bases moléculaires de la voie de biosynthèse de la patuline
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N° d’ordre :………………
THESE
présentée
pour obtenir
LE TITRE DE DOCTEUR DE L’INSTITUT NATIONAL POLYTECHNIQUE DE TOULOUSE École doctorale : …SEVAB……………………………………………………..
Spécialité : …Microbiologie et Biocatalyse industrielles……………………
Par M…PUEL Olivier………………………………………………………………
Titre de la thèse …Bases moléculaires de la voie de biosynthèse de la patuline, mycotoxine produite par Byssochlamys nivea et Penicillium
griseofulvum… ………………………………………………………………………….
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Soutenue le …9 Janvier 2007 devant le jury composé de :
M. Le Professeur. Jean Paul Roustan Président
M. Le Professeur Ahmed Lebrihi. Directeur de thèse
M. Le Professeur Patrick Boiron Rapporteur
M ; Dr Christian Barreau Rapporteur
M. Dr Marcel Delaforge Membre
M Dr Pierre Galtier Membre
TITRE : Bases moléculaires de la voie de biosynthèse de la patuline, mycotoxine produite par Byssochlamys nivea et Penicillium griseofulvum RESUME : La patuline constitue un contaminant chimique toxique fréquemment rencontré dans les produits issus de la transformation des fruits, notamment des pommes. Cette toxine essentiellement produite par Penicillium expansum et Byssochlamys nivea fait l’objet d’une réglementation européenne récente (N°1425/2003). Contrairement à certaines mycotoxines règlementées telles que les aflatoxines, les trichothécènes ou les fumonisines, la génétique de la voie de biosynthèse de la patuline est fort mal connue, bien que cette voie ait été relativement bien caractérisée du point de vue chimique. Deux espèces toxinogènes, Byssochlamys nivea et Penicillium griseofulvum ont été étudiées en tant qu’espèces modèles. Trois gènes impliqués dans la synthèse de la patuline ont été isolés de B. nivea, et entièrement séquencés lors de ce travail. Le premier gène 6msas isolé code pour une polycétide synthase, l’acide 6-methylsalicylique synthase, intervenant au début de la cascade enzymatique conduisant à la synthèse de la patuline. Le deuxième gène idh coderait pour une alcool déshydrogénase impliquée dans la transformation de l’isoépoxydon en phyllostine, deux autres précurseurs de la patuline. En amont de ce dernier gène, sur le brin complémentaire, un gène abc codant pour un transporteur actif de la famille des ABC transporteurs a été localisé, isolé et entièrement séquencé chez Penicillium griseofulvum, puis chez B. nivea et P. expansum. La présence d’un tel gène ne semble pas aberrante puisqu’il a été montré que certains transporteurs actifs faisaient partie de l’arsenal de résistance développé par les champignons pour ne pas subir les effets délétères des toxines qu’ils synthétisent. D’après les données brutes du séquençage du génome d’Aspergillus clavatus, autre espèce de patuline, le complexe génique abc/idh serait distant de 10 kb du gène 6msas. L’analyse de la région avoisinant ces gènes dévoile l’existence chez A. clavatus d’un cluster de gènes constitué d’au moins 12 gènes en comptant les trois gènes préalablement identifiés, potentiellement impliqués dans la synthèse de la mycotoxine. Parmi ces gènes, plusieurs codent pour des enzymes dont l’implication semble évidente au regard des données actuellement disponibles sur la caractérisation chimique de la voie de biosynthèse de la patuline. Du point de vue application, ces travaux ont d’ores et déjà apportés des réponses concrètes à des problèmes industriels. Une étude réalisée sur un panel relativement divers de souches d’origine géographique différente de Byssochlamys nivea et Byssochlamys fulva, conclut à la non-production de patuline par B. fulva sur des bases analytiques et génétiques. Cette absence de production est due à l’absence d’au moins deux gènes, 6msas et idh. B fulva fréquemment isolé des fruits ne représente donc pas une source de contamination des pommes par la patuline dans les filières de transformation. Penicillium expansum et Byssochlamys nivea sont donc considérés comme les principales sources de contamination des pommes par la patuline. MOTS CLES : Mycotoxines, patuline, acide mycophenolique, Byssochlamys nivea, Byssochlamys fulva, Penicillium griseofulvum, Penicillium expansum, Acide 6-methylsalicylique synthase, isoépoxydon déshydrogénase, ABC transporteur
Molecular bases of patulin biosynthesis pathways in Byssochlamys nivea and Penicillium griseofulvum. Summary Patulin is toxic chemical contaminant produced by several species of mould (Penicillium griseofulvum, P.expansum, Byssochlamys nivea, Aspergillus clavatus…). Exposure to this mycotoxin is associated with immunological, neurological and gastrointestinal outcomes. Assessment of the health risks due to patulin consumption by humans lead many countries to regulate its amounts in food. In Europe, a maximum level has been established of 50 µg per kg for apple juice, cider and a maximum level of 10 µg/kg for all dietary products intended for infants and young children. Unlike other regulated mycotoxins (aflatoxins, trichothecens and fumonisines), the knowledge regarding the patulin biosynthesis is so far limited to the chemical characterization of patulin precursors and to the identification of two relevant genes from Penicillium griseofulvum (6-methylsalicylic acid synthase (6msas) and isoepoxydon dehydrogenase (idh). Two toxinogenic species Byssochlamys nivea and Penicillium griseofulvum have been studied in this work. Three genes (6msas, idh and abc) that belong to the patulin biosynthetic pathway were isolated, and wholly sequenced in B. nivea. These genes are coding respectively for 6-methylsalicylic acid synthase, the first enzyme involved in patulin biosynthesis, isoepoxydon dehydrogenase which allowed the isoepoxydon transformation in phyllostin and an ABC (ATP Binding Cassette) transporter. This latest gene is located on the anti-sense strand, upstream of the idh gene, and it has been isolated also from Penicillium griseofulvum and Penicillium expansum. This transporter could be responsible for the active efflux of endogenously produced patulin and contribute to self protection against patulin in producing fungi. After comparison with data from the Aspergillus clavatus genome sequencing program performed by TIGR (The Institute for Genomic Research), we noticed that the abc/idh genes complex and 6msas gene are 10 kb away from each other. We performed a bioinformatic analysis of the regions located upstream and downstream of this 10 kb size fragment, and established the presence of 9 additional genes. Their potential involvement in the synthesis of the toxin has been discussed. Finally, this fundamental work could answer to industrial problems. A study performed on 19 different strains of B. nivea and B. fulva showed that Byssochlamys fulva don’t produce patulin and that its inability to do so could be explained by the lack of both 6msas and idh genes. In conclusion, B. fulva clearly lacks several biochemical potencies to be responsible for the occurrence of patulin in fruits. Keywords: Mycotoxins, patulin, mycophenolic acid, Byssochlamys nivea, Byssochlamys fulva, Penicillium griseofulvum, Penicillium expansum,6-methylsalicylic acid synthase, isoepoxydon dehydrogenase, ABC transporter
A Sylvie Guillaume Antoine… … mieux vaut tard que jamais
Remerciements Le travail présenté dans cette thèse de doctorat a été effectué au sein du laboratoire de pharmacologie-toxicologie de l’INRA de Toulouse. Ce mémoire n’aurait pu voir le jour sans la participation laborieuse, le soutien, la bienveillance ou tout simplement la présence de nombreuses personnes. Je vais donc m’essayer à trouver les mots justes pour exprimer spécifiquement ma reconnaissance à tous ceux qui ont contribué de près ou de loin à ce travail. Je tiens avant tout à exprimer ma sincère gratitude à Madame Souria Tadrist, ma fidèle Souria qui, pendant quatre années, m’a épaulé quotidiennement, endurant parfois mon humeur difficilement supportable. Un grand merci pour ta gentillesse, pour ton soutien chaleureux et tes encouragements dans les moments de doutes. J’espère que ce document symbolisera au mieux le niveau d’engagement dont tu as fait preuve durant ces longues années. Que toutes les personnes qui ont acceptés de faire partie de mon jury reçoivent ici mes remerciements les plus sincères et ma sympathie. Je remercie Mr le Professeur Jean Paul Roustan pour avoir accepté de présider le Jury. Je remercie vivement Mr Christian Barreau et Mr Patrick Boiron d’avoir si gentiment accepté la lourde tache d’examiner ce travail et d’en être les rapporteurs. J’exprime toute ma reconnaissance à Pierre Galtier, pour m’avoir accueilli dans son laboratoire, il y a de nombreuses années. Je suis extrêmement sensible à la confiance constate que vous avez témoigné à mon égard depuis le premier jour. Ma sincère reconnaissance s’adresse à Ahmed Lebrihi qui a bien voulu me faire l’honneur de diriger ma thèse. Toujours enthousiaste dès lors qu’est évoqué le métabolisme secondaire quelque soit le microorganisme considéré. Je tiens à porter une mention particulière à Marcel Delaforge qui spontanément m’a proposé comme entrée en matière de réaliser les analyses de spectrométrie de masse, point de départ d’une série de collaborations qui je l’espère dureront jusqu’à sa retraite. Merci Marcel, tu m’as beaucoup appris, j’espère avoir retenu quelque chose à ton contact. Je ne saurais oublier tous ceux qui m’ont apporté leurs savoirs faire, leurs aides techniques, leurs expérience, nécessaires pour la réalisation et le développement de ce travail. Qu’Isabelle Oswald trouve ici l’expression de ma reconnaissance pour tous ses conseils lors de la rédaction des articles. Merci pour ta disponibilité. Merci Nicolas (Loiseau) d’avoir accompagné mes premiers pas en spectrométrie de masse, de répondre toujours présent dès que j’ai un problème en chimie. Trouve l’expression de ma reconnaissance pour toutes ces discussions scientifiques que j’ai eue avec toi. Que soit également remercié Pascal Martin pour m’avoir fait bénéficier de ses compétences en statistique.
Une pensée particulière pour Neil qui a toujours corrigé mon anglais sans me culpabiliser quant à sa qualité. Je remercie également les stagiaires (Florent, Rachida, Myriam, Virginie, Eric, Adam, Elsa, Christelle et Clément) qui sont passés par le labo et qui m’ont apporté une aide précieuse tout le long de la thèse. Ma reconnaissance va également à tous mes collègues du labo qui par leur bonne humeur m’ont aidé à mener à bien ce travail. Je ne remercierais jamais assez Thierry Pineau pour son amitié et la confiance qu’il m’a toujours témoigné depuis ce jour du mois de mars 1988 où nos chemins se sont croisés.
Sommaire
TABLE DES MATIERES
____________________________________________________________ INTRODUCTION GENERALE : 2 ____________________________________________________________ DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES :
1. INTRODUCTION AUX MYCOTOXINES 5 2. LES POLYCETOACIDES ET POLYCETOACIDES SYNTHASES 9 2.1 Les polycétides (Polyketide) 9 2.2 Les Polycétides synthases 12 3. ORGANISATION DES GENES DES VOIES DE BIOSYNTHESE DE
METABOLITES SECONDAIRES 17 4. LA PATULINE 19
4.1 Espèces fongiques productrices de patuline 19 4.2 Biosynthèse de la patuline 24 4.2.1 Elucidation chimique et enzymatique de la voie de biosynthèse de la patuline 24 4.2.2 Premières étapes (Acetate → Gentisaldehyde) 25 4.2.3 Dernières étapes (Isopoxydon → Patuline) 29 4.2.4 Bases moléculaires de la voie de biosynthèse de la patuline 32 4.3 Paramètres influant sur la synthèse de la patuline 33 4.4 Occurrence de la patuline dans les aliments 35 4.5 Propriétés toxicologiques 40
4.5.1 Toxicocinétique 40 4.5.1.1 Devenir biologique de la patuline 40 4.5.1.2 Absorption et distribution 40 4.5.1.3 Liaison de la patuline aux protéines 41 4.5.1.4 Interaction avec les protéines de biotransformation 41
4.5.2 Toxicologie générale 42 4.5.2.1 Toxicité aigue 42 4.5.2.2 Toxicité chronique 43 4.5.3 Données relatives à la génotoxicité 44
4.5.3.1 Etudes in vivo 44 4.5.3.2 Etudes in vitro 44 4.5.4 Autres effets 45 4.5.4.1 Cytotoxicité 45 4.5.4.2 Embryotoxicité et tératogénèse 46 4.5.4.3 Immunotoxicité 47 4.5.5 Valeurs toxicologiques de référence 49 4.5.6 Valeurs toxicologiques d’aliments pour bétail contaminés 49
4.6 Etat de la contamination naturelle des denrées alimentaires par la patuline en Europe 50 4.7 Evaluation de l’exposition humaine à la patuline 52 4.8 Réglementation 55
________________________________________________________________________________ MATERIELS ET METHODES : 1. SOUCHES ET MILIEUX 57 1.1 Souches utilisées 57 1.2 Milieux de cultures 57 2. PRODUITS CHIMIQUES ET STANDARDS ANALYTIQUES 57
3. EXTRACTION DES METABOLITES SECONDAIRES PRESENTS DANS LES
SURNAGEANTS DE CULTURE 58
4. DETECTION CHROMATOGRAPHIQUE 59 5. ISOLEMENT DES GENES IMPLIQUES DANS LA VOIE DE BIOSYNTHESE
DE LA PATULINE 60 5.1 Préparation de l’ADN complémentaire (ADNc) 60 5.1.1 Extraction des ARNs totaux 60 5.1.2 Transcription inverse (la reverse transcription : RT) 61 5.2 Extraction des ADN Génomiques 62 5.3 Amplification de l’ADN : polymerase chain reaction (PCR) 63 5.4 Obtention des extrémités par Race-PCR 64 5.5 Purification et clonage des fragments d’intérêt 65 5.6 Séquençage des produits PCR 67 5.7 Contrôle de l‘identité des souches 68 5.8 Traitement des séquences nucléiques et protéiques 69
______________________________________________________________________ Partie I : PUBLICATION : Byssochlamys nivea as a source of mycophenolic acid (Applied and Environmental Microbiology, (2005) 71, p. 550-553) 1. INTRODUCTION 71 2. ARTICLE 72 ____________________________________________________________ Partie II : PUBLICATION : The inability of Byssochlamys fluva to produce patulin is related to absence of 6-methylsalicylique acid synthase and isopoxydon dehydrogenase genes ( International Journal of Food Microbiology, (2007), 115, p. 131-139) 1. INTRODUCTION 87 2. ARTICLE 89
________________________________________________________________________________ Partie III : Absence d’implication de l’acide 6-methylsalicylique synthase dans la synthèse de l’acide mycophénolique 1. SOUCHE UTILISEE ET CONDITIONS DE CULTURE 127 2. DETERMINATION DES POIDS SECS 128 3. EXTRACTION DES ACIDES NUCLEIQUES 128 4. ANALYSE DES METABOLITES SECONDAIRES ET DOSAGES DE L'ACIDE MYCOPHENOLIQUE 128 5. RESULTATS ET DISCUSSION 128 5.1 Isolement d’un fragment de gene homologue de Bnpks de Byssochlamys nivea chez penicillium brevicompactum 132 5.2 Absence d’implication du gène Pp.pks durant la production d’acide mycophenolique 137 ________________________________________________________________________________ Partie IV : Isolement de trois gènes orthologues codants pour un ABC transporteur chez Byssochlamys nivea, Penicillium expansum et Penicillium griseofulvum 1. STRATEGIE D'AMPLIFICATION DU GENE abc CHEZ Penicillium griseofulvum, P.expansum ET Byssochlamys nivea 144 2. RESULTATS 151 3. DISCUSSION 156 _______________________________________________________________________________ DISCUSSION: Confrontation des séquences obtenues chez Byssochlamys nivea avec la base de données du génome d'Aspergillus clavatus 1. CARACTERISATION DU CLUSTER 162 2. HISTOIRE DU CLUSTER 167 3. PERSPECTIVE D’UN DEVELOPPEMENT DE KIT DE DETECTION 173 ________________________________________________________________________________ CONCLUSION GENERALE 175 ________________________________________________________________________________ REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 180 ANNEXES 200
Table des Illustrations
Figures Introduction Figure 1 : Origines métaboliques des toxines d'Aspergilus fumigatus 8 Figure 2 : Schéma hypothétique du fonctionnement de l'acide 6-méthylsalicylique synthase 14 Figure 3 : A Carte du groupe de gènes (cluster) impliqués dans la biosynthèse des aflatoxines chez A.flavus et A.parasiticus B Carte du groupe de gènes impliqués dans la biosynthèse des trichothécènes chez F. sporotrichoïdes 18 Figure 4 : Structure de la patuline 19 Figure 5 : Voie de biosynthèse de la patuline et des composés apparentés 26 Figure 6 : Pomme contaminée par Penicillium expansum 36 Matériels et méthodes Figure 7 : Stratégie générale employée afin d'isoler, cloner et séquencer les gènes d'intérêt 61 Figure 8 : Préparation des ADN complémentaires en vue des clonages des extrémités 5' et 3' 66 Partie I Figure 9 : (fig1 publication I) HPLC traces of CHCl3 extracts of B. nivea culture filtrate (5th days) and UV spectra of metabolites detected in these cultures 84 Figure 10 : (fig2 publication I) Amount of mycophenolic and growth of B. nivea on Czapek- dextrose broth, during production kinetics 85 Partie II Figure 11 : (fig1 publication II) Strategy for B.nivea amplifications 119 Figure 12 : (fig2 publication II) Amount of patuline at mg/100ml of culture medium 120 Figure 13 : (fig3 publication II) Detection of Bnpks (6msas) and idh gene in B.nivea and B.fluva genomes 121 Figure 14 : (fig4 publication II) Amino acid alignment of β-ketoacyl synthase (KS), acyl transferase (AT) and acyl carrier proteïn (ACP) domains from the B.nivea PKS gene with type 1 PKS genes 122 Partie III Figure 15 : Voies de biosynthèse de l'acide mycophénolique 126 Figure 16 : Chromatogramme d'un extrait chloroformique d'un surnageant de culture de Penicillium brevicompactum lors du 4ème jour de la cinétique de production 130 Figure 17 : LC-MS d'un extrait d'un surnageant de culture de Penicillium brevicompactum NCPT 10, 2 jours à 25°C sans agitation 131 Figure 18 : Cinétique de production d'acide mycophénolique par Penicillium brevicompactum 132 Figure 19 : A Arbre construit par la méthode UPGMA à partir des séquences du domaine de la ketosynthase B Arbre construit par la méthode UPGMA à partir des séquences du site de l'acyl carrier 135
Figure 20 : Résultats de la PCR avec les amorces Pat1/Pat6 sur l'ADNc de Penicillium 138 brevicompactum Partie IV Figure 21 : Extrait de la séquence soumise à GenBank par l'équipe de M.Gaucher 144 Figure 22 : Alignement des séquences protéiques de différents ABC transporteurs présentant une forte homologie avec le début de l'ABC transporteur de Penicillium brevicompactum 146/147 Figure 23 : A Stratégie d'isolement du gène abc chez Penicillium griseofulvum B Stratégie d'isolement du gène abc chez Byssochlamys nivea C Stratégie d'isolement du gène abc chez Penicillium expansum 149 Figure 24 : A Chromatogramme d'un extrait chloroformique d'un surnageant de culture de Penicillium urticae B Etude de l'expression du gene abc de Penicillium griseofulvum par RT-PCR 152 Figure 25 : Profil d'hydrophobicité de la protéine de Penicillium griseofulvum 153 Figure 26 : A Alignement des séquences protéiques des ABC transporteurs isolés B Représentation tridimentionnelle de l'ABC transporteur dans la membrane plasmique 157 Discussion Figure 27 : Cyclisation du versiconal hémiacétal en versicolorine B 165 Figure 28 : Localisation des gènes isolés dans le cluster de la patuline, localisation des « phrases ouvertes de lecture » potentielles dans le genome d'A. clavatus. Implication éventuelle des protéines codées par ces gènes, dans la voir de biosynthèse de la patuline 166 Figure 29 : Voie de biosynthèse de l'acide térréique proposée par Read et al. 168 Figure 30 : Voie de biosynthèse de l'acide térréique réactualisée d'après les données du cluster. Localisation des « phrases ouvertes de lecture » potentielles dans le génome d'A.terreus. Implication éventuelle des protéines codées par ces gèbes, dans la voie de biosynthèse de l'acide térréique 169
Tableaux
Introduction Tableau 1 : Principales mycotoxicoses liées à la consommation d'aliments contaminés par des moisissures 7 Tableau 2 : Espèces de la famille des Trichocomaceae rapportées productrices de patuline 21 Tableau 3 : Estimation de l'exposition à la patuline de la population française à partir d'aliments « prêts à être consommés » 53 Partie II Tableau 4 : (tableau 1 publication II) Fungal strains used in this study 114-116 Partie IV Tableau 5 : Tableau des Amorces 150 Discussion Tableau 6 : Liste des « phases ouvertes de lecture » identifiées dans le fragment de 70kb contenant les gènes orthologues de 6msas, abc et idh 164
Nomenclature et Abréviations
ABC : Transporteur : ATP Biding Cassette Transporteur ACP : Acyl Carrier Protéine ADN : Acide Désoxyribonucléique (DNA en anglais) ARN : Acide Ribonucléique (RNA en anglais) AT : Acetyl Transférase CHS : Chalcone Synthase CYA : Czapek Yeast extract Agar DH : Déshydratase DMSO : Diméthyl Sulfoyl Oxyde EDTA : Acide Ethylène Diamine Tétraacétique ER : Enoyl Réductase ESI : Electro Spray Ionisation HPLC : Chromatographie Liquide à Haute Pression IDH : Isoepoxydon Dehydrogénase ITS : Inter Transcribed Spacer KR : β-Ketoacyl réductase
KS : β- Ketoacyl Synthase LC : Chromatographie Liquide LC MS/MS : Chromatographie Liquide couplée à la Spectrométrie de Masse MDR : Multi drug Resistance MEA : Malt Extract Agar MFS : Major Facilitator Superfamily MPA : Mycophenolic Acid 6MSA : Acide 6 Methylsalicylique 6MSAS : Acide 6 Methylsalicylique Synthase NADPH : Nicotinamide Adénine Dinucléotide Phosphate ORF : Open Reading Frame ( phase ouverte de lecture) PCR : Polymerase Chain Reaction PDA : Potatoes Dextrose Agar PDR : Pleitropoic Drug Resistance PKS : Polyketide Synthase RI : Retention Indice RPM : revolution per Minute RT : Reverse Transcription RT-PCR : Reverse Transcription Polymerase Chain Reaction SSH-PCR : Suppression Substractive Hybridization Polymerase Chain Reaction TBE : Tris Borate EDTA UV : Ultra Violet
1
Introduction
2
De tout temps, les aliments ont fait l’objet d’une législation et ont été souvent soumis à des
inspections car les hommes ont toujours estimé qu’il fallait contrôler la qualité afin de
protéger la santé des consommateurs et empêcher la fraude commerciale. Divers vestiges
archéologiques ainsi que des textes antiques témoignent du souci qu’avaient les peuples des
différentes civilisations de l’Antiquité à s’assurer l’accès à des aliments sains. Ces outils de
contrôle n’ont pas cessé de s’améliorer durant l’histoire afin de répondre au mieux aux
changements sociétaux à travers le monde. Cette évolution, comme celle de la société en
général, a tendance à s’accélérer depuis le 19ieme siècle, en intégrant au plus vite les nouveaux
risques dès qu’ils sont identifiés. C’est le cas des mycotoxines produites par certaines
moisissures, qui font l’objet de diverses réglementations spécifiques après la découverte dans
les années 1960, des aflatoxines.
Les moisissures sont largement utilisées en industrie agroalimentaire où elles participent, sous
conditions maîtrisées, dans la transformation des matières premières alimentaires en produits
de hautes valeurs ajoutées (fromagerie, …). Cependant en marge de cet aspect bénéfique,
certaines moisissures peuvent devenir nuisibles en altérant non seulement les qualités
organoleptiques et nutritionnelles des denrées alimentaires mais aussi leurs qualités sanitaires
en synthétisant des métabolites secondaires (mycotoxines) provoquant des effets délétères
chez les organismes qui les ingèrent. Selon l’Organisation des Nations Unies pour
l’Alimentation et l’Agriculture environ 25 % des denrées alimentaires sont contaminées par
les mycotoxines. Ce « fléau » touche les denrées à tous les stades de la chaîne alimentaire,
entraînant des préjudices économiques considérables pour les différents acteurs des filières
concernées. Les conséquences sanitaires sont multiples: baisse des rendements et de la qualité
des grains, baisse du poids des volailles et du bétail, sensibilité accrue aux infections due à
l’affaiblissement des défenses immunitaires, mortalité accrue des animaux de rentes, induisant
des pertes économiques considérables.
3
Compte tenu de l’extrême stabilité des mycotoxines aux différents traitements disponibles
(thermique, chimique, …), les coûts de détoxification de produits contaminés par les
mycotoxines sont souvent onéreux et limités aux denrées destinées à la consommation
animale. Ces procédés ne peuvent donc pas se substituer aux bonnes pratiques agricoles et
d’élevage. Les mesures préventives font figures de derniers remparts contre d’éventuelle
colonisation d’un produit par une moisissure toxinogène et par sa contamination potentielle
par une mycotoxine. Afin d’établir les mesures appropriées, un considérable travail
fondamental doit être préalablement réalisé pour chaque toxine problématique. La production
des mycotoxines par les champignons étant la conséquence combinée de la composante
génétique de la souche étudiée et de son environnement, celui-ci consiste à identifier et
répertorier les espèces fongiques productrices, à identifier les gènes responsables de la
synthèse de la toxine indésirable, à comprendre la réactivité de ces gènes vis avis des
différents facteurs environnementaux auquel est confronté le champignon producteur tels que
la température, la teneur en eau, l’acidité, les éléments nutritifs présents …). Dès 5 grandes
familles de mycotoxines réglementées par l’Union Européenne (Aflatoxines, ochratoxines,
patuline, trichothécenes, fumonisines) la patuline reste avec l’ochratoxine A, la seule toxine
dont la voie de biosynthèses n’a pas été entièrement élucidée, tant sur le plan chimique que
sur le plan génétique. Le présent travail s’inscrit dans cette logique puisque seront
successivement décrits, la caractérisation des espèces Byssochlamys nivea et Byssochlamys
fulva, tant en terme moléculaire qu’en terme de métabolites secondaires produits, l’isolement
et le clonage de plusieurs gènes codant pour des enzymes intervenant dans la synthèse de la
patuline chez plusieurs espèces, Byssochlamys nivea, Penicillium griseofulvum, Penicillium
expansum, puis enfin, se basant les résultats acquis précédemment la description du groupe
de gènes ou cluster intervenant dans la voie de biosynthèse de la patuline chez A. clavatus.
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Données bibliographiques
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1. INTRODUCTION AUX MYCOTOXINES
Plus de deux mille métabolites secondaires d’origine fongique ont été identifiés après
production dans des conditions de laboratoire. Bien que déjà important et sans cesse croissant
le nombre de ces derniers est largement sous-estimé puisque les études ont porté sur un très
faible nombre d’espèces fongiques en regard du nombre incroyable d’espèces de
champignons existant sur le globe. D’après des extrapolations, il y aurait entre 1 et 1,5
millions d’espèces fongiques sur terre, dont 70 000 ont été, à ce jour, décrites (Hawksworth,
1991). Parmi ces 70 000, seulement 5% des espèces ont été étudiées pour quelques caractères
particuliers. Certaines espèces fongiques, notamment celles des genres Aspergillus,
Penicillium, Fusarium se révèlent de véritables usines métaboliques responsables de la
synthèse de pléthore de composés chimiques. Ces métabolites sont qualifiés de secondaires
pour deux raisons. Ils sont généralement produits par le champignon après sa phase de
croissance et ils ne jouent aucun rôle physiologique apparent. Rares sont les cas où une
fonction a pu être mise en évidence. A titre d’exemple, certains métabolites secondaires tels
que la mélanine ont été identifiés comme des pigments des spores, protégeant celles-ci contre
les irradiations U.V., des températures extrêmes et la lyse enzymatique (Butler et Day, 1998).
Outre ces propriétés, la mélanine se comporte aussi comme un facteur d’agréssivité. Produite
par Colletotrichum lagenarium et par Aspergillus fumigatus, elle va favoriser respectivement
l’infection des plantes par la première espèce (Takano et al, 1997) et la colonisation de l’autre
dans les poumons de souris (Langfelder et al, 1998)
Parmi le grand nombre de métabolites identifiés, certains possèdent des activités biologiques
voire cytotoxiques et provoquent des effets délétères chez les organismes qui les ingèrent.
Sans être exhaustif, les mycotoxines peuvent induire une toxicité au niveau de nombreux
organes, comme l’appareil reproducteur, le foie, la peau, les reins, le sang, le système gastro-
intestinal, le système immunitaire. Le tableau 1 présente les principales mycotoxicoses liés à
6
la consommation d’aliments contaminés par certains genres de moisissures. Historiquement,
les premières mycotoxicoses formellement reconnues sont les grandes crises d’ergotismes qui
sont survenues au Moyen Age en Europe et qui sont dues à l’ingestion d’alcaloïdes de l’ergot
du seigle. Le premier accident mycotoxicologique de la période moderne fut l’hécatombe de
plusieurs élevages de dindes début des années 60 provoquée par la consommation de
tourteaux d’arachides fortement contaminés par les aflatoxines. Cet évènement déclencha plus
de quatre décennies d’études sur les mycotoxines. Les dangers liés à l’ingestion de certaines
mycotoxines ont été suffisamment bien appréhendés pour inciter les pouvoirs publics et
notamment la Commission Européenne à édicter des textes réglementant la présence et la
concentration de certaines molécules dans les aliments à risques. Ces textes ne concernent
qu’un nombre très limité de molécules puisque sur les deux mille composés d’origine
fongique identifiés et la trentaine de composés dont la toxicité a été prouvée, seules les
aflatoxines, l’ochratoxine et la patuline faisaient l’objet d’une réglementation européenne
avant la mise en place récente de règlementations concernant les trichothécènes et la
fumonisine (Recommandation Europenne N°856/2005 du 6 Juin 2005).
Contrairement aux toxines bactériennes généralement de nature protéique, les mycotoxines
sont des produits terminaux de séries de réactions enzymatiques successives. Les voies de
biosynthèses sont longues et complexes et les réactions sont catalysées par des enzymes de
spécificité différente de celles du métabolisme primaire. Ces métabolites secondaires peuvent
être classés en plusieurs catégories biosynthétiques sur la base de la nature du premier
précurseur et de la première enzyme intervenant dans sa synthèse. Comme l’illustre la figure 1
pour les toxines d’Aspergillus fumigatus, ces composés dérivent de manière générale de
précurseurs issus du métabolisme primaire tels que l’acetyl-CoA, les acides aminés, les
terpènes, voire dans quelques rares cas d’intermédiaires du cycle des acides tricarboxyliques.
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Toxines Champignons toxinogènes
Denrées dans lesquelles se trouvent les toxines Symptômes
Patuline
Aspergillus clavatus
Penicillium expansum Byssochlamys nivea
Pommes, poires, cerises, bananes, pêches, abricots, raisins, céréales, ensilages
• Hémorragies pulmonaires
• Dégénérescence des neurones du cortex cérébral
Aflatoxines Aspergillus flavus Aspergillus parasiticus
Soja, sorgho, noix, amandes, cacahuètes,
fruits secs, maïs
• Hépatites • Hépatone
Mycotoxines à effets
trémorgéniques
(pénitrèmes, verruculogènes, fumitrémorgine, territrème, etc.)
Aspergillus fumigatus Aspergillus terreus Penicillium crustosum Penicillium verruculosum
Fourrages • Tremblements nerveux • Paralysies
Ochratoxines
Aspergillus ochraceus Aspergillus carbonariusPenicillium verrucosum Penicilloium nordicum
Maïs, orge, blé, avoine, noix, vins • Lésions rénales
Fumonisines Fusarium verticillioides Fusarium proliferatum Maïs
• Nécrose des hémisphères cérébraux
• Troubles de la locomotion
Zéaralènone Fusarium graminearumet autres Fusarium
Blé, orge, maïs (bière, porridge), sorgho • Action œstrogène
Trichothécènes
Fusarium divers Stachybotrys atra Myrothecium roridum
Trichoderma
Maïs, orge, mélange alimentaire pour animaux
• Leucopénie • inflammation du
tractus digestif • Vomissements • Immunosuppresseur
Citrinine
Penicillium citrinum
Penicillium verrucosum
Penicillium expansum
Arachides, riz, grains, maïs, orge, blé • Lésions rénales
Sporidesmine Pithomyces chartarum Pâtures (herbes) • Oedème cutané
Tableau 1: Principales mycotoxicoses liées à la consommation d’aliments contaminés par des moisissures
8
Figure 1 : Origines métaboliques des toxines d’Aspergillus fumigatus
Acétate Mevalonate TerpenesPolycétoacides
OO
O
OOO
OCH3
CH3
CH3
CH3
Fumagillines
OCH3
O
OMeOC
COOH
O
CH3
CH3
Trypacidine
Pyruvate
glucose
Triol
Pentose
Shikimate
Acides amines aromatiquesTryptophane Phenylalanine
NO
O
S SN
CH3CH2OH
H
OHH
Gliotoxine
N
N
N
O
CH3O H HO
OHOH
O
H
OCH3
CH3
CH3
CH3
Verruculogene
N
NH
H HCH3CH3COO
CH3
Fumigaclavines
Sphingofungines
PKS
Peptide synthétase
Tryptoquivalines
OH OH
OH OHOH
O
N
N
NH
Acide Helvolique
O
CH3 CH3
CH3
CH3CH3
O
COOH
COOH
COOH
Acétate Mevalonate TerpenesPolycétoacides
OO
O
OOO
OCH3
CH3
CH3
CH3
OO
O
OOO
OCH3
CH3
CH3
CH3
Fumagillines
OCH3
O
OMeOC
COOH
O
CH3
CH3
Fumagillines
OCH3
O
OMeOC
COOH
O
CH3
CH3
Trypacidine
Pyruvate
glucose
Triol
Pentose
Shikimate
Acides amines aromatiquesTryptophane Phenylalanine
NO
O
S SN
CH3CH2OH
H
OHH
Gliotoxine
N
N
N
O
CH3O H HO
OHOH
O
H
OCH3
CH3
CH3
CH3
Verruculogene
N
NH
H HCH3CH3COO
CH3
Fumigaclavines
Sphingofungines
PKS
Peptide synthétase
Tryptoquivalines
OH OH
OH OHOH
O
N
N
NH
Acide Helvolique
O
CH3 CH3
CH3
CH3CH3
O
COOH
COOH
COOH
9
2. LES POLYCETOACIDES ET LES POLYCETOACIDES SYNTHASES
2.1 Les Polycétides (Polykétides)
De par le nombre de composés synthétisés, la voie métabolique des polycétides, issue du
métabolisme de l’acétate semble la principale chez les champignons. En effet il est intéressant
de souligner que sur les 5 familles de mycotoxines soumises à réglementation, seuls les
trichothécènes ne sont pas de nature polycétide. Si on observe attentivement les structures de
ces seuls composés, on est frappé par leur extraordinaire diversité, diversité d’autant plus
surprenante que l’unité de base, l’acétate est somme toute, structuralement très simple. Une
multitude d’activités biologiques découlera de cette variabilité structurale, expliquant le
tropisme et les effets différents de chaque toxine sur les organismes qui les ingèrent. Un
polycétide considéré pourra se comporter comme un antimicrobien, un antifongique, un
antiparasitaire, un antitumoral, un cytotoxique ou un immunodépresseur. Ce large spectre
d’activité est responsable de l’engouement de l’industrie pharmaceutique à leurs égards. La
vente combinée de plus de 40 médicaments de nature polycétide génère plus de 15 milliards
d’euros par an. Qu’ils soient d’origine fongique ou bactérienne, de nombreux polycétides
découverts par le passé connaissent une exploitation commerciale. A titre d’exemple, nous
pouvons citer l’erythromycine A, antibiotique antibactérien à large spectre, les avermectines,
antiparasitaires qui agissent à la fois sur les endo et ectoparasites, la lovastatine (Mevacor®)
utilisée afin d’abaisser les taux élevés de cholestérol total chez les patients atteints
d’hypercholestérolémie, la monensine A, anticoccidien employé en production laitière dans la
prévention de la coccidiose, l’acide mycophénolique (mycophenolate mofetil),
immunosuppresseur principalement employé afin de prémunir le rejet du greffon lors de
greffe de rein. Considéré pendant plusieurs décennies comme une mycotoxine, ce dernier
exemple illustre à merveille la définition du poison énoncée il y a plus de quatre siècle par
10
Paracelse dans son traité Von der Besucht « Toute substance est un poison, il n’y en a aucune
qui n’est pas un poison, seule la dose différentie un poison d’un remède » La patuline, autre
polycetoacide qui fait l’objet du présent travail n’échappe pas à cette définition puisque cette
mycotoxine a fait figure d’antibiotique potentiel, des essais cliniques ayant même été réalisés,
avant qu’elle n’acquiert son statut de mycotoxine.
Le terme polycétide désigne les composés naturels contenant des groupes cétone et/ou
hydroxy, séparés par un atome de carbone. Le processus de leurs synthèses ressemble à celui
des acides gras. Les deux classes de composés dérivent de la condensation d’acides
carboxyliques sous forme d’acétyl-coenzyme A (acétylCoA) et d’acyl-coenzymes A.
(AcylCoAs). L’acétylCoA sera l’unité de départ (Starter Unit) tandis que les acyl-coenzymes
A, généralement le malonyl-CoA, feront figure d’unité d’élongation. Deux différences
fondamentales existent entre les processus de synthèse de ces deux classes de composés. La
première réside dans le fait que certaines polycétides synthases requièrent un autre acide
carboxylique que la acétylCoA comme unité de départ, contrairement aux acides gras
synthases qui utilisent exclusivement de l’acétylcoA. La seconde réside dans le
fonctionnement même de ces enzymes. Si pour un acide gras, la réduction des groupements β-
cétones est systématiquement complète par un cycle bien défini de réactions (kétoréduction,
déshydratation, et enoylréduction) avant la prochaine condensation, un polycétide lui a un
niveau de réduction très variable due à la perte partielle ou totale de ces réductions. Lors de la
kétoréduction qui survient après une nouvelle condensation, le groupe β-cétone peut être
réduit par un site catalytique NADPH dépendant ou kétoréductase (KR). Le groupement
hydroxyl obtenu peut par la suite être déshydraté par une déshydratase (DH) pour générer un
groupement enoyl (-CH=CH-) Enfin un dernier site catalytique NADPH dépendant viendra
hydrogéner le groupement enoyl pour saturer totalement le groupement β-cétone de l’unité
d’élongation nouvellement incorporée. Le fonctionnement successif de ces sites catalytiques
11
implique que les activités DH et ER ne seront fonctionnelles que si l’activité kétoréductase est
effective. Pour les acides gras synthases, les cycles successifs de condensation et réductions
conduiront systématiquement à la synthèse de chaînes aliphatiques saturées. Par contre, pour
les polycétides synthases, le niveau de complexité du fonctionnement d’une polycétides
synthase considérée s’accroît d’autant plus que l’étape de réduction ne suit pas
nécessairement le même schéma après chaque condensation. De même, certaines polyketides
synthases peuvent intégrer d’autres sites catalytiques « facultatifs » tels que des méthyl
transférases qui permettent la fixation d’un groupement méthyle sur un atome de carbone. La
combinaison de ces deux phénomènes aboutit à la synthèse d’une incroyable diversité de
molécules.
Prenant en compte le niveau de réduction, Nicholson a introduit en 2001 une nouvelle façon
de classer les composés polycétides en instaurant trois catégories, les polycétides non réduits,
les polycétides moyennement réduits et les polycétides fortement réduits. Avant ce jour les
différents manuels traitant des métabolites secondaires avaient coutume de classer les
différents polycétides selon le nombre d’unités acétates qui les composent en tri, téta, penta,
hexa, …kétides.
Aucune étape de réduction ne survient au cours de la synthèse des polycétides non réduits.
L’exemple certainement le plus connu dans le monde des mycotoxines est l’acide
norsolorinique, premier précurseur des aflatoxines et de la sterigmatocystine. Parmi les autres
composés d’origine fongique, nous pouvons citer le 1, 3, 6, 8, tetrahydroxy naphtalène
(THN), précurseur de la melanine chez C. lagenarium, la citrinine chez Monascus ruber, la
bikaverine chez Gibberella fujikuroi.
Le seul exemple de polycétide partiellement réduit est l’acide 6 methylsalicylique, précurseur
de la patuline, qui nécessite pour sa synthèse d’un seul cycle de réduction aboutissant à la
formation d’un hydroxy.
12
Les exemples de polycétones hautement réduits sont beaucoup plus nombreux chez les
ascomycetes.
Il est important de signaler que certaines structures nécessitent l’action de plusieurs polycétide
synthases. C’est le cas de la lovastatine chez Aspergillus terreus composée de deux
polycétides, une nonakétide et une dikétide très fortement réduites (Hendrickson et al, 1999)
ainsi que de la zéaralénone produite par Gibberela zeae qui fait appel pour sa synthèse à deux
polycétide synthases. Bien que les deux polycétides ne soient pas caractérisés, l’analyse des
séquences proteiques des deux PKS présage qu’une des deux est fortement réduite tandis que
l’autre est non réduite (Kim et al, 2005, Gafford et Trail, 2006).
2.2 Les Polycétides synthases
L’enzyme requise pour la condensation des dérivés de Coenzymes A (CoA) acétylés pour
former un polycétide est appelé polycétide synthase (PKS). Jusqu’à récemment ces PKS
n’étaient recensées que chez les procaryotes et les champignons filamenteux. Il existe 3 types
de polycétides synthases. Vraisemblablement, les PKS ont évolués à partir des acides gras
synthases. Elles ont donc été classées très tôt selon leur similarité envers les deux types
d’acide gras synthases. La PKS type I présente une ressemblance prononcée avec les acide
gras synthases de Type I de vertébrés. Type II, si la similarité est plus forte envers les acide
gras synthases de type II des bactéries et des plantes. Les polycétide synthases du premier
type sont principalement rencontrées chez les champignons filamenteux et chez les bactéries,
et plus particulièrement chez les actinomycetes. Les PKS de type I d’origine bactérienne sont
de grosses protéines multifonctionnelles hétéromériques, qualifiées de modulaires. Les
enzymes bactériennes de ce type comporte des sites catalytiques actifs différents pour chaque
étape enzymatique. Il y aura autant de sites actifs sur l’ensemble des sous unités qu’il faut
d’étapes enzymatiques pour synthétiser le produit de l’enzyme. Les sites actifs sont
13
rassemblés en modules formés d’au moins trois domaines indispensables pour une
condensation, le domaine kétosynthase responsable de la réaction de condensation en tant que
telle, l’acyl carrier protéine (ACP), sorte de bras flexible qui maintient les intermédiaires
biosynthétisés jusqu’à la dernière étape réactionnelle. Et enfin le domaine acétyl transférase
(AT) qui apporte les unités d’élongation. A ceux-ci s’ajouter les sites optionnels participant
aux étapes de réductions, kétoréductase (KR), déshydratase (DH), l’énoyl réductase (ER). Ces
modules sont associés sur un même polypeptide et sont utilisés une seule fois durant
l’assemblage du polycétone. C’est ainsi que l’ordre successif des modules, leur nombre ainsi
que leur contenu (domaines fondamentaux et optionnels) conditionnent la structure finale du
polycétone par le choix des unités de structure, la longueur de la chaîne de carbones et le
nombre de cycles de réaction (Liou et Khosla, 2003).
La grande différence entre la PKS de type I bactérienne et fongique réside dans l’utilisation
itérative généralement partielle chez le champignon des différents domaines présent sur le
polypeptide. La combinaison d’activités réitérées et non réitérées suggère que les enzymes
fongiques de type I peuvent reconnaître la structure des intermédiaires et peuvent par
conséquent déterminer le moment où les réactions de réductions et déshydratations seront
effectives.
L’exemple le plus étudié de PKS fongique de type I est celui de l’acide 6-methylsalicylique
synthase (Figure 2). La 6-MSAS est une PKS qui contient les sites catalytiques suivants KS,
AT, DH, KR et ACP de l’extrémité N-terminale à l’extrémité C-terminale (Beck et al, 1990).
La première PKS fongique a été purifiée au début d’année 1970 (Dimroth et al, 1970). La
protéine active est un tétramère constitué de 4 unités identiques de 190 kDa.
La réaction débute par une première condensation qui n’est pas suivie par une réaction de
réduction/ déshydratation. Une deuxième étape de condensation s’ensuit. Les activités
kétoréductase (KR) et déshydratase (DH) ne sont requises qu’une seule fois au cours de la
14
Figure 2 : Schéma hypothétique du fonctionnement de l’acide 6-méthylsalicylique synthase
Schéma en accord avec Dimroth et al, 1970
S-CO-CH3
S-CO-CH2-COOH E
E
ES-CO-CH2-CO-CH3
SH
malonyl-CoA
acetyl-CoA
ES-CO-CH2-CO-CH3
S-CO-CH2 -COOH
ES-H
S-CO- CH2 -CO - CH2 -CO-CH3
TRANSFERT DE L’ACETYL
CONDENSATION CO2
CO2
malonyl-CoA
TRANSFERT DU MALONYL
H2O
NADPH
REDUCTION
OH
COOH
CH3
CO
CH2
CH2
H
OHCH3
O
SH
S-E
E
H2O
DESHYDRATATION
S
S-H E
C O C H 2
C HC HC H 3
O
SH
S-
C O O C H 3
malonyl-CoA S-CO-CH2-COOH
S
TRANSFERT DU MALONYL
E
C O OC H 3
C O O
C H3
O
CO2
CONDENSATION
E SH
O H
C H 3
CYCLISATION
DESACYLATION
ACP
KS
S-CO-CH2-CO-CH3 ACP
SKS
ESKS
ACP SH
TRANSFERT DU MALONYL
KS
S C O ACP
E S-
S-HKS
ACP
KS
ACP
KS
ACP
KS
ACP
KS
ACP
KS
ACP
KS
ACP
KS
ACP
CONDENSATION
15
synthèse de l’acide 6-methylsalicylique, quand l’intermédiaire 3-oxohexanoylthioester est
réduit et déshydraté en cis-5-oxo-3-hexenoylthioester.
Après la troisième condensation, la chaîne de polycétone se cyclise par le biais d’une
déshydratation et une énoylisation pour donner l’acide 6-methylsalicylique. La libération de
l’acide du site d’acyl carrier protéine ne nécessite pas l’action d’un domaine Thioestérase
impliqué dans l’hydrolyse du polycétone formé. Ce site de thioestérase est présent dans de
nombreuses PKS fongiques de type I tels que l’acide norsolorinique synthase. Dans le cas de
la-6MSAS, cela suggère la présence d’un mécanisme alternatif qui n’a pas encore été vérifié
expérimentalement.
De sa structure primaire déterminée par Beck, les domaines catalytiques KS, AT, KR, et ACP
ont pu être déterminés après alignement avec d’autres séquences d’acide gras synthétases et
de PKS. Le domaine DH est beaucoup plus incertain. Très récemment, une zone
indispensable à l’interaction entre deux sous-unités a été mise en évidence par co-expression
hétérologue de deux ORF amputée l’un à l’extrémité N-terminale et l’autre à l’extrémité C-
terminale (Moriguchi et al, 2006). Bien que le rendement d’acide 6-methylsalicylique chute
drastiquement, celui-ci peut être synthétysé à condition que cette région soit présente sur les
deux ORF. Cette région se situe entre les domaines DH et KR, entre les positions 1241 et
1262 de la séquence protéique de l’acide 6-methylsalicylique synthase ATX d’Aspergillus
terreus.
Les PKS de type II exclusivement bactérienne se présentent sous forme de complexe
multienzymatique. A la différence des PKS de type I, les différents domaines actifs sont sur
des polypeptides distincts. L’autre différence des PKS II réside dans le choix des unités de
départ autre que l’acetyl CoA tels que le malonyl-CoA, le methylmalony-CoA, le butiryl-
CoA, et le propionyl Co-A. Les gènes codant pour chaque polypeptide sont regroupés sous
forme de cluster afin d’être exprimés et traduits simultanément. L’actinorhodine, la
16
tétracenomycine, les tétracyclines et la daunorubicine font partie des nombreux exemples de
molécules issues de l’activité de polycétides synthases de type II.
Il existe un troisième type de PKS très distinct des PKS de type I et II. Sa grande particularité
réside dans l’absence de domaine ACP. Ainsi les esters CoA ne sont pas portés par l’ACP lors
des étapes réactionnelles. Les PKS de type III regroupent toutes les polycétides synthases de
plantes de type Chalcone synthase (CHS), 2-pyrone synthase, stylbène synthase. Ces
polyketides synthases sont essentielles pour la synthèse des phytoalexines anti-microbienne,
les pigments floraux anthocyaniniques et les inducteurs de la nodulation chez Rhyzobium.
Jusqu’à très récemment, les PKS de type III étaient considérées comme les polycétides
synthase du règne végétal, puisqu’aucune polycétide synthase homologue aux chalcone
synthase n’avait été isolée d’autres organismes. Depuis 1999, plusieurs gènes bactériens
codant pour des protéines similaires aux CHS ont été isolés. A titre d’exemple nous pouvons
citer le gène rppA qui code pour une enzyme responsable de la synthèse du 1,3,6,8
hydroxynaphthalene (Funa et al,1999). La synthèse du 1,3,6,8 tetrahydroxynaphthalene
illustre bien le concept de convergence évolutive puisque ce composé est synthétisé chez les
champignons par une polycétide synthase de type I (Fujii et al, 1999) et chez les Streptomyces
par une polycétide de type III.
Très récemment, 4 gènes codant pour des protéines synthases de type chalcone synthase ont
été isolés du génome d’Aspergillus oryzae (Seshime et al, 2005). L’analyse génomique
effectuée par la suite, révèle la présence d’une seule PKS de type III dans les génomes de
Neurospora crassa et de Fusarium graminearum, 3 dans les génomes de Magnaporthe grisea
et de Podospora anserina et 3 dans le génome du basidiomycete Phanerochaete
chrysosporium. Bien que présent dans le génome des champignons, ce type de PKS reste
17
marginal au regard du nombre de gènes codant pour des PKS de type I. A titre d’exemple, le
gènome de Fusarium graminearum recèle 16 PKS de ce type (Kroken et al, 2003).
3. ORGANISATION DES GENES DES VOIES DE BIOSYNTHESE DE
METABOLTITES SECONDAIRES
Généralement la voie de biosynthèse d’une toxine de nature polycétide ne se résume pas à la
seule implication d’une polycétide synthase. Ce premier précurseur polycétide ainsi
synthétisé, il sera selon la toxine considérée, successivement pris en charge, par des enzymes
de transformation aussi diverses que des cytochromes P450, des oxydoréductases, des
décarboxylases, des acétyltransférases, des O-méthyltransférases pour aboutir en fin de chaîne
à la synthèse d’un métabolite qui ne sera plus transformé, la toxine. Cette toxine généralement
délétère pour le champignon producteur sera alors évacuée hors de l’organisme.
Du point de vue moléculaire, toutes les enzymes fonctionnent au même moment de façon que
les nouveaux produits synthétisés soient pris en charge tour à tour par l’enzyme suivante dans
la cascade réactionnelle. Ce phénomène implique donc que les gènes codant pour ces
enzymes soient activés au même moment. La co-activation de tous les gènes impliqués dans
une voie, est rendue possible par l’organisation même de ces gènes sur l’un des chromosomes
de l’organisme producteur. En effet tous les gènes codant pour des enzymes sont regroupés à
l’intérieur d’une même région appelée « cluster » (Figure 3). Parmi ces gènes figure un gène
codant pour un facteur de régulation, généralement un activateur qui en réponse à un stimulus,
activera tous les gènes contigus à l’intérieur du cluster. La présence d’un tel facteur dans un
cluster de voie de biosynthèse ne constitue pas une obligation puisqu’il existe des exemples
de cluster ne possédant pas de facteur de régulation en son sein. C’est le cas du cluster de
gènes impliqués dans la synthèse des fumonisines.
18
Par contre il n’existe aucune exception dérogeant à la règle concernant l’organisation des
gènes impliqués dans la synthèse de métabolites secondaires quelques soient leurs natures,
qu’ils soient de nature polycétide (aflatoxines, fumonisines, sterigmatocystine) (Trail et al,
1995, Brown et al, 1996, Seo et al, 2001), terpénique (trichothécènes) (Hohn et al, 1993),
peptidique (alcaloïdes de l’ergot, paxilline, gliotoxine) (Tudzynski, 1999, Young et al, 2001,
Gardiner et Howlett, 2005)
Figure 3 : A. Carte du groupe de gènes impliqués dans la biosynthèse des trichotécènes chez F. sporotrichoides. B. Carte du groupe de gènes (cluster) impliqués dans la biosynthèse des aflatoxines chez A. flavus et A. parasiticus.
Tri8 Tri7 Tri3 Tri4 Tri6 Tri5 Tri9 Tri11 Tri12
Regulateur TRI6
vbs omtA ord2 ord1 avnA ver1 aad aflR fas nor1 pks A
AFLR
A
B
19
4. LA PATULINE
4.1 Espèces fongiques productrices de patuline
La patuline (Figure 4) possède une longue histoire. Elle a été découverte dans l’enthousiasme
général, durant l’effort de criblage de nouvelles molécules d’origine fongique dans le cadre de
la recherche de nouveaux antibiotiques suite à la découverte de la penicilline par Fleming
durant les années 1938-1943.
Avant sa découverte comme produit de Penicillium patulum (synonymes : Penicillium
urticae, Penicillium griseofulvum) par le groupe d’Harold Raistrick, elle a été détectée
indépendamment dans des extraits de culture de nombreuses espèces d’Aspergillus et de
Penicillium dont notamment, Penicillium expansum, Penicillium claviforme et Aspergillus
clavatus. Pour cette raison, cette molécule fut connue un temps sous plusieurs noms
(claviformine, clavacine, clavatine, expansine, leucopine, mycoine, penicidine et tercinine)
bien que de nos jours, seul le nom de patuline ait perduré.
OO
O OH
H
Figure 4: Structure de la patuline
A ce jour, la patuline a été isolée comme métabolite secondaire de diverses espèces
appartenant au genre Penicillium, Aspergillus, Paecilomyces et Byssochlamys. Une analyse
20
exhaustive de la littérature, faisant référence à d’anciens travaux comptabilise à plus de 60 les
espèces produisant cette toxine (Moake et al, 2005). La grande majorité des espèces
productrices de patuline appartient à la famille des trichocomaceae. Le tableau 2 recense les
différentes espèces de cette famille, qui ont été rapportées comme productrices de patuline.
Le principal genre producteur de patuline s’avère le genre Penicillium. Une étude récente sur
les métabolites secondaires excrétés par les Penicillium recense 13 espèces productrices
uniquement pour les espèces appartenant à Penicillium sous genre Penicillium. A l’intérieur
de ce sous genre, cette toxine est relativement fréquente au sein des sections Penicillium et
Roqueforti. Par contre, il est important de noter qu’aucune espèce de la section Viridicata ne
synthétise ce métabolite secondaire. Dans la section Roqueforti qui englobe trois espèces (P.
roqueforti, P. carneum et P. paneum), seules les deux dernières sont capables de synthétiser la
toxine, l’espèce Penicillium roqueforti sensus stricto, utilisée en fromagerie pour l’élaboration
de pâtes persillées ne produit pas de patuline (Boysen M. et al 1996, Nielsen K.F.et al , 2006).
Une grande majorité des espèces de la section Penicillium s’avère productrice de patuline : P.
expansum, P. marinum, P. sclerotigenum, P. dipodomyicola, P. griseofulvum, P.
concentricum, P. coprobium, P. glandicola (Syn : P. divergens, P. granulatum, P.
clavigerum, P. vulpinum, P. gladioli. Au sein de ce sous genre plusieurs espèces ont été
reportées productrices de patuline, mais leurs productions ont été infirmées par les auteurs de
l’étude précédente. Il s’agit des espèces P. aurentiogriseum, P. brevicompactum, P.
chrysogenum, P. commune (Syn, P.lanosum) , P. crustosum (Syn : P. terrestre), P.
echinulatum , P. hirsutum, P. italicum, P. verrucosum, P. viridicatum et Penicillium
roqueforti.
En revanche, peu d’espèces de Penicillium appartenant aux autres sous genres produisent de
la patuline, c’est le cas de Penicillium novae-zeelandiae, de P. melinii, d’Eupenicillium
lapidosum, d’E. javanicum, Penicillium lignorum, P. duclauxii.
21
Table 2: Espèces de la famille des Trichocomaceae, rapportées productrices de patuline
sous genre Penicillium
Section Coronata Penicillium brevicompactum Paterson et a l, 2003, Frisvad et al , 2004Section Chrysogena Penicillium chrysogenum Leistner et Pitt, 1977, Frisvad et al , 2004 Section Penicillium Penicillium clavigerum Svendsen et Frisvad, 1994, Frisvad et al , 2004 Penicillium concentricum Leistner et Eckardt, 1979, Frisvad et al , 2004 Penicillium coprobium Frisvad et Filtenborg, 1989, Frisvad et a l, 2004 Penicillium dipodomyicola Frisvad et al , 1987, Frisvad et al , 2004 Penicillium expansum Anslow et al , 1943, Frisvad et al , 2004 Penicillium gladioli Frisvad et al , 2004 Penicillium glandicola Frisvad et Filtenborg, 1989, Frisvad et al , 2004
Penicillium griseofulvum Anslow et al , 1943, Frisvad et al, 2004
Penicillium italicum Okeke et a l, 1993, Frisvad et al , 2004 Penicillium marinum Frisvad et al, 2004 Penicillium vulpinum Chain et al , 1942, Bergel et al , 1943, Frisvad et al , 2004 Penicillium sclerotigenium Frisvad et al , 2004Section Roqueforti Penicillium carneum Frisvad et Filtenborg, 1989, Boysen et al , 1996, Penicillium paneum Boysen et al , 1996, Penicillium roqueforti Olivigni et Bullerman, 1978, Boysen et al , 1996, Section Viridicata Penicillium aurentiogriseum Steiman et al , 1989, Frisvad et al , 2004 Penicillium commune Oh et al , 1998, Frisvad et al , 2004 Penicillium crustosum Northolt et al , 1978, Frisvad et al , 2004 Penicillium echinulatum Okeke et al , 1993, Frisvad et al , 2004 Penicillium hirsutum Okeke et al , 1993, Frisvad et al , 2004 Penicillium verrucosum Oh et al , 1998, Frisvad et al , 2004 Penicillium viridicatum Frank, 1972, Frisvad et al , 2004
Autres sous genres Pencillium duclauxii Okeke et a l, 1993 Eupenicillium javanicum Okeke et al , 1993 Eupenicillium lapidosum Mirchink, 1967 Penicillium lignorum Okeke et al ,1993 Penicillium melinii Abraham et Florey, 1949 Penicillium novae-zeelandiae Alfaro et al , 2003
PENICILLIUM
TRICHOCOMACEAE
RéferencesEspèces fongiques
non confirméenon confirméenon confirméenon confirméenon confirmée
Production de patuline
infirmée
infirmée
infirméeavérée
avéréeavérée
non confirmée
avérée
infirméeinfirmée
avérée
avérée
avéréeavérée
avérée
avéréeavérée
ASPERGILLUS
avéréeavérée
infirmée
infirmée
infirméeinfirméeinfirméeinfirmée
Section Clavati Aspergillus clavatus Wiesner, 1942, Varga et al , 2003 Aspergillus giganteus Florey et al , 1944, Varga et al , 2003
Aspergillus longivesisca Varga et al , 2003 Aspergillus pallidus Varga et al , 2003Section Terrei Aspergillus terreus Varga et al , 2005
Byssochlamys nivea Karow et Foster, 1944, Byssochlamys fulva Escoula, 1975, Rice et al , 1977
Avérée: Production de patuline constatée à partir de souches référencées dans les collections internationales, caractérisées et identifiées à l'aide de méthodes moléculaires et/ou de l'analyse du métabolisme secondaireInfirmée: Aucune trace détectée de patuline dans des cultures de souches dont l'identification a été vérifiée par l'outil moléculaire et/ou l'analyse du métabolisme secondaire
TRICHOCOMACEAE avérée
infirmée
non confirméenon confirmée
avéréeavéréeavérée
BYSSOCHLAMYS
ASPERGILLUS
22
Contrairement au genre Penicillium, le genre Aspergillus semble moins prolifique en termes
d’espèces productrices de patuline. A ce jour, on dénombre seulement cinq espèces réputées
productrices de la mycotoxine, Aspergillus clavatus, Aspergillus giganteus (Florey et al,
1944), Aspergillus longivesica, A. pallidus et Aspergillus terreus (Kent et Heatley, 1946). Les
premières mentions de production de patuline par une espèce d’Aspergillus datent de la
découverte de la toxine puisque c’est à partir de filtrats d’Aspergillus clavatus que Wiesner
rapporta, le premier, l’effet bactéricide d’une substance qui se révélera être la patuline
(Wiesner, 1942, Bergel et al, 1943). Il est important de préciser que les deux premières
espèces présentent des caractères morphologiques tellement similaires que les taxonomistes
ont longtemps hésité sur la validité de cette espèce, avant de confirmer le statut d’espèce à
l’avènement de la taxonomie moléculaire. Une révision taxonomique récente des espèces de
la section Clavati a montré que deux autres espèces A. pallidus et A. longivesica
phylogénétiquement proches de ces deux espèces, produisaient de la patuline (Varga et al,
2003). Jusqu’à la publication récente de l’étude conduite par Varga, il n’existait aucun travail
depuis plus de 35 ans faisant référence à la synthèse de la patuline par Aspergillus terreus,
espèce non apparentée au groupe Clavati, bien que celle-ci soit régulièrement mentionnée
(Varga et al, 2005). Reposant sur 75 souches caractérisées par l’outil moléculaire, cette étude
conclut de manière définitive qu’aucune espèce de la section Terrei, Aspergillus terreus
compris ne produit la patuline.
Enfin, au sein de la famille des trichocomaceae, un troisième groupe d’espèces associées à la
synthèse de la patuline a été identifié. Il s’agit de Paecilomyces variotii ainsi que deux
espèces du genre téléomorphe associé à Paecilomyces, Byssochlamys nivea et Byssochlamys
fulva. Karow et Foster avaient initialement rapporté qu’une espèce non identifiée de
Gymnoascus produisait de la patuline (Karow et Foster, 1944). Cette espèce fut plus tard
identifiée comme Byssochlamys nivea. Deux auteurs ont indépendamment décrit la production
23
de patuline par l’espèce Byssochlamys fulva (Escoula, 1975, Rice et al, 1977). Il est important
de souligner que ces descriptions reposent sur un très faible nombre de souches. En effet,
tandis que la première étude rapportait qu’une seule souche de B. fulva sur les 4 testées,
produisait de la patuline, la seconde étude n’en recensait que deux. Ces données ont été
maintes fois reprises dans de nombreuses publications consacrées à la patuline. Très
récemment, des travaux basés sur une caractérisation macro et micro-morphologique de
souches des deux espèces ont conclu à la non-production de patuline par B. fulva. Ces travaux
initient une controverse qui méritait d’être éclaircie, puisque B. fulva est décrite comme
l’espèce de Byssochlamys contaminant les fruits et les produits transformés à base de fruit
(Houbraken, 2006).
Bien que tous les membres de la famille des trichochomacea ne produisent pas
systématiquement la patuline, la faculté à synthétiser cette toxine semblerait être un caractère
spécifique de cette famille, s’il n’existait plusieurs mentions de production par quelques
espèces de la classe des Pezizomycotina telles que Alternaria tenuissima, Scopulariopsis flava
et Stemphylium sp. (Okeke et al, 1993). La production de patuline par la première espèce
citée semble douteuse, puisque Alternaria tenuissima qui fait figure d’espèce fongique
régulièrement étudiée pour ses métabolites secondaires, n’a fait l’objet d’aucune autre
mention sur son éventuelle capacité à synthétiser la toxine. Bien que le doute persiste pour
cette espèce, la production de patuline par des espèces non apparentées à la famille des
trichocomaceae ne doit pas être écartée, d’autant qu’il existe plusieurs exemples de
précurseurs ou de composés structuralement proches de la patuline produits par des espèces
appartenant à d’autres familles fongiques. C’est le cas de l’isoépoxydon et de la phyllostine,
précurseurs survenant tardivement lors de la synthèse de la patuline, qui sont respectivement
produits par Poronia punctata (Gloer et Truckenbrod, 1988) et Phyllosticta sp (Sakamura et
al, 1970, 1971). C’est aussi le cas de la longianone produite à partir de Xylaria longiana qui
24
partage avec la patuline la même voie de biosynthèse, jusqu’aux dernières étapes
réactionnelles (Edwards et al, 1999, Goss et al, 1999). Tous ces produits témoignent de la
présence dans les génomes de certains champignons, de nombreux gènes impliqués dans la
voie de biosynthèse de la patuline.
4.2 Biosynthèse de la patuline
La patuline est le nom trivial de la 4-hydroxy-4H-furo [3,2c] pyran-2(6H) one. Il s’agit d’une
lactone hydrosoluble de masse moléculaire de 154,12. Elle forme des cristaux incolores et
présente un point de fusion de 111°C (Windholz, 1983, Weast 1985). Elle est soluble dans de
nombreux solvants tels que l’éthanol, l’acétone, l’acétate d’éthyle, l’éther et le chloroforme,
mais totalement insoluble dans le benzène ou l’éther de pétrole. Son maximum d’absorbance
(λmax) se situe à 275 nm avec un coefficient d’absorption moléculaire (ε) de 16 600.
4.2.1 Elucidation chimique et enzymatique de la voie de biostnthèse de la patuline
Du point de vue strictement chimique, la voie de biosynthèse est relativement bien étudiée
bien qu’il existe certaines incertitudes sur l’implication de quelques composés comme
précurseurs directs. La figure 5 résume la voie de biosynthèse.
L’étude de la biosynthèse de la patuline est significative pour de multiples raisons. Tout
d’abord, l’hypothèse de Birch, selon laquelle l’acétate est l’unité de base dans la synthèse de
nombreux métabolites secondaires repose sur ses travaux mettant en évidence l’incorporation
d’acétate radiomarqué dans l’acide 6 méthylsalicylique (6MSA) (Birch et al, 1955). Ces
travaux ont confirmé l’existence d’une nouvelle classe de molécules naturelles suggérée par
Collie, les polycétides. Cette découverte a été importante parce qu’elle constituait la première
preuve que des cellules eucaryotes pouvaient synthétiser des noyaux aromatiques à partir de
l’acétate et non à partir de sucres issus de la voie de l’acide shikimique. Deuxièmement, la
25
première enzyme de la voie de biosynthèse, l’acide 6-methylsalicylique synthase (6MSAS) a
été la première polycétide synthase étudiée in vitro (Lynen et Tada, 1961). Enfin, les études
sur la production de la patuline en cultures immergées de P. urticae ont permis d’affirmer que
le métabolisme secondaire est un phénomène associé à la phase stationnaire, l’idiophase
survenant après la phase de croissance.
4.2.2 Premières étapes (Acétate→Gentisaldehyde)
La première étape de la production de la patuline réside en la formation de l’acide 6
méthylsalicylique, par condensation d’une molécule d’acétyl coA et de 3 molécules de
malonyl coA grâce à l’action d’une seule enzyme multifonctionnelle, l’acide 6-
methylsalicylique synthase (6MSAS). Les différents domaines catalytiques intervenant dans
les activités suivantes ont été identifiés sur la 6MSAS, l’acétyl/ malonyl transférase, la
ketoacyl synthase, la kétoréductase et la déhydratase. Cette enzyme est composée de quatre
chaînes polypeptidiques identiques d’un poids moléculaire de 176 kDa. La présence de
NADPH est essentielle pour la synthèse d’acide 6-methylslaicylique puisque en absence de
NADPH le produit exclusif de l’enzyme sera la lactone de l’acide triacétique (Spencer and
Jourdan, 1992).
Bu’Lock et Tanenbaum ont montré que le 6MSA spécifiquement marqué était converti en
patuline (Tanenbaum et Basset, 1958). Le nombre d’étapes enzymatiques permettant la
transformation du 6MSA en patuline est estimé à environ 10. Plusieurs méthodologies ont été
employées afin de déterminer l’identité des différents précurseurs directs de la patuline.
Plusieurs techniques faisant appel aux isotopes stables 2H, 13C ou radioactifs 3H, 14C ont été
mises au point et appliquées à l’élucidation de la voie de biosynthèse de la patuline. Forrester
et Gaucher (1972a) ont introduit une technique intéressante de marquage cinétique établissant
26
Figure 5. Voie de biosynthèse de la patuline et des composés apparentés. Les composés accompagnés d’un astérisque sont des précurseurs avérés de la patuline. Sont considérés comme des produits terminaux de cette matrice métabolique, l’acide m-hydroxybenzoique, l’acide gentisique, le toluquinol et la patuline (D’après Priest and Light, 1989 et Fedeshko, 1992)
COOH
CH3
OH
Acetyl-CoA+
3 malonyl-CoAAcide 6-methylsalicylique *
Acide 6-methylsalicyliqueSynthase
CH3
OHm-cresol *OH
OHNADPHNADP+
O2H2O
Acide 6-methylsalicylique decarboxylase
m-hydrobenzyl alcool *
NADPH NADP+
OH
OHOH
OH
H
O
m-hydrobenzaldehyde *
NADP+
NADPH O2
H2O
Gentisyl alcoolOH
H
OOH
NADP+
NADPH O2
H2O
Gentisylaldehyde *
NADPH NADP+
OH
OCH2OH
H
O
H
H
Isoepoxydon *
NADPH
NADP+
O
O
O
CH2OHH
H
Phyllostine *O
O
H
OH
O
OO
O OH
H
Neopatuline * Ascladiol * Patuline
J2
(Penicillium grisefulvum J1)(Phyllosticta sp. )
(Phyllosticta sp. )(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Byssochlamys nivea)
NADPH NADP+
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium careum, P. paneum)(Penicillium novae zelandiae)(Aspergillus clavatus)(Byssochlamys nivea)
(Penicillium griseofulvum)(Aspergillus clavatus)
NADPH NADP+
J1
NADP+
NADPH O2
H2O
Isoepoxydondéshydrogénase
OH
OH
CH3
Toluquinol
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Penicillium novae zeelandiae)(Phyllosticta sp. )
(Penicillium griseofulvum J2)
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum S11)
(Poronia punctata)
OH
OH
OH
O
NADPHNADP+
O2H2O
Acide gentisique(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Penicillium paneum)
S11
OH
OH
O
NADPHNADP+
O2H2OAcide m-hydrobenzoique
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium novae zeelandiae)
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Penicillium paneum)
S15
CH2OH
O
O
CH2OH
COOH
CH3
OH
Acetyl-CoA+
3 malonyl-CoAAcide 6-methylsalicylique *
Acide 6-methylsalicyliqueSynthase
CH3
OHm-cresol *OH
OHNADPHNADP+
O2H2O
NADPHNADP+
O2H2O
Acide 6-methylsalicylique decarboxylase
m-hydrobenzyl alcool *
NADPH NADP+NADPH NADP+
OH
OHOH
OH
H
O
m-hydrobenzaldehyde *
NADP+
NADPH O2
H2ONADP+
NADPH O2
H2O
Gentisyl alcoolOH
H
OOH
NADP+
NADPH O2
H2ONADP+
NADPH O2
H2O
Gentisylaldehyde *
NADPH NADP+NADPH NADP+
OH
OCH2OH
H
O
H
H
Isoepoxydon *
NADPH
NADP+
NADPH
NADP+
O
O
O
CH2OHH
H
Phyllostine *O
O
H
OH
O
OO
O OH
H
Neopatuline * Ascladiol * Patuline
J2
(Penicillium grisefulvum J1)(Phyllosticta sp. )
(Phyllosticta sp. )(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Byssochlamys nivea)
NADPH NADP+NADPH NADP+
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium careum, P. paneum)(Penicillium novae zelandiae)(Aspergillus clavatus)(Byssochlamys nivea)
(Penicillium griseofulvum)(Aspergillus clavatus)
NADPH NADP+NADPH NADP+
J1
NADP+
NADPH O2
H2ONADP+
NADPH O2
H2O
Isoepoxydondéshydrogénase
OH
OH
CH3
Toluquinol
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Penicillium novae zeelandiae)(Phyllosticta sp. )
(Penicillium griseofulvum J2)
(Penicillium griseofulvum)
(Penicillium griseofulvum S11)
(Poronia punctata)
OH
OH
OH
O
NADPHNADP+
O2H2O
NADPHNADP+
O2H2O
Acide gentisique(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Penicillium paneum)
S11
OH
OH
O
NADPHNADP+
O2H2O
NADPHNADP+
O2H2OAcide m-hydrobenzoique
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium novae zeelandiae)
(Penicillium griseofulvum)(Penicillium carneum)(Penicillium paneum)
S15
CH2OH
O
O
CH2OH
27
le suivi du métabolisme du précurseur radiomarqué et l’apparition de nouveaux métabolites.
Durant la même période, une autre équipe a confirmé ces résultats, par des études in vivo à
l’aide de précurseurs deutérés (Scott et al, 1973).
Le premier précurseur, l’acide 6 méthylsalicylique, est dans un premier temps décarboxylé en
m-crésol, son groupement méthyle est ensuite oxydé pour former un groupement aldéhyde, le
noyaux aromatique ensuite hydroxylé pour aboutir au gentisylaldéhyde.
Tous ces produits sont structurellement très similaires à la 6MSA. A partir du gentisaldehyde,
il semble que la succession des différents précurseurs soit beaucoup plus floue. En effet, le
passage du gentisaldehyde en une structure bicyclique telle que la patuline nécessite
l’ouverture du noyau par un mécanisme pouvant être médié soit par une monooxygénase soit
par une dioxygénase comme cela peut survenir dans le monde bactérien. L’obtention et la
caractérisation de mutants (P3, S15, J2, J1 et S11) incapables de produire la patuline a permis
d’élucider en partie cette zone d’ombre, en facilitant l’isolement de quatre autres précurseurs
potentiels de la patuline, l’ (+)-isoepoxydon et la (-)-phyllostine (2-hydroxymethyl-5,6 epoxy-
1,4 benzoquinone), la néopatuline et l’ascladiol (Sekiguchi et Gaucher, 1978, Sekiguchi et
Gaucher, 1979a, Sekiguchi et Gaucher, 1979b, Sekiguchi et al, 1983). Tous pouvaient être
convertis in vivo ou in vitro en patuline.
L’ajout de [2-14C] acétate et de [G-3H] gentisaldehyde à des cultures du mutant J1 a permis de
vérifier l’incorporation de ces produits marquées dans la phyllostine. De même, la [14C]
phyllostine ajoutée dans une culture de la souche sauvage de P. urticae a été incorporée en
patuline. L’interconversion entre l’isoépoxydon et la phyllostine semblait probable, leur
relation structurale suggérant l’action d’une alcool déshydrogénase.
Plusieurs hypothèses ont été émises concernant l’identité du premier intermédiaire non
aromatique, soit la quinone époxydée (phyllostine) soit sa forme réduite (isoépoxydon),
conduisant à l’ouverture du cycle.
28
Plusieurs activités enzymatiques ont été caractérisées à partir d’extraits cellulaires bruts ou de
différentes préparations cellulaires. De même, plusieurs enzymes ont été partiellement ou
entièrement purifiées.
L‘acide 6-methylsalicylique décarboxylase a d'abord été purifiée séparément par Vogel et
Light (Vogel, 1971 et Light, 1969). Deux activités hydroxylase convertissant le m-crésol en
2.5 dihydroxytoluene (toluquinol) ou en m-hydroxybenzylalcool ont ensuite été détectées
dans des fractions séparées (Murphy, G et al, 1974). L’utilisation de précurseurs
radiomarqués a révélé que la methyl hydroxylation du m-crésol représentait une étape clé
dans la synthèse de la patuline. Une activité enzymatique permettant l’hydroxylation du m-
hydroxybenzyl alcool en gentisyl alcool a été caractérisée dans d’autres préparations
microsomales. Cette activité typique requiert l’oxygène moléculaire et un facteur réduit, le
NADPH. Son inhibition par le monoxyde de carbone suggère tout comme pour les deux
autres activités hydroxylases mises en évidence, l’implication d’un cytochrome P450. Un
faisceau de données tend à faire penser que cette activité m-hydroxybenzyl alcool
hydroxylase et l’activité m-crésol 2-hydroxylase décrites ci-dessus sont associées à une seule
et même enzyme (Murphy et al, 1975). En effet, l’hydroxylation de m-crésol en toluquinol
n’est remarquable qu’à très forte concentration en m-crésol suggérant une spécificité
imparfaite envers le m-hydroxylobenzyl alcool. La non-incorporation d’isotopes stables dans
la patuline issue d’une culture de Penicillium griseofulvum après ajout de toluquinol
trideutérée vient étayer la thèse que ce dernier métabolite n’est pas un précurseur direct de la
patuline mais plutôt un artefact enzymatique mineur.
Forrester et Gaucher (1972b) ont décrit une purification partiellement d’une alcool
déshydrogénase spécifique de la conversion du m-hydroxybenzyl alcool en m-
hydroxybenzaldehyde. Son pH optimum de 7,6 est très similaire des optima des autres
enzymes purifiées telles que l’acide 6-methylsalicylique synthase et l’acide 6-
29
methylsalicylique décarboxylase. Cette enzyme n’apparaît pas être constitutive et aucun
précurseur ne semble induire une quelconque augmentation du taux cellulaire en m-
hydroxybenzyl alcool déshydrogénase. De même, aucun produit situé en aval dans la voie de
biosynthèse n’exerce une rétro-inhibition à l’exception du gentisaldehyde.
Deux activités déshydrogénase inséparables catalysent la conversion réversible du m-
hydroxybenzyl alcool et du gentisyl alcool en leurs aldéhydes respectifs (Scott and Beadling,
1974). De façon inexpliquée la conversion aldéhyde en alcool est favorisée in vitro
contrairement au sens de la réaction constatée in vivo. La conversion du m-hydroxybenzyl
alcool en m-hydroxybenzaldehyde s’effectuant 9 fois plus vite que la conversion gentisyl
alcool en gentisaldehyde, cela suggère que la voie majeure de biosynthèse de patuline soit m-
crésol > m-hydroxylbenzyl alcool > m-hydroxybenzaldehyde> gentisaldehyde> patuline.
L’implication du m-hydroxybenzaldehyde à la place du gentisyl alcool est pourtant source de
controverse puisqu’aucune activité m-hydroxybenzaldehyde 2-hydroxylase n’a été isolée. En
revanche, l’absence de conversion du 3H gentisyl alcool dans des cultures de Penicillium
griseofulvum (Forrester et Gaucher, 1972a) et la grande efficacité du m-hydroxybenzaldéhyde
en tant que précurseur de la patuline tendent à plaider pour cette hypothèse (Scott et al, 1973).
Pourtant, l’importance du gentisyl alcool comme précurseur de patuline reste controversée
puisque Scott et Beadling (1974) ont montré que la vitesse de production de gentisaldehyde à
partir de gentisyl alcool dans des extraits bruts de P. griseofulvum était du même ordre de
grandeur que la vitesse de conversion du gentisaldehyde en patuline.
4.2.3 Dernières étapes (Isoepoxydon→Patuline)
L’isolement et la caractérisation à l’aide de mutants bloqués, de deux nouveaux intermédiaires
situés entre le gentisaldéhyde et la patuline, l’isoépoxydon (Sekiguchi et Gaucher, 1979a) et la
phyllostine (Sekiguchi et Gaucher, 1978) a conduit à la découverte d’une activité isoépoxydon
30
déshydrogénase NADP dépendante dans des extraits cellulaires préparés à partir de cultures
de la souche sauvage de Penicillium griseofulvum NRRL 2159A et des souches mutées J2, J1
et S11 (Sekiguchi et Gaucher, 1979b). Cette activité enzymatique permet l’interconversion
entre le (+) isoépoxydon et la (-) phyllostine de manière réversible. Cette enzyme cytosolique
possède une forte spécificité envers son substrat (isoépoxydon) et son co-facteur (NADP) et
se trouve totalement inhibée par l’ajout de 1mM de p-chlromercuribenzoate (PCMB). Cette
dernière caractéristique a permis de démontrer par l’ajout conjoint de phyllostine et de PCMB
et grâce à l’utilisation du mutant bloqué J2 incapable de synthétiser ces composés époxydés,
que la synthèse de la patuline necessite la transformation du gentisaldéhyde en isoépoxydon
converti lui-même en phyllostine. Ces dernières études ont permis d'identifier l’avant-dernier
précurseur de la patuline, la néopatuline (isopatuline) . L’étude approfondie du mutant J1 a
abouti à la caractérisation et à l’élucidation structurale de ce dernier composé qui s’accumule
à la place de la patuline (Sekiguchi et al, 1979). Ce métabolite peut exister sous deux formes
différentes, une forme ouverte à un seul cycle et une forme bicyclique. Peu de données sont
disponibles concernant une caractérisation enzymatique de la conversion de la phyllostine en
néopatuline. Cette conversion ne nécessite pas l’action d’un cofacteur (Fedeshko, 1992). Le
pH optimum d’activité de cette néopatuline synthase est proche de pH 5,5 contrairement à
toutes les autres enzymes intervenant plus tôt dans la voie de biosynthèse de la patuline. Il
apparaît après purification et migration électrophorètique que cette enzyme soit glycosylée.
Afin de déterminer si une glycosylation de l’enzyme est effective, une préparation purifiée
d’enzyme a été digérée avec de l’endoglycosidase F ou de la N-glycosidase F. D’après les
résultats de cette étude, il existerait au moins deux glycoformes. La glycosilation toutefois ne
semble pas être essentielle pour le bon fonctionnement de l’enzyme. Bien que rien ne soit
connu sur la compartimentalisation de la biosynthèse de la patuline, la différence de pH
optimum et la glycosylation de cette néopatuline synthase laisse suggérer que cette étape ou
31
même les dernières étapes de la biosynthèse ait lieu dans un compartiment différent de celui
où agissent les premières enzymes (acide 6-methylsalicylique synthase, acide 6-
methylsalicylique décarboxylase, m-hydroxybenzyl alcool hydroxylase, isoépoxydon
déshydrogénase).
La caractérisation poussée du mutant S15 a permis de mettre en évidence le dernier
précurseur avant la patuline, le (E)-ascladiol, composé précédemment isolé d’Aspergillus
clavatus, autre espèce productrice de patuline (Suzuki et al, 1971). Des cinétiques de
transformation de la néopatuline en (E)-ascladiol par des préparations cellulaires suggèrent
que la néopatuline est réduite en (E)-ascladiol en présence du cofacteur NADPH, puis
finalement oxydé en patuline (Sekiguchi et al, 1983).
Plus récemment, un extrait brut d’une culture catalysant l’époxydation du toluquinol et du
gentisyl alcool respectivement en desoxyphyllostine (2-methyl-5,6 epoxy 1,4 benzoquinone)
et en phyllostine a été isolé (Priest et Light, 1989). S’appuyant sur des nouvelles données, les
auteurs remettent en question le rôle du gentisaldehyde comme précurseur direct de la
patuline, puisqu’aucune conversion de gentisaldehyde par l’extrait n’est détectable. Ceci
serait en parfaite adéquation avec l’observation de Murphy et Lynen comme quoi
l’hydroxylation du m-hydrobenzaldehyde en gentisaldehyde n’a pu être démontrée
contrairement à l’hydroxylation du m-hydroxybenzyl alcool en gentisyl alcool. De même, ces
auteurs émettent des doutes concernant le statut de précurseur direct de l’isoépoxydon, ainsi
que l’implication des trois enzymes suivantes, la m-hydroxybenzyl alcool déshydrogénase, la
gentisyl alcool déshydrogénase et l’isoépoxydon deshydrogénase, en argumentant l’absence
d’isoépoxydon dans leurs extraits cellulaires.
En résumé, du point de vue strictement chimique, la voie quasi complète de la biosynthèse de
la patuline a pu être établie (figure 5). Il reste cependant une zone d’ombre dans l’implication
de certains métabolites sujets à controverse. De même, par la présence de certains composés
32
mineurs, artefacts enzymatiques, qui n’interviennent pas dans la synthèse de la patuline, cette
voie ressemble à l’heure actuelle plus à une matrice qu’à une voie linéaire. Dans le futur, la
découverte du « cluster » de gènes codant pour les enzymes impliquées dans cette voie,
permettra de lever ces incertitudes. En effet, dès l’isolement de ces gènes, des techniques
telles que l’expression hétérologues ou l’obtention de mutant monogénique par invalidation
de gènes permettra de confirmer ou d’infirmer les différentes hypothèses.
4.2.4 Bases moléculaires de la voie de biosynthèse de la patuline
A ce jour, la génétique de ces voies de biosynthèse est actuellement mal connue,
contrairement à celles d’autres mycotoxines majeures comme les aflatoxines, les
trichothécènes ou les fumonisines. Deux gènes de Penicillium griseofulvum ont pourtant été
isolés, séquencés et caractérisés. Le premier code pour la 6-MSAS (Beck et al, 1990, Wang et
al, 1991 ), le second pour l’isoépoxydon déshydrogénase (IDH) (Fedeshko, 1992). La
séquence du gène msas a été identifiée comme une phase ouverte de lecture de 5322 pb
codant pour une protéine de 1774 acides aminés et de 190 kDa. L’analyse de la séquence de
l’ADN complémentaire (cDNA) révèle la présence d’un intron de 69 pb. Comparée aux
séquences d’autres polycétide synthases d’origine fongique ou d’acides gras synthase de
mammifères, la séquence protéique présente de fortes similarités au niveau de régions codant
pour les sites catalytiques indispensables au fonctionnement de l’enzyme tels que la 2-oxoacyl
synthase (KS), la transacylase ou acetyl-malonyl transferase (AT), 2-oxoacylredctase (KR).
Un autre gène codant pour une acide 6-methylsalicylique synthase a été isolé chez Aspergillus
terreus indépendamment par deux équipes (Fujii et al, 1996, Pazoutova et al, 1997). Bien que
les deux gènes partagent de nombreuses caractéristiques communes (forte similarité
structurale, présence d’intron à la même position), leur expression diffèrent puisque le gène
d’Aspergillus terreus est exprimé en milieu de phase exponentielle de croissance
33
contrairement à celui de P. griseofulvum qui est exprimé en début de phase stationnaire.
Longtemps Aspergillus terreus fut soupçonné d’être un producteur de patuline avant que cela
ne soit infirmé par une étude récente (Varga et al, 2005). La présence d’un tel gène dans le
génome d’Aspergillus terreus suscite donc la curiosité. Ce gène ne peut être un pseudogène
puisque son expression hétérologue dans A. orizae conduit à la synthèse de l’acide 6-
methylsalicylique. L’implication de ce gène dans la synthèse d’un autre métabolite secondaire
produit par A. terreus, l’acide terreique, serait une hypothèse plausible. Pour autant, rien ne
permet d’écarter la possibilité d’une altération de la voie de biosynthèse de la patuline due à
une mutation ponctuelle conduisant à l’absence de patuline dans les cultures d’A. terreus.
Après purification de l’isoépoxydon deshydrogénase et séquençage de l’extrémité N
terminale, des sondes ont été dessinées pour isoler le gène idh d’une banque d’ADN
génomique. L’ARN messager a pour taille 1,3 kb environ et code pour 259 AA. Après
traduction, il apparaît que cette protéine appartient à une famille d’alcool deshydrogénases
catalysant l’hydrogénation d’alcool à chaînes courtes. Enfin le gène isolé contient 2 introns.
4.3 Paramètres influant sur la synthèse de la patuline
La production de patuline dépend comme nombreuses autres biosynthèses de mycotoxines,
des principaux facteurs environnementaux régissant la croissance fongique que sont la
température, l’activité en eau du substrat (aW) et la nature du substrat. La tolérance envers ces
facteurs dépend elle-même de l’espèce considérée. Les données disponibles dans la littérature
concernent quelques espèces, Penicillium griseofulvum, Penicillium expansum et
Byssochlamys nivea. Penicillium griseofulvum synthétise la patuline sur une plage de
températures s’étalant de 5 à 30°C avec un optimal à 25°C (Norstadt et McCalla, 1971). Pour
P. expansum, la plage de température est sensiblement identique puisque la patuline a été
produite aussi bien à 4°C dans des cidres qu’à 25°C dans des pommes avec, toutefois, des
34
teneurs 5 fois plus élevées à 25°C.
L’influence de la température et de l’activité en eau sur la croissance de Byssochlamys nivea
et la production de patuline dans des sirops de pommes durant un incubation de 44 jours a été
étudiée (Roland and Beuchat, 1984). L’aW à laquelle la moisissure est capable de produire la
patuline est de 0,978, 0,968 et 0,959 respectivement à 21, 30 et 37°C. La production de
patuline par les autres espèces telles qu’Aspergillus clavatus, Penicillium expansum et
Penicillium griseofulvum est confinée aux aW élevées supérieures à 0,95.
L’addition de sel d’ammonium pendant la synthèse des enzymes impliquées dans la
biosynthèse de la pauline cause une rapide diminution de l’activité spécifique des enzymes
impliquée dans la synthèse de la patuline d’environ 70% (Rollins et Gaucher, 1994). Une
concentration extracellulaire d’ion ammonium inférieure ou égale à 2,5 mM est requise pour
initier l’induction de la production de la patuline chez Penicillium griseofulvum. Cette
répression pourrait agir sur l’expression des gènes codant pour les enzymes de biosynthèse via
un facteur transcriptionnel. Ceci pourrait expliquer que le ratio carbone/azote bas observé
dans les produits laitiers soit aussi bien corrélé avec l’absence de patuline dans ces produits
(Stott et Bullerman, 1975). Fedeshko a identifié sur la séquence promotrice du gène idh
plusieurs sites potentiels de fixation d’un facteur de répression induit par l’azote, le facteur
NRFA (Fedeshko, 1992). L’expression hétérologue du site de fixation du gène NRFA de P.
griseofulfum ainsi que des essais de gel retard ont permis de confirmer que deux sites sur la
séquence promotrice du gene 6msas et quatre sites sur la séquence promotrice du gène idh se
fixent fortement au site de fixation à l’ADN du facteur NRFA (Ellis, 1996).
Des 8 ions métalliques étudiés, seul le manganèse influence fortement la production de
patuline. En effet,il a été montré que l’ajout de sels de manganèse augmentait la production de
patuline chez de nombreuses espèces de Penicillium (Dombrink-Kurtzman et Blackburn,
2005). L’absence totale de manganèse dans le milieu de culture, conduit à de très faible
35
rendement de production de patuline, mais à une surprenante accumulation du premier
précurseur l’acide 6-methylsalicylique (Scott et al, 1986a). Le manganèse exercerait un effet
spécifique sur la biosynthèse de la patuline en influençant au niveau transcriptionnel
l'apparition coordonnée des enzymes intervenant après la synthèse de l’acide 6-
methylsalicylique (Scott et al, 1986b).
4.4 Occurrence de la patuline dans les aliments
La production de patuline est couramment mais non exclusivement associée à la pourriture
molle de la pomme ou pourriture bleue, principalement causée par Penicillium expansum
(figure 6) Ce champignon considéré comme le principal responsable de cette pourriture dans
l’industrie de la pomme, affecte naturellement d’autres fruits (cerises, prunes, abricots,
pêches, nectarines poires, coings) causant le même type de lésions. Bien que la présence de
champignons producteurs de patuline sur des fruits ne signifie pas obligatoirement présence
de patuline, la patuline est régulièrement détectée sur des fruits atteints de lésions brunes,
comme les bananes, raisins, pêches, abricots, ananas ou cerises. De même, de nombreuses
études rapportent la présence naturelle de patuline dans différents produits de transformation
des fruits tels que les jus ou nectars de pommes, raisins, cerises, poires, ananas et fruits de la
passion, les compotes de pommes, de prunes, les confitures de fraises, cassis et myrtilles.
Afin d’évaluer le pouvoir toxinogène du substrat, des essais d’inoculation artificielle de
différents fruits, légumes et produits à base de légumes ont été réalisés avec des souches de
Penicillium expansum, P. griseofulvum et Byssochlamys nivea (Frank et al, 1977). Quand ces
substrats sont expérimentalement infectés par P. expansum et stockés à température ambiante,
la patuline est produite sur les pêches, abricots, prunes, bananes, fraises, melons, tomates ainsi
que sur divers produits dérivés de la tomate. La patuline n’est produite que si les fraises, les
bananes et les melons sont inoculés par P. griseofulvum. Enfin, Byssochlamys nivea, par sa
36
production de patuline, n’affecte que les melons d’Espagne et les pêches.
Figure 6 Pomme contaminée par Penicillium expansum
Les résultats d’essais d’inoculation artificielle de jus de cerises, de cassis et de raisins par P.
expansum (Larsen et al, 1998, Abrunhosa et al, 2001) laissent à penser que d’autres produits
d’origine végétale pourraient naturellement receler de la patuline, dont le vin. Des jus de
raisin et des vins produits à partir de deux cépages différents (Rauschling et Gamay) ont été
analysés afin de déterminer les teneurs en patuline et d'évaluer qualitativement la mycoflore
présente. La patuline a été présente dans les jus à des concentrations s’échelonnant entre 0,3 et
4,5 µg/L mais absente des jus partiellement fermentés et des vins (Scott et al, 1977). Ces
données suggèrent que la patuline est détruite ou convertie en d’autres composés durant la
fermentation. Des observations similaires ont été rapportées par plusieurs équipes (Harwig et
al, 1977, Stinson et al, 1978, Woller et Majerus, 1982) révélant que 99% de la patuline ajoutée
à des jus de pomme avant fermentation disparaissait, convertie en un composé hydrosoluble
non volatile (Stinson et al, 1979) . Une étude récente conduite à l’Université du Surrey en
Grande Bretagne a permis d’identifier ce composé comme le E-ascladiol (Moss et Long,
37
2002). La présence de sulfite (SO2) dans les moûts ajouté lors du procédé de vinification ou
généré par la conversion des sulfates présents dans les traitements phytosanitaires administrés
en champs, constitue aussi un facteur responsable de la disparition de la patuline (Pohland et
Allen, 1970). De même, il semblerait que les arômes de fruits ne soient pas affectés par des
problèmes de contamination puisqu’il a été montré que la patuline était une molécule non
volatile, absente des aromes de pommes après distillation de jus fortement contaminés
(Kryger, 2001).
D’une manière générale les différentes enquêtes réalisées montrent que les niveaux de
contamination que l’on retrouve dans les autres fruits sont bien plus faibles que ceux
observées dans les pommes.
Deux études ont montré que la patuline pouvait migrer au-delà de la zone contaminée. En
effet, le developpement fongique après l’inoculation de pommes saines par Penicellium
expansum, pouvait entraîner une diffusion de la patuline à l’intérieur de 1 à 2 cm de tissus
sain (Taniwaki et al, 1992, Rychlik et Schieberle., 2001). Contrairement à ce qui a été
observé pour la pomme, la mycotoxine pénètre plus facilement à travers les tomates infectées,
diffusant dans la totalité du fruit.
Plus le stockage des pommes est long, plus grand sera le risque de contamination par la
patuline. Ceci est particulièrement vrai pour les producteurs du Royaume-Uni qui observent
une augmentation de la concentration de patuline dans les jus produits durant les trois
derniers mois avant la nouvelle récolte de pommes (Corbett , 2003).
Les céréales, les malts et autres produits d’origine céréalière, aliments sujets aux
contaminations par la patuline ont fait l’objet de plusieurs enquêtes dans le nord de l’Europe
(Reiss, 1972, 1976, Lopez-Dias et Flannigan, 1997). Dans une étude finlandaise, 91 % des 23
échantillons de pains moisis contenaient 27 à 138 µg/kg de patuline selon les échantillons
(Tyllinen et al, 1977). Rychlik et Schieberle (2001) ont fait état de pains moisis contenant en
38
moyenne 45 µg/kg de patuline. L’inoculation artificielle par ces mêmes auteurs, de pains de
farine de blé avec une souche de Penicillium expansum a montré que la capacité de cette
espèce à synthétiser de la patuline sur un tel substrat était loin d’être négligeable (1600 ppb).
Compte tenu de l’ubiquité de ce microorganisme, le risque de contamination du pain par la
patuline ne devrait pas être sous-estimé.
De façon plus surprenante, la patuline a été aussi retrouvée dans des fromages de type
Cheddar (Bullerman et Olivigni, 1974) contaminés par une souche identifiée comme
Penicillium roqueforti, productrice à la fois de patuline et d’acide pénicillique. Sur la base des
connaissances actuelles, il est probable que cette souche atypique de Penicillium roqueforti
soit en fait une souche de Penicillium carneum, espèce de la section roqueforti difficilement
distinguable par observation et identification macroscopique de P. roqueforti. Plusieurs
enquêtes portant sur la recherche de mycotoxines dans les produits laitiers ont toutes révélé
l'absence totale de patuline dans ce type d’aliment, à l’exception d’une ancienne étude
rapportant la présence de patuline (30-355 µg/kg) dans divers fromages moisis avec une
incidence relativement limitée (Lafont et al, 1979). Il est maintenant bien établi que les
produits laitiers et plus particulièrement les fromages ne sont pas des milieux favorisant la
formation de patuline. Les tentatives d’inoculations artificielles de fromage par des souches
fongiques productrices se sont soldées par une absence de patuline en dépit d’une bonne
croissance des champignons. Quand bien même les résultats s’avéraient positifs, la patuline
est seulement détectée à de très faibles concentrations, et dans des conditions de température
avoisinant les 25°C. Le phénomène peut être expliqué d’une part par la pauvreté en sucres et
la relative richesse en protéine du substrat et d’autre part, par la très grande réactivité de la
patuline envers les groupements sulfydryl des molécules de cystéine et de gluthation présents
dans ce type de produit. Ce dernier phénomène aboutissant à la formation d’adduits est illustré
par le résultat d’études sur l’instabilité de la patuline dans des fromages de type Cheddar. Ces
39
études ont montré une diminution significative des quantités détectées de toxines après ajout
initial de toxine dans le fromage (Stott et Bullerman, 1976). De même Engel et Prokopek en
1980 ont montré que la patuline détectée dans des caillés fraîchement ensemencés avec des
souches de P. roqueforti (P. carneum) disparaissait durant l’affinage.
Les mêmes phénomènes peuvent expliquer l’absence de patuline dans les produits carnés, la
non production de patuline dans ce type de produit quand celui-ci est ensemencé par des
souches de Penicillium toxinogènes, ainsi que la totale instabilité de la patuline quand elle est
incorporée dans ces produits (Bailly et al, 2005).
Enfin pour clôturer la liste des aliments susceptibles d’être contaminés par la patuline, il ne
faut pas écarter certains substrats destinés à l’alimentation animale tels que les ensilages et les
fourrages (Escoula, 1977). Une enquête épidémiologique réalisée en France par Escoula
(1974) a montré que 59% des 34 ensilages de maïs testées contenaient de la patuline. La
présence simultanée d’acide byssochlamique montrait que Byssochlamys nivea était à
l’origine de la patuline. Outre cette espèce, plusieurs autres moisissures productrices de
patuline ont été isolées de ces substrats. Plus particulièrement, deux espèces de Penicillium
ont été suspectées d’être une source de la patuline dans les ensilages, P. glandicola (syn . P.
granulatum) et P. roqueforti.
Bien que Penicillium glandicola soit souvent abondant sur les fronts de coupe des ensilages,
aucune relation entre la présence de patuline et la contamination des fourrages ensilés par
cette espèce fongique n’a été établie. Ceci est en accord avec le fait que P. glandicola subit un
effet biostatique dans les conditions d’anaérobiose d’un ensilage et ne se développerait que
sur le front de coupe après ouverture du silo (Borkowska-Opacka et Escoula, 1977). Une
étude récente tenant compte des dernières avancées en taxonomie révèle que sur 52 souches
isolées d’ensilage et identifiée sur la base morphologique comme P. roqueforti, 48 sont des P.
roqueforti sensus stricto, 2 P. paneum et 2 P. expansum (Boysen et al ,2000). Une autre étude
40
montre que la majorité des souches retrouvées dans des fourrages ensilés sont des souches de
P. paneum tandis que la plupart des souches de P. roqueforti sont isolées préférentiellement
d’ensilage de maïs (Sumarah et al, 2005). Compte tenu de la non production de patuline par P.
roqueforti, il semblerait que P. paneum et P. expansum constituent des sources limitées de
patuline dans les ensilages de maïs mais des sources à surveiller dans les fourrages ensilés.
4.5 Propriétés toxicologiques
4.5.1 Toxicocinétique
4.5.1.1 Devenir biologique de la patuline :
La première étude (Dailey et al. 1977a) décrit le devenir d’une dose unique de 3mg/kg de 14C-
patuline administrée par voie orale chez le rat. Au cours des sept jours suivant le traitement,
36 et 49 % de la radioactivité sont éliminés respectivement par l’urine et les fèces, la majorité
étant éliminée dans les 24 premières heures. Seuls 2 à 3 % sont retenus dans le sang et les
principaux organes alors que 1 à 2 % sont excrétés sous forme ultime de 14CO2.
4.5.1.2 Absorption et distribution :
Une étude in situ sur modèle d’estomac perfusé de rat (Rychlik et al. 2004) a montré que 26 à
29 % de la patuline était absorbée en 55 minutes, à partir de concentrations luminales de 350
ou 3,5 mg/l. De cette quantité, 17 et 2 % étaient transférés vers la circulation alors que
seulement 3 et 0,06 % se retrouvaient dans le tissu gastrique. La disparition de la plus grande
partie de la toxine est attribuée à une réaction avec le glutathion intracellulaire, on assiste
d’ailleurs à une forte déplétion de ce tripeptide lors de l’exposition à la forte dose de patuline.
Utilisant un essai de dilution par isotope stable, une étude récente (Rychlik, 2003) a
mis en évidence l’absence de patuline sérique (< 200 ng/l) chez 5 consommateurs humains de
jus de pomme contenant un taux maximal admissible en toxine. Une étude complémentaire in
41
vitro sur le sang humain démontre qu’après addition de 100 µg de patuline à 9 ml de sang,
seulement 6,1 % de toxine étaient détectés à l’issue de 2 minutes d’incubation. Il est conclu
que même de fortes concentrations alimentaires en patuline puissent disparaître avant
d’atteindre d’autres tissus que le tractus digestif.
4.5.1.3 Liaison de la patuline aux protéines :
Trois études in vitro successives de Fliege et Metzler (1999, 2000a, 2000b) ont permis
d’identifier des produits d’addition de la patuline à divers résidus aminés de protéines.
D’abord, ces auteurs ont qualifié l’induction par la patuline de liaisons croisées (crosslinks)
intra ou intermoléculaires impliquant des chaînes latérales de cystéine, lysine ou histidine et
des groupements alpha aminés. Comme la patuline est censée exercer son effet de dommage
chromosomique à travers la formation d’adduits covalents à des thiols essentiels
intracellulaires, les mêmes auteurs ont identifiés 16 adduits à diverses molécules nucléophiles
dont le 4-bromothiophenol. Enfin les propriétés électrophiles de la patuline ont été étudiées
par la réaction non enzymatique avec le glutathion et son produit de dégradation, la N-acétyl-
L-cystéine. Ainsi trois adduits cycliques se forment avec le glutathion, provenant de l’activité
nucléophile des groupements alpha aminés des résidus d’acide glutamique et de cystéine du
tripeptide, induite lors de l’interaction avec la patuline.
4.5.1.4 Interaction avec les protéines de biotransformation :
Une étude ancienne (Siraj et al. 1980) a été entreprise chez la souris recevant la toxine par
voie intrapéritonéale, soit en administration unique (1, 3 ou 4,5 mg/kg), soit par injection
quotidienne de 1 mg/kg pendant 5 ou 14 jours. Si l’administration chronique ne conduit à
aucune variation des activités hépatiques de biotransformation, certaines inductions
apparaissent après injection unique. Ainsi, une augmentation de 12 % du cytochrome P450
42
total est relevée 48 heures après l’administration de 3 ou 4,5 mg/kg. Cette induction est
d’ailleurs associée à l’augmentation de certaines activités comme l’hydroxylation de l’aniline,
la déméthylation de l’aminopyrine et de l’éthylmorphine ou de la NADPH-cytochrome C
réductase. Il est conclu que la patuline est au plus un faible inducteur enzymatique.
Entreprise plus récemment, l’étude de Lewis et al. (1999) compare la cytotoxicité de
huit mycotoxines sur des cellules recombinantes d’origine humaine exprimant divers
cytochromes P450. Des neuf P450 introduits les P4501A2 et 3A4 s’avèrent les plus propices à
entraîner la formation de métabolites cytotoxiques. Seules les aflatoxines B1, G1 et
l’ochratoxine A sont réellement bioactivables par ces hémoprotéines. La patuline comme la
toxine T-2, l’acide cyclopiazonique, la fumonisine B1 ou le déoxynivalénol ne subit pas de
dégradation en métabolites cytotoxiques produits par ces P450. Considérée sur les cellules
témoins non recombinantes, la patuline n’est pas classée parmi les toxines les plus
cytotoxiques.
4.5.2 Toxicité générale
4.5.2.1 Toxicité aiguë :
Mesurée chez les rongeurs, les DL 50 par voie orale se situent entre 29 et 55 mg/kg chez le
rat, la souris ou le hamster, la volaille paraît moins sensible avec une DL50 de 170 mg/kg
chez le coq. Administrée par voie intraveineuse, intrapéritonéale ou sous-cutanée, la patuline
s’avère 3 à 6 fois plus toxique pour les mêmes espèces (Pfohl-Leszkowicz 1999). Chez toutes
les espèces, les signes toxiques correspondent à une neurotoxicité (agitation, convulsions)
associée à une congestion pulmonaire avec ulcération et inflammation intestinales.
Certains composés modulent ces propriétés, ainsi les inhibiteurs de cytochrome P450 comme
le SKF 525A augmentent fortement la toxicité de la patuline alors que les inducteurs
(phénobarbital, 3-methylcholanthrène) ne la modifient pas (Hayes et al. 1979). En revanche,
43
la cystéine associée à la patuline parvient à annuler ses effets toxiques et à augmenter la DL50
de 100 fois (Ciegler et al. 1976, Lindroth et von Wright, 1978).
4.5.2.2 Toxicité chronique :
Essentiellement étudiée chez le rat, l’administration orale à court terme de patuline conduit à
une perte pondérale, des altérations gastriques et intestinales avec perturbation de la fonction
rénale (Pfohl-Leszkowicz 1998). Une répétition de dose conduit à des signes de neurotoxicité
(tremblements, convulsions) et à une inhibition caractérisée d’enzymes (ATPase) dans
l’intestin et le cerveau avec des conséquences notamment en termes de métabolisme des
lipides (Devaraj et Devaraj, 1987).
Des tableaux cliniques comparables ont été décrits chez la souris, le hamster ou le poulet.
Chez le singe, aucun signe de toxicité n’a été observé après des traitements quotidiens par
0,005 ; 0,05 ou 0,5 mg/kg pendant 4 semaines. Seule l’administration orale de 5 mg/kg
entraîne un refus alimentaire au cours des trois derniers jours d’exposition (Garza et al. 1977).
Récemment, Selmanoğlu et Kockaya (2004) ont mesuré diverses activités hormonales
thyroïdiennes et testiculaires chez le rat recevant la patuline par voie orale à raison de 0,1
mg/kg/jour pendant 60 ou 90 jours. Un traitement de 60 jours provoque une augmentation du
niveau sérique en testostérone (66%) et une diminution de 17% du taux en hormone T4 alors
qu’il n’apparaît aucun changement pour les T3, TSH, LH et GH. Quand le traitement est
appliqué pendant 90 jours, des augmentations en testostérone (75%) et en LH (146%) sont
observées sans autre perturbation clinique. L’examen histologique des testicules démontre
œdème, fibrose, hyperplasie des cellules de Leydig et désorganisation de l’épithélium des
tubules séminifères. Au niveau de la thyroïde, on enregistre une infiltration des cellules
lymphoïdes et un élargissement du tissu interstitiel interfolliculaire. Selmanoğlu (2006) a
relevé à la fois une diminution du nombre de spermatozoïdes, des anomalies morphologiques
44
de ceux-ci ainsi que quelques changements histopathologiques de l’épididyme et de la
prostate.
Hormis cette dernière étude, la patuline est reconnue pour ne provoquer que des
désordres gastro-intestinaux avec ulcérations, distension et hémorragies, voire à plus forte
dose, des perturbations de la fonction rénale .
4.5.3 Données relatives à la génotoxicité 4.5.3.1 Etudes in vivo :
Les rares études de toxicité à long terme de la patuline (Osswald et al. 1978 ; Becci et al.
1981) ont mis en évidence l’absence de tumeurs chez des rats exposés à des doses orales
trihebdomadaires de 0,1 à 2,5 mg/kg pendant 74 à 104 semaines.
4.5.3.2 Etudes in vitro :
La patuline comme la citrinine ou l’ochratoxine A, ne provoque pas de mutations reverses
pour Salmonella Typhimurium TA102 (Wurgler et al. 1991). Testée parmi d’autres
mycotoxines par un test de SOS sur microplaque, la patuline comme la citrinine ou
l’ochratoxine (et à l’inverse de l’aflatoxine, la stérigmatocystine ou la versicolorine) est
négative (Sakai et al. 1992). Une comparaison entre la cytotoxicité et l’activité antitumorale
de la patuline et de ses adduits à la cystéine a été conduite sur des cellules murines de
leucémie (L1210 et P388). La cystéine réduit de 2 à 4 fois les propriétés antiprolifératives de
la patuline par addition sur les positions chimiques responsables de cette activité (Krivobok et
al. 1994).
Les effets aneuploïdogènes et clastogènes de la citrinine et de la patuline ont été comparés sur
cellules V79 de hamster en mesurant l’inhibition de l’assemblage des microtubules et
l’induction de l’arrêt mitotique et des micronoyaux. Les deux toxines inhibent la
45
polymérisation des microtubules, en revanche seule la patuline se lie de façon covalente aux
thiols des microtubules. A des concentrations n’induisant pas de cytotoxicité, l’arrêt de la
mitose et la présence de chromatides sœurs témoignent de l’effet aneuploïdogène des deux
toxines. Seule la patuline est reconnue clastogène car elle induit des micronoyaux contenant
des fragments non centrés reconnus par coloration de CREST. Ces propriétés pourraient
contribuer à la possible cancérogénicité de ces toxines (Pfeiffer et al. 1998).
Sur les mêmes cellules V79 et sur lymphocytes humains, Alves et al. (2000) ont montré
l’induction de dommages à l’ADN par la patuline à travers deux essais différents, l’induction
des micronoyaux (lymphocytes) et l’apparition d’aberrations chromosomiques (V79). Par
ailleurs, la présence de 80 µM d’acide ascorbique permet d’abolir la clastogénicité de 0,8 µM
de patuline.
Trois types cellulaires différents (CHO, HEK et lymphocytes humains) ont servi de support à
la comparaison des dommages oxydatifs et de risques génotoxiques induits par la citrinine et
la patuline (Liu et al. 2003). Seule la patuline provoque une augmentation dose-dépendante de
la fréquence des chromatides sœurs en CHO et lymphocytes. Elle accroît aussi le nombre
d’altérations de l’ADN en CHO et induit des coupures de l’ADN en HEK au-delà de 15 µM.
Ce travail démontre aussi que la patuline est clastogène et peut provoquer des dommages
oxydatifs sur l’ADN. En revanche la citrinine n’apparaît pas génotoxique pour HEK mais
contrairement à la patuline, augmente le niveau des ARN messagers des heat shock protéines
70.
4.5.4 Autres effets
4.5.4.1 Cytotoxicité
La cytotoxicité de la patuline a été mesurée sur des hépatocytes immortalisés de rat en
considérant la survenue de divers désordres oxydatifs (Barhoumi et Burghardt, 1996). La
46
toxine ajoutée à raison de 1; 2 ou 10 µM pendant 20 minutes a engendré le tableau
chronologique de réponses suivant : suppression des communications intercellulaires (gap
jonctions) et déplétion en glutathion intracellulaire / génération de radicaux oxygénés /
dépolarisation de la membrane des mitochondries / augmentation du calcium intracellulaire et
acidification cytoplasmique / dépolarisation de la membrane cellulaire.
Deux lignées cellulaires épithéliales humaines d’origine intestinale (HT-29 et Caco-2) ont été
exposées à des concentrations micromolaires en patuline (Mahfoud et al. 2002). Une
diminution rapide et importante de la résistance transépithéliale est enregistrée sans signe
apparent de cytotoxicité. Cet effet serait associé à la réactivité de la patuline à l’égard des
groupes thiols car la cystéine ou le glutathion préviennent ce désordre, lequel est potentialisé
par le sulfoximine de buthionine, un agent de déplétion du glutathion. De plus, cet effet est
mimé et potentialisé par l’oxyde de phenylarsine, un inhibiteur spécifique de la protéine
tyrosine phosphatase (PTP) dont le site actif contient un résidu cystéine en position 215. En
conséquence, il est suggéré que la patuline agisse par inactivation de ce site enzymatique dont
l’activité est essentielle dans la fonction de barrière de l’épithélium intestinal.
4.5.4.2 Embryotoxicité et tératogenèse
Dailey et al. (1977b) ont observé in vivo, une réduction de la taille des portées de rats soumis
à un traitement par la patuline, alors qu’à la deuxième génération il y a diminution du poids
des fœtus sans apparition de malformations. Une observation similaire a été effectuée par
Reddy et al. (1978) chez des rats recevant 1,5 mg/kg par voie intrapéritonéale ; la dose de 2
mg/kg provoque l’avortement de tous les embryons.
Chez la souris, une même dose orale a provoqué la mort de la progéniture avec des
hémorragies cérébrales, pulmonaires et cutanées (Osswald et al. 1978). Une plus forte dose
orale (3,8 mg/kg/jour pendant 12 jours) ne modifiait pas l’implantation embryonnaire et
47
n’entraîne aucune malformation, contrairement à l’intoxication intrapéritonéale qui se traduit
par des divisions palatines et des néphropathies (Roll et al. 1990).
Injectée dans la poche d’air de l’œuf de poule, la patuline peut provoquer une embryotoxicité
au delà de 24 µg par œuf, la cystéine co-administrée parvient à limiter cet effet (Ciegler et al.
1976).
L’effet embryotoxique de la patuline a été testé in vitro sur des cultures d’embryons de rat à
raison de 0 à 62 µM pendant 45 heures d’exposition (Smith et al. 1993). La plus forte
concentration s’avère létale au-delà de 40 heures, entraînant une diminution des protéines, de
l’ADN et du diamètre du sac vitellin ainsi qu’une augmentation du nombre de résorptions
embryonnaires. A de plus faibles concentrations, les anomalies incluent un retard de
croissance, une hypoplasie du mésencéphale et du télencéphale et une hyperplasie des
processus mandibulaires.
4.5.4.3 Immunotoxicité
De nombreuses études in vitro démontrent que la patuline inhibe de multiples fonctions des
macrophages. Ainsi, Sorenson et al. (1985) ont montré que la synthèse des protéines était
inhibée dans des macrophages alvéolaires de rat exposés in vitro et que la fonction
membranaire était aussi altérée par la patuline. Dans les mêmes cellules de souris, il a été
prouvé que la toxine diminuait significativement la production de radicaux oxygénés (O2.), la
fusion phagosome-lysosome et l’activité des lysosomes (Bourdiol et al. 1990).
Plus récemment, comparée à la citrinine et à la gliotoxine, la patuline ne parvenait à inhiber
que très modérément l’expression de l’interféron γ ou de l’interleukine 4 par les macrophages
humains (Wichmann et al. 2002). En effet, ces inhibitions n’étaient significatives que pour
des concentrations de 64 et 243 ng/ml respectivement, contre 10 ou 5 fois moins pour les deux
autres mycotoxines. Par ailleurs, Marin et al. (1998) utilisant des cellules EL-4 de thymome
48
ont démontré le caractère suppresseur de la patuline sur la production des interleukines 2 et 5,
à partir de concentrations de 500 ng/ml, ces effets intervenant toutefois pour des doses bien
plus fortes que pour la toxine T-2 testée dans le même essai.
Des études in vivo chez la souris ont démontré des effets variés sur le système immunitaire.
Ces effets incluaient une augmentation des lymphocytes T d’origine splénique associée à une
diminution des immunoglobulines sériques (Escoula et al. 1988b), une atténuation des
réponses d’hypersensibilité (Paucod et al., 1990) ou une augmentation des neutrophiles avec
résistance accrue à l’infection par Candida albicans passant d’un taux de mortalité de 80 %
chez les témoins à 50 % chez les traités (Escoula et al. 1988a).
Une étude à moyen terme sur la même espèce (0,08 à 2,56 mg/kg de patuline administrée
pendant 28 jours par voie orale) a démontré une diminution des leucocytes et notamment des
lymphocytes du sang périphérique (à 1,28 et 2,56 mg/kg), une augmentation des monocytes
et des cellules NK spléniques (dès 0,08 mg/kg), une augmentation des lymphocytes T
cytotoxiques (à 2,56 mg/kg) avec altération des taux en immunoglobulines et en CD3+, CD4+
CD8- et en CD4- CD8+ dans la rate. Toutefois, ces variations n’ont pas de conséquences
fonctionnelles et il n’y a pas de changement significatif dans la fonction immune des souris
traitées par la patuline pour des paramètres comme la réponse des anticorps aux globules
rouges de mouton (SRBC) ou la fonction cellulaire dite « natural killer ». Les auteurs
concluaient que la patuline n’altèrerait pas la réponse immunitaire à des niveaux
correspondant à l’exposition alimentaire humaine possible (Llewellyn et al. 1998).
Chez le rat comme chez le lapin, la patuline supprime l’explosion oxydative habituellement
décrite dans les macrophages péritonéaux (Escoula et al., 1988b) alors que l’augmentation des
neutrophiles serait attribuée par Mc Kinley et al. (1982) à l’inflammation gastro-intestinale
provoquée par la mycotoxine.
49
4.5.5 Valeurs toxicologiques de références
Concernant le caractère cancérogène de la patuline, cette toxine a été classée par
l’International Agency for Research on Cancer (IARC, 1986) dans le groupe 3 des produits
pour lesquels il est impossible de se prononcer quant à la cancérogénicité pour l’homme.
La détermination des valeurs de référence par le Comité mixte FAO/WHO d’experts sur les
additifs et contaminants alimentaires (JECFA) est fondée sur l’étude la plus sensible. Il s’agit
de celle entreprise par Becci et al. (1981) chez le rat recevant la toxine 3 fois par semaine
pendant 2 ans. Dans ce travail, les effets observés ont porté sur une diminution pondérale des
rats males et une mortalité par inflammation pulmonaire et laryngotrachéale accrue chez les
animaux des deux sexes exposés à 1,5 mg/kg.
En considérant cette étude, la dose sans effet a été établie à 43 µg/kg/j et un facteur de
sécurité de 100 a été retenu.
De ce fait, le JECFA (1995), le Conseil supérieur d’Hygiène Publique de France (CSHPF,
1999) et le Scientific Committee for Food (SCF, 2000) ont établi une dose journalière
maximum tolérable provisoire (DJMTP) pour la patuline de 0,4 µg/kg de poids corporel
calculée à partir d’effets combinés sur la reproduction, de ses effets toxiques à long terme et
de la cancérogénicité (NOEL, à 43 µg/kg de poids corporel et par jour).
Enfin, étant donné le caractère récent et inédit des études de Selmanoğlu (2004, 2006),
démontrant des perturbations endocriniennes chez des rats recevant de faibles doses de
patuline, ces résultats devront être confirmés sur le long terme car ils pourraient constituer la
base d’une réévaluation des doses de référence de la patuline.
4.5.6 Conséquences toxicologiques de la contamination d’aliments pour bétail
Les problèmes principaux actuellement identifiés se réfèrent aux ruminants. Parmi les
ensilages examinés par Escoula (1977), un certain nombre provenait d’exploitations dans
50
lesquelles des accidents graves avaient été observés chez les bovins ou les ovins qui les
consommaient, bien que les tableaux cliniques décrits manquaient de spécificité. Les
manifestations nerveuses furent les plus nombreuses. Furent également signalés des troubles
digestifs, des avortements et surtout une baisse des performances zootechniques.
D’autres accidents graves à symptomatologie nerveuse ont été observés chez des ruminants
recevant des aliments contaminés par Aspergillus clavatus ; ils ont été attribués à la présence
de patuline (Moreau, Moreau 1960, Jacquet et al, 1963). On a rendu la patuline responsable
des empoisonnements collectifs de bovins ayant entraîné la mort de plus de 100 vaches
recevant de l’orge malté contaminé par P. griseofulvum (Ukai et al, 1954) ou par Aspergillus
clavatus (Schultz et al, 1969). Chez la souris ou chez les bovins, l’administration orale de
grains de malt volontairement contaminés avec Penicillium griseofulvum a provoqué des
symptômes nerveux, des hémorragies cérébrales conduisant à la mort. Les résidus d’orges
maltés ont été particulièrement incriminés dans des accidents toxicologiques chez des ovins
ou des bovins présentant des troubles neurologiques (Gilmour et al, 1989, Schlosberg A. et al,
1991, Sabater-Villar, 2004, Loretti et al, 2003). Comme le laissaient supposer les lésions
pathologiques, Sabater-Villar et al (2004) ont isolé dans les aliments incriminés A. clavatus et
ont détecté des traces de patuline dans ces résidus d’orges. Des syndromes hémorragiques ont
été observés chez des bovins nourris avec des ensilages de mauvaise qualité contenant de la
patuline (Syrett 1979). Certains accidents toxicologiques à tableaux cliniques similaires ont
été attribués à d’autres métabolites secondaires non identifiés produits par Aspergillus
clavatus (Kellerman et al, 1976). Outre la patuline, A. clavatus produit d’autres molécules
telles que les tryptoquivalines, les tryptoquivalones, les cytochalasines, la glyantrypine et le
clavatol. Compte tenu de ces données, il est difficile d’incriminer la patuline comme la seule
et unique responsable de ces accidents de terrain. Toutefois, les manifestations toxicologiques
sont plutôt rares chez les ruminants alors que la présence de moisissures productrices de
51
patuline dans les ensilages est fréquente. De même, aucune pathologie associée à l’ingestion
de nourriture contaminée par la patuline n’a pu être attribué à cette toxine de façon exclusive
et certaine.
4.6 Etat de la contamination naturelle des denrées alimentaires par la
patuline en Europe.
En France, plusieurs enquêtes menées par la Direction Générale de la Concurrence, de la
Consommation et de la Répréssion des Fraudes (DGCCRF) ont été régulièrement entreprises
depuis une quinzaine d’années. Vingt-neuf échantillons de cidre et un échantillon de poiré ont
été analysés en 1991. Les prélèvements ont été effectués dans les principaux départements
producteurs de ce type de boissons alcoolisées le Calvados et l’Orne. Dix sept pourcents des
échantillons contenaient des taux supérieurs à 50 µg/L . En 1993, 3 échantillons de cidre doux
dépassaient la valeur limite recommandée de 50 µg/L. Les 25 jus de pommes analysés
présentaient des niveaux de contamination en dessous des valeurs seuils. En 2000, une
enquête préliminaire a été conduite sur 119 échantillons de produits à base de pomme ou de
poire (jus, pommeaux, cidres, compotes et préparations destinées aux enfants en bas age) dans
l’attente de la fixation de seuil règlementaire. Aucun jus, nectars, compotes et autre
préparation solides à base de pomme n’a présenté de niveaux de contamination
répréhensibles. La surprenante qualité des produits analysés a été attribuée à la sensibilisation
des industriels à la mise en place de la future réglementation. Généralement attentifs au
problème de la contamination éventuelle de leur filière par la patuline, les industriels
appliquent diverses mesures préventives et procédures de surveillance (mise en place de
cahier des charges vis-à-vis des fournisseurs, tri des fruits, dosage de la patuline sur les
produits finis). Bien qu’aucun cidre n’ait été déclaré impropre à la consommation, des
niveaux de contamination supérieurs à la norme en vigueur ont été relevés dans des apéritifs à
52
base de pomme. La contamination des apéritifs à base de cidre par la patuline semble être liée
aux mauvaises conditions dans lesquelles sont mises en œuvre des pratiques anciennes de
fabrication consistant à laisser mûrir les pommes en tas pour des raisons organoleptiques. La
dernière enquête en date de la DGCCRF fait état de 9 échantillons présentant une teneur en
patuline supérieure à la teneur maximale réglementaire de 50 µg/kg (teneurs comprises entre
71 et 1800 µg/kg). Parmi les boissons alcoolisées à base de pomme, 3 échantillons sur 25
contenaient des teneurs en patuline supérieure à la teneur règlementaire (79-150 et 200
µg/kg). Les non conformités constatées ont concerné exclusivement des produits fabriqués au
stade artisanal ou fermier.
4.7 Evaluation de l'exposition humaine à la patuline.
Une étude de la ration alimentaire totale a été entreprise en 2000, afin de connaître le niveau
de consommation et d’exposition de la population française à la patuline à partir d’aliments
« prêt à consommer » (Leblanc, 2004). Les résultats sur les niveaux de patuline retrouvés dans
les aliments analysés « tels que consommés » montrent que 16 échantillons, soit plus de 80%
des produits analysés présentent des niveaux de contamination inférieurs à la limite de
détection (Tableau 3). Deux échantillons, soit plus de 10% des produits analysés présentent
des niveaux de contamination compris entre la limite de détection et 50µg/kg. Il s’agit pour le
premier, d’un échantillon de jus de pomme à base de concentré et de cidre pour le deuxième.
Deux échantillons, soit environ 10% des produits analysés présentent une teneur supérieure à
50µg/kg. Il s’agit d’un échantillon de tartelette aux pommes (teneur de 60µg/kg) et d’un
échantillon de beignet aux pommes (teneur de 100µg/kg).
53
Table 3 : Estimation de l’exposition à la patuline de la population française à partir d’aliments « prêts à consommer » (D’après Leblanc JC et al, 2005)
Adultes (15 ans et plus) (n=1474)
Enfants (3 à 14 ans) (n=1018)
Nb. d’échant
illons
Consommation (g/jour)
Exposition (ng/kg p.ca./j)
Consommation (g/jour)
Exposition (ng/kg p.ca./j)
Groupe d’aliment
Moyenne de contaminati
on (µg/kg) Moyenne p95 Moyenne p95 %
Moyenne p95 Moyenne p95 %
Boissons alcoolisées 2 19,5 3,54 17,1
1,00 5,18 5,60
0,47 c -
0,33 0,00 1,10
BRSA b 2 20,5 2,25 c -
0,78 0,00 4,40
9,02 57,1
7,45 45,2 25,2
Compote et fruits cuits 4 15 6,08 42,9
1,44 9,60 8,10
6,61 42,9
4,17 22,0 14,1
Fruits 6 15 39,7 171
9,16 38,7 51,4
18,7 85,7
10,2 45,0 34,4
Pâtisserie 6 31,7 19,1 77,1
5,45 21,6 30,6
11,6 51,4
7,40 34,7 25,2
Total
20
71 233
18 57
100
46
150
30 106
100
a p.c. = poids corporel b Boissons Rafraîchissantes Sans Alcool (jus de pomme à base de concentré).
c Le tiret signifie qu’il y a moins de 5% de consommateurs pour le groupe d’aliment considéré et que la valeur au p95 est de 0
54
D’autres données concernant l’exposition humaine à l’échelle européenne ont été fournies par
les résultats publiés issus des tâches de coopération scientifique (Scoop 3.2.8, patuline). Les
données provenant des différents pays membres montrent peu de fortes contaminations, ce
qui laisse penser que les produits circulant dans l’Union sont globalement de très bonne
qualité concernant la présence éventuelle de patuline. Ces données confirment qu’à l’échelle
européenne, les pommes et autres produits à base de ce fruit, constituent les principaux
apports de patuline tant en terme d’occurrence que de niveau de contamination.
Dans le calcul d’exposition, les niveaux moyens de concentration utilisés dans le calcul des
apports correspondent à la moyenne pondérée de l’échantillon alimentaire composite pour les
deux saisons. Pour les deux études évoquées ci-dessus, les valeurs non détectées et les
valeurs inférieures à la limite de quantification ont été considérées comme égales à la moitié
de la limite de détection (LOD).
Le tableau 2 montre que l’apport moyen estimé pour la population française est de 18 ng/kg
p.c./j chez les adultes « normoévaluants » de 15 ans et plus et de 30 ng/kg p.c./j chez les
enfants de 3 à 14 ans. L’exposition au 95ème percentile est de 57 ng/kg p.c./j chez les adultes
et de 106 ng/kg p.c./j chez les enfants (équivalent DJT inférieur à 30%). Comparés à la
l’évaluation de l’étude européenne, les résultats d’exposition sont en moyenne plus importants
d’un facteur 10 pour les adultes et d’un facteur 5 pour les enfants. Cette différence est pour
l’essentiel due aux limites de détection plus importantes dans l’étude française et à une prise
en compte de vecteurs d’exposition alimentaire supplémentaires comme les fruits (pommes)
et les pâtisseries (tartelette et beignet aux pommes). Pour la population végétarienne, l’apport
moyen estimé est compris entre 34 et 50 ng/kg p.c./j en fonction des différents groupes
étudiés. Au 95ème percentile, l’exposition est comprise entre 90 et 120 ng/kg p.c./j soit un
équivalent DJT inférieur ou égal à 30%. En conclusion, en France, la proportion d’individus
dont l’apport théorique dépasse la dose journalière maximum tolérable provisoire (DJMTP)
55
de 400 ng/kg p.c/j est estimée à 0 % pour l’ensemble des populations étudiées.
4.8 Réglementation
Les nombreuses études et évaluations toxicologiques ont conduit les pouvoirs publics de
nombreux pays à édicter des normes règlementant les concentrations maximales tolérables en
patuline dans différents aliments. La patuline est la mycotoxine la plus règlementée après les
aflatoxines et l'ochratoxine A . Les pays européens ont été les premiers à être sensibilisés
puisque certaines nations ont imposé une concentration limite à ne pas dépasser de 50 µg/kg
(ppb) dès le début des années 80. Plusieurs pays, dont la France, ont par la suite promulgué
des recommandations plus contraignantes en abaissant les concentrations autorisées à des
valeurs comprises entre 25 et 35 µg/kg. Aujourd’hui les différentes recommandations
nationales sont en passe d’être harmonisées depuis que la Commission Européenne a instauré
une réglementation européenne en 2001 (Réglementation de la Commission n°466/2001). Il a
été décidé que la teneur maximale de patuline dans les jus de fruit (pur jus ou jus reconstitué à
base de concentré), les cidres, les spiritueux et autres boissons fermentées à base de pomme,
serait fixé à 50 µg/kg. Le taux maximal dans les produits solides à base de pomme tels que les
compotes serait abaissé à 25 µg/kg tandis que la législation concernant les produits à base de
pommes, destinés à la consommation des enfants et des nourrissons serait encore plus
drastique avec un seuil limite fixé à 10 µg/kg. Cette dernière législation n’est appliquée que
depuis Avril 2004 ((Réglementation de la Commission n°455/2004). Les Etats-Unis ont été
beaucoup plus lent à instaurer une réglementation sur la pauline mais aujourd’hui la United
States Food and Drug Admnistration (FDA) limite la concentration de patuline dans les jus
de pommes à 50 µg/L (USFDA, 2004).
56
MATERIELS ET METHODES
GENERAUX
57
1. SOUCHES ET MILIEUX
1.1 Souches utilisées Les souches productrices de patuline utilisées dans l’optique d’isoler les gènes ont été les
suivantes : Byssochlamys nivea NRRL 2615, Penicillium griseofulvum NRRL 2159A,
Penicillium expansum NCPT 44.
Les souches estampillées NRRL ont été fournies par le «Northern Region Research
Laboratory », (NRRL) de l’United State Department of Agriculture (USDA)., tandis que la
souche P. expansum NCPT44 a été isolée et identifiée par les équipes des laboratoires
d’accueil de baies de raisins. Les identités des souches ont été systématiquement contrôlées
par amplification et séquençage des espaces inter géniques codant pour les ARN ribosomaux
(ITS).
1.2 Milieux de culture
Les souches ont été ensemencées sur un milieu gélosé P.D.A (Potato Dextrose Agar) en boîte
de Petri (extrait de pomme de terre 1000ml, glucose 20g, agar), et incubées 7 jours à 25 °C
afin de favoriser la sporulation, à l’exception de la souche Byssochlamys nivea qui a été
incubée 21 jours à 25°C.
Les spores ont été récoltées et resuspendues dans 1 ml de tryptone-sel. Deux cent cinquante
microlitres de cette suspension sont utilisés pour ensemencer 100 millilitres de Czapek
glucose (Czapek-dox 35g, Glucose 8g, extrait de levure 2g) milieu favorisant la production de
la patuline.
2 PRODUITS CHIMIQUES ET STANDARDS ANALYTIQUES
Les solvants (Chloroforme, acétonitrile, acide acétique, méthanol, éthanol, isopropanol)
utilisés pour l’extraction et la détection des mycotoxines, et pour l’extraction des acides
58
nucléiques provenaient de la société Fisher et sont de qualité «chromatographie contrôlée ».
L’eau utilisée en HPLC comme phase mobile et en Biologie moléculaire est de qualité
ultrapure préparée avec le système de purification MilliQ (Millipore SA, Molsheim, France)
La patuline et l’acide mycophénolique employés comme étalons standards ont été fournis par
la société Sigma (Sigma, St Quentin Fallavier, France). Les autres standards ont été fournis
respectivement par P.M. Shoolingin-Jordan de l’Université de Southampton, Royaume-Uni et
Y. Ebizuka de l’Université de Tokyo, Tokyo, Japon pour l’acide 6-methylsalicylique ; H.
Fujimoto, Université de Chiba, Japon pour le 5,7 dihydroxy-4-methylphtalide ; J.D. White,
de l’Université de l’Etat de l’Oregon, U.S.A. pour l’acide byssochlamique, T. Anke, de
l’Université de Kaiserslautern, Allemagne pour l’acide orsellinique.
3. EXTRACTION DES METABOLITES SECONDAIRES PRESENTS
DANS LES SURNAGEANTS DE CULTURE
Les métabolites secondaires présents dans les surnageants de culture ont été extraits par
partition de phase en mettant en contact prolongé par agitation les 100 ml de surnageants
avec 70 ml de chloroforme (CHCl3). Une centrifugation pendant 20 min à 8000 RPM
(Rotation Par Minute) permet de bien séparer les deux phases (la phase aqueuse et la phase
chloroformique). La phase chloroformique a été prélevée et évaporée sous vide à l’aide d’un
évaporateur : Rotavapor (Büchi, Suisse) afin de réduire son volume à 2 ou 3 ml. Ce volume a
été transvasé dans un tube et évaporé à 60°C sous flux d’air comprimé à l’aide d’un
évaporateur Turbo vap LV (Zynark, Hopkinton, M.A Etats- Unis ), l’extrait a été resuspendu
avec 200 µl de méthanol (CH3OH). Cette resuspension fait généralement apparaître un
précipité qu’il est nécessaire d’éliminer afin d’éviter une réduction drastique de la durée de
vie de la colonne de l’HPLC. Une filtration a été réalisée à l’aide d’un filtre en
59
polytrifluoroéthyléne (PTFE 0.45µm) adaptable au bout d’une seringue (Sun International
Trading Wilmington Etats- Unis ). Un volume de 20µl de filtrat est analysé par HPLC.
4. DETECTION CHROMATOGRAPHIQUE
Le système chromatographique utilisé au laboratoire (Biotek, Milan, Italie) se compose d’un
système de pompage avec un formeur de gradient, une colonne, d’un injecteur et d’un
détecteur U.V à barrettes diodes permettant d’établir un spectre U.V (200 à 600 nm) pour
chaque composé sorti de la colonne. Les différents éléments sont reliés à un micro-ordinateur
de type P.C. sur lequel est installé un logiciel Kroma 2000 (Biotek, Milan, Italie). Celui-ci
fonctionnant sous environnement Windows NT permet de piloter automatiquement les
différents composants du système chromatographique. Il présente aussi toutes les fonctions
d’un intégrateur classique de chromatographie.
Un système de gradient de solvant, inspiré des travaux de J.C. Frisvad (Frisvad J.C., 1997) a
été développé afin d’établir des profils de métabolites secondaires des souches utilisées.
La phase mobile est composée de deux solvants : le solvant A (acide acétique 0.2 % dans
l’eau) et le solvant B (acétonitrile). Au temps t = 0, la part du solvant B représente 10% de la
phase mobile pour augmenter de façon linéaire pendant 30 minutes afin d’atteindre 50%, puis
90% de la phase mobile en 4 minutes supplémentaires. La composition de la phase mobile
reste constante durant 4 minutes. Enfin, les conditions initiales du système
chromatographique sont rétablies en dix minutes supplémentaires afin de rincer et de
rééquilibrer la colonne.
Une colonne C18 Zorbax C18 ODS 5µm, 150µm par 4mm (Bischoff, Leonberg, Allemagne)
puis Lichrospher C18 5µm, 150µm par 4.6 mm ont été utilisées comme phase stationnaire.
20µl d’extrait resuspendu et filtré sont injectés automatiquement dans le système de
chromatographie, pour chaque échantillon considéré.
60
5. ISOLEMENT DES GENES IMPLIQUES DANS LA VOIE DE
BIOSYNTHESE DE LA PATULINE.
La même stratégie générale a été appliquée à tous les gènes isolés et clonés lors de ce travail
(Figure 7). Elle repose sur le fait que les champignons possèdent des introns très courts. Cette
particularité permet d’utiliser comme matrice de départ l’ADN génomique. Cette stratégie a
consisté en premier lieu à isoler par PCR à l’aide d’amorces dégénérées à partir d’ADN
génomique, un fragment situé à l’intérieur du gène d’intérêt, puis de remonter de part et
d’autre du gène, en utilisant des couples hybrides, amorce spécifique/ amorce dégénérée
jusqu’à atteindre les régions avoisinant les codons « start » et « stop ». Les extrémités
codantes et non codantes respectives 5’UTR (5’untranslated region) et 3’UTR (3’untranslated
region) ont ensuite été isolées de l’ADN complémentaire par la technique de Race-PCR. Les
séquences des extrémités non traduites ainsi déterminées, des amorces spécifiques ont ensuite
été dessinées dans le but de séquencer entièrement l’ADN complémentaire afin de localiser
les introns éventuels.
5.1 Préparation de l’ADN complémentaire (ADNc) :
5.1.1 Extraction des ARNs totaux :
Les ARNs totaux ont été purifiés, à partir de 100 mg de mycélium, ces derniers ont été broyés
à l’aide d’un Potter dans 1ml de réactif Trizol (Invitrogen, Carlsbad, Etats Unis ). Ce produit
est un mélange de phénol et d’isothiocyanate de guanidine exploitant la méthode de
Chomczynski et Sacchi qui permet de solubiliser les composants cellulaires tout en
préservant l’intégrité des ARNs (les acides ribonucléiques) (Chomczynski et Sacchi, 1987).
Les ARNs ont été séparés de l’ADN et des protéines par l’addition du chloroforme. La
solution a été alors homogénéisée 15 secondes par inversion manuelle puis incubée 2 à 3 mi-
61
Figure 7 : Stratégie générale employée afin d’isoler, cloner et séquencer les gènes d’intérêt.
nutes à température ambiante. Elle a enfin été centrifugée pendant 15 minutes à 14000 RPM
et à 4°C. La phase aqueuse (surnageant) a été récupérée et complétée par 500 µl
d’isopropanol de façon à précipiter les ARNs durant 10 minutes à température ambiante. Le
culot a été ensuite centrifugé 10 minutes à 14000 RPM et à 4° C. Ce dernier contenant les
ARNs a été rincé dans 500 µl d’éthanol à 75% afin d’éliminer l’isopropanol et les excès de
sels précipités. Après avoir centrifugé à 14000 RPM pendant 5 minutes, et éliminé le
surnageant, les ARNs sont resuspendus directement dans de l’eau autoclavée. Les ARNs sont
conservés à -80° C après dosage spectrophotométrique à 260nm et 280 nm.
5.1.2. Transcription inverse (la reverse transcription : RT):
Préalablement à la transcription inverse, les ARNs totaux sont systématiquement traités à la
désoxyribonucléase (DNAse) I afin d’éliminer les traces éventuelles d’ADN génomique.
Les transcription inverses ont été effectuées à partir de 5 µg d‘ARNs totaux dans un volume
total de 9 µl d’eau autoclavée. Les ARNm ont été transcrits en ADN complémentaires
(ADNc) grâce à transcriptase inverse RevertAid H minus M-MuLV (FBI Fermentas, Vilnius,
Lituanie). Après dénaturation à 70°C des structures secondaires des ARNs, l’ajout d’un
Start Stop
ADN Génomique
1eres étapes
- Amplification d’un fragment conservé à l’aide d‘amorces dégénérées. - Marche sur le gène
Start Stop
AAAAAAAAAAAAA
ADN complémentaire
2ieme étape
5’UTR 3’UTR Obtentions des extrémités par RACE-PCR
3ieme étape Séquençage du cDNA dans son entier Localisation des introns
Site Polyadénylation
Initiation transcription
Amorces dégénérés
Amorces spécifiques
Amorces 5’ GeneRacer
Amorces 3’ GeneRacer
62
oligonucléotide dT : (bys 3’) 5’- CTG TCA ACG ATA CGC TAA CGT AAC GGC ATG
ACA GGT GT (13)-3’, amorce la synthèse du premier brin d’ADNc en s’hybridant à la
séquence polyadénylée de tous les ARN messagers de la solution d’ARNs. L’hybridation a
été réalisée pendant 5 minutes à 37° C. L’ajout d’un inhibiteur des ribonucléases la Rnasine
(Promega, Madison, Etats-Unis) est nécessaire. 200 Unités de transcriptase inverse ont été
incorporés et l’ADNc a été synthétisé pendant 1 heure à 42° C. L’enzyme a été ensuite
détruite par chauffage à 85°C pendant 10 minutes. Le produit de la RT a été ensuite refroidi à
4°C, complété à 60 µl final d’eau autoclavée et conservé à –20°C. La qualité de la
transcription inverse et le niveau constitutif d’expression ont été contrôlés et évalués en
réalisant une PCR avec des amorces permettant d’amplifier un gène (exprimé de façon
constitutive) dit de « ménage », dans notre cas, il s’agit de la β- tubuline. Après alignements
des gènes et des séquences codantes de la beta-tubuline de certaines espèces d’ascomycetes
(Aspergillus flavus, Emericella nidulans, Penicillium digitatum, Leptosphaeria maculans,
Phaeosphaeria nodorum, Pestalotiopsis microspora), deux amorces ont été dessinées. Ces
amorces TubF (5’ CTC GAG CGT ATG AAC GTC TAC 3’) et TubR (5’ AAA CCC TGG
AGG CAG TCG C 3’) sont situées de part et d’autre du deuxième intron du gène de la β-
tubuline. La localisation de ces oligonucléotides permet ainsi de s’assurer de l’absence
d’ADN génomique dans les préparations d’ADN complémentaire.
5.2 Extraction des ADN Génomiques
Le protocole d’extraction d’ADN est basé sur la méthode publiée par Giradin et al, (Girardin
et al, 1993). Trois cent mg de mycélium sont broyés avec l’aide d’un potter. 5 ml de tampon
de lyse (20 mM Tris-HCL, 250 mM NaCl, 25 mM EDTA pH8, 1% SDS) sont ajoutés au
broyat. Après une incubation d’une heure à 37°C en présence de proteinase K (50 µg/ml),
celle-ci est inactivée à 65°C durant 10 minutes. Les ADN sont extraits avec un mélange
63
phénol-chloroforme (7v/3v) pour précipiter les protéines. Afin d’éliminer toute trace d’ARN,
la phase aqueuse est traitée pendant 2 heures à 37°C à la RNAse. Après deux extractions
successives au chloroforme, l’ADN génomique est précipité à l’isopropanol. L’ADN
génomique ainsi précipité est rincé avec 100 µl d’éthanol à 70% afin d’éliminer les sels et les
traces d’isopropanol. Après séchage du culot, celui-ci est resuspendu dans 300 µl d’eau ultra
pure.
5.3 Amplification de l’ADN : Polymérase Chain Reaction (PCR) :
Les séquences des amorces spécifiques ou dégénérées, utilisées pour différentes
amplifications sont présentées dans chaque partie. Les différentes séquences dégénérées ont
été dessinées après alignement de plusieurs séquences protéiques homologues de PKS ou
d’ABC transporteurs d’origine fongique. Les séquences de certaines autres amorces ont été
extraites de la littérature. Toutes les amorces, sans exception, ont été sélectionnées, après
détermination de la température de fusion et après confrontation avec la banque de gène
GenBank, de sorte qu’elles n’aient aucune homologie significative non spécifique prévisible.
Les caractéristiques des amorces (température de fusion Tm, % de GC) ont été calculées par
le logiciel Oligonucléotide calculator disponible sur Internet :
(http://www.pitt.edu/~rsup/OligoCalc.html).
Hormis les quatre lettres (A,G,C,T) symbolisant traditionnellement les quatre bases
nucléotidiques, plusieurs autres abréviations ont été utilisées dans la description des amorces
dégénérées. Par convention M, R, Y, W, S, K, V, H, D, B, et N représente des mélanges de
nucléotidiques. M: A ou C, R: A ou G, Y: C ou T, W: A ou T, S : C ou G, K : G ou T , V: A
ou C ou G, H: A ou C ou T, D: A ou G ou T, B: C ou G ou T et N:A ou C ou G ou T.
Enfin une base neutre qui peut s’apparier avec les quatre bases conventionnelles a été incor-
porée dans certaines amorces. Cette base, l’inosine est symbolisée par la lettre I.
64
Toutes les réactions de PCR requises pour ce travail ont été réalisées à l’aide d’un thermo-
cycleur GenAmp 2400 (Applied Biosystems, Forster City, USA)
De façon générale, le mélange réactionnel des PCR effectuées était constitué comme suit: 300
ng ADN, 1,5 µl d’une solution 50 mM MgCl2 , 5 µl tampon 10X, 0.3µg de chaque amorce, 10
µmoles de chaque dntp ((déoxynucléotide tri phosphate) (Invitrogen, Carlsbad, Etats-Unis) et
2.5 U de la Taq DNA polymérase (Invitrogen, Carlsbad, Etats-Unis), le tout dans un volume
réactionnel de 50 µl. Les conditions de PCR n’ont pas été identiques selon les fragments à
amplifier. Le nombre de cycles réactionnels effectués dépend de la matrice de départ. Si les
PCR sont réalisées à partir d’ADN génomique, le nombre est fixée à 40 cycles et à 45 cycles
pour de l’ADN complémentaire. La durée de l’étape d’élongation a été modifiée selon la taille
du fragment à amplifier. De même la température d’hybridation varie en fonction de la
température de fusion (Tm) des amorces. Aussi les conditions spécifiques de chaque PCR
seront rapportées dans les secteurs matériels et méthodes des différentes parties.
Les produits de PCR sont visualisés par électrophorèse sur gel d’agarose. Selon la taille
attendue du fragment amplifié, la concentration des gels a été adaptée: 3 % pour les fragments
inférieurs à 0,5 Kb, 1.2 % pour ceux de 0.5 à 3 Kb et les gels à 0.8% pour les fragments de
plus de 3 Kb. Les migrations ont été réalisées en tampon TBE (89 mM Tris Base 89 mM
Acide Borique, 2 mM EDTA).
5.4 Obtention des extrémités par Race-PCR
Pour amplifier l’extrémité 3’ de l’ADN complémentaire des gènes isolés lors de ce travail,
nous avons du recourir à la technique de la Race-PCR (Rapid Amplification of cDNA Ends-
Polymerase Chain Reaction) mise au point par Frohman (Frohman et al, 1988). L’amorce Bys
3’ a été synthétisée pour s’hybrider à la séquence polyA commune à tout ARN messager
(ARNm) et initier la synthèse de l’ADN complémentaire lors de l’étape de transcription
65
inverse. Par défaut, cette amorce a été systématiquement employée pour toute transcription
inverse effectuée, à la place des simples oligonucléotides (dT)12-19 disponibles dans le
commerce. Coté 5’, l’amorce contient une queue flottante sur laquelle viendra s’hybrider une
amorce lors de la réaction de PCR qui suit la réaction de transcription inverse
L’amplification des extrémités 5’ des gènes étudiés, a été réalisée à l’aide du kit GeneRacer
(Invitrogen, Carlsbad, USA). Ce kit est basé sur la « RNA ligase mediated- RACE) variante
de la RACE-PCR qui consiste à liguer un Oligonucléotide ARN sur les ARN messagers
préalablement déphosphorylés aux extrémités 5’ pour éliminer les ARN tronqués, puis traités
à la pyrophosphatase acide du tabac pour enlever la structure protectrice (coiffe constituée
d’une guanosine méthylée, la 7-méthylguanosine (m7-G)) en 5’. Cet oligonucléotide fournira
un site d’hybridation pour des amorces, après que les ARN messagers soient transcrits en
ADN complémentaires. Le principe des deux approches pour l’obtention des extrémités 5’ et
3’ est schématisé dans la figure 8. Après transcription inverse, les extrémités 5’ sont en effet
obtenues par amplification de l’ADNc en utilisant coté 5’,une amorce homologue à
l’oligonucléotide ARN ligué précédemment et coté 3’, une amorce 100% spécifique du gène
étudiée.
5.5. Purification et clonage des fragments d’intérêt
Le clonage des fragments amplifiés par PCR a été réalisé grâce au Kit de clonage TOPO TA
cloning (Invitrogen, Carlsbad, USA) et ceci en mettant à profit l’activité Adenine Terminal
Transférase de la Taq ADN polymérase, cette enzyme a ajouté systématiquement une
déoxyadénosine à l’extrémité 3’ des produits amplifiés. Afin d’optimiser cette incorporation,
les produits de PCR ont été incubés à 72°C (Température optimale de la Taq DNA
polymérase) pendant 10 minutes, juste après le dernier cycle d’amplification.
66
Le plasmide PCR2.1 TOPO est linéaire et porte un résidu thymidine (dT) non apparié à ses
extrémités 3’. Une topoisomérase est fixée de façon covalente à ce plasmide. Celle-ci permet
une ligation entre le vecteur et le produit PCR terminé en 3’ par un résidu adénine (dA). Les
clonages ont été entrepris selon les recommandations du fabriquant. Les plasmides ainsi
circularisés ont été ensuite introduits dans des cellules d’Escherichia coli souche Top10F’ par
Figure 8 : Préparation des ADN complémentaire en vue des clonages des extrémités 5’ et 3’.
choc thermique. Les bactéries contenant ce plasmide portant le gène de résistance à
l’ampicilline, ont été sélectionnées par étalement sur milieu sélectif Luria Bertani (LB :
tryptone10g/l, Yeast Extract 5g/l, Nacl 5g/l, agar 15g/l) contenant 100 µg /ml d’ampicilline .
Ce plasmide possède également le gène LacZ, composant de l’opéron lactose, qui code pour
la β-galactosidase.
ARN Totaux
1ere étape
-Traitement des ARN totaux à la phosphatase alcaline de veau (CIP)
ARN messagers
2ieme étape
Traitement des ARN messagerspar la pyrophosphatase du Tabac (TAP)
3ieme étapeLigation de l’oligonucléotide ARN
4ieme étapeTranscriptase inverseSynthèse du brin d’ADN complémentaire
ARNm tronquée AAAAAAAAAAAAAPO4
AAAAAAAAAAAAAARNmm7G-p-p-p
PO4 Autres ARN
CIP
CIP
AAAAAAAAAAAAAARNmm7G-p-p-PO4
TAP
ARNm AAAAAAAAAAAAAPO4Oligo RNA5’ 3’
RNA ligase
5’ 3’
5’ 3’
5’ 3’
5’ 3’
5’ 3’
ARNm AAAAAAAAAAAAAOligo RNA5’ 3’5’TTTTTTTTTTTTTTTN
Transcriptase inverse
NNNNNNNNN
Préparation des ADN complémentaire en vue des clonages des extrémités 5’ et 3’
Bys 3’
ARN Totaux
1ere étape
-Traitement des ARN totaux à la phosphatase alcaline de veau (CIP)
ARN messagers
2ieme étape
Traitement des ARN messagerspar la pyrophosphatase du Tabac (TAP)
3ieme étapeLigation de l’oligonucléotide ARN
4ieme étapeTranscriptase inverseSynthèse du brin d’ADN complémentaire
ARNm tronquée AAAAAAAAAAAAAPO4
AAAAAAAAAAAAAARNmm7G-p-p-p
PO4 Autres ARN
CIP
CIP
AAAAAAAAAAAAAARNmm7G-p-p-PO4
TAP
ARNm AAAAAAAAAAAAAPO4Oligo RNA5’ 3’
RNA ligase
5’ 3’
5’ 3’
5’ 3’
5’ 3’
5’ 3’
ARNm AAAAAAAAAAAAAOligo RNA5’ 3’5’TTTTTTTTTTTTTTTN
Transcriptase inverse
NNNNNNNNN
Préparation des ADN complémentaire en vue des clonages des extrémités 5’ et 3’
ARN Totaux
1ere étape
-Traitement des ARN totaux à la phosphatase alcaline de veau (CIP)
ARN messagers
2ieme étape
Traitement des ARN messagerspar la pyrophosphatase du Tabac (TAP)
3ieme étapeLigation de l’oligonucléotide ARN
4ieme étapeTranscriptase inverseSynthèse du brin d’ADN complémentaire
ARNm tronquée AAAAAAAAAAAAAPO4 ARNm tronquée AAAAAAAAAAAAAPO4
AAAAAAAAAAAAAARNmm7G-p-p-p AAAAAAAAAAAAAARNmm7G-p-p-p
PO4 Autres ARN
CIP
CIP
AAAAAAAAAAAAAARNmm7G-p-p-PO4
TAP
ARNm AAAAAAAAAAAAAPO4Oligo RNA5’ 3’
RNA ligase
5’ 3’
5’ 3’
5’ 3’5’ 3’
5’ 3’5’ 3’
5’ 3’5’ 3’
ARNm AAAAAAAAAAAAAOligo RNA5’ 3’5’TTTTTTTTTTTTTTTN
Transcriptase inverse
NNNNNNNNN
Préparation des ADN complémentaire en vue des clonages des extrémités 5’ et 3’
Bys 3’
67
Le site d’insertion du fragment se trouve dans la séquence de ce gène. Les clones ont été
détectés en présence de l’inducteur IPTG (Isopropyl 1 thio β-galactosidase ; 40mg/ml de LB)
et de 100mM de réactif X-gal (5 bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside).
Afin de vérifier la taille du fragment inséré, un criblage par PCR des clones positifs (colonies
blanches) sera réalisé à l’aide des amorces M13F et M13R.
Dans certains cas, le fragment PCR d’intérêt n’a pu être cloné sans une étape préalable
d’extraction à partir du gel, et ceci lorsque plusieurs bandes étaient visibles après détection
par électrophorèse. Dans ces conditions le recours à des kits de purification d’acides
nucléiques à partir de gel d’agarose de type QIAquick gel (Qiagen, Hiden, Allemagne) s’est
révélé nécessaire.
Les clones bactériens munis d’un insert de taille attendue ont été cultivés dans 250 ml de
bouillon de culture Terrific Broth supplémenté en ampicilline (100 µg/ ml de milieu).
L’isolement de l’ADN plasmidique a été réalisé par absorption sur résine à l’aide de la
technique Filter Maxi (Qiagen, Hiden, Allemagne).
5.6.. Séquençage des produits PCR :
Notre laboratoire ne disposant pas d’un séquenceur automatique, nous avons sous traité les
étapes de séquensage auprés de la société Génome Express S.A (Grenoble –France).
Techniquement la méthode employée pour le séquençage est celle mise au point par Sanger et
al en 1977, elle consiste en une synthèse d’un brin d’ADN complémentaire de celui à
séquencer, en présence des quatre déoxyribonucléotides. L’astuce de cette méthode réside en
l’addition des quatre 2’3’ didéoxyribonucléotides en quantité limitante. La réaction a été
menée en présence des quatre bases sous forme de didéoxyrinucléotides couplés à un
fluorochrome à très faible concentration. La nature du fluorochrome greffé est différente pour
68
chaque didéoxyribonucléotide. Le remplacement du groupement hydroxyl en 3’ par un
hydrogène, fait que ce didéoxynucleotide, dès qu’il a été incorporé lors de la synthèse du brin
complémentaire, ne peut plus contracter de liaison phosphodiester pour la poursuite de la
réaction. La synthèse de l’ADN est donc arrêtée. La concentration de ces didéoxynucleotides
étant très faible, leur incorporation aléatoire est rare. De ce fait, il sera produit autant de
fragments partiels que de sites.
Après la synthèse du brin complémentaire le produit de réaction de séquence a été déposé sur
un gel d’électrophorèse (polyacrylamide-urée). Un faisceau laser a été émis par le séquenceur
automatique et a stimulé les fragments qui se sont succédés dans une fenêtre au bas du gel.
La longueur d’onde émise (spécifique de chaque fluorochrome couplé au didéoxynucléotide
final) a été détectée et elle a signé la nature de la base en position finale pour un fragment de
cette taille. Les fragments successifs synthétisés de manière aléatoire diffèrent entre eux d’une
base.
5.7 Contrôle de l’identité des souches
Les souches étudiées lors de ce travail ont toutes été contrôlées soit par amplification et
séquençage des espaces géniques des ARN ribosomaux et/ou d’un fragment du gène codant
pour la β-tubuline, soit par analyse du profil des métabolites secondaire par HPLC. Dans le
cas d’une vérification d’identité par analyse des profils métaboliques, des profils de références
ont été préalablement validés sur des souches de collection caractérisées par l’outil
moléculaire. Pour l’obtention des séquences d’ITS, les conditions de PCR et les amorces
utilisées, ITS 4 (5’TCC TCC GCT TAT TGA TAT GC 3’) et ITS 5 (5’ GGA AGT AAA
AGT CGT AAC AAG G 3’) ont été décrites précédemment par White et al 1990. Une petite
modification a toutefois été apportée, par l’incorporation de 5% de DMSO dans le mélange
réactionnel. Pour certaines souches de Byssochlamys nivea et B. fulva, l’amorce ITS 4 a été
69
remplacée par l’amorce ITS BYS (5’ TAC CTG ATC CGA GGT CAA CC 3’). Les fragments
du gène ont été générés à l’aide des oligonucléotides TUB F et Tub R précédemment cités.
5.8 Traitement des séquences nucléiques et protéiques
La détermination des cadres ouverts de lecture a été réalisée à l’aide du logiciel ORF
disponible sur le site du National Centre Biotechnology Information (NCBI)
(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/gorf/gorf.html). Le logiciel Traduction Multiple d’Infobiogen
(http://bioinfo.hku.hk/services/analyseq/cgi-bin/traduc_in.pl) a permis de réaliser la
traduction de nos séquences.
Deux programmes ont été utilisés l’un pour les alignements entre séquences et l’autre pour
les comparaisons de séquences avec la banque de séquences GenBank : Ce sont
respectivement le logiciel Multalin du site du laboratoire de Génétique Cellulaire de l’INRA à
Toulouse (http://bioinfo.genopole-toulouse.prd.fr/multalin/) et le logiciel Blast du site NCBI
(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/blast/index.html).
70
Pa Partie I
Caractérisation des métabolites secondaires de Byssochlamys nivea
Olivier Puel , Souria Tadrist, Pierre Galtier, Isabelle P. Oswald, and Marcel Delaforge
Byssochlamys nivea as a Source of Mycophenolic Acid Applied and environmental microbiology (2005), 71, p.550-553
71
INTRODUCTION
En préambule à l’identification de gènes impliqués dans la biosynthèse de la patuline par
Byssochlamys nivea, des travaux de mise au point de méthodes analytiques ont été initiés afin
de suivre la patuline et ses précurseurs potentiels lors de la cinétique de production, et
finalement d’identifier les autres métabolites secondaires produits par cette espèce.
La synthèse de la patuline par Byssochlamys nivea repose sur une documentation relativement
importante. La première mention date de la seconde guerre mondiale puisque Karow et Foster
rapporte l’existence d’une substance antibiotique secrétée par une espèce de Gymnoascus. Peu
après la parution de cet article, la souche étudiée sera identifiée comme une souche de
Byssochlamys nivea, espèce découverte et caractérisée au début du 20ème siècle par Westling.
Depuis cette première mention, la production de patuline par Byssochlamys nivea a été
régulièrement rapportée (Escoula, 1975a ; Rice et al, 1977, Houbraken, 2006).
Comme la plupart des espèces fongiques, Byssochlamys nivea possède la capacité de produire
d’autres métabolites secondaires issus de voies de biosynthèse différentes. Ainsi
Byssochlamys nivea peut synthétiser l’acide byssochlamique, une toxine provenant du
métabolisme des acides tricarboxiliques, et non issue de l’action d’une polycétide synthase
(Escoula, 1975b).
Lors de ce travail, nous avons montré que toutes les souches de Byssochlamys nivea
produisent de l’acide mycophenolique, un immuno-suprésseur prometteur, utilisé en clinique
afin d’éviter le rejet de greffon lors de greffes de rein.
Deux précurseurs de ce composé de nature polycétide, l’acide 5-methylorsellinique et le 5.7-
dihydroxy-4-methylphthalide ont également été détectés dans tous les surnageants testés.
72
Byssochlamys nivea as a Source of Mycophenolic Acid
Olivier Puel 1*, Souria Tadrist1, Pierre Galtier1, Isabelle P. Oswald1, and Marcel Delaforge 2
1Laboratoire de Pharmacologie-Toxicologie, Institut National de Recherche Agronomique,
Toulouse, France, 2 CNRS URA 2096, CEA Saclay DSV/DRM/SPI, Gif sur Yvette, France
Section: Mycology
Running title: Mycophenolic acid production by Byssochlamys
*Corresponding author. Mailing address: Laboratoire de Pharmacologie- Toxicologie,
Institut National de la Recherche Agronomique, 180 chemin de Tournefeuille, 31931
Toulouse Cedex 9, France. Tel : 33 561 285154; Fax : 33 561 285310; E-mail :
73
Byssochlamys species are responsible for spoilage and degradation of fruits and silages,
and can also produce the mycotoxin patulin. We analyzed secondary metabolite
production by Byssochlamys nivea. Mycophenolic acid and its precursors, 5-
methylorsellinic acid, 5,7-dihydro 4-methylphthalide were identified in all of the B. nivea
strains that we examined.
74
Mycotoxins are secondary metabolites of fungi that may contaminate animal and human feeds
and that constitute a risk factor for human and animal health. Maize and grass silage are
frequently contaminated by fungal toxins such as patulin (7), roquefortine C (14, 19) and
mycophenolic acid (MPA) (20). In addition to its antimicrobial and antitumoral activities (1,
21), MPA also has immunosuppressive properties due to its inhibitory effect on inosine
5’monophosphate dehydrogenase (2, 3, 15). Although its acute toxicity appears to be low
(oral LD50 in rats is 700 mg/kg) (5), MPA could be a predisposing factor for infectious
diseases.
One of the most common molds isolated from silage, Penicillium roqueforti can
produce MPA. However, in a recent study of the natural occurrence of MPA contamination
in silage, only 42% of the MPA-positive samples were contaminated by P. roqueforti (18),
suggesting that one or more other fungal species also could synthesize this mycotoxin.
Monascus purpureus, Trichoderma viride, Geotrichum candidum, Paecilomyces variotii, and
Byssochlamys nivea are fungal species commonly recovered from ensiled maize (8, 16). B.
nivea can synthesize two other toxins, patulin (17) and byssochlamic acid (8).
The objectives of this study were to determine if B. nivea produced mycophenolic
acid, and whether this production could explain discrepancies observed in previous analyses
of silage samples.
Fungal strains and culture conditions. We used B. nivea strain NRRL 2615
(National Center for Agricultural Utilization Research, ARS-USDA, Peoria, Il). Ascospore
suspensions were used to inoculate three 1-L Roux flasks with 100 ml sterile Czapek-glucose
broth (7). These cultures were incubated at 25°C, in the dark, without shaking, for 1-42 days.
Other B. nivea strains used for these studies (strains numbers in parentheses indicates strains
from NRRL, Northern Region Research Laboratory [Peoria, Ill.], MUCL, Mycothèque de
l'Université Catholique de Louvain, [Louvain, Belgium], IHEM, Collection mycologique de
75
l'Institut d'Hygiene et d'Epidémiologie, [Brussels, Belgium], respectively) were as follows: B.
nivea (NRRL 5253, NRRL 1678, NRRL 5254, IHEM 3076, MUCL 39714).
Contamination control. Purity of the B.nivea NRRL 2615 culture on the eighth day
of incubation was verified by macroscopic and microscopic examination and by ITS rDNA
and 5.8 S rDNA amplification and sequencing. Genomic DNA was isolated as previously
described (13); primer pairs (ITS-5 and ITS-4) and PCR conditions were those of White et al
(20). Amplified fragments were cloned into the PCR 2.1 TOPO cloning vector.
Amplification products were sequenced once and cloned fragments were sequenced twice.
Amplified ITS DNA coding sequences (GenBank accession number AF486189) from these
cultures differed from those already deposited in GenBank (accession number U18361) at
three sites, two of which were gaps.
Dry weight determinations. Culture samples were filtered through tared Whatman
no. 1 filter paper. The washed cells were dried overnight in an oven at 70°C and cooled to
room temperature before weighing.
Chemical standards used for mycotoxin analysis. Patulin and mycophenolic acid
were purchased from Sigma (St. Louis, MO) and used without further purification. The
sources of the other secondary metabolites were: P. M. Shoolingin-Jordan, University of
Southampton, Southampton, United Kingdom, and Y. Ebizuka, Graduate School of
Pharmaceutical Sciences, University of Tokyo, Tokyo, Japan (6-methylsalicylic acid); H.
Fujimoto, Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Chiba University, Chiba, Japan (5,7
dihydroxy-4-methylphthalide); J. D. White, Oregon State University, Corvallis, Oregon
(byssochlamic acid); and T. Anke, University of Kaiserslautern, Kaiserslautern, Germany
(orsellinic acid).
Extraction procedures. Filtered medium (100 ml), was adjusted to pH 2.0 with 2 M
H2SO4 and extracted with 70 ml ethyl acetate. The organic phase was evaporated in vacuo at
76
50°C. The residue was dissolved in 200 µl methanol, filtered through a 0.45 µm filter, and
injected (20 µl) into a chromatographic column.
HPLC and LC-MS/MS analysis. Mycotoxin analysis was performed by high
performance liquid chromatography (HPLC) with diode-array detection (HPLC-DAD) using
a 150 × 4 mm Zorbax ODS 5 µm C18 column. For secondary metabolites detection and
identification, HPLC analysis was performed with a linear elution gradient using 33 mM
acetic acid (solvent A) and acetonitrile (solvent B) according to Frisvad (10). For MPA
quantification, the gradient program was t = 0: 100% A, linear gradient to 10% B within 20
min, to 20% B in 10 min, to 90% B in 4 min, plateau for 4 min, and finally decrease within 7
min to 10% B. Liquid chromatography (LC)/mass spectrometry (MS) analysis were
performed on a HPLC-LCQ DUO Ion Trap ThermoFinnigan (San Jose, Calif.) equipped with
an electrospray ionization source (ESI). HPLC was performed on a 150 × 2.1 mm Kromasil
5C18 column. Twenty µl of the methanol suspension was injected directly into the LC
system. Gradient chromatography (run of 33 min) was performed with 17 mM acetic acid
acetonitrile as the mobile phase at a flow rate of 0.2 ml/min. The gradient started with 90% A
(17 mM acetic acid) for 2 min, then B (acetonitrile) was increased to 75% within 25 min, and
remained constant for 3 min before return to 90% A within 1 min and stabilization for 5 min.
ESI was performed at room temperature in a negative mode, the spray voltage was maintained
at 4.5 kV with the capillary temperature at 250°C using nitrogen 70 ml/min sheath and 20
ml/min gas flows. MS and MS2 tuning of the MS instrument were made with authentic 20 µM
MPA in 2.5 µl/min in 50/50 17 mM acetic acid/acetonitrile. The collision energy was set at
30%.
Six metabolites were detected and identified by HPLC and LC-MS analysis from
culture supernatants (Fig. 1), and the bracketed retention indices (RI) calculated for all
identified metabolites as described by Frisvad (11,12). Major metabolite I (RI=660) had the
77
retention index and UV spectrum of patulin. Other metabolites were identified on the basis of
their UV, MS and MS2 spectra, after comparison with reference standards. Metabolites II (RI
= 710), IV (R I= 783), and V (RI = 957) showed respectively a base peak at m/z 179, 151 and
319, and were identified as 5-7-dihydroxy-4-methylphthalide, 6-methylsalicylic acid, and
MPA. The MS2 fragments of these three acidic compounds had an important M-44 peak
resulting from carboxyl group cleavage. The MS2 peaks of metabolite V were observed at
m/z 287 (100%, M -methanol), 275 (77%, M -CO2), 269 (14%, M -H2O, -methanol) and 243
(20%, M -CO2, -methanol), 191 (49%), 179 (45%, metabolite II). Metabolite III (RI=763)
had a base peak at m/z 181 and its collision fragmentation led to fragments at m/z 137 and
121. These ions correspond to a decarboxylation and to the loss of a 60 amu fragment and are
consistent with the decarboxylated fragments observed in the MS-MS spectra of the orsellinic
acid and the 6-methylsalicylic acid standards, respectively. Metabolite III has one more
methyl group (Δ MS = 14) than orsellinic acid. On the basis of these data, metabolite III was
identified as 5-methylorsellinic acid. Metabolite VI (RI=1103) was identified as
byssochlamic acid after comparisons with UV and electron spray (EI) MS spectra data of a
reference compound. Indeed, this metabolite displayed a pseudo molecular weight at m/z 331.
The MS2 peaks were observed at m/z 287 (100%, M -CO2), 243 (3%, M -2 CO2), 259 (2%, M
-CO2, -C2H5) and 215 (4%, M -2 CO2 -C2H5). These six metabolites could be placed into
three biosynthetic pathways: patulin (patulin, 6-methylsalicylic acid), mycophenolic acid
(MPA and its two precursors, 5-methylorsellinic acid and 5-7dihydroxy-4-methylphthalide),
and byssochlamic acid (byssochlamic acid).
The first stable precursor of mycophenolic acid, 5-methylorsellinic acid was detected
from days 3-14 and 5-7-dihydroxy-4-methyl phthalide was identified from days 2-42. MPA
was first detected on day 2 and increased gradually until day 42. MPA concentration
increases with fungal mass (Fig. 2). A Pearson correlation coefficient was calculated between
78
MPA and the biomass (ρ = 0.763) and was found significant with a two-sided Gaussian test (p
< 0.001) as implemented by S-plus software (Insightful, Seattle, WA). Unlike most
secondary metabolites, which are formed in the idiophase after primary growth is complete,
MPA was produced continuously by B. nivea and was proportional to the fungal biomass.
MPA is produced in a similar manner by both batch and continuous flow cultures of P.
brevicompactum (6).
We tested MPA production by several strains of B. nivea. All of the B. nivea strains
produced MPA and its two precursors.
This report is the first of mycophenolic acid production by a Byssochlamys species.
Until now this compound was known only from cultures of a few Penicillium species. Thus,
B. nivea should be added to the list of fungi, including P. brevicompactum, P. roqueforti, P.
carneum and P. raciborskii, that are known to synthesize this toxin (4, 12). The origin of
MPA in silage has previously been attributed exclusively to P. roqueforti, the most common
fungal contaminant of silage. Like P. roqueforti, B. nivea can grow at very low oxygen
concentration and often is isolated from three- four-month-old silage (9), but further work is
needed to document the production of MPA by B. nivea in naturally contaminated silage.
The consumption of patulin or mycophenolic acid, or a combination of both, by
domesticated animals could substantially increase their susceptibility to infectious diseases.
The simultaneous exposure to additional toxins, e.g. roquefortine C, PR toxin, and
byssochlamic acid would increase the animal health risk even further, and the concomitant
isolation of B. nivea and P. roqueforti from a silage sample should serve as an indicator of
potentially increased toxin exposure.
79
ACKNOWLEDGMENTS
This work was supported in part by the National Institute of Agronomic Research program on
Mycotoxins (contract N° 00263), by a Midi–Pyrénées Regional grant (N° 01002728) and by a
Environment and Health 2002 grant (RD2003-009). We thank P.M. Shoolingin-Jordan, Y.
Ebizuka, H. Fujimoto, J.D. White and T. Anke for chemical standards; N. Ledger, T. Pineau
and P. Martin for critical comments on the manuscript; and S. Peterson, curator of the ARS
Culture Collection, for providing cultures of some of the strains examined.
80
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83
Figure legends
Figure 1. HPLC traces of CHCl3 extracts of B. nivea culture filtrate (5th day) and UV
spectra of metabolites detected in these cultures (in parentheses UV absorption (nm)):
Patuline (276 (100%)) [I], 5,7 dihydroxy-4-methylphthalide (216 (100%), 257, 296) [II], 5-
methylorsellinic acid (216 (100%), 260, 298) [III], 6-methylsalicylic acid (205 (100%), 240,
302) [IV], mycophenolic acid (214 (100%), 252, 303) [V], byssochlamic acid (204 (100%),
250) [VI]. In insert, sample of chromatogram of B. nivea culture filtrate (13 day); metabolite
VI (byssochlamic acid) is first detected on day 11.
Figure 2. Amount of mycophenolic and growth of B. nivea on Czapek-dextrose broth,
during production kinetics. and solid line, mycophenolic acid at mg/100 ml of culture
medium; ∆ and dashed line, dry weight as g/Roux flask.
84
Fig.1
0. 5. 10. 15. 20. 25. 30. 35. 40. 46.
25. 30.
0
1
3
4
6
7
9
12
13
15
16
10
I II III IV V VIm
Abs
Min.
85
Fig.2
0
0,5
1
1,5
2
2,5
0 10 20 30 40
0.
0.
0.8
0
0.
1.
Myc
ophe
nolic
aci
d
Mycelial dry w
eight
Culture age (days)
86
Partie II
Isolement de deux gènes impliqués dans la synthèse de la patuline chez Byssochlamys nivea
(Première application finalisée : la discrimination des souches de Byssochlamys fulva des souches de Byssochlamys nivea)
Olivier Puel , Souria Tadrist , Marcel Delaforge , Isabelle P. Oswald , Ahmed Lebrihi The inability of Byssochlamys fulva to produce patulin is related to absence of 6-
methylsalicylic acid synthase and isoepoxydon dehydrogenase genes International Journal of Food Microbiology (2007) 115, p. 131-139
87
INTRODUCTION Bien moins avancés que les études menées sur les bases moléculaires des voies de
biosynthèse des aflatoxines, des fumonisines et des trichothécènes, les travaux visant à
élucider les voies de biosynthèse de la patuline se résument à l’identification chez Penicillium
griseofulvum, de deux gènes, le gène codant pour l’acide 6-methylsalicylique synthase et
celui codant pour l’isoépoxydon déshydrogènase. La première enzyme, une polycétide
synthase, va participer dans la synthèse du premier précurseur stable de la patuline, l’acide 6-
methylsalicylique. Ce composé constitue le premier maillon d’une chaîne d’au moins 9
précurseurs avant la synthèse finale de la toxine.
A ce jour, on sait que tous les gènes intervenant dans la synthèse d’un métabolite secondaire
d’origine fongique, sont regroupés dans des régions précises des chromosomes dénommées
« cluster ». Le premier objectif de cette thèse a été d’isoler chez Byssochlamys nivea, les deux
gènes identifiés précédemment chez P. griseofulvum, car l’obtention de ces deux gènes est un
prérequis à la localisation des autres gènes impliqués dans la synthèse de la patuline.
Byssochlamys nivea constitue avec B. fulva les deux principales espèces du genre
Byssochlamys. Toutes deux sont réputées en tant qu’espèces productrices de patuline, bien
qu’une étude récente tend à remettre en question cette affirmation pour B. fulva (Houbraken et
al, 2006). De part leurs facultés à resister à des températures élevées et à se développer dans
des conditions appauvries en oxygène, ces deux espèces constituent des contaminants
significatifs des denrées alimentaires et plus particulièrement les conserves, les jus pasteurisés
à base de fruits. De même, ces caractéristiques expliquent le développement fréquent de B.
nivea dans les ensilages de maïs et de fourrage (Escoula, 1977), développement pouvant
provoquer des accidents toxicologiques dans les élevages.
Les gènes idh et 6msas ont été isolés du génome de Byssochlamys nivea puisque deux gènes
fortement exprimés durant la production de patuline par cette espèce, montrent de fortes
88
homologies avec leurs homologues de P. griseofulvum. Ces travaux ont d’ores et déjà apporté
des réponses concrètes à des problèmes industriels puisque ces deux gènes n’ont pas été
retrouvés dans le génome d’aucune souche de B. fulva, concluant de manière définitive à la
non-production de patuline par B. fulva et confirmant par l’outil moléculaire, les résultats
obtenus ,par Houbraken.
89
The inability of Byssochlamys fulva to produce patulin is related to absence of 6-
methylsalicylic acid synthase and isoepoxydon dehydrogenase genes
Olivier Puel 1,2 *, Souria Tadrist 1, Marcel Delaforge 3, Isabelle P. Oswald 1, Ahmed Lebrihi2
1 Laboratoire de Pharmacologie-Toxicologie, Institut National de Recherche Agronomique,
180 chemin de Tournefeuille, BP 3, 31931 Toulouse, France.
2 Département Bioprocédés et Systèmes Microbiens, Laboratoire de Génie Chimique
UMR5503 (CNRS/INPT/UPS), Ecole Nationale Supérieure Agronomique de Toulouse,
Institut National Polytechnique de Toulouse, 1, avenue de l’Agrobiopôle, BP32607, 31326
Castanet Tolosan, France.
3 CNRS URA 2096, CEA Saclay, 91191 DSV/DBJC, Gif sur Yvette, France
*Corresponding author. Tel.: 33 561 285154; Fax: 33 561 285310;
E-mail address: [email protected]
(O.Puel)
90
Abstract
Byssochlamys species are responsible for spoilage and degradation of fruits and silages.
Under specific conditions they are able to produce mycotoxins. The aim of this study was to
evaluate the potential of 19 different strains of B. nivea and B. fulva to produce patulin in
relation with the presence of two genes involved in the patulin biosynthesis pathways in the
genome of these fungal strains. The strains were characterized by macroscopic, microscopic
examinations, internal transcribed spacer (ITS) rRNA and β-tubulin fragment amplification
and sequencing.
All of the 8 B. nivea strains tested produced patulin. By contrast, none of the 11 strains of B.
fulva produce this toxin. Two genes of the patulin biosynthetic pathway, a polyketide
synthase (pks) and the isoepoxydon dehydrogenase (idh) were cloned from B. nivea. The
deduced amino acid sequence of the polyketide synthase was 74% identical to the 6-
methylsalicylic acid synthase gene of Penicillium griseofulvum and had the five functional
domains characteristic of fungal type I polyketide synthases (beta-ketosynthase,
acyltransferase, dehydratase, beta-ketoreductase and acyl carrier protein). The complete
coding sequence of idh gene displayed after translation 88% of identity with Penicillium
griseofulvum IDH and 85% with P. expansum IDH, respectively. Both pks and idh
messengers were strongly co-expressed during the production of 6-methylsalicylic acid and
patulin. The presence of these genes was then investigated in the genome of B. nivea and B.
fulva strains by PCR. All B. nivea strains possess the two genes, by contrast none of the B.
fulva strains display these genes. The absence of 6-methylsalicylic acid and isoepoxydon
dehydrogenase genes can explain the inability of Byssochlamys fulva to produce patulin. In
conclusion, B. fulva don’t seem to be responsible for the occurrence of patulin by lack of
genes.
91
Keywords: Byssochlamys nivea; Byssochlamys fulva; patulin production; 6-methylsalicylic
acid; polyketide synthase; isoepoxydon dehydrogenase
92
1. Introduction
Byssochlamys nivea and Byssochlamys fulva are the two major species in the
Byssochlamys genus. They can degrade and spoil processed fruit products since they can grow
at low oxygen partial pressures and in acidic conditions (Taniwaki et al., 2001). The
ascospores of Byssochlamys species can withstand thermal processing treatments normally
given to fruits (Tournas, 1994) and may secrete pectin destroying enzymes that modify the
fruit texture (Reid, 1952). These species have been isolated from strawberries, plums,
gooseberries, black currants and apples, and also from heat-processed fruit products such as
sweet cider, fruit juices and bottled strawberries (Olliver and Rendle, 1934). Although
Byssochlamys species are not commonly reported from sources other than fruit based food,
there is however some favourable habitat as the corn silage where Byssochlamys nivea is
regularly isolated (Escoula, 1975).
Byssochlamys spp. also can produce toxins such as byssochlamic acid (King et al.,
1972), mycophenolic acid (Puel et al., 2005), byssotoxin A (Kramer et al., 1976), and patulin
(Rice et al., 1977). Patulin is a mycotoxin associated with immunological, neurological, and
gastrointestinal effects (Scott, 1974, Pitt, 1997). Assessment of the health risks due to patulin
consumption by humans lead many countries to regulate its amounts in food (Boutrif and
Canet, 1998). In Europe, a maximum level has been established of 50 µg per kg or ppb for
apple juice and cider, while maximum level has been reduced to 10µg/kg for all products
intended infants and young children (EU commission regulation, 2003).
Patulin is a polyketide metabolite as other many other major mycotoxins, e.g.
aflatoxins, fumonisins, and ochratoxin A. The biosynthetic pathways for these mycotoxins
often begin with a polyketide synthase (PKS) that is encoded by a gene located in a cluster of
genes related to mycotoxin production as already demonstrated for aflatoxins and fumonisins
(Seo et al., 2001, Yu et al., 2002). Knowledge of the patulin biosynthesis pathway is so far
93
limited to the identification of the 6-methylsalicylate synthase from Penicillium griseofulvum
(6MSAS) (Wang et al., 1991, Beck et al., 1990), and isoepoxydon dehydrogenase (IDH) gene
from Penicillium griseofulvum (Fedeshko, 1992) and Penicillium expansum (Dombrink-
Kutzman, 2005, White et al., 2005).
Since there is no current industrial process to detoxify a product contaminated with
patulin, ensuring the highest quality of fruit ingredients for direct consumption remains
essential. Isolating and identifying the genes responsible for patulin biosynthesis should
increase our understanding of the molecular mechanisms used to regulate toxin production by
different fungi. The identified genes can be used as a target for PCR-based methodologies to
detect the fungi responsible for producing the toxins in the foodstuffs. Indeed, rapid and
specific detection of the patulin producing fungi is important to ensure both the quality and
safety of fruits.
B. nivea can produce patulin from a number of natural substrates, including fruits and
heat-processed or fermented products such as fruit juice, cider and apple compote (Pitt and
Hocking, 1985). The patulin production by Byssochlamys fulva is still controversial. Patulin
was reported to be produced by B. fulva (Rice et al., 1977), while Houbraken et al (2006)
could not detect patulin production by any of the investigated B. fulva isolates.
Among both species, B. fulva is more frequently isolated in food than B. nivea (Pitt
and Hocking, 1985). It was thus important to analyse the production of patulin of these two
Byssochlamys genus in relation with the presence of gene involve in the patulin biosynthesis
in their genome.
Eight B. nivea and eleven B. fulva strains were characterized by macroscopic and
microscopic examinations, internal transcribed spacer (ITS) rRNA and β-tubulin gene
fragment amplification and sequencing, and by isolation of genes involved in patulin
biosynthesis pathway. Using this approach, we demonstrate that all tested B. fulva strains did
94
not produce patulin and lack of 6msas and idh genes which are expressed during 6-
methylsalicylic acid and patulin production by B. nivea. The lack of homologous genes in B.
fulva could explain the inability to produce patulin by B. fulva.
2. Materials and methods
2.1. Fungal strains and culture conditions
Fungal isolates (Table 1) were obtained from various fungal collections. The different
isolates were cultured on a Potato Dextrose Agar (PDA) medium (Fluka, Sigma-Aldrich, St
Louis, USA) at 25°C for 21 days in the dark. For patulin production checking, ascospore
suspensions made from this late culture, were used to inoculate one 1-L Roux flasks with 100
ml sterile Czapek-glucose broth (35 g Czapek medium (Difco, Detroit, Mi), 2 g yeast extract
(Fluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, Mo.), 8 g dextrose, and 1L distilled water) for each kinetic
point. These cultures were placed in an incubator in the dark at 25°C for one to twenty-one
days, without shaking. Each day, the supernatants were extracted and analyzed by pressure
liquid chromatography with diode-array detection (HPLC-DAD) and liquid chromatography
coupled with mass spectrometer (HPLC-MS). For DNA extraction, all isolates were
inoculated in YES broth and placed on a shaking incubator at 200 rpm at 25°C for 4 days. The
Byssochlamys nivea NRRL 2615 strain (National Center for Agricultural Utilization
Research, ARS-USDA, Peoria, IL) was examined for isolation, cloning and expression study
of patulin biosynthesis pathway genes. For 6MSAS and IDH transcription kinetics, ascospore
suspensions were used to inoculate three 1-L Roux flasks with 100 ml sterile Czapek-glucose
broth. These cultures were placed in an incubator in the dark at 25°C for one to forty-two
days. Total RNA was extracted from mycelia and supernatants were collected and analyzed
by HPLC.
95
2.2. Identity control
The identity of strains was verified by macroscopic and microscopic examination and
for several among it, by internal transcribed spacer (ITS) rRNA and 5.8S rRNA gene and
partial β-tubulin gene amplification and sequencing. Primer pairs (ITS-5 and ITS-4) and PCR
conditions were those described by White et al (1990). Primers Tub F (5’ CTC GAG CGT
ATG AAC GTC TAC 3’) and Tub R (5’AAA CCC TGG AGG CAG TCG C 3’) were used
for β-tubulin fragments. PCR products were cloned into the PCR 2.1 TOPO cloning vector
(Invitrogen, Carlsbad, Calif.) and sequenced.
2.3. Chemicals used for mycotoxins analysis
Patulin and mycophenolic acid were purchased from Sigma and used without further
purification. The sources of the other secondary metabolites were: P. M. Shoolingin-Jordan,
University of Southampton, Southampton, United Kingdom, and Y. Ebizuka, Graduate
School of Pharmaceutical Sciences, University of Tokyo, Tokyo, Japan (6-methylsalicylic
acid). All solvents used in extraction, liquid chromatography-DAD, and chromatography-
mass spectrometry were analytical grade. Water for high performance liquid chromatography
and molecular biology procedures was purified by using a Millipore MilliQ purification
system (Millipore SA, Molsheim, France).
2.4. Secondary metabolite analysis
Secondary metabolites analyses were performed at 1-7, 14, and 21 days. After
filtration, for each point, the pH of 100 ml collected medium was adjusted to 2.0 with 1 N
sulfuric acid and then were extracted with 70 ml ethyl acetate. The organic phase was
evaporated in vacuo at 50°C on a rotary evaporator. The residue was taken up in 200 µl
96
methanol, and this suspension filtered through a 0.45 µm filter before injection (20 µl) into
the chromatograph apparatus.
2.4.1. Detection by HPLC-DAD
Mycotoxin analysis was performed by high pressure liquid chromatography with
diode-array detection (Kontron Instruments, Milan, Italy) and a 150 mm × 4 mm Zorbax ODS
5 µm C18 column (Bischoff, Leonberg, Germany). HPLC analysis was performed with a
linear elution gradient using 33 mM acetic acid (solvent A) and acetonitrile (solvent B) with a
flow rate of 2 ml min-1. The gradient elution program was: 100% solvent A, increasing to
10% solvent B within 20 min, increasing to 20% B in 10 min, increasing to 90% B in 4 min,
remaining for 4 min at 90% B, then decreasing within 7 min to 10% B, and finally returning
to 100% A in 1 min.
For the detection and identification of the other secondary metabolites, the gradient
solvent system was slightly modified according to Frisvad (1987a). Standards of all
compounds were applied to confirm their identity. The bracketed alkylphenone retention
indices of secondary metabolites isolated from the cultures with LC-retention times of less
than 30 min were calculated on the basis of the time of retention (Frisvad and Thrane, 1987).
2.4.2. Mass spectrometry analysis
The HPLC-MS-MS instrument used was a LCQ DUO Ion Trap coupled with a HPLC
system from Thermo-Finnigan (San Jose, Calif.). HPLC was performed on a reverse phase
column 150 × 2.1 mm Kromasil 5C18 column. Twenty µl of the methanol suspension was
injected directly into the HPLC system. Gradient chromatography (run of 33 min) was
performed with 17 mM acetic acid in water (eluent A)-acetonitrile (eluent B) as the mobile
phases at a flow rate of 0.2 ml min-1. The program initiates with 90/10 eluent A/B for 2 min,
97
then eluent B was increased to 80% within 25 min, then held constant for 3 minutes, and
finally returned to 90/10 eluent A/B with in 1 min and allowed to reequilibrate for 5 min.
HPLC-MS measurements were performed using the electrospray ionization mode (ESI). ESI
was performed at room temperature in a negative mode, the tension was maintained at 4.5 kV
with the capillary temperature at 250°C. MS and MS-MS adjustments were made with
patulin. The collision energy was set at 30%.
2.5. Nucleic acids extraction
Genomic DNA was isolated as previously described (Girardin et al., 1993). RNA was
isolated from cultures grown in liquid Czapek-glucose medium by filtering the cultures
through Whatman no. 1 filter paper. One hundred mg of ground mycelium was added to 1 ml
of TRIZOL Reagent (Invitrogen, Carlsbad, Calif.), vortexed, combined with 0.2 ml
chloroform, mixed again, incubated for 2 min at room temperature, and then centrifuged
(12000 × g, 4°C, 15 min.). RNA was precipitated from the resulting aqueous phase by adding
0.5 ml isopropyl alcohol, mixing, incubating 10 min at room temperature, and centrifuging
(12000 × g, 4°C, 10 min.). The pellet was washed with 75% ethanol and resuspended in 70 µl
sterile water. RNA was treated with DNAse (Amersham Biosciences, Little Chalfont, U. K.)
to digest traces of genomic DNA. Total RNA was used as the template to generate first strand
cDNAs in 20 µl reaction mixtures containing: 5 µg of total RNA, 820 ng of GeneRacer Oligo
dT primer (Invitrogen, Carlsbad, Calif.), 1× RT buffer, 40 U of RNAsin ribonuclease inhibitor
(Promega, Madison, WI), 0.1 M DTT, and 200 U MuLV reverse transcriptase (MBI
Fermentas, Vilnius, Lithuania).
2.6. Isolation and cloning of idh and 6msas genes
98
PCR was carried out in a GenAmp PCR System 2700 thermocycler (Applied
Biosystems, Forster city, USA), on genomic DNA and cDNA with Taq DNA polymerase
(Invitrogen). For 6msas gene, the degenerate MSAS type β ketoacyl synthase domain primers
LC3 and LC5c (Bingle et al., 1999) were used in order to isolate β ketoacyl synthase domain.
For the amplification of 5’ and 3’ contiguous fragments, the primers used were: 2F (5’- AGT
GCT GTC GCC CAG GAC GGG AAA ACG AAC G-3’), 2R (5’-GGI AAI CCC ATI GCI
GAI ACI CC-3’), 3F (5’-GGI GTI TCI GCI ATG GGI TTI CC-3’), 3R (5’-ACI GTC ATG
ACI GAG TCI ACI CC-3’), 4F (5’-GAT TCG CGG CTG TGT CGC CAA AG-3’), 5R (5’-
ATC CAC TGC GGT ACT TGG ACC C-3’), 6F (5’-GTC CGT TCA GAT TGT AGT ACA
GC-3’), 6R (5’-GGA TGA GTC CCA AGG AAG GG-3’). By using the Gene Racer Kit
(Invitrogen) as specified by the manufacturer, the 5’ and 3’ untranscribed regions (UTR)
were amplified by the method of Race-PCR (Rapid Amplification of cDNA Ends), as
previously described (Shen et al., 2004).
For idh gene, a first PCR was carried out from cDNA, using the specific Penicillium
griseofulvum IDH primers previously designed to amplify a 600 base pairs of this gene
(Paterson et al., 2003). These primers had the following sequence: IDH 1P (5’-CAA TGT
GTC GTA CTG TGC CC-3’), and IDH 2P (5’-ACC TTC AGT CGC TGT TCC TC-3’).
Following a same strategy, the 5’ and 3’ UTR were amplified by the method of Race-PCR.
The internal specific primers had the following sequence: B 5’1 (5’-GAA TGC AGT CCC
AAC AGC TCG G-3’), and B 3’1 (5’-AGA GTT CTT TCA TGG GTC GCG AGT TCT
ATC-3’). Two other primers G1 (5’-GAA AAA GCT ATG TTA GAA CTG AAG TTA AG-
3’), G2 (5’-GTC AAG AAG CTA AGA TTT GAT CTC A-3’) were used for amplify whole
gene from genomic DNA, in order to locate possible introns, after sequencing.
All amplified fragments were cloned into the PCR2.1 Topo cloning kit (Invitrogen).
Nucleotide sequences of both DNA strands were determined via ABI Prism dye (Applied
99
Biosystems, Foster city, Calif.) terminator cycle sequencing of templates consisting of maxi-
prep (Qiagen, Hilden, Germany) purified plasmids.
2.7. Expression study by Reverse transcriptase-PCR
Five µg of total RNA were used as the template to generate first strand cDNAs in 20
µl reaction mixtures, as previously described. PCR was performed with a Perkin-Elmer 2400
thermocycler, with Taq DNA polymerase and two specific primers. For 6msas gene, the
primer sequences, INT 1 (5’-GCT TCG TAG AGT CTC CAA GCC-3’) and INT 2 (5’-CAG
GAA ATA GCC ACG TGA AGT CG-3’) are located respectively upstream and downstream
of the only intron. For idh gene, the primers ISO EXP1 (5’-TCA TAA GAT GTT ACC TGA
AGG C-3’) and ISO EXP2 (5’-CTG CGA TAG AAC TCG CGA C-3’) are located
respectively upstream and downstream of the second intron. The PCR were performed with
the following conditions: initial denaturation at 94°C for 3 min, 30 cycles consisting of
denaturation at 94°C for 30 s, annealing at 55°C for 40 s, extension at 72°C for 40 s. After the
cycles the PCR reaction ended with an extension step at 72°C for 7 min. The amplification
products were separated in 1.2% agarose gels.
2.8. Detection of 6msas and idh genes
The presence of 6msas and idh genes in B. nivea and B. fulva strains genome was
investigated by PCR. Two primers pairs were used for each gene. The PCR were performed
respectively with INT1/INT2 and LC3/LC5c for 6msas gene, and ISO EXP1/ISO EXP2 and
IDH1P/IDH2P for idh genes, with the same conditions described above. The annealing
temperature was progressively decreased to 50°C for specific primers and to 45°C for
degenerated primers.
100
2.9. Nucleotide sequence accession number and sequence analysis
The 6msas and idh gene sequence of B. nivea were deposited in the GenBank database
with accession numbers AF360398 and AY532266, respectively. B. nivea and B. fulva β-
tubulin gene and ITS sequences were deposited in GenBank. The accession numbers are
shown in Table 1. Sequences were aligned with ClustalX (version 1.83) a multiple sequence
alignment computer program. Cladistic analyses were based on the Neighbor-joining method
as implemented by the MEGA 2.1 computer program with the P-distance model (Kumar et
al., 2001).
3. Results
3.1. Characterization of strains
Before to test several strains of B. nivea and B. fulva for patulin production, by HPLC
and LC-MS analysis, we verified their identity of strains by macro and microscopical
examination, sequencing and cloning ITS and β-tubulin gene fragments. The morphological
characters were checked for all strains. The characters of all tested strains are consistent with
the previous description of two species (Samson et al., 1974) and constant at species level,
excepted two B. fulva strains (NRRL 3849 and ATCC 24008) which display B. nivea
characters. All B. nivea strains share the same β-tubulin and ITS sequences with 100 %
similarity. These sequences differ in four transitions and 15 point mutations, respectively with
B. fulva ITS and β-tubulin sequences. Concerning the β-tubulin sequence, most differences
were located in intron level. Among B. fulva strains, two strains (NRRL 3849 and ATCC
24008) displays the B. nivea characteristic ITS and β-tubulin sequences.
3.2. Production of secondary metabolites by B. nivea and B. fulva strains
101
All of the 8 B. nivea strains tested produced patulin. Maximum patulin production
ranging from 0.01 to 1.6 mg ml-1 occurred at 7 days when comparing the levels of patulin at
nine different time points (1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 14 and 21 days). Concerning strains formerly
identified as B. fulva, only two strains identified as B. nivea by their ITS and β-tubulin
sequences have shown patulin production with maximum to 0.6 mg ml-1 (NRRL 3849) and
0.01 mg ml-1 (ATCC 24008). For all other strains, no trace of patulin above than detection
limit value (0,5 ng ml-1) have been detected at different points of kinetics as well as in
cultures on CYA, MEA and PDA after incubation at 25°C during two weeks.
The identification of the other B. nivea secondary metabolites was reported previously
(Puel et al., 2005). All B. nivea strains produced 6 metabolites related to three biosynthetic
pathways: patulin (patulin, 6-methylsalicylic acid), mycophenolic acid (mycophenolic acid, 5-
methylorsellinic acid, 5-7 dihydroxy-4-methylphthalide) and byssochlamic acid
(byssochlamic acid). We studied secondary metabolites production by B. fulva, in the same
culture conditions. Among B. fulva strains tested, only two strains (NRRL 3848 and ATCC
24008) identified in this study as B. nivea, display a B. nivea typical secondary metabolites
profile. For all other B. fulva strains, only byssochlamic acid has been detected in B. fulva
cultures, among metabolites cited above. Two metabolites detected in the first days of B. fulva
cultures display a indole ring chromophore typical UV spectra.
3.3. Isolation of 6msas and idh genes in B. nivea.
Degenerate primers LC3/LC5c from two conserved amino acids regions in the β
ketoacyl synthase domain (Fig. 1) of the MSAS type PKS, were used to isolate a putative
PKS gene involved in patulin biosynthesis. With genomic DNA as the template, these primers
amplified a ~650 bp product which was 82 % similar at the amino acid level to the KS
domain from a P. griseofulvum MSAS (CAA39295). Two pairs of specific (5')/degenerate (3')
102
PCR primers (Fig. 1) were designed after aligning other MSAS-type PKS sequences listed in
GenBank, for the amplification of 3’contiguous fragments. The 5’UTR and 3’UTR were
amplified by RACE-PCR.
Based on nucleotide sequence analysis of six overlapping PCR fragments, we
identified a 5.3 kb open reading frame formerly named Bnpks, interrupted by a single intron.
The intron was in the 5' terminal portion of the sequence and was confirmed in comparisons
between the genomic DNA fragment and a cDNA fragment. As expected, the PCR product
amplified from the cDNA template was 59 bp smaller than that amplified from the genomic
DNA template. BLAST analysis indicated that the predicted 1778 amino-acid translation
product had significant similarity to numerous MSAS type PKSs. The highest level of
identity (74%) was with the MSAS of P. griseofulvum.
With the similar strategy, we amplified, cloned and sequenced another gene which
displays, after removal of two introns and translation, 89% of identity with IDH of
Penicillium griseofulvum (AAG13989) and 85% of identity with P. expansum IDH
(AAY85382-AAY85384). The whole transcript sequence began at 104 bp upstream of a
conventional start codon and finished at 37 bp of stop codon. The complete coding sequence
consisted of 780 pb sequence capable of encoding a protein of 259 amino acids. The gene has
shown two introns of 46 bp and 139 bp, containing respectively the Lariat sequences
GACTAAT and CTGACA. These sequences are identical to P. griseofulvum Lariat
sequences. Recently, a paper published by Dombrink-Kurtzman and Engberg mentioned the
isolation of this gene in several Byssochlamys nivea strains (DQ322207-DQ322214). All
strains examined had identical amino acid sequences with the sequence described in this
article whatever geographical origins (Dombrink-Kurtzman and Engberg, 2006). There was
also a strong similarity at amino acid level to a short chain alcohol dehydrogenase from
Gibberella zeae (EAA72834).
103
The expression of these genes in a surface culture of B. nivea was studied by RT-PCR.
The mRNA were co-expressed during patulin synthesis and more particularly during the first
ten days and peaked between days 2 and 5 (fig. 2), period when the patulin first precursor, 6
methylsalicylic acid have been also detected.
3.4. Presence of 6msas and idh genes in B. nivea and B. fulva
The presence of 6msas and idh was then investigated in our Byssochlamys collection
in relation with their production of patulin (Table 1). Among the tested isolates a perfect
correlation was observed between the presence of 6msas and idh gene and the patulin
production. Indeed, all strains identified as B. nivea in this study have shown two 374 and 445
bp fragments for 6msas and idh genes respectively, when these genes were amplified with
specific primers set while B. fulva strains did not produce any detectable amplification
fragments (Fig. 3). The similar results have been obtained when the PCR are performed with
degenerated primers.
4. Discussion
Several species of mold encompassing over few genera were earlier reported to
synthesize patulin. A recent exhaustive review echoes the old studies which reported patulin
production by a multitude of species related to not less 30 genera (Moake et al., 2005).
Several works based on analysis of secondary metabolites profiles or molecular
characterization, revise to low, the number of patulin producing species. For example, among
the following Aspergillus species, A. terreus, A. clavatus, A candidus, A. giganteus, E.
amstelodami, A. echinulatus, A. fumigatus, A parasiticus, A. repens, A. variecolor and A.
versicolor, a recent study established that only A. clavatus produce effectively patulin (Varga
104
et al., 2003). An overview regarding the species in Penicillium subgenus Penicillium after
checking a significant number of isolates, from each species and reidentification of certain
isolates, had determinate 13 patulin producing species: P. carneum, P. clavigerum, P.
concentricum, P. coprobium, P. dipodomyicola, P. expansum, P. glandicola, P. gladioli, P.
griseofulvum, P. marinum, P. paneum, P. sclerotigenum, P. vulpinum (Frisvad et al., 2004).
This list is often the result of splitting of one species in two or three novel species. For
example, this resulted in identifying in Penicillium roqueforti group, P. carneum and P.
paneum as patulin producer while P. roqueforti sensus stricto don’t synthesize patulin.
Regarding Byssochlamys species, the work which concluded that Byssochlamys fulva don’t
produce patulin is based only on morphologic characterization. In our study, the molecular
characterization allowed to re-identify 2 strains formerly identified as B. fulva. One of these,
the strain H36 deposited in American Type Culture Collection under number ATCC 24008
have been reported as patulin producing B. fulva strain by Rice et al. (1977). In Rice’s study,
strains of B. nivea have been demonstrated at higher potential to synthesize patulin than have
B. fulva strains. In fact, Rice et al found that two of ten strains of B. fulva produced patulin in
a laboratory medium. The second strains H25 (ATCC 36841) was identified as really B. fulva
by molecular characterization, but we could not detect patulin production neither for isolate
from ATCC nor isolate come from the laboratory which have isolated it, whatever conditions
and media used.
Although B. fulva is frequently cited as a source of patulin production, this data is
based on this single article. Recently, this became a controversial point, since a recent work
refutes this affirmation (Houbraken et al., 2006).
In order to check if B. fulva possess the genetic abilities to produce patulin, we
investigated the presence of two genes involved in patulin biosynthesis pathways, 6msas and
idh. In a first step, these genes were isolated, cloned and sequenced in B. nivea. The predicted
105
translation product of the Bnpks gene contains five putative functional domains of functional
domains characteristic of a fungal type 1 PKS. These domains were (from N terminus to C
terminus) β-ketoacyl synthase (KS), acyltransferase (AT), dehydratase (DH), β-ketoacyl
reductase (KR), and an acyl carrier protein (ACP) (Fig. 4). The deduced amino acid sequence
of Bnpks showed the highest homology to fungal 6-methylsalicylic acid synthases (MSASs)
from Penicillium griseofulvum (Beck et al., 1990), Aspergillus terreus (Fujii et al., 1996), A.
ochraceus (AY540947), Glarea lozoyensis (Lu et al., 2005). An unrooted radial tree of fungal
type I PKSs based on the amino acid sequences of three domains (KS, AT, ACP) common to
all fungal PKSs whose function has been identified, confirms that BNPKS is closely related to
the P. patulum 6MSAS which is involved in patulin production in this species (Fig. 4).
The strong homology with the P. patulum MSAS, the presence of the five functional
domains characteristic of 6-methylsalicylic acid synthase, the similar position of the sole
intron, and the expression during patulin production are consistent with the conclusion that
the gene we identified encodes a 6MSAS involved in patulin biosynthesis in B. nivea.
Recently, a primer pair specific for the idh gene has been developed and used
successfully to detect patulin producing abilities of penicillia (Paterson et al., 2000, Paterson
et al., 2003). These primers allowed us to isolate B. nivea idh gene. In order to evaluate this
specific ability in Aspergillus species, the same primers have been used. In all these studies,
all strains and species negative for the idh were shown not produce patulin. Paterson had
shown that all of the 50 strains which negative for idh gene, were negative for patulin
production. The contrary case is not true, since only 60% of strains positive for idh gene, were
positive for patulin production. Several phenomena could explain this observation. First, the
finding of particular gene doesn’t presuppose the presence of whole cluster which regroup all
genes involving in mycotoxin biosynthesis. This difference could also explain by the
alteration of signaling pathways which operate to regulate secondary metabolites synthesis, by
106
way of cluster genes activating (Calvo et al., 2002). Regarding Byssochlamys fulva, the
explanation is straightforward. The inability to produce patulin is related to absence of idh
gene.
Contrary to B. nivea, we didn’t detect also the patulin first precursor, 6 methylsalicylic
acid in B. fulva culture media, leading to suppose absence of 6msas gene in B. fulva. This
hypothesis was confirmed. It was first time that a method based on 6msas gene was used to
detect patulin producer species. Also in this case, the correlation between absence of specific
gene and absence of patulin production is remarkable.
The patulin non production by B. fulva is of an interest for food industry and more
particularly for manufacturers which make heat treated food such as apple juice.
Byssochlamys strains produce heat resistant ascospores that can survive pasteurization (Brown
and Smith, 1957) and can cause the risk of potential continued production of patulin within
the finished product, after heat treatment. The presence of patulin in finished juice can be
assigned to a frequent contamination of fruits by Penicillium expansum before pasteurization
or by a post treatment production of patulin by Byssochlamys nivea.
In conclusion, we demonstrated that B. fulva is unable to produce patulin, because this species
lacks at least two genes indispensable for patulin biosynthesis.
Acknowledgments
This work was supported in part by a Midi–Pyrenees Regional grant (no. 01002728), by
AFSSET grant ES-2005-012 and by a ADEME grant (n° 0275042). We thank P.M.
Shoolingin-Jordan, Y. Ebizuka, H. Fujimoto, J.D. White and T. Anke for chemical standards;
S. Peterson, curator of the ARS Culture Collection for providing cultures of some of the
strains examined, J. Churey of New York State Agricultural Experiment Station and E.
107
Pieckova from Slovak Technical University of Bratislava, for respectively the generous gift
of B. fulva H25 strain and MD01 B. fulva strain. We thank P. Galtier for his constant support.
108
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115
TABLE 1. Fungal strains used in this study
Byssochlamys
species strains designationsa GenBank acession numbers patulin production
( at day 7)
ITS Beta-tubulin mg/ml
Byssochlamys
nivea NRRL 2615 AF486189 AY738642 0,28
Byssochlamys
nivea NRRL 5253 NDb AY552782 0,30
Byssochlamys
nivea NRRL 1678 ND ND 1,61
Byssochlamys
nivea NRRL 5254 ND ND 0,03
Byssochlamys
nivea IHEM 3076 ND ND 0,02
Byssochlamys
niveaTc
MUCL 39714 CBS
100.11 DQ464362 DQ453962 0,54
Byssochlamys
nivead NRRL 3849 DQ459371 DQ459370 0,62
Byssochlamys
nivead ATCC 24008 DQ464363 AY560321 0,01
116
Byssochlamys
fulva NRRL 2975 AY560323 AY560322 -
Byssochlamys
fulva NRRL 1125 AY306013 DQ453961 -
Byssochlamys
fulva NRRL 3493 ND ND -
Byssochlamys
fulva NRRL 2614 AY560324 AY738640 -
Byssochlamys
fulva MUCL 14267 ND AY738641 -
Byssochlamys
fulva DSMZ 62097 ND DQ459369 -
Byssochlamys
fulva DSMZ 1808 ND ND -
Byssochlamys
fulva ATCC 36841 DQ459372 AY552783 -
Byssochlamys
fulva IHEM 17722 ND ND -
Byssochlamys
fulva NRRL A 2142 ND ND -
Byssochlamys MD01 ND ND -
117
fulva
a Sources of microorganisms are as follows: NRRL, Northern Region Research Laboratory,
Peoria, Ill; ATCC, American Type Culture Collection, Manassas, Va; DSMZ, Deutsche
Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen, Braunschweig, Germany; MUCL,
Mycothèque de l'Université Catholique de Louvain, Louvain, Belgium; IHEM, Collection
mycologique de l'Institut d'Hygiene et d'Epidémiologie, Brussels, Belgium; MD, Mycology
Department, Institut of Preventive and Clinical Medecine, Bratislava, Slovakia.
b not
determinated
c T, neotype
d formerly identified as Byssochlamys fulva
118
Figure legends
Fig. 1. Strategy for B. nivea PKS gene fragment amplifications. (A). Four overlapping
genomic DNA fragments were amplified spanning 80% of the coding sequence. The 5’ and 3’
extremities of mRNA were obtained from cDNA by Race-PCR. Strategy for B.nivea IDH
gene (B). Three overlapping cDNA fragments were amplified. Two other primers G1 and G2
were used for amplify whole gene from genomic DNA, in order to locate introns. The
position and characteristics of the PCR primers for both are indicated.
Fig. 2. (A) Amount of patulin at mg/100 ml of culture medium; (B) Transcript levels of
Bnpks (6msas) gene detected by RT-PCR. Lanes 1 to 9, RT-PCR products amplified from
Czapek-dextrose broth cultures harvested at days 2 to 10, respectively; 10, Molecular weight
marker; 11, positive control T+ (20 ng genomic DNA template), 12 negative control T-
(genomic DNA template absent). (C) Transcript levels of idh gene detected by RT-PCR.
Lanes: 1, Molecular weight marker; 2 to 10, RT-PCR products amplified from Czapek-
dextrose broth cultures harvested at days 2 to 10, respectively; 11, positive control T+ (20 ng
genomic DNA template), 12 negative control T- (genomic DNA template absent), 13,
Molecular weight marker.
119
Fig. 3. Detection of Bnpks (6msas) and Idh gene in B. nivea and B. fulva genomes. (A)
Bnpks, PCR with INT1/INT2 primers set, (B) Idh, PCR with ISO EXP1/ ISO EXP2 primers.
Lane M, Molecular Weight Marker, 1, B. fulva NRRL 2975; 2, B. fulva NRRL 1125; 3, B.
fulva NRRL 3493; 4, B. fulva NRRL 2614; 5, B. fulva MUCL 14267; 6, B. fulva ATCC
36841; 7, B. fulva IHEM 17722; 8, B. fulva MD 01; 9, B. fulva DSMZ 62097, 10, B. nivea
NRRL 2615; 11 B. nivea NRRL 1678; 12, B. nivea NRRL 5254; 13 B. nivea NRRL3849; 14,
B. nivea IHEM 3076; 15, B. nivea ATCC 24008; 16, B. nivea NRRL 5253.
Fig. 4. (A) Amino acid alignment of β-ketoacyl synthase (KS), acyl transferase (AT) and acyl
carrier protein (ACP) domains from the B. nivea PKS gene with type I PKS genes. The B.
nivea PKS domain sequences were aligned with those of 6MSAS from P. patulum (Beck et
al., 1990), 6MSAS from A. terreus (Fujii et al., 1996), AVIM from S. viridochromogenes
(Gaisser et al., 1997), PKSL1 from A. parasiticus (Feng et al., 1995) , WA from A. nidulans
(Mayorga and Timberlake, 1992) , PKS4 from G. fujikuroi (Linnemannstöns et al., 2002) ,
FUM1 from G. moniliformis (Proctor et al., 1999), PKS1 from C. heterostrophus (Yang et
al., 1996), and LNKS from A. terreus (Hendrickson et al., 1999). The name of the genes in
the alignment and tree are preceded by two letters indicating the source species. (B).
Unrooted radial tree of fungal type I PKSs based on amino acid sequences of KS, AT and
ACP domains. A scale bar (divergence of 0.1). The presence of functional domains is given
beside the protein name. Included in the presentation are structures of metabolites
corresponding to genes quoted above. 1, 6-methylsalicylic acid; 2, orsellinic acid; 3,
lovastatin; 4, toxin T; 5, fumonisin B1; 6, bikaverin; 7, naphtopyrone WA; 8, aflatoxin B1.
120
Fig 1
AAAAAA
5’ 3’
1
2
3
45
66F 6R
3F 3R
4F2F 2R5R
Intron
Degenerated primersB.nivea specific primers
GeneRacer 3’primer
ATG
GeneRacer 5’primer
TAG
5549 bpLC5LC3
AAAAAA
5’ 3’
1
2
3
45
66F 6R
3F 3R
4F2F 2R5R
Intron
Degenerated primersB.nivea specific primers
GeneRacer 3’primer
ATG
GeneRacer 5’primer
TAG
5549 bpLC5LC3
A
IDH primers
B.nivea specific primers
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
B
AAAAAA5’
ATG TAG 3’ Intron Intron
1105 bp
Idh 1P Idh 2P
B 5’1 B 3’1
G1 G2
1
2 3
4
121
Fig 2
Patu
lin(m
g)
0 ,0
5 ,0
1 0 ,0
1 5 ,0
2 0 ,0
2 5 ,0
0 5 1 0 1 5 2 0 2 5 3 0 3 5 4 0 4 5d a y s
Bnpks
316 pb 374 bp2 3 4 5 6 7 8 9 10 M T+ T -
days
M 2 3 4 5 6 7 8 9 10 T+ T- M
idh
445 bp306 pb
days
A
B
C
Patu
lin(m
g)
0 ,0
5 ,0
1 0 ,0
1 5 ,0
2 0 ,0
2 5 ,0
0 5 1 0 1 5 2 0 2 5 3 0 3 5 4 0 4 5d a y s
BnpksBnpks
316 pb 374 bp2 3 4 5 6 7 8 9 10 M T+ T -
days
M 2 3 4 5 6 7 8 9 10 T+ T- M
idhidh
445 bp306 pb
days
A
B
C
A
B
C
122
Fig 3
idh
bnpks
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 M
M 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
A
B
B.niveaB.fulva
445 bp
374 bp
idh
bnpks
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 M
M 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
A
B
B.niveaB.fulva
idh
bnpks
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 M
M 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
idh
bnpks
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 M
M 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16
A
B
B.niveaB.fulva
445 bp
374 bp
123
Fig.4
0.1
AtLNKS
SvAVIM
At6MSAS
BnPKS
Pp6MSAS
ApPKSL1
AnWA
GfPKS4
GmfUM1
ChPKS1
COOH
CH3
OH
1 KS,AT,DH,KR, ACP
COOH
CH3
OH
OH
2KS,AT,DH, ACP
4
OHOHO O OOH O OHO O O OOH
CH3CH3
O
CH3OH
OH OH
NH2CH3O
O
OHOOC
HOOC
HOOC
HOOC
5 KS, AT,DH,(MT), ER, KR, ACP
CH3
OCH3
OH
OH
O
COOH
3
6
O
OH OH O
OH CH3
OH
7
OCH3O O
O
OO
OCH3O O
O
OO
8
KS, AT, ACP, TE
O
OH O
OH
O
O
CH3O OCH3
CH3
GmFUM1
ChPKS1
AtLNKS
SvAVIM
GfPKS4
AnWA
ApPKSL1
BnPKS
At6MSASPp6MSAS
0.10.1
AtLNKS
SvAVIM
At6MSAS
BnPKS
Pp6MSAS
ApPKSL1
AnWA
GfPKS4
GmfUM1
ChPKS1
COOH
CH3
OH
1 KS,AT,DH,KR, ACP
COOH
CH3
OH
OH
COOH
CH3
OH
OH
2KS,AT,DH, ACP
4
OHOHO O OOH O OHO O O OOH
CH3CH3
O
CH3OH
OH OH
NH2CH3O
O
OHOOC
HOOC
HOOC
HOOC
5 KS, AT,DH,(MT), ER, KR, ACP
CH3
OCH3
OH
OH
O
COOH
3
6
O
OH OH O
OH CH3
OH
7
OCH3O O
O
OO
OCH3O O
O
OO
8
KS, AT, ACP, TE
O
OH O
OH
O
O
CH3O OCH3
CH3
O
OH O
OH
O
O
CH3O OCH3
CH3
GmFUM1
ChPKS1
AtLNKS
SvAVIM
GfPKS4
AnWA
ApPKSL1
BnPKS
At6MSASPp6MSAS
0.1
A
B
Acylβ-ketosynthase Acyl transferase Acyl carrier protein
0.1
AtLNKS
SvAVIM
At6MSAS
BnPKS
Pp6MSAS
ApPKSL1
AnWA
GfPKS4
GmfUM1
ChPKS1
COOH
CH3
OH
1 KS,AT,DH,KR, ACP
COOH
CH3
OH
OH
2KS,AT,DH, ACP
4
OHOHO O OOH O OHO O O OOH
CH3CH3
O
CH3OH
OH OH
NH2CH3O
O
OHOOC
HOOC
HOOC
HOOC
5 KS, AT,DH,(MT), ER, KR, ACP
CH3
OCH3
OH
OH
O
COOH
3
6
O
OH OH O
OH CH3
OH
7
OCH3O O
O
OO
OCH3O O
O
OO
8
KS, AT, ACP, TE
O
OH O
OH
O
O
CH3O OCH3
CH3
GmFUM1
ChPKS1
AtLNKS
SvAVIM
GfPKS4
AnWA
ApPKSL1
BnPKS
At6MSASPp6MSAS
0.10.1
AtLNKS
SvAVIM
At6MSAS
BnPKS
Pp6MSAS
ApPKSL1
AnWA
GfPKS4
GmfUM1
ChPKS1
COOH
CH3
OH
1 KS,AT,DH,KR, ACP
COOH
CH3
OH
OH
COOH
CH3
OH
OH
2KS,AT,DH, ACP
4
OHOHO O OOH O OHO O O OOH
CH3CH3
O
CH3OH
OH OH
NH2CH3O
O
OHOOC
HOOC
HOOC
HOOC
5 KS, AT,DH,(MT), ER, KR, ACP
CH3
OCH3
OH
OH
O
COOH
3
6
O
OH OH O
OH CH3
OH
7
OCH3O O
O
OO
OCH3O O
O
OO
8
KS, AT, ACP, TE
O
OH O
OH
O
O
CH3O OCH3
CH3
O
OH O
OH
O
O
CH3O OCH3
CH3
GmFUM1
ChPKS1
AtLNKS
SvAVIM
GfPKS4
AnWA
ApPKSL1
BnPKS
At6MSASPp6MSAS
0.1
A
B
Acylβ-ketosynthase Acyl transferase Acyl carrier protein
124
Partie III
Absence d’implication de l’acide 6-methylsalicylique synthase dans la synthese de l’acide mycophénolique
125
INTRODUCTION
La mise en évidence d’acide mycophénolique dans le surnageant de toutes les souches testées
de Byssochlamys nivea signifie que cette espèce synthétise un autre composé de nature
polycétide en plus de la patuline. En effet la voie de biosynthèse de ce composé est élucidée
depuis une vingtaine d’année (Figure 15). L’acide mycophénolique est un métabolite
secondaire de nature hybride composé d’un noyau aromatique d’origine polycétide et un
groupe aliphatique de nature terpénique. L’élucidation de la voie de biosynthèse de l’acide
mycophénolique a été appréhendée avec les méthodologies d’usage, appliquées dans le cadre
de l’étude du métabolisme secondaire, méthodologies fondées principalement sur le suivi de
précurseurs potentiels radiomarqués. Grâce à ces techniques, plusieurs composés ont
fermement été identifiés comme des précurseurs directs de l’acide mycophénolique. Le noyau
aromatique dérive vraisemblablement d’un premier précurseur, l’acide 5-methylorsellinique
(l’acide 2,4-dihydro -5,6-dimethylbenzoique). La forte incorporation d’ [1’ 14 C] acide 5-
methylorsellinique et de [7- 14 C] 5,7-dihydroxy-4-methylphthalide (Canonica et al, 1970) ne
laisse aucune équivoque sur leur implication directe dans la voie de biosynthèse de l’acide
mycophénolique. Par contre la très faible incorporation d’acide orsellinique et de 5,7
dihydroxyphthalide radiomarqués suggère que la méthylation du noyau benzénique survient
très tôt. Ces deux précurseurs avérés ont été détectés et identifiés aussi bien dans les
surnageants des cultures de Byssochlamys nivea que dans les cultures de Penicillium
brevicompactum. De même le très faible rendement d’incorporation du 7-hydroxy-5 methoxy-
4-methylphthalide plaide pour une méthylation du groupe hydroxy en position 5 comme
dernière étape. Vraisemblablement une farnesyl pyrophosphate transferase intervient après la
synthèse du noyau phthalide pour conduire au 6-farnesyl-5,7 dihydroxy-4-methylphthalide.
Les étapes suivantes sont beaucoup plus controversées. Deux mécanismes semblent intervenir
parallèlement dans la transformation du 6-farnesyl-5,7 dihydroxy-4-methylphthalide en acide
126
mycophénolique. Premièrement, ce nouveau composé serait oxydé en hydroxy cétone au
niveau de la double liaison centrale. L’ajout de ce dernier composé marqué au 13C, dans une
culture de P. brevicompactum, mène spécifiquement à la formation d’acide mycophénolique
avec un taux de conversion de 45% (Colombo et al, 1978). Deuxièmement soit par un
grignotage de l’extrémité du groupe farnesyl en deux étapes.
La découverte inopinée d’une autre tetrakétide remet en question le rôle supposé du gène
Bnpks précédemment isolé chez Byssochlamys nivea. En effet, ce gène est exprimé lors de la
synthèse de patuline et de l’acide mycophénolique. Les précurseurs directs respectifs de la
patuline et de l’acide 6-mycophénolique, l’acide 6-methylsalicylique et l’acide 5-
methylorsellinique sont structuralement très proches, puisque l’acide 5-methylorsellinique
possède un groupement méthyl et un groupement hydroxyl supplémentaire sur le noyau
aromatique. Il n’est donc pas exclu que ce gène soit impliqué dans la synthèse des deux
toxines. Les premières étapes de biosynthèse de l’acide mycophénolique seraient alors : Acide
6-methylsalicylique Acide orsellinique (hydroxy supplémentaire) Acide 5-
methylorsellinique (un methyl et un hydroxy). Cette hypothèse irait à l’encontre des résultats
obtenus par Bedford et al (1971) montrant que l’incorporation dans des cultures de P.
brevicompactum ne conduisait pas à la synthèse d’acide mycophénolique radiomarqué. Quant
à l’acide 6-methylsalicylique, une étude similaire n’a jamais été rapportée.
Afin de connaître l’implication de ce gène dans la production de l’une ou l’autre toxine, nous
avons recherché un gène homologue au gène Bnpks chez une autre espèce réputée productrice
d’acide mycophénolique qui ne synthétise pas la patuline, Penicillium brevicompactum
Dierckx.
127
Figure 15 : voies de biosynthèse de l’acide mycophénolique.
1. SOUCHE UTILISEE ET CONDITIONS DE CULTURE
Préalablement à tout travail, la souche utilisée NCPT 10 a été caractérisée par amplification et
séquençage des ITS afin de vérifier son appartenance à l’espèce Penicillium brevicompactum.
Sa séquence déposée dans GenBank (N° d’accession AF 521657) présente 100%
d’homologies avec les séquences d’ITS d’autres souches de Penicillium brevicompactum.
Après 7 jours de pré-cultures à 25°C sur milieux gélosés P.D.A, les spores ont été récoltées et
la suspension de spores a servi à l’inoculation de 3 fioles de Roux par point d’analyse,
contenant 100 ml de milieux Czapeck-glucose précédemment décrits. Ces cultures ont été
incubées à 25°C dans l’obscurité, sans agitation pendant 20 jours. Chaque jour, 3 fioles de
Roux ont été analysées et ce pendant 20 jours. Les surnageants ont été prélevés après filtration
O H
C H 3
C H 3
OH
C O O H
Acide 5 methylorsellinique
OH
OHCH3
O
O
5.7 dihydro 4 methylphtalide
Acétate
OH
OHCH3
O
O
CH3
CH3
CH3CH3
6 farnesyl 5.7 dihydro 4 methylphtalide
OH
CH3
O
O
CH3
HOOC
OH
Acide normethylmycophenolique
OH
CH3
O
O
CH3
HOOC
MeO
Acide mycophénolique
OH
OHCH3
O
O
CH3CH3
OH
O
OH
OHCH3
O
O
CH3
CH3
CH3CH3
OHO
128
et les mycéliums de 2 fioles ont été récoltés afin de déterminer le poids sec de la biomasse.
Les ARN totaux ont été extraits du mycélium issu de la troisième culture.
2. DETERMINATION DES POIDS SECS
Après filtration, les mycéliums lavés et égouttés ont été placés dans des vases à tare
préalablement tarés. Les cellules ont ensuite été séchées toute une nuit à une température de
70°C, puis refroidies à température ambiante avant la pesée.
3. EXTRACTION DES ACIDES NUCLEIQUES
Les procédures d’extraction d’ADN génomique, des ARN totaux et messagers ainsi que
l’obtention des ADN complémentaires ont été décrites dans la rubrique « Matériels et
méthodes généraux ».
4. ANALYSE DES METABOLITES SECONDAIRES ET DOSAGES DE
L’ACIDE MYCOPHENOLIQUE
L’analyse des mycotoxines a été réalisée par chromatographie liquide haute performance avec
détection spectrophotométrie grâce à un détecteur à barrettes de diodes. L’identité des
composés a été vérifiée par chromatographie-spectromètrie de masse. Les protocoles
d’extraction, de détection et d’identification des métabolites secondaires et du dosage d’acide
mycophénolique ont été décrits précédemment.
5. RESULATS ET DISCUSSION
Cinq métabolites connus issus des surnageant de culture ont été détectés et identifiés par
HPLC, quand Penicillium brevicompactum est cultivé dans les conditions propices à la
synthèse de patuline. Ces conditions ont été préalablement éprouvées pour différentes espèces
129
productrices de patuline, comme Penicillium griseofulvum, Penicillium expansum,
Byssochlamys nivea, Aspergillus clavatus. Les cinq métabolites identifiés sont : l’acide
mycophénolique, ses deux précurseurs directs l’acide 5-methylorsellinique, le 5,7 dihydroxy
4-methylphthalide, l’acide orsellinique et la brevianamide A, autres métabolites secondaires
réputés comme produits par Penicillium brevicompactum ( figure 16). Ce dernier métabolite a
été identifié par son spectre UV et son temps de rétention identique à celui d’un standard
authentique fourni par le Professeur R.M Williams de l’Université de l’Etat du Colorado. Ce
métabolite n’est pas de nature polycétide mais peptidique puisqu’il requiert pour sa synthèse
la condensation d’une molécule de tryptophane et d’une proline pour former un premier
précurseur stable, la brévianamide F, excluant catégoriquement une origine commune avec les
trois autres composés identifiés dans les surnageants de culture.
Plus surprenante est la présence d’acide orsellinique (figure 17). L’identité de ce composé a
été vérifiée de la même manière que la brévianamide A en comparant le temps de rétention, le
spectre UV ainsi que le spectre de masse à ceux d’un standard authentique. Aucune mention
d’une quelconque production d’acide orsellinique par Penicillium brevicompactum n’existe
dans la littérature. Aucun métabolite ayant comme précurseur avéré, l’acide orsellinique n’a
été également identifié chez Penicillium brevicompactum. La mise en évidence de ce
tétrakétide dans les surnageants de P. brevicompactum tend à renforcer l’hypothèse d’une
éventuelle implication d’une acide 6-méthylsalicylique synthase dans la synthèse de l’acide
mycophénolique.
Enfin, 3 composés très polaires ont été détectés en LC-MS, ayant respectivement des m/z de
209, 222 et 225. Bien que nous n’ayons pas pu vérifier leurs identités par manque de standard,
ces composés semblent être les phenols de Raistrick, respectivement l’acide 2,4 dihydroxy-6-
(2-oxopropyl) benzoique, l’acide 2,4 dihydroxy-6-(1-hydroxy-2oxopropyl) benzoique et
130
Figure 16 Chromatogramme d’un extrait chloroformique d’un surnageant de culture de Penicillium Brevicompactum lors du 4ième jour de la cinétique de production. Sont détectés l’acide mycophénolique ainsi que deux de ses précurseurs directs : l’acide 5 méthylorsellinique et le 5-7 dihydroxy 4 methylphtalide. 3 Un autre métabolite de P. brevicompactum a été identifié comme étant la brevianamide A.
Acide Mycophenolique
1
1
2
2
3
3
5-7 Dihydroxy 4-methylphtalide1
2 Acide 5 methyl orsellinique
OH
CH3
O
O
CH3
HOOC
MeO
OHCOOH
CH3
CH3
OH
OH
OHCH3
O
O
Acide Mycophenolique
1
1
2
2
3
3
5-7 Dihydroxy 4-methylphtalide1
2 Acide 5 methyl orsellinique
OH
CH3
O
O
CH3
HOOC
MeO
OHCOOH
CH3
CH3
OH
OH
OHCH3
O
O
131
Figure 17 : LC-MS d’un extrait d’un surnageant de culture de Penicillium brevicompactum NCPT 10, 2 jours à 25°C sans agitation. A : Absorbance totale. B Acide 5-methylorsellinique (m/z 181), C Acide orsellinique (m/z 167), D 5,7 dihydroxy-4-methylphthalide (m/z 179) l’acide 2,4 dihydroxy-6-(1,2 dioxopropyl) benzoique, composés connus pour être produit par
Penicillium brevicompactum
Les premiers précurseurs stables de l’acide mycophénolique ont été détectés du 2ieme jour
jusqu’au 5ième jour contrairement aux cultures de Byssochlamys nivea où ces deux composés
étaient présents tard dans la cinétique. Des traces d’acide mycophénolique ont été décelées
dès le premier jour, puis sa concentration a augmenté progressivement pour atteindre son
maximum au 11ième jour (figure 18). A partir du 11ième jour, l’acide mycophénolique voit sa
concentration diminuer graduellement. Comme la plus part des métabolites secondaires,
l’acide mycophénolique est produit en fin de phase exponentielle de croissance, bien qu’un
niveau basal soit présent dès les premiers jours de culture. Ceci contraste fortement avec
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26Time (min)
0
200000
400000
600000
uAU
5,36 9,243,26 5,72 12,5711,498,674,302,00 15,20
9,797,01 13,411,4618,1716,51
NL:6,37E5Total Scan PDA AFj3Pbrev
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26Time (min)
0
50
100
Rela
tive
Abun
danc
e 11,7011,55 11,77
11,80
11,937,177,105,88 11,527,21 12,11 14,972,43 15,80 17,53 19,30 21,24 24,41 25,54
NL:6,32E6m/z= 180,50-181,50 F: MS AFj3Pbrev
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26Time (min)
0500000
1000000
15000002000000
Inte
nsity
10,039,96
2,6610,129,84
2,73 10,22 13,143,49 5,71 7,75 15,112,63 16,14 18,24 19,49 21,27 22,64 25,51
NL:2,27E6m/z= 167,00-167,50 F: MS AFj3Pbrev
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26Time (min)
0
50
100
Rela
tive
Abun
danc
e 9,549,51 9,57
9,339,606,30 9,306,27 15,259,80
8,91 10,35 11,67 12,492,99 6,423,32 16,56 17,53 18,84 21,01 25,5722,872,31
NL:2,02E6m/z= 179,00-179,50 F: MS AFj3Pbrev
COOH
CH3
OH
OH
OH
CH3
CH3
OH
COOH
OH
OHCH3
O
O
A
B
C
D
132
Byssochlamy nivea qui, dans les même conditions, produit l’acide mycophénolique durant
toute sa croissance.
En adéquation avec ce qui est rapporté par la littérature, et contrairement à Byssochlamys
nivea, aucune trace de patuline n’a été décelée dans les surnageants durant toute la cinétique
de production de l’acide mycophénolique. Plus significatif, aucune trace d’acide 6-
methylsalicylique n’a été détectée.
Figure18 : Cinétique de production d’acide mycophénolique par Penicillium brevicompactum. Figurée en bleu la quantité exprimée en mg d’acide mycophénolique dans 100 ml de surnageant, en rouge le poids sec de mycélium par fiole de roux.
5.1 Isolement d’un fragment de gène homologue de Bnpks de
Byssochlamys.nivea, chez Penicillium brevicompactum
Afin de vérifier la présence d’un gène homologue au gène Bnpks précédemment isolé chez
Byssochlamys nivea, nous avons opté comme stratégie, d’amplifier et de séquencer deux
fragments situés aux extrémités du gène. Ces deux fragments correspondent à deux domaines
catalytiques indispensables au bon fonctionnement de l’enzyme, kétosynthase et acyl carrier
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20 Jours
Poid
s sec
du
myc
eliu
m (
en g
)
Qua
ntité
d’a
cide
myc
ophe
noliq
ue
(en
mg)
dan
s 100
ml d
e su
rnag
eant
2,0
1,6
1,2
0,8
0,4
0
133
protéine, situés respectivement sur les extrémités 5’ et 3’. Deux amorces nucléotidiques
sélectionnées PAT 1 (5’ GTA GTG GGA ATG GCC TGC CG 3’) et PAT 6 (5’ GGT GAC
CAA TAT TGG GCT TGA TGG 3’) de la séquence du gène de la 6MSAS de Penicillium
griseofulvum ont été utilisées afin d’amplifier le fragment codant le domaine de la
kétosynthase (KS). La PCR a été réalisée à partir d’ADN génomique. Un fragment d’une
taille de 971 paires de bases a été amplifié à partir d’ADN génomique extrait d’une culture de
P.brevicompactum.
La séquence nucléotidique présentait 82 % d’homologie avec la séquence du gène codant
pour la 6-MSAS de Penicillium griseofulvum.
Après traduction, une séquence non interrompue de 323 résidus d’acides aminés a été obtenue
Suite à une recherche d’homologie cette séquence protéique présente une très forte
homologie, 81% d’identité et 89% de similarité avec la séquence protéique codée par la
Bnpks, 81% d’identité et 89% de similarité avec MSAS d’A. terreus, 80%d’identité et 87% de
similarité avec la MSAS de P. griseofulvum.
Concernant l’autre extrémité du gène, codant pour l’acyl carrier protéine, un couple
d’amorces dégénérées en 5’ (PKS-5’ (5’ GTI CTI GCI CCR AAG ATI GCI GG 3’)), et
spécifique en 3’ (PAT 4 (5’ GTG AAC AAA CGT GTT CAG TTT GAT TTG CGG 3’),
100% complémentaire de la séquence de P. griseofulvum, a été utilisée afin d’amplifier
initialement un fragment d’environ 1000 paires de bases. L’intensité de la bande obtenue
étant très faible, une deuxième étape de PCR nichée (nested PCR) a été requise à l’aide des
amorces PKS 5’ et PKS 3’1 (5’ACI GTC ATG ACI GAG TCI ACI CC 3’) afin d’obtenir un
fragment exploitable pour le séquençage. Le fragment d’ADN amplifié précédemment avec le
couple d’amorces dit externes (Pks5’/Pat4) sert de matrice pour cette PCR. Par cet artifice,
une partie du domaine ACP comprenant 578 paires de bases a été isolée, clonée et séquencée.
134
La séquence de 578 acides nucléiques présente une homologie de 87% avec la séquence du
gène codant pour la 6MSAS de Penicillium griseofulvum. Après traduction, la séquence
obtenue (197 acides aminés), présente 86% d’identité et 93% de similariré avec P.
grisefulvum, 72% d‘identité et 84% de similarité avec B. nivea, 59% d’identité et 74% de
similarité avec A. terreus.
Afin d’appréhender plus précisément la relation de parenté entre le gène Bnpks et les deux
extrémités ainsi isolées chez Penicillium brevicompactum, une analyse phylogénique a été
entreprise. Après traduction, les séquences protéiques ont chacune été alignées à celle de
bnpks ainsi qu’à des séquences d’acide 6-methylsalicylique synthases avérées (6MSAS de
Penicillium griseofulvum, ATX d’Aspergillus terreus, 6MSAS de Glarea lozoyensis) et des
protéines très homologues dites « 6MSAS like » dont la fonction réelle demeure inconnue, à
l’aide du logiciel Clustal-X. Pour l’extrémité 5’, quelques séquences non déposées dans
GenBank, isolées d’espèces de Penicillium producteur ou non producteur de patuline et
d’acide mycophénolique ont été rajoutées. C’est le cas des séquences de Penicillium paneum
(producteur de patuline), Penicillium carneum (patuline et acide mycophenolique),
Penicillium roqueforti (acide mycophénolique) et Penicillium aurentiogriseum (aucun des
deux). A ces séquences a été rajoutée la séquence la plus homologue à la séquence de la
6MSAS de P. griseofulvum et à BNPKS, présente dans le génome d’Aspergillus clavatus, une
des rares espèces d’Aspergillus productrices de patuline. Si on considère les deux extrémités,
quelque soit la méthode utilisée pour l’élaboration de l’arbre (méthode basée sur le calcul de
distances Neighbor-Joining, Minimum evolution, UPGMA) ou sur des méthodes basées sur
les caractères (Maximum Parcimony)), les séquences isolées des espèces productrices de
patuline et d’acide mycophénolique sont toutes regroupées dans un clade commun (figure 19).
Dans ce groupe figure les séquences des deux fragments isolés chez Penicillium
135
brevicompactum. Ce clade est lui-même, une composante d’un clade plus important
regroupant les acide 6-methylsalicylique synthases d’Aspergillus terreus et de Glarea
lozoyensis.
Figure 19 : A Arbre construit par la méthode UPGMA à partir des séquences du domaine de de la kétosynthase de : Pc.pks (Penicilium carneum), Pr.pks (P.roqueforti), Pp.pks (P.
Pc.pks
Pr.pks
Pp.pks
Pe.pks
Pf.pks
P.aurentiogriseum
Pg.6MSAS P22367
Pb.pks
A.clavatus Genome
Bnpks AAK48943
At.6MSAS BAA20102
Gl.6MSAS AAX35547
Aor.pks BAE65442
AP.PKSL2 AAC23536
P.nordicum
PG.pks2 AAB49684
Ao.pks AAS98200
Ch.pks25 AAR90279
Sc.PKS AAM77986
Col5 AAM70355
ChlB1 AAZ77673
AviM AAK83194
62
90
92
68
100
69
97
70
59
79
81
80
56
54
54
43
99
99
99
0,05
OO
O OH
H COOH
CH3
OH
6MSA
Patuline6 MSA
6MSAAcide orsellinique
Acide orsellinique
CAA65133
n.Pks AAP33839
a.pks
Séquences d’ascomycetes
Séquences d’actinomycetes
**
*
*
A Pc.pks
Pr.pks
Pp.pks
Pe.pks
Pf.pks
P.aurentiogriseum
Pg.6MSAS P22367
Pb.pks
A.clavatus Genome
Bnpks AAK48943
At.6MSAS BAA20102
Gl.6MSAS AAX35547
Aor.pks BAE65442
AP.PKSL2 AAC23536
P.nordicum
PG.pks2 AAB49684
Ao.pks AAS98200
Ch.pks25 AAR90279
Sc.PKS AAM77986
Col5 AAM70355
ChlB1 AAZ77673
AviM AAK83194
62
90
92
68
100
69
97
70
59
79
81
80
56
54
54
43
99
99
99
0,05
OO
O OH
H COOH
CH3
OH
6MSA
Patuline6 MSA
6MSAAcide orsellinique
Acide orsellinique
CAA65133
n.Pks AAP33839
a.pks
Séquences d’ascomycetes
Séquences d’actinomycetes
**
*
*
Pc.pks
Pr.pks
Pp.pks
Pe.pks
Pf.pks
P.aurentiogriseum
Pg.6MSAS P22367
Pb.pks
A.clavatus Genome
Bnpks AAK48943
At.6MSAS BAA20102
Gl.6MSAS AAX35547
Aor.pks BAE65442
AP.PKSL2 AAC23536
P.nordicum
PG.pks2 AAB49684
Ao.pks AAS98200
Ch.pks25 AAR90279
Sc.PKS AAM77986
Col5 AAM70355
ChlB1 AAZ77673
AviM AAK83194
62
90
92
68
100
69
97
70
59
79
81
80
56
54
54
43
99
99
99
0,05
OO
O OH
H COOH
CH3
OH
6MSA
Patuline6 MSA
6MSAAcide orsellinique
Acide orsellinique
CAA65133
n.Pks AAP33839
a.pks
Séquences d’ascomycetes
Séquences d’actinomycetes
Pc.pks
Pr.pks
Pp.pks
Pe.pks
Pf.pks
P.aurentiogriseum
Pg.6MSAS P22367
Pb.pks
A.clavatus Genome
Bnpks AAK48943
At.6MSAS BAA20102
Gl.6MSAS AAX35547
Aor.pks BAE65442
AP.PKSL2 AAC23536
P.nordicum
PG.pks2 AAB49684
Ao.pks AAS98200
Ch.pks25 AAR90279
Sc.PKS AAM77986
Col5 AAM70355
ChlB1 AAZ77673
AviM AAK83194
62
90
92
68
100
69
97
70
59
79
81
80
56
54
54
43
99
99
99
0,05
OO
O OH
H COOH
CH3
OH
6MSA
Patuline6 MSA
6MSAAcide orsellinique
Acide orsellinique
CAA65133
n.Pks AAP33839
a.pks
Séquences d’ascomycetes
Séquences d’actinomycetes
**
*
*
A
OO
O OH
H COOH
CH3
OH
P.brevicompactum
PG.MSAS P22367
A.clavatus Genome
Bnpks AAK48943
At.6MSAS BAA20102
Gl.6MSAS AAX35547
Ap.PKSL2 AAC23536
Aor.pks BAE65442
Phn.pks EAT91972
AO.pks AAS98200
PG.pks2 AAB49684
CHLB1 AAZ77673
Ch.pks25 AAR90279
Sc.PKS AAM77986
Cal05 AAM70355
AviM AAK83194
100
98
69
99
95
71
30
46
85
99
99
38
34
0,5
COOH
CH3
OH
OH
Acide orsellinique
6MSA
6MSA
6MSA
*
*
g.
O
g.
BO
O
O OH
H COOH
CH3
OH
P.brevicompactum
PG.MSAS P22367
A.clavatus Genome
Bnpks AAK48943
At.6MSAS BAA20102
Gl.6MSAS AAX35547
Ap.PKSL2 AAC23536
Aor.pks BAE65442
Phn.pks EAT91972
AO.pks AAS98200
PG.pks2 AAB49684
CHLB1 AAZ77673
Ch.pks25 AAR90279
Sc.PKS AAM77986
Cal05 AAM70355
AviM AAK83194
100
98
69
99
95
71
30
46
85
99
99
38
34
0,5
COOH
CH3
OH
OH
Acide orsellinique
6MSA
6MSA
6MSA
*
*
g.
O
g.
B
136
paneum), Pe.pks (P. expansum), Pf.pks (P. freii (Nicolaisen et al, 1997)), Pa.pks (P. aurentiogriseum), Pg.6MSAS (P. griseofulvum (Beck et al, 1990)), Pb.pks (P. brevicompactum (séquence obtenue dans ce présent travail)), A. clavatus (séquençage génome), Bn.pks, (Byssochlamys nivea), At.6MSAS ( Aspergillus terreus ( Fujii et al, 1996)), Gl.6MSAS (Glarea lozoyensis (Lu et al, 2005)), Aor.pks (A. oryzae, Machida et al, 2005)), Ap.PKSL2 (Aspergillus parasiticus (Feng et Leonard, 1995)), Pn.pks (Penicillium nordicum, (Karolewiez et Geisen, 2005)), Pg.pks2 (Penicillium griseofulvum, non publiée)), Ao.pks (Aspergillus ochraceus, (Dao et al, non publiée)), Ch.pks25 (Cochliobolus heterostrophus, Kroken et al, 2003)), Sc.pks (Streptomyces carzinostaticus, (Liu et al, 2005)), CalO5 (Micromonospora echinospora spp. Calichensis, (Ahlert et al, 2002)), ChlB1 (Streptomyces antibioticus,( Jia et al, 2006)), AviM (Streptomyces viridochromogenes, Gaisser et al, 1997) Phn.pks ( Phaeosphaeria nodorum, non publiée) B. Arbre construit par la méthode UPGMA à partir des séquences du site de l’acyl carrier proteine de : Pg.6MSAS (P. griseofulvum), Pb.pks (P. brevicompactum (séquence obtenue dans ce présent travail)), A. clavatus (séquençage génome), Bn.pks, (Byssochlamys nivea), At.6MSAS ( Aspergillus terreus), Gl.6MSAS (Glarea lozoyensis), Aor.pks (A. oryzae), Ap.PKSL2 (Aspergillus parasiticus), Pg.pks2 (Penicillium griseofulvum), Ao.pks (Aspergillus ochraceus), Ch.pks25 (Cochliobolus heterostrophus), Sc.pks (Streptomyces carzinostaticus), CalO5 (Micromonospora echinospora spp. Calichensis), ChlB1 (Streptomyces antibioticus), AviM (Streptomyces viridochromogenes, Gaisser et al, 1997) Phn.pks ( Phaeosphaeria nodorum, non publiée) En souligné en bleu, les espèces productrices de patuline. L’astérisque rouge signale les espèces productrices d’acide mycophénolique. Fléche en pointillé, 6MSAS suspectée.
En ce qui concerne l’extrémité 3’, les fortes valeurs de bootstrap pour les différentes branches
de ce clade, plaide en faveur d’une parenté effective. Ceci est le cas aussi mais dans une
moindre mesure (valeur de boostrap plus faible) pour l’extrémité 5’. Cette proche parenté est
renforcée par l’analyse des introns des différents gènes. En effet si on considère seulement les
séquences entières et si on analyse en détail la position des introns, nous remarquons que les
gènes 6msas de Penicillium griseofulvum, Bnpks, le gène pks de Penicillium freii et le gène
d’Aspergillus clavatus présentent un seul intron à la même position 88 en partant du codon
« start ». Le gène atx d’Aspergillus terreus codant lui aussi pour une 6MSAS, possède
également un seul intron, mais la séquence codante en amont de cet intron est plus longue
puisqu’elle code pour 41 acides aminés contre 29 pour les trois autres gènes. Quand au gène
de G. lozoyensis, il possède 3 introns, un localisé à 18 paires de bases du codon start, un
137
second qui s’aligne parfaitement avec celui des gènes précédents et un troisième distant d’une
centaine de bases.
Puisqu’il a été détecté un autre tetrakétide tel que l’acide orsellinique dans les surnageants de
culture de P. brevicompactum, deux séquences de gène codant pour des acides orsellinique
synthases ont été rajoutées. A ce jour aucun gène codant pour une telle enzyme n’a été isolé
d’une quelconque espèce de champignon. Les deux séquences rajoutées sont donc issues de
deux espèces d’actinomycetes, Streptomyces viridochromogenes et Micromonospora
echinospora. Il a été ajouté également le seul gène codant pour une 6MSAS isolé d’un
actinomycète.
5.2 Absence d’implication du gene Pp.pks durant la production d’acide
mycophénolique
Des préparations d’ADNc ont été réalisées en utilisant des ARNm extraits du second au 11ème
jour de culture sur milieu Czapek glucose, durant la production permanente d’acide
mycophénolique. Les couples d’amorces Pat1/Pat6 et Pks5’/Pks3’-1 ont été utilisées pour
étudier l’expression du gène codant pour ces domaines. Des PCR ont été effectuées avec ces
amorces sur cette matrice d’ADNc. L’amplification du gène qui code pour la β- tubuline a été
réalisée en parallèle avec les amorces Tub F et Tub R, celle-ci sert de témoin interne sur la
qualité et la quantité d’ADNc amplifié figure 20).
Il en résulte que les deux domaines KS et APC ne sont pas exprimés malgré leur présence
dans le gènome de Penicillium brevicompactum. L’absence d’expression de ces deux
domaines durant la synthèse d’acide 5-methylorsellinique, de 5,7 dihydroxy-4-
methylphthalide, d’acide mycophénolique indique que ce gène fortement homologue au gène
bnpks n’est pas impliqué dans la synthèse de l’acide mycophénolique.
138
Figure 20 : Résultat de la PCR avec les amorces Pat1/Pat6 sur le ADNc (du 2ième au 11ième jours) de P. brevicompactum .témoin positif l’ADNg de P. brevicompactum
Les données obtenues de l’analyse phylogénique montre que toutes les séquences issues
d’espèces productrices de patuline sont situés dans le même clade. Une donnée fondamentale
réside dans la présence, dans ce groupe, d’une séquence d’Aspergillus clavatus ( espèce
productrice de patuline), montrant la plus forte homologie avec la 6MSAS de Penicillium
griseofulvum. Cette séquence forme un groupe avec la séquence Bnpks confirmant que celui-
ci code bien pour l’acide 6-methylsalicylique synthase impliquée dans la synthèse de la
patuline. Puisque le gène de Penicillium brevicompactum est fortement homologue aux trois
autres et qu’il n’est pas exprimé lors de la production d’acide mycophénolique, par extension
le gène Bnpks lui aussi n’intervient pas dans la synthèse de ce métabolite secondaire.
Pourtant dans ce groupe, plusieurs séquences proviennent d’espèces ne synthétisant pas la
patuline. C’est le cas de Penicillium roqueforti, Penicillium freii, Penicillium aurentiogriseum
2 3 4 6 7 8 9 10 11 T+ T-2 3 4 6 7 8 9 10 11 T+ T-
Jours
139
et Penicillium brevicompactum. Si on analyse finement la seule séquence déposée dans
GenBank, celle de la polyketide synthase de Penicillium freii (Nicolaisen et al, 1997), on
s’aperçoit que la séquence codante est réduite à sa portion congrue, dû à la présence d’un
codon stop (TAG) prématuré. Le polypeptide résultant n’est constitué que d’un seul site
catalytique, le domaine de la ketosynthase. Les auteurs, malgré une tentative d’invalidation du
gène, n’ont observé aucun changement phénotypique (morphologique, métabolique) et donc
déterminé sa fonction physiologique. Par contre ils ont constaté que ce gène était transcrit en
ARNs messagers. Contrairement aux bactéries, les champignons ne possèdent pas de
polycétide synthase de type II modulaire. En effet, malgré le séquençage complet des
génomes de plus d’une dizaine d’espèces de champignons, aucune polycétide synthase de ce
type n’a été isolée. Puisque la présence des 3 domaines, kétosynthase (KS), acetyl transférase
(AT) et acyl carrier protein (ACP) sur le polypeptide est le minimum requis pour qu’une
polycétide synthase soit fonctionnelle, il est donc légitime de penser que dans ce cas précis,
nous sommes en présence d’un pseudogène de l’acide 6-methylsalicylique synthase impliquée
dans la synthèse de la patuline.
Les quatre espèces de Penicillium citées ci-dessus font toutes partie de la sous espèce
Penicillium, sous-espèce recensant 14 espèces réellement productrices de patuline. La
physionomie de l’arbre construit à partir des séquences du domaine de la ketosynthase
indique que Penicillium carneum, P. roqueforti et P. paneum sont fortement liés comme le
sont Penicillium freii et Penicillium aurentiogriseum entre elles. Ces liens sont aussi observés,
si on dresse des arbres phylogéniques basés sur les séquences d’ITS (Peterson, 2000, Skouboe
et al, 1999), de la beta-tubuline (Samson et al, 2004) ou de la calmoduline (Wang et Zhuang,
2006). Ces similitudes dans la physionomie des arbres impliquent que ce gène pourrait être
transmis verticalement (de radiation en radiation). Ceci est corroboré par une étude très
140
récente qui exclut tout transfert latéral du gène idh impliqué dans la synthèse de la patuline,
dans la sous-espèce Penicillium (Dombrink-Kurtzman, 2006).
Nous pouvons donc raisonnablement penser que les 3 séquences restantes sont aussi des
pseudogènes. Il a été montré par le présent travail que le gène de Penicillium brevicompactum
n’était pas exprimé quand cette espèce croît dans des conditions favorables à la synthèse de la
patuline, expliquant l’absence d’acide 6-methylsalicylique et de patuline. Par contre aucune
donnée sur une éventuelle expression des gènes de P. roqueforti et de P. aurentiogriseum
n’est actuellement disponible. Cependant la mise en évidence du gène idh chez ces 3 espèces,
bien que celles-ci ne produisent pas la patuline mérite d’être soulignée (Peterson et al, 2003,
Peterson et al, 2004). Ces données complémentaires tendent à renforcer l’idée que la totalité
du cluster regroupant les gènes impliqués dans la synthèse de la patuline est présente dans le
génome d’une grande majorité d’espèces de Penicillium sous espèce Penicillium et que le
transfert au cours de l’évolution se déroule de manière verticale et non horizontalement. Ceci
expliquerait pourquoi un grand nombre d’espèce de cette sous-espèce mais pas toutes
produisent de la patuline.
141
Partie IV
Isolement de trois gènes orthologues codants pour un ABC transporteur chez Byssochlamys nivea, Penicillium expansum
et Penicillium griseofulvum
142
INTRODUCTION
Il y a encore une décennie, il ne venait pas à l’esprit, à quiconque voulait appréhender l’étude
de voies de biosynthèse d’une toxine, que le transport de celle-ci puisse être un phénomène
étroitement lié à sa synthèse. La présence de toxine hors de la cellule implique de facto un
phénomène passif ou actif de transport. Pendant de nombreuses années, pour les molécules à
caractère hydrophobe comme la majorité des mycotoxines, il était convenu que l’efflux passif
suffisait à lui seul, à expliquer le passage des molécules à travers la bicouche lipidique de la
membrane cytoplasmique. Depuis le début de la dernière décennie, la découverte chez les
champignons de transporteurs actifs de type ATP Binding Cassette (ATP) transporteur ou
Major Facilitator Superfamilly (MFS) transporteur s’accumulent, la découverte pionnière
chez Saccharomyces cerevisiae, de la protéine STE6 homologue de la P-Glycoprotéine
Multidrug Resistance (MDR) ayant initié la série (Endicott et Ling, 1989). Le rythme soutenu
des découvertes a tendance aujourd’hui à s’accélérer avec les nombreux projets de
séquençage de génomes fongiques. Mais bien que le nombre de transporteurs découverts chez
les champignons ne cesse de se multiplier, la fonction de seulement un petit nombre d’entre
eux, a, à ce jour, été identifiée. La majorité de ces protéines contribuerait à la défense du
champignons vis-à-vis des molécules exogènes (xénobiotiques) susceptibles de pénétrer à
l’intérieur du champignon, en assurant leurs prises en charge et leurs excrétions hors de la
cellules. Ces transporteurs de manière générale ne présentent pas une spécificité exclusive
envers leur substrat conduisant à une relative polyvalence dans leur fonction excrétoire. Parmi
la minorité restante, la découverte de gène codant pour un transporteur MFS ou ABC à
l’intérieur de cluster de gènes impliqués dans la synthèse de mycotoxines telles que les
trichothécènes ou les fumonisines, a quelques peu modifié la perception que l’on avait de ce
type de pompe à efflux, notamment sur leurs fonctions et leurs spécificités. La présence de
tels gènes dans un « cluster » de voie de biosynthèse ne semble pas aberrante. Généralement
143
une toxine produite par un champignon est souvent toxique pour lui-même. Il a été montré
que certains transporteurs de la famille des ABC transporteurs ou de la famille des MFS
(Major Facilitator Superfamily) font partie de l’arsenal de résistance, développé par les
champignons pour ne pas subir eux-mêmes les effets délétères des toxines qu’ils synthétisent.
Les exemples les plus parlant sont les produits des gènes tri12 (MSF) (Alexander et al, 1999)
et Fum19 (ABC) (Proctor et al, 2003) présents au sein des clusters impliqués respectivement
dans les biosynthèses des trichothécènes et des fumonisines.
L’analyse approfondie de la séquence déposée dans GenBank par M. Gaucher (AF006680),
du gène idh codant pour l’isoépoxydon déshydrogénase chez Penicillium griseofulvum, nous
a conduit à la mise en évidence, en amont du gène idh, sur le brin complémentaire, du début
d’un gène susceptible de coder pour un ABC transporteur (figure 21).
Après avoir déterminé et enlevé manuellement les introns, nous obtenons une séquence
ininterrompue qui après traduction donne une séquence de 491 acides aminés. Cette
séquence protéique présente 54 % de similarité avec la proteine Brf1+ qui confère la
résistance à la brefeldine A chez Schizosaccharomyces pombe (Nagao et al, 1995), 52% de
similarité avec la protéine PMR1 de Penicillium digitatum (Nakaune et al, 1998), et 51% de
similarité avec la protéine atrF d’Aspergillus fumigatus (Slaven et al, 2002).
Nous décrivons dans cette partie l’obtention du reste de la séquence codante de cet ABC
transporteur de Penicillium griseofulvum. Afin de vérifier si ce gène fait bien partie intégrante
du cluster impliqué dans la synthèse de la patuline, nous décrivons également l’isolement de
gènes fortement homologues chez Byssochlamys nivea et Penicillium expansum. Ces gènes
sont comme celui de Penicillium griseofulvum, localisés en amont du gène idh.
144
1. STRATEGIE D’AMPLIFICATION DU GENE abc CHEZ Penicillium
griseofulvum, P. expansum ET Byssochlamys nivea
La stratégie employée afin d’isoler ces gènes a suivi la même démarche méthodologique
présentée dans la partie « Matériel et Méthodes généraux » et précédemment utilisée lors de
l’isolement des gènes 6msas et idh de B. nivea.
Pour choisir les oligonucléotides susceptibles d’être employés pour l’isolement de la fin du
gène chez P. griseofulvum et l’amplification du gène homologue chez les 2 autres espèces,
Figure 21: Extrait de la Séquence soumise à GENBANK par l’équipe de M. Gaucher (GenBank n°AF006680) en rouge l’ORF (open reading frame) du gene codant pour l’isoepoxydon deshydrogenase, en Bleu l’ORF d’un gene codant pour un ABC-Transporteur. Sont encadrés les codons start, soulignée la TATAA box. Soulignés en pointillés, figurent les introns.
Gene Idh Ge
ne a
bc (
ABC
tra
nspo
rteu
r)
145
nous avons en premier lieu inventorié les domaines protéiques susceptibles d’être conservé
chez les ABC transporteurs. Pour cela nous avons tout d’abord, réalisé un alignement du
début de l’ABC transporteurs avec les ABC transporteurs identifiés comme les plus
homologues. Au début de nos travaux, hormis les 3 transporteurs cités plus haut, les ABC
transporteurs présentant le plus d’homologie étaient l’ABC transporteur de Gibberella
pulicaris conférant à cette espèce une tolérance vis-à-vis des phytoalexines (rishitine,
lubimine) de la pomme de terre, (Fleissner et al, 2002), BcatrB de Botritys cinerea impliqué
dans la protection vis-à-vis du resveratrol (Schoonbeek et al, 2001), MFABC1 de Monilinia
fructicola (Schnabel et al, 2003) et PDR7 d’Arabidopsis thaliana, essentiellement présent au
niveau des racines de la plante (Van den Brûle et al, 2002). Depuis avec les efforts de
séquençage de génome entier, une multitude de protéines hypothétiques dont les fonctions
n’ont pas été caractérisées présentent à ce jour des scores d’homologie bien supérieurs.
En dépit de la rareté relative de l’époque en séquences homologues, plusieurs amorces ont été
dessinées à l’intérieur des zones très conservées, révélées par l’alignement réalisé à l’aide de
Multalin. Ces amorces sont localisées sur les domaines de fixation et d’hydrolyse des
molécules ATP, domaines indispensables au bon fonctionnement de ce type de pompes à
efflux. Plus précisément, les deux amorces ABC DEG R (5’- GAA IGT IGW RCA NCC
WSW ICC IGG- 3’) et ABC DEG 3R (5’- CKY TCI CCI CCI SWI ACW CCW C-3’) sont
respectivement situés sur le site Walker A et sur un domaine caractéristique des ABC
transporteurs dénommé signature ABC, du 1er domaine de fixation de l’ATP, tandis que les
amorces ABC DEG 1 ( 5’- ARW GTI GTY TTW CCI GCW CCI G- 3’) et ABC DEG 2 (5’
TCI ARA CCR GAI GTI GGY TCR TC – 3’) s’hybrident sur les séquences codant pour le
site Walker A et le site Walker B du deuxième domaine de fixation de l’ATP (figure 22).
Le processus aboutissant à l’acquisition du reste de la séquence du gène abc de Penicillium
griseofulvum, à la localisation des introns et à la détermination de l’intégralité de l’ARN
146
Figure 22: Alignement des séquences protéiques de différents ABC transporteurs présentant une forte homologie avec le début de l’ABC transporteur de Penicillium griseofulvum (Pg.ABC). Les autres séquences sont BRF1+ de Schizosaccharomyces pombe (Sc.Brf1+) , PMR1 de Penicillium digitatum, (Pd.PMR1), ABC de Gibberella pulicaris (Gp.abc), AtrF d’Aspergillus fumigatus, (Af.AtrF), MFABC1 de Monilinia fructicola, (Mf.abc1)
At
At
At
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At
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AtABC DEG 3R
AtrB
AtrB
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AtrBABC DEG R
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AtABC DEG 3R
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AtrBABC DEG R
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147
Figure 22 suite : BcatrB de Botrytis cinerea (Bc.atrB), PDR7 d’Arabidopsis thaliana (At.PDR7). Localisation des oligonucléotides dégénérés utilisés lors de l’acquisition du reste de la séquence du gène de Penicillium griseofulvum et l’isolement des gènes homologues chez Penicillium expansum et Byssochlamys nivea
ABC DEG 1
ABC DEG 2
AtrB
AtrB
AtrB
AtrB
AtrB
AtrB
AtrB AtrB
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ABC DEG 1
ABC DEG 2
ABC DEG 1
ABC DEG 2
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At
At
At
148
messager s’est déroulé en 4 étapes successives comme l’illustre la figure 23 A. Tout d’abord,
à l’aide de l’oligonucléotide spécifique ABC 8 (5’ - GTT CTA CTC CGT CCT AGT GCC
CGC CCT GC - 3’) issu de la séquence (N° AF006680) déterminée par Fedeshko et Gaucher
(Fedeshko, 1992) et de l’amorce dégénérée ABC DEG 1, un premier fragment a été amplifié
à partir d’ADN génomique.
Après clonage et séquençage de ce fragment, l’amorce ABC PAT 3’1 (5’- GGA CTC AGA
CAA GAG CCG CAA TCT TGC ATG G -3’) complémentaire de son extrémité 3’ a été
dessinée et synthétisée pour permettre l’amplification du reste de la séquence codante ainsi
que l’extrémité 3’ non traduite ( 3’UTR), par RACE-PCR, à partir d’ADN complémentaire.
Sitôt la séquence déterminée, la même portion de gène a été isolée à l’aide des
oligonucléotides ABCGeno3'2 (5’- CCC CCG AAA CAA AAT TTT CTG TAG CCC AGG
GC- 3’) et ABCGeno3'1 ( 5’- CCC TTT GAC TAT CTA ACG AGA AAA CCA CCC- 3’) et
séquencée à partir d’ADN génomique afin de localiser les introns potentiels. Parallèlement, le
recours à la Race-PCR a été indispensable pour identifier le point d’initialisation de la
transcription (début de l’ARN messager). Nous avons utilisés respectivement l’amorce
spécifique ABC 7 (5’ - CTG AGA ATC CGCTGA GAA TGG – 3’) et l’oligonucléotide 5’
Gene Racer primer comme amorce antisens et amorce sens-codant.
La stratégie pour l’obtention des séquences de Byssochlamys nivea et de Penicillium
expansum est sensiblement la même à un détail prêt, l’absence de début du gène disponible.
Puisque nous ne disposions d’aucun début, l’option « Marche sur le Chromosome » a partir
du gène idh susceptible d’être adjacent s’est avérée la plus judicieuse (figure 23 B et C).
L’amorce IDH Fin 2 ( 5’- CCT CTC CCA TAC CCC GTG TAC CTC CTA GTT-3’) a été
dessinée à partir de la séquence du gène idh de P. expansum déterminé par White et al, 2006.
Les séquences des autres amorces sont présentées dans le tableau 5
149
Figure 23 Stratégie d’isolement du gène abc chez A : P.griseofulvum ; B :B.nivea C : P.expansum
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de P. griseofulvum
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
5’
ABC 74
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
ABC8 ABC DEG11
2ABC PAT 3’1
ATG TAG
3’AAAAAA
3ABC PAT 3’1
abc
Encadrée, séquence initialement disponible dans GenBankN° AF006680
4763 pb
ADN génomique
ARN messager
ABC Geno 3’1
Stratégie d’isolement du gène abc chez Penicillium griseofulvum
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de P. griseofulvum
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de P. griseofulvum
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
5’
ABC 744
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
ABC8 ABC DEG11ABC8 ABC DEG111
2ABC PAT 3’1
22ABC PAT 3’1
ATGATG TAGTAG
3’AAAAAA
33ABC PAT 3’1
abc
Encadrée, séquence initialement disponible dans GenBankN° AF006680
4763 pb
ADN génomique
ARN messager
ABC Geno 3’1
Stratégie d’isolement du gène abc chez Penicillium griseofulvum
IDH fin 2 ABC DEG 3R1
Exp ABC 2 ABC DEG2
2
4Pexp Ext 3’2
3PE ABC 2 Cla ABC 3’2
ADN génomique
ARN messager
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de P. expansum
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
5’
ATG TAG
3’AAAAAAabc
4701 pb
Stratégie d’isolement du gène abc chez Penicillium expansum
IDH fin 2 ABC DEG 3R11
Exp ABC 2 ABC DEG2
22
4Pexp Ext 3’2
44Pexp Ext 3’2
3PE ABC 2 Cla ABC 3’2
33PE ABC 2 Cla ABC 3’2
ADN génomique
ARN messager
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de P. expansum
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de P. expansum
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
5’
ATG TAG
3’AAAAAAabc
4701 pb
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
5’
ATGATG TAGTAG
3’AAAAAAabc
4701 pb
Stratégie d’isolement du gène abc chez Penicillium expansum
BYSSO ABC 5’25
Bysso ABC 1F ABC DEG2
2
3Bysso ABC Fin1 Cla ABC 3’1
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
5’
ATG TAG
3’AAAAAAabc
4803 pb
4ABC Bysso Ext 1
IDH BYSSO 5’2 ABC DEG R1
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de B. nivea
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
ADN génomique
ARN messager
Stratégie d’isolement du gène abc chez Byssochlamys nivea
BYSSO ABC 5’255
Bysso ABC 1F ABC DEG2
22
3Bysso ABC Fin1 Cla ABC 3’1
33Bysso ABC Fin1 Cla ABC 3’1
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
5’
ATG TAG
3’AAAAAAabc
4803 pb
idh654321
IntronIntron IntronIntronIntronIntron
abc
5’
ATGATG TAGTAG
3’AAAAAAabc
4803 pb
4ABC Bysso Ext 1
44ABC Bysso Ext 1
IDH BYSSO 5’2 ABC DEG R11
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de B. nivea
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
Amorces dégénérées
Amorces spécifique de la séquence de B. nivea
GeneRacer 5’primer
GeneRacer 3’’primer
ADN génomique
ARN messager
Stratégie d’isolement du gène abc chez Byssochlamys nivea
150
Amorces Séquences des amorces 5’ > 3’ IDH BYSSO 5’2 CGG GCT CTG TTG CCT TCA GG BYSSO ABC 5’2 CCT CAG GAT CGG TCG AGA TGG C BYSSO ABC 1F CAG GGA GAA ATG CTT CTC GTA ATC GG BYSSO ABC Fin 1 TGG GCG TGT CGG GCG CTG GAA AGA CCA CGC ABC BYSSO Ext 1 CAG GGT ATT TGT TCA ACC CAG AGA GCA CAG
ATT CC
Exp ABC 2 ATA TCA GCA GTG GGA AGT GGA ACA GGA GTA A
PE ABC 2 ATA TTG CCG ACG CCC TAG TTG GTG TCC
Pexp Ext 3’2 CAC CGC AAT ATT GGC GTT TTC ATC GGG
Cla ABC 3’1 ACC ATG GTG AAG TTG AAT GCR ATR AAC CC
Cla ABC 3’2 GGG CAA ATC CTG CAA CAC GTC CAC
Tableau 5 Les deux dernières amorces du tableau ont été sélectionnées en alignant la séquence nucléique
du gène ABC de P. griseofulvum et la séquence homologue issue de la base de donnée du
génome d’A. clavatus. L’utilisation de ces deux amorces a permis d’avancer suffisamment
sur le gène pour envisager une amplification efficace par Race-PCR de la fin de la séquence
codante et l’extrémité 3’ non codante, pour les gènes de B. nivea et de P. expansum.
Préalableement à l’obtention de la fin de la séquence du gène de l’ABC transporteur de
Penicillium griseofulvum, l’expression de ce gène a été vérifiée par RT-PCR durant la
production de patuline par P. griseofulvum, à l’aide des amorces suivantes ABC 2 (5'GGG
CCG TAG TAG ATC TGG CGA CC 3') et ABC 3 (5'CTT TCC GAC ATT GAC CGT CGC
GG 3') situées de part et d’autres du 3ième intron potentiel.
151
2. RESULTATS
Le gène adjacent au gène idh chez Penicillium griseofulvum est exprimé durant la synthèse
de la patuline puisqu’un transcrit est détecté du 3 au 6ieme jours d’une culture de P.
griseofulvum. L’analyse du profil en métabolites secondaires des surnageants correspondants
montre que la patuline est produite par le champignon simultanément de l’expression de ce
gène.
L’amplification conjointe d’ADN génomique et d’ADN complémentaire nous a permis de
déterminer la séquence nucléotidique de ce gène dans son intégralité. Le premier codon
d’initiation de traduction possible (ATG) de la séquence codante est situé à 53 acides
nucléiques de la première base de l’ARN messager. Il est suivi par un segment de nucléotides
formant un « cadre de lecture ouverte » de 4182 pb. Cette région peut coder pour 1393 acides
aminés. Le domaine codant de termine par un codon « stop » (TGA) qui suit immédiatement
le codon CAG codant pour une glutamine. Cette région codante est suivie par une séquence
non traduite du coté 3’ se terminant par une série de résidus adénine. Le segment poly A est
immédiatement précédé du signal de polyadénylation TATAAA courant chez les
champignons. La comparaison des séquences issues d’ADN génomique avec celles obtenues
à partir d’ADN complémentaire a permis de localiser 6 introns.
L’examen de la séquence protéique prédite de la séquence nucléique a fait apparaître plusieurs
éléments structuraux caractéristiques. En effet, l’analyse d’hydrophobicité (algorithme de
Kyte et Doolittle) a identifié une série de domaines extrêmement hydrophobes. Cette analyse
a pu en repérer 12, pouvant être regroupés en 6 paires distinctes (figure 24.) Par une vue
d’ensemble du profil d’hydrophobicité (figure 25), nous pouvons observer que cette protéine
est constituée de deux parties similaires. Une analyse d’homologie a confirmé que cette
protéine est constituée de deux moitiés homologues reliées par un segment de liaison.
152
Figure 24 A Chromatogramme d’un extrait chloroformique d’un surnageant de culture de Penicillium urticae lors du 5 ième jour de culture. Sont détectés la patuline ainsi que son premier précurseur stable, l’acide 6-methylsalicylique. B. Etude de l’expression du gene abc de Penicillium griseofulvum par RT-PCR, piste 1, M: marqueur de taille 1 kb ladder (invitrogen), piste 2, 3 ieme jour, piste 3, 4ièmejour, piste 4, 5ième jour, piste 5, 6ième jour, piste 6, Témoin positif, ADN génomique de P. griseofulvum.
Ces deux sous unités peuvent être divisées comme suit : une longue région hydrophile dans
l’extrémité NH2 suivie par une longue région hydrophobe coté extrémité COOH.
Comme le laissait supposer la forte homologie du début de la protéine avec des ABC
transporteurs, la recherche de domaines conservés révèle que le produit du gène abc possède
deux domaines de fixation de l’ATP situés chacun dans une des régions hydrophiles.
1
2
Patuline
2 Acide 6-methylsalicylique
1
OO
O OH
HCOOH
CH3
OH
M 3 4 5 6 M
A
B
1
22
Patuline
2 Acide 6-methylsalicylique
1
OO
O OH
HCOOH
CH3
OH
Patuline
2 Acide 6-methylsalicylique
1
OO
O OH
HCOOH
CH3
OH
M 3 4 5 6 M
A
B
T+
153
Figure 25 : profil d’hydrophobicité de la protéine de P. griseofulvum
En effet les domaines ABC hautement conservés contiennent 2 motifs Walker A et Walker B
ayant la caractéristique de lier les nucléotides, notamment l’ATP. Ces motifs sont séparés
d’environ 120 acides aminés et entre ces deux motifs, il existe une séquence spécifique des
ABC transporteurs qualifiée de signature ABC. Ces éléments ont tous trois été détectés dans
chaque sous unité. La séquence du premier motif Walker A (GKPGSGCT) ne correspond pas
totalement à la séquence consensus (G-(X)4-GK[T/S]) décrite par Walker (Walker et al,
1992), par contre le second motif (GVSGAGKT) est parfaitement conservé. Cette homologie
imparfaite au niveau du premier motif Walker A semble un trait commun des ABC
transporteurs d’origine fongique puisque toutes les séquences d’ABC transporteurs fongiques
154
ayant servi pour la sélection des amorces dégénérées possèdent une séquence consensus (G-
(X)4-GC[T/S]) où la lysine (K) est remplacé par une cystéine (C). Concernant le motif
Walker B et la signature ABC, les séquences sont beaucoup moins conservées par rapport aux
séquences consensus indiquées par Walker. Ceci constitue également une autre caractéristique
des ABC transporteurs fongiques. Pourtant le consensus 4 résidus hydrophobes suivis d’un
acide aspartique du site Walker B est conservé, aussi bien pour l’extrémité NH2 que pour
l’extrémité C-terminale. Enfin, le motif de la 1ere signarure ABC présente la séquence
concsensus typique décrite par Bairoch (Bairoch, 1992),
[LIVMFY]S[SG]GXXX[RKA][CIVMYA]X[LIVFM][AG]. Par contre le motif de la
signature ABC de l’extrémité C-terminale semble particulièrement dégénéré par rapport à la
séquence consensus.
La recherche d’homologie au niveau de la protéine entière montre une forte homologie
relative avec BRF1+ (36% d’identité, 56% de similarité) ainsi qu’avec de nombreux autres
ABC transporteurs fongiques. Plus généralement, cette protéine fait partie d’une famille
d’ATP transporteurs nommée PDR (Pleiotropic drug resistance) présents chez les
champignons, les plantes et les eucaryotes inférieurs. Il existe, en effet, plusieurs familles
d’ABC transporteurs en fonction de l’organisation des sites de fixation de l’ATP (ABC) vis à
vis des domaines transmembranaires (TMS). Bien qu’un grand nombre d’ABC transporteur
consiste seulement d’un seul tandem dans la configuration (ABC-TMS) ou dans la
configuration inverse, des protéines plus volumineuse existent, constituées de deux sous
unités (TMS-ABC)2 ou (ABC-TMS)2. Ces protéines sont regroupées en 4 sous-familles
majeures, les MDR (Multidrug Resistance), MRP ( MDR-associated protein), ABCA et PDR
(Pleitropoic drug resistance). Cette dernière famille est caractérisée par une configuration
(ABC-TMS)2 avec la région hydrophile contenant les sites de fixation de l’ATP proche de
l’extrémité NH2. Ceci est la configuration inverse observée dans les autres sous-familles
155
d’ABC transporteurs. Ce type de transporteurs présentant la topologie (ABC-TMS)2 est
totalement absent des mammifères.
Un gène homologue du gène abc de P. griseofulvum (PgABC) a été isolé chez les deux autres
espèces productrices de patuline. L’option méthodologique de la « marche sur le
chromosome » a permis de démontrer que la topologie du « cluster » est identique chez les
trois espèces. Le gène abc est bien situé en amont du gène idh sur le brin complémentaire.
Entre les espèces, seul change le nombre de base entre les codons « start » de deux gènes
puisque les longueurs respectives de cette région inter-génique sont de 440 pb chez P.
griseofulvum , 458 pb chez P. expansum et 525 pb chez B. nivea. De même la taille des
séquences codantes est différente selon l’espèce considérée. La protéine BnABC de B. nivea
est ainsi légèrement plus grande de 12 acides aminés par rapport à l’ABC transporteur de
P.griseofulvum. Quant à l’ABC transporteur de P. expansum (PeABC), il présente un acide
aminé supplémentaire par rapport à son homologue de P. griseofulvum. Après alignement des
séquences protéiques, nous pouvons observer que ces différences sont généralement localisées
dans les régions variables situées à l’extrémité NH2-terminale et dans la région reliant les
deux sous unités évoquées précédemment (figure 26).
Les gènes Bnabc et Peabc possèdent tout comme Pgabc, 6 introns situés également dans la
première moitié du gène à l’exception du 6ieme localisé à environ 250 pb du codon stop, la
position des jonctions intron/exon étant identiques à celle du gène Pgabc.
Les trois séquences protéiques ont été alignées avec la séquence d’Aspergillus clavatus
déduite des données disponibles du génome d’A. clavatus. Entre ces 4 séquences, les motifs
caractéristiques du domaine de fixation de l’ATP sont très conservées. Quelques anomalies
sont à remarquer sans pour autant que cela déroge au consensus décrit par Walter et Bairoch. :
une isoleucine remplace la leucine (L) dans le premier site Walker A chez B. nivea et A.
156
clavatus, une alanine à la place de la valine dans la signature ABC du premier domaine chez
B. nivea, une asparagine à la place de l’histidine toujours chez B.nivea. Plus surprenant est le
remplacement de l’arginine par la lysine chez les séquences issues des espèces de Penicillium.
Bienque celui-ci obeit toujours au consensus, il est extrêmement rare de retrouver cet acide
aminé à cette position pour les ABC de type PDR, puisque la recherche de domaine indique
un seul ABC transporteur, un transporteur de Dictyostelium discoideum
3. DISCUSSION
Aujourd’hui peu d’exemple de transporteurs actifs, qu’ils soient du type ATP Binding
Cassette (ABC) ou Major Facilitator Superfamilly (MFS), impliqués dans l’efflux de
métabolites secondaires endogènes sont décrit chez les plantes ou les champignons. Pourtant
le grand nombre de gènes codant pour des ABC transporteurs présent chez les plantes ainsi
que chez les champignons, l’implication d’ABC transporteurs dans l’efflux de produits
d’origine fongique et végétale chez les mammifères mènent à l’hypothèse que les
transporteurs fongiques ou végétaux contribuent largement aux transports membranaires des
métabolites secondaires endogènes. Chez les plantes, plusieurs ABC transporteurs participant
activement aux transports d’alcaloïdes endogènes ont été découverts. C’est le cas de CjMDR1
qui transporte la berberine à l’intérieur de la cellule, exemple unique à ce jour d’un ABC
transporteur responsable de l’entrée d’une molécule dans une cellule et non de l’efflux vers le
milieu extracellulaire, phénomène habituellement démontré (Shitan et al, 2003). De même la
possible excrétion du sclaréol, composé diterpénique par NpABC1, ABC transporteur de type
PDR de Nicotania plumbaginifolia, a été prouvée à l’aide d’inhibiteurs, (Jacinski et al, 2001).
Il a été démontré récemment que les anthocyanines précurseurs des pigments floraux, étaient
également pris en charge par des ABC transporteurs de type MRP du maïs (Goodman et al,
2004). Enfin comme autre exemple de composé végétal pris en charge par des ABC
157
Figure 26: A. Alignement des séquences protéiques des ABC transporteurs isolés de P. griseofulvum (Pg.ABC), P. expansum (Pe.ABC), Byssochlamys nivea (Bn.ABC) et du transporteur d’Aspergillus clavatus (Ac.ABC). La dernière séquence a été déterminée après avoir recherchépar Blast une séquence homologue à la séquence de l’ABC transporteur de P. griseofulvum dans la base de donnée du génome d’Aspergillus clavatus (AAKD03000002) . A près alignement de la séquence nucléique et recherche manuelle des introns, la séquence codante obtenue a été traduite.Encadrés en bleu les sites de fixation de l’ATP ainsi que la signature ABC, en rouge, les domaines transmembranaires.B. Représentation tridimensionnelle de l’ABC transporteur dans la membrane plasmique. La protéine est formée de 2 moitiés symétriques incluant six segments transmembranaires (TM) (cylindres numérotées de 1 à 12) et de deux sites de fixations à l’ATP.
Site Walker A
ABC Signature Site Walker B
Site Walker A
ABC Signature Site Walker B
TM 1 TM 2
TM 3 TM 4 TM 5
TM 6
TM 7 TM 8 TM 9
TM 10 TM 11
TM 12
A
NH2
Cytosol
Milieu extérieur
BFigure 26: A. Alignement des séquences protéiques des ABC transporteurs isolés de P. griseofulvum (Pg.ABC), P. expansum (Pe.ABC), Byssochlamys nivea (Bn.ABC) et du transporteur d’Aspergillus clavatus (Ac.ABC). La dernière séquence a été déterminée après avoir recherchépar Blast une séquence homologue à la séquence de l’ABC transporteur de P. griseofulvum dans la base de donnée du génome d’Aspergillus clavatus (AAKD03000002) . A près alignement de la séquence nucléique et recherche manuelle des introns, la séquence codante obtenue a été traduite.Encadrés en bleu les sites de fixation de l’ATP ainsi que la signature ABC, en rouge, les domaines transmembranaires.B. Représentation tridimensionnelle de l’ABC transporteur dans la membrane plasmique. La protéine est formée de 2 moitiés symétriques incluant six segments transmembranaires (TM) (cylindres numérotées de 1 à 12) et de deux sites de fixations à l’ATP.
Site Walker A
ABC Signature Site Walker B
Site Walker A
ABC Signature Site Walker B
TM 1 TM 2
TM 3 TM 4 TM 5
TM 6
TM 7 TM 8 TM 9
TM 10 TM 11
TM 12
Site Walker A
ABC Signature Site Walker B
Site Walker A
ABC Signature Site Walker B
Site Walker A
ABC Signature Site Walker B
TM 1 TM 2
TM 3 TM 4 TM 5
TM 6
TM 7 TM 8 TM 9
TM 10 TM 11
TM 12
A
NH2
Cytosol
Milieu extérieur
NH2NH2
Cytosol
Milieu extérieur
B
158
transporteurs à une seule sous unité (ABC-TMS), AtWBC12 chez Arabidopsis thaliana
(Pighin et al, 2004).
Le nombre d’exemple de prise en charge de métabolites endogènes par des transporteurs
actifs semble encore plus limité chez les champignons. Contrairement aux plantes, peu
d’études relatives à l’implication directe d’un transporteur spécifique dans le passage d’une
toxine à travers la membrane et la paroi fongique, ont été publiées. En effet la majorité des
ABC transporteurs caractérisés à ce jour participent au phénomène de résistance envers les
antifongiques, en assurant l’évacuation hors de la cellule de ces agents fongicides. C’est le cas
des différents ABC transporteurs, nous ayant servi pour la sélection des oligonucléotides. On
recense donc seulement qu’un nombre restreint d’exemples de transporteurs potentiellement
impliqués dans l’excrétion de toxines. Contrairement aux plantes où aucun gène codant pour
un ABC transporteurs n’a, à ce jour, été localisé près des gènes impliqués dans la synthèse de
leurs substrats, les transporteurs fongiques ont leurs gènes situés au cœur même
des « clusters » de gènes liés à la synthèse des toxines transportées. Deux de ces transporteurs,
TRI12 et GliA appartiennent à la famille des MFS transporteurs. Isolés respectivement de
Fusarium sporotrichoides et d’Aspergillus fumigatus, le premier transporte les trichothécénes
(Alexander et al, 1999) tandis que le second, suspecté d’assurer le transport de la gliotoxine
hors des cellules d’Aspergillus fumigatus, confère une tolérance accrue à la gliotoxine quand
des mutant SirA de Leptosphaeria maculans sont complémentés (Gardiner et al, 2005).
L’invalidation du gène tri12 provoque une diminution de la production de trichothécènes. Les
gènes de deux autres MFS ont été retrouvés à l’intérieur de clusters liés à la synthèse de
toxine. Il s’agit du gène ToxA indispensable pour l’efflux de la toxine HC chez Cochliobolus
carbonum.Ce gène est présent en deux copies dans le génome des souches productrices de C.
carbonum. Les tentatives de disruption des deux copies du gène ont toutes échouées,
suggérant un rôle protecteur indispensable vis-à-vis de la toxine produite (Pitkin et al, 1996).
159
Par contre AFLT dont le gène est localisé au cœur de cluster de biosynthèse des aflatoxines,
ne semble pas indispensable, puisque l’invalidation n’induit pas une diminution de production
d’aflatoxines chez Aspergillus parasiticus (Chang P-K. et al, 2004). De même, les facteurs de
régulation AFLR et AFLJ activant les différents gènes codant pour les enzymes participant à
la synthèse des aflatoxines, ne régulent pas l’expression de ce gène.
Actuellement les programmes de séquençage de génomes entiers révèlent que la présence de
gène d’ABC transporteurs dans des clusters liés à la synthèse de métabolites secondaires
constitue un phénomène beaucoup plus fréquent que ne laissent supposer les rares mentions
publiées. A titre d’exemple on comptabilise 7 gènes d’ABC transporteur sur les 26 clusters
suspectés être impliqués dans le métabolisme secondaire. Les transporteurs MSF sont en
revanche, beaucoup plus nombreux puisque 29 gènes de MFS transporteur sont recensés pour
l’ensemble de ces clusters (Nierman et al, 2005).
A ce jour, le gène d’ABC transporteur isolé dans les clusters de la patuline de P.
griseofulvum, P. expansum; B. nivea, A. clavatus est le troisième gène d’ABC transporteur
potentiellement impliqué dans l’efflux d’un métabolite secondaire d’origine fongique.
L’existence d’une autre « phase ouverte de lecture » en amont du gène idh sur le brin
complémentaire avait été pressentie par Fedeshko, (Fedeshko, 1992) mais face à la relative
pauvreté de la banque Genbank en séquences d’ABC transporteur, il n’avait pu en déterminer
l’identité. Très récemment un fragment du gène Peabc (715pb) a été isolé et les auteurs ont
montré à l’aide de la technique Suppression Substrative Hybridation (SSH)-PCR que ce gène
était exprimé lors de la production de patuline par P. expansum (White et al, 2006).
Le deux autres ABC transporteurs liés à une voie de biosynthèse, SirA et FUM19
respectivement isolé de Leptosphaeria maculans et de Fusarium verticilloides sont impliqués,
l’un dans l’efflux de la sirodesmine et l’autre dans celui des fumonisines.
160
La grande différence structurale entre ces 3 ABC transporteurs réside dans leurs
appartenances à différentes sous-familles. Tandis que SirA est de topologie (TMS-ABC)2 type
MDR, FUM19 présente une topologie type MDR avec 5 domaines transmembranaires
supplémentaires. PgABC et les différents gènes orthologues appartiennent à la famille PDR.
Comme pour AFLT et TRI12, l’invalidation des deux gènes indique clairement que SirA et
FUM19 contribuent clairement à une autoprotection des champignons producteurs vis-à-vis
de leurs toxines, mais que ces deux protéines ne sont nullement essentielles pour la
production des toxines. Ceci suggère l’existence d’un phénomène de compensation ou du
moins de redondance dans les mécanismes de sécrétion des toxines.
161
Discussion
Confrontation des séquences obtenues chez Byssochlamys nivea avec la base de donnée du génome d'Aspergillus
clavatus
162
1 CARACTERISATION DU CLUSTER
Après traduction des 3 gènes isolés chez Byssoclamys nivea, les séquences protéiques qui en
découlent ont été confrontées à la base de donnée contenant le génome complet d'Aspergillus
clavatus récemment disponible.
Trois gènes orthologues ont été détectés sur un fragment contigu de 17,2 kb. Le
positionnement du gène abc vis à vis du gène idh est identique pour les 4 espèces considérées
(P. griseofulvum, P. expansum, B. nivea et A. clavatus). Le gène 6MSAS situé en aval du
gène abc est distant d'environ 10 Kb. La présence de ces 3 gènes dans un fragment de 20 kb
environ, signifie que, les gènes impliqués sont organisés sous forme d'un cluster de gènes,
comme pour la quasi-totalité des voies de biosynthèse identifiées à ce jour chez les
champignons.
Une recherche de séquences codantes a été entreprise à l'intérieur d'un fragment de 70 Kb
environ contenant les 3 gènes identifiés lors de ce travail, afin d’identifier de nouveaux gènes
potentiellement impliqués dans la synthèse de la patuline. A l'intérieur de ce fragment ont été
recensés 20 « phases ouvertes de lecture » présentées dans le tableau 6.
Pour tout gène potentiel, les séquences protéiques obtenues après traduction, ont toutes été
comparées aux séquences déposées dans GenBank afin d'identifier le type de protéines codées
par ces gènes.
Un gène codant pour un facteur de régulation de type Zn(II)2cys6 à doigt de zinc, a été
identifié dans le fragment de 10 kb séparant les gènes 6msas et abc. La protéine AFLR du
cluster des aflatoxines chez Aspergillus parasiticus et Aspergillus flavus figure comme
l'exemple le plus connu, dans le domaine des mycotoxines, de ce type de facteur
transcriptionnel (Woloshuk et al 1994). Autre facteur à doigt de zinc, ZFR1 isolé de Fusarium
verticilloides active fortement la synthèse de fumonisine puisqu'une invalidation conduit à
une diminution de 90% de la fumonisine produite (Flaherty et Woloshuk). Contrairement à
163
AFLR, ce gène ne se situe pas à l'intérieur du cluster regroupant l'ensemble des gènes
structuraux impliqués dans la synthèse de la fumonisine. Mais l’implication de ce type de
facteur ne doit pas être réduit au seul métabolisme secondaire puisqu’il existe une pléthore de
processus secondaires orchestrés par cette famille de facteur de régulation. Parmi ces
processus on retrouvera le phénomène PDR (Pleitropic Drug Resistance) puisque les gènes
pdr5, Snq2 et yor1 codant pour des ABC transporteurs sont régulés positivement par deux
facteurs à doigt de zinc (MacPherson et al, 2006). L’éventuelle activation du gène codant pour
un ABC transporteur présent dans le cluster sera discutée ultérieurement.
Les 3 premiers gènes codent pour des protéines qui, par leurs fonctions et en toute logique, ne
semblent pas intervenir dans la synthèse de la patuline. Les gènes 1 et 2 codent pour les sous-
unités α et β d'une acide gras synthase, le gène 3 code pour une amidase. Les deux suivants
codent, l'un pour une protéine n'ayant pas d'homologue dont la fonction est connue à ce jour,
l'autre pour un facteur de régulation. L'implication de ces deux gènes ne peut donc pas être
écartée, même s'il existe déjà, dans le fragment délimité par 6msas et idh, un facteur de
régulation potentiel.
Les 10 gènes suivants, par contre, semblent bien faire partie du cluster de la patuline. Parmi
eux, les trois gènes initialement identifiés, 6msas, idh et abc. D’autres gènes codent pour des
protéines dont l'implication est évidente. Les cytochromes P450 interviendront l'un dans la
methyl hydroxylation du m-crésol, l'autre dans l'hydroxylation du m-hydroxybenzyl alcool en
gentisylalcool, conformément à ce qui avait été observé par Murphy (1974 et 1975).
L’implication de la GMC (Glucose-methanol-choline) oxydoréductase semble aussi
164
Gènes Famille de protéines Homologie Protéines présentant les plus fortes homologie identité/ Similarité
1 Acide gras synthase sous unité β 55% / 71% Protéine AN7880 A. nidulans2 Acide gras synthase sous unité α 47% / 62% Protéine AN7883 A. nidulans3 Amidase 69% / 80% Protéine EAL87139 A.fumigatus4 Protéine hypothétique 71% / 83% Protéine EAL87135 A. fumigatus5 Homeobox C2H2 transcription factor 65% / 78 % Protéine EAL87134 A. fumigatus6 Alcool Isoamyl oxidase 47% / 68% Protéine EAL87830 A. fumigatus7 Isoepoxydon deshydrogénase 94% / 96% IDH B. nivea8 ABC Transporteur 48 % / 66% Protéine BAE61142 A. oryzae9 C6-facteur 33 % / 51% Protéine EAQ93296 C. globosum
36 % / 53% Protéine EAU32822 A. terreus10 6MSAS 77% / 88% 6MSAS P. griseofulvum
63% / 75% 6MSAS EAU32819 A. terreus 11 Protéine hypothétique 67% / 81% Protéine EAU32820 A. terreus12 Cytochrome P450 62% / 75% Protéine EAU32821 A. terreus13 Cytochrome P450 57% / 71% Protéine EAU32821 A. terreus14 Amidase decarboylase 47% / 63% Protéine BAE62161 A. oryzae15 GMC oxydoreductase 58% / 73% Protéine EAQ93295 C. globosum
42% / 59% Versicolorine B Synthase VBS. A. parasiticus16 Alcool déshydrogénase 76% / 88% Protéine EAU36458 A. terreus17 MFS transporter 45% / 65% Protéine EAQ93297 C. globosum18 Carboxyl estérase 40% / 55 % Protéine BAE59437 A. oryzae19 Hypothetical proteine 86% / 96 % Protéine EAL87231 A. fumigatus20 NAD+ Kinase 86% / 96 % Protéine EAL87233 A. fumigatus
Tableau 6 : liste des « phases ouvertes de lectures » identifiées dans le fragment de 70kb contenant les gènes orthologues de 6msas, abc et idh
165
convaincante en raison de son homologie avec la versicolorine B synthase (VBS)
d’Aspergillus parasiticus (Silva et al, 1996). Cette enzyme indispensable dans la synthèse des
aflatoxines, catalyse la fermeture du 5ième cycle des aflatoxines par déshydratation du
versiconal hemiacétal, conduisant à la versicolorine B (figure 27). Par analogie la GMC
oxydoréductase identifiée chez A. clavatus participerait à la dernière étape, la cyclisation de
l’ascladiol en patuline.
Figure 27: Cyclisation du versiconal hémiacétal en versicolorine B
L’implication de l’alcool déshydrogénase codée par le gène 16 semble beaucoup plus
incertaine. La seule implication possible semblerait être la réduction de l’aldéhyde du
gentisaldéhyde dans les étapes non caractérisées à ce jour, étapes aboutissant à l’isoépoxydon.
Le gène 14 présente une faible homologie avec l’acide 2,6 dihydroxybenzoique décarboxylase
d’Agrobacterium tumefaciens (BAD61045) ( Ishii et al, 2004). La similitude entre l’acide 2,6
dihydroxybenzoique et l’acide 6-methylsalicylique est suffisamment frappante pour envisager
une éventuelle participation de cette enzyme dans la décarboxylation de l’acide 6-
methylsalicylique en m-crésol. Enfin l’implication de l’alcool isoamyl oxidase codée par le
gène 6 pourrait intervenir dans l’oxydation du gentisyl alcool en gentisaldehyde. L’mplication
de l’ensembles des gènes est illustré par la figure 28.
Par contre l’action de la carboxy estérase ainsi que celle de la protéine hypothétique codée par
le gène 11 demeurent mystérieuses. La présence d’un deuxième transporteur, en l’occurrence
O
O
OH
OH
OH
O OH OH
Versiconal hemiacétal
VBS
O
O
OH
OH
OH
O O
Versicolorine B
166
Figure 28 : Localisation des gènes isolés dans le cluster de la patuline, localisation des « phases ouvertes de lecture » potentielles dans le génome d’A. clavatus. Implication éventuelle des protéines codées par ces gènes, dans la voie de biosynthèse de la patuline un transporteur MFS, dans le cluster potentiel constitue une anomalie à éclaircir. Il est bien
évident qu’à ce jour les bornes du cluster ne sont que la résultante d’une hypothèse. Il est
donc impératif dans le futur de vérifier l’expression de tous ces gènes potentiels durant la
production de patuline, voire de vérifier la présence de tels gènes chez d’autres organismes
producteurs de la toxine. S’il s’avérait que les deux transporteurs soient liés à la synthèse de la
patuline, les deux premières questions à se poser seraient « A quoi peut bien servir ce
deuxième transporteur ? » mais aussi « Quel est le transporteur qui prend en charge la
patuline hors de la cellule ? »
Voie de biosynthèse de la patuline
abcIdh 6msas
Byssochlamys nivea : 6msas (Genbank AF360398)idh (Genbank AY532266), abc (Genbank EF028634 )
Penicillium urticae: abc (Genbank DQ413178 )Penicillium expansum: abc (Genbank EF051699)
10 kb
Aspergillus clavatus
PhyllostineO
O
H
OH
O
Neopatuline (Z) et (E)-Ascladiol
COOH
CH3
OHAcide 6-methylsalicylique
(6MSA)
CH3
OH
m-CresolOH
OH
m-hydroxybenzyl alcool
OH
OHOH
Gentisyl alcoolOH
OHCHO
Gentisyl aldehydeOH
OCH2OH
H
O
H
H Isoepoxydon
OO
O OH
H
Patuline
Acétate6MSAS
idh
Excrétion
ABC CH2OH
O
O
CH2OH
O
O
OCH2OHH
H
PhyllostineO
O
H
OH
O
Neopatuline (Z) et (E)-Ascladiol
COOH
CH3
OHAcide 6-methylsalicylique
(6MSA)
CH3
OH
m-CresolOH
OH
m-hydroxybenzyl alcool
OH
OHOH
Gentisyl alcoolOH
OHCHO
Gentisyl aldehydeOH
OCH2OH
H
O
H
H Isoepoxydon
OO
O OH
H
Patuline
Acétate6MSAS
idh
Excrétion
ABC CH2OH
O
O
CH2OH
O
O
OCH2OHH
H
Proteine Hypothétique
Isoamyl alcool oxydase
Facteur de régulation
GMC Oxydoreductase.
Cytochrome P450
MFS Transporteur
Carboxyl estérase
Decarboxylase
Alcool déshydrogénase
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
Voie de biosynthèse de la patuline
abcIdh 6msasabcIdh 6msas
Byssochlamys nivea : 6msas (Genbank AF360398)idh (Genbank AY532266), abc (Genbank EF028634 )
Penicillium urticae: abc (Genbank DQ413178 )Penicillium expansum: abc (Genbank EF051699)
10 kb
Aspergillus clavatus
PhyllostineO
O
H
OH
O
Neopatuline (Z) et (E)-Ascladiol
COOH
CH3
OHAcide 6-methylsalicylique
(6MSA)
CH3
OH
m-CresolOH
OH
m-hydroxybenzyl alcool
OH
OHOH
Gentisyl alcoolOH
OHCHO
Gentisyl aldehydeOH
OCH2OH
H
O
H
H Isoepoxydon
OO
O OH
H
Patuline
Acétate6MSAS
idh
Excrétion
ABC CH2OH
O
O
CH2OH
O
O
OCH2OHH
H
PhyllostineO
O
H
OH
O
Neopatuline (Z) et (E)-Ascladiol
COOH
CH3
OHAcide 6-methylsalicylique
(6MSA)
CH3
OH
m-CresolOH
OH
m-hydroxybenzyl alcool
OH
OHOH
Gentisyl alcoolOH
OHCHO
Gentisyl aldehydeOH
OCH2OH
H
O
H
H Isoepoxydon
OO
O OH
H
Patuline
Acétate6MSAS
idh
Excrétion
ABC CH2OH
O
O
CH2OH
O
O
OCH2OHH
H
Proteine Hypothétique
Isoamyl alcool oxydase
Facteur de régulation
Proteine Hypothétique
Isoamyl alcool oxydase
Facteur de régulation
GMC Oxydoreductase.
Cytochrome P450
MFS Transporteur
Carboxyl estérase
Decarboxylase
Cytochrome P450
MFS Transporteur
Carboxyl estérase
Decarboxylase
Alcool déshydrogénase
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
167
2. HISTOIRE DU CLUSTER
Outre l’identité de certains gènes, la recherche d’homologie de gènes présents dans le cluster
et potentiellement impliqués dans la synthèse de la patuline chez A. clavatus a apporté des
informations sur l’histoire du cluster. En effet cette recherche a révélé que plusieurs gènes au
cœur du cluster (gènes 9 à 13) , présentaient de fortes homologies avec des gènes
d’Aspergillus terreus qui sont contigus sur le génome d’A. terreus. Parmi les gènes de cette
espèce, figure le gène atx (Fujii et al, 1996). Lors de notre étude de phylogénie, nous avons
montré que le produit de ce gène était proche du clade constitué de la 6MSAS de Penicillium
griseofulvum, de celles de Byssochlamys nivea et d’Aspergillus clavatus, ainsi que de 6MSAS
d’autres espèces de Penicillium productrices de patuline, sans toutefois se placer à l’intérieur
du clade.
De même des similitudes, mais aussi des différences au niveau de l’unique intron, nous
laissent supposer que ce gène est certes proche de Bnpks et 6msas de P. griseofulvum, codant
même pour une acide 6-methylsalicylique synthase (ce qui a été démontré par Fujii) mais ne
participe en aucun cas dans la synthèse de la patuline. A quoi donc peut bien servir cette acide
6-methylsalicylique synthase chez cette espèce ? Chez A. terreus, une autre voie de
biosynthèse nécessite l’action d’une acide 6-methylsalicylique synthase, celle de l’acide
térréique. En effet, des études d’incorporation d’intermédiaires potentiels radiomarqués ont
montré que l’acide 6-methylsalicylique était un intermédiaire de ce composé (Read et al,
1969). Une ébauche de voie métabolique a été dressée par Read et al, afin d’expliquer la
synthèse de l’acide térréique à partir d’acide 6-methylsalicylique. Cette ébauche présentée
dans la figure 29 bénéficie de l’identification d’un autre précurseur, la térrémutine isolée d’un
mutant ne produisant plus d’acide térréique. Par contre l’implication du m-crésol n’est fondée
sur aucune observation directe de ce produit. Il existe entre les deux voies de fortes
similitudes.
168
Figure 29 : Voie de biosynthèse de l’acide térréique proposée par Read et al, 1969
L’acide térréique semble en terme d’étapes enzymatiques, un composé beaucoup mois
complexe que la patuline. L’analyse du fragment d’A. terreus contenant les 4 gènes communs
avec le cluster d’A. clavatus nous indique qu’en plus de ces 4 gènes , il existerait trois gènes
contigus en aval du gène atx codant respectivement pour une GMC oxydoréductase, un
transporteur MFS et une monooxygénase très homologue avec les salicylate hydroxylases
bactériennes. Ces dernières possèdent la faculté de convertir l’acide salicylique en catechol
par une activité d’hydroxylation décarboxylase (Lee et al, 1996)
Si on envisage la voie de biosynthèse de l’acide térréique telle que l’ébauche Read et al, un
gène codant pour une décarboxylase devrait être présent, parmi les gènes communs entre les
deux clusters. Ce qui n’est pas le cas. De même aucune trace d’un gène homologue du gène
14 du cluster d’A. clavatus, suspecté d’intervenir dans la décarboxylation de l’acide 6-
méthylsalicylique en m-crésol, n’a été détecté dans le voisinage de ces 4 gènes. Ceci nous
conduit donc à penser que le m-crésol n’est pas un intermédiaire de l’acide térréique.
OHOH
CH3
OHCH3
OH
O
OH
O
COOH
CH3
OH
CH3
OH
O
O
CH3
OOH
Acétate
Acide 6-methylsalicylique(6MSA)
m-Cresol
TerremutineAcide térréique
OH
OH
CH3
3-hydroxy toluquinol(versicoline)
Toluquinol
OHOH
CH3
OHCH3
OH
O
OH
O
COOH
CH3
OH
CH3
OH
O
O
CH3
OOH
Acétate
Acide 6-methylsalicylique(6MSA)
m-Cresol
TerremutineAcide térréique
OH
OH
CH3
OHOH
CH3
OHCH3
OH
O
OH
O
COOH
CH3
OH
CH3
OH
O
O
CH3
OOH
Acétate
Acide 6-methylsalicylique(6MSA)
m-Cresol
TerremutineAcide térréique
OH
OH
CH3
3-hydroxy toluquinol(versicoline)
Toluquinol
169
La présence d’une enzyme similaire aux salicylate hydroxylases nous permet de supposer
qu’une hydroxylation décarboxylative via l’action de cette enzyme surviendrait, à la place
d’une décarboxylation de l’acide 6-méthylsalicylique en m-crésol (figure30)
Figure 30 : Voie de biosynthèse de l’acide térréique réactualisée d’après les données du cluster Localisation des « phases ouvertes de lecture » potentielles dans le génome d’A. terreus. Implication éventuelle des protéines codées par ces gènes, dans la voie de biosynthèse de l’acide térréique
Le cytochrome P450 commun aux deux voies interviendrait ensuite pour hydroxyler le 3-
méthylcatéchol ainsi formé pour donner le 3-hydroxy toluquinol. Dans la voie de la patuline,
l’enzyme homologue convertirait le m-hydroxybenzyl alcool en gentisyl alcool.
OHOH
CH3
OHCH3
OH
O
OH
O
COOH
CH3
OH
O
O
CH3
OOH
Acétate
Acide 6-methylsalicylique(6MSA)
TerremutineAcide térréique
CH3
OHOH 3-methyl catéchol
3-hydroxy toluquinol(versicoline)
Aspergillus terreusAtx
AtxSalicylate
hydroxylase
Cytochrome P450
Protéine Hypothétique
GMC oxydoréductase
??
OHOH
CH3
OHCH3
OH
O
OH
O
COOH
CH3
OH
O
O
CH3
OOH
Acétate
Acide 6-methylsalicylique(6MSA)
TerremutineAcide térréique
CH3
OHOH 3-methyl catéchol
3-hydroxy toluquinol(versicoline)
Aspergillus terreus
OHOH
CH3
OHCH3
OH
O
OH
O
COOH
CH3
OH
O
O
CH3
OOH
Acétate
Acide 6-methylsalicylique(6MSA)
TerremutineAcide térréique
CH3
OHOH 3-methyl catéchol
3-hydroxy toluquinol(versicoline)
OHOH
CH3
OHCH3
OH
O
OH
O
COOH
CH3
OH
O
O
CH3
OOH
Acétate
Acide 6-methylsalicylique(6MSA)
TerremutineAcide térréique
CH3
OHOH 3-methyl catéchol
3-hydroxy toluquinol(versicoline)
Aspergillus terreusAtx
AtxSalicylate
hydroxylase
Cytochrome P450
Protéine Hypothétique
GMC oxydoréductase
??
170
D’après les similitudes des deux voies, et par élimination, le gène 11 coderait enfin pour une
enzyme intervenant dans la conversion du gentisaldehyde en isoepoxydon.
Un point demeure pourtant obscur, si on observe attentivement les deux voies. En effet le
passage de la térrémutine en acide térréique ressemble étonnamment à la conversion de
l’isoépoxydon en phyllostine. Cette étape bien caractérisée par le passé, est catalysée par
l’isoépoxydon déshydrogénase, purifiée par Fedeshko. Ce même auteur a isolé le gène idh de
P. griseofulvum à partir de l’enzyme purifiée ; Pourtant aucun gène homologue n’a à ce jour
été identifié dans le génome d’Aspergillus terreus. Par contre un gène codant pour une GMC
oxydoréductase est présent juste en aval du gène Atx chez A. terreus. Agirait-elle en tant que
terremutine déshydrogènase ? A l’heure actuelle rien ne le laisse présager.
Conscient que le schéma décrit reste à ce jour que du domaine de la supposition, un gros
travail de création de mutants monogéniques devra être entrepris afin de démontrer étapes par
étapes l’identité de ces gènes et par la même occasion valider ces hypothèses.
Outre une forte homologie, trois des 4 gènes communs recensés entre les deux clusters sont
positionnés et orientés de la même manière sur les deux génomes. En amont du gène Atx, sont
localisés en anti-sens, le gène codant pour la protéine hypothétique, le gène codant pour le
cytochrome P450 et enfin le gène codant pour le facteur de régulation à doigt de zinc. Ce
dernier gène est localisé en aval du gène de 6msas chez A. clavatus, contrairement d’A.
terreus. La présence d’un bout de cluster potentiellement impliqué dans la synthèse d’un autre
métabolite secondaire a été suffisamment frappante pour nous inciter à analyser plus en détail
les parties flanquantes de cette partie du cluster. En effet, tout aussi troublants sont les gènes
codant respectivement pour le facteur de régulation C6 à doigt de zinc, le gène codant pour la
GMC oxydoréductase et le transporteur MFS. Ces trois gènes présentent une homologie,
groupés eux aussi dans un cluster.
171
Bien que ces données soient parcellaires, il semblerait que ce cluster de voie de biosynthèse,
soit une sorte de mosaïque, résultant d’incorporations successives de fragments de clusters
impliqués dans la synthèse de métabolites différents ainsi que de gènes isolés. Pour preuve,
les homologies significatives entre gènes contigus d’une espèce à l’autre. Bien qu’il soit trop
tôt pour ébaucher un quelconque historique de ce cluster, nous pouvons toutefois émettre
quelques hypothèses.
Si on analyse les parties flanquantes de part et d’autre du cluster, les gènes présentent de
fortes homologies avec des protéines d’Aspergillus fumigatus Ceci n’a rien d’étonnant
puisque A.clavatus figure parmi les espèces les plus proches d’Aspergillus fumigatus. A ce
jour, cette dernière espèce est l’espèce ayant vu son génome séquencé, la plus proche
d’A.clavatus.
Pour les gènes 19 et 20, les homologies sont extrêmement élevées (respectivement 96 et 94%
de similitude), trahissant la présence certaine de gènes vitaux pour le champignon.
Les protéines homologues chez Aspergillus fumigatus sont toutes localisées sur le
chromosome 2. Leurs n° d’accession (EAL87139 à titre d’exemple) reflètent leurs positions
les unes par rapport aux autres. Il est frappant de remarquer qu’il existe un écart d’environ
100 gènes entre les gènes situés sur la région flanquante amont du cluster (EAL87139-
EAL87134) et les gènes situés sur la région flanquante aval (EAL87231-EAL87233). Ces
gènes homologues chez Neosartorya fisherii sont distants d’environ 280 kb. Hors, nous
n’avons comptabilisé qu’une vingtaine de gènes, tous absents du génome d’Aspergillus
fumigatus sur une distance de 60 kb.
Cette région délimitée par les zones flanquantes du cluster, fait figure de région neutre,
autorisant l’incorporation de gènes, conférant un avantage pour le champignon mais en aucun
cas, vital pour lui. Il est donc logique de concevoir, qu’il ait pu y avoir, dans cette région, une
incorporation d’un premier cluster (complet ou partiel) homologue de celui de Chaetomium
172
globosum, suivie d’un second cluster (complet ou partiel) homologue de celui d’A.terreus. La
présence de gènes isolés non liés à ces deux clusters témoigne, peut être de l’incorporation
d’autres clusters, suivies de délétions de la quasi-totalité des gènes. Une duplication d’un gène
codant pour un P450 est, certainement survenue dans le cluster de la patuline, puisqu’il
n’existe aucune trace d’un second P450 dans le cluster de la térréine.
Sans pour autant retracer le cours des événements de façon précise, ces données nous
confirment combien l’organisation des clusters liés au métabolisme secondaire est plastique.
Que penser de l’absence des gènes 6msas et idh du génome de B. fulva quand l’espèce la plus
proche possède le cluster complet et fonctionnel pour la synthèse de la patuline ?
Le séquençage complet du génome d’Aspergillus fumigatus a permis de confirmer également,
l’absence totale du cluster de la patuline. Celui-ci semble, en partie, conservé chez les
Penicillium et plus particulièrement, chez la sous espèces penicillium où l’on comptabilise
plus de 13 espèces productrices. De même, certaines espèces non productrices de patuline,
possèdent une partie du cluster, puisque des fragments du gène codant pour l’acide 6
méthylsalicylique ont été amplifiés, clonés et séquencés chez Penicillium roqueforti,
Penicillium aurentiogriseum, Penicillium freii et Penicillium brevicompactum. Pour cette
dernière espèce, l’absence d’expression de ce gène, lors de cultures dans des conditions
habituellement favorables à la synthèse de la patuline, a été démontrée.
La non production de la patuline par Penicillium roqueforti demeure un mystère à élucider
étant donné que les deux espèces les plus proches (P.carneum et P.paneum) synthétisent la
toxine et que P.roqueforti possède une partie du cluster. Il est bien évident que la présence
d’un fragment de gène ne présuppose pas la présence du cluster complet.
Une des premières actions à entreprendre sera de comparer l’expression des 3 gènes isolés
lors de ce travail chez 3 espèces du groupe roqueforti durant une cinétique de production de
173
patuline, afin de vérifier la présence de ces 3 gènes chez P.roqueforti, si ces gènes sont
exprimés.
Enfin, l’étude phylogénétique a révélé un lien fort de parenté entre les différentes séquences
isolées des Penicillium renforçant l’idée que ces gènes constituent le témoignage de la
présence silencieuse du cluster entier ou partiel dans la quasi-totalité des espèces du sous
genre Penicillium. En effet ces espèces sont répartis dans plusieurs sections de ce sous genre,
P. roqueforti (section roqueforti), P. aurentiogriseum et P. freii (section viridicata), P.
brevicompactum (section coronata) d’après la classification établie sur la séquence du gène
codant pour la β-tubuline (Samson et, 2004)
3. PERSPECTIVES D’UN DEVELOPPEMENT DE KIT DE DETECTION
Du point de vue application, cette présence pourrait s’avérer problématique dans la
perspective éventuelle d’un développement d’une méthode de détection par PCR des espèces
réellement productrices de patuline. Il est d’ores et déjà clair que l’utilisation du gène 6msas
n’est pas envisageable dans cette perspective compte tenu du fait que le gène est présent dans
un trop grand nombre d’espèces de Penicillium non productrices et qu’il existe d’autres gènes
codant pour cette enzyme, impliqués dans d’autres voies métabolites, démultipliant le nombre
d’espèces recélant en leurs seins de tels gènes. De part la présence de versicoline, comme
précurseur de l’acide térréique, nous pouvons raisonnablement prédire par exemple
qu’Aspergillus versicolor producteur de versicoline devrait contenir dans son génome, un
gène très homologue au gène Atx d’Aspergillus terreus. Alors quel gène choisir ? Plusieurs
possibilités s’offrent à nous. La logique voudrait que l’on choisisse un gène codant pour une
enzyme beaucoup plus spécifique. Quelle enzyme serait la plus spécifique si ce n’est la
dernière, celle qui cyclise le (E) ascladiol en patuline. D’après nos suppositions, cette étape
serait prise en charge par la GMC oxydoréductase, codée par le gène 15. Mais il existe toutes
174
fois un grand nombre d’enzymes de ce type dans les organismes cellulaires, pour ne pas
écarter une hybridation non spécifique des sondes. Le choix d’une enzyme tout aussi
spécifique mais moins fréquente dans la nature, devrait s’avérer judicieuse. Bien entendu ce
choix dépend de la richesse relative des banques de données telles que GenBank, banques qui
à l’heure actuelle ne représentent qu’une goutte d’eau au regard de l’extraordinaire diversité
du vivant. A ce jour, compte tenu des séquences disponibles dans GenBank, seraient éligibles
l’amidase décarboxylase codée par le gène 14, la protéine hypothétique codée par le gène 11
et l’isoépoxydon déshydrogénase codée par le 7 Ce gène semble le plus prometteur puisqu’il
existe à l’heure actuelle que très peu d’exemples de protéines similaires dans le monde des
champignons.
Quoiqu’il en soit, en conclusion, la découverte du cluster tend à ouvrir un large champs de
perspectives dans le domaine du diagnostic.
175
Conclusion générale
176
L’objectif premier de ce travail entrepris au cour de cette thèse était d’identifier des gènes
intervenant dans la synthèse de la patuline en vue de développer ultérieurement des méthodes
de détection des moisissures productrices de patuline contaminant les denrées alimentaires. A
ce jour deux espèces posent de réels problèmes en termes économiques et sanitaires, dus à
leur capacité à produire la patuline. Le premier, Penicillium expansum constitue le principal
responsable de la présence de patuline dans les pommes et autres produits transformés à bases
de pommes. Le second, Bysssochlamys nivea contamine fréquemment les ensilages,
provoquant des accidents toxicologiques dans les élevages.
Initialement deux espèces modèles, Byssochlamys nivea et P. griseofulvum ont été choisies
afin d’isoler des gènes impliqués dans la biosynthèse de cette toxine, P. expansum ayant été
volontairement écarté en début d’étude, en raison d’un manque de reproductibilité dans sa
capacité à produire de la patuline in vitro. La stratégie a donc consisté à isoler en premier les
gènes chez les deux premières espèces avant d’envisager l’obtention des séquences chez P.
expansum.
Ce travail a permis d’isoler 3 gènes, entièrement séquencés et susceptibles d’intervenir
dans la voie de biosynthèse chez Byssochlamys nivea et un quatrième chez Penicillium
griseofulvum. Le premier gène isolé chez B. nivea code pour une polycétide synthase, l’acide
6-methylsalicylique synthase intervenant au début de la cascade enzymatique aboutissant à la
synthèse de la toxine. Le deuxième gène isolé coderait pour une alcool déshydrogénase
impliquée dans la transformation de l’isoepoxydon en phyllostine, deux précurseurs de la
patuline. Ce gène est exprimé durant la production de la patuline chez plusieurs espèces
productrices dont B. nivea, P. patulum et P. vulpinum. (données non présentées dans cette
thèse)
Parallèlement, une cinétique de production de patuline par Byssochlamys nivea sur 80
jours a été réalisée. Par HPLC, des profils métaboliques ont pu être dressés mettant en
177
évidence la production d’autres métabolites secondaires toxiques comme l’acide
byssochlamique ou l’acide mycophénolique. La production d’acide mycophénolique par une
espèce du genre Byssochlamys n’ayant jamais été décrite dans la littérature, la confirmation
par spectrométrie de masse de l’identité du composé suspect a été réalisée en collaboration
avec le CEA (M. Delaforge). Outre ces métabolites, l’acide 6-methylsalicylique, premier
précurseur de la patuline et produit direct de la 6-MSAS, a été détecté et identifié pendant les
4 premiers jours de la cinétique. Les ARN totaux ont été extraits à chaque point de la
cinétique et l’expression des gènes isolés a été évaluée par RT-PCR. Ces gènes sont fortement
exprimés les 4 premiers jours de culture puis le niveau d’expression décroit juqu’au 9ième
jours où leurs expressions ne sont plus détectées. La forte homologie avec la 6MSAS de P.
griseofulvum ainsi que la corrélation entre l’expression de ce gène et la présence d’acide 6-
methylsalicylique dans les surnageants de culture permettent raisonnablement d’identifier le
1er gène isolé chez B. nivea comme le gène de la 6MSAS.
Suspectant l’implication de l’acide 6-methylsalicylique synthase (6MSAS), dans la
synthèse de l’acide mycophénolique, une étude sur P. brevicompactum, espèce productrice
d’acide mycophénolique, mais non de patuline a été menée. L’identification d’un gène très
homologue à 6msas (Bnpks) chez cette espèce et la mise en évidence de sa non expression
lors de la synthèse d’acide mycophénolique par ce champignon, a conduit à invalider cette
hypothèse.
En amont du gène idh, sur le brin complémentaire, un gène codant pour un transporteur actif
de la famille des ABC transporteurs, a été localisé, isolé et entièrement séquencé chez B.
nivea et P. griseofulvum ainsi que chez P. expansum. La présence d’un gène codant pour un
ABC-transporteur, contigu à un gène codant pour une enzyme du métabolisme secondaire
178
n’est pas aberrante L’hypothèse d’une implication de cette pompe à efflux dans l’évacuation
de la toxine hors du champignon est émise.
Le séquençage du génome d’Aspergillus clavatus, autre espèce productrice de patuline
entrepris par le TIGR «The Institute from Genomic Research » laisse entrevoir une
formidable avancé dans l’étude des bases moléculaires de la patuline. Nous avons localisé les
gènes 6msas, idh et abc, à l’intérieur d’un cluster. Au sein de ce cluster, plusieurs autres
« phases ouvertes de lecture » ont été identifiées, codant respectivement pour des enzymes
dont l’implication semble évidente à la vue des connaissances actuelles sur la caractérisation
chimique de la voie de biosynthèse. En effet, d’après les travaux effectués il y a deux
décennies, portant sur l’élucidation structurale des précurseurs de la patuline, l’implication de
ces types d’enzymes est très probable.
Un long travail de création de mutants monogéniques est envisagée afin d’identifier le
rôle exact de ces différents gènes et ainsi valider le schéma théorique ébauché lors de ce
travail. La priorité sera donnée à l’invalidation du gène de régulation dans un premier temps.
D’ores et déjà des premiers mutants sont en cours de caractérisation.
De même afin de bien déterminer les bornes du cluster de la patuline, les différents
gènes « périphériques » seront recherchés, isolés et séquencés chez nos espèces modèles.
Applications finalisées
Les travaux relatifs à la patuline ont d’ores et déjà apporté des réponses concrètes à des
problèmes industriels. En effet, il était reconnu que les deux principales espèces de
Byssochlamys : B.nivea et B. fulva produisaient de la patuline. Or, une étude réalisée par
l’équipe sur un panel relativement divers de souches de ces espèces d’origine différente,
conclut à la non-production de patuline par B. fulva, sur des bases analytiques et génétiques.
Cette absence de production serait due à l’absence des deux gènes précédemment cités dans le
179
génome de cette espèce, si ce n’est à l’absence totale du cluster de gènes. B. fulva
fréquemment isolée de fruits ne représenterait donc pas une source de contamination par la
patuline, dans les filières de transformation. P. expansum est donc considéré comme la
principale, voire l’unique source de contamination des pommes par la patuline.
Il est donc important maintenant que le cluster de la patuline est en voie de caractérisation,
d’isoler les gènes orthologues chez cette espèce économiquement importante afin de
développer, à terme, des outils de détection permettant une meilleure maîtrise de la
contamination des pommes par la patuline.
180
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Annexes
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Soumission séquence Gène Pgabc (DQ413178)
202
LOCUS bankit778173 4763 bp DNA linear PLN 22-FEB-2006 DEFINITION Penicillium griseofulvum ABC transporter gene, complete cds. ACCESSION 778173 VERSION KEYWORDS . SOURCE Penicillium griseofulvum ORGANISM Penicillium griseofulvum Eukaryota; Fungi; Ascomycota; Pezizomycotina; Eurotiomycetes; Eurotiales; Trichocomaceae; mitosporic Trichocomaceae; Penicillium. REFERENCE 1 (bases 1 to 4763) AUTHORS Puel,O., Tadrist,S., Oswald,I. and Lebrihi,A. TITLE Cloning and molecular characterization of Penicillium griseofulvum ABC transporter gene involved in Patulin biosynthesis JOURNAL Unpublished REFERENCE 2 (bases 1 to 4763) AUTHORS Puel,O., Tadrist,S., Oswald,I. and Lebrihi,A. TITLE Direct Submission JOURNAL Submitted (22-FEB-2006) Laboratoire de Pharmacologie-Toxicologie, INRA, 180 Chemin de Tournefeuille, Toulouse 31931 FEATURES Location/Qualifiers source 1..4763 /organism="Penicillium griseofulvum" /mol_type="genomic DNA" /strain="NRRL 2159A" /db_xref="taxon:5078" mRNA join(1..295,359..656,715..955,1016..2081,2135..2400, 2468..4409,4468..4593) 5'UTR 1..52 CDS join(53..295,359..656,715..955,1016..2081,2135..2400, 2468..4409,4468..4593) /codon_start=1 /protein_id="PROT_1_bankit778173" /translation="MVDNYHSSLDGAKTPIQSDGSVQKSDLVETDGPSSASSQIAAPT ESIADSVRNFLEIRQGSIPDDTGVIFDNISAVGSGTGSQDAPTVTSAAQSAFGLLSPL QNRQRKQYSRPILSGFSGTINSGEMLLVLGKPGSGCTTFLKTLSGLWDEYKEIQGELT LGGHLLQDVMAQRPQDILFCAESDDHFPTLTVAETLRFATRARCGPNVSAREIDTMVA QLAKLVGLSNVLNTKVGDAKIRGVSGGERRRVSLAEALATCARLICLDNPTHGLDSST AVEFMEMMREWTTQSRCVAAMSVYQASDAIVSYFDKVLVINSGRQIYYGPVQEAKAYF EDLGFECLSTTTIADFLNVMSADPDVRRAQENKENQVPRTAEEFERAFSASRIYQEMQ TSVQVAKERSKAHPSALVKASSFALPIWHQIWYCASRQFRIVTSDYSLWAVELTTIVI QSIVLGTLFRNQQRTTNSLFIFASSLFYSVLVPALQSMAEFGNGFAQRPLILKQKRYQ ISRPIAYALGLVTTDVVWKVAAICYNIPLYFLTGFQRTAGNFFTWFLIIYLEHLALSM FFRSVAIFSPNMHRAVLPVGVFFNMYVLYTGLYVPAPQMQVWLGWLRYLNPLYYAFES VMVNEFRDLSYQCSASDLAPAGPGYTDMANQVCTVVGSQPGNSLLSGASYIRAQYGFE
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421 gcaaaacaga caaagaaagc agtattcccg acccattctc agcggattct caggcacgat 481 aaactccgga gaaatgttgc tggtattagg taaaccaggg agtgggtgta caactttcct 541 gaagacactg tcaggtctgt gggatgaata taaggagata cagggcgaac tcactctggg 601 tggccatctg ttgcaagatg ttatggcaca gcggccacaa gatattctct tttgcggtta 661 gccctcgctt attgctgatt tgtcctttga gaaacatact gatgcctcca ttagctgagt 721 ccgatgacca ctttccgaca ttgaccgtcg cggagaccct gcgttttgca accagagcac 781 gatgcggccc caacgtctcg gctcgtgaga ttgacacaat ggttgctcag ctggccaaac 841 tagttggtct ttcaaatgtc ctgaatacca aggtgggaga tgcgaagatt agaggagtga 901 gcggtggaga gcgacggcgt gtgtctctcg cggaggccct agccacctgt gcccggtaag 961 tggtcccttg tgctcaagta ccaatagtga ttcatcagct aatacatcct cacagtctga 1021 tctgcctgga taatccaaca cacggactgg actcgtccac agcggtcgaa tttatggaga 1081 tgatgcgcga gtggacgacg caaagtcgat gtgtggccgc gatgagcgtc tatcaagcca 1141 gtgatgccat tgtttcctac tttgataaag ttctggtgat caactctggt cgccagatct 1201 actacggccc ggtgcaggaa gcaaaggcat atttcgaaga tctcgggttt gagtgcttat 1261 caaccaccac tattgccgac ttcctcaatg tcatgtccgc tgatccagac gtgagacgag 1321 cccaggaaaa caaagaaaac caggttccac gaacagcgga agagtttgag cgtgcgttca 1381 gtgcgagtcg catctaccag gaaatgcaaa cgtcagttca ggtggccaag gagcgatcca 1441 aagctcaccc cagtgccctt gtcaaagcat catcttttgc tctacctatc tggcaccaga 1501 tttggtactg tgccagccgc caatttcgca tcgtcaccag tgattatagc ttgtgggcgg 1561 tggagctcac caccatcgtc atccagagta tagtattggg tacactgttc cggaaccagc 1621 agcgaactac aaattccctg tttatcttcg catcttcctt gttctactcc gtcctagtgc 1681 ccgccctgca gtccatggcg gaattcggta atggatttgc tcagcggccg ctcatcctga 1741 aacagaaacg atatcagata tctcgcccga ttgcctacgc gcttggcctg gtcacgacgg 1801 atgtcgtatg gaaggtagca gcgatctgtt ataatatccc cttatacttc ttgactggat 1861 tccaacggac cgctgggaac ttcttcacct ggtttttgat tatctacctg gagcatctcg 1921 ccttgtctat gttcttccgc tctgtcgcca tcttctctcc caacatgcat cgagccgtgc 1981 tcccggtggg agttttcttt aacatgtatg tcctttacac gggattatac gtgcctgcac 2041 cacagatgca agtatggctc gggtggttgc gatatctaaa tgtcagtgca gaccgtacca 2101 tatgatttgg attaaccacg ctaacatatc acagccccta tattacgcat ttgagtctgt 2161 gatggtaaat gaattcagag acctgagcta ccagtgcagt gcctcagatc tagccccagc 2221 agggccagga tataccgaca tggccaatca ggtctgtact gtagtaggat cgcagcctgg 2281 gaatagtctc ttgtccgggg cttcatacat tcgtgcccag tacggatttg aaacctccca 2341 cctctggcgg aatgtaggca ttaacgccgc cttgttcata ttctttgccc tttgctctgg 2401 gtaagtcacc aaatgctgaa ccctagtcct ccaagaacct caagactgac actttaaatt 2461 tgaacagaat cgggatggag atgctgaaaa cacctgcggg taaattggct accgtatttt 2521 ataagagcgg tccacgagga atacatcgcc gtgataaagt cgatagcgaa actggaccag 2581 tccgtgagac tgtggagata tctggtggcc aaatcaatgg cgaacatcgg tcacaagaac 2641 accaggactc tgacaagagc cacaatcttg catggaccaa tctttgtctc gacatcaaaa 2701 ccaaggatgg cgagcaacgt ctactgaaca acctaagcgg ctcggtcaaa agtggacaac 2761 tcaaggctct catgggagtt tcaggagccg gaaagacaac cctgttgaat gcactcgccg 2821 gtcgttccat cggcactctc acaggaacac tggcgctcaa cggtcaagtg ctccccacat 2881 tcttccgaag tcgaatgggc tacgtgcaac aacaggacat tcatcttccc acccagaccg 2941 tgcgtgaggc attgcagatg acagcgcgac ttcgacgccc agagtcaatc tccgtagcag 3001 aaaagaatgc ctacgtcgag aaagtgatcg aatggctgaa tatggaacac attgcagacg 3061 cccttgtcgg tgtcccaggg gccggactca accttgaaca acgaaagaaa gtcagtattg 3121 gcgtggagat ggcatcgaaa ccagagattc tcttcctgga tgaaccgact tctggtctcg 3181 atggtcaatc tgctatgttg attgctcgct tgcttcgtcg tctagcagac tcgggtcaag 3241 ctatcctgtg tacgattcat caaccggcag ccgagctcat cgaccagttt gacaagttgt 3301 atctgctgag ccgcggaggt aacttggttt atgatggtcc cttgggaccc cgctgccatg 3361 aggcaatcca gtatttccag ccacggagtc gcccctgtgg cccggaagag aacccagcag 3421 agtattttct gtcggtaatt ggtgctgggt ctcgaaacga cgcccatatg gactgggcta 3481 gtctctggaa tgacagtcag caaggcaagg agcgagagaa ggtggaacag agcctagtcc 3541 ctgccgtaca acaagcacca gcgctggagc aacagtcctt atattcagtg ccgttccatg 3601 tacagctgtg ggtggtggtt cagcgaacgt ggctctatta ctggagagag cctgattatg 3661 tcacgtcaaa gctctggatg agcgtcggca acgccctgct caactccctc acgtacctgc 3721 agtcccctaa cacggagcga ggagcgtaca atcgggtctt ctctgccttc atgtcactca 3781 ttgttggccc cccgctaggg ttgcaggtgc aaccgcgctt cgtaactcta cgggatatct 3841 ttgtccaccg ggagcgggag agcttaacat accactggat ggcgtttgtc ttggctgcat 3901 ttattgtgga attgcccttc acgttcctca gctcgcttgt ctattggcta ttgtggtact 3961 tccccgttgg ctatttctat gccccctcgc gcgcaggata cagtttcctc atgtacgagc 4021 tctttggtgt gtttgccacc agtctggctc agctgtgcgc atctctgatg cccaatatcg
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4081 aggcagcctt tgcggccaac ggattcttct tcatgttctg caataccttc gcgggtacgc 4141 tttcaccaaa gccggtgaca ccctcgggct ggcgctggtt ttacaacatc tcccctctct 4201 tctatctggg tgagggcgtt actgtggacg tattgcagga tttgcccatc cgatgcgatg 4261 agtccgaggt ttcaatcttc cacgcggcga atggcaccac ctgtggtcaa tacgcccaag 4321 agttcttgaa aagtgccaca ggatatctac tcaaccccgc cagcacggca gattgtcaat 4381 actgtcggta ccgtgatgga caatcatacg taagtagttc tattcagaga gaaagtcaag 4441 acaatctgga aactaatcat tcactagtac caacaatatg gttatgagtt tgctcatcgg 4501 catcgaaaca ttggcatttt cattgggttt attgcattca acttcaccat ggttctggtt 4561 atgacctatc tcaccaaaac gcgccgtcag tgatggaaag ataggatcta ctctgctgta 4621 gccctgggct acagaaaatt ttgtttcggg ggtggttttc tcgttagata gtcaaagggt 4681 tagaaaatta cagaataata gagagatata aatttggata acctattttt cattggatta 4741 ttcgagtatc actctcagtc aca //
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Soumission séquence Gène Bnabc (EF028634)
207
LOCUS bankit843525 5356 bp DNA linear PLN 27-SEP-2006 DEFINITION Byssochlamys nivea strain NRRL 2615 ABC transporter gene,complete cds. ACCESSION 843525 VERSION KEYWORDS . SOURCE Byssochlamys nivea ORGANISM Byssochlamys nivea Eukaryota; Fungi; Ascomycota; Pezizomycotina; Eurotiomycetes; Eurotiales; Trichocomaceae; Byssochlamys. REFERENCE 1 (bases 1 to 5356) AUTHORS Puel,O., Tadrist,S. and Lebrihi,A. TITLE Cloning and molecular characterization of Byssochlamys nivea ABC transporter gene involved in patulin biosynthesis JOURNAL Unpublished REFERENCE 2 (bases 1 to 5356) AUTHORS Puel,O., Tadrist,S., Noel,E. and Lebrihi,A. TITLE Direct Submission JOURNAL Submitted (27-SEP-2006) Laboratoire de pharmacologie-Toxicologie, Institut National de la Recherche Agronomique, 180 chemin de Tournefeuille, Toulouse 31931, France FEATURES Location/Qualifiers source 1..5356 /organism="Byssochlamys nivea" /mol_type="genomic DNA" /strain="NRRL 2615" /db_xref="taxon:5093" CDS complement(<1..27) /note="start of Byssochlamys nivea Isoepoxydon dehydrogenase (IDH) gene (AAT00463), partial cds on the complementary strand" /codon_start=1 /protein_id="PROT_2_bankit843525" /translation="MVLETGLKG" 5'UTR complement(28..126) /note="5'UTR of IDH gene" mRNA join(468..819,875..1172,1221..1461,1520..2579,2637..2902, 2969..4931,4982..5356) exon 468..819 /note="Exon 1" CDS join(553..819,875..1172,1221..1461,1520..2579,2637..2902, 2969..4931,4982..5104) /codon_start=1 /protein_id="PROT_1_bankit843525" /translation="MSGHQLNLVTPDLVSHVTTENATPTPSRGSVRKEELIDKSASSE NSSQIPAGEAISEIVRKFFEARNASSQHATSIVFDNVSVEGSGTGSQAAPTIASAAKS GFGVLRPIQNRLGGQPSRPILRGFSGTIAQGEMLLVIGKPGSGCTTFLKTISSMWYEY KGVLGEITLGGHSLTEVAAKRPQDIVFCAESDDHFPTLTVAETLRFAMRARCGPEVPR STIDLMVYQLAKLMGLDSVLDTKVGDAYIRGVSGGERRRASLAEALLTCARLICLDNP
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209
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3361 cactggctct caacggccag cttctaccga aatcctttcg cggaaggatg ggttacgtcc 3421 agcaacagga tattcacctt cctacacaga ccgtcaggga agcgttacag atgacagctc 3481 gattgcgacg ctcagagtcc attccgttgc atgagaagca cgaatatgtc gaaagggtca 3541 tacagtggct cgacatggag gacattgctg aagctcttgt cggtgttcca ggtgccgggc 3601 tcaatcttga acagcggaag agagtaagta tcggtgttga gatggcggca aaaccggaaa 3661 ttctgttcct ggatgagcca acttctggtc ttgatggaca gtctgcctac tccattgtcc 3721 gacttctccg ccgcttggcc gattcgggcc aggctgttgt gcgcacaatc caccagccag 3781 ctgctgagct gatcggaacc tttgacgaac tgtacctcct cagccgaggt gggaaattgg 3841 tgtatgatgg tccccttggt atggattgcg gcaaggcaat tcaatatttc gagcagcatg 3901 ctaggccatg cggtgaaaaa gaaaacccgg ctgagtactt tttggaggtc atcggcgcgg 3961 gtacgcgtaa agaagttcaa gcagactggg ctagtctttg gcgacagagt aaccttagta 4021 aagagaggca ggcgtcggaa aagaagctgg tcccagcgga cgtccaagcg cccagaccta 4081 cttcttctga ccagcaatcg ctgtatgcag ttccctttta cacccaggtg gctgtggtgg 4141 tcagaaggac ctggctctac tattggagag aacctgatta tgtcacctca aagctgtgga 4201 tgaatgtagg aaactcgctg ctgaactcac ttacctacct ccagtcacca gccacgcagc 4261 gaggcgccta caaccgggtc ttctcggcat tcatgtcgct aattgttgga cctccacttg 4321 gtctccaggt ccaaccccga ttcgtgactc tccgcgagat cttcgttcac cgcgaaaagg 4381 agagtctgac gtaccactgg ctggcttttg ttatttcggc ttttgtcgtc gagctgccat 4441 actctttcct cacatcgctt gtgtattggc ttctctggta ctttcccgta ggttatttcg 4501 ctaccccatc acgggccggg tacagctttc tcatgtacga acttttcgcg gtgtttgcca 4561 cgagccttgc gcagctatgc gcatcactca tgccaaacat cgaagcagca tttgcggcga 4621 acggcttctt tttcatgttt tgcaacactt ttgcgggaac cctgtcgcca aaaccgttga 4681 ctccgtctgg ttggcggtgg tattataaaa tatctcctct attttacctg ggtgagggcg 4741 ttacggtaga tgtattgcaa gacttacccc tccattgcca aaaggatgaa gtcttcgtat 4801 tccggccggc gaataggact acctgtgggc agtatgctgc caatttcttg caagaggcca 4861 cagggtattt gttcaaccca gagagcacag attcctgcca atactgccgg tatcgtgatg 4921 gacaatctta tgtaagtcac aaccttaaac gacagcaagg aagcaactga ccatgggata 4981 gtatctgcaa tggggatatg attttgcaca tcggtatccg aacattggta tcttcatcgg 5041 ctttatcgcg tttaatttca ccatggttct cgtgatgact tacgtcacca aaattcgccg 5101 ataaaagccc agttatgtac ggtatttgtg ctttcacaaa atgatagatt ttgtttcgct 5161 gattgataga tgtttgcttc ggagtgttca cccttttgtc tggcgatgat ctgcgttccc 5221 attcgcattg ttgaaatccc agggtatggc ctggagtgtg tctatcccac ccagccctat 5281 caaaattatg cggtcaattc ctcgcataga tatccgtact ccatactaca agcaatccgc 5341 aatatctgat ctcaca //
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Soumission séquence Gène Peabc (EF051699)
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LOCUS bankit846563 5194 bp DNA linear PLN 09-OCT-2006 DEFINITION Penicillium expansum strain NCPT 44 ABC transporter gene, complete cds. ACCESSION 846563 VERSION KEYWORDS . SOURCE Penicillium expansum ORGANISM Penicillium expansum Eukaryota; Fungi; Ascomycota; Pezizomycotina; Eurotiomycetes; Eurotiales; Trichocomaceae; mitosporic Trichocomaceae; Penicillium. REFERENCE 1 (bases 1 to 5194) AUTHORS Puel,O., Tadrist,S., Dauteloup,C. and Lebrihi,A. TITLE Cloning and molecular characterization of Penicillium expansum ABC transporter gene involved in patulin biosynthesis JOURNAL Unpublished REFERENCE 2 (bases 1 to 5194) AUTHORS Puel,O., Tadrist,S., Dauteloup,C. and Lebrihi,A. TITLE Direct Submission JOURNAL Submitted (09-OCT-2006) Laboratoire de pharmacologie-Toxicologie, Institut National de la Recherche Agronomique, 180 chemin de Tournefeuille, Toulouse 31931, France COMMENT Bankit Comment: [email protected]. FEATURES Location/Qualifiers source 1..5194 /organism="Penicillium expansum" /mol_type="genomic DNA" /strain="NCPT44" /db_xref="taxon:27334" CDS complement(<1..34) /note="Start of Penicillium expansum Isoepoxydon dehydrogenase (IDH) gene, partial cds on the complementary strand" /codon_start=2 /protein_id="PROT_1_bankit846563" /translation="MVLTTGLKGAH" CDS join(493..729,779..1076,1142..1382,1447..2512,2566..2831, 2899..4849,4920..5045) /codon_start=1 /protein_id="PROT_2_bankit846563" /translation="MVDNYHSSLDVAKTPIQSDADAQKSEAETEGPSSKSSQIAAGES IADSVRNFLELRQGGIPDDTGVVFDKISAVGSGTGSQDAPTVTSAAQSAFGLLSPLQN RQRKQYSRPILSGFSGTINPGEMLLVLGKPGSGCTTFLKTLSGLWDEYKEIQGELTLG GHPLLDVMKQRPQDILFCAESDDHFPTLTVAETLRFATRARCGPQVSAREIDTMVTQL AKLVGLGNVLNTKVGDAKIRGVSGGERRRVSLAEALATCARLICLDNPTHGLDSSTAV EFMEMMREWTTQSRCVAAMSVYQASDAIVSYFDKVLIINSGRQIYYGPVRDAKAYFED LGFECLSTTTVADFLNVMSADPDVRRAQENRENQVPRTAEEFERAFSASPIYQEMQKS
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polyA_site 5194 BASE COUNT 1273 a 1316 c 1317 g 1288 t ORIGIN 1 atgggcgcct ttgagaccag ttgtgagaac catgattgtc aataaatttg aaaattgaaa 61 ttgaaattga aattggaatg taaatgggaa tgggaacaag tagaaaacag atcgaataaa 121 gagacttgaa agcggcgaaa taggttccgg cccccttcgg agttcgcagc atttgcttta 181 tagattggaa ataatcattg gctctaagac ccttggagag atacgctagg ccattcacct 241 tcgcattctc cctcgggcca cacgttgaaa gttggcccag aacacttacc cgattgggac 301 tgtctggaaa ctccgtaact cctttaggaa actcacgata tatctagatt ggacagcgaa 361 aggaggaaca ggagatgagc tattgttttg atgtcctttt gaactcgtcc atttccacat 421 tttctagtcg gcaatgtgat tcttggttaa tgaaggggtt gtgatagtat tgcaactttg 481 cctatcttca taatggtaga taattatcat tcgtcgttag acgtggcaaa gacacctatc 541 cagtccgatg ccgatgctca aaagtctgag gccgaaaccg aaggaccgtc gtcgaaatcg 601 tctcaaattg cagcagggga atcgattgca gacagtgtta ggaacttcct tgagctgcgt 661 cagggaggca ttcccgatga taccggggtg gtctttgaca aaatatcagc agtggggagt 721 ggaacaggag taagtaccac tgactccaac tgaaagcatc tcgactaact gttgatagtc 781 gcaagatgca cccaccgtca cgtcggcggc ccagtcggcc ttcgggctgt tgagtcctct 841 gcaaaacaga caaagaaaac agtactctcg acccatcctc agcggattct caggcacaat 901 caaccccgga gaaatgttgt tggtgctagg taaacccggg agtggatgta caacctttct 961 gaaaactctg tcggggctgt gggatgaata taaggagatc cagggagaac tcactctggg 1021 tggtcatcca ctgctagatg tgatgaaaca gcggccccaa gatattctct tctgcggtaa 1081 gtcctcgcgc tttttctgtt tggttctttt gaacacacac tgatagaaat gcctccctta 1141 gccgagtctg atgatcattt ccctacattg accgtggcag agaccctgcg ctttgcgacc 1201 agagcgcgct gcggtcccca agtctcggcc cgtgaaatag acacaatggt tactcagctg 1261 gcaaagctag ttggtcttgg gaatgtccta aataccaagg taggagatgc gaagattcgg 1321 ggagtcagtg gcggagagcg ccggcgagtg tctttggcgg aggccctggc cacctgtgcc 1381 cggtaagtga tctcttctgc tccagtatat accaatgatg attcatcaac tcatacattc 1441 ccacagccta atctgcctgg ataacccaac ccatggactg gactcatcca cggcggtcga 1501 attcatggag atgatgcgcg agtggacgac gcaaagtcga tgtgtggccg cgatgagcgt 1561 ctatcaagcc agtgatgcaa ttgtctccta ctttgacaaa gtcctcataa tcaattctgg 1621 tcgtcagatc tactatggcc cagtccggga cgcaaaggca tattttgaag atctcggatt 1681 tgagtgttta tcgaccacca ccgttgccga cttcctcaat gtgatgtccg ctgatccaga 1741 cgtgcgacga gcccaggaaa acagggaaaa ccaggtccca cgaactgcag aggagtttga 1801 gcgtgcgttt agtgccagcc ccatctacca ggagatgcaa aagtcggttc aggtggccaa 1861 ggagcgattc caaaccaacc ccagtcccct agtcaaaaca tcggcttttg ctctccctat 1921 ctggcatcag atttggtact gtgctggtcg ccaatttcgc attgtaacca gtgattatag 1981 cttgtgggcg gtagagctcg ccaccatcgt cgtccaaagt ctggtgctag gcacgctgtt 2041 ccgaaaccaa cagcgaacga ccagttccct gtttattttc gcatctgctt tgttctactc 2101 tgtcctggtc cctgccctgc agtcaatggc tgaatttggt aatgggttcg cccagagacc 2161 actcatcttg aaacaaaagc gataccagat ctctcgcccg attgcctacg cgctcggttt 2221 ggtcaccacg gacgtcgtgt ggaaggtggc cgcaatctgc tataatatcc ccctatactt 2281 cctgactgga tttcagcgga cggctgggaa cttcttcacc tggttcctaa tcatctacct 2341 ggagcatctc gccctctcaa tgttctttcg ctcagtagcc atcttctctc ccaacatgca 2401 tcgggccgtg ctcccggtgg gtattttctt caacatgtat gtcctataca cggggctcta 2461 cgtgcccgca ccacagatgc aagtatggct cgggtggttg cgatatctaa atgttagtgg 2521 agactgtacc atgaggtttg gataagttat gctaacatat gacagccctt atattatgcg 2581 tttgagtcag tgatggtgaa tgaattcaga gacctgagtt accagtgcag tgcctcggat 2641 ccggtcccat cgggtttggg atataacgac atggcccatc aggtctgtgc tgtagtggga 2701 tcagagcctg gagatcgtct cctgtctgga gcgtcgtaca ttcatgctca gtacggattc 2761 aaaacctctc acctctggag gaatgttgga atcaacgcgg ccctatttgt tttctttgcc 2821 ctttgctctg ggtaagtaat catgcactga agcctagtcc aaagagaaag tccaagactg 2881 acactgaaat ttgaacagaa tcgggatgga gatgctgaaa acacccgcgg gtcaattggc 2941 taccgtgttc tacaagagca gcccgggcgt aacacaccgc cgtgataaaa tcgatagcga 3001 aacaggacaa gaccaaggga atgaaagttc ggagatgtca gctggccaaa gcaatgacgc 3061 acttcggtta caagaacatc agggtcctga caagagccac aatcttgcat ggaccaacct 3121 ctgtctcgac atcaaaacca aggagggcga tcaacgtctg ctaaacaatc tgagtggttc 3181 agtcaagagt ggtcagctca aggctctgat gggtgtctcg ggtgccggca agacaaccct 3241 actgaatgca ctcgctggcc gttccaccat cggaaatctc actggaacac tagcgctcaa 3301 tggtcaagtg ctgccaacat tcttccgaag tcgaatgggc tacgtacaac agcaggatat 3361 tcatcttccc actcagaccg tgcgcgaggc attgcaaatg acagcacgac ttcgacgacc 3421 agagtccatc tccgtagcag acaagaatgc ctacgtcgag aaagtgattg agtggttgag
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