diversidad ecológica de hongos filamentosos en la arena de las playas de la...
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Universidad del Turabo
Diversidad ecológica de hongos filamentosos en la arena de las playas
de la Costa Norte de Puerto Rico
Por
Lourdes Echevarría García
B.S., Biología, Pontificia Universidad Católica de Puerto Rico
M.S., Gerencia Ambiental, Manejo y Evaluación Riesgo Ambiental, Universidad
Metropolitana de Puerto Rico
Disertación
Presentado a la Facultad de Ciencia y Tecnología en cumplimiento parcial de los
requisitos para el grado de Doctor en Filosofía
en Ciencias Ambientales
(Opción Biología)
Gurabo, Puerto Rico
mayo, 2016
UNIVERSIDAD DEL TURABO
CERTIFICACIÓN DE APROBACIÓN DE DISERTACIÓN
La disertación de Lourdes Echevarría García fue revisada y aprobada por los
miembros del Comité de Disertación. El formulario de Cumplimiento de Requisitos
Académicos Doctorales con las firmas de los miembros del comité se encuentra
depositado en el Registrador y en el Centro de Estudios Graduados e Investigción de la
Universidad del Turabo.
MIEMBROS DEL COMITÉ DE DISERTACIÓN
Mónica M. Arroyo, PhD
Pontificia Universidad Católica de P.R.
Asesora de investigación
Teresa Lipsett, PhD
Universidad del Turabo
Supervisora
Anastacio Emiliano, PhD
Universidad del Turabo
Miembro
Ángel L. Rivera, PhD
Universidad del Turabo
Miembro
Ligia Lebrón, PhD
Universidad del Turabo
Miembro
© 2016
Lourdes Echevarría García. Todos los derechos reservados.
iv
Dedicatoria
Quiero dedicar este trabajo de investigación, al igual que mi disertación, con mucho
amor, a unas personas que siempre me han apoyado incondicionalmente en todas las metas
que me he trazado en mi vida. A mi madre Josefina García, la cual me ayuda con mi hijo
y las cosas en la casa y a mi hijo, Xavier Yamil Maldonado, que siempre me acompañó en
el recorrido de tomar muestras, analizarlas y acompañarme a la universidad.
Y por supuesto, al que me da energía, fortaleza y entusiasmo para continuar con
cada proyecto de mi vida: a DIOS. Gracias a Él por brindarme la fuerza, paciencia,
perseverancia y en todo momento actitud positiva. En todos los aspectos de la vida Él me
guió para poder completar una de mis grandes metas, alcanzar el doctorado con éxito.
v
Agradecimientos
He tenido personas muy especiales que de una u otra forma me han ayudado durante
todo el proceso de investigación y preparación de la disertación.
A la Pontificia Universidad Católica, Recinto de Arecibo, por brindarme el espacio
y equipos necesarios utilizando el laboratorio de Biotecnología para realizar los análisis
de la investigación.
A la Universidad del Turabo, que me brindó la oportunidad de ofrecer cursos en su
Institución, ya que con ese dinero pude comprar los materiales de la investigación.
A mis compañeros de trabajo de la PUCPR, el Prof. Juan Acevedo, por su
aportación en la verificación de la identificación de los géneros y especies de las muestras.
También al Prof. Víctor López y al Dr. Abner Colón por su asesoría y apoyo en la parte
estadística y a la Dra. Mónica Arroyo por ayudarme con la parte de bioinformática y
análisis molecular.
A la Decana y miembro del comité, la Dra. Teresa Lipsett, por su incondicional
ayuda y apoyo en todo el tiempo de estudios y a la Dra. Ligia Lebrón por todas sus
sugerencias.
vi
Índice
Lista de tablas .................................................................................................................ix
Listas de figura ...............................................................................................................xi
Listas de apéndice ..........................................................................................................xiii
Resumen ...........................................................................................................................xiv
Abstract en inglés .............................................................................................................xvi
Capítulo I Introducción ...................................................................................................1
1.1 Problema ........................................................................................................4
1.2 Justificación ...................................................................................................5
1.3 Hipótesis ........................................................................................................6
1.4 Objetivos del estudio......................................................................................7
Capítulo II Revisión de literatura ...................................................................................9
2.1 Marco legal ....................................................................................................9
2.2 Características de los hongos filamentosos....................................................9
2.3 Infecciones causadas por hongos filamentosos ..............................................13
2.4 Métodos moleculares de identificación de hongos filamentosos ...................14
2.5 Técnicas de identificación de ADN fúngico por PCR ...................................16
2.6 Análisis taxonómico.......................................................................................21
2.7 Análisis de hongos en arenas de diferentes playas del mundo ......................21
2.8 Estudios de contaminación microbiológicas en la playa ...............................30
Capítulo III Técnicas experimentales – Metodología .................................................33
3.1 Plan de investigación .....................................................................................33
3.1.1 Lugar de estudio ..............................................................................33
vii
3.1.2 Coordenadas de las payas estudiadas ..............................................33
3.2 Diseño experimental ......................................................................................33
3.2.1 Tiempo ............................................................................................33
3.2.2 Manejo y toma de muestras ............................................................33
3.2.3 Muestras para análisis molecular ....................................................34
3.2.4 Análisis (UFC) conteo de colonias y morfología ...........................35
3.2.5 Identificación del hongo filametoso................................................36
3.2.6 Análisis molecular: PCR .................................................................36
3.2.6.1 Extración de ADN............................................................36
3.2.6.2 Cuantificación ADN ........................................................36
3.3 Reacción en cadena de polimerasa (PCR) análsis de secuencia de ADN ......37
3.3.1 Secuencia “shotgun” de ADN .........................................................37
3.3.2 Secuencia del trascriptoma (ARN) .................................................37
3.3.3 Secuencia de ADNc ........................................................................37
3.3.4 Análisis de la secuenciación ...........................................................38
3.3.5 Árbol taxonómico ...........................................................................39
Capítulo IV Resultados y análisis ...................................................................................40
4.1 Géneros y especies identificadas por mes ......................................................40
4.2 Resultados de los controles ............................................................................40
4.3 Decripción del género Aspergillus .................................................................42
4.4 Descripción de género Penicillium ................................................................44
4.5 Descrpción del género Rhizopus ....................................................................46
4.6 Descripción del género Trichoderma.............................................................48
viii
4.7 Descripción del género Fusarium ..................................................................49
4.8 Descripción del género Hortaea ....................................................................52
4.9 Género y especies de hongos filamentosos en muestras de arena de
playas analizadas morfológicamente .............................................................53
4.10 Datos de temperatura, humedad y UFC de las muestras mensuales ............61
4.11 Análisis inferencial de los datos ..................................................................63
4.12 Resultados de muestras de análisis molecular por temporada .....................69
4.13 Evaluación de riesgo ambiental ...................................................................116
Capítulo V Conclusiónes y recomendaciones ..............................................................120
Conclusiónes ...................................................................................................................120
Recomendaciones ...........................................................................................................126
Literatura citada ...........................................................................................................128
ix
Lista de tablas
Tabla 1.1 Diagnóstico dermatofitosis en P.R ..............................................................3
Tabla 1.2 Diagnóstico dermatomicosis en P.R. ..........................................................3
Tabla 2.1 Resumen de algunos hongos filamentosos identificados por técnicas
moleculares .................................................................................................17
Tabla 2.2 Primer, secuencias y objetivos genómicos para hongos filamentosos .......20
Tabla 3.1 Información de latitud y longitud de cada playa .........................................33
Tabla 4.1 Género y especies de hongos filamentosos identificados por mes en las
cuatro playas en todo el año ........................................................................41
Tabla 4.2 Especies de hongos del género Aspergillus identificados...........................43
Tabla 4.3 Especies de hongos del género Penicillium identificados ..........................45
Tabla 4.4 Especies de hongos del género Rhizopus identificados ..............................47
Tabla 4.5 Especies de hongos del género Trichoderma identificados ........................49
Tabla 4.6 Especies de hongos del género Fusarium identificadas .............................52
Tabla 4.7 Especies de hongos del género Hortaea identificado ................................53
Tabla 4.8 Resultados prueba de normalidad ...............................................................64
Tabla 4.9 Resultados prueba de Kruskal Wallis #1 ....................................................64
Tabla 4.10 Resultados Prueba de rangos de Kruskal Wallis #1 ....................................65
Tabla 4.11 Resultados prueba de Kruskal Wallis #2 ....................................................65
Tabla 4.12 Resultado prueba de rangos de Kruskal Wallis #2......................................66
Tabla 4.13 Resultados prueba de Mann-Whitney #1.....................................................67
Tabla 4.14 Rangos prueba de Mann-Whitney #1 .........................................................67
x
Tabla 4.15 Resultados prueba de Mann-Whitney #2.....................................................68
Tabla 4.16 Rangos prueba de Mann-Whitney #2 ..........................................................68
Tabla 4.17 Resultados Prueba de Mann-Whitney #3 ....................................................69
Tabla 4.18 Rangos prueba de Mann-Whitney #3 ..........................................................69
Tabla 4.19 Especies de hongos que se encontraron en la playa Caza y Pesca,
en Arecibo: comparación temporada húmeda, en común
y temporada seca .........................................................................................71
Tabla 4.20 Especies de hongos filamentosos en la playa Marbella, Vega Baja:
comparación temporada húmeda, en común y temporada seca ..................74
Tabla 4.21 Especies de hongos filamentosos en la playa Las Criollas, Barceloneta:
comparación temporada húmeda, en común y temporada seca ..................77
Tabla 4.22 Especies de hongos filamentosos en la playa Los Tubos, Manatí:
comparación temporada húmeda, en común y temporada seca ..................80
Tabla 4.23 Especies encontradas en la época húmeda en las cuatro playas .................83
Tabla 4.24 Especies encontradas en la época seca en las cuatro playas .......................85
Tabla 4.25 Especies predominantes por temporada, playa, tax ID ..............................87
Tabla 4.26 Especies más abundantes y su patogenicidad .............................................88
Tabla 4.27 Géneros más abundantes y su conteo..........................................................89
Tabla 4.28 Total de especies por muestras de cada estación por playa ........................91
Tabla 4.29 Hongos identificados en muestra de arena (ADN): sustrato,
patogenicidad y enfermedad que causa.......................................................96
xi
Lista de figuras
Figura 4.1 Cantidad de especies de las muestras de la playa Caza y Pesca
en Arecibo ...................................................................................................55
Figura 4.2 Cantidad de especies de las muestras de la playa Las Criollas
en Barceloneta .............................................................................................56
Figura 4.3 Cantidad de especies de las muestras de la playa Los Tubos en Manatí ....57
Figura 4.4 Cantidad de especies de las muestras de la playa Marbella en Vega Baja .58
Figura 4.5 Comparación de especies de hongos en todo el año en las cuatro playas ...60
Figura 4.6 Temperatura mensual del suelo en todo el año en las cuatro playas ......................... 61
Figura 4.7 Humedad del suelo en todo el año en las cuatro playas ..............................62
Figura 4.8 Crecimiento promedio de los hongos mensual durante un año ................................. 63
Figura 4.9 Especies de hongos filamentosos en la playa Caza y Pesca en Arecibo en
temporada seca y húmeda .............................................................................................. 70
Figura 4.10 Distribución de especies de hongos en la temporada seca y húmeda de la
playa Caza y Pesca .......................................................................................................... 72
Figura 4.11 Especies de hongos filamentosos en la Marbella en Vega Baja en temporada
seca y húmeda ................................................................................................................. 73
Figura 4.12 Distribución de especies de hongos en la temporada seca y húmeda
de la playa en Marbella ...............................................................................75
Figura 4.13 Especies de hongos en la playa Las Criollas en Barceloneta en temporada
seca y húmeda ................................................................................................................. 76
xii
Figura 4.14 Distribución de especies de hongos en la temporada seca y húmeda
de la playa Las Criollas ...............................................................................78
Figura 4.15 Especies de hongos en la playa Los Tubos, Manatí en temporada seca y
húmeda ........................................................................................................79
Figura 4.16 Distribución de especies de hongo en la temporada seca y húmeda de
la playa Los Tubos ......................................................................................81
Figura 4.17 Comparación de las cuatro playas en la temporada húmeda ......................82
Figura 4.18 Comparación de las cuatro playa por temporada seca ................................84
Figura 4.19 Por ciento de secuencia por muestras en cada playa por temporada ..........87
Figura 4.20 Árbol taxonómico de géneros de hongos ....................................................90
xiii
Lista de apéndices
Apéndice A Información de muestras de arena de la playa parte seca ........................162
Apéndice B Hoja para identificación de hongos ..........................................................163
Apéndice C Lista de cotejo de residuos generados por contaminación
antropogénica en las playas .....................................................................164
xiv
Resumen
LOURDES ECHEVARRÍA GARCÍA. (PhD, Ciencias ambientales)
Diversidad ecológica de hongos filamentosos en la arena de las playas de la Costa Norte
de Puerto Rico
(mayo, 2016)
Resumen de la disertación doctoral en la Universidad del Turabo
Disertación supervisada por Mónica Arroyo, Ph.D
No. de páginas 164
El área norte de Puerto Rico tiene una gran variedad de playas que muestran
características diversas. Estudiamos los hongos filamentosos que son patógenos al ser
humano y se encuentran en la zona seca de la arena de las playas de Vega Baja, Manatí,
Barceloneta y Arecibo. Por un año se analizó la cantidad, géneros, especies y relación
taxonómica de las especies de la arena. Los resultados estadísticos demostraron que no
existe diferencia significativa con respecto a los géneros de hongos entre las playas, entre
las unidades formadoras de colonias (UFC) entre las playas, entre los géneros de hongos y
el impacto antropogénico, ni entre la diversidad y el número de géneros en las dos
temporadas (seca y húmeda) de las cuatro playas. En cuanto a la taxonomía, se demostró
que no existe relación en los géneros de las especies. Sin embargo, encontramos diferencia
significativa entre las unidades formadoras de colonias y el impacto antropogénico. La
playa con mayor contaminación de basura visible fue Las Criollas en Barceloneta. El
crecimiento de colonias fluctuó de 3 UFC/g a 31 UFC/g. La arena de las playas se clasificó
como calidad promedio utilizando los parámetros previamente establecidos. Se
identificaron 104 especies de hongos mediante análisis molecular y 25 especies en el
xv
análisis de taxonomía tradicional. Utilizando la taxonomía tradicional se encontraron 6
géneros: Aspergillus, Penicillium, Rhizopus, Trichoderma y Fusarium. Las especies de
mayor abundancia en el análisis molecular fueron: Aspergillus penicillioides, Aspergillus
terreus, Microascus sp., Arthrographis kalrae, Paramicrosporidium sp., Dokmaia sp.,
Gliomastix polychroma y Aspergillus sp. Como hallazgo significativo, se identificaron 66
especies de nuevos registros para P.R. Muchos de los hongos identificados en este estudio
son patógenos. De hecho, varios géneros de hongos filamentosos se han aislado de
pacientes en cultivos nasales, y pueden causar enfermedades en los ojos, enfermedades
respiratorias y en la piel. La mayoría de estos hongos utiliza como vehículo de trasmisión
el contacto directo y el aire para trasportarse a su huésped. Se recomienda utilizar toallas
para sentarse en la arena, y gafas para proteger los ojos de partículas mientras se visitan las
playas estudiadas.
xvi
Abstract
Lourdes Echevarria García. (PhD, Environmental Science)
Ecological diversity of filamentous fungi in the sand on the beaches of the north coast of
Puerto Rico
(May, 2016)
Abstract of a doctoral dissertation at the Universidad del Turabo
Dissertation supervised by Professor Mónica Arroyo, PhD
No. of pages in the text 164
The Northern region of Puerto Rico has a great variety of beaches with diverse
characteristics. This investigation researched filamentous fungi that are pathogenic to
human beings and are found in the dry zone of four beaches in the towns of Vega Baja,
Manatí, Barceloneta and Arecibo in the North coast of P.R. The statistical analysis
demonstrated that there is not a significant difference in the results between the fungi genus
found in the beaches, the unit forming colonies (UFC) in the beaches, the fungi genus and
the anthropogenic impact, between diversity and the number of genus in the two seasons
(dry and wet) of the four beaches. The taxonomic analysis demonstrated that there is no
relationship in the genus of the most abundant species in the molecular analysis samples.
We found a significant difference between the unit forming colonies and the anthropogenic
impact.The beach pollution more visible garbage was The Criollas in Barceloneta. The
colony growth fluctuated from 3 UFC/g to 31 UFC/g. The sand of the beaches was
classified as average quality using the previously established parameters.There were 104
fungi species idenfied by molecular analysis and 25 species via traditional taxonomy. Six
genus were identified using traditional taxonomy: Aspergillus, Penicillium, Rhizopus,
xvii
Trichoderma and Fusarium. The most abundant species on molecular analysis were;
Aspergillus penicillioides, Aspergillus terreus, Microascus sp., Arthrographis kalrae,
Paramicrosporidium sp., Dokmaia sp., Gliomastix polychroma y Aspergillus sp. As
significant finding, 66 species of new registries for P.R. were identified. Many of the fungi
identified in this study are pathogenous. In fact, several genus of filamentous fungi have
been isolated from patients in nasal culture, and can cause eye-, respiratory- and skin
disease. The majority of these fungi uses direct contact and air transport as transmission
vehicle to the host. The use of towels to sit down in the sand and sunglasses to protect
the eyes is recommended during visits to the beaches studied.
1
Capítulo I
Introducción
Una de las características del medio oceánico es que está poblado en las tres
dimensiones del espacio, a lo largo, a lo ancho y en profundidad. La fauna y la flora
terrestre sólo ocupan la superficie de los continentes. La disposición de los organismos
caracterizará a diferentes regiones del océano. La mayor densidad y cantidad de
organismos marinos se encuentra cerca de los continentes o de las masas insulares. La
cantidad de seres vivos varía en relación con su distribución vertical (Sumich 1980).
La arena, por su ambiente cambiante, propicia el desarrollo de hongos que tienen
características muy especiales. Estas son difíciles de detectar a simple vista. La
composición cuantitativa y cualitativa de las comunidades depende de una variedad de
factores químicos y biológicos: composición química, pH, la vegetación circundante, la
presencia de animales grandes y pequeños y los factores climáticos (Abril et al. 1991).
Muchos hongos, incluyendo el género dermatófitos, son identificados por su
patogenicidad al hombre y los animales (Acha et al. 2001). Los dermatofitos más comunes
aislados de áreas arenosas no inundadas con presencia de residuos orgánicos son
Trichophyton mentagrophytes, T. rubrum y Microsporum nanum (Izquierdo 1986).
Los hongos marinos están adaptados al ambiente ecológico donde habitan, estos se
consideran hongos marinos obligados que crecen y esporulan exclusivamente en un hábitat
marino, como por ejemplo, en los estuarios. Los hongos marinos facultativos son terrestres
o acuáticos de agua dulce con la capacidad de crecer y la posibilidad de esporular en un
ecosistema marino (Kohlmeyer et al. 1979). Ellos pueden actuar en los ecosistemas como
saprobios, simbiontes o parásitos de plantas y animales. Durante su ciclo de vida, se
2
pueden encontrar asociados con otros organismos que viven en los litorales y en los
océanos (Kis Papo 2005).
Estos se encuentran en la zona intermareal de las playas y constituyen una pieza
importante para la cadena alimentaria, ya que degradan sustratos orgánicos complejos,
como lo es la quitina y la celulosa, que no pueden ser utilizadas por otros organismos de
este hábitat. Estos hongos lignícolas, descomponen activamente la madera generando
detritos que son utilizadas como alimentos por organismos marinos. (González et al.
1995). Entre las funciones ecológicas de estos organismos en los manglares está la
descomposición continua de madera y la hojarasca, donde producen sustancias que las
utilizan otras especies marinas (Venkateswara et al. 2001, Abdel 2005).
Los sedimentos marinos, donde se acumula la mayor parte del carbono global en
forma de materia orgánica, intervienen en el origen de una nueva biomasa. Este proceso
ocurre a través de la producción primaria y secundaria en el ciclo del carbono y del
nitrógeno. Ellos ayudan a estabilizar los sedimentos en la biorremediación y mantienen
el control biológico de las algas (Wall 1999).
Los microorganismos aislados en suelos poseen actividades de peroxidasa y
oxigenasa, que permiten la oxidación de algunas fracciones del petróleo (Rich et al. 2000).
Esta oxidación cambia las propiedades de los compuestos haciéndolos susceptibles a
ataques secundarios y facilitando su conversión a bióxido de carbono y agua (Van et al.
2000, Torres 2003). La utilización de la capacidad de degradación de los microorganismos
es la base fundamental de los tratamientos biológicos de contaminaciones orgánicas. El
conocimiento de las características fisiológicas, bioquímicas, así como la ecología y
genética de las especies y los consorcios microbianos involucrados, son necesarios. Este
3
conocimiento es importante, ya que permite elegir el protocolo adecuado con el fin de
lograr los objetivos del tratamiento (Moreno et al. 2004).
Los hongos filamentosos son productores de muchas enfermedades en la piel en el
trópico (Gugnani 2000). La Oficina de Seguros de Salud y la Oficina de Planificación y
Calidad de Puerto Rico en el periodo de enero a mayo 2011, señala que el número de
pacientes con diagnóstico dermatofitosis y de dermatomicosis para la región Norte de P.R.
es más alto que las demás regiones. Este informe cuenta con 8 regiones de Puerto Rico.
(Este, Norte Metro, Norte, Norte Este, San Juan, Sureste, Suroeste, Oeste y Especial).
Cuando se suman las regiones Norte y se comparan, se observa el aumento de la región del
diagnóstico de prevalencia. Se puede observar la diferencia en los datos de las tablas 1.1
y 1.2.
Tabla 1.1 Diagnóstico de dermatofitosis en P.R. (110.0-110.9) Organizados por Región y
Género.
Diagnóstico de dermatofitosis en P.R. (110.0-110.9) Organizados por Región y Género
Gender East Metro-
North
North North-
East
San
Juan
South-
East
South-
West
Special West Grand
Total
F Total 71
0
731 695 344 307 421 374 6 726 4314
M Total 49
1
502 537 281 232 324 291 12 573 3,243
Grand
Total
1,2
01
1,233 1,232 625 539 745 665 18 1,299 7,557
Tabla 1. 2 Diagnóstico de dermatomicosis en P.R. (111.0-111.9) Organizados por
Región y Género.
Diagnóstico de dermatomicosis en P.R. (111.0-111.9) Organizados por Región y Género
Gender East Metro-
North
North North-
East
San
Juan
South
-East
South-
West
Special Wes
t
Grand
Total
F Total 141 169 166 57 101 104 118 4 155 1015
M Total 92 122 144 57 62 103 89 6 144 819
Grand
Total
233 291 310 114 163 207 207 10 299 1,834
Fuente: (Administración de Seguros de Salud; Oficina de Planificación y Calidad. Enero – Agosto 2011)
4
La cantidad de basura que se observa en las playas permite cuestionarse si ésta
puede ser un potencial foco de infección. No hay respuesta para ello, ya que en Puerto
Rico no se han realizado estudios de aislamientos de hongos filamentosos presentes en la
arena de las playas del norte de Puerto Rico. Es importante tener datos que ayuden a
establecer parámetros de calidad ambiental y medir si existe un impacto en la salud
pública, ya que se ha reportado que muchos de estos hongos son causantes de varias
enfermedades de la piel en el trópico (Gugnani 2000). Para obtener esa información se
estudiaron cuatro playas del área norte de Puerto Rico, con el objetivo de describir el tipo
de flora micológica que presentan, buscando hongos patógenos para el hombre. Este
estudio se dividió en dos partes fundamentales: aspectos cuantitativos, es decir el número
de hongos por gramo de arena, y aspectos cualitativos, descripción del tipo de flora
encontrada. Todo ello se completó con un análisis fisicoquímico de la arena de las playas,
en el que se midió la temperatura y humedad de la arena. Además, se realizaron análisis
moleculares para comparar la diversidad de hongos en las dos temporadas presentes en
Puerto Rico: húmedo y seco.
1.1 Problema
Se calcula que existen 1.5 millones de especies de hongos en el mundo (Haksworth
2001). Estudios revelan que en el mundo se conocen aproximadamente 80,060 especies
de hongos. De este número de especies solo se conoce el 5%. Apenas un aproximado de
444 son de ambientes marinos, cuando este medio cubre tres cuartas partes del planeta
(Hyde et al. 2000). Desde este punto de vista se puede decir que en general se conoce muy
poco sobre los hongos marinos. La importancia que tienen estos organismos es que
5
contribuyen al reciclaje de nutrientes, principalmente en la mineralización de las fuentes
de carbono y el movimiento de energía en ese ambiente, conformando así la base de la
cadena trófica en los ambientes costeros y oceánicos (Hyde et al. 1998). Las enfermedades
producidas por hongos de la piel, el cabello y las uñas son comunes en todo el mundo y su
incidencia continúa aumentando. Los agentes causales son los hongos filamentosos. Su
ubicación geográfica y distribución es variable. La epidemiología de las enfermedades
producidas por estos hongos ha evolucionado como resultado de la migración, estilo de
vida, tratamiento farmacológico y las condiciones socioeconómicas (Mahreen 2010). La
obtención de datos, así como la posterior identificación, permite tomar acción inmediata
para evitar enfermedades y para la realización de estudios posteriores.
1.2 Justificación
Las playas son uno de los atractivos más importante en Puerto Rico. Tanto los
turistas externos como los que viven aquí, utilizan estos recursos para divertirse y estar en
armonía con la naturaleza. Cuando se llega a una playa lo primero que se observa es la
arena, luego el agua. No se espera ver una playa con basura. Hoy día, muchos países
cuentan con programas de vigilancia para la calidad de agua y arena.
Puerto Rico cuenta con el programa de bandera azul, el cual evalúa la calidad de
agua en algunas playas alrededor de la isla. La Junta de Calidad Ambiental no cuenta con
resultados de evaluación de la calidad microbiológica de la arena de las playas.
La mayoría de los hongos de la arena son de origen ambiental: agua, plantas, suelo,
pero también pueden ser de origen animal o humano. Entre la diversidad de
microorganismos que existe se han encontrado algunos hongos filamentosos
potencialmente patógenos por contacto directo, por lo que los países han evaluado la
6
preocupación de que las arenas de las playas pueden ser un reservorio o vector de posibles
infecciones (OMS 2003).
Tanto el agua como la arena de la playa pueden compartir las mismas fuentes de
contaminación, como lo son los excrementos de los animales, aquí se incluyen perros,
gatos, aves, animales marinos, aguas residuales y los ríos cuando suben por las lluvias
intensas. Ahora, la arena recibe la contaminación directa del hombre por los residuos que
genera, que en su mayoría sirven de nutrientes para el crecimiento de estos hongos y le
ayudan a reproducirse junto con otros factores ambientales. Los hongos filamentosos se
señalan como potencialmente peligrosos para la salud humana y estos se encuentran en la
arena de la playa, por lo que es importante conocer la diversidad y cantidad de éstos para
proteger este recurso natural que es parte de la economía del país por los visitantes turistas,
las zonas de recreo y la salud pública.
1.3 Hipótesis
En esta investigación se probaron las siguientes hipótesis:
Primera hipótesis – playa
Con respecto a la diversidad - géneros
Ho: No existe diferencia entra la diversidad de hongos de las playas del Norte de Puerto
Rico.
H1: Hay diferencia en el número de géneros de las playas.
Con respecto al número de colonias
Ho: No existe diferencia de UFC en las playas.
H1: Al menos hay una diferencia con respecto al UFC en las playas del Norte de PR.
7
Segunda hipótesis- Contaminación
H0: El impacto antropogénico no afecta la diversidad de hongos en las playas de Puerto
Rico.
H1: El impacto antropogénico afecta la diversidad de hongos en las playas de Puerto
Rico.
H0: El impacto antropogénico no afecta la cantidad de UFC.
H1: El impacto antropogénico afecta la cantidad de UFC.
Tercera hipótesis
H0: No existe una relación taxonómica entre los géneros de hongos más abundantes en
las diferentes playas del Norte de Puerto Rico.
H1: Hay una relación taxonómica entre los géneros de hongos más abundantes aislados
en las playas del Norte de Puerto Rico.
Cuarta hipótesis
H0: No existe diferencia en la diversidad de hongos de las playas del Norte de Puerto Rico
con respecto a la estacionalidad.
H1: Existe diferencia en la diversidad de hongos de las playas del Norte de Puerto Rico
con respecto a la estacionalidad.
1.4 Objetivos del estudio
La investigación que se llevó a cabo tuvo los siguientes objetivos
1. Aislar hongos filamentosos de la zona seca de las playas de Vega Baja
(Marbella), Manatí (Los Tubos), Barceloneta (Las Criollas) y Arecibo (Caza y
Pesca).
8
2. Identificar el género y posible especie de los hongos filamentosos, utilizando
claves taxonómicas.
3. Estimar el número de hongos filamentosos a través del conteo de unidades
formadoras de colonias (UFC).
4. Determinar la relación taxonómica entre los hongos más abundantes en las
diferentes playas.
9
Capítulo II
Revisión de literatura
2.1 Marco legal
Al amparo de la Ley Federal Beaches Environmental Assesment and Coastal
Health Act, del 2000, y el área de calidad de agua de la Junta de Calidad Ambiental (JCA),
en algunas playas de Puerto Rico se implementó el programa de monitoría de playas y
notificación pública. El objetivo del programa es que los bañistas reduzcan el riesgo de
desarrollar enfermedades a las que se exponen al usar una playa que esté bajo aviso de
contaminación bacteriológica.
El parámetro utilizado para evaluar la calidad del agua en las 36 playas, en términos
bacteriológicos, es el método de enterococos. Este es un indicador de la posible existencia
de patógenos en el agua.
2.2 Características de los hongos filamentosos
La taxonomía de los hongos filamentosos es muy compleja. Dentro de ésta se
encuentran muchas variedades de taxones (Gugnani 2000). Son habitantes normales del
suelo, donde llevan a cabo el proceso de reciclaje de los elementos queratinizados que se
desprenden de los animales y del hombre: pelo, uñas, escamas de la piel y cuernos. Es un
proceso contínuo de renovación de la capa epitelial. El grupo de hongos queratinofílicos
son capaces de producir infecciones en los animales y el hombre. Estos hongos son
conocidos como dermatofitos y los géneros son Microsporum, Trichophyton y
Epidermophyton (Cervante 2004).
10
Los hongos son organismos heterótrofos eucariotas. No tienen movimiento y
emplean la materia orgánica como fuente de carbono y energía. Pueden presentarse en
forma unicelular, aunque por lo general tienen forma filamentosa (Ausr et al. 1988). Son
organismos eucarióticos que carecen de pared celular y clorofila. Sus células están
formadas por filamentos largos, éstos llamados hifas (Jahn 1949, Whittaker 1969). Por
sus enzimas degradan moléculas grandes y no solubles en agua, donde ocurre el proceso
de convertirlos en moléculas más pequeñas y más solubles. Estas son absorbidas por las
membranas plasmáticas de las células fúngicas y utilizadas como nutrientes. Estos hongos
utilizan muchos sustratos como fuente de carbono, pero muchas especies son parásitos de
animales, plantas o incluso de otros hongos (Webster et al. 2009).
Se reproducen por esporas: sexual y asexual. Por la reproducción asexual nos
referimos al estado anamorfo o fase anamórfica y a la reproducción sexual se le conoce
como teleomorfo, también conocida como teleomórfica (Kendrick 1992, Kirk et al. 2008).
Dado que los hongos son inmóviles, obtienen su energía por respiración o
fermentación a partir de materiales orgánicos solubles presentes en sus hábitats. Algunos
hongos desarrollan hifas especializadas para atrapar protozoos y pequeños invertebrados
que les sirven de alimento. Una vez muerta la presa, las hifas crecen dentro de ella y
absorben los nutrientes contenidos en la presa (Medina 2012).
Todos los hongos filamentosos que tiene hifas septadas y esporas sin flagelos se
pueden clasificar en el subreino Dikarya (Hibbett et al. 2007). Este grupo se subdivide en
dos phylum: Ascomycota y Basidiomycota, donde la mayoría de los hongos filamentosos
se encuentran en el grupo ascomicetes (Guarro et al. 1999).
11
Los ascomicetos se caracterizan por la formación de esporas endógenas en la fase
sexual. Estas ascosporas se desarrollan dentro de la estructura en forma de sacos conocidos
como ascos. Estos pueden tener una o varias ascosporas. En la mayoría de los ascomicetes
filamentosos, los ascos se convierten en cuerpos fructíferos denominados ascocarpos o
ascomas, los cuales pueden ser gimnotecio, cleistotecio, peritecio o pseudoperitecio,
apotecio, ascostroma. Además, existen varias estructuras que determinan formas
intermedias características de ciertos grupos de hongos (Ulloa et al. 2006, Webster et al.
2009). Tipos de ascomas de estos hongos son: gimnotecio, cleistotecio, peritecio, apotecio
y pseudotecio (Webster et al. 2009).
Su desarrollo sexual está controlado por un complejo de sistemas de genes, en el
cual interviene un único locus denominado mat que presenta dos alternativas o idiomorfas
(Metzanberg et al. 1990). Estos hongos, en su fase sexual, poseen tres estrategias
reproductoras diferentes: heterotalismo, homotalismo o pseudohomotalismo. Los
heterotálicas poseen un idiomorfo. Las homotálicas tienen ambos idiomorfos en un mismo
individuo. La reproducción sexual no requiere la interacción de dos individuos haploides
(Alexopoulos et al. 1996, Poggeler et al. 2000). Muchas especies de importancia clínica
no desarrollan dichas estructuras al crecer in vitro; la mayoría desarrollan formas
anamórficas. Estos se observan en anamorfos de ascomicetes filamentosos en fase sexual
desconocida y lo ubican en el phylum Deuteromycota en la clase Hyphomycetes. Para la
identificación de la fase sexual de estos hongos se estudia la morfología de las esporas
asexuales, conidias; y de las células formadoras de conidios; células conidiógenas, también
con formación de conidias, conidiógenesis (Guarro et al. 1999, Kirk et al. 2008).
12
La mayoría de los hongos filamentosos son patógenos para el hombre y un análisis
microscópico de su estructura nos permite un rápido diagnóstico micológico (De Hoog et
al. 2000). Un criterio importante que ayuda a diferenciar géneros de hongos anamórficos
es la conidiogénesis. Existen dos conidiogénesis: tálica y blástica. La tálica y las conidias
se forman a partir de la conversión de una porción de hifa; la blástica tiene formación de
novo de la pared de la conidia. La conidiogénesis blástica está entre enteroblástica y
holoblástica. La enteroblástica es la pared del conidio que crece y pasa por un orificio en
la capa externa de la pared de la célula conidiógena. Las conidias formadas se convierten
en una secuencia basípeta y se generan a partir de un punto conidiogénico fijo en el ápice
de la célula conidiógena. Una vez formada la primera conidia de esta célula conidiógena,
quedan restos de pared llamados collarente. Algunos tipos de conidiogénesis son: tálica,
blástica, enteroblástica, holoblástica, fialídica, anelídica, conidios catenulados y conidios
formando agregados mucosos. Estas células conidiógenas están localizadas sobre hifas
especializadas llamadas conidióforos. En algunos hongos los conidióforos se juntan
formado conidiomas. Algunas de estas son sinema, esporodoquio, acérvulo y picnidio
(Webseter et al. 2009).
La vida de un hongo filamentoso comúnmente involucra la reproducción asexual
mediante esporas y luego el crecimiento, que es parte crucial para la gran mayoría de los
hongos filamentosos. Usualmente, las conidias son producidas mediante micelios, pero en
hongos sujetos a presiones ambientales exhiben un ciclo reproductivo donde la conidia
germina directamente a producir otra conidia, sin llegar a formarse un micelio. A este
fenómeno se le denomina Microcyle Conidiation (MC) y está presente en más de 100
especies de hongos filamentosos (Jung 2014).
13
2.3 Infecciones causadas por hongos filamentosos
Por lo general se conoce a las infecciones causadas por hongos con el término
micosis. Para que esta enfermedad ataque a la piel, el hongo necesita estar en unas
condiciones favorables. Algunas de estas son; el pH, temperatura y reacciones redox que
estarán presentes en el tejido de la piel. Muchos hongos pueden adaptarse al tejido humano
pese a las condiciones desfavorables. El establecimiento de una enfermedad infecciosa
depende del estrecho equilibrio entre el huésped y el microorganismo (Clemons et al.
2000).
Muchos estudios en los pasados años demuestran el incremento de la micosis,
especialmente la oportunista, lo que significa infecciones producidas por hongos que son
parte de la flora normal del hombre, o aquellos hongos saprofitos que están en la naturaleza
(agua, suelo y aire). Estos hongos, cuando el huésped está débil, pueden colonizar, infectar
y producir enfermedades que pueden llevarlo a la muerte (Webster et al. 2009).
Debido a las presiones ambientales, los hongos se han visto forzados a desarrollar
diversas formas de nutrición. Uno de los sustratos que utilizan es la queratina, otorgándoles
el nombre de queratinofólicos. Entre ellos podemos encontrar una amplia diversidad de
hongos filamentosos. Se destacan a los perros y gatos como vectores, reservorios,
hospederos intermediarios de portadores micóticos, lo cual los convierte en una importante
fuente de infección dermatofítica para los humanos, especialmente en pacientes
inmunocomprometidos. Betancourt (2013) estudió la presencia de los hongos en el pelaje
de 50 gatos dermatológicamente sanos. Primeramente, se expuso a cada animal a la luz de
una Lámpara de Wood para identificar posibles infecciones empleando la fluorescencia de
los hongos en presencia de luz ultravioleta. Luego, se realizaron dos muestreos a cada gato
14
por el método de tapete de Mariat y Tapi, el que consiste en frotar durante un periodo de
treinta (30) segundos un trozo de tela estéril en el área de la cara, el cuello y los miembros.
Luego, sembraron dichas muestras en agar Sabouraud y las incubaron durante un periodo
de veintiún (21) días a 28˚C. Las colonias que crecieron fueron traspasadas para identificar
su morfología y caracterizarlas por medio de observaciones a nivel macro y microscópico.
La investigación confirmó el hecho de que pueden ser un foco de infección micótica por el
contenido de especies fúngicas filamentosas que portan. Algunas de las especies que se
identificaron fueron: M. canis, Aspergillus, Fusarium, Alternaria, Chrysosporium y
Scopulanopsis (Betancourt 2013).
2.4 Métodos moleculares hongos filamentosos
Algunos métodos se han identificado por caracterización fenotípica, donde se
muestran características tanto macroscópicas como microscópicas. Se ha observado la
presencia o ausencia de hifas, formación de esporas y mecanismos de liberación de las
mismas. También se observan los aspectos biológicos, ecológicos, pruebas bioquímicas
y el estudio de su estructura (Webster 2009). La evolución de los cambios desde el análisis
de nucleótidos del ADN, ha sido parte crucial del cambio de la taxonomía de hongos
tradicional (Guarro et al. 1999).
En los laboratorios médicos el uso de análisis moleculares ha demostrado ser rápido
y exacto para la identificación del hongo presente en las personas. Muchos estudios
publicados para la identificación de hongos patógenos en humanos, indican que las
especies más estudiadas lo son Aspergillus, Fusarium, Scedosporium y otros patógenos
(Gildo et al. 2005, Balajee et al. 2009).
15
Diversas técnicas moleculares se han utilizado en el estudio de hongos. Entre
algunos métodos está la cuantificación del contenido guanina y citosina del ADN nuclear
y la técnica de la hibridación ADN, las cuales trabajan para determinar diferencias entre
especies fúngicas y su identificación. En esta última década se han usado métodos de
electroforesis y secuenciación, dando importancia al análisis comparativo de secuencias
de un determinado gen o fragmento (Wengenack et al. 2009).
El método RFLP- polimorfismo de la longitud de los fragmentos de restricción- es
un método de electroforesis de los más usados en estudios de hongos. Este ayuda a
diferenciar molecularmente cepas de una misma especie (Gil- Lamaignere et al. 2003,
Webster et al. 2009). Los ITS, que son las regiones denominadas espaciador interno
trascrito, corresponden a secuencias altamente conservadas entre las especies fúngicas
filogenéticamente próximas. Los IGS - espaciador intergénico, presentan una variabilidad
muy elevada. Para determinar la utilización de estos genes pueden encontrarse hasta 200
copias; ésto ayuda a facilitar su ampliación mediante el PCR (Butler et al. 1989).
Se ha observado en casos particulares que algunas regiones no proporcionan
suficiente resolución para diferenciar especies filogenéticamente muy próximas. Y ésto
resulta cuando se recurre al estudio de otros genes donde, principalmente en sus
estructuras, codifican para distintas proteínas. Dentro de los genes más utilizados se
encuentran: β-tubulina (TUB, BT2), actina (ACT), quitina sintasa (CHS), factor de
elogación (EF-1α) y la calmodulina (CAL). Estos fragmentos o genes se han desarrollado
para estudios filogenéticos de algunos hongos patógenos humanos; como Fusarium (EF-
1α), Phaeoacremonium (BT2), Scedosporium (TUB y BT2) (Gilgado et al. 2005, Damm
et al. 2008, O’Donnell et al. 2009).
16
Las secuencias que se obtienen se comparan con las depositadas en la base de
datos como GenBank, donde ayudan a ubicar taxonómicamente para confirmar la
identificación de especies fúngicas. Son varios los sistemas de tipificación disponibles
(Gil- Lamaignere et al. 2003, Webster et al. 2009). El sistema de Tipificación mediante
secuenciación multilocus (MLST) es el más que recomiendan, ya que presenta gran
sensibilidad y especifidad al trabajar con secuencias de ADN. Otro beneficio es que
permite publicar en internet los resultados obtenidos para hacerlos accesibles rápidamente
al resto de la comunidad científica (Maiden 2006).
2.5 Técnicas de identificación de ADN fúngico por PCR
El PCR polymersa chain reaction amplifica una región específica del genoma
mediante unos cebadores. Diferenciándose entre las que usan cebadores específicos y
aquellas que usan cebadores universales para detectar cualquier tipo de ADN fúngico en la
muestra. En el primer caso, cuando se usan cebadores específicos y se obtiene un resultado
positivo, el PCR indica de forma precisa el género y especie fúngica. Sin embargo, cuando
se utilizan cebadores universales, esta técnica sólo indica la presencia de un hongo en la
muestra sin identificar su especie. Para poder conocer la especie se elige la técnica y
cebadores adecuados para su identificación. La técnica de PCR permite la identificación
de hongos en el ámbito del género o de la especie, a base de la utilización de sondas o
cebadores diseñados específicamente para detectar una secuencia conocida de un hongo en
particular. Algunos métodos son: PCR- Cadena de la Polimerasa simple, PCR anidada,
PCR múltiple y PCR con posterior hibridación utilizando sondas específicas. Otras técnicas
de identificación no orientadas son: PCR polimorfismos de tamaño, PCR- RFLP -
17
polimorfismos en la longitud de los fragmentos de restricción, PCR-SSCP - Polimorfismo
de conformación de cadena individual de ADN y PCR a tiempo real (Fujita et al. 2001).
La tabla 2.1 muestra un resumen de información de hongos filamentosos
identificados por pruebas moleculares donde se colocó la identificación en el GenBank, la
base, el indicador y la referencia del autor.
Tabla 2.1 Resumen de algunos hongos filamentosos identificados por técnicas moleculares.
Hongo ID Gen Bank Base Indicadores Referencias
Aspergillus
terreus
Gu594776.1 829 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Aspergillus
terreus
GU461911.1 1162 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Aspergillus
fumigatus
Gu266273.1 838 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Aspergillus
fumigatus
GU169480.1 838 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Aspergillus
fumigatus
597 ITS1-ITS4 (Mirhendi SH
et al. 2001)
Aspergillus
flavus
AY017536.1 920 Β-tub (Fabian et al.
2001)
Aspergillus
tamarii
AY017540.1 892 ITSI-4 (Fabian etal.
2001)
Aspergillus
tamarii
EF661474.1 623 Β-tub (Fabian et al.
2001)
Aspergillus
niger
HQ589137.1 930 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Candida kusei FM 199965 603 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Candida kefyr HQ396523.1 533 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Candida
tropicalis
HQ412611.1 668 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Candida
tropicalis
524 ITS1-ITS4 (Mirhendi SH.
et al. 2001)
18
Trichophyton
violaceum
FJ4792.1 830 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Trichophyton
violaceum
FJ479792.1 948 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Trichophyton
tonsurans
AY213630.1 939 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Trichophyton
verrucosum
AB491473.1 1054 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Alternaria
triticina
GU59473.1 899 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Alternaria
alternaria
HQ343446.1 740 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Alternaria
alternaria
HQ115732.1 856 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Fusarium
oxysporum
GU205444.1 1019 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Penicillium
commune
Eu833215.1 796 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Penicillium
citronigrum
GQ999241.1 960 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Acremonium
strictum
EU520092.1 917 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Candida
albicans
535 ITS1-ITS4 (Mirhendi SH
et al. 2001)
Fusarium
oxysporum
HM057335.0 1097 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
Fusarium
solami
526 ITS1-ITS4 (Mirhendi SH
et al. 2001)
Fusarium
solami
AF129104 570 ITS II (Lee et al.
2000)
Aspergillus
versicolor
AB008411 (Bornemer J
et al. 2000)
Microsporum
canis
GU291265.1 879 ITSI-4 (Fabian et al.
2001)
19
El trabajo que presentó Cuenca identifica las técnicas de tipificación de las especies
fúngicas más usadas. Estas son: análisis con enzimas de restricción (RFLP), análisis de
enzimas de restricción con métodos de simplificación de ADN fingerprinting, análisis de
enzimas de restricción con métodos de ampliación con microsatelites, electroforesis en
campo pulsante, electroforesis de enzimas multiloculares, técnicas de PCR, RAPD
Randomly Amplified Polymorphic DNA, SSDP Sequence Specific DNA primers, PMM
Polymosphic Microsatellite Markers y MLST Multilocus Sequencing Typing (Fernández
et al. 2013).
Durante la búsqueda de literatura científica se encontraron todo tipo de técnicas de
detección de especies utilizando métodos moleculares. Los resultados del estudio sugieren
que la técnica de PCR es un método rápido, sensible y específico para la identificación de
este grupo de hongos a partir de muestras provenientes de cultivos micológicos y muestras
superficiales (Vergara et al. 2006). Un grupo de investigadores trabajó con el fragmento
de ADN mitocondrial de 1450 pb que codifica para los genes ND4, ATP6 y SsrRNA. En
esta investigación se utilizaron iniciadores diseñados con anterioridad y una pareja de
iniciadores universales que amplifican la región adyacente del SsrRNA, encontrando
diferencias a nivel de especie (Pereiro et al. 1999).
En estudios relacionados a la salud, compararon el método tradicional de
diagnóstico en uñas (microscopia y cultivo) con el de PCR utilizando ADN extraído
directamente de las uñas, lo que demostró una concordancia entre la microscopía y la PCR.
Utilizando PCR, el número de muestras aumento de un 20% a un 40%, para la
identificación de T. rubrum por PCR en muestras positivas por microscopía, pero negativas
20
en cultivo. Esta prueba de diagnóstico supone un notable incremento de la sensibilidad para
la caracterización de las onicomicosis (Prieto et al. 2011).
La técnica de PCR proporciona una herramienta rápida y práctica para la
identificación de las cepas de dermatofitos, independientemente de las características
morfológicas y bioquímicas (Liu et al. 2000).
Otro estudio verificó las especies de dermatofitos que pueden ser fácilmente
trabajadas sobre la base de una secuencia de ADN que codifica una parte de la subunidad
grande (LSU) ARNr (28S rRNA) utilizando el kit de secuenciación MicroSeq D2 LSU
ARNr fúngico. Dos taxones que estaban causando dermatofitosis en distintos lugares se
distinguen claramente en muestras del complejo de especies de Trichophyton
mentagrophytes (Ninet et al. 2003). El marcador molecular utilizado para la identificación
de dermatofitos es en la región ITS (Guarra 2012).
En la tabla 2.2 se resumen los primers, secuencia y objetivo genómico para hongos
filamentosos.
Tabla 2.2 Primer, secuencias y objetivo genómico para hongos filamentosos
PCR-
primer
Primer sequence (51-3’) Genomic
target
Primer
references
ITS1 TCCGTAGGTGAACCTGCGG ITS (White et al
1990)
ITS2 GCTGCGTTCATCGATGC ITS (White et al
1990)
IST3 5'-GCATCGATGAAGAACGCAGC-
3'
ITS (White et
al. 1990)
ITS4 5'-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3' ITS (White et
al. 1990)
ITS4 TCCTCCGCTTATTGATATGC ITS (White et al.
1990)
ITSIF CTTGGTCATTAGAGGAAGTAA ITS (Gardes, Bruns
1993)
ITS4B CAGGAGACTTGTACACGGTCCAG ITS (Gardes, Bruns
1993)
21
ITS4A CGCCGTTACTGGGGCAATCCCTG ITS (Laurena et al.
1999)
2.6 Análisis Taxonómico
El ADN es la principal fuente de información genética de los seres vivos. Por lo
tanto la ciencia de la filogenia establece las relaciones evolutivas entre organismos donde
su objetivo es la comparación de huellas moleculares, a partir de la comparación de
secuencias de regiones codificantes y no-codificantes del ADN (Gotelli 2004, Padial et
al. 2010).
2.7 Análisis de hongo en arenas en diferentes playas del mundo
Al comparar con las masas terrestres, los océanos proveen ambientes estables con
pequeños cambios en temperatura y salinidad. Los sustratos orgánicos como algas, resto
de plantas, entre otros, se concentran en las playas y brindan nutrientes a los hongos
(Kohlmeyeret et al. 1979). La temperatura más alta a la que algunos hongos pueden
desarrollarse es de 41°C. En el suelo, la variación en la microbiota queratinofílica está
condicionada por las variaciones de temperatura y luz (Saez et al. 1977). Estas variaciones
son más marcadas en regiones tropicales y subtropicales (Garg 1985).
Aspergillus fumigatus actualmente es el principal aero transportador de esporas de
hongos patógenos. Es capaz de causar varias enfermedades en los seres humanos, las cuales
son invasivas. La enfermedad de la aspergilosis es la más grave. Este hongo A. fumigatus
carece de virulencia sofisticada. Es capaz de establecer la infección debido a su robustez y
capacidad para adaptarse a una amplia gama de condiciones ambientales (McCormick et
al. 2010).
22
Las infecciones fúngicas invasoras son un problema creciente en pacientes
severamente inmunocomprometidos. Las células hematopoyéticas y trasplantes de órganos
siguen aumentando y, a pesar del reciente desarrollo de agentes antimicóticos más activos
y menos tóxicos, la mortalidad de las tasas de infecciones fúngicas invasivas siguen siendo
muy altas (Kriengkauykiat et al. 2011).
En un estudio de suelos de parques infantiles de cinco lugares en la ciudad de
Caracas, en el área de juego de niños, donde tienen contacto con la arena, se encontraron
frecuencia de hongos dermatofitos en 44 muestras, un 88%. Los resultados identificaron
ser positivos a hongos queratinofílicos. Los géneros encontrados fueron Chrysosporium,
Fusarium y Microsporum (Joubertt 1999).
Por otro lado, la presencia de hongos, en especial los dermatofitos en la piel de
perro y gatos, fueron identificados en los parques públicos de juegos infantiles que utilizan
arena en la ciudad de México. Utilizaron la técnica de cepillo dental descrita por
(Mackenzie 1986). Se obtuvieron 67 cepas de hongos en gatos y 90 cepas en perros. El
estudio concluyó que estos dos animales son portadores de estos hongos patógenos al
hombre y los pueden trasmitir a través de la arena (Guzmán 2000).
Según un estudio, no hay mucha diferencia estacional en la incidencia de hongos
dermatofitos en suelos de la ciudad de Corriente en Argentina. El 100% de las muestras
tenían hongos dermatofitos. Algunos géneros encontrados fueron: Trichophyton,
Penicillium, Microsporum, Crysosporium, Ctenomyces y Deschlera. Los suelos fueron
mayoritariamente alcalinos, todos arenosos y con buen contenidos de fósforo asimilable
(Alonso 1990).
23
En Chile se aislaron hongos del pelaje de gatos que son adquiridos del ambiente y
se componen en su mayoría de hongos queratinofílicos. El 100% de las muestras que se
encontraron aislaron hongos queratinofílicos y oportunistas patógenos. Los hongos
dermatofitos sumaron el 80% del total de muestras. Este estudio comprobó que el pelo de
gato dermatológicamente sano, tiene una variedad de hongos filamentosos, lo que confirma
el rol de estos animales como reservorio y fuente de infección oportunista (Betancourt
2013).
En el área de la costa central de Portugal, estudios mostraron la presencia de
dermatofitos en 42 % de las playas de arena analizadas. Algunos de los dermatofitos más
encontrados fueron Trichophyton mentagrophytes, T. rubrum y Microsporum nanum.
Estos fueron aislados de áreas arenosas y no inundados con presencia de residuos
orgánicos. En áreas inundadas e intermedias donde la marea era alta se aislaron saprofitos
fungales: Aspergillus candidus, A. ochraceus y A. fumigatus (Izquierdo et al. 1986).
En las playas de arena del sur de Francia se aislaron Candida albicans y otras
especies Candida. En el mismo estudio, se aislaron ocho especies de hongos
queratinofílicos y once no queratinofílicos considerados agentes patógenos potenciales
(Bernard et al. 1988).
En la arena de playas ubicadas en la costa mediterránea del norte de España,
analizaron dieciseis (16) especies de hongos, entre ellas cepas potencialmente patógenas.
La mayoría de los hongos aislados pertenecían a las especies Penicillium, Aspergillus y
Cladosporium (Izquierdo et al. 1986).
Otros géneros aislados con mayor frecuencia de las muestras de arena de playa en
España fueron: Penicillium, Aspergillus, Cladosporium, Altenaria, Mucor, Monilia,
24
Cephalosporium, Verticillium y Chrysosporium (Roses et al. 1988). Así mismo, otros
investigadores reportaron una ausencia o baja incidencia de C. albicans (Roses et al. 1988,
Figueras et al. 1992).
En Israel analizaron muestras de agua marina y arena donde encontraron
crecimiento de hongo en las muestras de arena y no en la de agua (Ghinsberg et al. 1994).
En Guadalupe analizaron especies de hongos en aguas marinas y arenas de playa.
Llegaron a la conclusión de que la similitud de las especies bacterianas en la arena y el
agua marina incidió en el hecho de que ninguna Candida albicans fue aislada y que las
levaduras aisladas eran de origen marino. Los hongos aislados pertenecían a las especies
C. tropicalis, C. parapsilosis, C. langeronii, C. guilliermondii, Trichosporon cutaneum y
Toluropsis (Boiron et al. 1983).
Mientras la densidad de hongos en 180 muestras de arena que estudiaron de 42
playas mediterráneas españolas alcanzó varios cientos de miles de UFC/g - unidad
formadora de colonias de muestra. Los géneros aislados con mayor frecuencia fueron:
Penicillium, Cladosporium, Aspergillus, Acremonium, Alternaria y Fusarium (Larrondo
et al. 1989).
En el área de Ática, en Grecia los hongos aislados incluyeron: Candida albicans,
C. krusei, C. tropicalis, C. guilliermondi, C. rugosa, Pitirosporum orbiculare, Fusarium,
Penicillium, Mucor, Helminthosporium y Aspergillus niger. Los agentes patógenos
aislados incluyeron Candida albicans y, otras especies Candida, Fusarium y Pitirosporum
orbiculare (Papadakis et al. 1997).
En Cuba se evaluaron seis playas del norte de la Habana e identificaron veinte (20)
especies de hongos y nueve (9) de ellas nuevos registros. El estudio comprobó que en dos
25
playas específicas, la playa de Bacuranao y Boca Ciega se aisló mayor número de especies,
ésto lo relacionaron con la abundancia de restos de vegetales (Enriquez 2003).
En Puerto Rico se identificaron y caracterizaron taxonómicamente la distribución
espacial de hongos arenícolas en la Bahía de Mayagüez, en la parte oeste de la Isla. La
abundancia total de hongos fluctuó entre 0.0- 67.84 unidades formadoras de colonias
(UFC) durante la época de verano y entre 10.02 - 215.10 UFC durante el resto del año. Los
géneros de hongos fueron mayores en El Seco, 215.10 UFC, en comparación con
Guanajibo 165.47 UFC y el Maní 198.07 UFC. Estos sectores se encuentran en el pueblo
de Mayagüez. Aspergillus spp. fue el género más representativo, formando el 85% total de
la abundancia de hongos entre las tres estaciones. Ruíz (2004) concluyó en su estudio que
los hongos pueden crecer y desarrollarse exitosamente en condiciones marinas y tolerar
variaciones naturales de salinidad. Ruiz (2004) encontró diferencias significativas en la
composición de especies en las estaciones de muestreo. En este estudio se encontró que las
variaciones de salinidad tuvieron un efecto significativo en la abundancia de hongos,
especialmente durante los meses de mayo a agosto, cuando las temperaturas también son
más altas. Las concentraciones de salinidad regulan la abundancia de hongos en los meses
más fríos del año. Esta investigación mostró que los patrones fueron consistentes en las
tres estaciones estudiadas. El efecto de las diluciones de salinidad fue de gran impacto para
la abundancia de hongos en los diferentes sitios en cada una de las tres estaciones (Ruiz
2004).
Otro estudio tomó muestras de espuma marina y hojas sésiles de Avicennia
germinans y Rhizophora mangle de dos comunidades en el estuario la Laguna en Rincón,
en el suroeste de Puerto Rico. Tomaron doce (12) bolsas de espuma marina y 1,296 hojas.
26
Cladosporium oxysporum y C. sphaerospermum fueron aislados de agua de mar basándose
en su habilidad de usar los hidrocarburos poliaromáticos nafataleno (C10H8) y fenantreno
(C14H10) como fuentes de carbono y de energía. Los reconocimientos de campo fueron en
el suroeste de Puerto Rico, y el suroeste de la Florida durante los meses de julio de 2001 y
a través de 2003. Estos produjeron 14 especies de basidiomicetos manglícolas de los cuales
cuatro fueron nuevos registros. Otra investigación encontró hongos acuáticos de varios
sustratos en la boca de río del estuario Río Manatí, al norte de Puerto Rico. En general este
estudio encontró 13 nuevos registros para Puerto Rico (Nieves 2005).
En los diferentes suelos de las regiones geográficas de Brasil, se aislaron
dermatofitos que fueron identificados por los estudios morfológicos. Analizaron 692
muestras de suelo. Las actividades de queratinasa y elastasa se realizaron cuantitativamente
en 138 muestras. La secuenciación de la región ITS del rDNA se realizó en muestras
representativas de aislamientos de M. gypseum. Estas mostraron diferencias cuantitativas
significativas en la expresión de ambos queratinasa y elastasa, pero no se observó
correlación significativa entre estas enzimas. La secuenciación de las muestras
representativas reveló la presencia de dos especies teleomórficas de M. gypseum,
Arthroderma y A. incurvatum. Las actividades enzimáticas pueden desempeñar un papel
importante en la patogenicidad y una probable adaptación de este hongo para el parasitismo
de los animales. Usando el análisis fenotípico y molecular, la identificación Microsporum
y sus estados teleomórfica proporcionarán un sistema de identificación útil y fiable
(Giudice et al. 2012).
Otro estudió analizó la estructura de una comunidad de hongos en cinco sedimentos
a una profundidad de 4000 m en el océano de la India Oriental. Los investigadores
27
utilizaron una combinación de secuenciación del medio ambiente específico y el cultivo
tradicional. Como resultado se obtuvo un total de 45 unidades operativas de hongos
taxonómicos (OTUs) y 20 filotipos fúngicos cultivables. Este descubrimiento indica que
hay una gran cantidad de diversidad de hongos en los sedimentos del fondo del mar
recogidos en el Océano Índico Oriental. Tres hongos Otus y un filotipo cultivables
demostraron alta divergencia (89% -97%) de las secuencias existentes en el GenBank. Por
otra parte, el 44.4% de hongos Otus y 30% de hongos filotipos cultivables son nuevos
reportes para los sedimentos de aguas profundas. Estos resultados sugieren que los
sedimentos del fondo del mar desde el Océano Indico pueden servir como hábitat para las
nuevas comunidades de hongos en comparación con otros ambientes de aguas profundas.
Además, diferentes comunidades de hongos podrían ser detectados cuando se utiliza la
secuenciación ambiental específica en comparación con el cultivo tradicional, lo que
sugiere que una combinación de secuenciación dirigida del medio ambiente y el cultivo
tradicional generará una comunidad fúngica más diversa en entornos de aguas profundas,
que usando secuenciación del medio ambiente o el cultivo tradicional solo. Este estudio es
el primero en informar de nuevos conocimientos sobre las comunidades de hongos en los
sedimentos de aguas profundas del Océano Índico Oriental, lo que aumenta el
conocimiento y comprensión de la diversidad de hongos en ambientes de aguas profundas.
Es probable que la diversidad de hongos de las dos muestras es superior a lo que fue
detectado en este estudio (Zhang 2014).
En el de Brazil, se estudió la diversidad de micro hongos en las playas Casa Caiada
y Bairro Novo en Olinda, Pernambuco. Se aislaron e identificaron hongos de la arena y el
agua de las muestras de estas playas. Los géneros más frecuentes fueron Aspergillus y
28
Penicillium, tanto en arena y agua, con un total de 11 y 19 especies, respectivamente. Los
hongos son componentes importantes de los ecosistemas, son cosmopolitas y
generalmente aislados en zonas tropicales, subtropicales y templadas. Son considerados los
microorganismos más activos en la descomposición de los compuestos orgánicos tanto en
la arena y el agua (Gomes et al. 2008).
En cuanto a la distribución y diversidad de microhongos en la región litoral de la
costa occidental de Argelia, investigadores trabajaron con el aislamiento, purificación e
identificación de hongos filamentosos. Muestras de arena y agua fueron cultivadas en
placas Petri y los cultivos fueron incubados a 27 °C. Tan pronto como las primeras colonias
se desarrollaron, estas fueron trasladadas a los tubos con SDA. La identificación del hongo
se llevó a cabo por observaciones macroscópicas y microscópicas de colonias. Factores
como el pH, la temperatura y la salinidad del agua pueden influir en la actividad,
abundancia y distribución de hongos marinos. En general, los hongos marinos necesitan
altas temperaturas, generalmente entre 25 y 30 °C. En el estudio, más de 250 cepas
pertenecientes a 15 diferentes géneros fueron aisladas del agua y las playas. Los datos
indican una clara abundancia; 85% de Penicillium, Aspergillus, Mucorales, Cladosporium,
Fusarium y Trichoderma, encontrados en la región del litoral de la Costa Oeste Argelino
(Matallah 2011).
La micobiota del suelo arenoso de las playas egipcias fue investigada en treinta y
seis arenas, en muestras recolectadas de nueve diferentes playas en Egipto. Las muestras
de suelo fueron analizadas químicamente para la estimación de sales solubles totales,
materia orgánica, cloruro, conductividad eléctrica y valor de pH. Se utilizó el método de
dilución de la placa para la estimación de hongos del suelo. Identificaron cuatro géneros
29
que estaban representados en la arena de las 9 localidades: Penicillium, Aspergillus,
Trichoderma y Chaetomium, pero todos sus recuentos y su frecuencia no fueron similares
de un lugar a otro. Aspergillus mostró la más amplia gama del espectro de la especie, lo
que representó 16 especies, seguido por Penicillium que fue representado por 6 especies.
Estas dos especies fueron las de mayor recuento total donde Aspergillus obtuvo (30)
colonias un 28 % y Penicillium obtuvo (35) colonias con un 72 % (Migahed 2003).
Los estudios sobre la diversidad fúngica en los sistemas hipersalinos se han
centrado principalmente en los ambientes acuáticos, particularmente salinas solares donde
se concentra el agua de mar durante las operaciones mineras de sal. Estudios de diversidad
de hongos en ambientes terrestres se han limitado a los suelos áridos del desierto en el
Oriente Medio. En general, los suelos hipersalinos del desierto tienden a tener una baja
abundancia de hongos, a menudo 102 y 103 por gramo de tierra. La salinidad puede afectar
directamente a la esporulación y el crecimiento de los hongos. Por ejemplo, en salinidades
altas > 5% tiende a haber una mayor esporulación con más clamidosporas observadas, una
inhibición de conidiogénesis y menos hifas. La mayoría de los hongos aislados de
ambientes naturales hipersalinos son halotolerantes en lugar de halófilas, con mucho
crecimiento en salinidades inferiores. El Great Salt Plains (SGP) de Oklahoma es un
entorno hipersalino terrestre, donde las salmueras saturadas dejan costras evaporíticas de
NaCl. Estudios demuestran que se han aislados y caracterizado veinticinco hongos a partir
de suelos SGP en medio que contiene 10% de NaCl. De acuerdo con el análisis de
secuencias de genes 18S rRNA, todos los aislamientos caen dentro de los Ascomycetes,
con un predominio de Trichocomaceae, representada por Aspergillus, Eurotium y especies
de Penicillium. Especies de Anthrinium, Cladosporium, Debaryomyces, Fusarium, y
30
Ulocladium también fueron aislados. En general, las cepas fueron ampliamente
halotolerantes, con mejor crecimiento observado en salinidades más bajas (Evans et al.
2013).
La abundancia y diversidad de especies de hongos microscópicos fue investigada
en tres playas de la Costa de México. En cada playa tomaron muestras compuestas de arena,
madera, arena húmeda. Las muestras se analizaron por tres métodos diferentes, lo que
resulta en un total de 1.600 muestras. Identificaron un total de 52 especies. Estas se
clasificaron en 12 especies marinas y 40 no marinas. Los resultados identificaron que la
playa del Coco era más rica en especies (González et al. 1998).
La presencia de hongos en sistemas acuáticos tiene un gran efecto en el desarrollo
y reproducción de peces. En esta investigación se identificaron seis hongos, tales como:
Penicillium sp., Acremonium sp., Fusarium solani, Aspergillus sp., Mucor sp., Saprolegnia
sp. Los mismos fueron aislados en agar Sabouraud dextrose a partir de muestras de los
huevos y del cuerpo del pez. Este artículo enfatiza la influencia que tiene la flora
micológica acuática ante la reproducción de peces, en este caso el de Clarias gariepinus
en granjas comerciales y naturales (Abolude et al. 2013).
2.8 Estudios de contaminación microbiológica en la playa
La contaminación microbiológica es mayor en la arena que en las aguas adyacentes.
La arena actúa como un puerto pasivo para la contaminación acumulativa. El movimiento
del agua causa erosión, transporte y deposición de todos los sedimentos de la playa así
como la posterior redistribución de microorganismos (Oliveira 1992, Méndez 1993).
Un factor importante, como parte del control de la contaminación de la arena, es la
vigilancia sistemática de las playas. Esta es relativamente limitada, si bien a menudo ha
31
sido recomendada para investigación. El riesgo para la salud en agua marina de la bahía
OMS 1992 y la calidad microbiológica del agua de recreación costera de PNUMA 1994,
han señalado que la arena húmeda y los sedimentos de la playa deben ser una parte integral
de los estudios epidemiológicos y microbiológicos que relacionan la calidad del agua
recreativa con el efecto sobre la salud en un país (Chabasse 1986, Conseil Superieur
d’Hygiène Publique de France 1990). Muchos autores concuerdan con la preocupación
por los riesgos reales y potenciales para la salud debido a la exposición de la arena de playa
(Nestor et al. 1984, Mendes 1997).
En varios países, especialmente en época de verano, la limpieza de arena en las
playas con máquina es una práctica común que puede eliminar la basura visible mezclada
con la arena. Ello reduce la cantidad de materia orgánica, especialmente al borde de la
playa, y por lo tanto, el desarrollo posterior de microorganismos que producen un conflicto
con respecto al control de la playa (Llewellyn et al. 1996). A través de los años, las
agencias gubernamentales han desarrollado diferentes estrategias de limpieza para eliminar
la contaminación de la arena, lo que ha resultado en una mejor calidad microbiana
(Fernández et al. 1982). El tratamiento de la playa es necesario. Se deben usar métodos
simples tales como barrido o aireación, así como una supervisión constante de la playa para
prohibir el ingreso de animales. La educación del público en higiene personal y el uso de
toallas para sentarse en la arena de la playa son muy importantes para minimizar el riesgo
a enfermedades (Conseil Superieur d’Hygiène Publique de France 1990).
En la época de verano aumenta de un 20 a 25% el número de consultas relacionadas
con las infecciones cutáneas producidas por los hongos. Esto, ya que en el verano se reúnen
las condiciones adecuadas, como el aumento de temperatura y humedad que facilitan la
32
proliferación de estos microorganismos. El ser humano busca contacto con la naturaleza y
el aire libre. Uno de sus lugares preferidos es la visita a las playas, donde su piel está
expuesta al contacto directo con la arena y con el aire que trasporta las esporas y a su vez
con todo lo que la arena tiene (Giménez et al. 1997).
Se ha mostrado preocupación por los riesgos reales y potenciales para la salud
debido a la exposición a la arena en las playas (Nestor et al. 1984, Mendes et al, 1997).
Muchos estudios muestran la importancia de conocer la flora micológica de la arena de las
playas. Los hongos, en su mayoría, son patógenos para los humanos y los animales
(Mendez et al. 1997). Los animales sirven de transporte para la transmisión de
enfermedades en la piel, siendo la arena un reservorio de hongos patógenos (Mendezet al.
1997). Deben realizarse diferentes estudios epidemiológicos intensivos de dermatofitosis
inducida por hongos dermatofitos, ya que tienen importancia para la salud pública
(Srinivasan 2012).
33
Capítulo III
Técnicas experimentales - metodología
3.1 Plan de investigación
Este trabajo cuenta con dos métodos de investigación. Se utiliza el método de
taxonomía tradicional y el análisis molecular. El análisis de muestras por el método
tradicional está basado en características macroscópicas y microscópicas de las
muestras. El de análisis molecular por el ADN.
3.1.1 Lugar de estudio: El muestreo se realizó en la costa Norte de Puerto Rico. Se
tomaron muestras de arenas de las playas de Vega Baja (Marbella), Manatí (Los
Tubos), Barceloneta (Las Criollas) y Arecibo (Caza y Pesca).
3.1.2 Coordenadas playas del estudio (ver tabla 3.1)
Tabla 3.1 Información de latitud y longitud de cada playa
Pueblo Playa Latitud Longitud
Arecibo Caza y Pesca 18.480912 -66.684399
Barceloneta Las Criollas 18.484005 -66.575988
Manatí Los Tubos 18.470176 -66.451532
Vega Baja Marbella, Puerto
Nuevo
18.492644 -66.398261
3.2 Diseño Experimental
3.2.1 Tiempo: Un año de muestreo. Los meses fueron de diciembre 2012 a noviembre
2013.
3.2.2 Manejo y toma de muestras
1. Se tomaron las muestras de la zona seca de la playa una vez al mes en cada una
de las cuatro playas seleccionadas: Vega Baja (Marbella), Manatí (Los Tubos),
Barceloneta (Las Criollas) y Arecibo (Caza y Pesca).
34
2. Se tomaron las muestras superficiales de aproximadamente 100 gramos de
arena seca con unas espátulas estériles. Cada muestra se recogió asépticamente
en la superficie de tres puntos equidistantes y paralelos a la línea de la costa de
manera de obtener unas muestras representativas de cada playa.
3. Se usó una espátula estéril y bolsas estériles y se identificaron con la información
de cada lugar de muestreo.
4. Simultáneamente con la recolección de muestras de arena se tomaron las medidas
de temperatura y porciento de humedad de la arena, al momento de tomar las
muestras, utilizando el equipo vernier lab quest.
5. Se utilizó la forma del apéndice A para documentar toda la información del
muestreo.
6. Se transportaron al laboratorio en un envase térmico con hielo.
7. Se utilizó la forma del apéndice C para documentar la información de la
inspección de la basura en la arena de cada playa.
3.2.3 Muestras para análisis molecular
1. Se usaron las mismas muestras tomadas cada mes – sección B, de la arena seca
de cada playa durante un año.
2. Las muestras de cada playa, por temporada seca y húmeda, se homogenizaron
para formar una muestra compuesta, se colocaron en una bolsa plástica estéril por
cada playa y se dividieron en dos temporadas por cada playa. Para un total de ocho
muestras, cuatro de cada temporada. Los meses de temporada seca son diciembre,
enero, febrero, abril. Los de temporada húmeda son mayo, junio, julio, agosto,
septiembre, octubre y noviembre (Jury et al. 2007, Torres 2014).
35
4. Las hojarascas y basura, como plástico o madera, deben ser removidas antes de
trabajar la muestra para la extracción de ADN.
3.2.4 Análisis (UFC)- conteo de colonias y morfología
1. Se pesó un gramo de la muestra de la arena seca. Se realizó en duplicado.
2. Esta se esparce en los platos Petri que contiene rose bengal agar -RBA. Se
incubaron a 25 °C por un período de tiempo de 5 a 10 días. Se documentaron los
resultados en la hoja del apéndice A.
3. Preparación de los Controles: para el control positivo, se inoculó en una placa
con el medio RBA la especie Aspergillus niger, ésto para demostrar que el medio
tendrá la capacidad de crecimiento. Para el control negativo, se usó una placa sin
ninguna muestra, ésto para garantizar la esterilidad del medio.
4. Posterior a la incubación, se realizó el recuento microbiológico de las colonias
obtenidas UFC.
a. Se realizó el aislamiento en un plato con medio de cultivo (PDA) potatoes
dextrose agar o (SDA) Sabouraud dextrose agar. Se prepararon controles
con (PDA o SDA) como la sección 3.
b. Del micelio que se desarrolló en la superficie del sustrato (crecimiento
de las muestras de un gramo de arena), se extrae una porción de cada colonia
presente en el plato. Se aísla en una placa con agar PDA o SDA. Se rotulan
los platos Petri o tubos y se cultivan a 25 °C por 5 a 10 días. Lo mismo
aplica a cada muestra.
e. Los cultivos puros se guardarán en la nevera a una temperatura de 2 °C a
8 °C.
36
3.2.5 Identificación del hongo filamentoso
1. A cada muestra aislada identificada se le hace un análisis macroscópico, donde se
observan las características y se documenta en la hoja del apéndice B.
2. Se identificó cada hongo realizando un estudio macroscópico en el cultivo de la
colonia de cada muestra.
a. Se observaron las colonias para identificar su color, textura, topografía,
márgenes y pigmentos (Hoog 2000). Se documentaron los resultados en la
hoja del apéndice B.
b. Para la identificación microscópica, se utilizó el tinte lactofenol. Se prepara
la laminilla y se coloca en el microscopio para su observación.
c. Se utilizaron claves taxonómicas (Cabañes 2000), Description of medical
fungi (Ellis et al. 2007) Medically important fungi: a guide to identification.
(Larone 2011) Identifying fungi: a clinical laboratory handbook (St-
Gemain 2011) y el libro de Micología médica ilustrada (Arenas 2008).
3.2.6 Análisis molecular: PCR
3.2.6.1 Extracción de ADN
a. Se utilizó el kit ultra Clean soil DNA Isolation Kit (MO BIO lab).
https://www.funakoshi.co.jp/data/datasheet/MBL/12800-50.pdf
3.2.6.2 Cuantificación ADN
a. La concentración del ADN y la pureza del ADN extraído se determinaron
mediante el uso del instrumento QUBIT.
b. Las medidas de la muestra y estándares se encuentran en el protocolo
QUBIT Assays, que se encuentra en la siguiente dirección web.
37
https://www.thermofisher.com/pr/en/home/industrial/spectroscopy-
elemental-isotope-analysis/molecular-
spectroscopy/fluorometers/qubit/qubit-assays.html
3.3 Reacción en cadena de polimerasa (PCR) - Análisis de la secuencia de ADN
Este análisis lo realizaron en el laboratorio Molecular Research (MRDNA) en US,
Texas. http://mrdnalab.com/
3.3.1 Secuencia shotgun de ADN
Los pasos de secuenciación del genoma incluyen el aislamiento y la purificación
de ADN genómico, la fragmentación, la ligación a los adaptadores de secuenciación y
purificación. Después de las etapas de amplificación y de desnaturalización, las bibliotecas
pueden ser agrupadas y secuenciadas. Se utilizó 50 ng de ADN de cada muestra para
preparar las bibliotecas de ADN utilizando el kit de preparación de muestras Nextera
(Illumina). La biblioteca agrupada se cargó a un cartucho 600 Cycles v3 Reagent (Illumina)
y la secuenciación se realizó en un secuenciador Miseq (Illumina).
3.3.2 Secuencia del transcriptoma (ARN)
Los pasos de secuenciación del transcriptoma incluyen el aislamiento, purificación,
fragmentación química de ARNm y su conversión en ADNc de doble cadena utilizando
cebadores hexámeros aleatorios. La construcción de bibliotecas de secuenciación se inició
con la generación de ADNc de extremos romos, seguido de la ligación a los adaptadores
de secuenciación de ARN. Después de las amplificaciones y desnaturalización, las
bibliotecas fueron agrupadas y secuenciadas. Se utilizó 2 g de ARN total (o 250 ng de
ARNm) de cada muestra para preparar las bibliotecas utilizando kits de preparación de
38
muestras de ARN TruSeq (Illumina). Las bibliotecas fueron cuantificadas y agrupadas y la
secuenciación se realizó como anteriormente mencionado.
3.3.3 Secuencia de ADNc
Los pasos de secuenciación de ADNc incluye la purificación y la generación de
cDNA de extremos romos, seguido de la ligación a los adaptadores de secuenciación,
amplificación, la desnaturalización y la secuenciación. Se utilizó 250 ng de ADNc de doble
hebra de cada muestra para preparar las bibliotecas utilizando kits de preparación de
muestras de ARN TruSeq (Illumina). La biblioteca agrupada fue secuenciada como
anteriormente mencionado en un Miseq (Illumina).
3.3.4 Análisis de la secuenciación
Se analizaron las muestras utilizando el servidor de análisis metagenómico MG-
RAST (http://metagenomics.anl.gov/). Las secuencias de metagenómica fueron anotadas
usando el método de anotación basada en la evidencia. Las secuencias fueron comparadas
contra las bases de datos de proteínas utilizando BLASTX a un corte E-valor: 1 x 10E-5.
Los genes predichos fueron tabulados y clasificados en categorías funcionales de órdenes
inferiores (genes individuales) a órdenes superiores (procesos celulares). La abundancia
relativa de cada gen se calculó dividiendo los hits de similitud de genes de un individuo
por el total de hits contra cualquiera de la base de datos.
Las unidades taxonómicas operacionales (OTUs) finales fueron clasificadas
taxonómicamente utilizando BLASTN contra una base de datos curada derivada de
GreenGenes, RDP II y NCBI (http://greengenes.lbl.gov/cgi-bin/nph-index.cgi,
http://rdp.cme.msu.edu, www.ncbi.nlm.nih.gov) y compiladas en cada nivel taxonómico.
Las OTUs fueron agrupadas a 3% divergencia (97% similitud) a través del ARNr 18S, que
39
corresponde al nivel de especies, mientras que un 95% de similitud (5% de divergencia)
corresponde al nivel de género.
3.3.5 Arbol taxonómico
Se utilizó NCBI Taxonomy Browser
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/CommonTree/wwwcmt.cgi) para localizar el
identificador taxonómico de las especies o géneros a incluirse en la construcción del
árbol taxonómico con phyloT versión 2015.1 (http://phylot.biobyte.de/index.html).
40
Capítulo IV
Resultados y Análisis
4.1 Géneros y especies identificados por mes
El tiempo de tomar muestras fue de diciembre 2012 a noviembre 2013. Se
encontraron seis géneros diferentes de hongos filamentosos en la arena de las playas de la
costa norte de P.R. Los de mayor frecuencia en las cuatro playas fueron: Aspergillus,
Penicillium y Rhizopus. Los géneros en común en las cuatro playas fueron: Aspergillus,
Penicillium y Rhizopus. El género Trichoderma no se encontró en la playa de Barceloneta
y en la playa de Vega Baja no se encontraro Fusarium. La tabla 4.1 muestra la lista de
géneros y especies encontradas en las cuatro playas por cada mes.
4.2 Resultados de los Controles
Como parte del estudio, se trabajó cada mes con dos controles: uno negativo y otro
positivo. El control negativo se utilizó para demostrar que el medio de cultivo estaba estéril
y que no tenía crecimiento alguno. En el caso del control positivo, se inoculó con
Aspergillus niger, ésto para garantizar que el medio de cultivo reproduce y está apto para
el crecimiento de las muestras. En todo el estudio se obtuvieron los resultados esperados,
los controles negativos no obtuvieron crecimiento y los positivos, sí.
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41
Tabla 4.1. Género y especies de hongos filamentosos identificados por mes en las cuatro playas en todo el año.
Mes - año Arecibo Barceloneta Manatí Vega Baja diciembre
2012
A.oryzae, Trichoderma
P. raistrickii
P. raistrickii
F. oxysporum
H. werneckii,
P. raistrickii
P. raistrickii
A. niger
enero 2013 P. raistrickii
R. oryzae
A. oryzae
P. raistrickii, R. oryzae
Trichoderma,
P. raistrickii, R. oryzae
P. raistrickii
febrero 2013 P. raistrickii
R. oryzae
R. oryzae P. raistrickii, R. oryzae
A. acidus
P. raistrickii
A. acidus
marzo 2013 F. solani, Mucor
A. flavus, R. microsporus
R. oryzae, R. stolonifer
R. oligosporus
F. solani, A. fumigatus
R. oryzae, A. acidus
A. fumigatus
R. oryzae
abril 2013 P. waksmanii, R. oryzae
R. stolonifer
P. raistrickii
R. oryzae
R. stolonifer
P. raistrickii
H. werneckii
P. raistrickii
R. oryzae
R. stolonifer
P. raistrickii
R. oryzae
mayo 2013 A. niger, A. nidulans
F. semitectum
R. oryzae
P. cyclopium
P. raistrickii
P. oxalicum
P. raistrikii
A. flavus,
P. aurantiogriseum
P. raistrickii
junio 2013 R. stolonifer, Penicillium
R. microporus
P. raistrickii
R. microsporus
P. raistrickii
P. oxalicum
Penicillium
R. oryzae
A. flavus,
Penicillium
R. microsporus
julio 2013 R. oligosporus A. niger
R. stolonifer
A. oryzae R. stolonifer
agosto 2013 P. oxalicum
P. viridicatun
R. stolonifer
H. werneckii
P. raistrickii R. stolonifer
P. oxalicum
septiembre
2013
H. werneckii
A. niger
P. aurantiogriseum
R. microspores
P. chysogenum
R. stolonifer
F. oxysporum
R. oligosporus
H. werneckii
P. aurantiogriseum
R. microsporus
R. oligosporus
P. aurantiogriseum
R. microsporus
R. oligosporus
octubre 2013 R. stolonifer, A. flavus
P. aurantiogriseum
A. flavus
P. raistrickii
Trichoderma
P. raistrickii
Trichoderma
noviembre
2013
A. flavus
A. niger
P. cyclopium
P. oxalicum
R. stolonifer, R. oryzae
R. oligosporus
R. oryzae
A. oryzae
P. aurantiogriseum
R. oligosporus
Temporada seca (diciembre-abril) temporada húmeda (mayo-noviembre)
0
4.3 Descripción del género Aspergillus
Es un hongo filamentoso hialino, saprofito, perteneciente al filo ascomycota. Se
encuentra formando hifas hialinas septadas y puede tener reproducción sexual y asexual.
Este hongo es uno de los principales productores de micotoxinas. Son metabolitos
secundarios producidos y secretados por el hongo por su proceso de degradación de la
materia orgánica, como mecanismo de defensa frente a otros microorganismos. Hay
diversidad de especies y varían de tamaño, crecimiento y textura. En cuanto a la textura, se
encuentran las características: aterciopelada, granular y algodonosa. Las colonias son de
color verde-amarillento como A. flavus, negro como A. niger o marrón como A. terrus.
Donde más lo encontramos es en el suelo y en vegetales en descomposición. Sus
hospederos son los humanos, bovinos, equinos, aves y cetáceas. Crece en cualquier
sustrato, prefiriendo el suelo y materiales en descomposición. Es un contaminante habitual
de los conductos de climatización y ventilación. Él es termotolerante, puede vivir entre los
12°C y los 57°C. Sus esporas pueden sobrevivir a 70°C (Phillott 2002).
Los Aspergillus son un grupo de aproximadamente 200 especies de mohos. Las
especies de mohos Aspergillus se encuentran por todo el mundo y son el tipo más común
de hongos en nuestro medio ambiente. De las aproximadamente 200 especies de
Aspergillus, hay cerca de 16 que pueden causar una infección en los seres humanos. Éstos
incluyen: Aspergillus clavatus, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus, Aspergillus
glaucus, Aspergillus nidulans, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus terreus,
Aspergillus ustus y Aspergillus versicolor (Dagenais et al. 2009). En la tabla 4.2 se
enumeran los hongos filamentosos de este género identificados.
1
Tabla 4.2 Especies de hongos del género Aspergillus identificados.
Especie Patogenicidad Ecología Referencia
A. oryzae
Produce la
enzima amilasa,
importante para la salud
intestinal y la buena
digestión.
Es un hongo
filamentoso probiótico
comúnmente utilizado
en el proceso de
fermentación de la
soja, arroz, cereales y
patatas.
(Samson et al.
2014)
A. flavus
Un agente ocasional de
infecciones pulmonares
y enfermedades en
pacientes
inmunodeprimidos. Se
han reportado casos de
sinusitis y onicomicosis.
En las aves, puede ser el
agente de las infecciones
respiratorias.
Cosmopolitan, aislado
principalmente de las
plantas y el suelo.
Conocido sobre todo
por sus aflatoxinas,
producidas en
determinados
productos alimenticios
tales cacahuates.
(Samson et al.
2014)
A. niger
Un agente frecuente de
aspergiloma. Causa
condiciones cutáneas e
infecciones respiratorias
y diseminadas
particularmente en
pacientes
inmunodeprimidos.
Cosmopolitan, aislado
principalmente de
material vegetal del
suelo y la
descomposición.
(St- Germain et
al. 2011)
A. nidulans
Provoca las micosis
oportunistas marginales,
tales como: sinusitis y
otomicosis. Causa de la
enfermedad bolsa
gutural en los caballos.
Cosmopolita, aislado
en suelo.
(St- Germain et
al. 2011)
A. acidus
Patógeno oportunista
que causa infecciones
locales y superficiales
como la micosis.
Produce micotoxinas
ocratoxina A y
fumonisinas.
Crece en cualquier tipo
de sustrato,
especialmente en
suelos y materiales en
descomposición.
(St- Germain et
al. 2011)
A. fumigatus
El agente más
frecuentemente aislado
de la aspergilosis en los
seres humanos. Puede
Cosmopolita,
termotolerantes,
aislado principalmente
de abono, de suelo y de
(St- Germain et
al. 2011)
2
causar infecciones
pulmonares, nasales,
oculares, cerebral, óseo,
cardiovascular y de
órganos, particularmente
en el paciente
inmunodeprimido. El A.
fumigatus es una causa
de aborto micótico en
vacas. Causa infecciones
respiratorias en aves e
invasivo en ciertas razas
de perros.
material vegetal. Uno
de los aspergillus más
común en la
naturaleza, creciendo
principalmente en
hábitats cálidos.
4.4 Descripción del género Penicillium
Este género es principalmente un hongo filamentoso. Tiene varias especies.
Macroscópicamente, la colonia en azul inversa es color verde, con exudados. El micelio es
septado y soportan una forma de matraz fiálidas que soportan cadenas de phialoconidia
redonda que son de color verde (De Hoog et al. 2000).
Las especies de Penicillium son reconocidas por sus estructuras de esporas en forma
de cepillos densos llamados penicilli. Los conidióforos son simples o ramificados y son
terminados por grupos de fiálidas en forma de matraz. Las esporas-conidios, se producen
en las cadenas secas de las puntas de las fiálides, con la espora más joven en la base de la
cadena, y son casi siempre verde. La ramificación es una característica importante para la
identificación de especies de Penicillium. Son encontrados en casi todas partes, y por lo
general el género más abundante de los hongos es en los suelos (De Hoog et al. 2000).
Algunas especies de Penicillium se reproducen sexualmente mediante ascas y
ascosporas producidas en pequeñas estromas. Estos teleomorfos fueron la base para el
Eupenicillium, género separado, ahora ya no está en uso. La especie de Penicillium en los
3
alimentos es un problema particular. Algunas especies producen tóxinas y pueden hacer
que los alimentos se conviertan en no comestibles o incluso peligroso (De Hoog et al.
2000). En la tabla 4.3 se muestran las especies encontradas.
Tabla 4.3. Especies de hongos del género Penicillium identificados.
Especie Patogenicidad Ecología Referencias
P. raistrickii
Hongo endófito.
Se encuentra
comúnmente asociado
con el suelo,
descomposición con
materia orgánica.
Patógenos de las frutas
y verduras. Este hongo
del suelo solubiliza
fosfato de calcio de
manera eficiente, pero
solubiliza aluminio y
fosfatos de hierro
pobremente.
(Pitt et al.
1999)
(Comerio
2000)
(Smith et al.
1992)
P. wasksmanii
Hongo endófito.
Es una especie del
género anamorfo de
Penicillium que se aisló
de la ringgoldianum
alga Sargassum.
(Fernández
2001)
P. oxalicum
Hongo endófito. El
ácido secalónico D es
el mayor metabolito
producido por este
hongo y es tóxico
para los animales.
Además, produce
otros metabolitos de
toxicidad
desconocida como:
meleagrina, oxalina,
anthglutina, oxalicina
y ácido oxálico.
Ocasiona la
descomposión del
moho azul en las
mazorcas del maíz.
Ha sido aislado del
maíz, arroz, sorgo,
cebada, cacahuate,
nueces, judías, semillas
de soja y de judía,
pimienta negra, cilantro
y arroz molido; pero el
mejor nicho ecológico
para P. oxalicum es el
maíz de pre cosecha.
(Pitt et al.
1999)
(Baird et al.
1996)
(Smith et al.
1992)
(Samson et al.
2000)
4
P. viridicatum
Provoca anorexia,
pérdida de peso,
emesis, conjuntivitis,
amigdalitis, polidip-
sia y poliuria.
Disminución de la
inmunidad celular.
Se encuentran en
alimentos como granos.
Produce micotoxinas
contaminantes de los
alimentos llamadas
Ocratoxina A que son
tóxicas para el hombre
y los animales.
(Samson et al.
2000)
(Ahmad et al.
2012)
P.
aurantiogriseum
P. ciclopium
Es productor de las
toxinas xantomegnina
y viomelleína. Esta
especie también
produce ácido
penicílico.
Algunas habitan el
suelo, otras prefieren la
vegetación en
descomposición, otras
crecen bien en sustratos
como frutos de cereales
y madera. Su acción en
relación con los
procesos naturales de
reciclado de materiales
biológicos es muy
importante.
(Baird et al.
1996)
(Se-kwon Kim
2014)
(Smith et al.
1992)
4.5 Descripción del género Rhizopus
La mayoría de las especies de Rhizopus son descomponedores y se alimentan de
una variedad de materia orgánica muerta, aunque algunas especies son parásitos o
patógenos. Se caracterizan por un cuerpo de ramificación micelios compuestas de tres tipos
de hifas: estolones, rizoides, y por lo general esporangioforo desramificante. Los
esporangios negros en las puntas de los esporangioforos son redondeados y producen
numerosas esporas multinucleadas no móviles para la reproducción asexual. Puede
reproducirse sexualmente cuando dos micelios compatibles y fisiológicamente diferentes
están presentes. Las colonias que crecen rápidamente se desvanecen de blanco a oscuro, ya
que producen esporas (ST-Germain 2011). Las especies identificadas en el estudio se
encuentran en la tabla 4.4.
5
Tabla 4.4 Especies de hongos del género Rhizopus identificados.
Patogenicidad Ecología Referencia
R. oryzae
Patógeno humano
oportunista, causa
zigomicosis, también
causa cáncer
pulmonar y
enfermedades
cutáneas. El golpe de
calor se ha descrito
como un factor de
riesgo para
zigomicosis
difundido también en
cintas adhesivas
contaminadas y
paletas de madera, se
han notificado a
llevar a brotes
nosocomiales de
zigomicosis. Ciertas
especies son
patógenos de las
plantas.
Tiene una distribución
mundial con una elevada
prevalencia en las
regiones tropicales y
subtropicales. Es un
hongo filamentoso
cosmopolita;
frecuentemente aislado
del suelo,
descomposición de frutas
y hortalizas, las heces de
animales, vegetación en
descomposición,
estiércol de aves,
alimentos de animales y
pan viejo.
(Gryganskyi
et al. 2010)
(Agrios 2005)
R. microsporus
R. oligosporus
Causa enfermedades
respiratorias en los
seres humanos.
También puede
causar una infección
nosocomial y
necrosis en el área
infectada,
particularmente en
niños lactantes.
Este hongo se encuentra
más comúnmente en el
suelo, restos de plantas y
productos alimenticios.
Es un patógeno de
muchos cultivos y por lo
tanto, se encuentra en
muchos entornos
diferentes. R.
microsporus se encuentra
generalmente en suelos
con un pH neutro.
(Ellis 1997)
(Potón et al.
2002)
R. stolonifer
La exposición a
concentraciones
elevadas causa de
alveolitis alérgica
extrínseca. Se ha
observado una
pequeña proporción
de pacientes con
Debido a la abundancia
de esporas de Rhizopus
stolonifer se dispersan
rápidamente en el aire,
este hongo tiene la
capacidad de formarse
rápidamente sobre
cualquier superficie, que
(Jennessen
2005)
(Potón
et al. 2002)
6
reactividad cutánea a
Rhizopus stolonifer.
Puede ser un
patógeno oportunista
en personas
inmunosuprimidas.
lo utiliza como alimento.
Depende de azúcar y
almidón para su
supervivencia y adquiere
éste de la materia de
alimentos, tales como:
panes y frutas suaves. Es
considerado como
saprófitos, o vive en la
materia orgánica muerta.
También, se clasifica
como parasitaria debido a
su tendencia a absorber
todos los nutrientes de su
huésped sin dar nada a
cambio. Aunque se
encuentra comúnmente
en el pan y la fruta, este
hongo en realidad
prefiere un clima cálido y
seco.
(Agrios 2005)
4.6 Descripción del género Trichoderma
Es un género de hongos que está presente en todos los suelos, donde se encuentran
los hongos cultivables más prevalentes. Muchas especies de este género se pueden
caracterizar como oportunistas simbiontes de plantas no virulentas (Harman 2004). En la
tabla 4.5 se muestran las especies encontradas.
7
Tabla 4.5 Especies de hongos del género Trichoderma identificados.
Especie Patogenicidad Ecología Referencia
Trichoderma
Por lo general, se
consideran no
patógenos. Sin
embargo, se ha
informado de la
peritonitis en
pacientes con diálisis
e infecciones
sistémicas en
pacientes
neutropénicos y
trasplante.
Cosmopolitas,
saprobios comúnmente
aislados del suelo y en
la madera.
(St- Germain et
al. 2011)
4.7 Descripción del género Fusarium
Pertenece a la división: Ascomycota Clase: Euascomycetes Orden: Hypocreales
Familia: Hypocreaceae Género: Fusarium Especies: F. oxysporum, F. solani, F.
verticilloides, F. dimerum, F. chlamydosporum y otros. La morfología y la pigmentación
de la colonia y la ausencia o presencia de esporodoquia, esclerotia o estroma en diferentes
medios son una sustancial ayuda. En medios habituales las colonias presentan un
crecimiento rápido, que suele ocupar toda la placa 8-9 cm en una semana. El color que
desarrollan depende de la especie y puede ser blanquecino, crema, anaranjado, rosa, rojizo
y púrpura. Estas coloraciones también pueden variar según los diferentes medios de
cultivo. El micelio aéreo suele ser abundante y de aspecto algodonoso. La velocidad de
crecimiento, la morfología y la pigmentación de la colonia son datos importantes para la
identificación.
Los miembros de este género se encuentran en el suelo y la materia muerta o vegetal
en descomposición. También puede ser un patógeno de rápido crecimiento de las plantas
8
y otros organismos marinos, capaz de producir micotoxinas potentes, capaces de hacer
incluso un huésped sano a enfermo (Larone 1995).
Fusarium es un género de hongos de distribución universal, ubicuos y con gran
importancia económica ya que son habituales fitopatógenos. En ocasiones causan
infecciones en el paciente normal: queratitis y onicomicosis. Sin embargo, cada vez se
describen más infecciones graves en los pacientes inmunocomprometidos, de ahí que su
importancia haya crecido exponencialmente. Las infecciones por el género Fusarium se
incluyen dentro de las hialohifomicosis, esto es, las causadas por hongos oportunistas que
presentan hifas hialinas septadas. Su amplia distribución se atribuye a su capacidad para
crecer en gran número de substratos y a su eficaz mecanismo de dispersión; el viento y la
lluvia juegan un importante papel importante en su diseminación. Se ha demostrado que el
aire puede llevar las esporas hasta 400 km de distancia. Al igual que ocurre con el género
Aspergillus, es probable que este contacto se produzca por inhalación de las esporas que se
encuentran de forma habitual en el aire. Las infecciones sistémicas se pueden producir por
la diseminación del microorganismo desde la puerta de entrada. En la mayoría de las
ocasiones, esta diseminación está condicionada por el estado inmunológico del huésped,
aunque también se han barajado otros factores de virulencia, como la producción de toxinas
y enzimas, cuyo papel en el desarrollo de las infecciones humanas está por determinar. Uno
de los factores de virulencia más estudiados es su capacidad para adherirse al material
plástico, como catéteres y lentes de contacto. Esta interacción se ha determinado mediante
la observación con microscopio electrónico. El hongo se adhiere a los catéteres, pero no
invade la pared de éstos. Por el contrario, se adhieren, penetran y proliferan dentro de los
lentes de contacto (Nelson 1994).
9
La onicomicosis se caracteriza por la aparición de manchas blancas en la base de la
uña que se extienden hacia el extremo libre, pudiendo ocasionar opacidad total de la uña,
engrosamiento de su borde y, si progresa, destrucción de una parte o la totalidad de ésta.
Se asocia generalmente con pequeños traumatismos en personas que trabajan con plantas
y con la tierra. También en los pacientes inmunodeprimidos puede ser la puerta de entrada
de una infección diseminada (Nelson 1994).
Los hongos filamentosos se establecen en la piel por inoculación directa o por
diseminación sanguínea. Tras colonizar la piel, la presencia de factores predisponentes,
como una humedad excesiva, quemaduras, traumatismos o inmunodepresión, pueden
favorecer el desarrollo de la infección. Las lesiones son muy variadas e incluyen
granulomas, úlceras, necrosis, queratosis con el género Fusarium está compuesto de un
grupo de hongos filamentosos ampliamente distribuidos en el suelo y plantas. Debido a su
capacidad de crecer a 37 °C, estos hongos son considerados oportunistas, ya que pueden
causar infecciones sistémicas en pacientes inmunocomprometidos, con una alta
mortalidad. Algunas de las especies en el género Fusarium producen tóxinas que afectan
al hombre y a animales. De las más de 100 especies de Fusarium descritas, sólo 12 de ellas
pueden considerarse patógenas para el humano, entre ellas destacan F. solani, F.
oxysporum y F. verticilloides, en orden decreciente de frecuencia (Leslie et al. 2006). En
la tabla 4.6 se mencionan las especies encontradas.
10
Tabla 4.6 Especies de hongos del género Fusarium identificados
Especie Patogenicidad Ecología Referencias
F. solani
Aislado de los escombros del
suelo, las plantas y también
se asocia con micosis
invasiva grave en pacientes
inmunocomprometidos.
Causa infecciones
superficiales como: queratitis,
onicomicosis, localizadas
endoftalmitis, sinusitis y
diseminadas. Es toxigénico.
Es un hongo
cosmopolita. En
cultivo es bastante
estable, aunque puede
sufrir algunas
mutaciones hacia
formas con micelio
aéreo abundante, sin
esporodoquias y sin
color.
(Summerbell
2003)
(De Hooh et
al. 2000)
F. semitectum
Principal hongo colonizadora
de semillas en el ácido
comercial de algodón
Gossypium hirsutum
desmotadas, en lotes de
semillas. También es
comúnmente aislado de partes
de las plantas aéreas en las
regiones subtropicales y
tropicales, pero no se
considera un importante
patógeno de plantas.
Común en las zonas
tropicales y
subtropicales, pero
también encontrado en
el Mediterráneo y de
vez en cuando en las
regiones templadas.
Son ampliamente
distribuidos como
saprófitos en suelos y
muy probablemente
existen como
habitantes del suelo.
(Latiffah et
al. 2009)
(Leslie 1990)
F. oxysporum
Sus clamidosporas son alta-
mente resistentes a la
degradación química y
microbiológica. Es patógeno
en animales, incluyendo el
hombre, produce afecciones
oftálmicas, dérmicas y
toxinas. En el hombre puede
causar queratitis, infecciones
cutáneas y diseminadas.
Un hongo de
distribución universal.
Se ha aíslado como
saprofito del suelo y de
numerosas plantas,
cereales, soja, algodón,
plátanos, cebolla,
patatas y manzanas.
Un fitopatógeno que
causa pérdidas
económicas.
(Leslie et al.
2006)
(Costa et al.
2005)
4.8 Descripción del género Hortaea
Los miembros de este género son saprofito contaminantes, no patógenos con
crecimiento lento. Sin embargo, se ha encontrado que los de crecimiento moderado son
ocasionalmente patógenos y es una fuente de infección para las micosis superficiales y
11
profundas (Sidrim et al. 1999). La melanina tiene un papel importante en la capacidad de
los hongos para sobrevivir a las condiciones extremas, como las altas concentraciones de
NaCl que son típicas de ambientes hipersalinos (Kejzar et al. 2013). Hortaea werneckii es
un hongo considerado halofílico, fue aislado por primera vez en Slovenia, a partir de
salineros y con base a los estudios de la dinámica de población, parece ser que ese es su
hábitat natural. Por sus características biológicas, su ambiente natural preferido son los que
tienen altas concentraciones de sal (por ejemplo la arena de las playas o el manejo de
alimentos conservados en sal) podrían actuar como reservorios del hongo (Julian et al.
2013). Es el agente causante de la tiña negra en los seres humanos (de Hoog et al. 2000,
Abliz et al. 2003). En la tabla 4.7 se menciona las especies de Hortaea.
Tabla 4.7 Especies de hongos del género Hortaea identificado.
Especie Patogenicidad Ecología Referencias
H. werneckii
Enfermedad de la tiña
negra, infección
micótica superficial de
la piel. Usualmente
ocurren en la palma de
las manos y de vez en
cuando en la planta de
los pies y otras
superficies de la piel.
Las lesiones no son
inflamatorias.
Es un hongo saprofito
común, se encuentra
en el suelo, en la
composta, humus de la
madera, arena de mar y
en las regiones
tropicales y
subtropicales húmedas.
También se ha
identificado en
ambientes hipersalinos.
(Rippon 1988)
(Kejzar et al.
2013)
4.9 Género y especies de hongos filamentosos en muestras de arena de playa
analizadas morfologicamente
Un total de 19 especies fueron aisladas de la arena de la playa de Arecibo en todo
el año de estudio. La figura 4.1 nos muestra la distribución de las especies por meses. En
la temporada seca (diciembre - abril), la especie más abundante fue R. oryzae, encontrada
en los meses de enero, febrero, abril y mayo. Este hongo es considerado patógeno humano
12
oportunista y causa zigomicosis (Gryganskyi et al. 2010). La otra especie más abundante
lo fue A. flavus, que se encontró en los meses de marzo y abril. Considerado un agente
ocasional de infecciones pulmonar (Samson et al. 2014).
En la temporada húmeda (mayo - noviembre), la especie más frecuente fue
Aspergillus niger, encontrada en los meses de mayo, septiembre y noviembre. Este hongo
se considera un agente frecuente de aspergiloma. Puede causar condiciones cutáneas.
Generalmente, es aislado de material vegetal en descomposición del suelo (ST-German et
al. 2011). Las especies más comunes en ambas temporadas fueron: A. flavus, R.
microsporus, P. raistrikii y R. oryzae.
La especie que más predominó durante todo el año fue P. raistrickii, en los meses
de diciembre, enero, febrero, abril y mayo. R. oryzae, en los meses de enero, febrero, abril
y mayo y A. flavus, en los meses de marzo, abril, octubre y noviembre. La especie P.
raistrickii se encuentra comúnmente en suelos con descomposición de materia orgánica.
Es un hongo endófito (Comerio 2000).
13
Figura 4.1 Cantidad de especies de las muestras de la playa Casa y Pesca en Arecibo.
La figura 4.2 muestra las especies aisladas en la arena de la playa de Barceloneta.
Un total de 13 especies se aislaron durante todo el año. Las especies más abundantes fueron
R. oryzae, encontrada en los meses de enero, febrero, marzo y abril. Este hongo es
considerado patógeno humano oportunista, causa zigomicosis (Gryganskyi et al. 2010).
La otra especie más abundante lo fue P. raistrickii, encontrada en los meses de enero y
abril. Este Penicillium se encuentra comúnmente en material en descomposición y es un
hongo endófito (Comerio 2000).
Las especies más encontradas en la temporada húmeda, meses de mayo a
noviembre fueron: R. stolonifer aislado en los meses de julio, agosto, septiembre y
noviembre. Este hongo causa alveolotis alérgica (Potón et al. 2002). El otro más frecuente
fue P. raistrickii, aislado en los meses de mayo, junio y octubre.
14
Las especies que hay en común en ambas temporadas son: R. oryzae, R. stolonifer,
F. oxyporum y P. raistickii. Las especies que más predominaron durante todo el año
fueron R. stolonifer, R. orizae y P. raistrickii.
Figura 4.2 Cantidad de especies de las muestras de la playa Las Criollas en Barceloneta.
La figura 4.3 indica las especies aisladas en la arena de la playa de Manatí. Un total
de 13 especies se aislaron durante todo el año. Las especies más abundantes en la
temporada seca (diciembre - abril) fueron: R. oryzae, aislada en los meses de enero, febrero,
marzo y abril. Este hongo es considerado patógeno humano oportunista, causa zigomicosis
(Gryganskyi et al. 2010). La otra especie más abundante lo fue P. raistrickii, aislada en
los meses de diciembre, enero, febrero y abril. Este Penicillium se encuentra comúnmente
en material en descomposición y es considerado un hongo endófito (Comerio 2000).
En la temporada húmeda (mayo a noviembre), las especies más encontradas fueron
R. stolonifer, aisladas en los meses de julio, agosto, septiembre y noviembre. Este hongo
causa alveolotis alérgica (Potón et al. 2002). El otro más frecuente lo fue P. raistrickii,
aislado en los meses de mayo, junio y octubre.
15
Las especies en común en ambas temporadas lo fueron: Trichoderma, R. oryzae,
H. werneckii y P. raistrikii. En general, las especies que más predominarn durante todo el
año fueron: R. stolonifer, R. orizae y P. raistrickii.
Figura 4.3 Cantidad de especies de las muestras de la playa Los Tubos en Manatí
Un total de 14 especies fueron aisladas en la arena de la playa de Vega Baja en todo
el año del estudio. La figura 4.4 nos muestra la distribución de las especies por meses. En
la temporada seca (diciembre - abril), la especie más abundante fue P. raistrickii,
encontrada en los meses de diciembre, enero, febrero y abril. Este hongo es considerado
un hongo endófito, encontrado en suelos donde hay descomposición de materia orgánica.
Se considera patógeno de frutas y vegetales (Comerio 2000). La otra especie más
abundante lo fue R. oryzae, que se encontró en los meses de marzo y abril. Considerado
patógeno humano oportunista, causa zigomicosis (Grygankyi et al. 2010).
En la temporada húmeda (mayo - noviembre), las especies más frecuentes lo fueron
P. aurantiogriseum, encontradas en los meses de mayo, septiembre y noviembre. Este
hongo se considera un agente productor de tóxinas. Se encuentra en la vegetación en
16
descomposición (Samson et al. 2000, Se-Kwno Kim 2014, Ahmad et al. 2012). Otro
encontrado con frecuencia fue R. microsporus, aislado en los meses de junio y septiembre.
Este hongo causa enfermedades en los pulmones. Se encuentra por lo general en el suelo y
en restos de plantas y productos alimenticios.
Ninguna especie está en comun en ambas temporadas, con excepción de R.
stolonifer. Las especies que más predominaron durante todo el año fueron P.raistrickii, en
los meses de diciembre, enero, febrero, abril y mayo. La otra especie fue R. stolonifer, en
los meses de abril, julio y agosto, seguido de P. aurantiogriseum, en los meses de mayo,
septiembre y noviembre.
Figura 4.4. Cantidad de especies de las muestras de la playa Marbella en Vega Baja
durante todo el año.
Los aislamientos encontrados durante todo el año en las arenas de las cuatro playas
se muestran en la figura 4.5. Esta gráfica identifica las especies en común en las cuatro
playas. Las especies que se aislaron en las cuatro playas fueron: P. raistrickii este hongo
es endófito, se encuentra en suelos y material vegetativo en descomposición (Pitt et al.
1999, Comerio 2000, Smith et al. 1992). R. oligosporus provoca infecciones pulmonares
17
y se encuentra en material en descomposición (Ellis 1997, Potón et al. 2002). R.
microsporus provoca infecciones pulmonares y ha sido aislado de plantas y alimentos en
descomposición (Ellis 1997, Potón et al. 2002). P.oxalicum es un hongo endofito, aislado
de vegetales en descomposición (Pitt et al. 1999, Baird et al. 1996, Smith et al. 1992,
Samson et al. 2000). R. oryzae patógeno al hombre, aislado en materiales en
descomposición (Gryganskyi et al. 2010, Agrios 2005). A. niger produce condiciones
respiratorias, infecciones cutáneas y se encuentra en el suelo en material vegetativo en
descomposición (St-Germain et al. 2011). A. oryzae mayormente se encuentra en
alimentos fermentados (Samson et al. 2014).
60
Figura 4.5 Especies de hongos en todo el año en la arena de las cuatro playas.
61
4.10 Datos de temperatura, húmedad y UFC de las muestras mensuales
Como parte del estudio se tomó la temperatura del suelo de la arena en el mismo
momento que se tomaba la muestra. La figura 4.6 muestra un resumen de las 12
temperaturas tomadas todos los meses del año del estudio. Los meses de temperatura más
alta fueron: abril, junio, julio y septiembre. En esos meses, la playa con mayor temperatura
fue Marbella de Vega Baja. En el mes de abril obtuvo 32.9°C, en junio 36.6°C y en
septiembre 39.4°C. Las temperaturas más bajas se observaron en los meses de diciembre,
febrero y noviembre. En general, en las cuatro playas (Arecibo, Barceloneta, Manati y
Vega Baja), se observó un comportamiento uniforme, excepto por los meses de abril, junio
y septiembre en que la playa de Vega Baja obtuvo temperaturas más altas.
Figura 4.6 Temperatura mensual del suelo en todo el año en las cuatro
playas.
En la figura 4.7 están los datos de la humedad tomada a las 12 muestras por un año.
La playa de Arecibo en el mes de marzo obtuvo 14.1%, la de Vega Baja en octubre obtuvo
62
19% y en noviembre 12.9%. Estos fueron los valores más altos. La humedad en todas las
playas fluctuó de 0.7 a 9.3.
Figura 4.7 Humedad del suelo en todo el año en las cuatro playas.
Los resultados del número de colonias se muestran en la figura 4.8. La gráfica nos
muestra que el crecimiento de colonias fue de 3 UFC/g hasta 31 UFC/g. Los meses de
mayor crecimiento de colonias fueron: en junio (playas Arecibo y Vega Baja), en julio
(playas Arecibo y Manatí), en septiembre (playas Arecibo y Manatí) y en octubre (playas
de Areccibo y Manatí). Los demás meses se mantenía un promedio menos de 20 UFC/g.
63
Figura 4.8 Crecimiento promedio de los hongos mensual durante un año.
4.11 Análisis inferencial de los datos
Por un lado, para validar el supuesto de normalidad de los datos, se utilizó la prueba
de Kolmogorov-Smirnov. De acuerdo con (Siegel 1998) la prueba estadística de
Kolmogorov-Smirnov proporciona un medio de comprobar si un conjunto de observaciones
son de alguna distribución contínua cuando la variable tiene más de 30 datos. Se pretendió
obtener significancia en los valores de los géneros y las unidades formadoras de colonias
(UFC), los cuales tienen que ser mayor a 0.05 para establecer que los datos tienen una
distribución normal. Si los datos siguen el patrón de la pendiente, indica que existe una
distribución normal. Por el contrario, si no siguen el patrón de la pendiente indican que los
datos no presentan una distribución normal (Siegel 1998).
Se encontró que los resultados de los valores de los géneros y las unidades
formadoras de colonias UFC fueron menor a 0.05, lo cual indicó que los datos no siguen
una distribución normal. En la Tabla 4.8, se encuentran los resultados de la prueba de
64
Kolmogorov -Smirnov del análisis de normalidad para los valores de los géneros y las
unidades formadoras de colonias UFC.
Tabla 4.8 Resultados prueba de normalidad.
Prueba de normalidad de Kolmogorov-Smirnov
UFC
Estadístico gl Sig.
.157
48
.005
Géneros .216 48 .000
Por otro lado, para analizar la hipótesis de no existen diferencias entre los géneros
de hongos en las playas del norte de Puerto Rico, se llevó a cabo una prueba no paramétrica
para tres muestras o más. Como los resultados obtenidos de la prueba Kolmorogov-Smirnov
afirmaron el supuesto de no normalidad de los datos, se procedió a realizar la prueba de
Kruskal-Wallis (Le Blanc 2004).
Los resultados de la prueba no fueron significativos, (N= 48), p= .992. Este valor
de p, si se compara a una significancia de 0.05 (p > 0.05) indica que no se rechaza la
hipótesis nula. Por lo tanto, no existen diferencias entre los géneros de hongos en las playas
del norte de Puerto Rico, ver Tabla 4.8. Esto se muestra al comparar los rangos de los
géneros en las playas del norte de Puerto Rico Tabla 4.9 y 4.10.
Tabla 4.9 Resultados de Prueba de Kruskal Wallis #1.
_________________________________________________________________
Estadístico de contraste
Géneros de hongos
__________________________________________________________________
gl 3
Significancia asintótica (Sig. Asintótica) .992
_________________________________________________________________
a. Prueba de Kruskal-Wallis
b. Variable de agrupación: Playas
65
Tabla 4.10 Resultados Prueba de rangos de Kruskal Wallis #1.
Variable
Playa N Rango promedio
Géneros Arecibo 12 24.3
Barceloneta 12 23.5
Manatí 12 25.0
Vega Baja 12 25.2
Total 48 24.5
Para analizar la hipótesis de no existen diferencias entre las unidades formadoras
de colonias UFC en las playas del norte de Puerto Rico, se llevó a cabo una prueba no
paramétrica para tres muestras o más. Como los resultados obtenidos de la prueba
Kolmorogov-Smirnov afirmaron el supuesto de no normalidad de los datos, se procedió a
realizar la prueba de Kruskal-Wallis.
Los resultados de la prueba no fueron significativos, (N= 48), p= .479. Este valor
de p, si se compara a una significancia de 0.05 (p > 0.05) indica que no se rechaza la
hipótesis nula. Por lo tanto, no existen diferencias entre las unidades formadoras de
colonias UFC en las playas del norte de Puerto Rico ver Tabla 4.11. Esto se muestra al
comparar los rangos de los géneros en las playas del norte de Puerto Rico tabla 4.12.
Tabla 4.11 Resultados prueba de Kruskal Wallis #2.
_________________________________________________________________
Estadístico de contraste
UFC
__________________________________________________________________
gl 3
Sig. Asintótica .479
_________________________________________________________________
a. Prueba de Kruskal-Wallis
b. Variable de agrupación: Playas
66
Tabla 4.12 Resultados de prueba de rangos de Kruskal Wallis #2.
Variable
Playa N Rango promedio
UFC Arecibo 12 29.0
Barceloneta 12 20.0
Manatí 12 24.5
Vega Baja 12 24.6
Total 48 24.5
Para analizar la hipótesis de no existe diferencia en el género de los hongos
encontrados en las playas del norte de Puerto Rico y el impacto antropogénico mediante
contaminación se llevó a cabo una prueba no paramétrica para dos muestras
independientes. Como los resultados obtenidos de la prueba Kolmorogov-Smirnov
afirmaron el supuesto de no normalidad de los datos, se procedió a realizar la prueba de
Mann-Whitney (Keller 2003). Esta prueba representa un estadístico no-paramétrico para
el contraste de dos muestras independientes (Contaminación alta o baja).
Los resultados de la prueba no fueron significativos, U de Mann-Whitney (N= 48)
= 221.000, p= .175. Este valor de p, si se compara a un significancia de 0.05 indica que no
se rechaza la hipótesis nula (p > 0.05). Por lo tanto, no existe diferencia en el género de
los hongos encontrados en las playas del norte de Puerto Rico y el impacto antropogénico
mediante contaminación (ver Tabla 4.13). Esto se observa al analizar los rangos en las
contaminaciones alto y bajo (ver Tabla 4.14).
67
Tabla 4.13 Resultados prueba de Mann-Whitney #1.
_________________________________________________________________
Estadístico de contraste
_________________________________________________________________
U de Mann-Whitney 221.000
Z -1.355
Sig. Asintótica .175
_________________________________________________________________
a. Variable de agrupación: Contaminación
Tabla 4.14 Rangos prueba de Mann-Whitney #1.
Variable Contaminación N Rango promedio
Género de
hongos
Alto 27 22.19
Bajo 21 27.48
Total 48
Para analizar la hipótesis de no existe diferencia en las unidades formadoras de
colonias UFC en las playas del norte de Puerto Rico y el impacto antropogénico mediante
contaminación se llevó a cabo una prueba no paramétrica para dos muestras
independientes. Como los resultados obtenidos de la prueba Kolmorogov-Smirnov
afirmaron el supuesto de no normalidad de los datos, se procedió a realizar la prueba de
Mann-Whitney. Esta prueba representa un estadístico no-paramétrico para el contraste de
dos muestras independientes (Contaminación alta o baja).
Los resultados de la prueba fueron significativos, U de Mann-Whitney (N= 48) =
170.500, p= .018. Este valor de p, si se compara a una significancia de 0.05 indica que se
rechaza la hipótesis nula (p < 0.05). Por lo tanto, existe diferencia en las unidades
formadoras de colonias UFC en las playas del norte de Puerto Rico y el impacto
68
antropogénico mediante contaminación (ver Tabla 4.15). Esto se observa al analizar los
rangos en las contaminaciones alto y bajo (ver Tabla 4.16).
Tabla 4.15 Resultados prueba de Mann-Whitney #2.
_________________________________________________________________
Estadístico de contraste
_________________________________________________________________
U de Mann-Whitney 170.500
Z -2.356
Sig. Asintótica .018
_________________________________________________________________
a. Variable de agrupación: Contaminación
Tabla 4.16 Rangos prueba de Mann-Whitney #2.
Variable Contaminación N Rango promedio
UFC Alto 27 20.31
Bajo 21 29.88
Total 48
Para analizar la hipótesis de no existe diferencia en el género de los hongos
encontrados en las playas del norte de Puerto Rico y la estacionalidad se llevó a cabo una
prueba no paramétrica para dos muestras independientes. Como los resultados obtenidos
de la prueba Kolmorogov-Smirnov afirmaron el supuesto de no normalidad de los datos, se
procedió a realizar la prueba de Mann-Whitney. Esta prueba representa un estadístico no-
paramétrico para el contraste de dos muestras independientes (Estacionalidad húmeda o
seca).
Los resultados de la prueba no fueron significativos, U de Mann-Whitney (N= 48)
= 271.500, p= .853. Este valor de p, si se compara a un significancia de 0.05 indica que no
se rechaza la hipótesis nula (p > 0.05). Por lo tanto, no existe diferencia en el género de
69
los hongos encontrados en las playas del norte de Puerto Rico y la estacionalidad (ver Tabla
4.17). Esto se observa al analizar los rangos en las estaciones húmeda y seca (ver Tabla
4.18).
Tabla 4.17 Resultados Prueba de Mann-Whitney #3.
_________________________________________________________________
Estadístico de contraste
_________________________________________________________________
U de Mann-Whitney 271.500
Z -.185
Sig. Asintótica .853
_________________________________________________________________
a. Variable de agrupación: Estacionalidad
Tabla 4.18 Rangos prueba de Mann-Whitney #3.
Variable Estacionalidad N Rango promedio
Género de los
hongos
Húmeda 28 24.80
Seca 20 24.08
Total 48
4.12 Resultados de muestras de análisis molecular por temporada
La presencia de hongos en las playas estudiadas en la temporada seca y húmeda fue
analizada en términos de especie y abundancia. En la playa Caza y Pesca en Arecibo se
identificaron a nivel molecular un total de 38 especies, de las cuales una (2.6% de las
especies) se encontró en ambas temporadas, siete (18.4% de las especies) se encontraron
durante la temporada húmeda solamente, y treinta (78.9% de las especies) se encontraron
durante la temporada seca. La figura 4.9 muestra el diagrama Venn comparando la
presencia de las especies por temporada, mientras que la tabla 4.19 muestra un desglose de
las especies presentes en Marbella. La tabla 4.28 muestra que la especie más abundante en
70
la temporada húmeda es Aspergillus pecillioides (45.35%) de las secuencias en la muestra,
mientras que durante la temporada seca predomina Aspergillus terrus (14.26%) La figura
4.10 muestra la abundancia de hongos por temporada.
El hongo Aspergillus pecillioides, es halotolerante y se asocia con rinitis alérgica. Su via de
exposición es a través de inhalación (Nazareth et al. 2014, Petrova et al. 2011, Hamilos 2010),
mientras que Aspergillus terreus puede causar onicomicosis en la uñas (St-German et al. 2011).
Caza y Pesca Beach, Arecibo
Figura 4.9 Especies de hongos filamentosos en la playa Caza y Pesca, en Arecibo en la
temporada seca (d) o húmeda (w).
71
Tabla 4.19 Especies de hongos que se encontraron en la playa Caza y Pesca, en Arecibo.
Comparación temporada húmeda, en común y temporada seca.
Especies de hongos que se encontraron en la playa Caza y Pesca, Arecibo
Únicos en la temporada
húmeda
Especies en común Únicos en temporada seca
Cladosporium sp.
Clavulina sp.
Cordyceps memorabilis
Curvularia lunata
Euoidium mutisiae
Lecanicillium psalliotae
Malassezia globosa
Aspergillus penicillioides Agaricostilbum hyphaenes
Aspergillus aculeatus
Aspergillus sp.
Aspergillus terreus
Auricularia polytricha
Chytridium lagenaria
Cladosporium
Cladosporioides
Coprinopsis sp.
Devriesia lagerstroemiae
Galactomyces geotrichum
Graphium dubautiae
Hygrocybe splendidissima
Hypomyces cervinigenus
Microascus trigonosporus
Microdochium sp.
Mycogone perniciosa
Oedogoniomyces sp.
Paraphaeosphaeria sp.
Passalora sp.
Penicillium citrinum
Penicillium sp.
Phaeosphaeria halima
Phaeosphaeria typharum
Phlyctochytrium sp.
Phoma sp.
Sarocladium strictum
Stachybotrys bisbyi
Sterigmatomyces elviae
Stromatonectria caraganae
Teratosphaeria sp.
72
Figura 4.10 Distribución de especies de hongos en la temporada seca y húmeda de playa Caza y
Pesca.
En la playa Marbella en Vega Baja se identificaron a nivel molecular un total de
34 especies, de las cuales cinco (14.7% de las especies) se encontraron en ambas
temporadas, 16 (47.1% de las especies) se encontraron durante la temporada húmeda
solamente, y 13 (38.2% de las especies) se encontraron durante la temporada seca. La
figura 4.11 muestra el diagrama Venn comparando la presencia de especies por temporada,
mientras que la tabla 4.20 muestra un desglose de las especies presentes en Marbella. La
tabla 4.28 muestra que la especie más abundante en la temporada húmeda es Microascus
sp. (80.95% de las secuencias en la muestra), mientras que durante la temporada seca
predomina Arthrographis kalrae (83.41%). La figura 4.12 muestra la abundancia de
hongos por temporada.
73
El género Aspergillus penicillioides (45.35%) se encuentra en el suelo,
principalmente en material vegetativo en descomposición. Se considera patógeno
oportunista de animales, insectos y de los seres humanos (Sandoval et al. 2016).
Fue identificado en Puerto Rico, ya que ocasiona onicomicosis, sinusitis. Se ha
aislado en la tierra comercial y en el suelo de jardín (Berger 2015, Sugiura et al. 2010,
Vos et al. 2012).
Playa Marbella, Vega Baja
Figura 4.11 Especies de hongos en la playa Marbella, en Vega Baja en temporada seca (d) u
húmeda (w).
74
Tabla 4.20 Especies de hongos en la playa Marbella, Vega Baja. Comparación
temporada húmeda, en común y temporada seca.
Especies de hongos encontrados en la playa Marbella, Vega Baja
Únicos en la temporada
húmeda
Especies en común Únicos en temporada
seca
Penicillium citrinum
Aspergillus nidulans
Cladosporium
cladosporioides
Lentinula edodes
Gibellulopsis nigrescens
Aspergillus niger
Phaeosphaeria eustoma
Hortaea sp.
Corollospora gracilis
Aspergillus terreus
Acremonium sp.
Lasiodiplodia
pseudotheobromae
Scolecobasidium
dendroides
Sigmoidea parvula
Aspergillus tamarii
Myrothecium atroviride
Lecanicillium psalliotae
Malassezia globosa
Malassezia restricta
Microascus trigonosporus
Microdochium sp.
Paramicrosporidium fungal
sp.
Phaeosphaeria typharum
Strobilomyces luteolus
Strumella coryneoidea
Verticillium sp.
Aspergillus penicillioides
Corollospora portsaidica
Corollospora maritima
Microascus sp.
Strumella coryneoidea
Microdochium sp.
Dactylellina lobata
Lulwoana sp.
Rhizocarpon disporum
Teratosphaeria toledana
Malassezia restricta
Arthrographis kalrae
Triparticalcar sp.
Faurelina indica
Coniosporium sp.
Mycosphaerella sp.
Metarhizium anisopliae
Eremomyces langeronii
75
Figura 4.12 Distribución de especies de hongos en la temporada seca y húmeda de playa en
Marbella.
En la playa Las Criollas en Barceloneta se identificaron a nivel molecular un total
de 34 especies, de las cuales una (2.9% de las especies) se encontró en ambas temporadas,
dos (5.9% de las especies) se encontraron durante la temporada húmeda solamente y 31
(91.2% de las especies) se encontraron durante la temporada seca. La figura 4.13 muestra
el diagrama Venn comparando la presencia de especies por temporada, mientras que la
tabla 4.21 muestra un desglose de las especies presentes en Las Criollas. La tabla 4.28
muestra que la especie más abundante en la temporada húmeda es Dokmaia sp. (95.44%
de las secuencias en la muestra), mientras que durante la temporada seca predomina
Paramicrosporidium (14.47%) La figura 4.14 muestra la abundancia de hongos por
temporada.
76
El género Dokmaia sp. Se considera un hongo endógeno aislado de las hojas de las
plantas (Proputhha 2003).
El género Paramicrosporidium son parásitos intracelulares obligados de diversas
especies de animales, que afectan tanto a los vertebrados como a los invertebrados
(Carsaro et al. 2014).
Playa las Criollas, Barceloneta
Figura 4.13 Especies de hongos en la playa Las Criollas en Barceloneta en temporada seca
(d) y húmeda (w).
77
Tabla 4.21 Especies de hongos en la playa Las Criollas, Barceloneta. Comparación
temporada húmeda, en común y temporada seca.
Especies de hongos encontrados en la playa Las Criollas, Barceloneta
Únicos en la temporada
húmeda
Especies en común Únicos en temporada seca
Dokmaia monthadangii
Dokmaia sp.
Aspergillus penicillioides Acremonium
psammosporum
Acremonium sp.
Aspergillus niger
Aspergillus oryzae
Aspergillus parasiticus
Aspergillus tamarii
Aspergillus terreus
Boletus floridanus
Calcarisporiella
thermophila
Catenaria sp.
Cephaliophora tropica
Chaetomium aureum
Chaetomium sp.
Epichloe festucae
Laetisaria sp.
Lasiodiplodia
Pseudotheobromae
Magnaporthe grisea
Myrothecium roridum
Nakataea magnaporthe
salvinii
Paramicrosporidium fungal
sp.
Paxillus involutus
Penicillium citrinum
Pestalotiopsis sinensis
Phaeosphaeria halima
Phaeosphaeria typharum
Phoma sp.
Sordaria fimicola
Stachybotrys sp.
Stachybotrys zeae
Strobilomyces luteolus
Verticillium sp.
78
Figura 4.14 Distribución de especies de hongos en la temporada seca y húmeda de playa Las
Criollas.
En la playa los tubos de Manatí se identificaron a nivel molecular un total de 18
especies, de las cuales dos (11.1% de las especies) se encontraron en ambas temporadas,
diez (55.6% de las especies) se encontraron durante la temporada húmeda solamente, y seis
(33.3% de las especies) se encontraron durante la temporada seca. La figura 4.15 muestra
el diagrama Venn comparando la presencia de especies por temporada, mientras que la
tabla 4.22 muestra un desglose de las especies presentes en los tubos. La tabla 4.25 muestra
que la especie más abundante en la temporada húmeda es Aspergillus (18.38% de las
secuencias en la muestra), mientras que durante la temporada seca predomina Gliomastix
polychroma (55.09%). La figura 4.16 muestra la abundancia de hongos por temporada.
79
El género Aspergillus, son hongos filamentosos saprófitos del suelo, también se
encuentran en alimentos en deterioro, hojas y basura en descomposición. Varias especies
son patógenas al hombre (Varga et al. 2011).
El género Gliomastix polychroma -su habitat natural es en los restos de plantas,
madera, celulosa, tierra y material celulósico. Pueden causar infecciones oportunistas en
los seres humanos y animales (Alejandra et al. 2012). Algunas de las enfermedades que
pueden causar son micetoma, onicomicosis, hialohifomicosis, queratitis, endocarditis y
meningitis entre otras (Finsher et al. 1991, Fernandez et al. 2013).
Playa los Tubos, Manatí
Figura 4.15 Especies de hongos en la playa Los Tubos en Manatí en temporada seca (d)
y húmeda (w).
80
Figura 4.15 y Tabla 4.22 La playa de Los Tubos en Manatí tiene dos especies de
hongos que se encuentran en ambas épocas, húmeda y seca. Estas son Aspergillus
penicillioides y Malassezia restricta. Cabe restaltar que ambos hongos son patógenos, con
M. restricta causando dermatitis y afecciones de la piel (Nazareth et al. 2014, Petrova et
al. 2011, Hamilos 2010, Ambujavalli et al. 2015).
Tabla 4.22 Especies de hongos en la playa Los Tubos, Manatí. Comparación
temporada húmeda, en común y temporada seca.
Especies de hongos encontradas en la playa los Tubos, Manatí
Únicos en la temporada
húmeda
Especies en común Unicos en temporada seca
Aspergillus sp.
Cephalosporium curtipes
Engyodontium album
Lecanicillium saksenae
Metarhizium flavoviride
Mycoleptodiscus sp.
Nigrospora sp.
Penicillium sp.
Periconia sp.
Pyrenochaeta sp.
Aspergillus penicillioides
Malassezia restricta
Cordyceps memorabilis
Corollospora portsaidica
Geosmithia pallida
Gliomastix polychroma
Sarocladium glaucum
Wickerhamomyces sp.
Figura 4.16 La tabla muestra que la especie más abundante en la playa Los Tubos
durante la época seca es G. polychroma, seguida por Cordyceps memorabilis. La especie
más abundante durante la época seca es Aspergillus sp. Cabe resaltar que según EMLab
P&K, no hay estudios que demuestren si G. polychroma es dañino a la salud o si es tóxico
(Burger 2014).
81
Figura 4.16 Distribución de especies de hongos en la temporada seca y húmeda de la playa Los
Tubos.
Figura 4.17 El diagrama Venn muestra la mayoría de las especies de hongo que son
únicas para la playa determinada. Algunas playas comparten especies en común, por
ejemplo, la playa de Caza y Pesca y Marbella comparten una (2.4%) especie en común
durante la temporada húmeda. La tabla 4.23 muestra el desglose de especies de la
temporada seca por cada playa.
82
Figura 4.17 Comparación de las cuatro playas en la temporada húmeda (w).
83
Tabla 4.23 Especies encontradas en la temporada húmeda (w) en las cuatro playas.
Caza-w Marbella-w Criollas-w Tubos-w
Aspergillus
penicillioides
Penicillium
citrinum
Dokmaia
monthadangii
Aspergillus
penicillioides
Cladosporium sp. Aspergillus
nidulans
Dokmaia sp. Aspergillus sp.
Clavulina sp. Cladosporium
cladosporioides
Aspergillus
penicillioides
Cephalosporium
curtipes
Cordyceps
memorabilis
Aspergillus
penicillioides
Engyodontium
album
Curvularia lunata Lentinula edodes Lecanicillium
saksenae
Euoidium mutisiae Gibellulopsis
nigrescens
Malassezia restricta
Lecanicillium
psalliotae
Aspergillus niger Metarhizium
flavoviride
Malassezia globosa Phaeosphaeria
eustoma
Mycoleptodiscus sp.
Hortaea sp. Nigrospora sp.
Corollospora
gracilis
Penicillium sp.
Aspergillus terreus Periconia sp.
Corollospora
portsaidica
Pyrenochaeta sp.
Corollospora
marítima
Acremonium sp.
Lasiodiplodia
pseudotheobromae
Scolecobasidium
dendroides
Sigmoidea parvula
Microascus sp.
Strumella
coryneoidea
Aspergillus tamarii
Myrothecium
atroviride
84
8 especies 21 especies 3 especies 12 especies
Figura 4.18 El diagrama Venn muestra la mayoría de las especies de hongo que
son únicas para la playa determinada. Algunas playas comparten especies en común, por
ejemplo, la playa de Caza y Pezca y Las Criollas que comparten cinco (6.4%) especies en
común durante la temporada seca; de la playa Marbella y Los Tubos que comparten dos
(2.6%) y la playa Las Criollas con Los Tubos que comparten una (1.3%) especie. La tabla
4.24 muestra el desglose de especies de la temporada seca por cada playa.
Figura 4.18 Comparación de las cuatro playa por temporada seca (d).
85
Tabla 4.24 Especies encontradas en la temporada seca (d) en las cuatro playas.
Caza-d Marbella-d Criollas-d Tubos-d
Agaricostilbum
hyphaenes
Microdochium sp. Acremonium
psammosporum
Aspergillus
penicillioides
Aspergillus
aculeatus
Dactylellina lobata Acremonium sp. Cordyceps
memorabilis
Aspergillus
penicillioides
Lulwoana sp. Aspergillus niger Corollospora
portsaidica
Aspergillus sp. Rhizocarpon disporum Aspergillus oryzae Geosmithia
pallida
Aspergillus terreus Aspergillus
penicillioides
Aspergillus
parasiticus
Gliomastix
polychromo
Auricularia
polytricha
Teratosphaeria
toledana
Aspergillus
penicillioides
Malassezia
restricta
Chytridium
lagenaria
Malassezia restricta Aspergillus tamarii Sarocladium
glaucum
Cladosporium
cladosporioides
Arthrographis kalrae Aspergillus terreus Wickerhamomy
ces sp.
Coprinopsis sp. Triparticalcar sp. Boletus floridanus
Devriesia
lagerstroemiae
Faurelina indica Calcarisporiella
thermophila
Galactomyces
geotrichum
Coniosporium sp. Catenaria sp.
Graphium
dubautiae
Mycosphaerella sp. Cephaliophora
tropica
Hygrocybe
splendidissima
Corollospora
portsaidica
Chaetomium aureum
Hypomyces
cervinigenus
Metarhizium anisopliae Chaetomium sp.
Microascus
trigonosporus
Corollospora maritima Epichloe festucae
Microdochium sp. Microascus sp. Laetisaria sp.
Mycogone
perniciosa
Strumella coryneoidea Lasiodiplodia
pseudotheobromae
Oedogoniomyces
sp.
Arthrographis
eremomyces langeronii
Magnaporthe grisea
Paraphaeosphaeri
a sp.
Myrothecium
roridum
Passalora sp. Nakataea
magnaporthe salvinii
Penicillium
citrinum
Paramicrosporidium
fungal sp.
Penicillium sp. Paxillus involutus
86
Phaeosphaeria
halima
Penicillium citrinum
Phaeosphaeria
typharum
Pestalotiopsis
sinensis
Phlyctochytrium
sp.
Phaeosphaeria
halima
Phoma sp. Phaeosphaeria
typharum
Sarocladium
strictum
Phoma sp.
Stachybotrys
bisbyi
Sordaria fimicola
Sterigmatomyces
elviae
Stachybotrys sp.
Stromatonectria
caraganae
Stachybotrys zeae
Teratosphaeria sp. Strobilomyces
afroboletus luteolus
Verticillium sp.
31 especies 18 especies 32 especies 8 especies
En la figura 4.19 se muestra el porciento de secuencia por muestra en cada playa
por temporada. La especie de mayor dominio fue Dokmaia sp, que obtuvo un 95.44% y se
encontró en la playa Las Criollas en la temporada húmeda. La tabla 4.25 muestra los tax id
y los porcientos de muestras de las demás playas. La otra especie predominante fue
Arthrographis kalkarae, que obtuvo 83.41%, en la temporada seca en la playa Marbella.
87
Figura 4.19 Por ciento de secuencia por muestra en cada playa por temporada.
Tabla 4.25 Especies predominantes por temporada, playa, tax ID.
Playa Nombre Nombre de
preferencia
NCBI
taxID
Porciento
de
muestra
Caza
húmeda
Aspergillus penicillioides Aspergillus
penicillioides
41959 45.35%
Caza
seca
Aspergillus terreus Aspergillus terreus 33178 14.26%
Marbella
húmeda
Microascus sp. 5594 80.95%
Marbella
seca
Arthrographis kalrae Arthrographis kalrae 241728 83.41%
Criollas
seca
Paramicrosporidium
fungal sp.
1493516 14.47%
Criollas
húmeda
Dokmaia sp. 397757 95.44%
88
Los
Tubos
seca
Gliomastix polychroma 706482 55.09%
Los
Tubos
húmeda
Aspergillus sp. Aspergillus sp. 5065 18.38%
Las especies más abundantes y su patogenicidad se mencionan en la tabla 4.26. Esta nos
indica que todos los hongos encontrados en mayor abundancia son patógenos al hombre,
animales o plantas. En la tabla 4.29 se describe el substrato en que viven, la patogenisidad
y la enfermedad o condición que causan.
Tabla 4.26 Especies más abundantes y su patogenicidad.
Nombre Sinónimo Patogenicidad Referencia
Aspergillus penicillioides Aspergillus
penicillioides
si (Nazareth et al. 2014)
(Petrova et al. 2011)
(Hamilos 2010)
Aspergillus terreus Aspergillus
terreus
si (St- German et al.
2011)
Microascus sp. si (Sandoval et al, 2016)
Arthrographis kalrae Arthrographis
kalrae
si (Sigura et al. 2010)
(Vos et al. 2012)
Paramicrosporidium
fungal sp.
Si (Corsarrzo et al. 2014)
Dokmaia sp. si (Promputh et al 2003)
Gliomastix polychroma si (Alejandra et al. 2012)
( Khamthong et al.
2014)
Aspergillus sp. Aspergillus sp. si (Berger 2015)
Los géneros más abundantes (con un conteo de especie mayor de 2000) se muestran en la
tabla 4.27, donde la especie Arthrographis, obtuvo el mayor conteo (11311). Tambien la
tabla 4.28 indica todas las especies encontradas en ambas temporadas de las cuatro
playas.
89
Tabla 4.27 Géneros más abundantes y su conteo.
Género Conteo
Arthrographis 11311
Aspergillus 8852
Microascus 7241
Gliomastix 3301
Cordyceps 2849
Dokmaia 2630
Lecanicillium 2246
El análisis taxonómico demuestra que, con excepción de las especies encontradas en la
playa Los Tubos en temporada húmeda y Casa y Pezca en ambas temporadas, no existe
una relación en el género de las especies más abundantes de hongos identificados mediante
análisis molecular (Fig. 4.20). El género con mayor abundancia de especies es Aspergillus.
El género de mayor divergencia Paramicrosporidium. La tabla 4.28 también muestra las
especies específicas encontradas en las playas.
90
Figura: 4.20 Árbol taxonómico de géneros de hongos.
Dikarya
91
El total de todas las especies encontradas en el análisis molecular por playa y temporada
se resume en la tabla 4.28.
Tabla 4.28 Total de especies por muestras de cada temporada por playa.
Conteo simple de especies
Especies Caza Caza Marbella Marbella Criollas Criollas Tubos Tubos
húmeda seca húm. seca seca húm. seca húm.
Cephaliophora
tropica
0 0 0 0 387 0 0 0
Lecanicillium
saksenae
0 0 0 0 0 0 0 598
Microascus
trigonosporus
0 138 0 0 0 0 0 0
Penicillium citrinum 0 22 12 0 236 0 0 0
Microdochium sp. 0 191 0 78 0 0 0 0
Aspergillus nidulans 0 0 68 0 0 0 0 0
Auricularia
polytricha
0 438 0 0 0 0 0 0
Cladosporium
cladosporioides
0 569 9 0 0 0 0 0
Oedogoniomyces sp. 0 11 0 0 0 0 0 0
Dactylellina lobata 0 0 0 149 0 0 0 0
Lulwoana sp. 0 0 0 28 0 0 0 0
Paraphaeosphaeria
sp.
0 274 0 0 0 0 0 0
Stachybotrys sp. 0 0 0 0 487 0 0 0
Phlyctochytrium sp. 0 1202 0 0 0 0 0 0
Rhizocarpon
disporum
0 0 0 41 0 0 0 0
Aspergillus
penicillioides
3675 533 23 1 229 2 24 1
Strobilomyces
luteolus
0 0 0 0 66 0 0 0
Lentinula edodes 0 0 4 0 0 0 0 0
Pyrenochaeta sp. 0 0 0 0 0 0 0 627
Aspergillus oryzae 0 0 0 0 269 0 0 0
Teratosphaeria sp. 0 105 0 0 0 0 0 0
Teratosphaeria
toledana
0 0 0 81 0 0 0 0
Acremonium
psammosporum
0 0 0 0 315 0 0 0
Magnaporthe grisea 0 0 0 0 23 0 0 0
92
Nigrospora sp. 0 0 0 0 0 0 0 555
Catenaria sp. 0 0 0 0 14 0 0 0
Chaetomium sp. 0 0 0 0 780 0 0 0
Magnaporthe
salvinii
0 0 0 0 205 0 0 0
Pestalotiopsis
sinensis
0 0 0 0 421 0 0 0
Coprinopsis sp. 0 593 0 0 0 0 0 0
Gibellulopsis
nigrescens
0 0 32 0 0 0 0 0
Lecanicillium
psalliotae
1648 0 0 0 0 0 0 0
Aspergillus niger 0 0 26 0 88 0 0 0
Mycoleptodiscus sp. 0 0 0 0 0 0 0 643
Sarocladium
strictum
0 345 0 0 0 0 0 0
Aspergillus sp. 0 152 0 0 0 0 0 1043
Myrothecium
roridum
0 0 0 0 80 0 0 0
Phoma sp. 0 56 0 0 37 0 0 0
Hygrocybe
splendidissima
0 72 0 0 0 0 0 0
Malassezia restricta 0 0 0 16 0 0 104 167
Phaeosphaeria
eustoma
0 0 33 0 0 0 0 0
Gliomastix
polychroma
0 0 0 0 0 0 3301 0
Hortaea sp. 0 0 31 0 0 0 0 0
Graphium dubautiae 0 177 0 0 0 0 0 0
Arthrographis
kalrae
0 0 0 10581 0 0 0 0
Geosmithia pallida 0 0 0 0 0 0 196 0
Sordaria fimicola 0 0 0 0 411 0 0 0
Aspergillus
aculeatus
0 315 0 0 0 0 0 0
Wickerhamomyces
sp.
0 0 0 0 0 0 88 0
Penicillium sp. 0 377 0 0 0 0 0 158
Triparticalcar sp. 0 0 0 9 0 0 0 0
Faurelina indica 0 0 0 29 0 0 0 0
Sterigmatomyces
elviae
0 53 0 0 0 0 0 0
Boletus floridanus 0 0 0 0 152 0 0 0
93
Curvularia lunata 1765 0 0 0 0 0 0 0
Corollospora
gracilis
0 0 78 0 0 0 0 0
Dokmaia
monthadangii
0 0 0 0 0 118 0 0
Dokmaia sp. 0 0 0 0 0 2512 0 0
Sarocladium
glaucum
0 0 0 0 0 0 91 0
Clavulina sp. 86 0 0 0 0 0 0 0
Stromatonectria
caraganae
0 3 0 0 0 0 0 0
Euoidium mutisiae 8 0 0 0 0 0 0 0
Paramicrosporidium
fungal sp.
0 0 0 0 1249 0 0 0
Aspergillus terreus 0 1355 46 0 469 0 0 0
Chaetomium
aureum
0 0 0 0 21 0 0 0
Periconia sp. 0 0 0 0 0 0 0 92
Phaeosphaeria
halima
0 22 0 0 28 0 0 0
Aspergillus
parasiticus
0 0 0 0 3 0 0 0
Mycogone
perniciosa
0 15 0 0 0 0 0 0
Agaricostilbum
hyphaenes
0 7 0 0 0 0 0 0
Stachybotrys bisbyi 0 11 0 0 0 0 0 0
Coniosporium sp. 0 0 0 18 0 0 0 0
Mycosphaerella sp. 0 0 0 3 0 0 0 0
Corollospora
portsaidica
0 0 850 45 0 0 34 0
Metarhizium
anisopliae
0 0 0 16 0 0 0 0
Hypomyces
cervinigenus
0 1207 0 0 0 0 0 0
Corollospora
maritima
0 0 142 5 0 0 0 0
Paxillus involutus 0 0 0 0 57 0 0 0
Passalora sp. 0 149 0 0 0 0 0 0
Chytridium
lagenaria
0 3 0 0 0 0 0 0
Galactomyces
geotrichum
0 3 0 0 0 0 0 0
Cladosporium sp. 173 0 0 0 0 0 0 0
94
Devriesia
lagerstroemiae
0 912 0 0 0 0 0 0
Epichloe festucae 0 0 0 0 352 0 0 0
Cordyceps
memorabilis
695 0 0 0 0 0 2154 0
Phaeosphaeria
typharum
0 189 0 0 159 0 0 0
Acremonium sp. 0 0 73 0 374 0 0 0
Cephalosporium
curtipes
0 0 0 0 0 0 0 841
Malassezia globosa 53 0 0 0 0 0 0 0
Lasiodiplodia
pseudotheobromae
0 0 29 0 65 0 0 0
Scolecobasidium
dendroides
0 0 56 0 0 0 0 0
Verticillium sp. 0 0 0 0 786 0 0 0
Sigmoidea parvula 0 0 5 0 0 0 0 0
Calcarisporiella
thermophila
0 0 0 0 37 0 0 0
Laetisaria sp. 0 0 0 0 12 0 0 0
Stachybotrys zeae 0 0 0 0 310 0 0 0
Metarhizium
flavoviride
0 0 0 0 0 0 0 130
Engyodontium
album
0 0 0 0 0 0 0 819
Microascus sp. 0 0 7101 2 0 0 0 0
Strumella
coryneoidea
0 0 8 854 0 0 0 0
Aspergillus tamarii 0 0 20 0 510 0 0 0
Myrothecium
atroviride
0 0 126 0 0 0 0 0
Eremomyces
langeronii
0 0 0 730 0 0 0 0
Los resultados revelaron la presencia de especies de hongos patógenos en las
muestras de arena de cada playa, lo que indica posibles riesgos para la salud pública. Esto
para las personas que entran en contacto con la parte de la arena seca en la playa (Berger
2015). En la tabla 4.29 se resumen todas las especies encontradas en el análisis molecular,
95
donde se resume por la especie, en el sustrato que se aisló, su patogenicidad y la
enfermedad que causa, tanto a los humanos, animales y plantas.
96
Tabla 4.29 Hongos identificados en muestras de arena en análisis molecular (ADN), sustrato-patogenicidad y enfermedad
que causa.
Hongo Sustrato - patogenicidad Causa Referencia
Curvularia lunata Se encuentra en el suelo,
patógeno vegetal, patógeno
oportunista, patógeno de
hierbas y saprobios emergente.
Se producen en material
vegetal. Patógeno a humanos.
Enfermedades en las uñas y en la
piel.
(Madrid et al. 2014)
Microdochium Endófito, habitat seco. Aislados
en raíces.
Enfermedades en plantas. (Ernest et al. 2011)
Pyrenochaeta Hongo fitopatógeno, adaptado a
climas tropicales y templados.
Vive en distitos tipos de suelo,
temperaturas y pH.
Produce enfermedades en diversas
plantas. En los humanos produce
queratitis (inflamación de los ojos).
(Congel et al. 2009)
Magnaporthe grisea Hojas de plata Enfermedades en planta de arroz (Dean et al. 2005)
Malassezia restricta
Se encuentran en áreas sub
tropicales y tropicales.
Comensal patógeno.
Causa en la piel micosis superficial.
Infecciones sistémicas. No tiene
resistencia a medicamentos. Causa
también dermatitis atópica y
eczema. La foliculitis ocurre en en
el cuero cabelludo ocasionando
caspa.
(Ambujavalli et al.
2015)
97
Magnaporthe salvinii El hongo produce infección en
el tallo de la planta. Patógeno
en plantas.
Enfermedad en arroz.
(Berbee 2001)
Lecanicillium
psalliotae
India, el primer informe de
hongo que infecta de forma
natural al insecto trips
cardamomo. Se aisló en
cadáveres de estos insectos.
Parásito de plantas y nematodos. (Senthil et al. 2015)
Corollospora
portsaidica
Aislado de la arena de las
playas de Yokosuka en dos
épocas (verano e invierno),
hongo marino lignícola. Se ha
reportado en madera a la deriva
en la zona intermareal, madera
a la deriva en las aguas costeras
y oceánicas. En el manglar,
madera, hojas de mangle, rocas
de coral, tubos de hidrozoos,
hierbas intermareal y algas
marinas como el alga marrón.
Especie de hongo filamentoso
marino.
(Mohamed et al. 2011)
Clavulina sp. Se ha aislado en suelos de
bosques y en basura.
Distribucion global. Son
ectomicorrizas, producen
intercambio de nutrientes.
Es un hongo (seta) comestible.
Absorbe metales pesados.
(Elekes et al. 2010)
98
Stachybothrys sp. Es un hongo común del suelo,
que es un componente menor
del aire en interiores y al aire
libre en todo el mundo desde
los climas templados hasta
desiertos. Un fuerte hidrófila,
hongos saprófitos que se
encuentra en el suelo y sustratos
de celulosa húmeda, rico en
(restos de vegetales, pasta de
madera, papel, paneles de yeso,
cartón, algodón, paja, heno,
granos, cereales). La presencia
de animales domésticos, pasar
la aspiradora poco frecuente,
mala ventilación, y el moho
visible, sugieren la presencia de
altas concentraciones de
hongos.
Especies prefieren los tallos de las
plantas leñosas con la actuación del
suelo como reservorio. La
exposición a la micotoxina presente
puede producir un amplio rango de
efectos. Los síntomas pueden
manifestarse como fatiga crónica o
dolor de cabeza, fiebre, ojos
irritados, membranas mucosas de
boca, nariz y garganta con
estornudos, erupciones cutáneas y
tos crónica.
(Barceloux 2012)
( Haugland 2001)
Stachybothrys zeae Tiene una prevalencia en
muestras de aire, en
comparación con otros hongos.
La prevalencia aumenta en la
estructuras de edificios
deteriorados por el agua. Se ha
encontrado en ambientes de
interiores y exterior.
Mayormente en edificios viejos.
Incremento de enfermedades
respiratorias y asma. Ocasiona
problemas respiratorios.
(Barceloux 2012)
( Haugland 2001)
99
Microascus sp. Especie comúnmente aislada
del suelo, material vegetal en
descomposición y los ambientes
interiores.
Unas pocas especies también se
reconocen como patógenos
oportunistas de insectos y animales,
incluyendo los seres humanos.
(Sandoval et al. 2016)
Microascus
trigonosporus
Aislados ambientes interiores. Infecciones pulmonares
encontradas en pacientes de
trasplantes de pulmón.
(Schoeppler et al. 2015)
Verticillium sp. Aislado del suelo. Hongo
fitopatógeno.
Considerado una plaga y ocasiona
pérdidas económicas millonarias
para la agricultura.
(Indeibitzin et al.
2013)
Aspergillus
penicillioides
Es halófilo halotolerante. Se ha
encontrado en diversos hábitats
de gran cantidad de sal, como el
Mar Muerto, Salinas solares,
Manglares, Estuarios. También
en los alimentos tales como
granos, frutas secas, productos
de panadería, pescado salado y
especias, así como en lentes
binoculares y la piel humana.
Cuando hay abundancia de
sustratos disponibles, el hongo
captura el sustrato más rápido
que los ácaros, debido a su
corto ciclo de vida y mayor
potencial reproductivo.
Muy común, se encuentran en
edificios húmedos donde ha sido
asociada con la rinitis alérgica. A
pesar de que esta especie fue
descrita originalmente de una
infección de la piel, el riesgo de
exposición humana es probable que
sea a través de la vía de inhalación.
(Nazareth et al. 2014)
(Petrova et al. 2011)
(Hamilos 2010)
Phyctochytrium sp. Aislado del suelo Parásito en algas. (Letcher et al. 2012)
100
Wickerhamomyces
sp.
Aislado de flores. Es una levadura. (Masiulionis et al..
2016)
Phaeosphaeriaceae
sp.
Aislado del suelo, crece en
materia muerta y en cañas de
bamboo. Se considera
halotolerante.
Patógeno a las plantas. (Kirk et al. 2008)
(Kohlmeyer et al. 1995)
Phaeosphaeria
halima
Hongo marino saprofítico en
planta de marinas como la
Spartina alterniflora.
Endófitos y saprofítos. (Beever et al. 2012)
Phaeosphaeria
typharum
Se encuentra en planta de
Alimentos.
Es saprofítico en la hoja muerta de
la planta Typha. Patógenos en
plantas.
(Clipson et al. 2001)
Paxillus involutus Seta que se encuentran en el
suelo.
Hongos simbióticos
ectomicorrícicos.
(Rineau et al. 2012)
Mycosphaerella sp. Endófitos, saprofítos y
simbiontes
Patógeno de plantas y causan
grandes pérdidas económicas a los
agricultores. Uno de éstos en la
hoja del árbol de Eucalyptus.
(Crous et al. 2004)
Engydontium album Se encuentra en el exterior y es
común en los escombros del
suelo y las plantas. En el
interior se puede encontrar en el
papel, textiles, telas de saco y
paredes pintadas.
Es un hongo oportunista, causa
queratitis y endocarditis sobre la
válvula a las personas
inmunocomprometidas. Patógeno al
humano.
(Simonovicova et al.
2003)
101
Mycoleptodiscus La especie Mycoleptodiscus
indicus agente etiológico en un
perro.
Aislado de las hojas de la planta
Calamus thwaitesii.
Mycoleptodiscus indicus se
encontró en un perro de 8 años de
edad. Se presentó con varias
ecoriaciones cutáneas. Tambien es
un hongo endófito.
(Metry et al. 2010)
(Ranga et al. 2016)
Sodaria fimicola Se encuentra en el estiércol. Hongo endófito. (Newcombe et al.
2016)
Auricularia
polytricha
Su cuerpo gelatinoso se utiliza
para remover aceites
emusilficantes de las aguas.
Seta (Yang et al. 2014)
Aspergillus oryzae Hongo filamentoso, se utiliza en
industria de comidas Japonesas.
Se utiliza en tres principales
alimentos fermentados de soja: la
salsa de soja, Jiang miso y Douchi.
(Wada et al. 2012)
Sarocladium strictum Saprofítico, se encuentran en el
suelo, restos vegetales y setas
podridas. Se ha mostrado
participar en algunas relaciones
parasitarias, así como una
amplia gama de plantas y
endofítico.
Es un agente de Hialohifomicosis y
ha sido identificado como un
patógeno humano. Cada vez más
frecuente en individuos
inmunosuprimidos, causando
infecciones invasivas.
(Guarro et al. 1997)
(Sharma et al. 2013)
Lasiodiplodia Especies aisladas en zonas
tropicales y sub tropical.
Cosmopolitan.
Causa variedad de enfermedades en
plantas.
(Abdollahzadeh et al.
2010)
102
Sterigmatomyces
elviae
Levadura marina. Hongo marino, no patógeno. (Gueho et al. 1990)
(Van Leeuwenhoek
1969)
Passalora sp. Se encuentra en las hojas de las
plantas.
Patógeno en plantas. (Beilharz et al. 2004)
Phoma sp. Cosmopolitan, frecuentemente
aislado del suelo. La familia
contiene numerosas especies
patógenas de plantas,
saprofiticas y endófitos
asociados a una amplia gama de
huéspedes.
Patógeno de plantas. En casos
excepcionales ha causado
infección en humanos o animales.
Sólo unos pocos casos de
Phaeohyphomycosis cutánea y
subcutánea han sido informados.
(Chen et al. 2015)
(St Germain et al.
2011)
Penicillium citrinum Se encuentra en todo el mundo,
en el suelo, clima subtropical.
Hongo filamentoso. Támbien se
ha encontrado adentro de
edificios y alimentos, como
cereales.
Produce micotoxina. Causa
neumonía fúngica y taponamiento
pericárdico.
(Houbraken et al. 2011)
(Mok et al. 1997)
Mycosphaerella Se han adaptado en varias
maneras a los diferentes
ecosistemas. Es saprofítico.
Se encuentran entre los patógenos
de las plantas más comunes y es
destructivo, causando considerables
pérdidas económicas en una amplia
variedad de plantas importantes en
todo el mundo, tales como plátano,
cereales, remolacha, fresa, soja,
cítricos, eucaliptos, acacias, pinos y
muchos otros.
(Crous 2009)
103
Teratosphaeria
pseudonubilosa
Aislado en las hojas del árbol
de eucalipto.
Patógeno en plantas. (Pérez et al. 2014)
Laetisaria Liquen Patógeno en plantas (Diederich et al. 2011)
Gliomastix
polychroma
Hábitat natural incluye restos de
plantas, madera, tierra y
materiales celulósicos.
Saprofíto y se aislan
principalmente de plantas
muertas materiales y de suelo.
Puede causar infecciones
oportunistas en los seres humanos y
en los animales.
(Alejandra et al. 2012)
Chaetomium aureum Se encuentra en suelo y plantas.
Endófito (Kabbaj et al. 2015)
Aspergillus tamarii Hongo filamentoso, aislado del
suelo. También aislados en
alimentos como arroz y maní.
Causa queratitis.
Endófitos y fitopatógenos.
(Kredics et al. 2007)
(Hong et al. 2012)
Coniosporium Hongo ambiental. Forma
parches negros en las hojas de
las plantas, en la superfie del
bamboo, madera podrida y en
superficies de roca.
Encontrado en muestras de piel
humana, pies y uñas, produciendo
infecciones cutáneas. Decolorando
la piel y tornándola color negra.
(Li et al. 2008)
Periconia Cosmopolita. Suelo,
ennegrecido y herbáceo, tallos
muertos y manchas en las hojas
e hierbas.
Se encuentra en la época seca,
muchas esporas en el viento.
Algunos casos de queratitis
micótica.
(Alexopoulos et al.
1996)
(Domsch et al. 1993)
104
Dokmaia
monthadangii
Se ha aislado en hojas muertas
en el suelo.
Fitopatógeno (Promputtha 2003)
Dokmaia sp. Hojas Endófitos (Promputtha 2003)
Chaetomium Encontrado en escombros en el
suelo y en plantas. Agente
importante degradando
celulosa.
Causa infección cerebral en
receptor de trasplante renal.
(Abbott et al. 1995)
Myrothecium
atroviride
Son saprofíticos en el suelo o
patógenos de plantas.
La presencia de este género como
un contaminante del aire interior
debe ser considerada como un
peligro potencial para la salud.
(Chen et al. 2016)
Penicillium Conocido como uno de los
hongos más comunes que se
producen en una amplia gama
de hábitats, desde el suelo a la
vegetación al aire, los
ambientes interiores y varios
productos alimenticios.
Tiene una distribución mundial y
un gran impacto económico en la
vida humana. Su principal función
en la naturaleza es la
descomposición de materiales
orgánicos, donde las especies
causantes de la pudrición
devastadores como patógenos pre-
y post-cosecha en los cultivos
alimenticios, así como la
producción de una amplia gama de
micotoxinas.
(Visagi et al. 2014)
105
Paramicrosporidium Este grupo, que comprende casi
exclusivamente clones
ambientales, incluye el quítrido
endoparásitos Rozella conocida
como el representante único.
Rozella surgió como el primer
linaje de hongos en las
filogenias moleculares y como
el grupo hermano de los
microsporidios.
Son parásitos intracelulares
obligados de diversas especies
animales, que infectan tanto
vertebrados como invertebrados.
Endoparásito. Sus esporas son
infecciosas.
(Corsaro et al. 2014)
Cordyceps
memorabilis
Patógenos de los artrópodos. Hongos entomopatógenos. (Sung et al. 2007)
Acremonium Son hongos filamentosos
oportunistas que contienen
alrededor de 100 especies, de
las cuales la mayoría son
saprofítos Se aisló a partir de
material vegetal muerto y en el
suelo. Con una distribución
mundial, que se ha informado
en los últimos años como un
patógeno oportunista
emergente, capaz de causar una
amplia gama de infecciones
humanas.
Muchas especies son reconocidas
como patógenos oportunistas del
hombre y los animales, causando
micetoma, onicomicosis,
hialohifomicosis queratitis,
endocarditis, meningitis, entre
otros. Algunas manifestaciones
clínicas de Hialohifomicosis
causada por Acremonium pueden
incluir artritis, osteomielitis,
peritonitis, endocarditis, neumonía,
cerebritis e infección subcutánea.
(Alejandra et al. 2012)
(Fincher et al. 1991)
(Fernández et al. 2013)
106
Cladosporium Son de distribución cosmopolita
y comúnmente encontrado en
todo tipo de plantas, hongos y
otros escombros Con frecuencia
están aisladas del suelo,
alimentos, pinturas, textiles y
otras materias orgánicas o
colonizan como hoja. Invasores
secundarios, causando lesiones
por hongos patógenos a la
planta. Cladosporium es
dispersado por el viento y a
menudo es extremadamente
abundante en el aire exterior.
En el interior pueden crecer en
las superficies cuando la
humedad está presente.
Han sido descritas como causantes
de infecciones de la piel y las uñas
de los pies, así como los senos
nasales y los pulmones. Las esporas
en el aire son alérgenos
importantes, y en grandes
cantidades que pueden afectar
gravemente a los asmáticos y
personas con enfermedades
respiratorias.
(Bensch et al. 2012)
(Deshmukh et al. 2005)
Agaricostilbun
hyphaenes
Es una especie
Pucciniomycotina
(Basidiomycota) que se produce
comúnmente en la palma de
arena en las zonas tropicales y
subtropicales. El material
vegetal A. hyphaenes
exposiciones crecimiento de las
hifas, la producción de racimos
de pequeñas basidiocarps
blancos (hasta 3 mm de alto).
Se encuentra en la camada de
palma y la conjetura como un
micoparásito.
Aunque la ecología de A.
hyphaenes no se conoce, se
encuentra casi siempre en la
camada de palma y se relaciona ser
un hongo micoparásito.
(Aime et al. 2006)
(Bandoni et al. 1970)
(Oberwinkler et al.
1982)
107
Aspergillus aculeatus Hongo filamentoso del suelo y
la fruta podrida. Se ha
implicado como el agente
causal de la enfermedad de
planta.
Es un hongo de la familia
Trichocomaceae. Se ha implicado
como el agente causal de la
enfermedad de la planta.
(Frisvad et al. 2015)
(Petersen et al. 2015)
Geotrichum
galactomyces
Es una levadura ampliamente
distribuida en la naturaleza en el
suelo, agua, aire, así como en
plantas, cereales, y productos
lácteos. Común en
la flora normal humana y se
aisla de esputo y heces.
Causa infecciones oportunistas en
huéspedes inmunocomprometidos.
Produce infecciones
como geotricosis. Las infecciones
usualmente se adquieren vía
ingestión o inhalación.
(Watanabe 2010)
(Etienne et al. 2008)
Chytridium lagenaria Zoosporas. Parásito obligado de algas. (Vélez et al. 2011)
Stachybotrys bisbyi Aislado del suelo. Vive en
tallos de herbáceos podridos,
materiales que contienen
celulosa, en particular la paja,
fibras de algodón y otros
materiales celulósicos.
Produce micotoxinas. Causa
estaquibotriotoxicosis, enfermedad
en caballos. En el hombre produce
inflamación en la piel. Reacciones
cutáneas, faringitis y tos. Se
adquiere al inhalar esporas.
(Chen et al. 2000)
(Herrera et al. 2004)
Dactylellina lobata Se encuentra en el suelo. Hongo nematófago. (Li et al. 2005)
(Yu et al. 2012)
108
Hygrocybe
splendidissima
Han sido considerados para ser
sapróbico en las raíces muertas
de hierbas y otras plantas de
pastizales, pero ahora se
considera que existe algún tipo
de relación mutua entre seta y
musgos.
Una seta. Estrechamente reportado
en pastizales donde los fertilizantes
artificiales no se propagan. Esta
especie es rara en el sur de Gran
Bretaña e Irlanda, pero más común
en Escocia en la época de agosto a
noviembre.
(Boertman 2010)
Oedogoniomyces sp. Aislado del suelo. Mayormente
en suelos tropicales.
Zoosporas y probable
ectomicorriza.
(Cannon et al. 2007)
Rhizocarpon
disporum
Vive en tallos de árboles. Es un liquen. (Nash et al. 2001)
Boletus floridanus Se ha encontrado en suelos
cubiertos de arena.
Es una seta. (Nuhn et al. 2013)
Calcarisporiella
thermophila
Suelo, crece en material de
plantas en descomposición.
Descompone lignocelulosa.
Esta especie crece entre 20 ° y
45 ° C. Se ha aislado de las
puntas de escombros de carbón,
así como efluente térmico de
una planta de energía nuclear.
Hongos patógenos oportunistas en
animales.
(De-Wei Li. 2016)
(Rippon et al. 1980)
109
Cateraria Es un miembro de la
Chytridiomycota, el único
grupo importante de zoosporas
verdaderas que tienen paredes
de quitina. Estos hongos
producen esporas móviles. En
la naturaleza estos hongos se
encuentran como facultativo en
nemátodos.
Hongos nematófaga.
La especie Catenaria vermicola,
ataca a los nemátodos y es un
parásito para las plantas.
(Deacon et al. 1997)
(Birchfield 1960)
Cephaliophora
tropica
Micromiceto en suelos. Se ha
reportado por primera vez en
Australia. Se aisló en paneles
de acero pintados y de una
variedad de materiales
orgánicos. Se encontro en P.R.
en las heces de ratón y en
madera húmeda.
A los humanos les afecta en la piel
causando queratitis.
(Zlotnikov et al. 2007)
(Crook et al. 1955)
(Betty et al. 1964)
(Lalitha et al. 2008)
Strobilomyces Especies micorrizas
encontradas en maderas duras,
especialmente robles. En
epócas de verano y otoño.
Es una seta. (Sato et al. 2011)
Strobilomyces
luteolus
Zonas tropicales. Es una seta. (Pegler 1982)
(Buyck et al. 1995)
(Malaisse 1995)
Geosmithia pallida Se ha aislado en madera
podrida.
Produce la enfermedad del chancro
y corteza espumosa en árboles.
(Lynch et al. 2014)
110
Cephalosporium
curtipes
Especie de hongo marino. Hongos parásitos saprofítos y
facultativos presentes en el litoral
de la playa.
(Clipson et al. 2001)
(Miller et al. 1981)
Hypomyces
cervinigenus
Es un ascomicete parásito que
crece en los champiñones.
Patógeno de plantas. (Beug et al. 2014)
(Desjardin et al. 2015)
Malassezia globasa Es una levadura, este hongo se
alimenta de la grasa secretada
por las glándulas sebáceas por
lo que suele habitar en las zonas
de la piel que cuentan con un
mayor número de estas
glandulas como son el cuero
cabelludo, la cara y en menor
medida el tórax superior.
Normalmente están en la piel de
los animales, incluidos los
humanos, causa caspa y una
enfermedad infecciosa y no
contagiosa de la piel
llamada Pitiriasis versicolor.
(DeAngelis et al. 2007)
Aspergillus sp. Son hongos filamentosos
saprofíticos del suelo, también
se encuentran en alimentos en
deterioro, hojas y basura en
descomposición.
Varias especies son patógenas al
hombre.
(Varga et al. 2011)
Aspergillus terrus Es Cosmopolitan pero es más
común en zonas trópicales y sub
tropicales. Se ha aislado del
suelo, composta y material de
plantas.
Puede causar aspergilosis
pulmonar en pacientes
inmunocomprometidos e infección
cerebral. Aislado en muestras del
conducto auditivo externo. Puede
causar onicomicosis en las uñas.
(St German et al. 2011)
111
Cladosporium
cladosporioides
Si bien esta especie rara vez
causa la enfermedad invasiva en
los animales, es un importante
agente patógeno a las plantas,
atacando tanto las hojas y
frutos. Es saprofítico.
Es uno de los hongos más comunes
en el aire exterior, donde sus
esporas son importantes en la
enfermedad alérgica estacional.
Esta especie produce esporas
asexuales en cadenas ramificadas
delicadas, que fácilmente se
rompen y flotan en el aire. Es de
arranque para crecer bajo
condiciones de poca agua y con
temperaturas muy bajas.
(Hoog et al. 2000)
(Kirk et al. 2011)
Coprinopsis sp. Aislado en el suelo, composta y
madera.
Es una seta. (Healy et al. 2008)
Euoidium mutisiae Esta enfermedad se manifiesta
como polvo blanco o cenizo en
las hojas de las plantas.
Hongo patógeno en plantas. (Glawe 2008)
Curvularia lunata En el golfo de méxico el
número de esporas en el aire,
durante los meses calidos y
húmedos, se ha relacionado con
el aumento de casos de
queratitis, infectando la cornea
y orbita del ojo.
Patógenos en plantas que puede
causar enfermedades a los seres
humanos y animales. Causa
phaeohyphomycosis. Fungico
alérgico, causa asma, rinitis,
sinusitis y micosis
broncopulmonares.
(Maertens et al. 2007)
(Schubert 2009)
(Berman 2012)
Devrisia
lagerstroemiae
Este hongo se encuentra en
madera en descomposición,
causa cuerpos fructíferos
blancos, manchas en las hojas.
Endófito, saprofítico y patógeno. (Hagan et al. 2002)
112
Galactomyces
geotrichum
Hongo filamentoso, tipo
levadura. Aislado del suelo, el
aire, el agua, la leche, el
ensilaje, tejidos de las plantas,
el aparato digestivo de los seres
humanos y otros mamíferos.
Patógeno de plantas. (Pottier et al. 2008)
Microdochim Hongo filamentoso, endófito.
Produce síntomas de la
pudrición basal.
Patógeno a plantas. Produce
parchos en los pastos de campos de
golf en épocas calientes y frias.
(Sung et al. 2008)
Mycogone perniciosa Patógeno en setas. Provoca enfermedad conocida
como burbuja humeda en cultivo de
setas comerciales.
(Kouser et al. 2013)
Stromatonectria
caraganae
Patógeno en plantas. Encontrado en palmas. (Jaklitsch et al. 2011)
Graphium dubautiae Se encuentra en el suelo,
madera, material en
descomposición.
Patógeno de plantas. (Mc Ginnis 1980)
Phlyctochytrium sp. Epibiótica. Parásito en algas. (Letcher et al. 2012)
Triparticalcar sp. Comunes en el suelo y también
parásitos de un sinnúmero de
organismos y plantas.
Mayormente se encuentra en el
estiércol.
(Wakefield et al. 2010)
Myrothecium
atroviride
Hongos patógenos a plantas. Causan manchas en la hoja. (Quezado et al. 2010)
113
Eremomyces
langeronii
Cosmopolitan. Hongo
filamentoso, se encuentra en el
suelo y composta.
Patógeno, causa infección crónica
de la piel y se ha implicado en
lesiones pulmonares, queratitis,
sinusitis y meningitis.
(Howard 2003)
(Giraldo et al. 2014)
Psammosporum
acremonium
Hongo filamentoso, saprofítico,
aislado de material vegetal
muerto
Administración de Seguridad y
Salud en el Trabajo del Gobierno
de E.U. OSHA enumera los
siguientes efectos a la salud:
alergeno, irritante, neumonitis por
hipersensibilidad, dermatitis.
(Fincher et al. 1991)
(De Hoog et al. 2000)
(Chew et al. 2006)
Aspergillus niger Hongo filamentoso,
necrotrófico. Principal
contaminante de granos y
semillas.
Oportunista cutáneo, produce
aspergiolosis y micosis.
(Herrera et al. 2004)
(Schuster et al. 2002)
Aspergillus
parasiticus
Producen micotoxinas que son
metabolitos tóxicos producidos,
que causan enfermedades en los
animales o el hombre.
Son capaces de producir aflatoxinas
en las condiciones de 90 a 100% de
humedad relativa y temperatura 12-
45°C.
(Herrera et al. 2004)
(Martinez et al. 1987)
Pseudotheo bromae Tienen una distribución
mundial y se producen en gran
variedad de plantas hospederas.
Se encuentran como saprófitos
parásitos y hongos endófitos.
Patógenos importantes de varias
plantas.
(Adetunji et al. 2013)
Pestalotiopsis
sinensis
Hongo cosmopolita.
Endófito. (Chen et al. 2013)
(Jeewon et al. 2004)
114
Gliomastix
polychroma
Hongo marino. Encontrado en los abanicos de mar. (Khamthong et al.
2014)
(Jeewon et al. 2004)
Sarocladium glaucum Son frecuentemente asociados
con gramíneas como saprobios,
parásitos y hongos endófitos
mutualistas.
Se encuentra en las costas, dunas y
arena de playa.
(Yeh et al. 2014)
Lecanicillium
psalliotae
Nematódos, atacan raíz de las
plantas.
Hongos entopatógenos (Kirk et al. 2008)
(Arevalo et al. 2009)
Strumella Causa agujero en árbol, algunos
científicos lo llaman cáncer.
Patógeno en árboles. (Houston 1996)
(Kenneth 2013)
Coryneoidea sp. Fitopatógena, saprofítica y
parásito de árboles.
Enferma a los arboles. (Domsch et al. 1980)
Verticillium sp Son especies
saprófitas y parásitas de plantas
superiores, insectos, nematodos,
huevos de moluscos y otros
hongos.
Actualmente se cree que este
género contiene 51 especies, que se
pueden dividir en tres grupos:
micopatógenos, entomopatógenos,
patógenos de plantas y saprófitos de
restos vegetales.
(Zare et al. 2001)
( Barbara et al. 2003)
(Kirk et al. 2008)
Lecanicillium sp. Hongo entomopatógeno,
antagonista y nematofago.
Es utilizado para el combate de
plagas agrícolas.
(Şaban et al. 2010)
Saksenaea sp. Está distribuido en todo el
mundo, asociado con el suelo.
Es un patógeno emergente en
humano que se asocia más con
lesiones cutáneas o subcutáneas
después del trauma.
(Holanda 1997)
(Ellis 1997)
(Lechevalier et al.
2008)
115
Metarhizium
flavoviride
Las especies del género
Metarhizium están muy
extendidas en los suelos y
recientemente se ha informado
de asociarse con las raíces de
las plantas.
Hongos entomopatógenos. (Keyser et al. 2015)
Nigrospora sp. Vive como saprofitico en el
suelo. Endófito.
Puede atacar una gran variedad de
planta de regiones tropicales.
(Herrera et al. 2004)
(De Hoog et al. 2000)
(St- Germa. et al. 2011)
Myrothecium roridum Hongo filamentoso. Patógeno de plantas. (Hyuk et al. 2014)
116
Se encontraron muestras de setas, ver tabla 4.29, entre las que se identificaron
géneros y especies de: Clavulina, Auricularia polytricha, Hygrocybe splendidissima,
Boletus floridanus, Strobilomycesluteolus y Coprinopsis.
4.13 Evaluación de riesgo ambiental
Los factores de riesgo que pueden contribuir a la propagación de las enfermedades
infecciosas a través del contacto directo con la arena, o indirecto como el aire que trasporta
las esporas y llegan a nuestro sistema son muy altos. La arena es un vehículo potencial de
contaminación. Esta investigación demostró que los hongos filamentosos aislados de las
muestras, en su mayoría son patógenos y con las referencias de otros estudios nos indica
que tenemos que comenzar a monitorear y crear controles para que no se convierta en un
problema de salud pública.
Los hongos tienen un papel importante en la descomposición en el suelo. La
presencia de sustratos que los ayuden a aumentar su reproducción conlleva un problema de
incurir en aumento de especies patógenas y, por lo tanto, posibles infecciones para el ser
humano, así como para los animales que habitan en la playa. Utilizando la metodología
tradicional, se encontraron seis géneros diferentes de hongos filamentosos en la arena de
las playas de la costa Norte de P.R. En conteo de colonias y análisis microscópico, los de
mayor frecuencia en las cuatro playas fueron: Aspergillus, Penicillium, Rhizopus,
Trichoderma y Fusarium. Estos hongos están incluidos como potenciales patógenos al ser
humano, provocando un sinnúmero de condiciones. Las personas más propensas son los
ancianos, los niños y las personas inmunocomprometidas (Cervante 2004).
117
Las muestras identificadas con el método molecular demostraron la cantidad y
variedad de hongos patógenos que tiene la arena. Esto, confirmando que las pruebas
moleculares son más sensitivas que el análisis de taxonomía tradicional.
Los géneros de mayor conteo y más abundantes en el análisis molecular fueron:
Arthrographis, Aspergillus, Microascus, Gliomastix, Cordyceps, Dokmaia y
Lecanicillium. El género Aspergillus, cuenta con varias especies que son patógenas al
hombre. Estas provocan infecciones en la piel y en las vías respiratorias (Vargas et al.
2011, Nazareth et al. 2014, Hong et al. 2012). Arthrographis es un hongo patógeno que
causa infecciones crónicas a la piel y se ha implicado con sinusitis y meningitis (Giraldo
et al. 2014, Howard 2003, Sugiura et al. 2010, Berger 2015). Gliomastix puede causar
infecciones oportunistas en seres humanos y animales (Alejandra et al. 2012). Microascus
es considerado un patógeno oportunista en insectos, animales y seres humanos que provoca
infecciones respiratorias (Sandoval et al. 2016). Lecanicillium es un hongo entopatógeno,
antagonista y nematófago (Kirk et al. 2008, Arevalo et al. 2009, Saban et al. 2010, Senthil
et al. 2015). Dokmaia es un hongo fitopatógeno y endógeno (Promputtha 2003).
Cordyceps es un hongo entopatógeno (Sung et al. 2007).
Muchas veces pensamos que en ambientes cerrados se ocasionan problemas de
contaminación ambiental por hongos. El salitre, el aire y la brisa trasportan partículas y
esporas junto con el polvo. Las partículas de la arena llegan a nuestros pulmones por
nuestro sistema respiratorio y también por contacto directo con la piel, pudiendo ocasionar
diversas enfermedades (Burger 2014). Las infecciones producidas por hongos
filamentosos tienen las características de reproducirse rápidamente (Webster et al. 2009).
118
Debemos crear conciencia de que la variedad de hongos filamentosos patógenos y
el aumento de ellos en nuestro alrededor pueden causar infecciones. Los problemas
causados por los hongos hacen necesario la actuación rápida para la prevención en la salud
pública. Una alta cantidad de hongos encontrados en este estudio son potencialmente
patógenos a la salud humana.
Muchas de las veces, la contaminación del medio ambiente fluye a través de la
higiene pública, profesional e individual. El riesgo de no tener control de la higiene pública
e individual contribuye en gran medida al control de las infecciones. La basura en la arena
de la playa, favorece el crecimiento ambiental de los hongos. El propósito principal de
mejorar la calidad de arena de nuestras playas son varias: estético, ya que nosotros
recibimos personas de otros países que vienen a vacacionar y disfrutar de nuestras
hermosas playas; los ciudadadanos del país que las usamos para pasar momentos de
relajación; los que las utilizan para practicar diversidad de deportes y, el más importante,
por la salud. Por lo que la limpieza de la arena es sumamente importante no sólo por los
efectos estéticos, sino por que reduce la carga de flora micológica de la superficie de la
arena.
La epidemiología de la trasmición de enfermedades por hongos se encuentra entre
los problemas sanitarios más frecuentes. Es importante que el Departamento de Recursos
Naturales y Ambientales, el Departamento de Salud, la Junta de Calidad Ambiental, los
alcaldes y ciudadanos trabajemos junto por el bienestar de nuestras playas y por
consiguiente de la salud pública.
Las infecciones respiratorias utilizan el mecánismo de inhalación y el de
condiciones de la piel es por contacto directo. El riesgo ambiental, específicamente el
119
biológico, es bastante cambiante por que son demasiados los factores que contribuyen a
que los hongos desarrollen capacidad de mutación y adaptación a diversos cambios, y estos
se adaptan a lugares ideales por sus características (Clemons et al. 2000).
La relación entre la salud y los riesgos ambientales van tomados de la mano. Este
estudio comprobó que el número de especies patógenas y diversidad de éstas en las cuatro
playas es diverso y cambiante por temporada. Demostrando que sí hay una diferencia en la
diversidad y cantidad de hongos encontrados en las playas donde se observaba una mayor
cantidad de basura o de personas visitándolas.
120
Capítulo V
Conclusiones y recomendaciones
Conclusiones
El análisis estadístico realizado demostró que no existe diferencia significativa con
respecto a los resultados entre los géneros de hongos en las playas del norte de P.R.
Tampoco se encontró que existe diferencia entre las unidades formadoras de colonias
(UFC) en las playas. Se comprobó que no existe diferencia significativa en los géneros de
hongos en las playas y el impacto antropogénico mediante la contaminación. Encontramos
que sí existe diferencia significativa entre las unidades formadoras de colonias (UFC) y el
impacto antropogénico. No encontramos diferencia significativa entre la diversidad y el
número de géneros en las dos temporadas (seca y húmeda) de las cuatro playas.
El análisis taxonómico demostró que, con excepción de las especies encontradas en
la playa de Los Tubos en la temporada húmeda y en Caza y Pesca en ambas temporadas,
no existe una relación en el género de las especies más abundantes de los hongos
identificados mediante análisis molecular.
Los meses de temperaturas más altas durante el año del estudio fueron abril, junio,
julio y septiembre. La playa de mayor temperatura en esos meses lo fue la playa Marbella
en Vega Baja, donde el resultado obtenido fue de 32.9°C en el mes de abril, en junio 36.6°C
y en septiembre 39.4°C. Las temperaturas más bajas fueron detectadas en los meses de
diciembre, febrero y noviembre. Las cuatro playas presentaron un comportamiento
uniforme, excepto la de Vega Baja en los meses mencionados.
121
La humedad de la arena fluctuó entre 0.7 a 9.3%. La playa que obtuvo el valor más
alto fue la de Arecibo en el mes de marzo con 14.1% y la de Vega Baja con un 19%, para
el mes de octubre.
El crecimiento de colonias de hongos filamentosos en las muestras fluctuó desde 3
UFC/g a 31 UFC/g. En cuanto a los meses de mayor crecimiento de colonias fue en junio
en las playas de Arecibo y Vega Baja, en julio en las playas de Arecibo y Manatí, en
septiembre en las playas de Arecibo y Manati y en octubre en las playas de Arecibo y
Manatí. Los demás meses del año se mantuvieron en un promedio menor de 20 UFC/g.
Si establecemos una comparativa utilizando el estudio de (Pereira et al. 2013), el
cual utilizó los valores máximos recomendados para medir la calidad de arena de la playas,
según lo estableció (Brandao et al. 2007), la arena de las playas del Norte de P.R. estaría
clasificada como calidad promedio. Los parámetors de indicadores micológicos se
identifican para hongos potencialmente patógenos, donde si la muestra es mayor de 85
cfu/g, se identifica como (MAV), la arena se catáloga como de mala calidad. Mientras que
si tiene más de 5 cfu/g, se identifica como (MRV), lo que significa calidad promedio. Para
ser de excelente calidad debe ser menor de 5 cfu/g (Brandao et al. 2007).
Dentro de los hallazgos más significativos está el que se identificaron 104 especies
de hongos mediante análisis molecular y 25 especies de hongos en análisis de taxonomía
tradicional. Estas 104 especies representan 4.16 veces más, al utilizar técnicas
moleculares, lo que resultó en obtener 79 especies adicionales, en comparación a la
taxonomía tradicional.
Utilizando el análisis de taxonomía tradicional se encontraron seis géneros:
Aspergillus, Penicillium, Rhizopus, Trichoderma y Fusarium. En el análisis molecular se
122
identificaron 76 géneros adicionales, esto siendo 12.7 veces mayor que el número
detectado mediante taxonomía tradicional.
Las playas con mayor diversidad de especies de hongos filamentosos fueron:
Arecibo con 19 especies, Manatí y Vega Baja con 14 especies y Barceloneta con 13
especies. La playa de Arecibo obtuvo aislamientos únicos en la temporada húmeda, estos
fueron en el mes de agosto que se encontró P. viricatum, en mayo F. semitectum y A.
nidulands. En el mes de marzo se identificaron mucor y en abril P. waksmanii. En la
playa de Barceloneta, en el mes de septiembre, se identificó P. chysogenum. En mayo y
noviembre se identificó P. cyclopium y en septiembre F. oxysporum.
Las especies en común en las cuatro playas en la identificación microscópica
fueron: P. rastrickii, R. oligospurus, R. microsporus, P. oxalicum, R. oryzae y A. oryzae.
La playa con mayor contaminación visible de basura fue la playa Las Criollas de
Barceloneta y se observó en los meses de diciembre, enero, febrero, marzo, abril, julio,
agosto y octubre. En la playa Caza y Pesca de Arecibo se observó aumento de basura en
los meses de junio, julio, agosto, septiembre y octubre. En la playa Los Tubos de Manatí,
solo se observó basura en los meses de marzo, abril y julio, mientras que en la playa
Marbella en Vega Baja solo fue en los meses de junio y septiembre.
Los géneros de hongos con más especies indentificadas en las cuatro playas en el
análisis microscópico fueron Penicillium y Aspergillus. Mediante el análisis molecular se
indentificó la especie de mayor conteo, la playa y la temporada. La especie Arthrographis
obtuvo el conteo de 1131 y ésta se identificó en la playa Marbella en Vega Baja en la
temporada seca. En la playa Las Criollas de Barceloneta, se obtuvo un conteo de 8852 del
género Aspergillus. En la playa Marbella, tanto en temporada húmeda como seca, y en la
123
playa Caza y Pesca de Arecibo el conteo del género Microascus fue de 7241. En Los Tubos
de Manatí, en temporada seca, el género más abundante con conteo de 3301 fue Gliomastix.
En la playa de Caza y Pesca en Arecibo, en temporada húmeda y en la playa Los Tubos
de Manatí, en temporada seca, el género más abundante fue Cordyceps con un conteo de
2849. El género Dokmaia, con conteo de 2630, se identificó en la playa Las Criollas de
Barceloneta en temporada húmeda. El género Lecanicillium obtuvo un conteo de 2246 y
se identificó en la playa de Los Tubos en Manatí, en temporada húmeda, y en Caza y pesca
en Arecibo, en temporada húmeda.
La playa con mayor conteo de colonias (UFC) fue Caza y Pesca de Arecibo, en la
temporada húmeda. El conteo más alto fue en el mes de septiembre con 31 ufc/g, en julio
que fue de 29 ufc/g, en octubre de 26 ufc/g y en junio de 25 ufc/g. En la temporada seca la
playa con mayor conteo fue Marbella de Vega Baja con 24 ufc/g.
Comparando las cuatro playas en la temporada húmeda, en las muestras de análisis
molecular, se identificó que comparten una especie en común, lo que significa un 2.4%. La
especie en común fue Aspergillus penicilloides. Esa misma especie se detectó en común
en las cuatro playas en ambas temporadas.
En la temporada seca, en la playa Las Criollas se detectaron en común cinco (6.4%)
especies con la playa Caza y Pesca. La playa Marbella tiene en común una (1.3%) especie
con Las Criollas y la playa Los Tubos comprarte dos (2.6%) especies con la playa Marbella.
En la temporada seca todas tienen en común la especie Aspergillus penicilloides.
Los hongos patógenos identificados en esta investigación se desglosan tanto los de
análisis microscópico y molecular. En las muestras de análisis microscópicos se aislaron:
A. oryzae, Trichoderma, R. oryzae, F. Solani, Mucor, F. oxysporum, A.acidus, A. flavus,
124
A. niger, A. nidulans, F. semitectum, R. stolonifer, F. oxysporum, A. oryzae, R.
microsporus, R. oligosporus, R. microsporus, R. stolonifer, F. solani, y A. fumigatus.
En las muestras de análisis molecular se aislaron: Aspergillus emericella nidulands,
Clodosporioides, Rhizocarpo disporum, Aspergillus penicillioides, Aspergillus oryzae,
Acremonium psammosporum, Aspergillus niger, Aspergillus sp. Phoma sp. Malassezia
restricta, Graphium dubautiae, Arthrographis kalkarae, Aspergillus aculeatus, Curvularia
lunata, Aspergillus terreus, Aspergillus parasiticus, Cladosporium sp, Acremonium,
Malassezia globosa, Aspergillus tamarii y Eremomyces langeonii.
El género Aspergillus, utiliza el aire y suelo como vehículo de trasmisión para
provocar enfermedades. Se ha aislado en pacientes en cultivos nasales y produce asma.
Tambien causa queratitis, infecciones en los ojos (Berger 2015).
Otros hongos se han encontrado en las muestras en análisis en cultivos directos en
las lesiones de pacientes, que se observan como nódulos cutáneos. Las siguientes especies,
Curvularia lunata y Fusarium, se encuentran principalmente en el suelo y material vegetal
(Berger 2015).
Los géneros Mucor sp. y Rhizopus sp. utilizan como vehículo de trasmisión el
contacto directo y el aire. Se consideran saprofiticos y causan infecciones pulmonares y
sinusitis (Berger 2015).
En los hongos identificados en el estudio, como Acremonium, Arthrographics
kalkarea, Cladosporium, Fusarium, Graphium, Malassezia, Phoma y Trichoderma, su
vehículo de trasmisión es endógeno, su huésped es el humano y causan severas infecciones
locales o multisistémicas, especialmente en la supresión inmune (Berger 2015).
125
Dada la búsqueda de literatura en bases de datos y repositorios realizados, se
identificaron los siguientes géneros y especies no reportados en Puerto Rico anteriormente:
Cephaliophora tropica, Lecanicillium saksenae, Microdochiun sp., Oedogoniomyces sp.,
Dactylellina lobato, Lulwoana sp, Paraphaeospharia sp., Phlyctochytrium sp.,
Rhizocarpon disporum, Aspergillus penicilloides, Strobilomyces luteolus, Teratosphaeria
sp., Teratosphaeria toledana, Acremonium psammosporum, Catenaria sp., Najataea
magnaporthe, Pestalotiopsis sinensis, Gibellulopsis nigrescens, Lecanicillium psalliotae,
Mycoleptodiscus sp., Sarocladium strictum, Hygrocybe splendidissima,Malassezai
restricta, Phaeosphaeria eustoma, Gliomastix polychroma, Hortaea sp., Arthrographics
kalrae, Geosmithia pallida, Aspergillus aculeatus, Wickerhamomyces sp., Triparticalcar
sp., Faurelina indica, Sterigmatomyces elviae, Corollospora gracilis, Domaia
monthadangii, Dockmaia sp., Sarocladium glaucum, Stromatonectria caraganae,
Euoidium mutisiae, Paramicrosporidium fungal sp., Chaetomium aureum, Phaeosphaeria
halima, Mycogone perniciosa, Agaricostilbum hyphaenes, Stachybostrys bisbyi,
Corollospora portsaidica, Hypomyces cervinigenus, Corollospora maritima, Paxillus
involutus, Chytridium lagenaria, Devriesia lagerstroemiae, Epichloe festucae,
Phaeosphaeria typharum, Malassezia globosa, Lasiodiplodia pseudotheobromae,
Scolecobasidium dendroides, Sigmoide párvula, Calcarisporiella thermophila, Laetisaria
sp., Stachybotrys zeae, Metarhizium flavoviride, Engyodontium álbum, Strumella
coryneoidea, Myrothecium atrviride y Eremomyces langeronii.
Como parte de los impactos de esta investigación, se ofrecieron tres talleres de
identificación de hongos filamentosos de la arena de las playas, donde los estudiantes
universitarios de los cursos de Microbiología General y Biología Marina, obtuvieron
126
experiencias en todo lo relacionado al muestreo, análisis e identificación, tanto en
taxonomía tradicional como molecular. Los talleres se ofrecieron en la Universidad del
Turabo, centro de Barceloneta, Universidad de Puerto Rico, Recinto de Arecibo y dos en
la PUCPR, Recinto de Arecibo. Se diseñó una página web para colocar información de
todo lo relacionado a los hongos filamentosos. En el siguiente enlace se puede ver el
contenido de la página. https://www.facebook.com/hongosfilamentosos/?ref=settings.
El objetivo de esta página es concientizar a todo el público para que conozca todo
lo relacionado al mundo de los hongos filamentosos, en especial las enfermedades que
producen y su importancia en el medio ambiente.
Recomendaciones
Actualmente se está realizando el análisis de la presencia de bacterias, metazoos y
eucariota en la arenas de las playas del Norte de Puerto Rico para identificar los organismos
de mayor abundancia, así como los que son dañinos al ambiente o patógenos, que pudieran
causar daño a plantas y animales, incluyendo al ser humano.
Se está planificando realizar el mismo estudio en la arena de las playas del Sur, Este
y Oeste de P.R. Esto para comparar la diversidad de organismos presentes en la arena y
para poder conocer la diversidad micológica de las arenas de las playas de P.R.
Debido a la identificación de especies no reportadas anteriormente en Puerto Rico,
según (Cantrell et al. 2006), se confirmará si la presencia de estas especies novedosas son
registros nuevos para la isla, para luego reportarlas a la Junta de Calidad Ambiental y al
Departamento de Salud de Puerto Rico.
Como nos indica la literatura, al visitar las playas se debe usar una toalla para
sentarse en la arena, igualmente usar gafas para proteger los ojos del contacto con las
127
esporas. Esto trabaja como un escudo de protección para las esporas que trasporta el aire y
que están en la arena y que también se adquieren por contacto directo, entrando por heridas
en la piel y los ojos. Se recomienda también comenzar con una campaña de limpieza y
mantenimiento de la arenas de las playas.
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161
Apéndices
162
Apéndice A
Información de las muestras de arena de playas (parte seca)
Fecha: _____________ Hora: _____________ Tomada por: _________________
Playa: ( ) Arecibo -Caza y Pesca ( ) Barceloneta- Las Criollas ( ) Manatí- Los Tubos ( ) Vega
Baja - Marbella
Análisis de Muestra: Temperatura: _______°C Humedad suelo: ______%
Número de identificación del Equipo para Temperatura y humedad: _______________
Inspección
visual_____________________________________________________________________
Medios de cultivo: “Rose Bengal agar” (RBA) Lote: ___________ Exp._____________
Peso de la muestra: _________________g
Balanza: _____________
Entrada de muestra a incubar. Temperatura: 25 °C
Número de la Incubadora: _____________ Temperatura de entrada: _____ °C
*Muestra de 1 g de arena: (5 a 10 días)
Entrada de las muestras: Fecha: __________ Hora: ______ Temp: _______°C
Salida de las muestras: Fecha: ___________ Hora: ______ Temp: _______°C
Control: ATCC ________
Control Positivo: (+) crecimiento (-) no-crecimiento (demuestra efectividad medio)
Control Negativo: (+) crecimiento (-) no-crecimiento (demuestra esterilidad en el medio)
Resultados: Número de colonias en la muestra duplicado
Muestra: ____ CFU ____ CFU = Promedio: ______CFU
*Una vez se cuenten y ocurra crecimiento se aíslan las distintas colonias en medio SDA o PDA
Comentario:
Firma: ___________________________ Fecha: __________________
163
Apéndice B
Hoja para la identificación de hongos
Morfología macroscópica
# Muestra: ______________ Medio cultivo: __________ Día: __________
Morfología macroscópica
Color superficie Apariencia superficie Reverso
( ) Amarillo ( ) Azul-verde ( ) Lanoso ( ) lisa ( ) Amarillo
( ) Blanco ( ) Gris claro ( ) Algodón ( ) Repartidas en Placa ( ) Luz
( ) Crema ( ) Gris oscuro ( ) Polvo ( ) micelio aéreo ( ) anaranjado
( ) Verde ( ) Violeta ( ) Aterciopelado ( ) Violeta
( ) Rosa ( ) Negro ( ) Plegado ( ) Pardusco
( ) Anaranjado ( ) Rojo ( ) Con borde irregular sangría ( ) Negruzco
( ) Otro: ______ ( ) Otro __________ ( ) Otro_____
( ) No pigmentada
Observación________________________________________________________________
Morfología microscópica
Seleccionar y describir las estructuras presentes
( ) Conidióforos ( ) Esporangióforo ( ) clamidosporas ( ) Esporangio
( ) Conidia ( ) Esporas ( ) Hifas ( ) Vesícula
( ) Fiálides ( ) Esterigmas ( ) Otro ____________________________
( ) Macroconidias; ( ) ovales forma de porra ( ) aisladas ( ) racimo ( ) uso ( ) paredes gruesa y
rugosas ( ) más de 6 células ( ) paredes lisas ( ) paredes delgadas ( ) paredes rugosas ( ) fusiforme
y simétricas ( ) alargadas en forma de cigarro.
( ) Microconidias; ( ) redondeadas, formando grupos como racimos de uvas ( ) hifas espirales
( ) periformes ( ) forma de lágrimas ( ) forma de porra ( ) forma de globo
Reactivos de identificaciones o pruebas adicionales
( ) Lactophenol ( ) Bromocresol ( ) KOH ( ) Ureasa ( ) perforación de pelo
( ) Microcultivo ( ) medio de esporulación ____________
Se tomará foto de las muestras macroscópica y microscópica.
Resultados: _______________________________________________________
Referencia: _____________________________________________________
Identificación del hongo: _____________________________________________
Firma / fecha: _____________________________________________________
Incubadora:________________ Control: (+ )____ (– )_______
Tiempo incubación (día/hora) Incubadora Temp:_________° C
Entrada: Salida:
164
Apéndice C
Lista de cotejo de residuos generados por contaminación antropogénica en las playas
Nombre de la playa/pueblo: Fecha:
Para medir el nivel antropogénico, se realiza la lista de cotejo donde se indica si el tipo de basura está presente o no en la arena de la playa. *Leyenda: Alta: más de 5 tipos de basuras - baja: Menos de 5 tipos de basura
Tipo de basura Cantidad Si No
Colillas de cigarrillos
Tapas plásticas de botella
Mallas de plástico
Anillas de aluminio (latas de refresco y cerveza)
Botellas plásticas (agua)
Galones plásticos (leche, agua, otros)
Neveritas de “foam”
Pedazos de madera
Bolsas plásticas blancas
Platos de “foam”
Cajas de cartón
Botellas de cristal (cerveza)
Papel periódico
Cuchillos y tenedores plásticos
Vasos plásticos
carbón (fogatas)
Ropa y zapatos
Latas de cerveza
Bolsas plásticas de golosinas
Envases plásticos de jugo
Papel aluminio
Anillas plásticas (botellas)
Comida de perro
Gomas de carro
Enseres eléctricos
Otros:______________
Otras observaciones
Zafacones desbordados de basura
Animales enfermos- perros
Sedimentación- tierra
Personas en la playa
*Resultado: Nivel de contaminación: ___ alto _____bajo
Nombre y firma: ______________________________