universiteit gent faculteit diergeneeskunde … · 2012-03-14 · onderdompeling ... in deze...
TRANSCRIPT
UNIVERSITEIT GENT
FACULTEIT DIERGENEESKUNDE
Academiejaar 2010 - 2011
ANAESTHESIE BIJ AMFIBIEËN
door
Dieter MASSCHELEIN
Promotor : Prof. Dr. An MARTEL Literatuurstudie in het kader
van de masterproef
UNIVERSITEIT GENT
FACULTEIT DIERGENEESKUNDE
Academiejaar 2010 - 2011
ANAESTHESIE BIJ AMFIBIEËN
door
Dieter MASSCHELEIN
Promotor : Prof. Dr. An MARTEL Literatuurstudie in het kader
van de masterproef
AUTEURSRECHT
De auteur en de promotor geven de toelating deze studie als geheel voor consultatie ter beschikking te stellen voor persoonli jk
gebruik. Elk ander gebruik valt onder de beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting de
bron uitdrukkelijk te vermelden bij het aanhalen van gegevens uit deze studie.
Het auteursrecht betreffende de gegevens vermeld in deze studie berust bij de promotor.
Het auteursrecht beperkt zich tot de wijze waarop de auteur de problematiek van het onderwerp heeft benaderd en neergeschreven.
De auteur respecteert daarbij het oorspronkelijke auteursrecht van de individueel geciteerde studies en eventueel bijhorende
documentatie, zoals tabellen en figuren.
De auteur en de promotor zijn niet verantwoordelijk voor de behandelingen en eventuele doseringen die in deze studie geciteerd en
beschreven zijn.
VOORWOORD
Bij deze wens ik mijn oprechte dank te betuigen aan de promotor van deze literatuurstudie,
Prof. Dr. An Martel. Bij haar kon ik met al mijn vragen terecht en zij stond altijd klaar om deze snel te
beantwoorden.
Verder wil ik ook dierenarts Cécile De Cupere bedanken voor het ter beschikking stellen van een aantal
nuttige handboeken.
INHOUDSOPGAVE
Samenvatting .............................................................................................................................. 1
1. Inleiding ...................................................................................................................................... 2
2. Literatuurstudie ........................................................................................................................... 3
2.1. Anatomie en fysiologie ................................................................................................................ 3
2.1.1. Cardiovasculair stelsel ................................................................................................................ 3
2.1.2. Respiratoir stelsel........................................................................................................................ 3
2.1.3. Huid ............................................................................................................................................ 4
2.2. Pre-anaesthetisch onderzoek ...................................................................................................... 5
2.2.1. Anamnese................................................................................................................................... 5
2.2.2. Observatie .................................................................................................................................. 5
2.2.3. Klinisch onderzoek ...................................................................................................................... 5
2.2.4. Bijkomende testen....................................................................................................................... 6
2.3. Intubatie ...................................................................................................................................... 6
2.4. Methodes .................................................................................................................................... 7
2.4.1. Onderdompeling ......................................................................................................................... 7
2.4.2. Topicaal ...................................................................................................................................... 7
2.4.3. Inhalatie ...................................................................................................................................... 8
2.4.4. Injectie ........................................................................................................................................ 8
2.4.5. Afkoeling ................................................................................................................................... 10
2.5. Anaesthetica ............................................................................................................................. 10
2.5.1. Tricaïne methaansulfonaat (MS-222) ......................................................................................... 10
2.5.2. Benzocaïne ............................................................................................................................... 12
2.5.3. Eugenol .................................................................................................................................... 13
2.5.4. Volatiele anaesthetica ............................................................................................................... 14
2.5.5. Propofol .................................................................................................................................... 15
2.5.6. Overige anaesthetica ................................................................................................................ 15
2.6. Monitoring ................................................................................................................................. 16
2.6.1. Hartfrequentie ........................................................................................................................... 16
2.6.2. Ademhalingsfrequentie .............................................................................................................. 16
2.6.3. Gedrag en reflexen ................................................................................................................... 17
2.7. Bespreking ................................................................................................................................ 19
3. Literatuurlijst ............................................................................................................................. 20
SAMENVATTING
In deze literatuurstudie wordt een overzicht gegeven van de belangrijkste aspecten die een rol spelen bij
de anaesthesie van amfibieën.
Om te beginnen wordt er kort dieper ingegaan op de anatomische en fysiologische kenmerken van
amfibieën die de anaesthesie van deze dieren beïnvloeden. Hierbij zijn vooral het cardiovasculair stelsel,
het respiratoir stelsel en de huid van belang.
Vervolgens worden de belangrijkste aandachtspunten bij het pre-anaesthetisch onderzoek en de intubatie
van amfibieën besproken.
Daarna wordt er dieper ingegaan op de verschillende methodes en farmaca die kunnen gebruikt worden
om anaesthesie bij amfibieën te induceren en te onderhouden. Hierbij wordt de nadruk gelegd op de
resultaten die bekomen werden na de toepassing van deze methodes en farmaca in voorgaande studies.
Ten slotte wordt besproken welke technieken men kan gebruiken om het effect en de diepte van
anaesthesie bij amfibieën op te volgen.
Key words: Amphibia - Anaesthesia - Anaesthetics - Methodology - Monitoring
2
1. INLEIDING
Binnen de klasse Amphibia wordt een indeling gemaakt in drie orden: de Anura, de Caudata en de
Gymnophiona.
Tot de Anura behoren de kikkers en de padden. Deze orde omvat tot nu toe de meeste species van de
klasse van de amfibieën en van alle Amphibia worden deze ook het meeste in gevangenschap
aangetroffen.
De Caudata vormen de tweede orde. Hiertoe behoren de salamanders. Deze worden minder in
gevangenschap gezien.
De Gymnophiona zijn de minst goed gekende orde van de Amphibia. Deze orde bestaat uit de
wormsalamanders. Deze worden slechts zelden in gevangenschap gehouden (Thurmon et al., 1996;
O’Malley, 2005; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008).
Wat de anaesthesie bij amfibieën betreft zijn er zeer veel verschillende methodes en farmaca die gebruikt
kunnen worden. Het doel van deze literatuurstudie is om de gegevens die hierover reeds verschenen zijn
op een overzichtelijke manier te bundelen en te vergelijken.
3
2. LITERATUURSTUDIE
2.1. ANATOMIE EN FYSIOLOGIE
In deze literatuurstudie zal enkel worden ingegaan op de aspecten van de anatomie en fysiologie van
amfibieën die van belang zijn tijdens de anesthesie. Voor een uitgebreide beschrijving van de anatomie
en fysiologie van amfibieën wordt verwezen naar gespecialiseerde literatuur.
Achtereenvolgens zal een overzicht gegeven worden van het cardiovasculair systeem, het respiratoir
systeem en de huid.
2.1.1. Cardiovasculair stelsel
Het hart van amfibieën bestaat uit drie kamers: een linker atrium, een rechter atrium en een ventrikel
(O’Malley, 2005; Mylniczenko, 2008; Longley, 2008). De hartfrequentie bedraagt onder normale
omstandigheden ongeveer 60 slagen per minuut. Deze frequentie kan echter sterk afwijken onder invloed
van verschillende factoren. De temperatuur speelt hierbij een belangrijke rol (Rocha en Branco, 1997;
Mitchell, 2009).
Een ander belangrijk kenmerk is dat amfibieën een renaal portaalsysteem hebben (O’Malley, 2005;
Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008). Volgens Mitchell en Tulley (2008) en Longley (2008) is bij de
Anura en de Caudata ook een hepatisch portaalsysteem aanwezig. Bij de Gymnophiona wordt volgens
Mitchell en Tulley (2008) een renaal portaalsysteem vermoed, maar is het nog niet beschreven.
Hoewel O’Malley (2005) een studie vermeldt die aantoont dat dit renaal portaalsysteem bij reptielen
weinig invloed heeft op de farmacokinetiek van geneesmiddelen die worden toegediend in de caudale
helft van het lichaam, is het toch aangeraden om bij amfibieën met deze poortadersystemen rekening te
houden zolang er geen verder onderzoek naar gedaan wordt bij amfibieën zelf (O’Malley, 2005; Mitchell
en Tully, 2008; Longley, 2008).
Naast de bloedvaten zijn er bij amfibieën ook lymfevaten aanwezig. Vloeistoffen die via de huid worden
opgenomen kunnen rechtstreeks in de lymfe terecht komen. Van hieruit worden zij via de nieren
geëxcreteerd. Dit heeft een invloed op anaesthetica en andere producten die via de huid worden
toegediend (Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008).
Amfibieën beschikken bovendien over lymfeharten op het verloop van hun lymfevaten. Hierdoor kan de
lymfe slechts in één richting door de lymfevaten stromen. Deze lymfeharten contraheren 50 tot 60 keer
per minuut en dit onafhankelijk van het hart (O’Malley, 2005; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008). De
contracties van de dorsale lymfeharten bij Anura kunnen uitwendig waargenomen worden langs beide
zijden van de laatste wervel (Thurmon et al., 1996).
2.1.2. Respiratoir stelsel
De ademhaling kan bij amfibieën op vier manieren gebeuren: branchiaal (via kieuwen), cutaan (via de
huid), buccopharyngeaal (via de mucosa van de keelholte) en pulmonair (via de longen). Welke manier de
4
belangrijkste is verschilt naargelang de soort en het ontwikkelingsstadium. Bij Anura en Apoda komen
cutane, buccopharyngeale en pulmonaire respiratie voor. Bij Caudata komen de vier manieren voor. De
larvale stadia van Anura en Caudata maken voornamelijk gebruik van de branchiale ademhaling
(O’Malley, 2005; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008).
De ademhaling wordt bij amfibieën gestimuleerd door hypoxie, niet door hypercarbemie. Hier dient
rekening mee gehouden te worden tijdens anaesthesie en tijdens de recovery. Het is daarom beter om de
recovery te laten plaatsvinden onder omgevingslucht dan teveel zuurstof toe te dienen (Longley, 2008;
Mylniczenko, 2008).
De trachea bij amfibieën is kort en de bifurcatie ligt dicht bij de glottis. Hier dient rekening mee gehouden
te worden wanneer men deze dieren intubeert (O’Malley, 2005; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008).
2.1.3. Huid
De huid speelt een zeer belangrijke rol bij amfibieën. Ze staat niet alleen in voor een deel van de
respiratie, maar ze speelt ook een rol in de vochtuitwisseling en de thermoregulatie (O’Malley, 2005;
Longley, 2008).
De huid bestaat uit een dunne epidermis en een dermis (O’Malley, 2005; Longley, 2008). Bij sommige
watersalamanders is er geen keratinisatie van het stratum corneum (O’Malley, 2005; Mitchell en Tully,
2008; Longley, 2008). Bij de Caudata en de Apoda is de dermis door stevige collageenvezels verbonden
met het onderliggende weefsel. Bij de Anura is dit niet het geval. Zo ontstaat bij de Anura een subcutane
ruimte waar vocht kan worden opgestapeld. Deze subcutane ruimte kan gebruikt worden om vloeistoffen
te injecteren (O’Malley, 2005; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008).
Bij amfibieën zijn in de huid veel klieren aanwezig die ervoor zorgen dat deze vochtig blijft. Soms worden
ook stoffen gesecreteerd die het dier moeten beschermen tegen mogelijke vijanden. Sommige van deze
secreten zijn irriterend of toxisch voor de mens. Bovendien bevinden zich op de huid van amfibieën
opportunistische pathogenen zoals Pseudomonas species en Aeromonas species. Wanneer men een
amfibie hanteert is het dan ook aangewezen om steeds latex handschoenen te dragen (O’Malley, 2005;
Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
De huid van amfibieën is zeer kwetsbaar. Bij beschadiging zal zij haar functies niet meer ten volle kunnen
uitvoeren en zal de gezondheid van het dier in het gedrang komen. Een beschadigde huid is een
belangrijke intredepoort voor talrijke pathogenen. Dit is nog een reden waarom steeds latex
handschoenen moeten gedragen worden tijdens het hanteren van een amfibie. Het is eveneens
aangewezen om deze op voorhand te bevochtigen met gedistilleerd of gedechloreerd water (O’Malley,
2005; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008, Mitchell, 2009).
Langs de dunne huid kunnen makkelijk vreemde stoffen opgenomen worden. Deze opname wordt nog
bevorderd wanneer de huid beschadigd is. Dit zorgt er voor dat amfibieën veel gevoeliger zijn voor
toxische stoffen dan hogere vertebraten. Maar de doorlaatbaarheid van de huid biedt ook de mogelijkheid
om systemische effecten te krijgen na topicale toediening van bepaalde farmaca (O’Malley, 2005; West et
al., 2007). Bij Anura is er ter hoogte van de ventrale zijde van het bekken een zone van de huid die sterk
5
waterabsorberend is. Dit kan gebruikt worden om de vochtopname bij gedehydrateerde dieren te
bevorderen (Mylniczenko, 2008).
2.2. PRE-ANAESTHETISCH ONDERZOEK
Vooraleer men een amfibie anaestheseert is het van belang om de gezondheidstoestand van het dier te
kennen. Een grondig pre-anaesthetisch onderzoek bestaat uit de anamnese, de observatie van het dier,
een klinisch onderzoek van het dier en bijkomende testen. Zoals hierboven reeds werd vermeld moeten
tijdens de manipulatie van een amfibie steeds bevochtigde latex handschoenen gedragen worden
(Thurmon et al., 1996; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Wanneer tijdens het pre-anaesthetisch onderzoek wordt vastgesteld dat de gezondheidstoestand van het
dier niet goed is, dan moet de anaesthesie uitgesteld worden en moet men het dier behandelen. Pas
wanneer het dier opnieuw gezond is kan de anaesthesie uitgevoerd worden. Vaak moet men hierbij ook
de huisvesting en het management aanpassen. Ziekte bij amfibieën is immers meestal het gevolg van
immunosuppressie door slecht management en slechte huisvesting ( Longley, 2008).
2.2.1. Anamnese
Eerst en vooral bepaalt men het signalement van het dier. Dit bestaat uit de species, de leeftijd en het
geslacht. Vervolgens is het van belang de huisvesting, voeding en eerder doorgemaakte ziekten en
toegediende behandelingen te kennen. Ook een analyse van het water uit de leefomgeving van het
amfibie kan nuttig zijn (Longley, 2008).
2.2.2. Observatie
Vooraleer men een amfibie manipuleert wordt het van op een afstand geobserveerd. Op deze manier kan
reeds een idee verkregen worden van de gezondheidstoestand van het dier. Voor een goede beoordeling
is het belangrijk om te weten hoe een gezond amfibie er uit ziet en zich hoort te gedragen.
Van belang tijdens de observatie zijn het ademhalingsritme en de ademhalingssnelheid, de houding, het
gedrag, de activiteit, de voedingstoestand, de kleur en de aanwezigheid van huidletsels (Thurmon et al.,
1996; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
2.2.3. Klinisch onderzoek
Het is belangrijk om het klinisch onderzoek van een amfibie vlot en gestructureerd te laten verlopen zodat
dit niet te lang duurt. Men moet de nodige voorbereidingen treffen om tegelijk met het klinisch onderzoek
ook de gewenste stalen voor verder onderzoek te kunnen nemen. Op deze manier voorkomt men dat het
dier een tweede maal dient gehanteerd te worden. Want hoe minder lang men het dier hanteert, hoe
kleiner de kans op beschadiging van de huid en hoe minder gestresseerd het dier zal raken. ( Mitchell en
Tully, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009). Mitchell en Tully(2009) vermelden bovendien dat bij
manipulatie van een amfibie de productie van lactaat toeneemt en de uitscheiding vermindert. Wanneer
6
het lactaatgehalte te hoog wordt kan myopathie ontstaan.
Bij het hanteren van Caudatae treedt soms autotomie van de staart op. Men moet er dus goed op letten
om de staart niet te veel vast te nemen en de dieren zeker nooit alleen bij de staart vast houden.
Bovendien moet men er voor zorgen dat de dieren niet uitdrogen tijdens het hanteren (Mitchell en Tully,
2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Bij het openen van de mond moet men er op letten deze niet te beschadigen. De mondmucosa moet
vochtig en roze zijn. Ze mag niet plakkerig zijn. De huid moet intact en vochtig zijn (Mitchell en Tully,
2008; Mitchell, 2009).
2.2.4. Bijkomende testen
Bij de pre-anaesthetische beoordeling van de gezondheidstoestand van een amfibie kunnen onderzoek
van een meststaal en een bloedstaal waardevolle informatie geven.
Met microscopisch onderzoek van een meststaal kunnen parasitaire infecties vastgesteld worden
(Thurmon et al., 1996).
Wanneer men over een bloedstaal beschikt kan men de hematocriet bepalen. Zo krijgt men een idee over
de hydratatietoestand en kan een eventuele anemie vastgesteld worden. Daarnaast kan een
bloeduitstrijkje gemaakt worden of kan men electrolieten, enzymes en mineralen bepalen (Mitchell, 2009).
2.3. INTUBATIE
Intubatie wordt bij amfibieën zelden gedaan omdat de cutane respiratie tijdens anaesthesie voor
voldoende aanvoer van zuurstof zorgt. Bij anaesthesie door onderdompeling moet er dan wel voor
gezorgd worden dat de gebruikte vloeistof voldoende zuurstof bevat. Dit kan bekomen worden door een
zuurstofpomp of zuurstofsteen in de vloeistof te plaatsen.
Wanneer men toch besluit om een amfibie te intuberen kan best gebruik gemaakt worden van zeer fijne
tracheotubes (1 tot 2 mm diameter) of zelfs fijne intra-veneuze katheters voor kleinere soorten.
De larynx bevindt zich bij amfibieën aan de tongbasis. De trachea is kort en splitst reeds kort caudaal van
de larynx in de twee hoofdbronchen. De tracheotube mag dus niet te diep geplaatst worden (Thurmon et
al., 1996; West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Intubatie wordt vooral gedaan wanneer men gebruik wil maken van inhalatie-anaesthetica voor onderhoud
van de anaesthesie (Thurmon et al., 1996; Mitchell, 2009).
7
2.4. METHODES
Voor het toepassen van anaesthesie bij amfibieën zijn verschillende werkwijzen beschreven.
2.4.1. Onderdompeling
De huid van amfibieën biedt ons een bijzondere toedieningsvorm voor anaesthesie, die enkel bij deze
klasse van dieren mogelijk is. Wanneer we een amfibie in water met een opgelost anaestheticum plaatsen
kan door absorptie via de huid een chirurgische anaesthesie bekomen worden (Thurmon et al., 1996;
Mitchell, 2009).
De eigenschappen van het water waarin het anaestheticum wordt opgelost zijn hierbij van groot belang.
Hiervoor wordt best water uit het aquarium of terrarium van het dier zelf gebruikt. Dit moet dan wel van
goede kwaliteit zijn. Daarom wordt het water eerst getest op de aanwezigheid van ammonium, nitriet en
chloor en worden ook de hardheid en de pH bepaald. Het water moet ook de preferred body temperature
benaderen (West et al., 2007; Mitchell, 2009).
Als recipiënt kan gebruik gemaakt worden van een doorzichtige, glazen of kunststof bakje of een
doorzichtige plastieken zak. Deze moeten voor gebruik goed gedesinfecteerd en gespoeld worden zodat
geen ziektes worden overgedragen en er geen resten van toxines meer aanwezig zijn. Ook resten van
desinfectantia kunnen schadelijk zijn (West et al., 2007; Mitchell, 2009).
Verschillende producten kunnen gebruikt worden als anaestheticum voor amfibieën via onderdompeling.
Het meest gebruikte is tricaïne methaan sulfonaat (MS-222) (Thurmon et al., 1996; Cakir en Strauch,
2005; Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Een ander vaak gebruikt anaestheticum is clove oil (eugenol) (West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell,
2009). Volgens een studie van Guénette et al. (2007) is onderdompeling de enige toedieningswijze voor
Eugenol waarbij chirurgische anaesthesie bekomen werd.
Verder worden ook het gebruik van benzocaïne (Thurmon et al., 1996; Longley, 2008), ethanol (Longley,
2008), propofol (Mitchell, 2009) en vloeibaar isofluraan (West et al., 2007) vermeld.
2.4.2. Topicaal
De methode van onderdompeling is niet de enige methode waarbij gebruik gemaakt wordt van de
resorptiecapaciteit van de huid.
Bij amfibieën kunnen sommige anaesthetica rechtstreeks op de huid aangebracht worden. Dit kan
gebeuren door een of meerdere druppels van het product op de huid te laten vallen. Een tweede
mogelijkheid bestaat erin een gaasje, bevochtigd met het anaestheticum, op de huid van het dier te
leggen.
Een belangrijk voordeel van deze techniek ten opzichte van de onderdompelingsmethode is dat een
lagere dosis en lager volume van het farmacum gebruikt kunnen worden wanneer men het anaestheticum
direct op de huid aanbrengt. Er treedt dan immers geen verdunning op.
8
Door de snelle absorptie en de hogere dosis is het risico op intoxicatie groter dan bij onderdompeling
(Mitchell, 2009).
Wanneer men deze methode toepast wordt meestal gebruik gemaakt van isofluraan of een ander volatiel
anaestheticum. Deze anaesthetica kunnen hetzij onder de zuivere vorm toegediend worden, hetzij onder
de vorm van een wateroplosbare gel. Deze gel heeft het voordeel dat het anaestheticum langer in contact
blijft met de huid. Wanneer het dier onder anaesthesie is wordt de gel met een in NaCl-oplossing gedrenkt
gaasje of met toxine-vrij water verwijderd om het risico op neveneffecten te reduceren (West et al., 2007;
Mitchell en Tully, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Ook benzocaïne (West et al., 2007; Mitchell, 2009) en xylocaïne spray (West et al., 2007) kunnen gebruikt
worden om via topicale toepassing anaesthesie bij amfibieën te bekomen.
2.4.3. Inhalatie
Om anaesthesie te bekomen bij amfibieën kan gebruik gemaakt worden van volatiele anaesthetica. In de
literatuur wordt hiervoor het gebruik van methoxyfluraan (Thurmon et al., 1996; Longley, 2008), isofluraan
(Thurmon et al., 1996; West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell, 2009) en halothaan (Longley, 2008)
vermeld.
Men kan inhalatie-anaesthetica zowel toedienen voor inductie als voor onderhoud van de anaesthesie.
Voor inductie met behulp van inhalatie-anaesthesie beschrijft Mylniczenko (2008) het gebruik van een
mondmasker. Een andere manier is om het dier in een afsluitbare inductiekamer, zoals een kunststof
bakje met deksel, te plaatsen. Het anastheticum wordt hierin verdampt via de slang van een
anaesthesietoestel of door in het anaestheticum gedrenkte watten of compressen in de inductiekamer te
plaatsen (Thurmon et al., 1996; West et al., 2007; Longley, 2008).
Volgens Mylniczenko (2008) lijkt deze directe blootstelling beter te werken bij padden dan bij kikkers.
Een belangrijk nadeel van deze methoden is dat de amfibieën snel gedehydrateerd raken en er makkelijk
hypothermie kan optreden. Het is dus noodzakelijk om tijdens de anaesthesie de hydratatietoestand en de
lichaamstemperatuur van de dieren nauwkeurig in het oog te houden. Wanneer men gebruik maakt van
een gesloten inductiekamer is het bovendien aangeraden de wanden te bekleden met bevochtigde
papieren doeken (Mylniczenko, 2008, Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Een bijkomend nadeel bij inductie met behulp van een masker is dat het volatiele anaestheticum terecht
komt in de ruimte waarin zich ook de personen bevinden die de anaesthesie uitvoeren. Daarom is het
gebruik van een afsluitbare inductiekamer te verkiezen (West et al., 2007; Longley, 2008).
Na inductie door middel van een andere methode kan de anaesthesie onderhouden worden via inhalatie
(Thurmon et al., 1996; Mitchell, 2009). Hiervoor moeten de dieren eerst geïntubeerd worden (zie hiervoor
hoofdstuk 2.3. INTUBATIE).
2.4.4. Injectie
Alvorens een injectie toe te dienen bij een amfibie dient de huid van het dier gereinigd te worden. Hiervoor
kan men best een steriele natriumchlorideoplossing gebruiken. De huid desinfecteren kan met een 40
9
maal verdunde chloorhexidineoplossing. Isopropyl alcohol en iodiumhoudende desinfectantia
daarentegen zijn toxisch voor amfibieën en zijn dus niet geschikt om de huid te desinfecteren (Longley,
2008).
Er zijn veel mogelijkheden om via injectie anaesthesie bij amfibieën te bekomen. Reeds verschillende
anaesthetica en injectiemethodes werden hiervoor onderzocht.
De eerste mogelijkheid is om het anaestheticum intraveneus te injecteren. Dit kan voornamelijk bij grotere
amfibieën gedaan worden. Meerdere venen komen hiervoor in aanmerking.
Men kan het anaestheticum in de sublinguale plexus injecteren. Hierbij dient de tong naar craniaal
getrokken te worden (Mylniczenko, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009). Andere venen die kunnen
gebruikt worden zijn de vena abdominalis ventralis, de vena femoralis en de ventrale staartvene (Longley,
2008; Mitchell, 2009). Ook kan men het anaestheticum rechtstreeks in het hart injecteren, maar dit kan
fataal aflopen (Longley, 2008). Anaesthetica die in aanmerking komen om intraveneus toegediend te
worden zijn propofol en ketamine (Mylniczenko, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Een tweede mogelijkheid is om het anaestheticum intramusculair te injecteren. De spieren van de voorste
ledematen zijn hiervoor geschikt. De achterste ledematen worden door de aanwezigheid van een renaal
portaal systeem beter vermeden (Thurmon et al., 1996; Longley, 2008; Mitchell, 2009). De anaesthetica
die intramusculair kunnen toegediend worden zijn ketamine (West et al., 2007; Longley, 2008), ketamine
met diazepam (Thurmon et al., 1996; Mitchell, 2009), tiletamine met zolazepam (Thurmon et al., 1996;
West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell, 2009) en MS-222 (Mylniczenko, 2008).
Intracoelomale injectie is een derde mogelijkheid. Hierbij wordt het anaestheticum in de lichaamsholte
geïnjecteerd (Thurmon et al., 1996; Mylniczenko, 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009).Wanneer men een
amfibie intracoelomaal wil injecteren houdt men het op de rug en injecteert men paramediaal of
paralumbaal in het rechter caudale kwadrant van het dier. Men houdt hierbij het caudale uiteinde van het
dier iets hoger dan het craniale uiteinde om te vermijden dat organen worden aangeprikt. Er kan best
gebruik gemaakt worden van een 23-gauge naald of dunner (Longley, 2008). Deze injectieroute kan
gebruikt worden voor MS-222 (Mylniczenko, 2008; Mitchell, 2009), propofol (Mylniczenko, 2008; Longley,
2008; Mitchell, 2009) en pentobarbital (Thurmon et al., 1996). Volgens Mitchell (2009) treedt er na
intacoelomale injectie goede resorptie op, maar is er toch een tragere respons in vergelijking met andere
toedieningswijzen.
Bij Anura kan het anaestheticum ook geïnjecteerd worden in de dorsale lymfeharten (Thurmon et al.,
1996; Longley, 2008; Mitchell, 2009). Zoals reeds hoger vermeld, liggen deze langs beide zijden van de
laatste wervel. Men kan hun contracties uitwendig waarnemen. Volgens Thurmon et al. (1996) kan bij een
volwassen luipaardkikker (Lithobates pipiens) 2 tot 3 mL per keer geïnjecteerd worden in deze
lymfeharten. Anaesthetica die in de dorsale lymfeharten geïnjecteerd kunnen worden zijn MS-222
(Thurmon et al., 1996; Mitchell, 2009), ketamine (Longley, 2008) en pentobarbital (Thurmon et al., 1996).
Volgens Longley (2008) en Mitchell (2009) kan men bij Anura anaesthetica ook nog subcutaan injecteren.
Dit is niet mogelijk bij Caudata en Apoda omdat bij dieren van deze orden de dermis door stevige
collageenvezels verbonden is met het onderliggende weefsel. Doordat deze verbinding afwezig is bij
10
Anura is er bij deze orde een virtuele ruimte tussen beide lagen waarin vloeistoffen tijdelijk kunnen
opgestapeld worden. Deze toedieningswijze wordt echter alleen voor ketamine en tiletamine met
zolazepam beschreven.
Tenslotte vermeldt Mitchell (2009) dat propofol bij Anura en grotere Caudata intraosseus in de tibia of
femur kan geïnjecteerd worden. Het is nog niet geweten of het renale portaalsysteem hier een invloed op
uitoefent.
Volgens West et al. (2007) zijn injecteerbare anaesthetica, waaronder ketamine, tiletamine met
zolazepam, tricaïne en barbituraten, minder betrouwbaar dan inhalatie-anaesthetica en anaesthetica die
topicaal toegediend worden. Bovendien varieert hun effect sterk tussen verschillende species en vertonen
zij een significant hogere mortaliteit.
2.4.5. Afkoeling
Wanneer amfibieën worden afgekoeld zal hun metabolisme dalen en wordt immobilisatie vergemakkelijkt.
Dit veroorzaakt echter geen analgesie. Het kan wel immunosuppressie veroorzaken. Daarom is afkoeling
af te raden als anaesthesie (O’Malley, 2005; Longley, 2008).
2.5. ANAESTHETICA
Hieronder zullen de belangrijkste farmaca die gebruikt kunnen worden om anaesthesie bij amfibieën te
induceren kort besproken worden.
2.5.1. Tricaïne methaansulfonaat (MS-222)
MS-222 is een derivaat van benzocaïne waar een extra fosfaatgroep aan toegevoegd is (Machin, 1999;
Cakir en Strauch, 2005; Longley, 2008; Mitchell, 2009). De werking berust op de blokkering van natrium-
ion kanalen waardoor de prikkelgeleiding in de zenuwen niet meer kan doorgaan (Cakir en Strauch, 2005;
Mylniczenko, 2008). Het heeft een korte werkingsduur en wordt snel gemetaboliseerd (Cakir en Strauch,
2005).
Het is het meest gebruikte anaestheticum bij amfibieën. Meestal wordt het gebruikt door de dieren in een
bad met MS-222 oplossing te plaatsen, maar het kan ook toegediend worden via injectie (Thurmon et al.,
1996; Machin, 1999; Cakir en Strauch, 2005; Longley, 2008; Mylniczenko, 2008; Mitchell, 2009).
MS-222 is beschikbaar onder de vorm van een wit poeder dat goed oplosbaar is in water. Na oplossing
ontstaar er een heldere, zure oplossing (pH = 3). Deze zure oplossing heeft twee nadelen. Ten eerste is
de lage pH irriterend voor de dieren waardoor stress, excitatie, erytheem en huidlaesies kunnen optreden
(Cakir en Strauch, 2005; West et al., 2007; Longley, 2008; Mylniczenko, 2008; Mitchell, 2009). Ten
tweede zijn de MS-222 moleculen in deze zure oplossing geïoniseerd. Onder deze vorm kunnen ze
moeilijk geabsorbeerd worden door de huid. Hierdoor wordt een langere inductietijd waargenomen en
heeft het een kortere werkingsduur (Cakir en Strauch, 2005; West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell,
2009). Volgens Mylniczenko (2008) wordt MS-222 onder deze geïoniseerde vorm juist sneller
11
geabsorbeerd, waardoor een kortere inductietijd geldt dan voor de niet-geïoniseerde vorm.
Het is daarom belangrijk de oplossing steeds te bufferen. Hiervoor vermelden de verschillende bronnen
verschillende werkwijzen. Cakir en Strauch (2005) maakten voor hun onderzoek gebruik van een 1M
natriumbicarbonaatoplossing als buffer tot een pH = 7 verkregen werd voor de immersie-oplossing. West
et al. (2007) vermelden dat natriumbicarbonaat in poedervorm kan toegevoegd worden tot verzadiging
van de oplossing optreedt. Volgens Longley (2008) is natriumfosfaat de eenvoudigste buffer omdat een
overmaat aan natriumfosfaat geen invloed heeft op de verhouding geïoniseerde/niet-geïoniseerde MS-
222 moleculen en er een pH = 7 verkregen wordt. Wanneer natriumbicarbonaat gebruikt wordt moet de
pH gemeten worden omdat een overmaat natriumbicarbonaat de concentratie niet-geïoniseerde MS-222
moleculen doet toenemen en een pH veroorzaakt die buiten de fysiologische waarden (pH = 7-7.4) valt.
Mitchell (2009) vermeldt het gebruik van natrium bicarbonaat volgens een ratio 1:1 (droog gewicht) en
benadrukt dat de pH steeds moet bepaald worden alvorens een dier in de oplossing te plaatsen.
Wat betreft de werking en de dosis die nodig is om een amfibie onder anaesthesie te brengen met behulp
van MS-222 zijn de gegevens die in de literatuur te vinden zijn zeer uiteenlopend. De concentraties voor
immersie-oplossingen variëren van 0.1g/L tot 5g/L. Waar alle auteurs het wel over eens zijn is dat de
benodigde dosis varieert zowel tussen als binnen species en dit naargelang het levensstadium, de grootte
en de levenswijze van het dier. Zo hebben larvale stadia lagere dosissen nodig dan volwassen dieren en
volstaan bij kikkers lagere dosissen dan bij padden omdat padden een dikkere huid hebben (Machin,
1999; West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Muir en Hubbell (1989) schrijven dat bij immersie-oplossingen met concentraties van 1g/L tot 5g/L inductie
plaats vindt na 5 minuten en dat de recoverytijd 15 tot 30 minuten bedraagt.
West et al. (2007) beschrijven voor immersie-oplossingen concentraties van 0.25 g/L tot 0.5g/L voor
levensstadia met kieuwen, 1g/L tot 2g/L voor kikkers en salamanders en 2g/L tot 3g/L voor padden. Het
effect is merkbaar binnen 15 minuten en duurt meestal 30 minuten.
Longley (2008) raadt hiervoor concentraties aan van 0.2 g/L tot 0.5g/L voor larven en sommige species
van de familie Salamandridae, 1g/L tot 2g/L voor volwassen kikkers en overige species van de familie
Salamandridae en 3g/L voor padden. Na ongeveer 5 minuten treedt anaesthesie op en deze duurt 25 tot
45 minuten.
Volgens Mylniczenko (2008) is het mogelijk om met immersie-oplossingen met een concentratie van
0.1g/L tot 0.2g/L een steady-state van MS-222 in het bloed te bekomen, maar de inductie kan hierbij
langer duren dan 25 minuten. Concentraties van 1g/L tot 5g/L veroorzaken een snellere inductie, maar
kunnen letaal zijn. Hogere concentraties verlengen ook de recovery.
Volgens Mitchell (2009) kan men met concentraties van 0.2g/L tot 5g/L anaesthesie induceren binnen 10
tot 30 minuten.
Cakir en Strauch (2005) besloten in hun onderzoek dat voor anaesthesie bij Rana pipiens (luipaardkikker,
nu Lithobates pipiens) concentraties van 0.2g/L of minder aangewezen zijn omdat hogere concentraties
leidden tot snellere inductie, maar ook verlengde recovery en verhoogde mortaliteit. Voor hun onderzoek
lieten zij de dieren wel gedurende 4 uur in contact met het anaestheticum.
12
Over de dosissen bij injectie zijn nog minder gegevens te vinden. Machin (1999) heeft het over 250mg/kg
tot 400mg/kg voor intracoelomale injectie bij Rana catesbeiana (brulkikker, nu Lithobates catesbeiana) en
minder dan 250mg/kg voor intacoelomale injectie bij Rana pipiens. Cakir en Strauch (2005) vermelden
voor Rana catesbeiana eveneens 250mg/kg tot 400mg/kg voor intacoelomale injectie. Voor Rana pipiens
hebben zij het over dosissen van 100mg/kg tot 250 mg/kg.
De belangrijkste nevenwerking van MS-222 is dat het de pulmonaire ademhaling beïnvloedt. Het kan
zowel voor excitatie als inhibitie zorgen (Cakir en Strauch, 2005; Longley, 2008; Mylniczenko, 2008). Dit
geeft meestal echter niet veel problemen omdat de cutane respiratie voor voldoende zuurstofaanvoer blijft
zorgen. Deze komt echter in het gedrang bij te hoge concentraties MS-222 (Cakir en Strauch, 2005) of bij
temperaturen boven 74°F (Mylniczenko, 2008).
2.5.2. Benzocaïne
Benzocaïne behoort tot de groep van de lokale anaesthetica. De werking berust net als bij de andere
lokale anaesthetica op de blokkering van natrium-ion kanalen. Hierdoor wordt depolarisatie van de
zenuwcellen verhinderd en is er geen prikkelgeleiding meer mogelijk (Thurmon et al., 1996; Cakir en
Strauch, 2005).
Benzocaïne wordt meestal toegepast door de dieren onder te dompelen in een benzocaïne-oplossing. De
molecule is echter zeer lipofiel en bijgevolg slecht oplosbaar in water. Daarom wordt benzocaïne eerst
opgelost in aceton of ethylalcohol en dan pas in water. Doordat benzocaïne veel lipofieler is dan MS-222
wordt het makkelijker opgenomen door de huid en is het een krachtiger anaestheticum dan MS-222 (Cakir
en Strauch, 2005; Longley, 2008).
Bij de preparatie van de immersievloeistof raadt Longley (2008) aan te starten met een oplossing 40g
benzocaïne in 1L aceton. Deze kan bewaard worden wanneer ze afgeschermd wordt van het licht. Door
10mL van deze oplossing te mengen met 8L water ontstaat een oplossing met 0.05g/L benzocaïne.
Hiermee kan sedatie bekomen worden bij de meeste species. Om anaesthesie te induceren kunnen
concentraties tot 0.2g/L nodig zijn.
Volgens Mitchell (2009) wordt bij volwassen amfibieën anaesthesie bekomen met concentraties van
0.1g/L tot 0.3g/L. Voor larvale stadia zijn concentraties tussen 0.05g/L en 0.1g/L voldoende.
Cakir en Strauch (2005) maakten voor hun onderzoek gebruik van benzocaïne opgelost in ethylalcohol
aan een concentratie van 0.1%. Dit werd verdund tot een uiteindelijke immersie-oplossing van 0.2g/L
bekomen werd. Met deze concentratie werd verlies van de oprichtingsreflex waargenomen na 15 minuten
en verlies van pijngewaarwording na 23 minuten. Na 2 uur in de immersievloeistof werd een
onderdrukking van de ademhaling vastgesteld. Zij besluiten daarom dat benzocaïne zeer geschikt is,
maar enkel voor kortdurende anaesthesie.
Een belangrijk nadeel van benzocaïne is dat het een onderdrukking van de ademhaling veroorzaakt en in
verschillende studies vermeldt men dat de amfibieën na anaesthesie met benzocaïne beademd moesten
worden (Cakir en Strauch, 2005; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
13
Cakir en Strauch (2005) ondervonden eveneens een onderdrukking van de hartfunctie.
2.5.3. Eugenol
Eugenol is een fenylpropyleen. Het vormt het belangrijkste bestanddeel van de olie die gewonnen wordt
uit kruidnagel (Eugenia caryophyllata). Als farmacologisch product is het afkomstig uit de humane
tandgeneeskunde (Guénette et al., 2007; Mitchell et al., 2009).
Naar de werking van eugenol als anaestheticum bij amfibieën is nog niet veel onderzoek gebeurd. De
benodigde dosering is afhankelijk van het species en de levensomstandigheden van de amfibieën. Zo
hebben kikkers lagere concentraties nodig dan landbewonende salamanders (Mitchell, 2009; Mitchell et
al., 2009)
Volgens een onderzoek van Lafortune et al. (2001) kan door onderdompeling in een eugenoloplossing
met een concentratie van 0.333g/L anaesthesie bekomen worden bij luipaardkikkers (Rana pipiens). Een
nevenwerking van eugenol in dit onderzoek was dat bij 50% (6/12) van de onderzochte kikkers een
maagprolaps optrad. Deze herstelde echter in alle gevallen spontaan. Ook kwamen bij sommige kikkers
periodes van apnee voor.
Guénette et al. (2007) voerden een gelijkaardig onderzoek uit naar de werking van eugenol als
anaestheticum bij Afrikaanse klauwkikkers (Xenopus laevis). Zij kwamen tot de conclusie dat na
onderdompeling gedurende 15 minuten in een eugenoloplossing met een concentratie van 0.350g/L
voldoende anaesthesie bekomen kan worden voor korte chirurgische ingrepen. Uit de gedragstesten van
de kikkers bleek dat de duur van de analgesie varieerde tussen 60 en 180 minuten. Uit de abdominale
incisie test bleek echter dat chirurgische anaesthesie slechts 30 minuten duurde. Wanneer eugenol
daarentegen geïnjecteerd werd in de dorsale lymfezakken of topicaal op de huid werd aangebracht kon
geen anaesthesie geïnduceerd worden. In dit onderzoek werden na immersie geen maagprolapsen
waargenomen. Het enige neveneffect dat bij enkele kikkers optrad was braken.
Een derde onderzoek, uitgevoerd door Mitchell et al. (2009), ging de werking van eugenol als
anaestheticum bij tijgersalamanders (Ambystoma tigrinum) na. Bij dit onderzoek werd gebruik gemaakt
van een immersie-oplossing van 0.450g/L. De dieren werden hier gedurende 10 minuten in geplaatst. Met
deze methode werd bij 8 van de 12 dieren een chirurgische anaesthesie bekomen (dit houdt in dat alle
geteste reflexen negatief waren). De mediane inductietijd bedroeg tijdens dit ondezoek 12.5 minuten en
de mediane duur van de chirurgische anaesthesie was 75 minuten. Slechts 3 van de 12
geanaestheseerde dieren waren 180 minuten na de toediening niet volledig hersteld. Nog eens 18 uur
later waren wel alle salamanders volledig hersteld van de anaesthesie. Tijdens dit onderzoek werd geen
invloed op de ademhalingsfrequentie vastgesteld, maar wel een onderdrukking van de hartfrequentie. Wat
de onderzoekers enigszins verontruste was de variatie in de anaesthetische toestand van de dieren. Zij
vermoeden echter dat deze variatie kan verminderd worden door de dieren langer dan 10 minuten in
contact te laten met de immersievloeistof.
14
2.5.4. Volatiela anaesthetica
Van de volatiele anaesthetica is volgens Mitchell et al. (2009) enkel isofluraan in staat om op een
betrouwbare manier anaesthesie bij amfibieën op te wekken. Andere bronnen vermelden soms wel
andere producten.
Een eerste manier om isofluraan toe te dienen is door het in vloeibare toestand op te lossen in een
immersievloeistof. Op deze manier kan een langdurige en diepe chirurgische anaesthesie bekomen
worden met een oplossing van 2mL/L tot 3mL/L (Mitchell, 2009).
Een tweede mogelijkheid is om isofluraan als gas te verdampen in de immersievloeistof. Volgens Mitchell
(2009) kan door verdamping van 5% isofluraan snellere inductie bekomen worden dan door topicale
toediening of via een bad. Bij deze methode treed ook een langere recoverytijd op. Volgens Guénette et
al. (2007) en Mylniczenko (2008) is het echter niet mogelijk om op deze manier amfibieën onder
anaesthesie te brengen. Barter et al. (2007) geven als mogelijke verklaring hiervoor dat de dieren langere
tijd ondergedompeld moeten worden. Door het speciefieke circulatiestelsel bij amfibieën duurt het immers
langer eer een evenwicht kan ontstaan tussen de concentratie van het anaestheticum in de lucht, in het
bloed en in de weefsels.
Een derde mogelijkheid is om het anaestheticum topicaal op de huid aan te brengen. Dit kan zowel
rechtstreeks als gemengd met een wateroplosbare gel.
Mitchell (2009) vermeldt dat de benodigde dosis bij deze manier van toediening afhankelijk is van het
species en de levenswijze van het dier. Zo heeft men bij de Afrikaanse klauwkikker (Xenopus laevis) bij
rechtstreekse toediening 0.007mL/g lichaamsgewicht nodig en bij toediening via een gel 0.025mL/g
lichaamsgewicht. Voor padden daarentegen zijn concentraties nodig van respectievelijk 0.015mL/g
lichaamsgewicht en 0.035mL/g lichaamsgewicht.
Als samenstelling voor de gel vermelden Mitchell en Tully (2008) steriel KY glijmiddel, isofluraan of
sevofluraan en water in een verhouding 3:3:1. West et al. (2007) daarentegen maken gebruik van 3,5 mL
KY glijmiddel, 3 mL vloeibaar isofluraan en 1,5 mL water.
Guénette et al. (2007) vermelden dat met deze methode gedurende 10 tot 30 minuten sedatie bekomen
kan worden bij een kleine groep van de geteste dieren. West et al. (2007) beweren dat op deze manier de
dieren gedurende 45 tot 80 minuten onder anaesthesie gebracht kunnen worden. Volgens Mylniczenko
(2008) kan men met deze techniek een diepe anaesthesie en lange recoverytijd verwachten.
Een laatste methode om amfibieën onder anaesthesie te brengen of houden met isofluraan is door het
onder gasvorm te verdampen in een inductiekamer. Hierbij moet men opletten dat de dieren niet uitdrogen
of in hypothermie gaan (Mylniczenko, 2008).
Mitchell (2009) vermeldt voor deze procedure een concentratie van 5% isofluraan voor inductie en 1% tot
3% voor onderhoud. Uit het onderzoek van Barter et al. (2007) blijkt dat de ED50 bij luipaardkikkers (Rana
pipiens) 1.15% atm bedraagt. Tijdens dit onderzoek bleek ook dat de kikkers na 20 minuten in contact met
het anaestheticum geen duidelijke ademhalingsbewegingen meer vertoonden.
15
2.5.5. Propofol
Propofol is een kortwerkende inhibitor van de GABA-receptoren. Op deze manier wordt de werking van
het centraal zenuwstelsel onderdrukt. Dit anaestheticum wordt makkelijk gemetaboliseerd en is niet
cumulatief. Hierdoor gaat de recovery vrij snel. Het is oorspronkelijk bedoeld voor intraveneuze
toediening, maar wanneer het perivasculair wordt toegediend veroorzaakt het geen irritatie. Dit is niet
enkel het geval bij amfibieën, maar ook bij andere dieren. Doordat het aantal GABA immunoreactieve
cellen in de hersenen verschillend is tussen diersoorten valt ook te verwachten dat eenzelfde dosis
propofol verschillend effect zal hebben bij verschillende diersoorten (Guénette et al., 2008; Mitchell, 2009;
Mitchell et al., 2009).
In een studie door Lafortune et al. (2001) werd propofol in een concentratie van 10mg/kg intraveneus en
perivasculair geïnjecteerd in de omgeving van de sublinguale plexus bij luipaardkikkers (Rana pipiens).
Dit veroorzaakte sedatie en bij sommige dieren lichte anaesthesie, maar bij geen enkele van de 12
kikkers werd chirurgische anaesthesie bekomen.
Bij een ander onderzoek door Mitchell et al. (2009) naar de werking van propofol bij tijgersalamanders
(Ambystoma tigrinum) werden de dieren intracoelomaal geïnjecteerd. Met een concentratie van 25mg/kg
werd bij 2 van de 5 (40%) salamanders chirurgische anaesthesie bekomen. Bij de dieren die geïnjecteerd
werden met een concentratie van 35mg/kg werd in 83% (5/6) chirurgische anaesthesie bekomen. De
mediane inductietijd bij 25mg/kg bedroeg 45 minuten. In het geval van de hogere concentratie bedroeg
deze 50 minuten. 180 minuten na de injectie was geen enkele van de 12 salamanders volledig hersteld.
Nog eens 18 uur later waren ze allemaal volledig hersteld. Bij beide dosissen werd een onderdrukking van
de ademhalings- en hartfrequentie vastgesteld.
Zowel Mitchell (2009) als Mitchell et al. (2009) vermelden een onderzoek door Von Esse en Wright (1999)
naar de werking van propofol bij koraalteenboomkikkers (Pelodryas caerulea, nu Litoria caerulea). Tijdens
dit onderzoek werden de kikkers intracoelomaal geïnjecteerd met verschillende dosissen propofol. Met
9.5mg/kg werd matige anaesthesie bekomen, met 30mg/kg werd chirurgische anaesthesie bekomen en
dosissen van 53mg/kg bleken fataal te zijn.
Guénette et al. (2008) voerden een studie uit naar de werking van propofol via onderdompeling bij
Afrikaanse klauwkikkers (Xenopus laevis). Zij stelden vast dat wanneer de kikkers in een bad geplaatst
werden met een concentratie van 175mg/L of meer alle kikkers stierven. Wanneer de kikkers gedurende
15 minuten ondergedompeld werden in een oplossing met een concentratie van 88mg/kg kon een
oppervlakkige anaesthesie bekomen worden die minder dan 30 minuten duurde. Zij besloten hieruit dat
immersie geen geschikte methode is voor propofol omdat enkel een oppervlakkige anaesthesie van korte
duur kon bekomen worden en er bovendien een nauwe therapeutisch-toxische marge is. Tijdens dit
onderzoek werd geen invloed op het hart vastgesteld, maar wel ademhalingsdepressie.
2.5.6. Overige anaesthetica
Er is nog een aantal producten waarvan de werking bij amfibieën onderzocht werd. Zo zijn er studies
gedaan naar de werking bij amfibieën van barbituraten, ketamine, tiletamine met zolazepam,
16
medetomidine en ethanol. Uit de studies bleek dat deze producten best niet gebruikt worden bij amfibieën
omdat ze ofwel onvoldoende anaesthesie induceren, ofwel onvoldoende veilig zijn (Lafortune et al., 2001;
Cakir en Strauch, 2005; Guénette et al., 2007; West et al., 2007; Guénette et al., 2008).
2.6. MONITORING
Om de diepte van de anaesthesie bij amfibieën na te gaan kunnen verschillende parameters beoordeeld
worden. De belangrijkste zijn de hartfrequentie, de ademhalingsfrequentie en verschillende reflexen.
2.6.1. Hartfrequentie
Wanneer een amfibie op de rug ligt kan men soms de beweging van het hart uitwendig waarnemen ter
hoogte van de middellijn, juist caudaal van de schouders (West et al., 2007; Longley, 2008).
Een nauwkeuriger alternatief is Doppler echografie. Hiervoor moet men over kleine sondes beschikken
gezien de kleine afmetingen van veel amfibieën. De sonde wordt ventraal ter hoogte van de
schoudergordel, het sternum of de okselregio gehouden. Om een goede geleiding van het geluid te
bekomen brengt men best een goede contactgel aan op de huid. Deze moet achteraf afgespoeld worden
om de cutane respiratie niet te verhinderen (Guénette et al., 2007; Guénette et al., 2008; Longley, 2008;
Mitchell, 2009; Mitchell et al., 2009).
Om de hartfrequentie op te volgen kan ook gebruik gemaakt worden van een electrocardiogram. Omdat
de normale alligatorklemmen de fragiele huid van amfibieën zouden beschadigen is het beter om naalden
aan te brengen in de hypodermis. De alligatorklemmen kunnen dan op deze naalden aangesloten worden
(Cakir en Strauch, 2005; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Een laatste mogelijkheid om de hartfrequentie te monitoren is met behulp van pulsoxymetrie. Hiervoor kan
een C-clip sonde op een perifeer bloedvat geplaatst worden. Men kan ook gebruik maken van een lineaire
sonde die in de oesofagus of in de cloaca aangebracht wordt. De sonde wordt dan dorsaal naar de aorta
gericht. Pulsoxymetrie kan bij amfibieën ook gebruikt worden om trends in de zuurstofsaturatie waar te
nemen (West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell, 2009).
Wanneer men de hartfrequentie gebruikt als parameter om de anaethesie te monitoren is het belangrijk
om voor de inductie reeds de hartfrequentie een eerste keer te bepalen. Op die manier beschikt men over
een standaard voor elk individueel dier. Wanneer vervolgens tijdens de anaesthesie de hartfrequentie
sterk daalt is het dier te diep onder anaesthesie (West et al., 2007; Mitchell, 2009). Bovendien mag men
tijdens anaesthesie niet enkel op de hartfrequentie voort gaan. Het is immers geweten dat het hart van
een amfibie nog kan kloppen wanneer het dier al klinisch dood is (Mitchel, 2009).
2.6.2. Ademhalingsfrequentie
Men kan de ademhalingsfrequentie bepalen door het aantal adembewegingen per tijdseenheid te tellen.
Men kan zich hiervoor baseren op abdominale bewegingen, keelbewegingen of beweging van de
neusopeningen (Guénette et al., 2007; West et al., 2007; Guénette et al., 2008; Longley, 2008; Mitchell,
17
2009; Mitchell et al., 2009). Vaak is dit echter niet eenvoudig omdat de pulmonaire ademhaling en
bijhorende ademhalingsbewegingen tijdens anaesthesie onderdrukt worden (West et al., 2007; Longley,
2008; Mitchell, 2009).
2.6.3. Gedrag en reflexen
Wanneer een amfibie onder anaesthesie gebracht wordt zal er eerst een excitatiefase optreden. Dit is een
eerste teken waaraan men kan zien dat anaesthesie optreedt (Guénette et al., 2008).
Vervolgens kan men enkele reflexen testen. Wanneer anaesthesie optreedt zullen deze testen geleidelijk
negatief worden. Hierbij is het belangrijk om deze testen een eerste keer uit te voeren voordat de
anaesthesie geïnduceerd wordt. Op deze manier krijgt men een idee van de normale reflex bij elk
individu.
Om de vluchtreflex te testen wordt het amfibie op de open hand gezet. De meeste amfibieën zullen onder
normale omstandigheden weglopen of wegspringen. Wanneer zij geanaestheseerd zijn zullen ze blijven
zitten. Zeker bij deze test is het van belang om deze op voorhand al eens uit te voeren omdat sommige
dieren die van nature uit zeer rustig zijn, of die reeds geruime tijd in gevangenschap leven, niet zullen
proberen te vluchten (Mitchell et al., 2009; Mitchell, 2009).
Bij de oprichtingsreflex wordt het dier op de rug gelegd. Vervolgens wordt nagegaan hoe lang het duurt
vooraleer het dier terug zijn normale houding aanneemt (Cakir en Strauch, 2005; Guénette et al., 2007;
West et al., 2007; Guénette et al., 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009; Mitchell et al., 2009).
Men kan ook de corneareflex of de ooglidreflex testen. Hierbij wordt met een bevochtigd wattenstaafje
respectievelijk de cornea, respectievelijk het onderste of bovenste ooglid aangeraakt. Alerte dieren zullen
hierbij met de oogleden knipperen. Dieren onder chirurgische anaesthesie zullen geen respons vertonen
(Guénette et al., 2008; Longley, 2008; Mitchell, 2009; Mitchell et al., 2009).
Tenslotte zijn er nog twee testen die de pijngewaarwording nagaan. De eerste is de terugtrekreflex. Met
deze test kan men zowel het oppervlakkige als het diepe pijngevoel controleren. Om het oppervlakkige
pijngevoel te testen knijpt men met een pincet of hemostatische klem in de huid van de dij (Mitchell, 2009;
Mitchell et al., 2009). Om het diepe pijngevoel te testen kan men hetzelfde doen in één van de tenen van
het dier (Cakir en Strauch, 2005; Guénette et al., 2007; West et al., 2007; Guénette et al., 2008; Mitchell,
2009; Mitchell et al., 2009). Een tweede test om de pijngewaarwording na te gaan is de Acetic Acid Test.
Hierbij laat men een druppel ethaanzuur (CH3COOH) opgelost in water op de rug van het amfibie vallen.
Dit herhaalt men enkele keren met een steeds toenemende concentratie van ethaanzuur. Wanneer het
dier dit gewaar wordt zal het proberen het zuur te verwijderen door over zijn eigen rug te wrijven.
Afhankelijk van de concentratie waarbij deze respons voor het eerst optreedt krijgt men een idee over de
diepte van de anaesthesie (Guénette et al., 2007; Guénette et al., 2008).
Over wanneer een amfibie nu juist onder anaesthesie is, zijn de meningen in de literatuur verdeeld.
Volgens sommige bronnen is er anaesthesie wanneer de oprichtingsreflex en de terugtrekreflex negatief
zijn (Guénette et al., 2007; Guénette et al., 2008). Volgens andere bronnen is er chirurgische anaesthesie
opgetreden wanneer alle reflexen negatief zijn (West et al., 2007; Longley, 2008; Mitchell, 2009; Mitchell
18
et al., 2009). Als eerste worden de vluchtreflex en de oprichtingsreflex negatief, daarna het oppervlakkige
pijngevoel en als laatste het diepe pijngevoel. Opnieuw positief worden gebeurt in de omgekeerde
volgorde (Mitchell, 2009; Mitchell et al, 2009).
19
2.7. BESPREKING
Veel van de studies in verband met anaesthesie bij amfibieën die in het verleden uitgevoerd werden
gebeurden onder sterk verschillende omstandigheden. Hierdoor zijn de resultaten van deze studies
meestal moeilijk met elkaar te vergelijken.
Verder beperkten de studies zich in het verleden vaak tot één of twee species en farmaca. Door de grote
fysiologische interspeciesverschillen bij amfibieën kan men echter op basis van een studie bij één soort
niet veel conclusies trekken over andere soorten.
Bovendien valt het op dat de uitgevoerde studies vooral gebeurd zijn bij species die weinig in
gevangenschap gehouden worden. De enige soort die algemeen voorkomend is bij liefhebbers van
amfibieën en die al vrij uitgebreid bestudeerd werd is de klauwkikker.
Er kan dus gesteld worden dat verder onderzoek naar anaesthesie bij amfibieën in de toekomst nog nodig
is. Het is hierbij belangrijk deze studies zo te laten verlopen dat de resultaten onderling vergeleken
kunnen worden en dat informatie verkregen wordt die ook relevant is voor species waar nog geen
onderzoek naar verricht werd. Vooral bij de soorten die vaak in gevangenschap gehouden worden, zoals
de pijlgifkikkers (Dendrobatidae), liggen nog veel mogelijkheden voor diergeneeskundig onderzoek.
20
3. LITERATUURLIJST
1. Cakir Y en Strauch S.M. (2005). Tricaine (MS-222) is a safe anesthetic compound compared to
benzocaine and pentobarbital to induce anesthesia in leopard frogs (Rana pipiens). Pharmacological
Reports 57, 467-474
2. Helmer P.J. en Whiteside D.P. (2005). Amphibian anatomy and physiology. In: O’Malley B. (Editor)
Clinical anatomy and physiology of exotic species, Saunders Elsevier, St. Louis, Missouri, p. 3-16
3. Guénette S.A., Hélie P., Beaudry F. en Vachon P. (2007). Eugenol for anesthesia of African clawed
frogs (Xenopus laevis). Veterinary Anaesthesia and Analgesia 34, 164-170
4. Guénette S.A., Beaudry F. en Vachon P. (2008). Anesthetic properties of propofol in African Clawed
Frogs (Xenopus laevis). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science 47 (5),
35-38
5. Lafortune M., Mitchell M.A. en Smith J.A. (2001). Evaluation of medetomidine, clove oil, and propofol
for anesthesia of leopard frogs, Rana pipiens. Journal of herpetological medicine and surgery 12 (4),
13-18
6. Longley L. (2008). Anesthesia of exotic pets, Saunders Elsevier, St. Louis, Missouri, p. 245-258
7. Machin K.L. (1999). Amphibian pain and analgesia. Journal of Zoo and Wildlife Medicine 30 (1), 2-10
8. Mitchell M.A. (2009). Anesthetic Considerations for Amphibians. Journal of Exotic Pet Medicine 18 (1),
40-49
9. Mitchell M.A., Riggs S.M., Singleton C.B., Diaz-Figueroa O. en Hale L.K. (2009). Evaluating the
Clinical and Cardiopulmonary Effects of Clove Oil and Propofol in Tiger Salamanders (Ambystoma
tigrinum). Journal of Exotic Pet Medicine 18 (1), 50-56
10. Muir W.W., Hubbell J.A.E. (1989). Handbook of veterinary anesthesia, uitgever onbekend, p. 247-251
11. Mylniczenko N. (2008). Amphibians. In: Mitchell M.A. en Tully T.N.Jr. (Editors) Manual of exotic pet
practice, Saunders Elsevier, St. Louis, Missouri, p. 73-111
12. Rocha P.L. en Branco L.G.S. (1997). Cardiovascular, respiratory and metabolic responses to
temperature and hypoxia of the winter frog Rana catesbeiana. Brazilian Journal of Medical and
Biological Research 30, 125-131
13. Schumacher J. (1996). Reptiles and Amphibians. In: Thurmon J.C., Tranquilli W.J. en Benson G.J.
(Editors) Lumb & Jones’ Veterinary anesthesia third edition, Williams & Wilkins, Paris, p. 670-685
14. Stetter M. (2007). Amphibians. In: West G., Heard D. en Caulkett N. (Editors) Zoo animal and wildlife
immobilization and anesthesia, Blackwell Publishing, Iowa, p. 205-209
UNIVERSITEIT GENT
FACULTEIT DIERGENEESKUNDE
Academiejaar 2010 - 2011
VERSLAG VAN DE DIERENARTSENSTAGE
door
Dieter MASSCHELEIN
Stageverslag in het kader van de Masterproef
UNIVERSITEIT GENT
FACULTEIT DIERGENEESKUNDE
Academiejaar 2010 - 2011
VERSLAG VAN DE DIERENARTSENSTAGE
door
Dieter MASSCHELEIN
Stageverslag in het kader van de Masterproef
AUTEURSRECHT
De auteur geeft de toelating deze studie als geheel voor consultatie beschikbaar te stellen voor persoonlijk gebruik. Elk ander
gebruik valt onder de beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting de bron uitdrukkelijk te
vermelden bij het aanhalen van gegevens uit deze studie.
Het auteursrecht beperkt zich tot de wijze waarop de auteur de problematiek van het onderwerp heeft benaderd en neergeschreven.
De auteur respecteert daarbij het oorspronkelijke auteursrecht van de individuele geciteerde studies en eventueel bijhorende
documentatie, zoals tabellen en figuren.
De auteur is niet verantwoordelijk voor de behandelingen en eventuele doseringen die in deze studie geciteerd en beschreven z ijn.
INHOUDSOPGAVE
1. Stage gezelschapsdieren ............................................................................................................ 1
1.1. Logboek stage gezelschapsdieren .............................................................................................. 1
1.2. Casuïstiek gezelschapsdieren ..................................................................................................... 4
1.3. Analyse van structuur en management praktijk gezelschapsdieren .............................................. 5
2. Stage grote huisdieren ................................................................................................................ 8
2.1. Logboek stage grote huisdieren .................................................................................................. 8
2.2. Casuïstiek grote huisdieren ....................................................................................................... 10
2.3. Analyse van structuur en management praktijk grote huisdieren ................................................ 11
3. Algemene reflectie .................................................................................................................... 13
Bijlage I: Bloedonderzoek Bernard ......................................................................................................... 16
1. STAGE GEZELSCHAPSDIEREN
1.1. LOGBOEK STAGE GEZELSCHAPSDIEREN
datum uur aard van de consultatie opmerkingen 13-07-2010 09u30 - 09u45 Gehospitaliseerde patiënten voederen en
water geven
13-07-2010 09u45 - 10u30 Detartratie hond Behandeling oorontsteking 13-07-2010 10u45 - 11u15 Blauwschedel edelpapegaai slecht in de
veren Snavel bijvijlen
13-07-2010 11u15 - 12u00 Follow up sportduiven Behandeling trichomonas 13-07-2010 13u00 - 13u30 Eigen vogelcollectie van dierenarts
voederen en water geven
13-07-2010 13u30 - 14u00 Baby ara en kaketoe met zure krop: krop ledigen en spoelen
13-07-2010 14u00 - 14u30 Sierduiven vaccineren tegen paramyxovirus 1
13-07-2010 14u30 - 15u30 Vertegenwoordiger Comed in verband met materiaal voor biopsie-staalnames
13-07-2010 15u30 - 15u45 Blauwborstjes die niet meer op poten kunnen zitten : vermoedelijk eiwitopstapeling in nieren
13-07-2010 15u45 - 16u00 Shih Tsu met arthrose 13-07-2010 16u00 - 16u30 Handopfok van babypapegaaien 13-07-2010 18u15 - 18u45 Follow up van sportduiven 13-07-2010 18u45 - 19u00 Ontwormen Teckel Nagels knippen 13-07-2010 19u00 - 19u15 Follow up van sportduiven 13-07-2010 19u15 - 19u30 Vaccinatie Jack Russel (leptospirose,
parvovirose, hondenziekte, adenovirus type 2, parainfluenzavirus) + opstellen gezondheidscertificaat
Ontvlooien
13-07-2010 19u30 - 20u00 4 katten vaccineren (felien calicivirus, panleucopenievirus, felien herpesvirus, feliene leukemie)
13-07-2010 20u00 - 20u15 Labrador vaccineren 14-07-2010 08u00 - 08u15 Gehospitaliseerde patiënten voederen en
water geven
14-07-2010 08u45 - 10u45 Halsbandparkieten, agapornissen en rosella’s endoscoperen en bloed nemen om te testen op PBFD
14-07-2010 11u00 - 11u15 Pointer met huidproblemen 14-07-2010 11u35 - 12u00 Sportduiven vaccineren tegen
paramyxovirus 1
14-07-2010 12u00 - 12u15 Eigenaars komen met dode kat om doodsoorzaak te weten
14-07-2010 13u00 - 13u30 Eigen vogelcollectie van dierenarts voederen en water geven
14-07-2010 13u30 - 14u00 Handopfok van babypapegaaien 14-07-2010 14u10 - 14u30 2 honden chippen + vaccineren 14-07-2010 14u45 - 15u30
Autopsie op Groenvleugelara Pneumonie + tracheïtis + luchtzakontsteking + aspergillose in de syrinx
14-07-2010 15u30 - 16u00 Antibiogram opstellen + test opstarten
2
voor identificatie van cultuur afkomstig van dode Amazonepapegaai
14-07-2010 18u00 - 18u15 Mechelse scheper met epilepsie op controle
14-07-2010 18u15 - 18u25 Vleugels knippen van Senegalpapegaai 14-07-2010 18u25 - 18u40 Hond vaccineren tegen leptospirose Nagels knippen 14-07-2010 18u40 - 19u10 Pitbull met abces in de hals 14-07-2010 19u10 - 19u20 Nagels van Grijze roodstaartpapegaai
knippen
14-07-2010 19u20 - 19u30 Chihuahua vaccineren 14-07-2010 19u30 - 19u40 Kitten vaccineren 14-07-2010 19u40 - 20u10 Follow up van sportduiven Behandeling van snot 14-07-2010 20u10 - 20u25 Kat die mankt Indien NSAID’S niet helpen
moet patiënt terugkomen voor Rx
14-07-2010 20u25 - 20u50 Kat met diarree en koorts 14-07-2010 20u50 - 21u00 Hond vaccineren tegen leptospirose 14-07-2010 21u00 - 21u30 Interpreteren van het antibiogram en
identificatie van de cultuur van amazonepapegaai
Gentamycine gebruiken en de kiem is Yersinia
15-07-2010 17u55 - 18u00 Gehospitaliseerde patiënten voederen en water geven
15-07-2010 18u00 - 18u10 Grijze roodstaartpapegaai met waterige neusvloei
15-07-2010 18u10 - 18u20 Sportduiven vaccineren tegen Paramyxovirus 1
15-07-2010 18u20 - 18u35 Yorkshire terriër met arthrose heeft platte mest
15-07-2010 18u35 - 19u15 Bloed nemen van Maine Coon katten voor HCM-test
Stalen opgestuurd naar labo
15-07-2010 19u15 - 19u45 Drachtigheidsdiagnose bij Grijpstaartskink Met radiografie want levendbarend
15-07-2010 19u45 - 20u00 Gezondheidsonderzoek van Valkparkiet Gisteren gevonden 15-07-2010 20u00 - 20u30 Zakjes vitaminepreparaat voor duiven
uitwegen en klaarmaken voor verzending
16-07-2010 08u15 - 08u30 Gehospitaliseerde patiënten voederen en water geven
16-07-2010 08u45 - 09u35 Kropstalen nemen bij sportduiven voor onderzoek op Trichomonas
16-07-2010 09u45 - 10u10 Labrador retriever (Bernard) die niet meer eet en sterk vermagerd is
Bloedonderzoek
16-07-2010 10u20 - 10u30 Hospitalisatie van Bordeauxdog voor sterilisatie
16-07-2010 10u30 - 10u40 Glansfazant en Blauwe fazant binnengebracht voor autopsie
16-07-2010 10u40 - 10u50 Valkparkieten kortwieken 16-07-2010 10u50 - 11u05 2 Maltezers vaccineren 1 mankt soms door
patellaluxatie 16-07-2010 11u05 - 12u00 Detartratie bij hond Nagels knippen 16-07-2010 12u30 - 13u30 Eigen vogelcollectie van dierenarts
voederen en water geven
16-07-2010 13u30 - 14u35 Sterilisatie Bordeauxdog 16-07-2010 14u35 - 15u00 Algemeen onderzoek van roofvogels en
afleveren van gezondheidscertificaten voor shows
3
16-07-2010 15u00 - 16u45 Stressgevoelige Engelse Bulldog sederen voor verhuis
16-07-2010 17u00 - 18u00 Handopfok van babypapegaaien 16-07-2010 18u00 - 18u10 Bordeauxdog afgehaald 16-07-2010 18u10 - 18u20 Mestonderzoek en kropswab voor
Trichomonas bij sportduiven
16-07-2010 18u20 - 18u30 Amerian Stafford met dikke poot en manken
Indien maandag niet beter met NSAID radiografie nemen
16-07-2010 18u30 - 18u45 Maltezer en Shih Tsu vaccineren 16-07-2010 18u45 - 18u55 Sportduiven vaccineren tegen
Paramyxovirus 1
16-07-2010 18u55 - 19u10 Kat die mankt 16-07-2010 19u10 - 19u30 Mechelse herder met wonde aan
zoolkussen Vaccineren
16-07-2010 19u30 - 19u50 Grijze roodstaart voor bloedonderzoek en geslachtsbepaling
16-07-2010 19u50 - 20u05 Shih Tsu met ontstoken anaalzakjes 16-07-2010 20u05 - 20u15 Analyse van resultaten bloedonderzoek
Grijze roodstaart
16-07-2010 20u15 - 21u00 -Autopsie Hoornparkiet -Autopsie Glansfazant -Autopsie Stekelstaarthoenders -Autopsie Prairie sneeuwhoenders -Analyse bloedonderzoek Bernard
-> Dysbacteriose -> Necrotische enteritis -> Leververvetting -> Enteritis -> Pancreatitis
17-07-2010 09u20 - 09u50 Bernard: infuus met Baytril en Ceporex per os
Extra TLI-test
17-07-2010 09u50 - 10u10 Hese sijsjes: amoxicilline tegen Enterococcus faecalis op stembanden
Ivermectine tegen luizen
17-07-2010 10u10 - 10u20 Grijze roodstaart met waterige neusvloei op controle
17-07-2010 10u20 - 10u30 Blauwborstjes op controle 17-07-2010 10u30 - 10u40 Hond met buikpijn, minder eten en diarree 17-07-2010 10u40 - 11u05 2 Congopapegaaien endoscoperen voor
geslachtsbepaling
17-07-2010 11u05 - 11u15 Hond vaccineren tegen leptospirose 17-07-2010 11u15 - 11u35 Teckel op controle voor huidschimmel Ontwormen 17-07-2010 11u35 - 11u45 2 sportduiven die niezen Trichomonas op kropswab 17-07-2010 11u45 - 12u10 Follow up van sportduiven 19-07-2010 09u30 - 09u40 Gehospitaliseerde patiënten voederen en
water geven
19-07-2010 09u40 - 09u55 Detartratie Pitbull 19-07-2010 10u00 - 10u15 Kropswab bij sportduiven voor
Trichomonas
19-07-2010 10u15 - 10u45 Materiaal reinigen en steriliseren 19-07-2010 10u45 - 11u00 Duif met pokken en duif met snot Jodiumtinctuur op pokken,
meloxicam voor snot 19-07-2010 11u00 - 11u15 Materiaal reinigen en steriliseren 19-07-2010 11u15 - 12u00 Zeer magere botvink Mestonderzoek normaal;
eiwitrijk voeder en lactobacillen geven
19-07-2010 12u30 - 13u30 Eigen vogelcollectie van dierenarts voederen en water geven
19-07-2010 13u30 - 14u00 Materiaal reinigen en steriliseren 19-07-2010 14u00 - 14u20 Sportduiven vaccineren tegen
4
Paramyxovirus 1 19-07-2010 14u20 - 15u00 Mestonderzoek en kropswab voor
Trichomonas bij sportduiven Voedingssupplementen om sneller te recupereren afleveren
19-07-2010 15u00 - 15u45 Duitse herder die mankt 19-07-2010 15u45 - 16u15 Shih Tsu die braakt en weinig eet 19-07-2010 16u15 - 16u35 Pitbull afgehaald 19-07-2010 16u35 - 17u00 Geochelone sulcata die weinig actief is en
weinig eet Massa in het abdomen op radiografie
19-07-2010 18u00 - 18u10 Hond vaccineren en ontwormen 19-07-2010 18u10 - 18u20 Chihuahua vaccineren en ontwormen 19-07-2010 18u20 - 18u30 Sportduif met beschadigde veren ter
hoogte van de krop Vermoedelijk schapenluis
19-07-2010 18u30 - 18u50 Kat met ontstoken melkklieren 19-07-2010 18u50 - 19u10 Cairn terrier met fistel naar oorbasis door
tandsteen
19-07-2010 19u10 - 19u20 Euthanasie bij stervende kat 19-07-2010 19u20 - 19u40 Follow up bij sportduiven Waterkrop ->behandeling:
uitvasten 19-07-2010 19u40 - 20u00 Omvenia uit ampulle in spuitjes van 0,5ml
optrekken om in te vriezen
1.2. CASUÏSTIEK GEZELSCHAPSDIEREN
Signalement
Bernard is een mannelijke, bruine Labrador Retriever. Het is een oude hond, maar de exacte leeftijd is
niet gekend.
Anamnese
Bernard wordt voor het eerst aangeboden op vrijdag 16 juli 2010.
Volgens de eigenaar had Bernard de laatste week een verminderde eetlust en de laatste 2 dagen heeft
Bernard niet meer gegeten. Bernard is hierdoor sterk vermagerd. De laatste dagen was hij ook minder
actief en heeft hij veel geslapen. Braken of diarree werd niet opgemerkt.
Klinisch onderzoek
De algemene indruk die we krijgen van de hond is dat hij soporeus en zeer mager is. Tijdens de
consultatie is hij eerst geïnteresseerd in de omgeving en de aanwezige personen, maar na enkele
minuten gaat hij liggen. Ook tijdens het verdere verloop van de consultatie laat Bernard zich makkelijk
onderzoeken en geeft hij een weinig alerte indruk.
Tijdens het algemeen onderzoek worden geen afwijkingen vastgesteld. De enige opmerking die kan
gemaakt worden is dat er veel tandsteen aanwezig is. Ook bij palpatie en auscultatie van het abdomen
worden geen abnormaliteiten waargenomen.
5
Verder verloop en behandeling
Door de weinige informatie die bekomen werd met het klinisch onderzoek, wordt beslist om een bloedstaal
op te sturen naar het labo voor een volledig onderzoek. In afwachting van de resultaten worden enkel
glucocorticoïden toegediend om de eetlust te stimuleren.
Tegen de avond zijn de resultaten van het bloedonderzoek gekend (zie bijlage I).
Wat opvalt zijn de afwijkende nier- en pancreaswaarden. De andere afwijkingen zijn klein en zijn
waarschijnlijk het gevolg van de hoge leeftijd van de patiënt.
De gestegen waarden voor amylase en TLI ( Trypsin Like Immunoreactivity) in combinatie met de
symptomen wijzen in de richting van pancreatitis. Een hoog amylase gehalte kan ook het gevolg zijn van
enteritis of verminderde glomerulaire filtratie, maar de meeste honden met pancreatitis hebben een
gestegen amylase-waarde. Gestegen TLI-waarden zijn indicatief voor pancreatitis.
Op zaterdag 17 juli 2010 wordt Bernard opnieuw aangeboden voor een aangepaste behandeling. Er wordt
overgegaan op ondersteunende vochttherapie, gecombineerd met antibiotica. Als antibioticatherapie
wordt gekozen voor een combinatie van Baytril en Ceporex. Het werkzame bestanddeel van Baytril is
enrofloxacine, een fluoroquinolone, en dit heeft voornamelijk een gram-negatief spectrum. Het werkzame
bestanddeel van Ceporex is cefalexine, een cefalosporine, en dit heeft voornamelijk een gram-positieve
werking.
Om de vermoedelijke diagnose te bevestigen wordt een nieuw bloedstaal genomen om een bijkomende
PLI-test te laten uitvoeren (Pancreas-specific Lipase immunoreactivity).
De volgende dag moet Bernard opnieuw op consultatie komen voor een herhaling van de vochttherapie.
In de loop van de nacht van zaterdag op zondag is Bernard overleden. Op vraag van de eigenaar werd de
PLI-test geannuleerd. Hier zijn dus geen resultaten van.
1.3. ANALYSE VAN STRUCTUUR EN MANAGEMENT PRAKTIJK GEZELSCHAPSDIEREN
De praktijk werd opgericht in 2003 als een eenmanspraktijk voor kleine huisdieren. Omdat het als
beginnend dierenarts niet makkelijk is om de dagen goed gevuld te krijgen, maar er toch al veel kosten
betaald moeten worden (gebouw, materiaal,…) werkte de stagemeester het eerste jaar ook voor een
koeriersbedrijf. Reeds van bij de oprichting was het de bedoeling een dierenartsenpraktijk te beginnen
voor kleine huisdieren, waarbij de nadruk voornamelijk zou liggen op vogels en exotische huisdieren.
Dankzij de achtergrond van de stagemeester lukte dit vrijwel onmiddellijk. Hij was namelijk al van tijdens
zijn jeugd intensief en succesvol bezig met het houden en kweken van exotische diersoorten. Op deze
manier slaagde hij erin om geleidelijk aan contacten te leggen die later nog zeer waardevol zouden
blijken. Na zijn studies diergeneeskunde aan de universiteit van Gent werkte de stagebegeleider ook een
jaar in het Loro Parque in Tenerife. Hier kon hij nog meer ervaring opdoen over de verzorging en voeding
van vogels.
Naarmate de praktijk groeide en het werk toenam, werd het onmogelijk alles alleen te blijven doen.
Daarom werd in 2009 besloten samen te werken met een tweede dierenarts. Deze dierenarts kreeg
6
maandelijks een ereloon en daarbovenop mocht hij een vast percentage van de opbrengsten uit de
consultaties die hij zelf verrichte behouden. Deze samenwerking leidde er niet alleen toe dat er meer werk
verzet kon worden, maar dankzij een beurtrolsysteem waren beide dierenartsen één zaterdag op twee vrij.
Bovendien bracht de nieuwe dierenarts ook nieuwe klanten mee.
Men is momenteel volop bezig met de omschakeling naar een BVBA zodat beide dierenartsen
gelijkwaardige partners worden. Doordat niet van bij het begin een BVBA opgericht werd, was het
mogelijk om na te gaan of het ook op de werkvloer zou klikken tussen beide dierenartsen en hadden ze
tijd om op elkaar ingespeeld te raken. Indien dit niet lukte zou dit slechts beperkte gevolgen gehad
hebben voor de praktijk.
Ondertussen is de praktijk verder blijven groeien. Deze twee dierenartsen staan tegenwoordig hoog
aangeschreven bij vele duivenmelkers en liefhebbers van exotische dieren uit de wijde omtrek. De praktijk
fungeert ook als quarantainestation bij de import van exotische vogels.
Binnen de praktijk zijn de nodige voorzieningen aanwezig om de klanten zo goed mogelijk bij te staan. Er
is een digitaal Rx–toestel aanwezig, een toestel om bloedanalyses uit te voeren, een installatie voor
gasanaesthesie en het nodige materiaal voor endoscopie, een tandsteenkuiser, een autoclaaf en een
ultrasone reiniger. Een echografietoestel zal binnenkort aangekocht worden. Zeer vaak wordt
geslachtsbepaling bij vogels door middel van endoscopie gedaan, ook bij klanten thuis.
Om de administratie te vereenvoudigen en om de klantengegevens overzichtelijk bij te houden wordt
gebruik gemaakt van een speciale software, namelijk VWin/VMac.
Bovendien maakt de praktijk deel uit van een wachtdienst samen met andere dierenartsen uit de streek.
Dit maakt het voor de dierenartsen mogelijk de nodige tijd met hun familie door te brengen, zonder dat de
patiënten in de kou blijven staan.
De praktijk heeft verschillende sterke punten. De voornaamste zijn de gedrevenheid en de ervaring van de
dierenartsen. Zeker in de branche van de exotische dieren en vogels is de eigen ervaring over het houden
van de dieren een extra pluspunt. De praktijk heeft een zeer goede ligging: makkelijk bereikbaar en een
ruime parking. De praktijk is bovendien zeer goed uitgerust qua apparatuur.
Het feit dat het hier een tweemanspraktijk betreft, biedt enkele voordelen ten opzichte van een
eenmanspraktijk. Zo is er meer ruimte voor een sociaal leven naast het professionele leven. Maar ook op
de werkvloer biedt dit voordelen. Zo kan men overleggen als er twijfel is of kan men hulp vragen wanneer
iets niet alleen kan gedaan worden. Hiervoor mogen er uiteraard geen spanningen zijn tussen de twee
vennoten, maar dat is hier zeker niet het geval.
Natuurlijk zijn er ook nadelen aan de praktijk. De voornaamste vind ik de beperkte ruimte. Zo dient de
operatieruimte als consultatieruimte wanneer het spreekuur door beide dierenartsen samen gehouden
wordt. Een extra consultatieruimte zou geen overbodige luxe zijn. (Dit was de situatie zoals deze was
tijdens de periode dat ik er stage liep. Ondertussen zijn verbouwingswerken uitgevoerd waardoor deze
tekortkomingen verholpen werden.)
De wachttijden voor de klanten tijdens het spreekuur is soms vrij lang. Vooral tijdens bepaalde perioden
van het jaar, bv het duivenseizoen, kan het zeer druk zijn. Het is mogelijk dat sommige klanten hierdoor
7
naar een andere dierenarts trekken.
De klantenwerving verloopt op verschillende manieren. Vaak hoorde ik van nieuwe klanten dat mond-aan-
mond reclame belangrijk was. Dit wijst er op dat veel klanten tevreden zijn. Er wordt echter ook actief aan
klantenwerving gedaan. Dit gebeurt door vermeldingen op websites en in clubbladen en door het geven
van voordrachten en infosessies voor verschillende verenigingen zoals bijvoorbeeld voor vogelliefhebbers.
8
2. STAGE GROTE HUISDIEREN
2.1. LOGBOEK STAGE GROTE HUISDIEREN
datum uur aard van de consultatie opmerkingen 27-07-2010 11u15 - 11u45 Echografische drachtigheidsdiagnose bij
twee warmbloedmerries
27-07-2010 12u00 - 12u15 Handdoeken autoclaveren voor volgende patiënt
Moet dienen om buikwonde te bedekken
27-07-2010 13u00 - 13u45 Belgisch trekpaard (Kato) met peritonitis en hoefbevangenheid na keizersnede
27-07-2010 14u00 - 14u15 Informatie opvragen over vorige patiënt bij dierenkliniek De Morette
27-07-2010 14u30 - 14u45 Belgisch trekpaard ontwormen tegen Cyathostominae
27-07-2010 15u00 - 15u15 2 koeien tochtig spuiten met prostaglandine
27-07-2010 15u30 - 16u15 Handdoeken autoclaveren voor Kato 27-07-2010 20u00 - 20u30 Haflinger sederen voor hoefsmid 27-07-2010 20u45 - 21u15 Fjord met dermatitis ten gevolge van
vliegen
28-07-2010 10u00 - 11u15 Schaap euthanaseren 3 lammeren met myasis behandelen
28-07-2010 11u45 - 13u00 Paard met hoofdwonde door tegen afsluiting te lopen
28-07-2010 16u10 - 16u40 Pony en warmbloedpaard vaccineren tegen influenza + controle nieuwbeenvorming bij warmbloedpaard
28-07-2010 17u00 - 18u00 Materiaal reinigen en steriliseren 28-07-2010 20u00 - 21u50 Steunverband rond buik van Belgisch
trekpaard (Kato) vervangen en hoeven controleren
28-07-2010 22u00 - 23u00 Belgisch trekpaardveulen chippen en signalement schetsen
29-07-2010 10u00 - 10u10 Eigen paarden van dierenarts voederen en water geven
29-07-2010 10u20 - 11u00 Dwerggeit met diarree Ook myase behandeld 29-07-2010 13u30 - 14u00 -Warmbloedpaard vaccineren tegen
rhinopneumonie + ontwormingsschema opstellen -Controle van pony met zomerschurft
Keloïd na wonde op been controleren
29-07-2010 14u10 - 14u35 Warmbloedpaard mankt op rechter voorbeen dag na nieuw beslag
29-07-2010 14u40 - 15u00 Controleren of dieren OK zijn bij klant die op reis is
29-07-2010 15u30 - 16u00 Echografisch drachtigheidsonderzoek bij Belgisch trekpaardmerrie
29-07-2010 20u00 - 21u00 Controle van hypergranulatieweefsel aan klauw bij vaars
30-07-2010 07u10 - 07u40 Echografisch hengstigheidsonderzoek 30-07-2010 07u50 - 08u10 Medicijnen bestellen 30-07-2010 13u00 - 14u00 Pony castreren 30-07-2010 17u15 - 17u30 Belgisch trekpaard insemineren
9
30-07-2010 18u00 - 18u30 Echografisch drachtigheidsonderzoek bij 2 warmbloedmerries
30-07-2010 18u45 - 19u00 Gehechte hoofdwonde bij warmbloedpaard controleren
30-07-2010 19u15 - 20u45 Speciaal beslag voor hoefbevangenheid plaatsen bij Belgisch trekpaard (Kato)
01-08-2010 12u00 - 12u45 Keizersnede bij Belgisch Wit-Blauw rund 01-08-2010 12u45 - 14u00 Radiografie maken en gipsverband
vervangen bij Belgisch trekpaardveulen met Salter-Harrisfractuur
03-08-2010 08u30 - 09u00 Warmbloedpaard met kleine wonde boven carpus
03-08-2010 09u30 - 10u00 Shetlandpony sederen voor hoefsmid Hoefbevangen 03-08-2010 10u20 - 10u35 Ezel met blein 03-08-2010 11u00 - 12u00 -Pitbull met wonde aan neus na vechten
-Controleren of hoeven van Shetlandpony bekapt moeten worden
03-08-2010 13u00 - 13u15 Controle Belgisch trekpaard dat hoefbevangen geweest is
03-08-2010 13u30 - 14u30 Shetlandpony met abces op kaak Ontwormen 03-08-2010 19u45 - 21u00 Corset plaatsen bij Belgisch trekpaard
(Kato) met hernia abdominalis na keizersnede + bevangen hoeven invetten
04-08-2010 12u00 - 12u30 Controle van warmbloedpaard dat mankte dag na nieuw beslag
04-08-2010 15u30 - 16u00 Warmbloedpaard met koliek 04-08-2010 16u30 - 17u30 Belgisch trekpaard met dikke sprong en
uitgebreide huidletsels over ganse lichaam
Uitgebreide chorioptesinfectie, mogelijk gecompliceerd met huidschimmel
04-08-2010 17u50 - 18u30 Echografisch drachtigheidsonderzoek bij warmbloedmerrie
Behandeld tegen mok
05-08-2010 10u15 - 10u40 Belgisch trekpaard met wonde en zwelling ter hoogte van de sprong
05-08-2010 10u50 - 11u30 Bezoek aan hengstenhouderij van Belgische trekpaarden
05-08-2010 11u45 - 12u00 3 geiten ontwormen 05-08-2010 20u30 - 21u45 Gips vervangen bij Belgisch
trekpaardveulen met Salter-Harrisfractuur
06-08-2010 09u30 - 10u00 Controle abces op kaak bij Shetlandpony Wonde spoelen 06-08-2010 10u15 - 11u00 Shetlandpony met erge dyspnee 06-08-2010 11u30 - 12u00 Eigen paarden van dierenarts voederen
en water geven + ausculteren om verschil met Shetlandpony met dyspnee te horen
06-08-2010 13u30 - 14u00 2 Warmbloedpaarden ontwormen 06-08-2010 19u30 - 21u00 Belgisch trekpaardveulen chippen +
echografische drachtigheidsdiagnose bij 2 warmbloedpaarden
23-04-2011 13u30 - 15u00 Shetlandpony castreren 23-04-2011 15u15 - 16u00 -Belgisch Wit-Blauw rund dat mankt
-echografische drachtigheidsdiagnose bij BWB
23-04-2011 16u30 - 17u30 Opvolging van Kato 23-04-2011 20u00 - 21u00 Uterus spoelen bij Belgisch trekpaard met
retentio secundinarum
10
2.2. CASUÏSTIEK GROTE HUISDIEREN
Signalement
Kato is een bruinschimmel Belgisch Trekpaardmerrie van drie jaar oud
Anamnese
Op dinsdag 27 juli kreeg ik Kato voor het eerst te zien. Op dat ogenblik was zij al in behandeling bij de
stagemeester.
Eind juni was bij Kato een keizersnede uitgevoerd omdat was vastgesteld dat het veulen in stuitligging
met beiderzijdse heupligging lag. Deze keizersnede werd niet door de stagebegeleider zelf uitgevoerd. De
eigenaar werd hiervoor naar een paardenkliniek doorverwezen. Enkele dagen na de keizersnede werd bij
Kato peritonitis vastgesteld. Deze werd behandeld door de buikholte meerdere keren te spoelen en lokaal
en systemisch antibiotica toe te dienen. Later tijdens de hospitalisatieperiode in de kliniek ontstond ook
een pyometra, vermoedelijk als reactie op het hechtmateriaal. Deze werd eveneens behandeld door de
uterus enkele keren te spoelen en antibiotica toe te dienen.
Door de vele toxines en ontstekingsmediatoren die bij de peritonitis en pyometra in de bloedcirculatie
waren vrijgekomen kreeg Kato vervolgens hoefbevangenheid aan de 4 voeten.
Bovendien ontstond ook nog een hernia abdominalis op de plaats waar de incisie voor de keizersnede
gemaakt was.
Verder verloop en behandeling
Wanneer Kato hersteld was van de peritonitis en pyometra mocht zij terug naar huis. Vanaf dit moment
werd zij verder behandeld door de stagebegeleider. Deze behandeling bestond uit het vernieuwen van het
verband op de buikwonde en controleren of de wondheling goed verliep. Als verbandmateriaal werden
geautoclaveerde keukenhanddoeken gebruikt met daarboven een speciaal drukverband dat de druk op de
wonde zoveel mogelijk moest beperken. Op deze manier werd getracht om te voorkomen dat de hernia
abdominalis groter zou worden.
Voor de hoefbevangenheid werd door de hoefsmid een speciaal beslag geplaatst. Hierbij werden de
hoefijzers achterstevoren op de hoeven geplaatst. Op de hoefijzers werd vervolgens een plaat
aangebracht en de ruimte tussen deze plaat en de hoef werd opgevuld met tweecomponentenlijm met
een amortiserende werking. Wanneer deze lijm opgedroogd was werd de plaat opnieuw verwijderd. Dit
beslag moest de druk beter over de hoef en de straal verdelen zodat de druk op de punt van de hoef
verminderde.
Om te beginnen werden de voorvoeten volgens dit principe beslagen. De achtervoeten kwamen de
volgende dag aan de beurt zodat het paard niet teveel inspanningen ineens moest leveren. Wanneer we
enkele dagen later op controle gingen, merkten we op dat de kroonrand van een van de hoeven begon los
te komen. Geleidelijk aan zouden de vier hoeven los komen en vervangen worden door nieuwe hoorn.
Tijdens een nieuw controleonderzoek op vrijdag 22 oktober 2010 viel in de zool van de linker achterhoef
11
onmiddellijk een harde witte structuur op. Wanneer deze opgelicht werd begon de hoef hevig te bloeden.
Na nadere inspectie bleek dit de tip van het hoefbeen te zijn die afgebroken was en naar buiten
gefistuleerd was. Bovendien was er ook een nieuwe hernia abdominalis opgetreden op de plaats waar
Kato eerder geopereerd was voor de peritonitis. Deze zou voorlopig enkel ondersteund worden door het
buikverband. Pas wanneer de hoefbevangenheid genezen is kan de hernia abdominalis gehecht worden.
Hoewel Kato veel neerlag ging ze toch nog recht staan van zodra er iemand bij de stal kwam. Ze is ook
altijd goed blijven eten en drinken. Daarom wilden de eigenaars verder gaan met de behandeling en was
euthanasie voor hen nog uitgesloten.
Deze behandeling bestond nog steeds uit het verschonen van de verbanden rond de buikwonde en het
ondersteunen van buikspieren met een steunverband. Ook werden de hoeven dagelijks verzorgd en
moest Kato zoveel mogelijk rusten.
Op 23 april 2011 tenslotte zag ik Kato voor het laatst. De hoefbevangenheid was volledig verdwenen en
Kato liep opnieuw normaal. De hoeven waren bijna volledig vernieuwd. De herniae abdominales waren
chirurgisch hersteld. Eén ervan is voor een klein deel opnieuw gescheurd zodat nog een breukzak
ongeveer zo groot als een kippenei zichtbaar was. Doordat de breukring ruim genoeg is, is er geen gevaar
voor inklemming van darmsegmenten.
2.3. ANALYSE VAN STRUCTUUR EN MANAGEMENT PRAKTIJK GROTE HUISDIEREN
De praktijk werd opgericht in 2000 als een eenmanspraktijk voor zowel kleine als grote huisdieren. Op
woensdagnamiddag, dinsdagavond, donderdagavond en zaterdagvoormiddag is er spreekuur voor de
kleine huisdieren. De rest van de week zijn consultaties of huisbezoeken mogelijk op afspraak en dit
zowel voor kleine als grote huisdieren. De meerderheid van het klantenbestand bestaat uit grote
huisdieren. Het betreft dan voornamelijk paarden, aangevuld met een klein aantal runderen schapen,
geiten en ezels. Bij de paarden gaat het zowel om warmbloeden als pony’s en trekpaarden. Bij de
runderen gaat het hier niet om bedrijfsbegeleiding op grote moderne rundveebedrijven, maar om
keizersneden of kleine ingrepen op oudere boerderijen waar nog enkele runderen aanwezig zijn. Doordat
zowel kleine als grote huisdieren aan bod komen is er steeds afwisseling. Dit voorkomt dat het werk een
routine wordt.
De praktijk is altijd een eenmanspraktijk geweest. Wanneer eerstelijnsdiergeneeskunde niet meer
voldoende is, worden de paarden doorgestuurd naar dierenkliniek De Morette of de faculteit
diergeneeskunde van de universiteit Gent. Runderen worden in dat geval eveneens doorgestuurd naar de
faculteit diergeneeskunde van de Universiteit Gent. Kleine huisdieren worden in dergelijke gevallen
meestal doorgestuurd naar Dierenartsenpraktijk Clos Fleuri in Sint-Denijs-Westrem.
Voor de gezelschapsdieren maakt de praktijk deel uit van een wachtdienst. De dierenartsen die deel
uitmaken van deze wachtdienst regelen onderling een beurtrol zodat zij niet allemaal elke week op
zondag beschikbaar moeten zijn.
Wanneer het aandeel van de kleine huisdieren binnen de praktijk in de toekomst zou toenemen, wordt er
12
rekening gehouden met de mogelijkheid om een tweede dierenarts in dienst te nemen. Deze zou dan de
kleine huisdieren voor zijn rekening nemen, terwijl de stagebegeleider zich enkel nog met de grote
huisdieren zou bezig houden. Dit scenario is in de huidige situatie nog niet aan de orde.
Binnen de praktijk zijn alle benodigdheden aanwezig om een uitgebreide dienstverlening mogelijk te
maken. Zo beschikt de dierenarts over een installatie voor gasanaesthesie, een digitaal Rx-toestel, een
echografietoestel, een tandsteenkuiser, gespecialiseerde software om de klantengegevens bij te houden
(VWin/VMac), een autoclaaf en een ultrasone reiniger. Ook de wagen is speciaal uitgerust. In de
kofferruimte is een kast met verschillende lades ingebouwd waar alle producten inpassen. Voor al het
overige materiaal is er plaats, al kan het nipt zijn wanneer bv ook het Rx-toestel moet worden
meegenomen.
Naast deze goede uitrusting zijn er nog andere sterke punten aan de praktijk. Zo is de praktijk goed
gelegen en makkelijk bereikbaar. De ervaring van de dierenarts is eveneens een troef. Na haar studies
aan de faculteit diergeneeskunde van de Universiteit van Gent werkte de stagebegeleider een jaar als
vrije assistente aan deze faculteit. Vervolgens werkte zij eerst gedurende drie jaar in een andere praktijk
alvorens de huidige praktijk op te richten. De gedrevenheid van de dierenarts is ook een pluspunt. Tijdens
de zomermaanden zijn werkdagen van minder dan twaalf uur een uitzondering, maar toch zal zij zich
steeds met veel plezier en enthousiasme honderd procent blijven inzetten. Dit van ’s morgens vroeg tot ’s
avonds laat en zelfs ’s nachts.
Naast deze positieve punten zijn er uiteraard enkele negatieve punten aan de praktijk. Zo bestaat deze uit
één vrij kleine ruimte waar zowel de consultaties, de operaties, de hospitalisatie als de recovery moeten
gebeuren. Wanneer er verschillende patiënten op hetzelfde tijdstip gehospitaliseerd zijn of zich in de
recovery bevinden kan het er soms hectisch aan toe gaan. Aangezien het aandeel kleine huisdieren in
deze praktijk beperkt is komt deze situatie echter niet vaak voor. Tijdens de stage heb ik nooit het gevoel
gehad dat er echt plaatsgebrek was. Het was voor mij gewoon even aanpassen omdat ik net voor deze
stage mijn kleine huisdierenstage gelopen had in een ruimere praktijk, maar deze andere manier van
werken went snel. Moest deze situatie zich voordoen in een praktijk die uitsluitend op kleine huisdieren
gericht is, zou dit volgens mij wel problemen geven.
De administratie gebeurt door de dierenarts zelf. Wanneer de stagemeester op de baan is voor
huisbezoeken worden de gebruikte producten en ontvangen erelonen in de agenda genoteerd. Later
worden deze gegevens in de computer ingegeven. Dit gebeurt ofwel ’s avonds na het werk ofwel tussen
twee consultaties in de praktijk. Tijdens de drukkere periodes, zoals de zomermaanden, kan dit er toe
leiden dat deze administratie uitgesteld wordt en zich gaat opstapelen.
13
3. ALGEMENE REFLECTIE
Dankzij deze stages kreeg ik de kans om kennis te maken met een aantal aspecten van de dagelijkse
werking in een eerstelijnspraktijk. Dit zowel in de sector van de kleine als de grote huisdieren. Aangezien
eerstelijnsdiergeneeskunde slechts een beperkt deel uitmaakt van de activiteiten tijdens de klinieken op
de faculteit was dit zeer leerrijk. Men wordt immers geconfronteerd met het feit dat in de doorsnee praktijk
vaak minder mogelijkheden aanwezig zijn dan aan een universiteit wat betreft het stellen van diagnoses
en het instellen van behandelingen.
Bovendien kwam ik ook meer in contact met het administratieve gedeelte dat bij een praktijk komt kijken.
Zo moeten in een kleinere praktijk zelf de afspraken geregeld worden, de boekhouding bijgehouden
worden, medicijnen besteld worden,… Daar waar dit tijdens de klinieken op de faculteit veel minder aan
bod komt.
Daarnaast kreeg ik ook een beter zicht op de verschillende werksituaties van een dierenarts voor kleine
huisdieren en een dierenarts voor grote huisdieren. Als dierenarts voor kleine huisdieren ben je veel meer
gebonden aan de praktijk zelf. De patiënten worden meestal in de praktijk aangeboden, er worden
patiënten gehospitaliseerd en er wordt gewerkt met een spreekuur. Als dierenarts grote huisdieren moet je
dan weer vaker de baan op. Dieren hospitaliseren is moeilijk omdat grote stallen nodig zijn en het is vaak
moeilijker om met de dieren op consultatie te komen. Zeker niet tijdens een vrij spreekuur.
Ook wat het cliënteel betreft zijn er grote verschillen tussen een kleine huisdierenpraktijk en een grote
huisdierenpraktijk. Dit heeft een invloed op de manier van werken. Zo zullen bij grote huisdieren vaak het
economische aspect of de prestaties van het dier centraal staan. Bij kleine huisdieren ligt de nadruk dan
weer vaak op het dierenwelzijn.
Maar naast de manier van werken bepaalt het cliënteel vaak ook de regeling van de werkactiviteiten. Zo
heeft men bij kleine huisdieren vaak te maken met mensen die overdag werken en niet zomaar met hun
hond of kat kunnen langskomen wanneer dit voor de dierenarts past. Daarom is het nodig om ook buiten
de normale werkuren beschikbaar te zijn. Men kan hier echter op inspelen door consultaties in te plannen
tijdens de avond, maar minder dringende ingrepen en behandelingen waarvoor hospitalisatie aangewezen
is uit te stellen tot de volgende dag of overdag in te plannen.
Bij de grote huisdieren daarentegen heeft men vaak te maken met mensen die beroepshalve met de
dieren bezig zijn. Hierdoor zijn de dagen vaak meer gevuld met consultaties. Maar doordat de dieren vaak
een bron van inkomsten zijn voor de eigenaar en de dieren een grote economische waarde hebben is het
ook nodig voortdurend beschikbaar te zijn.
Door stage te lopen in een eenpersoonspraktijk voor grote huisdieren en een tweepersoonspraktijk voor
kleine huisdieren kon ik mij ook een beeld vormen van de voor- en nadelen van alleen of in groep te
werken. Persoonlijk vind ik dat alleen werken maar één voordeel biedt. Alleen werken houdt namelijk in
dat je met niemand rekening hoeft te houden en je volledig te werk kan gaan volgens je eigen planning en
eigen ideeën. Wanneer je in groep werkt daarentegen kan je niet altijd doen wat je wil, wanneer je het wil.
Over de gevolgde werkwijzen en over de toekomstplannen moet men op de zelfde golflengte zitten met de
14
collega’s. Verschillende ideeën en standpunten zijn goed en zelfs noodzakelijk, maar over bepaalde
aspecten moet men het wel eens zijn. Op voorwaarde dat men met de collega’s goed kan opschieten en
op dezelfde golflengte zit wat betreft het werk en de praktijk, zie ik aan een groepspraktijk dus enkel
voordelen.
Om te beginnen kan men een groter cliënteel van dienst zijn. Uiteraard is hiervoor bij kleine huisdieren
een grotere praktijk nodig, maar omdat grote aankopen zoals een Rx-toestel of een echo-toestel maar één
keer moeten gedaan worden kunnen deze investeringen over de verschillende partners gespreid worden.
Bovendien is het in een groepspraktijk mogelijk dat de verschillende dierenartsen zich op andere aspecten
gaan toeleggen. Op deze manier kan men de klanten een meer gespecialiseerde aanpak bieden.
Daarnaast kan men bij moeilijke of onduidelijke gevallen ook overleggen of de mening van een collega
vragen. Op deze manier worden vaak toch nog zaken opgemerkt die men eerder over het hoofd gezien
had. Ook de minder aangename aspecten van het beroep, zoals de administratieve zaken, kunnen
verdeeld worden onder de collega’s zodat men hieraan minder tijd moet besteden. Een laatste belangrijk
voordeel is dat men onderling het werk tijdens weekends en vakantieperiodes kan regelen. Op deze
manier blijft er meer tijd over voor het privéleven van de dierenarts zonder dat de patiënten hier hinder van
ondervinden.
Wel vond ik het jammer dat ik tijdens de stages niet veel zelf heb mogen doen. Ik had gehoopt zelf meer
praktische dingen te kunnen leren en te mogen uitvoeren omdat dit tijdens de klinieken op de faculteit ook
niet altijd mogelijk is. Ergens valt het echter wel te begrijpen dat de stagemeesters niet geneigd zijn veel
risico’s te nemen. Het gaat tenslotte nog altijd om de dieren van eigenaars die aan de dierenarts
toevertrouwd worden. Indien een student reeds meer praktische ervaring zou hebben opgedaan tijdens de
klinieken op de faculteit zouden de dierenartsen misschien wel sneller geneigd zijn de student ook tijdens
de stages meer zelf te laten doen.
Deze stages maakten het wel mogelijk om de theoretische kennis die reeds opgedaan werd, vanuit een
ander standpunt te benaderen. Je krijgt een beter zicht op welke aandoeningen er in de praktijk
voornamelijk voorkomen en welke diagnostische technieken en behandelingen haalbaar zijn. Want tijdens
de lessen komt alles zeer uitgebreid aan bod, wat logisch is, maar krijg je als student niet echt zicht op
wat nu werkelijk relevant is voor een eerstelijnspraktijk.
Het is mij in ieder geval duidelijk geworden dat er ondanks vijf jaar universitaire studies nog heel veel te
leren valt alvorens ik zelf, alleen en op een correcte manier, een goede praktijk zal kunnen opstarten en
leiden.
Zelf hoop ik om na het voltooien van de studies werk te kunnen vinden in een praktijk voor kleine
huisdieren als tweede of derde dierenarts. Op deze manier zijn er collega’s waarvan je nog veel kan leren
en waarbij je terecht kan met vragen. Bovendien kunnen dan ook de wachtdiensten verdeeld worden.
Toch verkies ik een kleinere praktijk boven een kliniek of grote praktijk met zeven of acht dierenartsen
omdat dit volgens mij een meer zakelijke sfeer op de werkvloer creëert.
De keuze tussen een leven als dierenarts voor kleine of grote huisdieren vond ik zeer moeilijk. Liefst van
al zou ik deze combineren. Maar het is nu eenmaal een feit dat de mensen tegenwoordig steeds meer van
15
hun dierenarts verwachten en het wordt onmogelijk om voor elke diersoort aan deze verwachtingen te
voldoen. Specialisatie wordt bijgevolg steeds belangrijker. Uiteindelijk heb ik toch voor de optie
gezelschapsdieren gekozen. Herkauwers en varkens hebben mij altijd het minste aangesproken omdat
deze sector zeer economisch gericht is en vooral gericht op preventie. Daarom was deze keuze snel
uitgesloten. De weinige runderen die door de stagebegeleider behandeld werden waren van verouderde,
kleine landbouwbedrijven. Deze stage was dus niet echt representatief voor een rundveedierenarts. Deze
stage heeft mij dan ook niet beïnvloed om niet voor de optie herkauwers te kiezen.
De keuze tussen optie paard en gezelschapsdieren was daarentegen moeilijker. Daartoe heeft deze stage
wel bijgedragen. Deze stage liet mij inzien dat de paardenwereld een bijzondere gemeenschap is. Binnen
deze wereld kennen veel personen elkaar en zijn connecties volgens mij een belangrijke basis voor een
goede praktijk. Eigenlijk vind ik dit zeer normaal. Moest ik in het bezit zijn van een paard, wat toch geen
goedkoop dier is, dan zou ik dit ook niet aan om het even wie toevertrouwen. Ik zou geneigd zijn de hulp
in te roepen van een dierenarts die ik al lang ken en waarvan ik weet dat die reeds lange tijd met paarden
bezig is. Eerder dan de hulp in te roepen van iemand die in het voorlaatste jaar van zijn studies besliste
om optie paard te gaan volgen. Ik denk niet dat het onmogelijk is om als nieuwkomer in de paardensport
een mooie carrière als dierenarts uit te bouwen, maar het zal volgens mij toch veel meer inspanningen,
tijd en overtuigingskracht kosten dan wanneer je reeds vele connecties hebt.
Dit betekent niet dat mijn keuze voor gezelschapsdieren enkel gebaseerd is op het uitsluiten van de
andere mogelijkheden. Reeds lange tijd spreken gezelschapsdieren mij aan. En dan vooral de bijzondere
dieren zoals knaagdieren, vogels en reptielen. De stage bij een dierenartsenpraktijk waar veel van deze
bijzondere dieren aan bod komen heeft deze interesse alleen maar verder doen toenemen.
16
BIJLAGE I: BLOEDONDERZOEK BERNARD
17