contribution a l’etude des parasites sanguins des

1

UNIVERSITE D’ANTANANARIVO ------------

FACULTE DES SCIENCES -o-o-o-o-o-

DEPARTEMENT DE BIOLOGIE ANIMALE

-------------------

MEMOIRE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME D’ETUDES APPROFONDIES (D.E.A.)

Option : Biologie Ecologie et Conservation Animale

Présenté par :

SAFIA SALIMO

Soutenu publiquement le : 29 Novembre 2005

Devant la Commission d’examen composé de :

Président : Professeur RAMILIJAONA RAVOAHANGIMALALA Olga

Rapporteur : Professeur RABETAFIKA RAVONISOAR IMALALA Lydia

Examinateurs : Professeur RAMINOSOA RASOAMAMPIONONA Noromalala

Docteur RASAMY RAZANABOLANA Jeanne

CONTRIBUTION A L’ETUDE DES PARASITES SANGUINS DES LEMURIENS DANS LE PARC NATIONAL DE RANOMAFANA ET DANS LA

ZONE PERIPHERIQUE

2

REMERCIEMENTS

Le présent travail a été réalisé dans le cadre de l’accord de collaboration entre le

Département de Biologie Animale de la Faculté des Sciences, Université d’Antananarivo et le

projet ICTE / MICET.

A toutes les personnes qui, de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de ce

mémoire, j’adresse mes vifs et sincères remerciements et témoigne touts ma gratitude tout

particulièrement au :

- Professeur RAMILIJAONA RAVOAHANGIMALALA Olga , Chef du Département

et Responsable de la formation de 3ème cycle de Biologie Animale à la Faculté des

Sciences, Université d’Antananarivo, qui a bien voulu m’accueillir pour travailler dans

son laboratoire. Malgré, ses lourdes tâches, elle a accepté avec enthousiasme de présider

le jury de ce mémoire. Veuillez recevoir l’expression de mes profondes reconnaissances.

- Professeur RABETAFIKA RAVONISOARIMALALA Lydia , Enseignant-Chercheur

au Département de Biologie Animale à la Faculté des Sciences, Université

d’Antananarivo, qui m’a appris les techniques de terrain et de laboratoire. Elle n’a pas

ménagé son temps pour assumer le suivi de la rédaction de ce mémoire, d’autant qu’elle

n’a pas cessé de m’encourager avec ses précieuses recommandations tout au long de

l’élaboration de ce travail. Par ailleurs, elle a accepté généreusement d’être mon

rapporteur, malgré ses multiples occupations. Veuillez recevoir l’expression de mes

sincères remerciements du fond de mon cœur.

- Professeur RAMINOSOA RASOAMAMPIONONA Noromalala , chef de Laboratoire

de Biologie des Populations Aquatiques, Département de Biologie Animale, Faculté des

Sciences, Université d’Antananarivo, pour avoir consacré son précieux temps, malgré ses

multiples responsabilités, pour juger avec considération ce travail. Qu’elle soit assurée de

ma plus vive reconnaissance.

- Docteur RASAMY RAZANABOLANA Jeanne, Maître de conférence, Enseignant

Chercheur au Département de Biologie Animale, Faculté des Sciences, Université

d’Antananarivo, qui m’a appris la technique d’utilisation des micromètres. Malgré ses

lourdes occupations, elle a bien voulu accepter d’une part de siéger parmi les membres de

la commission de lecture et d’autre part de juger ce travail. Permettez moi de vous

exprimer ma profonde reconnaissances.

- Docteur RAMAROSON Luna, Maître de Conférence, Enseignant Chercheur au

Département de Biologie Animale, Faculté des Sciences, Université d’Antananarivo, qui

3

a consenti d’être membre de la commission de lecture. Je lui adresse ma profonde

gratitude.

- Docteur RAKOTOMANANA Hajanirina , Maître de Conférence, Enseignant-

Chercheur au Département de Biologie Animale, Faculté des Sciences, Université

d’Antananarivo, Chef du Département de la Formation et de la Recherche Universitaire

au sein du Ministère de l’Education Nationale et de la Recherche Scientifique pour avoir

accepté d’être parmi les membres de la commission de lecture. Soyez assuré de toute ma

considération.

- Professeur WRIGHT Patricia, Directeur Exécutif du projet ICTE/MICET, ma grande

reconnaissance pour ses multiples contributions lui est adressée.

- Mademoiselle Kelly HECKMAN , étudiante chercheur à l’Université de Chicago qui

m’a fourni des matériaux de terrain et de laboratoire. Sa collaboration m’a été très

précieuse.

- Tous les Enseignants, Techniciens de laboratoire et Personnel Administratif de la

Filière Sciences Naturelles de la Faculté des Sciences, Université d’Antananarivo et de

Mahajanga pour les formations qu’ils m’ont données tout au long de mes études. Qu’ils

trouvent tous ici mes remerciements chaleureux.

- Tout le Personnel de l’ICTE / MICET, ANGAP pour m’avoir permis d’effectuer ce

travail dans le Parc National de Ranomafana avec soutien matériel et logistique.

- Monsieur le Directeur, tout le Personnel et Technicien de laboratoire du Paludisme de

l’Institut Pasteur de Madagascar, qui m’ont permis d’effectuer mon stage au sein de leur

laboratoire.

- Docteur ROBERT Vincent et Docteur RAHARIMANGA Vaomalala de l’Institut

Pasteur de Madagascar, pour leur collaboration étroite dans les prises photographiques de

mes préparations positifs

- Madame Jeannette RAHARIMALALA , Technicien de laboratoire au Département de

Biologie Animale, qui m’a initiée la technique de montage entre lame et lamelle..

-

4

Martel JAONINA, Jeanne Aimée NOROSOARINAIVO, RAMAHE FASOA

Bellarmin, Haingotiana RAMIARINJANAHARY, Juliette V ELOSOA et

Margueritte RASOANIRIANA , qui ont su me faire partager leurs conseils, amitiés et

leurs intuitions. Je tiens à leur présenter tous mes vifs remerciements.

- Ma mère, mes frères et sœurs, en d’autre terme toute ma famille qui n’a pas ménagé

ses efforts pour me soutenir moralement et financièrement durant mes études. Que le fruit

de leur soutien inconditionnel soit récompensé.

- Monsieur Robert BOUROU, qui m’a épaulé moralement et apporté ses précieux

conseils pendant la plus dure période de ce mémoire, qu’il trouve ici mes sincères

amitiés.

En fin, qu’il soit loisible de remercier particulièrement Messieurs Loret RASABO, Justin

SOLO, RANDRIAMAMPIONONA Richard et Georges RAKOTONIRINA , guides locaux

des recherches à Ranomafana, et d’apprécier leur aide pendant les travaux de terrain.

Un profond hommage à feu Georges RAKOTONIRINA décéder en 2002.

Merci à vous tous.

∼∼∼∼ Que Dieu vous bénisse et vous garde ∼∼∼∼

5

RESUME

Ce travail a été effectué dans le Parc National de Ranomafana et dans la zone périphérique en 2001. La présente étude a pour but d’étudier la morphologie et la systématique des parasites sanguins des Lémuriens du sud-est de Madagascar. Chaque Lémurien capturé fait l’objet d’un prélèvement de sang en vue d’effectuer des frottis sanguins. L’étude des parasites est effectué sur le frottis fixé au méthanol et coloré au Giemsa à 5%. Quatre vingt quatre (84) Lémuriens appartenant à 8 espèces différentes ont été examinés. Douze (12) individus sont relevés porteurs d’hémoparasites, dont : 7 individus appartenant au genre Eulemur fulvus rufus et Eulemur rubriventer sont porteurs de Plasmodium ; 4 individus appartenant au genre Eulemur fulvus rufus et Eulemur rubriventer sont infectés par une microfilaire ; 1 Eulemur fulvus rufus est parasité à la fois par le plasmodium et la microfilaire. Les espèces plasmodiales rencontrées sont : Plasmodium girardi, Plasmodium coulangesi et Plasmodium lemuris. La parasitémie est faible, de l’ordre de 0,005% à 0,017%. En ce qui concerne la microfilaire, il reste encore à déterminer la position taxonomique. Il se trouve que les espèces positives étudiées au cours de ce travail appartiennent toute à la famille de LEMURIDAE.C’est la première fois qu’on a identifié une microfilaire chez Eulemur rubriventer et nous avons aussi découvert une nouvelle aire géographique qui se trouve dans le sud-est.

Mots clés : Lémuriens, Parasites sanguins, Plasmodium, Microfilaires, Parc National de Ranomafana, Madagascar

ABSTRACT

This study was conducted in the Ranomafana National Parc and in the peripheral zone. The objective of this survey is to study the morphology and the systematic of the blood parasites of the Lemurs in the south-east of Madagascar. Each Lemur captured is an objective of taking blood samples in goal to make blood smears. The study of the parasite carries out on the smears fixed with methanol and colored with Giemsa 5%. We examined 84 Lemurs belonging to 8 differentes species. Among the captured animals, 12 individuals are positive with haemoparasites : 4 animals belonging to genus Eulemur fulvus rufus and Eulemur rubriventer are infected by a microfilarial ; 7 animals belonging to genus Eulemur fulvus rufus and Eulemur rubriventer harbor Plasmodium ; 1 Eulemur fulvus rufus has both Plasmodium and microfilarial. The species of Plasmodium found are: Plasmodium coulangesi, Plasmodium girardi and Plasmodium lemuris. The rate of parasites in the blood is low from 0,005% to 0,017%. Concerning the microfilarial, the taxonomic position remains to be determined. It happens that the positive studied species during this survey all belonging to the family of LEMURIDAE.

Key words: Lemurs, Blood parasites, Plasmodium, Microfilarial, Ranomafana National Parc, Madagascar.

6

SOMMAIRE

INTRODUCTION 1

CHAPITRE I : DONNEES DE LA LITTERATURE 2

I.1- Genre Plasmodium 2

I.1.1- Position systématique 2

I.1.2- Cycle évolutif du genre Plasmodium 3

I.1.3- Historique du plasmodium de Lémuriens 5

I.2- Microfilaire 6

I.2.1- Position systématique 7

I.2.2- Cycle évolutif d’une filaire 7

I.2.3- Historique des microfilaires 10

CHAPITRE II : SITE D’ETUDE 11

II.1- Situation géographique 11

II.2- Climat 13

II.2.1- Température 13

II.2.2- Pluviométrie 14

II.3- Flore 15

II.4- Faune 16

II.5- Sols 16

CHAPITRE III : MATERIELS ET METHODES

III.1- Matériel biologique 17

III.1.1- Les Lémuriens 17

III.2- Technique d'étude 25

III.2.1-Mode de capture des Lémuriens 25

III.2.2- Prélèvement de sang 26

III.2.3- Frottis sanguin 26

III.2.4- Fixation du frottis sanguin 28

III.2.5- Coloration des lames 28

III.2.6. Examen du frottis sanguin 29

7

III.2.7. Mode d’identification des différentes espèces de microfilaires 31

CHAPITRE IV: RESULTATS ET INTERPRETATION 35

IV.1. Inventaire des Lémuriens impaludés 35

IV.1.1- Parasitémie 35

IV.1.2- Taux de parasitisme 36

IV.1.3- Description morphologique des formes plasmodiales observées 37

IV.2- Inventaire des Lémuriens infestés par des microfilaires 42

IV.2.1- Parasitémie 42

IV.2.2- Taux de parasitisme 43

IV.2.3- Description morphologique des microfilaires observées 44

IV. 2.4 Description anatomique des microfilaires 54

CHAPITRE V : DISCUSSION 56

I- Inventaire des espèces parasitées 56

II- Espèces plasmodiales 57

III. Microfilaires 67

CONCLUSION 71

BIBLIOGRAPHIE 73

ANNEXES

8

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Cycle biologique de Plasmodium vivax d’après J.B. Jiang (1984)

Figure 2 : Anatomie schématique d’une microfilaire

Figure 3 : Cycle évolutif de la filaire de Bancroft (Wuchereria bancrofti) d’aprèsGolvan (1978)

Figure 4 : Carte du Parc National de Ranomafana

Figure 5: Diagramme ombrothérmique de Gaussen (1998-2002)

Figure 6 : Propithecus diadema edwardsi

Figure 7: Avahi laniger laniger

Figure 8 : Eulemur fulvus rufus

Figure 9 : Eulemur rubriventer

Figure 10 : Hapalemur aureus

Figure 11 : Hapalemur griseus griseus

Figure 12 : Varecia variegata variegata

Figure 13 : Lepilemur microdon

Figure 14: Réalisation d'un frottis mince

Figure 15 : Les différentes régions du frottis

Figure 16 : Mode de lecture d’une lame

Figure 17: Diagramme de l’emplacement des cellules et des pores

Figure 18 : Diagramme de la parasitémie

Figure 19 : Histogramme du taux de parasitisme

Figure 20 : Photo de Trophozoïte ( objectif x 100)

Figure 21 : Photo de macrogamétocyte (objectif x100)

Figure 22: Photo de microgamétocyte (objectif x100)

Figure 23 : Photo de schizonte immature (objectif x 100)

Figure 24 : Histogramme du taux de parasitisme de microfilaire.

Figure 25 : Photo d’une microfilaire en frottis mince (objectif x 100)

Figure 26 : Photo d’une microfilaire en goutte épaisse (objectif x 100)

9

LISTE DES TABLEAUX

Tableau 1 : Données climatiques de l’année 2001

Tableau 2 : Données climatiques de Ranomafana de avril au juin 2001

Tableau 3: La quantité à injecter et l'équivalent en Telazol base

Tableau 4 : Caractères différentiels des embryons de filaires parasites de l’Homme d’après

Golvan (1978 )

Tableau 5 : Liste des animaux positifs au Plasmodium et la parasitémie de chaque

individu

Tableau 6 : Taux de parasitisme par rapport aux sites d’étude, aux espèces positives et

à la totalité des animaux capturés.

Tableau 7 : La parasitémie des microfilaires

Tableau 8 : Taux de parasitisme

Tableau 9 : Tableau récapitulatif des différentes formes décrites et rencontrées

Tableau 10 : Critères de regroupement morphologique de la microfilaire.

Tableau 11 : Pourcentages des différents éléments constituants par rapport à la

longueur totale des microfilaires

Tableau 12 : Les caractères différentiels des plasmodiums de Lémuriens rencontrés au cours de

ce travail.

Tableau 13 : Répartition des Lémuriens paludéens malagasy

Tableau 14 : Caractère différentiels des microfilaires parasite de l’Homme et des Lémuriens

Tableau 15 : Répartition des microfilaires observées chez les Lémuriens

10

LISTE DES ANNEXES

ANNEXE I : Liste des animaux dans le Parc National de Ranomafana (Grenfell, 1995).

ANNEXE II : Liste des Lémuriens impaludés examinés de 1986 à 1990 (Rabetafika, 1995).

ANNEXE III : Liste des animaux capturés dans le Parc National de Ranomafana et dans la

zone périphérique.

ANNEXE IV : Résultat des examens de frottis sanguin

ANNEXE V : Principaux caractères différentiels des 7 plasmodies de Lémuriens d’après

Rabetafika, 1988 et Landau et al., 1989.

1

INTRODUCTION

Les Lémuriens sont les seuls Primates non hominiens à Madagascar. Leurs maladies, les

rapports qu'ils ont avec les virus, les bactéries, les anomalies sanguines, les particularités

génétiques et les pathologies d'adaptation ont fait l'objet de nombreux travaux (Coulanges et al.

1979). Beaucoup de travaux ont été effectués dans le domaine éthologique, écologique ainsi que

génétique des Lémuriens. Mais, très peu d’études ont été réalisées quant à leurs parasites

sanguins.

C'est la raison pour laquelle il a été décidé d’y apporter notre contribution.

Ainsi, les Lémuriens Primates proches de l’Homme pourraient ils être au sens large, des

animaux de laboratoire d’un intérêt capital. L’étude de leurs parasites sanguins présenterait non

seulement un intérêt en pathologie animale, mais elle permettrait également de réaliser des essais

thérapeutiques et aussi de mettre au point des vaccins (Rabetafika L. et al. 1985).

C’est pourquoi il est très délicat de manipuler les animaux, à plus forte raison de les

utiliser comme modèles expérimentaux vivants, surtout les Lémuriens dont toutes les espèces

sont à protéger. Ce qui a amené Rabetafika L. (1988) et Homo et al. 1990, à essayer de mettre au

point des modèles expérimentaux « in vitro », pour les plasmodies des Lémuriens. Outre le genre

Plasmodium, ces animaux hébergent d’autres parasites intra ou extra érythrocytaires tels que

microfilaire, Nycteria..., comme le montre la littérature.

Ce travail a pour objectifs :

1- faire des frottis sanguins pour voir les différents parasites

2- d’étudier la morphologie des hémoparasites rencontrés,

3- de donner leur position systématique

4- continuer les travaux des chercheurs antérieurs dans le cadre des inventaires des

Lémuriens susceptibles d'héberger des parasites.

Ainsi au cours de ce travail, il est convenu de voir

- les données de la littérature des parasites,

- le site d’étude,

- les matériels et méthodes utilisés,

- l’inventaire des espèces Lémuriens parasités,

- les descriptions morphologiques des formes observées,

- et le statut taxonomique des parasites.

2

CHAPITRE I : DONNEES DE LA LITTERATURE

Le plasmodium et la microfilaire sont uniquement à prendre en considération

étant donné que ce sont les seuls hémoparasites que nous avons rencontré au cours de ce travail.

I.1- Genre Plasmodium

C’est un agent responsable du paludisme ou malaria. Le plasmodium n’est pas

uniquement inféodé à l’Homme. En effet, plusieurs espèces plasmodiales ont été inventoriées

chez les autres groupes de Vertébrés : Batraciens, Reptiles, Oiseaux et Mammifères. Il passe la

plus grande partie de son existence dans les hématies. Les plasmodies sont transmises par les

moustiques Culicidés.

I.1.1- Position systématique

La classification de Grassé (1953), modifiée en tenant compte des récentes

découvertes et observations a été adoptée.

Règne : ANIMAL

Embranchement : PROTOZOAIRES Goldfus, 1817

Sous-embranchement : SPOROZOAIRES Leuckant, 1779

Classe : COCCIDIOMORPHES Doflein, 1901

Ordre : EIMERIIDAE Léger, 1911

Sous-ordre : HAEMOSPORIIDEA Danilewsky, 1889

Famille : PLASMODIIDAE Mesnil, 1903

Genre : Plasmodium Marchiafava et Celli, 1885

Remarque :

La famille de PLASMODIIDAE en comporte, outre le genre Plasmodium, deux

autres, à savoir genre Haemamoeba Feletti et Grassi, 1989 et genre Ophidiella Garnham, 1966.

3

I.1.2- Cycle évolutif du genre Plasmodium

Le cycle se déroule obligatoirement chez deux hôtes : un hôte Vertébré qui est

l’hôte définitif et un hôte vecteur qui est un moustique Culicidé.

Schématiquement, trois étapes existent .D’abord, les deux premières : la phase

exo-érythrocytaire et la phase sanguine, ont lieu chez l’hôte Vertébré ; il s’agit de cycles asexués

ou schizogonies aboutissant à la formation des stades à potentialité sexuelle appelé les

gamétocytes. Puis la troisième étape : le cycle sexué ou sporogonie, il ne peut se poursuivre que

chez l’hôte vecteur qui va provoquer une infestation en prenant son repas sanguin sur un

Vertébré impaludé.

Pour illustrer ce cycle évolutif, l’espèce Plasmodium vivax (parasite de l’Homme,

décrite par J.B. Jiang en 1984 (Figure 1-p.4) va être prise comme exemple.

«les gamétocytes présents dans le sang de l’hôte Vertébré sont ingérés par un Anophèle femelle

au cours de son repas sanguin. Dans l’intestin du moustique, le macrogamétocyte se transforme

en gamète femelle (macrogamète), alors que le microgamétocyte exflagellé libère des gamètes

mâles (microgamètes) dont l’un féconde le gamète femelle. La fécondation est suivie de la

formation d’un ookinète mobile qui traverse l’épithélium intestinal du moustique. Sous la lame

basale de l’intestin, l’ookinète se transforme en oocyste. A maturité, l’oocyste se rompt libérant

des sporozoïtes qui migrent vers les glandes salivaires de l’Anophèle où ils s’accumulent avant

d’être inoculés par piqûre à un autre Vertébré. Le sporozoïte, entraîné par le courant sanguin,

arrive au foie, pénètre dans un hépatocyte et s’y transforme en schizonte pré-érythrocytaire. A

maturité, ce schizonte, s’il est du type « aigu », libérera un grand nombre de mérozoïtes dans la

circulation sanguine. Le mérozoïte, issu du schizonte hépatique pénètre dans un globule rouge,

pour y subir une série de multiplications asexuées qui aboutissent à la formation des

gamétocytes. Si le schizonte est du type «chronique», il évoluera très lentement et, à maturité, il

sera à l’origine des rechutes sanguines».

L’hypnozoïte est un mérozoïtes qui entre en dormance et dont l’activité dépend de certaines

conditions.

La plupart de Plasmodium des Mammifères suit dans les grandes lignes ce

schéma évolutif.

4

Phase Sexuée

Phase Asexuée

Homme

Moustique

5

I.1.3- Historique des plasmodiums parasites de Lémuriens

D’après les travaux antérieurs, 8 espèces de plasmodiums ont été observées et

décrites jusqu'à maintenant. Les différentes espèces plasmodiales connues chez les Lémuriens

ont été décrites principalement chez le genre Lemur de la famille des LEMURIDAE.

Les Lémuriens hôtes naturels étudiés par les différents auteurs sont soit en

captivité au Parc Botanique et Zoologique de Tsimbazaza (Bück et al. 1952 et Hüff et

Hoogstraal. 1963); soit capturé dans la nature (Rabetafika, L. 1995 et Landau et al. 1989).

En 1952, Bück et al., ont décrit 2 espèces plasmodiales qu’ils ont observées dans

le sang périphérique de Lemur fulvus rufus Audebert 1799, et qu’ils ont nommées Plasmodium

girardi et Plasmodium foleyi.

En 1963, Hüff et Hoogstraal ont décelé chez Lemur fulvus collaris E. Geoffroy, 1812

une autre espèce qu’ils ont appelée Plasmodium lemuris.

En 1970, Uilenberg a confirmé l’existence de P. girardi et a émit l’hypothèse que P.

foleyi et P. lemuris constituent une seule et même espèce. Il a décrit une quatrième espèce,

Plasmodium sp chez un L f. fulvus E. Geoffroy, 1812 et a observé de rares trophozoïtes, sans les

décrire, chez un Avahi laniger Gmelin, 1788 : ce fut la première fois que des hématozoaires

furent observés chez la famille des INDRIIDAE.

En 1975, Garnham et Uilenberg, reprenant toutes les observations antérieures, ont

redécrit P. girardi et ont trouvé que P. lemuris, P. foleyi et la quatrième espèce innominée sont

comparables par leurs principaux caractères et sont alors synonymes. Ces auteurs ont ainsi

regroupé ces 3 dernières espèces sous la dénomination commune de P. foleyi ; P. lemuris

tombant en synonymie avec P. foleyi.

En 1989, l’étude de Lemur macaco macaco Linné, 1766 provenant de la région

d’Ambanja effectuée par Rabetafika,L. lui a permis de relever un polyparasitisme et l’existence

de nouvelles espèces, en collaboration avec d’autres auteurs, ces dernières ont été nommées :

- Plasmodium coulangesi Lepers et al, 1989.

- Plasmodium bucki Landau et al, 1989.

- Plasmodium percygarnhami (= P. girardi sensu Uilenberg, 1970 pro parte et

sensu Garnham et Uilenberg 1975 pro parte) Landau et al, 1989.

En outre, l’étude de Lemur fulvus fulvus provenant d’Ambanja a relevé une autre

espèce, Plasmodium uilenbergi Landau et al, 1989.

Au cours de la même année, le cycle sporogonique de ces plasmodies a été reproduit

chez Anopheles stephensi, ainsi que le cycle schizogonique pré-érythrocytaire qui a été étudié

6

chez Lemur fulvus mayottensis Schlegel, (1826) de Comores (Rabetafika et al, 1989), et in vitro

sur des cultures d’hépatocytes provenant du même animal (Homo et al. 1990).

Boulard et al. (1991) ont réalisé l’étude ultrastructurale des formes sanguines et

des oocystes de P. coulangesi et de P. percygarnhami, confirmant ainsi les caractères archaïques

des plasmodies des Lémuriens.

Rabetafika (1995), a identifié une nouvelle espèce qu’elle désigne provisoirement

Plasmodium n.sp et a donné un complément à la description de Plasmodium lemuris.

I.2- Microfilaire

La filaire est un Nématode à corps filiforme ovovivipare, c’est-à-dire pondant non

des œufs mais des larves appelées microfilaires (Golvan, 1978). Elle est responsable d’une

parasitose appelée filariose qui peut affecter différents groupes de Batraciens, de Reptiles,

d’Oiseaux et de Mammifères. Selon la localisation de la filaire adulte dans l’organisme, il faut

distinguer:

- les filaires cutanées (exemple : celles provoquées par Onchocerca volvulus)

- les filaires lymphatiques (exemple : celles dues à Wuchereria bancrofti)

- les filaires péritonéales (exemple : celles causées par Depitalonema perstans).

Il est à préciser que les formes rencontrées dans le sang sont uniquement les

microfilaires. L’anatomie d’une microfilaire est représentée schématiquement dans la figure 2

(p.7).

7

← Partie antérieure Espace céphalique

Anneau nerveux

Pore excréteur

Cellule excrétrice

Noyaux somatiques

Corps internes

Cellule génitale

Pore anal

Figure 2 : Anatomie schématique d’une microfilaire

I.2.1- Position systématique

A ce propos, la classification de Chabaud et Anderson (1959) a été adopté

Règne : ANIMAL

Embranchement : METAZOAIRES

Classe : NEMATHELMINTHES

Ordre : NEMATODES

Super-famille : FILARIOIDAE Weinland, 1858

Famille : DIPETALONEMATIDAE Wehr, 1935

Sous-famille : ONCHOCERCINAE Leiper, 1911

Remarque :

La sous-famille des ONCHOCERCINAE comporte, outre le genre Wuchereria

Silvo Araujo, 1877, plusieurs autres espèces décrites et reconnues actuellement parasitant les

grands groupes de Vertébrés : Amphibiens, Reptiles, Mammifères (Chéiroptères, Ruminants,

Rongeurs, Mammifères placentaires, Marsupiaux).

I.2.2- Cycle évolutif d’une filaire

Pour décrire le cycle évolutif d’une filaire, Wuchereria bancrofti appelé

communément filaire de Bancroft est choisi comme exemple – type. Deux hôtes sont nécessaire

a cet effet :

↑ Partie postérieure effilée

8

- un hôte définitif (Homme)

- un hôte intermédiaire (Moustique)

Ce cycle est décrit par Golvan (1978) et illustré par la figure 3 (p.9):

«les microfilaires sont entraînées par la lymphe et sont déversées dans le sang où

elles paraissent vivre environ 3 mois. Elles sont pourvues d’une gaine et mesurent 300 µ de long

et 8 µ de large. Leur périodicité est nocturne, c’est-à-dire qu’elles croissent près de 400 fois plus

nombreuses dans le sang périphérique, la nuit que le jour. Pendant la journée, elles se réfugient

essentiellement dans le système artériel profond. Elles pénètrent surtout dans les capillaires

pulmonaires, le cœur gauche et l’aorte. Elles deviennent plus rares dans le sang veineux,

absentes du foie et de la rate, ainsi que de la moelle osseuse.

Les vecteurs sont des moustiques qui piquent au crépuscule ou la nuit. Le

principal vecteur est Culex pipiens fatigans, très largement répandu autour du globe, dans les

zones chaudes, piquant à l’intérieur des maisons. Dans certaines régions interviennent également

des Anophèles (A. gambiae, A.funestus) ou des Aëdes. Ces insectes infestent les hôtes en

absorbant les embryons du sang. Arrivées dans l’estomac du moustique, les microfilaires

perdent leur gaine, traversent l’épithélium digestif et tombent dans la cavité générale. Elles vont

passer dans les muscles thoraciques où elles terminent leur évolution ; 6 à 20 jours plus tard,

elles atteignent le stade III infestant et gagnent la gaine de la trompe. Lorsque le moustique

pique, la gaine ne pénètre pas dans la plaie. Elle s’infléchit, sa partie moyenne devient béante et

permet la sortie des larves. Certains s’engagent dans les labelles qui sont les deux petits

appendices qui terminent le labium, écartent les 3 valves qui les forment et sortent par leur

extrémité. Lorsque le moustique boit de l’eau sucrée, les larves s’échappent et ceci explique que

l’insecte se « déparasite » spontanément.

Les larves pénètrent activement dans la peau, puis gagnent les espaces

lymphatiques. Trois mois plus tard, des filaires adultes peuvent déjà être trouvés dans les

ganglions. Les adultes (mâles et femelles) vivent pelotonnés sur eux-mêmes, dans les vaisseaux

lymphatiques, en amont des ganglions. Ils peuvent aussi s’établir dans le ganglion lui-même

mais ils semblent ne pas pouvoir le franchir. Ils gênent la circulation et, surtout après leur mort,

déterminent des phénomènes d’inflammation locale. Leur longévité est d’au moins 15 ans».

9

Figure 3: Cycle évolutif de la filaire de Bancroft (Wuchereria bancrofti) d’après Golvan

(1978)

A. Les microfilaires sont puisées dans le sang lors de la piqûre du moustique (Culex

quinquefasciatus) pendant la nuit. B. Elles traversent la paroi du tube digestif et muent pour

donner le stade larvaire II dit « en saucisse ». C. Ces larves gagnent les muscles thoraciques et

deviennent des larves III infestantes qui envahissent la gaine de la trompe. D. Elles sortent de la

trompe lorsque le moustique pique à nouveau et traversent la peau de l’homme. E. Elles gagnent

les lymphatiques, s’établissent en amont des ganglions et deviennent adultes. Les microfilaires

passent dans le sang.

A

B

C

D

E

Microfilaire

Larve III

Filaires Adultes

HOMME

MOUSTIQUE

10

I.2.3- Historique des microfilaires décrites chez les Lémuriens

Quatre (4) espèces de microfilaires ont été signalées et décrites par les auteurs

antérieurs chez les Lémuriens.

- En 1912, Plimmer a identifié une espèce de microfilaire qu’il a nommé

provisoirement Microfilaire sp chez Lemur mongoz Linée, 1766 et Lemur coronatus Gray, 1842,

en captivité au Parc Zoologique de Londres.

- Chandler (1929) a découvert des microfilaires chez un Varecia variegata rubra

(Kerr, 1792), en captivité au Parc Zoologique de Calcutta. Il s’agit de Protofilaria furcata.

- En 1955, Chabaud et Choquet ont décelé Dipetalonema petteri chez les

Lémuriens hôtes qui ont été capturés dans la nature :

• Lemur fulvus rufus Audebert 1799 (provenant de Périnet)

• Lepilemur ruficaudatus A. Grandidier, 1867 (provenant d’Ampijoroa).

• Microcebus murinus Miller, 1777 (provenant d’Ampijoroa).

- Chabaud et Petter (1955) ont rencontré une seule filaire femelle dont

l’ovéjecteur est empli de microfilaires chez un Propithecus verreauxi A. Grandidier, 1867.

Ils ont considéré l’espèce comme nouvelle, et l’ont dénommée Dirofilaria pauliani n. sp.

11

CHAPITRE II : SITE D’ETUDE

II.1- Situation géographique

Le travail a été effectué dans la région sud-est de Madagascar, au niveau du Parc

National de Ranomafana et dans la zone périphérique (figure 4, p.12).

Le Parc National de Ranomafana est situé entre 47º18 et 47º37' est, et entre

21º02' et 21º25 sud et de 40613ha de superficie (Nicoll et Langrand, 1989). Sa végétation est du

type forêt tropicale humide. Son altitude est comprise entre 400m et 1400mètres. Le travail a été

réalisé dans le Parc et localisé dans les stations :

•Talatakely: caractérisé par une forêt secondaire, perturbée par les activités humaines.

Son altitude est de 1100m (Grenfell, 1995).

•Valohoaka: situé à 8km au sud de Talatakely, formé par une forêt primaire perturbée

par les activités humaines dont l’altitude varie de 850m à 1020m (Haingotiana, 1999).

Le Parc National de Ranomafana est entouré d’une zone périphérique, qui abrite

25.000 habitants (Grenfell, 1995) et englobe 96 villages, situé à l’intérieur d’une étendue large

de 3km autour du périmètre du Parc.

La zone périphérique concernée est située à l’est de Ranomafana entre les villages

Torotosy, Fohabe et Beremby. C’est une forêt secondaire formée par plusieurs fragments. Cette

étude est effectuée dans les fragments dénommés H13, H10A et H10C dont les altitudes sont les

suivantes :

- H13: 700m à 800m (Lehtonen, comm.pers)

- H10A: 600m à 750m (Lehtonen, comm.pers)

- H10C: 800m à 850m (Lehtonen, comm.pers).

12

Figure 4: Carte du Parc National de Ranomafana

Source: MICET (Madagascar Institut pour la Conservation des Ecosystèmes Tropicaux) 2003.

13

II.2- Le climat

En général, la région de Ranomafana appartient au régime climatique tropical

humide.

0

100

200

300

400

500

600

700

J F M A M J J A S O N D

Mois

Pré

cipi

tatio

n (m

m)

0

100

200

300

400

500

600

700

Tem

péra

ture

(°C

)

P

2T

Figure 5: Diagramme ombrothérmique de Gaussen (1998-2002)

D’après le diagramme ombrothérmique de Gaussen (figure 5) les saisons sèches sont

représentées par la portion où la courbe pluviométrique se trouve en dessous de la courbe

thermique. Les différentes saisons sont:

-saison pluvieuse: Décembre- Août

- saison sèche: Septembre- Novembre.

II.2.1- Température

La température annuelle varie de 14°C à 23°C avec un maximum de 33,8°C,

observé en novembre et un minimum de 7,5°C en septembre. (Tableau 1).

14

II.2.2- Pluviométrie

Le tableau 1 montre les données climatiques de l’année 2001, c’est la période où nous

avons travaillé dans le Parc.

Les précipitations annuelles sont de 2 800,4 mm dont le maximum se situe à 707,8 mm en

janvier. Les mois les plus secs sont : septembre (41,1 mm), octobre (83,8 mm) et novembre (35,4

mm) (Tableau 1) Ranomafana compte parmi les zones fortement pluvieuses de Madagascar.

Tableau 1: Données climatiques de l’année 2001

Mois Pluviosité (mm) T° maximal (°C)

T° moyenne (°C)

T° minimum (°C)

Janvier 707,9 27,00 21,50 16,00 Février 343,8 28,00 20,50 13,00 Mars 278,9 30,00 22,65 15,30 Avril 252,4 25,20 18,70 12,20 Mai 164,6 25,10 18,05 11,00 Juin 197,6 20,22 14,46 8,70 Juillet 128,8 19,30 13,80 8,30 Août 209,00 22,30 15,25 8,20 Septembre 41,1 28,30 17,90 7,50 Octobre 83,8 28,80 19,90 11,00 Novembre 35,4 33,80 23,95 14,10 Décembre 357,1 33,30 22,75 12,20 Source: ANGAP Ranomafana

Remarque:

Grenfell (1995) mentionne que le climat est extrêmement variable d’une année à l’autre

en fonction des dépressions tropicales et des cyclones.

Les données climatologiques de Ranomafana au cours de nos 3 mois d’étude

(avril, mai, juin) sont présentées dans le tableau suivant (Tableau 2, p.15).

Pendant les 3 mois de capture, la température maximale est de 25,20°C (avril) et la minimale est

de 8,7°C (juin). La précipitation en mai et juin est parmi les plus faibles.

15

Tableau 2: Données climatiques de Ranomafana de avril au juin 2001

Mois Précipitation totale (mm)

Température (°C)

Maximum Moyenne Minimum Avril 252,4 25,20 18,70 12,20 Mai 164,6 25,10 18,05 11,00 Juin 197,6 20,22 14,46 8,70

II.3- Flore

Grenfell (1995) a classifié le Parc en 3 types, d’après l’altitude et les troubles

forestières.

• Les forêts indigènes du haut plateau, situées sur la côte ouest du Parc, allant

des forêts ombrophiles de petite stature a une altitude comprise entre 1100 m à 1300 m, aux

forêts denses de plus haute altitude de 1300 m à 1400 m. Ces forêts sont indispensables à la

protection des ressources hydriques.

• Les forêts ombrophiles de la zone intermédiaire, situées entre 600 m à 1100 m

d’altitude sont une mosaïque de:

1-forêts secondaires régénérées après tavy

2- forêts primaires sélectivement abattues

3- forêts primaires

Ces forêts deviennent les plus exposées aux pressions anthropiques et à

l’exploitation commerciale du bois. Elles sont actuellement les zones présentant la plus grande

diversité biologique.

• Les forêts de basses terres, à moins de 600m d’altitude et autrefois situées à

l’est du Parc. Elles ont pratiquement disparu à cause du tavy et du feu de brousse. La majorité

des forêts humides de basses terres ont été remplacées par des herbages improductifs dominés

par Aristida sp et Imperata cylindrica.

16

II.4- Faune

Le Parc abrite 40 espèces de Mammifères, 111 espèces d’Oiseaux, 36 espèces de

Reptiles, 47 espèces d’Amphibiens ainsi que d’autres groupes comme les Poissons et les Insectes

(Grenfell, 1995).

Parmi les Mammifères, Ranomafana possède des Carnivores, des Lémuriens et

des Micromammifères.

En ce qui nous concerne, nous nous sommes intéressés par les Lémuriens.

Par conséquent, les autres groupes des animaux du Parc sont cités dans l’annexe I.

• Les Lémuriens

12 espèces sont recensées dont 7 diurnes et 5 nocturnes

- Les espèces diurnes :

Propithecus diadema edwardsi A. Grandidier, 1871

Eulemur fulvus rufus Audebert, 1799

Eulemur rubriventer I. Geoffroy, 1850

Varecia variegata variegata Kerr, 1792

Hapalemur aureus Meier et al. 1987

Hapalemur griseus griseus Link, 1795

Hapalemur simus Gray, 1870.

- Les espèces nocturnes

Microcebus rufus I.Geoffroy, 1828

Cheirogaleus major Geoffroy, 1812

Avahi laniger laniger Glemin, 1788

Lepilemur microdon Forsyth Major, 1894

Daubentonia madagascariensis Glemin, 1988.

Toutes ces espèces sont plus souvent rencontrées à Talatakely sauf Varecia v. variegata,

Lepilemur microdon et Daubentonia madagascariensis.

II.5- Sols

Les sols dans le Parc National de Ranomafana sont généralement acides et de faible

fertilité naturelle (Grenfell, 1995). On observe surtout des sols humifères noirâtres, assez

profonds, existant dans les zones forestières, et des sols ferralitiques rouge-jaune, parfois bruns,

peu profonds, qui se trouvent dans certaines parties dégradées (Razafimamonjy, 1987).

17

CHAPITRE III : MATERIELS ET METHODES

III.1- Matériel biologique

III.1.1- Lémuriens

Ils sont endémiques à Madagascar, leur répartition dépend de la région et du type

de la forêt. Les Lémuriens sont, parmi les animaux, les plus sensibles aux variations des

écosystèmes et en particulier à la pression humaine venant du "tavy" et de la chasse. En effet,

beaucoup d'espèces disparaissent avec la déforestation et la dégradation du milieu (Goodman et

Razafindratsita, 2001).

Du point de vue systématique, ils appartiennent à l’infra-ordre des

LEMURIFORMES Gregory, 1915, qui comprend 5 principales familles, dont les familles de

LEMURIDAE Gray, 1821, LEPILEMURIDAE Rumpler et Rakotosamimanana, 1972,

INDRIIDAE Burnett, 1828, DAUBENTONIIDAE Gray, 1870, et CHEIROGALEIDAE

Gregory, 1915. Ces familles se répartissent en 36 espèces (Petter et al. 1977) dont 12 d’entre

elles sont rencontrées dans le Parc National de Ranomafana. Nous donnons ci-après les

principaux caractères des espèces étudiées au cours de ce travail.

III.1.1.1- Propithecus diadema edwardsi

Figure 6: Propithecus diadema edwardsi

(Photo Randrianarisata Désiré 2004)

18

Famille : INDRIIDAE

Sous-famille : INDRIINAE Burnett, 1828

Nom vernaculaire : Simpona, Sifaka

Cette espèce (figure 6, p.17) est localisée dans la forêt humide de l'est entre la

rivière Mangoro et Mananara (Tattersal, 1982). Elle vit par groupe de 4 à 8 individus (Wright,

1987), son poids varie de 5000g à 6500g (Nick, 1999). Tous les propithèques sont diurnes, et se

nourrissent de feuilles, fruits, fleurs, bourgeons et écorce de bois mort (Petter et al. 1977).

III.1.1.2- Avahi laniger laniger

Figure 7: Avahi laniger laniger


Famille : INDRIIDAE

Nom vernaculaire : Fotsy fe, Ampongy, Fotsifaka

Cette espèce (figure 7) se rencontre dans la forêt pluviale de l'est entre Andapa et

Taolagnaro (Petter et al. 1977). Ce sont des animaux nocturnes. Son régime alimentaire est le

même que celui des propithèques. Le nombre par groupe est supérieur à 5. Leur poids varie

suivant le sexe; le mâle pèse entre 900 à 1200g et la femelle 1000 à 1300g (Nick, 1999).

19

III.1.1.3- Eulemur fulvus rufus

Figure 8: Eulemur fulvus rufus


Famille : LEMURIDAE

Sous-famille : INDRIINAE Gray, 1821

Nom vernaculaire : Varika, Varikamavo

Sa distribution se situe à l'est près de la rivière Mangoro, au sud jusqu’au Massif

d’Andringitra et à l’ouest entre la rivière Betsiboka jusqu’ à la rivière Fiherena à côté de Tuléar.

Le nombre d'individus par groupe varie suivant la région; à l'est 6 à 18 individus et à l'ouest 4 à

17 individus (Mittermeier et al. 1994).

E. f. rufus (figure 8) présente un dimorphisme sexuel : le mâle est gris, tandis que

la femelle est rousse, il pèse environ 2000g à 2750g.

Son régime alimentaire est varié, il se nourrit de fruits, feuilles, fleurs et gousses,

mais l’Eulemur fulvus rufus de l'est, selon Overdorff (1991) se nourrit de boue, d'insectes et de

fruits principalement. C’est une espèce cathémerale (Grenfell, 1995).

20

III.1.1.4- Eulemur rubriventer

Figure 9: Eulemur rubriventer


Famille : LEMURIDAE

Sous-famille : LEMURINAE

Nom vernaculaire : Barimaso, Soamiera, Tongona

Cette espèce existe dans la forêt primaire et secondaire de la partie orientale de

Madagascar. Les fruits sont son principal aliment mais il mange aussi des fleurs, feuilles et des

Invertébrés en particulier, les Mille pattes (Overdorff, 1991). Il vit par groupe de 2 à 6 individus

(figure 9). Son poids varie de 1600 à 2400g (Nick, 1999).

L'activité de E. rubriventer varie suivant la saison, selon Mittermeier et al.

(1994), il est plus actif la nuit que le jour.

21

III.1.1.5- Hapalemur aureus

Figure 10: Hapalemur aureus


Famille : LEMURIDAE

Sous-famille : HAPALEMURINAE

Nom vernaculaire : Bokombolomena, Varibolomena

Il fut découvert au Parc National de Ranomafana en 1985 (Nick, 1999) et aussi

redécouvert en 1993 au massif d’Andringitra (E. Sterling. Comm. Pers.). C’est un animal

crépusculaire arboricole (figure 10). Il mange des pousses de bambous et vit par groupe de 2 à 4

individus (Norosoarinaivo, 2000). Il pèse entre 1500g à 1650 g.

22

III.1.1.6. Hapalemur griseus griseus

Figure 11: Hapalemur griseus griseus

(Photo Norosoarinaivo 2003)

Famille : LEMURIDAE

Sous-famille : HAPALEMURINAE

Nom vernaculaire : Bokombolo, Kotrika

Elle habite dans la forêt humide de l'est, de Marojejy (nord) jusqu'au Taolagnaro

(sud) et dans la forêt de l'ouest (Soalala, Baie de Baly et Tsiombikimbo près de Mitsinjo). Cette

espèce est diurne, quelque fois crépusculaire, elle se nourrit de bambou et vit par groupe de 3 à 6

animaux (Nick, 1999). Elle pèse entre 700 à 1000g (Mittermeier et al. 1994). Cet animal est

présenté sur la figure 11.

23

III.1.1.7- Varecia variegata variegata

Figure 12: Varecia variegata variegata (Photo Randrianarisata Désiré 2004)

Famille : LEMURIDAE

Sous-famille : LEMURINAE

Nom vernaculaire : Varikandra, Varijatsy, varikandana

Animal à pelage long de couleur noire et blanche. En général, la queue, les mains

et les pieds sont noirs (figure 12). Se rencontre dans la partie est de notre île jusqu'à la

Mananara, rivière au sud de Farafangana. Son activité est diurne, son poids varie de 3500 à 4500

g (Mittermeier et al. 1994). Il se nourrit de fruits et de nectar.

24

III.1.1.8- Lepilemur microdon

Figure 13: Lepilemur microdon

(Photo : LEMURS of Madagascar)

Famille : LEPILEMURIDAE

Nom vernaculaire : Trangalavaka, Kotrika, Fitiliky, Varikosy

Il vit dans la forêt de l’est. C’est un animal à pelage brun foncé, avec une ligne

noire au milieu du dos, plus foncé dans la moitié terminale de la queue (Figure 13). Les côtés du

cou sont jaune claire. Cet animal est nocturne et solitaire. Il mange des feuilles, fruits et fleurs.

Son poids varie de 800 à 1000g (Nick, 1999).

25

III.2- Technique d'étude

III.2.1-Mode de capture des Lémuriens

La capture se fait au fusil ou à la sarbacane avec des fléchettes contenant du

produit anesthésiant qui est la Telazol (Tiletamine Hcl et Zolazepan HCl).

La dose du produit est de 500mg de Telazol pour 5ml d'eau distillée (ou

100mg/ml d'eau distillée) à raison de 0,1ml par kilo de poids de l'animal.

Le tableau ci-dessous montre la quantité à injecter et l'équivalent en Telazol base.

Tableau 3: La quantité à injecter et l'équivalent en Telazol base

Espèces

Quantité de Telazol à injecter (ml)

Equivalent en Telazol base (mg)

Poids (g)

P. d. edwardsi 0,5 à 1,00 50 à 100 5000-6500 E. f. rufus 0,20 à 0,27 20 à 27 2000-2750 V. v. variegata 0,30 à 0,40 30 à 40 3500-4500 Hapalemur 0,15 à 0,20 15 à 20 700-1400 Avahi l. laniger. 0,15 à 0,20 15 à 20 900-1200

E. rubriventer 0,15-24 15-24 1600-2400

Lepilemur 0,1 10 700-1000

Remarque:

La Telazol est en poudre dans un flacon cacheté.

L'utilisation de fusil est uniquement pour les animaux de grande taille. Pour les animaux

de petite taille, la capture doit s’effectuer à la main ou à l'aide de sarbacane.

26

III.2.2- Prélèvement de sang

La prise de sang est réalisée par ponction de la veine fémorale à l'aide des seringues et

des aiguilles stériles. Pour chaque animal, 1 ml de sang a été prélevé en vue de réaliser le frottis

sanguin et surtout pour l’étude phylogénique des plasmodies (par une autre étudiante).

III.2.3- Frottis sanguin

Après la prise de sang, 2 procédés ont été utilisés:

- frottis mince

- goutte épaisse

Chaque Lémurien capturé a fait l’objet de 3 frottis minces et 3 gouttes épaisses.

III.2.3.1- Frottis mince

Une petite goutte de sang obtenue par ponction veineuse est prélevée. La goutte ainsi

obtenue est disposée à 1cm environ du bord d'une lame porte-objet bien propre et dégraissée.

Une deuxième lame est placée en faisant un angle de 45° avant la goutte, suivie d'un glissement

vers la goutte sans modification de son angle d'inclinaison. Dès que le contact est établi entre le

sang et la deuxième lame, le sang fuse par capillarité tout au long de son bord. La lame est

poussée vers l'autre bout opposé du porte-objet pour obtenir une couche mince et homogène où

les éléments sanguins sont uniformément répartis, sans se superposer, ce qui facilite la recherche

des parasites intraglobulaires. Pour éviter une éventuelle rétraction des hématies, la lame est

séchée rapidement par agitation à l'air libre, sans chauffage. (Voir figure 14).

27

Lame porte-objet

Goutte de sang

Une deuxième lame

Sens du mouvement

Frottis mince

Figure 14: Réalisation d'un frottis mince

28

III.2.3.2- Goutte épaisse

Intérêt . Cette méthode est avantageuse quand la parasitémie demeure faible.

Technique:

Le principe consiste à déshémoglobiniser la préparation. Une grosse goutte de

sang est déposée sur une lame porte-objet. Avec le coin d'une autre lame, pour faire disparaître

l'hémoglobine des globules rouges, des mouvements circulaires y sont pratiqués. Le petit caillot

de fibrine ainsi obtenu est enlevé ou isolé à la périphérie. Le séchage dure 24 heures sur un

support plat, à l'abri des insectes et de la poussière.

III.2.4- Fixation du frottis sanguin

- Après séchage à l’aire libre, tous les frottis minces sont fixés à l'alcool

méthylique 70 pendant 30 secondes à une minute. Les lames sont alignées dans des boîtes à

rainures, à l'abri des Insectes et de la poussière.

- La goutte épaisse n'a pas besoin d’être fixée (Courtois, et al. 1983).

Remarque: Les frottis sanguins et la fixation sont effectués sur terrain.

III.2.5- Coloration des lames

Le colorant utilisé est le Giemsa dont le composant est le suivant :

• Giemsa concentré composé de:

Giemsa en poudre: 7,58g

Alcool méthylique: 500ml

Glycérine: 500ml

• Les solutions tampons sont:

KH2PO4: 0,7g /l d’H2O

Na2HPO4 : 1,0g /l d’H2O

La dilution est à 1/5, c'est-à-dire 4ml de solution tampon (Buffer) dans

1 ml de Giemsa concentrée (solution aqueuse de Giemsa diluée).

29

- Technique de coloration

La préparation est à recouvrir d'une solution aqueuse de Giemsa diluée à 1/5. Au

bout de 5 minutes, le colorant est à jeter et le frottis sanguin à laver sous l'eau de robinet. Le

séchage s’effectue encore à l’air libre.

III.2.6- Examen du frottis sanguin

Pour cela, l'examen est réalisé au microscope photonique, au fort grossissement,

sans lamelle et à l'immersion dans une goutte d'huile de cèdre.

Ainsi, les éléments étudiés sont mesurés à l'aide d'un micromètre oculaire

étalonné avec un micromètre objectif. Chaque parasite est mesuré 10 fois pour avoir la longueur

et la largeur moyenne.

III.2.6.1- Calcul de la parasitémie dans le cas de plasmodium (Rabetafika L.

1985)

Nous l'avons effectué sur chaque frottis mince. Les parasites sont recherchés dans

la région II, (figure 15, p.30) du frottis juste avant les franges, car par gradient de densité et de

volume, c'est là que les éléments plus volumineux et plus lourds, tels que : les leucocytes, les

granulocytes et ainsi que les hématies parasitées ont plus de chance d'être observés. Par contre en

I, le frottis est en général trop épais et les hématies se superposent. Tandis qu’en III, les hématies

sont trop dispersées. Donc la lecture s’effectue suivant les flèches indiquées sur la figure n°16

(p.30).

Dans la pratique, dans un champ microscopique, environ 250 hématies existent au

grossissement fort. Pour chaque préparation, il a été isolé et lu 300 champs ce qui correspond à

75.000 hématies. La parasitémie de chaque animal pourrait être évalué à partir de la formule

suivante :

100 x isoléeset lues hématiesd' Nombre

parasitées hématiesd' Nombre P=

P : Parasitémie

30

III II I

Cette méthode est utilisée pour les parasites intracellulaires.

Frange départ

Figure 15: Les différentes régions du frottis

Figure 16: Mode de lecture d’une lame

III.2.6.2- Calcul de la parasitémie dans le cas de la microfilaire

La parasitémie des microfilaires a été estimée de façon semi-quantitative en 4

classes (Raharimanga et al. 2002) réparties comme suit:

- classe 0 pour 0 microfilaires observées sur la totalité du frottis

- classe + pour 1 à 9 microfilaires pour 100 champs microscopiques au

grossissement 100

- classe ++ pour 10 à 24 microfilaires pour 100 champs microscopiques au

grossissement 100

- classe +++ pour ≥ à 25 microfilaires pour 100 champs microscopiques au

grossissement 100.

31

Dernier noyau somatique

Pore anal ou Pore génital

Cellules génitales

Cellules excrétrices

Pore excréteur

Anneau nerveux

III.2.6.3- Calcul du taux de parasitisme (Rabetafika. L. 1985)

Le parasitisme est calculé à partir du nombre d'animaux parasités par rapport au

nombre total des animaux étudiés. De ce fait, le résultat est évalué en pourcentage cela permet

d’obtenir le taux de parasitisme en utilisant la formule ci-après:

100 x étudiés animaux d' totalNombre

parasités animaux d' Nombre P=

p : parasitisme

III.2.7- Mode d’identification des différentes espèces de microfilaires

Comme critère d'identification celui de Newton et Wright (1956) a été pris,en

tenant pour base l'emplacement des cellules, des pores, d’anneau,compte tenu leurs

pourcentages par rapport à la longueur totale du corps de l'animal (figure 17).

0 25 50 75 100%

Figure 17: Diagramme de l’emplacement des cellules et des pores au niveau

de la microfilaire (Journal of Parasitologie V.)

32

III.2.7.1- Critères de détermination morphologique

La distinction des différentes formes est basée sur des critères de détermination

morphologique de la microfilaire. Le tableau 4 (p 34) résume ces critères.

- attitude en goutte épaisse

En effet, lors de la manipulation pour obtenir la goutte épaisse (§III.2.3.2), les

microfilaires subissent obligatoirement des déformations de leur allure.

Cependant, tous les auteurs s’accordent sur un point : la forme ou la courbure

obtenue à la goutte épaisse est assez identique pour les microfilaires appartenant à une même

espèce ou variété. Ainsi, l’attitude en goutte épaisse peut donc servir de critère pour la

détermination morphologique de la microfilaire.

- tête

La description de la tête est en complémentarité avec la présence ou non de la

gaine, l’espace céphalique et la position des premiers noyaux somatiques.

- queue

Comme dans la description de la tête, il faut vérifier l’existence ou non de la

gaine, ensuite la forme de l’extrémité postérieure (effilée, en crosse, présence de renflement….)

et la position des derniers noyaux somatiques (terminaux ou sub-terminaux).

- dimension

D’ailleurs, la taille d’une microfilaire (longueur et largeur) n’est pas un bon

critère d’identification. En effet, quelques fois, rencontrer 2 ou plusieurs espèces différentes qui

ont la même taille est possible.

Exemple : Wuchereria bancrofti, et Loa loa parasite de l’Homme ont une

longueur 300 µm et 8 µm de largeur.

- gaine

Quant à celle-ci, elle peut être présente ou absente chez une microfilaire. Si la

gaine existe, soit elle dépasse largement le corps de la microfilaire au niveau des 2 extrémités

(antérieure et postérieure), soit elle est courte et dépasse à peine le corps du parasite.

33

- noyaux somatiques

La forme (gros, petits, ovoïdes…), la répartition (sépares, chevauchant….) et la

couleur des noyaux somatiques, sont utilisées pour la détermination.

-espace céphalique

La taille de l’espace céphalique est très variée : longue, très longue, courte et très

courte.

-extrémité caudale (postérieure)

La présence ou absence de gaine, la forme (effilée, rectiligne, arrondie…) et la

position des derniers noyaux somatiques sont des éléments essentiels à utiliser dans la

description de l’extrémité caudale.

- corps interne

La forme du corps interne est très variée : en masse, un simple ébauche,

granuleux….Mais signalons que cette forme peut être identique chez différents groupes

d’animaux parasités.

34

GG

G.E : Goutte épaisse

35

CHAPITRE IV: RESULTATS ET INTERPRETATION

IV.1. Inventaire des Lémuriens impaludés

Au cours de ce travail, 84 Lémuriens appartenant à 8 espèces différentes ont été

capturés. Le tableau 2 (Annexe III) nous montre la liste des animaux, le nombre des Lémuriens

de chaque espèce, la date et lieu de capture, ainsi que la date de prélèvement sanguin.

IV.1.1- Parasitémie

La liste des Lémuriens positifs au Plasmodium et la parasitémie de chaque animal

sont présentées dans le tableau 5 (p.35) et aussi sous forme de diagramme (figure 18-p.36). Chez

les 2 espèces, aussi bien pour E. f. rufus que pour E. rubriventer, nous avons observé un taux très

faible de l’ordre de 0,005% à 0,01%. Les mâles et les femelles sont parasités par le plasmodium.

Aucune différence significative n’a été observée entre les sexes des lémuriens (test U de Mann

Whitney, n1= 47, n2= 37, U= 805,50, p= 0,27).

Tableau 5 : Liste des animaux positifs au Plasmodium et la parasitémie de chaque individu

Espèces N° d’ordre Sexe Date et lieu de

capture Parasitémie (%)

E.f rufus 12 M 10/05/01

H10A 0,006

E.f rufus 16 M 15/05/01

Talatakely 0,017

E.rubriventer 23 F 16/05/01

Talatakely 0,006

E.f rufus 24 M 16/05/01

Talatakely 0,013

E.f rufus 26 F 17/05/01

Talatakely 0,005

E.f rufus 28 F 17/05/01

Talatakely 0,009

E.rubriventer 30 M 18/05/01

Talatakely 0,008

E.rubriventer 34 F 20/05/01

Talatakely 0,016

M = mâle F = femelle

36

0,006

0,017

0,006

0,0130,0050,009

0,008

0,016 12

16

23

24

26

28

30

34

Figure 18: Diagramme de la parasitémie chez les 8 Lémuriens positifs

IV.1.2- Taux de parasitisme

Les 2 espèces positives: E. f. rufus et E. rubriventer sont capturées dans le Parc

National de Ranomafana et dans la forêt fragmentée de la zone périphérique.

Pour E. f. rufus, 24 animaux ont été examinés :

- 9 individus ont été capturés dans les fragments et 11% de ces animaux sont

trouvés positifs.

- 15 individus ont été capturés dans le Parc National de Ranomafana dont 20,66%

de ces individus sont porteurs de parasites.

Le taux de parasitisme des 24 E. f. rufus capturés dans les deux sites d’étude est

de 20,83%, taux proche de celui du Parc National de Ranomafana (PNR) : 20,66%.

En ce qui concerne E. rubriventer, 14 ont été capturés dont 4 animaux dans les

fragments et 10 dans le PNR.

- 30% des individus du PNR sont infestés. Par contre, les individus capturés dans

les fragments sont indemnes.

- 21,42% de E. rubriventer dans les deux sites sont porteurs de Plasmodium

Le taux de parasitisme est présenté par le tableau 6 (p.35) et aussi sous forme

d’histogramme (figure 19– p.35).

Numéro d’ordre des lémuriens

37

Tableau 6 : Taux de parasitisme par rapport aux sites d’étude, aux espèces positives et à la

totalité des animaux capturés.

Site d’étude

Animaux H13, H10A, H10C PNR Ensemble de 2 sites

E. rubriventer 0,00% 30,00% 21,42%

E.f. rufus 11,00% 20,66% 20,83%

Totalité des animaux capturés 6,66% 10,11% 9,52%

PNR : Parc National de Ranomafana

Figure 19: Histogramme du taux de parasitisme

IV.1.3- Description morphologique des formes plasmodiales observées

Le colorant Giesma colore le noyau du Plasmodium en rouge, le cytoplasme en

bleu ou en bleu violacé et les grains de pigment, quand ils existent, en brun, noir ou jaune. Les

différents stades rencontrés sur la préparation positive sont :

- des trophozoïtes

- des schizontes

- des gamétocytes

0,00%

5,00%

10,00%

15,00%

20,00%

25,00%

30,00%

H13, H10A, H10C PNR Ensemble de 2 sites

E. rubriventer E.f. rufus Totalité des animaux capturés

Taux de parasitisme

38

IV.1.3.1- Chez Eulemur fulvus rufus

Des trophozoïtes, un schizonte et des gamétocytes ont été observés chez E.f.

rufus.

• Trophozoïtes

Le plus jeune stade observé est en anneau, de petite taille, avec un noyau dense,

arrondi. Son cytoplasme est très fin quelque fois à peine visible, situé en périphérie.

A un stade plus avancé, le parasite est encore plus développé et mesure entre 1,7 à

2,8 µm de diamètre. Il occupe environ le 1/6 à 1/4 de l’hématie hôte ; le noyau est relativement

volumineux, parfois il semble divisé en 2 ou 3 blocs de couleur rouge. La taille de l’hématie hôte

est environ 5,7µm de diamètre (même taille que l’hématie normal de Lémurien). Le cytoplasme

est élargi et bleu violacé. On note la présence d’une vacuole, de même que celle d’un grain de

pigment noir et rond. Ces formes correspondraient à des trophozoïtes âgés de Plasmodium.

(Photo de Trophozoïte, figure 20)

Figure 20: Photo de Trophozoïte (grossissement 1000)

(Photo : SAFIA 2005)

Trophozoïte

Globules rouges

39

• Schizonte mûr

Seul le schizonte mûr à 6 noyaux ou 6 mérozoïtes est observé. Il occupe environ

la moitié de la surface de l’hématie parasitée. Les noyaux sont ronds, grands et bien limités.

Chaque noyau est bien individualisé. Le cytoplasme est très peu abondant. Deux petites masses

de pigment noir et ovalaire sont rassemblées au centre des mérozoïtes. L’hématie hôte garde

toujours sa taille normale, pas de déformation ni de pigmentation. La schizonte rencontré est en

«rosace».

• Gamétocytes

5 gamétocytes ont été observés sur la même lame (lame n°12), c’est l’unique

forme présente. Le caractère le plus frappant est la taille des gamétocytes qui provoquent une

hypertrophie des cellules hôtes. On ne voit pas très bien le contour des hématies hôtes, donc on

ne peut pas être sûr si elles ont éclatés ou sont accolées à l’enveloppe du parasite. Parmi les 5

parasites, 3 d’entre eux sont femelles ou macrogamétocytes et les 2 autres sont mâles ou

microgamétocytes. Nous allons décrire ci-dessous les caractères des deux types de gamétocytes

observés.

- Macrogamétocytes

Ils mesurent respectivement 11,4 x 2,3µm; 11,2 x 3,5µm et 10,3 x 5,8µm. Ils

possèdent un cytoplasme bleu mauve et abondant. Les grains de pigment ont une couleur brune à

reflet jaunâtre, gros, arrondis ou en bâtonnets dispersés dans tout le cytoplasme. Le noyau est

bien limité, rouge clair plus ou mois rose et petit. Dans la partie où les hématies saines sont

accolées avec les parasites, le cytoplasme s’épaissit et est de couleur violet foncé (figure 21-

p.40).

- Microgamétocytes

La taille du parasite est de 10,5 x 2,9µm et 10,8 x 7,6µm. Le cytoplasme est de

couleur bleu mauve, dans lequel s’étale un grand noyau rouge clair qui couvre environ le 10

6 du

parasite. Les grains de pigment ont une couleur brune à reflet jaunâtre, gros, arrondis ou en

bâtonnet et dispersés dans tout le cytoplasme (figure 22 – p.40).

40

Figure 21: Photo de macrogamétocyte (grossissement 1000)


Figure 22: Photo de microgamétocyte ((grossissement 1000)


Macrogamétocyte

Globules rouges

Microgamétocyte

Globules rouges

41

IV.1.3. 2- Chez Eulemur rubriventer

Nous avons rencontré des trophozoïtes et d’un schizonte dans nos préparations

positives.

- Trophozoïtes

Le parasite est intracellulaire, périphérique et atteint une taille de 1/10 de celle de

l’hématie hôte. Le noyau est épais, le cytoplasme est bleu et fin. La forme de trophozoïte est

arrondie et en anneau. Les globules rouges parasités sont de la même taille que les hématies

saines. La vacuole est absente. Ce stade est le trophozoïte jeune.

Le trophozoïte âgé occupe 1/5 à 1/6 d’une hématie parasitée. Le parasite est de

forme arrondie ou en parachute, avec des grains de pigment sombre et rond. Le noyau

volumineux, rouge, possède un grain de chromatine. Le cytoplasme est épais. Certains

trophozoïtes présentent une vacuole incolore. Les hématies hôtes gardent leur taille et leur

couleur normales.

- Schizonte jeune

Une seule forme de schizonte jeune a été rencontrée. Le noyau se présente sous

forme de gros amas (au nombre de 7 environ) nucléaire, de couleur rouge, plus ou moins

individualisé. La taille des éléments nucléaires varie de 0,9 à 1,3 µm de diamètre. Quelques-uns

sont entourés par un cytoplasme bleu clair. Les grains de pigment sont rassemblés sur une petite

zone latérale, de couleur gris claire, et de forme arrondie.

La coloration de la préparation ne nous a pas permis de délimiter exactement le

contour de l’hématie hôte ; il nous est alors impossible d’évaluer sa taille. Le schizonte mesure

6µm de diamètre, taille d’une hématie normale (figure 23 – p.42).

42

Figure 23: Photo de schizonte immature (grossissement 1000)

(Photo :SAFIA 2005)

IV.2- Inventaire des Lémuriens infestés par des microfilaires

Parmi les 84 individus capturés dans le Parc National de Ranomafana et sa zone

périphérique, 4 animaux sont infectés par les microfilaires. Les espèces de Lémuriens porteuses

sont de la famille des LEMURIDAE :

• 2 Eulemur rubriventer de la zone périphérique

• 2 Eulemur fulvus rufus du Parc National de Ranomafana

L’individu Eulemur fulvus rufus capturé du 15-05-01 est parasité à la fois par la

microfilaire et le plasmodium (Tableau 7- p 42).

IV.2.1- La parasitémie

La parasitémie pour chaque animal positif est présentée dans le tableau 7 (p. 41).

Le nombre de microfilaires observées sur chaque animal positif est inférieur à 10. Si l’on se

réfère à la classification semi-quantitative établie par Raharimanga et al. 2002 la parasitémie

trouvée se situe à la classe + (1 à 9 microfilaires). Seuls les mâles ont été trouvés positifs.

Une seule microfilaire a été décelé sur frottis mince, pour les lames nº5, nº16 et

nº68. Par contre, 9 microfilaires sont identifiées sur E. f. rufus nº15. Parmi ces 9 microfilaires, 6

sont rencontrées en frottis mince et 3 sont observées en goutte épaisse.

schizonte

Globules rouges

43

Tableau 7: La parasitémie des microfilaires

Espèces N°

d’ordre Sexe

Date et lieu de

capture

Nombre de

microfilaires

observées

Parasitémie

(classe)

E. rubriventer 5 M

25/04/01

H13 1 +

E. rubriventer 15 M 12/05/01

H10C 9 +

E.f. rufus 16 M 15/05/01

Talatakely 1 +

E.f. rufus 68 M 29/05/03

Talatakely 1 +

M: mâle

IV.2.2- Taux de parasitisme

Le tableau 8 montre le taux de parasitisme des microfilaires et présenté sous

forme d’histogramme (figure 24–p. 44). 50% d’E. rubriventer capturés dans les fragments de

forêt présentent une microfilarémie, aucun animal de cette espèce n’a été observé positif dans le

Parc.

Le taux de parasitisme d’E. f. rufus dans le Parc est faible (13,33%). Alors que

dans les fragments aucun individu de cette espèce n’a été trouvé positif. Pour le cas de E.

rubriventer, 50% des animaux capturés sont porteurs de parasite. Pourtant, aucun individu n’est

trouvé positif dans le Parc.

Le pourcentage des animaux positifs s’élève a 13,33% dans les fragments contre

2,89% de ceux du Parc (tableau 8-p.44).

44

Tableau 8 : Taux de parasitisme

Sites d’études

Animaux (H13, H10A, H10C) PNR Ensemble de 2 sites

E. rubriventer 50,00% 0,00% 14,28%

E. f. rufus 0,00% 13,33% 8,33%

Totalité des animaux capturés 13,33% 2,89% 4,76%

PNR : Parc National de Ranomafana

Figure 24: Histogramme du taux de parasitisme de microfilaire.

IV.2.3. Description morphologique des microfilaires observées

Nous avons essayé de résumer les différentes variations morphologiques

observées (Tableau 9-p.46-47). Mais cette description varie selon que le parasite a été obtenu et

décrit sur frottis mince ou goutte épaisse. Pour faciliter la description des formes rencontrées,

nous avons affecté un code à chaque frottis. Ainsi, par exemple : 5 FM veut dire : le parasite

porte le numéro d’ordre (5), (FM) signifie que le parasite a été étudié sur un frottis mince (figure

25 –p.49) et (GE) sur goutte épaisse (figure 26-p.49). Dans le cas où la même lame porte plus

d’une forme, chaque parasite est affecté d’un code supplémentaire tels que I, II, III ….

Cependant, nous allons prendre les critères de détermination (voir § III.2.7) qui sont basés sur la

morphologie de la microfilaire.

0,00%

5,00%

10,00%

15,00%

20,00%

25,00%

30,00%

35,00%

40,00%

45,00%

50,00%

H13, H10A, H10C PNR Ensemble de 2 sites

E. rubriventer E.f. rufus Totalité des animaux capturés

Taux de parasitisme

45

-5FM

La microfilaire présente les caractères suivants :

.tête: l’extrémité antérieure est arrondie

.queue: l’extrémité postérieure est effilée, avec des noyaux terminaux

.dimension: 150,5µm de long sur 4,4µm de large

.gaine: absente

.noyaux somatiques: nombreux, petits, ovoïdes, séparés, violets

. espace céphalique: court

. corps interne: bien visible, sous forme de 2 masses arrondies interrompant la

colonne nucléaire.

-15GEI

Ses caractères sont les suivantes :

. tête: l’extrémité antérieure est arrondie

. queue : l’extrémité postérieure est effilée, elle ne comporte pas de noyaux. Les derniers

noyaux visibles sont subterminaux

. dimension: 121,1 µm de long sur 3,4µm de large

. gaine: absente

. noyau somatiques : nombreux, petits, allongés et plus ou moins ovoïdes, séparés

et violets. Le premier noyau est près de l’extrémité antérieure

. espace céphalique : très court

. corps interne : bien visible et apparaissant comme une masse sphéroïde et

interrompant complètement la colonne nucléaire.

- 15GEII

Le 15 GEII ont des caractères suivants:

. attitude en goutte épaisse: courbure irrégulière


. queue: l’extrémité postérieure est effilée. Présence des noyaux jusqu'à la limite

du corps de la microfilaire : ils sont dits « terminaux »

. dimension: 115,6µm de long sur 4,2µm de large

. gaine: absente

. noyaux somatiques: nombreux, petits, ovoïdes, séparés et violets


46

Tableau 9 : Tableau récapitulatif des différentes formes décrites et rencontrées

Tableau 9 : Tableau récapitulatif des différentes formes des microfilaires décrites et rencontrées

47

Tableau 9 (suite)

Gaine Pas de gaine Pas de gaine Pas de gaine Pas de gaine Pas de

gaine Pas de gaine Pas de gaine Pas de gaine Pas de gaine

Pas de

gaine Pas de gaine Pas de gaine

Noyaux

somatiques

Petits

ovoïdes

séparés

violets

Petits

Premier noyau

très près de

l’extrémité

antérieure

allongés

plus ou moins

ovoïdes

séparés

violets

Petits

ovoïdes

séparés

violets

Plus ou moins

gros

ovoïdes

séparés

violets. Le

premier est très

près de

l’extrémité

Pas très

gros

ovalaires

plus ou

moins

allongés

séparés

violets

Petits

allongés

plus ou moins

serrés

violets

Non

discernables

Petits

ovoïdes

séparés

violets

Petits

allongés et

ronds

plus ou

moins serrés

violets. 2

premiers

noyaux très

près de

l’extrémité

Plus ou

moins

gros

ovoïdes

séparés

violets.

Plus ou moins

gros

ovoïdes

séparés

violets.2

premiers très

près de

l’extrémité

Petits

ovoïdes

séparés

violets. Premier très

près de l’extrémité

antérieure

Espace

céphalique court Très court Court Très court Court Court Court Très court Court Très court Très court

Extrémité

postérieure

Effilé

Noyaux

terminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux

terminaux

Effilé et

courbe

Noyaux

terminaux

Non

discernables

Effilé

Noyaux

terminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé et

replié

vers la

partie du

corps

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux subterminaux

Corps interne Bien visible

2 masses

roses

Bien visible

1 masse

incolore

Bien visible

2 masses

incolores

Bien visible

2 masses

incolores

Bien visible

1 masse

incolore

Bien visible

2 masses

roses

Non

discernables

Bien visible

2 masses

roses

Bien visible

1 masse rose

claire

Bien

visible

1 masse

incolore

Bien visible

1 masse rouge

violacée

Bien visible

2 masses incolores

FM : Frottis mince

GM : Goutte épaisse

48

. corps interne : bien visible, sous forme de 2 masses arrondies interrompant

la colonne nucléaire.

-15GEIII

. en goutte épaisse : courbure irrégulière


. queue: l’extrémité postérieure est effilée. Les noyaux sont subterminaux


. gaine: absente

. noyaux somatiques : nombreux, plus ou moins gros, ovoïdes, séparés et

violets. Le premier noyau est très près de l’extrémité antérieure

. espace céphalique : très court

. corps interne : bien visible, sous forme de 2 masses incolores et

interrompant la colonne nucléaire.

-15FMI

Les caractéristiques de 15FMI sont :


. queue: l’extrémité caudale est effilée et les derniers noyaux sont

terminaux

. dimension: 132µm de long sur 3,2µm de large

. gaine: absente

. noyaux somatiques: plus ou moins gros, ovoïdes et plus ou moins allongés,

séparés et violets


. corps interne: bien visible, sous forme d’une masse incolore et

interrompant la colonne nucléaire

-15FMII

Ses caractéristiques sont :


. queue: l’extrémité postérieure est effilée et les derniers noyaux sont

terminaux

49

Figure 25: Photo d’une microfilaire en frottis mince (grossissement 1000)


Figure 26: Photo d’une microfilaire en goutte épaisse (grossissement 1000)

(Photo :SAFIA 2005)

Tête

Queue

Queue

Tête

50

. dimension: 135µm de long sur 4,8µm de large

. gaine : absente

. noyaux somatiques : nombreux, petits, ovoïde, plus ou moins allongés,

plus ou moins serrés et violets

. espace céphalique : court

. corps interne : bien visible, apparaissant sous forme de 2 masses arrondies

et interrompant la colonne nucléaire.

-15 FMIII

Les différentes parties anatomiques de la microfilaire 15 FMIII sont non

discernables. On ne voit que le contour de la microfilaire.

-15 FMIV

. tête: l’extrémité céphalique est arrondie

. queue: l’extrémité postérieure est effilée et les noyaux sont terminaux

. dimension : 128,4µm de long sur 5µm de large

. gaine: absente

. noyaux somatiques: nombreux, petits, ovoïdes, séparés et violets.


. corps interne: bien visible, sous forme de 2 masses roses arrondies et

interrompant la colonne nucléaire

-15 FMV

Le 15 FMv présent les caractères suivants:


.queue: l’extrémité postérieure est effilée et les derniers noyaux sont

subterminaux


. gaine: absente

. noyaux somatiques: nombreux, petits, ovoïdes, plus moins allongés, plus

ou moins serrés et violets. Les 2 premiers noyaux sont très près de l’extrémité antérieure.

. espace céphalique: très court

51

. corps interne : bien visible, sous forme par 1 masse rose claire, arrondie et

interrompant la colonne nucléaire.

-15FMVI

Les différents caractères sont :


. queue: la partie postérieure est effilée et repliée vers le corps


. gaine: absente

. noyaux somatiques: nombreux, gros, ovoïdes, séparés et violets


. corps interne: bien visible, formé par 1 masse arrondie et interrompant la

colonne nucléaire

-16FM

. tête: à bout plus ou moins arrondie

. queue: l’extrémité caudale est effilée et les noyaux sont subterminaux


. gaine: absente

. noyaux somatiques: nombreux, gros, ovoïdes, séparés et violets. Les 2

premiers noyaux sont très près de l’extrémité céphalique


. corps interne: bien visible, sous forme d’une masse sphéroïdale rouge

violacée et interrompant la colonne nucléaire.

- 68GE

Les caractéristiques morphologiques sont :

. tête: la partie antérieure est arrondie

. queue: effilée et les derniers noyaux visibles sont subterminaux


. gaine: absente

. noyaux somatiques: nombreux, petits, ovoïdes, séparés et violets. Le

premier noyau est très près de l’extrémité antérieure


52

. corps interne: bien visible, formé par deux masses sphéroïdales incolores

et interrompant la colonne nucléaire

Après comparaison des différentes formes obtenues, nous pensons pouvoir

les classer en 4 groupes :

- Groupe 1: 5 FM, 15 FMII et 15 FMIV

Dans ce groupe, nous avons noté des caractères communs aux 3

microfilaires tels que:

. gaine: absente

. noyaux somatiques: petits, ovoïdes, séparés et violets


. extrémité postérieure: effilée et les noyaux sont terminaux

. corps interne: bien visible, formé par 2 masses roses.

Les dimensions de ces 3 microfilaires sont différentes les unes des autres:

150,5µm de long et 4,4µm de large (5FM) ; 135µm de long et 4,8µm de large (15FMII) et

128,8µm de long et 5µm de large (15FMIV).

Cependant, le parasite de la lame15FMII a des noyaux somatiques plutôt

rapprochés (mais non séparés comme il est le cas observé dans ce groupe I) et nous avons

décidé que cette différence est trop minime pour être significative.

- Groupe 2: 15 GEI, 15 FMV et 16 FM

Les caractères communs entre les microfilaires sont:

. gaine: absente

. noyaux somatiques: petits, ovoïdes, séparés et violets. Les premiers

noyaux sont très près de l’extrémité antérieure

. espace céphalique: très court.

. extrémité postérieure: effilée et les noyaux sont subterminaux

. corps interne : bien visible, formé par 1 masse.

. En goutte épaisse, la microfilaire 15GEI est en courbure irrégulière. La

dimension de chaque microfilaire est: 121,1µm de long et 3,4µm de large (15GEI) ;

137,9µm de long et 4,3µm de large (15FMV) et 141,2µm de long et 4,7µm de large

(16FM).

53

On note que, la couleur de la masse de chaque microfilaire est différente, et

nous avons décidé que cette différence est trop faible pour être significative.

- Groupe 3: 15GEIII et 68GE

Les caractères communs sont:

. en goutte épaisse: courbure irrégulière

. gaine: absente

. noyaux somatiques : plus ou moins gros, ovoïdes, séparés et violets. Les

premiers noyaux sont très près de l’extrémité antérieure


. extrémité postérieure: effilée et les noyaux sont subterminaux

. corps interne: bien visible, formé par 2 masses incolores.

Les dimensions des microfilaires 15GEIII et 68GE sont respectivement de

118,4µm de long et 3,9µm de large et 126,6µm de long et 4,5µm de large.

- Groupe 4: 15 GEII ; 15 FMI et 15 FMVI

Les caractères communs sont:

. gaine: absente

. noyaux somatiques: plus ou moins gros, ovoïdes, séparés et violets


. extrémité postérieure: effilée et les noyaux sont terminaux

. corps interne: bien visible et formé par 1 masse incolore.

La dimension de 15GEII est 115,5µm de long et 4,2µm de large, 15FMI est

132µm de long et 3,2µm de large et 15FMVI mesure 124,7µm de long et 3,5µm de

large. En goutte épaisse, la courbure de 15GEII est irrégulière.

Nous avons mis 15GEII dans le groupe 4, malgré son corps interne qui se

présente sous forme de 2 masses. En effet, les autres caractères de ce parasite sont plutôt

proches de ceux des autres microfilaires appartenant à ce groupe 4.

Les critères de regroupement des microfilaires sont présentés dans le

tableau ci-après (tableau 10-p.54):

54

Tableau 10 : Critères de regroupement morphologique de la microfilaire.

Groupes

Caractères

Groupe 1 Groupe 2 Groupe 3 Groupe 4

Espace céphalique Court Très court Très court Court

Corps interne Deux masses Une masse Deux masses Une masse

Extrémité postérieure Noyau

terminal

Noyau

subterminal

Noyau

subterminal

Noyau

terminal

IV. 2.4 Description anatomique des microfilaires

En ce qui concerne l’anatomie générale des microfilaires observées au cours

de ce travail et en se basant sur le diagramme de Newton et Wright (§ III.2.7-p.31), nous

obtenons les pourcentages suivants : l’anneau nerveux se trouve entre 12% à 23% de

l’extrémité antérieure, le pore excréteur et la cellule excrétrice sont localisées entre 17% à

33% de la partie antérieure. La position du corps interne varie de 41% à 81% et celle des

cellules génitales varie de 36% à 78% (Tableau 11).

Tableau 11: Pourcentages des différents éléments constituants par rapport à la

longueur totale des microfilaires

Numéros des lames

Anneaux nerveux (%)

Pores excréteurs (%)

Cellules excrétrices

(%)

Corps internes (%)

Cellules génitales (%)

Pore anal (%)

5F.M 21,09 27,82 29,30 62,67 65,15-78,45 80,24

15G.E. I 22,04 28,9 - 61,18 64,68-75,93 77,2 II 12,71 17,3 17,3 58,56 48,46-56,24 75,6 III 22,2 29,72 32,26 64,02 67,28-78,05 81,67

15F.M

I 18,9 24,4 25,2 40,53 48,16-68,73 74,85 II 18,66 26,5 29,9 55,55 60,97-73,57 76,29 IV 21,11 27,7 29,4 59,39 46-55,49 62,96 V 22,98 28,13 - 61,20 65,1-80,33 81,51 VI 20,20 30,15 31,75 65,83 49,66-61,03 68,88

16F.M 17,84 26,20 27,05 80,87 36,7-75,2 92,56 68G.E 21,32 27,80 - 75,43 72,91-77,42 79,62

F.M: Frottis mince G.E: Goutte épaisse

55

Après comparaison de ces différents pourcentages obtenus, nous suggérons

de classer les microfilaires en 5 groupes:

- Groupe 1: 5 FM, 15FMII et 15FMIV

L’emplacement du pore excréteur se situe entre 26 à 27% et celui de la

cellule excrétrice est aux alentours de 29%.

- Groupe 2: 15GEI et 15FMV

L’anneau nerveux est localisé à 22% de la longueur totale de l’animal. Le

pore excréteur se trouve à 28% de l’extrémité céphalique. Les premières cellules génitales

se situent à 65% de l’animal.

- Groupe 3:15GEIII et 68GE.

Si on se réfère au pourcentage de l’emplacement de l’anneau nerveux (21%)

et du pore excréteur (27%) normalement la lame 68GE est classée parmi le groupe 1. Mais

à cause de la position du corps interne (75%) et la première cellule génitale (72%), nous

pourrions la classer dans le groupe 3, dont elle est également plus proche de 15 GEIII .

- Groupe 4 :15 GEII ; 15 FMI et 15 FMVI

Le groupement est cette fois basé sur la position de pore excréteur et de la

cellule excrétrice. En effet, les pourcentages respectifs du pore excréteur sont de 17,3% (15

GEII), 24,4% (15FMI) et 30,15 % (15FMVI), il en est de même pour la cellule excrétrice

dont les pourcentages respectifs sont de 17,8 % (15GEII), 25,2 % (15FMI) et 31,75 %

(15FMVI). Ces pourcentages sont très rapprochés.

- Groupe 5:16 FM

Deux principaux caractères différencient ce groupe des autres, ils s’agissent de :

. la première cellule génitale est à 36% de l’extrémité antérieure, elle est

donc proche de la cellule excrétrice

. le pore anal se trouve à 92% de l’extrémité antérieure, il est alors presque

localisé dans la partie caudale de l’animal.

Notons que, les cellules excrétrices de 15GEI, 15FMV et 68GE (Tableau

11-p.54) sont difficiles à voir, c’est pour cette raison que les 3 cases de ce tableau sont

vides.

56

CHAPITRE V : DISCUSSIONS

I- Inventaire des espèces parasitées

Au cours des travaux de Rabetafika L. (1995), 191 Lémuriens ont été

capturés dont 105 sont porteurs de plasmodies. Les Lémuriens positifs appartiennent à 5

espèces : Eulemur rubriventer, Lemur macaco macaco, Lemur macaco flavifrons, Lemur

fulvus fulvus et Lepilemur mustelinus (Tableau 1, Annexe II, p iii). Elles sont de la famille

des LEMURIDAE. Tandis que dans la famille des INDRIIDAE, Uilenberg (1970), a

observé de rares trophozoïtes chez Avahi laniger alors qu’en 1990, Rabetafika L. a

rencontré le plasmodium chez 2 P. v verreauxi, c’est la deuxième espèce trouvée positive

chez les INDRIIDAE. En effet, le plasmodium n’a pas été uniquement rencontré chez les

LEMURIDAE.

D’après ces résultats, parmi les 84 Lémuriens capturés, 8 seulement sont

positifs aux plasmodiums (Tableau 3, annexe IV, viii) et ils appartiennent tous à la famille

des LEMURIDAE (E. rubriventer et E.f. rufus). Quant au taux de parasitisme qui prévaut

dans le Parc National de Ranomafana (PNR), parmi les 7 Lémuriens (3 E. rubriventer et 4

E.f. rufus) étudiés par Rabetafika L. (1988) un seul E. rubriventer est porteur de

Plasmodium. Cependant, les résultats montrent un taux de parasitisme de 9,52% pour

l’ensemble de la population étudiée. Il est à rappel1er que les taux de parasitisme des

Lémuriens dans la zone périphérique (6,66%) et dans le PNR (10,11%) demeurent bas .

La parasitémie reste très faible, elle est de l’ordre de 0,005% à 0,017%.

Selon les travaux de Rabetafika L. (1988) cette parasitémie peut atteindre jusqu’à 0,04%.

Ces animaux positifs sont naturellement infectés, aucune manifestation clinique, ni état

fébrile des animaux n’ont été observés. La faible valeur de la parasitémie amène à penser

que son système immunitaire le protègerait contre l’invasion du parasite (Rabetafika L.,

1988).Sur le plan physiopathologie, les Lémuriens semblent supporter naturellement leurs

plasmodies, quelle qu’en soit l’espèce.

En ce qui concerne les microfilaires des Lémuriens, peu de travaux ont été

effectués. En effet, la majorité des chercheurs antérieurs a identifié les espèces à partir des

filaires adultes. R. Paulian (1958) n’a trouvé qu’un seul exemplaire de filaire adulte

femelle chez P. v. verreauxi capturé à Behara dont l’ovéjecteur est empli de microfilaires.

Ainsi, la description qui en a été établir est basée sur la forme de la tête, la cuticule, la

57

forme de l’œsophage, la pointe caudale, la position de la vulve… et ses microfilaires

mesurent en moyenne 290 µm de long et 4 µm de large. Chabaud et Choquet (1955) ont

également isolé un exemplaire de filaire adulte selon les mêmes critères que ceux utilisée

par R. Paulian.

Dans la présente étude, 04 animaux seulement sont recensés porteurs de

microfilaires (Tableau 3, annexe IV, p.vii). Le taux de parasitisme reste très faible :

13,33% des animaux capturés dans les fragments (H13, H10A et H10C) sont positifs contre

2,89% dans le Parc National de Ranomafana.

Concernant la parasitémie des microfilaires, un taux assez faible a pu être

obtenu. Ceci pourrait s’expliquer par le fait que le prélèvement a été effectué pendant la

journée. En effet, ces microfilaires auraient une périodicité nocturne pareille à celle de

Wuchereria bancrofti, c’est à dire qu’elles seraient plus nombreuses dans le sang

périphérique pendant la nuit que le jour. Pendant la journée où l’animal vit en pleine

activité, les microfilaires se réfugieraient dans le système artériel profond. Il en résulte

qu’elles deviendraient rares et indécelables dans le prélèvement de sang effectué le jour.

II- Espèces plasmodiales

• Statut taxonomique

Pour identifier les différents stades d’une espèce du genre Plasmodium, les

mêmes principes que Landau et al. 1989 sont retenus.

L’évolution des formes asexuées d’une espèce donnée, depuis le trophozoïte

jusqu’au schizonte mûr, est relativement aisée à suivre, de nombreux caractères

morphologiques du parasite et de sa cellule hôte étant spécifiques et présent durant tout le

développement. Il est plus difficile d’identifier les gamétocytes. Les critères utilisés ont été

surtout morphologiques, par exemple, les altérations de la cellule hôte, qui sont

comparables chez les formes asexuées et sexuées, ainsi que la présence ou non d’un

granule chromatinien. Le rattachement des gamétocytes à l’une ou l’autre des espèces

décrites peut devenir, dans certains cas, aléatoire, c’est la raison pour laquelle un schizonte

mûr de chaque espèce est toujours choisi comme matériel-type.

58

• Données taxonomiques

Dans les tableaux (Tableaux 4 et 5, annexe V) les principaux caractères

différentiels des 8 plasmodies de Lémuriens actuellement décrites et reconnues d’après les

travaux antérieurs (Rabetafika, 1988 et Landau et al. 1989) sont regroupés. Il en ressort

deux classes : la classe qui regroupe les espèces ne modifiant pas ou peu le volume de

l’hématie hôte et celle provoquant une hypertrophie du globule rouge.

- Espèce ne modifiant pas la taille du globule rouge

a- Plasmodium girardi

Il se caractérise par:

- la vacuole très nette «paraissant trouer l’hématie» du trophozoïte jeune.

- le schizonte mûr avec 8 à 10 mérozoïtes, et un pigment périphérique.

- hématie hôte non hypertrophiée ni décolorée.

b- Plasmodium coulangesi

Il se différencie de toutes les autres espèces par la petite taille de ses formes

asexuées, le faible nombre (6) de mérozoïtes des schizontes et l’évolution dans un globule

rouge non modifié.

c- Plasmodium percygarnhami

- La vacuole est peu visible (diffère de P. girardi)

- Les schizontes produisent 16 à 20 mérozoïtes

- La cellule hôte présente des importantes déformations caractéristiques en

«feuille de houx» ou en « oursin » et pouvant être décolorée pour les parasites âgés.

d- Plasmodium n.sp

- Le nombre de mérozoïtes est de 16.

- L’hématie hôte garde un contour régulier, parfois piriforme ou semblable

aux hématies parasitées par Plasmodium ovale chez l’Homme

59

- La taille des gamétocytes est de 7 – 8 µm est nettement supérieure à celle

de P. percygarnhami mais se rapprochent de P. girardi.

- Espèces augmentant la taille de hématie hôte

a- Plasmodium foleyi

C’est un parasite très amiboïde, ce qui le différencie de toutes les autres

espèces. Il siège dans un globule rouge encore plus hypertrophié que celui des autres

espèces du groupe. hématie hôte est décolorée et dépourvue de granulation.

b- Plasmodium bucki

Présence de tâches de type Maürer dans le cytoplasme de la cellule hôte Le

globule rouge parasité est de couleur rose.

c- Plasmodium uilenbergi

Se caractérise essentiellement par:

- la présence de grains de Ziemann dans le globule rouge

- la présence d’un granule chromatinien accessoire dans les gamétocytes des

deux sexes.

d- Plasmodium lemuris

Il se caractérise par un schizonte et des gamétocytes de très grande taille et

la présence de grain de chromatine dans le microgamétocyte. Il se distingue par les

déformations particulières (les prolongements lobaires) de hématie hôte Les trophozoïtes

ne sont pas connus.

En ce qui concerne nos propres résultats; en utilisant le même principe que

Landau et al. (1989) pour l’identification de différents stades et en nous basant sur le statut

taxonomique et le tableau des principaux caractères différentiels de 8 plasmodies des

Lémuriens, nous tirons les observations suivantes :

- pour nommer une espèce, il faut que les différents stades soient présents,

du moins le schizonte mûr qui est choisi comme matériel-type. Les 5 lames positives

(numéros 23, 24, 26, 28 et 30) de nos préparations ne présentent que des trophozoïtes. Il

nous est donc impossible de rattacher cette forme a une espèce décrite.

60

- sur la lame nº 16, l’individu hôte est E. f. rufus. Le schizonte est de petite

taille et hématie hôte non hypertrophiée ni décolorée. Nous avons rattaché ce parasite au

genre Plasmodium coulangesi parce que la taille du schizonte mûr est identique à celle

décrite par Lepers et al. (1989). Le nombre des noyaux (6), confirme cette observation.

- nous pourrions appeler Plasmodium girardi Bück et al. (1952), les formes

observées sur la lame nº34, car les trophozoïtes jeunes ont une vacuole très nette, et le

schizonte possède 7 noyaux et des grains de pigment périphérique.

- concernant la lame nº 12, l’hôte naturel est également Eulemur fulvus

rufus. 5 gamétocytes ont été rencontrés. Les caractères les plus impressionnants sont la

grande taille des parasites, l’hypertrophie de hématie hôte, l’absence des autres formes

sanguines et aussi les éléments sanguins tels que les érythrocytes qui sont accolés aux

gamétocytes. Ces formes pourraient appartenir au Plasmodium lemuris décrit par Hüff et

Hoogstraal (1963).

Nos résultats sont résumés dans le tableau 12.

Tableau 12 : Caractères différentiels des plasmodiums de Lémuriens rencontrés au

cours de ce travail.

P.coulangesi (E.f.rufus)

P.girardi (E.rubriventer)

P. lemuris (E.f.rufus)

GLOBULE ROUGE Hypertrophie

Contour Coloration Granulation

-

Régulier Normal

-

-

Régulier Normal

-

+

TROPHOZOITE Vacuole Pigment Forme

Quelque fois absent

Noir et rond Arrondie

Incolore Sombre

Anneau, parachute

-

SCHIZONTE Pigment

Nombre de mérozoïtes

Central

6

Latéral

7

-

GAMETOCYTES Volume du globule rouge occupé

Taille Chromophilie cytoplasmique

-

-

10,3 a 11,4 um

+

61

• Répartition géographique des Lémuriens paludéens à Madagascar

Nous avons présenté dans un tableau (tableau 13–p.62) les espèces

plasmodiales rencontrées. La répartition géographique des espèces plasmodiales parasites a

été établie d’après les régions de provenance des Lémuriens hôtes naturels :

- P.coulangesi a été décrite chez les Lemur macaco macaco, capturé à

Ambanja, Nosy Komba (nord-ouest) et chez les Eulemur fulvus rufus, capturé à

Ranomafana (sud-est).

- P.girardi a été identifié chez Eulemur fulvus rufus, en captivité au Parc

Botanique et Zoologique de Tsimbazaza, ainsi que chez E. rubriventer, capturé à

Ranomafana (sud-est).

- P. percygarnhami a été rencontré chez L.m.macaco capturé à Ambanja,

Nosy Komba (nord-ouest) et chez Lemur fulvus fulvus, après la redescription des lames

déposées au Muséum de Paris.

- P. bucki a été rencontré chez L.m.macaco, capturé à Nosy Komba.

- P. uilenbergi et Plasmodium sp ont été observées chez L. f. fulvus après la

redescription des lames déposées au Muséum de Paris.

- P. lemuris a été identifié chez Lemur fulvus collaris, en captivité au Parc

Botanique et Zoologique de Tsimbazaza et aussi chez E. f. rufus, capturé à Ranomafana

(sud-est).

Selon les travaux des chercheurs antérieurs et ce travail, la distribution

géographique de ces parasites s’étend du nord-ouest et au sud-est.

62

Tableau 13: Répartition des Lémuriens paludéens malagasy

Parasite Espèces hôtes Lieu de capture Distribution

géographique

Auteurs et année de

publication

P.coulangesi L. m. Macao

E. f. Rufus

.Ambanja

.Ranomafana

nord-ouest

sud-est

Lepers et al. 1989

Ce travail

P. girardi E. f. rufus

E. rubriventer

PBZT

Ranomafana

sud-est

Bück et al. 1952

Ce travail

P. percygarnhami L. m. Macaco

L. f. fulvus

Ambanja, Nosy Komba

-

nord-ouest Landau et al. 1989

Plasmodium sp L. f. fulvus - Uilenberg, 1970

P.foleyi L. f. rufus - Bück et al. 1952

P. bucki L. m. macaco Ambanja, Nosy Komba nord-ouest Landau et al. 1989

P.uilenbergi L. f. fulvus

L. m. Macaco

-

Nosy Komba

nord-ouest Landau et al. 1989

P.lemuris L. f. collaris

E. f. rufus

PBZT

Ranomafana

sud-est

Hüff et Hoogstraal,

1952

Ce travail

PBZT: Parc Botanique et Zoologique de Tsimbazaza

III- Microfilaires

• Données taxonomiques

En considérant la littérature, plusieurs espèces et variétés ont été décrites

chez l’Homme et chez divers groupes d’animaux dont les singes, les chiens, les

oiseaux…Mais pour simplifier, il faut comparer les formes relevées en observation avec

celles rencontrées à Madagascar chez l’Homme et les Lémuriens (tableau 14-p 64-65). Il

s’agit de :

63

- Wuchereria bancrofti

C’est une microfilaire typique, parasite de l’Homme. Elle sévit dans la

région du sud-est de notre île et fut décrite par Galliard et al. 1955:

. sa longueur varie de 274 µm à 377µm avec 6 µm de large

. les noyaux somatiques sont nettement séparés les uns des autres

. la colonne nucléaire s’arrête à une distance appréciable de l’extrémité

postérieure

. le pore excréteur et les cellules excrétrices sont petits, proches ou même

contigus

. le pore anal est petit et difficile à discerner

. les cellules génitales sont beaucoup plus petites et la 4ème cellule est

placée quelque fois en arrière du pore anal

. le corps interne est formé par une masse compacte, allongée, parfois

divisée en deux

. en goutte épaisse, la microfilaire présente une courbure régulière et large.

- Wuchereria bancrofti var. vauceli

C’est une microfilaire atypique chez l’Homme, découverte et identifiée par

Galliard et al. 1955 dans la région du sud-est de Madagascar:

. la longueur du corps varie de 180 µm à 250 µm avec 5 µm de large

. les noyaux somatiques sont plus ou moins confondus en une masse

compacte

. la colonne nucléaire s’arrête à une distance appréciable de l’extrémité

postérieure

. le pore anal est volumineux, très visible, interrompant la colonne des

noyaux somatiques

. la cellule excrétrice et le pore excréteur sont proches l’un de l’autre

. le corps interne a un aspect granuleux et poussiéreux

. les 4 cellules génitales sont placées en avant du pore anal

64

Tableau 14 : Caractères différentiels des microfilaires parasite de l’Homme et des Lémuriens

65

Tableau 14 (suite)

Gaine Présence

de gaine

Présence de

gaine

Pas de

gaine Pas de gaine Pas de gaine Pas de gaine

Pas de

gaine

Pas de

gaine Pas de gaine

Pas de

gaine Pas de gaine

Pas de

gaine Pas de gaine Pas de gaine

Noyaux

somatiques

Nettement

séparés

± confondus

en une masse

compacte

Petits

ovoïdes

séparés

violets

Petits

Premier

noyau très

près de

l’extrémité

antérieure

allongés

plus ou

moins

ovoïdes

séparés

violets

Petits

ovoïdes

séparés

violets

Plus ou

moins gros

ovoïdes

séparés

violets. Le

premier est

très près de

l’extrémité

Pas très

gros

ovalaires

plus ou

moins

allongés

séparés

violets

Petits

allongés

plus ou

moins

serrés

violets

Non

discernables

Petits

ovoïdes

séparés

violets

Petits

allongés et

ronds

plus ou moins

serrés

violets. 2

premiers

noyaux très

près de

l’extrémité

Plus ou

moins

gros

ovoïdes

séparés

violets.

Plus ou moins

gros

ovoïdes

séparés

violets.2

premiers très

près de

l’extrémité

Petits

ovoïdes

séparés

violets. Premier très

près de l’extrémité

antérieure

Espace

céphalique Long Court court Très court Court Très court Court Court Court Très court Court Très court Très court

Extrémité

postérieure

Effilée :

noyaux

sub

terminaux

Effilée :

noyaux sub

terminaux

Effilé

Noyaux

terminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux

terminaux

Effilé et

courbe

Noyaux

terminaux

Non

discernables

Effilé

Noyaux

terminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé et

replié

vers la

partie

du

corps

Effilé

Noyaux

subterminaux

Effilé

Noyaux

subterminaux

Corps

interne

Une

masse

compacte

Granuleux,

poussiéreux

Bien

visible

2 masses

roses

Bien visible

1 masse

incolore

Bien visible

2 masses

incolores

Bien visible

2 masses

incolores

Bien

visible

1 masse

incolore

Bien

visible

2 masses

roses

Non

discernables

Bien

visible

2 masses

roses

Bien visible

1 masse rose

claire

Bien

visible

1 masse

incolore

Bien visible

1 masse

rouge

violacée

Bien visible

2 masses incolores

FM : Frottis mince

GM: Goutte épaisse

66

. en goutte épaisse, la microfilaire a un aspect irrégulier, tortillé avec une

courbure principale compliquée d’ondulation secondaire.

- Dipetalonema petteri

C’est une microfilaire parasite de Lémuriens. Elle a été décrite par Chabaud

et Choquet (1955) chez un Lepilemur ruficaudatus mort provenant d’Ankarafantsika dans

le nord-ouest de l’île. Elle fut également découverte par Chabaud et Brygoo (1958) chez un

Eulemur fulvus rufus vivant, provenant de Périnet dans l’est de Madagascar. Selon la

description de ces auteurs :

. les noyaux somatiques sont petits et nombreux, plus ou moins confondus

en une masse compacte

. la colonne nucléaire s’arrête à une distance de l’extrémité postérieure

. le pore excréteur et la cellule excrétrice sont proches l’un de l’autre

. le corps interne est marqué par un espacement des noyaux somatiques et

un amas de granulation rougeâtre qui occupe une zone longue

. les cellules génitales sont généralement nettes et placées avant du pore

anal

. en goutte épaisse, la microfilaire a un aspect irrégulier

. dépourvu de gaine

. la dimension est variée de 240 µm à 285µm de long et 5µm de large

. espace céphalique long, avec un ou deux noyaux isolés.

Après la comparaison de ces caractères anatomiques et morphologiques de

Wuchereria bancrofti var.vauceli et D. petteri ci-dessus, Chabaud et Brygoo ( 1958) ont

émit l’hypothèse d’une identité entre ces deux microfilaires.

Quant à nous, après examen des différentes formes de microfilaires que

nous avons observées, nous nous proposons de les regrouper en une seule et même espèce.

Nous la nommons provisoirement MI. En effet, si l’on se base sur la présence ou l’absence

de la gaine, la taille et la forme des noyaux somatiques, la taille de l’espace céphalique,

l’allure de l’extrémité postérieure et la forme du corps interne, on peut dire que ces formes

diffèrent très peu les unes des autres.

Cependant, parmi ces différentes formes de MI, celle de la lame

16 FM présente des caractères particuliers. En effet, ce parasite est caractérisé par

l’emplacement du corps interne à 80,87% par rapport à celui des autres individus qui est au

67

41% à 65%. En outre, les cellules génitales de cette microfilaire se situent entre 36,7% à

75,2%, tandis que celles des autres formes sont comprises entre 46% à 67% et son pore

anal et presque terminal se trouvant à 92,56% (tableau 12-p.60). Ce qui la différencie

nettement des autres formes.

Du fait de ces observations, nous suggérons que la forme rencontrée en 16

FM appartiendrait à une nouvelle variété de MI.

Si on compare la forme MI avec Wuchereria bancrofti var.vauceli

déterminé par Galliard et al., 1955 et Dipetalonema petteri déterminé par Chabaud et

Choquet (1955), nous pouvons tirer les faits suivants :

- aspect et attitude en goutte épaisse

M I a un aspect irrégulier comme Dipetalonema petteri, mais quelque fois

elle présente un petit nœud (figure 25-p.49). Alors que Wuchereria bancrofti var.vauceli a

un aspect irrégulier, tortillé avec des courbures principales compliquées d’ondulation

secondaire.

- dimension

Comme nous l’avons mentionné plus haut, la mensuration ne nous semble

pas être un bon critère de différenciation.

- noyaux somatiques, espace céphalique, région caudale.

Les noyaux somatiques de MI sont en général ovoïdes et séparés. Tandis

qu’ils sont plus ou moins confondus en une masse chez Wuchereria bancrofti var.vauceli

et Dipetalonema petteri. L’extrémité antérieure de MI est arrondie, avec un espace

céphalique court et quelque fois même très court. Elle est plutôt long chez Wuchereria

bancrofti var.vauceli et D. petteri.

L’extrémité caudale de MI ressemble à celle de Wuchereria bancrofti

var.vauceli et Dipetalonema petteri en ce sens que la colonne nucléaire s’arrête à une

distance appréciable de l’extrémité postérieure, mais dans quelques cas, les noyaux de MI

sont même présents jusqu'à l’extrémité caudale.

68

- pore excréteur et cellule excrétrice

Le pore excréteur est volumineux, très visible, interrompant la colonne des

noyaux somatiques chez les trois espèces : MI, W.b.var.vauceli et D. petteri. Il en est de

même pour la cellule excrétrice de ces mêmes espèces.

Les cellules excrétrices des microfilaires MI dans les lames 15GEI, 15FMV

et 68GE sont difficilement discernables (tableau 12-p.60).

- pore anal

Comme les pores excréteurs ci-dessus, les pores anaux de MI,

W.b.var.vauceli et D. petteri sont de grande taille et interrompant la colonne nucléaire.

- corps interne

Chez W.b. var.vauceli, le corps interne à un aspect à la fois granuleux et

poussiéreux. Tandis que D. petteri a un corps interne formé par un amas rougeâtre et

interrompant les noyaux somatiques.

Pour MI, le corps interne est formé par une ou deux masses arrondies ou

sphéroïdes, coloré en rose ou incolore et interrompant la colonne nucléaire.

Ainsi, d’après d’une part, l’aspect général du pore excréteur, de la cellule

excrétrice et du pore anal qui sont tous d’assez grande taille et interrompent la colonne

nucléaire et d’autre part, les noyaux somatiques qui sont quelques fois subterminaux, nous

concluons que MI, W. b. var. vauceli et D. petteri seraient identiques.

Cependant, les caractères suivants les différencient:

- chez MI, le corps interne est formé par une ou deux masses roses ou incolores

et les noyaux sont présents jusqu’à l’extrémité caudale

- chez W. b. var. vauceli seule ; le corps interne a une structure granuleuse

- chez W. b. var. vauceli et D. petteri les noyaux sont subterminaux.

D’après toutes ces considérations, nous pensons que nous serions dans les

mêmes situations que Chabaud et Brygoo (1958) lorsqu’ils ont décrit sous le nom de

Dipetalonema petteri la forme rencontrée chez Lepilemur ruficaudatus et Eulemur fulvus

rufus et lorsqu’ils ont émit l’hypothèse d’une identité entre W. b. var. vauceli et D. petteri.

69

Ainsi, MI, aurait la même identité que Dipetalonema petteri, et nous estimons que 16 FM

serait une autre forme et nous la classons provisoirement comme étant une variété de D.

petteri.

• Répartition géographique des microfilaires signalées chez les

Lémuriens

Quatre (4) espèces de microfilaire ont été décrites chez les Lémuriens de

Madagascar dont la liste des espèces – hôtes, ainsi que les régions de provenance sont

représentées dans le tableau 15 (p.70). Il s’agit de:

- Dipetalonema petteri a été identifié chez Lepilemur ruficaudatus, Microcebus

murinus, capturés à Ampijoroa (nord-ouest), E. f. rufus provenant de Périnet

(est) et Ranomafana (sud-est), Eulemur rubriventer capturé à Ranomafana (sud-

est).

- Dirofilaria pauliani a été décrit chez Propithecus verreauxi verreauxi, capturé à

Behara (sud).

- Protofilaria furcata a été rencontré chez Varecia variegata rubra, mort au Parc

Zoologique de Calcutta

- Microfilaria sp a été découvert chez Lemur mangoz et Lemur coronatus du

Parc Zoologique de Londres.

L’aire géographique du parasite s’étendrait au nord-ouest, au sud et à l’est.

70

Tableau 15 : Répartition des microfilaires observées chez les Lémuriens

Parasites Espèces- hôtes Lieux de

capture

Distribution

géographique

Auteur et année

de publication

Dipetalonema

petteri

- Lepilemur ruficaudatus

- E. f.rufus

- Microcebus murinus

- E. rubriventer

Ampijoroa

Périnet

Ranomafana

Ampijoroa

Ranomafana

Nord-ouest

Est

Sud-est

Nord-ouest

Sud-est

Chabaud et

Choquet,1955

Chabaud et

Choquet,1955

Ce travail

Chabaud et

Choquet,1955

Ce travail

Dirofilaria pauliani

P. v. verreauxi

Behara

Sud

Chabaud et Petter,

1955

Protofilaria furcata V. v. rubra

Parc

Zoologique de

Calcutta

_

Chandler, 1929

Microfilaria sp Lemur mangoz

Lemur coronatus

Parc

Zoologique de

Londres

_

Plimmer, 1912

71

CONCLUSION

Il faut rappeler que l’un des objectifs principaux est d’identifier tous les

parasites sanguins susceptibles d’être rencontrés chez les différentes espèces de Lémuriens

du Parc National de Ranomafana. En effet, le parc est pratiquement réservé pour des études

étho-écologiques des animaux. Or, il est indispensable de capturer les Lémuriens pour

pouvoir effectuer des prélèvements sanguins, mais cela perturbe beaucoup leurs

comportements. Aussi, le nombre d’individus étudiés au cours de ce travail reste limité. En

outre, la forêt de Ranomafana est une forêt pluviale humide ; quelques lames sont illisibles

à cause d’une forte humidité qui a provoqué l’éclatement des hématies, rendant difficile la

recherche et la détermination des parasites sur les frottis.

Tous ces problèmes expliquent le nombre restreint des animaux étudiés et

des animaux trouvés parasités, soit un faible taux de parasitisme (9,52% pour le

plasmodium et 4,76% pour la microfilaire).

De tous ce qui précède les résultats obtenus jusqu’ici ne semble pas

suffisant pour permettre de tirer des conclusions définitives. Malgré cela, il est déjà à noter

que cette étude menée dans le Parc National de Ranomafana et la zone périphérique a

permis de dépister deux types d’hémoparasites : le genre Plasmodium et une espèce de

microfilaire.

Les espèces plasmodiales rencontrées sont : Plasmodium.girardi Bück et

al., 1952 Plasmodium. coulangesi, Lepers et al.,1989 et Plasmodium lemuris Hüff et

Hoogstraal, 1963.

En ce qui concerne la microfilaire, il faut reconnaître la difficulté de

trancher sur l’appartenance des formes observées à une espèce déjà décrite, étant donné

qu’il n’a pas été possible de rencontrer des formes adultes. Cependant, faute de mieux

l’espèce Dipetalonema petteri Chabaud et Choquet, 1955 dont elle se rapproche du point

de vue anatomique serait à retenir.

Même si la totalité des parasites sanguins n’a pas pu être identifier dans la

présente étude, le principal objectif prévu n’a pas été atteint.

Pour les perspectives d’avenir, il serait souhaitable d’approfondir les points

suivants :

72

- l’importance de poursuivre l’étude du cycle biologique complet de ces parasites

et de déterminer leurs vecteurs naturels chez les lémuriens,

- la région du sud-est étant actuellement considérée comme une zone d’endémie

pour Wuchereria bancrofti parasite de l’Homme; la nécessité de définir la

filiation de cette espèce avec celle des Lémuriens et aussi de déterminer si le

moustique Culex quinquefasciatus espèce vecteur chez l’homme serait la même

que chez les Lémuriens demeure l’actualité,

- pour compléter la distribution géographique des différentes espèces

plasmodiales et celles des microfilaires, il serait nécessaire d’élargir l’inventaire

des Lémuriens parasités dans toutes les régions de Madagascar aussi tôt que

possible.

- la région du sud-est étant actuellement considérée comme une zone d’endémie

pour Wuchereria bancrofti parasite de l’Homme ;la nécessité de définir la

filiation de cette espèce avec celle des Lémuriens et aussi de déterminer si le

moustique Culex quinquefasciatus espèce vecteur chez l’homme serait la même

que chez les Lémuriens demeure l’actualité,

- pour compléter la distribution géographique des différentes espèces

plasmodiales et celles des microfilaires, il serait nécessaire d’élargir l’inventaire

des Lémuriens parasités dans toutes les régions de Madagascar aussi tôt que

possible.

73

BLIBIOGRAPHIE

1- BOULARD, Y., LANDAU, I., RABETAFIKA, L., LEPERS, J.P. et COULANGES, P.

(1991). Observation ultra structurale sur les formes sanguines et la sporogonie de

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2- BÜCK. G., COURDURIER, J. et QUESNEL, J.J. (1952). Sur deux nouveaux

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3- CHABAUD, A.G., ANDERSON, R.C. (1959). Nouvel essai de classification des

Filaires. Annales de Parasitologie Humaine Comparée, 34, pp. 64-87.

4- CHABAUD, A.G., BRYGOO, E.R. (1958). Filaire humaine et Filaire de Lémurien à

Madagascar. CR. Acad. Sci., 246, pp 1470-1472.

5- CHABAUD, A.G., PETTER, A.J. (1958). Les Nématodes parasites de Lémuriens

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9-COURTOIS, D., MARTINE, J., RICOSSE, J.H., ALBERT, J.P., DARRACQ, R.,

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10-GALLIARD, H., BRYGOO, E.R., GOLVAN, Y. (1955). Description de la microfilaire

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11-GARNHAM, P.C.C. and UILENBERG, G. (1975). Malaria parasites of Lemurs.

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12-GRASSE, P.P. (1953) Traité de Zoologie - Anatomie, Systématique, Biologie.

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13-GRENFELL, S. (1995) Management plan. Ranomafana National Parc. Madagascar

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14- GOLVAN, Y.J. (1978). Eléments de Parasitologie médicale. 3ème édition. 615p

15-GOODMAN, S.M., RAZAFINDRATSITA, V.R. (2001). Inventaire biologique du Parc

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Parasitologie Humaine Comparée, 64, pp. 251-256.

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collaris E. Geoffroy. J. inf. Dis., 112, pp. 233-236.

19- JIANG, J.B. (1984). Life cycle of Plasmodium vivax. Sun Luen Printing Press Hong-

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20-LANDAU, I., LEPERS, J.P., RABETAFIKA, L., BACCAM, D., PETERS, W.,

COULANGES, P. (1989). Plasmodies de Lémuriens Malgaches. Annales de

Parasitologie Humaine Comparée, 64, n°3, pp.174-184.

21-LEPERS, J.P., RABETAFIKA, L., LANDAU, I., PETERS, W. (1989). Une nouvelle

espèce plasmodiale chez un Lémurien : Plasmodium coulangesi n.sp. Annales

de Parasitologie Humaine Comparée, 64 ,n°3, pp.163-170.

22- MITTERMEIER, R.A., TATTERSALL, I., WILLIAM, R.K., DAVD, M.M.,

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23-NICK, G. (1999). Mammals of Madagascar. 320p.

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35-RAZAFIMAMONJY, D. (1987). Contribution à l’étude de la dynamique du Savoka

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38- WRIGHT, P. C. (1987). Diet and ranging patterns of Propithecus diadema edwardsi in

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(2) : p 283.

ANNEXE I

Liste des animaux dans le Parc National de Ranomafana (Grenfell, 1995)

Mammifères * indique les espèces rares ou menacées

• Les Carnivores

- Euplores goudoti

- Galidictis fasciata

- Fossa fossana

- Cryptoprocta ferox

- Galidia elegans

- Mungotictus sp

• Les Insectivores

- Tenrec ecaudatus

- Setifer setosus

- Hemicentetes semipinosus

- Microgale dobsoni*

- Microgale talazasi

- Microgale gracilis

- Microgale thomasi

- Microgale cowani

- Microgale taiva

- Microgale drouhardi

- Microgale fotsifotsy

- Microgale principula

- Microgale parvula

- Oryzorictes talpoides

- Limnogale mergulus*

• Les Chéiroptères

-Myzopoda aurita*

- Pteropus rufus

-Myotis goudoti

-Eptesicus capensis

-Miniopterus schereibersi

-Roussetus madagascariensis

-Tadarida leucostigma

-Eidolon heloum dupreanum

• Les Rongeurs

-Rattus rattus

-Mus musculus

-Eliurus minor

-Eliurus webbi

i

-Eliurus tanala

-Nesomys rufus

-Nesomys audeberti

-Brachytarsomys albicauda

-Gymnuromys roberti

-Brachyuromys betsileonsis

Les Oiseaux

111 des 257 espèces d’Oiseaux de Madagascar ont été trouvées dans la région de

Ranomafana dont la majorité sont endémiques

Les Reptiles et les Amphibiens

Environ 117 espèces des Reptiles et d’Amphibiens sont actuellement connues dans

la région de Ranomafana (64 Grenouilles, 23 Serpents, 12 Caméléons et 18 autres types

des Lézards).

Les Invertébrés

Environ 90 espèces des Papillons vivent dans la région de Ranomafana.

ii

ANNEXE II

Tableau nº1 : Liste des Lémuriens impaludés examinés de 1986 à 1990 ( Rabetafika, 1995)

I.P.M. : Institut Pasteur de Madagascar

(**) : Labo. Zool : Laboratoire de Zoologie Université de Madagascar

(Dans ce deux cas, les Lémuriens étaient en captivité et nous ignorons leur origine)

Nº d’ordre

Espèces étudiées Nombre Date/ lieu de capture Lémuriens impaludés

1 L. f. rufus 2 I.P.M. (*) : 11/86 0 2 L. f. collaris 1 I.P.M. (*) : 11/86 0 3 L. f. rufus 4 Ranomafana : 06/87 0 4 L. catta 2 1) I.P.M. (*) : 11/86

2) Labo Zool (**) : 08/86

0

5 Hapalemur griseus 2 I.P.M. (*) : 11/86 0 6 Propithecus verreauxi 6 Ampijoroa : 05/87 0 7 L. rubriventer 3 Ranomafana : 05/87 1 8

L. m. macaco

50 Ampangorina (Nosy Komba) : 05/87

28

40 Antamboro : 05/85 22 3 Ambanja (près d’Ambilobe)

10/86 2

9 Varecia variegata 4 Nosy Mangabe: 06/87 0 10 L. mongoz 2 I.P.M. (*) : 05/87 0 11 L. m. flavifrons 2 Maromandia: 09/88 1 12 L. m. macaco 8

1 10/89 au 11/89

Djangoa Ankaramibe 7 0

13 L. m. flavifrons 9 10 8

10/89 au 11/89 Marovato sud Ambodisatrana

Ambalavy

6 10 7

14 L. f. fulvus

2 2 2

10/89 au 11/89 Ampijoroa

Ambodivoahangy Beraty

1 2 2

15 Avahi l. occidentallis 5 08/90 : Ampijoroa 0 16 Lepilemur mustelinus 4 08/90 : Ampijoroa 2 17 Propithecus v. coquereli 2 08/90 : Ampijoroa 2 18 L. macaco sub sp 4

14 10/90 au 11/90 : Ambodivoahangy Beraty

4 8

iii

ANNEXE III

Tableau 2 : Liste des animaux capturés dans le Parc National de Ranomafana et dans

la zone périphérique

Animaux Nombre Date et lieu de

capture

Date de prélèvement

sanguin

Eulemur fulvus rufus

02 22/04/01

H13 22/04/01

03 08/05/01

H10A 08/05/01

02 09/05/01

H10A 09/05/01

02 10/05/01

H10A

10/05/01

03 15/05/01

Talatakely 15/05/01

02 16/05/01

Talatakely 16/05/01

04 17/05/01

Talatakely 17/05/01

01 20/05/01

Talatakely 20/05/01

05 29/05/01

Talatakely 29/05/01

Eulemur rubriventer

01 24/04/01

H13 24/04/01

02 25/04/01

H13 25/04/01

01 12/05/01

H10C 12/05/01

02 15/05/01

Talatakely 15/05/01

iv

ANNEXE III (suite)


capture


sanguin

Eulemur rubriventer

01 16/05/01

Talatakely 16/05/01

02 18/05/01

Talatakely 18/05/01

03 20/05/01

Talatakely 20/05/01

02 24/05/01

Talatakely 24/05/01

Avahi laniger laniger 02 25/05/01

Talatakely 25/05/01

Lepilemur microdon 01 27/05/01

Talatakely 27/05/01

H. aureus 01 26/05/01

Talatakely 26/05/01

H. griseus griseus

01 16/05/01

Talatakely 16/05/01

01 19/05/01

Talatakely 19/05/01

01 25/05/01

Talatakely 25/05/01

Propithecus diadema

edwardsi

01 27/05/01

Talatakely 27/05/01

01 11/05/01

H10C 11/05/01

01 12/05/01

H10C 12/05/01

03 05/06/01

Talatakely 05/06/01

03 06/06/01

Talatakely 06/06/01

v

ANNEXE III (suite)


capture


sanguin

Propithecus diadema

edwardsi

01 12/06/01

Talatakely 12/06/01

01 13/06/01

Talatakely 13/06/01

01 14/06/01

Talatakely 14/06/01

05 27/05/03

Talatakely 27/05/03

08 28/05/03

Talatakely 28/05/03

03 30/05/03

Valohoaka 30/05/03

03 31/05/03

Valohoaka 31/05/03

03 03/06/03

Talatakely 01/06/03

Varecia variegata

variegata 02

01/06/03

Valohoaka 01/06/03

vi

ANNEXE IV

ANNEXE IV Tableau 3 : Résultat des examens de frottis sanguin.

N° d’ordre

Espèces Sexe Poids Température rectale (°C)

Présence ou absence aux parasites

Plasmodium Microfilaire 1 E. f. r M 2,300 38,22 - - 2 E. f. r M 1,300 38,33 - - 3 E.r M 1,200 38,33 - - 4 E.r F 2,050 38,33 - - 5 E.r M 1,850 38,22 - + 6 E. f. r M 2,000 38,55 - - 7 E. f. r M 2,160 38,44 - - 8 E. f. r M 2,520 38,33 - - 9 E. f. r F 1,900 37,55 - - 10 E. f. r M 1,090 37,22 - - 11 E. f. r F 2,350 37,11 - - 12 E. f. r M 2,150 37,60 + (P = 0.006) - 13 P.d.e M 4,960 38,15 - - 14 P.d.e F 4,600 36,44 - - 15 E.r M 1,950 37,00 - + 16 E. f. r M 2,200 36,44 + (P = 0.017) + 17 E. f. r F 2,100 37,00 - - 18 E.r M 2,025 37,27 - - 19 E.r M 2,000 36,38 - - 20 E. f. r F 2.500 37,66 - - 21 H.g.g M 0,987 32,94 - - 22 E. f. r M 2,100 37,33 - - 23 E.r F 2,250 38,88 + (P = 0.006) - 24 E. f. r M 2,540 38,16 + (P = 0.013) - 25 E. f. r F 1,800 35,50 - - 26 E. f. r F 1,950 37,00 + (P = 0.005) - 27 E. f. r M 2,650 34,10 - - 28 E. f. r F 2,350 37,88 + (P = 0.009) - 29 E. r F 2,200 37,05 - - 30 E. r M 1,900 36,55 + - 31 H.g.g M 1,050 35,61 - - 32 E. r M 2,050 36,50 - - 33 E. r M 1,900 36,77 - - 34 E.r F 1,925 36,50 + (P = 0.016) - 35 E. f. r M 1,850 36,50 - - 36 E.r F 1,720 36,55 - - 37 E.r F 2,070 36,66 - - 38 H.g.g F 0,750 35,72 - - 39 A.la M 1,200 35,72 - - 40 A.la F 1,180 36,50 - - 41 H.a F 1,350 35,77 - - 42 H.g.g F 0,900 36,50 - -

vii

ANNEXE IV (suite)

43 Lep F 1,020 35,38 - - 44 P.d.e F 5,650 36,88 - - 45 P.d.e M 4,800 34,88 - - 46 P.d.e M 5,380 35,50 - - 47 P.d.e M 5,500 36,77 - - 48 P.d.e M 5,125 37,33 - - 49 P.d.e F 2,700 35,66 - - 50 P.d.e F 5,290 35,94 - - 51 P.d.e M 5,450 36,50 - - 52 P.d.e M 6,150 37,50 - - 53 P.d.e M 5,550 37,05 - - 54 P.d.e F 4,750 36,25 - - 55 P.d.e F 5,100 37,80 - - 56 P.d.e M 5,450 37,22 - - 57 P.d.e F 6,450 37,00 - - 58 P.d.e M 3,800 36,55 - - 59 P.d.e M 4,900 38,33 - - 60 P.d.e M 5,300 36,61 - - 61 P.d.e M 5,050 34,72 - - 62 P.d.e F 4,150 35,11 - - 63 P.d.e F 5,200 36,88 - - 64 P.d.e M 4,370 36,33 - - 65 P.d.e F 5,730 37,83 - - 66 E. f.r M 2,125 37,94 - - 67 E. f.r F 1,850 36,77 - - 68 E. f.r M 2,255 36,83 - + 69 E. f.r M 2,417 38,72 - - 70 E. f.r F 2,160 38,11 - - 71 P.d.e M 4,400 35,44 - - 72 P.d.e M 5,600 36,05 - - 73 P.d.e F 5,260 37,05 - - 74 P.d.e M 4,150 37,33 - - 75 P.d.e M 4,900 38,500 - - 76 P.d.e F 5,300 36,66 - - 77 P.d.e F 3,810 36,98 - - 78 P.d.e M 5,000 37,11 - - 79 P.d.e F 4,700 36,33 - - 80 V.v.v M 3,630 35,72 - - 81 V.v.v F 3,850 36,72 - - 82 P.d.e F 5,200 36,11 - - 83 P.d.e F 3,400 37,35 - - 84 P.d.e M 5,025 37,22 - -

ANNEXE IV (suite)

E. f.r : Eulemur fulvus rufus H.g.g : Hapalemur griseus griseus

E. r. : Eulemur rubriventer V.v.v : Varecia variegata variegata

P.d.e : Propithecus diadema edwardsi Lep : Lepilemur microdon

A.la : Avahi laniger laniger M : mâle

H. a : Hapalemur aureus F : femelle

P : parasitémie

ANNEXE V

ANNEXE V

Tableau 4 : Principaux caractères différentiels des 7 plasmodies de Lémuriens d’après Rabetafika, 1988.

P. coulangesi (L.m. macaco)

P. girardi (L.f. rufus)

P. percygarnhami (L.m. macaco

L.f. fulvus)

Plasmodium .sp. (L.f. fulvus)

P. foleyi (L.f. rufus)

P. bucki (L.m. macaco)

P. uilenbergi (L.f. fulvus)

GLOBULE ROUGE Hypertrophie - - - - + + + Contour

Régulier Régulier Feuille de houx, oursin

?

Régulier Lobé Régulier

Chromophilie Normale Normale Décoloration tardive ?

Très décoloré rosé Normale

Granulations - - - ? - Type Maurer Type Ziemann TROPHOZOITE Vacuole Peu visible Paraissant

trouer le GR

Peu visible ? Multiple Petite Peu visible

Pigment Apparemment externe

Tardif Dans la vacuole périphérique

? Amas disséminés Fin Fin

Forme Arrondie Arrondie Arrondie ? Amiboïde Arrondie Arrondie SCHIZONTE Pigment Apparemment

externe Latéral Latéral Central ? Latéral Peu visible

Nombre de mérozoïtes 6 8 à 10 20 12 à 16 ? 32 ? GAMETOCYTES Volume du GR occupé 9/10 10/10 9/10 10/10 9/10 3/4 Taille 6 à 6,5 µm 7 à 8 µm 5 à 6 µm 7µm 10 à 11µm Chromophilie cytop. - + + ++ ++ Grains azurophiles ++ - + + + Granul chromat Microgamétocyte Microgamétocyte Dans les 2 sexes

x

ANNEXE V (Suite)

ANNEXE V (Suite)

Tableau 5 : Les principaux caractères différentiels des 8 plasmodies de Lémuriens d’après Landau et al., 1989

P. coulangesi (L.m. macaco)

P. girardi (L.f. rufus)

P. percygarnhami (L.m. macaco

L.f. fulvus)

Plasmodium .sp. (L.f. fulvus)

P. foleyi (L.f. rufus)

P. bucki (L.m. macaco)

P. uilenbergi (L.f. fulvus)

P.lemuris (L.f. collaris)

GLOBULE ROUGE Hypertrophie - - - - + + + + Contour Régulier Régulier Rond ou comme

P. ovale Rond comme

P. ovale Régulier Lobé Régulier Prolongements

cytoplasmiques Coloration Normale Normale Décoloration

tardive Décoloration

précoce Décoloration importante

GR rosé Normale GR très coloré

Granulations - - - Particulière Type Maurer Type Ziemann TROPHOZOITE Vacuole Peu visible Paraissant

trouer le GR Peu visible A l’emporte pièce Multiple Petite Peu visible ?

Pigment Apparemment externe

Tardif Dans la vacuole périphérique

Périphérique Amas disséminés Fin Fin ?

Forme Arrondie Arrondie Arrondie Arrondie Amiboïde Arrondie Arrondie ? SCHIZONTE Pigment Apparemment

externe Latéral Latéral Périphérique ? Latéral Peu visible Dans la vacuole

Nombre de mérozoïtes 6 8 à 10 20 16 ? 32 ? ? GAMETOCYTES Volume du GR occupé 9/10 10/10 9/10 9/10 ? 9/0 3/4 ½ Taille 6 à 6,5 µm 7 à 8 µm 5 à 6 µm 8µm ? 7µm 10 à 11µm 7 à 11µm Chromophilie cytop. - + + - ? ++ ++ ++ Grains azurophiles ++ 0 + + ? + + + Granul chromat Microgamétocyte 0 Microgamétocyte Microgamétocyte ? Dans les 2

sexes Microgamétocyte

GR : Globule rouge Cytop: Cytoplasmique

xi

Nom et Prénom : SAFIA SALIMO

Titre du mémoire : Contribution a l’étude des parasites sanguins des Lémuriens dans le

Parc National de Ranomafana dans la zone périphérique

Pagination : 77

Tableaux : 15

Graphiques : 26

RESUME

Ce travail a été effectué dans le Parc National de Ranomafana et dans la zone périphérique.

La présente étude a pour but d’étudier la morphologie et la systématique des parasites

sanguins des Lémuriens du sud-est de Madagascar. Chaque Lémurien capturé fait l’objet

d’un prélèvement de sang en vue d’effectuer des frottis sanguins. L’étude des parasites

s’effectue sur le frottis fixé au méthanol et coloré au Giemsa à 5%. Quatre vingt quatre

(84) Lémuriens appartenant à 8 espèces différentes ont été examinés. Douze (12) individus

sont relevés porteurs d’hémoparasites dont : 7 individus appartenant au genre Eulemur

fulvus rufus et Eulemur rubriventer sont porteurs de Plasmodium ; 4 individus appartenant

au genre Eulemur fulvus rufus et Eulemur rubriventer sont infectés par une microfilaire ; 1

Eulemur fulvus rufus est parasité à la fois par le plasmodium et la microfilaire. Les espèces

plasmodiales rencontrées sont : Plasmodium girardi, Plasmodium coulangesi et

Plasmodium lemuris. La parasitémie est faible, de l’ordre de 0,005% à 0,017%. En ce qui

concerne la microfilaire, la position taxonomique reste encore à déterminer. Il se trouve

que les espèces positives étudiées au cours de ce travail appartiennent toute à la famille de

LEMURIDAE. C’est la première fois qu’on a identifié une microfilaire chez Eulemur

rubriventer et nous avons aussi découvert une nouvelle aire géographique qui se trouve

dans le sud-est

Mots clés : Lémuriens, Parasites sanguins, Plasmodium, Microfilaires,

National de Ranomafana, Madagascar

Encadreur : Professeur RABETAFIKA RAVONISOARIMALALA Lydia

contribution a l’etude des parasites sanguins des

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