БИОХИМИЯ, 1997, том 62, вып. 11, с. 1453 - 1466

УДК 576.316.24

О ФУНКЦИЯХ ТЕЛОМЕРОбзор

© 1997 г. Е.В. Куренова, Д.М. Мейсон*Лаборатория молекулярной генетики Национального инстиута наук о здоровье и окружающей среде,

Рисерч Триангл Парк, Северная Каролина 27709-2233, США; факс; (919)541-7593, электронная почта: masonj@niehs.nih.gov, kurenova@niehs.nih.gov

Поступила в редакцию 03.08.97

Теломеры сложны структурно и функционально. Они состоят из набора простых повторов ДНК на самом конце хромосомы, с более сложным набором примыкающих повторов. Обнаружено значительное число белков, связывающихся с ДНК теломерных повторов или с их белковыми комплексами, фор- мирующимися на концах хромосом. Теломеры имеют тенденцию образовывать ассоциаты друг с другом. Эти ассоциаты вовлечены в формирование ядерных доменов, которые могут быть важны для регуляции транскрипции, спаривания сестринских хроматид при митозе и для гомологичного синапсиса при мейозе. Теломерные концы хромосом не влияют на ход клеточного цикла и не подвергаются репарации ДНК в отличие от разорванных концов хромосом. Теломеры также обеспечивают особый механизм введения дополнительных копий теломерной ДНК к концам хромосом. Это необходимо для компенсации потери последовательностей ДНК с концов хромосом вследствие неполной репликации их ДНК. Компоненты этого процесса и сам процесс охарактеризованы более детально, тогда как другие функции теломер менее понятны, но являются предметом активных исследований.КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА: теломера, Drosophila melanogaster, дрожжи, хромосомы, транскрипция, репликация, архитектура ядра, сайленсинг, стабильность хромосом, митоз, мейоз, структура хромосом, теломераза, гетерохроматин, эффект положения, Tetrahymena.

Теломеры являются нуклеопротеиновыми структурами на концах линейных хромосом. Они важны для стабильности хромосом, для ядерной архитектуры и определенных хромо­сомных перемещений. Конец теломеры прин­ципиально отличается от разорванных хромо­сом. Это важно потому, что разрывы хромосом вызывают задержку в клеточном цикле и под­вергаются репарации, которая может привести к экзонуклеолитической атаке или лигированию с другими хромосомными фрагментами. Пос­леднее приводит к образованию дицентриков или кольцевых хромосом, к транслокациям или делециям. Учитывая, что ДНК-полимераза не может реплицировать линейную хромосому пол­ностью, требуется специальный механизм для поддержания концевых участков хромосом. Б большинстве организмов эту функцию выпол­няет теломераза - обратная транскриптаза с внутренней РНК-матрицей. Однако при неко­торых условиях длина теломеры может под­держиваться за счет рекомбинации или транс­позиции.

Во многих клетках плечи хромосом опре­деленным образом организованы внутри ядра и могут быть ориентированы от теломеры к

^Адресат для корреспонденции и запросов оттисков.

центромере. Такое расположение может под­держиваться отчасти за счет ассоциации те­ломер друг с другом и с ядерной оболочкой. Есть основания предполагать, что возникающие при этом ядерные домены важны для создания и поддержания структуры хроматина и транс­крипционной активности. Значительные изме­нения в положении хромосом внутри ядра мо­гут происходить, к примеру, в начале мейоза. Теломеры могут играть незаменимую роль в этих движениях, критических для мейотической рекомбинации и сегрегации. В данном обзоре мы рассматриваем роль теломеры в биологии клетки, в особенности в архитектуре ядра и в транскрипционном сайленсинге, т.е. в подавле­нии транскрипции.

Элонгация теломеры

У большинства организмов последователь­ности ДНК на концах хромосом состоят из набора простых повторов, в которых длина единицы повтора обычно составляет 5-8 ос­нований. Эти участки GC-богаты неравномерно по цепям (таблица) и G-богатая цепь ориен­тирована своим З'-концом к концу хромосомы. Поскольку ДНК-полимераза синтезирует толь­ко в одном направлении и требует наличия

1453

.

©1997 Российская Академия Наук. Материал из электронного архива журнала ”Биохимия”. Статья оцифрована в Отделе Научной Информации НИИФХБ

им. А.Н. Белозерского МГУ. Использование материала автоматически предполагает выполнение условий Пользовательского соглашения.

Постоянная ссылка на материал: http://journals.belozersky.msu.ru/biochemistry/paper/1997/11/1453.

1

1454 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н

Последовательности теломерной ДНК

Организмы ПоследовательностиПростейшие

Равноресничные инфузории Tetrahymena, Paramecium

t 2g 4

Гипоресничные инфузории O xytricha, Euploies

T 4G 4

СпоровикиPlasmodium

t t J a g 3

ЖгутиконосцыTrypanosoma

Дрожжи

T 2A G 3

Saccharomyces (T G )p -3TG2 3Schizosaccharomyc.es

ПлесениT l- 2A C A o-lC o-lG l_6

D ictyostelium A G 1-8

Didym iumРастения

T 2A G 3

A rabidopsis, Triticum Животные

T 3A G 3

Насекомые B om byx, Locusta

T 2A G 2

Позвоночные Ictalurus, Homo

T 2A G 3

праймера, отстающая цепь в ходе репликации ДНК не может быть реплицирована полностью. Даже если репликация отстающей цепи ини­циируется на конце хромосомы, то удаление РНК-праймера приводит к возникновению З'-овер- хенга, т.е. З'-выступающего конца. Кроме того, сейчас стало известно, что З'-оверхенг обра­зуется и в лидирующей цепи [1].

Одноцепочечный оверхенг является матри­цей для теломеразы - специализированной об­ратной транскриптазы с внутренней РНК-мат- рицей. Теломераза уже являлась предметом под­робного обзора [2] и не рассматривается здесь детально. Теломеразная активность была об­наружена в большом числе организмов: от простейших и грибов до человека. РНК-Матри- ца содержит последовательности, комплемен­тарные G-цепи теломерного повтора. В Tetra­hymena, к примеру, матрица РНК-цепи содер­жит СААССССАА [3]. Мутации большинства из шести 5'-концевых оснований этой последо­вательности приводят к предсказуемым изме­нениям в последовательности ДНК теломеры [4, 5]. Аналогичные результаты были получены на дрожжах [6, 7] и в культуре клеток человека [8]. Теломераза из Tetrahymena состоит из двух белковых субъединиц [9]. Субъединица р95, по- видимому, участвует в узнавании ДНК [9, 10],

в то время как субъединица р80 ассоциирована с РНК-матриЦей и, возможно, является катали­тически активной [9].

Предполагается, что механизм синтеза те­ломеры является прерывистым - это специфич­ное связывание на оверхенге теломеры, поли­меризация и транслокация. На первой стадии З'-конец ДНК-праймера располагается вдоль РНК-Матрицы, в то время как лежащая выше последовательность праймера связывается с «якор­ным» сайтом фермента. После этого короткий участок ДНК копируется с матрицы. В момент достижения концевого участка матрицы про­исходит новое выравнивание праймера и мат­рицы. Связывание праймера с якорным сайтом фермента при транслокации предотвращает дис­социацию и позволяет провести следующий цикл полимеризации [2].

Теломераза может также отщеплять нуклео­тиды праймера, если он превышает размеры матричного домена РНК-субъединицы [11-13]. Это может рассматриваться как функция кор­рекции и в качестве альтернативы может ис­пользоваться для выявления потенциальных те­ломерных последовательностей в процессе при­соединения новых теломерных последователь­ностей de novo к концу разорванной хромосомы (см. ниже). Хотя последнее событие и проис­ходит, оно случается редко.

Для большинства человеческих соматичес­ких клеток характерно отсутствие детектируе­мого уровня теломеразной активности и при размножении популяции клеток теломеры в них укорачиваются.-Предполагается, что как только теломеры укорачиваются ниже некоей крити­ческой длины, происходит остановка клеточ­ного цикла. Это можно рассматривать как свое­образные митотические часы, которые пре­дотвращают неограниченный рост соматичес­ких клеток [14]. Однако существуют отдельные клетки, которые преодолевают этот барьер и могут расти неограниченно, т.е. стать бессмерт­ными. Одно из изменений, необходимых для бессмертия, состоит в приобретении способ­ности добавлять теломерные повторы в концы хромосом. Это обычно достигается реактива­цией теломеразы и большинство опухолей и бессмертных клеточных линий имеют стабиль­ную длину теломер и теломеразную активность [4, 15]. Однако спонтанный переход к бессмер­тию может происходить и в отсутствие те­ломеразной активности [16-18]. Механизм элон­гации теломер в отсутствие теломеразы не­известен и рекомбинация предполагается как один из возможных вариантов [19].

Небольшое число организмов не проявляет теломеразной активности и поддерживает дли­

Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

О Ф У Н КЦ И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1455

ну теломер с помощью других механизмов [20]. Наиболее известный пример - это Drosophila melanogaster, которая для удлинения концов хро­мосом использует теломероспецифическую транспозицию двух семейств ретротранспозо- нов LINE-типа, а именно не содержащих длин­ных концевых повторов полиаденилированных элементов НеТ-А и TART [21]. Другие ор­ганизмы, включая двукрылых насекомых и лу­ковичные растения, не имеют теломеразной ак­тивности и механизмы, которые ими исполь­зуются для поддержания теломер, в деталях неизвестны. В основном предполагается реком­бинация. Большинство этих организмов имеет относительно простые наборы повторов на кон­цах хромосом и у этих наборов незначительное сходство с каноническими теломерными пов­торами [20]. Но и здесь D. melanogaster - исклю­чение. У нее есть тандемный повтор усеченных элементов НеТ-А и TART на концах хромосом. Полные (неусеченные) представители элементов этих семейств найдены только в теломерных районах. Механизм направленного перемеще­ния этих элементов к теломерам неизвестен. Элементы НеТ-А не кодируют гены обратной транскрипции. Таким образом, эта функция долж­на быть обеспечена извне и, возможно, осу­ществляется клеткой с целью контроля за ско­ростью и/или временем транспозиции [21]. Эле­менты LINE-типа транскрибируются с исполь­зованием внутреннего или внешнего 5'-промо- тора в сайте интеграции. Элементы НеТ-А на конце хромосом часто теряют 5'-конец элемента из-за неполной репликации ДНК и не имеют экзогенного промотора на 5'-конце. Их про­мотор находится вблизи З'-конца. Поскольку эти элементы формируют тандемные повторы, промотор одного элемента используется для транскрипции соседа [22]. Таким образом, хотя положение элементов НеТ-А на концах хро­мосом порождает определенные проблемы, ме­ханизм транскрипции и транспозиции, возмож­но, является общим для элементов LINE-типа.

Кэпирование концов разорванных хромосом

Ранние эксперименты по облучению D. me­lanogaster позволили выделить многочисленные хромосомные перестройки на основе двух или более разрывов хромосом, а концы перестроен­ных хромосом содержали материал, поступаю­щий с концов исходных хромосом. Простые, одноразрывные делеции и инверсии тогда вы­явлены не были, что послужило основанием для постулирования специальных структур - тело­мер - для стабилизации или копирования кон­цов хромосом [23]. Подобные результаты были

получены на разных организмах в эксперимен­тах с использованием разнообразных разру­шающих агентов, таких как ионизирующее из­лучение и химические агенты. Первым исклю­чением явились кольцевые хромосомы, не со­держащие концов.

Хотя спонтанные и индуцированные Мута­генами делеции концов - события редкие, они были зарегистрированы. Мак-Клинток [24, 25] получила разрывы хромосом кукурузы в ана­фазе мейоза и обнаружила, что концы разор­ванных хромосом, попадающих в эндосперм, подвергаются репарации, приводящей к лиги­рованию сестринских разорванных концов пос­ле репликации и затем, в анафазе - к образо­ванию мостов. Однако разорванные концы хро­мосом при попадании в эмбрион стабилизиро­вались. Разрывы, индуцированные в этом экс­перименте, были распределены случайно по длине хромосомных плеч и не были проанализиро­ваны на молекулярном уровне. Недавно кон­цевые нехватки были выявлены у некоторых организмов, включая D. melanogaster, дрожжи и человека. Хромосомы с предполагаемыми кон­цевыми нехватками встречаются довольно час­то у некоторых трав. Гибридизация in situ с использованием растительных теломерных пос­ледовательностей в качестве зондов выявила, что концы разорванных хромосом в этих рас­тениях имеют теломерную ДНК [26, 27]. В боль­шинстве организмов хромосомы и хромосом­ные фрагменты могут выжить только при нали­чии теломерной ДНК на концах. Двухцепочеч­ные разрывы ДНК должны быть репарированы, иначе клетка гибнет.

Для характеристики образования новых те­ломер используются различные методы [28, 29]. Это трансформация дрожжевых клеток линей­ными плазмидами [30], анализ запрограммиро­ванной хромосомной фрагментации [13, 31], ин­теграция теломерных последовательностей в ин­терстициальные сайты [32, 33] и анализ концов разорванных хромосом [34, 35]. Эти подходы дают достаточно согласованную картину образо­вания теломер de novo, о чем говорится ниже.

Разрывы хромосом вызывают задержку кле­точного цикла, предоставляя время для репа­рации. Клетки с нерепарированными хромо­сомами могут возвращаться к митотическому росту после этой задержки, но разорванные хромосомы часто утрачиваются за несколько клеточных циклов [36]. Новые теломерные по­следовательности могут добавляться по месту разрыва с помощью теломеразы [35, 37], но только при наличии короткого З'-оверхенга из 2-4 оснований на конце, напоминающем те­ломерную ДНК [38]. Теломераза имеет высокое

БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

1456 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н

сродство к одиоцепочечным ДНК-праймерам, соответствующим G -богатой теломерной после­довательности. Праймеры с многочисленными кластерами G-остатков являются оптимальны­ми субстратами для элонгации теломеразой, потому что они с большой вероятностью со­держат сайт инициации теломеры среди нес­кольких сотен пар оснований на конце хро­мосомы [39], узнаваемый якорным сайтом те- ломеразы. Теломераза также будет удлинять З'-оверхснг, некомплементарный РНК-матрице, если в праймере присутствует последователь­ность из G-оснований для связывания фермента [38, 40]. Образование теломеры de novo - очень точный процесс. Макроядерные теломеры Euplotes crassus, образуемые при развитийно запрограм­мированной фрагментации хромосом, всегда на­чинаются с последовательности GGGGTTTT - одной из восьми возможных пермутаций тело- мерной последовательности в этом организме [41]. Подобным же образом новые теломеры Saccharomyces cerevisiae начинаются с точной последовательности [39], хотя даже последо­вательности, найденные на концах нативных хромосом, вариабельны (таблица).

Хотя теломерные последовательности ДНК могут быть найдены в интерстициальных хро­мосомных сайтах [28], интеграция теломерной ДНК в геном может индуцировать хромосом­ные разрывы [32, 42]. Образование теломер, индуцированных этим методом, зависит от ин­теграции теломерного «зерна», хотя оно может находиться более чем за 100 нуклеотидов от нового конца хромосомы [33, 39, 43]. В дрожжах последовательность для инициации теломеры не должна быть совершенной копией теломер­ной последовательности, но в клетках человека такая идентичность необходима [33]. Это стро­гое требование соответствия последовательнос­тей скорее обусловлено не самой теломеразой, а фактором, связывающимся с последователь­ностью TRF-фрагмента теломеры [33, 44].

Исключением из правила, по которому все хромосомы должны иметь теломерную ДНК на своих концах, как уже сказано, являетсяD. melanogasler. Этот организм не имеет кано­нической теломерной ДНК, которая бы со­ответствовала последовательностям, представ­ленным в таблице, и разорванные хромосомы могут быть стабилизированы без добавления теломерной ДНК. У D. melanogaster был найден специфический ген-мутатор, который делает воз­можными концевые нехватки [45]. Концы обор­ванных хромосом не связываются ни с какой специфической последовательностью ДНК. Нап­ротив, хромосома может оканчиваться любой последовательностью, даже открытой рамкой

считывания [34, 46]. Теломерный компонент, отвечающий за стабилизацию концов разор­ванных хромосом, неизвестен, хотя было пред­положено участие белка, связывающего двух­цепочечной конец [46]. В результате путем сто­хастической транспозиции разорванные концы хромосом приобретают ретротранспозоны, об­наруживаемые на нативных концах [47].

Архитектура ядра

Кроме своей роли в репликации и копиро­вании теломеры, как предполагается, участвуют в мейотическом спаривании хромосомом, мейо- тической и митотической сегрегации хромосом и в организации ядра. Наблюдения за сомати­ческими и мейотическими клетками свидетельст­вуют о том, что положение теломер внутри ядра высокоспецифично и зависит от взаимодействия теломер с ядерной оболочкой [48, 49]. Неслучай­ное расположение хромосом с концами, со­седствующими друг с другом и с ядерной обо­лочкой, было впервые описано Раблом у амфи­бий [50]. Ориентация хромосом по Раблу с тех пор была обнаружена на стадии профазы в соматических клетках у многих организмов. Остается неясным, является ли взаимоотноше­ние между теломерой и ядерной оболочкой пассивным следствием ориентации хромосом в анафазе или это результат активного процесса, который поддерживает упорядоченную архи­тектуру ядра на стадии интерфазы. Прямое доказательство того, что хромосомы включены в субдомены в интерфазном ядре D. melanogaster, было получено при изучении организации по- литенных хромосом. Плечи отдельных хромо­сом никогда не переплетаются и теломеры имеют тенденцию образовывать кластер на стороне ядра, противоположной хромоцентру [51, 52]. С помощью зондов, красящих хромосомы це­ликом, было показано, что отдельные хромо­сомы занимают неслучайные позиции [53, 54]. При изучении организации теломер в диплоидных ядрах эмбрионов D. melanogaster также была четко выявлена их поляризованноеть [53, 55, 56]. Периферическая локализация теломер отмечена для Trypanosoma [57], клеток растений [58], поч­кующихся [59, 60-62] и делящихся дрожжей [63].

Теломеры взаимодействуют не только с ядер­ной оболочкой, но и друг с другом. Например, дрожжевые клетки, окрашенные антителами про­тив Raplp, дают гораздо меньше пятен, чем ожидаемое число теломер, что предполагает образование теломерных кластеров [60]. R aplp локализован на периферии ядра [60] совместно с белками Sir3p, Sir4p и У'-теломер-ассоцииро- ванной ДНК [62, 64]. Генетические и биохими­

Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

О Ф У Н КЦ И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1457

ческие данные свидетельствуют в пользу об­разования полибелкового комплекса R ap lp - Sir3p-Sir4p. В мутантах sir3 и sir4 Raplp дает рассеянное окрашивание ядра; нормальное зер­нистое окрашивание Sir3p заменяется в мутанте sir4 на диффузное. Аналогичным образом ок­рашивание на Sir4p не дает отдельных пятен в мутанте sir3. Однако теломеры все еще об­разуют кластеры в этих мутантах, что следует из результатов гибридизации с ДНК теломе­роассоциированной последовательности Y'. Од­но из объяснений состоит в том, что в локали­зацию теломер могут быть вовлечены белки, отличные от Sir3p и Sir4p [65]. По модели Мейлетта с соавт. [64] компартментализация дает возможность бифункциональным белкам типа Raplp и Abflp, способным активировать и подавлять транскрипцию, выполнять обе эти функции в одном ядре. Кроме того, перифери­ческая локализация теломер помогает заякори- вать хромосомы, исключая их крупные пере­стройки в интерфазе [48].

Несмотря на то, что теломеры сами по себе не вызывают сегрегацию хромосом, разделение теломер при делении клетки создает особые проблемы для системы сегрегации [66]. Ука­зание на роль цмс-функции в разделении те­ломер недавно получено для Tetrahymena. Изме­нение РНК-матрицы теломеразы в Tetrahymena с GGGGTT на GGGGTTTT может вызвать задержку разделения хромосом в анафазе в мик­ронуклеусе [67]. Цитологический анализ выявил неудавшееся разделение теломер сестринских хроматид. Вытянутые хромосомы очень часто видны как одна непрерывная нить, проходящая по срединной зоне веретена. Авторы пришли к выводу, что теломеры сестринских хроматид в норме ассоциированы до метафазы и что де­фектные теломеры предотвращают разделение теломер. Таким образом, специфический эле­мент теломерного повтора может требоваться в цис-положении для расхождения хроматид.

Для разделения хроматид у D. melanogaster требуются специальные белки [68]. Мутации в гене UbcDl, кодирующем убикитин-конъюги- рующий фермент I класса, вызывают слипание всех теломер в митозе и в мейозе у клеток полового пути самцов. У этих мутантов те­ломеры соединяются неправильным образом с теломерами сестринских хроматид и с тело- мерами гомологичной и негомологичных хро­мосом. Дрожжевой теломерный белок Sir4p свя­зывает деубикитин-конъюгирующий фермент иЬрЗр, что позволяет считать убикитинизацию теломерных белков общим явлением [69].

Как сестринские хроматиды удерживаются вместе до анафазы - неизвестно, но, возможно,

в этот процесс вовлечены теломеры. Нормаль­ные теломеротеломерные ассоциации, цитоло­гически видимые у многих организмов, могут возникать путем взаимодействия одноцепочеч­ных хвостов ДНК [70] или теломерных белков. К числу последних относятся белки ТВР у прос­тейших, белки Rapl или Sir у дрожжей и hTRF у человека [71, 72]. Возможны три варианта теломер-теломерных белковых ассоциаций [49]. Во-первых, димеры или полимеры теломеро­связывающих белков могут одновременно ас­социироваться с двумя или более теломерами. Во-вторых, белки могут связывать теломеры косвенно, через третий элемент, например ком­понент ядермой оболочки. Найдено несколько потенциальных рецепторов, связывающих хро­матин и специфически локализованных на внут­ренней ядерной мембране во время интерфазы [73]. Связывающиеся с ламинами белки LAP2 и LBR быстро ассоциируются с хромосомами и с перестраивающейся ядерной оболочкой в ходе анафазы и телофазы. LBR связывается с двумя человеческими гомологами гетерохрома­тинового белка НР1 D. melanogaster, обнару­женного и в теломерах. В-третьих, белки те­ломеры могут способствовать ДНК-ДНК-взаи- модействиям между теломерами. Олигонуклео­тиды одноцепочечной G-богатой теломерной ДНК ресничатых инфузорий, позвоночных и дрожжей формируют альтернативные структу­ры ДНК in vitro в зависимости от неканониче­ского спаривания гуанинов [74]. (3-Субъединица теломерного белка Oxytricha и белок R aplp дрожжей способны сворачивать или стабили­зировать теломерную ДНК в G-квартетных струк­турах, опосредующих теломеротеломерную ас­социацию in vitro [70]. Линейные плазмиды про­являют способность к теломер-теломерным взаи­модействиям in vitro подобно молекулам, вы­деленным из дрожжей, но только при наличии TGi_3-XBOCTa на их концах. Велинджер с соавт. [1] считает, что теломер-теломерные взаимо­действия ведут к образованию дуплексов ДНК, поддерживаемых парами G:G, а не тройной спиралью или G-квартетом. Хвосты T G r-з и теломеротеломерные взаимодействия обнаруже­ны in vivo в штаммах в отсутствие теломеразы, что предполагает независимое от теломеразы генерирование хвостов TGi-з в поздней S-фазе путем деградации С 1_зА-цепи, регулируемое кле­точным циклом. Образовавшиеся одноцепочеч^ ные хвосты являются потенциальными субстра­тами теломеразы и других теломеросвязываю­щих белков.

Многочисленные цитологические данные го­ворят в пользу различной локализации теломер при мейозе и в соматических ядрах. В мейоти-

6 БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. И 1997

1458 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н

ческих клетках теломеры объединяются в клас­теры в зиготене, образуя так называемый букет. Расположение хромосом «букетом» описано для многих организмов [48]. Эта перестройка ядра, по-видимому, функционально связана с про­цессом гомологичного спаривания и синапсиса. В ходе образования кластера теломеры тесно связаны с ядерной оболочкой и, возможно, взаимодействуют с цитоскелетом. Наиболее яр­ко важная роль этих ассоциатов проявляется при спаривании хромосом в делящихся дрож­жах [75], где движения хромосом в профазе, по-видимому, управляются теломерами.

Ген NDJ1 кодирует белок, ассоциированный с теломерами и необходимый для мейотической сегрегации хромосом у S. cerevisiae [76]. Этот белок накапливается на теломерах в течение профазы мейоза, а его отсутствие ведет к вы­сокой частоте нерасхождения мейотических хро­мосом. Фенотип мутанта ndjl характеризуется задержками в формировании осевых элементов синаптонемального комплекса в ходе синапсиса и в первом мейотическом делении, а также потерей теломерной локализации Raplp, по­ниженными уровнями споруляции и жизне­способности спор и утратой правильного рас­хождения линейных гетерологичных хромосом. Однако отсутствие N djlp не оказывает ника­кого влияния на сегрегацию кольцевых хро­мосом, не имеющих тело мер. Это означает, что указанный белок не требуется для разделения мейотических хромосом per se и что, по-ви- димому, присутствие Ndjlp необходимо для раз­деления хромосом, имеющих теломеры.

Как указано ниже, ассоциации тело мер с такими ядерными структурами, как ядерная обо­лочка или ядерный матрикс, могут иметь от­ношение к репрессии генов.

Теломерный эффект положения

Гены, расположенные рядом или на тело­мерном конце, подвергаются нестабильной транскрипционной репрессии. Теломерный эф­фект положения (ТЭП) у D. melanogaster наблю­дается, когда Р-транспозоны, несущие ген-ре­портер, встраиваются в теломерные области [77-82]. ТЭП был описан как для почкующихся, так и для делящихся дрожжей [83-85]. Эта ре­прессия напоминает центромерный эффект по­ложения мозаичного типа (ЭП) у D. melanogas- ter [86-89]. ТЭП у дрожжей был детально проа­нализирован благодаря его сцепленности с про­цессом сайленсинга (отключения) генов, опре­деляющих тип спаривания.

Z/нс-действугощие компоненты сайленсеров. Тип спаривания у дрожжей определяется ге­

нами, присутствующими в экспрессируемом ло­кусе МАТ. Гены типа спаривания есть и в двух других сайтах - HML и HMR - на той же хромосоме вблизи левой и правой теломер. В этих сайтах гены типа спаривания, однако, не экспрессируются даже при наличии всех сиг­налов экспрессии [90]. Эта позиционнозависи­мая, но ген-независимая репрессия известна как сайленсинг. Она распространяется и на другие дрожжевые гены, если их поместить в HML и HMR, и обусловлена образованием специфичес­кой хроматиновой структуры, которая, по-ви- димому, у дрожжей эквивалентна гетерохро- матииу многоклеточных. Сайленсинг зависит от согласованного действия содействующих последовательностей и нескольких транс-дейст­вующих факторов, в том числе продуктов генов SIR.

Zfwr-действующие последовательности, флан­кирующие HML и HMR, известны как Е- и I-сайленсеры и состоят из консенсусных пос­ледовательностей для ДНК-связывающих бел­ков Raplp, Abflp и белков ORC (Origin Recog­nition Complex) [91-94]. Все четыре сайленсера содержат сайт, который соответствует 11-нуклео­тидному консенсусу, найденному у всех извест­ных автономно реплицирующихся последова­тельностей (ARS). Этот центральный элемент или ARS-консенсусная последовательность (ACS) требуется для функционирования орид- жина репликации и является сайтом связывания комплекса из шести полипептидов ORC [95, 96]. Синтетический сайленсер, содержащий по од­ному сайту связывания для белков ORC, Raplp и Abflp, полностью активен в сайленсинге.

Организация элементов связывания, харак­терная для сайленсеров, не характерна для те­ломер. Теломеры из S. cerevisiae состоят из концевых повторов С|_зА различной длины (~ 150-450 оснований), присоединенных к более длинному и более сложному набору X- и Y'- элементов. Важная черта поли(С)_зА)-последо- вательностей состоит в регулярном повторении центров связывания Raplp [97]. Хотя короткие участки поли(С1_зА)-последовательности при ло­кализации во внутренних сайтах хромосомы недостаточны для репрессии [84], более длинные последовательности функционируют как сай- ленсеры [98]. Дополнительные структурные эле­менты теломер также играют роль в ТЭП. Репрессия репортерного гена URA3 распростра­няется с теломеры нативной хромосомы, содер­жащей Y '-элемент дальше, чем в хромосоме без такой последовательности [99]. Функция Х-эле- ментов в ТЭП неясна.

Присутствие молчащих локусов типа спари­вания вблизи теломер хромосомы III привело

БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

О Ф У Н К Ц И Я Х Т Е Л О М Е Р 1459

к мнению, что это положение может играть роль в сайленсинге НМ [49]. Действительно, удаление молчащих локусов от теломеры ос­лабляет их свойства как сайленсеров [100, 101]. Используя геи-репортер, фланкированный пол­норазмерными сайленсерами типа спаривания HML-E и HML-I, встроенный в разные сайты хромосом, Мейлетт с соавт. [65] показал, что близость к последовательностям теломерных пов­торов необходима для репрессии этого гена. Репортерный ген не репрессируется при ин­теграции на расстояние более 200 т.п.н. от теломеры. Репрессия восстанавливается либо созданием новой теломеры на расстоянии 13 т.п.н. от репортера, либо вставкой теломерной последовательности длиной 350 п.н., которая сама по себе недостаточна для репрессии транс­крипции [98].

Сайленсеры служат как сайты, обеспечиваю­щие сборку гетерохроматина [100]. Гиперпро­дукция PPR1, активатора транскрипции URA3, ведет к ослаблению сайленсинга последователь­ности URA3, включенной в теломеру [102]. Это объясняется конкуренцией сайленсера, спо­собствующего конденсации хроматина, и энхан­сера или белка-активатора, способствующего открытой конфигурации хроматина.

Еще одной функцией сайленсеров является помощь в размещении определенных локусов в специфических для них субъядерных компарт- ментах. Белок Rapl локализуется на периферии ядра [60], тогда как ARS-последовательности дрожжей преимущественно связаны с ядерным матриксом [103]. Генетические данные позволя­ют предположить, что для создания и поддер­жания репрессированного состояния хроматина даже при его внутрихромосомной локализации необходима критическая локальная концентра­ция белков Sir [65, 98, 104, 105].

Важные белковые компоненты транскрип­ционного сайленсинга. Белок Raplp играет важ­ную роль в транскрипционном сайленсинге в локусе НМ и в теломерах. В то же время сайты связывания R aplp найдены внутри промоторов большого числа дрожжевых генов, где белок работает как активатор транскрипции. То же самое обнаружено и для Abflp, который сти­мулирует запуск начала репликации с ARS1. Генетические доказательства участия белков Raplp, Abflp и ORC в сайленсинге получены с помощью мутаций, прекращающих сайлен- синг [91, 93-95, 106, 107]. Мутации указали на SIR-2, -3, -4 и RIF1, продукты которых взаи­модействуют с R aplp, образуя мультимерный комплекс [108, 109]. Тот факт, что мутации в гистонах ИЗ и Н4 подавляют сайленсинг, пред­

полагает участие механизма упаковки хромати­на [110-115].

Молекулярный механизм установления сай­ленсинга детально исследуется у дрожжей. Raplp играет центральную роль в этом процессе. Му­тагенез продемонстрировал, что 28 С-концевых аминокислот Raplp критичны для ТЭП, регу­ляции длины теломеры и сайленсинга HML [116]. Поскольку Raplp способен как активиро­вать, так и репрессировать транскрипцию в зависимости от контекста его сайта связывания, этот белок должен действовать вместе с дру­гими факторами. Для объяснения его действия на НМ-сайленсерах и теломерах было пред­положено, что Raplp посредством белок-бел- кового взаимодействия привлекает в комплекс с ДНК белки Sir [61, 117, 118]. В двухгибридной системе было продемонстрировано, что Sir3p и Sir4p взаимодействуют с Raplp. Взаимодейст­вие Raplp-Sir3p, по-видимому, прямое и похо­же, что Sir3p и Sir4p сами образуют белковый комплекс [118]. Одна из возможных функций такого взаимодействия - это образование рас­ширяющейся структуры, вовлеченной в распрост­ранение репрессированного состояния хромати­на от сайта его инициации [119].

Для установления сайленсинга необходимо пройти через S-фазу клеточного цикла [120], что указывает на возможную роль ORC [94, 107]. Однако сама по себе инициация репликации на сайленсерах несущественна для механизма сай­ленсинга. Связывание слитого белка Gal4-Sirl непосредственно с сайленсером, содержащим ОАЕ4-ДНК-связывающий домен, позволяет обойтись без сайтов связывания ORC и без самой функции ORC [121]. Это подтверждает предположение, что ORC требуется для взаи­модействия Sirlp с сайленсером [122].

В то же время некоторые мутации генов, участвующих в репликации, влияют на сайлен­синг. Так, мутация в CDC7, кодирующем про- теинкиназу, необходимую для инициации реп­ликации, восстанавливает сайленсинг [123]. Му­тации в гене, кодирующем у D. melanogaster ядерный антиген пролиферирующих клеток, процессивный фактор для репликации (PCNA), подавляют гетерохроматическую инактивацию генов [124]. Сайленсинг заключается в формиро­вании специальной репрессирующей структуры хроматина. Возможно, для перехода хроматина из одного состояния в другое необходимо про­хождение репликативной вилки. Возможно, так­же, что и другие события S-фазы, к примеру фосфорилирование, валены для сайленсинга.

Теломерный сайленсинг требует участия тех же белков, что и сайленсинг в локусах HMR и HML, за исключением Sirlp [125]. Поскольку

Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997 6*

1460 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н

мутации в генах ORC ослабляют теломерный сайленсинг, ORC является Sirlp-независимым при проявлении этой функции. Природа этого неясна, хотя несколько возможных предполо­жений было сделано. Во-первых, теломеры в клетках собираются в большую структуру, час­то на периферии ядра [59]. Так, ORC, связыва­ясь на ACS одной теломеры, возможно, спо­собствует теломерному сайленсингу по механиз­му, родственному трансвекции у D, melanogaster. Как вариант, влияние orc-мутаций на теломер­ный сайленсинг могло бы быть связано с из­менением времени репликации.

Теломеры сами вызывают задержку акти­вации ориджина репликации вплоть до поздней S-фазы [126]. С помощью сайт-специфической рекомбинации in vivo были отделены сайты начала репликации от смежной теломеры и было показано, что сигнал для поздней акти­вации репликации устанавливается между ми­тозом и STA RT-стадией в последующей G l-фазе. Будучи однажды установлен, сигнал про­должает существовать в S-фазе и в отсутствие тел о мер. Возможно, это поддержание осущест­вляется благодаря структуре хроматина. С дру­гой стороны, субъядерная локализация теломер на периферии ядра также может быть причиной поздней репликации. Одно из различий во влия­нии теломер на судьбу транскрипции и на время репликации зависит от величины геномных дис­танций. Сайт начала репликации ori может под­вергаться воздействию на дистанциях свыше 27 т.п.н. от теломеры, в то время как транскрип­ционный сайленсинг обычно распространяется только на одну десятую этого расстояния [99].

Ни один из белков Sir не содержит ДНК- связывающие мотивы и никакие мутации в этих генах не влияют на связывание других белков с ДНК сайленсера. Сейчас кажется ясным, что белки Sir3p и Sir4p направляются к НМ-сайлен- серам и теломерам за счет взаимодействия с белком Rap 1р [118]. Все четыре белка Sir необ­ходимы для сайленсинга на НМ, по только зри (Sir2, 3, 4) - для теломерного сайленсинга [125]. Как белки Sir репрессируют транскрип­цию, будучи единожды связанными с сайленсе- ром, и что именно определяет размер репрес­сируемого домена - неизвестно. Делеция С-кон- цевого участка Sir4p, который имеет слабое сходство с белками ламины млекопитающих [127], отменяет сайленсинг в НМ-локусах и те- ломерах и способствует увеличению продол­жительности жизни [128]. Существенно больше известно о двух других белках - Sir3p и Sirlp.

Суперпродукция белка Sir3p увеличивает эф­фективность и распространенность района сай- ленсиига вдаль от дрожжевой теломеры [99].

Вероятность репрессии репортерного гена URA3 уменьшается с расстоянием между про­мотором гена и теломерой, падая примерно на порядок с каждой тысячей пар нуклеотидов. Таким образом, можно говорить, что теломер­ный сайленсинг является кооперативным про­цессом, включающим сборку полибелкового комплекса, аналогичного предполагаемому для мозачного эффекта положения (МЭП) у D. me­lanogaster [129, 130]. Увеличение дозы Sir3p рас­ширяет «молчащий» домен теломеры. Следова­тельно, Sir3p - решающий компонент молча­щего домена хроматина, начинающегося на те- ломере и собирающегося вдоль дрожжевой хро­мосомы. Так как ген SIR3 расположен вблизи теломеры, репрессия, связанная с эффектом по­ложения локуса SIR, может обеспечивать меха­низм обратной связи для контроля эффекта положения у дрожжей. Таким образом, рас­пространение ТЭП в S. cerevisiae модулируется многочисленными факторами, включающими дистанцию промотора от теломеры, силу про­мотора, транскрипционный статус ближайших к теломере, т.е. теломеропроксимальных генов, присутствие Y'-элементов и внутриклеточную концентрацию Sir3p.

Сайленсинг в НМ-локусах исключительно стабилен, а на теломерах - нет [84]. Эта неста­бильность показана как секторный рост дрож­жевых колоний или как мозаичность у D. mela­nogaster. Одно из очевидных различий - участие Sirlp в транскрипционной репрессии НМ-локу- сов. Действительно, потеря функции SIR1 при­водит к нестабильной репрессии в HML [125, 131]. В поддержку идеи о роли Sirlp в установ­лении репрессии можно привести данные о том, что мутации сайленсера или RAP1 могут давать фенотипы, аналогичные мутациям sir 1 [132-134]. Кроме того, направленный транспорт гибрид­ного белка Gal4-Sirlp к HMR приводит к от­мене необходимости сайленсера HM R-Е для репрессии [135]. Это позволяет допустить, что белок Sirlp достаточен для привлечения прочих белков Sir к локусу HMR. Этот гибридный белок влияет и на теломерный сайленсинг. Ког­да искусственная теломера с сайтом связывания GAL4, смежным с Q ...зА-повтором, получает возможность образовать комплекс с гибридным белком Gal4-Sirlp, стабильность репрессии URA3 существенно возрастает.

Прямое взаимодействие Sir4p и Sir2p, Sir4p и Sir3p, Sir2p и Sir3p, Sir2p и Sir2p, Sir4p и Sir4p наблюдается in vitro и in vivo [136]. Кроме того, два других белка тесно связаны с комплексом Sir2p-Sir3p-Sir4p [69]. Один из этих дополни­тельных белков - Ubp3 - один из нескольких дрожжевых ферментов, деубикитинизирующих

БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. И 1997

О Ф У Н К Ц И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1461

белки-мишени. Делеция гена UBP3 приводит к значительному усилению сайленсинга генов, встроенных либо рядом с теломерой, либо в одном из молчащих локусов спаривания. Это указывает на то, что Ubp3p является ингиби­тором сайленсинга. Ubp3p может регулировать сайленсинг, контролируя активность либо сбор­ку комплекса белков Sir во время S-фазы [69]. Регуляция сайленсинга за счет убикитинизации является эволюционно консервативным процес­сом; мутации гена убикитин-С-концевой гидро- лазы усиливают мозаичный эффект положения у D. melanogaster [137].

Нуклеосомы, поддерживающие молчащие кассеты типа спаривания и другие молчащие области у дрожжей, гипоацетилированы, как и в неактивном хроматине многоклеточных [138], что предполагает участие в сайленсинге у дрож­жей хроматиновых структур высшего порядка, напоминающих гетерохроматин [139]. 'ГЭП у дрожжей сопровождается недоступностью ДИК для DAM-метилазы [140, 141]. Мутации в гис­тонах ИЗ и Н4 [102, 113, 114], удаляющие по­тенциальные сайты ацетилирования в N -k o h - цевом домене, вызывают дефекты сайленсинга в HML, HMR и теломерах. Sir2p играет роль ускорителя деацетилирования гистонов в дрож­жах [138]. Давно известно, что доза генов гис­тонов и ингибиторы гистонных деацетилаз влия­ют на ЭП у D. melanogaster [142-145]. Кроме того, делеции NAT1- и A R D l-генов, кодирую­щих субъединицы N -концевой ацетилтрансфе- разы, вызывают дефект сайленсинга у дрожжей [146]. Хотя N -концевое ацетилирование явля­ется модификацией, отличной от ацетилиро­вания остатков лизина, оно говорит о важности ацетилирования в сайленсинге.

Регулятор транскрипции RPD3 у дрожжей, гомологичный в некоторой степени деацетилазе гистонов человека, влияет на уровень ацетили­рования гистонов. Штамм с делецией rpd3 про­являет пониженную транскрипционную актив­ность вблизи теломер [147, 148]. Кроме того, усиление МЭП у D. melanogaster наблюдается в мутантных штаммах dRPD3 [147]. Это свиде­тельствует в пользу того, что ацетилирование компонентов хроматина может регулировать экспрессию генов.

Наследуемость транскрипционного состоя­ния отнюдь не определяется природой самого молчащего локуса или его хроматина [149]. Это скорее свойство сайленсера. При отсутствии сайленсера репрессия исчезает за один клеточ­ный цикл. Следовательно, сайленсеры требуют­ся для наследования репрессированного состоя­ния. Возможно, эпигенетическая наследствен­ность репрессированного состояния, наблюдае­

мая во многих случаях ЭП, обусловлена специ­фическими последовательностями, нужными именно для репрессии. И как дополнение к собственно сайленсеру, связанные с ним белки - Raplp, Abflp и ORC, - как и Sirlp, по-види­мому, принадлежат к категории компонентов, необходимых для существования сайленсинга. Мутации некоторых из них дают общий фено­тип: частичный сайленсинг, эпигенетически нас­ледуемый и приводящий к смешанным популя­циям репрессированных и дерепрессированных клеток, каждая из которых с высокой частотой дает потомство с тем же транскрипционным статусом, что и у родителей. Таким образом, сайленсеры, ассоциированные с ними белки и Sirlp, по-видимому, представляют собой струк­туру, чья роль состоит в управлении образо­ванием гетерохроматина и в поддержании его структуры. Так, сайленсеры обеспечивают ге­номную память на уровне экспрессии. Будучи собранным, такой комплекс проходит через все стадии клеточного цикла и может быть унасле­дован дочерними клетками. Если же гетерохро- матии исчезает на определенной стадии клеточ­ного цикла, то сайлеисер гарантирует его эф­фективную сборку. Два наблюдения поддержи­вают эту модель сборки-разборки. Во-первых, молчащие промоторы, по-видимому, более дос­тупны для специфических факторов транскрип­ции перед митозом или в его процессе [101]. Во-вторых, молчащие домены, активированные исчезновением гетерохроматина в этой области, должны пройти через определенную стадию клеточного цикла, S-фазу или более позднюю фазу, чтобы вернуться в молчащее состояние [ 120].

Riflp и Rif2p взаимодействуют с Raplp. Мутации в RIF1 или RIF2 приводят к умерен­ной элонгации теломер и увеличенному тело­мерному сайленсингу [92, 150]. Одновременная делеция обоих генов вызывает резкое увеличе­ние длины теломер, тогда как гиперпродукция каждого гена уменьшает длину теломер. Вы­полнение этими белками функции по регуляции длины теломер требует участия С-конца белка Raplp и, возможно, что R iflp и Rif2p взаимо­действуют друг с другом in vivo [150]. Riflp на одной теломере может взаимодействовать с Rif2p на другой и играть важную роль в образовании теломерных кластеров [59, 60, 62, 151]. RIF1, возможно, играет ключевую роль в поддержа­нии баланса между сайленсингом в локусах НМ и теломерах, обусловленную конкуренцией за белки Sir [152].

Длина теломеры, возможно, регулируется по механизму отрицательной обратной связи, ко­торая может чувствовать точное число С-кон-

Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

1462 КУРЕНОВА, М ЕЙ СО Н

цов R aplp на конце хромосомы. Марканд и соавт. [153] предложили модель, в которой ком­плексы Raplp-Sir и Raplp-Rif расположены на противоположных концах С 1_зА-теломерных повторов. Взаимодействия Raplp-Sir благопри­ятны на проксимальном конце телосомы благо­даря кооперативным взаимодействиям между самими белками Sir и между белками Sir и гистонами НЗ и Н4. Количество Rif-комплексов представляется основным параметром, регули­рующим длину теломеры. Укорочение тело- мер в связи с супер продукцией белков Rif, возможно, связано с распространением Rif-комп­лексов вдоль теломеры. Комплекс Rif 1 р—Rif2p, похоже, действует на дистальном конце тело­меры и взаимодействие с белками, связываю­щимися с концами теломер, способствует сбор­ке. К группе таких белков относятся Estl [154], Cdcl3 [155-157] и Stnlp [158]. Другой кандидат для воздействия Rif - это Piflp - геликаза, ингибирующая элонгацию теломер [159].

Теломерный эффект положения у D. melanogaster

Теломерный сайленсинг изучен у D. melano­gaster не так хорошо, как у дрожжей. ТЭП у D. melanogaster наблюдается, когда Р-элементы, несущие репортерный ген, встраиваются в те­ломерные области и подвергаются мозаичной экспресии [77-82]. Мало известно о цис- и транс-действующих факторах, влияющих на эф­фективность сайленсинга этих трансгенов. Все мозаичные Р[ю]-вставки, изученные к настоя­щему времени, оказались встроенными в субте­ломерные минисателлиты (X. Бийссманн, част­ное сообщение; П.К. Гейер, частное сообщение; М. Павлова и Р.В. Левис, частное сообщение). Следовательно, эти минисателлиты являются возможными кандидатами, обеспечивающими транскрипционный сайленсинг и образование гетерохроматина в субтеломерной области. С целью исследования субконцевых минисател­литов хромосомы 2L [160] как потенциальных цнс-действующих последовательностей в ТЭП они были помещены в P-элементную конструк­цию перед mini-vr/z/te-reHOM. Получено несколь­ко трансгенных линий, в которых способность субтеломерных минисателлитов вызывать сай­ленсинг могла тестироваться в нетеломерных районах. Показано, что минисателлит репрес­сирует активность репортерного гена в эктопи­ческих позициях хромосом и эта репрессия за­висит от ориентации и длины минисателлита (Куренова с соавт., не опубликовано). Эта ре­прессия нечувствительна к изменениям темпе­ратуры, к добавочной Y-хромосоме или транс­действующим модификаторам центромерного

ЭП, что указывает на ее отличие от классичес­кого МЭП. Однако репрессия ослабляется при мутации Su(z)2 в структурном белке хроматина [161], необходимом для ТЭП (Л. Волрат, част­ное сообщение).

Наблюдаемая зависимость репрессии гена- репортера от ориентации последовательности, предшествующей ему, имеет прецеденты; она была показана и для сайленсеров дрожжевых локусов, контролирующих тип спаривания [100]. Оба эти локуса (HMR Е и HML Е) проявляют ориентационнозависимый сайленсинг и опреде­ленная организация элементов связывания в сайленсере является критичной для его функци­онирования. Различные типы и организация сайленсеров имеют разные возможности в ус­тановлении репрессии в близлежащем локусе. ТЭП у D. melanogaster и дрожжей, возможно, имеют больше общего, чем ТЭП и МЭП у D. melanogaster, т.е. чем теломерный и цетромер- ный эффекты положения у мух. Однако дли­тельное, контролируемое в развитии поддержа­ние транскрипционного сайленсинга у D. mela­nogaster может иметь общие черты с ТЭП. Зинк и Паро [162] изучали функциональную роль PRE (PcG Response Element) комплекса бито­ракс и обнаружили, что элемент ведет себя как ориентационнозависимый сайленсер, способный индуцировать мозаичную экспрессию соседних генов. Белки PcG считаются индукторами гете- рохроматиноподобных структур на сайтах PRE, стабильно инактивирующих транскрипцию [163], Возможно, что они или другие дополнительные белки, кодируемые еще не идентифицированны­ми генами, необходимы для ТЭП. Эти белки, возможно, формируют полимерные агрегаты, аналогичные мультимерным комплексам дрож­жей, которые способны взаимодействовать с другими структурами ядра, создавая локальные теломероспецифичные гетерохроматиновые до­мены.

Хотя 2Ь-субконцевой минисателлит D, me­lanogaster может репрессировать экспрессию оо-гена в нетеломерных районах, он не вызывает мозаицизма (Куренова с соавт., не опубликова­но). Есть множество причин, по которым эти трансгены не проявляют мозаицизма. Одна из них та, что минисателлиты могут быть ответст­венны за инициацию сборки или нуклеацию гетерохроматина либо за связывание теломеры в определенном ядерном компартменте. Ассо­циации между теломерами и структурами ядра, такими как ядерная оболочка или ядерный мат­рикс, коррелируют с репрессией у дрожжей [98]. Считают, что и у D. melanogaster теломеры присоединены к ядерной оболочке и взаимо­действуют друг с другом [48, 49]. Вставки

БИ О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

О Ф У Н К Ц И Я Х ТЕЛОМ ЕР 1463

P-элемента в субтеломерный минисателлит могут нарушать функционирование теломеры, деста­билизируя эти структуры или их ассоциации. Минисателлит в траисгене остается интактным и потому не вызывает мозаицизма. Однако против этого объяснения говорит тот факт, что уменьшение числа минисателлитных повторов вызывает лишь ослабление репрессии, а вовсе не мозаичность.

Второе возможное объяснение состоит в том, что минисателлит содержит все структуры, не­обходимые для транскрипционной репрессии во всех клетках, и, таким образом, предотвращает нестабильную репрессию. Подобное объяснение находится в соответствии с данными о том [100], что разные типы и структуры сайленсеров, об­ладают разной способностью к установлению репрессии в соседнем локусе. Таким образом, другие компоненты в цис могут вызывать мо- заицизм путем конкуренции с сайленсером. На­пример, суперпродукция транскрипционного ак­тиватора для гена URA3 ослабляет его сайлен- синг, если URA3 вставлен в теломеру дрожжей [102]. То же верно и для случая сайленсера PRE у D. melanogaster [162]. Кандидатами в конку­ренты репрессии, вызванной субтеломерными минисателлитами у D. melanogaster, являются теломерные НеТ-А- и TART-элементы. З'-Не- кодирующая область элемента НеТ-А находит­ся рядом с минисателлитом на конце хромо­сомы 2L [160]. Эта часть НеТ-А сама по себе не способна индуцировать мозаичную экспрес­сию близлежащего гена yellow [46, 47]. Однако З'-некодиругощая область элемента НеТ-А со­держит промотор [22] и может дерепрессировать сайленсинг путем конкуренции с сайленсером. Этим можно объяснить мозаичную экспрессию генов, встроенных в теломерной области, и отсутствие мозаицизма в транс-генах с субте­ломерными минисателлитами в эктопических позициях.

Теломерный транскрипционный сайленсинг в природном контексте

Теломерный сайленсинг влияет на дрожже­вой ретротранспозон Ту5-1, локализованный на расстоянии 1,8 т.п.н. от левой теломеры хро­мосомы III S. cerevisiae. Это неактивный член семейства дрожжевых ретротранспозонов Ту5, несущий делецию, которая затрагивает коди­рующую область интегразы. Экспрессия Ту5-1 практически не дектируется в штаммах дикого типа с суперпродукцией Sir3, но усиливается в мутанте sir3 и N -концевом делеционном му­танте гистона Н4 [164]. Эти данные указывают на то, что экспрессия Ту5-1 подвержена тело­

мерному сайленсингу. Элементы Ту5 траиспо- зируются преимущественно вблизи молчащих областей типа теломер и локусов НМ и это наблюдение позволяет предположить, что такая локализация избирается элементами Ту5 для выключения собственной экспрессии. Мозаич­ный и полустабильный сайленсинг может быть полезным для некоторых ретротранспозонов в качестве механизма регуляции транскрипции и транспозиции. Прыжки ретротранспозонов мо­гут вызвать мутагенное повреждение. В попу­ляции клеток с мозаицизмом, т.е. при полуста- бильной экспрессии ретротранспозонов, мута­генное повреждение будет возникать лишь у небольшой части популяции. Теломерный сай­ленсинг может функционировать как сеть бе­зопасности для мобильного элемента.

Итак, теломеры выполняют ряд клеточных функций. Некоторые из них, такие как элон­гация и кэпирование хромосом, необходимы для поддержания линейных хромосом. Назна­чение других особенностей теломер, таких как локализация и сайленсинг, менее понятно. В то время как большинство организмов имеет прос­тые повторы на концах своих хромосом и ис­пользует их для элонгации и кэпинга, некото­рые организмы вроде D. melanogaster умудря­ются выживать без таких теломерных последо­вательностей. Очевидно, что существуют иные структуры и механизмы, выполняющие те же функции.

Мы только начинаем понимать особенности поведения теломер. Хотя простой концевой повтор может быть важен для теломерного эффекта положения в дрожжах, аналогичный эффект положения наблюдается у D. melanogas­ter без этих повторов. Еще предстоит выяснить, не является ли Drosophila и здесь исключением. Но даже если и так, это расширит наше пони­мание того, что же такое теломера.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Wellinger, R.J., Ethier, К., Labrecque, Р., andZakian, V.A. (1996) Cell, 85, 423-433.

2. Greider, C.W., and Blackburn, E.H. (l996).S'a. Amer., 274, 92-97.

3. Greider, C.W., and Blackburn, E.H. (1989) Nature, 337, 331-337.

4. Autexier, C., and Greider, C.W. (1996) Trends Biochem. Sci., 21, 387-391.

5. Yu, G.L., Bradley, J.D., Attardi, L.D., and Blackburn, E.H. (1990) Nature, 344, 126-132.

6. McEachern, M.J., and Blackburn, E.H. (1995) Nature, 376,403- 409.

7. Singer, M.S., and Gottschling, D.E. (1994) Science, 266,404- 409.

8. Feng, J., Funk, W.D., Wang, S.S., Weinrich, S.L., Avilion, A.A., Chiu, C.P., Adams, R.R., Chang, E., Allsopp, R.C., and Yu, J. (1995) Science, 269, 1236-1241.

Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

1464 КУРЕНОВА, М ЕЙ СО Н

9. Collins, К., Kobayashi, R., and Greider, C.W. (1995) Cell, 81, 677--686.

10. Harrington, L., Hull, C., Crittenden, J., and Greider, C.(1 9 9 5 )/ Biol, Cherrt., 270, 8893 -8901.

11. Colin, M„ and Blackburn, Е.И. (1995) Science, 269,396-400.12. Collins, K., and Greider, C.W. (1993) Gene Develop., 7,

1364-1376.13. Melelc, M., Greene, E.C., and Skippen, D.E. (1996) Mol.

Cell Biol,, 16, 3437-3445.14. Harley, C.B. (1991) Mulat. Res., 256, 271-282.15. Shay, J.W., and Wright, W.E. (1996) Trends Genet., 12,

129-131.16. Bryan, T.M., Englezou, A., Gupta, J., Bacchetti, S., and

Reddel, R.R. (1995) EMBOJ., 14, 4240-4248.17. Kim, N.W., Piatyszek, M.A., Prowse, K.R., Harley, C;B.,

West, M.D., Ho, P.L.C., Coviello, G.M., Wright, W.E., Weinrich, S.L., and Shay, J.W. (1994) Science, 266, 2011- 2015.

18. Rogan, E.M., Bryan, T.M., Hukku, B., Maclean, K., Chang, A.C., Moy, E.L., Englezou, A., Warneford, S.G., Dalla, P.L., and Reddel, R.R. (1995) Mol. Cell Biol, 15, 4745-4753.

19. Mtirnane, J.P., Sabatier, L., Marder, B.A., and Morgan, W.F. (1994) EMBOJ., 13, 4953-4962.

20. Biessmann, H., and Mason, J.M. (1997) Chromosoma, in press.

21. Mason, J.M., and Biessmann, H. (1995) Trends Genet., 11, 58-62.

22. Danilevskaya, O.N., Arkhipova, I.R., Traverse, K.L., and Pardue, M.L. (1997) Cell, 88, 647-655.

23. Muller, H.J. (1938) Coll, Net, 8, 182-195.24. McClinlock, B. (1939) Proc. Natl. Acad, Sci, USA, 25,

405-416.25. McClintock, B. (1941) Genetics, 26, 234-282.26. Wang, S., Lapitan, N.L.V., and Tsuchiya, T. (1992) Ge­

nome, 35, 975-980.27. Werner, J.E., Kota, R.S., Gill, B.S., and Endo, T.R. (1992)

Genome, 35, 844-848.28. Biessmann, H., and Mason, J.M. (1994) Chromosoma, 103,

154-161.29. Melelc, M„ and Shippen, D.E. (1996) Bioessays, 18, 301-308.30. Wang, S.S., and Zakian, V.A. (1990) Nature, 345,456-458.31. Yao, М.-C., Yao, C.-И., and Monks, B. (1990) Cell, 63,

763-772.32. Farr, C., Fantes, J., Goodfellow, P.N., and Cooke, H.

(1991) Proc. Natl, A cad. Sci. USA, 88, 7006-7010.33. Hanish, J.P., Yanowitz, J.L., and De Lange, T. (1994) Proc.

Natl. Acad. Sci, USA, 91, 8861-8865.34. Biessmann, H., and Mason, J.M. (1988) EMBO J., 7,

1081-1086.35. Flint, J., Craddock, C.F., Villegas, A., Bentley, D.P., Wil­

liams, H.J., Galanello, R., Cao, A., Wood, W.G., Ayyub, H., and Higgs, D.R. (1994) Amer. J. Hum. Genet., 55, 505-512.

36. Sandell, L.L., and Zakian, V.A. (1993) Cell, 75, 729-739.37. Morin, G.B. (1991) Nature, 353, 454-456.38. Lee, M.S., and Blackburn, E.H. (1993) Mol. Cell Biol., 13,

6586-6599.39. Kramer, K.M., and Haber, J.E. (1993) Genes Develop., 7,

2345-2356.40. Harrington, L.A., and Greider, C.W. (1991) Nature, 353,

451-454.41. Klobutcher, L.A., Swanton, M.T., Donini, P., and Prescott,

D:M. (1981) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 78, 3015-3019.42. Surosky, R.T., andTye, B.K. (1985) Proc. Natl. Acad. Sci.

USA, 82, 2106-2110.43. Murray, A.W., Claus, T.E., and Szostak, J.W. (1988) Mol.

Cell Biol, 8, 4642-4650.44. Zhong, Z., Shiue, L., Kaplan, S., and De Lange, T. (1992)

Mol. Cell Biol., 12, 4834-4843.45. Mason, J.M., Strobel, E., and Green, M.M. (1984) Proc,

Natl. Acad, Sci. USA, 81, 6090-6094.

46. Biessmann, H., Mason, J.M., Ferry, K., d'Hulst, M., Val- geirsdottir, K., Traverse, K. L., and Pardue, M.L. (1990) Cell, 61, 663-673.

47. Biessmann, H,, Carter, S.B., and Mason, J.M. (1990) Proc. Nall. Acad. Sci, USA, 87, 1758-1761.

48. Demburg, A. F., Sedat, J.W., ZacheusCande, W., and Bass, I I.W.(1995) in Telomeres (Blackburn, E.H., and Greider, C.W., eds), Cold Spring 1-Iarbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York, pp. 295-338.

49. Gilson, E., Laroche, T., and Gasser, S.M. (1993) Trends Cell Biol., 3, 128-134.

50. Rabl, C. (1885) Morphol. Jahrb., 10, 214-330.51. IJochstrasser, M., Mathog, D., Gruenbaum, Y., Saumw.e-

ber, PI., and Sedat, J.W. (1 9 8 6 )/ Cell Biol., 102, 112-123.52. Mathog, D., Hochstrasser, M., Gruenbaum, Y., Saumwe-

ber, H., and Sedat, J. (1984) Nature, 308, 414-421.53. Marshall, W.F., Demburg, A.F., Harmon, B., Agard, D.A.,

and Sedat, J.W. (1996) Mol. Biol. Cell, 1, 825-842.54. Demburg, A.F., Broman, K.W., Fung, J.C., Marshall, W.F.,

Philips, J., Agard, D.A., and Sedat, J.W. (1996) Cell, 85, 745-759.

55. Johansen, K.M., Johansen, J., Back, K.H., and Jin, Y.(1996) / Cell. Biochem., 63, 268-279.

56. Hiraoka, Y„ Agard, D.A., and Sedat, J.W. (1990) / Cell. Biol., I l l , 2815-2828.

57. Chung, PPM., Shea, C., Fields, S., Taub, R.N., van der Ploeg, L .H , andTse, D.B. (1990) EMBOJ., 9, 2611-2619.

58. Shaw, P., Highett, M., and Rawlins, D. (1992) / Micros­copy, 166, 87-97.

59. Palladino, F., Laroche, Y , Gilson, E., Axelrod, A., Pillus, L., and Gasser, S.M. (1993) Cell, 75, 543-555.

60. Klein, F., Laroche, T , Cardenas, M.E., Hofmann, J.F.-X., Schweizer, D., and Gasser, S.M. (1992) / Cell Biol, 117, 935-948.

61. Cockell, M., Palladino, F., Laroche, T., Kyrion, G., Liu, C., Lustig, A J., and Gasser, S.M. (1995) / Cell. Biol., 129, 909-924.

62. Gotta, M., and Gasser, S.M. (1996) Experientia, 52, 1136- 1147.

63; Funabiki, PI., Hagan, I., Uzawa, S., and Yanagida, M. (1993 )/ Cell Biol,, 121, 961-976.

64. Maillet, L., Boscheron,C.,Gotta, M., Marcand, S.,Gilson, E,, and Gasser, S.M. (1996) Gene Develop., 10, 1796-1811.

65. Konkel, L.M.C., Enomoto, S., Chamberlain, E.M., McCunezierath, P., Iyadurai, S.J.P., and Berman, J. (1995) Proc. Natl, Acad, Sci. USA, 92, 5558-5562.

66. Hawley, R.S. (1997) Science, 275, 1441-1443.67. Kirk, K.E., Hannon, B.P., Reichardt, I.K., Sedat, J.W.,

and Blackburn, E.H. (1997) Science, 275, 1478-1481.68. Cenci, G., Rawson, R.B., Belloni, G., Castrillon, D.PI.,

Tudor, M., Petrucci, R., Goldberg, M.L., Wasserman, S.A., and Gatti, M. (1997) Gene Develop., 11, 863-875.

69. Moazed, D., and Johnson, D. (1996) Cell, 86, 667-677.70. Henderson, E. (1995) in Telomeres (Blackburn, E.PI., and

Greider, C.W., eds), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York, pp. 11-34.

71. Fang, G., andCech, T.R. (1995) in Telomeres (Blackburn, E.PP, and Greider, C.W., eds), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York, pp. 69-106.

72. Chong, L., van Steensel, B., Broccoli, D., Erdjument, B.H., Hanish, J.,Tempst,P., and de Lange, T. (1995) Science, 270, 1663-1667.

73. Marshall, I.C.B., and Wilson, K.L. (1997) Trends. Cell Biol., 7, 69-74.

74. Sundquist, W.I. (1993) Curr. Biol., 3, 893-895.75. Chikashige, Y., Ding, D.Q., Funabiki, H., Haraguchi, T ,

Mashiko, S., Yanagida, M., and Hiraoka, Y. (1994) Science, 264, 270-273.

76. Conrad, M.N., Dominguez, A.M., and Dresser, M.E. (1997) Science, 276, 1252-1255.

77. Gehring, W.J., Klemenz, R., Weber, U., and Kloter, U. (1984) EMBO J., 3, 2077-2085.

БИ О Х И М И Я вып. 62 вьш. 11 1997

О Ф У Н КЦ И Я Х ТЕЛ О М ЕР 1465

78. Hazelrigg, Т , Levis, R.W., and Rubin, G.M. (1984) Cell, 36,469-481.

79. ICarpen, G.H., and Spradling, A.C. (1992) Genetics, 132, 737-753.

80. Levis, R.W., Ganesan, R., Houtchens, K., Tolar, L.A., and Sheen, F.M. (1993) Cell, 75, 1083-1093.

81. Tower, J., Karpen, G.IT, Craig, N., and Spradling, A.C. (1993) Genetics, 133, 347-359.

82. Wallrath, L.L., and Elgin, S.C.R. (1995) Gene Develop., 9, 1263-1277.

83. Allshire, R.C., Javerzat, J.-P., Redhead, N.J., and Cran­ston, G. (1994) Cell, 76, 157-169.

84. Gottschling, D.E., Aparicio, O.M., Billington, B.L., and Zakian, V.A. (1990) Cell, 63, 751-762.

85. Nimmo, E.R., Cranston, G., and Allshire, R.C. (1994) EMBOJ., 13, 3801-3811.

86. Henikoff, S. (1992) Cun. Opin. Genet. Dev., 2, 907-912.87. Moehrle, A., and Paro, R. (1994) Dev. Genet., 15, 478-484.88. Muller, H.J. (1941) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol.,

9,151-165.89. Spofford, J.B. (1976) in The Genetics and Biology o f Droso­

phila (Ashburner, M., and Novitski, E., eds), Academic Press, London, pp. 469-481.

90. Laurenson, P., and Rine, J. (1992) Microbiol Rev., 56, 543-560.

91. Kurtz, S., and Shore, D. (1991) Gene Develop., 5, 616-628.92. Kyrion, CL, Liu, K„ Liu, C., and Lustig, A.J. (1993) Gene

Develop., 7, 1146-1159.93. Loo, S., Laurenson, P., Foss, M,, Dillin, A., and Rine, J.

(1995) Genetics, 141,889-902.94. Loo, S., Fox, C.A., Rine, J., Kobayashi, R., Stillman, B.,

and Bell, S. (1995) Mol. Biol. Cell, 6, 741-756.95. Bell, S.P., Kobayashi, R., and Stillman, B. (1993) Science,

262, 1844-1849.96. Newlon, C.S., and Theis, J.F. (1993) Curr. Opin. Genet.

Dev., 3, 752-758.97. Conrad, M.N., Wright, J.IT, Wolf, A.J., and Zakian, V.A.

(1990) Cell, 63, 739-750.98. Stavenhagen, J.B., and Zakian, V.A. (1994) Gene Develop.,

8, 1411-1422.99. Renauld, IT, Aparicio, O.M., Zierath, P.D., Billington,

B.L., Chhablani, S.K., and Gottschling, D.E. (1993) Gene Develop., 7, 1133-1145.

100. Shei, G.J., and Broach, J.R. (1995) Mol. Cell. Biol., 15, 3496-3506.

101. Thompson, J.S., Johnson, L.M., and Grunstein, M. (1994) Mol. Cell Biol., 14, 446-455.

102. Aparicio, O.M., and Gottschling, D.E. (1994) Gene De­velop., 8, 1133-1146.

103. Amati, B.B., and Gasser, S.M. (1988) Cell, 54, 967-978.104. Lustig, A.J., Liu, C., Zhang, C., and Hanish, J.P. (1996)

Mol. Celt Biol, 16, 2483-2495.105. Marcand, S., Buck, S.W., Moretti, P., Gilson, E., and

Shore, D. (1996) Gene Develop., 10, 1297-1309.106. Foss, M., McNally, F.J., Laurenson, P., and Rine, J. (1993)

Science, 262, 1838-1844.107. Fox, C.A., Loo, S., Dillin, A., and Rine, J. (1995) Gene

Develop., 9,911-924.108. Sandell, L.L., and Zakian, V.A. (1992) Trends. Cell Biol.,

2, 10-14.109. Tartof, K.D. (1994) Bioessays, 16, 713-714.110. Hecht, A., Laroche, T , Strahlbolsinger, S., Gasser, S.M.,

and Grunstein, M. (1995) Cell, 80, 583-592.111. Johnson, L.M., Kayne, P.S., Kahn, E.S., and Grunstein, M.

(1990) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87, 6286-6290.112. Kayne, P.S., Kim, U.J.,Han, M., Mullen, J.R., Yoshizaki, F.,

and Grunstein, M. (1988) Cell, 55, 27-39.113. Megee, P.C., Morgan, B.A., Mittman, B.A., and Smith, M.M.

(1990) Science, 247, 841-815.114. Megee, P.C., Morgan, B.A., and Smith, M.M. (1995) Gene

Develop., 9, 1716-1727.115. Park, E.C., and Szostak, J.W. (1990) Mol. Cell Biol., 10,

4932-4934.

116. Liu, C., Mao, X.D., and Lustig, A.J. (1994) Genetics, 138, 1025-1040.

117. Hecht, A., Strahl, B.S., and Grunstein, M. (1996) Nature, 383, 92-96.

118. Moretti, P., Freeman, K., Coodly, L., and Shore, D. (1994) Gene Develop., 8, 2257-2269.

119. Shore, D. (1995) Curr. Biol., 5, 822-825.120. Miller, A.M., and Nasmyth, K.A. (\9M)Nature, 312, 247-

251.121. Fox, A.C., Ehrenhofer-Murray, A.E., Loo, S., and Rine, J.

(1997) Science, 276, 1547-1551.122. Triolo, T , and Sternglanz, R. (1996) Nature, 381, 251-253.123. Axelrod, A., and Rine, J. (1991) Mol. Cell Biol., 11, 1080-

1091.124. Henderson, D.S., Banga, S.S., Grigliatti, T.A., and Boyd,

J.B. (1994) EM BOJ., 13, 1450-1459.125. Aparicio, O.M., Billington, B.L., and Gottschling, D.E.

(1991) Cell, 66, 1279-1287.126. Raghuraman, M.K., Brewer, B.J., and Fangman, W.L.

(1997) Science, 276, 806-809.127. Diffley, J.F.X., and Stillman, B. (1989) Nature, 342, 24.128. Kennedy, B.K., Austriaco, N.R., Zhang, J.S., and Guar-

ente, L. (1995) Cell, 80, 485-496.129. Locke, J., Kotarski, M.A., and Tartof, K.D. (1988) Gene­

tics, 120, 181-198.130. Tartof, E.D., Bishop, C., Jones, M., Hobbs, C.A., and

Locke, J. (1989) Dev. Genet., 10, 162-176.131. Pillus, L„ and Rine, J. (1989) Cell, 59, 637-647.132 Mahoney, D.J., Marquardt, R., Shei, G.J., Rose, A.B., and

Broach, J.R. (1991) Gene Develop., 5, 605-615.133. Sussel, L., and Shore, D. (1991) Proc. Natl. Acad. Sci. USA,

88, 7749 7753.134. Sussel, L., Vannier, D,, and Shore, D. (1993) Mol. Cell.

Biol., 13,3919-3928.135. Chien, C.T., Buck, S., Sternglanz, R., and Shore, D. (1993)

Cell, 75, 531-541.136. Moazed, D., Kistler, A., Axelrod, A;, Rine, J., and Johnson,

A.D. (1997) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 2186-2191.137. Henchoz, S., de Rubertis, F., Pauli, D., and Spierer, P.

(1996) Mol. Cell Biol., 16, 5717-5725.138. Braunstein, M., Rose, A.B., Holmes, S.G., Allis, C.D., and

Broach, J.R. (1993) Gene Develop., 7, 592-604.139. Gottschling, D.E. (1992) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89,

4062-4065.140. Loo, S., and Rine, J. (1994) Science, 264, 1768-1771.141. Singh, J., and Klar, A.J. (1992) Gene Develop., 6, 186-196.142. Khesin, R.B., and Leibovitch, B.A. (1978) Mol. Gen. Ge­

net., 162, 323-328.143. Moore, G.D., Procunier, J.D., Cross, D.P., and Grigliatti,

T.A. (1979) Nature, 282, 312-314.144. Mottus, R., Reeves, R., and Grigliatti, T.A. (1980) Mol.

Gen. Genet., 178, 465-469.145. Reuter, G., Werner, W., and Hoffmann, H.J. (1982) Chro­

mosoma, 85, 539-551.146. Mullen, J.R., Kayne, P.S., Moerschell, R.P., Tsunasawa, S.,

Gribskov, M., Colavito, S.M., Grunstein, M., Sherman, F., and Sternglanz, R. (1989) EMBOJ., 8, 2067-2075.

147. De Rubertis, F., Kadosh, D., Henchoz, S., Pauli, D., Reu­ter, G., Struhl, K., and Spierer, P. (1996) Nature, 384, 589-591.

148. Rundlett, S.E., Carmen, A.A., Kobayashi, R., Bavykin, S., Turner, B.M., and Grunstein, M. (1996) Proc. Natl. Acad, Sci. USA, 93, 14503-14508.

149. Holmes, S.C., and Broach, J.R. (1996) Gene Develop., 10, 1021-1032.

150. Wotton, D., and Shore, D. (1997) Gene Develop., 11,748-760.151. Palladino, F., Laroche, T., Gilson, E., Pillus, L., and Gas­

ser, S.M. (1993) Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 58, 733-746.

152. Buck, S.W., and Shore, D. (1995) Gene Develop., 9, 370-384.153. Marcand, S., Gilson, E., and Shore, D. (1997) Science, 275,

986-990.

Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997

1466 КУРЕНОВА, М ЕЙ С О Н

154. Virta, P.V., Morris, D.K., and Lundblad, V. (1996) Gene Develop., 10, 3094-3104.

155. Lin, J.J., and Zakian, V.A. (1996) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 13760-13765.

156. Nugent, C.I., Hughes, T.R., Lue, N.F., and Lundblad, V. (1996) Science, 274, 249-252.

157. Garvik, B., Carson, M., and Hartwell, L. (1995) Mol. Cell Biol., 15, 6128-6138.

158. Grandin, N., Reed, S.I., and Charbonneau, M. (1997) Gene Develop., 11, 512-527.

159. Schulz, V .P , and Zakian, V.A. (1994) Cell, 76, 145-155.160. Walter, M.F., Jang, C., Kasravi, B., Donath, J., Mechler,

B.M., Mason, J.M., and Biessmann, H. (1995) Chromo- soma, 104, 229-241.

161. Wu, C .T , and Howe, M. (1995) Genetics, 140, 139-181.162. Zink, D., and Paro, R. (1995) EMBO J„ 14, 5660-5671.163. Pirrotta, V. (1995) Curr. Opin. Genet. Dev., 5, 466-472.164. Vega, P.M., Venditti, S., and Di Mauro, E. (1997) Nat.

Genet., 15, 232-233.

ON THE TELOMERE FUNCTIONS

Е.V. Kurenova, J.M. MasonLaboratory o f Molecular Genetics, National Institute o f Environmental Health Sciences,

Research Triangle Park, North Carolina, 27709-2233 USA; fax: (919)541-7593, E-mail: masonj@niehs.nih.gov, kurenova@niehs.nih.gov

Submitted August 3, 1997

Telomeres are structurally and functionally complex. They consist of an array of simple DNA repeats at the extreme end of the chromosome, with a more complex array of repeats adjacent to it. A large number of proteins have been identified that bind to the telomeric DNA repeats or to other proteins that do so. Thus one or more multimeric protein complexes are built at the chromosome end. Telomeres tend to form associations with each other. These associations have been implicated in the formation of nuclear domains that may be important for transcriptional regulation, for sister chromatid pairing at mitosis, and for homologous meiotic synapsis. Telomeric chromosome ends do not cause delays in cell cycle progression, nor are they subject to DNA repair, as are broken chromosome ends. Telomeres also provide a separate mechanism for adding additional copies of the telomeric DNA to chromosome ends. This is needed in order to counterbalance the loss of DNA sequences from chromosome ends due to incomplete DNA replication. The components that participate in the latter mechanism have been identified and this process is well characterized. The other functions of telomeres are less well understood, but are the subjects of active investigation.KEY WORDS: telomere, Drosophila, yeast, chromosomes, transcription, replication, nuclear architecture, silencing, chromosome stability, mitosis, meoisis, chromosome structure, telomerase, heterochromatin, position effect, Tetrahymena.

Б И О Х И М И Я вып. 62 вып. 11 1997