aislamiento y cultivo de tres especies de microalgas

UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS

ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE PESQUERIA

AISLAMIENTO Y CULTIVO DE TRES ESPECIES DE

MICROALGAS CHLOROPHYTA CON POTENCIAL PARA LA

ALIMENTACION DE PECES AMAZONICOS

AUTORA: Br. MIRIAN BELEN LOPEZ ESPINOZA

ASESORA: Dra. ALINA MABEL ZAFRA TRELLES

COASESOR: Blgo Pesq. ROGER BÁZAN ALVITEZ

TRUJILLO - PERÚ

2015

INFORME DE TESIS

PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL

DE BIÓLOGO PESQUERO

Biblioteca Digital - Direccion de Sistemas de Informática y Comunicación - Universidad Nacional de Trujillo

Esta obra ha sido publicada bajo la licencia Creative Commons Reconocimiento-No comercial-Compartir bajo la misma licencia 2.5 Perú. Para ver una copia de dicha licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by-ns-sa/2.5/pe/ . No olvide citar esta tesis.

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DEDICATORIA

A Dios aunque mis manos y mis

ojos no puedan tocarte ni verte

pero sé que existes y nunca me has

abandonado.

A mis dos pilares, mi motivación

Santiago y Belén porque todo lo

que soy es gracias a ellos, por estar

en cada paso que doy y alentarme

con sabios consejos y por todo su

amor brindado.

A mis hermanas Luz y Liceth que

me hacen porras en mi travesía por

la vida y enseñarme que crecer

juntas es estar en lo bueno y lo

malo.



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AGRADECIMIENTO

A la Dra. Alina Zafra Trelles que me brindó su asesoramiento y por estar pendiente de

cada paso que daba y a mis profesores de la Escuela Académica Profesional de Pesquería

por todos los conocimientos brindados durante mi formación y en especial a los

profesores: Geiner Bopp Vidal y Moisés Díaz Barboza.

Al Instituto de Investigación de la Amazonía Peruana (IIAP) sede Ucayali por haberme

brindado la oportunidad de poder realizar mi investigación en dicha institución y por

consiguiente al Blgo. Pesquero Roger Bazán Alvitez y Blgo. Acuicultor Humberto

Arbildo Ortiz, por su apoyo durante todo el proceso de la investigación.

A mi familia por esas llamadas y atenciones conmigo para que a pesar de la distancia

siguiera adelante. Asimismo a mis especiales amigos que me demostraron estar siempre

apoyándome: Enrique, Hugo, Irvin, Jampier, Jakeline y William.

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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO

Dr. ORLANDO GONZÁLES NIEVES

RECTOR

Dr. RUBÉN VERA VÉLIZ

VICE-RECTOR ACADEMICO

Dra. WEYDER PORTOCARRERO CÁRDENAS

VICERRECTOR DE INVESTIGACION

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AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS

Dr. JOSÉ MOSTACERO LEÓN

DECANO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLOGICAS

Dra. ALINA MABEL ZAFRA TRELLES

DIRECTORA DEL DEPARTAMENTO DE PESQUERIA

Ms. C. LUIS ANGELO LUJÁN BULNES

DIRECTOR DE LA ESCUELA ACADÉMICO DE PESQUERIA

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DEL ASESOR

La que suscribe Dra. Alina Mabel Zafra Trelles asesora de la Tesis, certifica que ha sido

desarrollada en conformidad con los objetivos planteados, la cual ha sido revisada y acoge

las observaciones y sugerencias alcanzadas.

Por lo tanto autorizo a la Br. MIRIAN BELEN LOPEZ ESPINOZA continuar con el

trámite correspondiente.

Trujillo, setiembre 2015

……………………………………..

Dra. Alina Mabel Zafra Trelles

ASESORA

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PRESENTACIÓN

Señores miembros del jurado:

En cumplimiento con las disposiciones de la Facultad de Ciencias Biológicas de la

Universidad Nacional De Trujillo someto a vuestra consideración para que se evalué el

informe de tesis: Aislamiento y cultivo de tres especies de microalgas Chlorophyta

con potencial para la alimentación de peces amazónicos, siendo uno de los requisitos

para optar el título de Biólogo Pesquero.

Trujillo, setiembre 2015

…………………………………………..

Br. MIRIAN BELEN LOPEZ ESPINOZA

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MIENBROS DEL JURADO

………………………………………………….

Dr. MOISES EFRAÍN DIAZ BARBOZA

PRESIDENTE

…………………………………………….

MS. C. LUIS ANGELO LUJÁN BULNES

SECRETARIO

…………………………………………….

Dra. ALINA MABEL ZAFRA TRELLES

VOCAL

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RESUMEN

El objetivo de la investigación fue aislar y cultivar tres especies de Chlorophyta con

potencial para la alimentación de peces amazónicos, para ello se colectó agua con una red

de fitoplancton de 25µ de los estanques del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali, para

la identificación de microalgas presentes en la zona. Se realizó una valoración de estas

microalgas posibles y se procedió al aislamiento utilizando el método combinado

(diluciones sucesivas y sembrado en agar), el cultivo se realizó en un periodo de 10 días

con cuatro dosis (Control; 0,5; 1; 1.5 ml/l) de medio nutritivo HM. Se reportaron 64

especies de microalgas, Por haber obtenido el mayor puntaje de valoración, se aislaron

Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. para el aislamiento, este proceso

se realizó en 22 días para Chlorella sp., mientras que Scenedesmus acutus y Nannochloris

en 25 y 27 días respectivamente. Se cultivaron estas tres Chlorophyta con el medio

nutritivo HM con una densidad celular máxima en Chlorella sp. de 85000 cél/ml con

1,5ml/l, Scenedesmus acutus 33750 cél/ml con 0,5 ml/l y Nannochloris sp. 34000 cél/m

con 1,5 ml/l.

----------------------------------------------------------------------------------------------------------

Palabras claves: aislamiento, Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp.,

cultivo, Densidad celular.

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ABSTRACT

The aim of the research was to isolate and grow three species of Chlorophyta with

potential for Amazonian fish feed for this water was collected with a network of

phytoplankton ponds 25μ IC Dale E. Bandy IIAP - Ucayali, to identify microalgae present

in the area. an assessment of these possible microalgae was performed and isolation

proceeded using the combined method (successive dilutions and seeded agar), culturing

was performed in a 10 day period with four doses (control, 0.5, 1, 1.5 ml/l ) of nutrient

medium HM. 64 species of microalgae were reported for having obtained the highest

score of valuation, were isolated Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. for

isolation, this process was conducted in 22 days, Chlorella sp., Scenedesmus acutus while

Nannochloris and in 25 and 27 days respectively. these three Chlorophyta were cultured

in nutrient medium HM with maximum cell density in Chlorella sp. 85,000 cells/ml to

1.5 ml/l, Scenedesmus acutus 33,750 cells/ml to 0.5 ml/l Nannochloris sp. 34000 cells/ml

with 1.5 ml/l.

------------------------------------------------------------------------------------------------------ -------------------------

Keywords: insulation, Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp., culture, cell

density.

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ÍNDICE

Pág.

CARATULA………………………………………………………………………......i

CONTRACARATULA……………………………………………………………….ii

DEDICATORIA………………………………………………………………………iii

AGRADECIMIENTO………………………………………………………………...iv

AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD…………………………………………..v

AUTORIDADES DE LA FACULTAD………………………………………………vi

DEL ASESOR………………………………………………………………………...vii

PRESENTACIÓN…………………………………………………………………….viii

MIENBROS DEL JURADO………………………………………………………….ix

RESUMEN…………………………………………………………………………….x

ABSTRACT…………………………………………………………………………..xi

INTRODUCCIÓN……………………………………………………………….…….1

MATERIAL Y MÉTODOS………………………………………………………........6

RESULTADOS………………………………………………………………………..24

DISCUSIÓN…………………………………………………………………………..53

CONCLUSIONES……………………………………………………………….……58

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS………………………………………………..59



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INTRODUCCIÓN

Las comunidades de fitoplancton constituyen uno de los eslabones más importantes en

las redes tróficas de los ecosistemas acuáticos tanto continentales como marinos, ya que

son la base de la mayor parte de las cadenas alimentarias acuáticas (González, 2010).

Estos organismos fotosintéticos contienen clorofilas y pigmentos carotenoides, lo que las

hace pioneras en la producción primaria de la cadena alimenticia acuática (Benavides &

Torzillo, 2008; Sánchez et al., 2008).

En los ecosistemas naturales acuáticos, la continuidad de las especies depende del

equilibrio establecido entre los diferentes niveles de la trama trófica, así el desarrollo y

supervivencia de larvas y juveniles depende de la presencia de organismos que conforman

el fitoplancton y el zooplancton (Torrentera & Tacon, 1989).

Gonzales et al. (1992) mencionan que en la acuicultura, las microalgas contribuyen a

mantener la calidad del agua de los estanques ya que a consecuencia de su función

fotosintética producen oxígeno, para el crecimiento y desarrollo de la mayoría de las

etapas larvales de diversos organismos acuáticos., ya que en la industria acuícola

considera como un aspecto importante el cultivo de organismos acuáticos se necesita el

conocimiento de alimento vivo como las microalgas y zooplancton (Sánchez et al., 2008).

Según Medina et al. (2012) reportan que los éxitos en los cultivos de peces están

relacionados con una adecuada técnica de alimentación a base de alimento vivo como

rotíferos, copépodos y artemia que permite el desarrollo de las larvas de peces. La

demanda de esta producción de alimento vivo será aprovechada en la acuicultura

comercial.



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El tamaño celular es un factor importante a considerar entre la gran variedad de especies

de microalgas utilizadas en acuicultura, que fluctúan entre 5 µ en el género Chlorella a

100 µ en Nitzchia (Castro et al., 2003; Quevedo et al., 2008). Estas microalgas deben

tener un tamaño adecuado para la 1a ingestión entre 1 y 15 µ para los peces filtradores

y de 10 a 100 µ para los peces herbívoros también deben ser de fácil digestión, y presentar

altas tasas de crecimiento, además de responder al cultivo en masas y también deben ser

estables frente a las fluctuaciones de temperatura, luz y nutrientes como puede ocurrir en

los criaderos; por último, deben tener una buena composición de nutrientes, incluyendo

la ausencia de toxinas que podrían ser transferida a la cadena alimenticia, estos son

algunos de los factores que se consideran decisivos para la elección de una o varias cepas

microalgales (Cañavate, 2001; Sánchez, 2011 & Salazar, 2012).

Cañavate (2001) menciona que la captura del primer alimento comienza cuando las larvas

de las especies en cultivo terminan de consumir su vitelo, el cual es la reserva energética

que alimenta al embrión por varios días, este es el punto crítico en la vida de las larvas

de los peces. Se tiene conocimiento que es la etapa larvaria en donde se presenta la mayor

mortalidad, ya que en este periodo las especies son más vulnerables a las condiciones del

medio, a las enfermedades y al alimento, ya sea vivo o inerte.

Dentro del alimento vivo, las microalgas (fitoplancton) juegan un papel importante en las

primeras horas de vida de las larvas, cuando inician la búsqueda de su alimento. El

alimento vivo tiene cualidades que no tiene un alimento inerte, como es el movimiento,

que estimula ser atrapado por el depredador; el color, que es atractivo para su captura y

la calidad nutritiva, ya que los organismos que se aprovechan como alimento y que se

cultivan, contienen la cantidad y la calidad de nutrimentos indispensables para el

adecuado crecimiento de las especies en el agua (Castro et al., 2003).

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En los sistemas intensivos se utilizan cultivos de líneas seleccionadas de microalgas,

actualmente se emplean más de 40 especies diferentes, la mayoría son marinas y de agua

dulce que se suelen cultivar (Infante et al., 2012). Más de 60 años de investigación en

Ficología Aplicada avalan un conocimiento actual sobre la producción masiva de

microalgas a nivel mundial (Cañavate, 2009), mientras se agrava en la piscicultura

amazónica, puesto que todas las especies de peces en sus estadios tempranos se alimentan

de prioritariamente de microalgas (Ismiño, 2002).

El estudio de las comunidades fitoplanctónicas en la Amazonía peruana es aún escaso,

estos se han realizado exclusivamente en ecosistemas acuáticos naturales como: lagunas,

cochas y ríos con fines de evaluar los recursos hídricos e inventariar las microalgas en los

cuerpos de agua de la zona, los trabajos más destacados son los reportados por Riofrío et

al. (2003) y ENVIROLAB PERÚ SAC (2010) quienes reportan la presencia de

microalgas no sólo en los ecosistemas acuáticos sino también en los tractos digestivos de

varias especies ícticas en cantidades representativas. A pesar ello, la diversidad señalada

por estos autores es menor y oscila entre 14 y 52 especies en comparación con otros

ecosistemas acuáticos evaluados, así lo demuestran Ortega et al. (2010) quienes reportan

entre 96 y 115 especies de fitoplancton en cinco ecosistemas acuáticos del bajo

Urubamba-Cusco.

Entre las microalgas más investigadas tenemos a Chlorella sp., un alga verde de forma

elipsoidal, la cual crece en forma de células simples, Pertenece a la división Chlorophyta

y a la clase de las Chlorophyceae presentan un diámetro de 2 a 10 µ. Se ha cultivado de

forma intensiva con fines de alimentación y obtención de metabolitos, debido a la alta

concentración de proteínas (60%), aminoácidos esenciales (18), vitaminas y minerales

(Merino et al., 2007 & Infante, 2012).

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En cuanto a Scenedesmus acutus se caracterizan por ser algas verdes coloniales con 4, 8

o 16 células dispuestas en fila simple o doble, las células son generalmente cilíndricas,

ovoides o fusiformes. Comúnmente se encuentran en el plancton de agua dulce de ríos,

estanques y lagos y a veces en el hábitat salobre. Es importante debido a que presenta el

55% de proteínas, 12% de lípidos y 18% de carbohidratos (Merino, 2010).

Otra microalga importante es la Nannochloris sp., que se caracteriza por ser un alga

verde no móvil sin flagelos, célula esférica 1,5 a 2,5 µ de diámetro, con algunas

características distintivas. El cloroplasto es generalmente en forma de U en las células

sanas, permanecen en suspensión sin aireación que puede ser una ventaja en la

acuicultura fuente de alimento popular de rotíferos, almejas ostras y camarones larvas de

peces (Hoff & Snell., 1987).

Nutricionalmente, las microalgas son fuente de macronutrientes, vitaminas y elementos

traza; en el caso de las comunidades acuáticas, son la fuente más importante de proteínas,

carbohidratos y ácidos grasos estos son asimilados inmediatamente, y por tener enzimas

que son necesarias para el desarrollo y crecimiento durante las etapas iniciales de vida de

los peces. En la acuicultura es un reto garantizar la supervivencia de las larvas y post

larvas de los peces para asegurar una buena producción (AQUAHOY, 2015).

Uno de los factores limitantes para la producción de la mayoría de las especies nativas y

algunas foráneas en cautiverio es la alimentación de larvas y post larvas, para obtener una

sobrevivencia significativa de las mismas y se debe producir alimento específico para los

mismos a costos bajos (Hahn et al., 2007).

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Especies comerciales en la acuicultura amazónica como Colossoma macropomum

“gamitana” y Piaractus brachypomus “paco” son importantes por su adaptabilidad en

cautiverio, rápido crecimiento, resistencia al manipuleo, buena conversión alimenticia y

buena aceptación en el mercado (IIAP, 2006), estos organismos en sus primeros estadios

de larvas y alevinos consumen mayormente organismos fitoplanctonicos y

zooplanctónicos como rotíferos, cladoceros, copépodos, conchostracos, chironomidos.

Gamitana y paco son considerados peces omnívoros con tendencia a lo vegetal, filtran

plancton complementando su dieta con microalgas, como lo demuestra la presencia de

numerosas y finas branquiespinas que le facilitan la filtración de microorganismos

(Salvador, 2012). Es aún desconocido su primer alimento después de consumir su saco

vitelino en los peces amazónicos es por ello se necesita realizar más investigaciones

sobre las microalgas como alimento de estos organismos.

En la acuicultura es un reto garantizar la supervivencia de las larvas y post larvas de los

peces para asegurar una buena producción. En ese sentido, el IIAP como principal centro

de producción de alevinos de la región Loreto, aplica el uso de cultivos de microalgas en

la alimentación de larvas y post larvas de las especies paco y gamitana, con la garantía

del 65% de la supervivencia (AQUA, 2014). Es por ello, que el objetivo de la presente

investigación fue aislar y cultivar tres especies de microalgas Chlorophyta con potencial

para la alimentación de peces amazónicos.

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MATERIAL Y METODOS

2.1 Zona De Estudio

La investigación se realizó en el Centro de Investigación Dale E. Bandy del IIAP -

Ucayali (figura 1), ubicado en la carretera Federico Basadre km. 12.4 margen derecho

entre las coordenadas 08º24’04’’ S - 74º38’24’’ O, a una altitud de 151 msnm, en el

distrito de Yarinacocha, Provincia de Coronel Portillo, Departamento de Ucayali.

Se evaluó la comunidad de fitoplancton en tres embalses y doce estanques semi-naturales,

estos ambientes (zonas de muestreo) fueron utilizados para el manejo de reproductores y

post-larvas de paco y gamitana.

Figura 1. Zonas de muestreo de C.I. Dale E. Bandy del IIAP - Ucayali estanques;

embalses. Fuente: Google Earth, 2015.



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2.2 Identificación y cuantificación de fitoplancton.

2.2.1 Colecta de fitoplancton:

La colecta de la muestra se realizó los días 11 y 12 de marzo 2015 a las 10:00 horas,

Se filtró 100 L de agua de la superficie de 15 cuerpos de agua de la estación,

utilizando para ello una red de fitoplancton de 25µ obteniendo un filtrado de 250 ml

de la muestra, Posteriormente el agua pasó por una malla de 1mm de abertura para

eliminar el material orgánico e insectos. Para la preservación de las muestra se agregó

1ml de formalina al 10%.

2.2.2 Identificación y conteo del fitoplancton (microalgas)

Se realizó en el área de cultivo del Laboratorio de producción de fitoplancton y zooplancton

del C.I. Dale E. Bandy, donde las muestras rotuladas fueron analizadas, previa

homogenización manual de la muestra, para ello se utilizó un gotero, del cual se

tomó una gota colocándola sobre una lámina portaobjeto y cubriéndola con una

lámina cubreobjetos, se colocó al microscopio binocular (Carl Zeiss) observando las

especies de microalgas a 10X, 40X y 100X de aumento este procedimiento se realizó

tres veces por muestra.

a b c

Figura 2. Obtención de fitoplancton de los estanques semi-naturales: a) colecta de

agua para el filtrado E-5A, b) filtración con la red de fitoplancton,

c) muestras rotuladas.

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Ubicada una especie de microalga en el microscopio se procedió a dibujar y anotar

en la ficha de identificación de fitoplancton diseñada por el personal de investigación

(Tabla 1), también se procedió a foto-documentar. Para la identificación de las

microalgas, se utilizó claves taxonómicas y bibliografía especializada de: Bourrelly

(1972); Fernández (1982); Vela, (1984); Document, (1997); Acleto & Zúñiga (1998);

Díaz (2002). La densidad microalgales (cél /ml) fue realizada en base a su conteo en

la cámara de Neubauer.

a b

Figura 3. Proceso de identificación de fitoplancton: a) observación las microalgas

con aumento de 10X. b) Cuantificación de microalgas en la cámara de

Neubauer.

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Tabla 1.Ficha de identificación de fitoplancton utilizada en la investigación

FICHA DE IDENTIFICACIÓN DE FITOPLÁNCTON

Fecha de colecta: ……………….. Color: …………….Transparencia: …………

Estanque: …………………………Fecha de muestreo: ………………………..

Esquematización IV III I II

CONTEO

TOTAL


CONTEO

TOTAL


CONTEO

TOTAL


CONTEO

TOTAL

Observaciones:………………………………………………………………………

…

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2.3 Criterios para la selección de fitoplancton (microalgas)

Para la selección de microalgas con potencial para la alimentación de peces amazónicos

en sus estadios iniciales, se estableció criterios modificados del informe técnico de

selección de microalgas para la alimentación de post-larvas de paiche (Arapaima gigas,

Cuvier 1829) del Centro de Investigaciones Dale E. Bandy del Instituto de

Investigaciones de la Amazonia Peruana, Sede Ucayali - 2014.

La valoración para seleccionar las microalgas se basó en considerar 12 criterios (Tabla 2)

las cuales fueron modificadas para esta investigación. Los criterios 1 y 2 fueron obtenidos

de las zonas de muestreo de C.I. Dale E. Bandy, mientras que los criterios 3 al 12 fueron

obtenidos de los artículos científicos y tesis de grado a excepción del criterio 8 (impacto

ambiental) que fue evaluado con la matriz de Leopold (1971) en esta investigación.

Estos criterios permitieron seleccionar las microalgas que cumplan con los requisitos

primordiales en la alimentación de peces amazónicos.

Tabla 2.Criterios para la selección de microalgas, como alimento de peces amazónicos.

N° CRITERIOS 1 2 3 4

1 Presencia en la zona Ausente ----------- ----------- Presente

2 Abundancia relativa

(cél/ml)

0-2 3-5 5-10 >10

3 Crecimiento poblacional 4 Semanas 3 Semana 2 Semana 1 Semana

4 Adaptación a sistemas de

cultivo

NO SI

5 Tamaño celular (μm) >76 75- 51 26- 50 2 -25

6 Comportamiento parasito SI NO

7 Producción de toxinas SI ----------- ----------- NO

8 Impacto ambiental Críticos Severos Moderados Irrelevantes

9 Contenido proteico (%) <20 20-42 43 -65 >65

10 Contenido de lípidos (%) <20 20-25 26-30 >30

11 Concentración de clorofila Solo C Solo B solo A y C A y B

12 Niveles de organización Filamentoso Colonial 2

Propiamente

dichas

Colonia 1

cenobio

Unicelular

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2.3.1 Definición de los criterios de selección

Presencia en la zona: Según los estudios realizados en la investigación se realizó una

identificación de las microalgas en C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali para conocer

la presencia o ausencia de éstas.

Abundancia relativa: La cuantificación de las microalgas en los estanques de la

estación con la notación cél/ml, esto se realizó con una cámara de Neubauer.

Crecimiento poblacional: Se determinó el tiempo que se necesitó para su crecimiento

microalgal.

Adaptación a sistemas de cultivo: Se consideró cuando la microalga presentó

condiciones favorables para su crecimiento y su cultivo para así lograr la masificación,

se consideraron también microalgas posibles potenciales de acuerdo a sus beneficios.

Tamaño celular: Se consideró a la unidad de medida en micras (μ) lo cual permitió

la aceptabilidad en el pez de acuerdo al tamaño de boca. Fue uno de los criterios más

importantes en la selección, ya que depende de la especie a alimentar. El tamaño

celular afectó a las eficiencias de filtración e ingestión (Abalde, 2004).

Comportamiento parásito: Se evaluó si la microalga realizaba alguna relación

interespecifica.

Producción de toxinas: Se evaluó la liberación de sustancias tóxicas que perjudican

al organismo cuando lo consume.

Impacto ambiental: Se determinó las consecuencias producidas por las microalgas al

medio ambiente y al organismo.

Contenido proteico: Fue uno de los criterios principales para la selección, estos

valores de proteína controlaron el valor nutritivo que el pez requiere en sus estadios

iniciales, este criterio estuvo expresado en porcentaje.

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Contenido de lípidos: Contenido de ácidos grasos en la microalga para que pueda

asimilar el pez en la segunda semana. Los lípidos de la dieta constituyeron fuentes de

energía metabólica y de metabolitos específicos que fueron esenciales para el

crecimiento de los animales. Sin embargo, altos niveles de lípidos en la dieta dan como

resultado altos niveles de lípidos en el animal, que se depositan como grasa en las

vísceras durante el crecimiento (Abalde, 2004).

Concentración de clorofila: Se consideró para conocer la pigmentación de la piel y

la carne de peces.

Niveles de organización: adaptación al medio en el que viven, las microalgas pueden

ser unicelulares (algas libres) que forman una célula o coloniales 1(cenobio) que

forman células definidas debido a que no aumentan al llegar la madurez, estas

comparten la mismas funciones; algas colonia 2 (propiamente dichas) son aquellas que

tienen varias células y presentan diferentes funciones vegetativas y reproductivas,

mientras la filamentosas poseen ramificaciones en su estructura (Cabral& Vallejos,

2010).

2.3.2 Tabla de Leopold (1971) empleada en el criterio impacto ambiental

Se utilizó la matriz de evaluación de impacto ambiental de Leopold para lo cual se

evaluó las microalgas por divisiones taxonómicas.

En cuanto a la naturaleza del impacto se consideró: positivo (+) y negativo (-)

I=+/- (3I+2EX+MO+PE+RV+SI+AC+EF+PR+MC)

)

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Los impactos con los valores de importancia inferior a 25 se consideraron irrelevantes o

compatibles, mientras que los impactos moderados presentaron una importancia entre 25

a 28. Los impactos severos cuando la importancia fluctuó entre 29 y 30 y críticos cuando

el valor fue superior a 31. Las microalgas fueron seleccionadas de acuerdo a la valoración

obtenida en la tabla 3, según los criterios antes señalados.

INTENSIDAD (I) EXTENSIÓN(EX)

Baja 1 Puntual 1

Media 2 Parcial 2

Alta 4 Extenso 4

Muy alta 8 Total 8

Total 12 PERSISTENCIA (PE)

MOMENTO (MO) Fugaz 1

Largo plazo 1 Temporal 2

Medio plazo 2 Permanente 4

Inmediato 4 EFECTO (EF)

REVERSIBILIDAD (RV) Indirecto 1

corto plazo 1 Directo 4

mediano plazo 2 RECUPERABILIDAD(MC)

Irreversible 4 Recuperable en forma inmediata 1

ACUMULACIÓN (AC) Recuperable a mediano plazo 2

Simple 1 Mitigable 4

Acumulativo 4 Irrecuperable 8

PERIOCIDAD (PR) SINERGIA

Irregular 1 Sinergia 2

Periódico 2 Muy sinérgico 4

Continuo 4 No sinérgico 1

Definición Valoración Observaciones

Seleccionable 32 - 48 Presenta las condiciones más adecuadas para la

alimentación de peces

Re-evaluable 16 - 31 Requiere una evaluación detalla, antes de decidir su

elección o descarte

No

seleccionable

0 -16 De poca importancia para la alimentación de peces

Tabla 3. Valoración para la selección de microalgas.

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2.4 Aislamiento de las microalgas.

2.4.1 Recolección de Fitoplancton (Microalgas)

La recolección se realizó en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP - Ucayali en los estanques

seleccionados con mayor abundancia de las tres especies seleccionadas para el

aislamiento, para ello se realizó un estudio previo para identificar y cuantificar

fitoplancton de los estanques.

La colecta se realizó entre las 9 y 10h, utilizando una red de fitoplancton de 25µ,

filtrando 100L de agua de los embalses y estanques, concentrando finalmente 250 ml

de muestra. Posteriormente el agua se pasó por una malla de 1mm para eliminar el

material orgánico e insectos presentes.

c b c a

Figura 4. Proceso de colecta de fitoplancton a) Filtración de fitoplancton con malla de

25µ. b) Separación de materia orgánica e insectos con una malla de 1mm,

c) filtrado final de la muestra de los estanques.

14



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2.4.2 Diluciones e incubación seriadas

El fitoplancton colectado fue diluido e incubado, con la finalidad de purificar la

muestra. Las disoluciones se realizaron en tubos de ensayo de 20ml, conteniendo

para ello un medio enriquecido con el patrón HM; estos fueron mantenidos en el

laboratorio con iluminación continua.

La primera dilución: 10 ml de inóculo y 10 ml del medio enriquecido HM

La segunda dilución: 5 ml de inóculo y 10 ml del medio enriquecido HM

La tercera dilución: 2.5 ml de inóculo y 12.5 ml del medio enriquecido HM.

Se colocaron los tubos de ensayo en un flujo laminar convencional además se

monitoreó el crecimiento de la microalga, cuando este predominó se procedió a

seleccionar la especie, hasta obtener una muestra pura.

b c a

Figura 5. Proceso de purificación: a) disolución de muestras colectadas b) incubación de

microalgas, c) colocación en el flujo laminar tradicional

15



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2.4.3 Siembra de microalgas en medio sólido (placa Petri)

Se utilizó Agar agar en una concentración de 1% que equivale 1 g de Agar agar por

100 ml del medio de cultivo enriquecido, posteriormente fue esterilizado en una

autoclave a 120 °C durante un periodo de 15 minutos, se mantuvo en el autoclave

durante 4 minutos, posteriormente se retiró el líquido al cual se dejó enfriar por 10

minutos hasta que solidifique a temperatura ambiente. Luego se trasfiere en placas

Petri para realizar el sembrado de la microalga deseada utilizando para ello el aza

bacteriológica mediante el método estría cruzada.

a b

d c

Figura 6. Pasos para el Sembrado en medio Sólido: a) pesado de agar-agar.

b) dilución de agar- agar. c) materiales de siembra en medio sólido.

d) Estriamiento con aza bacteriológica.

16



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2.4.4 Inoculación:

En matraces de 200 ml se realizó el sembrado con el medio nutritivo para ello se realizó

un raspado con la aza bacteriológica al sembrado en agar agar que contenía la

microalga, esto se diluyó en 50 ml de medio nutritivo, sin embargo en los inóculos fue

necesario que se agite cada matraz manualmente por lo menos dos veces al día.

2.4.5 Conservación de la cepa monoalgales:

Con el aza bacteriológica se realizó el sembrado en tubos de ensayo de 20 ml

mantenidos en una refrigeradora con iluminación continua o en un cepario, para su

conservación.

Figura 7. Inoculación de Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp.

Figura 8. a) Sembrado de la microalga en tubos de ensayo, b) Cepario de microalgas

a b

17



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2.5 cultivos

Con las tres cepas de microalgas aisladas se procedió a cultivarlas independientemente

para su evaluación para ello se procedió a los siguientes pasos:

2.5.1 Instalación del módulo del cultivo de microalgas

Para la instalación del módulo del cultivo de microalgas, se tuvo en cuenta que

fuese un lugar cerrado, con aireación y luz solar disponible; con estas condiciones

se eligió instalar en el laboratorio de producción de fitoplancton y zooplancton del

Instituto de Investigación de la Amazonia Peruana (IIAP). Se trabajó con 12

unidades experimentales, distribuidas en cuatro tratamientos con tres repeticiones

por cada especie cultivada. Las unidades experimentales estuvieron conformadas

por botellas de plástico de 3 L de capacidad, por la parte superior de la botella se

colocó algodón para evitar que las microalgas cultivadas sean contaminadas, estas

contaron con un sistema de aireación constante.

a b

Figura 9. Instalación de la unidad experimental: a) Adición de 200 ml de inoculo

b) Adición del medio nutritivo HM a las unidades experimentales.

18



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2.5.3 Preparación de los medios de cultivo

Se utilizó Urea como fuente de Nitrógeno (N), Cloruro de potasio (KCl) como

fuente de Potasio (K), Superfosfato simple de calcio (SPC) como fuente de Fosforo

(P) y el Patrón de Clavo como fuente de Fierro (Fe).

Para la preparación de las soluciones de N, P y K, se utilizó la dilución de los insumos

con agua destilada teniendo en cuenta las siguientes proporciones.

a b c

Figura 10. Unidades experimentales a) cultivo Chlorella sp. , b) Cultivo de

Scenedesmus acutus, c) Cultivo de Nannochloris sp.

a b

Figura 11. Medio Heussler Merino H-M: a) Componentes para la preparación

del medio HM, b) medio nutritivo para el cultivo de microalgas HM.

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Se preparó 1 litro de solución nitrógeno, para lo cual se pesó 352 g de Urea y se

diluyó en 1 litro de agua destilada.

Se preparó 1 litro de solución potasio para lo cual se pesó 380 g de Cloruro de

potasio y se diluyó en 1 litro de agua destilada.

Se preparó fósforo para lo cual se pesó 110,8 g de Superfosfato simple de calcio

y se diluyó en 1 litro de agua destilada.

Se preparó el patrón de clavo para ello se utilizó 5 g de clavos la cual fue

desintegrado en 200 ml de ácido Muriático para luego aforar en 1litro de agua

destilada.

Luego que se obtuvo de esta forma las soluciones de macro y micronutrientes que

conforman el Medio HM, el cuál fue utilizado como fuente única de nutrición para

el desarrollo poblacional de las microalgas, siendo conservadas a 1°C. (Información

personal: Merino Moya, Fernando, 2007)

2.5.4 Preparación del inoculo

Para iniciar los bioensayos se prepararon un total de 2,4 L de inoculo de cada especie.

Que consistió en introducir 50 ml de cepa diluida en 50 ml de medio nutritivo en

matraz de Erlenmeyer de capacidad de 100 ml, trascurrido siete días se procedió a

elevar el cultivo en matraces de Erlenmeyer de capacidad de 250 ml agregando 100

ml inoculo con 100 ml de medio nutritivo, este procedimiento se realizó hasta obtener

inóculos de 200 ml.

20



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2.5.5 Comparación de dosis de HM

Se realizó bioensayos para cada especie en la cual se utilizaron cuatro dosis

diferentes: control, 0,5; 1; 1,5 ml/L del medio de cultivo HM por cada litro de cultivo,

con sus respectivas repeticiones. En total se utilizaron 36 unidades experimentales.

Se empleó un diseño de bloqueos completamente al azar.

Las unidades experimentales consistieron en botellas de plástico de capacidad de 3L,

A cada botella se colocó 200 ml de inóculo de la especie más 1,8 L de agua, haciendo

un total de 2 L

a b c

Figura 12. Preparación del inóculo: a) agregado del medio H-M. b) inóculo de

50 ml. c) inóculo de 200 ml inicio del cultivo

DOSIS DE HM (control; 0,5; 1; 1,5)

T1R1 T3R1 T1R2

T2R2 T4R3 T3R3

T4R1 T2R3 T1R3

R

E

P

E

T

I

C

I

O

T4R2

T2R1

T3R2

Figura 13. Diseño de experimentación 4x3

21



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Figura 14. Registro de parámetros físico químicos: a) Medición de nitrito y amonio con

el kit de análisis La Motte. b) registro de pH con el multiparametrico.

2.5.6 Evaluación de parámetros físico-químicos

La evaluación de los parámetros físico químicos se realizaron tres veces al día (7am,

1pm, 7 pm) durante los 10 días de cultivo las mediciones de los parámetros físicos y

químicos consistieron en registrar: temperatura del agua de los cultivos y la medición

de pH del agua con un multiparamétrico de marca HQ 40d, previo a esto se realizó

la medición de nitrito y amonio durante el inicio y el final de los cultivos con un kit

de análisis la Motte.

2.5.7 Monitoreo celular.

Diariamente se realizó el contaje de las microalgas a las 9 am con una cámara de

Neubauer, la densidad celular (cél/ml) de cada uno de los tratamientos. (Olvera et

al., 2003).

El conteo celular se realizó con un microscopio de marca ZEISS durante 10 días que

duro el manejo microalgal. La fórmula utilizada para el cálculo de la densidad celular

según Bastidas, (2008).

a b

22



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2.5.8 Análisis de datos:

Para la comparación de dosis de medio HM se realizó un análisis estadístico

ANOVA en el programa estadístico SISVAR versión 5.4 con u intervalo de confianza

de 95% (p< 0.05) para comparar medias entre tratamientos y regresión.

23



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RESULTADOS

3.1 Análisis cualitativo de fitoplancton

Se identificaron 64 especies de las divisiones: Chlorophyta, Euglenophyta,

Bacillariophyta y Cyanophyta en los 15 estanques analizados correspondientes a las

zonas de muestreo estos representan el 73 % de C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali,

(Tabla 4). La división Chlorophyta fue la que presentó un mayor número de especies con

un total de 32 especies correspondiendo al 50 %, con 13 especies la división Euglenophyta

que representó el 20,31 %, por el contrario Bacillariophyta con 12 especies con 18,75 %

y Cyanophyta con 7 especies representando el 10,94 %, estas fueron las que se registraron

en menor número de especies (Figura 15).

50%

20.31%

18.75%

10.94%

Figura 15. Porcentaje de abundancia relativa de divisiones taxonómicas de Fitoplancton

registradas en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP-Ucayali, 2015. Chlorophyta;

Euglenophyta; Bacillarophyta; Cyanophyta.



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DIVISION CLASE ORDEN FAMILIA ESPECIE

Botryococcus sp1.

Botryococcus sp2.

Pediastrum dúplex

Pediastrum tetras

Selenastrum gracile

Chlorella sp.

Tetraedon hastatum

Tetraedon trigonum

Actinastrum hantzschii

Scenedesmus acutus

Scenedesmus javanensis

Scenedesmus quadricuada

Scenedesmus sp.

Desmodesmus sp.

Selenastrum sp.

Selenastrum gracile

Tetrastum sp

Volvococales Volvocaceae Pandorina sp.

Closterium sp.

Closterium parvulum

Arthrodesmus convergens

Coelastrum microporum

Cosmarium sp.

Cosmarium reniforme

cosmarium botrytis

pleurotaenium spp

Xanthidium sp

Staurastrum mutabile.

Staurastrum sp.

Mougeotia sp.

Spirogyra sp.

Oedogoniales Oedogoniaceae Oedogonium sp

Desmidiaceae

ChlorophytaChlorophyceae

Choococcales

Zynematales

Oocystacea

Scenedesmaceae

Botryococcaceaea

Hydrodictyaceae

Zygnemataceae

Euglena acus

Euglena oxyuris

Euglena sp.

Phacus sp

Phacus tricoter

Phacus longicauda

Trachelomonas bacillifera

Trachelomonas hispida

Trachelomonas sp1

Trachelomonas sp2

Trachelomonas sp3

Trachelomonas volvocina

Lepocindis sp

EuglenophytaEuglenophyceae euglenales euglenaceae

Navicola sp

Navicola lanceolada

Pinnularia sp.

Pinnularia gibba

Gyrosigma sp.

Synedra sp.

Epithemia turgida

Cimbella sp.

Gomphonema sp.

Synedra sp.

Epithemia turgida

Tabellariales Tabellariaceae Tabelaria fenestada

Pennales

CymbellaceaeBacilla

riophyta

Cyanophyceae

Naviculaceae

Fragilariaceae

Chroococcus sp.

Microcystis sp.

Microcystes aeruginosa

Spirulinaceae spirulina sp.

Synechococcaceae Aphanotheca sp.

Oscillatoriaceae Oscillatoria sp.

Cyanobacteria Nostocales Nostocaceae Anabaena sp.

TOTAL: 4 5 9 6 64

Cyanophyta Cyanophyceae Chroococcales

Chroococcaceae

Tabla 4: Especies de microalgas, identificadas en el C.I Dale E. Bandy del IIAP-Ucayaly

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De las microalgas más frecuentes se encontraron Chlorella sp. Scenedesmus

quadricuada, Scenedesmus sp. , Botryococcus sp. (Tabla 5), mientras que por estanque la

mayor ocurrencia se presentó en el estanque 6 con 11 especies de la división

Chlorophyta, sin embargo cinco especies de la división Euglenophyta presentaron mayor

ocurrencia en el EM-2, mientras que Bacillariophyta presentó cinco especies en el

estanque 6B y la división Cyanophyta presentó tres especies en el estanque 6B, estos

valores fueron la mayor ocurrencia presentada (Figura 16).

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

1 2 3 P 1A 3A 3B 3C 5A 5B 5C 5D 6 6A 6B

N°

Esp

ecie

s

Zonas De Muestreo

Figura 16. Número de especies por divisiones taxonómicas de Fitoplancton registradas en

el C.I. Dale E. Bandy del IIAP-Ucayali, 2015. Chlorophyta; Euglenophyta;

Bacillarophyta; Cyanophyta.

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Tabla 5: Ocurrencia de microalgas en las quince zonas de muestreo del C.I. Dale E. Bandy del

IIAP-Ucayali, 2015

1 2 3 P 1A 3A 3B 3C 5A 5B 5C 5D 6 6A 6BActinastrum hantzschii x

Arthrodesmus convergens x

Botryococcus sp1. x x x x x

Botryococcus sp2. x x

Chlorella sp. x x x x x x x x

Closterium sp. x x x

Closterium parvulum x x x

Coelastrum microsporum x x

Cosmarium reniforme x

Cosmarium botrytis x x

Cosmarium sp. x x x

Demosdesmus sp. x x

Mougotia sp. x x x x

Pediastrum tetras x x

Pediastrum duplex x x

Pleurotaenium spp x x x

Scenedesmus acutus x x

Scenedesmus javanensis x x x x x x x

Scenedesmus quadricuada x x x x x

Scenedesmus sp. x x

Staurastrum mutabile. x x

Staurastrum sp. x

Tetraedon trigonun x

Tretrastum sp x x

Tetraedon hastatum x x

Oedogonium sp x x

spirogyra sp x

Selenastrum gracile x

Spirulina sp x x x

Pediastrum dúplex x x

Pandorina x

Xanthidium sp x

Euglena acus x x

Euglena oxyuris x x x x

Euglena sp. x x

Phacus tricoter x x

Phacus sp. x x

Phacus longicauda x x x x

Leponcindis sp x x

Trachelomonas bacillifera x x

Trachelomonas hispida x

Trachelomonas sp1 x x

Trachelomonas sp2. x x

Trachelomonas sp3. x x

Trachelomonas volvocina x

Amphipleura sp. x x

Cimbella sp. x

Epithemia turgida x x

Gomphonema sp. x x

Gyrosigma sp x x

Navicola sp1. x x

Navicula lanceolata x x

Navicula sp2 x x

Pinnularia gibba x

Pinnularia sp x x

Synedra sp. x

Tabelaria fenestada x

Aphanotheca sp x x x x

Anabaena sp x x

Chroococcus sp. x

Microcystes aeruginosa x

Microcystes sp x x

Oscillatoria sp. x

Spirulina sp x

ESPECIE

EUG

LEN

OPH

YTA

BACI

LLAR

IOPH

YTA

CYAN

OPH

YTA

CHLO

ROPH

YTA

EMBALSES ESTANQUES

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Figura 17. Algunas especies de microalgas identificadas en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP-

Ucayali; a. Chlorella sp., b. Staurastrum sp., c. Pediastrum sp., d. Spyrogira sp.,

e. Phacus longicauda, f. Tetraedron trigonum, g. Chroococcus sp., h. Trachelomona

hispida, i. Scenedesmus quadricauda, j. Cosmarium reniforme, k. Cosmarium sp.,

l. Anabaena sp., m. Scenedesmus sp., ñ. Frustulina sp., o. Botriococcus sp1.,

p. Spirulina sp., q. Coelastrum microporum.

a d c b

i

h

g

f

e

m

l k

j

p

o

n

ñ

q

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3.2 Análisis cuantitativo del fitoplancton

Las especies encontradas con mayores densidades en la División Chlorophyta fueron:

Chlorella sp. con 62 x 104 cél/ml, seguido de Botryococcus sp.con 6 x 104 cél/ml, Phacus

longicauda con 4x 104 cél/ml, Scenedesmus acutus con 3.75 x 104 cél/ml, Staurastrum

sp. con 3 x 104 cél/ml, Scenedesmus sp. con 2.5 x 104 cél/ml y Chroococcus sp. de la

división Cyanophyta con 3 x 104 cél/ml, mientras que las demás especies presentaron

densidades menores (Tabla 6).

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1 2 3 P 1A 3A 3B 3C 5A 5B 5C 5D 6 6A 6B

Actinastrum hantzschii - - 0.75 - - - - - - - - - - - - 0.75

Arthrodesmus convergens - - - - - - - - - - - - - - - -

Botryococcus sp1. - - - - - - 1.25 - - 0.25 - - - 4.50 - 6

Botryococcus sp2. - - - - - - - - - - - - - - - -

Chlorella sp. 1.25 - 5.75 - - - 1.0 25.25 - - 3.50 5.25 20.0 - 62

Closterium sp. - - - - - - - - - - - - - - - -

Closterium parvulum - - - - - - - 0.25 - - - - 0.50 - - 0.75

Coelastrum microsporum - - - - - 1 - - - - - - 0.25 - - 1.25

Cosmarium botrytis - - - - - - - - - - - - 1.25 - 1.25

Cosmarium sp. - - - - - - - - - - - - - - - -

Cosmarium reniforme - - - - - - - - - - - - - - - -

Demosdesmus sp. - - - - - - - - - - - - - - - -

Mougotia sp. - - - - - - - - - - - - - - - -

Pediastrum dúplex - - - - - - - - - - - - - - - -

Pediastrum tetras - - - - - - - - - - - - - - - -

Pediastrum sp. - - - - - - - - - - - - - - - -

Pleurotaenium spp - - - - - - - - - - - - 0.25 - - 0.25

Scenedesmus acutus - - - 2 - - 0.25 - - - 0.75 - 0.75 - - 3.75

Scenedesmus javanensis x - - - - 0.50 - - - - - - - - - - 0.5

Scenedesmus quadricuada - - - 0.50 - 0.50 - - - - 0.75 - - - 0.25 2

Scenedesmus sp. - - - - - - - - 1.75 0.50 - - 0.25 - - 2.5

Staurastrum mutabile. - - - - - - - 0.25 - - - - - - - 0.25

Staurastrum sp. 0.75 - - - 0.75 - - - - - 1.5 - - - - 3.00

Selenastrum gracile - - - - - - - - - - - - - - - -

Selenastrum sp. - - - - - - - - - - - - - - - -

Tetraedon trigonun - - - - - 0.25 - - - - - - - - - 0.25

Tetraedon hastatum - - - - - - - - - - - - - - - -

Tetrastum sp - - - - - - - - - - - - - - - -

Oedogonium sp - - 0.25 - - - - - - - - - - - - 0.25

Spirogyra sp - - - - - - - - - - - - - - - -

Spirulina sp - 0.25 0.25 - - - - - - - - - - - - 0.50

Pandorina - - - - - - - - - - - - - - - -

Xanthidium sp - - - - - - - - - - - - - - - -

EMBALSES ESTANQUES

Total

CHLOROPHYTA

ESPECIE

Tabla 6. Composición cuantitativa de la división Chlorophyta ( 104cél/ml) del

fitoplancton en el C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali, marzo 2015.

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3.3 Selección de microalgas

Se valoró las 64 especies de microalgas identificadas en el C.I. Dale E. Bandy (Tabla 8),

con la finalidad de producir alimento vivo para los estadios iniciales de los peces

amazónicos, salieron seleccionadas seis especies de microalgas entre ellas se eligieron

Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. para el aislamiento (Tabla 7).

Tabla 7. Lista de microalgas de interés como alimento de peces amazónicos

Especie /microalga Puntuación Valoración

Chlorella sp. 40 Seleccionable

Scenedesmus acutus 36 Seleccionable

Scenedesmus sp. 35 Seleccionable

Nannochloris sp. 33 Seleccionable

Botryococcus sp1. 33 Seleccionable

Botryococcus sp2. 33 Seleccionable

Scenedesmus quadricuada 31 Re-evaluable

Scenedesmus javanensis 30 Re-evaluable

Pandorina 26 Re-evaluable

Cosmarium sp. 26 Re-evaluable

Spirogyra sp 26 Re-evaluable

Pediastrum duplex 26 Re-evaluable

Actinastrum hantzschii 25 Re-evaluable

Trachelomonas volvocina 24 Re-evaluable

Spirulina sp. 24 Re-evaluable

Closterium sp. 23 Re-evaluable

Trachelomona hispida 23 Re-evaluable

Trachelomonas sp1 23 Re-evaluable

Arthrodesmus convergens 22 Re-evaluable

Staurastrum sp. 22 Re-evaluable

Euglena acus 22 Re-evaluable

Staurastrum mutabile. 21 Re-evaluable

Phacus sp. 21 Re-evaluable

31



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N

Seleccionable: , Reevaluable: , 0 : ausencia de información.

Chlorella sp. 4 4 4 4 4 3 4 2 3 4 4 40

Scenedesmus acutus 4 1 4 4 3 4 4 2 3 3 4 36

Scenedesmus sp. 4 3 4 4 3 3 4 2 1 3 4 35

Nannochloris sp 1 1 4 4 3 4 4 2 4 2 4 33

Botryococcus sp1. 4 3 2 4 3 2 3 2 4 2 4 33

Botryococcus sp2. 4 3 2 4 3 2 3 2 4 2 4 33

Scenedesmus quadricuada 4 2 2 4 2 0 4 2 4 3 4 31

Scenedesmus javanensis x 4 1 4 4 3 0 4 2 1 3 4 30

Pandorina sp. 4 1 0 1 2 3 4 2 3 2 4 26

Cosmarium sp. 4 2 0 1 4 0 4 2 2 3 4 26

Spirogyra sp 4 1 3 4 1 1 4 2 1 1 4 26

Pediastrum duplex 4 1 0 4 4 0 4 2 0 3 4 26

Actinastrum hantzschii 4 2 0 4 3 0 4 2 0 2 4 25

Trachelomonas volvocina 4 2 3 1 3 0 1 2 0 4 4 24

Spirulina sp . 4 1 4 4 2 4 1 1 1 1 1 24

Closterium sp. 4 1 0 4 1 0 4 2 0 3 4 23

Trachelomona hispida 4 1 3 1 3 0 1 2 0 4 4 23

Trachelomonas sp1 4 1 3 1 3 0 1 2 0 4 4 23

Arthrodesmus convergens 4 1 0 1 3 0 4 2 3 0 4 22

Staurastrum sp. 4 3 0 1 0 0 4 2 0 4 4 22

Euglena acus 4 3 0 1 0 3 1 2 1 4 3 22

Staurastrum mutabile. 4 2 0 1 0 0 4 2 0 4 4 21

Phacus sp. 4 1 0 1 4 0 1 2 0 4 4 21

Navicola sp1. 4 1 0 4 0 0 1 3 1 4 3 21

Pinnularia sp. 4 1 0 4 0 0 1 3 1 4 3 21

Microcystes sp. 4 3 0 4 4 0 1 1 0 3 1 21

Closterium parvulum 4 1 0 1 1 0 4 2 0 3 4 20

Mougotia sp. 4 1 0 4 0 0 4 2 0 1 4 20

Tetraedon trigonun 4 1 0 1 4 0 4 2 0 0 4 20

Coelastrum microsporum 4 1 0 1 0 0 4 2 0 3 4 19

Cosmarium botrytis 4 1 0 1 0 0 4 2 0 3 4 19

Pleurotaenium spp 4 1 0 1 1 0 4 2 0 2 4 19

Euglena oxyuris 4 1 0 1 0 3 0 2 1 4 3 19

Phacus longicauda 4 3 0 1 0 0 1 2 0 4 4 19

Leponcindis sp. 4 1 0 1 2 0 1 2 0 4 4 19

Gyrosigma sp. 4 1 0 1 0 0 1 3 1 4 3 18

Navicula lanceolata 4 1 0 1 0 0 1 3 1 4 3 18

Pinnularia gibba 4 1 0 4 0 0 1 3 1 1 3 18

Synedra sp. 4 1 0 1 0 0 1 3 1 4 3 18

Oscillatoria sp. 4 2 0 4 4 0 1 1 0 1 1 18

Tetraedon hastatum 4 1 0 1 4 0 1 2 0 0 4 17

Oedogonium sp. 4 1 0 1 0 0 4 2 0 1 4 17

Xanthidium sp. 4 1 0 1 0 0 4 2 0 4 16

Microcystes aeruginosa 4 1 0 1 4 0 1 1 0 3 1 16

SUM

A Contenido

proteico

Producción

de toxinas

Impacto

ambiental

Contenido

de lípidos

nivele de

organizació

n

Tipo de

clorofila ESPECIES VALORADAS

Presencia

en la zona

Abundanci

a relativa Crecimiento

Adaptación

a al cultivo Tamaño

Tabla 8. Cuadro de valoración de las microalgas seleccionables y reevaluables identificadas en

C.I Dale E.bandy

32



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

El criterio de impacto ambiental en la division Bacillariophyta presento un valor de

importancia de 25 considerandose un impacto moderado (Tabla 13), sin embargo la

divisiones Chlorophyta y Euglenophytas presentó un valor de importancia de 29

correspondiendo un impacto severo (Tabla 10 y 12) y la division Cyanophyta presentó

un valor de importancia de 31 correspondiendole un impacto critico ( Tabla 11).

Anabaena sp 4 1 4 0 0 3 1 1 0 0 1 15

Epithemia turgida 4 1 0 1 0 0 1 3 1 0 3 14

Tabelaria fenestada 4 1 0 1 0 0 1 3 0 1 3 14

Chroococcus sp. 4 2 0 1 4 0 1 1 0 0 1 14

Pediastrum tetras 4 0 0 0 4 0 0 2 0 3 0 13

Pediastrum sp. 4 0 0 0 4 0 0 2 0 3 0 13

Selenastrum gracile 4 0 0 0 0 0 0 2 4 3 0 13

Selenastrum sp. 4 0 0 0 0 0 0 2 4 3 0 13

Phacus tricoter 4 1 0 1 0 0 1 2 0 1 3 13

Trachelomonas sp2. 4 0 3 0 3 0 0 2 0 0 0 12

Trachelomonas sp3. 4 0 3 0 3 0 0 2 0 0 0 12

Euglena sp. 4 0 0 0 3 0 2 1 0 0 10

Amphipleura sp. 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10

Cimbella sp. 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10

Gomphonema sp. 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10

Navicula sp2 4 0 0 0 0 0 0 3 0 0 3 10

Aphanotheca sp 4 1 0 1 1 0 1 1 0 0 1 10

Cosmarium reniforme 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6

Demosdesmus sp. 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6

Tetrastum sp 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6

Trachelomonas bacillifera 4 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 6

SUM

A Contenido

proteico

Producción

de toxinas

Impacto

ambiental

Contenido

de lípidos

nivele de

organizació

n

Tipo de

clorofila ESPECIES VALORADAS

Presencia

en la zona

Abundanci

a relativa Crecimiento

Adaptación

a al cultivo Tamaño

Tabla 9. Cuadro de valoración de las microalgas no seleccionables identificadas en C.I Dale

E.bandy

No seleccionable: , 0: ausencia de información.

33



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

CHLOROPHYTA

CRITEROS DE IMPORTANCIA

IMPACTOS

Nat

ura

leza

Inte

nsi

dad

Ex

ten

sió

n

Mo

men

to

Rev

ersi

bil

idad

Sin

erg

ia

Acu

mu

laci

ón

Efe

cto

Per

iod

icid

ad

Rec

up

erab

ilid

ad

IMP

OR

TA

NC

IA

Biorremediación de los suelos (+) 2 1 2 2 2 1 1 1 4 21

Alteración de la calidad del agua (-) 4 2 4 2 2 1 4 2 2 33

Cambios en el estilo de vida (+) 4 1 1 2 2 4 1 1 1 26

Alteración de la flora (-) 2 2 2 2 2 1 1 2 2 22

Alteración de la fauna (+) 4 2 2 4 2 1 1 2 2 30

Cambios en el paisaje (-) 8 2 4 1 2 1 4 2 2 44

Riesgos a la salud (+) 1 1 1 2 2 1 4 1 1 17

Generación de cadenas tróficas (+) 8 4 2 2 2 1 1 4 2 46

Generación de empleo (+) 2 2 1 1 2 1 1 1 4 21

Promedio 29

CYANOPHYTA


IMPACTOS

Nat

ura

leza

Inte

nsi

dad

Ex

ten

sió

n

Mo

men

to

Rev

ersi

bil

idad

Sin

erg

ia

Acu

mu

laci

ón

Efe

cto

Per

iod

icid

ad

Rec

up

erab

ilid

ad

IMP

OR

TA

NC

IA




Alteración de la flora (+) 4 2 2 2 2 1 1 2 2 28

Alteración de la fauna (+) 1 2 2 4 2 1 1 2 2 21

Cambios en el paisaje (-) 2 2 4 2 2 1 4 2 2 27

Riesgos a la salud (-) 8 1 2 2 2 1 4 1 1 39



Promedio 31

Tabla 10. Cuadro de importancia para la evaluación de impacto ambiental en la división

Chlorophyta


Cyanophyta.

34



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

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OMUNICACIÓ

N

EUGLENOPHYTA


IMPACTOS

Nat

ura

leza

Inte

nsi

dad

Ex

ten

sió

n

Mo

men

to

Rev

ersi

bil

idad

Sin

erg

ia

Acu

mu

laci

ón

Efe

cto

Per

iod

icid

ad

Rec

up

erab

ilid

ad

IMP

OR

TA

NC

IA




Alteración de la flora (+) 4 2 2 2 2 1 1 2 2 28

Alteración de la fauna (-) 2 2 2 4 2 1 1 2 2 24

Cambios en el paisaje (+) 2 2 4 1 2 1 4 2 2 26

Riesgos a la salud (-) 4 1 2 1 2 1 4 1 4 29



Promedio 29

BACILLARIOPHYTA


IMPACTOS

Nat

ura

leza

Inte

nsi

dad

Ex

ten

sió

n

Mo

men

to

Rev

ersi

bil

idad

Sin

erg

ia

Acu

mu

laci

ón

Efe

cto

Per

iod

icid

ad

Rec

up

erab

ilid

ad

IMP

OR

TA

NC

IA



Cambios en el estilo de vida (+) 1 1 1 2 2 4 1 1 1 17 Alteración de la flora (+) 2 2 2 2 2 1 1 2 2 22 Alteración de la fauna (-) 2 2 2 4 2 1 1 2 2 24 Cambios en el paisaje (+) 2 2 4 1 2 1 4 2 2 26 Riesgos a la salud (-) 4 1 2 1 2 1 4 1 4 29 Generación de cadenas tróficas (+) 8 4 2 2 2 1 1 4 2 46 Generación de empleo (+) 1 1 1 1 2 1 1 1 4 16

Promedio 25


Euglenophyta.


Bacillariophyta.

35



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

3.4 Aislamiento de las microalgas

El aislamiento fue en medio de cultivo líquido como sólido este permitió la recuperación

de dos especies Chlorella sp. y Scenedesmus acutus, la tercera especie aislada

corresponde a Nannocloris sp. sin embargo, esta especie no se encontró en el muestreo

realizado en marzo, pero se tuvo muestras colectadas de fechas anteriores, donde se

encontró esta especie. La determinación a nivel de especie no fue posible por no disponer

de claves taxonómicas adecuadas.

Para ello se colectó fitoplancton de la estación E.bandy de los estanques seleccionados

con mayor abundancia (E-5D, E-6, EM-1), Se aplicó el método combinado para el

aislamiento, para ello las muestras pasaron por tres etapas de dilución e incubación este

proceso permitió purificar las muestras. La primera etapa fue al 100% (10 ml de inoculo

y 10 ml de HM), la segunda etapa fue a 75% (5 ml de inoculo y 10 ml de HM) y la última

etapa fue (2,5 ml inóculo y 12,5 de medio HM), estas diluciones fueron la mismas

utilizadas para las tres especies de Chlorophyta, mientras que por especie vario el tiempo

de incubación debido a que diariamente se evalúa la predominancia de la especie.

El tiempo de incubación dependió del crecimiento poblacional de cada especie. La

primera incubación se realizó en seis días para las tres especies de microalgas, mientras

que en la segunda incubación el tiempo fue diferente, cuatro días para chlorella sp. y

Nannochloris sp. , mientras que Scenedesmus acutus fue de cinco días, el tiempo de la

última incubación realizada en Chlorella sp. fue de tres días y seis días para Scenedesmus

acutus y Nannochloris sp.

36



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

Para el sembrado en medio solido se utilizó el método de estriamiento; el tiempo de este

proceso en Chlorella sp. fue de cinco días, cuatro días para Scenedesmus acutus. y

Nannochloris sp en 7 días. Este material sembrado estuvo en condiciones favorables

presentando así una temperatura de 25 a 27 °C con iluminación continua simulando un

flujo laminar, para ello se monitoreó la formación de colonias monoalgales.

Posteriormente se realizaron las diluciones en 50 ml de medio nutritivo HM este proceso

se llamó inoculación que tuvo un tiempo de tres días en cada microalga. Confirmada la

presencia de una única especie fue sembrada con un raspado de la muestra líquida en

tubos de ensayo que contenían 10 ml de agar agar. Con este material fue implementado

un banco de cepas de Chlorella sp., Scenedesmus acutus, Nannochloris sp. para la

alimentación de peces amazónicos en la C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali (Figura

18).

37



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ISTE

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FORMÁTI

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OMUNICACIÓ

N

CEPARIO

Obtención de la cepa

la conservación en la

refrigeradora

TERCERA

INCUBACION

PRIMERA

INCUBACION

20 ml

SEGUNDA

INCUBACION

15 ml

Muestra

filtrada de

250 ml 10 ml de inoculo y

10 ml del medio enriquecido H-M

5 ml de inoculo y

10 ml del medio

enriquecido H-M

1

6 Día

6 Día

6 Día

5 D

ía s

4 D

ías

4 D

ías

SEMBRADO EN

MEDIO SOLIDO

PLACA PETRI INOCULACIÓN

250 ml

2.5 ml de inoculo

y 12.5 ml del

medio

enriquecido HM

Raspado de la muestra en

tubos de 200 ml con 50

ml de medio nutritivo

Sembrado de Agar agar

1% (Estriamiento con

aza bacteriológica)

3 Días

6 Días

6 Días

5 Días

4 Días

7 Días

3 D

ías

Figura 18. Proceso de aislamiento de las tres cepas de Chorophytas; Chlorella sp,

Scenedsmus acutus, Nannocloris sp, ambos

38



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OMUNICACIÓ

N

Figura 19. Cepa aislada Chlorella sp. del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali con 40X

y 100X.

Figura 20. Cepa aislada Nannochloris sp. del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali con

40X y 100X de aumento.

Figura 21. Cepa aislada Scenedesmus acutus. del C.I. Dale E. Bandy del IIAP – Ucayali

con 40X y 100X de aumento.

39



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N

3.5 Cultivo de Chlorella sp.

Los valores obtenidos de nitrito y amonio al inicio del cultivo fueron: amonio en el

tratamiento 1: 2,5 ppm; tratamiento 2: 2,8 ppm; tratamiento 3 y tratamiento 4: mayor a 3

ppm, en el caso de nitrito fue 0,8 ppm en los cuatro tratamientos, mientras que después

de los 10 días fue en amonio mayor a 3 ppm y de nitrito mayor a 0,8 ppm estos valores

fueron los mismos en los cuatro tratamientos.

Se inició el cultivo de Chlorella sp. con una densidad celular media al inicio del cultivo

8767 cél/ml encontrándose el inóculo en fase exponencial, se observó que las densidades

celulares registradas en el cultivo de Chlorella sp. presentarón un crecimiento

exponencial hasta el séptimo día en los cuatro tratamientos desde el séptimo día, al octavo

día presentaron una fase estacionaria posterior a estos días hubo muerte celular.

La densidad máxima se obtuvo en el tratamiento 1 con 25000 cél/ml en el quinto día y

una densidad final de 18000 cél/ml, mientras que en el tratamiento 2 se obtuvo una

máxima densidad celular en el octavo día con 75000 cél/ml con una densidad final 62000

cél/ml sin embargo en el tratamiento 3 la densidad máxima alcanzada fue de 71000 cél/ml

en el octavo día y la final fue 69000 cél/ml para el tratamiento 4 la máxima densidad

alcanzada fue en el octavo día con 85000 cél/ml y la final presentada fue 71000 cél/ml

(Figura 22).

40



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ISTE

MAS DE IN

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OMUNICACIÓ

N

Los valores promedio de pH en el cultivo de Chlorella sp. fluctuaron entre 6,3 a 9,3 en el

tratamiento 1 el pH mayor de 8,8 en los dos días del inicio del cultivo y 7,7 el valor menor

en el día séptimo, a diferencia de los demás tratamientos; para el tratamiento 2 el rango

de 6,8 en el inicio y 9,1 en el quinto día, estos fueron el mayor y menor valor presentado,

para el tratamiento 3 presentó un valor menor de 6,7 en el inicio del cultivo mientras que

el mayor valor fue de 9 en el quinto día y para el tratamiento 4 presentó el menor pH fue

6,3 al inicio y de 9,3 el día final del cultivo (Figura 22).

y = -247.17x3 + 3815.8x2 - 7432.5x + 12885

R² = 0.9518

0

10000

20000

30000

40000

50000

60000

70000

80000

90000

100000

INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

cél/

ml

Tiempo de cultivo

Figura 21. Curvas de crecimiento celular de Chlorella sp. en cuatro tratamientos en un

periodo de 10 días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3:

tratamiento 4:

41



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

La temperatura promedio en el cultivo de Chlorella sp. tuvo un rango de 28,6 a 30,8 °C,

teniendo en el tratamiento 1 el máximo valor alcanzado de 30,1°C en el primer día y el

mínimo con 28,6 °C en octavo día; sin embargo, en el tratamiento 2 se presentó una

temperatura máxima de 30,1 °C en el primero y décimo día y el menor valor presente fue

de 28,9 °C en el octavo día, para el tratamiento 3 la máxima temperatura se presentó en

el sexto día con 30,3 °C y el menor valor con 29 °C en el inicio y segundo día del cultivo

para el tratamiento 4 el mayor valor fue 30,8 °C y el menor valor de 29°C (Figura 23).

6.0

6.5

7.0

7.5

8.0

8.5

9.0

9.5

10.0p

H

Tiempo de Cultivo

Figura 22. Variaciones de pH del cultivo en Chlorella sp. en un periodo de 10 días

tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento3: tratamiento 4:

42



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

27.5

28.5

29.5

30.5

31.5

Tem

per

atura

°C

Tiempo de cultivo

Figura 23. Variaciones de temperatura °C del cultivo en Chlorella sp. en un periodo

de 10 días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3:

tratamiento 4:

43



DIRECCIO

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ISTE

MAS DE IN

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OMUNICACIÓ

N

3.6 Cultivo de Scenedesmus acutus

Los valores obtenidos por cada tratamiento en la medición de amonio fue en el

tratamiento 2 mayor a 3 ppm, mientras que en los tres tratamientos (1, 3,4) fue de 3 ppm,

y los valores de nitrito en los tratamiento (1, 3,4) fue menor al 0,5 ppm teniendo así en el

tratamiento 2: 0,1 ppm mientras que al finalizar el tiempo de cultivo los valores en

amonio en los cuatro tratamientos Fueron mayores a 3, mientras que los valores de nitrito

fueron en el tratamiento 2: 0,5 ppm y en los tratamientos (1, 3,4) tuvieron valores mayores

a 0,5 ppm.

La densidad celular promedio al inicio del cultivo fue 23750 cél/ml encontrándose las

células en una fase de latencia, Sin embargo al inicio del cultivo se presentó una fase de

latencia de tres días, posterior a estos días se presentó una fase exponencial hasta el día

séptimo, mientras que en el octavo día se presentó una fase estacionaria y para el noveno

y décimo día hubo muerte celular en los cuatro tratamientos.

En el tratamiento 1, se registró una densidad celular máxima con 16000 cél/ml en el

octavo día y su densidad final con 7400 cél/ml sin embargo en el tratamiento 2 presentó

la máxima densidad celular con 33750 cél/ml, este fue el valor máximo en el cultivo de

Scenedesmus acutus en el octavo día y la densidad final fue de 15300 cél/ml, para el caso

del tratamiento 3 presentó 22500 cél/ml en el octavo día y la densidad final de 3750

cél/ml y el tratamiento 4 presentó una densidad máxima el octavo día con 22600 cél/ml

con una densidad final de 15300 cél/ml (Figura 24).

44



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ISTE

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OMUNICACIÓ

N

Los valores promedio de pH en el cultivo de Scenedesmus acutus fluctuaron entre un

rango de 8,3 a 9,3 para el tratamiento 1 se tuvo un valor mayor de 9,1 en el quinto día

del cultivo mientras que 8,3 el menor valor en el sexto día mientras que el tratamiento 2

presentó un valor mayor de 9,3 en el octavo día y el menor alcanzado fue de 8,6 en el

sexto día. Para el tratamiento 3 se tuvo un valor de 9,1 el séptimo día y 8,4 los días cuarto

y quinto día fueron el mayor y menor valor de pH alcanzado en dicho tratamiento, para

el tratamiento 4 se presentó un mayor valor en los cuatro últimos días del cultivo teniendo

así un pH de 9,1 y 8,4 el menor alcanzado en el inicio del cultivo (Figura 25).

y = -211.12x3 + 3835x2 - 18823x + 36227

R² = 0.8596

0

7500

15000

22500

30000

37500

45000C

él/m

l

Tiempo de cultivo

Figura 24. Curva de crecimiento celular de Scenedesmus acutus, en un periodo de diez

días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:

45



DIRECCIO

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ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

En cuanto a la temperatura promedio en el cultivo de Scenedesmus acutus fluctuaron de

27 ºC a 30,6 °C, así en el tratamiento 1, se obtuvo una temperatura mayor de 30,3 ºC y

27,2 ºC que fue el menor valor alcanzado en este tratamiento, mientras que el tratamiento

2 presentó un valor mayor el séptimo día con 30,6 ºC y un valor menor de 27,3 ºC en el

segundo y tercer día. para el tratamiento 3, el mayor valor fue de 30,4 ºC y 27,2 ºC el

menor valor alcanzado sin embargo para el tratamiento cuatro se presentó una mayor

temperatura de 29,9 ºC y el menor valor presentado de 27,3 ºC (Figura 26).

8.2

8.4

8.6

8.8

9.0

9.2

9.4

INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

pH

Tiempo de cultivo

Figura 25. Variaciones de pH del cultivo en Scenedesmus acutus en un periodo de 10 días

tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:

46



DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

25.0

26.0

27.0

28.0

29.0

30.0

31.0

INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Tem

per

atura

º C

Tiempo de cultivo

Figura 26. Variaciones de temperatura °C del cultivo en Scenedesmus acutus en un

periodo de 10 días: tratamiento1: tratamiento 2: tratamiento 3:

tratamiento 4:

47



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OMUNICACIÓ

N

3.7 Cultivo de Nannochloris sp.

Los valores registrados de amonio al inicio del cultivo por tratamiento, fue en el

tratamiento 1 de 1,5 ppm, el tratamiento 2 se obtuvo menor a 5ppm mientras que en los

tratamientos 3 y 4 valores de 1,3 ppm , mientras que los valores de nitrito en los cuatro

tratamientos mencionados fue menor a 0,05 ppm, al finalizar el cultivo se registraron los

mismos parámetros obteniéndose así que en amonio el tratamiento 1 :1.9 ppm, y en los

tres tratamientos valores mayores a 3 ppm , sin embargo los datos registrados de nitrito

fue en el tratamiento 1 : 0,2 ppm, tratamiento 2 menor a 0,5 ppm ,tratamiento 3 el valor

de 0,7 ppm y tratamiento 4 mayor a 0,8 ppm.

El cultivo de Nannochloris sp. se inició con inóculo de 200 ml con una densidad celular

promedio inicial fue 20250 cél /ml en fase de latencia. Las densidades celulares en el

cultivo se observó que presentó una fase de latencia de 4 días, posterior a esto se observó

una fase exponencial hasta el sexto día, sin embargo desde el séptimo día hasta el octavo

día tuvo una fase estacionaria y posterior a estos días hubo muerte celular. En el

tratamiento 1, fue disminuyendo de acuerdo al tiempo de evaluación con una densidad

máxima con 11000 cél/ml en el séptimo día y una densidad final 5000 cél/ml, mientras

que el tratamiento 2 la máxima densidad alcanzada fue con 28500 cél/ml en el octavo día

y al final una densidad 16000 cél/ml, sin embargo en el tratamiento 3, la máxima

densidad celular alcanzada fue 29000 cél/ml en el séptimo día mientras que el final fue

de 19000 cél/ml, para el tratamiento 4, el máximo valor fue 34000 cél/ml en el octavo

día y la final fue 19000 cél/ml ( Figura 27).

48



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ISTE

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OMUNICACIÓ

N

El rango de pH promedio en el cultivo de Nannochloris sp. fluctuó de 7,7 a 9,4 para el

tratamiento 1 presentó un valor mayor de 9,1 en el cuarto día del cultivo mientras que

8,41 en el séptimo día este fue el menor presentado, en el tratamiento 2 presentó un

valor mayor de 9.4 en el cuarto día y el menor valor de 8,3 en el séptimo día , Para el

tratamiento 3 se tuvo un valor de 8,9 el quinto día y 7.7 al inicio del cultivo, mientras

que el pH en el tratamiento 4, presentó un valor de 9,2 el cuarto día y 7,7 en el séptimo

día estos fueron valores mayores y menores de dicho tratamiento (Figura 28).

y = -55.655x3 + 1046x2 - 6638.1x + 25677

R² = 0.9772

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

35000

INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Cél

/ml

Tiempo de cultivo

Figura 27. Curvas de crecimiento celular de Nannochloris sp. en un periodo de 10 días

tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:

49



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Los datos de temperatura promedio de Nannochloris sp. presentaron un rango de 26,4 ºC

a 30,5 °C en el cultivo, así en el tratamiento 1 presentó una temperatura mayor de 30,1

ºC el séptimo día y 26 ºC que fue el menor valor alcanzado en el día ocho, mientras que

el tratamiento 2 tuvo un valor mayor el primer día con 30,5 ºC y un valor menor de 26,5

ºC en el tercer , mientras que para el tratamiento 3 con 30,5 ºC y 26,6 ºC estos fueron el

mayor y menor valor alcanzado respectivamente, para el tratamiento 4 se presentó una

temperatura mayor de 30,5 ºC y 26,7 ºC (Figura 29).

Figura 28. Variaciones de pH del cultivo en Nannochloris sp en un periodo de 10

días tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento 3: tratamiento 4:

7.00

7.50

8.00

8.50

9.00

9.50

10.00

INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

pH

TIEMPO DE CULTIVO

50



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3.8 Análisis estadístico

El análisis de varianza para los tratamientos indica que no existe diferencia significativa

entre los tratamientos; de igual manera no hay interacción entre los días cultivo en

relación a los tratamientos es decir los nutrientes trabajan independientemente en base a

su concentración.

25.5

26.5

27.5

28.5

29.5

30.5

31.5

INICIO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Tem

pe

ratu

ra d

el c

ult

ivo

°C

Tiempo de cultivo

FV GL SQ QM Fc PR>Fc

TRATAMIENT 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010 1.000 0.5000

ERRO 1 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010

DIAS 10 1.578419697E+0011 1.57841969E+0010 1.0E+0009 0.0000

TRATAMIENT*DI

AS

30 5.058300000E+0010 1.68610000E+0009 1.0E+0009 0.0000

ERRO 2 85 -6.188333333E+0010 -7.28039216E+0008

TOTAL

CORREGIDO

131 3.813016364E+0011

CV 1 (%) = 219.34

CV 2 (%) = 0.00

MÉDIA GENERAL: 90181.8181818 Número de observ 132

Figura 29. Variaciones de temperatura en el cultivo en Nannochloris sp en un 10 días

tratamiento 1: tratamiento 2: tratamiento3: tratamiento 4:

Tabla 13. Análisis de varianza sobre los cuatro tratamientos en el cultivo de Chlorella

sp. en un periodo de 10 días.

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FV GL SQ QM Fc Pr>Fc

TRATAMIENTO 3 1.480000000E+0009 493333333.333333 1.000 0.5000

ERROR 1 3 1.480000000E+0009 493333333.333333

DIAS 10 3.739878788E+0009 373987878.787879 28.366 0.0000

TRATAMIENT* DIAS 30 1.717333333E+0009 57244444.444444 4.342 0.0000

ERROR TIPO 2 85 1.120666667E+0009 13184313.725490

TOTAL CORREGIDO 131 9.537878788E+0009

CV 1 (%) 130.89

CV 2 (%) 21.40

MEDIA GENERAL 16969.6969697 Número de observ 132

FV GL SQ QM Fc Pr>Fc

TRATAMIENTO 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010 1.000 0.5000

ERROR 1 3 1.173800000E+0011 3.91266667E+0010

DIAS 10 1.578419697E+0011 1.57841969E+0010 1.0E+000

9 0

0.0000

TRATAMIENT*

DIAS

30 5.058300000E+0010 1.68610000E+0009 1.0E+000

9

0.0000

ERROR TIPO 2 85 -6.188333333E+0010 -7.28039216E+0008

TOTAL

CORREGIDO

131

3.813016364E+0011

CV 1 (%) 219.34

CV 2 (%) 0.00

MEDIA GENERAL 90181.8181818 Número de observ 132

Tabla 14. Análisis de varianza sobre los cuatro tratamientos en el cultivo de Scenedesmus

acutus en un periodo de 10 días.

Tabla 15. Análisis de varianza sobre los cuatro tratamientos en el cultivo de Nannochloris

sp. en un periodo de 10 días.

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DISCUSIÓN

Vela (1984) registra en los estanques del Centro de Investigación, Experimentación y

Enseñanza, Quistococha-UNAP, en Iquitos durante abril a setiembre encontró cinco

divisiones taxonómicas con 161 especies de las cuales la división Chlorophyta presenta

105 especies, Euglenophyta con 20 especies al igual que la división Chrysophyta, mientras

que las divisiones Cyanophyta y Pyrrophyta presentaron respectivamente 12 y 4 especies,

mientras que IIAP (2014) como resultado del análisis cualitativo de abril en las 15 zonas

de muestreo, se identificaron 58 especies pertenecientes a cuatro divisiones: Chlorophyta

es la que presenta un mayor número de especies con un total de 29, seguido de

Euglenophyta y Bacillariophyta con 18 y 8 especies respectivamente, la última división

Cyanophyta con 3 especies registradas.

Sin embargo, en la investigación realizada cualitativamente de los embalses y estanques

semi-naturales del C.I Dale E. Bandy, IIAP- Ucayali, realizados en marzo, se registraron

64 especies pertenecientes a cuatro divisiones: Chlorophyta con 32 especies, Euglenophyta

y Bacillariophyta con 13 y 12 especies respectivamente, y la división Cyanophyta con 7

especies, estas pocas variaciones en el número de especies es debido a que no hubo

variaciones significativas en los meses de muestreo.

La razón exacta de por qué unas especies son buenas fuentes de alimento y otras no, todavía

no se ha definido, existiendo muchas explicaciones contradictorias en la literatura

científica. No obstante, Abalde, (2004) menciona toxicidad, tamaño celular, pared celular,

composición química y movilidad como criterios nutricionales que inciden en la capacidad

nutritiva de las microalgas en sistemas de acuicultura. Mientras que IIAP (2014) menciona

criterios para la selección de microalgas con potencial para la alimentación de peces

amazónicos las cuales fueron: presencia en la zona, abundancia relativa, crecimiento,



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adaptación a sistemas de cultivo, depredación por otros organismos, comportamiento

parásito, producción de toxinas, impacto ambiental, contenido proteico y contenido

lipídico, estos permitieron seleccionar: Chlorella sp., Scenedesmus quadricauda,

Scenedesmus javanensis, Scenedesmus acuminatus y Scenedesmus sp. con potencial para

ser cultivados como alimento vivo para los peces.

Sin embargo en la investigación se mencionó 12 criterios de selección, las cuales se

adicionaron a los criterios mencionados por IIAP (2014): tamaño celular, concentración de

clorofila, niveles de organización, estos criterios se adicionaron debido a que el tamaño

permite y facilita la captura del fitoplancton, este debe encontrarse en una rango de 5 a 50

µ además brinda eficiencia en la filtración e ingestión mencionado por Abalde (2004).

Mientras Egna & Boyd (1997) reportan que la concentración de clorofila permite realizar

la fotosíntesis produciendo oxígeno, que resulta ser crítico para la vida de los animales que

viven en el estanque, esta clorofila brindará el color a la microalga la cual puede ser verde,

parda, rojiza, naranja según Reguera et al (2014), y sobre todo el color es atractivo para su

captura, según Castro et al. (2003). El nivel de organización influye de manera directa en

el tamaño de la microalga, estos criterios permitieron tener a diferencia de los resultados

anteriores a un gran número de especies de microalgas potenciales para la alimentación

teniendo así a Chlorella sp. Scenedesmus acutus, Scenedesmus sp. Nannochloris sp

Botryococcus sp1. Botryococcus sp2.

Actualmente se promueven los cultivos auxiliares la cual es muy usada en la acuicultura,

debido a su rápido crecimiento y la capacidad de adaptación a diferentes fuentes de

nutrientes, esto permite desarrollar su cultivo de manera eficiente, con alta calidad

nutricional y en cantidades adecuadas. Para el género Scenedesmus y Chlorella, en países

como Colombia y México se ha realizado investigaciones en laboratorios para determinar

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cuáles son los medio de cultivos apropiados para su producción (Quevedo et al. 2008;

Gonzales 2010).

En ese sentido AQUAHOY (2015) menciona que el principal Centro de Producción de

Alevines de la Región Loreto en el IIAP-Iquitos, aplica el uso de cultivos de microalgas

Chorella sp. en la alimentación de larvas y post larvas de las especies paco y gamitana, con

la garantía del 65% de la supervivencia. Mientras, Abalde (2004) menciona que

alimentando los alevines con Nannochloris sp. los resultados fueron diversos debido en

parte, a una confusa situación taxonómica. De esta microalga actualmente, se reconoce el

valor nutritivo de Nannochloropsis como alimento de distintas especies en cultivos.

Del aislamiento de las cepas Chlorophyta se utilizó el método combinado: diluciones

sucesivas y aislamiento en placas, Chlorella sp. tuvo una duración de 22 días, Scenedesmus

acutus en 25 días y Nannochloris sp. en 27 días para el aislamiento.

A diferencia de Souza, (2012), quien reporta que el aislamiento de Chlorella sp. se realizó

en 19 días utilizando el método de las subcultivos repetidos la cual demostró ser eficiente

en el proceso de eliminación de fitoplancton de acompañamiento, utilizando el medio

nutritivo NPK (20:5:20) y el medio de agar sólido, que fue eficiente para el aislamiento de

las cepa. Con una temperatura de incubación entre 27 y 28 °C; sin embargo en la

investigación la temperatura de incubación estuvo entre 25 a 27 °C debido a que el proceso

de aislamiento estuvo expuesto a un flujo laminar convencional.

Cáceres (2009) menciona que para el aislamiento de las microalgas Chlorella sp. y

Scenedesmus sp. se realizó en 15 días su aislamiento la cual utilizó rayado en agar al 1% y

por dilución seriadas con el medio nutritivo Hoagland II-modificado (Arnon y Hoagland

1950), con una temperatura de incubación a diferencia de las otras entre 17,5 y 22,8 ºC.

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Castellanos (2012) realiza el aislamiento de Chlorella sp1 y Chlorella sp2 en un periodo

de 21 días en una campana de flujo laminar por la cual sembró en medio líquido y en

medio agar al 1,5 % con el método de estría cruzada mediante la formulación del medio

de cultivo Dubos, teniendo así el mismo tiempo de aislamiento realizado por Mora (2005)

mediante la técnica de dilución, ambos enriquecidos con nutrientes inorgánicos ALGAL y

BG 11.

Cobos et al (2014) mencionan otra metodología de aislamiento para Chlorella sp.

Scenedesmus sp. y Ankystrodesmus sp. proveniente del rio Itaya-Loreto utilizando la

técnica estándar de lavado celular con pipeta capilar (Arredondo & Vázquez, 1991).

Los cultivos microalgales de Chlorophytas en la investigación se evaluaron en un periodo

de 10 días presentando al inicio del cultivo en Chorella sp. una fase exponencial de siete

días mientras que Scenedesmus acutus y Nannochloris sp. un fase de latencia de 3 y 4

días respectivamente, esta diferencia de fases se debió a la fase en la que se encontró el

inocúlo, en el caso de Chlorella sp. tuvo en fase exponencial larga debido a que las células

crecen y se dividen en función exponencial al tiempo, en este periodo ningún nutriente ni

la luz fueron factores limitantes para la multiplicación de las células (Lee & Shen, 2004;

Becker, 1994), La fase de latencia observada permitió tener un periodo más largo de

adaptación en Scenedesmus acutus y corto en Nannochloris sp. debido a que los inóculos

tuvieron células provenientes de la fase estacionaria o cercanas a la senescencia (Lee &

Shen, 2004), ya que la edad fisiológica de la célula afecta su capacidad de multiplicación

según Becker (1994), ya que estas independientemente del inóculo experimentan un

periodo de ajuste fisiológico a los cambios en los nutrientes del medio y condiciones del

cultivo.

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La máxima densidad celular en Chlorella sp. se presentó en el octavo día con 85000

cél/ml y con una densidad final de 71000 cél/ml con una dosis 1,5 ml/l HM, con

condiciones del cultivo en temperatura promedio de 29,6 °C y pH de 9,2 mientras que

para Scenedesmus acutus la máxima densidad alcanzada fue de 33750 cél/ml en el séptimo

día del cultivo con una final de 15300 cél/ml en una dosis 0.5ml/l de HM presentando una

temperatura de 28,9 °C y con pH 8,9 para el cultivo de Nannochloris sp. se presentó la

máxima densidad celular en el octavo día con 34000 cél/ml y el final con 19000 cél/ml con

1.5 ml/l de HM y una temperatura de 28,5 °C y pH 8,7. El rango de temperatura a la que

se cultivó se encuentra de acuerdo con lo mencionado por Merino (2007) ya que estas

microalgas verdes crecen a temperatura en ambientes acuáticos con 20ºC a 30ºC; por lo

que las temperaturas en las zonas amazónicas son adecuadas para el crecimiento intensivo

de las microalgas de los géneros Chlorella y Scenedesmus.

Cobos et al (2014) cultivan Chlorella sp y Scenedesmus sp. con medio nutritivo CHU

alcanzando su máxima densidad celular en 4*106 cél/ml a los 15 días con condiciones

diferentes en la investigación a temperatura promedio de 20°C.

Para el cultivo de Chlorella vulgaris otros autores como Nain et al.(2011) mencionan que

esta microalga alcanza su mayor densidad celular en el octavo día con 21,80*106 cél/ml y

un medio nutritivo a base de agua residual 30mg/l, mientras, que Brito (2006) menciona

que las mejores densidades en el cultivo de Chlorella sp. se presentan a los 15 días con

7,361*106 cél/ml con el medio nutritivo de abono foliar Nitrofosca compuesto por N (10)

;P (4) ;K (7) ;MgO (0.2) equivalente a una concentración de 0,4 ml/l en comparación al

medio HM utilizado en la investigación el patrón clavo está ausente en el medio antes

mencionado.

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CONCLUSIONES

En la investigación se seleccionaron tres microalgas verdes que tuvieron un puntaje

mayor a 32 para el aislamiento conformadas por Chlorella sp. Scenedesmus acutus y

Nannochloris sp. .El aislamiento se logró a los 22 , 25 y 27 días y estas fueron cultivadas

con el medio nutritivo Heussler Merino - HM obteniendo densidades de 85000 , 33750

y 34000 cél/ml respectivamente.



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aislamiento y cultivo de tres especies de microalgas

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