efecto del envejecimiento en la biodegradabilidad de
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EFECTO DEL ENVEJECIMIENTO EN LA BIODEGRADABILIDAD DE
ALMIDÓN TERMOPLÁSTICO A NIVEL DE LABORATORIO
Diego Enrique Ballesteros Peña
Asesor: Isabel Jiménez
Co-asesor: Oscar Álvarez
IQ-2007-II-05
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1. Planteamiento del problema
El desarrollo de los polímeros sintéticos a nivel industrial ha sido de gran importancia
tanto para la industria como para los consumidores. La versatilidad de sus
propiedades permitió un sinnúmero de aplicaciones, llevando a un crecimiento
exponencial de su uso a partir de la segunda guerra mundial hasta la actualidad
(Goebel, 2005). Sin embargo, su durabilidad se ha convertido en un problema (debido
a su baja tasa de degradación), generando un debate tanto en la sociedad como en la
comunidad científica acerca de estrategias efectivas para tratar estos desechos, que
en países industrializados llegan a representar entre el 20 y el 40% de los desechos
sólidos municipales (Ruiz, 2006). La incineración lleva a contaminar el poluto aire
existente y el reciclaje de polímeros ha demostrado un alto nivel de ineficiencia, debido
a la dificultad de separar las diferentes clases de plásticos a reciclar, lo que implica un
alto requerimiento de mano de obra y haciendo muy difícil tener márgenes aceptables
de ganancia debido al bajo valor del material recuperado, razón por la cual sólo el 5%
de los plásticos en EE.UU. es reciclado (Goebel, 2005).
Los 12 principios de la química verde nos permiten un acercamiento a la prevención
de la polución por medio de innovaciones científicas. Algunos de ellos como prevenir
la formación de desechos, diseñando productos ambientalmente seguros (degradables
luego de su uso) usando fuentes renovables (Anastas y Warner, 1998), son parte la
solución de esta problemática, al tratar de producir plásticos biodegradables que
corten el problema de raíz para obtener desechos ambientalmente amigables, que
permitan el desarrollo sostenible del planeta. Para lograr esto se necesita una
extensiva investigación, que permita a los materiales emergentes tener propiedades
parecidas a los plásticos tradicionales, además de ser competitivos con respecto a su
costo de producción y manufactura. También debe superar otras críticas por parte de
la comunidad científica; ya que al no ser materiales reciclables, no pueden ser
utilizados en etapas postconsumo como material reutilizable o como fuente de energía
(Chalita, 2000). A pesar de esto, el material biodegradable puede ser utilizado como
compost, evitando llenar basureros y reintegrándose a los ciclos naturales, lo que los
hace ideales para aplicaciones que no se prestan económicamente para el reciclaje,
como empaques de corta duración para productos alimenticios (bandejas para comida,
vajillas, cubiertos, pitillos, vasos, etc.), por lo que se requiere una cultura como la
adoptada por el reciclaje para evitar que los plásticos biodegradables lleguen a los
rellenos sanitarios y sean recolectados para el compostaje.
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El almidón, que surge como uno de estos nuevos materiales ha comenzado a ser
investigado alrededor del mundo como una forma efectiva para solucionar el problema,
siendo barato, abundante, disponible a partir de múltiples fuentes renovables y
biodegradable (Van Soest y Vliegenthart, 1997), razón por la cual este trabajo busca
hacer un aporte investigativo entorno a la biodegradabilidad de este material y cómo
esta cambia con la formulación utilizada, tanto para la utilización de esta información
en la industria como para ser material de referencia en futuras investigaciones en este
campo.
2. Objetivos
2.1 Objetivo General:
• Realizar un análisis de la biodegradabilidad de distintas formulaciones
de almidón termoplástico según la norma ASTM D 5988-03 utilizando
dos tipos de tierra.
2.2 Objetivos Específicos:
• Producir pellets de almidón termoplástico de distinta formulación.
• Realizar una caracterización físico-química y microbiológica de los
suelos utilizados para el experimento de biodegradación.
• Evaluar la biodegradabilidad del material teniendo en cuenta su
formulación, envejecimiento y tipo de tierra.
3. Estado de Arte
3.1 Definición de biodegradación
A pesar que la biodegradación es un término que implica la degradación de un
material debido a la acción enzimática de hongos y bacterias, aún no se ha
establecido una definición universal para este proceso (Swift, 1992). Esto se debe a
que entorno a la investigación y desarrollo de los polímeros biodegradables existe un
amplio rango de disciplinas, donde participan biólogos, bioquímicos, ingenieros,
legisladores, ambientalistas, industriales, etc. Cada uno de estos grupos posee su
propia perspectiva del problema, por lo que sus expectativas y logros en este campo
están limitadas a las metas propuestas en la investigación o a la agenda de un
determinado grupo de trabajo (Smith, 2005). Varios organismos especializados en la
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estandarización de procesos han propuesto su propia definición para un polímero
biodegradable (Chandra y Rustgi, 1998):
ISO: Es un plástico diseñado para tener cambios significativos en su estructura
química bajo determinadas condiciones ambientales, que conlleva la pérdida de
propiedades que pueden ser medidas por medio de métodos estandarizados
apropiados para plásticos. Este cambio en estructura química es el resultado de la
acción natural de microorganismos.
ASTM: Es un material plástico que experimenta rompimientos en sus enlaces de la
red polimérica debido a fuerzas químicas, biológicas o físicas presentes en el
ambiente que conllevan a una fragmentación o desintegración de los plásticos.
Sociedad Japonesa de plásticos biodegradables: Materiales poliméricos que han
cambiado hacia un peso molecular más bajo que el original, donde al menos un paso
de este proceso de degradación es por medio del metabolismo de organismos
presentes en el ambiente.
DIN: La biodegradación de un material plástico es un proceso cuyos productos finales
son el final de rutas metabólicas.
Se puede ver que existen diferencias sutiles entre las definiciones, algunas más
generales y otras más específicas, que permiten discutir acerca de la
biodegradabilidad de un polímero. Desde el punto de vista de la ingeniería, estas
definiciones no han abordado factores importantes como el tiempo necesario para la
biodegradación, la existencia de residuos tóxicos en el ambiente, la necesidad de una
fuente renovable de materias primas (Smith, 2005) y la relación entre la durabilidad y
la degradabilidad de un material polimérico que permita tener tiempos de
almacenamiento razonables sin ver afectadas las propiedades físicas necesarias para
el producto final (Thakore, Desai, Sarawade y Devi, 2001).
3.2 Proceso de biodegradación para polímeros
La figura 1 ilustra el “dogma central” para la degradación de polímeros (Kaplan, et
al.1993). Se inicia con la despolimerización, proceso que se lleva a cabo por fuera de
las células (ya sean bacterias u hongos) debido al gran tamaño y la naturaleza
insoluble de las cadenas poliméricas. Este paso es realizado por enzimas
extracelulares que se encargan de disminuir el tamaño del material hasta un nivel que
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sea digerible para la célula, por medio de reacciones de oxido-reducción o de hidrólisis
(Chandra y Rustgi, 1998). El proceso de despolimerización puede ser reversible,
llevando a una nueva polimerización o a la conjugación, donde se pueden formar
materiales húmicos tales como el humus, la turba o el petróleo. Cuando se produce la
ingestión en la célula se llega a la segunda parte del proceso, conocida como
mineralización, donde es transformado por vías metabólicas en biomasa, agua, gases
(CO2, CH4 y N2), sales y minerales. Cada uno de estos compuestos tendrá una vital
importancia en el medio ambiente, sirviendo como reservas de nutrientes para el suelo
(Kaplan, et al.1993).
3.3 Factores que afectan la biodegradación
Existen tres elementos esenciales para el proceso de biodegradación: Los
microorganismos, el medio ambiente y el sustrato (polímero). La interacción entre
estos componentes determinará tanto la factibilidad como la rapidez del proceso. Por
ejemplo, en investigaciones de rellenos sanitarios se han encontrado pedazos de
comida y periódicos que no se han degradado después de 40 años de entierro. Esto
no significa que estos materiales no sean biodegradables (ya que claramente lo son)
sino que puede haber una falla en alguno de los elementos como podría ser la falta de
humedad en el terreno, que desencadena una baja actividad enzimática y una baja
tasa de biodegradación (Mayer y Kaplan, 1993).
Figura 1. Proceso de biodegradación de polímeros
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Los microorganismos deben tener las vías metabólicas adecuadas para mineralizar los
monómeros y oligómeros formados por el proceso de despolimerización. Se deben
considerar los tipos de microorganismos presentes (aeróbicos anaeróbicos,
facultativos), que contengan tanto las enzimas como los niveles enzimáticos
adecuados para la biodegradación y la presencia de inhibidores o depredadores (ej.
Protozoarios) que afecten la cinética del proceso (Chandra y Rustgi, 1998). Todos los
factores relacionados con los organismos encargados de realizar la biodegradación
están íntimamente relacionados con el medio ambiente en que se desarrollan y que se
puede ver afectado por la temperatura, la humedad, disponibilidad de oxígeno,
concentración de sales y metales, pH, luz, etc. (Mayer y Kaplan, 1993) A pesar que la
mayoría de microorganismos pueden tolerar rangos relativamente amplios para cada
uno de estos factores, la falta de alguno de estos elementos puede llevar a disminuir e
incluso parar temporalmente el proceso de biodegradación, al menos hasta que se
retomen las condiciones necesarias para su desarrollo. Dentro de estos factores el
más importante puede ser la humedad; un nivel inadecuado de este factor puede llevar
a parar la acción enzimática por debajo de un nivel crítico (Kaplan, et al.1993).
El polímero debe tener determinadas características para su biodegradación. Los
polímeros sintéticos sólo se degradan de una manera lenta, por lo que sólo una parte
logra ser mineralizada, mientras que la otra pasa a ser parte de materiales húmicos.
Existen varios factores que pueden ayudar en la biodegradación de un polímero:
1. Estructura polimérica: Según numerosos estudios acerca de la
biodegradabilidad de polímeros sintéticos, la catálisis enzimática tiende a ser
mayor a medida que las cadenas poliméricas son lo suficientemente flexibles
para encajar en los sitios activos de las enzimas (Chandra y Rustgi, 1998). La
mayoría de polímeros sintéticos biodegradables (como el cis-polisopreno)
contienen enlaces hidrolizables a través de las cadenas poliméricas lo que
facilita su degradación enzimática. Con este mecanismo las macromoléculas
naturales como la celulosa o el almidón son degradados por medio de hidrólisis
seguido por una oxidación, existiendo un símil con los polímeros sintéticos
biodegradables, donde polímeros con carácter hidrofílico poseen una mayor
tendencia a degradarse (Kaplan, et al.1993). Varias enzimas son conocidas por
catalizar la hidrólisis de enlaces peptídicos cercanos a grupos como el
hidroxílico, bencílico, carboxílico, etc. Por ejemplo, la quimotripsina cataliza la
reacción de los enlaces cercanos a los grupos bencílicos, por lo que polímeros
modificados con una mayor cantidad de estos grupos, como el
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poli(hexametileno-α-bencilmalonamida) han tenido mayores tasas de
biodegradabilidad que moléculas similares con una menor cantidad de grupos
bencilo presentes (Chandra y Rustgi, 1998).
2. Morfología del polímero: Los polímeros sintéticos contienen miles de
estructuras cortas repetidas que le proporcionan la regularidad necesaria para
cristalizarse, mientras las proteínas no poseen tal cantidad de unidades
repetidas, lo que no le permite cristalizarse. Se ha establecido que existen
marcadas diferencias en la velocidad de degradación de las regiones amorfas y
las cristalinas. Generalmente la biodegradación ocurre más rápidamente en las
regiones amorfas, ya que su irregularidad permite una mayor acción de las
enzimas sobre los enlaces hidrolizables llevando a cabo una degradación
selectiva. (Chandra y Rustgi, 1998) Las regiones cristalinas que son más
ordenadas y periódicas, no permiten un rápido acceso de las enzimas y su
biodegradación se presentará posteriormente, cuando la degradación de las
regiones amorfas conlleven a la creación de los espacios necesarios que
permitan el ataque microbiano en la región cristalina del polímero (Thakore, et
al, 2001). Esto se ha comprobado en polímeros como el ácido poliláctico (PLA)
ya que disminuyendo los entrecruzamientos presentes y por ende reduciendo
su cristalinidad, se han alcanzado mayores tasas de biodegradación (Ray y
Bousmina, 2006)
3. Efecto del peso molecular: Se ha encontrado que a mayor peso molecular
existe una mayor tendencia a resistir el ataque de microorganismos.
Hidrocarburos de bajo peso molecular son degradados por microorganismos,
activados por la unión con la coenzima A, que les permite convertir estos
hidrocarburos en metabolitos celulares dentro de la célula microbiana. Por otro
lado, si las moléculas son más grandes, no se puede dar este proceso dentro
de la célula, por lo que el proceso de biodegradación en ambientes
extracelulares es lento. Esto no ocurre en moléculas naturales como el
almidón, por que las conversiones enzimáticas hacia componentes de menor
peso molecular si pueden ser llevadas a cabo por fuera de la célula, facilitando
la degradación con respecto a los polímeros sintéticos (Chandra y Rustgi,
1998). Jen-Hao y Schwarz (1987) utilizaron muestras a partir de mezclas de
polietileno y almidón con pesos moleculares entre 4800 y 41000; todas las
muestras presentaron crecimiento bacterial, pero siempre este crecimiento fue
mayor en las muestras con menor peso molecular (Kaplan, et al. 1993).
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4. Radiación y tratamientos químicos: El debilitamiento de los enlaces puede
ocurrir por fotólisis por medio de la radiación de tipo ultravioleta y gamma
(Pandey, Raghunatha, Pratheep & Singh, 2005) o por manipulaciones en la
estructura del polímero como la introducción de enlaces de ésteres de
polímeros sintéticos para promover la biodegradabilidad (Swift, 1992). Por
ejemplo, la inserción de monóxido de carbono como enlace permite el
rompimiento de la cadena, como fue determinado para polímeros E/CO (Etileno
y CO), ya que luego de 25 días de exposición a radiación UV se logró perder el
98% de su peso (Chandra y Rustgi, 1998).
3.4 Métodos de Medición:
Existen diferentes métodos para calcular la biodegradabilidad de un material. Sin
embargo, cada uno de estos tipos de pruebas posee sus ventajas y desventajas,
debido principalmente al grado de complejidad que generan todas las variables
presentes en el proceso de biodegradación (Mayer y Kaplan, 1993). Entre las más
importantes se encuentran:
1. Pruebas en cajas de Petri: Son ensayos en donde se observa el crecimiento
microbiano para una determinada muestra, donde puede tardar de semanas a
meses. Puede determinar cualitativamente la degradación, pero no simula
ambientes naturales; ya que crece entorno a aditivos, lo que lleva tener
problemas de extrapolación de resultados, por lo que sólo puede mostrar
tendencias entorno a la degradación de un material, por ejemplo se encuentran
el estándar ASTM G22-76 “Determinación de la resistencia hacia el ataque
bacterial de polímeros sintéticos” o la norma DIN 53 739 “Determinación de la
resistencia de los plásticos a hongos y bacterias”.
2. Demanda biológica de oxígeno (BOD): Es una medida indirecta de la cantidad
de oxígeno utilizado por los microorganismos, incubando las muestras bajo
unas condiciones determinadas y tomando medidas del oxígeno incubado
antes y después de la incubación; por ejemplo se encuentra el Test modificado
de Sturm para materiales poliméricos y estándares como el ISO 14851
“Determinación de la biodegradabilidad aeróbica para materiales plásticos en
medios acuosos por medición de la demanda de oxígeno” (Leonardo da Vinci
Program [LdVP], 1999).
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3. Polímeros marcados radiactivamente: Este tipo de pruebas son las más
cercanas hacia la exactitud en las tasas de mineralización de los polímeros, al
lograr cuantificar la producción de dióxido de carbono radiactivamente
marcado. El alto costo de la producción de estos polímeros y el manejo de
sustancias radioactivas son algunas de sus desventajas. Un ejemplo de este
tipo de pruebas corresponde el estándar ASTM D 6354 “Método para
determinar la biodegradación aeróbica de materiales plásticos marcados
radiactivamente en ambientes acuosos o de compostaje”.
4. Respirometría: Esta es una práctica que permite cuantificar la mineralización
del material para un ambiente específico, se calcula la producción de dióxido de
carbono por medio de cámaras cerradas conectadas a un analizador infrarrojo
de CO2. Su desventaja radica en la gran cantidad de equipo necesario para la
experimentación. Ha sido estandarizado en la norma ISO 14852
“Determinación de la biodegradabilidad de materiales plásticos en medios
acuosos- Método respirométrico por análisis del dióxido de carbono generado”
5. Ambientes acelerados en el laboratorio: Del mismo modo que la respirometría,
permite simular escenarios reales a escala de laboratorio, intentando proveer
las mismas condiciones de un ambiente natural de manera constante, teniendo
un adecuado control sobre las variables del proceso, lo que permite que el
ensayo se lleve a cabo de manera acelerada, por lo que la extrapolación de
resultados debe realizarse de manera cuidadosa. Entre este tipo de pruebas se
encuentra la norma a utilizar en este trabajo: ASTM D 5988-03 “Método
estándar para determinar la biodegradación aeróbica de materiales o residuos
plásticos en el suelo”.
6. Experimentaciones in situ: Son medidas totalmente razonables de cómo será el
comportamiento de un polímero para un ambiente determinado. Sin embargo,
la falta de control sobre las variables involucradas en el proceso puede llevar a
lecturas equivocadas, ya que es imposible distinguir entre efectos biológicos y
no biológicos que causan la degradación. La prueba puede llevar tiempos
mucho más largos que los anteriores métodos, pudiendo alargarse por años o
décadas (Mayer y Kaplan, 1993). No se han publicado estándares para este
tipo de pruebas por parte de los organismos competentes.
7. Pruebas ópticas y mecánicas: Son pruebas como la pérdida de peso,
microscopía SEM o pruebas de esfuerzo-deformación, etc., que sirven de
complemento a los ensayos mencionados anteriormente; a pesar que no
demuestran directamente la degradación, pueden ayudar a entender el
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deterioro del material y sus cambios físicos a través del tiempo (Mayer y
Kaplan, 1993).
3.5 El almidón como polímero biodegradable:
El almidón es un carbohidrato complejo, que constituye la principal fuente de
almacenamiento de energía para las plantas y es un material que genera un gran
interés para ser utilizado como un polímero biodegradable, debido a su bajo costo,
disponibilidad como excedente de diferentes productos agrícolas (Van Soest y
Vliegenthart, 1997) y la posibilidad de ser utilizado en equipos convencionales de
procesamiento de polímeros. Estas razones llevaron a que el almidón comenzara a ser
utilizado como relleno en mezclas con polímeros tradicionales como el polietileno y el
poliuretano, pero en estas formulaciones los contenidos de almidón que no superaban
el 15% (Kaplan, et al. 1993). Al aumentar el interés de tener polímeros 100%
biodegradables, se ha intentado tener polímeros fabricados principalmente de almidón
(conocido como thermoplastic starch, TPS) pero debido a sus limitaciones mecánicas
se requieren mayores estudios para su producción a gran escala. Algunas de las
aplicaciones esperadas para el almidón termoplástico son como recubrimientos para
agricultura, bolsas para residuos orgánicos, vendajes quirúrgicos (Mezzanotte, Bertani,
Degli Innocenti y Tosin, 2004) y especialmente como empaque para productos
alimenticios (Chandra y Rustgi, 1998).
3.5.1 Generalidades
El almidón se presenta en forma de gránulos de distintos tamaños y formas, insolubles
en agua y en la mayoría de solventes orgánicos (Van Soest y Vliegenthart, 1997).
Cada gránulo contiene dos tipos de moléculas: La amilosa (Figura 2) y la amilopectina
(Figura 3). Estas estructuras están conformadas por múltiples unidades de D-Glucosa;
para la amilosa se tiene una configuración de tipo lineal, donde predominan los
enlaces de tipo α-1,4, lo que hace que la molécula se enrolle, dándole su forma
helicoidal; la amilopectina es una estructura ramificada, donde se tienen enlaces tipo
α-1,4 para la cadena principal y α-1,6 para las ramificaciones, por lo que las moléculas
de amilopectina son más grandes que las de amilosa (el peso molecular de la
amilopectina es 100 veces mayor que el de la amilosa (Yu y Christie, 2005)),
desarrollándose estructuras de doble hélice (Ruiz, 2006), logrando un alto nivel de
organización supermolecular entre los gránulos, donde las moléculas de amilopectina
se encuentran de manera radial (Figura 4), mientras que las de amilosa se enlazan
principalmente con las regiones amorfas de la molécula de amilopectina (Bernal y
Martínez, 2006).
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Figura 2. Molécula de amilosa1
La mayoría de almidones contienen entre un 20-30% de amilosa, dependiendo de su
origen (maíz, papa, yuca, trigo, etc.), pero esta cantidad puede ser manipulada por
medio de un proceso de extracción (Yu y Christie, 2005). Desde el punto de vista
físico, el gránulo de almidón es un material heterogéneo (a pesar que a escala
nanométrica sea aperiódico y desordenado (Perry y Donald, 2000)), que posee tanto
regiones amorfas como cristalinas; siendo la amilosa y los puntos de ramificación de
amilopectina donde se forman las regiones amorfas (Yu y Christie, 2005), como lo
muestra la figura 5.
Figura 3. Molécula de amilopectina2
1 Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html 2 Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html
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Figura 4. Organización radial de la amilopectina3
Figura 5. Morfología de la amilopectina4
3.5.2 Proceso de plastificación del almidón
El contacto del almidón con un plastificante, sumado con la temperatura y el esfuerzo
cortante, conlleva 2 cambios morfológicos: Un hinchamiento del gránulo de almidón,
producto del desdoblamiento de la estructura de doble hélice de la amilopectina y la
formación de una matriz, debido a que el hinchamiento del gránulo permite su 3 Tomado de http://www.cheng.cam.ac.uk/research/groups/polymer/RMP/nitin/Internalstructure.jpg 4 Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html
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movimiento y la interacción con otros gránulos, formando una retícula unida por las
interacciones polímero-polímero y polímero-soluto (Parte B de la Figura 6).
Figura 6. Proceso de plastificación del almidón5
En la figura se pueden identificar una serie de estructuras Gel ball, fruto del
desdoblamiento de la amilopectina, que pierde su carácter cristalino (Perry y Donald,
2000), convirtiéndose en una región amorfa, siendo más fácilmente degradadable por
la acción enzimática (Plackett y Vázquez, 2004). Al pasar el tiempo se observa que las
cadenas se reacomodan en su estado original; de primera mano las cadenas de
amilosa y luego la de las cadenas exteriores de amilopectina (Partes C y D de la
Figura 6), este fenómeno se conoce como recristalización (Van Soest y Vliegenthart,
1997). Existe una relación ente la amilopectina sin plastificar y la cristalizada; que su
grosor es el mismo: 50 Armstrong. Esto lleva a pensar que existe una cierta “memoria”
en el material, lo que lo lleva a volver a un grosor determinado en la recristalización, ya
que este grosor se pierde en la plastificación y se recupera con la cristalización
(French, como se cita en Yu y Christie, 2005). Esto provoca un encogimiento en los
enlaces, producido por el desdoblamiento de las cadenas principales de la
amilopectina que al recristalizarse junto a las moléculas de amilosa, promoviendo la
formación de nuevos puntos de ramificación cristalinos, inexistentes en la molécula de
almidón sin plastificar (Van Soest y Vliegenthart, 1997), formando una matriz que
impide un mayor movimiento en las cadenas, siendo desfavorable para la acción
enzimática por que posee una menor accesibilidad para los microorganismos
(Thakore, Desai, Sarawade y Devi, 2001).
5 Adaptado de Yu y Christie, 2005.
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3.5.3 Proceso de biodegradación del almidón
La habilidad de producir enzimas que degraden el almidón está ampliamente
desarrollada en los microorganismos. En general, la degradación del almidón se
realiza en 3 pasos (Plackett y Vázquez, 2004):
1. Fosforólisis: Las fosforilasas (enzima alostérica) convierten el almidón en
glucosa 1-fosfato.
2. Hidrólisis: El almidón es hidrolizado por fuera de la célula por las amilasas.
Estas enzimas contribuyen a romper la estructura del almidón al atacar los
enlaces α.
3. Transglicólisis: Este paso corresponde a la mineralización del material, ya que
es llevado dentro de la célula, donde las transglicolasas producen
ciclodextrinas de tipo α, β y γ.
4. Experimentación
4.1 Materiales:
Los materiales utilizados en el proyecto fueron:
4.1.1 Almidón nativo de maíz (n-C6H12O6): La materia prima del proyecto es la Fécula
Saguzena®, donada por la empresa “Industrias del Maiz S.A”. El boletín técnico
de la empresa reporta un contenido de humedad entre el 11.5 y el 13% y un
porcentaje de amilosa de 25% (Vargas, 2007).
4.1.2 Glicerina grado USP (C3H8O3): El agente plastificante fue comprado a la
empresa Bell Chem Internacional S.A. (Merchán, 2007).
4.1.3 Master Batch Negro Humo: Donado al proyecto por la empresa A&P de
Colombia Ltda. Referencia MBK-280 cuya resina base es polietileno de baja
densidad, este producto es distribuido por Permoquim S. A. (Vargas, 2007).
4.1.4 Turba de germinación: Una cantidad aproximada de 3.5 kilos fue suministrada
por A&P de Colombia Ltda. Esta tierra es elegida debido a la posible utilización
del TPS como material para semilleros de flores. Tiene un aspecto café con
puntos sólidos blancos. La turba es una clase de suelo rico en carbono y
debido a su alta capacidad de retención de humedad y de nutrientes es muy
útil para aplicaciones agrícolas (Adams, 1999).
4.1.5 Suelo del Relleno sanitario de Doña Juana: Esta tierra es elegida como posible
destino final del material en forma de desperdicio. Proviene de la zona VII del
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relleno, la cual ha sido cerrada hace 6 años. Este suelo proviene
aproximadamente de una capa a 60 cm de la superficie. Fueron recolectados
aproximadamente 4 kilos de esta muestra gracias al apoyo de la empresa
Proactiva Colombia S.A, consorcio encargado del relleno.
4.1.6 Hidróxido de Potasio (KOH): Este reactivo es necesario para realizar la prueba
de biodegradación, ya que reaccionará con el dióxido de carbono generado por
los microorganismos. Se utilizaron cristales de hidróxido de potasio marca
Merck® suministrados por el laboratorio de ingeniería química, en una solución
de 0.5M.
4.1.7 Acido Clorhídrico (HCl): Este reactivo es utilizado para titular el hidróxido de
potasio. Se utilizó ácido clorhídrico 10M marca Merck® suministrados por el
laboratorio de ingeniería química, realizando una solución 0.25M.
4.1.8 Fosfato de Amonio ((NH4)2HPO4): Es la fuente de nitrógeno necesaria para los
microorganismos presentes en los suelos. Se utilizó una solución preparada en
el laboratorio de ingeniería química de 4.72 g/L.
4.2 Equipos:
4.2.1 Horno Thermolyne F6000 (Ref. F6038-60): Este horno funciona a condiciones
de 208 voltios, 19.2 amperios, 60 Hz de frecuencia y 4000 watt. (Vargas, 2007).
Se utiliza para secar el almidón.
4.2.2 Mezcladora de alimentos Hobart: Se usa el modelo N-50 con motor monofásico
de 1/6 HP, cuya capacidad máxima de la batidora es de 4.73 L. (Vargas, 2007).
En este equipo se lleva a cabo la mezcla del almidón, la glicerina y el master
batch.
4.2.3 Extrusora Brabender: Se utiliza el modelo Plasticoder 331, que tiene una
relación de longitud-diámetro de 25:1 y un diámetro de barril de ¾ de pulgada.
Para la extrusión se eligió el tornillo de referencia 05-00-043, el cual tiene una
relación de compresión de 3:1 (Borrero, 2007). En este equipo se lleva a cabo
la etapa de extrusión de la mezcla.
4.2.4 Pelletizadora: Se usa el molino de martillo contruido por The Berlyn Corporation
(Millboury, Massachussets), con una velocidad de 1725 rpm y motor trifásico.
Se utiliza para cortar en forma de pellets los “espaguetis” de la mezcla extruida.
4.2.5 Desecadores: Son recipientes cerrados de plástico, que contienen una división
cerámica, en la parte de abajo se coloca la tierra y la muestra, mientras la parte
de arriba está destinada para soportar 2 beakers: Uno con agua y otro con
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hidróxido de potasio, cuya titulación servirá para determinar la cantidad de
dióxido de carbono generado.
4.3 Metodología:
4.3.1 Caracterización de suelos: Para este experimento se utilizaron dos tipos de
suelos, que primero fueron recolectados usando doble bolsa plástica, luego
cada una de estas muestras fue cernida con un tamiz ASTM 16 para tener un
tamaño de partícula menor a 2 milímetros, esto fue realizado en el laboratorio
de Ingeniería Civil de la Universidad de los Andes. Por último son llevadas a un
refrigerador para mantenerlas a una temperatura de 4ºC hasta el comienzo de
la pruebas, de acuerdo a la norma ASTM D 5988-03. Los microorganismos
pueden mostrar un amplio rango de degradación, dependiendo del ambiente en
donde se coloque, por lo que la caracterización del terreno es indispensable
(Madsen, 1998), con miras a tener una idea general acerca de las condiciones
del terreno y la identificación de grupos de microorganismos encargados de la
biodegradación. Por lo que se llevarán a cabo dos tipos de caracterizaciones
de la tierra: una fisicoquímica y otra microbiológica.
4.3.1.1 Caracterización fisicoquímica: Esta caracterización fue realizada por el
laboratorio Agrosoil Lab, laboratorio con certificado de gestión de la calidad de
ICONTEC. El análisis es llevado a cabo bajo la norma técnica Colombiana NTC
5167 “Materiales orgánicos usados como fertilizantes y acondicionadores de
suelos”. Los resultados incluyen: pH (método potenciométrico), carbono total
(método Walkley Black), humedad y retención de humedad (método
gravimétrico). Estos resultados son necesarios para la puesta en marcha de las
pruebas al material, ya que estas indicarán diferentes cantidades de nitrógeno
y agua que deben ser agregadas a la tierra para su acondicionamiento antes
de comenzar la experimentación.
4.3.1.2 Caracterización microbiológica: Esta caracterización fue realizada por Lucía
Lozano6 en el departamento de microbiología de la Universidad de los Andes.
Por medio de pruebas de crecimiento en cultivos en cajas de Petri, se
determina la cantidad de microorganismos amilolíticos (consumidores de
almidón) presentes, lo cual nos dará una idea cual es el potencial de
6 Docente del departamento de microbiología de la Universidad de los Andes.
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17
biodegradación del material. Del mismo modo se establecen las poblaciones de
hongos y de bacterias aerobias mesófilas (aquellas que tienen temperaturas
óptimas de crecimiento entre los 15 y los 45ºC).
4.3.2 Producción de Pellets: Este paso fue llevado a cabo en los laboratorios del
CIPP por Ángela Vargas7. De antemano se necesita eliminar la humedad inicial
del almidón de maíz (alrededor entre 11.5 y 13%), por lo que la materia prima
debe ser secada en el horno por 6 horas a 110ºC. Para este experimento se
van a realizar dos tipos de pellets:
Mezcla 1 (30% G): 68.6% Almidón, 29.4% Glicerina, 2% Masterbatch LLDPE.
Mezcla 2 (35% G): 63.7% Almidón, 34.3% Glicerina, 2% Masterbatch LLDPE.
Se realiza el mezclado de los componentes en la mezcladora Hobart,
agregando primero la glicerina y luego lentamente el almidón a una velocidad
de aspa de 2 (agitador a 285 rpm y aditamento a 125 rpm) durante 10 minutos.
Luego se pasa a una etapa de extrusión, con el fin de obtener espaguetis
extruídos. Para esto se usa la extrusora C.W. Brabender con un tornillo de una
sola etapa, a 20 rpm, con un perfil de temperatura de 120-125-130-135ºC,
realizando 2 pasadas por la extrusora (Merchán, 2007). Luego se pasa a una
etapa de peletización, donde se cortan en forma de pellets. Para determinar su
área superficial se tomaron las dimensiones (altura y diámetro. Ver Anexo 1)
para una muestra aleatoria de 25 pellets. Las dimensiones halladas fueron un
diámetro promedio de 4.016±0.016 mm, altura promedio de 2.904±0.679 mm,
obteniendo un área superficial de 36.48±8.02 mm2/pellet. La muestra aleatoria
fue pesada estimándose un peso promedio de 0.053gr/pellet. Estos pellets
fueron guardados en bolsas selladas Ziploc®, y por fuera una bolsa negra para
evitar su fotodegradación. Para el inicio de la prueba de biodegradación, las
muestras en la turba de germinación tenían un periodo de envejecimiento de 70
días, mientras que para el inicio de la prueba en la tierra del relleno sanitario
tenían un periodo de envejecimiento de 90 días.
4.3.3 Acondicionamiento de la tierra: Este paso requiere los resultados de la
caracterización fisicoquímica, con el fin de tener las condiciones necesarias
7 Ingeniera Química de la Universidad de los Andes.
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18
según la norma ASTM D 5988-03 para los dos tipos de suelos a utilizar. Estas
condiciones son:
o Nivel de pH entre 6 y 8
o Relación Carbono-Nitrógeno en el rango de 10:1 a 20:1
o Contenido de humedad entre el 80% y el 100%
o Tener entre 0.0004 y 0.002 gr. de carbono /gr. de suelo
Los resultados de la caracterización fisicoquímica fueron los siguientes:
Tipo de Tierra Relleno Turba pH 6,5 6,25
% Carbono 4,4 21,37 % Humedad 34 38,4
% Ret. Humedad 34,65 304,9 Tabla 1. Resultados de la caracterización fisicoquímica
Este experimento busca comparar sus resultados con los presentados por Julie
Merchán (2007), por lo que se utilizarán las mismas condiciones de este
experimento previo. Para ello, se utilizarán muestras de 1.25 gr. de pellets de
almidón termoplástico, por lo que se deben conocer las cantidades teóricas de
carbono presentes en las diferentes muestras; para ello, se debe determinar el
porcentaje de carbono en las moléculas presentes:
Molécula C H O Peso Total Peso C %C Glicerina 3 8 3 92 36 0,3913
n-Glucosa 6 10 5 162 72 0,44 Tabla 2. Porcentajes de carbono en las moléculas
Para la mezcla 1: 30% glicerina y 70% almidón (sin Masterbatch)
30% glicerina: 0.375 g.
70% almidón: 0.875 g.
CgCg Teorico 5317.0)44.0875.0()3913.0375.0()( =⋅+⋅=
Para la mezcla 2: 35% glicerina y 65% almidón (sin Masterbatch)
35% glicerina: 0.4375 g.
65% almidón: 0.8125 g.
CgCg Teorico 5286.0)44.08125.0()3913.04375.0()( =⋅+⋅=
Por lo tanto, para tener una relación de 0.002 g. de carbono /g. de suelo como
en el experimento de Julie Merchán, se requieren 248 g. de suelo, este
resultado es aproximado hasta 250 g. Luego se utiliza el fosfato de amonio,
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19
para tener una relación 20:1 de Carbono-Nitrógeno, con respecto al carbono
presente en la muestra, conociendo que el nitrógeno es el 21.2% de la
molécula de fosfato de amonio y que su concentración es de 4.72g/L; los
cálculos para obtener la cantidad a adicionar (25 mL) fueron los siguientes:
mLLHPONHg
L
Ng
HPONHg
Cg
NgCg 2502498.0
))((72.4
1
212.0
))((1
20
15.0
424
424 ≈=
⋅
⋅
⋅
Por último, se requiere llevar el nivel de humedad hasta un 80%; esto no se
hace necesario para la tierra del relleno sanitario, mientras que para la turba los
cálculos fueron los siguientes:
aguagXXadicionaraAgua
Xaguagtierrag
aguagtierrag
Xaguagtierrag
aguagtierrag
if
f
i
104
2001
8.0250
961
384.0250
=−=
==
⋅
==
⋅
4.3.4 Pruebas al material: La norma ASTM D 5988-03 establece una prueba para
medir la cantidad de CO2 producido por los microorganismos en función del
tiempo, con el fin de determinar la biodegradación aeróbica de un plástico en el
suelo. Para la realización del experimento se requiere el uso de desecadores,
que son recipientes cerrados de plástico, con una división en cerámica
agujereada. En el fondo del desecador se coloca la tierra y la muestra a
analizar, luego va la división cerámica, que soporta dos beakers: Uno contiene
una solución de hidróxido de potasio (0.5 M), esta solución reacciona con el
dióxido de carbono producido y después se titula con ácido clorhídrico (0.25 M)
con el fin de determinar la producción de CO2 por la diferencia entre las
concentraciones iniciales y finales de hidróxido de potasio. El otro beaker
contiene agua, cuya función es mantener la humedad del aire encerrado. El
fondo y la tapa del desecador quedan herméticamente cerrados gracias a una
llave colocada en la parte superior de la tapa y a una capa de vaselina
industrial que es aplicada en los bordes de la tapa y el fondo. Aparte de los
recipientes para las muestras existen 2 tipos de controles dentro de la prueba:
un control blanco, el cual no posee ninguna clase de muestra a degradar (solo
el suelo y los beakers), sirve para mostrar la evolución del dióxido de carbono
IQ-2007-II-05
20
sin ningún tipo de aditivo y por ende la cantidad de dióxido generado por los
microorganismos presentes en la tierra. El otro control es uno de tipo positivo,
donde se coloca un material de referencia fácil de degradar, en este caso se
usa el almidón nativo, para evidenciar el potencial de biodegradación de la
tierra. Para la realización del experimento se deben tener de 2 a 3 réplicas por
cada tipo de muestra (pellets, blanco y positivo) necesarias para realizar el
trabajo estadístico para la prueba. Las lecturas fueron tomadas cada tres o
cuatro días según la disponibilidad del laboratorio. Del mismo modo se debían
pesar los desecadores comparándolo con su peso al iniciar el experimento, la
diferencia entre estos pesos debía ser agregada en forma de agua a la tierra.
Generalmente esta compensación era de 2 gramos de agua cada semana.
Figura 7. Montaje del desecador para la prueba de biodegradación
Turba de germinación Suelo relleno sanitario Doña Juana
Muestra # réplicas Muestra # réplicas 30% G 3 30% G 2 35% G 3 35% G 2 Positivo 1 Positivo 1 Blanco 2 Blanco 2
Tabla 3. Número de réplicas para cada tipo de muestra.
4.3.5 Cálculos: Para determinar la cantidad de dióxido de carbono producido por la
acción de los microorganismos y la biodegradación del material, se requieren
los siguientes cálculos, luego hallar el promedio de cada uno de los controles
(muestra, blanco y positivo) y hallar su respectiva desviación estándar.
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21
4.3.5.1 Cantidad neta de dióxido de carbono producido:
TBN XXX −=
Donde BX : Promedio de mL de HCl para titular el control blanco.
TX : Promedio de mL de HCl para titular el control de la muestra
o del control positivo.
NX : mL de HCl calculados para titular el CO2 generado
únicamente por la muestra o el positivo.
Teniendo en cuenta que la reacciones que ocurren durante la prueba de
biodegradabilidad y la titulación son las siguientes:
OHKClHClKOH
OHCOKCOKOH
2
23222
+→++→+
Se concluye que para cumplir la relación estequiométrica:
1 mol de CO2 = 2 moles de HCl
4.3.5.2 Cantidad de CO2 generado por el material:
⋅
⋅⋅⋅=
mL
L
HClmol
COmolMwXCCOg N
1000
1
2
1 22
Donde C: Concentración del HCl, 0.25M
Mw: Peso molecular del CO2, 44 g/mol
4.3.5.3 Cantidad de CO2 teórico:
12
44)()( 2
⋅= Teorico
Teorico
CgCOg
Siendo 44g/mol el peso molecular del CO2 y 12 g/mol el peso molecular del
carbono.
4.3.5.4 Porcentaje de dióxido de carbono producido:
%100)(
%2
22 ×=
TeoricoCOg
COgCO
Este valor corresponde al porcentaje de cada medición y por cada prueba que
se realiza debe ser sumado, con el fin de tener el valor del total del CO2
producido y por ende de la biodegradación del material.
4.3.5.5 Desviación estándar del porcentaje de biodegradación:
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22
TeoricoB
B
T
Te Cgn
S
n
SS
)(
122
×
+
=
Donde ST: Desviación estándar de la muestra o del control positivo.
nT: Número de réplicas de la muestra o del control positivo.
SB: Desviación estándar del control blanco.
nB: Número de réplicas del control blanco.
4.3.5.6 Intervalo de confianza del 95%:
)(% 2%95 eStCOIC ⋅±=
Donde t: Valor de la distribución t para el 95% de probabilidad para
(nT+nB-2) grados de libertad.
4.3.6 Desmonte de las pruebas: Para terminar con la experimentación, al alcanzar un
100% de biodegradabilidad, se culminará la prueba buscando partes o
fragmentos del material utilizado dentro de la tierra contenida en los
desecadores, para tener evidencia física de la biodegradación y realizando un
registro fotográfico del material hallado, comparándolo con la cantidad inicial.
5. Resultados y Análisis
Los resultados de las pruebas microbiológicas se presentan en la tabla 4. Por tratarse
de un suelo que está en contacto permanente con material en descomposición, la
tierra del relleno sanitario de Doña Juana presenta una mayor cantidad de bacterias
aerobias mesófilas (44:1 comparado con la turba) y de microorganismos amilolíticos
(30:1 comparado con la turba), por lo que intuitivamente la tierra de Doña Juana posee
un mayor potencial de biodegradación comparado con la turba. La aparente ausencia
de poblaciones de hongos en la turba es producto de las fumigaciones previas al
cultivo de flores (Lucía Lozano, comunicación personal, Noviembre de 2007).
Relleno Turba
Bacterias aerobias mesófilas 5,28E+07 1,20E+06
Hongos 1,68E+05 < 1000
Microorganismos Amilolíticos 3,00E+05 1,00E+04 Tabla 4. Resultados de la caracterización microbiológica
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23
Como se expresó anteriormente, Los resultados de la experimentación fueron
contrastados con los presentados por Julie Merchán, las diferencias entre los
experimentos son mostradas en la tabla 4.
Julie Merchán Presente Trabajo
Muestra A 29.4% Glicerina 29.4% Glicerina 29.4% Glicerina
Muestra B 39.2% Glicerina 34.3% Glicerina 34.3% Glicerina
Tipo de tierra Relleno Relleno Turba
Peso de la tierra (gr.) 250 250 250
Tipo de muestra Lámina extruida Pellets Pellets
Peso de la muestra (gr.) 1,25 1,25 1,25 Área superficial de la
muestra (mm2) 4000 860 860
Envejecimiento (Días) 0 90 70 Tabla 5. Comparación entre experimentos.
Los resultados de las pruebas de biodegradación se presentan en las figuras 8 y 9,
mientras que todos los cálculos realizados se hallan en el anexo 2. Se ha alcanzado
una biodegradación completa para la muestra A (30% Glicerina y 70% Almidón, sin
contar el masterbatch) y del positivo para la turba de germinación en 80 días. Si se
compara con los resultados presentados por Merchán (figura 10) se encuentran dos
grandes diferencias: El tiempo en que se lleva a cabo la biodegradación completa (21
días) y el tipo de muestra que se degrada más rápidamente (40% Glicerina). Para
hallar la razón de esta discrepancia hay que tener en cuenta las principales diferencias
entre los experimentos. A pesar de tener muestras con el mismo peso, la muestra de
lámina extruida de Merchán posee un 4.65 veces más área superficial que los pellets.
En el trabajo presentado por La Violette, et al. (1999) acerca de la cinética de la
degradación, se establece como una de las principales suposiciones la existencia de
un número finito de “trampas” aleatoriamente distribuidas donde se puede llevar a
cabo la degradación del material, por lo que una mayor área superficial puede llevar a
incrementar las posibilidades de un ataque microbiológico al tener un mayor número
de “trampas”, estableciendo el área de contacto como un factor importante en la
biodegradación.
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24
Figura 8. Resultados para la turba de germinación
Figura 9. Resultados para la tierra del relleno sanitario de Doña Juana
Conociendo que las muestras tenían el mismo peso, el único punto de comparación
entre los dos experimentos es la evolución de la muestra positiva la cual debe tener la
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25
misma área superficial. En el tiempo final de Merchán (21 días) el valor aproximado del
positivo es de 32%, mientras que en el experimento actual para este mismo tiempo es
de 28%. A pesar de tener una diferencia de un 4%, estos resultados son semejantes,
debido a los múltiples factores que no son manipulables en la experimentación (pH,
humedad, etc.); lo que refuerza la hipótesis del área superficial y le da validez
experimental a los resultados presentados.
Figura 10. Resultados de Julie Merchán para la tierra del relleno sanitario de Doña Juana
Sin embargo, esto no explica que la formulación con mayor biodegradabilidad en el
experimento de Merchán fuera la de una mayor cantidad de plastificante (40%
Glicerina) contrario a los resultados de esta prueba donde la mayor biodegradación se
ha presentado en la muestra de menor plastificante (30% Glicerina). Para comprender
estas diferencias es importante conocer la evolución morfológica del almidón
termoplástico a través del tiempo. En el experimento de Merchán se mostró una mayor
biodegradación para la muestra B (40% Glicerina, sin envejecer), ya que esta mayor
cantidad de plastificante conlleva a una mayor formación de estructuras tipo Gel-ball;
lo que hace mucho más fácil su rompimiento e ingestión por parte de los
microorganismos amilolíticos presentes. Al compararse con este experimento, el
resultado es contrario, ya que para el almidón termoplástico envejecido, la
biodegradación es mayor en la muestra con menor cantidad de plastificante (30%
Glicerina). Como existe una menor cantidad de glicerina, durante la plastificación no se
alcanzan a formar tantas unidades Gel-ball, por lo que en su cristalización no existe la
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26
formación de nuevos entrecruzamientos cristalinos, haciendo que la matriz conserve
su parte amorfa. En cambio la formulación 35% Glicerina genera un mayor
desdoblamiento de la amilopectina en su plastificación, pero con el envejecimiento de
una mayor cantidad de estructuras Gel-ball, conlleva a la formación de una retícula
mucho más cristalina y con menor potencial de biodegradación.
Otro factor importante que evidencia la forma en que el envejecimiento y la capacidad
de retención de humedad afectan la velocidad de biodegradación se observó al
analizar los tiempos de inicio de los experimentos. La prueba de la turba de
germinación fue iniciada 20 días antes y su degradación fue más rápida que la del
relleno sanitario. Sin embargo, luego de las pruebas microbiológicas se pensó
intuitivamente que la tierra del relleno sanitario tendría un mayor potencial de
degradación debido a su mayor población de microorganismos amilolíticos. Los 20
días de más para el envejecimiento de los pellets para la prueba del relleno sanitario
lograron formar una retícula mucho mas dura debido a la cristalización del material,
disminuyendo su velocidad de biodegradación. Esto lleva a plantear la hipótesis que
tener una mayor cantidad de microorganismos amilolíticos no es prueba suficiente
para esperar un mayor potencial de biodegradación.
Figura 11. Superposición de los controles positivos
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27
Otra prueba de este fenómeno es producto de analizar la velocidad de degradación
para el control positivo. Al superponer los dos controles positivos (figura 11) se puede
ver que no existe una velocidad mayor desde el comienzo, entrecruzándose en 3
oportunidades los controles positivos para los dos tipos de suelos. A pesar que la tierra
de Doña Juana posee altas poblaciones de microorganismos, su movilidad y acción
enzimática se ven restringidas en el momento de degradar el material, teniendo
velocidades de degradación similares a las presentadas en la turba; por lo que las
diferencias observadas entre las dos velocidades de degradación del control positivo
pueden ser producto de diferentes factores como la humedad, los inhibidores o la falta
de sitios activos para realizar la actividad enzimática.
Al superponer los resultados para cada una de las formulaciones (figura 12 y 13) se
observa un comportamiento parecido: al comienzo de la prueba la velocidad de
degradación es similar y a medida que pasa el tiempo, se presenta una mayor
biodegradación en la turba; mostrando que al inicio del experimento, los
microorganismos atacan la parte amorfa del material y poseen una capacidad
semejante para la degradación del material, para luego disminuir su actividad en la
muestra más envejecida, debido a que poseen una menor cantidad de zonas amorfas.
La diferencia de los tiempos finales de degradación también son similares: Mientras
para la muestra 30% G es de 44 días (82 días para la turba y 126 días para el relleno),
Figura 12. Superposición para la formulación 30% G
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28
para la muestra 35% G es de 42 días (104 días para la turba y 146 para el relleno),
mostrando que la recristalización del material es constante a pesar de la mayor
velocidad de degradación de la muestra 30% G.
Por último, el desmonte de las pruebas permitió observar la evidencia física de la
biodegradación, donde sólo se encontraron pequeños fragmentos del polímero, con
textura de astillas secas (comprobando el ataque primario a los enlaces hidrolizables)
y con evidentes reducciones en los pesos utilizados como se muestra en la tabla 6 y
en las figuras 14, 15, 16 y 17.
Suelo Muestra Día final Peso inicial (gr.) Peso final (gr.) % Pérdida de peso
Turba 30% G 82 3,75 0,07 98,1
Turba 35% G 104 3,75 0,04 98,9
Relleno 30% G 126 2,5 0,01 99,6
Relleno 35% G 146 2,5 0,01 99,6 Tabla 6. Resultados finales
Figura 13. Superposición para la formulación 35% G
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29
Figura 14. Registro fotográfico para la prueba en la turba de germinación, Muestra 30% G
Figura 15. Registro fotográfico para la prueba en la turba de germinación, Muestra 35% G
Figura 16. Registro fotográfico para la prueba en el suelo del relleno, Muestra 30% G
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30
Figura 17. Registro fotográfico para la prueba en el suelo del relleno, Muestra 35% G
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31
6. Conclusiones
• Se consiguió demostrar la biodegradabilidad del almidón termoplástico,
logrando conciliar las diferencias con otros experimentos y comprendiendo
los factores que afectan el mecanismo de biodegradación.
• Una mayor área superficial permite una mayor cantidad de sitios activos o
“trampas” para realizar la degradación.
• Un mayor contenido de glicerina permite un mejor desdoblamiento de la
molécula de almidón, permitiendo una mayor cantidad de zonas amorfas.
• La biodegradación es mayor en las zonas amorfas que en las cristalinas, ya
que las enzimas “encajan” más fácilmente en este tipo de morfología y son
las primeras zonas en ser degradadas.
• El envejecimiento hace que el material se recristalice y que su
biodegradación sea más difícil.
• Tener una mayor cantidad de microorganismos amilolíticos no es prueba
suficiente para esperar una mayor biodegradación.
• El desmonte de las pruebas ayudó a comprobar la degradación del
material, al encontrar pocas evidencias físicas del almidón termoplástico en
los diferentes suelos utilizados.
7. Trabajo futuro
• Proseguir la investigación entorno a mejorar las formulaciones y
condiciones de procesamiento del almidón termoplástico.
• Utilizar la prueba de biodegradación, como una forma de entender el
envejecimiento del material, realizando trabajos comparativos de diferentes
formulaciones.
• Entender de qué manera puede ser útil la recristalización del material, para
que pueda tener una mayor durabilidad.
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32
8. Referencias
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34
Anexo 1. Resultados de las pruebas fisicoquímicas
a. Turba de germinación
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35
b. Suelo de la zona VII del relleno sanitario de Doña Juana
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36
Anexo 2. Detalle de los cálculos realizados (Hoja Electrónica Excel)
a. Turba de germinación
Fecha 13-Nov 16-Nov 20-Nov 26-Nov 29-Nov 03-Dic 06-Dic 10-Dic 13-Dic 17-Dic 14-Ene 17-Ene 21-Ene 24-Ene 30-Ene 08-Feb 14-Feb 21-Feb
Horas 96 168 264 396 468 564 636 732 804 900 1572 1644 1740 1812 1956 2172 2316 2484
30% Glicerina M 1 27,8 21,2 29,1 20,7 28,2 24,7 22,8 29,7 24,6 26,2 14,8 24,9 27,4 33,9 31 31,5 29,5 29,5
M 2 28,4 21,1 28,7 20,6 27,2 24,6 28,8 25,8 25,4 30,2 13,2 30,8 31 33,8 31,2 31,5 29,5 29,5
M 3 28,2 21,7 28,7 19,8 19 23,6 29,2 31,9 22,7 32 16,9 31,7 29,2 33,5 30 31,5 29,5 29,5
Prom 28,133 21,333 28,833 20,367 24,800 24,300 26,933 29,133 24,233 29,467 14,967 29,133 29,200 33,733 30,733 31,500 29,500 29,500
Xn 3,900 18,000 6,067 6,333 10,600 3,250 4,367 2,567 7,317 0,033 26,933 10,417 6,900 1,467 0,367 0,000 0,000 0,000
gr CO2 0,021 0,099 0,033 0,035 0,058 0,018 0,024 0,014 0,040 0,000 0,593 0,057 0,038 0,008 0,002 0,000 0,000 0,000
gr CO2 Teorico 1,467 1,445 1,346 1,313 1,278 1,220 1,202 1,178 1,164 1,123 1,123 0,531 0,473 0,436 0,427 0,425 0,425 0,425
% Biodegr 1,463 6,850 2,479 2,653 4,562 1,466 1,998 1,199 3,458 0,016 52,750 10,794 8,015 1,852 0,472 0,000 0,000 0,000
TOTAL 1,463 8,313 10,791 13,444 18,006 19,472 21,470 22,669 26,127 26,143 78,893 89,688 97,703 99,555 100,027 100,027 100,027 100,027
Desv Est 0,306 0,321 0,231 0,493 5,048 0,608 3,585 3,089 1,387 2,969 1,856 3,694 1,800 0,208 0,643 0,000 0,000 0,000
ErrEst 0,057 0,059 0,049 0,080 0,729 0,095 0,519 0,447 0,203 0,430 0,270 0,534 0,262 0,047 0,100 0,036 0,036 0,036
LimConf 0,122 0,126 0,105 0,170 1,555 0,203 1,106 0,954 0,434 0,917 0,576 1,139 0,559 0,101 0,212 0,077 0,077 0,077
35% Glicerina M 1 27,4 29,4 23,8 23,2 28,1 21,6 24,8 24,6 27,8 25 20,9 33,6 31,3 24,7 26,8 25,2 27 26
M 2 27,8 30,1 24,7 23,5 29,6 28,9 25,5 21,5 27,7 23,1 18,2 32,8 32 29 27,5 26,5 27,1 26,5
M 3 26,8 29,2 24,9 15,8 22,9 24,8 29,7 24,8 27 29 21,6 31,6 33,3 30,4 27,4 26,2 26,8 27,5
Prom 27,333 29,567 24,467 20,833 26,867 25,100 26,667 23,633 27,500 25,700 20,233 32,667 32,200 28,033 27,233 25,967 26,967 26,667
Xn 4,700 9,767 10,433 5,867 8,533 2,450 4,633 8,067 4,050 3,800 21,667 6,883 3,900 7,167 3,867 5,533 2,533 2,833
gr CO2 0,026 0,054 0,057 0,032 0,047 0,013 0,025 0,044 0,022 0,021 0,477 0,038 0,021 0,039 0,021 0,030 0,014 0,016
gr CO2 Teorico 1,467 1,441 1,387 1,330 1,297 1,251 1,237 1,212 1,167 1,145 1,124 0,647 0,609 0,588 0,549 0,527 0,497 0,483
% Biodegr 1,763 3,728 4,137 2,427 3,617 1,078 2,060 3,662 1,908 1,825 42,407 5,848 3,519 6,703 3,876 5,771 2,804 3,226
TOTAL 1,763 5,491 9,628 12,054 15,672 16,749 18,809 22,471 24,380 26,205 68,612 74,461 77,980 84,683 88,559 94,330 97,134 100,361
Desv Est 0,503 0,473 0,586 4,362 3,516 3,659 2,650 1,850 0,436 3,012 1,795 1,007 1,015 2,970 0,379 0,681 0,153 0,764
ErrEst 0,081 0,077 0,092 0,631 0,509 0,529 0,384 0,270 0,073 0,436 0,262 0,150 0,151 0,430 0,066 0,105 0,042 0,116
LimConf 0,173 0,165 0,196 1,344 1,085 1,129 0,819 0,575 0,155 0,930 0,558 0,319 0,322 0,917 0,140 0,223 0,091 0,247
Positivo M 1 26,1 14,9 23,8 20,4 30,5 24,4 26,5 27,2 29 28,5 16,5 30,7 31,3 32,5 30,2 31,5 29,5 29,5
M 2 24,5 14,3 23,5 24,1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
M 3 23,9 15,1 23,9 18,6 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Prom 24,833 14,767 23,733 21,033 30,500 24,400 26,500 27,200 29,000 28,500 16,500 30,700 31,300 32,500 30,200 31,500 29,500 29,500
Xn 7,200 24,567 11,167 5,667 4,900 3,150 4,800 4,500 2,550 1,000 25,400 8,850 4,800 2,700 0,900 0,000 0,000 0,000
gr CO2 0,040 0,135 0,061 0,031 0,027 0,017 0,026 0,025 0,014 0,006 0,559 0,049 0,026 0,015 0,005 0,000 0,000 0,000
gr CO2 Teorico 1,467 1,427 1,292 1,231 1,199 1,172 1,155 1,129 1,104 1,090 1,084 0,526 0,477 0,451 0,436 0,431 0,431 0,431
% Biodegr 2,700 9,468 4,754 2,533 2,247 1,478 2,286 2,193 1,270 0,505 51,530 9,261 5,535 3,296 1,136 0,000 0,000 0,000
TOTAL 2,700 12,168 16,922 19,455 21,702 23,179 25,465 27,658 28,928 29,433 80,963 90,223 95,759 99,055 100,191 100,191 100,191 100,191
Desv Est 1,137 0,416 0,208 2,804 17,609 14,087 15,300 15,704 16,743 16,454 9,526 17,725 18,071 18,764 17,436 18,187 17,032 17,032
ErrEst 0,168 0,070 0,047 0,406 2,542 2,034 2,209 2,267 2,417 2,375 1,375 2,559 2,609 2,709 2,517 2,625 2,459 2,459
LimConf 0,358 0,150 0,101 0,866 5,419 4,336 4,709 4,833 5,153 5,064 2,933 5,455 5,562 5,775 5,366 5,597 5,242 5,242
Blanco M 1 32,3 39,5 35,1 25,3 36,3 27,2 32,2 31,4 30,7 32,8 42,6 39,6 36,7 36 31 31,8 29,2 29,2
M 2 31,8 39,1 35 25,6 34,5 27,9 30,4 32 32,4 26,2 41,2 39,5 35,5 34,4 31,2 31,2 29,8 29,8
M 3 32 39,4 34,6 29,2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Prom 32,033 39,333 34,900 26,700 35,400 27,550 31,300 31,700 31,550 29,500 41,900 39,550 36,100 35,200 31,100 31,500 29,500 29,500
Desv Est 0,252 0,208 0,265 2,170 1,273 0,495 1,273 0,424 1,202 4,667 0,990 0,071 0,849 1,131 0,141 0,424 0,424 0,424
IQ-2007-II-05
37
b. Suelo de la zona VII del relleno sanitario de Doña Juana
Fecha 03-Dic 06-Dic 10-Dic 13-Dic 17-Dic 14-Ene 17-Ene 21-Ene 24-Ene 30-Ene 31-Ene 08-Feb 14-Feb 21-Feb 28-Feb 06-Mar 13-Mar 25-Mar 02-Abr 09-Abr 15-Abr
Horas 120 192 288 360 456 1128 1200 1296 1368 1512 1728 1920 2064 2232 2400 2568 2736 3024 3192 3360 3504
30% Glicerina
M1 12,5 10,4 10,8 18 11,9 1,1 20,4 18,1 20 14,7 5,8 2,9 6,4 9 8,8 16,5 22,4 28,2 29,85 25 27,75
M2 12,6 11,9 11,7 13,7 19,7 1 21,5 19 19,6 13,3 7,6 3,8 6,9 7,7 11,7 18,9 23,8 27,8 29,85 25 27,75
Prom 12,550 11,150 11,250 15,850 15,800 1,050 20,950 18,550 19,800 14,000 6,700 3,350 6,650 8,350 10,250 17,700 23,100 28,000 29,850 25,000 27,750
Xn 7,350 12,900 10,550 8,350 6,050 7,000 6,750 6,450 8,300 7,500 9,950 11,250 11,950 10,750 11,350 6,000 7,150 1,700 0,000 0,000 0,000
gr CO2 0,040 0,071 0,058 0,046 0,033 0,154 0,037 0,035 0,046 0,041 0,055 0,062 0,066 0,059 0,062 0,033 0,039 0,009 0,000 0,000 0,000
gr CO2 Teorico 1,467 1,426 1,355 1,297 1,251 1,218 1,064 1,027 0,991 0,946 0,905 0,850 0,788 0,722 0,663 0,601 0,568 0,528 0,519 0,519 0,519
% Biodegr 2,756 4,975 4,281 3,540 2,659 12,643 3,489 3,454 4,604 4,361 6,050 7,281 8,341 8,186 9,414 5,494 6,927 1,770 0,000 0,000 0,000
TOTAL 2,756 7,731 12,012 15,552 18,212 30,854 34,343 37,798 42,402 46,764 52,813 60,094 68,435 76,622 86,035 91,529 98,456 100,226 100,226 100,226 100,226
Desv Est 0,071 1,061 0,636 3,041 5,515 0,071 0,778 0,636 0,283 0,990 1,273 0,636 0,354 0,919 2,051 1,697 0,990 0,283 0,000 0,000 0,000
ErrEst 0,123 0,196 0,153 0,456 0,805 0,123 0,166 0,153 0,129 0,188 0,221 0,153 0,133 0,181 0,320 0,274 0,188 0,129 0,122 0,122 0,122
LimConf 0,262 0,418 0,326 0,971 1,717 0,262 0,354 0,326 0,275 0,401 0,471 0,326 0,283 0,385 0,683 0,584 0,401 0,275 0,261 0,261 0,261
35% Glicerina
M1 14,6 12 13,1 18,3 17,3 0,7 20,6 22,5 19,4 14,2 8,5 5,6 8,6 9,4 11,2 18,8 22,1 20,5 23,5 22,4 25,1
M2 13,8 16,6 11,8 16 19,5 1 22,4 22,1 23,2 12,8 9,1 5,6 8,4 9,7 10,4 19,4 19,9 20,1 22,4 19,2 25,7
Prom 14,200 14,300 12,450 17,150 18,400 0,850 21,500 22,300 21,300 13,500 8,800 5,600 8,500 9,550 10,800 19,100 21,000 20,300 22,950 20,800 25,400
Xn 5,700 9,750 9,350 7,050 3,450 7,200 6,200 2,700 6,800 8,000 7,850 9,000 10,100 9,550 10,800 4,600 9,250 9,400 6,900 4,200 2,350
gr CO2 0,031 0,054 0,051 0,039 0,019 0,158 0,034 0,015 0,037 0,044 0,043 0,050 0,056 0,053 0,059 0,025 0,051 0,052 0,038 0,023 0,013
gr CO2 Teorico 1,467 1,435 1,382 1,330 1,291 1,273 1,114 1,080 1,065 1,028 0,984 0,941 0,891 0,836 0,783 0,724 0,698 0,647 0,596 0,558 0,535
% Biodegr 2,138 3,736 3,722 2,915 1,469 12,448 3,061 1,375 3,511 4,281 4,389 5,263 6,234 6,286 7,586 3,496 7,285 7,985 6,370 4,141 2,417
TOTAL 2,138 5,874 9,595 12,510 13,980 26,427 29,488 30,863 34,374 38,655 43,044 48,307 54,541 60,827 68,413 71,909 79,195 87,180 93,550 97,692 100,109
Desv Est 0,566 3,253 0,919 1,626 1,556 0,212 1,273 0,283 2,687 0,990 0,424 0,000 0,141 0,212 0,566 0,424 1,556 0,283 0,778 2,263 0,424
ErrEst 0,147 0,485 0,181 0,265 0,256 0,126 0,221 0,129 0,407 0,188 0,137 0,122 0,124 0,126 0,147 0,137 0,256 0,129 0,166 0,349 0,137
LimConf 0,314 1,034 0,385 0,564 0,545 0,269 0,471 0,275 0,867 0,401 0,292 0,261 0,265 0,269 0,314 0,292 0,545 0,275 0,354 0,744 0,292
Positivo
M1 7,7 7,9 4,1 15,1 13,2 0,5 18,2 15,2 14,9 8,5 2,1 2,5 11,5 19,1 21,6 23,7 30,25 29,7 29,85 25 27,75
Prom 7,700 7,900 4,100 15,100 13,200 0,500 18,200 15,200 14,900 8,500 2,100 2,500 11,500 19,100 21,600 23,700 30,250 29,700 29,850 25,000 27,750
Xn 12,200 16,150 17,700 9,100 8,650 7,550 9,500 9,800 13,200 13,000 14,550 12,100 7,100 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000
gr CO2 0,067 0,089 0,097 0,050 0,048 0,166 0,052 0,054 0,073 0,072 0,080 0,067 0,039 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000
gr CO2 Teorico 1,467 1,400 1,311 1,213 1,163 1,116 0,950 0,897 0,844 0,771 0,699 0,619 0,553 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514
% Biodegr 4,575 6,347 7,427 4,125 4,090 14,887 5,502 6,006 8,607 9,275 11,442 10,744 7,064 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000
TOTAL 4,575 10,922 18,349 22,474 26,563 41,450 46,952 52,958 61,565 70,839 82,281 93,025 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089
Desv Est 7,700 7,900 4,100 15,100 13,200 0,500 18,200 15,200 14,900 8,500 2,100 2,500 11,500 19,100 21,600 23,700 30,250 29,700 29,850 25,000 27,750
ErrEst 1,931 1,978 1,028 3,782 3,317 0,168 4,552 3,800 3,752 2,150 0,526 0,693 2,877 4,776 5,404 5,925 7,563 7,426 7,463 6,250 6,942
LimConf 4,117 4,218 2,191 8,063 7,072 0,359 9,704 8,102 7,999 4,583 1,122 1,478 6,133 10,182 11,521 12,633 16,123 15,832 15,911 13,325 14,801
Blanco
M1 20,5 23,6 21,5 23,3 23,2 7,6 28,2 25,1 29,9 20,2 16,5 13,4 18,2 19,4 22,4 24 30,2 30,2 30,2 25,2 28,8
M2 19,3 24,5 22,1 25,1 20,5 8,5 27,2 24,9 26,3 22,8 16,8 15,8 19 18,8 20,8 23,4 30,3 29,2 29,5 24,8 26,7
Prom 19,900 24,050 21,800 24,200 21,850 8,050 27,700 25,000 28,100 21,500 16,650 14,600 18,600 19,100 21,600 23,700 30,250 29,700 29,850 25,000 27,750
Desv Est 0,849 0,636 0,424 1,273 1,909 0,636 0,707 0,141 2,546 1,838 0,212 1,697 0,566 0,424 1,131 0,424 0,071 0,707 0,495 0,283 1,485
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