distribuciÓn altitudinal de microalgas sobre el …

PROFESOR PATROCINANTE DR. JORGE JARAMILLO INSTITUTO DE BOTÁNICA FACULTAD DE CIENCIAS UNIVERSIDAD AUSTRAL DE CHILE PROFESOR CO-PATROCINANTE DR. GINO CASASSA GLACIOLOGÍA Y CAMBIO CLIMÁTICO CENTRO DE ESTUDIOS CIENTÍFICOS

DISTRIBUCIÓN ALTITUDINAL DE MICROALGAS SOBRE EL GLACIAR DEL VOLCÁN MOCHO-CHOSHUENCO

(XIV REGIÓN DE LOS RÍOS, CHILE)

Tesis de Grado presentada como parte de los requisitos para optar al grado de Licenciado en Biología Marina y Título Profesional de Biólogo Marino.

EDITHA ANTONIETA ELÍAS ZÚÑIGA

VALDIVIA - CHILE

2011

PROFESOR PATROCINANTE DR. JORGE JARAMILLO M. INSTITUTO DE BOTÁNICA FACULTAD DE CIENCIAS UNIVERSIDAD AUSTRAL DE CHILE PROFESOR CO-PATROCINANTE DR. GINO CASASSA R. GLACIOLOGÍA Y CAMBIO CLIMÁTICO CENTRO ESTUDIO CIENTÍFICOS PROFESOR INFORMANTE PAMELA SANTIBÁNEZ A. GLACIOLOGÍA Y CAMBIO CLIMÁTICO CENTRO ESTUDIO CIENTÍFICOS

Lo más importante es no dejar de interrogarse.

La curiosidad tiene su propia razón de existir. Uno no puede evitar asombrarse

cuando contempla los misterios de la eternidad, de la vida, de la maravillosa

estructura de la realidad. Es suficiente si uno trata simplemente de comprender un

poco de este misterio cada día. No hay que perder jamás la sagrada curiosidad.

ALBERT EINSTEIN

A MI MADRE QUE SIEMPRE ME ACOMPAÑA……..

A MI PAPÁ Y MARÍA……...

A MIS HERMANOS……..

Gracias por su apoyo e infinito amor……..

AGRADECIMIENTOS Primero que todo, le quiero agradecer a la vida por haberme permitido estar acá, y por haber conocido a personas maravillosas, las cuales de alguna u otra forma me ayudaron en este largo camino. Con mucho amor agradezco a mis padres que me dieron la vida. A mi mamá que desde el cielo, me acompaña, me protege y me ayuda. A mi papá que ha estado conmigo en todo momento, gracias por darme una carrera para mi futuro, por creer en mí y por brindarme todo tu amor. A María que con su infinito cariño ha llenado un espacio de mi vida, por demostrarme que familia no es solo un lazo sanguíneo, gracias por ser como eres. A mis hermanos que llenan mi vida de alegría, por existir, porque con una sonrisa llenan mi alma y me muestran lo maravilloso de la vida. A mis profesores Dr. Gino Casassa y Dr. Jorge Jaramillo, por la confianza entregada, por toda su comprensión y apoyo. A Pamela S. por tu gran y sincera ayuda, por enseñarme a creer en mis capacidades, por compartir conmigo tu amor por la ciencia, por todos los consejos entregados, por tener la paciencia necesaria, por apoyarme en los momentos difíciles cuando no veía la solución y empezaba a derrumbarme. Agradezco el haber tenido una profesora y amiga tan buena como tú, simplemente gracias. Al Dr. Pedro Labarca y los integrantes de su laboratorio, por el apoyo y la gran ayuda que me han brindado. Al Centro de Estudios Científicos por haberme brindado la oportunidad de realizar este trabajo, al grupo de trabajo del CECS por el apoyo y la ayuda. A mis amigos de carrera Yoya, Jano, Vicky, Parri, Vainilla, Larguis, Feña, Andrea, Xime, Dany… por todo lo compartido, por hacer más gratos los años de universidad… les deseo las mejores de las suertes, jamás los olvidaré y pueden contar conmigo siempre… A la profe, a mis compañeras y amigas de futbol, por aprender junto a ustedes que las mayores alegrías se consiguen trabajando en equipo, por ayudarme a crecer como persona, por esos inolvidables entrenamientos bajo la lluvia y todos los viajes vividos… A mis amigas que encontré en este camino Xica, Maga, China y otr@s que se me quedan en el tintero, gracias por acompañarme y apoyarme siempre, por estar ahí, gracias por la confianza entregada… Les agradezco a todos ustedes el haber llegado a mi vida y el compartir momentos felices y momentos de tristeza, pero esos momentos son los que nos hacen crecer y valorar a las personas que nos rodean….

ÍNDICE GENERAL PÁGINA

RESUMEN…………………………………………………………………................ 1

ABSTRACT………………………………………………………………..………… 2

CAPÍTULO 1: INTRODUCCIÓN………………..………………………………… 3

1.1. MARCO TEÓRICO………………………………………...…………………… 3

1.2. PLANTEAMIENTO DE PROBLEMA…………………………………………. 6

1.3. HIPÓTESIS Y OBJETIVOS DEL TRABAJO…………………..……………… 10

1.3.1. Hipótesis Descriptivas…………………………………………………………. 10

1.3.2. Objetivo General………………………………………………………………. 11

1.3.3. Objetivos Específicos…………………………..……………………………… 11

CAPÍTULO 2: MATERIALES Y MÉTODO……………………………................ 12

2.1. SITIO DE ESTUDIO……………………………………………………………. 12

2.2. OBTENCIÓN DE MUESTRAS SUPERFICIALES PARA ANÁLISIS

CUANTITATIVOS………...………………………………………………………… 14

2.3. OBTENCIÓN DE MUESTRAS SUPERFICIALES PARA ANÁLISIS

CUALITATIVOS…………….……………………………………………………… 16

2.4. ANÁLISIS CUANTITATIVOS………………………………………................ 16

2.4.1. Metodología, fijación y montaje de muestras…………………………………. 16

2.4.2. Cuantificación de las muestras………………………………………................ 17

2.4.3. Cuantificación del ensamble algal ………………………..…………............... 17

2.4.3.1. Abundancia…………………………………………………………… 18

2.4.3.2. Biovolumen microalgal……………………………………………….. 18

2.5. ANÁLISIS CUALITATIVOS………...………………………………………… 19

2.5.1. Cultivo de Microalgas…………………………………………………………. 19

2.5.2. Análisis Taxonómico………………..………………………………………… 21

2.6. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS……………………………………………………. 22

CAPÍTULO 3: RESULTADOS……………...……………………………………… 24

3.1. MUESTREO ANUAL 2006………...…...……………………………………… 24

3.1.1. Análisis Biológico…………………………...………………………………… 24

3.1.1.1. Abundancia…………………….……………………………………… 26

3.1.1.2. Biovolumen……………………………………………………………. 27

3.2. MUESTRAS ALTITUDINALES ENERO 2006………...……………………… 28

3.2.1. Análisis Biológico…………………………………...………………………… 28

3.2.1.1. Abundancia………………………….………………………………… 28

3.2.1.2. Biovolumen……………………………………………………………. 32

3.3. MUESTRAS ALTITUDINALES MARZO 2007….…………………………… 34

3.3.1. Análisis Biológico…………………………..…………………………………. 34

3.3.1.1. Abundancia……………………….…………………………………… 37

3.3.1.2. Biovolumen………………………………..…………………………... 38

3.4. COMPARACIÓN DE MUESTRAS ALTITUDINALES 2006 v/s 2007………. 40

3.4.1. Comparación de la abundancia total entre los años 2006 y 2007……………... 40

3.4.2. Comparación del biovolumen total entre los años 2006 y 2007……………..... 42

3.4.3. Comparación del ensamble microalgal entre los veranos del 2006 y 2007…… 43

3.5. CULTIVO DE MICROALGAS………………………………….……………... 44

3.5.1. Identificación de microalgas cultivadas………………………..……………… 45

CAPÍTULO 4: DISCUSIÓN........................................................................................ 47

4.1. DISTRIBUCIÓN TEMPORAL, RESOLUCIÓN ESTACIONAL…………...…. 47

4.2. RELACIÓN DE LA ABUNDANCIA Y BIOVOLUMEN CON LA ALTITUD. 49

4.2.1. Estructura del ensamble microalgal, distribución temporal…...……………..... 49

4.3. COMPARACIÓN INTERANUAL DE LA ESTRUCTURA DEL ENSAMBLE 50

4.3.1. Comparación de la estructura del ensamble microalgal……………………….. 50

A. Abundancia………………………………………………………… 50

B. Biovolumen..………………………………………………………. 51

4.4. COMPOSICIÓN APROXIMADA DEL ENSAMBLE MICROALGAL

BASADO EN MORFOTIPOS……….………………………………………………. 52

4.4.1. Morfotipos dominantes……………………………………...………………… 52

4.4.2. Estadios microalgales como respuesta a cambios medioambientales…………. 53

4.5. CULTIVOS………………………………………………………….................... 56

CAPÍTULO 5: CONCLUSIONES Y PROYECCIONES......................................... 59

LITERATURA CITADA………………………………..……………………….…... 61

ÍNDICE DE FIGURAS Figura Página

1 Localización del Volcán Mocho-Choshuenco………………………………... 13 2 (a) Imagen del Volcán Mocho-Choshuenco, se indican los sitios de muestreo

sobre la superficie del glaciar. Puntos rojos y amarillos corresponden al muestreo realizado durante enero 2006 y marzo 2007 respectivamente. La altura de la línea de equilibrio (ALE) está marcada con una línea de color amarillo. (b) Mapa de pendientes generada del modelo SRTM (Shuttle Radar Topography Mission) donde los puntos de color morado y azules corresponden a los años 2006 y 2007 respectivamente………………………. 13

3 Temperatura promedio mensual en el periodo 2006-2007. Datos obtenidos de la estación meteorológica automática localizada a 1995 m s.n.m…………. 14

4 (a) Montaje de la muestra. (b) Rotulación de la muestra……………………... 17 5 Esquema gráfico de la aislación de las microalgas mediante el uso de

micropipetas…………………………………………………………………... 21 6 Morfotipos de microalgas desde la A a la U, observados en las muestras

estacionales del año 2006 a los 2000 m s.n.m., cada morfotipo está señalado con la letra mayúscula que le corresponde. Las imágenes del lado izquierdo de cada columna, que se encuentran rotuladas con una letra de color negro, corresponden a imágenes obtenidas en campo claro. Las imágenes del lado derecho, rotuladas con una letra de color blanco, fueron adquiridas utilizando fluorescencia (filtro U-MWIG). Fotografías capturadas con microscopio de fluorescencia modelo OLYMPUS BX50WI. Barra 10 µm…………………... 25

7 Morfotipos de microalgas V, U y TRO observados en las muestras estacionales del año 2006 a los 2000 m s.n.m. Para más detalles ver leyenda Fig. 6. La longitud de la barra corresponde a 10 µm……………………….… 26

8 Perfil estacional de la abundancia algal y del biovolumen algal correspondiendo al sitio S1 para las muestras colectadas el año 2006 sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco. Barras de error = error estándar……. 27

9 Morfotipos de microalgas observados en las muestras altitudinales del año 2006. Para más detalles ver leyenda Fig. 6. Barra 10 µm…………………….. 30

10 Variación de la abundancia microalgal (cél mL-1) entre los diferentes sitios de muestreo sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en enero 2006. Barras de error indican el error estándar……………………………………… 31

11 Cambio altitudinal del biovolumen algal (µm3 mL-1) sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en el mes de enero del año 2006. Barras de error = error estándar……………………………………………………………….. 33

12 Morfotipos de microalgas desde el A al N observados en las muestras altitudinales de marzo del 2007. Para más detalles ver leyenda Fig. 6. Barra 10 µm…………………………………………………………………………. 35

13 Morfotipos de microalgas U, V, Y, TRO, CL y LG observados en las muestras altitudinales de marzo del 2007. Para más detalles ver leyenda Fig. 6. Barra 10 µm………………………………………………………………... 36

14 Cambio altitudinal de la abundancia (cél mL-1) sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en el mes de marzo del año 2007. Barras de error = error estándar……………………………………………………………………….. 37

15 Cambio altitudinal del biovolumen algal (µm3 mL-1) sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en el mes de marzo del año 2007. Barras de error = error estándar……………………………………………………………….. 39

16 Comparación del cambio altitudinal de la abundancia entre enero del 2006 y marzo del 2007. Barras de error = error estándar…………………………….. 41

17 Comparación del cambio altitudinal del biovolumen algal entre enero del 2006 y marzo del 2007. Barras de error = error estándar………….................. 42

18 Crecimiento de microalgas luego de 2 meses desde su siembra mediante la técnica de siembra en estrías………………………………………………….. 44

19 Estadios vegetativos de Chloromonas sp (a-e) y Chlamydomonas sp (f-j) obtenidos desde los cultivos realizados durante la Tesis. Células fijadas con Lugol excepto imagen b y g que son in vivo. (a) Célula alargada, biflagelada, con núcleo central; (b) Célula alargada con bandas de cloroplastos. (c) Célula al inicio del proceso de división, se observan 2 núcleos en la parte central de la célula; (d-e) Reproducción vegetativa, en (d) se observan 4zoosporas dentro de la célula parental y en (e) 8 zoosporas; (f) Célula biflagelada, con núcleo anterior y pirenoide en la parte posterior; (g) Célula esférica, cloroplasto en forma de copa con un pirenoide en la parte posterior y estigma en la parte anterior; (h-j) fase de reproducción vegetativa en (h) se observan 2 zoosporas en el interior de la célula parental, en (i) 4 zoosporas y n (j) 6 zoosporas. Barra 10 µm. F= flagelo, N=núcleo, P=pirenoide, S= estigma, BC=bandas de cloroplasto, CC= cloroplasto en forma de copa………………………………………………………………….

46

20 Variación de la temperatura promedio diaria en los días previos a la colección de muestras altitudinales, los datos fueron obtenidos de la estación meteorológica automática ubicada en el volcán Mocho-Choshuenco, localizada a 1995 m s.n.m. (a) Muestras altitudinales enero 2006. (b) Muestras altitudinales marzo 2007…………………………………………… 55

ÍNDICE DE TABLAS Tabla Página

1 Muestras superficiales altitudinales colectadas en enero del 2006 sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco………………………………………... 15

2 Descripción de las muestras superficiales colectadas en marzo del 2007 sobre el glaciar del volcán Mocho Choshuenco……………………………………... 15

3 Muestras mensuales colectadas durante el año 2006………………………….. 15 4 Detalle de las muestras utilizadas para la realización de los análisis

cualitativos…………………………………………………………………….. 16 5 Características de los 19 morfotipos de microalgas registradas en las muestras

estacionales del año 2006……………………………………………………… 24 6 Abundancias de muestras mensuales para el año 2006 y morfotipos

dominantes…………………………………………………………………….. 27 7 Biovolumenes de muestras mensuales para el año 2006 y morfotipos

dominantes…………………………………………………………………….. 28 8 Características de los 19 morfotipos de microalgas registrados en la muestras

altitudinales de enero del 2006………………………………………………… 29 9 Cambio altitudinal de la abundancia microalgal para enero del 2006 y

morfotipos dominantes en cada sitio de muestreo…………………………….. 31 10 Matriz de comparación múltiple (Test de Tukey) entre la abundancia y las

diferentes alturas para el mes de enero del año 2006. Números en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas…………............................. 32

11 Cambios del biovolumen microalgal con la altitud para enero 2006 y morfotipos con mayores abundancias relativas para cada altura………............ 33

12 Matriz de comparación múltiple (Test de Tukey) del biovolumen entre las diferentes alturas para enero del 2006. Números en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas…………………………………….. 33

13 Características de los 21 morfotipos de microalgas registrados en la muestras altitudinales de marzo del 2007………………………………………………... 34

14 Cambio altitudinal de la abundancia microalgal para marzo del 2007 y morfotipos dominantes en cada sitio de muestreo…………………………….. 38

15 Matriz de comparación múltiple (test de Tukey) entre las abundancias de los diferentes alturas para marzo del 2007. Los datos en color rojo indican que existen diferencias significativas entre las abundancias a las diferentes altitudes………………………………………………………........................... 38

16 Cambios del biovolumen microalgal con la altitud para marzo del 2007 y morfotipos con mayores abundancias relativas para cada altura……………… 39

17 Matriz de comparación múltiple (test de Tukey) entre los biovolumenes de las diferentes alturas para marzo del 2007. Los datos en color rojo indican que existen diferencias significativas entre las abundancias a las diferentes altitudes………………………………………………………………………... 40

18 Resumen del Análisis de Varianza para la abundancia sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco. Valores en rojo indican diferencias estadísticamente significativas…………………………………………............

41

19 Test de Fisher LSD, comparación de las abundancias a las mismas alturas utilizando como factor los años. Valores en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas………………………………………………… 41

20 Resumen del Análisis de Varianza de dos vías para el biovolumen sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco entre enero del 2006 y marzo del 2007. Valores en rojo indican diferencias estadísticamente significativas…………………………………………………………………… 42

21 Test de Fisher LSD, comparación del biovolumen a una misma altura utilizando como factor los años. Valores en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas………………………………………………… 43

22 Comparación de los morfotipos dominantes para cada altura entre el muestro altitudinal del año 2006 y 2007, tanto para la abundancia y biovolumen. Entre paréntesis se indica la abundancia relativa y el biovolumen relativo para cada morfotipo respectivamente…………………………………………………….. 44

23 Comparación de las principales características morfológicas entre Chloromonas sp y Chlamydomonas sp………………………………………… 45

1

RESUMEN

Los glaciares son uno de los indicadores más visibles de los efectos del cambio climático

debido a su alta sensibilidad a la temperatura. Son útiles indicadores indirectos (proxies) de las

condiciones medioambientales y climáticas pasadas, debido a su capacidad de registrar las

variaciones de las propiedades físicas, químicas y biológicas. Dentro de los componentes

biológicos se encuentran las microalgas de nieve, que son tolerantes al frío y que crecen sobre el

hielo y nieve durante el periodo de derretimiento. Las microalgas son preservadas en el estrato

glaciar cada año, por lo que potencialmente pueden proveer nueva información acerca de las

condiciones climáticas y ambientales pasadas.

Los objetivos de la presente investigación son determinar cuantitativa y cualitativamente,

por medio de análisis biológicos, los cambios estacionales y altitudinales del ensamble

microalgal en el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco (39º55’S, 72º02’W) en la Región de Los

Ríos, Chile. Con este fin, se llevó a cabo un muestreo altitudinal en enero del 2006 en cinco sitios

(2000, 2100, 2200, 2300 y 2400 m s.n.m.) y en marzo del 2007 en seis sitios (1900, 2000, 2100,

2200, 2300 y 2400 m s.n.m.). Asimismo durante el año 2006 se realizaron muestreos mensuales a

los 2000 m s.n.m. para establecer los cambios temporales de las microalgas sobre el glaciar.

Los resultados indican que existe una clara variación estacional de microalgas en las

muestras mensuales del año 2006, concordando con estudios previos que el periodo de

crecimiento ocurre en la estación estival. En cuanto a los perfiles altitudinales de abundancia y

biovolumen, éstos muestran inicialmente una tendencia a disminuir a medida que se asciende

sobre el glaciar, al igual que en estudios previos en los glaciares Yala en el Himalaya o el

Tyndall, Patagonia, entre otros. Sin embargo, se observa un aumento del biovolumen algal en el

perfil de marzo del 2007 en la cumbre del volcán Mocho-Choshuenco, en respuesta a variables de

stress ambientales. Se propone que distintos estadios dominantes serían indicadores de periodos

de estabilidad y/o inestabilidad ambiental. Durante esta investigación se logró el desarrollo de

cultivos de microalgas de nieve del glaciar Mocho-Choshuenco, lográndose en primera instancia

la aislación e identificación de dos géneros comunes, presentes en este ambiente. Lo cual

permitirá proyectar y desarrollar estudios experimentales referentes a su fisiología, ecología y

filogenia y, de esta manera, aportar al desarrollo de las microalgas de nieve como bioindicadores

de las condiciones climáticas y ambientales pasadas.

2

ABSTRACT

Glaciers are one of the most visible indicators of the effects of climate change due to their

high sensitivity to temperature. Glaciers are also useful as indirect proxies on the past

environmental and climatic conditions due to their capability to register physical, chemical and

biological variations. Within the biological components a group of eukaryotes organisms can be

found, the snow algae. These microorganisms are cold-tolerant and capable of growing on ice

and snow during the melt season. Snow algae are preserved in the glacial strata every year,

providing potentially new information about the past environment and climate.

The aims of this study are to determine quantitative and qualitatively, through biological

analyses, the temporal and altitudinal changes of algal assemblages on the glacier of the Mocho-

Choshuenco volcano (39º55’S, 72º02’W) in the Chilean Lake district. To accomplish this

purpose, altitudinal samplings were carried out during January of 2006 at five locations (2000,

2100, 2200, 2300 and 2400 m a.s.l.) and in March of 2007 at six locations (1900, 2000, 2100,

2200, 2300 and 2400 m a.s.l.). In addition, during 2006 the snow surface samples were collected

at 2000 m a.s.l. to establish temporal changes of snow algae on the glacier.

The results show a clear seasonal variation of snow algae in the monthly samples of 2006,

in concordance with previous studies, where the growth period happens in the summer season. As

for the altitudinal profile of abundance and biovolume, these initially showed a tendency to

decrease with increasing altitude on the glacier, similar to previous studies on the Yala glacier in

the Himalaya or Tyndall glacier in Patagonia, amongst other cases. However, an increase of algal

biovolume on the summit of Mocho-Choshuenco volcano was observed as a response of

environmental stress variations. Different microalga stages are suggested to be indicators of

stability and instability environmental conditions. During this investigation we achieved the

establishment of snow algae culture from the glacier Mocho-Choshuenco, obtained based on the

isolation and identification of two common genera, present in this environment. This will allow

in the future devising and developing experimental studies about their physiology, ecology and

phylogeny and, in this way, contribute to develop snow algae as bioindicators of the past

environmental and climatic conditions.

3

Capítulo 1

INTRODUCCIÓN

1.1. MARCO TEÓRICO

Las principales componentes de la criósfera son la nieve, el hielo de ríos y lagos, hielo

marino, glaciares y casquetes de hielo, las plataformas de hielo flotante, los hielos continentales

y el permafrost (Khromova, 2010). En términos de la masa de hielo y su capacidad calórica, la

criósfera es el segundo más grande componente del sistema climático luego del océano (IPCC,

2007). Esto es relevante para la variabilidad y cambios climáticos basados sobre las propiedades

físicas, tales como la alta reflectividad de su superficie, el ciclo del agua, cambios del nivel del

mar y el calor latente asociado con las fases de cambio, las cuales tienen un fuerte impacto sobre

el balance de energía de la superficie (Allison et al., 2001). La criósfera integra variaciones del

clima sobre un amplio rango de escalas de tiempo, siendo un sensor natural de la variabilidad

climática que provee una expresión visible del cambio climático. Uno de los indicadores

criosféricos más visibles de los efectos del cambio climático son los glaciares, por su alta

sensibilidad en sus procesos de avance y retroceso, ya que su balance de masa está

principalmente determinado por el clima (Fitzharris et al., 1996).

Los glaciares son capaces de registrar las condiciones medioambientales y climáticas

pasadas por medio de las variaciones de las propiedades físicas, químicas y biológicas que son

almacenadas en la estratigrafía interna de la nieve, neviza y hielo (IPCC, 2007). Otra

característica crucial del hielo criosférico es el rol que juegan en la disponibilidad de agua dulce,

la que corresponde al 75% del agua dulce existente en todo el planeta. De ese importante

porcentaje el 77% se encuentra almacenada en los hielos continentales polares y glaciares de

montaña (Global Water Partnership, 2000; Diez-Cascón, 2003). Los glaciares de montaña son

4

importantes fuentes de agua congelada como consecuencia de que sus procesos de acumulación y

derretimiento juegan un rol fundamental en la regulación hídrica de las cuencas, junto con

constituir un factor significativo en el abastecimiento de los ecosistemas y la población (Bórquez

et al., 2006; Khromova, 2010). El aumento de la temperatura atmosférica durante el último

tiempo ha provocado el retroceso de los hielos continentales y los glaciares, induciendo un

ascenso del nivel del mar de 0,8 a 1,6 mm año-1 entre 1993 a 2003, lo que representa un aumento

notable con relación al ascenso de 0,2 a 1,2 mm año-1 consignado entre 1961 a 2003 (IPCC,

2007). Como consecuencia a lo expuesto anteriormente, los glaciares son reconocidos como los

mejores indicadores terrestres de alta resolución de los cambios climáticos y medioambientales

(IPCC, 2007).

Bajo la perspectiva biológica, los glaciares han resultado ser un ecosistema relevante

debido a que en un principio se creía imposible que ambientes como las superficies de hielo

pudiesen cobijar vida alguna. Ahora se sabe, en efecto, que algunos microorganismos son

capaces de metabolizar sobre la nieve o hielo glaciar y que sus tasas metabólicas dependen de la

temperatura, luz, el nivel de nutrientes y oligoelementos, entre otros factores (Price, 2000; Anesio

et al., 2009; Anesio et al., 2010). En esta perspectiva, los ecosistemas pueden ser apreciados

como una casi infinita red de interacciones entre componentes bióticos y abióticos balanceados

entre factores tanto internos como externos (Birks y Birks, 2006).

Gusanos de hielo y colémbolos han sido reportados como comunes en glaciares de Alaska

y en la costa oeste de Norte América (Shain et al., 2001) y en Patagonia (Kohshima, 1985).

Plecópteros (moscas de piedra, también conocidas como tijeretas o dragones de la Patagonia) han

sido encontrados en el glaciar Tyndall, en Patagonia (Kohshima, 1985; Takeuchi y Kohshima,

2004). También se han llevado a cabo estudios sobre hongos de nieve (Stein y Amundsen, 1967;

5

Hoham et al., 1993; Buzzini et al., 2005; Butinar et al., 2007) y hielo (Abyzov, 1993), y

eubacterias (Margesin y Schinner, 1994; Christner et al., 2003; Mikucki y Priscu, 2007; Christner

et al., 2008).

Kohshima (1984), en una expedición al glaciar Yala, en los Himalayas, encuentra al

primer insecto, perteneciente a la familia de los Chironomidae (Diamesa Meigen sp), que realiza

su ciclo de vida completo sobre la nieve y hielo glaciar (-18ºC). Los análisis estomacales

realizados a las larvas demostraron que se alimentan principalmente de algas verde azuladas

(Phormidium sp) y bacterias. Como conclusión, Kohshima (1987) propuso una comunidad

heterótrofa especializada compuesta de insectos y copépodos tolerantes al frío, cuya fuente de

energía serían las microalgas y bacterias.

Los glaciares temperados se encuentran usualmente en zonas de latitud media, donde la

información sobre las condiciones medioambientales pasadas es escasa, ya que en estos lugares

los análisis químicos e isotópicos pueden verse alterados por la percolación que ocurre en la

estación de derretimiento. Como una manera de aportar una nueva fuente de información para

estas zonas, ha surgido la utilización de las microalgas de nieve en la datación de testigos de

neviza/hielo y la estimación de balances de masa pasados de glaciares temperados, la cual ha

resultado de gran importancia, ya que como las microalgas año a año van siendo almacenadas en

la estratigrafía interna del glaciar, se transforman en útiles marcadores estacionales, resultando en

una nueva fuente de información sobre las condiciones medioambientales pasadas sobre el

glaciar que afectaron su crecimiento (Yoshimura et al., 2006). De esta manera las microalgas han

sido propuestas como potenciales bioindicadores de las condiciones medioambientales y

climáticas pasadas (Kohshima et al., 1993; Takeuchi et al., 2001a; Yoshimura et al., 2006). Esto

ha provocado un gran interés en el estudio biológico de los glaciares, los cuales son definidos

6

como ecosistemas extremos, relativamente simples, con una comunidad biótica especializada

(psicrófilos), comparables a algunos ambientes de agua dulce como lagos y ríos, en donde las

microalgas, como productores primarios, sustentan con biomasa y energía, vía interacción trófica,

a las poblaciones heterótrofas (Kohshima, 1987; Yoshimura et al., 1997; Takeuchi et al., 1998;

Kohshima et al., 2002). A su vez las microalgas de nieve tienen un impacto geofísico sobre los

glaciares ya que reducen el albedo de la superficie, afectando el balance de masa de los glaciares

debido al incremento de derretimiento (Kohshima et al., 1993; Thomas y Duval, 1995; Takeuchi

et al., 2001b), como también químicamente, liberando oxígeno, generando y secuestrando

dióxido de carbono (Williams et al., 2003).

En Chile, el análisis biológico de testigos de neviza/hielo realizado en la regiones de los

Lagos y de los Ríos, sobre los glaciares temperados del Volcán Osorno y el Volcán Mocho-

Choshuenco (Santibáñez et al., 2008), mostraron una clara variación estacional de microalgas,

polen y protozoos, a diferencia de los isótopos estables y especies químicas, permitiendo datar y

estimar los balance de masa pasados. Debido a esto, Santibáñez et al., (2008), concuerdan con

estudios previos (Yoshimura et al., 2000; Uetake et al., 2006; Kohshima et al., 2007), en cuanto a

que los microorganismos y polen son útiles marcadores estacionales y se realza su posible

utilización como bioindicadores de las condiciones climáticas pasadas, debido a la estrecha

relación que existe entre los componentes bióticos y abióticos dentro de un ecosistema

(Yoshimura et al., 2006).

1.2. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Las microalgas de nieve habitan uno de los ambientes más extremos en la Tierra,

caracterizado por bajas temperaturas, bajas concentraciones de nutrientes y altos niveles de luz y

7

radiación ultravioleta, adaptándose a estas condiciones de vida sobre la nieve en derretimiento.

Estas especies forman ensambles de microalgas que por lo deducido colonizaron los campos de

nieve secundariamente, ya que sus ancestros se originan de otros hábitats (Komárek y Nedvalová,

2007). Hasta ahora se han descubierto comunidades de microalgas que habitan en campos de

nieve y sobre la superficie de glaciares, donde la temperatura atmosférica sobrepasa

periódicamente los 0°C (Hoham, 1973; Hoham, 1975b; Hoham et al., 2007; Komárek y

Nedvalová, 2007), provocando cambios localmente en la nieve desde un estado sólido a líquido.

Esto implica una adaptación de estos microorganismos a las bajas temperaturas para vivir en

estos ambientes extremos, tales como: 1) un aumento de la proporción de ácidos grasos

insaturados que aumentan la fluidez de la membrana en comparación a los ácidos grasos

saturados; 2) adaptación de enzimas para compensar la reducción en las tasas de reacción

química por medio del incremento de las concentraciones enzimáticas o mejorando la eficiencia

catalítica de éstas; y 3) producción de proteínas anticongelantes, todas adaptaciones que le

permiten a las microalgas comenzar intensamente sus actividades metabólicas inmediatamente

luego del cambio de estado celular sobre la nieve (Morgan-Kiss et al., 2006; Komárek y

Nedvalová, 2007). Otra adaptación a este ambiente extremo es la formación de estadios de

resistencia en las algas de nieve en el orden Chlamydomonadales, permitiéndole sobrevivir a

periodos con temperaturas bajo los 0ºC o a altas temperaturas del suelo y desecación cuando los

efímeros campos de nieve se derriten completamente (Müller et al., 2001). Los altos niveles de

luz y radiación ultravioleta en estos ambientes corresponden a otros de los factores con los cuales

deben lidiar estos microorganismos. Algunas microalgas poseen la cualidad de acumular

carotenoides como astaxantina, los que juegan un rol primordial en la protección de las células

8

contra el daño de la radiación ultravioleta y la potencial inhibición de sus fotosistemas (Gorton et

al., 2001).

Se sabe por la extensa literatura obtenida de estudios realizados en ambientes marinos y

continentales (Van den Hoek et al., 1995; Reynolds et al., 2006; entre otros), que las microalgas

poseen características particulares asociadas a las condiciones físicas y químicas de su medio

ambiente, lo cual ha permitido su utilización como bioindicadores, término que se define en

McGeoch (1998) como: “una especie o grupo de especies que fácilmente reflejen el estado

abiótico o biótico de un ambiente, representando el impacto de cambio ambiental sobre un

hábitat, comunidad, o ecosistema, o su indicativo de la diversidad de un conjunto de taxa, o de

un nivel de diversidad mayor, dentro de un área”. Bajo este contexto la información taxonómica,

fisiológica y ecológica sobre las algas de nieve es aún limitada, pero los estudios realizados en

los glaciares Yala y AX010 en los Himalayas, en el glaciar Gulkana en Alaska, en el glaciar

Tyndall en Patagonia, en el glaciar Akkem en Rusia y las montañas de Giant en República Checa,

entre otros, muestran que las microalgas que habitan un mismo glaciar difieren en cuanto a

composición de especies (Kohshima, 1987; Yoshimura et al., 1997; Takeuchi et al., 1998;

Takeuchi, 2001a; Takeuchi y Kohshima, 2004; Yoshimura et al., 2006; Nedbalová et al., 2008).

De acuerdo a la investigación realizada por Yoshimura et al., 1997 en el glaciar Yala en los

Himalayas, existen cambios altitudinales de los factores ambientales sobre el glaciar, tales como:

1. Tipo de sustrato

2.

, hielo en la parte baja del glaciar o nieve en la parte superior del glaciar,

que puede afectar la estabilidad del agua derretida, siendo menos estable el sustrato de

nieve por la mayor frecuencia de ciclos de congelamientos y descongelamiento.

Temperatura atmosférica, la cual disminuye linealmente con el incremento de la altitud, y

que puede afectar la longitud del periodo de derretimiento.

9

3. Cubierta de nieve

Estos cambios y gradientes altitudinales de las condiciones físicas sobre el glaciar son los

principales factores que afectan la distribución de las microalgas, lo que concuerda también con

las investigaciones realizadas en los glaciares AX010 en el Himalaya, Gulkana en Alaska y

Tyndall en Patagonia (Takeuchi et al., 1998; Takeuchi, 2001a; Takeuchi y Kohshima, 2004).

Estos cambios físicos sobre el glaciar han llevado a establecer comunidades específicas de

microalgas para cada ambiente en estos glaciares. Desde esta perspectiva se establece una

aproximación para clasificar a las microalgas de nieve, según su rango de distribución sobre el

glaciar que fue propuesta de manera inicial por Yoshimura et al., 1997:

, su espesor afecta la cantidad de luz que reciben las microalgas. Sin una

cubierta de nieve sobre sus microhábitats las microalgas podrían recibir directamente una

mayor intensidad de luz y lo contrario ocurre al tener una cubierta donde recibirán

radiación difusa.

• Especialistas de nieve: observados sobre la superficie de nieve.

• Especialistas de hielo: observados sobre el hielo descubierto.

• Generalistas: observados sobre nieve y hielo.

• Oportunistas: observados cuando hay un conjunto de condiciones especiales sobre

la superficie de nieve o hielo.

Los patrones de distribución de las comunidades de microalgas sobre el glaciar podrían

reflejar cambios en las condiciones climáticas locales (Yoshimura et al., 1997), debido a que si

las condiciones físicas se ven afectadas en el glaciar, esto queda reflejado en los cambios en la

distribución de las comunidades. Por esto es importante establecer las relaciones de las

microalgas con los factores ambientales para desarrollar su uso como bioindicadores climáticos y

medioambientales de las condiciones pasadas.

10

Debido a lo expuesto anteriormente, nace la importancia de aumentar el limitado

conocimiento taxonómico, fisiológico y ecológico que existe sobre las microalgas de nieve, como

una manera de desarrollar una nueva fuente de información sobre las condiciones climáticas

pasadas, en donde el uso de las especies químicas e isotópicas no es posible. Entonces, como una

manera de soslayar la carencia de información sobre estos microorganismos, que a su vez nos

permitirán obtener valiosa información paleoclimática y paleoambiental, surge el objetivo

principal de esta investigación, el cual es contestar preguntas básicas en ecología, determinar qué

microalgas habitan, cómo se distribuyen respecto al gradiente altitudinal y su relación con los

factores abióticos sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco.

1.3. HIPÓTESIS Y OBJETIVOS DEL TRABAJO

1.3.1.

•

Hipótesis Descriptivas

Hipótesis alternativa 1:

•

Existen variaciones estacionales del biovolumen y abundancia del

ensamble de microalgas en la superficie glaciar del volcán Mocho-Choshuenco durante el

año 2006, quedando de manifiesto la ausencia de microalgas en la época invernal y la

presencia de éstas en la estación de verano, lo cual permitirá confirmar el periodo de

crecimiento microalgal.

Hipótesis alternativa 2:

•

Existe una disminución del biovolumen algal, abundancia y

cambios en la composición del ensamble de microalgas sobre el glaciar del volcán

Mocho-Choshuenco a medida que se va aumentando la altura sobre el glaciar.

Hipótesis alternativa 3: Existen diferencias anuales del biovolumen, abundancia total y

del ensamble de microalgas en la superficie glaciar del volcán Mocho-Choshuenco,

durante la estación de derretimiento de los años 2006 y 2007. Esto con el fin de establecer

11

si los cambios en las propiedades del ensamble microalgal sobre la superficie glaciar son

estables sobre escala anual de tiempo.

1.3.2.

• Caracterizar taxonómica y ecológicamente al ensamble de microalgas que habita sobre el

glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en relación con algunos factores abióticos en un

gradiente altitudinal.

Objetivo General

1.3.3.

• Determinar cuantitativa y cualitativamente las microalgas presentes en el glaciar.

Objetivos Específicos

• Analizar la abundancia, biovolumen algal y composición del ensamble microalgal en las

diferentes estaciones del año 2006.

• Analizar la abundancia, biovolumen algal y composición del ensamble de microalgas para

el verano 2006 y 2007.

• Formular patrones que describan la distribución espacial y temporal de las microalgas.

• Desarrollar cultivo de microalgas de nieve como una herramienta fundamental para

optimizar su identificación taxonómica.

12

Capítulo 2

MATERIALES Y MÉTODOS

2.1. SITIO DE ESTUDIO

El sitio de estudio corresponde al glaciar temperado ubicado al sur este del Volcán

Mocho-Choshuenco (Latitud 39º55´S; Longitud 72º02´W, 1900-2400 m s.n.m.), ubicado en la

XIV Región de Los Ríos. (Fig. 1 y 2). Este glaciar está ubicado sobre un volcán inactivo que

presenta una superficie libre de cenizas debido a que no ha mostrado actividad eruptiva ni

fumarólica desde 1864. El principal factor que explica las variaciones de los glaciares de la zona

de Los Lagos del sur de Chile está relacionado con el calentamiento troposférico en la columna

vertical de la atmósfera y la disminución en las precipitaciones, que a su vez han producido un

ascenso de la línea de equilibrio, adelgazamiento del hielo y retroceso frontal, generando

balances de masas negativos en la región (Bown y Rivera, 2007). La altura de la línea de

equilibrio (ALE o en inglés ELA., equilibrium line altitude), la cual se define como el límite

entre la zona de acumulación y ablación que exhibe un balance de masa neto anual igual a 0. La

ALE fue localizada a 1961 + 11 m s.n.m. para el periodo 2004-2005 en el glaciar sur este del

volcán Mocho (Fig 2a) (Bown et al., 2007).

El Centro de Estudios Científicos cuenta con una estación meteorológica automática

(Campbell Scientific, Inc.) en el volcán Mocho-Choshuenco desde enero 2006, la cual en la

actualidad se localiza a 1995 m s.n.m. sobre una roca dentro del área de ablación del glaciar. Los

datos que reporta esta estación se encuentran enfocados al comportamiento de la temperatura del

aire, humedad relativa y viento. En este caso para conocer el comportamiento de la temperatura

atmosférica durante el periodo en estudio, se utilizaron las mediciones que fueron almacenadas

cada 15 minutos por la estación meteorológica, con lo cual se calculó el promedio mensual de la

13

(a) (b)

temperatura durante el periodo de estudio, el que indica un comportamiento estacional y con

temperaturas promedio diarias bajo los 0ºC desde junio a octubre (Fig. 3).

Figura 1. Localización del volcán Mocho-Choshuenco.

Fig. 2. (a) Imagen del Volcán Mocho-Choshuenco, se indican los sitios de muestreo sobre

la superficie del glaciar. Puntos rojos y amarillos corresponden al muestreo realizado durante enero 2006 y marzo 2007 respectivamente. La altura de la línea de equilibrio (ALE) está marcada con una línea de color amarillo. (b) Mapa de pendientes generada del modelo SRTM (Shuttle Radar Topography Mission) donde los puntos de color morado y azules corresponden a los años 2006 y 2007 respectivamente.

14

-4,0

-2,0

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0

Ene'06

Feb'06

Mar'06

Abr'06

May'06

Jun'06

Jul'06

Ago'06

Sept'06

Oct'06

Nov'06

Dic'06

Ene'07

Feb'07

Mar'07

Meses

Tem

pera

tura

°C

Fig. 3. Temperatura promedio mensual en el periodo 2006-2007. Datos obtenidos de la estación meteorológica automática localizada a 1995 m s.n.m.

2.2. OBTENCIÓN DE MUESTRAS SUPERFICIALES PARA ANÁLISIS CUANTITATIVOS

La investigación se realizó en base a una serie de muestras colectadas previamente en el

sitio de estudio, por parte del grupo de Glaciología y Cambio Climático del Centro de Estudios

Científicos (CECS), cuya descripción detallada se entrega a continuación.

El 30 de enero del 2006 se colectaron muestras superficiales en cinco sitios del glaciar

(Tabla 1), desde los 2000 m s.n.m. a los 2400 m s.n.m. a intervalos de 100 m. Todas las muestras

colectadas en este verano corresponden a la zona de acumulación del glaciar, ya que se

encuentran sobre la línea de equilibrio. El 10 de marzo del 2007 se obtuvo otro set de muestras

superficiales en seis sitios (Tabla 2), en esta ocasión se colectó una muestra de la zona de

ablación a los 1900 m s.n.m. y el restante de muestras corresponde a la zona de acumulación

desde los 2000 m s.n.m. hasta los 2400 m s.n.m. (Fig. 2). El tercer set de muestras corresponde a

muestras recolectadas mensualmente durante el año 2006 en el glaciar a los 2000 m s.n.m.

correspondiendo al sitio S1 del año 2006 (Tabla 3).

15

Sitio Altura Réplicas Área réplicas Volumen muestra (m s.n.m.) (latitud) (longitud) (nº) (cm2) (mL)

S1 1900 + 10 39º55'38'' S 72º00'16'' W 5 10 x 10 100S2 2000 + 10 39º55'40'' S 72º00'31'' W 5 18 x 18 100S3 2100 + 10 39º55'41'' S 72º00'48'' W 5 18 x 18 100S4 2200 + 10 39º55'42'' S 72º01'06'' W 5 18 x 18 100S5 2300 + 10 39º55'44'' S 72º01'25'' W 5 10 x 10 100S6 2400 + 10 39º55'48'' S 72º01'42'' W 5 10 x 10 100

Ubicación geográfica

Mes Altitud Réplicas Volumen(m s.n.m.) (nº) (mL)

Marzo 2000 2 100Julio 2000 4 200

Septiembre 2000 5 250Octubre 2000 4 200

Diciembre 2000 2 100

Sitio Altura Réplicas Volumen muestra (m s.n.m.) (latitud) (longitud) (nº) (mL)

S1 2000 + 10 39º56'32'' S 72º01'10'' W 5 50S2 2100 + 10 39º55'50'' S 72º00'59'' W 5 50S3 2200 + 10 39º55'39'' S 72º01'22'' W 5 50S4 2300 + 10 39º55'42'' S 72º01'29'' W 5 50S5 2400 + 10 39º55'53'' S 72º01'42'' W 5 50

Ubicación geográfica

Tabla 1. Muestras superficiales altitudinales colectadas en enero del 2006 sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco.

Tabla 2. Descripción de las muestras superficiales colectadas en marzo del 2007 sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco.

Tabla 3. Muestras mensuales colectadas durante el año 2006.

Las muestras fueron colectadas con una cuchara de acero inoxidable estéril y almacenadas

en bolsas estériles Nasco Whirl-Pak. Luego fueron trasladadas al laboratorio del CECS, y

descongeladas a temperatura ambiente (20ºC), para luego ser envasadas en frascos plásticos

estériles y almacenadas en un congelador a una temperatura de -20ºC.

16

Año Mes Altitud Volumen(m s.n.m.) (mL)

2009 Abril 2000 11002009 Diciembre 1800 1002009 Diciembre 2000 1002009 Diciembre 2200 1002009 Diciembre 2400 1002010 Marzo 2400 500

2.3. OBTENCIÓN DE MUESTRAS SUPERFICIALES PARA ANÁLISIS CUALITATIVOS

Para el desarrollo de los análisis cualitativos se colectaron muestras superficiales del

glaciar con una cuchara de acero inoxidable estéril, almacenándolas en bolsas estériles Nasco

Whirl-Pak. Una vez arribadas las muestras al laboratorio, las muestras fueron traspasadas a

matraces Erlenmeyer bajo la Cámara de Flujo Laminar Vertical (CFLV) Factomet U24242, para

evitar contaminación. En la Tabla 4 se muestra una descripción de las muestras utilizadas para los

análisis cualitativos colectadas durante el año 2009 y 2010.

Tabla 4. Detalle de las muestras utilizadas para la realización de los análisis cualitativos.

2.4. ANÁLISIS CUANTITATIVOS

2.4.1.

Para poder realizar los análisis cuantitativos las muestras debieron ser montadas y fijadas.

Este proceso se llevó a cabo bajo la CFLV para evitar contaminación. Se procedió de la siguiente

manera:

Metodología, fijación y montaje de muestras

Las muestras se derritieron a temperatura ambiente, una vez descongeladas se filtraron

entre 3 a 10 mL de la muestra (la cantidad a filtrar dependió de la turbidez de la muestra) a través

de un filtro de membrana de politetrafluoroetileno hidrofílico (PTFE Millipore, JHWP01300 con

un diámetro de 13 mm y un tamaño de poro de 0,45 µm). Previo a la filtración, el portafiltro se

17

lavó con agua bidestilada nanopure para retirar cualquier tipo de impurezas, luego el filtro fue

instalado en el portafiltros. Una vez concluido el proceso de filtrado, se agregó una gota de

fijador (glicerol, formalina y agua; en una proporción 1:1:1) sobre un portaobjetos y se depositó

el filtro sobre la gota, seguido a esto se agregó otra gota de fijador sobre el filtro, se depositó

sobre éste un cubreobjetos, se selló con bálsamo de Canadá y fue rotulada (Fig. 4).

Fig. 4. (a) Montaje de la muestra. (b) Rotulación de la muestra.

2.4.2.

Los análisis cuantitativos se realizaron con un microscopio de fluorescencia (OLYMPUS

BX50WI). Solo se cuantificaron y se midieron las células en las cuales se detectó clorofila a

través de la emisión de luz roja (longitud de onda >580 nm) en respuesta a la excitación con una

longitud de onda incidente verde (longitud de onda entre 520-550 nm; filtro U-MWIG) lo que

indicó la presencia de fluorocromos de la clorofila. El recuento se llevó a cabo entre tres a cinco

transectos paralelos al diámetro central del filtro, para las muestras altitudinales y mensuales

respectivamente. Las microalgas fueron agrupadas de acuerdo a su morfología y tamaño, para lo

cual cada morfotipo fue caracterizado y rotulado con una letra mayúscula siguiendo el modelo

propuesto por Santibáñez (2007).

Cuantificación de las muestras

2.4.3.

El ensamble algal fue cuantificado a través de la abundancia (células mL-1), abundancia

relativa, biovolumen (µm3 mL-1) y biovolumen relativo. En este caso la utilización de ambos

Cuantificación del ensamble algal

18

parámetros se basa en que solo el uso de la abundancia como estimador puede inducir a

inferencias sesgadas sobre la importancia de un morfotipo en el ensamble microalgal, ya que se

puede sobrevalorar la importancia de especies pequeñas y abundantes, que se depositan pero no

se reproducen durante todo el año, y subestimar la presencia de estadios reproductivos de mayor

volumen; pero la abundancia sigue siendo un importante estimador ecológico. Por tanto, como

una manera de soslayar el sesgo que se produce al utilizar solo la abundancia como estimador y

obtener más información, se utilizó el biovolumen que es una expresión del tamaño celular y la

abundancia, que puede ser utilizado como una aproximación de biomasa (µg C ml-1) usando un

factor de conversión, el cual se pretende obtener específicamente para el ensamble microalgal del

Volcán Mocho-Choshuenco en un futuro cercano, con el fin de estimar con mayor precisión el

aporte de los diferentes morfotipos al ensamble microalgal, el cual es utilizado en testigo de

neviza/hielo para una observación clara de los periodos de reproducción durante el periodo de

derretimiento.

2.4.3.1.

Se estimó la densidad total para cada zona de muestreo, la cual se expresó en nº de células

mL-1. Los resultados fueron obtenidos al sumar las abundancias de cada morfotipo en cada sitio

muestreado. Con las densidades celulares obtenidas se realizaron comparaciones entre las

estaciones de derretimiento de los años 2006 y 2007. Además, con esta información se determinó

los morfotipos con las mayores abundancias relativas en cada uno de los sitios en los periodos

estudiados.

Abundancia

2.4.3.2

El biovolumen de las microalgas se obtuvo a través del volumen medio celular, para lo

cual fue necesario fotografiar entre 50 – 100 células por morfotipo, los cuales a su vez fueron

Biovolumen Microalgal

19

separadas por rangos de ancho o diámetro de 2 µm. Estas fotografías también fueron utilizadas

para realizar los análisis cualitativos de las microalgas sobre el glaciar. Para el cálculo del

biovolumen se utilizaron las ecuaciones propuestas por Hillebrand et al., (1999). El biovolumen

algal total (µm3 mL-1) se estimó multiplicando el volumen medio celular (µm3) de cada morfotipo

por su densidad (nº células mL-1). Luego se sumaron los biovolumenes de todos los morfotipos

en cada sitio de muestreo y se obtuvo como resultado un perfil altitudinal de los cambios del

biovolumen sobre el glaciar.

2.5. ANÁLISIS CUALITATIVOS

2.5.1.

El desarrollo del cultivo se llevo a cabo con muestras obtenidas en el periodo 2009-2010

(Tabla 4) y con muestras que se encontraban congeladas en el CECS que corresponden al verano

del 2008, todas provenientes del glaciar del Volcán Mocho-Choshuenco. Las muestras fueron

dispuestas en una serie de matraces bajo la CFLV, a los cuales se les adicionó 1/3 de volumen de

medio cultivo F/2 o Snow Algae ya que se quería observar la eficiencia de ambos medios, luego

éstas fueron colocadas en una cámara de refrigeración vertical con un fotoperiodo 16:8

(luz:oscuridad) y con un rango de temperatura entre 1ºC a 5ºC que es lo propuesto por Hoham

(1975a) para las microalgas de nieve.

Cultivo de Microalgas

Se realizaron siembras en agar enriquecido con medio de cultivo, sobre placas petri

utilizando dos metodologías, cabe mencionar que todo el material utilizado se encontraba estéril

y fue realizado bajo la CFLV para evitar cualquier tipo de contaminación:

• Siembra por estrías: se inocularon 80 µL de cultivo en uno de los extremos de la placa y

luego este se dispersó mediante estrías sobre el agar. Esta técnica se llevo a cabo con el

20

fin de aumentar la reproducción de las microalgas, sin que importarse que fueran cultivos

mixtos, por lo que cada 2 ó 3 semanas se les agregaba medio de cultivo para mantener

siempre un film de agua sobre la superficie que permitiese un buen desarrollo de las

microalgas (resultado que se observó a las pocas semanas), para cumplir en primera etapa

con el objetivo de lograr el crecimiento in vitro de las microalgas.

• Siembra con micropipetas:

1. Una alícuota de cultivo se depositó en un portaobjetos excavado, se montó y se

observó en un microscopio invertido.

con las microalgas ya reproduciéndose en el laboratorio se dio

comienzo al desarrollo de ésta técnica, con el fin de obtener cultivos clonales, se procedió

de la siguiente manera:

2. Una vez escogida la célula microalgal a aislar, ésta se extrajo con una micropipeta

(micropipeta fabricada a partir de un tubo capilar KIMAX-51 con la máquina

Flaming/Brown Micropipette Puller P-87) y se colocó sobre otro portaobjetos

excavado que solo contenía medio de cultivo. Luego, ésta nueva muestra se montó

y observó en el microscopio invertido para comprobar que solo se aisló una célula.

Este paso se repitió 3 veces, es decir, se extrajo la microalga y se depositó en un

nuevo portaobjetos, como una manera de aumentar la probabilidad de extracción

de solo una célula.

3. Con la seguridad de haber aislado solo una célula, ésta se sembró en una de las

orillas de una placa petri. En cada placa se sembraron 6 células, las cuales

presentaban las mismas características morfológicas, en puntos aislados entre sí

(Fig. 5).

21

Luego las placas fueron puestas en la cámara de cultivo, donde se mantuvieron por un

periodo aproximado de 3 meses sin ningún tipo de manipulación, ya que este fue el periodo

obtenido luego de una serie de observaciones semanales en los cultivos iniciales, donde se

concluyó que luego de 3 meses se observan resultados. Finalizado este tiempo, se observó el

crecimiento de cada colonia, y se seleccionaron los cultivos puros, luego estas fueron reubicadas

en tubos de ensayo con medio fresco para que continuaran su crecimiento.

Fig. 5. Esquema gráfico de la aislación de las microalgas mediante el uso de micropipetas

2.5.2.

Para la identificación de las microalgas se utilizó tanto las imágenes de las muestras

filtradas, con las que se realizaron los análisis cuantitativos, como las muestras que fueron

cultivadas en el laboratorio. Las muestras cultivadas fueron tratadas con Solución de Lugol con el

objetivo de resaltar características internas de las células como: ubicación del (los) cloroplasto(s);

ausencia o presencia de pirenoide; y el aparato flagelar, todos caracteres útiles en la

identificación de las microalgas que habitan el glaciar. Otros caracteres no menos importantes

para la identificación de las poblaciones presentes sobre el glaciar fueron:

Análisis Taxonómico

• Forma de la célula: filamentosa, esférica, cilíndrica, unicelular, colonial, etc.

• Medidas celulares: largo, ancho y diámetro.

• Sustancias de reserva: gránulos de almidón, lípidos.

• Pigmentación.

22

• Presencia o ausencia de estigma

Para llevar a cabo las observaciones se utilizaron diferentes microscopios:

• Microscopio óptico y de fluorescencia OLYMPUS BX50WI

• Microscopio invertido NIKON TMS

• Microscopio óptico OLYMPUS CX31

El microscopio OLYMPUS BX50WI además de poseer una fuente de luz clara y de

fluorescencia, cuenta con la cámara Photometrics cod stop cf, la cual se utilizó para la

adquisición de imágenes de las microalgas, tanto de muestras fijas como de cultivos, las cuales

posteriormente se utilizaron para la identificación de las diferentes microalgas y para la

realización de los análisis morfométricos. Las mediciones de las algas de nieve fueron realizadas

con el programa ImageJ, el cual es un software para procesar imágenes que posee una licencia de

dominio público.

Una vez realizada la caracterización de los diferentes morfotipos y debido a la carencia

de claves de identificación para microalgas de nieve, se utilizaron para la identificación de las

microalgas estudios previos realizados por varios autores como Kol (1942), Hoham (1975a),

Hoham y Mullet (1977), Hoham et al., (1979), Ling y Seppelt (1990), Yoshimura et al., (1997),

Ling y Seppelt (1998), Müller et al., (1998), Takeuchi et al., (1998), Takeuchi (2001a), Takeuchi

y Kohshima (2004), Takeuchi et al., (2006) y Uetake et al., (2006), entre otros.

2.6. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS

Los análisis de los datos fueron realizados con el programa SigmaPlot 11. Se llevaron a

cabo los siguientes análisis: test de normalidad Shapiro-Wilk, para corroborar que los datos

poseen una distribución similar a una distribución gaussiana o normal; y un test de

23

homocedasticidad de varianza, todo esto para comprobar los supuestos previos antes de realizar

los análisis de varianza (ANDEVA). Se realizaron ANDEVA de una vía para verificar si existían

diferencias significativas tanto para la abundancia y el biovolumen con la altura, en caso de

existir diferencias se realizó un test de Tukey para determinar entre que alturas existían

diferencias estadísticamente significativas. Asimismo se realizaron ANDEVA de dos vías con el

fin de determinar si habían diferencias de la abundancia entre los años muestreados y las

diferentes alturas, luego se realizó el test de Fisher LSD para determinar entre que años y alturas

hay diferencias significativas, este mismo análisis fue realizado para el biovolumen. Todos los

análisis fueron realizados con un nivel de confianza del 95%. Los perfiles altitudinales y

estacionales tanto para la abundancia y el biovolumen fueron realizados en el programa Excel

2007.

24

Morfotipos Tamaño y Morfología

Cianobacterias

A Célula esférica, incolora, diámetro 3-6 µm.

Chlorophytas

B Célula esférica, color verde tenue e incoloras, diámetro de 6-10 µm.C Célula ovalada con un extremo aguzado, color café claro, verde tenue e incoloras,

algunas tienen una ornamentación de pequeños puntos sobre la pared, 6-9 µm desde la parte mas ancha al final del extremo aguzado, 6-8 µm de ancho. Es 1,1 + 0,1 veces mas larga que ancha.

D Célula cilíndrica con ápices redondeados, incolora, 7-10 µm de largo, 2-4 µm ancho.Es 2,7 + 0,3 veces mas larga que ancha.

E Célula esférica, color verde tenue e incolora, diámetro 10-14 µm.EA Célula esférica, color verde tenue e incolora, diámetro 15-20 µm.G Célula ovalada, color café claro, 4-9 µm de largo, 3-6 µm ancho. Es 1,5 + 0,1 veces mas

larga que ancha.HC Célula esférica, color café rojizo, diámetro 9 µm. Solo se observó una célula de este tipo.J Célula cilíndrica alargada con ápices redondeados, color verde tenue e incolora,

15-21 µm de largo, 5-9 µm de ancho. Es 2,5 + 0,3 veces mas larga que ancha.L Célula esférica, color rojo, diámetro de 21 µm.

LV Célula esférica, color verde tenue, diámetro de 21-24 µm.M Célula ovalada, ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 15-20 µm de largo,

10-13 µm de ancho. Es 1,6 + 0,1 veces mas larga que ancha.MP Célula ovalada, incolora, 13 µm de largo, 10 µm de ancho. Es 1,3 veces mas larga que

ancha.N Célula ovalada, ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 12-18 µm de largo,

6-11 µm de ancho. Es 1,7 + 0,2 veces mas larga que ancha.Q Célula cilíndrica con ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 18-24 µm de largo,

8-15 µm ancho. Es 1,9 + 0,2 veces mas larga que ancha.TRO Célula esférica, elíptica o cilíndrica, incolora, presentan ornamentaciónen la pared.

Células esféricas van de los 24-27 µm de diámetro, elípticas de 22-34 µm de largo, 17-26µm de ancho y las cilíndricas de 22 µm de largo, 12 µm de ancho.

U Célula cilindricas con un ápice aguzado, verde tenue e incolora, 15-22 µm de largo, 5-8µm de ancho. Es 2,7 + 0,2 veces mas larga que ancha.

V Célula esférica, incolora, 7-8 µm de diámetroY Célula ovalada, ápices redondeados, verde tenue e incolora, 9-13 µm de largo, 5-8 µm

de ancho. Es 1,6 + 0,2 veces mas larga que ancha.

Capítulo 3

RESULTADOS

3.1. MUESTREO ANUAL 2006

3.1.1.

Se registraron y se describieron 19 morfotipos de microalgas, donde 18 morfotipos

pertenecen al Dominio Eukarya (Woese, 1990), Reino Protista, División Chlorophyta (algas

verdes) y solo 1 morfotipo corresponde al Reino Monera, División Cyanophyta (algas verde-

azuladas) (Tabla 5; Fig 6 y 7).

Análisis Biológico

Tabla 5. Características de los 19 morfotipos de microalgas registradas en las muestras estacionales del año 2006.

25

Fig. 6. Morfotipos de microalgas desde la A a la U, observados en las muestras estacionales del año 2006, cada morfotipo está señalado con la letra mayúscula que le corresponde. Las imágenes del lado izquierdo de cada columna, que se encuentran rotuladas con una letra de color negro, corresponden a imágenes obtenidas en campo claro. Las imágenes del lado derecho, rotuladas con una letra de color blanco, fueron adquiridas utilizando fluorescencia (filtro U-MWIG). Fotografías capturadas con microscopio de fluorescencia modelo OLYMPUS BX50WI. Barra 10 µm.

26

Fig. 7. Morfotipos de microalgas V, U y TRO observados en las muestras estacionales del

año 2006. Para más detalles ver leyenda Fig. 6. La longitud de la barra corresponde a 10 µm.

3.1.1.1. Abundancia

El perfil estacional de la abundancia algal realizado con las muestras colectadas en la zona

de acumulación del glaciar a los 2000 m s.n.m. durante el año 2006 (Fig. 8), revela que la

máxima abundancia se registra en enero (354 cél mL-1), mes en el cual se aprecia la presencia de

todos los morfotipos con la excepción del morfotipo D, donde además resalta el morfotipo N con

la mayor densidad relativa (77%). Al ir finalizando el verano, en el mes de marzo, la abundancia

decae junto con la presencia de los morfotipos, ya que solo se registran 10 de ellos, de los cuales

el morfotipo C logra la mayor abundancia relativa (45%). En los meses siguientes, es decir julio,

septiembre, octubre y diciembre, la abundancia disminuye, no superando las 10 cél mL-1, periodo

donde los morfotipos con mayor presencia son A, C, D y G (Tabla 6).

27

Sitio Altura Mes Abundancia Error estándar Morfotipos Abundancias m s.n.m. cél mL-1 cél mL-1 dominantes relativas %

S1 2000 Enero 354 34 N; Q 77; 8S1 2000 Marzo 43 9 C; A 45; 21S1 2000 Julio 8 1 G; D 39,8; 26,5 S1 2000 Septiembre 8 3 A; G 44,5; 39,8S1 2000 Octubre 1 0,4 G; C; D 33; 25; 25S1 2000 Diciembre 2 1 C 100

0

50000

100000

150000

200000

250000

300000

350000

400000

450000

500000

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Ene Mar Jul Sept Oct Dic

Bio

volu

men

alg

al (µ

m3

mL-1

)

Abu

ndan

cia

(cél

mL-1

)Abundancia

Biovolumen

Fig. 8. Perfil estacional de la abundancia algal y del biovolumen algal, correspondiendo al

sitio S1 para las muestras colectadas el año 2006 sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco. Barras de error = error estándar.

Tabla 6. Abundancias de muestras mensuales para el año 2006 y morfotipos dominantes.

3.1.1.2. Biovolumen

En cuanto al perfil estacional del biovolumen algal (Fig. 8), para las muestras

estacionales, este indica que el valor máximo se registra en el mes de enero, donde el morfotipo

que presenta el mayor biovolumen relativo es el N (71%); para el mes de marzo el biovolumen

disminuye casi 40 veces en comparación con enero y Q corresponde al morfotipo predominante.

En los meses siguientes el biovolumen microalgal logra valores <1000 µm3 mL-1, donde el

28

Altura Mes Biovolumen Error estándar Morfotipos Biovolumenes m s.n.m. µm3 mL-1 µm3 mL-1 dominantes relativos %

2000 Enero 391.022 46.014 N; Q 71; 152000 Marzo 10.682 3.984 Q; C 43; 362000 Julio 799 11 G; C 37; 302000 Septiembre 637 163 G; C 39; 342000 Octubre 125 11 C; B 44; 242000 Diciembre 328 175 C 100

morfotipo G predomina en julio y septiembre. En los meses de octubre y diciembre los mayores

biovolumenes relativos fueron para el morfotipo C, el cual en el último mes alcanza un 100% de

dominancia (Tabla 7).

Tabla 7. Biovolumenes de muestras mensuales para el año 2006 y morfotipos dominantes.

3.2. MUESTRAS ALTITUDINALES ENERO 2006

3.2.1.

En el perfil altitudinal se caracterizaron 19 morfotipos de microalgas de los cuales 18

corresponden a microalgas del Dominio Eukarya (Woese, 1990), Reino Protista, División

Chlorophyta y un morfotipo corresponde al Reino Mónera, División Cyanophyta (Tabla 8; Fig.

9).


3.2.1.1. Abundancia

El perfil de abundancia microalgal para enero del 2006 (Fig. 10) indica que la máxima

densidad celular (354 cél mL-1) se registra a los 2000 m s.n.m. en el sitio S1. Luego, a medida

que aumenta la altura sobre el glaciar la abundancia algal va disminuyendo paulatinamente hasta

llegar a la cumbre donde ésta aumenta levemente pero no significativo. Se observa además el

predomino del morfotipo N a los 2000 m s.n.m. y 2400 m s.n.m., y del morfotipo C a los 2100 m

s.n.m., 2200 m s.n.m. y 2300 m s.n.m. (Tabla 9).

29

Tabla 8. Características de los 19 morfotipos de microalgas registrados en la muestras altitudinales de enero del 2006.


Cianobacterias A Célula esférica, incolora, diámetro 3-6 µm. Chlorophytas B Célula esférica, color verde tenue e incoloras, diámetro de 6-10 µm.

C Célula ovalada con un extremo aguzado, color café claro, verde tenue e incoloras,

algunas tienen una ornamentación de pequeños puntos sobre la pared, 6-9 µm desde

la parte más ancha al final del extremo aguzado, 6-8 µm de ancho. Es 1,1 + 0,1 veces

más larga que ancha. D Célula cilíndrica con ápices redondeados, incolora, 7-10 µm de largo, 2-4 µm ancho.

Es 2,7 + 0,7 veces más larga que ancha. E Célula esférica, color verde tenue e incolora, diámetro 10-14 µm.

EA Célula esférica, color verde tenue e incolora, diámetro 14-19 µm. F Célula fusiforme incolora, 13 µm largo, 7-8 µm ancho. Solo dos células de este tipo

fueron observadas y cuantificadas. G Célula ovalada, color café claro, 5-9 µm de largo, 3-6 µm ancho. Es 1,7 + 0,2 veces mas

larga que ancha. J Célula cilíndrica alargada con ápices redondeados, color verde tenue e incolora,

15-21 µm de largo, 5-9 µm de ancho. Es 2,5 + 0,3 veces más larga que ancha. L Célula esférica, color rojo, diámetro de 21 µm.

LV Célula esférica, color verde tenue, diámetro de 21-24 µm. M Célula ovalada, ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 15-20 µm de largo,

10-13 µm de ancho. Es 1,6 + 0,1 veces más larga que ancha. MP Célula ovalada, incolora, 13 µm de largo, 10 µm de ancho. Es 1,3 veces más larga que

ancha. N Célula ovalada, ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 12-18 µm de largo,

6-11 µm de ancho. Es 1,7 + 0,2 veces más larga que ancha.

Q Célula cilíndrica con ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 16-24 µm de largo,

8-15 µm ancho. Es 1,9 + 0,2 veces más larga que ancha. TRO Célula esférica, elíptica o cilíndrica, incolora, presentan ornamentación en la pared.

Células esféricas van de los 22-29 µm de diámetro, elípticas de 20-33 µm de largo, 16-23

µm de ancho y las cilíndricas de 22-23 µm de largo, 9-12 µm de ancho. U Célula cilíndricas con un ápice aguzado, verde tenue e incolora, 12-22 µm de largo, 4-8

µm de ancho. Es 2,7 + 0,2 veces más larga que ancha. V Célula esférica a ovalada, incolora, 10 µm de largo, 9 µm ancho. Es 1,2 veces más larga

que ancha. Y Célula ovalada, ápices redondeados, verde tenue e incolora, 9-13 µm de largo, 4-8 µm

de ancho. Es 1,6 + 0,2 veces más larga que ancha.

30

Fig. 9. Morfotipos de microalgas observados en las muestras altitudinales del año 2006.

Para más detalles ver leyenda Fig. 6. Barra 10 µm.

31

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

2000 2100 2200 2300 2400

Altitud (m s.n.m)

Abu

ndan

cia

(cél

mL-1

)

Sitio Altura Abundancia Error estándar Morfotipos Abundancias m s.n.m. cél mL-1 cél mL-1 dominantes relativas %

S1 2000 354 34 N; Q 77; 8S2 2100 23 4 C; B 42; 11S3 2200 21 6 C; B; G 62; 9; 9S4 2300 19 4 C; TRO 72; 8S5 2400 33 6 N; C 55; 25

Fig. 10. Variación de la abundancia microalgal (cél mL-1) entre los diferentes sitios de muestreo sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en enero 2006. Las barras de error indican el error estándar.

Tabla 9. Cambio altitudinal de la abundancia microalgal para enero del 2006 y morfotipos dominantes en cada sitio de muestreo.

En orden a comprobar si existen diferencias de la abundancia algal entre las diferentes

alturas los resultados fueron analizados mediante un Análisis de Varianza (ANDEVA) de una

vía, para lo cual datos debieron pasar los supuestos de normalidad (Shapiro-Wilk P 0,357) y

homocedasticidad de varianza (P 0,822). El resultado del análisis indica que existen diferencias

significativas entre la abundancia y la altitud al 5% (F4,17 = 32,384; P < 0,001), por lo que se

32

Altitud 2000 2100 2200 230020002100 < 0,0012200 < 0,001 0,9862300 < 0,001 0,911 0,9962400 < 0,001 0,849 0,566 0,389

llevó a cabo un test post hoc indicando que existen diferencias significativas para la abundancia

de los 2000 m s.n.m. con respecto a las otras alturas (Tabla 10).

Tabla 10. Matriz de comparación múltiple (Test de Tukey) entre la abundancia y las diferentes alturas para el mes de enero del año 2006. Números en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas.

3.2.1.2. Biovolumen

El perfil altitudinal del biovolumen algal de enero del 2006 (Fig. 11), el cual se llevó a

cabo con muestras provenientes solo del área de acumulación del glaciar debido a que todos los

sitios de muestreo se ubicaban sobre la altura de la línea de equilibrio, indican que el peak del

biovolumen microalgal se registra en la zona más baja muestreada, es decir a los 2000 m s.n.m.

Luego el perfil revela un brusco descenso de aproximadamente 40 veces del biovolumen a los

2100 m s.n.m. en comparación a la altura anterior. Seguido a esto el biovolumen microalgal

aumenta levemente (no significativo) hasta llegar a la cumbre del glaciar. En este perfil destacan

los morfotipos N con un 71% para los 2000 m s.n.m. y un 44% para los 2400 m s.n.m., C con

17% para los 2100 m s.n.m., TRO con 74% para los 2200 m s.n.m y un 70% para los 2300 m

s.n.m. con los mayores biovolumenes relativos (Tabla 11).

Un ANDEVA de una vía, posterior a la aceptación de los supuestos de normalidad

(Shapiro-Wilk P 0,077) y homocedasticidad (P 0,756), se realiza con el fin de analizar si existen

cambios del biovolumen microalgal con la altitud, arrojando como resultado que existen

diferencias significativas entre las diferentes altitudes para el biovolumen de enero del 2006 al

5% (F(4,17) = 19,775; P < 0,001). Para determinar entre que alturas existen diferencias

33

Altitud 2000 2100 2200 230020002100 < 0,0012200 < 0,001 0,9962300 < 0,001 0,997 1,0002400 0,005 0,191 0,269 0,263

050000

100000150000200000250000300000350000400000450000500000

2000 2100 2200 2300 2400

Altitud (m s.n.m.)

Biov

olum

en (u

m3 m

L-1)

Altura Biovolumen Error estándar Morfotipos Biovolumenes m s.n.m. µm3 mL-1 µm3 mL-1 dominantes relativos %

2000 389.382 46.095 N; Q 71; 152100 9.562 3.069 C; E 17; 162200 13.175 5.100 TRO; C 74; 172300 13.461 3.407 TRO; C 70; 162400 35.437 8.026 N; TRO 44; 34

estadísticamente significativas se realiza un test de comparación múltiple (Tukey), el cual

demuestra que el biovolumen algal de los 2000 m s.n.m. difiere significativamente de los otros

sitios de muestreados sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco (Tabla 12).

Fig. 11. Cambio altitudinal del biovolumen algal (µm3 mL-1) sobre el glaciar del volcán

Mocho-Choshuenco en el mes de enero del año 2006. Barras de error = error estándar. Tabla 11. Cambios del biovolumen microalgal con la altitud para enero 2006 y

morfotipos con mayores abundancias relativas para cada altura.

Tabla 12. Matriz de comparación múltiple (Test de Tukey) del biovolumen entre las

diferentes alturas para enero del 2006. Números en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas.

34


Cianobacterias A Célula esférica, incolora, diámetro 3-6 µm. Chlorophytas

B Célula esférica, color verde tenue e incoloras, diámetro de 6-9 µm. C Célula ovalada con un extremo aguzado, color café claro, verde tenue e incoloras,

algunas tienen una ornamentación de pequeños puntos sobre la pared, 6-9 µm desde

la parte más ancha al final del extremo aguzado, 6-8 µm de ancho. Es 1,2 + 0,1 veces

más larga que ancha. CL Célula ovalada con una gruesa pared, color verde anaranjado, 21-42 µm de largo, 13-36

µm de ancho. Es 1,2 + 0,1 veces más larga que ancha. D Célula cilíndrica con ápices redondeados, incolora, 8-9 µm de largo, 3 µm ancho.

Es 2,8 + 0,2 veces más larga que ancha. E Célula esférica, color verde tenue e incolora, diámetro 10-14 µm.

EA Célula esférica, color verde tenue e incolora, diámetro 14-19 µm. G Célula ovalada, color café claro, 5 µm de largo, 4 µm ancho. Es 1,2 veces más larga que

ancha. Es 1,2 veces más larga que ancha. J Célula cilíndrica alargada con ápices redondeados, color verde tenue e incolora,

15-16 µm de largo, 5-7 µm de ancho. Es 2,5 + 0,2 veces más larga que ancha. L Célula esférica, color rojo, diámetro de 18-26 µm.

LG Célula esférica, color rojo, gruesa capa mucilaginosa, diámetro de 48-50 µm. LV Célula esférica, color verde tenue, diámetro de 20-27 µm. M Célula ovalada, ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 15-24 µm de largo,

9-16 µm de ancho. Es 1,6 + 0,3 veces más larga que ancha. MG Célula ovalada, ápices redondeados, coloración verde, 28 µm de largo, 23 µm de ancho.

Es 1,2 veces más larga que ancha. MP Célula ovalada, ápices redondeados, verde tenue e incolora, 12-13 µm de largo, 10 µm

de ancho. Es 1,2 + 0,05 veces más larga que ancha. N Célula ovalada, ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 12-19 µm de largo,

6-11 µm de ancho. Es 1,7 + 0,2 veces más larga que ancha. Q Célula cilíndrica, ápices redondeados, color verde tenue e incolora, 16-24 µm de largo,

9-12 µm ancho. Es 1,8 + 0,2 veces más larga que ancha. TRO Célula esférica, elíptica o cilíndrica, incolora, presentan ornamentación en la pared.

Células esféricas van de los 17-29 µm de diámetro, elípticas de 20-33 µm de largo, 17-26

µm de ancho y las cilíndricas de 21-39 µm de largo, 15-22 µm de ancho. U Célula cilíndricas con un ápice aguzado, verde tenue e incolora, 17 µm de largo, 6-7 µm


V Célula esférica a ovalada, incolora, 10-12 µm de largo, 9-10 µm ancho. Es 1,1 + 0,1 veces

más larga que ancha. Y Célula ovalada, ápices redondeados, verde tenue e incolora, 7-13 µm de largo, 4-8 µm


3.3. MUESTRAS ALTITUDINALES MARZO 2007

3.3.1.

En el perfil altitudinal del año 2007 se caracterizaron 21 morfotipos de microalgas de los

cuales 20 corresponden a microalgas del Dominio Eukarya (Woese, 1990), Reino Protista,

División Chlorophyta y un morfotipo corresponde al Reino Mónera, División Cyanophyta (Tabla

13; Fig. 12 y 13).


Tabla 13. Características de los 21 morfotipos de microalgas registrados en la muestras altitudinales de marzo del 2007.

35

Fig. 12. Morfotipos de microalgas desde el A al N observados en las muestras

altitudinales de marzo del 2007. Para más detalles ver leyenda Fig. 6. Barra 10 µm.

36

Fig. 13. Morfotipos de microalgas U, V, Y, TRO, CL y LG observados en las muestras

altitudinales de marzo del 2007. Para más detalles ver leyenda Fig. 6. Barra 10 µm.

37

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

1900 2000 2100 2200 2300 2400

Altitud (m s.n.m.)

Abun

danc

ia (c

él m

L -1)

3.3.1.1. Abundancia

En el perfil de abundancia microalgal para marzo del 2007 (Fig. 14) muestra que el valor

de máxima densidad algal pertenece al sitio S1, que corresponde a la zona de ablación del glaciar

a los 1900 m s.n.m., en donde resalta el morfotipo N con la mayor abundancia relativa (73%). Al

llegar al sitio S2 ya en la zona de acumulación del glaciar, la abundancia decae más de 8 veces en

comparación a la abundancia de la zona de ablación y continúa con la tendencia de disminución

en los sitios S3 y S4. En los siguientes puntos de muestreo S5 y S6 se observa un aumento de la

densidad algal; en la zona de acumulación del glaciar destacan los morfotipos LV, N, C, L y N

con las mayores abundancias relativas desde el S2 al S6 respectivamente (Tabla 14).

Fig. 14. Cambio altitudinal de la abundancia (cél mL-1) sobre el glaciar del volcán

Mocho-Choshuenco en el mes de marzo del año 2007. Barras de error = error estándar.

38

Altitud 1900 2000 2100 2200 230019002000 0,0022100 < 0,001 0,0132200 < 0,001 0,140 0,8742300 < 0,001 0,618 0,316 0,9122400 0,006 0,998 0,005 0,060 0,367

Sitio Altura Abundancia Error estándar Morfotipos Abundancias m s.n.m. cél mL-1 cél mL-1 dominantes relativas %

S1 1900 378 113 N; C 73; 12S2 2000 45 16 LV; L 26; 23S3 2100 8 2 N; C 37; 20S4 2200 11 2 C; TRO 65; 10S5 2300 19 4 L; C 43; 28S6 2400 53 15 N; CL 33; 26

Tabla 14. Cambio altitudinal de la abundancia microalgal para marzo del 2007 y morfotipos dominantes en cada sitio de muestreo.

Una vez comprobados los supuestos de normalidad (Shapiro-Wilk P 0,072) y

homocedasticidad de varianza (P 0,969) para los datos de abundancia de marzo del 2007, se

ejecuta un ANDEVA de una vía para evidenciar si existen diferencias entre las abundancias de

los diferentes sitios muestreados, el cual indica que se hay discrepancias estadísticamente

significativas con un nivel de confianza del 95% (F(5,24) = 16,470; P < 0,001). Para determinar

entre que sitios existen diferencias se realiza el test de Tukey (Tabla 15).

Tabla 15. Matriz de comparación múltiple (test de Tukey) entre las abundancias de los diferentes alturas para marzo del 2007. Los datos en color rojo indican que existen diferencias significativas entre las abundancias a las diferentes altitudes.

3.3.1.2. Biovolumen

El biovolumen algal para marzo del 2007 (Fig. 15), no muestra una correlación con el

gradiente altitudinal de temperatura. El sitio S1, correspondiente a la zona de ablación del glaciar,

registra 481.274 µm3 mL-1, el cual corresponde al mayor biovolumen registrado en comparación

al resto de los sitios analizados. Al pasar a la zona de acumulación del glaciar en el sitio S2 el

39

0

100000

200000

300000

400000

500000

600000

700000

1900 2000 2100 2200 2300 2400

Altitud (m s.n.m)

Biov

olum

en ( µ

m3 m

L-1)

Altura Biovolumen Error estándar Morfotipos Biovolumenes m s.n.m. µm3 mL-1 µm3 mL-1 dominantes relativos %

1900 481.274 144.138 N; LG 57; 172000 185.112 90.212 LV; L 39; 372100 12.839 4.927 L; TRO 37; 322200 11.863 5.098 TRO; L 52; 232300 66.061 20.718 L; TRO 81; 112400 375.290 96.339 CL; L 82; 9

biovolumen disminuye a un poco menos de la mitad en comparación al sitio S1. En los siguientes

sitios muestreados el biovolumen continúa decreciendo a medida que aumenta la altura hasta

llegar al sitio S5, donde este aumenta casi 6 veces en comparación al sitio anterior y continúa con

esta tendencia hasta llegar a la cumbre del glaciar. En cuanto a los morfotipos con mayores

proporciones de biovolumen encuentran el N, LV, L, TRO, L y CL para cada uno de los sitios

estudiados (Tabla 16).

Fig. 15. Cambio altitudinal del biovolumen algal (µm3 mL-1) sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en el mes de marzo del año 2007. Barras de error = error estándar.

Tabla 16. Cambios del biovolumen microalgal con la altitud para marzo del 2007 y morfotipos con mayores abundancias relativas para cada altura.

40

Altitud 1900 2000 2100 2200 230019002000 0,1822100 < 0,001 0,1412200 < 0,001 0,134 1,0002300 0,011 0,776 0,798 0,7842400 0,986 0,485 0,003 0,002 0,048

Posterior a la aceptación de los supuestos de normalidad (Shapiro-Wilk P 0,927) y

homocedasticidad (P 0,240), se realizó un ANDEVA de una vía para comprobar si existen

cambios del biovolumen microalgal con la altitud. Los resultados concluyen que hay diferencias

significativas entre las diferentes altitudes para el biovolumen de marzo del 2007, con un nivel de

significancia al 5% (F(5,24) = 9,416; P < 0,001). Como hay diferencias entre el biovolumen y las

alturas se realiza un test de comparación múltiple (Tukey) indicando que el biovolumen algal de

los 1900 m s.n.m. difiere significativamente de los biovolumenes obtenidos para los 2100, 2200 y

2300 m s.n.m. Además muestra que el biovolumen de los 2400 m s.n.m. difiere

significativamente con los sitios de 2100, 2200 y 2300 m s.n.m. (Tabla 17).

Tabla 17. Matriz de comparación múltiple (test de Tukey) entre los biovolumenes de las diferentes alturas para marzo del 2007. Los datos en color rojo indican que existen diferencias significativas entre las abundancias a las diferentes altitudes.

3.4. COMPARACIÓN DE MUESTRAS ALTITUDINALES 2006 v/s 2007

3.4.1.

Para comprobar si existen diferencias significativas entre el cambio altitudinal de la

abundancia entre enero del 2006 y marzo del 2007 (Fig. 16) se realiza un ANDEVA de dos vías,

luego de comprobar los supuestos de normalidad (Shapiro-Wilk, P 0,214) y homocedasticidad de

varianzas (P 0,461), el cual muestra que existen diferencias significativas de la abundancia entre

los años y la altitud con un nivel de significancia al 5% (Tabla 18). El test de comparación

múltiple de Fisher LSD se realiza para determinar entre que alturas existen diferencias

Comparación de las abundancia total entre los veranos del 2006 y 2007

41

Fuente de Variación G.L Suma cuadrados Cuadrado medio F P Años 1 94.029 94.029 37.164 < 0.001Altura 4 546.539 136.635 54.004 < 0.001Años x Altura 4 289.025 72.256 28.559 < 0.001Residual 37 93.613 2.53Total 46 1047.702 22.776

Altitud (m s.n.m.)2000 LSD(alfa=0,050) P valor

2.038 <0.0012100 LSD(alfa=0,050) P valor

2.162 0.062200 LSD(alfa=0,050) P valor

2.038 0.2822300 LSD(alfa=0,050) P valor

2.038 0.9792400 LSD(alfa=0,050) P valor

2.354 0.276

Comparación años 2006 vs 2007

0

100

200

300

400

500

600

1900 2000 2100 2200 2300 2400

Altitud (m s.n.m.)

Abu

ndan

cia

(cél

mL-1

) 20062007

significativas de la abundancia, utilizando como factor los años. Los resultados arrojan que solo

existen diferencias del biovolumen a los 2000 m s.n.m. entre los años 2006 y 2007 (Tabla 19).

Fig. 16. Comparación del cambio altitudinal de la abundancia entre enero del 2006 y

marzo del 2007. Barras de error = error estándar. Tabla 18. Resumen del Análisis de Varianza para la abundancia sobre el glaciar del

volcán Mocho-Choshuenco. Valores en rojo indican diferencias estadísticamente significativas.

Tabla 19. Test de Fisher LSD, comparación de las abundancias a las mismas alturas utilizando como factor los años. Valores en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas.

42

0

100000

200000

300000

400000

500000

600000

700000

1900 2000 2100 2200 2300 2400

Altitud (m s.n.m.)

Bio

volu

men

( µm

3 mL-1

)

20062007

Fuente de Variación G.L Suma cuadrados Cuadrado medio F P Años 1 37389.844 37389.844 2.794 0.103Altura 4 1253171.467 313292.867 23.415 < 0.001Años x Altura 4 457584.582 114396.146 8.55 < 0.001Residual 37 495052.664 13379.802Total 46 2357696.269 51254.267

3.4.2.

Para comprobar si existen diferencias significativas entre el cambio altitudinal del

biovolumen entre enero del 2006 y marzo del 2007 (Fig. 17) se realiza un ANDEVA de dos vías,

el cual muestra que existen diferencias significativas del biovolumen entre los años y la altitud

con un nivel de confianza del 95% (Tabla 20). El test de comparación múltiple de Fisher LSD se

llevo a cabo para determinar entre que alturas existen diferencias significativas del biovolumen

entre los años en estudio, los resultados indicaron que hay diferencias estadísticamente

significativas del biovolumen a los 2000 m s.n.m. y 2400 m s.n.m. entre los años 2006 y 2007

(Tabla 21).

Comparación del biovolumen total entre los veranos del 2006 y 2007

Fig. 17. Comparación del cambio altitudinal del biovolumen algal entre enero del 2006 y marzo del 2007. Barras de error = error estándar.

Tabla 20. Resumen del Análisis de Varianza de dos vías para el biovolumen sobre el

glaciar del volcán Mocho-Choshuenco entre enero del 2006 y marzo del 2007. Valores en rojo indican diferencias estadísticamente significativas.

43

Altitud (m s.n.m.)2000 LSD(alfa=0,050) P valor

148.23 0.0032100 LSD(alfa=0,050) P valor

157.221 0.9412200 LSD(alfa=0,050) P valor

148.23 0.8922300 LSD(alfa=0,050) P valor

148.23 0.0842400 LSD(alfa=0,050) P valor

171.161 < 0.001

Comparación años 2006 vs 2007

Tabla 21. Test de Fisher LSD, comparación del biovolumen a una misma altura utilizando como factor los años. Valores en color rojo indican diferencias estadísticamente significativas.

3.4.3.

En enero del 2006 se registran 19 morfotipos de microalgas, donde la mayor parte de los

tipos celulares corresponde a células con un tamaño < 20µm y de una coloración verde o

incolora. En este periodo resaltan dos morfotipos por su gran tamaño L y TRO, el primero de

ellos además destaca por su coloración rojiza y el morfotipo TRO por poseer una vistosa cubierta

exterior de espinas.

Comparación del ensamble microalgal entre los veranos del 2006 y 2007

En marzo del 2007 se registran 21 morfotipos de microalgas, aparecen nuevos morfotipos

como lo son CL, LG y MG que presentan grandes tamaños con una coloración anaranjada, rojiza

y verdosa respectivamente. Asimismo en este periodo no se registra el morfotipo F que fue

observado en el muestreo altitudinal del año anterior.

Al comparar los muestreos altitudinales se observan diferencias entre los morfotipos

dominantes para la abundancia y el biovolumen entre las diferentes alturas, las cuales son

resumidas en la tabla 22.

44

Morfotipodominante 1900 2000 2100 2200 2300 2400

AbundanciaEnero 2006 - N (77%) C (42%) C (62%) C (72%) N (55%)Marzo 2007 N (73%) LV (26%) N (37%) C (65%) L (43%) N (33%)BiovolumenEnero 2006 - N (71%) C (17%) TRO (74%) TRO (70%) N (44%)Marzo 2007 N (57%) LV (39%) L (37%) TRO (52%) L (81%) CL (82%)

Altitud (m s.n.m.)

Tabla 22. Comparación de los morfotipos dominantes para cada altura entre el muestro altitudinal del año 2006 y 2007, tanto para la abundancia y biovolumen. Entre paréntesis se indica la abundancia relativa y el biovolumen relativo para cada morfotipo según el caso.

3.5. CULTIVO DE MICROALGAS

El resultado de la primera siembra en placas por estrías al cabo de 2 meses mostró una

coloración verdosa y homogénea en las placas (Fig. 18), estas microalgas fueron traspasadas a

matraces y tubos de ensayos para que continuaran su crecimiento, con lo cual se demuestra que

con las condiciones ofrecidas en laboratorio era posible su cultivo.

Los siguientes aislamientos celulares fueron realizados mediante la técnica de

micropipetas, permitiendo el desarrollo de cultivos clonales. De estos últimos, se extrajeron

alícuotas para la identificación de los microorganismos. Las muestras fueron observadas en

fresco y teñidas con solución de Lugol para observar los caracteres de cada grupo de células

clonales.

Fig. 18. Crecimiento de microalgas luego de 2 meses desde su siembra mediante la

técnica de siembra en estrías.

45

3.5.1.

Dentro las observaciones realizadas se pudieron diferenciar dos géneros comunes de

microalgas de nieve como lo son Chloromonas y Chlamydomonas (Fig. 19), diferenciándose en

que el primer género carece de un pirenoide en la célula vegetativa (Hoham, 1975a). Hasta el

momento se ha podido desarrollar la fase de reproducción vegetativa de ambos géneros en los

cuales se pueden observar células parentales con 2- 4- 8 ó 16 células hijas en su interior, estos

incluyen tanto células alargadas como esféricas con o sin flagelos, la fase sexual no ha sido

detectada. Además es posible observar cambios en la forma celular (células transicionales) como

una separación entre la pared celular y el protoplasto en ambos tipos celulares. Las características

de los géneros clonales cultivados con muestras del glaciar Mocho-Choshuenco son dadas en la

Tabla 23.

Identificación de microalgas cultivadas

Tabla 23. Comparación de las principales características morfológicas entre Chloromonas sp y Chlamydomonas sp.

Chloromonas sp Chlamydomonas spCélulas vegetativas

Forma Células alrgadas y esféricas Células elipsoidales y esféricasLargo (µm) 8 - 25 7 - 17Ancho (µm) 6 - 22 5 - 16Diámetro (µm) 7 - 25 8 - 19Flagelos (µm) Biflageladas, 7 - 13 Biflageladas, 6 - 17Cloroplasto Bandas parietales Forma de copaPirenoide Ausente Presente, parte posterior de la célulaNúcleo Central, a veces parietal Central a la parte anterior con un gran nucléoloEstigma Ausente Presente, parte anterior de la célula

Formación zoosporasNº células dentro célula parental 2 - 4 - 8, raras veces 16 2 - 4 - 8, raras veces 16Largo (µm) 6 - 15 7 - 13Ancho (µm) 3 - 10 4 - 11

46

Fig. 19. Estadios vegetativos de Chloromonas sp (a-e) y Chlamydomonas sp (f-j)

obtenidos desde los cultivos realizados durante la Tesis. Células fijadas con Lugol excepto imagen b y g que son in vivo. (a) Célula alargada, biflagelada, con núcleo central; (b) Célula alargada con bandas de cloroplastos; (c) Célula al inicio del proceso de división, se observan 2 núcleos en la parte central de la célula; (d-e) Reproducción vegetativa, en (d) se observan 4 zoosporas dentro de la célula parental y en (e) 8 zoosporas; (f) Célula biflagelada, con núcleo anterior y pirenoide en la parte posterior; (g) Célula esférica, cloroplasto en forma de copa con un pirenoide en la parte posterior y estigma en la parte anterior; (h-j) fase de reproducción vegetativa. En (h) se observan 2 zoosporas en el interior de la célula parental, en (i) 4 zoosporas y n (j) 6 zoosporas. Barra 10 µm. F= flagelo, N=núcleo, P=pirenoide, S= estigma, BC=bandas de cloroplasto, CC= cloroplasto en forma de copa.

47

Capítulo 4

DISCUSIÓN

Un glaciar es un ecosistema único de agua dulce con una comunidad biológica simple y

especializada, basada sobre la producción primaria de microalgas de nieve (Kohshima, 1984).

Microorganismos de algunos glaciares de Chile han sido utilizados como indicadores

estacionales en testigos de neviza/hielo, tales como el glaciar Tyndall, donde además se realizó

un estudio de la distribución altitudinal de las microalgas (Shiraiwa et al., 2002; Takeuchi y

Kohshima, 2004; Kohshima et al., 2007) y en los glaciares del volcán Osorno y Mocho-

Choshuenco donde se utilizaron microalgas, polen y tecamebas para la estimación de balance de

masas pasados (Santibáñez et al., 2008). No obstante, la información taxonómica, fisiológica y

ecológica de estos microorganismos es aún insuficiente, es por esto que la interrogante a

dilucidar en este estudio es identificar el ensamble microalgal, y como este se distribuye en un

gradiente altitudinal sobre el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco. De esta manera se

incrementará el uso potencial de los microorganismos como bioindicadores y biomarcadores de

las condiciones medioambientales y climáticas pasadas sobre este ecosistema.

4.1. DISTRIBUCIÓN TEMPORAL, RESOLUCIÓN ESTACIONAL

El muestreo mensual durante el año 2006 en el glaciar Mocho-Choshuenco mostró el

patrón estacional de las microalgas reportado en estudios previos (Yoshimura et al., 2000;

Kohshima et al., 2002; Uetake et al., 2006). La Fig. 5 confirma que el periodo de crecimiento de

las microalgas de nieve ocurre en la estación de derretimiento (finales de primavera-verano). Esto

indica, una vez más, la conducta estacional de las microalgas, y por consiguiente su uso en la

48

datación de testigos de neviza/hielo. La tendencia de abundancia algal es claramente seguida por

los valores de biovolumen durante todo el año 2006.

El comportamiento estacional que se ha observado en las microalgas del glaciar posee una

estrecha relación con las características climáticas de la zona, temperatura atmosférica,

precipitación y nubosidad, las cuales regulan la disponibilidad de agua de derretimiento la cual es

fundamental para el desarrollo de la vida, que junto con la luz y nutrientes, crea el ambiente

propicio para la proliferación de microorganismos (Yoshimura et al., 1997; Price, 2000;

Yoshimura et al., 2000; Takeuchi, 2001a).

De todos los morfotipos descritos en las muestras estacionales, los A, C, G y D fueron

observados durante todo el periodo de muestreo sin mostrar variaciones estacionales

significativas en su abundancia a lo largo del año, ni siquiera en el periodo estival donde se

conjugan las condiciones adecuadas para la proliferación de las microalgas. Se sugiere que la

presencia de los morfotipos A, C, G y D durante todo el muestreo estacional podría deberse a que

son transportados y depositados sobre el glaciar por la acción del viento, por lo tanto se sugiere

que no deben ser usados morfológicamente como bioindicadores estacionales en testigos de

neviza/hielo en el glaciar Mocho-Choshuenco. Esta idea se apoya en la presencia de estos

morfotipos durante los meses de julio, septiembre y octubre, donde la temperatura promedio

mensual está bajo los 0ºC (Fig. 4), hay presencia de precipitaciones y nubosidad, condiciones no

aptas para el derretimiento de capas superficiales imposibilitando su crecimiento. En los testigos

obtenidos del glaciar del volcán Mocho-Choshuenco en el año 2005 también se observó una

distribución homogénea de estos morfotipos, por lo cual fueron excluidos de la interpretación

(Santibañez, 2007). Sería interesante comprobar en laboratorio, a través de cultivos y en terreno,

a través de estudios de campo, si estos morfotipos realmente son parte del ciclo de microalgas de

49

nieve, o simplemente corresponden a células que se depositan pero que no son viables en las

condiciones medioambientales que presenta el glaciar, y que son arrastradas desde una fuente

cercana. Además, estos resultados entregarían información que contrasta la sugerencia realizada

por Uetake et al., (2006), en donde indican que los morfotipos pequeños (< 7 µm) deben ser

eliminados de la datación de testigos de hielo ya que se distribuyen homogéneamente a lo largo

del testigo debido a la posible percolación de estos, este estudio concluye que esto podría deberse

también a la depositación homogénea observada. La posible percolación de morfotipos pequeños

debe ser comprobada a través de estudios de campo y captadores de partículas aéreas.

4.2. RELACIÓN DE LA ABUNDANCIA Y BIOVOLUMEN CON LA ALTITUD

4.2.1.

Los perfiles de abundancia total altitudinal para las muestras de enero del 2006 y marzo

del 2007 indican que existe una disminución de la abundancia hasta los 2300 m s.n.m. y

2200 m s.n.m. respectivamente. Sobre estas altitudes se observó un leve incremento de la

abundancia no estadísticamente significativo, por lo tanto los datos se encuentran en acuerdo a lo

indicado por estudios previos (Yoshimura et al., 1997; Takeuchi et al., 1998; Takeuchi, 2001a;

Takeuchi y Kohshima, 2004). Esta tendencia también se observa en el perfil de biovolumen total

altitudinal de enero del 2006. Sin embargo, el perfil de biovolumen total de marzo del 2007

mostró un aumento significativo desde los 2200 m s.n.m. al llegar a la cumbre del glaciar

(2400 m s.n.m.). En estudios previos, citados anteriormente, los autores indican que la

disminución en la zona de acumulación es causada por factores ambientales físicos tales como

disminución de la temperatura, aumento de la precipitación nival; radiación y UV, los cuales

poseen un gradiente altitudinal.

Estructura del ensamble microalgal, distribución espacial

50

El incremento significativo en biovolumen total, observado en el perfil altitudinal de

marzo del 2007, se explica por la presencia de morfotipos de mayor tamaño (> 20 µm), los cuales

son los estadios de resistencia de estas microalgas. Una interpretación más detallada sobre los

cistos de resistencia será dada en el párrafo 4.4.2.

Respecto a los cambios de la abundancia y biovolumen totales en la zona de ablación,

no es posible establecer algún tipo de tendencia ya que solo existe un sitio de muestreo en marzo

del 2007, ubicado a una altitud de 1900 m s.n.m. Al comparar la zona de ablación y acumulación

se puede observar que los valores en la zona de acumulación son significativamente menores a

los de la zona de ablación, tanto para abundancia y biovolumen, coincidente con estudios

previos (Yoshimura et al., 1997; Takeuchi, 2001a; Takeuchi y Kohshima 2004) donde se señala

que el cambio más significativo de la abundancia y el biovolumen ocurre entre la zona con

sustrato de hielo (zona de ablación) y la zona con sustrato de nieve (zona de acumulación).

4.3. COMPARACIÓN INTERANUAL DE LA ESTRUCTURA DEL ENSAMBLE

4.3.1.

A.

Comparación de la estructura del ensamble microalgal

La comparación de las abundancias entre ambos años solo indicó diferencias

significativas a los 2000 m s.n.m (Tabla 19). Entre ambos periodos de muestreo se observa

diferencias en la temperatura media mensual, la que registra en el mes de enero de 2006 un valor

de 7,9°C mayor que el mes de marzo de 2007 que alcanzó 6,5°C (Fig. 3). La diferencia de

abundancia no puede ser atribuida al factor de la temperatura, ya que si éste hubiese sido el factor

causal de la discrepancia de la abundancia entre ambos periodos, también hubiese modificado la

abundancia de los otros sitios de muestreo, por lo tanto la temperatura no corresponde a una

Abundancia

51

variable que pueda explicar la diferencia observada por si sola. Es interesante apreciar que la

abundancia fue estable de una estación de muestreo a la siguiente estación sobre los 2000 m

s.n.m. a pesar de la diferencia mensual, y de temperatura, lo cual sugiere estabilidad en los

cambios de abundancia microalgal sobre un año. Por tanto, la diferencia de la abundancia entre

ambos años observada a los 2000 m s.n.m. podría ser una respuesta a otros factores in situ que no

fueron considerados en esta investigación, que tienen relación con la características abióticas de

película de agua en la cual habitan estos microorganismos, tales como: disponibilidad de oxígeno

y nutrientes, radiación, irradiación, exposición, fotoperiodo, y UV, en adición a los factores

bióticos como la competencia.

B.

La comparación de los biovolumenes entre ambos años indica que existen diferencias

significativas a los 2000 m s.n.m., registrándose el mayor valor en enero del 2006, y a los

2400 m s.n.m. donde el biovolumen fue significativamente mayor en marzo del 2007 (Tabla 21).

Las diferencias en el primer caso pudiesen ser explicadas en base a que la densidad celular

(abundancia algal), la cual fue casi 9 veces menor en marzo del 2007 en comparación al año 2006

a los 2000 m s.n.m., lo que se tradujo en un menor biovolumen. En cuanto a la diferencia de

biovolumen a los 2400 m s.n.m. ésta no puede ser explicada por la abundancia algal, ya que no

existen diferencias estadísticamente significativas entre ambos años, pero si puede ser explicada

por los morfotipos de gran tamaño que fueron registrados en marzo del 2007 en la cumbre del

glaciar y que están relacionados con la época de colección de las muestras.

Biovolumen

52

4.4. COMPOSICIÓN APROXIMADA DEL ENSAMBLE MICROALGAL BASADO

EN MORFOTIPOS

La mayoría de las teorías ecológicas depende del concepto de especie: la ecología de

poblaciones cuantifica individuos de la especie mientras que la ecología de comunidades y

macroecología cuenta el número de especies. El concepto de especies más utilizado es el

biológico (Mayr, 1957), desafortunadamente los microorganismos (procariotas y eucariotas) son

asexuales, lo cual viola los supuestos de definición de especie biológica. Este es un problema

actual en ecología microbiana y algunos de los conceptos que utiliza esta área son: el concepto de

ecotipo (Begon, 1990; Cohan y Perry, 2007) como concepto ecológico de especies o el OTU

basado en el filotipo. En el caso de las microalgas de nieve este problema está presente y fue

observado en este estudio, por lo tanto la composición del ensamble no es basada en especie sino

en una aproximación de ésta. Los morfotipos corresponden a diferentes estadios microalgales y

estos responden a factores ambientales por lo tanto también nos entregan información de los

factores abióticos.

4.4.1.

Se compara los morfotipos con mayores abundancias relativas de cada año entre las

diferentes alturas y se observan tres sitios con diferencias (2000, 2100 y 2300 m s.n.m.) y dos

sitios en los cuales dominan los mismos morfotipos (2200 y 2400 m s.n.m.) de un año para otro

(Tabla 22). Las dos alturas que no presentan diferencias en el morfotipo dominante indican

hábitat estables, por otro lado las alturas que presentan diferencias en los morfotipos dominantes

indican variabilidad anual y/o mensual, inducidos en respuesta a factores bióticos y/o abióticos a

micro-escala que no es posible comprobar con la cantidad de muestras y los periodos

Morfotipos dominantes

53

muestreados que se poseen. Sin embargo estas diferencias y similitudes de morfotipos

corresponden a un dato potencial para el uso de microalgas como paleobioindicadoras

ambientales y climáticas. Por lo tanto un muestreo continuo semanal y/o mensual es sugerido.

Fue posible identificar que los morfotipos LG y N podrían corresponder a un especialista

de hielo y generalista respectivamente, de acuerdo a las definiciones sugeridas por Yoshimura et

al., (1997). Esto debido a que la presencia del morfotipo LG solo fue registrada en la zona de

ablación del glaciar en marzo del 2007 y el morfotipo N domina en la zona de acumulación y en

dos sitios de la zona de ablación (Tabla 22), lo que sugiere que se trata de un morfotipo de una

especie generalista, sin mostrar una preferencia por ningún tipo de ambiente.

4.4.2.

Los morfotipos dominantes en biovolumen del muestreo altitudinal de enero del 2006,

corresponden mayoritariamente a células vegetativas, las cuales se caracterizan por poseer una

coloración verdosa, pequeños tamaños y flageladas (inferiores a 20 µm). Al contrario, los

morfotipos dominantes para marzo del 2007, L, LV, TRO y CL (Tabla 22), presentan grandes

tamaños (>20 µm) y poseen una vistosa coloración rojiza y/o anaranjada por la presencia de

carotenos, como astaxantina, que corresponden a cistos y células de resistencia obligatorias.

Estadios microalgales como respuesta a cambios medioambientales

Las células vegetativas están relacionadas a periodos de estabilidad ambiental, en la cual

la proliferación celular se produce por reproducción asexual, estos estadios vegetativos podrían

indicarnos que las condiciones son estables y favorecen la colonización o dispersión de las

microalgas sobre el glaciar.

Cuando las condiciones de crecimiento se tornan desfavorables las células esféricas y las

flageladas desaparecen y las microalgas se transforman de verdes a rojas (Lemoine y Schoefs,

54

2010), esto ocurre como respuesta a altos niveles de radiación UV, baja disponibilidad de

nutrientes (Bidigare et al., 1993), stress oxidativo, pH, alta salinidad o drásticos cambios en la

temperatura (Britton et al., 1998; Ip y Chen, 2005 en Leya et al., 2009), sin embargo el

entendimiento de la síntesis de carotenoides secundarios permanece aun parcial (Lemoine y

Schoefs, 2010). Una característica común entre los cistos y las células de resistencia obligatorias

es la presencia de carotenos, pero se diferencian en que los cistos son estadios donde las células

se encuentran fotosintéticamente activas, a diferencia de los estadios de resistencia obligatorios o

también conocidos como zigosporas que son parte del ciclo de reproducción sexual de las

microalgas. Los estadios de resistencia de las microalgas son parte fundamental en el ciclo de

vida las microalgas de nieve, ya que estos aseguran la supervivencia de las microalgas en estos

ambientes extremos (Sigee, 2005).

La formación de estos cistos está influenciada por las condiciones ambientales como se

menciona anteriormente, por tanto la dominancia de estos estadios, en las muestras altitudinales

de marzo del 2007, puede ser condicionadas por los cambios ambientales que se producen al

termino de la estación estival, como lo son la disminución de la temperatura, fotoperiodo y días

nublados, provocando una señal ambiental que marca el desarrollo de los estadios de resistencia y

la reproducción sexual, como una manera de preservar la especie a lo largo del tiempo.

Según lo expuesto anteriormente se sugiere que la presencia de diferentes morfotipos con

biovolumenes dominantes sobre el glaciar podría estar relacionada con las épocas de colección de

las muestras. Además se plantea que la presencia de estadios vegetativos representa periodos de

estabilidad ambiental (mediados de la estación de derretimiento), lo cual puede apoyarse en la

leve fluctuación de la temperatura que se registró en los días previos a la colección de las

muestras altitudinales de enero del 2006 (Fig. 20 a) y que apoyan la idea de un lapso de tiempo

55

sin grandes cambios ambientales y que se correlaciona con la mayor presencia de estadios

vegetativos. Esta idea es corroborada por los cultivos desarrollados, los cuales han sido

mantenidos con las condiciones ambientales estables, y como resultado solo existe presencia de

estadios vegetativos. En efecto, cuando las condiciones son estables, los microorganismos se

reproducen asexualmente como una manera de colonizar rápidamente los ambientes (Sigee,

2005). A su vez se propone que los estadios de resistencia podrían indicar un periodo de

inestabilidad ambiental, vale decir, un periodo con fluctuaciones de temperatura, precipitaciones

tanto sólidas como líquidas o días de gran nubosidad, o alto índice UV. Una de las variables

observadas que muestra variabilidad ambiental es la temperatura, la que fluctúa con mayor

intensidad en marzo del 2007 en comparación a enero del 2006 (Fig. 20).

Para dilucidar esta idea de los efectos ambientales sobre los diferentes estadios

microalgales es necesario llevar a cabo muestreos semanales y estudios experimentales, tanto en

terreno como en laboratorio, para poder entender qué factores ambientales inducen el desarrollo

de estadios de resistencia o favorecen la presencia de estadios vegetativos y además estudios

fisiológicos de la síntesis de pigmentos secundarios.

Fig. 21. Variación de la temperatura promedio diaria en los días previos a la colección de

muestras altitudinales, los datos fueron obtenidos de la estación meteorológica automática

02468

10121416

Tem

pera

tura

ºC

Fecha

02468

10121416

Tem

pera

tura

ºC

Fecha

(a) (b)

56

ubicada en el volcán Mocho-Choshuenco, localizada a 1995 m s.n.m. (a) Muestras altitudinales enero 2006. (b) Muestras altitudinales marzo 2007.

4.5. CULTIVOS

Uno de los objetivos iniciales de esta investigación era realizar una caracterización

taxonómica de las microalgas de nieve que habitan el glaciar del volcán Mocho-Choshuenco.

Esta finalmente no pudo ser realizada a cabalidad por la dificultad en la identificación de estos

microorganismos reportada en estudios previos por Hoham (1975), Hoham y Mullet (1977),

Hoham et al., (1979), Ling y Seppelt (1993, 1998). Esta dificultad se basa en la presencia de

lípidos en el interior de la celula, los diferentes estadios en la ontogenia de las microalgas y en la

similitud de estadios entre diferentes especies.

La presencia de lípidos que enmascaran el interior celular, son producto de un

mecanismo de adaptación en este tipo de microalgas para soportar la formación de cristales de

hielos, que se producen debido a los constantes ciclos de congelamiento y descongelamiento que

sufren sobre el glaciar (Hoham 1975a, b; Morgan-Kiss et al., 2006), que a su vez imposibilitan

las observación de los principales caracteres diagnósticos para las microalgas. De acuerdo a lo

expuesto anteriormente se sugiere que ésta complejidad está dada por su carácter de organismo

extremófilo. Otro ejemplo adaptativo es el aumento de los niveles de ácidos grasos insaturados en

las membranas celulares.

Lípidos:

Los ciclos de vida complejos que presentan estas microalgas están relacionados con la

presencia de diferentes estadios durante su ontogenia. Esto ha provocado la incorrecta

identificación de estos microorganismos, debido a que los variados estadios fueron considerados

Estadios:

57

como distintas especies de microalgas, basados sobre la estructura de su pared celular, diferencias

en la forma y pigmentación, en ausencia de la observación de ciclos de vida completos (Hoham y

Mullet, 1977; Hoham et al., 1979; Komárek y Nedbalová, 2007).

Esta problemática es confirmada por el Dr. Hoham (Universidad de Colgate, Estados

Unidos, comunicación personal; Hoham, 1975a; Hoham y Mullet, 1979; Hoham et al., 1979;

Hoham et al., 1993; Hoham et al., 2006; Hoham et al., 2007), él cual señala que uno de los

problemas más grandes es la no diferenciación entre estadios de una célula con los estadios de

otras células. Igualmente el Dr. Hoham señala que las microalgas con morfotipos esféricos son

difíciles de identificar porque estas células pueden estar en un proceso de transición que las

conduce a células más grandes que llegan a ser pigmentadas rojas o naranjas (comunicación

personal Dr. Ronald Hoham). Las apreciaciones hechas por el Dr. Hoham coinciden con lo

expuesto por el Dr. Othani (Universidad de Shimane, Japón), quien también afirma la

imposibilidad de realizar la identificación de las microalgas de nieve y que es necesario observar

el ciclo de vida para llevar a cabo la identificación (comunicación personal Dr. Shuji Ohtani,

Universidad de Shimane, Japón). Lo anterior apoya lo propuesto por Ling y Seppelt (1998),

quienes indican que una combinación de detallados estudios de campo y de cultivos es esencial

para la identificación de las algas de nieve y para desentrañar sus complejos ciclos de vida,

indicando que su identificación es mucho más compleja que la de microalgas de lagos o de

ambientes marinos. Cabe entonces preguntarse, ¿será posible realmente la identificación de

microalgas basada en su morfología? o ¿solo necesitamos identificar uno o dos estadios

característicos de una especie, usando como bioindicadores por ende estadios de una especie y no

la especie en sí?

58

La problemática expuesta en la identificación de las microalgas de nieve a través de

microscopia (baja resolución), fue lo que finalmente condujo a que la identificación de las

microalgas del glaciar Mocho-Choshuenco fuera en base a las características morfométricas de

las microalgas y llevó a definir diferentes morfotipos, lo cual a su vez, sugiere la necesidad

imperiosa de incorporar otras metodologías como el uso de herramientas moleculares para su

identificación, precisar el concepto taxonómico es clave para el uso de las microalgas como

bioindicador ambiental.

En el contexto de estas dificultades en la identificación de las microalgas de nieve, se

sugiere la necesidad de estudiar diferentes parámetros que estén relacionados con las microalgas

para su correcta identificación. Por ejemplo se podrían utilizar los niveles de radiación,

fotoperiodo y pH, entre otros, ya que la combinación de estos parámetros podría crear ambientes

específicos que permitan el desarrollo y éxito de estos microorganismos en este ambiente

extremo. En adición se sugiere el desarrollo de estudios moleculares que permitan suplir las

carencias de la identificación de las especies mediante la taxonomía clásica, con el fin de

aumentar el limitado conocimiento taxonómico y contestar una de las preguntas básicas en

ecología ¿Quiénes están ahí?.

59

Capítulo 5

CONCLUSIONES Y PROYECCIONES

• El perfil estacional del año 2006 para la abundancia y biovolumen demuestran que el

periodo de crecimiento de las microalgas de nieve ocurre en la estación de verano,

mostrando resolución estacional.

• Los perfiles de abundancia, tanto para enero del 2006 y marzo del 2007, muestran una

disminución a medida que se asciende sobre el glaciar.

• La disminución de la abundancia y biovolumen al pasar de la zona de ablación a la de

acumulación concuerda con estudios previos.

• Las diferencias que se observan al comparar los morfotipos dominantes, abundancia y

biovolumen relativos, en los muestreos altitudinales en enero de 2006 y marzo de 2007,

sugieren que serían debidas a las diferencias de la época de colección, como respuesta a

factores abióticos que van cambiando de acuerdo a las épocas de muestreo, por lo que los

morfotipos dominantes podrían ser indicadores de periodos de inestabilidad y/o

estabilidad ambiental.

• Se encontró que el morfotipo LG solamente se registró en la zona de ablación del glaciar.

Esto nos lleva a plantear que el morfotipo LG podría corresponder a una especie

especialista de hielo.

• Los morfotipos dominantes que servirían para indicar inestabilidad o estabilidad

medioambiental podrían estar estrechamente relacionados con la temperatura, nubosidad,

precipitación, radiación solar, irradiancia, UV y nutrientes, entre otros. Para discernir cuál

de estas variables podría explicar la reproducción sexual y la formación de estadios de

60

resistencia se necesitaría llevar a cabo muestreos semanales y estudios experimentales

tanto en terreno como en laboratorio.

• El desarrollo de los cultivos ha permitido la aislación e identificación de dos géneros

comunes de microalgas, como lo son Chloromonas y Chlamydomonas, lo que en un

futuro permitirá la realización de estudios moleculares y el desarrollo de estudios

experimentales para realizar modelos empíricos que permitan conocer sus niveles óptimos

de luz, fotoperiodo, pH y temperatura óptima entre otros, proveyendo una nueva fuente de

información que en conjunto con estudios in situ nos permita entender como estos

factores interactúan con el crecimiento y ciclo de vida de estas microalgas y comprobar su

posible utilización como paleobioindicadores de las condiciones climáticas y ambientales.

• Para usar estos ensambles microalgales como bioindicadores es de suma importancia la

realización de muestreos sistemáticos y sus relaciones con los parámetros

medioambientales mencionados para dilucidar y precisar gradientes espaciales sobre los

cuales se distribuye el ensamble. Estos estudios deben ser realizados a microescala para

establecer como estos microorganismos responden a los gradiente microambientales.

61

LITERATURA CITADA Abyzov, S.S. (1993). Microorganisms in the Antartic Ice. En Friedman, E.I. (ed) Antarctic

Microbiology: 265-285. Wiley-Liss, Inc., New York.

Allison, I., Barry, R. and Goodinson, B. (2001). Climate and Cryosphere (CliC) Project

Science and Co-ordination Plan, Version 1. WCRP-114, WMO/TD No. 1053.

Anesio, A., Hodson, A., Fritz, A., Psenner, R. and Sattler, B. (2009). High microbial activity

on glaciers: importance to the global carbon cycle. Glob. Change Biol. 15, 955-960.

Anesio, A., Sattler, B., Foreman, C., Telling, J., Hodson, A., Tranter, M. and Psenner, R.

(2010). Carbon fluxes through bacterial communities on glacier surface. Ann. Glaciol. 51,

32-40.

Begon, M., Harper, J. and Townsend, C. (1990). Ecology: individuals, populations and

communities. Blackwell, Cambridge.

Bidigare, R., Ondrusek, M., Iturriaga, R., Harvey, H., Hoham, R. and Macko, S. (1993).

Evidence for a photoprotective function for secondary carotenoids of snow algae. J.

Phycol. 29, 427-434.

Birks, H. and Birks, H.J. (2006). Multi-proxy studies in paleolimnology. Veg. Hist. Archeobot.,

15, 235-251.

Bórquez, R., Larraín, S., Polanco, R. and Urquidi, J.C. (2006). Glaciares Chilenos: reservas

estratégicas de agua dulce. LOM Ediciones.125 pp.

Bown, F., Rivera, A., Acuña, C. and Casassa, G. (2007). Recent glacier mass balance

calculations at Volcán Mocho-Choshuenco (40ºS), Chilean Lake District. En: Ginot P.

and Sicart J. E. (ed) Glacier Mass Balance Changes and Meltwater Discharge: 318, 143-

152. Wallingford, Oxfordshire, UK.

62

Bown, F. and Rivera, A. (2007). Climate changes and recent glacier behaviour in the Chilean

Lake District. Global Planet. Change., 59, 79-86.

Britton, G., Liaaen-Jensen, S. and Pfänder, H. (1998). Carotenoids, Vol. 3: Biosynthesis and

Metabolism. Birkhäuser, Basel.

Butinar, L., Spencer-Martins, I. and Gunde-Cimerman, N. (2007). Yeast in high Artic

glaciers: the discovery of a new habitat for eukaryotic microorganisms. Anton. Leeuw. Int.

J. G., 91, 277-289.

Buzzini, P., Turchetti, T., Diolaiuti, G., D’Agata, G., Martini, A. and Smiraglia, C. (2005).

Culturable yeasts in melt waters draining from two glaciers in the Italian Alps. Ann.

Glaciol., 40, 119-122.

Christner, B., Kvitko B. and Reeve J. (2003). Molecular identification of Bacteria and Eukarya

inhabiting an Antartic cryoconite hole. Extremophiles, 7, 177-183.

Christner, B., Skidmore, M., Priscu, J., Tranter, M. and Foreman, C. (2008). Bacteria in

subglacial environments. En: Margesin, R., Schinner, F., Marx, J. y Gerday, C. (eds)

Psychrophiles: From Biodiversity to Biotechnology: 51-71. Springer, New York.

Cohan, F. And Perry, E. (2007). A systematics for discovering the fundamental units of

bacterial diversity. Curr. Biol., 17, 373-386.

Fitzharris, B., Allison, I., Braithwaite, R., Brown, J., Foehn, P., Haeberli, W., Higuchi, K.,

Kotlyakov, V., Prowse, T., Rinaldi, C., Wadhams, P., Woo, M., and Youyu, X. (1996).

The Cryosphere: Changes and their Impacts. En: Second Assessment Report of the

Intergovernmental Panel on Climate Change (IPCC): 241-265. Cambridge University

Press.

63

Global Water Partership (GWP). (2000). Agua para el siglo XXI: de la visión a la acción,

América del Sur. Ediciones tiempo nuevo Comunicaciones Ltda., Santiago, Chile 81pp.

Gorton, H. L., Williams, W. E. and Vogelmann T. C. (2001). The Light Environment and

Cellular Optics of the Snow Alga Chlamydomonas nivalis (Bauer) Wille. Photochem.

Photobiol., 73(6), 611-620.

Hillebrand, H., Dürselen, C., Kirschtel, D., Pollingher, U. and Zohary, T. (1999). Biovolume

calculation for pelagic and benthic microalgae. Journal of Phycology, 35, 403-424.

Hoham, R. (1973). Pleiomorphism in the snow alga, Raphidonema nivale Largerh.

(Chlorophyta), and a revision of the genus Raphidonema Largerh. Syesis, 6, 255-263.

Hoham, R. (1975a). The life history and ecology of the snow alga Chloromonas pichinchae

(Chlorophyta, Volvocales). Phycología, 14(4), 213-226

Hoham, R. (1975b). Optimum Temperatures and Temperatures Ranges for Growth of Snow

Algae. Arctic, Antarctic, and Alpine Research, 7(1), 13-24.

Hoham, R. and Mullet, J. (1977). The life history and ecology of the snow alga Chloromonas

cryophila sp. nov. (Chlorophyta, Volvocales). Phycologia, 16, 53-68.

Hoham, R., Roemer, S. and Mullet, J. (1979). The life history and ecology of the snow alga

Chloromonas brevispina comb. nov. (Chlorophyta, Volvocales). Phycologia, 18, 55-70.

Hoham, R., Laursen, A., Clive, S. and Duval, B. (1993). Snow algae and other microbes in

several alpine areas in New England. En: Proceedings of the Fiftieth Annual Eastern

Snow Conference, Québec City, Québec, Canada, June 8-10: 165-173.

Hoham, R., Schlag, E., Kang, J., Hasselwander, A., Behrstock, A., Blackburn, I., Johnson,

R. and Roemer, S. (1998). The effects of irradiance levels and spectral composition on

64

mating strategies in the snow alga, Chloromonas sp.- D, from Tughill Plateau, New York

State. Hydrol. Process., 12, 1627-1639.

Hoham, R., Marcarelli, A., Rogers, H., Ragan, M., Petre,, B., Ungerer, M., Barnes, J. and

Francis, D. (2000). The importance of light and photoperiod in sexual reproduction and

geographical distribution in the green snow alga, Chloromonas sp.- D (Chlorophyceae,

Volvocales). Hydrol. Process., 14, 3309-3321.

Hoham, R., Berman, J., Rogers, H., Felio, J., Ryba, J. and Miller, P. (2006). Two new

species of green snow algae from Upstate New York, Chloromonas chenangoensis sp.

nov. and Chloromonas tughillensis sp. nov. (Volvocales, Chlorophyceae) and the effects

of light on their life cycle development. Phycologia, 45(3), 319-330.

Hoham, R., Filbin, R., Frey, F., Pusack, T., Ryba, J., McDermott, P. and Fields, R. (2007).

The Optimum pH of the Green Snow Algae, Chloromonas tughillensis and Chloromonas

chenangoensis, from Upstate New York. Arct. Antarct. Alp. Res., 39(1), 65-73.

Ip, P-F. And Chen, F. (2005). Employment of reactive oxygen species to enhance astaxanthin

formation in Chlorella zofingiensis in heterotrophic culture. Process. Biochem., 40, 3491-

3496.

Khromova, T. (2010). Cryosphere and Climate. IOP Conf. Ser.: Earth Environ. Sci. 13 012002.

Kohshima, S. (1984). A novel cold-tolerant insect found in a Himalayan glacier. Nature, 310,

5974, 225-227.

Kohshima, S. (1985). Patagonian glaciers as insect habitats. En Nakajima, K. (ed), Glaciological

studies in Patagonian Northern Icefield. Kyoto: Data Center for Glacier Research,

Japanese Society of Snow and Ice, 94-99.

65

Kohshima, S. (1987). Glacial biology and biotic communities. En Kawano, S., Connell, J., and

Hidaka, T. (eds), Evolution and coadaptacion biotic communities. Kyoto: Facultad of

Science, Kyoto University, 77-92.

Kohshima, S., Seko, K., and Yoshimura, Y. (1993). Biotic acceleration of glacier melting in

Yala Glacier, Langtang region, Nepal Himalaya. Snow and Glacier Hydrology

(Proceeding of the Kathumandu Symposium, 1992), IAHS Publication 218, 309-316.

Kohshima, S. Yoshimura, Y., and Takeuchi, N. (2002). Glacier ecosystem and biological ice-

core analysis. En: Casassa, G., Sepúlveda, F., and Sinclair, R. (eds), The Patagonian ice

fields: a unique natural laboratory for environmental and climate change studies. New

York, Kluwer Academic/Plenum Publishers.

Kohshima, S., Takeuchi, N., Uetake, J., Shiraiwa, T., Uemura, R., Yoshida, N., Matoba, S.,

and Godoi, M. (2007). Estimation of net accumulation rate at a Patagonian glacier by ice

core analyses using snow algae. Global Planet. Change., 59, 236-244.

Kol, E. (1942). The snow and ice algae of Alaska. Smithsonian miscellaneous collections, 101, 1-

36.

Komárek, J. and Nedvalová, L. (2007). Green cryosestic algae. En: Seckbach, J. (ed) Algae and

cyanobacteria in Extreme Environments: 321-342. Springer.

Lemke, P., Ren, J., Alley, R., Allison, I., Carrasco, J., Flato, G., Fujii, Y., Kaser, G., Mote,

P., Thomas, R., and Zhang, T. (2007). Observations: Changes in Snow, Ice and Frozen

Ground. En: Solomon, S., Qin, D., Manning, M., Chen, Z., Marquis, M., Averyt, K.,

Tignor, M. and Miller, H. (eds.). Climate Change 2007: The Physical Science Basis.

Contribution of Working Group I to the Fourth Assessment Report of the

66

Intergovernmental Panel on Climate Change. Cambridge University Press, Cambridge,

United Kingdom and New York, NY, USA.

Lemoine, Y. and Schoefs, B. (2010). Secondary ketocarotenoid astaxanthin biosynthesis in

algae: a muntifunctional response to stress. Photosynth. Res., 106, 155-177.

Leya, T., Rahn, A., Lütz, C. and Remias, D. (2009). Response of artic snow and permafrost

algae to high light and nitrogen stress by changes in pigment composition and applied

aspects for biotechnology. FEMS Microbiol. Ecol., 67, 432-443.

Ling, H. and Seppelt, R. (1990). Snow algae of the Windmill Islands, Continental Antartica.

Mesotaenium berggrenii (Zygnematales, Chlorophyta) the alga of grey snow. Antarct.

Sci., 2 (2), 143-148.


Chloromonas rubroleosa sp. nov. (Volvocales, Chlorophyta) an alga of red snow. Eur. J.

Phycol., 28: 77-84.


Chloromonas polyptera (Volvocales, Chlorophyta). Polar Biol., 20, 320-324.

Margesin, R. and Schinner, F. (1994). Properties of cold-adapted microorganisms and their

potential role in biotechnology. J. Biothech., 33,1-14.

Mayr, E. (1957). Species concepts and definitions. En: Mayr, E. (ed) The Species Problem: 1-22.

American Association for the Advancement of Science.

McGeoch, M. (1998). The selection, testing and application of terrestrial insects as bioindicators.

Biol. Rev., 73, 181-201.

Mikucki, J. and Priscu, J. (2007). Bacterial diversity associated with Blood Falls, A subglacial

outflow from the Taylor Glacier, Antartica. Appl. Environ. Microb., 73, 4029-4039.

67

Morgan-Kiss, R., Priscu, J., Pocock, T., Gudynaite-Savitch, L. and Huner N. (2006).

Adaptation and Acclimation of Photosynthetic Microorganisms to Permanently Cold

Environments. Microbiol. Mol. Biol. R., 70(1), 222-252.

Müller, T., Bleib, W., Martin, C-D., Rogaschewski, S. and Fuhr, G. (1998). Snow algae from

northwest Svalbard: their identification, distribution, pigment and nutrient content. Polar

Biol., 20,14-32

Müller, T., Leya, T. and Fuhr, G. (2001). Persistent snow algal fields in Spitsbergen: field

observation and a hypothesis about the annual cell circulation. Arct. Antarct. Alp. Res., 33,

42-51.

Nedbalová, L., Kociánová, M. and Lukavský, J. (2008). Ecology of snow algae in the Giant

Mts. Opera Corcontica, 45, 59–68.

Price, P.B. (2000) A habitat for pscicrophiles in deep Antartic ice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA

97, 1247-1251.

Reynolds, C.S Dobson A., Adam P., Birks H. J. B, Usher M, Saunders D., Peet R,

Gustafsson L McNeely,J. and R. T. Paine. (2006). Ecology of phytoplankton.

Cambridge University press. 550 páginas.

Santibáñez, P. (2007). Análisis biológico en testigos de neviza/hielo en los glaciares del Volcán

Mocho-Choshuenco y del Volcán Osorno (X Región de Los Lagos, Chile). Tesis de

Pregrado, Escuela de Biología Marina, Facultad de Ciencias, Universidad Austral de

Chile, 109 pp.

Santibáñez, P., Kohshima, S., Scheihing, R., Jaramillo, J., Shiraiwa, T., Matoba, S., Kanda,

D., Labarca, P., and Casassa, G. (2008). Glacier mass balance interpreted from

biological analysis of firn cores in the Chilean Lake District. J. Glaciol., 54(186), 1-11.

68

Shain, D., Manson, T., Farrell, A., and Michalewicz, L., (2001). Distribution and behaviour of

ice worms (Mesenchytraeus solifugus) in south central Alaska. Can. J. Zool., 79, 1813-

1821.

Shiraiwa, T., Kohshima, S., Uemura, R., Yoshida, N., Matoba, S., Uetake, J., Godoi, M.

(2002). High net accumulation rates at Campo de Hielo Patagónico Sur, South America,

revealed by analysis of a 45.97 m long ice core. Ann. Glaciol., 16, 84-90.

Sigee, D. (2005). Freshwater microbiology: Biodiversity and Dynamic Interactions of

Microorganisms in the Aquatic Environment. John Wiley and Sons, Ltd., England. 537

pp.

Stein, J. and Amundsen, C., (1967). Studies on snow algae and snow fungi from the Front

Range of Colorado, Can. J. Bot., 45, 2033-2045.

Takeuchi, N., Kohshima, S., and Fujita, K. (1998). Snow algae community on a Himalayan

glacier, Glacier AX010 East Nepal: Relationship with glacier summer mass balance.

Bulletin of Glacier Research, 16, 43-50.

Takeuchi, N. (2001a). The altitudinal distribution of snow algae on an Alaska glacier (Gulkana

Glacier in the Alaska Range). Hydrological Processes, 15, 3447-3459.

Takeuchi, N., Kohshima, S., and Seko, K. (2001b). Structure, formation, and darkening process

of albedo-reducing material (cryoconite) on a Himalayan Glacier: a granular algal mat

growing on the glacier. Arct. Antarct. Alp. Res., 33(2), 115-122.

Takeuchi, N., and Kohshima, S. (2004). A snow algal community on Tyndall Glacier in the

Southern Patagonia Icefield, Chile. Arct. Antarct. Alp. Res., 36(1), 92-99.

Takeuchi, N., Eutake, J., Fujita, K., Aizen, V., and Nikitin, S. (2006). A snow algal

community on Akkem glacier in the Russian Altai mountains. Ann. Glaciol., 43, 378-384.

69

Thomas, H., and Duval, B. (1995). Sierra Nevada, California, U.S.A., snow algae: snow albedo

changes, algal-bacterial interrelationships, and ultraviolet radiation effects. Arct. Antarct.

Alp. Res., 27, 389-399.

Uetake, J., Kohshima, S., Nakazawa, F., Suzuki, K., Kohno, M., Kameda, T., Arkhipov, S.,

and Fujii, Y. (2006). Biological ice-core analysis of the Sofiyskiy Glacier in the Russian

Altai. Ann. Glaciol., 43, 70-78.

Van Den Hoek, C., Mann, D.G., Janhs, H.M., (1995). Algae. An introducction to phycology.

Cambridge University press. 627 pp.

Williams, E.W., Gordon, H.L., and Vogelmann, T.C. (2003). Surface gas exchange processes

of snow algae. Procedings of the National Acadame of Science. PNAS, 100(2), 562-566.

Yoshimura, Y., Kohshima, S., and Ohtani, S. (1997). A community of snow algae on a

Himalayan glacier: change of algal biomass and community structure with altitude. Arct.

Antarct. Alp. Res., 29(1), 126-137.

Yoshimura, Y., Kohshima, S., Takeuchi, N., Seko, K. and Fujita, K. (2000). Himalayan ice-

core dating with snow algae. J. Glaciol., 46(153), 335-340.

Yoshimura, Y., Kohshima, S., Takeuchi, N., Seko, K. and Fujita, K. (2006). Snow algae in a

Himalayan ice-core: new environmental markers for ice-core analyses and their

correlation with summer mass balance. Ann. Glaciol., 43(1), 148-153.

Diez-Cascón, J. 2003. Las presas del siglo XXI. Revista electrónica IT (62). Disponible en:

http:// www.seprem.com/paginas/SeccionTecnica/PresasyEmbalses /LAS_

Referencia electrónica

PRESAS_EN_EL_SIGLO_XXI.pdf

distribuciÓn altitudinal de microalgas sobre el …

Documents