatias cardiacas, infiltración de grasa en el hígado, y “síndrome de shock” (perdida de conciencia por unos pocos segundos seguido por un estrés agudo). Los Salmonideos requieren alrededor de 0.5 a 1% de ácidos grasos poli-insaturados n-3 (EPA (20:5 n-3) y DHA (22:6 n-3)) en su dieta. Esta cantidad generalmente es muy fácilmente cubierta por ingredientes de origen marino, como harina de pescado y aceite de pescado. El perfil lipídico de los salmones silvestres de cultivo tiene directa relación con su dieta, como podemos apreciar en la tabla 8.9.

58

Tabla 8.9. Relación entre los Acidos Grasos del aceite del jurel y de la grasa muscular del salmón cultivado en Chile (Fuente CECTA – USACH).

Acidos Grasos Aceite de Jurel Salmón del Atlántico

C14:0 4.3 4.17 ± 0.56 C15:0 0.3 0.45 ± 0.06 C16:0 17.4 15.71 ± 1.47 C16:1 ω7 5.6 6.11 ± 0.75 C17:0 0.6 0.82 ± 0.05 C18:0 3.5 4.36 ± 0.43 C18:1 ω9 16.0 17.90 ± 1.29 C18:1 ω7 2.6 3.31 ± 0.36 C19:0 0.2 0.70 ± 0.07 C18:2 ω6 2.9 5.04 ± 0.49 C20:0 0.4 0.61 ± 0.30 C18:3 ω3 + ω6 1.7 1.93 ± 0.24 C20:0 0.9 1.05 ± 0.09 C20:1 1.8 0.29 ± 0.05 C22:0 1.2 0.96 ± 0.08 C20:4 ω6 + ω3 0.8 0.92 ± 0.05 C22:1 ω11 0.8 0.96 ± 0.09 C20:5 ω3 9.9 6.61 ± 0.64 C22:5 ω3 2.1 4.77 ± 0.46 C22:6 ω3 20.6 17.61 ± 2.76 EPA / DHA 0.48 0.38

c) Carbohidratos: lo carbohidratos representan una muy grande variedad de moléculas. El carbohidrato mas comúnmente encontrado en el alimento para peces es el almidón, un polímero de glucosa. Los salmones y muchos otros peces tienen poca capacidad para utilizar carbohidratos. Almidón crudo en grano y otros productos de plantas generalmente son pobremente digeridos por los peces. Al cocinar el almidón durante el peletizado o extrusión, generalmente mejora su digestibilidad para los peces. Sin embargo, aunque el almidón sea digestible los peces podrán utilizar una muy pequeña parte de manera efectiva. Los carbohidratos representan una parte pequeña de las fuentes de energía para los peces. Ciertas cantidades de almidón u otros carbohidratos (e.g. lactosa, hemicelulosa) son necesarias para lograr las características físicas apropiadas del alimento.

d) Vitaminas: las vitaminas son generalmente definidas como compuestos orgánicos

esenciales de la dietas, son requeridas solo en pequeñas cantidades, cumplen un rol catalítico pero no u rol estructural mayor. Existen 4 vitaminas liposolubles y 11 hidrosolubles que han demostrado ser esenciales para los peces. El requerimiento es generalmente medido en peces jóvenes de rápido crecimiento. Sin embargo, su requerimiento final también depende de la presencia de otras nutrientes, tamaño del pez, y condiciones medioambientales (estrés). El nivel recomendado y las señales de deficiencia las mostraremos mas adelante. Muchos síntomas de deficiencia de vitaminas son no específicas. Suele ser tedioso y caro hacer análisis de vitaminas en las dietas. Por lo tanto, los diagnósticos de avitaminosis pueden dañar la salud de los peces, y finalmente terminar en algunas enfermedades o deformaciones. Signos de deficiencia nutricional usualmente se desarrollan gradualmente, nunca espontáneamente. Sin embargo, los salmonicultores pueden obtener pistas de deficiencias indirectamente a través de bajos consumos de alimento, bajos crecimientos y malas conversiones.

59

Tabla 8.10. Requerimiento de vitaminas en las dietas de salmonideos Vitamina Requerimiento

Base Recomendado

Vitaminas liposolubles Vitamina A, IU/kg 2,500 Vitamina D, IU/kg 2,400 Vitamina E, IU/kg 50 300 Vitamina K, mg/kg 1 10 Vitaminas hidrosolubles, mg/kg Riboflavina 4 Acido Pantotenico 20 Niacina 10 Vitamina B12 0.01 0.02 Biotina 0.15 1.5 Acido Folico 1.0 6 - 10 Tiamina 1 Vitamina B6 3 Vitamina C 50 120 - 500 Vitamina-like compounds, mg/kg Colina 1,000 myo-Inositol 300 400

Tabla 8.11. Síntomas de deficiencia de alguno nutrientes

Deficiency Sign Nutrient

Anemia Folic Acid, Inositol, Niacin, Pyrodoxine, Rancid Fat, Riboflavin, Vitamin B12, Vitamin C, Vitamin E, Vitamin K

Anorexia Biotin, Folic Acid, Inositol, Niacin, Pantothenic Acid, Pyrodoxine, Riboflavin, Thiamin, Vitamin A, Vitamin B12, Vitamin C

Acites Vitamin A, Vitamin C, Vitamin E Ataxia Pyrodoxine, Pantothenic acid, Riboflavin Atrophy of Gills Pantothenic Acid Atrophy of Muscle Biotin, Thiamin Caclinosis : renal Magnesium Cartilage abnormality Vitamin C, Tryptophan Cataracts Methionine, Riboflavin, Thiamin, Zinc Ceroid liver Rancid Fat, Vitamin E Cloudy lens Methionine, Riboflavin, Zinc Clubbed gills Pantothenic Acid Clotting blood: slow Vitamin K Colouration: dark skin Biotin, Folic Acid, Pyrodoxine Riboflavin Convulsions Biotin, Pyrodoxine, Thiamin Discolouration of skin Fatty Acids, Thiamin Deformations: bone Phosphorous Deformations: lens Vitamin A Degeneration of gills Biotin Dermatitis Pantothenic Acid Diathesis, exudative Selenium Distended stomach Inositol Distended swimbladder Pantothenic Acid Dystrophy, muscular Selenium, Vitamin E

60

Tabla 8.11. Continuación

Deficiency Sign Nutrient Edema Niacin, Pyrodoxine, Thiamin, Vitamin A, Vitamin E Epicarditis Vitamin E Equilibrium loss Pyrodoxine, Thiamin Erosion of fin Fatty Acids, Riboflavin, Vitamin A, Zinc Exophthalmos Pyrodoxine, Vitamin A, Vitamin C, Vitamin E Exudated gills Pantothenic Acid Fatty liver Biotin, Choline, Fatty Acids, Inositol, Vitamin E Feed efficiency: poor Biotin, Calcium, Choline, Energy, Fat, Folic Acid, Inositol,

Niacin, Protein, Riboflavin Fragility: erythrocytes Biotin, Vitamin B12, Vitamin E Fragility: fin Folic Acid Fragmentation of erythrocytes Biotin, Vitamin B12, Vitamin E Gasping, rapad Pyrodoxine Goitre Iodine

Growth, poor Biotin, Calcium, Choline, Energy, Fat, Folic Acid, Inositol, Niacin, Pantothenic Acid, Protein, Pyrodoxine, Riboflavin, Thiamin, Vitamin A, Vitamin B12, Vitamin C, Vitamin E

Hematocrit, reduced Iron, Vitamin C, Vitamin E Hemoglobin, low Iron, Vitamin B12, Vitamin C Hemorrhage: eye Riboflavin, Vitamin A Hemorrhage: gill Vitamin C Hemorrhage: kidney Choline, Vitamin A, Vitamin C Hemorrhage: liver Vitamin C Hemorrhage: skin Niacin, Pantothenic Acid, Riboflavin, Vitamin A, Vitamin C Irritability Fatty Acids, Pyrodoxin, Thiamin Lesion: colon Biotin, Niacin Lesion: eye Methionine, Riboflavin, Vitamin A, Vitamin C, Zinc Lesion: skin Biotin, Inositol, Niacin, Pantothenic Acid Lethargy Folic Acid, Niacin, Pantothenic acid, Thiamin Lipoid liver Fatty Acids, Rancid fat Lordosis Vitamin C Myopathy, cardiac Essential Fatty Acids Necrosis : liver Pantothenic Acid Nerve disorder Pyrodoxine, Thiamin Pale liver (glycogen accumulation) High Digestible Carbohydrate, Biotin Photophobia Niacin, Riboflavin Pinhead Starvation Pigmentation, iris Riboflavin Prostration Pantothenic Acid, Vitamin C Rigor mortis, rapid Pyrodoxine Scoliosis Phosphorus, Tryptophan, Vitamin C, Vitamin D Shock syndrome Essential Fatty Acids Slime, blue Biotin, Pyrodoxine Spasm, muscle Niacin Swimming, erratic Pyrodoxine Swimming, upside down Pantothenic Acid Tetany, white muscle Niacin, Vitamin D Vascularization, cornea Riboflavin

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e) Minerales: estos son generalmente elemento inorgánicos (hoy en día cada vez se utilizan mas minerales orgánicos debido a su mejor bio disponibilidad) que requieren los peces para varias funciones metabólicas y osmoregulación. Los peces obtienen minerales de su dieta pero también del medio. Muchos minerales son requeridos in cantidades traza y generalmente están presentes en suficiente cantidad en el agua circundante y el pez los puede absorber a través de las branquias. En agua dulce, generalmente existe suficiente concentración de calcio, sodio, potasio y cloro para que el pez lo pueda absorber y así cubrir sus requerimientos. El total de las necesidades de otros minerales deben ser cubiertos a través de la dieta. Los minerales dietarios juegan varios roles. Generalmente tienen una función estructural (formación de huesos) o catalítica (métalo enzimas). Los minerales requeridos por lo peces incluido el calcio, fósforo, sodio, potasio, magnesio, hierro, cobre, zinc, cobalto, selenio, yodo y fluor. Los niveles recomendados de los minerales en la dieta se muestran en la siguiente tabla. Generalmente la deficiencia de minerales reduce el crecimiento, eficiencia de conversión y deformación esquelética.

Tabla 8.12. Requerimiento de minerales en la dieta de salmones

Minerales Requerimiento (mg/kg alimento)*

Calcio (Ca) 10,000 Cloro (Cl) 9,000 Potasio (K) 7,000 Sodio (Na) 6,000 Fosforo (P) 6,000 Magnesio (Mg) 500 Hierro (Fe) 60 Zinc (Zn) 30 Manganeso (Mn) 13 Cobre (Cu) 3 Yodo (I) 1.1 Selenio (Se) 0.3

* Este requerimiento es en ausencia de minerales en el agua

f) Estimaciones de la digestibilidad aparente para Salmonideos: los peces tiene diferentes capacidades digestivas comparados con los animales terrestres, y muchos tipos de alimento, particularmente los cereales y sus sub productos que contienen altos niveles de almidón y fibra, son muy poco digestibles por peces carnívoros. La digestión aparente de proteína de buena calidad para los peces suele ser muy alta. Sin embargo varios factores pueden afectar esta digestibilidad. El tipo de técnica de secado usada durante el proceso es un factor muy importante, una buena demostración de esto se puede ver en la harina de sangre, La proteína digestible de la harina de sangre secada a la llama es de mas baja digestibilidad que la secada con un sistema spray, el mismo fenómeno puede ocurrir con la harina de pescado. La tabla 8.13. muestra los coeficientes de digestibilidad aparente para ingredientes comúnmente usados en alimento para peces (Cho et al, 1982).

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Tabla 8.13. Coeficientes de digestibilidad aparente medidos en trucha.

Coeficientes de Digestibilidad Aparente (%) Ingredientes Materia

Seca Proteína

Cruda Lípido Energía Harina de Alfalfa 39 87 71 43 Harina de Sangre

ring-dried 87 85 - 86 spray-dried 91 96 - 92 flame-dried 55 16 - 50

Levadura de cerveza seca 76 91 - 77 Maíz Amarillo 23 95 - 39 Alimento de Gluten de Maiz 23 92 29 Harina de Gluten de Maiz 80 96 - 83 Destilado seco de maiz soluble 46 85 71 51 Harina de Plumas 77 77 - 77 Harina de pescado, herring 85 92 97 91 Harina de huesos y carne 70 85 - 80 Harina de subproductos de pollo 76 89 - 82 Harina semilla de Raps 35 77 - 45 Soya cocida, full-fat. 78 96 94 85 Harina de Soya, pelada 74 96 - 75 Trigo mediano 35 92 - 46 Suero deshidratado 97 96 - 94 Concentrado de proteína de peces 90 95 - 94 Concentrado de proteína de soya 77 97 - 84

g) Calidad de los ingredientes: La calidad de los ingredientes utilizados y una buen manejo

de estos durante la fabricación del alimento son condiciones muy importantes que deben cumplirse para asegurar la calidad nutricional final del alimento. En este punto son dos los elementos que deben ser controlados mayormente la harina de pescado y el aceite, esto no quiere decir que los otros componentes de la dieta no tienen sus estándares de calidad si no que simplemente nos enfocaremos en estos dos que son los más importantes.

Tabla 8.14. Estándares de calidad para la harina de pescado utilizada en dietas de salmones.

Compuesto Nivel Proteina Cruda (%N x 6.25) > 68% Lipidos < 10% Ceniza, total < 13% Sal (NaCl) < 3% Humedad < 10% Amonio-N < 0.2% Antioxidantes (forma liquida spray) < 200 PPM Coeficiente de Digestibilidad Aparente (CDA) en materia seca > 85% CDA Proteína cruda > 90% Tamaño de partícula < 0.25 mm Procesado al vapor

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Tabla 8.15. Estándar de calidad para lípidos y aceites en la dieta final de salmones.

Parámetros Niveles Aceites Valor de Yodo Valor reportado Valor de Peroxido < 5 meq/kg Valor de Anisidina < 10 Pesticidas, total < 0.4 PPM PCB's < 0.6 PPM Nitrógeno < 1% Humedad < 1% Antioxidante (forma liquida)* < 500 PPM sin refuerzo vitamínico Olor limpio Lípido en el producto final Valor de Yodo > 135 n-3 acidos grasos poli-insaturados > 15%

h) Tendencia de las dietas para salmones: Debido a las tendencias mundiales en cuanto a producción de harina de pescado y aceites, las que están comenzando a ser una limitante, cada vez se hace mas necesario crear nuevas formulas para nutrir a los peces, para lo cual se ha desarrollado una gran cantidad de investigación en cuanto a reemplazos y por lo cual las dietas han tenido cambios importantes en la última década. Cada vez se ha ido aumentando el nivel de inclusión de componentes vegetales como: soya, gluten de maíz, trigo, lupino y ahora último se están haciendo estudios con algunas variedades de arvejas, en términos nutricionales los reemplazos de proteína proveniente de harina de pescado son importantes ya que se debe cumplir con el pool de aminoácidos necesarios para el crecimiento de los salmones y en esto no se puede fallar. Por otra parte en cuanto al reemplazo del aceite se ha visto que no es problema reemplazar una gran proporción de este, y sin ocasionar problemas a los salmones en su desarrollo general ni en su calidad como producto, el problema es más bien de tipo comercial ya que este cambio produce una modificación importante en el perfil lipídico de los peces reduciendo la proporción de omega 3, el cual tiene muchos beneficios para la salud humana.

Tabla 8.16. Evolución de las dietas a lo largo del tiempo.

AÑO 1989 prensado

1995 extruido

2000 extruido

2002 extruido

2004 extruido

2010 extruido

Proteína /Lípido 50/18 46/26 43/27 38/33 36/35 34/37 Harina Pescado 75% 60% 50% 40% 25-35% 15-20% Harina Soya 0% 0% 5% 10% 15% 20% Trigo y subproductos 10% 15% 15% 10% 10% 10% Gluten maíz, lupino 0% 0% 0% 10% 15% 15-20% Aceite de Pescado 10% 20% 22% 20% 20% 7% Aceite vegetales 0% 0% 0% 8% 10% 25%

Siendo la modificación más importante la reducción del volumen de incorporación de harina de pescado en el futuro cada vez mas será necesario adicionar aminoácidos libres para suplementar el déficit que pudiera haber o que las plantas no sean capaces de entregar.

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8.3.2. Pigmentación de salmones Uno de las características mas reconocida de los salmonideos es su capacidad para retener pigmentos y en particular carotenoides, en la naturaleza los salmones obtienen su característico color al comer crustáceos los que poseen este pigmento en su caparazón, en cultivo intensivo los pigmentos deben ser suministrados a través de la dieta. El pigmento mas utilizado en cultivo de salmones es la Astaxantina la cual es especifica para estas especies, es decir tienen receptores para este pigmento en la musculatura en donde se fija, también se ha utilizado la Cantaxantina como pigmento pero en menor cantidad y hoy en día prácticamente no se utiliza debido a que esta prohibida para algunos mercados además que su nivel de retención es mucho menor. Nos concentraremos en la Astaxantina la cual es la que hoy se utiliza mayormente en la producción de salmones en todo el mundo. Los carotenoides tienen una distribución casi universal en la materia viva: desde bacterias y algas hasta plantas altamente desarrolladas, y desde organismos unicelulares (protozoos) hasta mamíferos, se estima que la síntesis de carotenoides en la naturaleza ocurre a un tasa de 3 toneladas por segundo, ahora la síntesis de novo solo se produce en algunos microorganismos, hongos, levaduras, algas y plantas superiores por lo tanto los animales incluyendo a lo peces, dependen en su totalidad de la ingesta de este pigmento. La pigmentación en salmonideos es un proceso natural que ocurre gracias a que son capaces de fijar de manera específica Astaxantina en su carne, pero esto no quiere decir que no se puedan encontrar otros carotenoides en estos peces (González, 1995). La Astaxantina es importante para los salmónidos ya que presenta características antioxidantes, además es necesario para el crecimiento, sobrevida, calidad de ovas y desarrollo embrionario, salud e inmunidad y como precursor de vitamina A (Almendras, et al; 2000). Por otra parte el pigmento corresponde a un 30% del costo del alimento de salmones y este alimento a su vez es un 65% del costo de producción, por lo tanto cualquier ahorro que se pueda hacer ya sea de manera directa a través del costo del pigmento o a través de una mayor eficiencia en su retención y expresión de color, tendría un efecto directo en reducción de costos (Rodger Miranda, Experiencia personal). También existen algunos estudios que indican que la Astaxantina produce beneficios para la salud humana como un potente antioxidante y como un protector de enfermedades cardiovasculares (Maher, 2000 y otros).

a) Estructura química de la Astaxantina y otros Carotenoides: Debido a que los carotenos derivan la vitamina A1 (retinol) el cual corresponde al grupo de los terpenos (di terpeno), también pueden ser llamados como tetra terpenos b-caroteno, además como podemos ver en la figura su estructura química es muy similar entre unos y otros carotenoides.

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Figura 8.21. Estructura química de la Astaxantina y otros carotenoides. b) Mecanismo de Pigmentación de Salmones: En la naturaleza los pigmentos siguen una ruta trófica bien definida que va desde las algas pasando por crustáceos hasta llegar a los peces (Figura 8.22). Figura 8.22. Origen de los pigmentos y cadena de depósito en los salmones silvestres (Almendras, et al; 2000).

Pez Dorado Carpa Roja

Carpa Dorada Salmón Trucha

Sea Bream Rojo

Algas verdes – azules Plantas verdes

Luteína β – Caroteno Zeaxantina

β- Caroteno

Equinenona

Cantaxantina

Astaxantina

(Animal) Crustáceos

Luteína Zeaxantina

Astaxantina Astaxantina

Consumo

Peces

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Como veremos mas adelante los carotenoides que son absorbidos tienen los siguientes destinos:

o Hígado, a través de un metabolismo oxidativo. ( Bilis) o Piel, a través de un metabolismo reductivo (Vitamina A) para luego ir a deposición. o Músculo o Ovarios

De todos los destinos señalados, interesa comercialmente el músculo. En este aspecto se señala (Henmi, Javier González F. Productos Roche Ltda. Santiago de Chile) la capacidad de enlazar el Carotenoide con la proteína Actinomiosina, molécula que es vehículo esencial de este tipo de moléculas pigmentantes. De esta manera se infiere la gran capacidad de afinidad de la Astaxantina por sobre otros carotenoides. Tabla 8.23. Afinidad de la unión intramuscular de la Astaxantina y Cantaxantina (Henmi et al, 1990).

Carotenoide - Actinomiosina Proteína Actinomiosina (mg / g)

Astaxantina 0.78 Astaxantina Monoester 0.20 Astaxantina – Diéster 0.00 Cantaxantina 0.49 Zeaxantina 0.47 Equinenona 0.33 ß-Caroteno 0.09

La Astaxantina se concentra cerca de un 75% en la musculatura de los salmones y la mayor parte de lo restante se concentra en los ovarios y en el suero sanguíneo (Schiedt, et al; 1987), siguiendo la ruta metabólica que se muestra en la Figura 8.24. Los pigmentos en los salmones una vez ingeridos, son absorbidos por el intestino y transportados a través de la sangre unido a lipo - proteínas de alta densidad hacia el reto de los tejidos, pero el mecanismo de absorción en el tracto gastrointestinal y el mecanismo de transferencia desde músculo hacia la piel y las gónadas vía suero, no es conocido.

Figura 8.24. Metabolismo de los Carotenoides después de la ingestión (Torrisen et al. 1989; Hardi et al. 1989) Por otra parte la esterificación de la molécula entorpece su capacidad de afinidad. La eficiencia en Pigmentación (PER%) señalada en la misma referencia, muestra esta tendencia.

Carotenoide Dietario

Carotenoide

Deposito en músculo

Carotenoide no digerido

Hígado (metabolismo oxidativo)

Piel

Deposición

Ovarios Durante la madurez sexual

Metabolismo reductivo Vitamina A

Bilis

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La retención de carotenoides (Choubert et al, 1989) en salmones tiene un máximo, como era de esperarse si está condicionado además por la presencia de proteína Actinomiosina. Este nivel de saturación es para la Astaxantina de 25 mg/kg-filete y de 50mg/kg-filete para la Cantaxantina. Suponemos que debe existir una competencia natural de estos carotenoides por la proteína. En general la resistencia a la migración desde el músculo es más alta en la Astaxantina.

Torrisen no observó sinergismo en la combinación de Astaxantina y Cantaxantina (Torrisen et al, 1986) y esto es más o menos lógico de esperar, si pensamos que ellos inducen la formación de la proteína-vehículo.

La razón de este comportamiento diferente en cuanto a afinidades de distintos carotenoides se explica, para el caso de la Astaxantina, en que esta forma dos uniones de hidrógeno por cada anillo beta ionona en un bolsillo hidrofobico en la superficie de la molécula de actinomiosina. En cambio, la cantaxantina forma solo una unión de hidrógeno con la proteína. Las uniones de ambos carotenoides son hidrofóbicas débiles.

Figura 8.25. Esquema general del complejo Astaxantina – Actomiosina (Henmi et al, 1989; fide González, 1995). Los factores fisiológicos que afectan la absorción de pigmento o retención son: a. Talla del Pez: aparentemente a edad muy temprana (<150 g) la capacidad de los peces

para pigmentar es baja y a medida que crece la retención tiende a aumentar pero a medida que su tasa de crecimiento comienza a reducirse también lo hace la capacidad de retener pigmento.

b. Maduración Sexual: Cuando comienza el proceso de maduración en salmones el

pigmento comienza a ser movilizado desde el músculo hacia la piel y los ovarios. c. Factores Genéticos: se reportado por varios autores (Storebakken, L´horente) que existe

una gran variabilidad en la pigmentación de salmones de diferentes cepas, de hecho esta es una característica altamente mejorable a través de programas genéticos.

d. Factores de estrés: También cuando los peces son sometidos a estrés mas allá de la

capacidad de respuesta que tienen, pueden afectar su capacidad de pigmentación, este estrés puede ser producto de manejos inadecuados, presencia de depredadores, estado sanitario o salud (Rodger Miranda, experiencia personal).

O

O

HO

OH

Actomiosina

Actomiosina

Lugar enlace hidrofobico

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Ahora, analizamos lo que sucede con la diversidad de Astaxantina, relativo a su esquema metabolizable, luego de haberla comparado con otros carotenoides. Estudios de acumulación de Isomeros Geométricos de Astaxantina ALL-E, 9Z y 13Z y 3 y 3´RS Isómeros Ópticos en Trucha Arco Iris, mostraron una fuerte selectividad de retención en distintos órganos que fue independiente de la tendencia geométrica u óptica. (Marianne Osterlie, Bjorn Bjerkenng and Synnove Liaaen-Jensen. HIST, Institute of Food Science and Technology, N-7004 Trondheim, Norway. American Society for Nutritional Sciences. 1998). Para ilustrar la forma de identificación de este tipo de compuestos, es que se han anexado Cromatogramas HPLC de los diferentes tipos de pigmentos que hoy se ofertan en Chile, siendo una verdadera primicia el Florafil (ver anexo). Es de esta manera como podemos encontrar que, referido al salmón, este es un excelente seleccionador natural de estos compuestos. De la referencia señalada precedentemente es posible inferir que: ALL-E-AX (3R, 3´S) se retiene porcentualmente sobre 47% en forma muy homogénea en Músculo, Sangre, Hígado, Intestino, Piel y sólo un 36% en el riñón. (3R, 3'R) se retiene porcentualmente sobre 24% en músculo, sangre, hígado, intestino. Solo entre 15-19% en Piel y riñón. (3S, 3’S) se retiene un 49% en el Riñón. 35% en la Piel, aproximadamente un 24 % en músculo, sangre, hígado e intestino. Esta es la forma específica del pigmento de Algas, caso del NATUROSE. En este caso, de acuerdo a Catálogo del producto por empresa KEMIFAR, deberíamos encontrarlo muy específicamente en el riñón, muy bajo en músculo. El Catálogo Kemifar Informe de Progreso n°3 de Octubre de 1999, cita una publicación de Storebakken en el año 1984 que fue imposible ubicar, y que señala la ventaja de esta especificidad. Claramente lo que se persigue es la retención en músculo, y en dicho caso lo que se pretendería es tener especificidad sobre el isómero geométrico 3R, 3’S que concentra principalmente en el músculo (Ver estructuras Figura 8.19). d) Requerimientos de Astaxantina por parte de los salmones y su función.

- Funciones Antioxidantes: La gran cantidad de enlaces dobles conjugados presentes en

la estructura de los carotenoides, los hacen susceptibles al ataque de radicales libres y peróxidos. La actividad antioxidante in vitro comparativa de diferentes carotenoides y alfa – tocoferol (vitamina E) pueden ser observados en la tabla 8.24. De acuerdo a este estudio, la actividad antioxidante de la Astaxantina es mucho mayor que otros carotenoides, incluyendo Cantaxantina y es cerca de 15 veces mayor que alfa – tocoferol (Miki, 1991).

Tabla 8.24. Ensayo In vitro usando el método TBA (Miki, 1991).

Compuesto ED50 (nM) Astaxantina 200 Zeaxantina 400

Cantaxantina 450 Luteína 700

Tunaxantina 780 β – Caroteno 960 α - Tocoferol 2940

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- Calidad de las ovas y desarrollo embrionario: esta área muestra información contradictoria respecto de algunos estudios realizados (Longinova, 1977; Watanabe et al., 1984; Clark, 1985), pero el hecho que los salmonideos acumulen Astaxantina a lo largo de su vida, y luego en el periodo de maduración esta se movilice hacia los ovarios, para depositarse en las ovas quiere decir que existe un propósito, en este sentido es que Bird y Savage (1990) han propuesto algunas teorías para explicar el rol que cumplirían los carotenoides en este proceso:

i. Funciones Antioxidantes: Los carotenoides disminuyen la oxidación lipídica y

formación de peróxidos en los ovarios.

ii. Funciones Respiratorias: se piensa que los carotenoides pueden mejorar la utilización de oxigeno cuando existe baja tensión de este en el medio.

iii. Funciones Protectoras: Los carotenoides tendrían un rol protector contra sustancias tóxicas, tales como amonio y otros sub – productos de desecho.

iv. Sistema secundario de transporte de electrones: Los carotenoides pueden jugar un rol importante en reacciones de óxido – reducción.

- Crecimiento y sobrevida: Torrisen y Christiansen (1994) demostraron que la

suplementación con Astaxantina mejora significativamente el crecimiento y la sobrevida de alevines de salmón del atlántico cuando estos comienzan a alimentarse.

- Salud e Inmunidad: Los carotenoides pueden producir una mejora en el sistema inmune específico y principalmente no especifico de los peces, la Astaxantina tiene un potencial para mejorar la salud de los peces en acuicultura, mejorando su función hepática y aumentando el nivel de capacidad defensiva contra el estrés oxidativo (Roche, 2000).

- Precursor de vitamina A: existen diversos estudios en donde se ha demostrado que la Astaxantina así como otros pigmentos son precursores de vitamina A (retinol) y A2 (dehidroretinol) y que esto funciona de manera muy similar en todas las especies de salmonideos, pero existe una tendencia a que este proceso pueda ser más eficiente en peces pequeños (alevines).

Cada especie de salmón tiene diferente capacidad de retención de Astaxantina y además esto varia a lo largo de la vida del pez así como también es dependiente de la cantidad de pigmento en su dieta: Tabla 8.25. Contenido de pigmento muscular según especie de salmón (Torrisen, et al; 1989 y *Experiencia personal)

Especie mg / kg Salmón del Atlántico (Salmo salar) 3 – 11 Trucha Arco iris (Oncorhynchus mykiss) 20 – 24* Salmón Coho (Oncorhynchus kisutch) 9 – 21 Sockeye (Oncorhynchus nerka) 26 – 37 Chum (Oncorhynchus keta) 3 – 8 Pink (Oncorhynchus gorbuscha) 4 – 6 Chinook (Oncorhynchus tschawytscha) 8 – 9

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Por otra parte los carotenoides pueden ser encontrados en diferentes tejidos en los salmones siendo la musculatura, los ovarios y el suero sanguíneo los lugares de mayor ocurrencia. Tabla 8.26. Distribución de pigmentos en el salmón según el tipo de tejidos (Torrisen, et al; 1989).

Músculo Piel Ovarios Hígado Riñón Suero 3-Epiluteina X 3-Epiluteina – Ester X Astaxantina – di Ester XXX Astaxantina – Monoester X X Astaxantina – free XXXXX X XXXXX X X XXXXX Cantaxantina XXXXX XXX XXXXX XXXXX Ciantixantina X X Diatoxantina X X Doradexantina X X Luteína XX Luteína – Ester XXX XX Zeaxantina X X X Zeaxantina – Ester XX X Zeaxantina – 5, 6 – epoxide X Cryptoxantina X Equino nona X b – Caroteno X Deepoxineoxantina X Adonirubin X Asteroidenone X

También es posible encontrar diferentes tipos de carotenoides en los salmonideos pero estos tienen una estabilidad menor que la Astaxantina y también su ocurrencia varia entre las diferentes especies de salmones. La Astaxantina tiene una presencia sobre un 79% respecto de otros pigmentos en los salmones. Tabla 8.27. Distribución de Carotenoides encontrados en diferentes especies de salmones (Putman; 1991)

Carotenoide Salmón Chum

Salmón Sockey

Salmón Coho

Salmón Pink

Salmón Masou

Cantaxantina 0.4 --- 0.3 0.4 Trazas Zeaxantina 3.1 0.2 2.3 4.8 10.3 Diatoxina 3.1 --- Trazas 3.8 5.5 Cintiaxantina 1.4 --- Trazas 2.4 2.6 Astaxantina 88.0 99.8 95.7 82.1 79.2 Doradexantina 4.0 --- 1.7 6.5 2.5

La retención relativa de pigmento tiene su máxima expresión con concentraciones de 40 ppm en el alimento, este valor, bajo ciertas estrategias de pigmentación es conocido como el valor de mantención.

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Figura 8.26. Retención relativa de pigmento en función de la cantidad de Astaxantina en la dieta (González, 1995) e) Tipos de pigmentos comerciales: Durante muchos años en la industria del salmón se

utilizo la Astaxantina sintética como pigmento principal, pero en los últimos años los pigmentos naturales han ido ganando espacio y con muy buenos resultados.

- Pigmento sintético: Fortaleza: Una industria desarrollada que ha sido suficiente para

suministrar pigmentos a un área tan explosiva como la acuicultura. Mercados desarrollados, inversiones recuperadas. Debilidad: Los pigmentos emergentes naturales, con connotación orgánica y mejor expresión de color han ido capturando el mercado que por varios años estuvo cautivo. Ensayos sobre re-cristalización de Astaxantina en aceite-agua, hábitos de crecimiento de cristales y baja de expresión de color por mermas en la superficie expuesta, han sido fenómenos observados y no han existido falta de esfuerzos por evitarlos, caso de pigmentos sintéticos derivados de vitamina A. (Conversación personal Johnny Blanc con Dra. Erika Phiffer, Sales Mannager División Carotenoides, BASF, Ludwing Schaven, Alemania, 1999). Procesos de aglomeración de particulado en los procesos de cristalización en los reactores de carotenos sintéticos disminuyen en aproximadamente un 5-10% la disponibilidad de dichos pigmentantes. Los reactores producen masas de recirculación (rework) en cada oportunidad que los equipos se detienen y se enfrían. Esas masas no disuelven sus bases o matrices excipientes sobre los que se inyecta la Astaxantina pura (Observación personal Johnny Blanc en Planta Carotenos Hoffmann-la Roche (Basel, Suiza, 1999). Caso BASF la base excipiente es Sílica Amorfa y caso Roche es Almidón. Ninguno tiene una digestibilidad tan alta como una base excipiente soluble. En los últimos años se han elaborado matrices que resuelven este problema, pero no han resuelto completamente la re-cristalización.

- Levaduras: Las levaduras incorporan una no menor cantidad de proteína y lípido que favorece su asimilación en el tracto digestivo de los peces. Se visualiza como un área de desarrollo importante para dar satisfacción a la demanda de pigmento de origen natural. Tiene una gran disponibilidad y superficie específica. Hoy existe solo un tipo de levadura utilizada industrialmente para producir Astaxantina y su nombre es Phaffia rhodosyma, esta levadura tiene la capacidad de fermentar azucares y sintetizar Carotenoides, presentan gran variabilidad en cuanto a la concentración de pigmentos, pueden contener 500 mg de Carotenoides en materia seca, del cual, entre un 40 y 95% es Astaxantina, hoy en día se esta trabajando con cepas genéticamente seleccionadas y se esta consiguiendo obtener resultados en términos cualitativos y cuantitativos equivalentes a los de la Astaxantina artificial.

R2 = 0,94-60-40-20

0204060

0 20 40 60 80 100

ppm Astax antina AlimentoRe

tenc

ión re

lativa

de

Pigm

ent

72

A continuación se pueden ver resultados de un ensayo que se realizo en un ciclo de producción industrial en Salmón del Atlántico, para comparar pigmento natural con artificial. Tabla 8.28. Antecedentes generales del ensayo y sus resultados

Natural Artificial Peso inicial (g) 376.2 363.4 Peso Final (g) 4562.2 4408.4 Sgr (%/día) 0.63 0.62 FCR 1.62 1.47 Mortalidad (%) 11.2 11.2 Pigmento muscular (mg/kg) 5.70 (1.2) 5.56 (0.7) Color (ColorfanTM) 26.8 25.6 Retención pigmento (%) 5.72 5.23 Pigmento Filete congelado 0 días 6.3 5.1 Pigmento Filete congelado 180 días 6.1 5.1 Color Filete congelado 0 días 26.8 25.6 Color Filete congelado 180 días 25.1 24.3

Tabla 8.29. En la tabla podemos ver la estrategia de pigmentación utilizada durante el ensayo, esta consistió en comenzar con niveles altos de pigmento en la dieta y se fue reduciendo en forma paulatina hasta llegar a un nivel de mantención.

Figura 8.27. Resultados del ensayo en cuanto a retención de pigmento muscular (derecha) y expresión de color (izquierda).

Peso (g) Pigmento Ax (ppm)

70-200 80 150-500 80 400-1400 80

1200-2300 60 2000-3000 60

>3000 40

Retención de Pigmento

4.0

4.5

5.0

5.5

6.0

6.5

Control Natural

Ast

atha

ntin

in fi

sh (p

pm)

Expresión de Color

23.0

23.524.0

24.5

25.0

25.526.0

26.5

27.0

Control Natural

Roc

he S

cale

(fan

)

73

Figura 8.28. Resultado de la evaluación de la pérdida de color después de 180 días de congelación. En general todo los estudios realizados para evaluar el comportamiento de los pigmentos naturales muestran resultados similares en los que no se ven diferencias significativas en cuanto a la retención de pigmento, pero en cuanto a la expresión de color, existe una tendencia a que los pigmentos naturales muestren un mejor color final. f) Estimación de la retención de pigmento: la retención de pigmento consiste en

determinar que cantidad de pigmento es retenido por los peces en función de la cantidad de pigmento entregado en la dieta.

Donde: R= Porcentaje de retención de pigmento Cf= Concentración final en el músculo (ppm) Ci= Concentración Inicial en el músculo (ppm) Calimento= Concentración de pigmento en el alimento (ppm)

p

ifif

CFn)C-(C)W-(W100RC

××××

=

Donde: RC= Retención de Pigmento Wf= Peso Final (Kg) Wi= Peso Inicial (Kg)

Cf= Concentración final en el músculo (ppm) Ci= Concentración Inicial en el músculo (ppm)

n= Número de peces F= Cantidad de alimento entregado Cp= Concentración de pigmento en el alimento (ppm)

Perdida de pigmento despues de 180 dias de congelamiento

0.0%

2.0%

4.0%

6.0%

8.0%

Control Natural

Perd

ida

de P

igm

ento

100 C

)C - (C Ralimento

if ×=

74

g) Capacidad de producción de alimento para salmones en Chile: Hoy en día la solmonicultura cuenta con una industria de producción de alimento que es capaz de abastecer más allá de los requerimientos actuales, lo cual es positivo ya que permite poder negociar con una buena ventaja por parte del productor, la capacidad ociosa estimada oscila entre el 30 y el 40%, pero estas cifras se irán modificando rápidamente debido al crecimiento que esta presentando la industria.

Tabla 8.30. Capacidad de producción de alimento por compañía productora en Chile (Fuente Libro “La Auicultura en Chile”).

Compañía Tipo de Alimento

Capacidad Ton / año

Skretting Chile Extruido 380,000 Ewos Chile Extruido 360,000 Biomar Chile Extruido 105,000 Alitec Extruido 130,000 Prensado Salmofood Extruido 140,000 Salmones Antartica Extruido 35,000 Cultivos Marinos Chiloe Extruido 60,000 Total 1,210,000

9. COSECHA Y CALIDAD FINAL 9.1. Cosecha La cosecha corresponde a la última etapa del proceso de engorda y generalmente se suele subestimar su importancia dentro de este proceso, hoy en día se sabe que es muy importante realizar la cosecha de la mejor forma posible ya que si no se cuidan ciertos puntos críticos se puede perjudicar todo el trabajo anterior. - Lo primero que se debe tener en cuenta es tener muy claro cual es el objetivo general de

producción el cual podemos definir como sigue: “Entregar a planta de proceso, materia prima de la mejor calidad posible, al menor costo y que sea consistente en el tiempo”

- Después es muy importante contar con planes de cosecha claros y precisos sobre la cantidad

y peso de los peces requeridos, fechas de cosecha, etc. También es muy importante en este punto contar con un muy buen sistema de comunicaciones y con toda la infraestructura necesaria para realizar un buen trabajo.

- La decisión del método de matanza es algo que debe ser revisado con cuidado, ya que el

método más utilizado había sido el de asfixia por CO2 el que no mostró ser negativo hasta que se incremento el volumen de filete en la industria y comenzaron a aparecer problemas de calidad de carne como gaping (separación de la musculatura), estos problemas obligaron a realizar estudios los que demostraron que el mayor problema durante las cosechas eran problemas producidos por de estrés, como: Problemas de textura, gaping, Desangrado, Perdida de color visual y menor rendimiento.

75

- Factores que causan estrés en los peces son: Tabla 9.1. Factores de estrés en cosecha

Efectos Directos Efectos indirectos (potenciadotes) o Lances con muchos peces dentro o Falta de ayuno o Método de matanza no apropiada o Cadena de frio o Tiempo muertos durante la cosecha o Cosechas muy prolongadas con personas

cansadas o Presencia de depredadores o Cosechas nocturnas mal implementadas

o Mala planificación o Falta de control general o Poca o nula capacitación

- Los métodos de matanza mas recomendados y que bien aplicados han entregado buenos resultados son:

a) Matanza por noqueo y desangrado: este método consiste en golpear a los peces

en la cabeza, siendo más preciso en la zona que esta entre los ojos y la punta de la boca, con esto se logra que lo peces no gasten toda su energía, ya que es rápido y luego es seguido por el corte de branquias para que el pez terminé de morir por desangramiento, esto se puede realizar de manera manual utilizando un “palo” o ya con mayor sofisticación utilizando noqueadotes mecánicos o hidráulicos

Figura 9.1. Muestra una mesa de matanza con noqueadotes hidráulicos. b) Matanza por Shock Termico: este sistema consiste en poner los peces en una

solución fria ente – 3°C y – 5°C para producir en los peces un shock por el cual dejaran de moverse, esto es sumamente rápido (30 segundos, aproximadamente), por lo que es importante que los peces no permanezcan en esta solución por mas de 1 minuto ya que podrían morir y el efecto positivo se transformará en uno negativo, este sistema a demostrado ser muy bueno para la cosecha de las tres especies de salmones y la ventaja que presenta es que es muy rápido por lo cual permite manejar grandes volúmenes de peces en poco tiempo, una de las desventajas que presenta es que el requerimiento de hielo es importante y durante el verano suele ser una limitante, este sistema también es seguido por el corte de branquias para producir la muerte de los peces por desangramiento.

76

c) Matanza por sedación: este método también ha demostrado ser un buen sistema para manejar las cosechas de peces y consiste en utilizar algún tipo de tranquilizante natural como por ejemplo el AQUÍ’S (isoeugenol) con el cual se logra que los peces no gasten energía al agitarse durante la cosecha para luego hacer el corte de branquias, este método no se puede usar en la actualidad debido a que este producto aun no esta autorizado en los merados de destino de nuestra producción, además podría presentar problemas para las cosechas destinadas a Japón ya que el isoeugenol tiene un fuerte olor a “clavos de olor” lo cual podría ser objetado por los japoneses.

- Una vez muertos los peces no hay nada que podamos hacer para mejorar su

calidad por lo tanto debemos tomar todas las precauciones necesarias para que la calidad de los salmones se mantenga y no se deteriore mas, para ello es muy importante considerar lo siguiente:

a) Ayuno: Al no existir un ayuno adecuado aumenta la probabilidad de problemas de

calidad, ya que al haber alimento en el estomago de los peces en el momento de su muerte, el proceso de autolisis se hace mas rápido, además si sumamos a este efecto que los peces fueron estresados previo a la cosecha y la cadena de frío es mala, el resultado en la línea de filete será muy malo. Por otra parte los peces que no han comido en un periodo de tiempo, que puede ser de 6 u 8 días (dependiendo de la temperatura) tienden a reducir su metabolismo.

Figura 9.2. Modelo de perdida de peso del salmón del atlántico en función de los grados día, e importante tener en cuenta que la pérdida de peso de los peces también dependerá de otros factores como: edad, especie, estado de madurez y dieta.

Generalmente una de las razones por la cual se evita realizar un ayuno adecuado es por la perdida de biomasa que se tendrá la cual es de aproximadamente un 7% siendo 3 a 4% la perdida de sangre y la diferencia el ayuno propiamente tal, pero no se pude perder de vista que el no realizar el ayuno puede producir problemas de calidad final que tendrán un mayor costo final que el ayuno en si.

b) Cadena de frío: El cuidado de la temperatura desde que el pez es cosechado

hasta que llega al cliente se le conoce como cadena de frío y juega un papel muy importante en la calidad final de los salmones, aquí nos concentraremos en la temperatura desde la cosecha hasta la planta de proceso. Lo primero que debemos interiorizar es que el concepto correcto que se debería utilizar es el de velocidad de enfriado más que el de temperatura en algún punto del proceso, por lo tanto lo que debemos controlar es el factor “TT” o Tiempo y Temperatura. Generalmente cuando se cosechan peces y se utiliza hielo en escamas para una cosecha se agrega agua dentro del bin de cosecha de manera indiscriminada lo que hace que el hielo pierda su capacidad de enfriar a lo peces produciéndose un diferencial de temperatura entre la superficie del bin y el fondo como se puede ver en la figura 9.3.

0%

2%

4%

6%

8%

10%

0 200 400 600 800 1000

UT

perd

ida

de p

eso

Einen MHC Modelo

0%

2%

4%

6%

8%

10%

0 200 400 600 800 1000

UT

perd

ida

de p

eso

Einen MHC Modelo

77

Figura 9.3. Esquema general de temperatura de los peces dentro de un bin con exceso de agua. La situación mostrada en la figura 9.3. ocurre principalmente por que el hielo tiende a flotar lo que hace que los peces de la superficie estén más fríos que los del fondo, para evitar esto es importante utilizar la cantidad correcta de hielo en función de la masa de peces que se va a enfriar y una cantidad mínima de agua de tal manera que se pueda homogenizar la solución fría además es recomendable utilizar sal común (NaCl) para mejorar la capacidad del hielo para reducir la temperatura de los peces. Tabla 9.2. Receta para preparar una buena solución de enfriado Figura 9.4. Temperatura de los peces dentro de un bin con una mezcla adecuada de hielo y agua. La velocidad de enfriado esperada para una cosecha es al menos bajar a 0°C en 4 horas, si se logra en menos tiempo mejor, esto ayudará a que el rigor mortis de los peces no sea brusco al inicio y que se extienda por un periodo de tiempo mas prolongado, este tiempo debe ser muy bien coordinado con la planta de proceso ya que lo ideal es ingresar a planta antes del peak de rigor o saliendo de el.

Figura 9.5. Resultado de la evolución del rigor mortis (medido como ángulo de caída de la cola) en dos grupos de salmón del atlántico uno con una mala velocidad de enfriado y el otro con un súper enfriado, de 11°C a 0°C en una hora.

RECETA Bin 1000 L Peces 500 – 600 Kg. Sal (disuelta) 5 Kg. Hielo en Escamas 300 – 400 L Agua (max) 100 L

Temperatura esperada Solución - 5.0ºC Flo Ice 300 – 350 L cada 500 Kg. peces

-0.5 0.0 1.5

2.5

4.5 6.5

8.5

-1.5

-1.5 -1.0 -0.5

-0.5

-1.5 -0.5

-2.0

0

10

20

30

40

50

60

0 20 40 60 80 100

Tiempo (hrs)

Rig

or (a

ngul

o)

Enfriado Rápido Normal

78

Figura 9.6. Velocidades de enfriado de diferentes peces dentro del bin de cosecha, algunos con velocidades de enfriado adecuadas y otros no (nunca llegan a 0°C). Figura 9.7. Velocidades de enfriado adecuadas dentro de un bin, se aprecia una mayor homogeneidad entre los diferentes peces. El mal control de las velocidades de enfriado puede afectar el producto final de muchas formas pero el problema más recurrente es el aumento del gaping. Figura 9.8. Gaping encontrado en peces diferentes temperaturas.

0.00.51.01.52.02.53.03.5

0 1 2 3Temperatura (ºC)

Esc

ala

para

Gap

ing

(0 -

3)

79

Figura 9.9. Textura de dos grupos de peces, uno e mantuvo bajo 0°C y el otro sobre. Figura 9.10. Curva de resolución de rigor mortis y momentos adecuados para realizar proceso y sobre todo fileteo.

Para esta etapa del proceso así como para otras es muy importante realizar evaluaciones periódicas de toda la cadena y llevar registros de todos los parámetros que influyen en el resultado final para así poder hacer análisis periódicos del proceso para realizar acciones correctivas cuando corresponda y sobretodo hacer mejoramiento continuo de manera permanente. Un proceso bajo control debe cumplir con las siguientes características:

Limites bien definidos Una misión u objetivo claramente definido Identificar todas las partes interesadas Conocer las expectativas y necesidades de las partes interesadas, los riesgos Disponer de objetivos e indicadores Asignación adecuada de recursos Incorporar sistema de medida Identificar las interrelaciones con otros procesos Estar documentado y auditado

Textura / Tº Día_1

29

35

18

314047523830324360

24

27115119

10010561

9863

8094

102

66 62656889

R2 = 0.4465

00.5

11.5

22.5

33.5

44.5

-2 -1 0 1 2 3 4

ºCkg

/cm

2

R2 = 0.91

0

10

20

30

40

50

601 2 4 5 7 8 10 11 13 14 16 17 19 20 22 23 25 26

Horas

(Ang

ulo

Cai

da C

ola

º)

MáximoMínimoMedia

Momentos adecuados Inicio Proceso

80

9.2. Principales Problemas de Calidad de Salmones. Los problemas de calidad más recurrentes en las plantas de proceso son:

- Gaping - Color Bajo especificación - Hematomas - Melanosis - Heridas - Deformaciones

Algunos de estos problemas son posibles de controlar a través de una adecuado manejo durante la cosecha y controlando el factor Tiempo – Temperatura, pero hay otros que no son posibles de solucionar por esta vía o que incluso se desconoce el mecanismo que lo produce.

a) Gaping: Es uno de los problemas más recurrentes y consiste en una abertura de los tomos musculares o ruptura del filete, las razones para este problema suelen ser multifactoriales: la fuerza y duración del rigor mortis, tamaño de las fibras musculares, nivel de grasa en el filete, posiblemente lo mas importante la ubicación de la grasa en el músculo y el cambio de pH producto del estrés. También se asocia el gaping con peces jóvenes que han tenido un crecimiento sobre lo normal o que han sido alimentados con dietas de alta energía. Existen varias formas para reducir el gaping en los peces y estas son: Dietas terminales adecuadas (mas bajas en lípidos), manejo adecuado de las cosechas (bajo estrés), un muy buen control de la cadena de frío y el tiempo de espera entre la cosecha y el proceso (no más de 12 horas).

b) Color: Este es uno de los parámetros más relevantes en la producción de salmones ya

que peces con una pigmentación insuficiente no son aceptados en el mercado. Las razones para tener un bajo color son pueden ser más definidas: mala estrategia de pigmentación, insumos de las dietas muy oxidados, características genéticas de los peces, maduración, exceso de grasa muscular, estrés, tipo de pigmento y cantidad de fibras musculares.

Tabla 9.3. Colores exigidos por lo mercados para las diferentes especies

Especie Color Mercado Fan

Salmo salar 23 – 25 Oncorhynchus mykiss 31 – 33 Oncorhynchus kisutch 31 - 33

Figura 9.11. Colores patrón para la carne de salmón

c) Hematomas: Generalmente aparecen los hematomas cuando los peces han recibido algún golpe producto de un mal manejo y esto usualmente sucede durante la cosecha, esto se corrige con un buen plan de capacitación al personal de cosecha y equipos adecuados y en buen estado.

81

d) Melanosis: Este problema se ha visto incrementado últimamente y aparentemente tiene relación con una acumulación de melanina en una sección del músculo en donde hubo reparación de alguna herida interna, esta herida interna puede ser producto de una vacunación, alguna enfermedad que produjo daño en tejidos o algún golpe que produjo un hematoma y luego fue reparado, la mayor incidencia de este problema se ha visto asociado a peces que han sufrido SRS de manera muy aguda.

e) Heridas: Este problema no suele ser muy habitual pero generalmente es producido por

enfermedades que generan ulceras externas o por ataques de lobos marinos.

f) Deformaciones: Generalmente una parte muy pequeña de la población presenta deformaciones de diferentes tipos siendo las más habituales las correspondientes a la espina (lordosis o escoliosis) y muy poco habituales son las deformaciones mandibulares, esto puede asociarse a factores nutricionales, de incubación y genéticos.

9.3. Principales productos realizados con salmones Debido a que cada especie de salmón tiene mercados relativamente definidos lo que implica que también tendrá ciertos productos más específicos. El Salmón del Atlántico es destinado prácticamente en un 90% a filetes de diferentes tipos, de la Trucha se destina aproximadamente un 40% de su producción a filete y el Salmón Coho prácticamente el 100% es destinado a producto entero sin cabeza.

Figura 9.12. Salmón HG, Eviscerado, sin cabeza

Trim B Trim C Trim E

Figura 9.13. Diferentes presentaciones de filetes y su denominación, el “trimming” corresponde al tipo de corte y su nombre va de la letra A hacia adelante, mientras mas cortes mas letras.

82

Por último cada producto producido tiene un rendimiento determinado, este rendimiento es muy importante ya que para las plantas de proceso es un indicador de eficiencia y se determina de la siguiente forma.

(Kg) Requerida Prima Materia Volumen(Kg) realizado producto del VolumenR =

Tabla 9.4. Rendimientos esperados por tipo de producto y especie. Salar Trucha Coho min max min max min max HG 78.0 81.5 75.5 78.0 74.5 75.5 HON 90.0 92.5 87.5 90.0 --- --- Trim A --- 79.0 --- --- --- --- Trim C 60.5 62.5 55.5 58.0 52.0 54.0 Trim C (S/E) 60.0 62.0 53.0 56.0 --- --- Trim D 58.5 61.0 52.5 55.0 --- 50.0 Trim D (S/E) 57.5 60.0 --- --- --- --- Trim E 51.0 53.5 42.0 44.5 --- --- 10. ASPECTOS SANITARIOS GENERALES. La aparición de enfermedades en la industria tiene directa relación con el sostenido aumento de la producción de salmones cuyo volumen ha variado de 10 toneladas a inicios de los 90 hasta sobrepasar las 400 mil toneladas brutas durante el 2002. 10.1. Enfermedades Bacterianas. Durante los 90’s las principales patologías presentes en el cultivo del salmón eran la enfermedad bacteriana del riñón (BKD), que afectaba a las tres especies a lo largo de todo el ciclo productivo y luego apareció la septicemia Rickettsial del Salmón (SRS) que afecta principalmente la etapa de engorda. El BKD (Renibacterium salmoninarum) ha estado presente desde inicios del cultivo de salmonideos en Chile. El origen de esta bacteria, ampliamente distribuida en las áreas productivas de nuestro país, se asocia con la importación de ovas de salmónidos. El origen de la bacteria causante de el SRS (Piscirickettsia salmonis) aun no ha sido confirmado. Existe la posibilidad de que este patógeno provenga de especies nativas de peces, o bien haya sido internado a través de ovas importadas, se considera que ha sido diagnosticado en salmónidos cultivados en Noruega como en Irlanda. Otra enfermedad común que afecta principalmente a peces en agua dulce (ovas y alevines) son los hongos (Saprolegnia sp.) y Flavobacteriois (principalmente F. Columnare y F. psycrophilum). A fines de 1992 se detectaron los primeros cuadros clínicos de la enfermedad de la boca roja (ERM) causada por la Yersinia rukeri en stock de alevines y smolts de salmón del Atlántico en agua dulce. La aparición de estos cuadros se asoció al aumento de la temperatura durante la primavera y verano, al mismo tiempo se confirmo a la Rickettsia de Agua Dulce (U2) como causante de mortalidades en alevines o smolts de Salmón del Atlántico en algunos centros de lago.

83

A principios de 1993 aprecio una Flavobateriosis en los alevines de truchas en agua dulce, conocida como Síndrome de Alevín de Trucha Arco iris (RTFS – Rainbow Trout Fry Síndrome). Desde un principio en enfermedades parasitarias tenemos al ectoparásito Caligus sp., el cual afectaba principalmente a stocks de Salmón del Atlántico en su fase marina, por otra parte en los lagos atacaba de manera estacional el Icthyophthirius multifilis (ICH) a Salmones de Atlántico y a Truchas. Luego en 1993 y 1994, fue detectado el protozoo N. salmonis, que afecto clínicamente a ciertas cepas de Salmón del Atlántico en la etapa de engorda, también se han detectado esporádicos ataques de Kudoa sp. en Salmón del Atlántico así como también del protozoo escamita en alevines de trucha y Salmón del Atlántico. En 1995 se confirmo la presencia de Aeromona salmonicida atípica en Salmón del Atlántico en su fase de engorda. 10.2. Enfermedades Virales. En 1998 se confirmo la presencia del virus causante de la Necrosis Pancreática Infecciosa (IPN) en Salmón del Atlántico, hoy en día se ha extendido de manera importante cubriendo agua dulce y mar, llegando a ser el segundo patógeno de importancia en Chile. En 1999 se confirmo la aparición de la Anemia Infecciosa del Salmón (ISAV) en stocks de salmón Coho en centros de engorda. En Chile también existe una variedad de ISA pero que difiere en su comportamiento clínico de las otras cepas encontradas en otras partes del mundo, en nuestro país ataca en etapas tempranas del ciclo de engorda y uno de sus principales síntomas es la ictericia generalizada. En términos de índices de mortalidad el Salmón Coho es afectado principalmente por SRS en la etapa de engorda y, en menor medida, por BKD (especialmente en las XI y XII regiones) y otras virales. El Salmón del Atlántico es afectado principalmente por IPN en agua dulce y postraslado a centros de engorda y por SRS en durante la etapa marina. En algunos casos relacionados con condiciones especificas en determinadas áreas geográficas ocurren perdidas de importancia asociadas a Caligus sp., A. salmoncida atípica y otras enfermedades bacterianas. En cuanto a trucha, el SRS es la principal causa de mortalidades en el ciclo productivo.

Figura 10.1. Distribución de diagnósticos total industria según especie, Ene – Dic 2002 (Fuente Aquatic Health).

0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70%

P. salmonisFlavobcterium

Virus IPNF. psychrohilum

R. salmoninarumCocaceas gram

Caligus sp.Saprolegnia sp.

OtrosA. salmonicida

IchF. Columnare

A. CaviaeTruchaSalarCoho

84

Hoy en día algunas de las enfermedades que afectan a la industria cuentan con vacunas que han mostrado tener una buena efectividad, pero la que aun no cuenta con una vacuna efectiva es el SRS y esta enfermedad hace que tengamos que utilizar una gran cantidad de antibióticos durante el ciclo productivo, lo que complica en gran medida la planificación a cosecha de los peces, ya que estos deben ser cosechados sin trazas de antibióticos y los últimos estudios demuestran que se requieren mas de 800 ó 900 UT para poder liberarlos y cosecharlos, por lo tanto es muy importante que se incremente la investigación para producción de vacunas y así eliminar la utilización de antibióticos en producción de salmones. Tabla 10.1. Vacunas autorizadas por el SAG (Fuente SAG. Mayo 2003).

N° de Registro Nombre del Producto Empresa 355 B Ersinia C, Vac. Bacteria contra Yersinia rukeri de los peces. Novartis Chile S.A. 387 B ERM Vac, vacuna contra Yersinia rukeri de los peces. Laboratorios Recalcine S.A. 410 B Ricketvac Aqua, suspensión inyectable Laboratorios Recalcine S.A.

574 B Vacuna inactivada contra Piscirickettsia salmonis Ricketvac óleo, emulsión inyectable. Laboratorios Recalcine S.A.

617 B Vacuna bacterina Flavobacterium columnare, Fryvacc 1 Novartis Chile S.A.

716 B Vac. Bacterina para peces Yersinia ruckeri / Flavobacterium columnare, Fryvacc 2 Novartis Chile S.A.

734 B Recogen, vacuna viva heterologa para la enfermedad Bcteriana del Riñón, polvo liofilizado para reconstruir Novartis Chile S.A.

1371 B AquaVac ERM, suspensión oral Animal Service Latina S.A. Tabla 10.2. Estimación de peces vacunados año 2002 por especie y vacuna en mm dosis (Fuente Aquatic Health). Especie SRS IPN IPN + SRS IPN + Aeromonas Total Salmón Coho 13 0.65 13.65 Salmón del Atlántico 60 1.5 7 68.5 Trucha Arco iris 1 3 6 10.0 Total 14 63 8.15 7 92.15 10.3. Depredadores Otro aspecto sanitario importante a tener en cuenta es el ataque de depredadores que sufren los salmones el cual corresponde a dos tipos principalmente aves durante la primera etapa en el mar y luego Lobos Marinos, debido a que los lobos producen problemas importantes a los cultivos de peces nos referiremos a ellos tratando de identificar algunos puntos interesantes de su comportamiento. Los datos que se presentan a continuación corresponden a un estudio realizado con 1 año de registros de una empresa salmonera que cuenta con una amplia distribución de centros en la décima región, además todas las jaulas contaban con redes loberas y todas ellas eran jaulas metálicas cuadradas, es posible que la muestra no cubra a toda la industria pero como tendencia general debería darnos una buena aproximación.

85

10.3.1. Salmón del Atlántico Se consiguieron 231 datos o eventos de debido a depredadores desde el año 2002 en delante y que correspondió a un total de 23 centros: Figura 10.2. Incidencia de ataques por centro de cultivo y su peso promedio.

Figura 10.3. Época del Año e incidencia de ataques de lobo y peso medio de la mortalidad Figura 10.4. Peso medio de la mortalidad por depredadores para salmón del Atlántico

0%

5%

10%

15%

20%

Cent

ro1

Cent

ro2

Cent

ro3

Cent

ro4

Cent

ro5

Cent

ro6

Cent

ro7

Cent

ro8

Cent

ro9

Cent

ro10

Cent

ro11

Cent

ro12

Cent

ro13

Cent

ro14

Cent

ro15

Cent

ro16

Cent

ro17

Cent

ro18

Cent

ro19

Cent

ro20

Cent

ro21

Cent

ro22

Cent

ro23

frecu

enci

a

0.0

1.0

2.0

3.0

4.0

5.0

Peso

(kg)

Mortalidad Peso Medio

0%

5%

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Feb

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May Ju

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Nov Dic

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0.0

0.5

1.0

1.5

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2.5

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Peso

(kg)

Mortalidad Peso Medio

0%

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10%

15%

0.1

- 0.2

0.2

- 0.3

0.3

- 0.4

0.4

- 0.5

0.5

- 1.0

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- 1.5

1.5

- 2.0

2.0

- 2.5

2.5

- 3.0

3.0

- 3.5

3.5

- 4.0

4.0

- 4.5

4.5

- 5.0

5.0

- 5.5

5.5

- 6.0

6.0

- 6.5

6.5

- 7.0

7.0

- 8.0

8.0

- 8.5

8.5

- 9.0

9.0

- 9.5

9.5

- 10.

0

Rango Tallas (kg)

frecu

enci

a

Mortalidad

86

10.3.2. Trucha Se consiguieron 95 datos o eventos de mortalidad por depredadores desde el año 2002 en delante y que correspondió a un total de 5 centros. Figura 10.5. Época Incidencia de ataques por centro de cultivo para Truchas

Figura 10.6. Época del Año e incidencia de ataques de lobo y peso medio de la mortalidad Figura 10.7. Peso medio de la mortalidad por depredadores para Truchas

0%

20%

40%

60%

80%

100%

Cent

ro1

Cent

ro2

Cent

ro3

Cent

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Cent

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frecu

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a

0.00.20.40.60.81.01.2

Peso

(kg)

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- 2.0

2.0

- 2.5

2.5

- 3.0

3.0

- 3.5

Mortalidad

87

10.3.3. Salmón Coho Se consiguieron 106 datos o eventos de mortalidad por depredadores desde el año 2002 en adelante y que correspondió a un total de 6 centros.

Figura 10.8. Incidencia de ataques por centro de cultivo Figura 10.9. Incidencia de ataques por mes y peso de la mortalidad Figura 10.10. Incidencia de ataques por mes y peso de la mortalidad

0%10%20%30%40%50%60%70%

Cent

ro1

Cent

ro2

Cent

ro3

Cent

ro4

Cent

ro5

Cent

ro6

frecu

enci

a

0.00.20.40.6

0.81.01.2

Peso

(kg)

Mortalidad Peso

0%5%

10%15%20%25%30%35%40%

Ene

Feb

Mar Abr

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n Jul

Ago

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0.0

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(kg)

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10%

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0 - 0

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1.0

-1.

5

1.5

-2.

0

2.0

-2.

5

2.5

-3.

0

3.0

-3.

5

3.5

-4.

5

Rango de Tallas (kg)

frecu

enci

a

Mortalidad

88

Como conclusión de la información presentada se puede decir: En el estudio existió una mayor incidencia de ataques de lobo en algunos centros para el salmón del atlántico y que correspondió al 50% del total durante el periodo de estudio, ahora estos ataques no tienen relación con la talla de los peces al momento que ocurrieron, como se puede ver en el grafico correspondiente. La época del año en donde existió una tendencia a mayores ataques, es durante el segundo semestre pero con un peak importante en los meses de Agosto y Septiembre, tampoco se aprecia una correspondencia con el peso promedio de los peces. Como se puede ver en el grafico el rango de tallas a los cuales el lobo ataca al Salmón del Atlántico es muy grande, yendo desde los 500 gr. hasta los 4.0 Kg. Todos los centros atacados por lobos tienen un patrón común que es tener una corriente sobre la media del resto de los centros. Para el caso de la trucha es un poco diferente a la del Salmón del Atlántico ya que aquí un centro que concentro el 80% de la mortalidad por lobo, este centro al igual que los de Salmón del Atlántico mas atacados es un centro con corrientes fuertes, tampoco existe una relación que indique que el lobo mata solo truchas grandes. En cuanto a la época del año con mayor presencia de mortalidad por lobo, corresponde al periodo de verano considerando desde Noviembre hasta Febrero. En truchas el lobo también tiene un amplio rango de preferencia en tallas que va desde los 500 gr. Hasta los 2.5 Kg. En cuanto al Salmón Coho hubo un centro con mayor mortalidad por lobo, en esta especie tampoco se ve una tendencia del lobo a preferir peces grandes. La época de mayores problemas también corresponde al segundo semestre, con un peak en Octubre. El rango de tallas que es atacado en el Salmón Coho va desde los 500 gr. hasta los 2.0 Kg. Aparentemente las existen algunos patrones comunes que podríamos revisar:

- Disposición de Loberas en centros con mayor corriente - Centros de fondos rocosos y poca profundidad - Presencia de personas en los módulos - Mayor cuidado durante el segundo semestre y para el caso de la trucha en verano

89

11. Genética en la salmonicultura Una de las aplicaciones de la genética en la acuicultura involucra la selección artificial de individuos a través de la apariencia externa o fenotipo, lo que permite mejorar ciertas características en la descendencia. En tanto el mejoramiento genético es un concepto más amplio que puede incluir aspectos moleculares, cromosómicos y de genética cuantitativa. Este último nivel, que se refiere al mejoramiento genético por selección artificial, es el más clásico y antiguo, pero en la actualidad se potencia con el resto de los avances de la genética conducente a organismos transgénicos. Debido a la alta competitividad de los mercados y requerir peces con los que se pueda asegurar un resultado productivo optimo además de la reducción de importación de ovas, que ha sido importante desarrollar programas de mejoramiento genético. El mejoramiento genético es una actividad probadamente lucrativa, como lo demuestran la gran cantidad de ejemplos en el área de la producción animal (vacunos de carne y leche, cerdos, aves de carne, producción de huevos, producción de lana, entre otros). También existen algunos ejemplos en la reciente actividad de la acuicultura y, de acuerdo a los antecedentes recogidos a la fecha, todo indica que la tasa de mejoramiento será mucho mayor, especialmente debido a que la elevada variabilidad presente y la superior fecundidad de las especies acuáticas permiten aplicar mayores intensidades de selección. Ha sido una constante que el mejoramiento genético lo realizan las empresas que lideran la actividad a escala internacional y terminan exportando reproductores mejorados genéticamente, o sus gametos, a otros centros de producción. Empresas del área de la acuicultura en Chile, que han tenido un importante crecimiento en los últimos años, han asumido su condición de liderazgo internacional interesándose por incorporar el mejoramiento genético. El objetivo del mejoramiento genético es aumentar la eficiencia de un sistema productivo en términos económicos, a través de una modificación continua de los atributos biológicos (características productivas de interés económico) de los individuos. Conseguir que los descendientes posean atributos genéticos mejores a los de sus padres en un sistema productivo, generación tras generación, requiere establecer un Programa de Mejoramiento Genético que asegure la necesaria continuidad. Esto significa que cada nueva generación acumula la mejora genética a lo logrado anteriormente en el mismo stock, convirtiendo a esta actividad en un negocio de largo plazo, con retornos efectivos que dependerán de la magnitud del intervalo entre generaciones y de la eficacia de los métodos empleados. En la actualidad el volumen de ovas nacionales cada vez es más importante llegando a ser el 70% del total durante el año 2002 (Tabla 11.1) Tabla 11.1. Producción de ovas en Chile durante el 2002

OVAS TOTALES Ovas Nacionales 70.2% Ovas Importadas 29.8%

POR ESPECIE Salmón del Atlántico 34% Importado Trucha 55% Importado Salmón Coho 100% Nacional

90

La decisión tomada por algunos productores nacionales de auto abastecerse de ovas provenientes de programas genéticos fue una muy buena decisión ya que de esta forma se puede lograr un producto cada vez mas eficiente desde el punto de vista económico productivo, a la vez que se reduce la variabilidad del resultado final lo que implica una mejor calidad. La producción de ovas en Chile comenzó realizando selección de masa desde las jaulas de producción, lo que significa tomar aquellos grupos de peces más grandes y dejarlos para reproductores, lo cual no siempre respondió con un buen resultado, ya que la historia generalmente era poca o incompleta. Los programas genéticos en operación en la actualidad basan su metodología de selección en Selección de Familias y/o Individual con lo cual es posible asegurar de mejor forma un resultado, aumentar las probabilidades de que un carácter deseado se exprese y mantiene un muy buen sistema de registros o pedigree con lo cual es posible cuantificar índices como la tasa de consanguinidad, heredabilidad, etc. Tabla 11.2. Programas genéticos funcionando en Chile

Compañía Desde Especie Marine Harvest Chile 1990 Salmón del Atlántico IFOP 1992 Salmón Coho Gentec – Aquagen S.A. 1996 3 Especies Aquachile S.A. 1997 3 Especies Landcatch Chile 1998 Salmón del Atlántico Marine Harvest Chile 1998 Salmón del Atlántico & Trucha

Características utilizadas para mejora genética:

• Peso a la Cosecha • Tasa de crecimiento • Maduración • Retención de Pigmento • Expresión de Color • Adelantamiento de Desoves • Resistencia a Enfermedades • Mejor digestibilidad de Vegetales

Los salmones presentan valores de heredabilidad relativamente altos de las características utilizadas para selección (Tablas 11.3 y 11.4) Tabla 11.3. Heredabilidades de caracteres productivos en salmones (recopilación)

Características H2 Salar Trucha Coho

Crecimiento 0.20 – 0.35 0.15 – 0.30 0.15 – 0.35 Peso 0.40 – 0.50 0.20 – 0.50 --- Rendimiento de la Canal 0.02 – 0.20 0.01 – 0.42 --- Grasa Muscular 0.35 0.47 --- Contenido de Pigmento --- --- 0.30 – 0.40 Color Visual 0.01 – 0.10 0.01 – 0.10 --- Resistencia Enfermedades 0.10 – 0.20 0.01 – 0.25 --- Número de Ovas 0.30 – 0.35 0.20 – 0.30 0.54

91

Tabla 11.4. Heredabilidades medidas en Salmón del Atlántico en Chile Características H2 (EE)

Peso 0.40 (0,04) Longitud 0.34 (0.27) Factor de Condición 0.22 (0.04) Rendimiento de la Canal 0.06 (0.02) Grasa Muscular 0.10 (0.04) Contenido de Pigmento 0.15 (0.04) Color Visual 0.20 (0.04)

L’horente et al, 2004

92

BIBLIOGRAFIA Almendras F. Y Savelle A. (2000) Guía Practica: Uso de pigmentos en salmonideos bajo

condiciones comerciales, preparado para ROCHE Ltda. Bardach J., Ryther J. y Mclarney W. (1990) Acuacultura Bureau D. y Cho Y. (2000) An Introduction to Nutrition and Feeding of Fish Blyth P., Kadri S., Valdimarsson S., Mitchell D.y Purser G. Diurnal and seasonal variation in

feeding patterns of Atlantic salmon, Salmo salar L., in sea cages Contreras E. CECTA (2002) Bioquimica de Pescados e Invertebrados Diaz N., Veloso A., Dazarola G. (1996) Metodologias de cambios cromosomicos aplicados a la

salmonicultura. Einen O. (1998) Product quality in Atlantic Salmon – Influence of dietary fat level, feed ration

and starvation before slaughter. Fundación Chile (2001) El libro del salmón Halver J. y Hardy R. (2002) Fish Nutrition (Third Edition) Iwama G. y Tautz Arthur (1981) A simple Growth model for salmonids in hatcheries Kestin S.C. y Warriss P.D. (2001) Farmed Fish Quality Leitritz E. (1980) Trout and Salmon Culture (Hatchery Methods) Lhorentea J.P., Parada G., Miranda R. y Neira R. (2004) Genetic analysis of carcass quality

traits in three strain of Atalantic Salmon (Salmo salar) cultured in Chile. Neira R., Lhorente J., Diaz N., Dazarola G. y Yany G. (1999) Alternativas para el mejoramiento

genético de salmónidos. Skjervold O. (2002) Live Chilling and pre – rigor filleting of salmonids Talbot C. (1997) Feeding Patterns in Salmon in Sea Cages. Technopress S.A. Y SalmonChile La acuicultura en Chile 1980 – 2003 Timmons M., Ebeling J., Wheaton F., Summerfelt S. y Vinci B. (2002) Sistemas de recirculación

para la acuicultura. Vassvick V. (2000) Fish Farming Webster C. y Lim C. (2002) Nutrient requirements and feeding of finfish for Aquaculture

93

ANEXO

Figuras: Muestran espectros realizados con cromatografía liquida para diferentes fuentes de Astaxantina: Astaxantina sintética, Astaxantina de Phaffia y Astaxantina de Flores respectivamente.

min0 2.5 5 7.5 10 12.5 15 17.5 20 22.5

mAU

0

5

10

15

20

VWD1 A, Wavelength=475 nm (10060016.D)

2.3

24 2

.564

7.1

84

10.

948

11.

601

14.

112 14.

978

All E

9Z13Z

Astaxantina sintética

min0 2.5 5 7.5 10 12.5 15 17.5 20 22.5

mAU

0

5

10

15

20

VWD1 A, Wavelength=475 nm (10030006.D)

1.8

60 2

.211 2

.709

3.0

17 3

.269

3.3

67 3

.572

3.7

01 3

.947

4.1

41 4.3

36 4

.594

4.9

06 5

.149

5.7

68 7.0

19 7.8

62

11.

181

13.

597

14.

427

15.

286

All E

9z13z 15z

Phaffia

min0 2.5 5 7.5 10 12.5 15 17.5 20 22.5

mAU

0

2

4

6

8

10

12

14

VWD1 A, Wavelength=475 nm (10060002.D)

3.8

63

8.1

25

10.

021

10.

584

11.

253

13.

642

14.

026

14.

449

15.

287

16.

532

18.

705

All E Florafil